90933803 Apostila Aulas Praticas Bromato Farmacia

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APOSTILA DE BROMATOLOGIA

Prof.ª Elisa de Almeida Jackix

CURSO – FARMÁCIA, 7º PERÍODO

2012

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CURSO DE FARMÁCIA

CRONOGRAMA DE AULAS PRÁTICAS DE BROMATOLOGIA

Semana Data Tema da aula

2ª Semana

14/02 Prática T1 Amostragem

17/02 Prática T2 Amostragem

3 e 4ª Semana

24/02 Prática T1 Determinação de umidade e cinzas

28/02 Prática T2 Determinação de umidade e cinzas

6ª Semana

13/03 Prática T1 Determinação de açúcares (Lane-Eynon)

16/03 Prática T2 Determinação de açúcares (Lane-Eynon)

8ª Semana

27/03 Prática T1 Determinação de fibra bruta

30/03 Prática T2 Determinação de fibra bruta

12ª Semana

17/04 Prática T1 Determinação e proteína (Kjeldahl)

20/04 Prática T2 Determinação e proteína (Kjeldahl)

14ª Semana

24/04 Prática T1 Determinação do índice de acidez e índice de peróxidos em óleos

27/04 Prática T2 Determinação do índice de acidez e índice de peróxidos em óleos

15ª Semana

08/05 Prática T1 Determinação de lipídeos (Bligh & Dyer)

11/05 Prática T2 Determinação de lipídeos (Bligh & Dyer)

18ª Semana

22/05 Prática T1 Análise sensorial e medida de acidez

25/05 Prática T2 Análise sensorial e medida de acidez

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Data de realização da aula: 14 e 17/02

Laboratórios de Química e Bioquímica

Título da aula: Amostragem de alimentos MATERIAL POR GRUPO:

Grupo 1 1kg de feijão tipo 1 8 maçãs 1 faca 1 liquidificador 1 béquer 500 mL 1 régua 30 cm

Grupo 2 1 pc de leite em pó 2L de óleo 1 proveta 100 mL 1 béquer 500 mL 1 régua 30 cm

Grupo 5 1 kg de arroz 2 potes de geléia 1 liquidificador 1 bandeja 1 régua de 30 cm 1 espátula 1 béquer de 500 mL

Grupo 3 1 pc de feijão 2L refrigerante 1 régua de 30 cm 1 béquer de 500 mL 1 proveta de 100 mL 1 bastão de vidro

Grupo 4 1kg de queijo 2 potes de margarina 1 ralador 2 béqueres de 500 mL 1 proveta de 100 mL 1 Manta aquecedora 1 Bastão de vidro

Grupo 6 1 kg de arroz tipo 1 8 abobrinhas 1 faca 1 liquidificador 1 béquer de 500 mL 1 régua de 30 cm

Procedimento: *Retirar interferentes e sujidades das amostras, antes de realizar qualquer procedimento.

Aula N° 01

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Todos os grupos – Fazer o quarteamento da amostra secas (feijão, arroz, queijo e leite em pó). Esparramar a amostra sobre a bancada, dividir a amostra em quatro (figura abaixo). Desprezar com ajuda de uma régua os quadrantes B e C. Misturar a amostra restante. Desprezar novamente os quadrantes B e C. Repetir o procedimento até obter 100g da amostra.

A

B

C

D

Grupos 1 e 6: Fazer o quarteamento da amostra (maça e abobrinha), cortar na longitudinal (em 4) excluir duas e as outras picar e bater em liquidificador. Grupo 2 e 3: Óleo e refrigerante, misturar bem e retirar uma amostra (fundo, meio e acima) em béquer com ajuda da proveta, até chegar em 100ml. Grupo 4: Aquecer a margarina até derreter, misturar bem com auxílio de bastão de vidro e retirar uma alíquota com ajuda de uma proveta, medir 100ml. Grupo 5: Misturar bem com a espátula e retirar uma alíquota - Moer as amostras de arroz e feijão com moinho/triturador, em quantidades suficientes, para que possam ser utilizadas nas aulas seguintes. - Etiquetar as amostras - Fazer o cálculo de rendimento

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Título da aula: determinação de umidade em amostras sólidas utilizando estufa comum; determinação de

cinzas secas.

Disciplina: Bromatologia Curso: Farmácia

Turma: 7° período

no de grupos: 12 (6 grupos na Turma A e 6 grupos na Turma B) Prof. (ª) Elisa de Almeida Jackix

1. Materiais e reagentes necessários por grupo (especificar quantidade: no de materiais, volumes ou massas de reagentes, concentração dos mesmos, local para disposição, acessórios, etc.)

Quantidade Materiais e/ou Reagentes por Bancada

12 (2 por

grupo)

Cadinhos de porcelana, previamente secos por 2 horas a 130°C, tarado e numerado

(favor marcar n° do cadinho e peso em folha separada, para divulgar para as turmas)

2 Espátula

1 Pinça

Arroz, feijão e ração humana (utilizar as amostras que passaram pelo processo de

amostragem da aula passada)

2. Materiais, reagentes e/ou equipamentos a serem disponibilizados em bancadas de apoio – lateral (ex: balança, material para pesagem com quantidade estimada para consumo, espátula rotulada, etc):

Quantidade Materiais, Equipamentos e/ou Reagentes

3 Balança analítica

1 Estufa comum a 130°C (deve ser ligada antes da aula)

2 Dessecador (a sílica deve estar azul)

1 Mufla (pré-aquecida)

Aula N° 02

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Procedimentos:

i. Determinação de umidade: OBS: Manipular os cadinhos com o auxílio de uma pinça. - Secar os cadinhos por meia hora na estufa comum (130°C) e colocar no dessecador para esfriar antes de pesar (técnicos) - anotar o peso do cadinho vazio até 0,0001mg e marcar o número da equipe (alunos) - Juntar aproximadamente 2g de amostra e registrar o peso até 0,0001mg na balança analítica. - Repetir com outros 2 cadinhos para ter triplicatas - colocar cada cadinho na estufa, com auxílio de uma pinça. Deixar na estufa por 5 horas ou anotar o tempo que a amostra ficou na estufa. - Tirar o cadinho e colocar no dessecador (por 15 a 20 minutos) ou esperar esfriar completamente e pesar.

ii. Determinação de cinzas totais: OBS: Manipular os cadinhos com o auxílio de uma pinça.

- Pesar cadinho (previamente secos por 1 hora na estufa a 130°C) até 0,0001g (técnicos) - pesar 2g de amostra - Incinerar em bico de bussen dentro da capela aumentando a temperatura gradualmente, até não haver mais fumaça. - colocar o cadinho + amostra na mufla pré-aquecida a 350°C (técnicos), e deixar que o material se torne branco ou cinza claro. Esta é uma indicação de que a cinza está pronta. - esfriar em dessecador por cerca de 20 a 30 minutos - pesar o material frio na balança analítica até 0,0001 (fazer isso na próxima aula prática) - trabalhar com a duplicata

Cálculos envolvidos:

Umidade (%) = peso (g) amostra – peso (g) amostra seca x 100

Peso da amostra (g) Cinzas (%) = (peso cadinho + amostra – cadinho) x 100

Peso da amostra (g)

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Título da aula: Determinação de redutores – titulação de oxiredução; método de Lane-Eynon


Turma: 7° período

no de grupos: 6, Prof. (ª) Elisa de Almeida Jackix

1) Materiais e reagentes necessários por grupo (especificar quantidade: no de materiais, volumes ou

massas de reagentes, concentração dos mesmos, local para disposição, acessórios, etc.)


02 Béquer de 250 mL

02 Balão volumétrico de 250 mL

02 Funil

01 Proveta de 50 mL

02 Pipetas volumétricas de 5 mL

02 Balão de fundo redondo de 250 mL

01 Manta aquecedora

01 Bureta de 25 mL com suporte e garras

01 Bastão de vidro

02 Rolhas com furo para termômetro

Aula N° 03

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2) Materiais, reagentes e/ou equipamentos a serem disponibilizados em bancadas de apoio – lateral (ex:

balança, material para pesagem com quantidade estimada para consumo, espátula rotulada, etc):



02 Banho-maria 60°C

02 Pipeta de 2 mL

02 Pipetas volumétricas de 10 mL

100 mL Solução de sulfato de zinco a 30%

100 mL Solução de ferrocianato de potássio a 15%

100 mL Solução de NaOH 10%

Conta-gotas Solução de azul de metileno a 1%

100 mL Solução A (Fehling)

100 mL Solução B (Fehling)

N Papel indicador universal

3) Materiais, reagentes e acessórios a serem disponibilizados na capela (ex: solventes inflamáveis,

reagentes tóxicos ou voláteis, ácidos e bases, concentrados, etc):

Quantidade Materiais e/ou reagentes

100 mL Ácido clorídrico P.A.

Procedimentos:

1) Açúcares redutores em glicose Aplicação: Aplica-se em produtos alimentícios que tenham em sua composição até 5% de açúcares (pesar 25g). E em com alto teor de glicose como mel, geléias... (pesar 1g). Princípio Redução de um volume conhecido do reagente de cobre alcalino (Fehling) a óxido cuproso.

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Titulação padrão de glicose (TÉCNICO): Colocar numa bureta a solução padrão de glicose (0,500g de glicose pura e seca em estufa regulada a 70°C, durante 1h e diluir a 100 mL em balão volumétrico). Transferir com pipeta volumétrica de 10 mL de solução de Fehling A e 10 mL de Fehling B para balão de titulação. Adicionar 40 mL de água destilada, aquecer até ebulição. Gotejar a solução-padrão, até quase o final da titulação. Mantendo a ebulição, adicionar 1 gota de azul de metileno a 1% e completar a titulação até vermelho tijolo. O final da titulação será em torno de 10 mL de glicose. Cálculo do título da solução Fehling: FC = mL gastos de glicose X 0,5/100 O tempo de titulação não deve ultrapassar 3 min. Procedimentos

Pesar a amostra (1g Karo e geléia e 10g doce de leite) e homogeneíze em béquer de 100 mL com 50 mL água destilada morna e bastão de vidro.

Transferir para um balão volumétrico de 250 mL.

Adicionar 2 mL de ferrocianeto de potássio a 15% e 2 mL sulfato de zinco 30%. Agitar bem e completar o volume.

Filtrar e colocar o filtrado na bureta.

Pipetar 5 mL de Fehling A e 5 mL de Fehling B em um balão de fundo redondo de 250 mL.

Adicionar 40 mL de água destilada. Aquecer até ebulição e gotejar a solução da amostra até que o líquido sobrenadante fique levemente azulado.

Mantendo a ebulição, adicionar 1 gota de azul de metileno a 1% e continuar a titulação até vermelho tijolo. Cálculos Glicídios redutores em glicose % = FC/2 x 250 x 100 V x P FC/2 = Título de Fehling dividido por 2. V = Volume da amostra gasto na titulação, em mL. P = Peso da amostra em g.

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2) Açúcares Totais Princípio Como os grupos redutores aldeído e cetona não se encontram livres na sacarose, efetua-se uma hidrólise ácida, tendo como resultado duas moléculas de açúcar redutor, uma de glicose e outra de frutose que são determinados como açúcares redutores. Procedimento:

Pesar a amostra (1g Karo e geléia e 10g doce de leite) e homogeneíze em béquer de 100 mL usando bastão de vidro.

Adicionar 50 mL água destilada morna e aquecer em banho-maria a 60°C por 10 min. agitando ocasionalmente.

Adicionar 2 mL de ácido clorídrico P. A. e levar ao banho-maria a 60°C por mais 60 min..

Esfriar e neutralizar com hidróxido de sódio 10%, usando papel indicador universal.

Transferir para um balão volumétrico de 250 mL.

Adicionar 2 mL de ferrocianeto de potássio a 15% e 2 mL sulfato de zinco 30%. Agitar bem e completar o volume.

Filtrar e colocar o filtrado na bureta.

Pipetar 5 mL de Fehling A e 5 mL de Fehling B em um balão de fundo redondo de 250 mL.

Adicionar 40 mL de água destilada. Aquecer até ebulição e gotejar a solução da amostra até que o líquido sobrenadante fique levemente azulado.

Mantendo a ebulição, adicionar 1 gota de azul de metileno a 1% e continuar a titulação até vermelho tijolo. Cálculos Glicídios Totais % = FC/2 x 250 x 100 V x P FC/2 = Título de Fehling dividido por 2. V = Volume da amostra gasto na titulação, em mL. P = Peso da amostra em g.

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Título da aula: Determinação de fibra bruta


Turma: 7° período


1) Materiais e reagentes necessários por grupo (especificar quantidade: no de materiais, volumes ou massas de reagentes, concentração dos mesmos, local para disposição, acessórios, etc.)


01 Manta aquecedora

01 Condensador de refluxo

01 Balão de fundo redondo ou erlenmeyer de 500 mL

01 Cadinho de porcelana

01 Funil de Buchner, papel de filtro e Kitassato


Aula N° 04

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2) Materiais, reagentes e/ou equipamentos a serem disponibilizados em bancadas de apoio – lateral (ex: balança, material para pesagem com quantidade estimada para consumo, espátula rotulada, etc):


02 Funil de Buchiuner pequeno e grande

02 Sistema de vácuo

01 Estufa a 105°C

01 Mufla

02 Dessecador

02 Balanças analíticas

01 Papel indicador

1500 mL NaOH 1,25%

1500 mL Ácido sulfúrico 1,25%




200 mL Álcool etílico

200 mL Acetona

1) Procedimento – Determinação de fibra bruta a) Pesar 1g de amostra seca (após extração de lipídeos), em balão de boca esmerilhada (técnicos); b) Juntar 200ml de ácido sulfúrico 1,25%, adaptar ao condensador e levar à ebulição por 30 minutos evitando que o material fique aderido às paredes do balão (técnicos); c) Após os 30 minutos, remover o balão e filtrar a vácuo, utilizando funil de Buchner e lavar o resíduo com água quente (o tempo ideal da filtração não deve exceder 10 minutos); d) Passar o resíduo que ficou no papel filtro utilizando uma espátula para o mesmo balão com auxílio de 200ml da solução de NaOH 1,25%;

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e) Fazer novamente as mesmas condições do tratamento ácido, com refluxo por 30 minutos; f) Identificar e pesar 1 folha de papel filtro; g) Remover o balão e filtrar à vácuo (da mesma maneira que foi feita a filtragem anterior) utilizando o papel filtro que vocês identificaram e pesaram, lavando o resíduo com água quente; h) Lavar com 20 ml de álcool e em seguida com 20 ml de acetona; i) Colocar o papel filtro + resíduo sobre uma placa de vidro e secar em estufa a 105C durante 2 horas, esfriar em dessecador (técnicos) e pesar (alunos); Obs: retirar o papel filtro + resíduo seco da placa com auxílio de uma pinça e pesar.

2) Cálculo % Fibras = (peso papel filtro + amostra seca) – peso papel filtro* x 100 Peso inicial da amostra (g) Sendo, *Peso papel filtro (g) inicial

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Título da aula: Determinação de proteínas pelo método de Kjeldahl


Turma: 7° período

no de grupos: 6

Prof. (ª) Elisa de Almeida Jackix




1 Béquer de 50ml

2 Erlenmeyer de 250ml

4 Tubo micro Kjeldahl




100g De leite em pó e soja moída


1 Bloco digestor

1 Destilador de proteína

1L/turma Solução de NaOH 40%

1L/turma Solução de H3BO3 a 2% p/v

100ml/turma Vermelho de metila, 0,1% em álcool

100ml/turma Verde de bromocresol, 0,1% em álcool

Aula N° 05

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3) Materiais, reagentes e acessórios a serem disponibilizados na capela (ex: solventes inflamáveis, reagentes tóxicos ou voláteis, ácidos e bases concentrados, etc):


2L/turma Solução padronizada de HCl 0,02N

1 Bureta de 50ml com suporte

4) Materiais, reagentes e/ou equipamentos a serem utilizados para preparação da aula (portanto, não

serão utilizados pelos alunos, apenas pelos técnicos para preparar a amostra para a aula). Para digestão da amostra:

Quantidade por

turma

Materiais, Equipamentos e/ou Reagentes

100g Mistura catalisadora: 96% de K2SO4, 4% CuSO4.5H2O bem moídos e misturados

500ml Ácido sulfúrico concentrado, com baixo teor de nitrogênio

Procedimentos da análise: 1. Digestão da amostra (deve ser feita previamente pelo técnico do laboratório, mas os alunos irão

“simular” a digestão na aula prática): - juntar ao tubo micro-kjeldahl:

200mg de amostra, pesada em balança analítica até 0,001mg

1,5g de mistura catalisadora

3ml de ácido sulfúrico concentrado - tentar colocar amostra e os reagentes no fundo do tubo, sem tocar as paredes. Tomar cuidado para que o ácido não toque a pele. - identificar os tubos com fita crepe - deixar no bloco digestor por 1 a 6 horas. - deixar esfriar

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2. Destilação da amostra (feita pelos alunos) - adicionar 3ml de água ao tubo micro-kjeldahl e cerca de 10ml de NaOH 40% ao copo destilador. - recolher o destilado em 10ml de solução de ácido bórico com os 2 indicadores: 4 gotas de vermelho de metila e 6 gotas de verde de bromocresol. - destilar por 15 a 20 minutos ou até que 2/3 do líquido contendo a amostra tenha sido recolhida no erlenmyer com ácido bórico. - abaixar esse frasco e deixar destilando durante alguns minutos 3. Titulação da amostra (alunos) - Titular o destilado com HCl 0,02N até que a cor da solução verde-azulado se torne roxa claro.

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Título da aula: Determinação do índice de acidez e peróxido em óleos.


Turma: 7° período

no de grupos: 6





05 Erlenmeyer de 250 mL

01 Fenolftaleína

01 Proveta de 50 mL

02 Buretas de 25 mL com suporte e garras

02 Rolhas de borracha com termômetro acoplado


Aula N° 06

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02 Banho-maria 60°C

02 Solução de KI saturada com pipeta de 0,5 mL

02 Pipetas Pasteur

04 Chapas de aquecimento

1000 mL Solução de NaOH 0,1 M

1000 mL Solução de tiossulfato de sódio 0,1 M

100 mL Solução de amido 1%




1000 mL Álcool etílico com proveta de 50 mL

600 mL Solução de ácido acético/clorofórmio 3:2 com proveta

de 50 mL

Procedimentos:

Determinação do índice de acidez e peróxido em óleos.

Amostra: Grupo 1 e 2: Óleo de soja Grupo 3 e 4: Óleo de fritura Grupo 5 e 6: Azeite

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Objetivo Determinar a quantidade de ácidos graxos livres na amostra. Método É o n° de MG de KOH necessários para neutralizar os ácidos graxos livres contidos em 1 mg de amostra. Procedimentos

Pesar corretamente de 5g de amostra em um erlenmeyer de 250 mL.

Adiciona-se 50 mL de álcool etílico e 2-3 gotas de solução de fenolftaleína.

Aquecer a 60-65°C.

Titular com solução de hidróxido de sódio a 0,1M, agitando violentamente até que uma coloração rósea apareça e persista por 1 min..

Cálculos I.A. = mL gastos X 56,1 X F Peso da amostra

Índice de peróxido Objetivo Verificar a oxidação lipídica através do índice de peróxido. Definição É a medida do conteúdo de oxigênio reativo em termos de miliequivalentes de oxigênio por 1000g de óleo. Procedimentos

Pesar corretamente de 5g de amostra em um erlenmeyer de 250 mL.

Adiciona-se 30 mL da solução de ácido acético/clorofórmio 3:2 agitando para dissolver.

Adicionar 0,5 mL de solução KI saturada, agite e deixe por 1 min. ao abrigo da luz

Adicionar então 30 mL de água e 0,5 mL de solução de amido 1% (a solução com agitação ficará mais escura, após a adição do amido).

Titular com Tiossulfato de sódio a 0,1 M, com agitação violenta até que a solução fique esbranquiçada.

Cálculos

Índice de peróxido(meq/Kg) = N X mL tiossulfato – mL tiossulfato branco) X 1000 Gramas da amostra

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Título da aula: determinação de lipídeos pelo método Bligh and Dyer


Turma: 7° período





3 Pinça

6 Espátula

1 Bandeja de alumínio limpa e seca

3 de cada Tubos de 30 e 70ml com tampa

6 Tubos de 30ml com tampa

3 Béquer de 50ml, previamente secos em estufa e pesados (técnico)

9 Pipeta volumétrica de 5ml

3 Pipeta de 25ml

9 Pipeta de 10ml

3 Proveta de 10 a 20ml

3 Funil de vidro pequeno

1 Grade de tubos

1 Grade para tubos de 70ml

3 Papel de filtro

3 Pêra com válvulas

Aula N° 07

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3 Balança semi-analítica

1 Estufa comum a 60-180°C (pré-aquecida)

2 Dessecador (a sílica deve estar azul)

1 Centrífuga de baixa rotação

200g Leite Ninho

1 Agitador rotativo para tubos


reagentes tóxicos ou voláteis, ácidos e bases concentrados, etc):


1L/turma Metanol

1L/turma Clorofórmio

1L/turma Solução aquosa de sulfato de sódio 1,5%

200g/turma Sulfato de sódio anidro

Procedimento da análise: - testar com água, se há vazamento no tubo de 70ml (técnicos) - Para produtos com teores de gordura acima de 20% pesar entre 2 e 2,5g; para produtos com porcentagem menor que 20%, pesar entre 3 a 3,5g. - transferir a amostra pesada para o tubo de 70ml e adicionar exatamente:

10ml de clorofórmio

20ml de metanol

8ml de água destilada - tampar hermeticamente e colocar os tubos num agitador rotativo por 30 minutos

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- em seguida adicionar exatamente:

10ml de clorofórmio

10ml da solução de sulfato de sódio 1,5% - tampar e agitar por mais 2 minutos. - deixar separar as camadas de forma natural ou centrifugar a 1000rpm por 2 minutos para acelerar a separação. - descartar a camada superior e retirar cerca de 10ml da camada inferior (clorofórmio) e colocar num tubo de 30ml. - adicionar aproximadamente 1g de sulfato de sódio anidro, tampar e agitar para remover traços de água que são arrastados na pipetagem da camada inferior. - filtrar rapidamente num funil pequeno com papel de filtro. A solução obtida deve ser límpida. - medir exatamente (pipeta volumétrica) 5ml do filtrado e despejar em béquer de 50ml previamente tarado. - colocar o béquer numa estufa a 80°C até evaporar o solvente (15 a 20 minutos) - resfriar em dessecador e pesar em balança analítica

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Laboratórios de Técnica Dietética

Título da aula: análise sensorial de alimentos E determinação do índice de acidez em bebidas

Disciplina: Bromatologia Curso: Nutrição

Turma: 3° período

no de grupos: 6


1) Análise sensorial de diferentes alimentos e bebidas

Materiais: - pires (12 unidades) - suco de frutas light e normal (qualquer sabor, desde que os dois tipos sejam da mesma marca e sabor) - chocolate normal e diet - Bolacha feita com farinha refinada (tradicional) e bolacha integral - copos de plástico

Objetivo da aula: Conhecer os diferentes tipos de testes de análise sensorial para alimentos e aplicação dos conhecimentos adquiridos em aula teórica, para a prática, utilizando o laboratório de técnica dietética.

2) Determinação do índice de Acidez em bebidas

1. Materiais e reagentes necessários por grupo (especificar quantidade: no de materiais, volumes ou



01 Vidro de relógio

01 Peneira de chá

01 Água destilada

01 Fenolftaleína 1%

01 Chapas de aquecimento

Aula N° 08

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03 Béquer de 50 mL

01 Bastão de vidro

2. Materiais, reagentes e/ou equipamentos a serem disponibilizados em bancadas de apoio – lateral (ex:



02 Balanças analíticas

01 Estufa a 105°C

04 pHmetros

04 Buretas 25 mL

04 Buretas de 50 mL

08 Suporte para bureta com garras

500 mL NaOH 0,1M

500 mL NaCl 5%

03 Pipetas de 10 mL com pera

01 Coca-cola

01 Cerveja

01 vinho

Procedimentos

Determinação de acidez titulável

1.1 Refrigerantes

Pipetar 10 mL de amostra descarbonatada em erlenmeyer de 250 mL;

Adicionar 100 mL de água destilada;

Aquecer a mistura até o início de fervura e resfriar imediatamente em água corrente;

Adicionar 3 gotas de fenolftaleína 1%;

Titular com NaOH 0,1M até rósea tênue.

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Cálculo AT = M x V x 0,64 AT = M x V x 0,98 (se o refrigerante for tipo de cola usar este cálculo em função do ácido fosfórico).

Sendo: AT= Acidez titulável (g de ácido cítrico/100 mL de refrigerante). M = Molaridade da solução de NaOH a 0,1M V = Volume gasto de NaOH em mL

1.2 Cerveja

Pipetar 10 mL de amostra descarbonatada em erlenmeyer de 250 mL;

Adicionar 50 mL de água destilada;

Aquecer a mistura até o início de fervura e resfriar imediatamente em água corrente;

Adicionar 3 gotas de fenolftaleína 1%;

Titular com NaOH 0,1M até rósea tênue.

Cálculo AT = M x V x 0,9

Sendo: AT= Acidez titulável (g de ácido láctico/100 mL de cerveja).

M = Molaridade da solução de NaOH a 0,1M V = Volume gasto de NaOH em mL

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