Avaliação Ultra-sonográfica e Perfil Hormonal

8/18/2019 Avaliação Ultra-sonográfica e Perfil Hormonal

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Ian Martin

Avaliação ultra-sonográfica, perfil hormonal e

imunoistoquímica de receptores de estrógeno e

progesterona durante o ciclo estral em vacas Nelore

(Bos taurus indicus)

Botucatu – SP2005


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Ian Martin

Avaliação ultra-sonográfica, perfil hormonal e

imunoistoquímica de receptores de estrógeno e progesterona

durante o ciclo estral em vacas Nelore (Bos taurus indicus)

Dissertação apresentada à Faculdade de Medicina Veterinária

e Zootecnia da Universidade Estadual Paulista “Júlio deMesquita Filho”, Campus de Botucatu, para obtenção do título

de Mestre em Medicina Veterinária, Área de Concentração

Reprodução Animal

Orientador: Prof. Ass. Dr. João Carlos Pinheiro Ferreira

Botucatu – SP

2005


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FICHA CATALOGRÁFICA ELABORADA PELA SEÇÃO TÉCNICA DE AQUISIÇÃO E TRATAMENTODA INFORMAÇÃO

DIVISÃO TÉCNICA DE BIBLIOTECA E DOCUMENTAÇÃO - CAMPUS DE BOTUCATU - UNESPBIBLIOTECÁRIA RESPONSÁVEL: SELMA MARIA DE JESUS

Martin, Ian.Avaliação ultra-sonográfica, perfil hormonal e imunoistoquímica de

receptores de estrógeno e progesterona durante o ciclo estral em vacas Nelore( Bos taurus indicus) / Ian Martin. – 2005.

Dissertação (mestrado) – Universidade Estadual Paulista, Faculdade de

Medicina Veterinária e Zootecnia, Botucatu, 2005.Orientador: João Carlos Pinheiro FerreiraAssunto CAPES: 50504002

1. Bovino - ReproduçãoCDD 636.208982

Palavras-chave: Ciclo estral; Imunoistoquímica; Nelore; Receptores hormo-nais; Ultra-sonografia


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“O valor das coisas não está no tempo em que elas

duram, mas na intensidade com que acontecem. Por isso

existem momentos inesquecíveis, coisas inexplicáveis e

pessoas incomparáveis”.

(Fernando Pessoa)


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DEDICATÓRIA

Aos meus pais Miriam e Immo que sempre

apóiam e patrocinam todos os meus sonhos...

Ao meu irmão Gunnar pelo

orgulho e respeito que tem por mim.

A toda a minha família, avós, tios, primos e em especial

a minha avó Hilda pelo imenso amor e carinho....


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AGRADECIMENTOS

À Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia da Universidade Estadual

Paulista – Campus de Botucatu, ao Departamento de Reprodução Animal e Radiologia

Veterinária e a Seção de Pós-graduação pela oportunidade concedida.

Ao Prof. Ass. Dr. João Carlos Pinheiro Ferreira pela orientação, amizade,

paciência e incentivo durante estes vários anos de convivência, e por suportar minhas chatices

e manias....OBRIGADO!!!

Aos docentes do Departamento de Reprodução Animal e Radiologia Veterinária,

Fernanda da Cruz Landim e Alvarenga, Marco Antônio Alvarenga, Cezinande de Meira e

Sony Dimas Bicudo pela agradável convivência e conselhos sempre tão oportunos para a

realização deste trabalho.

Ao Prof Dr Nereu Carlos Prestes, meu orientador do tempo de residente.

À Profa Dra Maria Denise Lopes pelos costumeiros conselhos, pela sua

espontaneidade marcante, pela atenção sempre destinada a nós pós-graduandos.

Ao Prof Dr Frederico Ozanam Papa pelo aprendizado constante, pelas risadas,

pelas tantas viagens, pelas oportunidades únicas e pelo empréstimo do Analisador de Imagem

imprescindível para a realização deste trabalho.

À Profa Dra Eunice Oba pela co-orientação ainda quando graduando, pelo

empréstimo do aparelho de ultra-sonografia, vital para a realização desse trabalho, pelo uso do

Laboratório de Endocrinologia e pelos ensinamentos passados ao longo desses anos.

À Profa Dra Renée Laufer Amorim pela realização da técnica de

imunoistoquímica, por me receber de forma tão amigável em seu laboratório, e pelas tantas

vezes em que suas palavras me encorajaram e serviram de estímulo. Aos seus orientados


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Rafael Torres Neto e Marcela pelo auxílio na realização dos cortes histológicos e da técnica

de imunoistoquímica.

À Érika Gulfe e ao Prof. Cláudio Alvarenga de Oliveira, do Laboratório de

Dosagens Hormonais - LDH do Departamento de Reprodução Animal da Universidade de

São Paulo – USP, pelo auxílio nas dosagens de 17β-estradiol.

Ao Prof. Dr. José Buratini Jr. e aos seus orientados Isabela Bazzo, Anthony

Castilho, Paula Baloni e Inês Giometti pela realização da técnica de RT-PCR (não inclusa

nesta dissertação) e pelos inúmeros momentos de descontração durante os intermináveis

PCRs.

Ao Prof. Dr. Mario Binelli e a Cláudia Bertan pela realização das dosagens

plasmáticas de PGFM (também não inclusas nesta dissertação).

Ao Prof. Ass. Dr. Francisco S. Weschler do Departamento de Produção e

Exploração Animal, pela realização das análises estatísticas.... por dar sentido a

complexidades dos fundos vaginais, espiralizações uterinas e tantas outras variáveis...

Ao Sr. João Ratti da Fazenda Experimental São Manuel, pelo empréstimo dos

animais e ao Prof. Mario De Beni Arrigoni do Departamento de Produção e Exploração

Animal, pelo alojamento dos animais no Confinamento Experimental.

Aos colegas pós-graduandos Marilu e Adriano e aos graduandos Rogério, Thiago

e Luís Fernando, pelo imprescindível auxílio na realização da parte experimental deste

trabalho.

As “minhas” orientadas de iniciação científica Maria Clara Costa Mattos e

Rosiára Rosária Dias Maziero pelas tantas vezes em que rimos juntos, pela contribuição

mútua em nossos trabalhos e por me atormentarem sempre... continuem assim!!!

À amiga Luciana da Silva Leal pela amizade sincera e pelas horas intermináveis

de conversa.


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À amiga Cely Marini Melo pela paciência e carinho dedicados a mim e por

demonstrar sua amizade nos momentos em que mais preciso.

À Cássia e Ana Izabel por se mostrarem novas e grandes amigas.

Aos colegas e amigos do curso de pós-graduação Letícia e Bigu, Viviane,

Fabiana, Bel, Jussara, Christianne, Fabíola Carvalho, Maria Inês, Edmilson, André,

Claudinha, Carla Ponchirolli, Camila, Ellen, João, Henrique e Bió, Márcio, Karen, Milena,

Alexandre, Gustavo e Carla Moya, Cássia, Juliana, Paola, Jorge, Zé Dell’Aqua, Karina e

Edinho, Marciane, Leandro, Daniel, Hymerson, Ana Izabel, Cristiane Rubio e André, pelos

momentos de descontração.

Às companheiras da época de iniciação científica Christiane Rumi Irikura e

Lindsay Unno Gimenes pelas tantas descobertas realizadas conjuntamente e pela lembrança

eterna.

Aos colegas da XXXIV turma de Medicina Veterinária – Unesp – Botucatu por

tantos anos de convivência, em especial aos amigos Daniel Altwegg, Marcelo Xavier, PaulaYasumura, Juliana Chen, Mariana Hashizume, Joana Frota, Kelly Andrade, Audrey

Vaccari...entre tantos outros.

Aos funcionários e amigos da Reprodução Animal Cristina, Walter, Edílson,

Marquinho, Miguel, Tico e Márcio pela convivência amigável e ajuda sempre que necessária.

À Fundação de Amparo à Pesquisa - FAPESP pela bolsa e pelo auxílio financeiroconcedidos.

À Fundação para Desenvolvimento da Unesp – FUNDUNESP pelo auxílio

financeiro concedido.

A todos que contribuíram para a realização deste trabalho.

.

.


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.

À Luciana Batalha de Miranda pelo carinho, pela amizade e pelo amor dedicados

a mim; pelo brilho no olhar, pela alegria em seu sorriso; pelos momentos maravilhosos

que passamos e ainda vamos passar juntos; por ter a sorte e a felicidade de tua

companhia; por me ensinar a amar e a ter uma vida melhor; por ter me dado a coisa

mais importante da minha vida, meu filho; pela sua grandiosidade e por ser essa mulher

tão maravilhosa... TE AMO. Aos nossos seis cães Nina, Chicória, Asterix, Panthro, Lyon

e Tutty Vasquez pelos uivos e latidos sempre tão aguardados. Ao nosso filho Caio, por

dar uma nova razão a minha vida.

O Amor

O amor, quando se revela, Não se sabe revelar.

Sabe bem olhar p'ra ela,Mas não lhe sabe falar.

Quem quer dizer o que sente Não sabe o que há de dizer.

Fala: parece que menteCala: parece esquecer

Ah, mas se ela adivinhasse,Se pudesse ouvir o olhar,E se um olhar lhe bastasse

Pr'a saber que a estão a amar!

Mas quem sente muito, cala;Quem quer dizer quanto sente

Fica sem alma nem fala,Fica só, inteiramente!

Mas se isto puder contar-lheO que não lhe ouso contar,Já não terei que falar-lhe

Porque lhe estou a falar... "Fernando Pessoa


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SUMÁRIO

Lista de Figuras

Lista de Tabelas

Resumo

Abstract

1. Introdução .............................................................................................................. 24

2. Revisão de literatura ............................................................................................... 27

2.1. Ciclo estral e crescimento folicular ..................................................................... 28

2.2. Corpo lúteo .......................................................................................................... 30

2.3. Palpação e ultra-sonografia transretal ................................................................. 31

2.4. Endocrinologia .................................................................................................... 33

2.4.1. Estrógeno ......................................................................................................... 33

2.4.2. Progesterona ..................................................................................................... 36

2.5. Imunoistoquímica e receptores hormonais ......................................................... 39

3. Objetivos ................................................................................................................ 51

3.1. Objetivo geral ...................................................................................................... 52

3.2. Objetivos específicos .......................................................................................... 52

4. Material e Método .................................................................................................. 53

4.1. Animais ............................................................................................................... 54

4.2. Sincronização dos animais .................................................................................. 54

4.3. Períodos experimentais ....................................................................................... 54

4.4. Avaliações diárias através de palpação e ultra-sonografia transretal .................. 55

4.5. Colheitas de sangue ............................................................................................. 56

4.6. Dosagens hormonais de progesterona e estrógeno .............................................. 56

4.7. Colheitas de fragmentos uterinos ........................................................................ 574.8. Detecção imunoistoquímica de receptores de estrógeno e progesterona ............ 57

4.9. Análise estatística ................................................................................................ 61

5. Resultados .............................................................................................................. 62

5.1. Intervalo interestro .............................................................................................. 63

5.2. Sincronização do estro, diâmetros dos folículos ovulatórios e do corpo lúteo ... 64

5.3. Dosagens hormonais ........................................................................................... 65

5.4. Avaliações por palpação transretal....................................................................... 695.4.1. Tônus uterino ................................................................................................... 69


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5.4.2. Espessura uterina .............................................................................................. 71

5.5. Avaliações ultra-sonográficas ............................................................................. 73

5.5.1. Coluna líquida em fundo vaginal ..................................................................... 73

5.5.2. Coluna líquida nos cornos uterinos .................................................................. 75

5.5.3. Textura uterina ................................................................................................. 77

5.5.4. Espiralização uterina ........................................................................................ 79

5.5.5. Diâmetro dos cornos uterinos .......................................................................... 81

5.6. Imunoistoquímica ................................................................................................ 87

5.6.1. Contagem dos núcleos positivos para receptor de progesterona ...................... 87

5.6.2. Contagem dos núcleos positivos para receptor de estrógeno ........................... 89

5.6.3. Intensidade de marcação para os núcleos positivos para receptor de progesterona ............................................................................................................... 92

5.6.4. Intensidade de marcação para os núcleos positivos para receptor de

estrógeno .................................................................................................................... 94

6. Discussão ............................................................................................................... 101

7. Conclusões ............................................................................................................. 111

8. Referências ............................................................................................................. 113

9. Apêndice I .............................................................................................................. 13210. Apêndice II ........................................................................................................... 137


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Lista de Figuras

Figura 01 – Valores médios (em dias) para o intervalos interestro nos gruposcontrole, D0 e D13 ......................................................................... 64

Figura 02 – Valores médios da concentração plasmática de progesterona

(ng/mL) ao longo do ciclo estral nos grupos controle, D0 e D13 . 68

Figura 03 – Valores médios da concentração plasmática de 17β-estradiol

(pg/mL) ao longo do ciclo estral nos grupos controle, D0 e D13 . 68

Figura 04 – Valores médios do escore para o tônus uterino ao longo do ciclo

estral nos grupos controle, D0 e D13 ............................................ 71

Figura 05 – Valores médios do escore para a espessura uterina ao longo do

ciclo estral nos grupos controle, D0 e D13 .................................... 73

Figura 06 – Valores médios do escore para a coluna líquida em fundo vaginal

ao longo do ciclo estral nos grupos controle, D0 e D13 ................ 75

Figura 07 – Valores médios do escore para a coluna líquida nos cornos

uterinos ao longo do ciclo estral nos grupos controle, D0 e D13 .. 77

Figura 08 – Valores médios do escore para a textura uterina ao longo do

ciclo estral nos grupos controle, D0 e D13 .................................... 79

Figura 09 – Valores médios do escore para a espiralização uterina nos cornos


Figura 10 – Valores médios (em cm) para o diâmetro dorsal dos cornos


Figura 11 – Valores médios (em cm) para o diâmetro cranial dos cornos


Figura 12 – Valores médios (em cm) para o diâmetro ventral dos cornos


Figura 13 – Valores médios para a contagem relativa (%) dos núcleos

positivos para receptor de progesterona no epitélio glandular ao

longo do ciclo estral nos grupos D0 e D13 .................................... 88


positivos para receptor de progesterona no estroma uterino ao




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positivos para receptor de estrógeno no epitélio glandular ao



positivos para receptor de estrógeno no estroma uterino ao longo

do ciclo estral nos grupos D0 e D13 .............................................. 91

Figura 17 – Valores médios do escore para a intensidade de marcação dos

núcleos positivos para receptor de progesterona no epitélio

glandular ao longo do ciclo estral nos grupos D0 e D13 ............... 93


núcleos positivos para receptor de progesterona no estroma

uterino ao longo do ciclo estral nos grupos D0 e D13 ................... 94


núcleos positivos para receptor de estrógeno no epitélio



núcleos positivos para receptor de estrógeno no estroma uterino

ao longo do ciclo estral nos grupos D0 e D13 ............................... 96

Figura 21 – Marcação imunoistoquímica de receptores de progesterona no

epitélio glandular do endométrio de vacas Nelore nos dias 0 (A),

5 (B), 9 (C), 13 (D) e 19 (E) do ciclo estral. Aumento de 1000X 97

Figura 22 – Marcação imunoistoquímica de receptores de estrógeno no

epitélio glandular do endométrio de vacas Nelore nos dias 0 (A),

5 (B), 9 (C), 13 (D) e 19 (E) do ciclo estral. Aumento de 1000X 98

Figura 23 – Marcação imunoistoquímica de receptores de progesterona no

estroma uterino de vacas Nelore nos dias 0 (A), 5 (B), 9 (C), 13(D) e 19 (E) do ciclo estral. Aumento de 1000X .......................... 99

Figura 24 – Marcação imunoistoquímica de receptores de estrógeno no

estroma uterino de vacas Nelore nos dias 0 (A), 5 (B), 9 (C), 13

(D) e 19 (E) do ciclo estral. Aumento de 1000X .......................... 100


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Lista de Tabelas

Tabela 01 – Sistema de escore utilizado para classificar o diâmetro da coluna

líquida nos cornos uterinos e fundo vaginal .................................. 55

Tabela 02 – Sistema de escore utilizado para classificar a textura uterina ....... 56

Tabela 03 – Sistema de escore utilizado para codificar a intensidade de

imunomarcação .............................................................................. 61

Tabela 04 – Valores médios e desvios padrão (em dias) para o intervalos

interestro nos grupos controle, D0 e D13 ...................................... 63

Tabela 05 – Valores médios e desvios padrão da concentração plasmática de

progesterona (ng/mL) ao longo do ciclo estral nos grupos

controle, D0 e D13 ......................................................................... 66

Tabela 06 – Valores médios e desvios padrão da concentração plasmática de

17β-estradiol (pg/mL) ao longo do ciclo estral nos grupos

controle, D0 e D13 ......................................................................... 67

Tabela 07 – Valores médios e desvios padrão do escore para o tônus uterino


Tabela 08 – Valores médios e desvios padrão do escore para a espessura

uterina ao longo do ciclo estral nos grupos controle, D0 e D13 .... 72

Tabela 09 – Valores médios e desvios padrão do escore para a coluna líquida

em fundo vaginal ao longo do ciclo estral nos grupos controle,

D0 e D13 ........................................................................................ 74

Tabela 10 – Valores médios e desvios padrão do escore para a coluna líquida

nos cornos uterinos ao longo do ciclo estral nos grupos controle,

D0 e D13 ........................................................................................ 76Tabela 11 – Valores médios e desvios padrão do escore para a textura uterina


Tabela 12 – Valores médios e desvios padrão do escore para a espiralização

uterina nos cornos uterinos ao longo do ciclo estral nos grupos

controle, D0 e D13 ......................................................................... 80

Tabela 13 – Valores médios e desvios padrão (em cm) para o diâmetro dorsal

dos cornos uterinos ao longo do ciclo estral nos grupos controle,

D0 e D13 ........................................................................................ 82


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Tabela 14 – Valores médios e desvios padrão (em cm) para o diâmetro

cranial dos cornos uterinos ao longo do ciclo estral nos grupos

controle, D0 e D13 ......................................................................... 83

Tabela 15 – Valores médios e desvios padrão (em cm) para o diâmetro

ventral dos cornos uterinos ao longo do ciclo estral nos grupos

controle, D0 e D13 ......................................................................... 84

Tabela 16 – Valores médios e desvios padrão para a contagem relativa (%)

dos núcleos positivos para receptor de progesterona no epitélio



dos núcleos positivos para receptor de progesterona no estroma



dos núcleos positivos para receptor de estrógeno no epitélio



dos núcleos positivos para receptor de estrógeno no estroma


Tabela 20 – Valores médios e desvios padrão do escore para a intensidade de

marcação dos núcleos positivos para receptor de progesterona no

epitélio glandular ao longo do ciclo estral nos grupos D0 e D13 .. 92


marcação dos núcleos positivos para receptor de progesterona no

estroma uterino ao longo do ciclo estral nos grupos D0 e D13 ..... 93

Tabela 22 – Valores médios e desvios padrão do escore para a intensidade demarcação dos núcleos positivos para receptor de estrógeno no

epitélio glandular ao longo do ciclo estral nos grupos D0 e D13 .. 95


marcação dos núcleos positivos para receptor de estrógeno no

estroma uterino ao longo do ciclo estral nos grupos D0 e D13 ..... 95


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RESUMO

Avaliação ultra-sonográfica, perfil hormonal e imunoistoquímica de receptores de

estrógeno e progesterona durante o ciclo estral em vacas Nelore (Bos taurus indicus)

Trinta vacas Nelore foram submetidas à sincronização do estro com uma aplicação de

25 µg de lecirelina, e sete dias mais tarde receberam 0,15 mg de D+Cloprostenol, ambas por via

intramuscular. As primeiras 16 que ovularam foram selecionadas e avaliadas diariamente por

palpação e ultra-sonografia transretal do aparelho reprodutor feminino e por colheitas de sangue.

Foram ainda realizadas colheitas de fragmentos endometriais nos dias 0, 5, 9, 13 e 19 do ciclo

estral para detecção de receptores de estrógeno e progesterona pela técnica de imunoistoquímica.

Para esta análise os animais foram divididos em 3 grupos, controle (sem colheita de biópsias,

n=8), D0 (com as colheitas se iniciando no dia da ovulação, n=4) e D13 (colheitas iniciadas no

dia 13 do ciclo estral, n=4). O intervalo interestro médio foi de 23,80 ± 2,70. As concentrações

plasmáticas médias de progesterona variaram de 0,06 ng/mL a 4,53 ng/mL e os valores se

modificaram ao longo do ciclo estral, apresentando-se diminuídos durante o período

periovulatório e elevados durante a fase luteal. As concentrações plasmáticos médias de 17β-

estradiol variaram de 6,22 pg/mL a 14,10 pg/mL e não modificaram-se ao longo do ciclo estral.

Os resultados das avaliações transretais demonstraram que o tônus e a espessura uterina se

modificaram ao longo do ciclo estral, apresentando-se elevados no período periovulatório e

diminuídos durante a fase progesterônica. A ultra-sonografia transretal demonstrou que a

presença de coluna líquida no fundo vaginal e nos cornos uterinos variou durante o ciclo estral,

apresentando maior acúmulo próximo ao estro e pequenas coleções durante a fase progesterônica,

contudo, os animais pertencentes ao grupo com colheita de fragmentos endometriais

apresentaram coleções líquidas maiores durante a fase progesterônica. A textura uterina variou ao

longo do ciclo estral sendo mais heterogênea próximo ao momento periovulatório e mais

homogênea durante a fase progesterônica. A espiralização dos cornos uterinos modificou-se

durante o ciclo estral, e foi máxima durante a fase progesterônica. As mensurações do diâmetro

dos cornos uterinos também se modificaram durante o ciclo estral, sendo observado um aumento


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próximo à fase estrogênica e uma diminuição durante a fase luteal. A imunomarcação dos

receptores endometriais de progesterona e estrógeno no epitélio glandular e estroma uterinodemonstrou que as contagens de núcleos positivos para o receptor de progesterona e estrógeno

diferiram entre os grupos estudados e foram maiores no estroma. As contagens variaram ao longo

do ciclo estral para o receptor de estrógeno e não para o de progesterona. A intensidade de

marcação dos núcleos positivos para receptor de progesterona e estrógeno demonstrou variação

ao longo do ciclo estral, contudo, não variou entre os componentes tecidos estudados. Entre os

grupos, D13 apresentou maior intensidade de marcação para a progesterona, porém não houve

variação entre os grupos para a intensidade de marcação dos receptores de estrógeno. Os

resultados obtidos demonstraram que as variáveis avaliadas por palpação e ultra-sonografia

transretal e a concentração de receptores de progesterona e estrógeno variaram durante o ciclo

estral, demonstrando uma relação coordenada entre as modificações dos hormônios esteróides, a

dinâmica dos receptores endometriais e as alterações morfo-funcionais uterinas e ovarianas.

Palavras-chave: ciclo estral; imunoistoquímica; Nelore; receptores hormonais; ultra-sonografia


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ABSTRACT

Ultrasound evaluation, hormone patterns and immunohistochemical detection of estrogen

and progesterone receptors throughout the estrous cycle in Nelore cows (Bos taurus indicus)

Thirty Nelore cows were submitted to estrus synchronization using a single

administration of lecirelina, at 25 µg dosage and seven days later, D+ Cloprostenol at, 0.15 mg

being both administered intra-muscularly. The first 16 cows ovulating were selected and daily

evaluation was performed by rectal palpation and ultrasound of the female reproductive tract

followed by blood sampling. Endometrial samples were collected by biopsy at days 0, 5, 9, 13

and 19 of the estrous cycle to detect the presence of estrogen and progesterone receptors by

immunohistochemistry. The cows were distributed in 3 groups: control (without endometrial

sampling, n=8), D0 (sampling initiated at the day of ovulation, n=4) and D13 (sampling initiated

at day 13 of the estrous cycle, n=4). The mean inter-estrus interval was 23.80 ± 2.70. The

progesterone plasma mean concentrations ranged from 0.06 ng/mL to 4.53 ng/mL, decreasing

throughout the cycle and reaching the lowest value close to ovulation. The pattern was

characterized by increasing values during the luteal phase. The estradiol 17-β mean

concentrations ranged from 6.22 pg/mL to 14.10 pg/mL and these values did not change

throughout the estrous cycle. The results obtained by the rectal palpation revealed that the uterine

tone and thickness were changing throughout the estrous cycle, being elevated during the period

close to ovulation, and they were decreased during the progesterone phase. The ultrasound

demonstrates that the amount of fluid content on the cranial vaginal compartment and in the

uterine horn lumen was modified throughout the cycle. The largest amount of fluid was observed

during the closest period to estrus and small fluid accumulation was observed during the

progesterone phase. However, cows that were submitted to endometrial sampling presented more

fluid during the progesterone phase. The uterine thickness varied throughout the estrous cycle,

being more heterogeneous close to ovulation and more homogeneous during the progesterone

phase. The coiled aspect of the uterine horns was variable throughout the estrous cycle, reaching

a maximum degree during the progesterone phase. The measurements from the uterine horn


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diameters changed during the estrous cycle showing increased diameter close to the estrogenic

phase and a decrease during the luteal phase. The immunolocalization of the endometrialreceptors for progesterone and estrogen at the glandular epithelium and at the uterine stromal

surface showed a different number of positive nuclear counts among the studied groups. And the

stromal surface presented the highest number of positive nuclear count. The numbers observed

by the mentioned technique were variable throughout the estrous cycle for estrogen receptors but

not for progesterone receptors. The intensity of positive nuclear material for progesterone and

estrogen receptor was variable throughout the estrous cycle, but not between the tissue

components studied. The D13 group presented the highest intensity for progesterone; however

there was no variation among groups for estrogen receptors. The obtained results demonstrate

that the evaluated variables determined by rectal palpation, ultrasound, progesterone and estrogen

receptor concentrations were variable throughout the estrous cycle. In conclusion, a relationship

of changes occurring on steroid hormone concentrations, endometrial receptor dynamics,

morphological and functional modifications of uterine and ovary has been demonstrated by the

present study.

Key- words: estrous cycle; immunohistochemistry; Nelore; hormone receptors; ultrasound


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1. Introdução

É classicamente estabelecido que os processos reprodutivos em mamíferos são

orquestrados principalmente pelos hormônios ovarianos que atuam ciclicamente sobre os

diferentes tecidos do sistema reprodutor feminino. A ação cíclica destes hormônios sobre o

útero faz deste órgão um sistema biológico extraordinariamente dinâmico cuja morfologia e

função variam ao longo do ciclo estral.

O rebanho bovino brasileiro é composto por aproximadamente 152 milhões de

cabeças (ANUALPEC, 2000), sendo que 80% são Zebuínos e destes, cerca de 100 milhões

são anelorados. O Zebu tem alta tolerância ao clima tropical (adaptabilidade e rusticidade),

boa resistência aos endo e ectoparasitas, estrutura física que lhe proporciona facilidade de

locomoção, além de excelente habilidade materna. A despeito destas características, os

animais Bos taurus indicus normalmente apresentam um menor potencial para a produção de

leite e carne (Mukasa-Mugerwa, 1989) e uma fertilidade inferior ao Bos taurus taurus

(Dobson et al., 1986; Lamonthe-Zavaleta et al., 1991).

A literatura demonstra que existem importantes diferenças na fisiologia e no

comportamento reprodutivo entre Bos taurus taurus e Bos taurus indicus. A dinâmica de

crescimento folicular no Bos taurus indicus é caracterizada pela ocorrência de 2 ou 3 ondas de

crescimento folicular durante o ciclo estral (Rhodes et al., 1995; Figueiredo et al., 1997), as

quais são similares às relatadas para raças européias (Savio et al., 1988; Sirois et al., 1988). A

despeito da similaridade no padrão de dinâmica folicular, as fêmeas Bos taurus indicus e Bos

taurus taurus diferem em outros aspectos de sua fisiologia reprodutiva. O folículo dominante

e corpo lúteo foram descritos como menores e a duração do estro foi mais curta em Nelore do

que em raças européias (Figueiredo et al., 1997; Pinheiro et al.,1998). Os ovários de novilhas Bos taurus indicus apresentam maior número de folículos menores que 5,0 mm em diâmetro e

menos folículos maiores que 5,0 mm comparados com ovários de novilhas Bos taurus taurus

(Segerson et al., 1984; Buratini, 1999). Em novilhas Nelore, no momento da seleção (desvio

ou divergência) folicular, o diâmetro do futuro folículo é menor (5,8 mm) do que o relatado

para novilhas da raça Holandesa (8,5mm) (Sartorelli, 2003).

Ainda quanto estas subespécies algumas diferenças endocrinológicas também têm

sido relatadas. Os resultados de vários estudos sugerem que o gado Zebu apresenta menorcapacidade de secreção de LH em relação às raças européias (Griffin et al.,1978; Rhodes et


21/126

________________________________________________________________________ ________I nt r odução

25

al., 1978); quanto aos hormônios esteróides, os níveis circulantes de estradiol e de

progesterona (em fêmeas Zebu) mostram-se inferiores aos observados nas raças européias

(Randel, 1984; Segerson et al., 1984).

Outra característica da fêmea Zebuína é a curta duração do estro (cerca de 11

horas) que, associada à alta incidência de cios noturnos, cerca de 30 a 50% segundo Barros et

al. (1995) e Pinheiro et al. (1998), dificultam a detecção do cio e prejudicam a implantação de

programas convencionais de inseminação artificial.

Os receptores de estrógeno e progesterona parecem ser importantes para a

modulação de vários eventos no ciclo estral bovino, uma vez que as ações dos hormônios

esteróides são ditadas pela concentração de seus receptores nos diferentes órgãos alvo (Jensen

et al., 1968; Mangelsdorf et al., 1995; Razandi et al., 1999; Mowa & Iwanga, 2000a,b). Comoexemplo há os mecanismos desencadeadores da luteólise, que aparentam estar relacionadas

aos esteróides ovarianos e a modulação de seus receptores no endométrio (McCracken et al.,

1984; Zollers et al., 1993; Lamming & Mann, 1995; Spencer et al., 1995; Wathes &

Lamming, 1995; Bertan, 2004).

O uso das biotecnologias em bovinos tem trazido grande avanço para a produção

agropecuária nos últimos anos. A inseminação artificial, a transferência de embriões e a

manipulação artificial da função ovariana são utilizadas em todo o mundo para reproduziranimais de alto valor genético (Adams et al., 1994; Bo et al., 1995), contudo, esse avanço

depende de conhecimento fisiológico. Desta forma, estudos que visam um maior

conhecimento da fisiologia propiciam um desenvolvimento da biotecnologia reprodutiva e,

assim, favorecem a multiplicação de uma genética superior. Pelo exposto, pretende-se estudar

a fisiologia reprodutiva de animais da raça Nelore ( Bos taurus indicus), com ênfase na

modulação dos receptores hormonais de progesterona e estrógeno durante o ciclo estral.


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2. Revisão de Literatura

2.1. Ciclo estral e crescimento folicular

Os bovinos são animais poliéstricos anuais, nos quais o estro ocorre em intervalos

médios de 20 dias para novilhas e 22 dias para vacas (McDonald, 1989). O proestro dura

cerca de dois dias, e o estro de 14 a 18 horas em vacas taurinas e ao redor de 11 horas em

zebuínas (Barros et al., 1992). O metaestro tem duração de aproximadamente três dias. O

corpo lúteo se mantém funcional até por volta do dia 17 do ciclo e a ovulação ocorre de 12 a

16 horas após o final do estro (McDonald, 1989).O período compreendido entre dois episódios de estro é denominado ciclo estral.

Em fêmeas bovinas, a duração do ciclo estral varia de 17 a 25 dias (Sirois & Fortune, 1988;

Lamonthe-Zavaleta et al., 1991), sendo relatado um pequeno numero de ciclos com duração

superior a 25 dias (Wishart, 1972).

Nos bovinos cada ciclo estral apresenta duas ou três ondas de crescimento

folicular, (Ireland & Roche, 1987; Pierson & Ginther, 1988; Savio et al., 1988; Sirois &

Fortune, 1988; Ginther et al., 1989a; Ginther et al., 1989d; Knopf et al., 1989) e,

esporadicamente, uma ou quatro (Savio et al., 1988; Sirois & Fortune, 1988; Murphy et al.,

1990; Burke et al., 1994; Mapletoft & Pierson, 1994; Rhodes et al., 1995b; Figueiredo et al.,

1997). Entretanto, existe uma concordância de que o número de ondas durante o ciclo estral

está relacionada à sua duração. Animais que apresentam uma fase luteínica maior e,

conseqüentemente, maior intervalo entre as ovulações, apresentam maior número de ondas de

crescimento folicular.

Uma onda folicular ocorre, aproximadamente, em intervalos de dez dias (seis a

quinze dias de variação) (Adams et al., 1992a; Adams et al., 1992b; Hamilton et al., 1992;

Suderland et al., 1994; Gong et al., 1995; Ginther et al., 1996; Wiltbank et al., 1996). A cada

onda folicular, um grupo de folículos é recrutado e inicia o crescimento, sob influência do

hormônio folículo estimulante (FSH), até que um se destaque e se torne o folículo dominante.

Estabelecido o folículo dominante, este continua o seu desenvolvimento enquanto os demais

folículos da mesma onda entram em atresia (Bao & Garverick, 1998; Reichenbach et al.,

2001).

Em vacas Nelore foi observado o predomínio de duas ondas de crescimento

folicular, ao passo que em vacas Gir e novilhas Nelore ou Brahman a ocorrência de três ondas


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foi mais freqüente (Barros et al., 1995; Rhodes et al., 1995a; Figueiredo et al., 1997; Gambini

et al., 1998).

Segundo Kastelic et al., (1990), o destino do folículo dominante que atinge o

tamanho máximo durante a fase luteínica do ciclo e dos folículos subordinados, é a atresia.

Porém, se a luteólise ocorre durante a fase de crescimento ou estágio de platô inicial do

folículo dominante, ele sofre rápida maturação pré-ovulatória e pode ovular. Conforme

D’Occhio et al. (1990), na presença de um corpo lúteo, ou seja, sob altos níveis de

progesterona, o folículo dominante permanece funcional por vários dias após alcançar o seu

tamanho máximo, mas depois sofre atresia. A perda da funcionalidade deste folículo resulta

em um aumento transitório do FSH plasmático, o qual induz a emergência de uma nova onda

folicular. Este padrão de crescimento em ondas é repetido até que um folículo dominanteesteja presente quando da luteólise e, portanto, com baixos níveis de progesterona, o que faz

com que se torne capaz de ovular (Lucy et al., 1992). Isto marca o início da fase folicular, e o

crescimento do folículo dominante define a passagem para o estágio pré-ovulatório (D’Occhio

et al., 1990).

Em ciclos estrais de duas ondas, a maturação do segundo folículo dominante

coincide com a regressão do corpo lúteo, o que permite sua ovulação (Savio et al., 1988;

Sirois & Fortune, 1988; Taylor & Rajamahendran, 1991). Por sua vez, em ciclos de trêsondas, o segundo folículo dominante regride permitindo a emergência de uma terceira onda

folicular. Quanto ao intervalo médio entre as ovulações, este é mais curto para ciclos com

duas ondas (ao redor de 20 dias), quando comparado a ciclos de três ondas de crescimento

folicular (cerca de 23 dias), tanto para raças européias (Ginther et al., 1989a) como para

zebuínas (Figueiredo et al., 1997).

Sirois et al. (1988) e Ginther et al. (1989c) evidenciaram que vacas com duas

ondas de crescimento folicular apresentaram diferenças na taxa de crescimento entre o primeiro e o segundo folículo dominante. O segundo cresce em maior período de tempo e

com menores taxas diárias. Burke et al. (1994) estudando em novilhas o efeito da elevação

prematura da concentração de progesterona desde o primeiro dia do ciclo, observaram que ela

causou diminuição no diâmetro máximo do folículo dominante da primeira onda quando

comparado com o grupo controle. Ginther et al. (1989a) também estudaram o crescimento

folicular e observaram diferenças quanto ao diâmetro do folículo pré-ovulatório em novilhas

holandesas, em ciclos de duas e três ondas, sendo esses 16,5 ± 0,4 e 13,9 ± 0,4,

respectivamente, e também para o intervalo entre a emergência folicular e ovulação (10,6 ±

0,2 e 6,8 ± 0,6 dias para duas e três ondas, respectivamente).


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Um dos mecanismos essenciais para o desvio (início da maior diferença nas taxas

de crescimento entre os dois maiores folículos da onda) é a diminuição da concentração

plasmática de FSH (Ginther et al., 1999). A capacidade do folículo dominante em continuar

crescendo após o declínio da concentração de FSH pode ser decorrente do aumento da

biodisponibilidade do IGF-1 (fator de crescimento semelhante à insulina tipo I) no folículo, da

expressão do RNA mensageiro do receptor de LH (hormônio luteinizante) ou da expressão de

receptores de LH nas células da granulosa, que conferem maior responsividade ao LH em

relação aos folículos menores (Crowe, 1999).

Com relação ao diâmetro dos folículos ovulatórios, este tem sido relatado com

valores ao redor de 11 a 13 mm em vacas Nelore (Figueiredo et al., 1997), diferindo de

medidas entre 15 e 20 mm observados em novilhas (Savio et al., 1988; Ginther et al., 1989a;Knopf et al., 1989) e vacas (Murphy et al., 1990; Taylor & Rajamahendran, 1991) de raças

européias. Entretanto, em estudo comparativo entre vacas das raças Nelore (zebuíno) e Angus

(taurino) criadas no Estado de São Paulo, Mizuta (2003) observou que o diâmetro dos

folículos pré-ovulatórios destes animais não diferiram significativamente entre si.

2.2. Corpo lúteo

Segundo Fields & Fields (1996) o corpo lúteo é formado a partir da hiperplasia ediferenciação das células da granulosa e da teca do folículo ovulatório. É uma estrutura

primariamente reconhecida pela habilidade em sintetizar e secretar progesterona, hormônio

que está intimamente relacionado com a manutenção de um ambiente adequado ao

desenvolvimento embrionário e manutenção do próprio corpo lúteo durante o período da

ovulação à implantação, quando ocorre o reconhecimento materno da gestação (Fields &

Fields, 1996). Existem evidências de que o corpo lúteo de animais Bos taurus indicus produz

menos progesterona do que o de fêmeas Bos taurus taurus

(Randel, 1989). Segundo Segersonet al., (1984) fêmeas zebuínas apresentaram corpos lúteos menores com menor concentração

de progesterona por grama de tecido luteal. Alguns estudos corroboraram para essa afirmação

demonstrando que a detecção do corpo lúteo por palpação retal é mais difícil em zebuínos do

que em taurinos (Plasse et al., 1968; Vale Filho et al., 1986).

A caracterização do corpo lúteo fornece informações importantes sobre o estado

reprodutivo da fêmea bovina e possibilita a adequação de procedimentos de manipulação ou

sincronização do ciclo estral (Viana et al., 1999). Nos ovinos e bovinos a lise do corpo lúteo é

causada pela liberação de prostaglandina F2α (PGF2α) endometrial (Horton & Poiser, 1975).


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2.3. Palpação e ultra-sonografia transretal

A palpação retal é o método mais freqüentemente utilizado e eficiente de exame

rotineiro do trato reprodutivo da vaca. A movimentação da mão e dos dedos suavemente, mas

de forma rápida sobre o cérvix e a superfície uterina ajudam a definir sua localização, textura

e forma. Os ovários nas vacas são usualmente localizados no assoalho pélvico, sua palpação é

importante para avaliar estruturas normais e para o diagnóstico de afecções (Mortimer et al.,

1997).

A avaliação do corpo lúteo por palpação retal, apesar da sua praticidade e

facilidade de execução, apresenta limitação na avaliação devido à sua baixa sensibilidade eespecificidade (Sprecher et al., 1989). Alguns trabalhos, como o realizado por Viana (1996),

demonstraram que a escolha das receptoras de embrião pela projeção do corpo lúteo não é

adequada.

É importante que o veterinário esteja apto a correlacionar as modificações clínicas

do útero e ovários durante o ciclo estral normal. Estas modificações estão relacionadas aos

dois estágios do ciclo estral na vaca, o estrogênico e o progesterônico. Durante a fase

estrogênica há um aumento contínuo da concentração de estradiol e do tônus uterino, nosovários pode-se sentir o folículo pré-ovulatório, e alguns outros folículos. Esta é seguida pela

fase progesterônica, que se inicia após a ovulação e termina com a luteólise. Uma depressão

ovulatória pode, algumas vezes, ser palpada por um curto período de tempo, mas esta

cavidade é logo preenchida pelo corpo lúteo em desenvolvimento. No início desta fase o útero

está tônico ou edematoso, porém, sob a ação da progesterona, logo se tornará flácido.

(Mortimer et al., 1997). Bonafos et al. (1995) também avaliaram o tônus uterino e

classificaram os achados em um escore variando de 1 (flácido) a 5 (túrgido), onde observaramum efeito significativo para o dia, com o tônus maior durante o período periovulatório (dias -

1, 0, 1), que decresceu nos dias 3 e 4 do ciclo estral, voltou a se elevar entre os dias 4 a 10

(início do diestro), e permaneceu neste estágio até que um novo aumento ocorreu entre os dias

15 e 21. Em um segundo experimento realizado pelos mesmos autores, foi demonstrado um

aumento entre os dias -6 a -1, um decréscimo entre os dias -1 a 3, e um novo aumento entre os

dias 5 a 12.

A ultra-sonografia pode ser uma ferramenta importante na avaliação da condição

uterina, além de identificar corretamente a presença de estruturas ovarianas (Mortimer et al.,

1997), como o tecido luteal, possibilitando maior precisão na identificação e mensuração do


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corpo lúteo (Pierson & Ginther, 1987; Ribadu et al., 1994). Nesta avaliação o corpo lúteo é

visualizado como uma estrutura uniforme, circunscrita e menos ecogênica que o estroma

ovariano (Viana et al., 1999).

Pierson et al. (1987) relataram o uso desta técnica durante o ciclo estral de

bovinos. Segundo esses autores a avaliação ultra-sonográfica do aparelho reprodutivo da vaca

foi realizada movendo-se o transdutor sobre a parede dorsal do cérvix, corpo e cornos

uterinos. O exame incluiu a mensuração do diâmetro do corpo uterino aproximadamente 15

mm da porção cranial do cérvix. Esta avaliação demonstrou haver efeito significativo de dia,

sendo um aumento de 3 a 4 dias antes da ovulação e uma diminuição que se inicia entre um

dia antes da ovulação e o dia 3; esta diminuição se mantém e só há um aumento ao redor do

dia 17, com a espessura máxima alcançada um dia antes da ovulação.O acúmulo de fluido nos cornos e na vagina foi codificado em uma escala de 0

(sem fluido) a 3 (acúmulo máximo). Nesta variável notou-se um efeito significativo do dia,

um decréscimo significativo dois dias após a ovulação para o fluido intrauterino e uma queda

mais gradual para o intravaginal, que só alcançou níveis baixos com 6 ou 7 dias. O primeiro

dia de aumento significativo foi o dia 17 para o fluido intrauterino e 18 para o fluido vaginal.

A forma uterina foi codificada em uma outra escala variando de 1 (menor espiralização) a 4

(espiralização máxima). Para a espiralização uterina também houve efeito do dia. O primeirodia de aumento e diminuição significativos no escore foi o dia 3 e 16 do ciclo estral,

respectivamente; sendo máximo durante o período associado com concentrações máximas de

progesterona e mínima durante o estro com altas concentrações séricas de estradiol. A

imagem ultra-sonográfica foi avaliada de acordo com sua textura. A imagem de diestro foi

descrita como cinza homogênea, sem evidência de edema intersticial; durante o estro houve

um proeminente desenvolvimento edematoso e uma textura heterogênea. No período

intermediário o edema e a textura heterogênea estavam apenas moderadamente visíveis. Estafoi então classificada como: diestro (1), intermediário (2) e estro (3). Para esta variável foi

também verificado efeito significativo de dia, com uma diminuição do escore a partir do dia 1

e uma elevação a partir do dia 17. A textura 3 foi encontrada 4 a 5 dias antes da ovulação com

o pico um dia antes ou no dia da ovulação; e um decréscimo gradual até alcançar uma

aparência homogênea característica de diestro aproximadamente no dia 5 ou 6 (Pierson et al.,

1987).

Com esses resultados, os autores concluíram que há um aumento de espessura, do

fluido intrauterino, textura ultra-sonográfica e considerável desenvolvimento edematoso


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próximo ao estro e uma imagem mais homogênea e um útero mais enovelado durante o

diestro, associada com a concentração máxima de progesterona.

Bonafos et al. (1995) também estudaram a ecotextua endometrial com o uso da

ultra-sonografia transretal e encontraram uma diferença significativa entre os dias do ciclo

estral, com o pico alcançado um dia antes da ovulação e um decréscimo até o dia 4 do ciclo

estral. Esta permaneceu inalterada e voltou a se elevar após o dia 16 do ciclo estral.

2.4. Endocrinologia

A avaliação endocrinológica das fêmeas em diferentes momentos permite a

determinação do status reprodutivo dentro do ciclo reprodutivo, bem como o diagnóstico de

alterações reprodutivas e o estabelecimento de protocolos de tratamento.Os hormônios esteróides, progesterona e estradiol, provocam uma variedade de

respostas fisiológicas nos tecidos-alvo, síntese de proteínas específicas e contração da

musculatura lisa. Estas respostas são responsáveis por vários processos reprodutivos,

incluindo comportamento sexual, receptividade sexual, preparação do útero para a

implantação do blastocisto, desenvolvimento mamário para a produção leiteira, e regulação

das contrações uterinas durante o parto (Hafez et al., 2000).

2.4.1. Estrógeno

Os estrógenos são hormônios esteróides produzidos a partir de um processo

catalítico de aromatização de andrógenos pela enzima aromatase citocromo P450. Dentre os

estrógenos, o 17β-estradiol é o de maior importância na reprodução (Hanukoglu, 1992;

Richards, 1994; Conley, 2001; Rosenfeld et al., 2001). No trato reprodutivo o estradiol é

produzido pelas células da granulosa de folículos ovarianos principalmente durante as fases

de seleção e dominância folicular (Dieleman & Bevers, 1987; Xu et al., 1995; Kinder et al.,1996; Komar et al., 2001).

Os estrógenos apresentam a mais ampla extensão de funções fisiológicas de todos

os hormônios esteróides, sendo necessários para as manifestações do estro. Este

comportamento pode ser induzido apenas com estrógeno, mas em algumas espécies, pequena

quantidade de progesterona proveniente do corpo lúteo lisado é necessária para causar tais

manifestações (Hafez et al., 2000). Estes mesmos autores relataram que o estrógeno e a

progesterona agem sinergicamente em várias funções fisiológicas incluindo o crescimento de

glândulas uterinas e mamárias. O período de estro é caracterizado por elevados níveis de

estrógenos. Os estrógenos estimulam o crescimento uterino por um mecanismo que envolve a


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interação do hormônio com receptores e o aumento de processos sintéticos dentro das células.

Outros efeitos desse hormônio em relação à reprodução incluem o desenvolvimento físico das

características sexuais secundárias femininas, o controle da liberação de hormônios

hipofisários, potencialização dos efeitos da ocitocina e prostaglandinas sobre as contrações

uterinas e auxílio no processo de implantação.

O estradiol é produzido pelo folículo ovariano a partir da interação entre as células

da teca e da granulosa e das gonadotrofinas hipofisárias. O LH estimula a enzima P450scc a

transformar o colesterol em andrógenos no interior das células da teca interna. A enzima

aromatase citocromo P450, sob estímulo do FSH, converte parte dos andrógenos em

estrógenos nas células da granulosa (Austin & Short, 1984; Wiltbank et al., 1996). O IGF-1 e

IGF-2 também estimulam a síntese de estradiol (Spicer et al., 1995; Ginther et al., 2001); alémdisso, a adição de IGF-1 aumentou a síntese de andrógenos em cultura de células da teca

(Stewart et al., 1995).

Nos bovinos, os níveis de estradiol na circulação começam a aumentar quando se

inicia o desvio (Kulick et al., 1999; Ginther et al., 2000). O estradiol proveniente do folículo

ovulatório é indicado como mediador no processo que regula a secreção de FSH (Amiridis et

al., 1999; Kulick et al., 1999; Ginther et al., 2000). Outros autores (Kastelic et al., 1990;

Turzillo et al., 1993; Ginther et al., 2001) relataram que as frações protéicas do fluidofolicular, como as inibinas, são capazes de produzir modificações nos níveis de FSH

circulante. Em resumo, o decréscimo do FSH sistêmico pode estar relacionado à ação

combinada do estradiol e inibina (Kaneko et al., 1995).

A presença de um folículo pré-ovulatório e das altas concentrações plasmáticas de

estradiol, são determinantes para o desencadeamento da expressão do comportamento de

estro, do pico pré-ovulatório de LH e da ovulação (Diaz et al., 2002). O estradiol na ausência

de progesterona, atua como um sinal indicando a maturidade do folículo em crescimento parao sistema hipófise-hipotálamo, e desta forma induz o pico pré-ovulatório de LH que causa a

ovulação (Taya et al., 1996).

Em bovinos, a existência de 2 a 3 ondas foliculares durante o ciclo estral acarreta

um perfil oscilatório de produção de estradiol, devido ao crescimento e atresia de diversos

folículos em cada uma das ondas foliculares, até a ovulação (Ireland et al., 1979; Ginther et

al., 1989a); no entanto, o folículo dominante é considerado o principal responsável pela

produção total de estradiol (Ireland et al., 1984). Este é liberado de maneira pulsátil (Walters

et al., 1984) e atinge a concentração plasmática máxima momentos antes da ovulação

(Glencross & Pope, 1981).


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Além de participar na regulação da secreção do FSH, o estradiol está envolvido

em importantes funções autócrinas e parácrinas, tais como a proliferação celular (Bley et al.,

1997), aumento da atividade da enzima aromatase citocromo P450, aumento na expressão dos

receptores de LH e capacidade de promover uma maior sensibilidade do folículo dominante

aos hormônios FSH e LH (Ginther et al., 2001).

Cupp et al. (1995) observaram que durante o início da fase luteínica, a

concentração de progesterona é baixa e a de estradiol é alta, resultando em uma maior

freqüência dos pulsos de LH. Durante o terço médio da fase luteínica, entre o 11º e 13º dias

do ciclo estral, período em que a concentração de progesterona torna-se alta e a de estradiol

baixa, foi observada uma menor freqüência dos pulsos de LH em relação ao início ou ao final

da fase luteínica. Após a luteólise, onde os níveis de progesterona estão diminuídos, foiobservada a maior média nas concentrações e freqüências dos pulsos de LH. Diversos estudos

demonstraram que a progesterona e o estradiol são determinantes no controle da freqüência

dos pulsos de LH (Kesner et al., 1981; Butler et al., 1983; Stumpf et al., 1993; Cupp et al.,

1995), sendo a freqüência dos pulsos de LH e a concentração circulante de 17β-estradiol

inversamente relacionados à concentração de progesterona (Bergfeld et al., 1995; Cupp et al.,

1995).

Diversos autores demonstraram o envolvimento do estradiol na luteólise e na produção de PGF2α pelo endométrio (Karsch et al., 1970; Ireland et al., 1984; Villa-Goddoy,

1985; Hughes et al., 1987; Zhang et al., 1991; Salfen et al., 1999). Em bovinos, injeções de

estradiol entre os dias 13 e 18 do ciclo estral estimularam a produção de PGFM (Lemon,

1975; Bartol et al., 1981; Rico et al., 1981; Knickerbocker et al., 1986; Thatcher et al., 1986;

Larson et al., 1991; Castro e Paula et al., 2002). Bertan (2004) confirmou a capacidade do

estradiol em estimular o aumento das concentrações séricas de PGFM no dias 15, 17 e 19 do

ciclo estral, mas não no dia 13. Castro e Paula (2003) e Bertholazzi et al. (2003), relataramque a resposta estimulatória à síntese de PGFM não foi observada em todas as fêmeas quando

tratadas com estradiol no dia 15 do ciclo estral. Thatcher et al. (1986), demonstraram que

grupos de animais tratados com estradiol entravam em luteólise mais cedo do que grupos não

tratados. De forma similar, injeções de benzoato de estradiol em vacas no dia 15 ou injeções

de 17β-estradiol em ovelhas entre os dias 9 e 12 do ciclo estral (Hixon & Flint, 1987;

Sheldrick, 1992; Walker et al., 1997) também desencadeavam a luteólise.

Ainda não é conhecido o mecanismo pelo qual o estradiol age estimulando a

produção de PGF2α. Alguns autores (Walker et al., 1997) sugerem uma ação direta do

estradiol na cascata de produção de PGF2α iniciada pela ativação da fosfolipase C. Outros


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(McCracken et al., 1984; Wathes & Lamming, 1995) sugerem uma ação indireta, onde o

estradiol causaria um aumento na concentração de receptores de ocitocina ou ativação no final

da fase luteínica, e que a ocitocina, proveniente do corpo lúteo ou da neurohipófise, estimula a

secreção de PGF2α. Wathes et al. (1983 e 1984) e Fields et al. (1985 e 1992) corroboraram

para esta hipótese ao demonstrarem que a ocitocina é de fato secretada pelo corpo lúteo e

interage com receptores endometriais próprios (Fuchs et al., 1990) para estimular a secreção

de PGF2α (Gross et al., 1988; Putney et al., 1989).

No entanto, o estradiol sozinho não é capaz de ativar a resposta do endométrio a

injeções de ocitocina em vacas e ovelhas ovariectomizadas (Homanics & Silva, 1988; Mann

et al., 2001). Alguns experimentos demonstram um efeito inibitório do estradiol nos

receptores de ocitocina na ausência de uma sensibilização prévia pela progesterona (Vallet etal., 1990; Zhang et al., 1992), enquanto que a sensibilização pela progesterona que ocorre

naturalmente ao longo do ciclo estral, associado ao estradiol, causa uma grande estimulação

na produção de receptores de ocitocina e produção de PGF2α em bovinos e ovinos (Kaminski

et al., 1997; Lau et al., 1993; Walker et al., 1997).

Zelinski et al. (1982) relataram níveis de estradiol durante o proestro de 6,46 ±

1,04 pg/mL, sendo este superior ao valor encontrado para o diestro (5,01 ± 0,37 pg/mL). Em

ovelhas, Koligian & Stormshak (1977a), não observaram diferenças nos níveis de estradioldurante o ciclo estral, sendo que este alcançou média de 5,4 ± 1,6 pg/mL.

2.4.2. Progesterona

Assim como o estrógeno, a progesterona é um hormônio esteróide sintetizado a

partir do colesterol (Krisans, 1996), sendo esse transportado na forma de lipoproteínas para

todos os tecidos esteroidogênicos. As lipoproteínas podem ser de alta ou baixa densidade e

constituem as fontes mais comuns de disponibilidade de colesterol para a produção doshormônios esteróides no corpo lúteo. O colesterol disponível no citosol da célula é utilizado

como substrato para a esteroidogênese (Brown & Goldstein, 1986), sendo transportado para a

membrana mitocondrial por proteínas específicas. Na membrana mitocondrial interna o

colesterol interage com a enzima P450scc (P450 side chain cleavage) transformando-se em

pregnenolona, que é transportada para o retículo endoplasmático liso por ação da enzima 3β-

HSD (3β-hidroxiesteróidedehidrogenase) e convertida em progesterona (Arakane et al., 1997;

Niswender, 2002).

A maior fonte de progesterona é o corpo lúteo, porém esta também pode ser

isolada do córtex da adrenal e placenta (McDonald, 1989). Ao longo do ciclo estral o corpo


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lúteo aumenta em tamanho e capacidade de liberar a progesterona, o que foi associado ao

aumento nas concentrações de RNAm das proteínas envolvidas na síntese de progesterona. A

concentração destes componentes é relatada como responsável pelo perfil de liberação de

progesterona ao longo do ciclo estral (Niswender et al., 2000). Sua função básica é preparar o

endométrio para a implantação e manutenção da prenhez pelo aumento secretório do

endométrio e inibição da motilidade miometrial. Em vacas, durante a fase lútea do ciclo estral

e na gestação, a progesterona secretada pelo corpo lúteo produz um mecanismo retrógrado

negativo na liberação do LH e, por este motivo, não ocorre ovulação (Glencross & Pope,

1981; Hafez et al., 2000).

O ambiente uterino devidamente sensibilizado pela progesterona fornece

condições favoráveis para o desenvolvimento do concepto. Em revisão de literatura publicadaem 1998, Wathes et al. associaram a baixa concentração de progesterona na fase luteal –

decorrente do atraso na elevação pós-ovulação – à presença de embriões menores no 16° dia

do ciclo estral. Para os autores, é possível que esses embriões tenham menor capacidade de

bloquear a luteólise porque apresentam menor produção de interferon trofoblástico. O

desenvolvimento do embrião e a habilidade do concepto para secretar interferon-τ estão

relacionados à concentração de progesterona (Mann et al., 1999). Por outro lado, a

sensibilização do endométrio pela progesterona é importante para que ocorra a produção dePGF2α na ausência de um embrião ou na falha do mesmo em sinalizar sua presença (Vallet et

al., 1990; Zhang et al., 1992).

Alguns estudos (Silvia et al., 1993; Lamming & Mann, 1995; Raw et al., 1995)

têm demonstrado que a ausência de uma sensibilização prévia de progesterona impede a

produção de PGF2α, que baixas concentrações deste hormônio permitem produção máxima

de PGF2α, e que altas concentrações diminuem a capacidade de produção. Essas observações

demonstram que a progesterona possui um efeito inibitório para a produção e/ou ativação dosreceptores de ocitocina e no acoplamento da ocitocina ao seu receptor, conforme foi

demonstrado em bovinos e em ratos (Grazzini et al., 1998; Zingg et al., 1998; Bogacki et al.,

2002). Lau et al. (1993) propõem uma diminuição dos receptores de progesterona no final da

fase luteínica, com conseqüente perda de sua ação, permitindo um aumento na concentração

de receptores de ocitocina; porém não fica claro como ocorre a manutenção das concentrações

plasmáticas de progesterona durante a gestação, já que a sua produção é estimulada pela

interação do hormônio com seu receptor (Fang et al., 1997 apud Castro e Paula, 2003).A progesterona possui um efeito supressor sobre o crescimento do folículo

dominante (Sirois et al., 1988; Ginther et al., 1989a; Ginther et al., 1989c; Sirois et al., 1990;


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Bergfelt et al., 1991; Adams et al., 1992b; Fortune et al., 1993; Burke et al., 1994; Buratini,

2000; Rocha, 2000), isso é demonstrado em animais com três ondas de crescimento folicular

durante um ciclo estral, onde o diâmetro máximo do folículo dominante da segunda onda é

inferior ao da primeira onda e ao do folículo ovulatório. Sendo que o folículo dominante da

segunda onda apresenta-se no período de maior concentração de progesterona e,

conseqüentemente, sob uma menor freqüência dos pulsos de LH (Adams et al., 1992a).

Alguns autores (Stock & Fortune, 1993; Anderson & Day, 1994; McDowell et al.,

1996) relataram que a administração de progesterona foi capaz de induzir atresia de folículos

persistentes, diminuindo a concentração de estradiol sistêmico e promovendo o início de nova

onda folicular, com o desenvolvimento de um folículo dominante. Rajamahendran &

Manikkan (1994) verificaram que a administração de 150 mg de progesterona durante 4 diasconsecutivos ocasionou a atresia dos folículos em 100% das novilhas. Por sua vez, Anderson

& Day (1994), relataram o mesmo efeito utilizando uma única injeção de 200 mg de

progesterona, sendo que as concentrações plasmáticas deste hormônio se mantiveram acima

de 1 ng/mL durante 48 horas, com um pico de 17 ng/mL.

Em animais da raça Nelore foi relatado que a concentração de progesterona

aumenta continuamente do segundo dia após a ovulação até atingir seu platô por volta do

oitavo dia, o qual é mantido até o dia quinze, em média, quando declinam para níveis basais,sugerindo que a luteólise ocorra por volta dos dias 15 a 18 após a ovulação (Figueiredo et al.,

1997).

A concentração plasmática de progesterona é dependente de diversas variáveis

biológicas, dentre elas as taxas de síntese, liberação e metabolismo; estas características são

influenciadas pelo tipo predominante de células luteais, dia do ciclo estral e fluxo sangüíneo

para os ovários e corpos lúteos (Viana, 1996). Segundo Fernandes (1994) e Wiltbank et al.

(1995) existe uma correlação positiva entre a massa de tecido luteal e a produção de progesterona.

Durante o ciclo estral, os níveis de plasmáticos de progesterona refletem o

crescimento, a manutenção e a regressão luteal (Spano & Silva, 1992). Este é um indicador

preciso da função ovariana e tem sido utilizada para monitorar a prenhez, ciclos estrais e

atividade ovariana pós-parto (Peters, 1984). A concentração de progesterona circulante

depende diretamente de sua produção, da liberação pelo tecido luteal e da taxa de clearence

(Viana et al., 1999). Fatores como o fluxo sangüíneo, presença de agentes luteotróficos ou

luteolíticos e a disponibilidade de precursores para a sua biossíntese pelas células basais

luteais interferem na produção deste hormônio (Wiltbank, 1994). Tais variáveis interagem


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determinando um padrão de secreção circadiana para os esteróides ovarianos (Spano & Silva,

1992).

Diversos estudos relataram que os níveis plasmáticos de progesterona são baixos

durante o estro e os primeiros seis dias do ciclo, porém uma curva ascendente é observada

(fase de crescimento do corpo lúteo), atingindo então valores altos e oscilantes (fase de

manutenção do corpo lúteo). Ao redor do dia 18 do ciclo estral ocorre uma queda dramática

dos níveis de progesterona plasmática (regressão do corpo lúteo) (Dobson et al., 1975;

Mucciolo & Barberio, 1983; Spano & Silva, 1992).

É consenso entre os autores que os níveis plasmáticos de progesterona são baixos

durante o estro (Dobson et al., 1975; Zelinski et al., 1982; Mucciolo & Barberio, 1983; Spano

& Silva, 1992) e que estes se elevam de forma paralela ao desenvolvimento do corpo lúteo,alcançando níveis elevados durante a fase de diestro, e se mantendo em platô até o momento

da luteólise (Dobson et al., 1975; Lemon, 1975; Mucciolo & Barberio, 1983; Walters et al.,

1984; Spano & Silva, 1992). Alguns autores (Spano & Silva, 1992) relataram um pico de

progesterona quatro dias antes do estro, contudo, outros autores não verificaram esse aumento

(Mucciolo & Barberio, 1983).

Os autores divergem ainda quanto aos valores encontrados durante a fase de

diestro, tendo sido encontrado valores entre 7,5 ± 2,0 ng/mL (Dobson et al., 1975); 2,00 e10,00 ng/mL (Lemon, 1975; Walters et al., 1984); 2,41 ± 0,14 ng/mL (Zelinski et al., 1982);

1,10 e 11,00 (Mucciolo & Barberio, 1983); 2,00 e 4,56 ng/mL (Spano & Silva, 1992).

2.5. Imunoistoquímica e receptores hormonais

Uma maior compreensão da expressão de receptores hormonais ao longo do ciclo

estral pode ser obtida pela avaliação imunoistoquímica do endométrio bovino, para tanto se

faz necessária à colheita de fragmentos endometriais pela via transcervical. Nesta técnica podem ser utilizadas pinças do tipo Yomann, possibilitando a obtenção de fragmentos

uterinos em qualquer momento do ciclo estral. Mann & Lamming (1994) com a técnica de

biópsias transcervicais colheram fragmentos endometriais, e concluíram que as colheitas

realizadas entre os dias 13 e 17 após o estro não resultaram em um encurtamento da duração

do ciclo estral, e também não induziram a liberação de PGF2α. Estes achados nos mostram

que esta técnica pode ser uma ferramenta importante para o estudo das modificações

fisiológicas ao longo do ciclo estral.

McCarty et al. (1985) relataram que o uso de técnicas histoquímicas para a

localização de receptores esteróides, como o estrógeno, têm levado a um aumento da


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sensibilidade e especificidade quando comparados aos métodos bioquímicos. O uso da técnica

histoquímica demonstrou ter boa correlação com ensaios bioquímicos, embora a distribuição

de células negativas e positivas e sua intensidade só possam ser avaliadas nesta técnica.

A técnica de imunoistoquímica possui inúmeras vantagens sobre os ensaios de

extração. Entre essas, a pequena quantidade de material requerida e a possibilidade de

caracterização histológica das células que contém o receptor, são as mais importantes (De

Cock et al., 1997 apud Brito, 2004).

A estrutura e funções do útero são influenciadas pelos hormônios esteróides

ovarianos, como o estrógeno e progesterona, os quais mediam sua ação através de receptores

específicos (Tsai & O’Malley, 1994). As modificações da ação do hormômio esteróide no

útero aparentam ser ditadas pela concentração de seus receptores, que variam durante o cicloestral (Stormshak, 1979). Todos os tecidos alvo que respondem aos hormônios esteróides

contêm um receptor protéico no interior da célula, o qual se liga especificamente ao hormônio

ativador. Dentro da célula alvo, o hormônio esteróide é encontrado no citoplasma, ligado a

uma proteína relativamente grande. Tal ligação resulta na transfromação ou ativação do

complexo proteína-esteróide, permitindo que ele se mova (translocação) para o núcleo da

célula. No sítio nuclear, o complexo esteróide se liga a um receptor específico, causando uma

seqüência de respostas fisiológicas para aquela célula (Hafez et al., 2000).Os anticorpos monoclonais produzidos com seqüência de aminoácidos idêntica

àquelas expressas nos receptores de estrógeno humanos, reagem com receptores estrogênicos

de outras espécies, provando que este epítopo é conservado em muitas espécies (Traish et al.,

1990 apud Brito, 2004). De Cock et al. (1997) apud Brito (2004) demonstraram reação dos

anticorpos anti-receptores de estrógeno humano com o receptor de estrógeno canino,

provando a possibilidade da utilização dos anticorpos comercialmente disponíveis para a

detecção dos receptores em tecidos de cães.Os efeitos da progesterona foram demonstrados na proliferação e diferenciação

celular nos órgãos alvo após sua ligação ao receptor de progesterona (Clark & Southerland,

1990), ou seja, a atividade biológica da progesterona é mediada pela modulação da atividade

transcripcional dos dois receptores de progesterona, A e B. Ambas as isoformas foram

propostas no oviduto de galinhas e no câncer de mama humano (Kastner et al., 1990 apud

Fujimoto et al., 1997). O receptor de progesterona A e B possuem diferentes atividades de

transcrição (Vegeto et al., 1993 apud Fujimoto et al., 1997; Mulac-Jericevic & Connely,

2004), contudo ambas provêm do mesmo gene (Mulac-Jericevic & Connely, 2004). A

isoforma B pode ser mais eficiente como um regulador transcripcional que a isoforma A


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(Wen et al., 1994 apud Fujimoto et al., 1997). Portanto, a isoforma B é considerada como

crítica para a proliferação celular. A isoforma A age como um repressor da função da

isoforma B e da função de outros receptores esteróides (Vegeto et al., 1993 apud Fujimoto et

al., 1997), especialmente a atividade transcripcional do receptor de estrógeno humano (Tora et

al., 1988 apud Fujimoto et al., 1997). Os subtipos A e B são diferentemente expressos no

epitélio ou células do estroma, e a proporção entre eles se modifica durante o ciclo menstrual

(Wang et al., 1998 apud Classen-Linke et al., 2000).

A importância fisiológica da manutenção de uma correta relação ente a expressão

das isoformas do receptor de progesterona no útero é indicada pela presença de proporções

aberrantes das isoformas em cânceres endometriais humanos (De Vivo et al., 2002 apud

Mulac-Jericevic & Connely, 2004).Sabe-se que a ação do estrógeno é mediada por receptores intracelulares, os quais,

assim como os de progesterona, são membros de uma superfamília de receptores

esteróide/tireóide. Kuiper et al. (1996) relataram um novo clone na família dos receptores

nucleares com alta homologia ao receptor de estrógeno, o qual recebeu a denominação de

receptor de estrógeno β, para diferenciá-lo do clone α previamente descrito. Em bovinos,

Walther et al. (1999) clonaram uma nova proteína proveniente das células da granulosa pela

combinação de diversos RT-PCRs; esta possuía uma alta homologia a seqüência de receptorde estrógeno β de outras espécies. Dessa forma, dois tipos predominantes de receptores já

foram caracterizados, os receptores de estrógeno α e β (Kuiper et al., 1996; Rosenfeld et al.,

1998; Walther et al., 1999). Alguns estudos demonstram ainda que o receptor de estrógeno α é

o subtipo mais importante na regulação das atividades uterinas (Couse & Korach, 1999;

Muramatsu & Inoue, 2000).

Classicamente, o estradiol exerce suas funções se ligando a seus receptores, que

funcionam como fatores de transcrição (Mangelsdorf et al., 1995; Mowa & Iwanga, 2000a,b)e, portanto, estimulam a transcrição gênica e a síntese de novas proteínas (Ho & Liao, 2002).

Segundo Razandi et al. (1999) a maior ação dos hormônios esteróides ocorre pela ativação

dos receptores de estrógeno nucleares que ocasionam efeitos na transcrição de genes

específicos. Os receptores de estrógeno nucleares regulam a transcrição gênica por se ligarem

a seqüências específicas do DNA e estimularem ou inibirem a expressão de um determinado

gene. De fato, Acconcia e Marino (2003), verificaram que a ação genômica do estrógeno na

célula é promovida pelo complexo estrógeno-receptor que ativa fatores transcripcionais

ligados ao DNA. Os mesmo autores verificaram haver um sinergismo entre a ação molecular

genômica e não genômica do estrógeno induzindo a transcrição de genes.


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Bertan (2004) relatarou o aumento das concentrações de PGFM cerca de 3 a 5,5

horas após a injeção de estradiol, e sugeriu que a ação deste hormônio deveria envolver uma

via genômica, possivelmente estimulando a síntese de proteínas envolvidas na cascata

geradora de PGF2α.

A concentração de receptores de estrógeno durante o ciclo estral de vacas foi

significativamente maior durante o proestro, estro e após o estro (dias 18 a 20 e 0 a 4) do que

durante a fase luteal média (9 a 14). Este aumento na concentração dos receptores de

estrógeno é paralelo ao aumento da concentração plasmática e tecidual de estradiol, e estes,

por sua vez são inversamente relacionados ao nível plasmático de progesterona. Dessa forma

os autores concluíram, que se o nível plasmático de progesterona influencia os níveis de

receptores de estrógeno, a progesterona deve fazer o tecido menos responsivo aos estrógenosovarianos (Henricks & Harris, 1978). Os mesmos autores relataram que em vacas

ovariectomizadas, a concentração de receptores de estrógeno foi similar aos encontrados em

vacas cíclicas nos dias 1 a 4 e 18 a 20. Nestes animais, enquanto os níveis plasmáticos de

progesterona e estradiol eram baixos os níveis teciduais de estradiol eram relativamente

elevados. Os autores relataram que possivelmente um estímulo mínimo de estradiol seja

suficiente para o aparecimento dos receptores de estrógeno, e que como nestes animais os

níveis de progesterona estavam ausentes no plasma, a progesterona deva possuir umainfluência tão significativa quanto o estradiol sobre os receptores de estrógeno.

Boos et al. (1996) estudaram a distribuição de receptores de estrógeno e

progesterona no endométrio bovino pela técnica de imunoistoquímica e, para tanto, foram

realizadas coletas de biopsias endometriais nos dias 1, 8, 15 e 19 do ciclo estral. Para ambos

os receptores esteróides foi realizada a contagem de núcleos exibindo desde nenhuma

marcação até uma marcação muito forte, esses resultados foram aplicados em uma fórmula

para se estimar a imunoreatividade do tecido no momento avaliado. Estes mesmos autoresrelatam que as contagens foram realizadas em vários tipos celulares, como o epitélio de

superfície, as aberturas glandulares, o corpo glandular, o estroma superficial e intermediário.

De uma forma geral, os resultados encontrados para o receptor de estrógeno demonstraram

um efeito significativo para o tipo celular, mas não para o tempo, embora houvesse interação

entre essas variáveis; quanto ao receptor de progesterona ambas as variáveis, tipo celular e

tempo, foram significativas. No epitélio de superfície houve um aumento significativo para o

receptor de estrógeno no dia 15, coincidindo com maiores concentrações plasmáticas de

progesterona e, posteriormente, a imunomarcação tendeu a cair; para o receptor de

progesterona houve uma imunomarcação máxima no dia 8 e valores menores nos dias 1, 15 e


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19. No epitélio glandular houve uma forte imunomarcação no dia 1 quando comparada com

os dias 15 e 19, e para a abertura glandular houve ainda diferença significativa entre os dias 8

e 15 para o receptor de estrógeno; já para o receptor de progesterona foi observada uma

imunomarcação máxima no dia 8 quando comparada aos dias 15 e 19, embora não diferissem

estatisticamente. Quanto ao estroma uterino, houve uma forte imunomarcação para o receptor

de estrógeno no dia 1, seguida de uma reatividade decrescente para os dias 8 e 15, embora só

significativamente diferente para o estroma intermediário; já para o receptor de progesterona,

houve um comportamento quantitativo diferente, uma vez que imunomarcação foi

semelhante ao longo dos dias, com uma queda significativa no dia 15. Então, altas

concentrações de receptores de progesterona foram vistas no estro, e estas foram máximas

alguns dias depois. Com este estudo, Boos et al. (1996) concluíram que os diferentes tiposcelulares presentes no endométrio bovino apresentam um padrão diferente de imunomarcação

para os receptores de estrógeno e progesterona ao longo do ciclo estral e que o estrógeno irá

promover a síntese de receptores esteróides no útero, enquanto a progesterona deve inibir

estes receptores, embora algumas exceções tenham sido notadas.

Kimmins & MacLaren (2001) relataram uma marcação moderada para o receptor

de progesterona no estroma subepitelial bovino durante proestro (dia 17 a 20 do ciclo estral),

durante o estro a expressão de receptores de progesterona foi aumentada e alcançou o estromafrouxo. No dia 3 ocorreu forte marcação no estroma e glândulas, durante o metaestro tardio

(dia 6) houve uma diminuição da imunomarcação nas regiões próximas ao epitélio luminal,

com uma moderada reatividade presente no estroma compacto e glândulas superficiais, e uma

marcação intermediária nas glândulas profundas. Durante o diestro (dias 7 a 16) a expressão

foi diminuída, com uma marcação fraca presente no estroma compacto. O receptor de

progesterona só foi identificado no epitélio luminal em dois animais nos dias 3 e 6 do ciclo

estral. A expressão do receptor de estrógeno foi maior durante os dias 1 a 3 do ciclo estral emenor durante a fase luteal (dias 7 a 17). No dia 18, uma reatividade de moderada a alta foi

detectada no estroma compacto e glândulas superficiais, e a expressão aumentou durante o

proestro. No estro, a reatividade continuou a aumentar nas glândulas e estroma superficial.

Nos dias 1 a 3 a expressão foi máxima e caracterizada por uma alta expressão nas glândulas e

estroma. No metaestro tardio (dia 6) os níveis declinaram no estroma compacto e glândulas

superficiais, embora a expressão tenha permanecido alta nas glândulas profundas. A

expressão de receptores de estróge

Avaliação Ultra-sonográfica e Perfil Hormonal

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