AVALIAÇÃO DE METIL JASMONATO E DE ÁCIDO SALICÍLICO … · 4.2.10 Avaliação in vivo de ácido...

103
INSTITUTO AGRONÔMICO CURSO DE PÓS-GRADUAÇÃO EM AGRICULTURA TROPICAL E SUBTROPICAL AVALIAÇÃO DE METIL JASMONATO E DE ÁCIDO SALICÍLICO NO CONTROLE PÓS-COLHEITA DE PODRIDÕES EM MORANGO ‘OSO GRANDE’ ABIKEYLA DE SOUZA ROBAINA Orientadora: Dr.ª Patrícia Cia Dissertação submetida como requisito parcial para obtenção do grau de Mestre em Agricultura Tropical e Subtropical, Área de concentração em Tecnologia da Produção Agrícola Campinas, SP Maio 2013

Transcript of AVALIAÇÃO DE METIL JASMONATO E DE ÁCIDO SALICÍLICO … · 4.2.10 Avaliação in vivo de ácido...

i

INSTITUTO AGRONÔMICO

CURSO DE PÓS-GRADUAÇÃO EM AGRICULTURA

TROPICAL E SUBTROPICAL

AVALIAÇÃO DE METIL JASMONATO E DE ÁCIDO

SALICÍLICO NO CONTROLE PÓS-COLHEITA DE

PODRIDÕES EM MORANGO ‘OSO GRANDE’

ABIKEYLA DE SOUZA ROBAINA

Orientadora: Dr.ª Patrícia Cia

Dissertação submetida como requisito parcial

para obtenção do grau de Mestre em

Agricultura Tropical e Subtropical, Área de

concentração em Tecnologia da Produção

Agrícola

Campinas, SP

Maio 2013

ii

iii

DEDICATÓRIA

Aos meus pais Adilson e Nilza, pelo apoio,

encorajamento, incentivo, amor, carinho e

pelos constantes ensinamentos que formaram

os alicerces da minha vida.

Ao meu marido Carlos Cesar, por todo apoio,

amor, incentivo, paciência, compreensão e

pela companhia ao longo deste sonho.

As minhas irmãs Isabella e Kasmirra pelo amor,

carinho, apoio e compreensão.

Aos meus avós Paulo (in memorian) e Benedita,

Alfredo e Maria (in memorian).

Ao lado de vocês aprendi o significado da palavra

família e a importância de sempre seguir o

caminho da honestidade e persistência,

DEDIDO

Ao meu pai querido

Adilson de Medeiros Robaina,

pelo esforço de sempre,

pelo incondicional apoio e incentivo

durante todo meu trabalho

pelo amor de pai a mim dedicado,

OFEREÇO

iv

AGRADECIMENTOS

- A Deus pelas oportunidades que Ele semeia em meu caminho, por guiar meus passos,

pela chance de mais uma conquista, pela minha vida, pela vida dos meus familiares e

amigos e por todas as lições que aprendo por meio dos obstáculos que enfrento.

- Ao Instituto Agronômico de Campinas (IAC) pela oportunidade de realização deste

trabalho e pelos conhecimentos adquiridos.

- Ao Centro de Engenharia e Automação, localizado em Jundiaí/SP, pela cooperação e

apoio institucional.

- Ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq) pela bolsa

de mestrado concedida no primeiro ano do curso para a realização desde projeto de

pesquisa.

- À minha orientadora Dr.ª Patrícia Cia pela orientação, pelos ensinamentos, pela

disponibilidade e pelo exemplo de trabalho e dedicação à pesquisa.

- Aos funcionários do Centro de Engenharia e Automação, pela ajuda no laboratório, em

especial a Maria do Carmo, pela amizade e carinho.

- Aos pesquisadores que ministraram aulas nas disciplinas que eu cursei durante o

mestrado, pelos ensinamentos e disponibilidade.

- Aos meus pais Adilson de Medeiros Robaina e Nilza Ap. de Souza Robaina, pelo amor,

exemplo e apoio incondicional dedicado a mim.

- As minhas irmãs Isabella de Souza Robaina e Kasmirra de Souza Robaina, pelo amor,

pela ajuda e incentivo.

- Ao meu marido Carlos Cesar Silva Alves, pela paciência, companheirismo, amor,

incentivo e apoio de todos estes anos juntos.

- À amiga Francine Scolfaro Ponzo, pela amizade, conversas, risadas, paciência, ajuda nos

experimentos e conhecimentos compartilhados durante este trabalho.

- Aos amigos da Pós-graduação, pelo companheirismo, ajuda sempre que necessário, pelas

conversas e risadas, em especial à Franciele, Paula, Flávia e Allan.

- À Dr.ª Marise Cagnin Martins Parisi pela doação dos patógenos utilizados neste trabalho,

pela atenção e disponibilidade de sempre.

- Ao produtor de morango Daniel Juliato e sua família pelo fornecimento dos frutos.

- Aos meus queridos amigos Mariana Sacchi Armelim e Rony Nunes, pela grande

amizade, por me compreenderem e apoiarem sempre.

- À secretaria da Pós-graduação IAC, pela atenção e ajuda

v

SUMÁRIO

LISTA DE TABELAS ................................................................................................. viii

LISTA DE FIGURAS ................................................................................................. xv

RESUMO .................................................................................................................... xvii

ABSTRACT ................................................................................................................ xix

1 INTRODUÇÃO ........................................................................................................ 01

2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ................................................................................. 03

2.1 Classificação e Características do Morangueiro .................................................... 03

2.2 Aspectos Socioeconômicos do Morangueiro ......................................................... 05

2.3 Principais Doenças Pós-colheita ............................................................................ 06

2.4 Conservação e Métodos de Controle de Podridões ............................................... 09

2.4.1 Ácido salicílico .................................................................................................. 12

2.4.2 Metil jasmonato ................................................................................................. 19

2.5 Indução de Resistência .......................................................................................... 22

3 MATERIAL E MÉTODOS ..................................................................................... 25

3.1 Avaliação in vivo de Metil Jasmonato e Ácido Salicílico no Controle do Mofo

Cinzento, da Podridão Mole e da Antracnose em Morangos ...................................... 25

3.1.1 Inoculação dos frutos ......................................................................................... 25

3.1.2 Efeito de metil jasmonato no controle in vivo da antracnose, do mofo cinzento

e da podridão mole em morangos ................................................................................ 26

3.1.3 Efeito do ácido salicílico no controle in vivo da antracnose, do mofo cinzento

e da podridão mole em morangos ................................................................................ 26

3.1.4 Efeito do metil jasmonato e ácido salicílico no controle de podridões em

morangos não inoculados artificialmente ................................................................... 27

3.1.5 Armazenamento e avaliação ............................................................................... 27

3.1.6 Análises fisíco-químicas .................................................................................... 28

3.2 Avaliação de Metil Jasmonato e de Ácido Salicílico sobre o Desenvolvimento

In Vitro de Colletotrichum acutatum, Botrytis cinerea e Rhizopus stolonifer............. 29

3.2.1 Metil jasmonato .................................................................................................. 29

3.2.2 Ácido salicílico ................................................................................................... 29

3.2.3 Delineamento experimental e análise dos resultados ......................................... 29

vi

3.3 Avaliação In Vivo da Possibilidade de Indução de Resistência pelo Metil

Jasmonato e Ácido Salicílico em Morangos „Oso Grande‟ contra os Patógenos

Colletotrichum acutatum, Botrytis cinerea e Rhizopus stolonifer............................... 30

3.3.1 Avaliação da possibilidade de indução de resistência em morangos pelo metil

jasmonato ................................................................................................................... 30

3.3.2 Avaliação da possibilidade de indução de resistência em morangos pelo ácido

salicílico ...................................................................................................................... 31

3.4 Análises Estatísticas .............................................................................................. 31

4 RESULTADOS ........................................................................................................ 32

4.1 Avaliação de Metil Jasmonato no Controle In Vivo e In Vitro dos Patógenos

Botrytis cinerea, Rhizopus stolonifer e Colletotrichum acutatum em Morango „Oso

Grande‟ ....................................................................................................................... 32

4.1.1 Avaliação in vivo do metil jasmonato no controle do mofo cinzento em

morangos „Oso Grande‟ inoculados artificialmente ................................................... 32

4.1.2 Avaliação da possibilidade de indução de resistência pelo metil jasmonato em

morangos „Oso Grande‟ contra o mofo cinzento ....................................................... 32

4.1.3 Avaliação de metil jasmonato no desenvolvimento in vitro de Botrytis cinerea 35

4.1.4 Avaliação in vivo do metil jasmonato no controle da podridão mole em

morangos „Oso Grande‟ inoculados artificialmente .................................................... 36

4.1.5 Avaliação da possibilidade de indução de resistência pelo metil jasmonato em

morangos „Oso Grande‟ contra a podridão mole ........................................................ 38

4.1.6 Avaliação de metil jasmonato no desenvolvimento in vitro de Rhizopus

stolonifer ..................................................................................................................... 38

4.1.7 Avaliação in vivo do metil jasmonato no controle da antracnose em morangos

„Oso Grande‟ inoculados artificialmente ................................................................... 39

4.1.8 Avaliação da possibilidade de indução de resistência pelo metil jasmonato em

morangos „Oso Grande‟ contra a antracnose .............................................................. 42

4.1.9 Avaliação de metil jasmonato no desenvolvimento in vitro de Colletotrichum

acutatum ...................................................................................................................... 42

4.1.10 Avaliação de metil jasmonato sobre os atributos de qualidade de morangos

„Oso Grande‟ ............................................................................................................... 44

4.1.11 Avaliação do metil jasmonato no controle de podridões em morangos „Oso

Grande‟ não inoculados artificialmente ....................................................................... 44

vii

4.2 Avaliação de Ácido Salicílico no Controle In Vivo e In Vitro dos Patógenos

Botrytis cinerea, Rhizopus stolonifer e Colletotrichum acutatum em Morango „Oso

Grande‟ ....................................................................................................................... 44

4.2.1 Avaliação in vivo de ácido salicílico no controle do mofo cinzento em

morangos „Oso Grande‟ inoculados artificialmente ...................................................... 44

4.2.2 Avaliação da possibilidade de indução de resistência pelo ácido salicílico em

morangos „Oso Grande‟ contra o mofo cinzento ........................................................... 48

4.2.3 Avaliação de ácido salicílico no desenvolvimento in vitro de Botrytis cinerea .... 48

4.2.4 Avaliação in vivo de ácido salicílico no controle da podridão mole em morangos

„Oso Grande‟ inoculados artificialmente ....................................................................... 49

4.2.5 Avaliação da possibilidade de indução de resistência pelo ácido salicílico em

morangos „Oso Grande‟ contra a podridão mole ........................................................... 50

4.2.6 Avaliação de ácido salicílico no desenvolvimento in vitro de Rhizopus stolonifer 52

4.2.7 Avaliação in vivo de ácido salicílico no controle da antracnose em morangos

„Oso Grande‟ inoculados artificialmente ...................................................................... 52

4.2.8 Avaliação da possibilidade de indução de resistência pelo ácido salicílico em

morangos „Oso Grande‟ contra a antracnose ................................................................ 54

4.2.9 Avaliação de ácido salicílico no desenvolvimento in vitro de Colletotrichum

acutatum ...................................................................................................................... 56

4.2.10 Avaliação in vivo de ácido salicílico sobre os atributos de qualidade de

morangos „Oso Grande‟ ............................................................................................... 57

4.2.11 Avaliação de ácido salicílico no controle de podridões em morangos „Oso

Grande‟ não inoculados artificialmente ........................................................................ 59

5 DISCUSSÃO ............................................................................................................ 60

6 CONCLUSÕES ........................................................................................................ 64

7 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS...................................................................... 65

viii

LISTA DE TABELA

Tabela 1 - Fungicidas registrados para a aplicação em frutos pós-colheita no

Brasil .................................................................................................. 12

Tabela 2 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para

incidência (%) e severidade (cm) do mofo cinzento em morangos

„Oso Grande‟, inoculados com Botrytis cinerea, tratados com

diferentes concentrações de metil jasmonato (MeJa) por 24 h e

armazenados a 25°C / 80% UR durante sete dias ou a 5°C / 90% UR

por cinco dias seguido por mais quatro dias a 25°C / 80% UR

(Experimento I) .................................................................................... 33

Tabela 3 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para

incidência (%) e severidade (cm) do mofo cinzento em morangos

„Oso Grande‟, inoculados com Botrytis cinerea, tratados com

diferentes concentrações de metil jasmonato (MeJa) por 24 h e

armazenados a 25°C / 80% UR durante sete dias ou a 5°C / 90% UR

por cinco dias seguido por mais quatro dias a 25°C / 80% UR

(Experimento II) .................................................................................. 33

Tabela 4 - Incidência (%) do mofo cinzento em morangos „Oso Grande‟

inoculados com Botrytis cinerea, tratados com diferentes

concentrações de metil jasmonato (MeJa) por 24 h, e armazenados a

25°C / 80% UR por sete dias ou a 5°C / 90% UR por cinco dias

seguido por mais quatro dias a 25°C / 80% UR ................................... 34

Tabela 5 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para

incidência (% de ocorrência) e severidade (cm) do mofo cinzento

(Botrytis cinerea) em morangos „Oso Grande‟ tratados com metil

jasmonato (0,01 mM), inoculados em diferentes intervalos de tempo

(0, 12 e 24 h) após tratamento e armazenados por sete dias a 25 °C /

80% UR................................................................................................. 34

ix

Tabela 6 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para

incidência (%) e índice de doença (%) da podridão mole em

morangos „Oso Grande‟, inoculados com Rhizopus stolonifer,

tratados com diferentes concentrações de metil jasmonato (MeJa)

por 24 h e armazenados a 25°C / 80% UR durante três dias ou a 5°C

/ 90% UR por cinco dias seguido por mais três dias a 25°C / 80%

UR (Experimento I) .............................................................................. 36

Tabela 7 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para

incidência (%) e índice de doença (%) da podridão mole em

morangos „Oso Grande‟, inoculados com Rhizopus stolonifer,

tratados com diferentes concentrações de metil jasmonato (MeJa)

por 24 h e armazenados a 25°C / 80% UR durante três dias ou a 5°C

/ 90% UR por cinco dias seguido por mais três dias a 25°C / 80%

UR (Experimento II) ........................................................................... 37

Tabela 8 - Incidência (%) da podridão mole em morangos „Oso Grande‟

inoculados com Rhizopus stolonifer, tratados com diferentes

concentrações de metil jasmonato (MeJa) por 24 h, e armazenados a

25°C / 80% UR por três dias ou a 5°C / 90% UR por cinco dias

seguido por mais quatro dias a 25°C / 80% UR ................................... 37

Tabela 9 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para

incidência (% de ocorrência) e severidade (cm) da podridão mole

(Rhizopus stolonifer) em morangos „Oso Grande‟ tratados com metil

jasmonato (0,01 mM), inoculados em diferentes intervalos de tempo

(0, 12 e 24 h) após tratamento e armazenados por três dias a 25 °C /

80% UR................................................................................................ 38

x

Tabela 10 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para

incidência (%) e severidade (cm) da antracnose em morangos „Oso

Grande‟, inoculados com Colletotrichum acutatum, tratados com

diferentes concentrações de metil jasmonato (MeJa) por 24 h e

armazenados a 25°C / 80% UR durante sete dias ou a 5°C / 90% UR

por cinco dias seguido por mais quatro dias a 25°C / 80% UR

(Experimento I) ................................................................................... 40

Tabela 11 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para

incidência (%) e severidade (cm) da antracnose em morangos „Oso

Grande‟, inoculados com Colletotrichum acutatum, tratados com

diferentes concentrações de metil jasmonato (MeJa) por 24 h e

armazenados a 25°C / 80% UR durante sete dias ou a 5°C / 90% UR

por cinco dias seguido por mais quatro dias a 25°C / 80% UR

(Experimento II) .................................................................................. 41

Tabela 12 - Incidência (%) da antracnose em morangos „Oso Grande‟ inoculados

com Colletotrichum acutatum, tratados com diferentes

concentrações de metil jasmonato (MeJa) por 24 h, e armazenados a

25°C / 80% UR por sete dias ou a 5°C / 90% UR por cinco dias

seguido por mais quatro dias a 25°C / 80% UR .................................. 41

Tabela 13 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para

incidência (% de ocorrência) e severidade (cm) da antracnose

(Colletotrichum acutatum) em morangos „Oso Grande‟ tratados com

metil jasmonato (0,01 mM), inoculados em diferentes intervalos de

tempo (0, 12 e 24 h) após o tratamento e armazenados por sete dias a

25 °C / 80% UR.................................................................................... 42

Tabela 14 - Atributos de qualidade de morangos „Oso Grande‟ tratados com metil

jasmonato (MeJa) por 24 h e armazenados a 25°C / 80% UR durante

sete dias ou a 5°C / 90% UR por cinco dias seguido por mais quatro

dias a 25°C / 80% UR ........................................................................ 45

xi

Tabela 15 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para

incidência (%) do mofo cinzento, da podridão mole e da antracnose

em morangos „Oso Grande‟ não inoculados artificialmente, tratados

com diferentes concentrações de metil jasmonato (MeJa) por 24 h e

armazenados a 25°C / 80% UR durante sete dias ou a 5°C / 90% UR

por cinco dias seguido por mais quatro dias a 25°C / 80% UR ........... 46

Tabela 16 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para

incidência (%) e severidade (cm) do mofo cinzento em morangos

„Oso Grande‟, inoculados com Botrytis cinerea, tratados com

diferentes concentrações de ácido salicílico por dois minutos e

armazenados a 25°C / 80% UR durante sete dias ou a 5°C / 90% UR

por cinco dias seguido por mais quatro dias a 25°C / 80% UR

(Experimento I) .................................................................................... 46

Tabela 17 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para

incidência (%) e severidade (cm) do mofo cinzento em morangos

„Oso Grande‟, inoculados com Botrytis cinerea, tratados com

diferentes concentrações de ácido salicílico por dois minutos e

armazenados a 25°C / 80% UR durante sete dias ou a 5°C / 90% UR

por cinco dias seguido por mais quatro dias a 25°C / 80% UR

(Experimento II) ................................................................................... 47

Tabela 18 - Incidência (%) do mofo cinzento em morangos „Oso Grande‟

inoculados com Botrytis cinerea, tratados com diferentes

concentrações de ácido salicílico (AS) por dois minutos, e

armazenados a 25°C / 80% UR por sete dias ou a 5°C / 90% UR por

cinco dias seguido por mais quatro dias a 25°C / 80% UR ................ 47

xii

Tabela 19 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para

incidência (% de ocorrência) e severidade (cm) do mofo cinzento

(Botrytis cinerea) em morangos „Oso Grande‟ tratados com ácido

salicílico (1 mM), inoculados em diferentes intervalos de tempo (0,

12 e 24 h) após o tratamento e armazenados por sete dias a 25 °C /

80% UR................................................................................................. 48

Tabela 20 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para

incidência (%) e índice de doença (%) da podridão mole em

morangos „Oso Grande‟, inoculado com Rhizopus stolonifer,

tratados com diferentes concentrações de ácido salicílico por dois

minutos e armazenados a 25°C / 80% UR durante três dias ou a 5°C

/ 90% UR por cinco dias seguido por mais três dias a 25°C / 80%

UR (Experimento I) .............................................................................. 50

Tabela 21 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para

incidência (%) e índice de doença (%) da podridão mole em

morangos „Oso Grande‟, inoculado com Rhizopus stolonifer,

tratados com ácido salicílico por dois minutos e armazenados a 25°C

/ 80% UR durante três dias ou a 5°C / 90% UR por cinco dias

seguido por mais três dias a 25°C / 80% UR (Experimento II) .......... 51

Tabela 22 - Incidência (%) da podridão mole em morangos „Oso Grande‟

inoculados com Rhizopus stolonifer, tratados com diferentes

concentrações de metil jasmonato (MeJa) por 24 h, e armazenados a

25°C / 80% UR por três dias ou a 5°C / 90% UR por cinco dias

seguido por mais quatro dias a 25°C / 80% UR ................................... 51

Tabela 23 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para

incidência (% de ocorrência) e severidade (cm) da podridão mole

(Rhizopus stolonifer) em morangos „Oso Grande‟ tratados com ácido

salicílcio (1 mM), inoculados em diferentes intervalos de tempo (0,

12 e 24 h) após o tratamento e armazenados por três dias a 25 °C /

80% UR................................................................................................ 52

xiii

Tabela 24 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para

incidência (%) e severidade (cm) da antracnose em morangos „Oso

Grande‟, inoculado com Colletotrichum acutatum, tratados com

diferentes concentrações de ácido salicílico por dois minutos e

armazenados a 25°C / 80% UR durante sete dias ou a 5°C / 90% UR

por cinco dias seguido por mais quatro dias a 25°C / 80% UR

(Experimento I) ................................................................................... 54

Tabela 25 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para

incidência (%) e severidade (cm) da antracnose em morangos „Oso

Grande‟, inoculado com Colletotrichum acutatum, tratados com

diferentes concentrações de ácido salicílico por dois minutos e

armazenados a 25°C / 80% UR durante sete dias ou a 5°C / 90% UR

por cinco dias seguido por mais quatro 4 dias a 25°C / 80% UR

(Experimento II) ................................................................................... 55

Tabela 26 - Incidência (%) da antracnose em morangos „Oso Grande‟ inoculados

com Colletotrichum acutatum, tratados com diferentes

concentrações de metil jasmonato (MeJa) por 24 h, e armazenados a

25°C / 80% UR por sete dias ou a 5°C / 90% UR por cinco dias

seguido por mais quatro dias a 25°C / 80% UR ................................... 55

Tabela 27 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para os

valores de incidência (% de ocorrência) e severidade (cm) da

antracnose (Colletotrichum acutatum) em morangos „Oso Grande‟

tratados com ácido salicílico (1 mM) e inoculados em diferentes

intervalos de tempo (0, 12 e 24 h) após o tratamento e armazenados

por sete dias a 25 °C / 80% UR .......................................................... 56

Tabela 28 – Atributos de qualidade de morangos „Oso Grande‟ tratados com ácido

salicílico por dois minutos e armazenados a 25°C / 80% UR durante

sete dias, a 5°C / 90% UR durante cinco dias ou a 5°C / 90%UR por

cinco dias seguido por mais quatro dias a 25°C / 80% UR................... 58

xiv

Tabela 29 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para

incidência (%) de doenças vindas do campo em morangos „Oso

Grande‟ tratados com diferentes concentrações de ácido salicílico

(AS) por dois minutos e armazenados a 25°C / 80% UR durante sete

dias ou a 5°C / 90% UR por cinco dias seguido por mais quatro dias

a 25°C / 80% UR (Experimento I) ..................................................... 59

Tabela 30 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para

incidência (%) de doenças vindas do campo em morangos „Oso

Grande‟ tratados com diferentes concentrações de ácido salicílico

(AS) por dois minutos e armazenados a 25°C / 80% UR durante sete

dias ou a 5°C / 90% UR por cinco dias seguido por mais quatro dias

a 25°C / 80% UR (Experimento II) ..................................................... 60

xv

LISTA DE FIGURAS

Figura 1 - Sintoma de mofo cinzento (Botrytis cinerea) em morango ................ 07

Figura 2 - Sintoma de podridão mole (Rhizopus stolonifer) em morango ........... 08

Figura 3 - Sintoma de antracnose (Colletotrichum acutatum) em morango ........ 09

Figura 4 - Estrutura química do ácido salicílico .................................................. 13

Figura 5 - Esquema simplificado das vias de biossíntese do ácido salicílico (AS)

(PAL – fenilalanina-amonialiase, ICS – isocorismato sintase, IPL –

isocorismato piruvato liase, SEG – saliciloil éster glucosa, SAG – SA

O-β-glucosídeo, MeSa – metil salicilato, MeSAG – metil salicilato

O-β-glucosídeo) (modificado de VLOT et al., 2009) .......................... 13

Figura 6 - Mecanismo de ação do ácido salicílico ............................................... 16

Figura 7 - Aplicação do metil jasmonato (MeJa) em morangos „Oso Grande‟ em

tambores herméticos ............................................................................. 26

Figura 8 - Aplicação de ácido salicílico (AS) em morangos „Oso Grande‟ ........... 27

Figura 9 - Índice de crescimento micelial de Botrytis cinerea cultivado em meio

batata-dextrose-ágar (BDA), após exposição ao metil jasmonato por

24 h. Experimentos I (A) e II (B). Valores seguidos pela mesma letra

não diferem entre si pelo teste de Tukey (P ≤ 0,05) ............................ 35

Figura 10 - Índice de crescimento micelial de Rhizopus stolonifer cultivado em

meio batata-dextrose-ágar (BDA), após exposição ao metil

jasmonato por 24 h. Experimentos I (A) e II (B). Valores seguidos

pela mesma letra não diferem entre si pelo teste de Tukey (P ≤ 0,05) . 39

xvi

Figura 11 - Índice de crescimento micelial de Colletotrichum acutatum cultivado

em meio batata-dextrose-ágar (BDA), após exposição ao metil

jasmonato por 24 h. Experimentos I (A) e II (B). Valores seguidos

pela mesma letra não diferem entre si pelo teste de Tukey (P ≤ 0,05) .. 43

Figura 12 - Índice de crescimento micelial de Botrytis cinerea cultivado em meio

batata-dextrose-ágar (BDA), incorporado com ácido salicílico em

diferentes concentrações. Experimentos I (A) e II (B). Valores

seguidos pela mesma letra não diferem entre si pelo teste de Tukey

(P ≤ 0,05) ............................................................................................. 49

Figura 13 - Índice de crescimento micelial de Rhizopus stolonifer cultivado em

meio batata-dextrose-ágar (BDA), incorporado com ácido salicílico

em diferentes concentrações. Experimentos I (A) e II (B). Valores

seguidos pela mesma letra não diferem entre si pelo teste de

Tukey (P ≤ 0,05) .................................................................................. 53

Figura 14 - Índice de crescimento micelial de Colletotrichum acutatum cultivado

em meio batata-dextrose-ágar (BDA), incorporado com ácido

salicílico em diferentes concentrações. Experimento I (A) e II (B).

Valores seguidos pela mesma letra não diferem entre si pelo teste de

Tukey (P ≤ 0,05) .................................................................................. 57

xvii

Avaliação de metil jasmonato e de ácido salicílico no controle pós-colheita de

podridões em morango ‘Oso Grande’

RESUMO

O morango, embora muito comercializado, possui vida pós-colheita limitada,

apresentando elevada suscetibilidade a patógenos. As podridões são responsáveis por elevadas

perdas em pós-colheita, destacando-se a podridão mole (Rhizopus stolonifer), o mofo cinzento

(Botrytis cinerea) e a antracnose (Colletotrichum acutatum). Atualmente, no Brasil, não há

fungicidas registrados para o controle destas doenças na pós-colheita de morangos, contudo

métodos alternativos aos fungicidas têm apresentado resultados promissores no controle de

podridões e no aumento do período de conservação de frutos, como o metil jasmonato (MeJa)

e o ácido salicílico (AS). Assim, os objetivos deste trabalho foram avaliar os efeitos do MeJa

e do AS no controle pós-colheita de podridões (mofo cinzento, podridão mole e antracnose) e

sobre os atributos de qualidade de morangos „Oso Grande‟, mantidos sob refrigeração e

condições ambiente. Para tanto, morangos „Oso Grande‟ foram artificialmente inoculados

com suspensão de esporos (105 esporos mL

-1) dos patógenos B. cinerea, R. stolonifer e C.

acutatum e, após 2 h, tratados com o MeJa, em tambores herméticos, com circulação forçada

de ar, onde foram expostos ao produto (0,01 e 0,02 mM), durante 24 h ou, com AS, através de

imersão dos frutos nas concentrações de 1, 2 e 4 mM, durante o período de 2 min. Após os

tratamentos, os frutos foram mantidos a 25° C/80% UR ou sob refrigeração (5 °C/90% UR) e

avaliados quanto à incidência e severidade das podridões, bem como quanto aos atributos de

qualidade (coloração, firmeza, teor de sólidos solúveis, acidez titulável e ratio). Os produtos

também foram avaliados no controle das podridões em frutos não inoculados artificialmente,

ou seja, sobre infecções provenientes do campo. A possibilidade de indução de resistência em

morangos contra os patógenos pelo MeJa e AS foi investigada inoculando-se os frutos após

diferentes intervalos de tempo do tratamento. Ensaios in vitro foram realizados para se avaliar

os efeitos de MeJa e AS sobre o crescimento micelial dos patógenos. Os resultados

demonstraram que o metil jasmonato (0,01 mM) reduz a incidência do mofo cinzento e a

severidade da antracnose em morangos „Oso Grande‟, enquanto o ácido salicílico diminui a

ocorrência de Botrytis cinerea, quando os patógenos são inoculados após o tratamento dos

frutos, possivelmente pela ativação de mecanismos de defesa. In vitro, o ácido salicílico reduz

o desenvolvimento de Botrytis cinerea, Colletotrichum acutatum e Rhizopus stolonifer,

enquanto o metil jasmonato não influencia o crescimento micelial dos patógenos. O MeJa e o

AS não reduz a incidência e/ou a severidade das podridões em morangos inoculados antes da

xviii

aplicação dos produtos e não alteram significativamente os atributos de qualidade dos frutos.

Contudo, o tratamento com AS (1 mM) reduz significativamente a incidência de mofo

cinzento em frutos com infecções provenientes do campo e armazenados a 25 °C.

Palavras-Chave: Botrytis cinerea, Rhizopus stolonifer, Colletotrichum acutatum; indução de

resistência.

xix

Evaluation of methyl jasmonate and salicylic acid on the postharvest control of rot in

‘Oso Grande’ strawberry

ABSTRACT

Although very commercialized, strawberry has a limited post-harvest life, showing a high

susceptibility to pathogens. Rots are responsible for large postharvest losses and, among

them is the gray mold (Botrytis cinerea), the soft rot (Rhizopus stolonifer), and anthracnose

(Colletotrichum acutatum). Actually, in Brazil, there are no fungicides registered for the

postharvest control of these diseases in strawberries. However, alternative methods to the

fungicides have shown promising results on the rot control and on the shelf-life increase,

such as the methyl jasmonate (MeJa) and salicylic acid (SA). Thus, the objectives of this

study were to evaluate the effects of MeJa and AS on the postharvest control of gray mold,

soft rot, and anthracnose and on the quality attributes of 'Oso Grande' strawberries kept

under refrigeration and at room condition. 'Oso Grande' strawberries were artificially

inoculated with spore suspension (105 spores mL

-1) of the pathogens B. cinerea, R.

stolonifer and C. acutatum, and, after 2 h, treated with MeJa, in hermetic chamber, with

forced air circulation, where they were exposed to the product (0,01 and 0,02 mM), for 24

h. SA treatment was carried out by dipping fruit in 1, 2, and, 4 mM, for 2 min. After

treatment, fruit were kept at 25 °C/ 80% RH or under refrigeration (5 °C/ 90% RH) and

assessed as to rot incidence and severity and quality attributes (color, firmness, soluble

solids content, titratable acidity and ratio). The products were also evaluated in the control

of non-inoculated artificially fruit, i.e. on the infections from the field. The possibility of

inducing resistance in strawberries against the pathogens by MeJa and SA was investigated

by fruit inoculation after different time intervals of the treatment. In vitro assays were

performed to evaluate the effects of MeJa and SA on the pathogens mycelial growth. The

results showed that MeJa (0,01 mM) reduces the gray mold incidence and anthracnose

severity in „Oso Grande‟ strawberry, and SA reduces Botrytis cinerea occurrence, when

the pathogens are inoculated after treatments. These results show that, probably, MeJa and

SA induces defense response in strawberry. In vitro, SA reduces Botrytis cinerea,

Colletotrichum acutatum and Rhizopus stolonifer development, and MeJa do not reduce

pathogen mycelial growth. MeJa and SA does not reduce the rot incidence and/or severity

on strawberries inoculated before the treatment, and do not significantly change the fruit

quality attributes. However, SA (1 mM) in not-artificially inoculated strawberries reduces

gray mold incidence in fruit kept at 25 °C.

xx

Keywords: Botrytis cinerea, Rhizopus stolonifer, Colletotrichum acutatum; resistance

induction.

1

1 INTRODUÇÃO

O morango (Fragaria x ananassa Duch.) é produzido e apreciado em diversas regiões

do mundo, com produção mundial de aproximadamente 4,6 milhões de toneladas no ano de

2011, sendo considerado o fruto de maior destaque entre os pequenos frutos. No Brasil a

produção em 2011 foi de 3.016 toneladas, sendo os Estados de São Paulo, Minas Gerais, Rio

Grande do Sul, Paraná, Espírito Santo, Goiás e Distrito Federal considerados os maiores

produtores (FAO, 2012; HOFFMANN et al., 2008). A maior parte da produção brasileira

destina-se ao consumo in natura, mas o consumo industrial, nas mais diversas formas, cresce

continuamente.

O morango é um pseudofruto muito comercializado, principalmente, devido às suas

qualidades nutricionais, aroma e sabor, no entanto é um produto muito delicado e perecível,

apresentando alta atividade respiratória e alta sensibilidade aos danos mecânicos,

desenvolvimento de patógenos, desidratação e perda de firmeza. Essas alterações causam

redução na qualidade do fruto, diminuindo assim a sua aceitação no mercado e limitando a

vida pós-colheita. Por serem muito perecíveis, os morangos devem ser submetidos a um

manejo rápido e cuidadoso em pós-colheita, para que sua qualidade seja preservada

(HENRIQUE & CEREDA, 1999; FLORES-CANTILLANO et al., 2003).

Para manter a qualidade pós-colheita e prolongar a vida útil dos frutos, em geral, é

necessária a utilização de diversas técnicas, estando entre elas o resfriamento rápido, o

armazenamento refrigerado, e o armazenamento sob atmosfera modificada e/ou controlada

(FLORES-CANTILLANO et al., 2003). Para morangos, a refrigeração é a principal forma de

conservação empregada, auxiliando, principalmente, na conservação do fruto através da

redução da atividade respiratória e metabólica e, portanto, retardando sua senescência.

Entre os principais problemas da cultura do morango estão as doenças, que podem

atingir tanto a parte aérea, como as raízes. As doenças que atacam a parte aérea são mais

importantes, pois interferem na frutificação, reduzindo o tamanho e comprometendo o aspecto

visual dos frutos, além de provocar redução na produtividade e na conservação pós-colheita

(OSÓRIO & FORTES, 2003). Em pós-colheita, as doenças conhecidas como antracnose,

mofo cinzento e podridão mole, são consideradas as principais podridões dos frutos (COSTA

et al., 2003).

A produção de alimentos mais saudáveis, isentos de resíduos tóxicos, é um tema que

vem sendo bastante enfatizado nos últimos anos, e com isso, a busca por métodos alternativos

ao uso de defensivos agrícolas para o controle de fitopatógenos vem aumentando. Vários

2

estudos estão sendo realizados visando a redução da incidência de podridões pós-colheita

através de agentes de controle alternativos aos defensivos agrícolas, podendo-se citar a

quitosana, o tratamento térmico, os sanificantes, a radiação ionizante, a luz pulsante, a

radiação ultravioleta (UV-C), o biocontrole, o metil jasmonato (MeJa) e o ácido salicílico

(AS) (BENATO & CIA, 2009). A utilização do MeJa e do AS em pós-colheita está ganhando

importância, principalmente, pela ação como indutores de resistência em plantas à diversas

espécies de fitopatógenos. Cabe ressaltar que existem defensivos agrícolas registrados no

Brasil para o controle de doenças pós-colheita em diversas frutas, contudo não para o

morango (AGROFIT, 2012).

O AS e o MeJa são moléculas endógenas que regulam o crescimento das plantas,

provocando uma ampla variedade de respostas metabólicas e fisiológicas, além de

desempenharem papel fundamental na defesa da planta em resposta a estresses abióticos e

bióticos. Tanto o MeJa, quanto o AS, vem sendo bastante estudados, pois possuem ação

benéfica para manter e prolongar a vida pós-colheita de diversos produtos hortícolas (TAIZ &

ZEIGER, 2006; TRIPATHI & DUBEY, 2004; ASGHARI & AGHDAM, 2010). O efeito

destes compostos no controle de fitopatógenos tem demonstrado resultados promissores,

como, por exemplo, na redução do desenvolvimento de Botrytis cinerea e Colletotrichum

gloesporioides pelo MeJa e AS, respectivamente (ZHU & TIAN, 2012; LEE et al., 2009).

Porém trabalhos envolvendo a ação direta do MeJa e AS sobre microrganismos são limitados.

O controle de podridões em plantas através da resistência sistêmica adquirida

(“Systemic Acquired Resistance” - SAR), pela aplicação de AS ou MeJa, é um tema bastante

estudado. A SAR é um mecanismo de defesa induzido por agentes bióticos, abióticos ou

infecção localizada por patógeno, que confere proteção de longa duração contra um vasto

espectro de microrganismos. O grau desta proteção varia em função da concentração do

indutor, do inoculo utilizado, do intervalo de tempo entre o tratamento inicial com o indutor e

o contato com o patógeno, e das condições de temperatura e luminosidade. A molécula de AS

e do MeJa estão associadas ao acúmulo de proteínas relacionadas à patogênese, bem como a

inibição e/ou estimulação de diversas enzimas relacionadas com a defesa das plantas,

contribuindo assim para conferir resistência contra estresses abióticos ou bióticos

(DURRANT & DONG, 2004; GUZZO, 2004; TAIZ & ZEIGER, 2006; ASGHARI &

AGHDAM, 2010; ROHWER & ERWIN, 2008).

Neste contexto, o objetivo deste trabalho foi testar a hipótese de que o AS e o MeJa

controlam o mofo cinzento, a antracnose e a podridão mole em morangos „Oso Grande‟,

3

devido a atuação direta sobre os patógenos ou indireta, através de indução de mecanismos de

defesa.

2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

2.1 Classificação e Características do Morangueiro

O morangueiro (Fragaria x ananassa Duch.), de acordo com o Sistema de

Classificação Vegetal de Cronquist (1988), está classificado da seguinte maneira: Divisão

Magnoliophyta (Angiosperma), Classe Magnoliopsida (Dicotiledônea), Subclasse Rosidae,

Ordem Rosales, Família Rosaceae e Gênero Fragaria L. A principal espécie cultivada,

Fragaria x ananassa Duch., é um híbrido entre espécies originárias do continente americano

(Fragaria virginiana x Fragaria chiloensis) (OLIVEIRA & SANTOS, 2003). O morango é

um pseudofruto de procedência da América do Norte e do Chile e é apreciado no mundo

inteiro, principalmente pelos seus aspectos nutritivos e sabor, sendo consumido in natura e

por diversas maneiras de processamento (REICHERT, 2003; SANTOS & MEDEIROS,

2003).

Espécies de frutas que possuem como características o pequeno tamanho (0,5 cm a 5

cm), porte arbustivo ou rasteiro, plantio em alta densidade, necessidade de manejo intensivo

desde o plantio, elevada exigência de mão-de-obra e conseqüente áreas pequenas para o

cultivo, são denominadas de pequenas frutas. No Brasil este termo é recente, sendo

representada pelo morango, pela amora-preta, pelo mirtilo e pela framboesa, respectivamente

em ordem de importância comercial. Pelo tempo de produção, área cultivada e expansão do

cultivo, o morango é a principal espécie deste grupo (HOFFMANN et al., 2008).

O morangueiro é considerado uma espécie olerícola; é uma planta herbácea

estolonífera, perene e possui caule semi-subterrâneo, chamado de coroa. As folhas se

originam da coroa de forma helicoidal, variando em cor e forma de acordo com a cultivar; são

trifoliadas com um par de espículas triangulares na base. Os folíolos são denteados, com

coloração verde escuro na face superior; já na face inferior possui pilosidade e coloração

acinzentada (MADAIL et al., 2005; SANHUEZA et al., 2005).

O morango é um pseudofruto, ou seja, é resultado do desenvolvimento dos

receptáculos de um conjunto floral compacto fertilizado. Os frutos verdadeiros são as

pequenas pontuações que ficam sob a superfície do morango, chamados de aquênios ou

semente (PBMH, 2009). O morango é considerado um fruto não climatérico, ocorrendo

4

diminuição gradual da respiração, por isso não ocorre amadurecimento nem alterações

expressivas nas condições organolépticas em pós-colheita (MELOTTI, 2011; CHITARRA &

CHITARRA, 2005).

O índice de maturação é baseado na coloração; morangos com menos da metade da

superfície vermelha são considerados impróprios para o consumo ou para o processamento

porque possuem pouco aroma e conservam elevado teor de acidez e adstringência em pós-

colheita. Morangos com mais da metade e até ¾ da superfície vermelha apresentam boas

condições para consumo in natura ou para processamento por alguns dias, dependendo da

variedade, da temperatura e da umidade atmosférica (CHITARRA & CHITARRA, 2005).

Este fruto possui baixo valor calórico, cerca de 40 calorias a cada 100 g, possui ação

antitérmica, diurética, antiartrítica, mineralizante, antiviral e anticancerígeno. Possui na sua

constituição: fósforo, sódio, carboidratos, ferro e vitaminas A, B e C (MELOTTI, 2011). Os

morangos possuem elevada concentração de ácido ascórbico (100 a 300 mg 100g-1

); as frutas

vermelhas, de maneira geral são ricas também em antocianinas (SANTINI, 2006 apud

ROMBALDI et al., 2009).

Os atributos sensoriais, como a cor, a textura, o aroma e o balanço açúcar/acidez, são

características importantes na qualidade do morango. O sabor do morango é um dos aspectos

mais exigidos pelo consumidor, sendo dependente, em parte, do balanço entre os sólidos

solúveis e a acidez titulável do fruto. A coloração do morango é atrativa devido à presença de

antocianinas, que indicam a maturação do fruto. Polissacarídeos, como substâncias pécticas,

determinam a textura deste fruto, sendo que a qualidade e a vida pós-colheita do morango são

influenciadas diretamente pela perda da firmeza que ocorre durante a senescência (FLORES-

CANTILLANO et al., 2003).

As principais cultivares de morango cultivadas no Brasil originam-se dos Estados

Unidos. Cabe ressaltar a cultivar que é importada da Espanha, Milsei-Tudla (OLIVEIRA et

al., 2005). De acordo com REICHERT & MADAIL (2003), as cultivares nacionais,

Campinas, Monte Alegre, Konvoy, Konvoy Cascata e as cultivares estrangeiras, Oso Grande,

Chandler, Dover, Camarosa, Sweet Charlie, Kabarla, Aromas, Tudla, Toyonoca, Seascape,

Selva e Fern. são as mais cultivadas, pois apresentam frutos maiores, polpa mais firme,

melhor sabor, maior produtividade e, sobretudo, melhor condição fitossanitária. ANTUNES

& REISSER (2008) destacam que entre as principais cultivares produzidas no Brasil estão: a

Oso Grande, a Camarosa, a Dover e a Aromas.

A cultivar Oso Grande foi introduzida da Universidade da Califórnia (EUA), sendo

considerada de dias curtos e grande adaptabilidade; é uma planta vigorosa, com folhas

5

grandes de coloração verde escura, possui ciclo mediano e elevada capacidade produtiva. Os

frutos são de tamanho grande com coloração de epiderme vermelho-clara, textura de polpa

firme no início da produção e mediana no final, coloração interna vermelho-claro e aromática,

com sabor subácido, conveniente para o consumo in natura. É suscetível a Mycospharella

fragarieae, Colletotrichum fragarieae e C. acutatum, contudo apresenta tolerância ao fungo

Botrytis cinerea Pers. & F. (SANTOS, 2003; SANTOS, 2005).

2.2 Aspectos Socioeconômicos do Morangueiro

O interesse comercial pelo cultivo do morango é grande em diversos países. A

coloração, o aroma e o sabor da fruta, assim como suas propriedades nutritivas, fazem do

morango um produto muito apreciado pelos consumidores. O maior mercado desta cultura é o

consumo in natura, porém o mercado é muito amplo em produtos processados, tais como em

geléias, caldas, sucos e polpa congelada (ALMEIDA et al., 1999 apud GIMÉNEZ et al.,

2008).

O cultivo do morango é uma atividade de grande importância socioeconômica, pois

emprega grande número de pessoas durante sua condução, sendo realizado principalmente em

propriedades familiares (COSTA & VENTURA, 2006). Mesmo que restrita a pequenas áreas,

esta cultura é uma atividade agrícola que ocorre em muitas regiões do Brasil (TANAKA et al.,

2005).

No Brasil, o morangueiro é cultivado nos Estados do Rio Grande do Sul, São Paulo e

Minas Gerais, bem como em regiões com diferentes solos e climas, como Santa Catarina,

Paraná, Espírito Santo, Goiás e Distrito Federal. No mundo e no Brasil, o morango vem se

destacando como uma das principais frutas produzidas, devido a grande rentabilidade (224%)

quando comparada com outros cultivos (HOFFMANN et al., 2008; REICHERT & MADAIL,

2003).

De acordo com a FAO (2012), a produção nacional de morango em 2011 foi estimada

em 3.016 toneladas, sendo explorada numa área de aproximadamente 376 ha. O Estado de

Minas Gerais é o maior produtor, contribuindo com cerca de 40% do total produzido, seguido

por São Paulo e Rio Grande do Sul, sendo os três Estados responsáveis por 80% da produção

nacional (CARVALHO, 2006). A produção em Minas Gerais é destinada tanto para a

industrialização, como para o consumo in natura; já em São Paulo, a maior parte é destina

para o consumo in natura. No Rio Grande do Sul, há cidades que se destacam pela produção

6

de morangos de mesa, contudo em Pelotas a produção é destinada ao processamento

(HOFFMANN et al., 2008).

O aumento da incidência e da severidade de doenças tem sido um dos grandes

responsáveis por perdas na produtividade. Inúmeras doenças têm se agravado ano após ano,

devido ao clima favorável que permite o desenvolvimento de doenças durante todo o período

de cultivo. Doenças consideradas como secundárias e de ocorrência esporádica vêm se

tornando cada vez mais um problema para várias regiões produtoras (TANAKA et al., 2005).

2.3 Principais Doenças Pós-colheita

A cultura do morango pode ser afetada por inúmeras doenças infecciosas de natureza

fúngica, bacteriana ou viral. Contudo, a maioria é causada por fungos, gerando grandes

perdas, pois afetam o desenvolvimento e a produtividade das plantas. As doenças podem

incidir em diferentes partes aéreas (folhas, frutos, estolões e flores), nas raízes e no colo. A

incidência e a severidade das doenças são dependentes, principalmente, do estado nutricional

da planta, da cultivar, das condições de clima e solo e do manejo da cultura (COSTA et al.,

2003; FORTES, 2003; TANAKA et al., 2005).

Como os morangos possuem como principal mercado o consumo in natura, as

doenças que ocorrem em pós-colheita são extremamente importantes, pois afetam diretamente

a comercialização (TANAKA et al., 2005). As podridões dos frutos são favorecidas por

condições de elevada umidade, pelas injúrias mecânicas, irrigação, colheita, embalagem,

manuseio e transporte inadequados; por isso são consideradas as grandes responsáveis pelas

perdas que ocorrem na produção de morango. A antracnose, o mofo-cinzento e a podridão

mole são consideradas as principais podridões dos frutos, pois se manifestam tanto no campo,

como em pós-colheita (TANAKA, 2003; COSTA et al., 2003; TANAKA et al., 2005).

Segundo BENATO & CIA (2009), em frutos maduros as podridões são principalmente

provenientes de infecções quiescentes estabelecidas no período de produção, mas podem

também ser ocasionadas por patógenos que penetram por ferimento, pela manipulação ou

exposição a ambientes contaminados. Para a prevenção das doenças pós-colheita, recomenda-

se evitar danos mecânicos, já que os ferimentos permitem a penetração de todos os patógenos.

Dentre as podridões dos frutos na cultura do morango, o mofo-cinzento, causado pelo

fungo Botrytis cinerea Pers. Fr., é uma das mais importantes, pois está presente em todas as

regiões de cultivo. Esta doença pode afetar o fruto em qualquer estádio do seu

desenvolvimento, ocasionando grandes prejuízos, seja em condições de campo, ou durante o

7

armazenamento e comercialização (TANAKA, 2002; COSTA et al., 2003; TANAKA et al.,

2005; FORTES & COUTO, 2003).

O fungo B. cinerea não é específico da cultura do morango, podendo ocorrer em

diferentes plantas. O mesmo é considerado um parasita facultativo, vivendo saprofiticamente

na matéria orgânica e formando escleródios e micélio dormente, em restos de cultura. Em

meio de cultura, possui uma coloração acinzentada, com conídios unicelulares, que são

facilmente disseminados no campo pelo vento ou pela água (TANAKA, 2002; TANAKA et

al., 2005).

Segundo TANAKA (2002) e COSTA et al. (2003), os sintomas iniciais no fruto são

manchas de tamanhos variáveis, com cor marrom-clara e consistência mole, não tendo

delimitação entre o tecido doente e o sadio. O fruto apodrece rapidamente e adquire aparência

seca e firme, recoberto por estruturas do fungo, formando uma massa de cor cinza. Quando a

umidade é elevada, o micélio se desenvolve mais denso, apresentando aspecto cotonoso

(Figura 1). Esta doença é favorecida por elevada umidade e temperatura ao redor de 20 °C,

geralmente nas estações de inverno e primavera. De acordo com TANAKA et al. (2005) e

FORTES & COUTO (2003), se as condições foram ideais, os pecíolos, folhas, botões florais,

pétalas e pedúnculos podem apresentar sintomas, sendo que em frutos maduros a doença

avança rapidamente.

Figura 1 - Sintoma de mofo cinzento (Botrytis cinerea) em morango.

Provocada por mais de uma espécie de Rhizopus, geralmente R. stolonifer ou R.

nigricans, a podridão mole ou podridão de Rhizopus é observada com freqüência em pós-

colheita. Em embalagens com frutos maduros, a incidência desta podridão é elevada. No

campo raramente esta doença é observada, porém, os frutos colhidos podem possuir, na sua

8

superfície, estruturas do fungo, que é o inoculo (TANAKA et al., 2005; COSTA et al., 2003;

FORTES, 2003).

Os sintomas são caracterizados por uma área aquosa e mole, podendo estar recoberta

por micélio de aspecto cotonoso de coloração branca a acinzentada, sobre o qual podem

ocorrer pontuações escuras (esporangiósforos e esporângios) (Figura 2). Geralmente esta

doença é acompanhada de odor característico, resultado de infecções de bactérias e leveduras

(BENATO & CIA, 2009). De acordo com BORESZTEIN et al. (2009), R. stolonifer pode

causar infecção em frutos intactos de morango, mas a incidência da doença é menor quando

comparada com frutos feridos.

Devido a penetração do R. stolonifer ocorrer, principalmente, através de ferimentos, a

infecção é pouco afetada pela umidade relativa. Já a temperatura é um fator limitante para o

desenvolvimento da doença e para a germinação dos esporos. A temperatura mínima

requerida é 6°C e a produção de esporângios é inibida por temperaturas inferiores a 8-10° C

(TANAKA et al., 2005; TANAKA, 2002).

Figura 2 - Sintoma de podridão mole (Rhizopus stolonifer) em morango.

De acordo com AGRIOS (2005) e FORTES (2005), o desenvolvimento da antracnose

na cultura do morango pode ser causado por três espécies, Colletotrichum fragariae, C.

acutatum e C. gloeosporioides, produzindo lesões e estrangulamento em estolões, pecíolo,

pedúnculo, fruto e coroa do morango. O C. acutatum provoca a podridão dos frutos

(antracnose) e a flor preta, ao passo que C. gloeosporioides e C. fragariae infectam

principalmente a coroa das plantas e causa podridão da coroa e murcha.

A antracnose é favorecida por elevada temperatura e umidade, porém podem ocorrer

sintomas severos no campo em períodos de clima frio, com alta umidade. O inoculo presente

9

em restos culturais, como frutos mumificados, pode desencadear a doença. Lesões em

estolhos ou folhas, de modo geral, carregam o inoculo, que atinge os frutos por ação da

irrigação, água da chuva, vento, insetos ou pelo manuseio das plantas no cultivo (TANAKA,

2002; TANAKA et al., 2005). Segundo TANAKA et al. (2005), este patógeno pode causar

perdas superiores a 50% em variedades muito suscetíveis e sob condições favoráveis, sendo

um fator limitante para a produção e a comercialização de morangos.

De acordo com BENATO & CIA (2009) e FORTES (2005), em pós-colheita, a

antracnose, causada pelo fungo Colletotrichum spp., possui grande importância. Os sintomas

característicos são pequenas lesões deprimidas, que sob condições de temperatura e umidade

adequadas aumentam de tamanho. As lesões são firmes, no início, com coloração branco-

acinzentada e, posteriormente, marrom. No centro das lesões ocorre uma massa de esporos de

coloração alaranjada ou rosada (Figura 3). Em frutos maduros a podridão é mais comum,

porém em surtos severos, frutos verdes podem ser atacados. Os sintomas de deficiência de

cálcio/boro ou fitotoxidez causados por produtos químicos podem ser confundidos com esta

doença (COSTA et al., 2003).

Figura 3 - Sintoma de antracnose (Colletotrichum acutatum) em morango.

2.4 Conservação e Métodos de Controle de Podridões

O aumento da produção de etileno e a elevada atividade respiratória são os principais

responsáveis pelos rápidos danos causados após a colheita em morangos. Porém existem

ainda outros fatores que também influenciam no processo de deterioração destes frutos, como

a alta suscetibilidade a lesão mecânica, a perda de água e a ação de patógenos, principalmente

fungos (LUNARDI, 2009).

10

Um dos fatores de maior influência na conservação pós-colheita de frutos e hortaliças

é a respiração. Diversos fatores influenciam a intensidade da respiração em um fruto, entre

eles estão o tipo de tecido (jovem ou adulto) e a quantidade de água. O morango apresenta

alta atividade respiratória após a sua colheita (LUNARDI et al., 2009; VIEITES et al., 2006).

A temperatura pode ser considerada como o principal fator externo na conservação de

produtos vegetais, pois influencia na respiração, transpiração, entre outros aspectos da

fisiologia das plantas. A velocidade de deterioração de frutos e hortaliças aumenta cerca de

duas a três vezes, com o aumento de 10 °C na temperatura. Já quando a temperatura mínima

de segurança é ultrapassada, pode ocorrer perda de sabor, aroma, escurecimento da casca e

perda da capacidade de maturação (LUNARDI et al., 2009). A umidade relativa do ar (UR)

também influência na conservação pós-colheita, atuando diretamente na transpiração.

Quando a UR está em níveis adequados, promove o declínio da desidratação, afetando as

interações patógeno-hospedeiro (LUNARDI et al., 2009).

Nos frutos não climatéricos, como o morango, as respostas típicas à ação do etileno

não são tão acentuadas, embora possam ser observadas reduções no teor de clorofilas e ácidos

orgânico, com aumentos temporários na atividade respiratória. Em pós-colheita são

observados alterações de cor, firmeza da polpa e perda do brilho natural dos frutos, e os

procedimentos adotados após a colheita, de modo geral, podem evitar, parcialmente, a perda

da qualidade (ROMBALDI et al., 2009; LUNARDI, 2009).

Por ser um fruto muito sensível, o morango é muito suscetível ao desenvolvimento de

doenças pós-colheita. Nos frutos, em geral, o processo de infecção geralmente ocorre durante

o seu desenvolvimento no campo. Embora alguns frutos possam ser descartados antes de

serem armazenados ou transportados, por apresentarem sintomas visíveis, muitos escapam

dessa seleção, principalmente aqueles frutos cujos sintomas estão nos estádios iniciais de

desenvolvimento. Portanto, algumas infecções acontecem no campo, mas permanecem

quiescentes e os sintomas se desenvolvem somente quando o fruto amadurece (BENATO &

CIA, 2009).

De maneira geral a incidência de doenças pós-colheita é influenciada pelas condições

climáticas da região produtora, espécies e cultivares, tratos culturais e fitossanitários

incorretos. Processos físicos são estudados e aplicados comercialmente para a conservação

pós-colheita de frutos, tais como: termoterapia, resfriamento, radiação UV-C e a atmosfera

modificada/controlada. Nos últimos anos, há uma crescente busca por processos alternativos

aos agroquímicos para o controle de doenças pós-colheita (BENATO & CIA, 2009).

11

De acordo com TANAKA (2002), o controle das podridões deve iniciar-se com os

frutos ainda no campo, tendo continuidade durante e após a colheita. No campo é preciso

realizar práticas culturais como, por exemplo, evitar condições de elevada umidade e realizar

a colheita nos períodos mais secos e frescos do dia, evitando ferimentos e manuseio

excessivo. Outras medidas ainda podem ser tomadas, como a eliminação dos restos de cultura.

TANAKA et al. (2005) destacam que o controle químico, além de aumentar o custo de

produção, esbarra nas poucas opções de produtos registrados para a cultura e na ineficácia de

muitos princípios ativos.

Após a colheita, o principal método utilizado para a preservação dos frutos é o

armazenamento refrigerado ou convencional, que consiste em controlar a temperatura e a

umidade relativa do ar em câmaras frigoríficas. De maneira geral, as condições para a

conservação de morangos são: temperatura de 0 °C, com cerca de 90 a 95% de umidade

relativa (LUNARDI et al., 2009; FLORES-CANTILLANO et al., 2003). Entretanto diversos

trabalhos (COSTA, 2009; SILVA et al., 2010; PINELI et al., 2008) vêm apresentando bons

resultados, quanto aos atributos de qualidade, utilizando a temperatura de 5 °C para a

refrigeração de morangos.

A utilização de substâncias naturais, para induzir resistência ou controlar diretamente

os fitopatógenos em pós-colheita, é um estudo em expansão, e vem apresentando resultados

promissores nos últimos anos (BENATO, 2003b). Agentes abióticos e bióticos podem

desencadear respostas de resistência induzida em frutas e hortaliças. Os elicitores são

classificados como abióticos e bióticos, sendo que os bióticos podem ser de procedência dos

microrganismos (elicitor exógeno) ou pode ocorrer na própria planta (elicitor endógeno).

Quando ativado por elicitores, o metabolismo secundário das plantas pode sintetizar

fitoalexinas, que são compostos antimicrobianos, de baixa massa molecular, que se acumulam

nas células em resposta às infecções (TAIZ & ZEIGER, 2006; PASCHOLATI & LEITE,

1995). Segundo DANNER et al. (2008), o uso de elicitores gera um aumento no teor de

proteínas totais, açúcares totais e redutores, e fenóis totais em frutos.

Os métodos alternativos de controle de doenças pós-colheita, que possuam a

capacidade de induzir respostas de defesa em frutos contra patógenos (compostos naturais,

tratamentos físicos e biológicos), têm chamado a atenção dos pesquisadores, pois atendem as

necessidades de diminuição do uso de fungicidas e os requisitos do mercado internacional.

Contudo, apesar da crescente busca por processos alternativos de controle de doenças em pós-

colheita que sejam economicamente viáveis, a área de fitopatologia pós-colheita no Brasil

ainda precisa expandir, buscar informações e novas tecnologias que possam contribuir para

12

minimizar as perdas e agregar valor aos produtos, aumentando assim a competitividade

(BENATO, 1999; BENATO & CIA, 2009). Vale ressaltar que para o tratamento de doenças

pós-colheita em morango não existem produtos químicos registrados (Tabela 1) (AGROFIT,

2012).

Tabela 1 - Fungicidas registrados para a aplicação em frutos pós-colheita no Brasil

(AGROFIT, 2012).

Ingrediente

ativo Grupo químico Frutos

Dicloran Cloroaromático pêssego

Imazalil Imidazole banana, citros, maçã, mamão, manga e melão

Iprodione Dicarboximida maçã

Tiabendazol Benzimidazole abacate, banana, citros, mamão, manga e melão

Procloraz Imidazolilcarboxamida mamão e manga

Alguns agentes abióticos vêm apresentando um bom resultado no controle de doenças

de plantas e indução de resistência, como o acibenzolar-S-metil (ASM), o AS, o ácido β-

aminobutírico (BABA), o ácido jasmônico, o MeJa e a quitosana (BENATO, 2003a). Estudos

envolvendo tratamento térmico (GARCÍA et al., 1996), atmosfera controlada (JÚNIOR,

2011), quitosana (EL GHAOUTH et al., 1991), ultra-som (CAO et al., 2010), aplicação de

resveratrol (ZAICOVSKI et al., 2006; MALGARIM et al., 2006), ozônio (PÉREZ et al.,

1999), luz ultravioleta (TIBOLA et al., 2007), ASM e a proteína harpina (TOMAZELI, 2010),

vem demonstrando que são eficientes na prevenção de podridões pós-colheita em morangos.

2.4.1 Ácido salicílico

O AS é considerado uma molécula endógena de sinalização comum em todo o reino

vegetal, pertencente ao grupo dos compostos fenólicos definidos como substâncias formadas

por um anel aromático ligado a um grupo hidroxil ou ao seu derivado funcional (Figura 4)

(KERBAUY, 2004; MÉTRAUX, 2002; ASGHARI & AGHDAM, 2010). A origem desse

nome está associada a ter sido encontrado na casca de uma árvore do gênero Salix, sendo

distribuído nas plantas, tanto nas folhas, quanto nas estruturas de reprodução (KERBAUY,

2004).

13

Figura 4 - Estrutura química do ácido salicílico (SOBRINHO et al., 2005).

A biossíntese do AS pode ser através de duas vias enzimáticas diferentes: pela via dos

fenilpropanóides, a partir da L-fenilalanina que por ação da enzima fenilalanina-amonialiase

(FAL), é convertida em ácido trans-cinâmico que irá formar o ácido benzóico e será

convertido em AS por ação da enzima ácido benzóico-2-hidroxilase; e pela via do

isicorismato, sendo que o corismato é convertido em isocorismato por ação da enzima

isocorismato sintase (ICS) e transforma-se em AS por ação da enzima isocorismato piruvato

liase (IPL). O AS produzido nas plantas pode ser convertido em SA O-β-glucosídeo (SAG),

saliciloil éster glucosa SEG, metil salicilato (MeSA) e metil salicilato O-β-glucosídeo

(MeSAG) (Figura 5) (KERBAUY, 2004; SOUZA, 2007; VLOT et al., 2009).

Figura 5 - Esquema simplificado das vias de biossíntese do ácido salicílico (AS) (PAL –

fenilalanina-amonialiase, ICS – isocorismato sintase, IPL – isocorismato piruvato liase, SEG

– saliciloil éster glucosa, SAG – SA O-β-glucosídeo, MeSa – metil salicilato, MeSAG – metil

salicilato O-β-glucosídeo) (modificado de VLOT et al., 2009).

14

Segundo SOUZA (2007), estudos indicam que a via dos fenilpropanóides está

relacionada com a resposta de hipersensibilidade, através da rápida produção de AS, o que

leva a morte celular. Já a via do isocorismato atuaria no aumento da síntese de AS,

aumentando assim a resistência sistêmica adquirida e, consequentemente, conferindo maior

resistência da planta contra o ataque de patógenos.

Em 1874, na Alemanha, iniciou-se a comercialização do AS. Por ser amplamente

utilizado na medicina humana (alívio de dores, prevenindo tromboses cerebrais e acidentes

vasculares), o AS é uma molécula bastante conhecida (SOBRINHO et al., 2005).

O estudo do AS teve início a partir de observações de um análogo (aspirina) que

prolongava a vida pós-colheita de flores, possivelmente por interferir na biossíntese de etileno

(SOBRINHO et al., 2005). Embora o conhecimento dos diversos efeitos fisiológicos e

bioquímicos da aplicação de AS em plantas ser antigo, o seu desempenho como regulador

endógeno só foi estabelecido em um estudo de termogênese em plantas em 1987 (RASKIN,

1992). O uso de AS no controle de perdas pós-colheita de produtos hortícolas vêm sendo

considerado uma alternativa com grande potencial. Recentemente, o estudo do AS tem sido

amplamente explorado, já que é uma molécula chave para a expressão de resistência a

estresses nas plantas, principalmente a estresses abióticos (luz, seca, salinidade, frio, UV e

choque térmico) e ao ataque de patógenos. A ação antifúngica do ácido também vem sendo

descrita (ASGHARI & AGHDAM, 2010).

Os trabalhos envolvendo compostos fenólicos já comprovaram que os mesmos

desempenham papel fundamental na regulação de diversos processos fisiológicos, dentre eles

o crescimento e desenvolvimento das plantas, a fotossíntese e a captação de íons (POPOVA et

al., 1997). De acordo com LEE et al., (1995) e ASGHARI & AGHDAM, (2010), o AS é

essencial na regulação das respostas ao estresse e nos processos de desenvolvimento da

planta, provocando efeitos fisiológicos e bioquímicos, incluindo a indução da floração, a

produção de calor (termogênese), a fotossíntese, a condutância estomática, a transpiração, a

absorção e o transporte de íons (inibição de fosfato e captação de potássio), a germinação de

sementes, a inibição da biossíntese / ação do etileno e a resistência a doenças. O AS pode agir

de modo isolado, associado ou controlar os efeitos de outros hormônios. Os hormônios MeJa

e etileno induzem a ativação genética de diversas proteínas, que por sua vez são inibidas pelo

AS (SOARES & MACHADO, 2007).

O controle de podridões em plantas pode ser realizado por meio de mecanismos de

defesa, conhecidos como resistência sistêmica adquirida (RSA). O mecanismo da RSA inicia-

se no momento da interação planta/patógeno ou do tratamento com fatores abióticos, o

15

mesmo envolve uma cascata de eventos e sinais, que culmina em alterações no seu

metabolismo celular, bem como na emissão de sinais moleculares dirigidos para outras partes

da planta, promovendo a diminuição da severidade da doença. A planta, então, sobrevive à

infecção e induz uma proteção de longa duração contra um vasto espectro de microrganismos,

pois em resposta à distribuição dos sinais, esta seria induzida a sintetizar agentes de defesa,

incluindo as proteínas relacionadas à patogênese (proteínas-RP), além da formação de

barreiras estruturais, como lignificação, papilas e tiloses (FERNANDES et al., 2009;

DURRANT & DONG, 2004; TAIZ & ZEIGER, 2006; RASKIN, 1992). O AS é uma

molécula essencial na sinalização de respostas de resistência, induzindo a biossíntese de

enzimas que atuam na formação de compostos de defesa vegetal, como polifenóis, alcalóides

e também as proteínas-RP, principalmente no local da aplicação, contribuindo assim para

conferir resistência (RASKIN, 1992; ASGHARI & AGHDAM 2010).

O envolvimento do AS na resistência sistêmica adquirida foi evidenciado em 1993, em

plantas de fumo, quando transferiu-se o gene nahG (isolado de Pseudomonas putida), o qual

codifica a enzima, salicilato hidroxilase, que converte o AS em catecol (não possui a

capacidade de induzir respostas de defesa) (CAVALCANTI et al., 2005). De acordo com

ASGHARI & AGHDAM (2010), quando o AS é aplicado exogenamente em plantas, induz a

expressão de genes de proteínas-RP e também confere resistência contra patógenos. TERRY

& JOYCE (2004) destacam que o AS vem mostrando um aumento na resistência em várias

culturas hortícolas, tanto no campo, como em pós-colheita, por exemplo, em kiwi contra o

fungo B. cinerea (POOLE & McLEOD, 1994), em pêra contra o patógeno Penicillium

expansum (CAO et al., 2006), em manga contra C. gloeosporioides (ZENG et al., 2006) e em

caqui a diferentes doenças (KHADEMI et al., 2012).

O modelo de ação do AS foi inicialmente baseado na constatação de que este

composto poderia se ligar a enzima catalase (CAT) e inibir a sua ação, o que levaria a um

aumento na concentração de peróxido de hidrogênio (H2O2) ou de espécies reativas de

oxigênio (ERO) derivadas do H2O2. O H2O2 pode atuar como uma molécula antimicrobiana

contra patógenos, assim como seus derivados que atuam como intermediários na cascata de

sinalização para a defesa vegetal (Figura 6) (CIA et al., 2007; SOARES & MACHADO,

2007).

16

Figura 6 - Mecanismo de ação do ácido salicílico (SOBRINHO et al., 2005).

Contudo o AS não possui somente a função de atuar bloqueando a atividade da

catalase, ele pode interferir na atividade da FAL e da peroxidase (POD) que estão envolvidas

no processo de lignificação da parede celular e também na atividade da quitinase e β-1,3-

glucanase, que promovem a desorganização da parede celular dos patógenos (CIA et al.,

2007; SOBRINHO et al., 2005; PASCHOLATI & LEITE, 1995), bem como agir direta ou

indiretamente estimulando e/ou inibindo a atividade de enzimas antioxidantes [superóxido

desmutase (SOD), CAT e glutationa redutase (GSH), polifenol oxidase (PPO) e ascorbato

peroxidase (APX)] (ASGHARI & AGHDAM, 2010). ZENG et al. (2006) verificaram que

frutos tratados com 1 mM de AS durante 2 min sob baixa pressão (- 80 kPa) e por mais 10

min a pressão normal, e armazenados a 13° C, apresentaram as atividades de enzimas de

defesa (PAL e β-1,3-glucanase) aumentadas e maiores níveis de H2O2 e radicais superóxidos

(O2-

), aumentando assim a resistência de mangas contra a antracnose.

O efeito positivo do AS no controle de podridões tem sido relatado por diversos

autores. De acordo com ZAINURI et al. (2001), a aplicação pré e pós-colheita, 1000 mg/L e

2000 mg/L respectivamente, de AS em mangas diminuiu a severidade da antracnose, causada

pelo fungo C. gloeosporioides, pois promoveu inibição do amadurecimento dos frutos. A

aplicação pós-colheita de 1 mM de AS em mangas promoveu redução de 37,5% na incidência

e 20,9% no diâmetro das lesões de antracnose, segundo ZENG et al. (2006). KHADEMI et al.

(2012) verificaram que caquis cv. Karaj tratados com 2 mM de AS por imersão, durante 10

min. e armazenados sob refrigeração (1 °C e 85% UR) apresentaram redução na incidência de

doenças pós-colheita. O uso de AS (1, 2 e 4 mM) em morangos cv. „Selva‟ reduziu a

17

incidência de doenças pós-colheita (BABALAR et al., 2007). Outros autores também

demonstram resultados positivos no controle das doenças pós-colheita, como em tomate

(MANDAL et al., 2009), cereja (XU & TIAN, 2008) e pêssego (ZHANG et al., 2008; YANG

et al., 2011).

Além de ser um ativador de mecanismos de defesa, o AS também pode exercer

atividade antifúngica direta in vitro, porém os trabalhos que envolvem a ação direta do AS

sobre microrganismos são limitados (CIA et al., 2007; ANAND et al., 2008). YAO & TIAN

(2005a) observaram que o AS na concentração de 2 mM foi eficaz na inibição do crescimento

micelial e na germinação de esporos de Monilinia fructicola, quando avaliado in vitro, o que

demonstra a capacidade de fungitoxicidade do AS. Ao testar o efeito do AS na germinação de

esporos de R. stolonifer, ZHANG et al. (2010) constataram que houve redução de 51,2 e

68,2% na germinação dos esporos nas concentrações de 100 e 1000 µg mL-1

, respectivamente.

Contudo, o crescimento micelial do patógeno Alternaria solani não foi inibido quando

exposto ao AS em concentrações que variaram de 0 a 200 µM, assim como não houve

inibição do crescimento micelial de P. expansum quando exposto a 2 mM (SPLETZER &

ENYEDI, 1999; XU & TIAN, 2008).

Segundo CIA et al. (2007), o AS apresenta resultados contraditórios para diversos

patógenos e em diferentes frutos, podendo causar fitotoxidade. Portanto, estudos para

constatar a eficácia do tratamento com AS em diferentes culturas e patógenos são de extrema

importância.

Os processos de amadurecimento e senescência das frutas são responsáveis por

diversas mudanças nos aspectos de qualidade, tais como amolecimento, diminuição na acidez

total, desenvolvimento da cor, produção de aroma e aumento no teor de açúcares

(CHITARRA & CHITARRA, 2005). O AS, por sua vez, pode promover alterações nos

atributos de qualidade das frutas. O tratamento pré-colheita de laranjas com AS, aumentou

significativamente o teor de carotenóides (licopeno e α-caroteno), ácido ascórbico, glutationa,

compostos fenólicos totais e flavonóides totais na polpa e na casca durante o armazenamento

(HUANG et al., 2008). VALERO et al. (2011) verificaram que a aplicação pós-colheita de AS

(1 mM) em cereja, atrasou o processo de maturação, que se manifesta pela diminuição da

acidez, mudanças de cor e pela perda de firmeza. Entretanto, DING et al. (2007) verificaram

que a aplicação de AS em manga não alterou a firmeza dos frutos, o teor de sólidos solúveis e

a acidez titulável. Pêssegos tratados com AS e armazenados a 20 °C por 7 dias, também não

apresentaram efeito negativo sobre os parâmetros de qualidade (ZHANG et al., 2008). MO et

18

al. (2008) observaram que o tratamento de maçãs com AS não reduziu significativamente o

teor de sólidos solúveis totais.

Mangas armazenadas a 20 °C ou a 13 °C e imersas em solução contendo 0.5, 1 e 5

mmol L-1

de AS apresentaram aumento no teor de sólidos solúveis totais e menor perda de

firmeza, teor de ácido ascórbico e acidez titulável (FONG, 2005). Segundo IMRAN et al.

(2007) o tratamento com AS (0,002 e 0,02 mM) por imersão retardou a senescência em peras.

BAL & CELIK (2010) afirmaram que o tratamento com AS retardou o amadurecimento de

kiwi, sendo um método eficaz para aumentar a vida de prateleira durante o armazenamento

dos frutos. O AS tem notável capacidade de manter a qualidade dos frutos durante o período

de armazenamento, principalmente controlando a perda de firmeza (TAREEN et al., 2010).

Além de atuar no controle de doenças e na manutenção da qualidade dos frutos, o AS

pode atuar também na redução da produção autocatalítica de etileno e parece diminuir a

produção de etileno causada por estresses, bloqueando a passagem ou evitando o acúmulo de

síntese do ácido 1-carboxílico-1-aminociclopropano (ACC), como observado em tecidos

feridos de tomate (JOMORI, 2005; KERBAUY, 2004). Segundo BARBALAR et al. (2007), a

produção de etileno em morangos cv. „Selva‟ foi reduzida com a aplicação de AS.

Além de atuar sobre o etileno, tem sido demonstrado que o AS inibe as enzimas que

degradam a parede celular, tais como a poligalacturonase (PG), a lipoxigenase (LOX),

celulase e a pectinametilesterase (PME), levando a uma redução do processo de amolecimento

de frutos. Os efeitos negativos do AS sobre o ACC, PG, PME, celulose e enzimas

antioxidantes, resultam na redução da produção e ação do etileno, o que leva a diminuição da

respiração dos frutos (ASGHARI & AGHDAM, 2010). Em um estudo com bananas,

SRIVASTAVA & DWIVEDI (2000) verificaram que o tratamento com AS (500 e 1000 µM)

resultou na diminuição da atividade respiratória, bem como no atraso do aparecimento do pico

climatérico, quando comparado com o controle de maneira depende da concentração.

Alguns estudos mostraram também que o AS pode induzir a biossíntese de proteínas

de choque térmico (HSPs), que conferem proteção contra o estresse térmico. O acúmulo de

HSPs permite o armazenamento de frutos em baixas temperaturas sem o desenvolvimento de

dano pelo frio (ASGHARI & AGHDAM, 2010). Foi verificado que a aplicação de AS (1

mM) em melancias promoveu indução de resistência a danos pelo frio (JING-HUA et al.,

2008). Segundo LIU et al. (2009), após a pulverização foliar de AS (1 mM) houve um

aumento na atividade das enzimas POD, SOD e CAT, aumentando assim a resistência de

plântulas de pepino contra baixa temperatura e intensidade de luz.

19

2.4.2 Metil jasmonato

O MeJa, assim com o ácido jasmômico (AJ) e seus derivados, são conhecidos como

jasmonatos, ou seja, uma classe particular de reguladores vegetais que geralmente auxiliam na

defesa de uma planta (TAIZ & ZEIGER, 2006; KERBAUY, 2004).

Em 1962, o MeJa foi descoberto pela primeira vez em plantas, como um composto de

cheiro doce em jasmim, o que deu origem ao seu nome. Por ser volátil, foi isolado a partir do

extrato do óleo essencial de pétalas de Jasminum grandiflorum. Inicialmente, foram

realizados apenas estudos focando a sua síntese e estrutura, devido ao interesse da indústria de

perfumes. Somente após 10 anos a sua atividade biológica foi relatada, como promotor da

senescência em plantas de absinto e inibição do crescimento em favas (ROHWER & ERWIN,

2008; SOARES & MACHADO, 2007; AVANCI et al., 2010).

O AJ e o MeJa, são considerados importantes reguladores do desenvolvimento das

plantas, bem como do mecanismo de resposta das plantas a estresses bióticos (ataque de

patógenos e pragas) e abióticos (seca, baixa temperatura e salinidade). Devido a capacidade

de difundir-se através das membranas e da sua natureza volátil, o MeJa é uma molécula de

sinalização que pode mediar respostas de defesa nas plantas. A presença do MeJa pode

influenciar na germinação de sementes, fertilidade, amadurecimento dos frutos, senescência,

formação de órgãos de armazenamento, floração, regulação da abertura e fechamento de

estômatos e no crescimento radicular (CHEONG & DO CHOI, 2003; ROHWER & ERWIN,

2008; AVANCI et al., 2010; SOBRINHO et al., 2005). Além disso, pode ser caracterizado

como um regulador chave na resposta da planta a ferimento ou ataque de patógenos e insetos,

pois ativa genes envolvidos com a defesa (JUNIOR, 2009; COUTO, 2006).

Em plantas, o MeJa ocorre naturalmente, sendo sua produção dependente tanto de

estímulos externos como de genes de expressão (COUTO, 2006). A sua resposta fisiológica é

altamente variável e dependente da sua concentração, tanto nos tecidos como em meio de

cultura de células vegetais. Em concentrações menores (1 – 10 µM), causa indução da

expressão de diversos genes, entre eles os relacionados com a defesa da planta, sem causar

senescência, já em concentrações maiores (> que 50 µM) atua na indução de morte celular,

levando à senescência (SOARES & MACHADO, 2007).

O MeJa é uma molécula lipídica com enorme capacidade de regular diversos

processos fisiológicos; sua biossíntese ocorre através da via do octadecanóide ou via LOX. O

início desta via ocorre a partir do ácido α-linolênico (α-Lea), presente nas membranas dos

cloroplastos, composto este que é semelhante à prostaglandina (molécula encontrada em

20

animais que atuam na resposta a estresses, infecção e alergias). A formação de α-Lea acontece

devido a estímulos externos, como ferimentos e ataque de patógenos (AVANCI et al., 2010;

JUNIOR, 2009; ROHWER & ERWIN, 2008) .

Após a formação do ácido α-linolênico, ocorre a oxigenação do mesmo, numa reação

catalisada pela enzima 13-lipoxigenase (LOX), gerando o ácido 13-hidroperoxi-9,11,15-

octadecatrienóico (13-HPOT). O ácido 13-HPOT é oxidado pela enzima chave da via, a

Allene Oxide Synthase (AOS), formando um óxido de aleno que é instável, o qual é

convertido em 12,13-epoxilinolênico. Subseqüentemente no citosol este composto é

convertido ao ácido 12-oxofitodienóico (12-OPDA), através da enzima Allene Oxide Cyclase

(AOC). A molécula 12-OPDA é a precursora do AJ, e é o produto final da via de biossíntese

dos jasmonatos que ocorre no cloroplasto. No peroxissomo o ácido 12-ODPA, por meio da

ação da enzima OPDA reductase (OPR), sofre uma redução e após três reações de β-

oxidações, pelas enzimas Acyl-CoA Oxidase (ACX), proteína multifuncional (PMF) e Keto-

acyl-CoA thiolase (KAT), formando o AJ (AVANCI et al., 2010; JUNIOR, 2009, COUTO,

2006).

Uma vez formado no peroxissomo, o AJ pode sofrer diferentes conversões

metabólicas, produzindo assim os seus derivados. O MeJa é formado por meio de reações

catalisadas por metilação, ou seja, por ação da enzima carboxila metil-transferase o AJ é

convertido ao volátil MeJa. Acredita-se que esta reação ocorra no citoplasma (AVANCI et al.,

2010; JUNIOR, 2009; CHEONG & DO CHOI, 2003).

A enzima lipoxigenase, que está envolvida na biossíntese dos jasmonatos, pode ter sua

atividade induzida com a aplicação de jasmonatos, fazendo com que uma planta que seja

considerada suscetível, além de aumentar sua capacidade de produzir outros compostos

lipídicos usados na defesa, suporte melhor o ataque de patógenos (COUTO, 2006).

O MeJa vem sendo muito utilizado pelos pesquisadores, tanto em pré como em pós-

colheita, pois possui ação benéfica para manter, prolongar a vida pós-colheita e proteger os

produtos hortícolas contra o desenvolvimento de doenças. Em baixas concentrações, os

jasmonatos são indicados para reduzir as deteriorações que ocorrem nos frutos, bem como

aumentar a resistência natural contra patógenos (TRIPATHI & DUBEY, 2004; ROHWER &

ERWIN, 2008). A aplicação de MeJa em plantas deve ser feita como gás em meio fechado,

sendo o produto comercial um líquido volátil (ROHWER & ERWIN, 2008).

Alguns trabalhos têm demonstrado que a aplicação exógena de MeJa induz a síntese

e/ou acúmulo de proteínas antifúngicas (defensinas, osmotinas e tioninas), inibidores de

proteinases (PIs), enzimas de síntese de fitoalexinas, a defesa estrutural (presença de pelos,

21

espinhos, tricomas e ceras na superfície de caules e frutos), várias proteínas relacionadas à

patogênese (proteínas-RP) e a biossíntese de flavanóides, terpenos e compostos fenólicos

(ROHWER & ERWIN, 2008; DI PIERO et al., 2005; JUNIOR, 2009; COUTO, 2006). CAO

et al. (2008a) postularam que o controle de doenças pelo MeJa pode ser direto, devido ao

efeito inibitório sobre o crescimento dos patógenos e, indiretamente, pela indução de

resistência provocada por elevar níveis de H2O2. O tratamento com MeJa também pode

influenciar a atividade das enzimas FAL e PPO, aumentar a produção de H2O2 e vem

mostrando efeito positivo na produção de antocianinas em culturas de células (SOARES &

MACHADO, 2007; COUTO, 2006).

Em um estudo com C. acutatum (isolado de nêsperas) foi observado que o tratamento

com MeJa (10 µM) inibiu a germinação de esporos, o crescimento dos tubos germinativos e o

crescimento micelial (CAO et al., 2008a), no entanto, o fungo M. fructicola não apresentou

inibição do crescimento micelial e da germinação com o uso de 0,2 mM de MeJa (YAO &

TIAN, 2005a). Segundo YAO & TIAN (2005b), o MeJa (200 µM) promoveu inibição direta

em P. expansum, fungo causador do mofo azul em pêssego. ZHU & TIAN (2012) afirmaram

que o MeJa (10 mM) afeta negativamente a integridade da membrana plasmática de esporos

do fungo B. cinerea e ainda possui ação direta na atividade antimicrobiana in vitro, o que

sugere que o MeJa seja fungitóxico para este patógeno. Os resultados distintos podem estar

relacionados com a sensibilidade dos patógenos ao MeJa.

O MeJa pode atuar tanto na indução de resistência a pragas, em tomate (Myzus

persicae e Tetranychus urticae) e videiras (T. pacificus), como na defesa das plantas contra

patógenos (ROHWER & ERWIN, 2008). Segundo SOBRINHO et al., (2005), a aplicação de

AS antes da inoculação de Blumeria graminis f. sp. tritici em trigo, foi possível observar um

alto grau de indução de resistência, assim como em batata e tomate com o patógeno

Phytophthora infesntans. Em uvas, armazenadas a 2°C durante seis semanas, o tratamento

com MeJa (50 µM) provocou indução de resistência contra o patógeno P. digitatum, após

inoculação natural ou artificial (DROBY et al., 1999). CAO et al. (2008a) verificou que o

tratamento pós-colheita de nêsperas com 10 µM de MeJa, por 24 h, promoveu indução de

resistência contra C. acutatum.

Segundo JIN et al. (2009), o tratamento de pêssegos em pós-colheita com MeJa (1

mM) por 24 h, promoveu redução da incidência e severidade e aumentou a resistência dos

frutos inoculados com os patógenos P. expansum, B. cinerea e R. stolonifer. YU et al. (2009)

observaram redução dos sintomas de doença causados por B. cinerea em tomates tratados

com MeJa (100 µM). Segundo ZHU & TIAN (2012), a aplicação de MeJA na concentração

22

de 10 mM, acarretou na inibição do tamanho das lesões de podridão cinzenta em tomate. A

manutenção da qualidade dos frutos pelo MeJa também é relatada, como em pêssegos

armazenados a 5°C e sob temperatura ambiente (MENG et al., 2009; JIN et al., 2006), além

de nêsperas (CAO et al., 2008b) e tomates (TZORTZAKIS & ECONOMAKIS, 2007).

Alguns estudos realizados em Arabidopsis thaliana, indicaram que tanto a sinalização

dos jasmonatos, quanto a do etileno estão envolvidos e / ou seriam necessárias para atuar na

defesa contra patógenos necrotróficos. Já a via do AS atuaria na defesa contra patógenos

biotróficos (ROHWER & ERWIN, 2008).

O papel do MeJa não está totalmente elucidado no contexto da indução de resistência.

Alguns autores relataram que esta molécula pode atuar como mensageiro secundário na

sinalização para a resistência sistêmica adquirida, de forma semelhante à resposta por injúria

mecânica, entretanto os resultados de pesquisas sobre o envolvimento do MeJa no processo de

sinalização ainda são muito contraditórios (SOBRINHO et al., 2005; CAVALCANTI et al.,

2005).

O uso do MeJa também pode reduzir o dano pelo frio, como foi visto em estudos com

goiabas (GONZÁLEZ-AGUILAR, et al., 2007), limão (SIBOZA et al., 2010), uva e laranja

(GHASEMNEZHAD et al., 2008). Em um estudo com pêssegos tratados com 1 mM de MeJa,

foi observado um aumento na atividade da enzima PG, o que pode levar a uma redução de

lanosidade em frutos armazenados sob baixas temperaturas. O aumento do teor de açúcar

solúvel e a diminuição de ácidos orgânicos podem também ser conseqüência do uso de MeJa,

como visto em framboesas. Contudo o uso do MeJa também pode promover efeito

desvantajoso, pois pode reduzir a formação de voláteis, por exemplo em maçãs. De maneira

geral, portanto, a utilização do MeJa na horticultura pode representar um ganho para a

fisiologia pós-colheita (ROHWER & ERWIN, 2008).

2.5 Indução de Resistência

Os vegetais, embora não apresentem um sistema imunológico, conseguem

surpreendentemente resistir a diversas doenças provocadas por fungos, bactérias, vírus e

nematóides (TAIZ & ZEIGER, 2006). O sistema de defesa das plantas é multicomponente,

resultando em mecanismos que operam de maneira dinâmica e coordenada, atuando no local

da infecção no momento e magnitude adequada (PASCHOLATI & LEITE, 1995).

A resistência natural das plantas ao ataque de patógenos está relacionada com os

mecanismos de defesa estruturais e bioquímicos, sendo que ambos podem ser pré e /ou pós-

23

formado à tentativa de penetração do patógeno. Os mecanismos estruturais atuam como

barreiras físicas, promovendo o atraso na penetração e / ou colonização do patógeno; cutícula,

estômatos, tricomas e vasos condutores são exemplos de defesa estrutural pré-formadas e,

papilas, halos, tiloses e lignificação são pós-formados. Os mecanismos bioquímicos, por sua

vez, atuam através da produção de substâncias tóxicas (fitoantecipinas, catecol, saponinas,

espécies reativas de oxigênio e fitoalexinas), inibindo o crescimento do patógeno ou criando

condições adversas ao estabelecimento do mesmo na planta (SCHWAN-ESTRADA et al.,

2008; PASCHOLATI & LEITE, 1995).

Quando a planta é infectada por um patógeno, ocorre a disponibilização de um vasto

espectro de defesa que irá atuar contra o microrganismo invasor. A reação de

hipersensibilidade (RH) é uma resposta de defesa comum nas plantas. Esta reação mostra-se

como uma resposta celular extrema por parte da planta, na qual um número limitado de

células adjacentes ao local da infecção morre repentinamente, privando assim o acesso do

patógeno aos nutrientes e impedindo a sua propagação, podendo levar a um alto grau de

resistência. Os aspectos fisiológicos da RH, também incluem o aumento acelerado e

transitório de agentes oxidantes, além de síntese de toxinas (fitoalexinas) e proteínas-RP

(PASCHOLATI & LEITE, 1995; TAIZ & ZEIGER, 2006; BARROS et al., 2010).

A reação de hipersensibilidade é muitas vezes precedida pela produção de ERO. Estas

EROs [anion superóxido (O2-), H2O2 e radical hidroxila (OH

-)] podem contribuir para causar a

morte celular como parte da RH ou agir diretamente sobre o patógeno. Em baixas

concentrações, as EROs também podem induzir genes de defesa e resposta adaptativa da

planta (TAIZ & ZEIGER, 2006; SOARES & MACHADO, 2007). As plantas, entretanto,

protegem as suas células e compartimentos sub-celulares dos efeitos citotóxicos das ERO,

através das enzimas antioxidantes, tais como, SOD, CAT, GSH, APX, PPO e metabólitos

(glutationa, carotenóides e ácido ascórbico) (SOARES & MACHADO, 2007).

Outra maneira da planta se defender é através da resistência induzida, que é um

fenômeno estimulado por indutores químicos e biológicos, caracterizado pelo aumento da

resistência das plantas contra doenças (MACAGNAN, 2007). O processo de indução de

resistência baseia-se na interação entre receptores, geralmente localizados na membrana

plasmática vegetal e moléculas elicitoras capazes de sinalizar os diferentes mecanismos

envolvidos no processo de defesa vegetal. Assim, os elicitores são componentes iniciais e

fundamentais no desencadeamento do processo de resistência (CAVALCANTI et al., 2005).

Diversos agentes (indutores) bióticos e abióticos vêm sendo utilizado em pós-colheita para

promover indução de resistência, podendo-se citar a irradiação UV-C, altas concentrações de

24

CO2, o tratamento térmico, a quitosana, o AS, o acibenzolar-S-metil (ASM), o ácido β-

aminobutírico (BABA), os agentes de controle biológico e os jasmonatos (CIA et al., 2007;

GUZZO & HARAKAVA, 2007).

O uso de agentes externos (indutores) gera um aumento do nível de resistência, ou

seja, a resistência induzida. Os indutores, não alteram o genoma da planta, atuam de maneira

não-específica, ativando genes que expressão diversas respostas de defesa, como por

exemplo, as proteínas-RP, dentre elas a quitinase e a β-1,3 glucanase, enzimas com ação de

degradar a parede celular, principalmente de fungos. A enzima FAL também pode ser

destacada, pois promove o acúmulo de lignina em tecidos próximos ao local da infecção por

microrganismos (BONALDO et al., 2005; SOBRINHO et al., 2005; CAMILI et al., 2005).

O estudo de enzimas-chaves envolvidas na defesa das plantas contra o ataque de

patógenos, como as peroxidases (POs) e PPOs, podem confirmar o estado de indução de

resistência, já que a mesma é caracterizada pelo aumento da atividade dessas enzimas. As

peroxidases fazem parte de um conjunto de isoenzimas capazes de catalisar a oxidação de

vários substratos (substâncias aromáticas, ácido ascórbico e compostos fenólicos) na presença

de H2O2, gerando quinonas e água. A ação das POs gera produtos que estão envolvidos na

formação da parede celular e lignificação. As POs também estão envolvidas na formação de

H2O2, que apresenta atividade antimicrobiana direta. Já as PPOs possuem importância em

plantas resistentes ou induzidas devido a sua capacidade de oxidar fenóis (MACAGNAN,

2007).

Os termos “resistência induzida” (RI) e “resistência adquirida” (RA) são utilizados

como sinônimos por alguns autores (EDREVA, 2004). Segundo BONALDO (2005), a

resistência induzida é dependente do intervalo de tempo que ocorre entre o tratamento com o

indutor e a subseqüente inoculação da planta. O fenômeno também exibe outras

características, como a proteção local, em células próximas às tratadas, ou sistêmica, que

ocorre distante do sítio de aplicação do indutor.

Alguns pesquisadores por sua vez, separam a resistência sistêmica adquirida da

resistência sistêmica induzida, pois a RSA é geralmente induzida por patógenos ou ativadores

químicos e utiliza como mecanismo induzido de defesa da planta o acúmulo de proteínas-RP,

sendo esta salicilato-dependente, podendo resultar em alterações visuais na planta. Já na RSI,

a planta não apresenta alterações, não ocorre acúmulo de proteínas-RP e não é salicilato-

dependente, parece haver outra rota de sinalização, provavelmente associada à jasmonatos e

etileno. Porém fenotipicamente são processos semelhantes, já que após a exposição da planta

25

a um agente indutor, a mesma ativa os seus mecanismos de defesa (BONALDO et al., 2005;

BARROS et al., 2010).

A RSA é um processo que envolve a ativação de mecanismos latentes de resistência,

por meio de tratamentos com agentes elicitores, associada à expressão coordenada de um

conjunto de genes de defesa, a fim de formar uma barreira ou atrasar a entrada do patógeno,

restringindo assim o crescimento do patógeno e conseqüentemente, a supressão ou diminuição

dos sintomas de doença (SOBRINHO et al., 2005; GUZZO & HARAKAVA, 2007).

A indução de resistência tem sido uma ferramenta muito utilizada para o controle de

doenças pós-colheita, pois é um método alternativo ao uso efetivo de produtos químicos e

pode controlar diversas doenças. Contudo a indução de resistência no controle de doenças

pós-colheita, segundo CAMILI et al. (2005), é um tema que necessita de pesquisas que

busquem esclarecer questões sobre o efeito na interação patógeno-hospedeiro, bem como,

conhecer quais os impactos dessa nova tecnologia sobre os atributos de qualidade dos frutos.

3 MATERIAL E MÉTODOS

3.1 Avaliação In Vivo de Metil Jasmonato e Ácido Salicílico no Controle do Mofo

Cinzento, da Podridão Mole e da Antracnose em Morangos

3.1.1 Inoculação dos frutos

Foram utilizados para a pesquisa, morangos da cultivar „Oso Grande‟, no estádio de

maturação ¾ vermelho, provenientes de Valinhos-SP. Depois de colhidos, os frutos foram

levados para o Laboratório de Tecnologia Pós-colheita do Centro de Engenharia e

Automação, onde foram selecionados quanto à uniformidade de cor, ausência de defeitos e

podridões, visando à homogeneização dos mesmos. Em seguida, os morangos foram

inoculados com os agentes causais do mofo cinzento (Botrytis cinerea), da antracnose

(Colletotrichum acutatum) e da podridão mole (Rhipozus stolonifer), através de injeção

subcuticular, utilizando-se seringa de cromatografia de 100 µL (Hamilton®), de 10 μL da

suspensão de esporos, ajustada para 105 esporos mL

-1, com o auxílio da câmara de Neubauer.

O inoculo foi obtido da cultura de cada patógeno (C. acutatum, B. cinerea e R. stolofiner),

cultivados em meio de cultura batata-dextrose-ágar (BDA), por oito dias, para C. acutatum e

B. cinerea e dois dias para R. stolofiner, em incubadora BOD, a 25 ºC, com fotoperíodo de 12

h.

26

A área inoculada foi previamente demarcada com caneta para confirmação de que os

sintomas observados foram decorrentes da inoculação e não de infecção prévia (proveniente

do campo). Após 2 h da inoculação, os frutos foram tratados com metil jasmonato (MeJa) ou

ácido salicílico (AS), em diferentes concentrações, conforme descrito abaixo.

3.1.2 Efeito de metil jasmonato no controle in vivo da antracnose, do mofo cinzento e da

podridão mole em morangos

Para a aplicação do MeJa (Sigma®), os morangos foram colocados em tambores

herméticos de 200 L, com circulação forçada de ar, sob temperatura de 25 °C, onde foram

expostos ao produto (0,01 e 0,02 mM) durante 24 horas. O MeJa foi aplicado em recipiente

contendo papel filtro, sendo as concentrações determinadas considerando-se o volume dos

tambores herméticos. Como testemunha utilizou-se frutos inoculados, os quais também foram

mantidos em tambores herméticos, mas não foram expostos aos voláteis do produto (Figura

7).

Figura 7. Aplicação do metil jasmonato em morangos „Oso Grande‟ em tambores herméticos.

3.1.3 Efeito do ácido salicílico no controle in vivo da antracnose, do mofo cinzento e da

podridão mole em morangos

O AS (Synth®) foi aplicado através de imersão dos frutos nas concentrações de 1, 2 e

4 mM, durante o período de 2 min. Os frutos testemunha foram imersos pelo mesmo período

em água sob temperatura ambiente (Figura 8).

27

Figura 8. Aplicação de ácido salicílico (AS) em morangos „Oso Grande‟.

3.1.4 Efeito do metil jasmonato e do ácido salicílico no controle de podridões em

morangos não inoculados artificialmente

Frutos não inoculados artificialmente foram tratados com MeJa (0; 0,01 e 0,02 mM) e

AS (0, 1, 2 e 4 mM) para a avaliação da incidência de infecções provenientes do campo,

sendo a aplicação dos produtos realizada conforme descrito em 3.1.2 e 3.1.3.

3.1.5 Armazenamento e avaliação

Após os tratamentos os frutos foram mantidos a 25 ± 2 °C/80±5 %UR e sob

refrigeração (5±1 °C/90±5% UR) e avaliados diariamente quanto à incidência (porcentagem

de frutos com sintomas da doença) e severidade (diâmetro da lesão – calculando-se a média

de duas medidas perpendiculares). Para avaliação da severidade da podridão mole foi

utilizada escala de notas (0 = ausência de sintomas; 1 = 1 a 25% de área lesionada; 2 = 26 a

50%; 3 = 51 a 75% e 4 = 76 a 100%) e calculou-se o índice de doença (ID), conforme fórmula

abaixo descrita (CIA et al., 2010).

ID (%) = [(1 x n1) + (2 x n2) + (3 x n3) + (4 x n4)] x 100

4 x N

Sendo: ID: Índice de doença; ni: o número de frutos infectados na respectiva escala de notas;

N: o número total de frutos.

28

O delineamento experimental foi inteiramente casualizado com cinco repetições

contendo seis frutos como unidade experimental. Os experimentos foram repetidos duas

vezes, com exceção do experimento que avaliou o efeito do MeJa em frutos não inoculados,

que foi realizado apenas uma vez. Os dados (incidência e severidade das podridões ou índice

de doença) obtidos nos experimentos foram utilizados para o cálculo da área abaixo da curva

de progresso da doença (AACPD), conforme equação (CARDOSO et al., 2005):

Sendo: n, o número de observações; Yi, a incidência da doença na “i”-ésima observação e, Ti,

o tempo em dias na “i”-ésima observação.

3.1.6 Análises físico-químicas

Para as análises físico-químicas foram utilizados frutos não inoculados artificialmente.

Ao final do período de armazenamento foram realizadas análises de coloração, firmeza, teor

de sólidos solúveis, acidez titulável e ratio conforme os métodos abaixo descritos:

Coloração: foi determinada por meio de colorímetro Hunter Lab – MiniScan XE Plus,

sistema L*a*b, sendo L* correspondente à luminosidade [0 (cor preta) a 100 (cor branca)], a*

[-60 (verde) a +60 (vermelho)] e b* [-60 (azul) a +60 (amarelo)], relativos à cromaticidade;

Firmeza: foi determinada com penetrômetro digital PCE - PTR, cujas perfurações

foram feitas na região equatorial de cada fruto, com ponteira de 8 mm de diâmetro. Os

resultados foram expressos em Newton (N);

Sólidos solúveis: foi determinado no suco da fruta, obtido pela centrifugação de

quatro frutos por repetição, realizando-se leitura direta em refratômetro digital Pal - 1, marca

Atago, sendo os resultados expressos em °Brix;

Acidez titulável: foi determinada por titulação, com solução de hidróxido de sódio

(NaOH) 0,2 N até pH 8,10 (pHmetro Digimed), utilizando-se 10 g do suco, diluídos em 90 ml

de água destilada. O resultado foi expresso em porcentagem de ácido cítrico;

Ratio: foi obtido através do cálculo da razão entre sólidos solúveis e a acidez titulável.

O delineamento experimental foi inteiramente casualizado com cinco repetições

compostas por quatro frutos como unidade experimental.

29

3.2 Avaliação de Metil Jasmonato e de Ácido Salicílico sobre o Desenvolvimento In Vitro

de Colletotrichum acutatum, Botrytis cinerea e Rhizopus stolonifer

3.2.1 Metil jasmonato

Para a avaliação do MeJa sobre o desenvolvimento in vitro de C. acutatum, B. cinerea

e R. stolonifer, discos de micélio (7 mm de diâmetro), retirados da borda de colônias dos

patógenos cultivados em BDA por aproximadamente oito dias para C. acutatum e B. cinerea

e, dois dias para R. stolonifer, foram transferidos para o centro de placas de petri (9 cm de

diâmetro) contendo BDA, sendo as mesmas abertas e colocadas em tambores herméticos de

200 L, com circulação de ar, onde foram expostas às diferentes concentrações de MeJa (0,01 e

0,02 mM), por volatilização, durante 24 horas, sob a temperatura de 25 °C. Como testemunha,

placas foram depositadas em tambores herméticos, mas não expostas ao produto. Após o

tratamento as placas foram mantidas em incubadora BOD a 25 °C, com fotoperíodo de 12 h.

As medidas dos diâmetros das colônias foram efetuadas diariamente, sendo realizadas duas

medidas perpendiculares entre si até que o patógeno alcançasse a borda da placa.

3.2.2 Ácido salicílico

Para a avaliação do AS sobre o desenvolvimento in vitro de C. acutatum, B. cinerea e

R. stolonifer, adicionou-se o produto ao meio de cultura BDA nas concentrações de 1, 2 e 4

mM. Após a solidificação do meio, discos de micélio (7 mm de diâmetro), retirados da borda

de colônias dos patógenos cultivados em BDA por aproximadamente oito dias para C.

acutatum e B. cinerea e, dois dias para R. stolonifer, foram transferidos para o centro das

placas de petri (9 cm de diâmetro), as quais foram mantidas em BOD a 25 °C, com

fotoperíodo de 12 h. As medidas dos diâmetros das colônias foram efetuadas diariamente,

sendo efetuadas duas medidas perpendiculares entre si até que o patógeno alcançasse a borda

da placa.

3.2.3 Delineamento experimental e análise dos resultados

Os experimentos foram repetidos duas vezes, utilizando-se oito placas por tratamento,

com uma placa por parcela e os experimentos foram conduzidos em delineamento

30

inteiramente casualizado. Os dados obtidos nos experimentos foram utilizados para o cálculo

do índice de crescimento micelial (ICM), conforme equação (REY et al., 2005):

Sendo: C1, C2 e Cn - crescimento micelial das colônias na primeira, segunda e última

avaliação, respectivamente; N1, N2 e Nn - número de dias.

3.3 Avaliação In Vivo da Possibilidade de Indução de Resistência pelo Metil Jasmonato e

Ácido Salicílico em Morangos ‘Oso Grande’ contra os Patógenos Colletotrichum

acutatum, Botrytis cinerea e Rhizopus stolonifer

Além da avaliação dos efeitos do MeJa e do AS no controle direto de podridões em

morangos (itens 3.1.2, 3.1.3 e 3.2), foi investigada a possibilidade de os produtos atuarem

indiretamente no controle dos patógenos, através, por exemplo, da ativação de mecanismos de

defesa dos frutos.

3.3.1 Avaliação da possibilidade de indução de resistência em morangos pelo metil

jasmonato

Para se avaliar a possibilidade de o MeJa atuar como indutor de resistência contra a

antracnose, o mofo cinzento e a podridão mole, morangos „Oso Grande‟ foram colocados em

tambores herméticos de 200 L, com circulação forçada de ar, sob temperatura de 25° C, onde

foram expostos ao produto (0,01 mM), durante 24 horas. Como testemunha os frutos foram

colocados em tambores herméticos e expostos à água. Os frutos foram inoculados com os

patógenos (C. acutatum, B. cinerea e R. stolonifer) após diferentes tempos (24 h – logo após o

período de exposição ao produto, 36 h e 48 h) de exposição ao volátil.

Os frutos foram mantidos a 25 ± 2 °C/80 ± 5% UR, sendo avaliados diariamente

quanto à incidência (porcentagem de frutos com sintomas da doença) e a severidade (diâmetro

da lesão – duas medidas perpendiculares entre si) da podridão ou índice de doença. O

delineamento experimental foi inteiramente casualizado com cinco repetições contendo seis

31

frutos como unidade experimental. Os dados (incidência e severidade das podridões ou índice

de doença) obtidos nos experimentos foram utilizados para o cálculo da área abaixo da curva

de progresso da doença (AACPD), conforme descrito em 3.1.5. Para análise utilizou-se

esquema fatorial com dois tratamentos e três tempos de inoculação.

3.3.2 Avaliação da possibilidade de indução de resistência em morangos pelo ácido

salicílico

Para se avaliar a possibilidade do AS atuar como indutor de resistência contra a

antracnose, o mofo cinzento e a podridão mole, morangos foram tratados com AS (1 mM),

por imersão, durante 2 min. A utilização da concentração de 1 mM, foi baseada nos resultados

dos experimentos anteriores. Os frutos testemunha foram imersos em água sob temperatura de

25° C, pelo mesmo período. Os frutos foram inoculados com os patógenos (C. acutatum, B.

cinerea e R. stolonifer) após diferentes tempos (0, 12 e 24 h) do tratamento dos frutos. Os

frutos foram mantidos a 25 ± 2 °C/80 ± 5% UR, sendo avaliados diariamente quanto à

incidência (porcentagem de frutos com sintomas da doença) e a severidade (diâmetro da lesão

– duas medidas perpendiculares entre si) da podridão ou índice de doença. O delineamento

experimental foi inteiramente casualizado com cinco repetições contendo seis frutos como

unidade experimental. Os dados (incidência e severidade das podridões ou índice de doença)

obtidos nos experimentos foram utilizados para o cálculo da área abaixo da curva de

progresso da doença (AACPD), conforme descrito em 3.1.5. Para análise utilizou-se esquema

fatorial com dois tratamentos e três tempos de inoculação.

3.4 Análises Estatísticas

Os resultados obtidos nos experimentos foram submetidos à análise de variância

(ANOVA) e comparados pelo teste de Tukey, em delineamento inteiramente casualizado,

sendo discutido a 5% de probabilidade. Para tanto, foi empregado o programa estatístico

ASSISTAT (Assistência Estatística) versão 7.6 beta (2012).

32

4 RESULTADOS

4.1 Avaliação de Metil Jasmonato no Controle In Vivo e In Vitro dos Patógenos Botrytis

cinerea, Rhizopus stolonifer e Colletotrichum acutatum em Morango ‘Oso Grande’

4.1.1 Avaliação in vivo do metil jasmonato no controle do mofo cinzento em morangos

‘Oso Grande’ inoculados artificialmente

O MeJa, nas concentrações de 0; 0,01 e 0,02 mM, aplicado por volatilização durante

24 h, não foi efetivo no controle do mofo cinzento em nenhuma das condições de

armazenamento avaliadas. Observou-se que tanto no experimento I, como no II, não houve

redução da incidência e da severidade da doença nos frutos (Tabelas 2 e 3). Verificou-se no

experimento I, que os frutos armazenados sob refrigeração apresentaram menores valores de

AACPD, tanto para incidência, como para severidade da doença, quando comparados aos

frutos armazenados a 25 °C (Tabela 2). No último dia de avaliação, de maneira geral, os

frutos apresentaram valores de incidência da doença acima de 50%, principalmente no

experimento II (Tabela 4).

4.1.2 Avaliação da possibilidade de indução de resistência pelo metil jasmonato em

morangos ‘Oso Grande’ contra o mofo cinzento

Não houve interação significativa entre o MeJa e o intervalo de tempo entre o

tratamento e a inoculação, com relação à incidência e severidade de B. cinerea. Verificou-se

que o tratamento com MeJa (0,01 mM) exerceu efeito significativo sobre a incidência do

mofo cinzento em morangos „Oso Grande‟, quando o patógeno foi inoculado logo após o

tratamento (24 h), promovendo redução de 49% no número de frutos com sintomas, quando

comparado com os frutos testemunhas. A severidade não foi influência pelo tratamento com

MeJa. O fator tempo influenciou tanto a incidência, quanto o desenvolvimento das lesões,

sendo que as menores AACPD foram observadas para os frutos inoculados logo após o

tratamento (Tabela 5).

33

Tabela 2 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para incidência (%) e

severidade (cm) do mofo cinzento em morangos „Oso Grande‟, inoculados com Botrytis

cinerea, tratados com diferentes concentrações de metil jasmonato (MeJa) por 24 h e

armazenados a 25 °C / 80% UR durante sete dias ou a 5 °C / 90% UR por cinco dias seguido

por mais quatro dias a 25 °C / 80% UR (Experimento I).

25 °C

MeJa AACPD1

(mM) Incidência (%) Severidade (cm)

0,00 143,34 a 2,78 a

0,01 103,34 a 2,98 a

0,02 86,84 a 3,38 a

CV (%) 17,77 7,32

5 °C + 25 °C

MeJa AACPD1

(mM) Incidência (%) Severidade (cm)

0,00 101,68 a 1,56 a

0,01 93,00 a 1,10 a

0,02 81,66 a 0,92 a

CV (%) 23,55 10,90 1 Valores seguidos pela mesma letra, na coluna, não diferem entre si pelo teste de Tukey (P ≤ 0,05). Os dados

foram transformados em √ x + 1.

Tabela 3 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para incidência (%) e

severidade (cm) do mofo cinzento em morangos „Oso Grande‟, inoculados com Botrytis

cinerea, tratados com diferentes concentrações de metil jasmonato (MeJa) por 24 h e

armazenados a 25 °C / 80% UR durante sete dias ou a 5 °C / 90% UR por cinco dias seguido

por mais quatro dias a 25 °C / 80% UR (Experimento II).

25 °C

MeJa AACPD1

(mM) Incidência (%) Severidade (cm)

0,00 195,50 a 2,02 a

0,01 170,02 a 1,74 a

0,02 184,84 a 2,22 a

CV (%) 14,65 15,11

5 °C + 25 °C

MeJa AACPD1

(mM) Incidência (%) Severidade (cm)

0,00 196,66 a 2,38 a

0,01 185,66 a 2,50 a

0,02 187,68 a 2,40 a

CV (%) 7,53 17,02 1 Valores seguidos pela mesma letra, na coluna, não diferem entre si pelo teste de Tukey (P ≤ 0,05).

34

Tabela 4 – Incidência (%) do mofo cinzento em morangos „Oso Grande‟ inoculados com

Botrytis cinerea, tratados com diferentes concentrações de metil jasmonato (MeJa) por 24 h, e

armazenados a 25 °C / 80% UR por sete dias ou a 5 °C / 90% UR por cinco dias seguido por

mais quatro dias a 25 °C / 80% UR.

25 °C

MeJa (mM) Incidência (%)

Experimento I Experimento II

0,00 57 100

0,01 47 86

0,02 39 92

5 °C + 25 °C

MeJa (mM) Incidência (%)

Experimento I Experimento II

0,00 57 100

0,01 55 96

0,02 50 100

Tabela 5 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para incidência (% de

ocorrência) e severidade (cm) do mofo cinzento (Botrytis cinerea) em morangos „Oso

Grande‟ tratados com metil jasmonato (0,01 mM), inoculados em diferentes intervalos de

tempo (24, 36 e 48 h) após o tratamento e armazenados por sete dias a 25 °C / 80% UR.

Tratamento AACPD (Incidência, %)

(mM) 24 h 36 h 48 h Média*

0,00 236,68 aB 347,34 Aab 353,66 aA 312,56 a

0,01 121,66 bB 305,00 Aa 324, 82 aA 250,49 b

Média**

179,17 B 326,17 A 339,24 A Trat. x Tempons

CV (%) = 25,86

Tratamento AACPD (Severidade, cm)

(mM) 24 h 36 h 48 h Médians

0,00 4,14 aB 9,02 Aa 7,10 aA 6,75 a

0,01 2,68 aB 8,24 aA 7,24 aA 6,05 a

Média** 3,41 B 8,63 A 7,17 A Trat. x Tempons

CV (%) = 25,85 Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem estaticamente entre si

pelo teste de Tukey (P ≤ 0,05); ns = não significativo; ** = significativo a 1% de probabilidade;* = significativo

a 5% de probabilidade

35

4.1.3 Avaliação de metil jasmonato no desenvolvimento in vitro de Botrytis cinerea

Todas as concentrações do MeJa, aplicadas por volatilização, não reduziram o

crescimento micelial de B. cinerea, tanto no experimento I, como no II (Figura 9).

7,77 a 8,04 a 9,97 a

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

0 mM 0,01 mM 0,02 mM

Índ

ice

de

cres

cim

ento

mic

elia

l (c

m)

Tratamento

5,65 a 5,82 a 5,67 a

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

0 mM 0,01 mM 0,02 mM

Índ

ice

de

cres

cim

ento

mic

elia

l (c

m)

Tratamento

Figura 9 – Índice de crescimento micelial de Botrytis cinerea cultivado em meio batata-

dextrose-ágar (BDA), após exposição ao metil jasmonato por 24 h. Experimentos I (A) e II

(B). Valores seguidos pela mesma letra não diferem entre si pelo teste de Tukey (P ≤ 0,05).

A

B

36

4.1.4 Avaliação in vivo do metil jasmonato no controle da podridão mole em morangos

‘Oso Grande’ inoculados artificialmente

Observou-se no experimento I, que o MeJa, nas concentrações de 0; 0,01 e 0,02 mM,

não foi efetivo no controle da podridão mole em morangos armazenados a 25 °C, não

reduzindo a incidência e o índice da doença nos frutos (Tabela 6). Resultados semelhantes

foram obtidos no segundo experimento; o MeJa não reduziu a incidência e o índice da doença

nos frutos (Tabela 7). Em ambos os experimentos, foi possível observar que frutos mantidos

sob armazenamento refrigerado apresentaram menor incidência da podridão mole, quando

comparado com os frutos armazenados constantemente a 25 °C (Tabela 8). Após três dias da

inoculação do patógeno constatou-se que a ocorrência da doença não atingiu 100% nas

condições de armazenamento avaliadas, tanto no experimento I, como no II (Tabela 8).

Tabela 6 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para incidência (%) e

índice de doença (%) da podridão mole em morangos „Oso Grande‟, inoculados com

Rhizopus stolonifer, tratados com diferentes concentrações de metil jasmonato (MeJa) por 24

h e armazenados a 25 °C / 80% UR durante três dias ou a 5 °C / 90% UR por cinco dias

seguido por mais três dias a 25 °C / 80% UR (Experimento I).

25 °C

MeJa AACPD1

(mM) Incidência (%) Índice de doença (%)

0,00 54,98 a 48,74 a

0,01 60,00 a 52,52 a

0,02 76,68 a 65,00 a

CV (%) 16,99 17,27

5 °C + 25 °C

MeJa AACPD1

(mM) Incidência (%) Índice de doença (%)

0,00 23,34 b 20,02 b

0,01 45,00 ab 36,68 ab

0,02 65,00 a 57,92 a

CV (%) 25,96 24,45 1 Valores seguidos pela mesma letra, na coluna, não diferem entre si pelo teste de Tukey (P ≤ 0,05). Os dados

foram transformados em √ x + 1.

37

Tabela 7 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para incidência (%) e

índice de doença (%) da podridão mole em morangos „Oso Grande‟, inoculados com

Rhizopus stolonifer, tratados com diferentes concentrações de metil jasmonato (MeJa) por 24

h e armazenados a 25 °C / 80% UR durante três dias ou a 5 °C / 90% UR por cinco dias

seguido por mais três dias a 25 °C / 80% UR (Experimento II).

25 °C

MeJa AACPD1

(mM) Incidência (%) Índice de doença (%)

0,00 43,34 a 33,74 a

0,01 53,34 a 44,58 a

0,02 40,00 a 33,75 a

CV (%) 19,58 18,23

5 °C + 25 °C

MeJa AACPD1

(mM) Incidência (%) Índice de doença (%)

0,00 58,32 a 52,50 a

0,01 56,64 a 47,50 a

0,02 53,32 a 49,16 a

CV (%) 29,17 29,52 1 Valores seguidos pela mesma letra, na coluna, não diferem entre si pelo teste de Tukey (P ≤ 0,05). Os dados

foram transformados em √ x + 1.

Tabela 8 – Incidência (%) da podridão mole em morangos „Oso Grande‟ inoculados com

Rhizopus stolonifer, tratados com diferentes concentrações de metil jasmonato (MeJa) por 24

h, e armazenados a 25 °C / 80% UR por três dias ou a 5 °C / 90% UR por cinco dias seguido

por mais três dias a 25 °C / 80% UR.

25 °C

MeJa (mM) Incidência (%)

Experimento I Experimento II

0,00 57 60

0,01 73 67

0,02 53 80

5 °C + 25 °C

MeJa (mM) Incidência (%)

Experimento I Experimento II

0,00 40 30

0,01 40 47

0,02 37 73

38

4.1.5 Avaliação da possibilidade de indução de resistência pelo metil jasmonato em

morangos ‘Oso Grande’ contra a podridão mole

A análise em esquema fatorial demonstrou que não houve interação entre os fatores

MeJa e o tempo de inoculação de R. stolonifer em morangos „Oso Grande‟. A incidência e a

severidade da podridão mole também não foram influenciadas pelo tratamento com MeJa na

concentração de 0,01 mM. Verificou-se que o tratamento com MeJa promoveu aumento no

desenvolvimento da doença quando comparado com frutos não tratados (Tabela 9).

Tabela 9 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para incidência (% de

ocorrência) e severidade (cm) da podridão mole (Rhizopus stolonifer) em morangos „Oso

Grande‟ tratados com metil jasmonato (0,01 mM), inoculados em diferentes intervalos de

tempo (24, 36 e 48 h) após tratamento e armazenados por três dias a 25 °C / 80% UR.

Tratamento AACPD (Incidência, %)

(mM) 24 h 36 h 48 h Médians

0,00 98,34 aA 90,00 bB 100,00 aA 96,11 a

0,01 100,00 aA 96,66 aA 100,00 aA 98,88 a

Média**

99,17 A 93,33 B 100,00 A Trat. x Tempons

CV (%) = 4,56

Tratamento AACPD (Índice de doença, %)

(mM) 24 h 36 h 48 h Média*

0,00 92,49 aA 69,99 bB 79,74 aB 80,74 b

0,01 94,16 aA 81,84 aA 85,24 aA 87,08 a

Média**

93,33 A 75,92 B 82,49 B Trat. x Tempons

CV (%) = 9,43 Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem estaticamente entre si

pelo teste de Tukey (P ≤ 0,05); ns = não significativo; ** = significativo a 1% de probabilidade;* = significativo

a 5% de probabilidade

4.1.6 Avaliação de metil jasmonato no desenvolvimento in vitro de Rhizopus stolonifer

Constatou-se que todas as concentrações de MeJa, aplicadas por volatilização, não

reduziram o crescimento micelial de R. stolonifer, tanto no experimento I, como no II (Figura

10).

39

8,11 a 8,23 a 8,38 a

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

0 mM 0,01 mM 0,02 mM

Índ

ice

de

cres

cim

ento

mic

elia

l (c

m)

Tratamento

7,40 a7,84 a 7,90 a

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

0 mM 0,01 mM 0,02 mM

Índ

ice

de

cres

cim

ento

mic

elia

l (c

m)

Tratamento

Figura 10 - Índice de crescimento micelial de Rhizopus stolonifer cultivado em meio batata-

dextrose-ágar (BDA), após exposição ao metil jasmonato por 24 h. Experimentos I (A) e II

(B). Valores seguidos pela mesma letra não diferem entre si pelo teste de Tukey (P ≤ 0,05).

4.1.7 Avaliação in vivo do metil jasmonato no controle da antracnose em morangos ‘Oso

Grande’ inoculados artificialmente

O MeJa, nas concentrações de 0, 0,01 e 0,02 mM, não foi efetivo no controle da

antracnose em morangos armazenados a 25 °C ou sob refrigeração (5 °C). Nos dois

experimentos realizados, o MeJa não reduziu a incidência e a severidade da doença nos frutos

(Tabelas 10 e 11). Verificou-se que para os morangos tratados com MeJa (0,01 mM) a

B

A

40

severidade foi reduzida, estatisticamente, quando os frutos foram mantidos sob refrigeração;

porém quando comparados aos frutos testemunha a redução foi de somente 12% no tamanho

das lesões (Tabelas 11). O armazenamento sob refrigeração promoveu redução da AACPD

em cerca de 66% e 36% nos experimentos I e II, respectivamente, quando se considera a

incidência de lesões. Também foi possível observar que houve redução no diâmetro das lesões

dos frutos armazenados sob refrigeração, quando comparados com os armazenados a 25° C

(Tabelas 10 e 11). De maneira geral, a incidência da antracnose alcançou 100% no último dia

de avaliação, nas duas condições de armazenamento e nos dois experimentos realizados

(Tabela 12).

Tabela 10 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para incidência (%) e

severidade (cm) da antracnose em morangos „Oso Grande‟, inoculados com Colletotrichum

acutatum, tratados com diferentes concentrações de metil jasmonato (MeJa) por 24 h e

armazenados a 25 °C / 80% UR durante sete dias ou a 5 °C / 90% UR por cinco dias seguido

por mais quatro dias a 25 °C / 80% UR (Experimento I).

25 °C

MeJa AACPD1

(mM) Incidência (%) Severidade (cm)

0,00 271,68 a 3,80 a

0,01 278,34 a 4,52 a

0,02 275,66 a 4,48 a

CV (%) 6,17 10,90

5 °C + 25 °C

MeJa AACPD1

(mM) Incidência (%) Severidade (cm)

0,00 91,34 a 1,14 a

0,01 92,00 a 1,18 a

0,02 93,32 a 1,06 a

CV (%) 8,61 14,76 1 Valores seguidos pela mesma letra, na coluna, não diferem entre si pelo teste de Tukey (P ≤ 0,05).

41

Tabela 11 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para incidência (%) e

severidade (cm) da antracnose em morangos „Oso Grande‟, inoculados com Colletotrichum

acutatum, tratados com diferentes concentrações de metil jasmonato (MeJa) por 24 h e

armazenados a 25 °C / 80% UR durante sete dias ou a 5 °C / 90% UR por cinco dias seguido

por mais quatro dias a 25 °C / 80% UR (Experimento II).

25 °C

MeJa AACPD1

(mM) Incidência (%) Severidade (cm)

0,00 300,00 a 5,24 a

0,01 291,34 a 5,16 a

0,02 300,00 a 5,16 a

CV (%) 1,99 12,76

5 °C + 25 °C

MeJa AACPD1

(mM) Incidência (%) Severidade (cm)

0,00 193,50 a 2,68 a

0,01 178,00 a 2,36 b

0,02 192,16 a 2,46 ab

CV (%) 6,25 7,41 1 Valores seguidos pela mesma letra, na coluna, não diferem entre si pelo teste de Tukey (P ≤ 0,05).

Tabela 12 – Incidência (%) da antracnose em morangos „Oso Grande‟ inoculados com

Colletotrichum acutatum, tratados com diferentes concentrações de metil jasmonato (MeJa)

por 24 h, e armazenados a 25 °C / 80% UR por sete dias ou a 5 °C / 90% UR por cinco dias

seguido por mais quatro dias a 25 °C / 80% UR.

25 °C

MeJa (mM) Incidência (%)

Experimento I Experimento II

0,00 100 100

0,01 100 100

0,02 100 100

5 °C + 25 °C

MeJa (mM) Incidência (%)

Experimento I Experimento II

0,00 100 100

0,01 96 100

0,02 97 100

42

4.1.8 Avaliação da possibilidade de indução de resistência pelo metil jasmonato em

morangos ‘Oso Grande’ contra a antracnose

Para a incidência de antracnose em morangos „Oso Grande‟, não houve interação

significativa entre o MeJa e o intervalo de tempo entre o tratamento e a inoculação. Observou-

se que, tanto o tratamento com MeJa (0,01 mM), quanto o tempo de inoculação, não

exerceram efeito significativo sobre a incidência de C. acutatum (Tabela 13).

Contudo, para a severidade das lesões constatou-se que tanto o tratamento com MeJa

(0,01 mM) quanto o fator tempo, exerceram efeito significativo sobre o diâmetro das lesões

de antracnose. Os frutos inoculados após 48 h do tratamento com MeJa apresentaram redução

de 31% na severidade da antracnose, quando comparado com os frutos testemunha (Tabela

13).

Tabela 13 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para incidência (% de

ocorrência) e severidade (cm) da antracnose (Colletotrichum acutatum) em morangos „Oso

Grande‟ tratados com metil jasmonato (0,01 mM), inoculados em diferentes intervalos de

tempo (24, 36 e 48 h) após o tratamento e armazenados por sete dias a 25 °C / 80% UR.

Tratamento AACPD (Incidência, %)

(mM) 24 h 36 h 48 h Médians

0,00 386,66 aA 378,76 aA 391,50 aA 385,64 a

0,01 394,16 aA 382,50 aA 344,16 aA 373,60 a

Médians

390,41 A 380,63 A 367,83 A Trat. x Tempons

CV (%) = 7,63

Tratamento AACPD (Severidade, cm)

(mM) 24 h 36 h 48 h Média*

0,00 8,24 aA 5,58 aB 7,14 aAB 6,98 a

0,01 7,02 aA 6,10 aAB 4,88 bB 6,00 b

Média** 7,63 A 5,84 B 6,01 B Trat. x Tempo*

CV (%) = 17,29 Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem estaticamente entre si

pelo teste de Tukey (P ≤ 0,05); ns = não significativo; ** = significativo a 1% de probabilidade;* = significativo a 5% de probabilidade

4.1.9 Avaliação de metil jasmonato no desenvolvimento in vitro de Colletotrichum

acutatum

Quanto aos efeitos do MeJa sobre o índice de crescimento micelial de C. acutatum,

nota-se que no primeiro experimento, houve redução (30%) do crescimento micelial deste

43

patógeno apenas na concentração de 0,01 mM. Já no segundo experimento, a aplicação do

produto causou aumento no índice de crescimento de C. acutatum, 17% na concentração de

0,01 e 9% quando aplicado 0,02 mM do produto (Figura 11).

2,72 a

1,90 b

2,74 a

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

0 mM 0,01 mM 0,02 mM

Índ

ice

de

cres

cim

ento

mic

elia

l (c

m)

Tratamento

2,24 c2,70 a 2,44 b

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

0 mM 0,01 mM 0,02 mM

Índ

ice

de

cres

cim

ento

mic

elia

l (c

m)

Tratamento

Figura 11 - Índice de crescimento micelial de Colletotrichum acutatum cultivado em meio

batata-dextrose-ágar (BDA), após exposição ao metil jasmonato por 24 h. Experimentos I (A)

e II (B). Valores seguidos pela mesma letra não diferem entre si pelo teste de Tukey (P ≤

0,05).

A

B

44

4.1.10 Avaliação de metil jasmonato sobre os atributos de qualidade de morangos ‘Oso

Grande’

A avaliação dos frutos quanto aos atributos físico-químicos revelou que, de maneira

geral, o MeJa não exerceu efeito significativo sobre os parâmetros avaliados; o teor de sólidos

solúveis, em frutos mantidos a 25 °C e tratados com 0,02 mM apresentou redução de 13%,

quando comparado com os frutos testemunha. A luminosidade (L*), para os frutos

armazenados sob refrigeração (5 °C), seguido de transferência para 25 °C e tratados com 0,02

mM, estava menor quando comparada aos frutos testemunha, indicando coloração mais escura

(Tabela 14).

4.1.11 Avaliação do metil jasmonato no controle de podridões em morangos ‘Oso

Grande’ não inoculados artificialmente

A avaliação dos efeitos do MeJa no controle de podridões em morangos „Oso Grande‟

não inoculados artificialmente (infecções provenientes do campo) revelou que o produto não

reduziu significativamente a incidência do mofo cinzento, da antracnose e da podridão mole,

tanto quando avaliadas isoladamente, quanto quando avaliadas em conjunto. Observou-se

também que os frutos armazenados sob refrigeração apresentaram menores valores de

AACPD, quando comparados aos frutos armazenados sob condições ambientes (Tabela 15).

4.2 Avaliação de Ácido Salicílico no Controle In Vivo e In Vitro dos Patógenos Botrytis

cinerea, Rhizopus stolonifer e Colletotrichum acutatum em Morango ‘Oso Grande’

4.2.1 Avaliação in vivo de ácido salicílico no controle do mofo cinzento em morangos

‘Oso Grande’ inoculados artificialmente

O AS, nas concentrações de 1, 2 e 4 mM, aplicado por imersão de morangos por 2

minutos, não foi efetivo no controle do mofo cinzento, pois não reduziu a severidade e a

incidência da doença nos frutos (Tabelas 16 e 17). Observou-se, no segundo experimento

(Tabela 17), que a incidência da podridão em frutos armazenados sob condições ambiente, foi

reduzida, estatisticamente, para frutos tratados com AS a 1 mM, mas de maneira não

expressiva, já que quando comparado à testemunha, a redução foi de somente 2,8%. Pôde-se

observar ainda que os frutos armazenados sob refrigeração, apresentaram menor incidência e

severidade da doença, quando comparado com os frutos armazenados a 25 °C (Tabelas 16 e

45

17). Observou-se que a incidência de mofo cinzento no último dia de avaliação atingiu, em

média, 80 e 100%, no experimento I e II, respectivamente (Tabela 18).

Tabela 14 – Atributos de qualidade de morangos „Oso Grande‟ tratados com metil jasmonato

(MeJa) por 24 h e armazenados a 25 °C / 80% UR durante sete dias ou a 5 °C / 90% UR por

cinco dias seguido por mais quatro dias a 25 °C / 80% UR.

25 °C (sete dias)

MeJa Cor Firmeza (N) SS (%) AT (%) Ratio (SS/AT)

(mM) L* a*

Dia 0 34,86 33,12 6,42 7,1 0,9 7,8

0,00 31,08 ab 31,54 ab 6,07 a 8,50 a 1,08 a 7,92 a

0,01 30,79 b 29,87 b 5,87 a 8,14 ab 1,01 a 7,99 a

0,02 32,95 a 33,01 a 7,15 a 7,40 b 1,00 a 7,43 a

CV % 3,95 4,41 20,56 5,75 7,71 8,93

5 °C (quatro dias)

MeJa Cor Firmeza (N) SS (%) AT (%) Ratio (SS/AT)

(mM) L* a*

Dia 0 34,86 33,12 6,42 7,1 0,9 7,8

0,00 38,69 a 36,69 a 8,67 a 7,82 a 1,13 a 7,74 a

0,01 39,04 a 36,61 a 8,58 a 8,04 a 0,98 a 8,17 a

0,02 38,67 a 35,36 a 8,49 a 7,66 a 1,02 a 7,49 a

CV % 5,56 8,25 13,29 7,36 18,02 6,50

5 °C (quatro dias) + 25 °C (quatro dias)

MeJa Cor Firmeza (N) SS (%) AT (%) Ratio (SS/AT)

(mM) L* a*

Dia 0 34,86 33,12 6,42 7,1 0,9 7,8

0,00 50,20 a 47,62 a 7,79 a 8,88 a 1,10 ab 8,02 a

0,01 49,61 ab 46,57 a 7,21 a 7,88 a 0,99 b 7,99 a

0,02 47,82 b 44,98 a 7,48 a 8,48 a 1,15 a 7,38 a

CV % 2,15 6,57 12,76 9,40 8,04 7,12

Cor: em colorímetro Hunter Lab, sistema L*a*b, onde L corresponde à medida de luminosidade (0=preto a

100=branco), a (-60=verde a +60=vermelho) e b (-60=azul a +60=amarelo), significam cromaticidade; SS (%):

sólidos solúveis; AT (%): acidez titulável em % de ácido cítrico; Ratio (SS/AT): relação entre sólidos solúveis e

acidez titulável. Médias seguidas de mesma letra, na coluna, não diferem significativamente entre si pelo teste de

Tukey (P ≤ 0,05).

46

Tabela 15 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para incidência (%) do

mofo cinzento, da podridão mole e da antracnose em morangos „Oso Grande‟ não inoculados

artificialmente, tratados com diferentes concentrações de metil jasmonato (MeJa) por 24 h e

armazenados a 25 °C / 80% UR durante sete dias ou a 5 °C / 90% UR por cinco dias seguido

por mais quatro dias a 25 °C / 80% UR.

25 °C

MeJa AACPD (Incidência, %)1

(mM) Geral Mofo cinzento Antracnose Podridão mole

0,00 81,66 a 13,32 a 0,00 a 68,34 a

0,01 161,70 a 95,00 a 0,00 a 71,68 a

0,02 111,70 a 45,02 a 5,00 a 83,36 a

5 °C + 25 °C

MeJa AACPD (Incidência, %)1

(mM) Geral Mofo cinzento Antracnose Podridão mole

0,00 33,32 a 13,32 a 0,00 a 20,00 a

0,01 33,32 a 20,00 a 0,00 a 13,32 a

0,02 36,66 a 20,00 a 10,00 a 6,66 a 1 Valores seguidos pela mesma letra, na coluna, não diferem entre si pelo teste de Tukey (P ≤ 0,05).

Tabela 16 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para incidência (%) e

severidade (cm) do mofo cinzento em morangos „Oso Grande‟, inoculados com Botrytis

cinerea, tratados com diferentes concentrações de ácido salicílico por dois minutos e

armazenados a 25 °C / 80% UR durante sete dias ou a 5 °C / 90% UR por cinco dias seguido

por mais quatro dias a 25 °C / 80% UR (Experimento I).

25 °C

AS AACPD1

(mM) Incidência (%) Severidade (cm)

0 154,00 a 3,42 a

1 153,00 a 3,70 a

2 149,16 a 3,14 a

4 148,50 a 3,22 a

CV (%) 20,88 17,15

5 °C + 25 °C

AS AACPD1

(mM) Incidência (%) Severidade (cm)

0 113,66 a 1,06 ab

1 110,00 a 1,14 ab

2 107,00 a 0,70 b

4 142,32 a 1,22 a

CV (%) 14,62 6,27 1 Valores seguidos pela mesma letra, na coluna, não diferem entre si pelo teste de Tukey (P ≤ 0,05). Os dados

foram transformados em √ x + 1.

47

Tabela 17 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para incidência (%) e

severidade (cm) do mofo cinzento em morangos „Oso Grande‟, inoculados com Botrytis

cinerea, tratados com diferentes concentrações de ácido salicílico por dois minutos e

armazenados a 25 °C / 80% UR durante sete dias ou a 5 °C / 90% UR por cinco dias seguido

por mais quatro dias a 25 °C / 80% UR (Experimento II).

25 °C

AS AACPD1

(mM) Incidência (%) Severidade (cm)

0 300,00 a 5,50 a

1 291,68 b 5,20 a

2 298,00 ab 6,58 a

4 298,34 ab 5,68 a

CV (%) 1,39 16,50

5 °C + 25 °C

AS AACPD1

(mM) Incidência (%) Severidade (cm)

0 198,00 a 1,56 a

1 183,34 a 1,80 a

2 191,34 a 1,48 a

4 190,00 a 1,58 a

CV (%) 5,78 15,64 1 Valores seguidos pela mesma letra, na coluna, não diferem entre si pelo teste de Tukey (P ≤ 0,05).

Tabela 18 – Incidência (%) do mofo cinzento em morangos „Oso Grande‟ inoculados com

Botrytis cinerea, tratados com diferentes concentrações de ácido salicílico (AS) por 2 min, e

armazenados a 25 °C / 80% UR por sete dias ou a 5 °C / 90% UR por cinco dias seguido por

mais quatro dias a 25 °C / 80% UR.

25 °C

AS (mM) Incidência (%)

Experimento I Experimento II

0 83 100

1 61 100

2 66 100

4 50 100

5 °C + 25 °C

AS (mM) Incidência (%)

Experimento I Experimento II

0 71 100

1 75 93

2 80 100

4 80 100

48

4.2.2 Avaliação da possibilidade de indução de resistência pelo ácido salicílico em

morangos ‘Oso Grande’ contra o mofo cinzento

Não houve interação significativa entre o AS e o intervalo de tempo entre o tratamento

e a inoculação. O tratamento com AS (1 mM) exerceu efeito significativo sobre a incidência

do mofo cinzento em morangos „Oso Grande‟ inoculados 48 h após o tratamento dos frutos,

reduzindo em 47% a AACPD. O diâmetro da lesão não foi influenciado significativamente

pelo AS (Tabela 19).

4.2.3 Avaliação de ácido salicílico no desenvolvimento in vitro de Botrytis cinerea

Os resultados obtidos nos experimentos in vitro mostraram que o AS, na maior

concentração avaliada (4 mM), reduziu significativamente o crescimento micelial de B.

cinerea (Figura 12).

Tabela 19 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para incidência (% de

ocorrência) e severidade (cm) do mofo cinzento (Botrytis cinerea) em morangos „Oso

Grande‟ tratados com ácido salicílico (1 mM), inoculados em diferentes intervalos de tempo

(24, 36 e 48 h) após o tratamento e armazenados por sete dias a 25 °C / 80% UR.

Tratamento AACPD (Incidência, %)

(mM) 24 h 36 h 48 h Média*

0 332,16 aA 341,66 aA 193,34 aB 289,05 a

1 283,34 aA 342,00 aA 101,66 bB 242,33 b

Média**

307,75 A 341,83 A 147,50 B Trat. x Tempons

CV (%) = 23,31

Tratamento AACPD (Severidade, cm)

(mM) 24 h 36 h 48 h Médians

0 6,20 aAB 7,16 aA 4,48 aB 5,94 a

1 7,08 aAB 7,80 aA 5,68 aB 6,85 a

Média** 6,64 A 7,48 A 5,08 B Trat. x Tempons

CV (%) = 19,94

Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem estaticamente entre si

pelo teste de Tukey (P ≤ 0,05); ns = não significativo; ** = significativo a 1% de probabilidade;* = significativo

a 5% de probabilidade

49

6,87 a

5,03 a 4,77 a

2,17 b

0

2

4

6

8

10

12

14

0 mM 1 mM 2 mM 4 mM

Índ

ice

de

cres

cim

ento

mic

elia

l (c

m)

Tratamento

7,14 a6,54 a 6,59 a

3,40 b

0

2

4

6

8

10

12

14

0 mM 1 mM 2 mM 4 mM

Índ

ice

de

cres

cim

ento

mic

elia

l (c

m)

Tratamento

Figura 12 – Índice de crescimento micelial de Botrytis cinerea cultivado em meio batata-

dextrose-ágar (BDA), incorporado com ácido salicílico em diferentes concentrações.

Experimentos I (A) e II (B). Valores seguidos pela mesma letra não diferem entre si pelo teste

de Tukey (P ≤ 0,05).

4.2.4 Avaliação in vivo de ácido salicílico no controle da podridão mole em morangos

‘Oso Grande’ inoculados artificialmente

Todas as concentrações de AS avaliadas não foram eficazes em promover a redução

da incidência e da severidade da podridão mole em morangos „Oso Grande‟. O

armazenamento dos frutos sob refrigeração acarretou em menor ocorrência e desenvolvimento

A

B

50

das lesões, quando comparado com os frutos armazenados a 25 °C (Tabelas 20 e 21). No

último dia de avaliação os frutos armazenados a 25 °C apresentaram incidência de cerca de

100%, enquanto que para os frutos armazenados sob refrigeração a ocorrência da doença foi

de 50% menor, em média (Tabela 22).

4.2.5 Avaliação da possibilidade de indução de resistência pelo ácido salicílico em

morangos ‘Oso Grande’ contra a podridão mole

O tratamento com AS (1 mM) não exerceu efeito significativo sobre a incidência e a

severidade da podridão mole em morangos „Oso Grande‟ inoculados em diferentes intervalos

de tempo após o tratamento. Não houve interação significativa entre o AS e o intervalo de

tempo entre o tratamento e a inoculação (Tabela 23).

Tabela 20 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para incidência (%) e

índice de doença (%) da podridão mole em morangos „Oso Grande‟, inoculado com Rhizopus

stolonifer, tratados com diferentes concentrações de ácido salicílico por dois minutos e

armazenados a 25 °C / 80% UR durante três dias ou a 5 °C / 90% UR por cinco dias seguido

por mais três dias a 25 °C / 80% UR (Experimento I).

25 °C

AS AACPD1

(mM) Incidência (%) Índice de doença (%)2

0 100,00 a 87,50 a

1 100,00 a 90,83 a

2 100,00 a 91,25 a

4 100,00 a 87,50 a

CV (%) 0,00 2,82

5 °C + 25 °C

AS AACPD1

(mM) Incidência (%) Índice de doença (%)2

0 35,00 a 26,50 a

1 28,35 a 22,50 a

2 18,32 a 13,75 a

4 43,00 a 40,00 a

CV (%) 29,76 33,50 1 Valores seguidos pela mesma letra, na coluna, não diferem entre si pelo teste de Tukey (P ≤ 0,05).

2 Os dados foram transformados em √ x + 1.

51

Tabela 21 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para incidência (%) e

índice de doença (%) da podridão mole em morangos „Oso Grande‟, inoculado com Rhizopus

stolonifer, tratados com diferentes concentrações de ácido salicílico por dois minutos e

armazenados a 25 °C / 80% UR durante três dias ou a 5 °C / 90% UR por cinco dias seguido

por mais três dias a 25 °C / 80% UR (Experimento II).

25 °C

AS AACPD1

(mM) Incidência (%) Índice de doença (%)

0 100,00 a 97,08 a

1 100,00 a 97,10 a

2 100,00 a 95,82 a

4 100,00 a 97,08 a

CV (%) 0,00 4,48

5 °C + 25 °C

AS AACPD1

(mM) Incidência (%) Índice de doença (%)

0 49,00 a1 39,33 b

1 66,66 a 58,33 a

2 51,66 a 34,58 b

4 46,66 a 35,41 b

CV (%) 27,51 24,69 1 Valores seguidos pela mesma letra, na coluna, não diferem entre si pelo teste de Tukey (P ≤ 0,05).

Tabela 22 – Incidência (%) da podridão mole em morangos „Oso Grande‟ inoculados com

Rhizopus stolonifer, tratados com diferentes concentrações de ácido salicílico (AS) por 24 h, e

armazenados a 25 °C / 80% UR por três dias ou a 5 °C / 90% UR por cinco dias seguido por

mais três dias a 25 °C / 80% UR.

25 °C

AS (mM) Incidência (%)

Experimento I Experimento II

0 100 100

1 100 100

2 100 97

4 100 100

5 °C + 25 °C

AS (mM) Incidência (%)

Experimento I Experimento II

0 37 54

1 33 70

2 20 60

4 48 50

52

Tabela 23 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para incidência (% de

ocorrência) e severidade (cm) da podridão mole (Rhizopus stolonifer) em morangos „Oso

Grande‟ tratados com ácido salicílcio (1 mM), inoculados em diferentes intervalos de tempo

(24, 36 e 48 h) após o tratamento e armazenados por três dias a 25 °C / 80% UR.

Tratamento AACPD (Incidência, %)

(mM) 24 h 36 h 48 h Médians

0 96,66 aA 90,00 aA 98,34 aA 95,00 a

1 96,68 aA 80,02 bB 93,32 aA 90,00 a

Média**

96,67 A 85,01 B 95,83 A Trat. x Tempons

CV (%) = 8,23

Tratamento AACPD (Índice de doença, %)

(mM) 24 h 36 h 48 h Médians

0 92,08 aA 63,74 aB 91,66 aA 82,49 a

1 87,99 aA 60,41 aB 87,91 aA 78,74 a

Média** 89,99 A 62,07 B 89,78 A Trat. x Tempo*

CV (%) = 6,45

Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem estaticamente entre si

pelo teste de Tukey (P ≤ 0,05); ns = não significativo; ** = significativo a 1% de probabilidade;* = significativo

a 5% de probabilidade

4.2.6 Avaliação de ácido salicílico no desenvolvimento in vitro de Rhizopus stolonifer

No primeiro experimento verificou-se que todas as concentrações de AS, incorporadas

ao meio de cultura, reduziram de maneira significativa o crescimento micelial de R. stolofiner,

de maneira dependente da concentração. No entanto, no segundo experimento, somente as

maiores concentrações avaliadas (2 e 4 mM) reduziram significativamente o crescimento

micelial do patógeno (Figura 13).

4.2.7 Avaliação in vivo de ácido salicílico no controle da antracnose em morangos ‘Oso

Grande’ inoculados artificialmente

A imersão de morangos nas diferentes concentrações de AS por 2 minutos não foi

efetiva em reduzir o diâmetro e/ou a incidência de lesões de C. acutatum nos frutos. Pôde-se

53

observar menores valores de AACPD para os frutos armazenados sob refrigeração quando

comparado com os frutos mantidos a 25 °C (Tabelas 24 e 25). Observou-se que a incidência

de antracnose atingiu, em média, 100% no último dia de avaliação nos dois experimentos

realizados (Tabela 26).

8,33 a 7,95 b7,22 c

2,91 d

0

2

4

6

8

10

12

14

0 mM 1 mM 2 mM 4 mM

Índ

ice

de

cres

cim

ento

mic

elia

l (c

m)

Tratamento

13,07 a 12,67 a11,95 b

6,59 c

0

2

4

6

8

10

12

14

0 mM 1 mM 2 mM 4 mM

Índ

ice

de

cres

cim

ento

mic

elia

l (c

m)

Tratamento

Figura 13 - Índice de crescimento micelial de Rhizopus stolonifer cultivado em meio batata-

dextrose-ágar (BDA), incorporado com ácido salicílico em diferentes concentrações.

Experimentos I (A) e II (B). Valores seguidos pela mesma letra não diferem entre si pelo teste

de Tukey (P ≤ 0,05).

A

B

54

4.2.8 Avaliação da possibilidade de indução de resistência pelo ácido salicílico em

morangos ‘Oso Grande’ contra a antracnose

Não houve interação significativa entre o AS e o intervalo de tempo entre o tratamento

e a inoculação para a incidência de antracnose em morangos „Oso Grande‟. Observou-se

também que tanto o tratamento com AS (1 mM), quanto o tempo de inoculação, não

exerceram efeito significativo sobre a incidência de C. acutatum (Tabela 27).

Entretanto, quando observamos os resultados obtidos para severidade, foi possível

verificar que tanto o tratamento com AS (1 mM), como o fator tempo, exerceram efeito

significativo sobre o diâmetro das lesões de antracnose em morangos „Oso Grande‟. Os frutos

inoculados logo após o tratamento com AS, apresentaram redução de 17% na severidade de

antracnose quando comparado com os frutos testemunhas (Tabela 27).

Tabela 24 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para incidência (%) e

severidade (cm) da antracnose em morangos „Oso Grande‟, inoculado com Colletotrichum

acutatum, tratados com diferentes concentrações de ácido salicílico por dois minutos e

armazenados a 25 °C / 80% UR durante sete dias ou a 5 °C / 90% UR por cinco dias seguido

por mais quatro dias a 25 °C / 80% UR (Experimento I).

25 °C

AS AACPD1

(mM) Incidência (%) Severidade (cm)

0 338,66 a 6,70 a

1 333,16 a 6,80 a

2 361,82 a 6,62 a

4 378,66 a 6,68 a

CV (%) 10,17 10,26

5 °C + 25 °C

AS AACPD1

(mM) Incidência (%) Severidade (cm)

0 83,34 a1 1,14 a

1 86,34 a 1,14 a

2 79,50 a 1,16 a

4 89,34 a 1,20 a

CV (%) 16,74 13,56 1 Valores seguidos pela mesma letra, na coluna, não diferem entre si pelo teste de Tukey (P ≤ 0,05).

55

Tabela 25 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para incidência (%) e

severidade (cm) da antracnose em morangos „Oso Grande‟, inoculado com Colletotrichum

acutatum, tratados com diferentes concentrações de ácido salicílico por dois minutos e

armazenados a 25 °C / 80% UR durante sete dias ou a 5 °C / 90% UR por cinco dias seguido

por mais quatro dias a 25 °C / 80% UR (Experimento II).

25 °C

AS AACPD1

(mM) Incidência (%) Severidade (cm)

0 360,84 a 7,90 a

1 381,50 a 7,40 a

2 374,84 a 7,74 a

4 395,00 a 7,94 a

CV (%) 8,89 5,21

5 °C + 25 °C

AS AACPD1

(mM) Incidência (%) Severidade (cm)

0 95,00 a 1,30 a

1 91,00 a 1,22 a

2 96,00 a 1,26 a

4 100,00 a 1,30 a

CV (%) 6,85 6,82 1 Valores seguidos pela mesma letra, na coluna, não diferem entre si pelo teste de Tukey (P ≤ 0,05).

Tabela 26 – Incidência (%) da antracnose em morangos „Oso Grande‟ inoculados com

Colletotrichum acutatum, tratados com diferentes concentrações de ácido salicílico (AS) por

dois minutos e armazenados a 25 °C / 80% UR por sete dias ou a 5 °C / 90% UR por cinco

dias seguido por mais quatro dias a 25 °C / 80% UR.

25 °C

AS (mM) Incidência (%)

Experimento I Experimento II

0 100 100

1 100 100

2 100 95

4 100 100

5 °C + 25 °C

AS (mM) Incidência (%)

Experimento I Experimento II

0 100 97

1 95 100

2 85 96

4 100 100

56

Tabela 27 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para os valores de

incidência (% de ocorrência) e severidade (cm) da antracnose (Colletotrichum acutatum) em

morangos „Oso Grande‟ tratados com ácido salicílico (1 mM), inoculados em diferentes

intervalos de tempo (24, 36 e 48 h) após o tratamento e armazenados por sete dias a 25 °C /

80% UR.

Tratamento AACPD (Incidência, %)

(mM) 24 h 36 h 48 h Médians

0 384,00 aA 391,00 aA 388,00 aA 387,66 a

1 400,00 aA 379,34 aA 396,00 aA 392,00 a

Médians

392,00 A 385,17 A 392,33 A Trat. x Tempons

CV (%) = 7,63

Tratamento AACPD (Severidade, cm)

(mM) 24 h 36 h 48 h Média*

0 15,50 Aa 9,72 Ba 8,24 Ba 11,15 a

1 12,80 Ab 9,16 Ba 8,86 Ba 10,27 b

Média** 14,15 A 9,44 B 8,55 B Trat. x Tempo**

CV (%) = 17,29 Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem estaticamente entre si

pelo teste de Tukey (P ≤ 0,05); ns = não significativo; ** = significativo a 1% de probabilidade;* = significativo

a 5% de probabilidade

4.2.9 Avaliação de ácido salicílico no desenvolvimento in vitro de Colletotrichum

acutatum

A incorporação de AS ao meio de cultura, nas concentrações de 2 e 4 mM inibiu o

crescimento micelial de C. acutatum (Experimento I), demonstrando assim que o ácido

salicílico possui efeito fungistático sobre o desenvolvimento do fungo. Já no experimento II,

observou-se que o AS reduziu o desenvolvimento do patógeno, somente na maior

concentração (4 mM) avaliada (Figura 14).

57

3,70 a 3,82 a3,34 b

2,03 c

0

2

4

6

8

10

12

14

0 mM 1 mM 2 mM 4 mM

Índ

ice

de

cres

cim

ento

mic

elia

l (c

m)

Tratamento

3,67 a 3,64 a 3,23 a

1,57 b

0

2

4

6

8

10

12

14

0 mM 1 mM 2 mM 4 mM

Índ

ice

de

cres

cim

ento

mic

elia

l (c

m)

Tratamento

Figura 14 - Índice de crescimento micelial de Colletotrichum acuctatum cultivado em meio

batata-dextrose-ágar (BDA), incorporado com ácido salicílico em diferentes concentrações.

Experimentos I (A) e II (B). Valores seguidos pela mesma letra não diferem entre si pelo teste

de Tukey (P ≤ 0,05).

4.2.10 Avaliação in vivo de ácido salicílico sobre os atributos de qualidade de morangos

‘Oso Grande’

Os frutos tratados com AS, nas concentrações de 0, 1, 2 e 4 mM, e armazenados a 25

°C ou sob refrigeração, não apresentaram diferença significativa nos atributos de qualidade

avaliados (Tabela 28).

A

B

58

Tabela 28 – Atributos de qualidade de morangos „Oso Grande‟ tratados com ácido salicílico

por dois minutos e armazenados a 25 °C / 80% UR durante sete dias, a 5 °C / 90% UR

durante cinco dias ou a 5 °C / 90%UR por cinco dias seguido por mais quatro dias a 25 °C /

80% UR.

25 °C (sete dias)

MeJa Cor Firmeza (N) SS (%) AT (%) Ratio (SS/AT)

(mM) L* a*

Dia 0 39,47 31,65 8,33 7,8 0,83 9,48

0 28,15 a 27,30 a 7,41 a 7,96 a 1,04 ab 7,64 ab

1 27,36 a 25,56 a 5,65 a 8,22 a 1,03 b 7,94 a

2 27,26 a 26,85 a 7,48 a 8,02 a 1,20 a 6,73 b

4 27,25 a 26,36 a 7,99 a 8,14 a 1,20 a 6,75 b

CV % 4,37 6,35 22,15 8,97 8,10 8,38

5 °C (cinco dias)

MeJa Cor Firmeza (N) SS (%) AT (%) Ratio (SS/AT)

(mM) L* a*

Dia 0 39,47 31,65 8,33 7,8 0,83 9,48

0 34,10 a 38,25 a 11,05 a 8,10 a 0,91 a 8,97 a

1 33,68 a 35,91 ab 9,22 a 8,74 a 0,88 a 9,91 a

2 34,24 a 32,81 b 8,47 a 8,68 a 0,86 a 10,09 a

4 36,46 a 33,41 b 10,38 a 8,70 a 0,92 a 9,45 a

CV % 7,77 6,18 20,06 4,21 6,65 9,52

5 °C (cinco dias) + 25 °C (quatro dias)

MeJa Cor Firmeza (N) SS (%) AT (%) Ratio (SS/AT)

(mM) L* a*

Dia 0 39,47 31,65 8,33 7,8 0,83 9,48

0 29,48 a 27,64 a 8,86 a 8,92 a 0,96 a 9,24 a

1 29,74 a 28,46 a 11,07 a 8,60 ab 1,01 a 8,54 a

2 30,81 a 28,33 a 10,84 a 8,10 b 0,97 a 8,31 a

4 30,50 a 26,73 a 8,04 a 8,46 ab 0,91 a 9,30 a

CV % 3,29 5,00 20,84 4,11 6,06 7,59

Cor: em colorímetro Hunter Lab, sistema L*a*b, onde L corresponde a medida de luminosidade (0=preto a

100=branco), a (-60=verde a +60=vermelho) e b (-60=azul a +60=amarelo), significam cromaticidade; SS (%):

sólidos solúveis; AT (%): acidez titulável em % de ácido cítrico; Ratio (SS/AT): relação entre sólidos solúveis e

acidez titulável. Médias seguidas de mesma letra, na coluna, não diferem significativamente entre si pelo teste de

Tukey (P ≤ 0,05).

59

4.1.11 Avaliação de ácido salicílico no controle de podridões em morangos ‘Oso Grande’

não inoculados artificialmente

No primeiro experimento, constatou-se que o AS não exerceu efeito significativo

sobre a incidência do mofo cinzento, da antracnose e da podridão mole, tanto quando

avaliados individualmente, como quando avaliadas em conjunto (Tabela 29). No entanto, no

segundo experimento, observou-se que o AS (1 mM) reduziu significativamente a incidência

do mofo cinzento em frutos armazenados a 25 °C (Tabela 30). Observou-se ainda que os

valores da AACPD para a incidência de doenças foram menores para os frutos armazenados

sob refrigeração (Tabelas 29 e 30).

Tabela 29 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para incidência (%) de

doenças vindas do campo em morangos „Oso Grande‟ tratados com diferentes concentrações

de ácido salicílico (AS) por dois minutos e armazenados a 25 °C / 80% UR durante sete dias

ou a 5 °C / 90% UR por cinco dias seguido por mais quatro dias a 25 °C / 80% UR

(Experimento I).

25 °C

AS AACPD (Incidência, %)1

(mM) Geral Mofo cinzento Antracnose Podridão mole

0 193,32 ab 121,66 a 40,07 a 13,34 a

1 205,00 a 125,02 a 36,68 a 0,00 a

2 166,66 ab 95,00 a 28,34 a 8,34 a

4 115,02 b 66,66 a 13,34 a 11,66 a

5 °C + 25 °C

AS AACPD (Incidência, %)1

(mM) Geral Mofo cinzento Antracnose Podridão mole

0 50,00 a 38,33 a 1,00 a 0,00 a

1 41,66 a 38,31 a 1,15 a 1,66 a

2 63,34 a 40,01 a 2,73 a 0,00 a

4 82,32 a 39,00 a 2,57 a 6,66 a 1 Valores seguidos pela mesma letra, na coluna, não diferem entre si pelo teste de Tukey (P ≤ 0,05).

60

Tabela 30 - Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para incidência (%) de

doenças vindas do campo em morangos „Oso Grande‟ tratados com diferentes concentrações

de ácido salicílico (AS) por dois minutos e armazenados a 25 °C / 80% UR durante sete dias

ou a 5 °C / 90% UR por cinco dias seguido por mais quatro dias a 25 °C / 80% UR

(Experimento II).

25 °C

AS AACPD (Incidência, %)1

(mM) Geral Mofo cinzento Antracnose Podridão mole

0 191,68 a 78,34 a 8,32 a 51,68 a

1 208,34 a 10,00 b 18,34 a 93,34 a

2 250,00 a 50,00 ab 0,00 a 84,98 a

4 233,32 a 45,00 ab 20,00 a 108,34 a

5 °C + 25 °C

AS AACPD (Incidência, %)1

(mM) Geral Mofo cinzento Antracnose Podridão mole

0 46,68 a 25,02 a 6,68 a 16,68 a

1 25,00 a 10,02 a 0,00 a 11,68 a

2 31,66 a 21,66 a 3,34 a 11,68 a

4 41,68 a 26,66 a 3,34 a 15,00 a 1 Valores seguidos pela mesma letra, na coluna, não diferem entre si pelo teste de Tukey (P ≤ 0,05).

5 DISCUSSÃO

O MeJa e o AS são hormônios naturais envolvidos na regulação de muitos processos

de crescimento e desenvolvimento das plantas, incluindo o amadurecimento e a senescência,

além de participar ativamente na resistência sistêmica a patógenos vegetais e manter a

qualidade pós-colheita de frutas (TAIZ & ZEIGER, 2006; SRIVASTAVA & DWIVEDI,

2000). Há vários relatos de efeitos positivos sobre a utilização de agentes naturais de controle,

que demonstraram ser eficientes no controle de podridões pós-colheita em diferentes frutas

contra diferentes patógenos e, entre estes, o MeJa e o AS têm se mostrado bastante

promissores.

Os resultados demonstraram que o MeJa, nas concentrações de 0,01 e 0,02 mM, não

foi efetivo no controle de mofo cinzento, da antracnose e da podridão mole em morangos

„Oso Grande‟, inoculados artificialmente ou não (infecções provenientes do campo), quando

61

armazenados a 25° C ou sob refrigeração (Tabelas 2 a 10; Figuras 9, 11). No entanto, a

inoculação dos frutos logo após a exposição ao MeJa (0,01 mM) reduziu a incidência do mofo

cinzento em morangos, bem como a severidade da antracnose em frutos inoculados 48 h após

exposição ao produto. O MeJa é relatado, principalmente, como indutor de resistência em

frutas e hortaliças e, desta forma já era esperado que não atuasse diretamente no controle dos

patógenos. Assim é possível que o MeJa tenha atuado positivamente no controle de B. cinerea

em morangos através da ativação de mecanismos de defesa, como por exemplo, de enzimas

relacionadas à patogênese; no entanto, outros estudos deverão ser realizados com objetivo de

investigar o mecanismo de ação do produto. Sob tal aspecto, ZHANG et al. (2006) obtiveram

resultados distintos àqueles encontrados neste estudo. Os autores verificaram que o tratamento

com 1 µmol L-1

de MeJa em morangos reduziu a podridão causada por B. cinerea quando os

frutos foram mantidos sob refrigeração (5 °C). MARTÍNEZ-FERRER & HARPER (2005)

observaram que a exposição de abacaxis minimamente processados ao MeJa na concentração

de 0,1 mmol L-1

, durante 5 minutos, em um recipiente selado, diminuiu o crescimento

microbiológico depois de 12 dias de armazenamento a 7 °C. A aplicação pós-colheita de

MeJa (10 µmol L-1

) em uva reduziu significativamente o desenvolvimento natural de bolor

verde, causado por P. digitatum, durante o armazenamento a 20 °C e também em frutas

inoculadas artificialmente e armazenadas a 24 °C (DROBY et al., 1999). Segundo os autores

o efeito do MeJa na redução da doença foi obtido pela ativação de respostas de defesa nos

frutos.

YAO & TIAN (2005a) observaram que a aplicação de MeJa (0,2 mM), em pós-

colheita, não foi eficiente no controle da podridão parda em cereja, tanto no armazenamento a

25 °C, quanto a 0 °C. O tratamento de frutas e hortaliças com MeJa para controlar doenças

pós-colheita pode variar de acordo com o fruto, cultivar, época de aplicação, concentração,

tempo e modo de aplicação, forma de armazenamento após o tratamento e o patógeno

avaliado. Portanto, neste estudo, o MeJa pode não ter promovido efeito direto sobre os

patógenos devido à cultivar estudada, ao estádio de maturação utilizado (¾ vermelho), bem

como a concentração aplicada (0,01 e 0,02 mM).

Os resultados obtidos nos ensaios in vitro, que avaliaram o efeito do MeJa sobre o

crescimento micelial de B. cinerea, R. stolonifer e C. acutatum evidenciaram que o produto

não atua diretamente sobre o desenvolvimento dos patógenos (Figuras 10, 12 e 13), indicando

que o MeJa pode realmente atuar no controle do mofo cinzento em morangos através da

ativação de mecanismos de defesa. Resultados semelhantes foram obtidos por DROBY et al.

62

(1999), que verificaram que os jasmonatos (MeJa e JA) não demonstraram efeito inibitório

sobre o desenvolvimento in vitro de P. digitatum.

A imersão de morangos em diferentes concentrações de AS por 2 minutos, não reduziu

o diâmetro e/ou a incidência de lesões de B. cinerea, R. stolonifer e C. acutatum nos frutos

(Tabelas 11 a 17; Figuras 14 e 16). Contudo foi possível observar que o tratamento com 1

mM de AS reduziu significativamente a incidência do mofo cinzento em frutos não

inoculados artificialmente (Tabela 30). De acordo com FONG (2005), o tratamento com 0,1 e

1 mmol L-1

de AS inibiu significativamente a incidência de Colletotrichum gloesporioides em

mangas. Segundo o autor a concentração de 1 mmol L-1

atrasou o processo de senescência

pós-colheita de mangas e ainda inibiu as doenças pós-colheita. A aplicação pré-colheita de AS

(2,5 mM) em peras reduziu efetivamente a incidência de doenças, enquanto a utilização pós-

colheita inibiu o desenvolvimento de mofo azul (P. expansum). O tratamento com 5 mM de

AS promoveu a redução das doenças causadas por P. expansum e Alternaria alternata em

peras (CAO, 2005). Porém, segundo ZHANG et al. (2010), o tratamento com AS não reduziu

a incidência e a severidade da doença causado por R. stolonifer em morangos. YAO & TIAN

(2005a) também observaram que a aplicação de AS (2 mM), em pós-colheita, não foi

eficiente no controle da podridão parda em cereja, tanto no armazenamento a 25 °C, quanto a

0°C.

O AS pode atuar positivamente no controle de patógenos através da ativação de

mecanismos de defesa nos frutos (ASGHARI & AGHDAM, 2010). Constatou-se, neste

estudo, que morangos inoculados com B. cinerea 24 h após a aplicação de AS (1 mM)

apresentaram redução significativa da incidência do mofo cinzento. A proteção dos frutos à

invasão de agentes patogênicos é em grande parte realizada pela ativação coordenada de

respostas de defesa, que inibem a infecção ou a colonização dos tecidos pelos patógenos.

Portanto, provavelmente, o AS promoveu a indução de compostos de defesa nos tecidos dos

frutos que puderam impedir ou reduzir o desenvolvimento do mofo cinzento. Segundo CIA

(2005) a aplicação de AS (2,5, 5, 10 e 40 mM) antes ou após a inoculação dos frutos não

reduziu a incidência e a severidade da antracnose em mamão. LEE et al. (2009) verificaram

efeito positivo do AS na inibição da formação de apressórios por C. gloesporioides por meio

da resistência local adquirida, protegendo assim os frutos verdes de pimenta contra a infecção

pelo fungo.

Nos ensaios in vitro, verificou-se que o AS inibiu de maneira significativa o

desenvolvimento de B. cinerea, R. stolonifer e C. acutatum (Figuras 15, 17 e 18), diferindo

dos resultados obtidos quando o produto foi aplicado em morangos para o controle dos

63

patógenos inoculados antes do tratamento. De maneira semelhante, CIA (2005) verificou que

o AS atua diretamente sobre o crescimento micelial de C. gloesporioides.

A limitação para o uso comercial do AS é devido a sua fitotoxidade em diversas

plantas (ROCHA et al., 2000). FILHO (2003) descreveu que o tratamento de laranjas, com

AS, em concentrações acima de 1 mM, promoveu fitotoxidez. Este efeito também foi

verificado em tomateiros, tratados com AS nas concentrações de 2.5, 5 e 10 mM, de maneira

dependente da concentração; as lesões apresentavam-se irregulares, de áreas variáveis e eram

abundantes (VANETTI, 2001). O AS, neste estudo, não apresentou efeitos visíveis de

fitotoxidez.

Quanto aos atributos físico-químicos, neste estudo, tanto o MeJa, quanto o AS, não

alteraram significativamente a qualidade dos morangos (Tabelas 9 e 18). Sob tal aspecto,

NILPRAPRUCK et al. (2008) relataram que abacaxis tratados com 10-3

, 10-4

e 10-5

M de

MeJA e, em seguida, armazenados a 10 °C, também não apresentaram diferenças

significativas no teor de sólidos solúveis totais, acidez titulável, açúcares totais e açúcares

redutores com relação aos frutos controle. Contudo efeitos contrários já foram relatados,

como no estudo de PÉREZ et al. (1997) que demonstrou efeito significativo do tratamento

com MeJa (50 µM) na evolução da cor de morangos, constatando-se também estímulo da

biossíntese de antocianina, após 2 dias de tratamento, e a degradação acelerada das clorofilas

a e b, e em menor grau, de β-caroteno e luteína.

Com relação ao AS, a aplicação de 1 mM em nêsperas cv. Fukuhara diminuiu a

incidência de escurecimento interno da polpa, enquanto que a concentração de 10 mM causou

fitotoxidez (EDAGI, 2009). Recentemente, KAZEMI et al. (2011) observaram que em maçãs

imersas em solução de AS (0, 1, 3, 5 mM) durante 5 min e armazenadas a 5 °C por até 60

dias, a perda de massa dos frutos diminuiu significativamente em todas as concentrações de

AS em comparação com o controle. Além disso, os resultados mostraram que as frutas

tratadas com AS apresentaram maior firmeza, acidez titulável, atividade da peroxidase e da

superóxido desmutase em relação aos frutos controle. Morangos da cv. Camarosa tratados em

pré-colheita com AS, em solução nutritiva, apresentaram menor perda de massa e

deterioração e maior firmeza, sendo que a aplicação em pós-colheita também manteve as

características de qualidade dos frutos, armazenados durante sete dias a 2 ºC (SHAFIEE et al.,

2010).

Segundo LU et al. (2011) a aplicação de AS em abacaxis armazenados por dez dias a

10 °C, seguido por mais dois dias a 20 °C, tanto em pré-colheita, na forma de spray, como em

pós-colheita, por imersão, promoveu efeito benéfico sobre a qualidade dos frutos e do

64

abacaxizeiro. O AS não afetou o teor de sólidos solúveis totais, de acidez titulável e o

conteúdo de compostos fenólicos totais, mas atrasou o declínio do conteúdo de ácido

ascórbico. Pêssegos cv. Flordaking tratados com AS (0.5, 1, 1.5 e 2 mM) por 5 minutos e

armazenados a 0 °C, não apresentaram alterações nos atributos de qualidade nas

concentrações mais baixas. Entretanto, frutos tratados com a maior concentração

apresentaram menor perda de massa, aumento da luminosidade da casca, diminuição dos

valores de cromaticidade, maior firmeza, níveis mais elevados de acidez titulável, sólidos

solúveis totais, ácido ascórbico e conteúdo de compostos fenólicos. Assim, os autores

sugeriram que o AS a 2 mM pode ser usado comercialmente para preservar pêssegos por até

cinco semanas, sem qualquer deterioração (TAREEN et al., 2012). O AS reduz

significativamente a perda de qualidade em pêssegos (WANG et al., 2006), tomates (DING et

al., 2001) e nêsperas (CAI et al., 2006).

A eficácia do tratamento, com MeJa e AS, na conservação pós-colheita de frutas e

hortaliças, pode variar de acordo com a espécie de fruto, cultivar, concentração, tempo e

modo de aplicação e a forma de armazenamento após o tratamento. LOLAIE et al. (2012)

observaram que a qualidade de morangos cv. Camarosa é mantida com a aplicação de AS,

promovendo assim aumento na vida de prateleira. O resultado encontrado por LOLAIE et al.

(2012) não se assemelha aos encontrados neste estudo. Apesar de ambos os estudos utilizarem

morango, o tempo de aplicação, a concentração utilizada do ácido e a temperatura de

armazenamento foram diferentes, bem como a cultivar utilizada, o que pode explicar a

diferença encontrada nos resultados.

6 CONCLUSÕES

A aplicação de 0,01 mM de metil jasmonato reduz a incidência do mofo cinzento e a

severidade da antracnose em morangos „Oso Grande‟, enquanto o ácido salicílico diminui a

ocorrência de Botrytis cinerea, quando os patógenos são inoculados após o tratamento dos

frutos, possivelmente pela ativação de mecanismos de defesa.

O metil jasmonato e o ácido salicílico não reduzem a incidência e/ou a severidade da

podridão mole em morangos „Oso Grande‟.

In vitro, o ácido salicílico reduz o desenvolvimento de Botrytis cinerea,

Colletotrichum acutatum e Rhizopus stolonifer, enquanto o metil jasmonato não influencia o

crescimento micelial dos patógenos.

65

7 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

AGRIOS, G.N. Plant Pathology. 5ª ed. United States of America: Academic Press. 2005.

497p.

AGROFIT – Sistema de Agrotóxicos Fitossanitários. 2012. Disponível em: <

http://agrofit.agricultura.gov.br/agrofit_cons/principal_agrofit_cons>. Acesso em: 26 de

novembro de 2012.

ANAND, A.; UPPALAPATI, S.R.; RYU, C.; ALLEN, S.N.; KANG, L.; TANG, Y.;

MYSORE, K.S. Salicylic Acid and Systemic Acquired Resistance Play a Role in Attenuating

Crown Gall Disease Caused by Agrobacterium tumefaciens. Plant Physiology. v. 146, p. 703

– 715, February 2008.

ANTUNES, L.C; REISSER JUNIOR, C. Produção integrada de morango: oportunidade de

mercado. In: Simpósio Nacional do Morango, 4.; Encontro de Pequenas Frutas e Frutas

Nativas do Mercosul, 3., Pelotas, RS. Anais...Pelotas: [s.n], 2008. p.15 – 20.

ASGHARI, M.; AGHDAM, M.S. Impact of salicylic acid on post-harvest physiology of

horticultural crops. Trends in Food Science & Technology. v. 21, p. 502 – 509, 2010.

AVANCI, N.C.; LUCHE, D.D.; GOLDMAN, G.H.; GOLDMAN, M.H.S. Jasmonates are

phytohormones with multiple functions, including plant defense and reproduction. Genetics

and Molecular Research. v. 9, n. 1, p. 484 – 505, 2010.

BABALAR, M.; ASGHARI, M.; TALAEI, A.; KHOSROSHAHI, A. Effect of pre- and

postharvest salicylic acid treatment on ethylene production, fungal decay and overall quality

of „Selva‟ strawberry fruit. Food Chemistry. v. 105, p. 449 – 453, 2007.

BAL, E.; CELIK, S. The effects of postharvest treatments of salicylic acid and potassium

permanganate on the storage of kiwifruit. Bulgarian Journal of Agricultural Science. v.16,

n. 5, p. 576 – 584, 2010.

66

BARROS, F.C.; SAGATA, E.; FERREIRA, L.C.C.; JULIATTI, F.C. Indução de resistência

em plantas contra fitopatógenos. Bioscience Journal. Uberlândia, v. 26, n. 2, p. 231 – 239,

Mar./Apr. 2010.

BENATO, E.A. Controle de doenças pós-colheita em frutos tropicais. Summa

Phytopathologica. Botucatu, v. 25, n. 1, p. 90 – 93, 1999.

BENATO, E.A. A indução de resistência no controle de doenças pós-colheita: frutas e

hortaliças. Summa Phytopathologica. Botucatu, v. 29, p. 125 – 126, 2003a.

BENATO, E.A. Potencial de indução de resistência em frutas pós-colheita. In: ENFRUTE

Encontro Nacional sobre Fruticultura de Clima Temperado, 5., Fraiburgo. Anais. Caçador,

SC. Epagri, p. 215 – 220, 2003b.

BENATO, E.A.; CIA, P. Doenças de Frutos em Pós-colheita e Controle. In: Manual Pós-

colheita da Fruticultura Brasileira / Leandro Camargo Neves (organizador). Londrina:

EDUEL, 2009. 494p.

BONALDO, S.M.; PASCHOLATI, S.F.; ROMEIRO, R.S. Indução de resistência: noções

básicas e perspectivas. In: Indução de Resistência em plantas a patógenos e insetos.

Editores: CAVALCANTI, L.S.; DI PIERO, R.M.; CIA, P.; PASCHOLATI, S.F.; RESENDE,

M.L.V.; ROMEIRO, R.S. Piracicaba, SP, FEALQ, 2005. 263p.

BORESZTEIN, F.; LOURENÇO, S.A.; AMORIM, L. Incidência de Rhizopus stolonifer em

frutos de morango com ou sem ferimento. Escola Superior de Agricultura “Luiz de Queiroz”

– USP – Piracicaba (SP). In: 17º SIICUSP – Simpósio Internacional de Iniciação

Científica da USP. Resumo n° 4036. Agropecuária – 12 e 13 de Novembro de 2009.

Disponível em: <http://www.usp.br/siicusp/Resumos/17Siicusp/resumos/4036.pdf>. Acesso

em: 18 de Maio de 2011.

CAI, C; LI, X.; CHEN, K.S. Acetylsalicylic acid alleviates chilling injury of postharvest

loquat (Eriobotrya japonica Lindl.) fruit. European Food Research and Technology. v.

223, p. 533 – 539, 2006.

67

CAMILI, E.C.; CIA, P.; BENATO, E.A. Indução de resistência contra doenças pós-colheita.

Cap. 10. In: Indução de Resistência em plantas a patógenos e insetos. Editores:

CAVALCANTI, L.S.; DI PIERO, R.M.; CIA, P.; PASCHOLATI, S.F.; RESENDE, M.L.V.;

ROMEIRO, R.S. Piracicaba, SP, FEALQ, 2005. p. 195 – 218.

CAO, J. K. Effects of SA, ASM, INA and citric acid on postharvest disease resistance and

quality of Yali pear fruit. 2005. Tese (Doutorado em Ciências Agrícolas) – Universidade

Agrícola da China, Pequim.

CAO; J. ZENG, K.; JIANG, W. Enhancement of postharvest disease resistance in Ya Li pear

(Pyrus bretschneideri) fruit by salicylic acid sprays on the trees during fruit growth.

European Journal of Plant Pathology. v. 114, n. 4, p. 363 – 370, April 2006.

CAO, S.; ZHENG, Y.; YANG, Z.; TANG, S.; JIN, P.; WANG, K.; WNAG. X. Effect of

methyl jasmonate on the inhibition of Colletotrichum acutatum infection in loquat fruit and

the possible mechanisms. Postharvest Biology and Technology. v. 49, n. 2, p. 301 – 307,

August 2008a,

CAO, S.; ZHENG, Y.; YANG, Z.; TANG, S.; JIN, P. Control of anthracnose rot and quality

deterioration in loquat fruit with methyl jasmonate. Journal of the Science of Food and

Agriculture. v. 88, n. 9, p. 1598 – 1602, july 2008b.

CAO, S.; HU, Z.; PANG, B. Optimization of postharvest ultrasonic treatment of strawberry

fruit. Postharvest Biology and Technology. v. 55, p. 150-153, março 2010.

CARDOSO, J.E.; SANTOS, A.A.; BEZERRA, M.A.; NETO, J.S.; SOUZA, R.M.N.

Epidemiologia do Mofo-Preto e Danos na Produção do Cajueiro. Fortaleza: Embrapa

Agroindústria Tropical, 16 p. (Boletim de pesquisa e desenvolvimento, 23), 2005.

CARVALHO, S.P. Histórico, importância e socioeconômica e zoneamento da produção no

Estado de Minas Gerais. In: Carvalho, S. P. (Coord.). Boletim do morango: cultivo

convencional, segurança alimentar, cultivo orgânico. Belo Horizonte: FAEMG, 2006. p. 9

– 14.

68

CAVALCANTI, L.S.; BRUNELLI, K.R.; STANGARLIN, J.R. Aspectos bioquímicos e

moleculares da resistência induzida. In: Indução de Resistência em plantas a patógenos e

insetos. Editores: CAVALCANTI, L.S.; DI PIERO, R.M.; CIA, P.; PASCHOLATI, S.F.;

RESENDE, M.L.V.; ROMEIRO, R S. Piracicaba, SP, FEALQ, 2005. p. 81 – 124.

CHITARRA, M I F.; CHITARRA, A. B. Pós-colheita de frutas e hortaliças: fisiologia e

manuseio. 2º ed., Editora: UFLA, 2005. 783p.

CHEONG, J.J.; CHOI, Y.D. Methyl jasmonate as a vital substance in plants. Trends in

Genetics. v. 19, n.7, p. 409 – 413, 2003.

CIA, P. Avaliação de agentes bióticos e abióticos na indução de resistência e no controle

pós-colheita da antracnose (Colletotrichum gloeosporioides) em mamão (Carica papaya).

2005. 197p. Tese (Doutorado em Agronomia) – Escola Superior de Agricultura Luiz de

Queiroz, Piracicaba.

CIA, P. PASCHOLATI, S.F.; BENATO, E.A. Indução de resistência no manejo de doenças

pós-colheita. In: Indução de resistência em plantas a patógenos. Editores: RODRIGUES,

F. A.; ROMEIRO, R. S. Anais da III Reunião Brasileira de Plantas a Patógenos. Viçosa, MG,

2007. p. 245 – 280.

CIA, P.; BENATO, E.A.; PASCHOLATI, S.F.; GARCIA, E.O. Quitosana no controle pós-

colheita da podridão mole em caqui „Rama Forte‟. Bragantia. Campinas, v. 69, n. 3, p 745 –

752, 2010.

COSTA, H.; ZAMBOLIM, L.; VENTURA, J.A. Manejo integrado das doenças do

morangueiro. Cap. 6. In: Manejo integrado – Produção Integrada de Fruterias Tropicais:

Doenças e Pragas. Editor: Laércio Zambolim. Viçosa, MG, 2003. 587p.

COSTA, H.; VENTURA, J.A. Doenças do morangueiro: diagnóstico e manejo. In:

BALBINO, J.M. de S. (ed.) Tecnologias para produção, colheita e pós-colheita de

morangueiro. 2° ed. Vitória: Incaper, 2006. p. 41 – 57.

69

COSTA, F.B. Fisiologia e conservação de cultivares de morangos inteiros e minimamente

processados. 2009. 115p. Tese (Doctor Scientiae em Fisiologia Vegetal) – Universidade

Federal de Viçosa, Viçosa.

COUTO, E.B. Avaliação de metil jasmonato na indução de resistência de plantas de

Eucalyptus spp. ao psilídeo-deconcha Glycaspis brimblecombei moore (hemiptera:

psyllidae). 2006. 52p. Dissertação (Mestrado em Agronomia) – Faculdade de Ciências

Agronômicas – UNESP, Botucatu.

DING, Z.; TIAN, S.; ZHENG, X.; ZHOU, Z.; XU, Y. Responses of reactive oxygen

metabolism and quality in mango fruit to exogenous oxalic acid or salicylic acid under

chilling temperature stress Physiologia Plantarum. v. 130, n. 1, p. 112 – 121, May 2007.

DING, C.K.; WANG, C.Y.; GROSS, K.C.; SMITH, D.L. Reduction of chilling injury and

transcript accumulation of heat shock protein genes in tomatoes by MeJA and MeSA. Plant

Science. v. 161, p. 1153 – 1159, 2001.

DANNER, M.A.; SASSO, S.A.Z.; MEDEIROS, J.G.S.; MARCHESE, J.A.; MAZARO, S.M.

Indução de resistência à podridão-parda em pêssegos pelo uso de eliciadores em pós-colheita.

Pesquisa Agropecuária Brasileira, Brasília, v. 43, n. 7, p.793 – 799, jul. 2008.

DI PIERO, R.M.; KUHN, O.J.; PASCHOLATI, S.F. Indução de resistência e a produtividade

das culturas. Cap. 12. In: Indução de Resistência em plantas a patógenos e insetos.

Editores: CAVALCANTI, L. S.; DI PIERO, R. M.; CIA, P.; PASCHOLATI, S. F.;

RESENDE, M. L. V.; ROMEIRO, R. S. Piracicaba, SP, FEALQ, 2005. p. 239 – 258.

DROBY, S.; PORAT, R.; COHEN, L.; WEISS, B.; SHAPIRO, B.; PHILOSOPH-HADAS,

S.; MEIR, S. Suppressing green mold decay in grapefruit with postharvest jasmonate

application. Journal of the American Society for Horticultural Science, v. 124, p. 184 –

188, 1999.

DURRANT, W.E.; DONG, X. Systemic acquired resistance. Annual Review of

Phytopathology. v. 42, p. 185 – 209, 2004.

70

EDAGI, F.K. Pós-colheita de nêsperas ‘Fukuhara’: efeito de compostos salicilatos, 1-

metilcicloporpeno e tratamentos térmicos. 2009. 86p. Dissertação (Mestrado em

Agronomia) – Escola Superior de Agricultura “Luiz de Queiroz”, Piracicaba.

EDREVA, A. A novel strategy for plant protection: Induced resistance. Journal of Cell and

Molecular Biology. v. 3, p. 61 – 69, 2004.

EL GHAOUTH, A.; ARUL, J.; PONNAMPALAM, R.; BOULET, M. Chitosan coating effect

on storability and quality of fresh strawberries. Journal of Food Science. v. 56, n. 6, p. 1618

– 1620, 1991.

FERNANDES, C.F.; JÚNIOR, J.R.V.; SILVA, D.S.G.; REIS, N.D.; JÚNIOR, H.A.

Mecanismos de defesa de plantas contra o ataque de agentes fitopatogênicos. Porto

Velho/RO: Embrapa Rondônia, 2009. 14 p. – (Documentos / Embrapa Rondonia, 0103-9865;

133).

FILHO, J.A.C. Efeito de extratos de albedo de laranja (Citrus sinensis) e dos indutores de

resistência ácido salicílico, acibenzolar-s-metil e Saccharomyces cerevisiae no controle de

Phyllosticta citricarpa (Teleomorfo: Guignardia citricarpa). 2003. 125p. Tese (Doutorado

em Agronomia) – Escola Superior de Agricultura “Luiz de Queiroz”, Piracicaba.

FLORES-CANTILLANO, F.; BENDER, R.J.; LUCHSINGER, L. Fisiologia e manejo pós-

colheita. In: MORANGO: Pós-colheita. Editor técnico: FLORES-CANTILLANO, F.

Embrapa Clima Temperado (Pelotas, RS). – Brasília, DF, Embrapa Informações

Tecnológicas, 2003. 29p. (Frutas do Brasil, 42).

FONG, Z.K. Effects Of Bagging, Sa And Ina On Postharvest Quality And Disease

Resistance Of Mango (mangifera Indica L.) Fruit. 2005. 119p. Tese (Doutorado em

Ciências Agrícolas) – Universidade Agrícola da China, Pequim.

FOOD AND AGRICULTURE ORGANIZATION OG THE UNITED NATIONS – FAO.

FAOSTAT. Production/Crops – Brazil/Strawberries. 2012. Disponível em: <

http://faostat.fao.org/site/567/default.aspx#ancor>. Acesso em: 29 de nov. de 2012.

71

FORTES, J.F. Doenças Pós-colheita. In: MORANGO: Pós-colheita. Editor técnico:

FLORES-CANTILLANO, F. Embrapa Clima Temperado (Pelotas, RS). – Brasília, DF,

Embrapa Informações Tecnológicas, 2003. 29p. (Frutas do Brasil, 42).

FORTES, J.F.; COUTO, M.E. Doenças Fúngicas e Bacterianas. In: MORANGO:

Fitossanidade. Editores técnicos: FORTES, J. F.; OSÓRIO, V. A. Embrapa Clima

Temperado (Pelotas, RS). – Brasília, DF, Embrapa Informações Tecnológicas, 2003. 36p.

(Frutas do Brasil, 41).

FORTES, J.F. Sistema de Produção do Morango: Doenças do morangueiro. Embrapa

Clima Temperado. Sistemas de Produção, 5, Versão Eletrônica, Nov., 2005. Disponível em:

<http://sistemasdeproducao.cnptia.embrapa.br/FontesHTML/Morango/SistemaProducaoMora

ngo/cap06.htm>. Acesso em: 18 de Maio de 2011.

GARCÍA, J.M.; AGUILERA, C.; JIMÉNEZ, A.M. Gray Mold in and Quality of Strawberry

Fruit following Postharvest Heat Treatment. HortScience, v. 31, n. 2, p. 255 – 257, abril

1996.

GRASEMNEZHAD, M.; BABALAR, M.; MOSTOUFI, Y. Effect of methyl jasmonate and

methyl salicylate in reducing chilling injury and decay in marsh grapefruit and thompsom

navel orange produced in North and south of Iran. Iranian Journal of Agricultural Sciences. v.

39, n. 1, p. 1 – 7, 2008.

GIMÉNEZ, G.; ANDRIOLO, J.; GODOI, R. Cultivo em solo do morangueiro. Ciência

Rural, Santa Maria, v. 38, n. 1, p. 273-279, jan/fev 2008.

GONZÁLEZ-AGUILAR, G.A.; ZAVALETA-GATICA, R.; TIZNADO-HERNÁNDEZ,

M.E. Effect of methyljasmonate on physiological response of guava (Psidium guajava) stored

at low temperatures. Revista Chapingo, Serie Horticultura. v. 13, n. 1, p. 63 – 69, 2007.

GUZZO, S.D. Aspectos bioquímicos e moleculares da resistência sistêmica adquirida em

cafeeiro contra Hemileia vastatrix. 2004. 236p. Tese (Doutorado em Ciências) – Centro de

Energia Nuclear na Agricultura – USP. Piracicaba.

72

GUZZO, S.D.; HARAKAVA, R. Mecanismos envolvidos na resistência induzida em plantas

a doenças: sinalização e expressão de genes de defesa. Cap. 12. In: Indução de resistência

em plantas a patógenos. Editores: RODRIGUES, F. A.; ROMEIRO, R. S. Anais da III

Reunião Brasileira de Plantas a Patógenos. Viçosa, MG, 2007. p. 281 – 302.

HENRIQUE, C.M.; CEREDA, M.P. Utilização de biofilmes na conservação pós-colheita de

morango (Fragaria Ananassa Duch) cv. IAC Campinas. Revista Ciência. Tecnologia de

Alimentos, v.19, n. 2, p. 231 – 233, 1999.

HOFFMANN, A., ANTUNES, L.E.C.; RASEIRA, M.C.B.; NAKASU, B.H; BERNARDI, J.

Pequenas frutas. Cap. 3. In: Agricultura Tropical – Quatro décadas de inovações

tecnológicas, institucionais e políticas. Editores Técnicos: ALBUQUERQUE, A.C.S.;

SILVA, A.G. de. Produção e produtividade agrícola. Brasília, DF, Embrapa Informações

Tecnológicas. v. 1, 2008, 1337p.

HUANG, R.; XIA, R.; LU, Y.; HU, L.; XU, Y. Effect of pre-harvest salicylic acid spray

treatment on postharvest antioxidant in the pulp and peel of „Cara cara‟ navel orange (Citrus

sinenisis L. Osbeck). Journal of the Science of Food and Agriculture. v. 88, n. 2, p. 229 –

236, January 2008.

IMRAN, H.; ZHANG, Y.; DU, G.; WANG, G.; ZHANG, J. Effect of salicylic acid (SA) on

delaying fruit senescence of Huang Kum pear. Frontiers of Agriculture in China. v. 1, n. 4,

p. 456 – 459, October, 2007.

JIN, P.; ZHENG, Y.H.; CHENG, C. M.; GAO, H.Y.; CHEN, W.X.; CHEN, H.J. Effect of

methyl jasmonate treatment on fruit decay and quality in peaches during storage at ambient

temperature. Acta Horticulturae. v. 712, p. 711 – 716, 2006.

JIN, P.; ZHENG, Y.; TANG, S.; RUI, H.; WANG, C.Y.; Enhancing disease resistence in

peach fruit with methyl jasmonate. Journal of The Science of Food and Agriculture. v. 89,

n. 5, p. 802 – 808, 2009.

JING-HUA, Y., YUAN, G., YAN-MAN, L., XIAO-HUA, Q.; ZHANG, M.F. Salicylic acid-

induced enhancement of cold tolerance through activation of antioxidative capacity in

watermelon. Scientia Horticulture. v. 118, p. 200 – 205, 2008.

73

JUNIOR, C.G.L. Identificação e expressão de genes de biossíntese do jasmonato na

interação entre Theobroma cacao e Moniliophthora perniciosa. 2009. 89p. Dissertação

(Mestrado em Ciências) - Centro de Energia Nuclear na Agricultura – USP, Piracicaba.

JÚNIOR, L.C.C. Atmosfera controlada na conservação de morango. 2011. 120p. Tese

(Doutorado em Ciências) – USP, Piracicaba.

KERBAUY, G.B. Fisiologia Vegetal. 1ª ed. Editora: Guanabara Koogan S.A.. 2004. 452p.

KHADEMI, O.; ZAMANI, Z.; MOSTOFI, Y.; KALANTARI, S.; AHMADI, A. Extending

Storability of Persimmon Fruit cv. Karaj by Postharvest Application of Salicylic Acid.

Journal of Agricultural Science and Technology. v. 14, p. 1067 – 1074, 2012.

KAZEMI, M.; ARAN, M.; ZAMANI, S. Effect of Salicylic Acid Treatments on Quality

Characteristics of Apple Fruits During Storange. American Journal of Plant Physiology. v.

6, n. 2, p. 113 – 119, 2011.

LEE, H.; LEON, J.; RASKIN, I. Biosynthesis and metabolism of salicylic acid. Proc. Natl.

Acad. Sci. USA. v. 92, p. 4076 – 4079, May 1995.

LEE, S.; HONG, J.; JEON, W.B.; CHUNG, Y.; SUNG, S.; CHOI, D.; JOUNG, Y.H.; OH, B.

The salicylic acid-induced protection of non-climacteric unripe pepper fruit against

Colletotrichum gloeosporioides is similar to the resistance of ripe fruit. Plant Cell Reports.

v. 28, p. 1573 – 1580, 2009.

LI, D.; XU, Y.; SUN, L.; LIU, L.; HU, X.; LI, D.; SHU, H. Salicylic Acid, Ethephon, and

Methyl Jasmonate Enhance Ester Regeneration in 1-MCP-Treated Apple Fruit after Long-

Term Cold Storage. Journal of Agricultural and Food Chemistry. v. 54, n. 11, p. 3887 –

3895, 2006.

LIU, W; AI, X.Z.; LIANG, W.J.; WANG, H.T.; LIU, S.X.; ZHENG, N. Effects of salicylic

acid on the leaf photosynthesis and antioxidant enzyme activities of cucumber seedlings under

low temperature and light intensity. Chinese Journal of Applied Ecology. v. 20, p. 441-445,

2009.

74

LOLAIE, A.; KAVIANI, B.; REZAEI M.A.; RAAD, M.K.; MOHAMMADIPOUR, R. Effect

of Pre- and Postharvest Treatment of Salicylic Acid on Ripening of Fruit and Overall Quality

of Strawberry (Fragaria ananasa Duch cv. Camarosa) Fruit. Annals of Biological Research.

v. 3, n. 10, p. 4680 – 4684, 2012.

LU, X.; SUN, D.; LI, Y.; SHI, W. SUN, G. Pre- and post-harvest salicylic acid treatments

alleviate internal browning and maintain quality of winter pineapple fruit. Scientia

Horticulturae. v. 130, n. 1, p. 97 – 101, August, 2011.

LUNARDI, R. Tecnologia de Armazenamento em Atmosfera Controlada. In: Manual Pós-

colheita da Fruticultura Brasileira / Leandro Camargo Neves (organizador). Londrina:

EDUEL, 2009. 494p.

LUNARDI, R.; TERUEL, B.; NEVES, L.C. Armazenamento Refrigerado e Boas Práticas na

Conservação de Frutos. In: Manual Pós-colheita da Fruticultura Brasileira / Leandro

Camargo Neves (organizador). Londrina: EDUEL, 2009. 494p.

MACAGNAN, D. Indução de resistência e biocontrole em cacaueiro. In: Indução de

resistência em plantas a patógenos. Editores: RODRIGUES, F. A.; ROMEIRO, R. S. Anais

da III Reunião Brasileira de Plantas a Patógenos. Viçosa, MG, 2007. p. 183 – 218.

MADAIL, J.C.M.; REICHERT, L.J.; MARTINS, C.R. Mercado Internacional e Nacional. In:

MORANGO: Pós-colheita. Editor técnico: FLORES-CANTILLANO, F. Embrapa Clima

Temperado (Pelotas, RS). – Brasília, DF, Embrapa Informações Tecnológicas, 2003. 29p.

(Frutas do Brasil, 42).

MADAIL, J.C.M.; REICHERT, L.J.; MIGLIORINI, L.C. Sistema de Produção do

Morango: Coeficientes técnicos para a cultura do morangueiro. Embrapa Clima

Temperado. Sistemas de Produção, 5, Versão Eletrônica, Nov., 2005. Disponível em: <

http://www.cpact.embrapa.br/publicacoes/catalogo/tipo/sistemas/morango/cap15.htm>.

Acesso em: 18 de Maio de 2011.

75

MALGARIM, M.B.; TIBOLA, C.S.; ZAICOWISK, C.; FERRI, V.C.; SILVA, P.R.

Modificação da atmosfera e resveratrol na qualidade pós-colheita de morangos cv. Camarosa.

Revista Brasileira de Agrociência, Pelotas, v. 12, n. 1, p. 67 – 70, jan-mar, 2006.

MANDAL, S.; MALLICK, N.; MITRA, A. Salicylic Acid-induced Resistance to Fusarium

oxysporum f. sp. lycopersici in Tomato. Plant Physiology and Biochemistry. v. 47, p. 642 –

649, 2009.

MARTÍNEZ-FERRER, M.; HARPER, C. Reduction in microbial growth and improvement of

storage quality in fresh-cut pineapple after methyl jasmonate treatment. Journal of Food

Quality. v. 28, n. 1, p. 3 – 12, February, 2005.

MELOTTI, M. Secretaria da Agricultura, Abastecimento, Aqüicultura e Pesca - SEAG, Portal

do Governo do Estado do Espírito Santo. Comercialização de morango na Ceasa/ES cresce

mais de 65% em 21 dias. 2009. Disponível em: <http://www.seag.es.gov.br/?p=1718>.

Acesso em: 19 de Maio de 2011.

MENG, X.; HAN, J.; WANG, Q.; TIAN, S. Changes in physiology and quality of peach

fruits treated by methyl jasmonate under low temperature stress. Food Chemistry. v. 144, n.

3, p. 1028 – 1035, June 2009.

MÉTRAUX, J.P. Recent breakthroughs in the study of salicylic acid biosynthesis. Trends in

Plant Science. v. 7, n. 8, p. 332 – 334, 2002.

MO, Y.; GONG, D.; LIANG, G.; HAN, R.; XIE, J.; LI, W. Enhanced preservation effects of

sugar apple fruits by salicylic acid treatment during post-harvest storage. Journal of the

Science of Food and Agriculture. v. 88, n. 15, p. 2693 – 2699, December 2008.

NILPRAPRUCK, P.; PRADISTHAKARN, N.; AUTHANITHEE, F.; KEEBJAN, P. Effect of

Exogenous Methyl Jasmonate on Chilling Injury and Quality of Pineapple (Ananas comosus

L.) cv. Pattavia. Silpakorn University Science and Technology Journal. v. 2, n. 2, p. 33 –

42, 2008.

76

NILPRAPRUCK, P.; YODMINGKHWAN, P. Effect of Exogenous Methyl Jasmonate on the

Internal Browning of Pineapple Fruit (Ananas comosus L.) cv. Pattavia.

KKU Research Journal. v. 14, n. 6, p. 489 – 498, June, 2009.

OLIVEIRA, R.P.; NINO, A.F.P.; SCIVITTARO, W.B. Mudas certificadas de morangueiro:

maior produção e melhor qualidade da fruta. A Lavoura, Rio de Janeiro, v. 108, n. 655, p. 35

– 38, 2005.

OLIVEIRA, M.A.B. de. Introdução a pós-colheita de frutos. Editora Noryam, 2010. 72p.

OLIVEIRA, M.A.C. de; SANTOS, A. M. de. Classificação Botânica, Origem e Evolução. In:

MORANGO: Produção. Editores técnicos: SANTOS, A. M. dos; MEDEIROS, A. R. M.

Embrapa Clima Temperado (Pelotas, RS). – Brasília, DF, Embrapa Informações

Tecnológicas, 2003. 81p. (Frutas do Brasil, 40).

OSÓRIO, V.A.; FORTES, J.F.; Introdução. In: MORANGO: Fitossanidade. Editores

técnicos: FORTES, J. F.; OSÓRIO, V. A. Embrapa Clima Temperado (Pelotas, RS). –

Brasília, DF, Embrapa Informações Tecnológicas, 2003. 36p. (Frutas do Brasil, 41).

PALLAMIN, M.L. Alternativas no controle fitossanitário em diferentes cultivares de

morangueiro como ferramenta na produção integrada. 2007. 60p. Dissertação (Mestrado

em Agronomia – Horticultura) – UNESP, Botucatu.

PASCHOLATI, S.F.; LEITE, B. Hospedeiro: mecanismos de resistência. In: BERGAMIN

FILHO, A.; KIMATI, H.; AMORIM, L. Manual de fitopatologia: princípios e conceitos. 3ª

ed. Pompéia: Ceres, 1995. p. 417-453.

PBMH – Programa Brasileiro para a modernização da Horticultura e Produção integrada de

morango. Normas de Classificação de Morango. São Paulo: CEAGESP, 2009.

(Documentos, 33).

PÉREZ, A.G.; SANZ, C.; OLÍAS, R.; OLÍAS, J.M. Effect of Methyl Jasmonate on in

Vitro Strawberry Ripening. Journal of Agricultural and Food Chemistry. v. 45, n. 10, p.

3733 – 3737, 1997.

77

PÉREZ, A.G.; SANZ, C.; RÍOS, J.J.; OLÍAS, R.; OLÍAS, J.M. Effects of ozone treatment on

postharvest strawberry quality. Journal of Agricultural and Food Chemistry. v. 47, n. 4, p.

1652 – 1656, 1999.

PINELI, L.L.O.; ROCHA, T.O.; MORETTI, C.L.; CAMPOS, A.B.; BRASILEIRO, A.V.;

GLEICY, G.; SANTANA, M.A.; SANTOS, M.S.; CAMPOS, N.A. Caracterização física,

química e sensorial de morangos „Oso Grande‟ e „Camino Real‟ armazenados a 5 e a 15 °C.

Horticultura Brasileira. v. 26, n. 2, p. 5497 – 5501. 2008.

POOLE, R.R.; McLEOD, L.C. Development of resistance to picking wound entry Botrytis

cinerea storage rots in kiwifruit. New Zealand Journal of Crop and Horticultural Science.

v. 22, p. 387–392, 1994.

POPOVA, L.; PANCHEVA, T.; UZUNOVA, A. Salicylic Acid: Properties, Biosynthesis and

Physiological Role. Bulgarian Journal of Plant Physiology. v. 23, p. 85 – 93, 1997.

RASKIN, I. Role of salicylic acid in plants. Annual Review of Plant Physiology and Plant

Molecular Biology. v. 43, p. 439 – 463, 1992.

REICHERT, L.J. Comercialização. In: MORANGO: Produção. Editores técnicos:

SANTOS, A.M. dos; MEDEIROS, A.R.M. Embrapa Clima Temperado (Pelotas, RS). –

Brasília, DF, Embrapa Informações Tecnológicas, 2003. 81p. (Frutas do Brasil, 40).

REICHERT, L.J.; MADAIL, J.C.M. Aspectos socioeconômicos. In: MORANGO:

Produção. Editores técnicos: SANTOS, A.M. dos; MEDEIROS, A.R.M. Embrapa Clima

Temperado (Pelotas, RS). – Brasília, DF, Embrapa Informações Tecnológicas, 2003. 81p.

(Frutas do Brasil, 40).

REY, M. dos S.; LIMA, N.B.; SANTOS, J. dos; FARIAS, C.R.J. de1; PIEROBOM, C.R.

Crescimento micelial de raças de Colletotrichum lindemuthianum sob diferentes potenciais

hídricos. Revista brasileira de Agrociência, Pelotas, v.11, n. 3, p. 309 – 313, jul-set, 2005.

.

78

ROCHA, M.R.; CASTRO, R.M.; PINA, R.C.; MARTINI, A.L. Efeito do acibenzolar-s-

methyl (benzothiadiazole), como indutor de resistência sistêmica em soja (Glycine max cv.

FT-Cristalina), sobre Heterodera glycines. Pesquisa Agropecuária Tropical, v. 30, n. 2, p.

35 - 38, jul./dez. 2000.

ROHWER, C.L.; ERWIN, J.E. Horticultural applications of jasmonates: A review. Journal

of Horticultural Science & Biotechnology. v. 83, n. 3, p. 283 – 304, 2008.

ROMBALDI, C.V.; SILVA, J.A.; LUCCHETTA, L.; ZANUZZO, M.R.; NEVES, L.C.

Biotecnologia Aplicada à Conservação e à Qualidade de frutos. In: Manual Pós-colheita da

Fruticultura Brasileira / Leandro Camargo Neves (organizador). Londrina: EDUEL, 2009.

494p.

SHAFIEE, M.; TAGHAVI, T.S.; BABALAR, M. Addition of salicylic acid to nutrient

solution combined with postharvest treatments (hot water, salicylic acid, and calcium dipping)

improved postharvest fruit quality of strawberry. Scientia Horticulturae. v. 124, p. 40 – 45,

2010.

SANHUEZA, R.M.V.; HOFFMANN, A.; ANTUNES, L.E.C.; FREIRE, J. de M. Sistema de

Produção de Morango para a Mesa na Região da Serra Gaúcha e Encosta Superior do

Nordeste. Embrapa Uva e Vinho. Sistema de Produção, 6. Versão Eletrônica, Dez., 2005.

Disponível em: <

http://sistemasdeproducao.cnptia.embrapa.br/FontesHTML/Morango/MesaSerraGaucha/impo

rtancia.htm>. Acesso em 30 de Maio de 2011.

SANTOS, A.M. dos. Cultivares. In: MORANGO: Produção. Editores técnicos: SANTOS,

A.M. dos; MEDEIROS, A.R.M. Embrapa Clima Temperado (Pelotas, RS). – Brasília, DF,

Embrapa Informações Tecnológicas, 2003. 81p. (Frutas do Brasil, 40).

SANTOS, P.E.T. dos. Sistema de Produção do Morango: Características básicas das

principais cultivares de morango plantadas no Brasil. Embrapa Clima Temperado.

Sistemas de Produção, 5, Versão Eletrônica, Nov., 2005. Disponível em:

<http://sistemasdeproducao.cnptia.embrapa.br/FontesHTML/Morango/SistemaProducaoMora

ngo/cap02.htm>. Acesso em 18 de Maio de 2011.

79

SCHWAN-ESTRADA, K.R.F.; STANGARLIN, J.R.; PASCHOLATI, S.F. Mecanismos

bioquímicos de defesa vegetal. In: PASCHOLATI, S.F.; LEITE, B.; STANGARLIN, J.R.;

CIA, P. (Ed.). Interação Planta Patógeno – fisiologia, Bioquímica e Biologia Molecular.

Piracicaba: FEALQ, 2008. p.227-248.

SIBOZA, X.I.; BOWER, J.P.; BERTLING, I. Effect of methyl jasmonate and salicylic acid

on chilling injury of 'Eureka' lemons. Acta Horticulturae. v. 911, p. 409 – 414, 2010.

SILVA, P.A.; QUEIROZ, E.R.; ABREU, C.M.P.; CORRÊA, A.D.; SANTOS, C.D.

Avaliação da qualidade de morangos submetidos ao 1-metilciclopropeno e armazenados

sob refrigeração. XIX Congresso de Pós-Graduação da UFLA. Set. / Out. de 2010. 6 p.

SOARES, A.M.S.; MACHADO, O.L.T. Defesa de plantas: Sinalização química e espécies

reativas de oxigênio. Revista Trópica – Ciências Agrárias e Biológicas. v. 1, n. 1, p.9, 2007.

SOBRINHO, C.A.; FERREIRA, P.T.O.; CAVALCANTI, L.S. Indutores Abióticos. In:

Indução de Resistência em plantas a patógenos e insetos. Editores: CAVALCANTI, L.S.;

DI PIERO, R.M.; CIA, P.; PASCHOLATI, S.F.; RESENDE, M.L.V.; ROMEIRO, R.S.

Piracicaba, SP, FEALQ, 2005. p. 51 – 80.

SOUZA, A.P.M. Estudo do efeito de respostas de hipersensibilidade sobre a parede

celular em cultura de células de amora-preta (Rubus fruticosus). 2007. 145p. Dissertação

(Mestrado em Ciências Farmacêuticas) – Faculdade de Ciências Farmacêuticas – USP,

Ribeirão Preto.

SPLETZER, M.E., AND ENYEDI, A.J. Salicylic acid induces resistance to Alternaria solani

in hydroponically grown tomato. Phytopathology. v. 89, nº. 9, p. 722 – 727, 1999.

SRIVASTAVA, M. K.; DWIVEDI, U. N. Delayed ripening of banana fruit by salicylic acid.

Plant Science. v. 158, p. 87 – 96, 2000.

TAIZ, L.; ZEIGER, E. Fisiologia vegetal. 3ª ed. Porto Alegre: Artmed, 2006, 719 p.

80

TANAKA, M.A.S. Controle das doenças causadas por fungos e bactérias em morangueiro.

Cap. 2. In: ZAMBOLIM, L.; VALE, F.X.R do; MONTEIRO, A.J.A.; COSTA, H. Controle

de Doenças de Plantas Fruteiras. Viçosa, MG, v. 1, 2002. 674p.

TANAKA, M.A.S.; BETTI, J.A.; KIMATI, H. Doenças do Morangueiro (fragaria x

ananassa). Cap. 56. In: KIMATI, H.; AMORIM, L.; REZENDE, J.A.M.; FILHO, A.B.;

CAMARGO, L.E.A. Manual de Fitopatologia – Doenças de plantas cultivadas. v. 2. 4ª ed.,

São Paulo, SP, Agronômica Seres, 2005. 663p.

TAREEN, M.J.; ABBASI, N.A.; HAFIZ, I.A. Effect of salicylic acid treatments on storage

life of peach fruits cv. „flordaking‟. Pakistan Journalof Botany. v. 44, n. 1, p. 119 – 124,

2012.

TERRY, L.A.; JOYCE, D.C. Elicitors of induced disease resistance in postharvest

horticultural crops: a brief review. Postharvest Biology and Technology. v. 32, p. 1 – 13,

2004.

TERUEL, B. Tecnologias de Resfriamento Rápido de Frutos. In: Manual Pós-colheita da

Fruticultura Brasileira / Leandro Camargo Neves (organizador). Londrina: EDUEL, 2009.

494p.

TIBOLA, C.S.; MALGARIM, M.B.; ZAICOVSK, C.B.; PEGORARO, C.; CERO, J.D.;

FERRI, V.C. Luz ultravioleta na inibição de podridões pós-colheita de morangos (fragaria

ananassa, duch.) “Camarosa”. Revista Brasileira de Agrociência. Pelotas, v. 13, n. 4, p. 509

– 512, out-dez, 2007.

TRIPATHI, P.; DUBEY, N.K. Exploitation of natural products as an alternative strategy to

control postharvest fungal rotting of fruit and vegetables. Postharvest Biology and

Technology, v. 31, n. 3, p. 235-245, 2004.

TOMAZELI, V.N. Indução de resistência a doenças em morangueiro com o uso de

acibenzolar-S-metil e harpina em pré e pós-colheita. 2010. 102p. Dissertação (Mestrado

em Agronomia) - Universidade Tecnológica Federal do Paraná, Pato branco.

81

TZORTZAKIS, N.G.; ECONOMAKIS, C.D. Maintaining postharvest quality of the tomato

fruit by employing methyl jasmonate and ethanol vapor treatment. Journal of Food Quality.

v. 30, n. 5, p. 567 – 580, October 2007.

VALERO, D.; DÍAZ-MULA, H.M.; ZAPATA, P.J.; CASTILLO, S.; GUILLÉN, F.;

MATÍNEZ-ROMERO, D.; SERRANO, M. Postharvest treatments with salicylic acid,

acetylsalicylic acid or oxalic acid delayed ripening and enhanced bioactive compounds and

antioxidant capacity in sweet cherry. Journal of Agricultural and Food Chemistry. v. 59, n.

10, p. 5483 – 5489, 2011.

VANETTI, C.A. Resistência do Tomateiro a Alternaria solani induzida por quitina,

ácido salicílico, benzotiadiazol e ácido acetil salicílico tamponado. 2001. 65p. Tese

(Doctor Scientiae em Fitopatologia) – Universidade Federal de Viçosa, Viçosa.

VIEITES, R.L.; EVANGELISTA, R.M.; SILVA, C. de S.; MARTINS, M.L. Conservação do

morango armazenado em atmosfera modificada. Semina: Ciências Agrárias, Londrina, v.

27, n. 2, p. 243-252, abr./jun. 2006.

VLOT, A.C.; DEMPSEY, D.M.A.; KLESSIG, D. F. Salicylic Acid, a Multifaceted Hormone

to Combat Disease. Annual Review of Phytopathology. v. 47, p. 177 – 206, 2009.

XU, X.; TIAN, S. Salicylic acid alleviated pathogen-induced oxidative stress in harvested

sweet cherry fruit. Postharvest Biology and Technology. v. 49, p. 379 – 385, 2008.

WANG, L.; CHENA, S.; KONG, W.; LI, S.; ARCHBOLD, D.D. Salicylic acid pretreatment

alleviates chilling injury and affects the antioxidant system and heat shock proteins of peaches

during cold storage. Postharvest Biology and Technology. v. 41, p. 244 – 25, 2006.

YAMASHITA, F. Embalagens Pós-colheita para Frutos. In: Manual Pós-colheita da

Fruticultura Brasileira / Leandro Camargo Neves (organizador). Londrina: EDUEL, 2009.

494p.

82

YANG, Z.; CAO, S.; CAI, Y.; ZHENG, Y. Combination of salicylic acid and ultrasound to

control postharvest blue mold caused by Penicillium expansum in peach fruit. Innovative

Food Science and Emerging Technologies. v. 12, p. 310 – 314, 2011.

YAO, H.; TIAN, S. Effects of pre- and post-harvest application of salicylic acid or methyl

jasmonate on inducing disease resistance of sweet cherry fruit in storage. Postharvest

Biology and Technology. v. 35, p. 253 – 262, 2005a.

YAO, H.J.; TIAN, S.P. Effects of a biocontrol agent and methyl jasmonate on postharvest

diseases of peach fruit and the possible mechanisms involved. Journal of Applied

Microbiology. v. 98, p. 941 – 950, 2005b.

YU, M.; SHEN, L.; FAN, B.; ZHAO, D.; ZHENG, Y.; SHENG, J. The effect of Meja on

ethylene biosynthesis and induced disease resistance to Botrytis cinerea in tomato.

Postharvest Biology and Technology. v. 54, n 3, p. 153 – 158, December 2009.

ZAICOVSKI, C.B.; TIBOLA, C.S.; MALGARIM, M.B; FERRI, V.C.; PEGORARO, C.;

CERO, J.D.; SILVA, P.R. Resveratrol na qualidade pós-colheita de morangos “Camarosa”.

Revista Brasileira de Agrociência. Pelotas, v. 12, n. 4, p. 443 – 446, out-dez, 2006.

ZAINURI, D.C.J.; WEARING, H.; COATES, L.; TERRY, L. Effects of phosphonate and

salicylic acid treatments on anthracnose disease development and ripening of „Kensington

Pride‟ mango fruit. Australian Journal of Experimental Agriculture. v. 41, n. 6, p. 805–

813, 2001.

ZHANG, F.S.; WANG, X.Q.; MA, S.J.; CAO, S.F.; LI, N.; WANG, X.X.; ZHENG, Y.H.

Effects of methyl jasmonate on postharvest decay in strawberry fruit and the possible

mechanisms involved. Acta Horticulturae. v. 712, p. 693 – 698, 2006.

ZHANG, H.; MA, L.; WANG, L.; JIANG, S.; DONG, Y.; ZHENG, X. Biocontrol of Gray

Mold Decay in Peach Fruit by Integration of Antagonistic Yeast with Salicylic Acid and Their

Effects on Postharvest Quality Parameters. Biological control. v. 47, p. 60 – 65, 2008.

83

ZHANG, H.; MA, L.; TURNER, M.; XU, H.; ZHENG, X.; DONG, Y.; JIANG, S. Salicylic

acid enhances biocontrol efficacy of Rhodotorula glutinis against postharvest Rhizopus rot of

strawberries and the possible mechanisms involved. Food Chemistry. v. 22, n. 3, p. 577 –

583, October, 2010.

ZENG, K.; CAO, J.; JIANG, W. Enhancing disease resistance in harvested mango (Mangifera

indica L. cv. „Matisu‟) fruit by salicylic acid. Journal of The Science of Food and

Agriculture. v. 86, n. 5, p. 694 – 698, April 2006.

ZHU, Z. TIAN, S. Resistant responses of tomato fruit treated with exogenous methyl

jasmonate to Botrytis cinerea infection. Scientia Horticulturae. v. 142, p. 38 – 43, july,

2012.