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Propagação fotoautotrófica em Pfaffia glomerata (Spreng.) Pedersen: aspectos
morfofisiológicos
Mesa Redonda: Morfofisiologia e Bioquímica do Cultivo in vitro de Plantas
Recife, Outubro/2013
Wagner Campos Otoni –DBV/UFV
Gottlieb Haberlandt
Theoretically all plant cells are able to give rise to a complete plant”
Se a totipotência existe, ela pode ser explorada...
ww.clona-gen.com.br/
Estágios da propagação in vitro
Gonçalves et al. (2008)
-Maracujá (Passiflora sp.)-Antúrio (Anthurium andraeanum)-Bastão-do-imperador (Etlingera elatior)-Eucalipto (Eucalyptus sp.)-Sisal (Agave sisalana)-Brachypodium distachyon-Urucum (Bixa orellana)- Medicinais: Herreria salsaparilha, Lippia sp., Pffafia glomerata e Lippia sp.
LCT - UFV/DBV/BIOAGRO
Espécies de Interesse
Planta
Morfogênese in vitro
Meio de cultura
Ambiente de cultura
Explante, genótipo, estado fisiológico e sanitário, condições de
crescimento
Composição da fase gasosa, CO2, O2, etileno, luz, umidade
Agentes gelificantes, fatores nutricionais, fitorreguladores e pH
Adaptado de Piqueras & Debergh (1999)
Morfogênese in vitro
Respostas
Ambiente gasoso:• Tensão de oxigênio e potencial redox
• Dióxido de carbono
• Tamanho do frasco
•Tipo de frasco e de vedação
Efeito do substrato:• Composição do meio de cultura
• Consistência do meio de cultura
Ambiente físico:• Temperatura
• Umidade
• Efeitos da luz
Adaptado de George (1993)
Produção de mudas em laboratório
• Genótipo• Estresse gasoso• Hiperidricidade• Estádio de desenvolvimento da planta matriz• Estado fisiológico da planta matriz• Meio de cultivo• Condições de cultivo• Oxidação fenólica• Contaminação bacteriana e fúngica
• Elevada UR
• Temperatura
• CO2 baixa e elevada
• Etileno
• Taxa de transpiração
• Fluxo radiação térmica
• Fotossíntese líquida
• DFFF (Irradiância)
• Taxa respiratória
PARTE AÉREA FLUXO DE SUBSTÂNCIAS E ENERGIA
Aspectos do ambiente in vitroAspectos do ambiente in vitro
• [Açúcar]
• [Íons e sais]
• Oxigênio
• Compostos fenólicos
• Microrganismos
• Fitorreguladores
• Absorção de íons
• Absorção de H2O
• Absorção de açúcares
• Transporte de outros componentes
SISTEMA RADICULAR
FLUXO DE SUBSTÂNCIAS E ENERGIA
Aspectos do ambiente in vitro
TemperaturaLuz
FotossintéticaFotomorfogênica
Composição gasosa (O2 e CO2)Potencial hídrico (UR)Difusibilidade gasosa (Movimento do ar)Pressão do arRadiação térmica
Etileno Outros gases
Microrganismos
Am
bie
nte
in v
itro
Físicos
AÉREA
Químicos
Biológicos
Head-space
Am
bie
nte in
vitr
o
RADICULAR
Físicos
TemperaturaPotencial hídrico
Osmótico Mátrico
Dureza do meioPressãoDifusibilidade de componentes no meioCondutividade hidráulicaEstresse pelo atrito em meios líquidos sob agitação
Químicos
Biológicos PatógenosNão patogênicos (Simbióticos ouassociações competitivas)
Componentes inorgânicosMacronutrientesMicronutrientesGases dissolvidos
Componentes orgânicosAçúcaresReguladores de crescimentoAgente gelificante
pH
[PGRs]
Velocidade ar
DFF
Temperatura meio
N
Volume ar
Temperatura ar
Respiração
Potencial hídrico (UR)
[Vitaminas]. pH Firmeza
[Açúcares]
Potencial hídrico
Evaporação
Temperatura ar
Frasco
MeioMassa seca Conteúdo clorofilas
[Minerais]
Evapotranspiração
[CO2][O2][C2H4]
[C2H4]
Produção C2H4
[O2] [CO2] Potencial hídrico (UR)
Transmissividade
Fotossíntese
Transferência calor
Coeficiente
de difusão
Absorção minerais Absorção açúcares Mov. H2O
Coeficiente
de difusão
Condutividade
térmica
[Açúcares] Potencial hídrico
Trocas O2Trocas CO2Trocas C2H4
Absorção água
Volume meio
[Minerais]
Transf. calor
condutivaTranspiração
O2 dissolvido
Potencial hídrico
Adaptado de Kozai, 2000; 2005)
Tipo de vedação
Germinação in vitro de Canavalia ensiformis.
Características do sistema convencional de propagação in vitro
• Geralmente o meio é solidificado com ágar
• Baixas trocas gasosas
• Meio com adição de açúcar
• Baixa irradiância
• Elevada UR
• Elevada concentração de etileno
• Baixa concentração de CO2 durante o fotoperíodo
Tempo (h)
Co
nce
ntr
ação
de
CO
2(µ
mo
l mo
l-1)
Dinâmica do CO2 no frasco de cultura em sistema convencional
Mudanças diurnas na concentração de CO2 em um frasco de culturacontendo plantas de Ficus lyrata (Fujiwara et al., 1987).
Escuro
PLANTAS in vitro
-Pouco lignificadas-Paredes pouco espessadas-Abundância de espaços intercelulares-Sistema vascular pouco desenvolvido-Menor quantidade de tecidos de
sustentação
DESORDENS MORFOFISIOLÓGICAS
• Estômatos pouco funcionais
• Baixa deposição e acúmulo de ceras epicuticulares
• Baixa concentração de clorofilas
• Hiperhidratação das plantas (hiperdricidade)
• Baixa taxa de crescimento
• Redução do enraizamento
• Formação de calo na base do explante
• Perdas elevadas durante a aclimatização devido à desordens
morfológicas e fisiológicas => Custos elevados
Características que levam ao alto custo de produção no sistema convencional:
Lippia filifolia (Batista, 2013)
Hiperidricidade
1 2
A
B
C
Mascarenhas et al. 2013
A
D C B
Mascarenhas, 2005
Vitis vinifera
CÊRA EPICUTICULAR
TRANSPIRAÇÃO
REDUZ SOBREVIVÊNCIA
APARELHO FOTOSSINTÉTICO
• Minimizar a desidratação e perdas com atransferência para condições ex vitro atravésda rustificação
• Proporcionar condições de alta umidade do ar,temperatura e intensidade luminosa moderadas econdições fitossanitárias adequadas
• Estímulo ao funcionamento dos estômatos,formação de cutina e ceras epicuticularesprotetoras
• Estímulo ao aumento da eficiência fotossintética
Estratégias
• DIFICULDADES
– Conversão eficiente da condição heterotrófica para a autotrófica
– Baixa eficiência fotossintética
– Desenvolvimento e funcionalidade de estruturas protetoras, sistema de sustentação, absorção e transporte
Aclimatização
In vitro Ex vitro
Hídrico, térmico, luminoso
HETEROTRÓFICA AUTOTRÓFICA
Aclimatização
AclimatizaçãoD
IAS
AP
ÓS
AC
LIM
ATI
ZAÇ
ÃO
(2
-3 s
em
anas
)
UMIDADE RELATIVA (%)
IRRADIÂNCIA (µmol m-2 s-1)
Tendências atuais na propagação in vitro (‘scale-up’)
• Manipulação do ambiente (incremento de trocas gasosas nos sistemas in vitro)
• Novas fontes de iluminação à base de diodos-LEDs
• Fotoautotrofia
• Adoção de cultivo em biorreatores (automatização de operações) e novas concepções de biorreatores
Câmara de crescimento Biotron (Nippon Medical & Chemical Instruments, Japão)
CO2CO2
O conceito desse sistema se baseia no fato de que culturas “clorofiladas” possuem capacidade fotossintética relativamente alta com consequências positivas sobre o crescimento e percentual de sobrevivência ex vitro, aumentada ainda mais com aumento da taxa de ventilação nos recipientes de cultivo (Kozai et al., 1999).
Sistema Fotoautotrófico
Promoção da autotrofia in vitro
- Estimular a fotossíntese (aumento da carboxilação)
- Uso de irradiância adequada
- Frascos com ventilação natural (membranas)
- Ventilação forçada
- Enriquecimento da atmosfera com CO2
Propagação Fotoautotrófica
Toyoki Kozai (Chiba University)
Luz Luz
Cultura sem órgãos fotossinteticamente ativos
Cultura com órgãos fotossinteticamente
ativos
Heterotrofia Fotomixotrofia Fotoautotrofia
Fonte: Adaptado de Kozai & Kubota, 2005
Classificação nutricional dos tipos de cultura in vitro
O conceito se baseia na capacidade/competênciafotossintética de uma cultura em meio sem sacarose, comconsequências positivas sobre o crescimento eporcentagem de sobrevivência ex vitro.
REQUISITOS:
- Meio sem açúcar
- Aeração adequada dos recipientes de cultura (níveis adequados de CO2)
- Irradiância adequada
- Explantes clorofilados
Propagação fotoautotrófica = fotossintética = inorgânica = em meio sem açucar (‘`sugar-free`)
Sistema Fotoautotrófico
Vantagens (Aspectos biológicos)
• Promoção do crescimento e fotossíntese
• Elevada sobrevivência durante a aclimatização
• Redução de desordens morfofisiológicas
• Ausência de calos na base do explante
• Menor perda por contaminação
Propagação fotoautotrófica versusconvencional
Vantagens (Aspectos tecnológicos)
•Possibilidade de uso de frascos grandes
•Aumento da produtividade
•Redução de custos
Propagação fotoautotrófica versusconvencional
Desvantagens
• Relativa complexidade da técnica
• Aumento dos custos com energia para iluminação e resfriamento
• Elevação dos custos com enriquecimento com CO2 (sensores de CO2)
Propagação fotoautotrófica versusconvencional
Redução de gastos com energia
• Uso de luz natural nas salas de crescimento
• Lâmpadas LED (Diodo Emissor de Luz): baixo consumo e alta durabilidade
Propagação fotoautotrófica versusconvencional
Trocas gasosas
• Sistema tradicional de micropropagação
- Umidade relativa
- CO2
- Acúmulo de Gases: etileno
- Membranas: maior transpiração=> absorção de nutrientes
Propagação fotoautotrófica versusconvencional
Gênero Pfaffia
• Família Amaranthaceae
• Ocorrência: América do Sul desde a Guiana até a Bolívia e Argentina
• P. glomerata, ginseng brasileiro
Pfaffia glomerata (Brazilian-ginseng)
Avaliação de 70 acessos em campo
Estabelecimento in vitro de 70 acessos de Pfaffia glomerata
Fitoecdisteroides
• Metabólitos secundários: relação planta-ambiente
• Quimicamente: triterpenoides
• Estrutura análoga aos hormônios esteroidaispresentes em artrópodes
• Produção baixa: 1% da biomassa total
Ecdisteroide Fitoecdisteroide
Iarema et al. (2012) Photoautotrophic propagation of Brazilian ginseng [Pfaffiaglomerata (Spreng.) Pedersen]. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 110:227-238
Pesquisas atuais
- Busca de substratos alternativos ao Florialite - Mistura Vermicullita e celulose, casca de coco
- Busca de membranas/vedações alternativas
- Utilização de ventilação forçada eenriquecimento de CO2
- Busca de fontes luminosas alternativas (LEDs)
Diagrama esquemático da câmara de acrílico usada para a obtenção daatmosfera enriquecida com CO2.
TratamentoAmbiente de incubação
(± 50 µmol mol-1 de CO2)Condições de cultivo
no frasco1 360 VED30*2 360 MEMB30**3 360 MEMB0***4 720 VED305 720 MEMB306 720 MEMB0
Tratamentos utilizados na avaliação do desempenho de explantes nodaisde Pfaffia glomerata cultivados em ambiente enriquecido com CO2, sobdiferentes condições de cultivo no frasco.
VED30*: Vedado + MS com 30 g L-1 de sacarose; MEMB30**: Com membrana + MScom 30 g L-1 de sacarose; MEMB0***: Com membrana + MS sem sacarose.
Variáveis de crescimento de vitroplantas de Pfaffia glomerata propagadas em diferentes concentrações de CO2 e condições de cultivo nos frascos, aos 35 dias de cultivo.
CaracterísticasCO2
(µmol mol-1)Condições de cultivo no frasco
MédiaVED30\a MEMB30 MEMB0
Altura (cm planta-1)
360 18,9 aA* 20,9 aA 7,9 bB 15,9 B720 18,1 bA 21,6 aA 14,8 cA 18,2 A
Média - 18,5 b 21,2 a 11,4 c -Área foliar
(cm2 planta-1)360 116,7 aA 162,0 aA 108,2 bA 129,0 A720 108,7 bA 162,6 aA 132,5 aA 134,6 A
Média - 112,7 b 162,3 a 120,4 b -Número de
folhas (planta-1)360 19,2 aA 16,7 aA 8,4 bB 14,8 B720 20,3 aA 18,0 aA 10,7 bA 16,3 A
Média - 19,8 a 17,4 b 9,6 c -Comprimento da raiz (cm planta-1)
360 3,60 aA 4,18 aA 4,21 aA 4,00 A720 3,54 aA 4,69 aA 4,60 aA 4,28 A
Média - 3,57 b 4,44 a 4,40 a -Diâmetro do colo
(mm planta-1)360 1,36 bA 1,27 bA 0,92 aA 1,18 A720 1,30 bA 1,29 bA 0,97 aA 1,18 A
Média - 1,33 b 1,28 b 0,94 a -
Massa seca PA (g UE-1)\b
360 0,295 bA 0,409 aA 0,071 cA 0,258 B720 0,279 bA 0,493 aA 0,160 cA 0,311 A
Média - 0,287 b 0,451 a 0,115 c -Massa seca RA
(g UE-1)360 0,054 aA 0,066 aA 0,004 bA 0,041 A720 0,053 aA 0,079 aA 0,004 bA 0,050 A
Média - 0,053 a 0,072 a 0,004 b -Massa seca total
(g UE-1)360 0,349 bA 0,475 aA 0,075 cA 0,300 B720 0,332 bA 0,572 aA 0,164 cA 0,356 A
Média - 0,341 b 0,524 a 0,113 c -Volume radicular
(cm3 UE-1)360 0,62 aA 0,42 aA 0,08 bB 0,37 B720 0,82 aA 0,98 aA 0,15 bA 0,65 A
Média - 0,72 a 0,70 a 0,11 b -
CaracterísticasCO2
(µmol mol-1)Condições de cultivo no frasco
MédiaVED30\a MEMB30 MEMB0
Continuação da tabela 1...
Aspecto geral da cultura in vitro de P. glomerata.
360720ppm
720 µmol mol-1 de CO2 360 µmol mol-1 de CO2
VED
M
EMB
30
M
EMB
0
Morfologia dos estômatos de P. glomerata em diferentes condições decultivo e em diferentes concentrações de CO2 no ambiente. Barra = 25 µm.
Perda de água de folhas destacadas de plântulas de P. glomerata cultivadas in vitro, aos 35 dias decultivo.
b
a
0
10
20
30
40
50
60
360 720
Clo
rofi
la a
(µ
g c
m-2
)
Pigmentos fotossintéticos de folhas de vitroplantas de Pfaffia glomeratapropagadas in vitro em diferentes condições de cultivo e concentrações de CO2,aos 35 dias de cultivo.
aa
b
0
10
20
30
40
50
60
VED MEMB30 MEMB0
Clo
rofi
la a
(µ
g c
m-2
)
ba
0
10
20
30
40
50
60
360 720
Clo
rofi
la b
(µ
g c
m-2
)
aa
b
0
10
20
30
40
50
60
VED MEMB30 MEMB0
Clo
rofi
la b
(µ
g c
m-2
)
b
a
0
10
20
30
40
50
60
70
80
360 720
Clo
rofi
la t
ota
l (
µg
cm
-2)
a
a
b
0
10
20
30
40
50
60
70
80
VED MEMB30 MEMB0
Clo
rofi
la t
ota
l (
µg
cm
-2)
aA
aB
aB
aA
bBaB
0
50
100
150
200
250
300
350
400
450
500
550
600
VED MEMB30 MEMB0
Condições de cultivo no frasco
Estô
mato
s m
m-2
360 720
*
360 µmol mol-1 de CO2
720 µmol mol-1 de CO2
Densidade estomática na face abaxial de folhas de vitroplantas de Pfaffiaglomerata propagadas in vitro em diferentes condições de cultivo econcentrações de CO2, aos 35 dias de cultivo.
CaracterísticaCO2
(µmol mol-1)Condições de cultivo
MédiaVED30 MEMB30 MEMB0Teor de β-ecdisona
(20E %)360 0,009 cd* 0,017 b 0,022 a 0,016 A720 0,008 d 0,012 c 0,016 b 0,012 B
Média - 0,008 C 0,014 B 0,019 A -
Produção de β-ecdisona na parte aérea em plantas de Pfaffia glomeratacultivadas in vitro em diferentes condições de cultivo e concentrações de CO2,aos 35 dias de cultivo.
* Médias seguidas pelas mesmas letras maiúsculas (última coluna ou última linha) e médias seguidas pelasmesmas letras minúsculas (colunas e linhas), não diferem estatisticamente entre si pelo teste de Tukey,a 5% de probabilidade.
Secções transversais da nervura mediana de folhas de P. glomerata propagada invitro em diferentes condições de cultivo e concentrações de CO2, aos 35 dias decultivo. A-C: Ambiente com 360 µmol mol-1 de CO2. D-F: Ambiente com 720 µmolmol-1 de CO2. A e D: Frasco vedado e meio com sacarose. B e E: Frasco commembranas e meio com sacarose. C e F: Frasco com membranas e meio semsacarose. Fv = feixe vascular. Ts = tecido de sustentação. Es = estômato. Barra =100 µm.
Aspecto geral da cultura in vitro de P.glomerata. A: Detalhe da vedação usadanos frascos. B, D, E: Vitroplantascrescidas em Florialite® em 1000 ou 360µmol mol-1 de CO2. C, F, G: Vitroplantascrescidas em ágar em 1000 ou 360 µmolmol-1 de CO2. Barra = 2 cm.
a a
0,0
5,0
10,0
15,0
20,0
Ágar Florialite
Altu
ra (
cm
)
b
a
0,0
5,0
10,0
15,0
20,0
360 1000
Altura
(cm
)
CO2 (µmol mol-1 )
bA
aB
bA
aA
0,0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
360 1000
MS
PA
(g U
E-1
)
CO2 (µmol mol-1 )
Ágar Florialite
aAaB
bA
aA
0,00
0,05
0,10
360 1000
MS
RA
(g U
E-1
)
CO2 (µmol mol-1 )
Ágar Florialite
bA
aB
bA
aA
0,0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
360 1000
MS
tota
l (g
UE
-1)
CO2 (µmol mol-1 )
Ágar Florialite
*
Variáveis de crescimento devitroplantas de P. glomeratapropagadas in vitro emdiferentes suportes econcentrações de CO2, aos35 dias de cultivo.
Ultraestrutura dos cloroplastos de vitroplantas de Pfaffia glomerata. Microscopia
eletrônica de transmissão. (A) Vitroplantas cultivadas em atmosfera com
concentração ambiente de CO2 (360 µmol mol-1). (B) Vitroplantas cultivadas em
atmosfera enriquecida com CO2 (1000 µmol mol-1). Abreviaturas: g, grana; te,
tilacoide do estroma. (Barras = 1µm).
bB
aAaA
aA
0,0
5,0
10,0
15,0
20,0
25,0
30,0
35,0
360 1000
Clo
rofila
b (
µg c
m-2
)
CO2 (µmol mol-1 )
Ágar Florialite
bB
aAaA
aA
0,0
5,0
10,0
15,0
20,0
25,0
30,0
35,0
360 1000
Clo
rofila
a (
µg
cm
-2)
CO2 (µmol mol-1 )
Ágar Florialite
bB
aAaA
aA
0,0
10,0
20,0
30,0
40,0
50,0
360 1000
Clo
rofila
tota
l (µ
g c
m-2
)
CO2 (µmol mol-1 )
Ágar Florialite
bBaAaA aA
0,0
5,0
10,0
15,0
20,0
25,0
30,0
35,0
360 1000
Caro
tenoid
es
(µg c
m-2
)
CO2 (µmol mol-1 )
Ágar Florialite
*
Pigmentos fotossintéticos de folhas de vitroplantas de P. glomerata propagadas invitro, aos 35 dias de cultivo.
Produção de β-ecdisona (20-E) na parte aérea e caule em vitroplantas de P.glomerata cultivadas in vitro em diferentes condições de cultivo econcentrações de CO2, aos 35 dias de cultivo. A) Folha. B) Caule.
aA
bBbA
aA
0,0
0,5
1,0
1,5
360 1000
20-E
(%
)
CO2 (µmol mol-1 )
Ágar FlorialiteA
bA
aA
aA aB
0,0
0,5
1,0
1,5
360 100020-E
(%
)CO2 (µmol mol-1 )
Ágar FlorialiteB
Folha Caule
- Houve efeito da interação entre o tipo de substrato e oenriquecimento com CO2 no crescimento de vitroplantas de fáfia,acúmulo de metabólitos e mudanças ultraestruturais;
- As características de crescimento das vitroplantas cultivadas emcondições de elevação de CO2 e em Florialite® aumentaram;
- Em atmosfera enriquecida com CO2 foram produzidas vitroplantas deP. glomerata com alto acúmulo de biomassa e de 20E;
- O sistema fotoautotrófico com enriquecimento de CO2 pode seratrativo para a aplicação na produção comercial massal de mudas defáfia ou ainda, para a produção de biomassa de fáfia com teorelevados de β-ecdisona.
• Pôsteres 042 e 043 (Notini et al., pg 53) Pfaffia glomerata
• Pôster 093 (Matos et al., pg 23) Zingiber spectabile
• Pôster 032 (Batista et al., pg 63) Coffea arabica
• Pôster 081 (Vasconcelos et al., pg 45) Pfaffia glomerata
• Pôster 049 (Correa et al., pg 45) Pfaffia glomerata
Trabalhos do Grupo no VI CBCTP (LCT/UFV)
Uso de fitas microporosas combinadas com
Politetrafluoretileno (PTFE): alternativa de baixo custo
Saldanha et al. (2012) A low-cost alternative membrane system that promotes growthin nodal cultures of Brazilian ginseng [Pfaffia glomerata (Spreng.) Pedersen]. Plant Cell. Tissue and Organ Culture, 110:413–422
Membranas Alternativas
Vedações
- Tampa rígida de polipropileno (TRP) autoclavável;
*Cobertos por membranas permeáveis a trocas
gasosas (MilliSeal® AVS Air Vent) de 0,45 m.
Vedações
Aspecto das plantas de Pfaffia glomerata propagadas in vitro em diferentescondições de vedação, aos 35 dias. Barra = 3 cm.
d*
abb
a
cc
0,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
TR MJ M3 M2 C3 C2
TP
VA
(g H
2O
fra
sco
-1dia
-1)
Tipo de vedação
Caracterização dos frascos com diferentes vedações quanto à taxa deperda de vapor d’água (TPVA). A taxa de perda de vapor d'água foi obtidana condição de 25ºC e 30% de umidade relativa (UR). *Médias seguidaspelas mesmas letras minúsculas, não diferem pelo teste de Tukey (5% deprobabilidade).
Caracterização em microscopia de força atômica (A, B) e de luz (C, D) daporosidade do PTFE e das fitas microporosas utilizados nos diferentes tipos devedação. A: Membrana fluoroporo hidrofóbica PTFE MilliSeal® (MJ). B: Fita dePTFE Amanco®. C: Fita microporosa Missner & Missner®. D: Fita microporosaCremer®. Or = oríficio. Barra A-B = 10 µm, C-D = 500 µm.
Caracterização em microscopia eletrônica de varredura da superfície dos materiais usados em membranas utilizadas para a ventilação de recipientes utilizados na propagação in vitrode plantas. A: Face sem adesivo da fita microporosa Missner & Missner® (barra= 200 μm). B: Face da fita Missner & Missner® com adesivo (barra= 200 μm). E, F: Membrana de PTFE MilliSeal® ou Amanco® (barra= 10 μm). Or = orifício; Ad= adesivo.
a
abb b
ab ab
0
5
10
15
TR MJ M3 M2 C3 C2
Núm
ero
de f
olh
as
b*
a a aab
ab
0
5
10
15
TR MJ M3 M2 C3 C2
Altura
(cm
)
ba a ab ab ab
0,0
0,2
0,4
0,6
TR MJ M3 M2 C3 C2
MF
RA
(g p
lântu
la-1
)
a
aa a
aa
0,0
0,2
0,4
0,6
TR MJ M3 M2 C3 C2
MF
PA
(g p
lântu
la-1
)
A B
C D
Características de crescimento de vitroplantas de Pfaffia glomerata propagadas invitro em diferentes condições de vedação, aos 35 dias. A: Altura. B: Número defolhas. C: Massa fresca da parte aérea. D: Massa fresca do sistema radicular. E:Massa seca da parte aérea. F: Massa seca do sistema radicular.G: Áreafoliar.*Médias seguidas pelas mesmas letras minúsculas, não diferem pelo teste deTukey (5% de probabilidade)
b
aab
ab
a
ab
0
50
100
150
200
TR MJ M3 M2 C3 C2
Áre
a f
olia
r (c
m2
plâ
ntu
la-1
)
Tipo de vedação
c
a aab
bc bc
0,00
0,05
0,10
TR MJ M3 M2 C3 C2
MS
PA
(g p
lântu
la-1
)
Tipo de vedação
G
bab a ab ab ab
0,00
0,05
0,10
TR MJ M3 M2 C3 C2
MS
RA
(g p
lântu
la-1
)
Tipo de vedação
F E
Pigmentos fotossintéticos de folhas de vitroplantasde P. glomerata propagadas invitro em diferentes condições de trocas gasosas, aos 35 dias de cultivo.
c*
a aa
b b
0
10
20
30
40
50
60
TR MJ M3 M2 C3 C2C
l a
(µg
cm
-2)
c
a aa
b bc
0
5
10
15
20
TR MJ M3 M2 C3 C2
Cl b
(µg
cm
-2)
c
aa
a
bb
0
10
20
30
40
50
60
70
TR MJ M3 M2 C3 C2
Cl to
tal (µ
g c
m-2
)
c
a aa
bc b
0
5
10
15
20
TR MJ M3 M2 C3 C2
Ca
rote
noid
es (
µg
cm
-2)
d
a a a
c
b
0
10
20
30
40
50
TR MJ M3 M2 C3 C2
Clo
rofila
(S
PA
D)
Tipo de vedação
A B
C D
E
Tipo de suporte
• Ágar (baixa difusão de água e nutrientes)
• Fitagel
• Agargel
• Substrato fibroso, com alta porosidade
Substratos
• Aliado a sistemas fotoautotróficos têm sidousados substratos porosos na propagação invitro de plantas, o qual aumenta acondutividade hidráulica em relação ao meiode cultura geleificado com ágar, favorecendo aabsorção dos nutrientes do meio de cultura(Kozai 2010).
Alternativas de suporte ao Ágar e Forialite©
Correa et al. Pôster 048, pg. 30
Wittlite
Qualidade de Luz
Conclusão
• A implementação de sistemas fotoautotróficosin vitro tem apresentado resultadosfavoráveis, visto que as alterações morfo-anatômicas e fisiológicas são minimizadas nacondição fotoautotrófica, principalmente emsistemas que permitem trocas gasosas e/oumesmo enriquecimento de CO2., comresultados positivos sobre a aclimatização eprodução de metabólitos secundários deinteresse.
Agradecimentos• Takeshi Kamada • Lourdes Iarema • Ana Claudia Ferreira da Cruz• Joseila Maldaner• Reginaldo A. Festucci-Buselli• Cleber Witt Saldanha• Marcela Morato Notoni• Jaqueline Martins Vasconcelos• João Paulo Correa• Perácio Rafael Bueno Pereira • Itainá Gonçalves • Leonardo Lucas Dias Carnevali• Andréa Dias Koehler• Ana Claudia Ferreira da Cruz• Jéssica Laísca Azevedo• Mariana Futia Taquetti• Lais Gomide• Maíra Carolina Almeida
Roberto Fontes Vieira (CENARGEN)Rosa Belém (CENARGEN)Alan Carlos Costa (IFG)João Paulo Viana Leite (DBB /UFV)Kacilda Naomi Kuki (DBV)Marco Antonio Oliva Cano (UFV)Aurélio Rúbio Neto (IFG)Eliemar Campostrini (UENF)Fernando L. Finger (UFV)José M. S. Campos (UFJF)Lyderson F. Viccini (UFJF)Francisco A. O. Tanaka (ESALQ, USP)Elisonete R. Garcia (Téc. Nível Sup.)
Agradecimentos
107XV CBFPO / II CBCTP - 2005 – Fortaleza - CE
Wagner C. Otoni wcotoni@gmail.com
Fone: +55 31 3899 2930Fax: +55 31 3899 2580