CIBELLEY VANÚCIA SANTANA DANTAS DESEMPENHO ...
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CIBELLEY VANÚCIA SANTANA DANTAS DESEMPENHO AGRONÔMICO DE GENÓTIPOS DE GIRASSOL (Helianthus annuus L.) CULTIVADOS EM DUAS MICRORREGIÕES DO RIO GRANDE DO NORTE, AVALIADO PELO POTENCIAL DE DEFESA ANTIOXIDATIVA FOLIAR. MOSSORÓ - RN 2012
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CIBELLEY VANÚCIA SANTANA DANTAS
DESEMPENHO AGRONÔMICO DE GENÓTIPOS DE GIRASSOL (Helianthus
annuus L.) CULTIVADOS EM DUAS MICRORREGIÕES DO RIO GRANDE
DO NORTE, AVALIADO PELO POTENCIAL DE DEFESA ANTIOXIDATIVA
FOLIAR.
MOSSORÓ - RN
2012
CIBELLEY VANÚCIA SANTANA DANTAS
DESEMPENHO AGRONÔMICO DE GENÓTIPOS DE GIRASSOL (Helianthus
annuus L.) CULTIVADOS EM DUAS MICRORREGIÕES DO RIO GRANDE
DO NORTE, AVALIADO PELO POTENCIAL DE DEFESA ANTIOXIDATIVA
FOLIAR
Dissertação apresentada ao Programa
de Pós-Graduação em Fitotecnia da
Universidade Federal Rural do
Semiárido, como parte dos requisitos
para obtenção do Grau de Mestre em
Agronomia: Fitotecnia.
Orientadora: Prof.ª Dra. Sc. Cristiane Elizabeth Costa de Macêdo
MOSSORÓ - RN
2012
Ficha catalográfica preparada pelo setor de classificação e
catalogação da Biblioteca “Orlando Teixeira” da UFERSA
D192d Dantas, Cibelley Vanúcia Santana. Desemprenho agronômico de genótipos de girassol (Helianthus
annuus L.) cultivadas em duas microrregiões do Rio Grande do
Norte, avaliado pelo potencial de defesa antioxidativa foliar. /
Cibelley Vanúcia Santana Dantas. -- Mossoró, 2012.
103 f.: il.
Dissertação (Mestrado Fitotecnia) Área de Concentração:
Agricultura tropical – Universidade Federal Rural do Semi-
Árido.
Orientador(a): Profa. Dra. Cristiane E. C. de Macêdo.
Co-orientador(a): Prof. Dr. Josemir Moura Maia.
1. Helianthus annuus 2. Estresse oxidativo 3. Estresse iônico 4. Déficit
hídrico. I. Título. CDD: 633.85
Bibliotecária: Vanessa de Oliveira Pessoa
CRB15/453
CIBELLEY VANÚCIA SANTANA DANTAS
DESEMPENHO AGRONÔMICO DE GENÓTIPOS DE GIRASSOL (Helianthus
annuus L.) CULTIVADOS EM DUAS MICRORREGIÕES DO RIO GRANDE
DO NORTE, AVALIADO PELO POTENCIAL DE DEFESA ANTIOXIDATIVA
FOLIAR.
Dissertação apresentada ao Programa de
Pós-Graduação em Fitotecnia da
Universidade Federal Rural do
Semiárido, como parte dos requisitos
para obtenção do Grau de Mestre em
Agronomia: Fitotecnia.
Dedico esta dissertação aos meus pais Manoel Mauricio Dantas e Hilda
Vitória de Santana Dantas (In memoria).
AGRADECIMENTO
À Deus, único digno de honra e glória, por ter me concedido mais esta
conquista, sem Ele não estaria aqui;
À minha orientadora Profª Dra. Cristiane Elizabeth Costa de Macêdo, pelo
apoio, incentivo, ensino e por sempre acreditar no meu potencial;
Ao meu co-orientador Prof. Dr. Josemir Moura Maia, pela paciência,
incentivo, conhecimentos repassados e por todo auxilio dado para o
desenvolvimento desta Dissertação.
À Universidade Federal Rural do Semiárido (UFERSA) e ao curso de Pós-
graduação em Fitotecnia, na pessoa dos coordenadores e funcionários;
À UFRN e ao Laboratório de Estudos em Biotecnologia Vegetal e
Estresses Abióticos, pelo acolhimento ao desenvolver essa pesquisa;
Ao Conselho Nacional de Pesquisa (CNPq), pela concessão da bolsa;
Ao professor, Eduardo Luiz Voigt, pelo apoio e auxílio na realização da
pesquisa;
Ao professore, Eduardo Ortega da Universidad de la Habana, por ter
aceitado o convite para participar da banca da minha dissertação;
À todos os professores do curso de Pós-graduação em Fitotecnia;
À EMPARN (Empresa de pesquisa Agropecuária do Rio Grande do
Norte), pelo fornecimento de pessoal qualificado, material e equipamento, tornando
possível o desenvolvimento do trabalho. Aos pesquisadores Marcelo Lira,
Florisvaldo Guedes e Chagas, pela atenção e auxilio na instalação e condução do
experimento, e a todos os servidores da Empresa que contribuíram de forma direta
ou indireta para que esse trabalho fosse possível;
Aos meus pais, Manoel Maurício Dantas e Hilda Vitória de Santana
Dantas, pelo amor e educação que me deram, e aos meus irmãos, Shinayde,
Sidérley, Daniel e minha cunhada Ayla pelo carinho e incentivo;
À Francisca Pereira Onofre Dantas pelo carinho e por me tranquiliza ao
cuidar do meu Pai;
Aos meus familiares (tios(as), primos e avos), pelo amor, compreensão e
apoio nessa jornada;
À Nickson Barbosa Marinho, pelo amor, paciência, apoio, incentivo e
proteção que me deu;
À dona Meres e Marinho pelo carinho e incentivo que me deram.
À equipe do laboratório, Lisiane, Yuri, Yugo, Juliana, Thiago, Mônica,
Jussiara, Ana Paula, Priscila e Leyane, pela ajuda , momentos de descontração e
auxilio para a conclusão desse trabalho;
Aos amigos(as) Isabele, Karoline pelos momentos de estudos e
descontração, e a Karoline e Jeremias, pelo acolhimento e companheirismo.
As amigas Isabele, Karoline, Iranete, Iany, Giane, Yana, Enne, Michele e
Luciana pelo companheirismo, momentos de descontrações e Orações realizadas.
A todos que contribuíram diretas e/ou indiretamente para concretização
deste trabalho. Muito Obrigada!
“Aprendi que os sonhos transformam a vida
numa grande aventura. Eles não determinam o
lugar aonde você vai chegar, mas produzem a
força necessária para arranca-lo do lugar em
que você está.”
Augusto Cury
RESUMO
DANTAS, Cibelley Vanúcia Santana. Desempenho agronômico de genótipos de
girassol (Helianthus annuus l.) cultivados em duas microrregiões do Rio Grande do
Norte, avaliado pelo potencial de defesa antioxidativa foliar. 2012. Dissertação
(Mestrado em Agronomia/Fitotecnia) – Universidade Federal Rural do Semiárido,
Mossoró-RN, 2012.
O presente estudo teve como objetivo avaliar a resposta antioxidante de dois
genótipos de girassol cultivados em Ipanguaçu (IPÇ) e Parnamirim (PAR).
Sementes de girassol do genótipo Catissol 01 e Helio 253 foram germinados em
ambiente de casa de vegetação. Sete dias após a emergência, as plântulas foram
transferidas para suas respectivas áreas de cultivo onde, após os tratos culturais,
cada microrregião totalizou 126 plântas/genótipo. A coleta foi realizada ao 50° dia
após a emergência, no estádio fenológico da floração plena, em que mais de 50%
das plantas apresentavam-se com capítulo totalmente aberto. Antes do cultivo,
realizou-se análise de solo nas microrregiões com as devidas correções do solo. Em
cada microrregião foi selecionada e coletada a folha apical de dez plantas de cada
genótipo. Analisou-se indicadores de déficit hídrico, indicadores de estresse iônico
e resposta antioxidativa. Através da análise de solo, pode-se observar maiores
teores de sais (Ca, Mg, P e Na) na microrregião de IPÇ quando comparada a PAR,
com CE de 0,8 dS.m-¹ e 0,36 dS.m
-¹, respectivamente. Essa característica do solo
pode ter favorecido a um estresse iônico nas folhas que induziu a uma maior
resposta oxidativa em IPÇ em relação a PAR. De acordo com os resultados
analisados o conteúdo relativo de água foi menor nas plantas cultivadas na
microrregião de PAR, quando comparada às cultivadas em IPÇ, não havendo
diferença significativa entre os genótipos em nenhuma das microrregiões. O
percentual de umidade não foi afetado em plantas, em nenhuma das microrregiões.
O vazamento de eletrólitos foi maior em plantas cultivadas em IPÇ onde as taxas
de 35% e 54% para Catissol 01 e Helio 253 respectivamente, mostraram um
possível estresse iônico nas plantas cultivadas em IPÇ. Esse resultado é enfatizado
pelo a peroxidação lipídica que foi maior nas folhas do genótipo Catissol 01, em
relação ao genótipo Helio 253 nas duas microrregiões de estudo, com destaque
para a IPÇ. A quantificação das proteínas solúveis totais e as atividades das
enzimas antioxidantes (dismutase de superóxido, peroxidase de ascorbato,
peroxidase de fenóis e catalase) seguiram uma mesma tendência, com maiores
valores médios encontrados nas plantas cultivadas na microrregião de IPÇ, com
ênfase na atividade de catalase que foi superior em 80% às plantas cultivadas em
PAR. Esses resultados podem ter sido estimulados por um possível estresse iônico
associados aos níveis de Na+ e Cl
- encontrados nas folhas das plantas cultivados em
IPÇ que foram maiores em relação as cultivada em PAR. Em PAR a concentração
de K+ foi maior que em IPÇ. As concentrações de ascorbato (oxidado, reduzido e
total) seguiram uma tendência inversa, com maiores concentrações nas plantas
cultivadas na microrregião de PAR. Possivelmente, o ascorbato foi estimulado pelo
déficit hídrico que ocorreu em PAR. Conclui-se, portanto, que as características da
microrregião de IPÇ induziram a uma maior resposta oxidativa nas plantas e que
possivelmente os antioxidantes enzimáticos agem de forma antagônica ao não
enzimático nesta espécie.
Palavras chaves: Helianthus annuus, estresse oxidativo, estresse iônico, déficit
hídrico.
ABSTRACT
DANTAS, Cibelley Vanúcia Santana Dantas. Agronomic performance of
genotypes of sunflower (Helianthus annuus l.) Grown in two microregions of the
Grand River in the north, evaluated the potential for leaf antioxidative defense.
2012. 00p. Dissertação (Mestrado em Agronomia/Fitotecnia) – Universidade
Federal Rural do Semi-Árido, Mossoró-RN, 2012.
The present study aimed to evaluate the antioxidant response of two sunflower
genotypes grown in Ipanguaçu (IPC) and Parnamirim (PAR). Sunflower seeds of
genotype Catissol 01 and Helio 253 were germinated in greenhouse. Seven days
after emergence, seedlings were transferred to their respective areas of culture
where each micro-region totaled 126 plants/ genotype after the cultivation. Data
collection was performed at 50 days after emergence, at the growth stage of full
flowering, in which more than 50% of the plants presented fully open chapter.
Before cultivation, it took place the micro analysis of soil with the appropriate soil
corrections. In each micro-region, it was selected and collected the apical leaf of
ten plants of each genotype. Indicators of water deficit, ionic stress and oxidant
response were analyzed. Through the analysis of soil, it can be observed higher
concentrations of salts (Ca, Mg, P and Na) in the micro CPI compared to PAR with
CE 0.8 and 0.36-¹ dS.m dS.m - ¹ respectively. This characteristic of the soil may
have contributed to an ionic stress in leaves that induced a greater oxidative
response in IPC compared to PAR. According to the results analyzed, the relative
water content was lower in plants grown in micro-PAR compared to those grown
in the CPI, with no significant difference between genotypes in any of the micro-
regions. The rate of moisture on plants was not affected in any of the micro-
regions. The electrolyte leakage was higher in plants grown in the IPC where rates
of 35% and 54% for Catissol 01 and Helio 253, respectively, showed a possible
ionic stress in plants grown in IPC. This result is emphasized by the lipid
peroxidation that resulted in a larger damage to the leaves of genotype Catissol 01
in relation to the Helio 253 in two micro-regions studied, with emphasis on the
CPI. The quantification of total soluble proteins and the activities of antioxidant
enzymes (superoxide dismutase, ascorbate peroxidase, catalase and peroxidase
phenol) followed the same trend, with higher average values found in plants grown
in the micro CPI, with an emphasis on the activity of catalase which was 80%
higher in plants grown under PAR. These results may have been stimulated by a
possible stress associated with the ionic levels of Na+ and Cl
- in the leaves of plants
grown in IPC that were higher than those grown under PAR. PAR in the K+
concentration was higher than in the IPC. The concentrations of ascorbate
(oxidized, reduced and total) followed an opposite trend, with higher
concentrations in plants grown in micro-PAR. Possibly, the ascorbate was
stimulated by the drought occurred in PAR. It follows that the characteristics of the
micro IPC induced a higher response and possibly the oxidative enzymatic
antioxidants act antagonistically to this non-enzymatic species.
Key words: Helianthus annuus, oxidative stress, ionic stress, water deficit.
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 Composições de ácidos graxos em sementes de girassol. 25
Tabela 2 Produção mundial de óleo das principais oleaginosas. 28
Tabela 3 Girassol – comparativo de área, produtividade e produção safra
2010/2011 e 2011/2012.
29
Tabela 4 Mecanismos de eliminação de espécie reativas de oxigênio,
seus compartimento celulares e respectivas espécies
removidas.
39
Tabela 5 Análise completa dos solos das áreas experimentais. 49
Tabela 6 Médias das temperaturas mínimas, médias e máxima, umidade
relativa do ar e precipitação pluviométrica em Ipanguaçu-RN e
Parnamirim-RN durante o período de abril/2011 a junho/2011.
EMPARN, 2011.
49
Tabela 7 Recomendações para adubação de girassol1 nas duas
microrregiões de cultivo.
52
Tabela 8 Indicadores de crescimento/desenvolvimento e rendimento
agronômico em genótipos de girassol nas duas microrregiões
de cultivo.
61
Tabela 9 Indicadores de status hídrico e dano às membranas dos dois
genótipos de girassol cultivados nas duas microrregiões de
cultivos.
63
LISTA DE FIGURA
Figura 1 Representação esquemática da duração das principais fases de
desenvolvimento do girassol, com as respectivas exigências
térmicas e hídricas. (Adaptado de EMBRAPA soja, Sergio
Gonçalves).
26
Figura 2 Nova abrangência da região semiárida e sub-úmida seca do
Nordeste do Brasil. (Adaptado do Brasil, 2005).
32
Figura 3 As etapas do processo de peroxidação lipídica: iniciação,
propagação e terminação. (Adaptado por:
<http://biobioradicaislivres.blogspot.com.br/2010/12/peroxidaca
o-lipidica.html>
37
Figura 4 Representação esquemática das principais fontes de EROs e dos
principais mecanismos enzimáticos envolvidos na eliminação do
poder tóxico das EROs (Adaptado de GECHEV e
BREUSEGEM, 2006).
38
Figura 5 Defesa antioxidante: Três importantes enzimas intracelulares
constituintes do sistema antioxidante; superóxido dismutase;
catalase e do sistema de redutase GSH peroxidase GSSG. A
SOD catalisa a dismutação de superóxido (O2-. em 2H2O2) e
catalase a conversão do peroxido de hidrogénio para H2O e O2,
enquanto peroxidase GSH transfere elétrons a partir de GSH
para reduzir os H2O2 em água. A glutationa oxidada produzida
(GSSG) é re-reduzida de volta para GSH pela glutationa
redutase utilizando NADHP e produzindo pela HMP
shunt.acting como um cofactor de enzima. (Adaptado de
<http://www.unifesp.br/dneuro/nexp/riboflavina/h.htm>).
42
Figura 6 Plântulas de girassol semeadas em bandejas poliestireno com
substrato vermiculita expandida 7 (sete) dias após a emergência.
47
Figura 7 Representação gráfica das parcelas experimentais dos genótipos
de girassol Helio 253 e Catissol 01 cultivadas nas microrregiões
de IPÇ e PAR. (EMPARN, 2011).
51
Figura 8 Concentração de potássio (K+), sódio (Na+) e cloreto (Cl-) na
folha apical nos genótipos de girassol Catissol 01 ( ) Helio
253 ( ) e cultivados nas microrregiões de IPÇ e PAR. Médias
acompanhadas da mesma letra em maiúsculo, para comparação
dos genótipos nas duas microrregiões de cultivo, não diferem a
5% de probabilidade, pelo teste t-Student. Médias acompanhadas
da mesma letra em minúsculo para comparação entre os
genótipos nas mesma microrregiões de cultivo são diferentes a
5% de probabilidade pelo teste de t-Student.
66
Figura 9 Razão K+/Na
+ nas folhas apicais nos genótipos Catissol 01 ( ) e
Hélio 253 ( ) cultivados nas microrregiões de IPÇ e PAR.
70
Figura 10 Concentração de espécies reativas ao ácido tiobarbitúrico
(peroxidação lipídico) (TBARS) em folha de plantas dos
genótipos girassol, Catissol 01 ( ) Helio 253 ( ), cultivados
71
nas microrregiões de IPÇ e PAR. Médias acompanhadas da
mesma letra em maiúsculo, para comparação dos genótipos nas
duas microrregiões de cultivo, não diferem a 5% de
probabilidade, pelo teste t-Student. Médias acompanhadas da
mesma letra em minúsculo para comparação entre os genótipos
na mesma microrregião de cultivo são diferentes a 5% de
probabilidade pelo teste de t-Student.
Figura 11 Concentração de proteínas solúveis totais (PST) em folha de
plantas dos genótipos de girassol, Catissol 01 ( ) Helio 253( ),
cultivados nas microrregiões de IPÇ e PAR. Médias
acompanhadas da mesma letra em maiúsculo, para comparação
dos genótipos nas duas microrregiões de cultivo, não diferem a
5% de probabilidade, pelo teste t-Student. Médias acompanhadas
da mesma letra em minúsculo para comparação entre os
genótipos na mesma microrregião de cultivo são diferentes a 5%
de probabilidade pelo teste de t-Student.
72
Figura 12 Atividade das enzimas dismutase de superoxido (SOD) [A] e
catalase (CAT) [B] em folha de plantas genótipos de girassol
Catissol 01 ( ) Helio 253 ( ), cultivados nas microrregiões de
IPÇ e PAR. Médias acompanhadas da mesma letra em
maiúsculo, para comparação dos genótipos nas duas
microrregiões de cultivo, não diferem a 5% de probabilidade,
pelo teste t-Student. Médias acompanhadas da mesma letra em
minúsculo para comparação entre os genótipos na mesma
microrregião de cultivo são diferentes a 5% de probabilidade
pelo teste de t-Student.
79
Figura 13 Atividade das enzimas peroxidase de ascorbato (APX) [A] e
peroxidase de fenóis (POX) [B] em folha de plantas dos
genótipos de girassol, Catissol 01 ( ) Helio 253 ( ), cultivados
nas microrregiões de IPÇ e PAR. Médias acompanhadas da
mesma letra em maiúsculo, para comparação dos genótipos nas
duas microrregiões de cultivo, não diferem a 5% de
probabilidade, pelo teste t-Student. Médias acompanhadas da
mesma letra em minúsculo para comparação entre os genótipos
na mesma microrregião de cultivo são diferentes a 5% de
probabilidade pelo teste de t-Student.
75
Figura 14 Teor de Ascorbato total (AsA T) [A], ascorbato oxidado (AsA
oxid) [B] e ascorbato reduzido (AsA red) [C] em folha de
plantas dos genótipos de girassol, Catissol 01( ) Helio 253( ),
cultivados nas microrregiões de IPÇ e PAR. Médias
acompanhadas da mesma letra em maiúsculo, para comparação
dos genótipos nas duas microrregiões de cultivo, não diferem a
5% de probabilidade, pelo teste t-Student. Médias acompanhadas
da mesma letra em minúsculo para comparação entre os
genótipos na mesma microrregião de cultivo são diferentes a 5%
de probabilidade pelo teste de t-Student.
78
LISTA DE ABREVIATURAS
%U Percentual de Umidade
1O2 Oxigênio Singleto
AgNO3 Nitrato de Prata
APX Peróxidase de Ascorbato
AsA Ácido Ascórbico
CAT Catalase
CE Condutividade Elétrica
Cl- Cloreto
CONAB Campanha Nacional de Abastecimento - Agrícola
CRA Conteúdo Relativo de Água
CTE Cadeia Transportadora de Elétrons
Cu/Zn Cobre/zinco
DAE Dia Após a Emergência
DDT Ditiotreitol
DFI Data de Floração Inicial
DFP Data de Floração Plena
DHA Dehidroascorbato Redutase
DMF Data de Maturação Fisiológica
DNA Ácido desoxirribonucleico
EMBRAPA Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuaria
EMPARN Empresa de Pesquisa Agropecuária do Rio Grande do Norte
EROs Espécies Reativas de Oxigênio
Fe Ferro
FeCl3 Cloreto de ferro
G1 Fase G1
GPx Glutationa Peroxidase
GR Glutationa Redutase
GSH Glutationa
GSSG Glutationa Oxidada
H2O Molécula de água
H2O2 Peróxido de Hidrogênio
H3PO4 Acido Fosfórico
IBGE Instituto Brasileiro de Geografia E Estatística
IPÇ Ipanguaçu-RN
K+ Potássio
K2CrO4 Cromato de potássio
K2O Oxido de potássio
KCN Cianeto de potássio
L1 / L2 Primeira ou Segunda Leitura
MDA Monodehidroascorbato Redutase
MF Massa Fresca
Mili-Q Água Mili-Q
Mn Manganês
MS Massa Seca
MT Massa Túrgida
N Nitrogenio
Na+ Sódio
NaCl Cloreto de sódio
NADH Nicotinamida adenina dinucleotídeo reduzido
NADPH Nicotinamida adenina dinucleotídeo fosfato reduzido
O² Oxigênio
O2•- Radical Superóxido
OH• Radical Hidroxila
P2O5 Superfosfato triplo
PAR Parnamirim-RN
POX Peroxidase de Fenol
Prs Peroxirredoxinas
S Fase S
SOD Dismutases de Superóxido
TCA Ácido tricloracetico
TrX Tiorredxina
TrxR Tiorredoxina Redutase
USDA United States Department Of Agriculture
UV Radiação UV
VE Vazamento de Eletrólitos
Ψw Potencial Hídrico
SÚMARIO
1. INTRODUÇÃO GERAL.......................................................................... 21
2. REFERENCIAL TEÓRICO.................................................................... 25
2.1. GIRASSOL............................................................................................... 25
2.2. IMPORTÂNCIA ECONÔMICA E ASPECTOS GERAIS DA
CULTURADO GIRASSOL............................................................................
27
2.3. O CENARIO DO NORDESTE BRASILEIRO........................................ 29
2.4. EFEITO DA SALINIDADE E DO DÉFICIT HIDRICO SOBRE AS
PLANTAS........................................................................................................
33
2.5. RESPOSTAS A ESTRESSES SECUNDARIOS .................................... 35
2.5.1. Estresse oxidativo................................................................................. 35
2.5.2. Peroxidação lipídica............................................................................. 36
2.5.3. Enzimas relacionadas à eliminação de EROs................................... 40
2.5.3.1. Superóxido dismutase (SOD) – [EC 1.15.1.1] ................................... 40
2.5.3.2. Catalase (CAT) – [EC 1.11.1.6].......................................................... 42
2.5.3.3. Peroxidases......................................................................................... 43
2.5.3.3.a) Peroxidase de ascorbato (APX) – [EC. 1.11.1.11] ....................... 44
2.5.3.3.b) Peroxidase de fenois (POX) – [E.C. 1.11.1.7]................................. 44
2.5.4. Antioxidantes não enzimáticos............................................................ 45
2.6. CONSIDERAÇÕES PRELIMINARES................................................... 45
3. OBJETIVOS............................................................................................... 46
3.1 OBJETIVO GERAL.................................................................................. 46
3.2 OBJETIVOS ESPECIFICOS..................................................................... 46
4. MATERIAL E MÉTODOS...................................................................... 47
4.1. MATERIAL VEGETAL........................................................................... 47
4.2. CARACTERIZAÇÃO E LOCALIZAÇÃO DAS ÁREAS
EXPERIMENTAIS ......................................................................................
48
4.3. CONDIÇÕES DE CULTIVO E DELINEAMENTO
EXPERIMENTAL........................................................................................
50
4.4. CARACTERES AVALIADOS................................................................ 52
4.4.1. Abordagem fisiológica e bioquímica.................................................. 52
4.4.2. Indicadores de estresse hídrico.......................................................... 52
4.4.2.a) Conteúdo relativo de água (CRA) e percentual de umidade (%U) 52
4.4.2.b) Vazamento de eletrólitos (VE)............................................................ 53
4.4.3. Indicadores de estresse iônico............................................................. 53
4.4.3.a)Determinação da concentração de Na+,K
+ e Cl
-.............................. 53
4.4.4. Indicadores de estresse oxidativo....................................................... 54
4.4.4.a) Extração de peroxidação lipídica e ascorbato............................... 54
4.4.4.b) Determinação da concentração de ascorbato................................ 54
4.4.4.c) Extração e determinação das concentrações de proteínas
solúveis.............................................................................................................
55
4.4.4.d) Atividade de dismutases de superóxido (SOD).................................. 56
4.4.4.e) Atividade de peroxidases de ascorbato (APX) ................................. 57
4.4.4.f) Atividade de peroxidases de fenóis (POX)......................................... 57
4.4.4.g) Atividade de catalase (CAT)............................................................... 58
4.4.5. Análise estatística................................................................ 58
5. RESULTADOS.......................................................................................... 59
5.1. INDICADORES DE CRESCIMENTO, RENDIMENTO
AGRONÔMICO E STATUS HÍDRICO DE GENÓTIPOS DE GIRASSOL
(Helianthus annus L.) EM DETRIMENTO ÀS CONDIÇÕES
AMBIENTAIS EM DIFERENTES MICRORREGIÕES DO RN................
59
5.2) INDICADORES FISIOLOGICOS E BIOQUIMICOS DO EFEITO
IÔNICO E DA RESPOSTA ANTIOXIDATIVA EM GENOTIPOS DE
GIRASSOL (Helianthus annuus L.)............................................................
64
6. CONCLUSÕES......................................................................................... 79
7. REFERÊNCIAS......................................................................................... 81
21
1.INTRODUÇÃO GERAL
As plantas, em seu ambiente natural, estão frequentemente expostas a
diversos estresses abióticos como a seca, salinidade e temperaturas extremas
(EPSTEIN et al., 1980; YANCEY et al., 1982; MAIA; 2004). As plantas se
aclimatam aos estresses abióticos através de diversos sistemas metabólicos de
defesa (ZHU, 2001 a; PASTORI e FOYER, 2002). Devido ao fato de muito dos
mecanismos de defesa fisiológica, utilizados pelas células vegetais, ainda não
serem completamente compreendidos, existe um grande interesse da comunidade
cientifica pelas respostas fisiológicas das plantas a condições de estresses
ambientais (INGRAM e BARTELS, 1996; SIEMENS e ZWIAZER, 2003). Uma
vez entendidas, as estratégias de reação aos estresses ambientais poderão ser
utilizadas como ferramentas nos programas de melhoramento vegetal de plantas
economicamente importantes, como por exemplo, na produção de plantas
resistentes a estresses ambientais (BOR et al., 2003).
Em glicófitas, os estresses ambientais interferem drasticamente no
crescimento e na produtividade (BOYER, 1982; EPSTEIN et al., 1980; YANCEY
et al. 1982). Entretanto, os efeitos desses estresses são percebidos em quase todos
os principais processos fisiológicos, incluindo a fotossíntese, respiração e fixação e
metabolismo do nitrogênio (MAIA, 2004).
O girassol (Helianthus annuus L.) é caracterizado como uma glicófita
da família Asteraceae, economicamente importante de ciclo fenológico anual.
Destaca-se como a quarta oleaginosa em produção de grãos e a quinta em área
cultivada no mundo (LEITE et al., 2005). No Brasil, o interesse pelo plantio de
girassol vem crescendo devido à busca por novas opções de cultivo para a
agricultura familiar e diversificação de culturas, além do aumento da demanda das
indústrias por óleo de melhor qualidade para produção de biocombustíveis
(CONAB, 2005).
O girassol destaca-se entre as oleaginosas devido ao elevado teor de óleo
em suas sementes com quantidades superiores a 50%. O óleo apresenta um
conteúdo de ácido linoleico, acima de 68%, ideal para a produção de biodiesel
22
(CASTRO et al., 1997; LIRA et al., 2009). Somando-se a estes fatores, o alto
potencial desta espécie para o cultivo em larga escala, inclusive nas regiões áridas e
semiáridas, está ligado a sua resistência à falta de água e a baixas temperaturas,
além de seu cultivo ser minimamente influenciado pela latitude, altitude e
fotoperíodo (CASTRO et al., 1997). Ainda pode ser considerada, com base em
indicadores de estresse hídrico, uma espécie de tolerância moderada a seca e
salinidade (KATERJI et al., 2000; CATERINA et al., 2007).
Em regiões áridas e semiáridas, o excesso de sais no solo exerce efeitos
adversos nas plantas, incluindo distúrbios osmóticos, que dificulta a absorção de
água pelas raízes causando toxicidade por íons e desequilíbrio nutricional
(TORRES et. al., 2004). Altos níveis de salinidade e o déficit hídrico característico
da região Nordeste, têm limitado a produção agrícola, sendo fator limitante para o
crescimento e a produção de culturas.
De modo geral, a salinidade e a deficiência hídrica induzem modificações
morfológicas, estruturais e metabólicas nas plantas superiores (ASHRAF e
HARRIS, 2004; MUNNS, 2005; CONUS, 2009). Contudo, as concentrações de
sais que restringem o crescimento da planta variam amplamente entre espécies e
entre os cultivares, dependendo não apenas do tipo de sal, mas do tempo de
exposição e do estádio de desenvolvimento da planta (LEVITT, 1980; MUNNS,
2002). Desse modo, trabalhos de caracterização anatômica, morfofisiológica e
moleculares são de fundamental importância no esclarecimento do perfil de
desenvolvimento e no diagnóstico de adaptação/aclimatação de espécies e/ou
genótipos ao cultivo no Rio Grande do Norte. Para garantir a implantação da
cultura do girassol em larga escala para a produção de biodiesel no semiárido
nordestino, é necessário que sejam feitos estudos, para caracterizar o nível de
resistência e suscetibilidade ao estresse salino e ao déficit hídrico de cultivares
desta espécie.
Além de danos primários causados pelos estresses ambientais, danos
secundários são promovidos através do aumento da produção de espécies reativas
de oxigênio (EROs) e/ou através da inibição dos sistemas de defesa antioxidante
(ALSCHER et al., 1997; ASADA, 1992; MAIA, 2004).
23
As EROs são produzidas normalmente a partir do metabolismo aeróbico,
pela interação entre O2 com os elétrons que são eventualmente desviados da cadeia
transportadora de elétrons (CTE) nos cloroplastos e mitocôndrias (HALLIWELL e
GUTTERIDGE, 1985). Em circunstâncias ambientais normais, a concentração de
EROs é reduzida, devido à atividade de enzimas antioxidantes protetoras como a
dismutase de superóxido, catalase e peroxidase de ascorbato (HALLIWELL, 1985;
ASADA, 1992). No entanto, em condições de estresses abióticos, ocorre nas
plantas um aumento na produção de EROs que são altamente reativas, e na
ausência de qualquer mecanismo protetor, podem causar sérios distúrbios ao
metabolismo, danificando assim as membranas celulares, DNA, proteínas, entre
outras estruturas (DIONISIO-SESE e TOBITA, 1998; PASTORI e FOYER, 2002;
MAIA, 2004). Por exemplo, em gramíneas, quando estas se encontram em situação
de estresse hídrico, ocorre aumento na peroxidação de lipídios e acumulação de
antioxidantes (PRICE e HENDRY, 1987), além de aumentar a atividade de
enzimas responsáveis pela desintoxicação celular (SMIRNOFF e COLOMBE,
1988). Contudo, poucos trabalhos enfatizam as estratégias de resistência de plantas
de girassol a fatores abióticos em relação aos mecanismos de defesa antioxidativa.
Diante do exposto, evidencia-se a necessidade de melhor compreender as
possíveis estratégias metabólicas antioxidativas frente às condições de estresses
abióticos. Subsequentemente, este estudo poderá auxiliar no desenvolvimento de
tecnologias destinadas ao melhoramento vegetal com o intuito de otimizar
mecanismos de resistência em espécies cultiváveis, frente às condições de estresses
ambientais.
24
2. REFERENCIAL TEÓRICO
2.1. GIRASSOL
O girassol (Helianthus annuus L.) é uma dicotiledônea anual da
família Asteraceae, originaria do continente americano, tendo como centro de
origem o México. Adapta-se a diferentes condições ambientais, podendo ser
cultivado do Norte ao Sul do Brasil (CASTRO e FARIAS, 2005; LIRA et al,
2011).
A planta do girassol apresenta grande diversidade de características
fenotípicas. Possui caule robusto e ereto, com ou sem pelos, geralmente sem
ramificações, com diâmetro variando entre 15 e 90 mm. Quanto à altura, são
observadas variações de 0,5 a 4,0 m (CASTIGLIONI et al., 1994; MELO, 2012).
Suas folhas podem apresentar diversos formatos e tamanhos, são pecioladas,
alternadas, com comprimento de 8 a 50 cm e número de folhas por caule variando
entre oito e 70 cm (FRANK e SZABO, 1989). O sistema radicular é do tipo
pivotante que, quando deixado após a colheita, promove uma considerável
reciclagem de nutrientes e aumento da matéria orgânica do solo (CASTRO et al.,
1996a).
A inflorescência desta espécie é do tipo capítulo com formação plana,
convexa ou côncava com diâmetros de 6 a 50 cm, com número de flores variando
de 100 a 8000 por capítulo (CASTRO et al., 1996b). As flores do disco produzem
os frutos, denominados aquênios (grãos). As flores do raio, que são estéreis,
servem para atrair insetos polinizadores, particularmente abelhas que propiciam a
fecundação cruzada (CASTRO et al., 1996a).
Os aquênios têm formas oblongas, geralmente achatada, composto de
pericarpo, mesocarpo e endocarpo de tamanho, cor e teor de óleo variável
conforme as características de cada cultivar. As amêndoas contêm baixo teor de
fibras, entretanto são ricas em óleo e proteínas. Já a casca contém uma baixa
percentagem de óleo (0,4 a 1,7%) e proteína bruta 1,7 a 4,5% com cerca de 50% de
fibra crua (ABOISSA, 2005).
25
Devido suas características morfofisiológicas o girassol é indicado
para a produção de ração animal e uso humano (alimentício ou farmacêutico). Dos
grãos pode ser extraído cerca de 400 kg de óleo, 250 kg de casca e 350 kg de torta
para os animais, com 45% a 50% de proteína bruta por tonelada (LIRA et al.,
2011).
Dentre os óleos vegetais, o óleo de girassol destaca-se por suas
excelentes características físico-químicas e nutricionais. Possui alta relação de
ácidos graxos poli-insaturados (69%) e saturados (11%) (Tabela 1), sendo que o
teor de poliinsaturado é constituído, em grande parte, pelo ácido linoléico (69%).
Por essas características, é um dos óleos vegetais de melhor qualidade nutricional e
organoléptica do mundo (CASTRO et al., 1997; LIRA et al., 2011; MELO, 2012).
Adicionalmente, esse óleo vem sendo também utilizado para a produção de
biodiesel devido às suas qualidades excepcionais (LIRA et al., 2011). No contexto
mundial, à produção de óleo de girassol vem ocupando há alguns anos a quarta
posição (Tabela 1).
Tabela 1. Composições de ácidos graxos em sementes de girassol
Óleo Monoinsaturado Polinsaturado
Composições de
ácidos graxos em
sementes de
girassol
Saturado
Alto oleico 82% 9% 9%
Médio Oleico 65% 26% 9%
Girassol linoleico 20% 69% 11%
Canola 62% 32% 6%
Oliva 77% 9% 14%
Fonte: Embrapa Soja, 2007.
O girassol possui ciclo vegetativo relativamente curto variando entre
90 a 130 dias. Em média, o florescimento ocorre 60 dias após a semeadura,
26
possibilitando a fecundação cruzada. Em lavouras comerciais, durante a floração,
as abelhas propiciam aumento da produção pela polinização de um maior número
de flores, além de possibilitar completa fecundação das mesmas, ou seja, associada
à produção de aquênios, a produção de mel pode ser outra fonte de renda, visto que
chega a produzir de 30 a 40 kg de mel por hectare (LEITE et al., 2005; MELO,
2012).
A cultura do girassol é pouco influenciada pela latitude, longitude e pelo
fotoperíodo. As faixas de temperatura toleradas pelo girassol giram em torno de 10
a 34°C. As necessidades hídricas variam de 200 mm até 900 mm por ciclo, sendo
que 200 mm bem distribuídos até os 70 dias após a semeadura, são suficientes para
obter uma boa produtividade (Figura 1). O período de maior necessidade de água é
entre os 10o e o 15
o dia anterior ao início do florescimento e de 10 a 15 dias após o
final da floração (SENTELHAS e UNGARO, 1998; TYAGI et al., 2000; KARAM
et al., 2007; LIRA et al., 2011).
Figura 1- Representação esquemática da duração das principais fases de desenvolvimento
do girassol, com as respectivas exigências térmicas e hídricas. (Adaptado da apresentação
de Sergio Gonçalves da EMBRAPA soja).
27
Para o plantio do girassol são indicados os solos de textura média,
profunda com boa drenagem, razoável fertilidade e pH variável de ácido a neutro
(superior a pH 5,2) ( LIRA et al., 2011).
A alta eficiência em explorar a água disponível no solo para seu
desenvolvimento e sua tolerância à ampla faixa de temperatura, faz com que esta
planta seja capaz de produzir grande quantidade de matéria seca sob condições de
estresse hídrico, sem redução significativa da produção (CASTRO e FARIA,
2005).
2.2 IMPORTÂNCIA ECONÔMICA E ASPECTOS GERAIS DA CULTURA DO
GIRASSOL.
O girassol é uma espécie produtora de grãos e forragem de fácil adaptação
aos diversos ambientes, apesar de não ter a mesma tradição de cultivo no país
como o algodão, o milho e a soja, dentre outras culturas. Produz um óleo com
excelente qualidade industrial e nutricional, sendo sua principal utilização como
óleo comestível. Além disso, a torta produzida como subproduto da extração do
óleo é uma excelente ração animal; associações do cultivo de girassol com a
apicultura aumentam tanto a produção de mel como o próprio óleo, pela ação
polinizadora e; o óleo vem ganhado espaço no mercado do biocombustível por sua
excelente qualidade físico-químico (CASTRO et al., 1996; LIRA et al., 2011).
Contudo, o Brasil ainda é um produtor pouco expressivo de girassol, tendo
participado com aproximadamente 0,5% da produção mundial nos últimos anos
(FAGUNDES, 2002). Este fato possibilitou a implantação do Programa Nacional
de Biocombustíveis em 2002, pelo Governo Federal, visando beneficiar grande
número de agricultores no Nordeste, estimulando o cultivo de culturas oleaginosas,
dentre elas o girassol (TRAVASSOL et al., 2011). Neste cenário, o Estado do Rio
Grande do Norte tem um grande potencial para expansão da cultura do girassol,
principalmente, em áreas onde predominam a agricultura familiar (CAMARA,
2007).
Segundo a USDA (United States Department of Agriculture) de 2011 a
produção de girassol encontra-se na quinta colocação dentre as oleaginosas mais
28
produzidas no mundo (Tabela 2). Segundo o CONAB (Campanha Nacional de
Abastecimento - Agrícola), em 2010, o Nordeste brasileiro destacou-se como
região produtora, contribuindo com 2% do total plantado no país, destacando-se
apenas os estados do Rio Grande do Norte e Ceará (Tabela 3). A introdução do
girassol, em áreas desmatadas e degradadas do semiárido, para produção do
biodiesel representa um grande ganho ambiental para esta região.
A rotação com culturas alimentícias também favorece a preservação do
meio ambiente, pois a partir da utilização destas áreas, que outrora não estavam
sendo aproveitadas, não haverá a necessidade de desmatamentos de novas áreas
para o suprimento alimentar/industrial da população (CAMARA, 2007). A má
distribuição e a não ocupação das terras abandonadas, parecem contribuir para que
a produção, o processamento e o consumo da oleaginosa, bem como dos seus
principais derivados sejam cotados para o cultivo e o aproveitamento destas regiões
(LEITE et al., 2005).
Tabela 2: Produção mundial de óleo das principais oleaginosas.
2002/03 2003/04 2004/05 2005/06 2006/07
Dende 27,71 29,59 33,88 35,96 38,97
Soja 30,54 30,05 32,45 34,35 35,82
Canola 12,25 14,16 15,76 17,19 18,03
Girassol 8,12 9,13 8,99 10,35 10,82
Amendoin 4,65 5,04 5,07 5,17 4,99
Algodão 3,51 3,84 4,71 4,55 4,72
Palmiste 3,36 3,67 4,13 4,36 4,69
Coco 3,16 3,29 3,44 3,46 3,30
Oliva 2,51 3,06 2,97 2,59 2,99
Total 95,81 101,83 111,40 117,98 124,33
Fonte: USDA, citado por Embrapa Soja, 2007.
29
Tabela 3: Girassol – comparativo de área, produtividade e produção safra
2010/2011 e 2011/2012.
Região/UF
Área
(Em mil/ha)
Produtividade
(Em kg/ha)
Produção
(Em mil/t)
Safra
10/11
(a)
Safra
11/12
(b)
Var.
%
(b/a)
Safra
10/11
(c)
Safra
11/12
(d)
Var.
%
(c/d)
Safra
10/11
(e)
Safra
11/12
(f)
Var.
%
(f/e)
Nordeste 2,1 2,1 - 776 767 (1,2) 1,7 1,7 -
CE 1,9 1,9 - 788 780 (1,0) 1,5 1,5 -
RN 0,1 0,1 - 642 640 (0,3) 0,1 0,1 -
BA 0,1 0,1 - 672 650 (3,3) 0,1 0,1 -
Fonte: Adaptado por CONAB – Levantamento Janeiro/2012.
Desde o ano de 2005, os dados da exploração de girassol no Nordeste têm
sido levantados pelo IBGE (Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística). Estudos
realizados pela Empresa de Pesquisa Agropecuária do Rio Grande do Norte
(EMPARN) tem mostrado que o girassol possui ampla adaptabilidade a diversos
ambientes, podendo inclusive ser cultivado em regiões semiáridas e tropicais de
praticamente todo o Estado. Ensaios realizados nos municípios Norte-
Riograndense de Apodi, Ipanguaçu e Canguaretama, em duas redes experimentais
nos anos agrícolas de 2006 e 2007, registraram médias de produção que variaram
de 1300 a 2700 kg ha-1
, superiores à média nacional de 1500 kg ha
-1, o que
evidencia as condições edafoclimáticas propícias ao desenvolvimento de cultura do
girassol no Rio Grande do Norte (LIRA et al, 2011).
2.3. O CENARIO DO NORDESTE BRASILEIRO
As condições especiais de clima e solo nordestino determinam o tipo de
vegetação típica, sobressaindo-se, entre muitas espécies, plantas de grande valor
econômico. Dentre estas, no semiárido brasileiro encontra-se em destaque, o
cultivo de diversas espécies oleaginosas, cujo cultivo é restrito a fins alimentícios.
Nos dias atuais, com a aprovação do Projeto de Produção de Biodiesel em
2002, passou a ser cotado o cultivo de oleaginosas como matéria prima para a
30
produção de biodiesel. Uma vez que todos os óleos vegetais da categoria de óleos
fixos ou triglicerídeos podem ser transformados em biodiesel, o qual pode ser
obtido por processos químicos, como craqueamento e transesterificação, este novo
produto passa a ser cotado como um possível substituto do diesel proveniente do
petróleo, que é uma fonte de energia esgotável (BELTRÃO e OLIVEIRA, 2007).
O uso do biodiesel em substituição ao óleo diesel mineral, além da possível
mitigação das emissões de dióxido de carbono, proporciona redução da emissão de
gases e partículas pelos veículos que são diretamente prejudiciais à saúde humana e
ao meio ambiente, como o monóxido de carbono, enxofre, hidrocarboneto
aromáticos policíclicos (compostos cancerígenos) (BELTRÃO e OLIVEIRA,
2007).
Com a aprovação da lei 11.097/2005 no Brasil, que estabelece percentuais
mínimos de mistura de biodiesel ao diesel mineral e o monitoramento da inserção
deste novo combustível no mercado, obrigou as refinarias a misturar 2% de
biodiesel ao diesel mineral de 2008 a 2012, sendo necessários 840 milhões de litros
de biodiesel. A partir do ano 2013, o percentual de biodiesel misturado ao diesel
mineral será de 5%, o que corresponde a uma produção de 2,2 bilhões de litros de
biodiesel (RODRIGUES, 2006). Neste contexto, a oferta de matéria prima parece
ser uma das principais dificuldades que restringe a implementação de um programa
de produção extensiva de biodiesel (CARGININ, 2007).
Segundo Beltrão (2007), o Brasil pode produzir mais de 60% das
demandas mundiais de energias renováveis para substituir o petróleo e seus
derivados, em especial o diesel mineral, que somente no país são consumidos por
ano cerca de 40 bilhões de litros, dos quais seis bilhões na agricultura. E com o
auxilio de técnicas e das diversas áreas da engenharia agrícola que torna capaz de
transformar áreas abandonadas e degradadas em áreas produtivas, permitindo assim
que o Brasil amplie suas áreas para agricultura, sem necessariamente haver mais
desmatamento. Torna-se assim, isso um dos grandes desafios para expandir as
fronteiras agrícolas do Brasil e beneficiar as regiões mais carentes.
No Brasil, a produção de biomassa energética pode envolver as
comunidades agrícolas, especialmente as mais enfraquecidas pelos processos de
31
desenvolvimentos e, ao mesmo tempo, permitir a inclusão social dessa população
rural, reduzindo sua vulnerabilidade aos impactos das mudanças climáticas. Cabe
ressaltar novamente, que em comparação aos outros setores da economia, o setor
agrícola é extremamente vulnerável às mudanças climáticas, uma vez que o clima é
o fator mais importante na determinação da sustentabilidade de sistemas de
produção agrícolas (LIRA, et al., 2010).
As comunidades que dependem dos recursos naturais para sua
sobrevivência estão entre as mais duramente afetadas pelas mudanças climáticas.
Quando as plantações de biomassa para fins alimentícios e energéticos são bem
localizadas, planejadas e manejadas, podem gerar serviços ambientais adicionais,
como a redução de nutrientes lixiviados pela erosão, o acúmulo de carbono no solo
intensifica a fertilidade de terra e contribui para o fomento da diversificação de
cultivos adaptados as condições climáticas atuais e futuras (BELTRÃO, 2007;
LIRA, et al., 2010).
Particularmente na região Nordeste do Brasil, onde a viabilidade de
diversificação de cultivo agrícola é escassa, o mercado emergente de biodiesel,
pode auxiliar no desenvolvimento do setor agrícola local. Esta região do país
possui imensa diversidade de plantas oleaginosas que na sua maioria ainda
precisam ser melhores estudadas, exploradas e, em alguns casos preservadas.
Muitas dessas espécies são de grande importância para o homem, não só para a
produção de alimentos, mas também, dentre outros usos importantes, na produção
de biodiesel (BELTRÃO e OLIVEIRA, 2007). No entanto, cerca de 1.500.000 km²
dos 1.600.000 km² que o Nordeste brasileiro ocupa no território nacional são
caracterizados como insuficientes em água, estando inseridos no Polígono das
secas, uma região semiárida de 940 mil km² que ocupa 62% desse território (Figura
2) (DANTAS et al., 2002; MELO, 2012).
32
Figura 2- Nova abrangência da região semiárida e sub-úmida seca do Nordeste do Brasil.
(Adaptado do Brasil, 2005).
O polígono das secas é uma região predominantemente semiárida e
comumente afetada por um regime irregular de precipitações devido à insuficiência
e a má distribuição das mesmas ao longo do ano. Tais características constituem
fatores limitantes para o desenvolvimento urbano, industrial, e agropecuário,
comprometendo significativamente o rendimento das culturas e dificultando a
instalação de sistemas eficientes para o armazenamento da água, o que intensifica
ainda mais os efeitos sociais (SANTOS JÚNIOR et al, 2011).
A distribuição da pluviosidade da Região Nordeste é muito complexa, não
só em relação ao período de ocorrência (três meses, podendo às vezes nem existir),
como em seu total anual, que varia de 300 a 2.000 mm dependendo da sub-região
nordestina. No litoral, a pluviosidade anual supera 1.000 mm, chegando a 2.000
33
mm em alguns casos, enquanto que no semiárido está em torno de 800 mm,
podendo atingir 300 mm ou menos (CAMPOS, 1997).
Quanto aos balanços hídricos do Nordeste, Salati et al. (2007) mostram que
o período chuvoso e de recarga de umidade do solo é entre fevereiro e abril e
depois, o período é de retirada e deficiência de água durante a estação seca, que vai
de julho até antes da pré-estação chuvosa em janeiro. A vulnerabilidade da erosão
do solo tende a aumentar quando também há aumento nas temperaturas. O aumento
de temperatura diminui a umidade dos solos já seco na maior parte do ano no
semiárido, aumentando a vulnerabilidade por erosão eólica. Nas regiões onde a
chuva é restrita, o aumento da temperatura também aumenta as taxas de
evaporação e, consequentemente, o risco de salinização desses solos (YEO, 1999).
2.4. EFEITO DA SALINIDADE E DO DÉFICIT HIDRICO SOBRE AS
PLANTAS
Os estresses abióticos, como a deficiência hídrica, aumento da salinidade
do solo e temperaturas extremas são os principais fatores limitantes do crescimento
vegetativo e da produtividade das plantas (EPSTEIN et al., 1980; YANCEY et al.,
1982). Contudo, as formas de estresses abióticos supracitados geram diversas
consequências, causadas tanto pelo agente propriamente dito (por exemplo: a
toxicidade iônica e estresse osmótico – promovido pelo estresse salino), como por
efeito indireto da ação desses estresses. Assim, existem duas categorias de
estresses, os primários, que são os causados diretamente pelos agentes estressores e
os secundários, causados pelos efeitos indiretos.
Atualmente, sabe-se que os efeitos da seca na produção provocam
alterações no metabolismo e no crescimento. Sua intensidade é diretamente
dependente do estádio fisiológico em que o organismo se encontra e da sua
severidade. O processo de crescimento celular, através da síntese de proteína e de
parede celular, é o mais sensível às reduções na disponibilidade de água dos tecidos
(SALISBURRY e ROSSI, 1991; NOBEL, 1992).
O excesso de sais no solo também pode diminuir a disponibilidade de água
para o vegetal. Em adição ao estresse iônico, também causa estresse osmótico,
34
como na situação de seca. Concentrações elevadas de sais no solo reduzem o
potencial hídrico (Ψw) do meio, reduzindo a disponibilidade de água para a planta
(ZHU, 2001b; WINICO, 1998). Esses dois estresses, de forma muito semelhante ao
estresse por deficiência hídrica, causam danos fisiológicos ou provocam estresses
secundários como a oxidação. Cada estresse, primário ou secundário, originado a
partir da exposição ao sal, ou deficiência hídrica, possui sua própria cascata de
sinalização, via metabólica e estratégia de adaptação e tolerância (ZHU, 2001a).
A salinidade também interfere nas concentrações de potássio (K+)
encontradas nas plantas, um componente essencial para o ajustamento osmótico
celular, principalmente para o fenômeno de abertura e fechamento estomático
(MAATHUIS e AMTMANN, 1999). De acordo com Serrano e Rodrigues-Navarro
(2001), durante o estresse salino ocorre um decréscimo na absorção de potássio
(K+) e um aumento no influxo de sódio (Na
+). Como o Na
+ é toxico (AMZALLAG
et al., 1990) e o K+
é o soluto que mais contribui para a manutenção da pressão
osmótica e da força iônica, as plantas estressadas por NaCl ativam transportadores
de cátions no tonoplasto e na membrana celular para manter a homeostase.
O efeito tóxico sobre o metabolismo celular e fisiológico, pelo acúmulo de
Na+ e Cl
- nos tecidos e a redução na disponibilidade de água, causada pela
diminuição do potencial hídrico do solo, pode explicar danos fisiológicos como a
redução do crescimento de plantas, quando submetidas à salinidade (MAIA, 2004).
A queda da transpiração e a redução no potencial hídrico do solo explicam a
diminuição da transpiração e a assimilação de fotoassimilados.
Neste contexto, sob condições de déficit hídrico e salinidade, as folhas de
plantas apresentam como resposta primária a redução da concentração intercelular
de CO2, em razão do fechamento estomático, gerando decréscimos na assimilação
do CO2 e no rendimento quântico do fotossistema II (BAKER, 1993). Entretanto,
também tem sido relatado que sob estresse hídrico severo, além das restrições
estomáticas no suprimento de CO2, podem ocorrer limitações em componentes não
estomáticos, com danos nos centros de reação fotossistema II, os quais podem
apresentar reversão parcial depois de reidratados (ANGELOPOULOS et al, 1996).
35
Há evidencias de que os efeitos do estresse hídrico sobre o fotossistema II
podem ser medidos pela produção e acumulação de espécies reativas de oxigênio
(SMIRNOFF, 1993; LAWLOR, 1995) como um efeito secundário ao estresse
abiótico. Este fenômeno leva a planta a extensivos danos em membranas,
desencadeados por processos peroxidativos em lipídios, com subsequente perda de
eletrólitos pela célula (ALONSO et al., 1997; QUEIROZ et al., 1998) e queda na
atividade fotossintética (SMIRNOFF, 1993; QUEIROZ et al., 2002).
Entre as diversas consequências da seca sobre o desenvolvimento de
plantas, a restrição na aquisição de nutrientes e água é comumente reconhecida
(MANIVANNAN et al., 2007). Evidências sugerem que a seca provoca estresse
oxidativo em varias espécies vegetais, em que espécies reativas de oxigênio
(EROs), tais como radical superóxido (O2•-), radical hidroxila (OH•), peróxido de
hidrogênio (H2O2) e oxigênio singleto (1O2) são produzidos nessas condições
(JALEEL et al., 2007). A produção de EROs parece ser um evento dinâmico
durante o desenvolvimento vegetal, bem como uma resposta secundária da planta a
estresses bióticos e abióticos (APEL e HIRT, 2004).
2.5 RESPOSTAS A ESTRESSES SECUNDARIOS
2.5.1. Estresse oxidativo
Um dos grandes problemas para a produção agrícola no Nordeste brasileiro
é ocasionado pelas condições edafoclimaticas, as quais provocam diversos
estresses nas plantas cultivadas nesta região, dentre eles o estresse salino e o déficit
hídrico. Esses estresses provocam de forma secundaria o estresse oxidativo.
O estresse oxidativo induz, nas células vegetais, a formação de espécies
reativas de oxigênio, que podem atacar e modificar quase todas as moléculas
orgânicas, resultando em sérios danos às células e aos tecidos (APEL e HIRT,
2004; MOLLER et al., 2007; MAIA, 2008). Por outro lado, as plantas podem
mobilizar enzimas e substâncias antioxidantes para protegê-las contra o excesso ou
a produção inapropriada dessas espécies (BULBOVAS et al., 2005).
36
Muitas vezes, plantas expostas à situações estressantes do ambiente urbano
não apresentam injurias visíveis, mas seus sistemas antioxidantes podem ser
bastante alterados, de modo que, por meio da quantificação de antioxidantes, pode-
se detectar se as condições de temperatura, umidade relativa, irradiação, poluição
atmosférica, entre outros, são capazes de agir sobre as plantas (ARNDT e
SCHWEIZER 1991; FANGMEIR et al., 1994; BULBOVAS, et al., 2005).
2.5.2. Peroxidação lipídica
A produção de EROs pode iniciar o processo de peroxidação lipídica nas
membranas celulares, formando hidroperóxido de lipídios (Figura 3). A
peroxidação de lipídios de membrana é um dos eventos mais significativos do
estresse oxidativo porque causa a diminuição da fluidez da membrana,
modificações de permeabilidade iônica e de outras funções associadas às
membranas (QUEIROZ et al., 1998). Os eventos bioquímicos resultantes da
diminuição da fluidez das membranas incluem a interferência nas funções das
proteínas, a redução do suprimento de energia, a perda de compartimentalização, a
liberação acentuada de íons e outros eventos que rompem o metabolismo normal e
levam ao desbalanço e perda das funções essenciais (AZIZ e LARHER, 1998).
Na literatura, são encontrados vários trabalhos que relatam a peroxidação
lipídica sob varias condições de estresse: encharcamento celular e senescência, em
Tabaco (Nicotina tabacum) (HURNG e KAO, 2002), seca, em aroeira do sertão
(Myracroduon urundeuva Fr.) (QUEIROZ et al., 2002) e estresse salino, em Beta
vulgaris ssp. marítima L. (BOR et al., 2003).
37
Figura 3- As etapas do processo de peroxidação lipídica: iniciação, propagação e
terminação. (Adaptado por:
<http://biobioradicaislivres.blogspot.com.br/2010/12/peroxidacao-lipidica.html>.)
O estresse oxidativo inicia-se com a produção dos radicais livres através da
completa redução do O2 por quatro elétrons transportados ao longo da cadeia
respiratória, gerando duas moléculas de água. No entanto, uma pequena parcela dos
elétrons escapa da cadeia respiratória, resultando em uma redução parcial do
oxigênio molecular, levando a produção de espécies reativas de oxigênio (EROs)
na forma de oxigênio singleto (¹O2), peróxido de hidrogênio (H2O2), radical
hidroxila (OH•) e ânion superóxido (O2•-) (MITTLER, 2002). Essas moléculas
tóxicas são formadas durante funções metabólicas normais nos peroxissomos ou
induzidas por estímulos ambientais aos quais as plantas estão constantemente
expostas (Figura 4) (MITTLER, 2002; EAUX, 2007).
38
Figura 4- Representação esquemática das principais fontes de EROs e dos principais
mecanismos enzimáticos envolvidos na eliminação do poder tóxico das EROs (Adaptado de
GECHEV e BREUSEGEM, 2006)
As EROs são, sobretudo, subprodutos do metabolismo celular regular, mas
podem ser gerados com a destruição do sistema de transporte de elétrons durante
condições de estresse. O principal ponto de produção de EROs na célula durante o
estresse são as organelas com alta atividade de oxidação metabólica ou com fluxos
de elétrons sustentados: cloroplastos e mitocôndrias. Nos cloroplastos, a formação
de EROs esta relacionadas com eventos da fotossíntese. E nas mitocôndrias a
produção de EROs esta relacionadas ao fenômeno de fotorrespiração e outra forma
de produção de H2O2. A produção de EROs em mitocôndrias de plantas recebeu
pouca atenção no passado, mas dados recentes sugerem que tais organelas podem
ser fontes de EROs sobre condições de estresse especifica (Figura 4) (MOLLER,
2001; FOYER e NOCTOR, 2003; MAIA, 2008).
Em plantas, o desequilíbrio entre a produção e remoção de EROs é
favorecido por vários fatores ambientais de estresse como a exposição a níveis
elevados de luminosidade, seca, metais pesados, alta concentrações de sais,
39
extremos de temperatura, radiação UV, poluição do ar, herbicidas, estresse físico e
mecânico e também como resposta a estresses bióticos tais como o ataque de
patógenos (MALLICK e RAI, 1999). Assim, o saldo final pode ser uma elevação
dos níveis de EROs e, consequentemente, o estresse oxidativo, que leva á redução
na produtividade dos vegetais (VAIDYANATHAN et al., 2003; GUO et al., 2006;
CARVALHO, 2011). O efeito final gerado depende não só do compartimento que
esta sendo afetado, mas do tipo de EROs que esta reagindo (DROGE, 2002).
As EROs podem ser produzidas em qualquer compartimento celular e são
controladas por um complexo sistema antioxidante que as plantas evoluíram para
atuar de forma coordenada afim de conter os efeitos deletérios das EROs (EL-
SHABRAWI et al., 2010) (Tabela 4). Esses compostos são formados pelo ciclo
ascorbato-glutationa que inclui um grande número de compostos antioxidantes
hidrofílicos, como o ácido ascórbico (AsA) e a glutationa (GSH), e ainda enzimas
antioxidantes, das quais as mais importantes são as dismutases de superóxido
(SOD), catalase (CAT) e peróxidase de ascorbato (APX) (MILLER et al., 2008;
2010).
Tabela 4: Mecanismos de eliminação de espécies reativas de oxigênio, seus
compartimentos celulares e respectivas espécies removidas.
Mecanismo Remoção (produto) Localização celular
Ciclo
Glutationa/ascorbato
H2O2 (H2O) Citosol, mitocôndria,
peroxissomos
Catalase H2O2 (H2O) Mitocôndria,
peroxissomos
Peroxido de ascorbato H2O2 (H2O) Citosol, mitocôndria,
peroxissomos, membrana
plasmática, microcorpos,
glioxissomos.
Peroxido de fenóis H2O2 (H2O) Citosol, vacúolos,
apoplasto, parede celular.
Dismutase de superóxido O2. (H2O2) Citosol, mitocôndria,
peroxissomos,
microssomos,
glioxissomos.
Fontes: Dat et al., 2000; Moller, 2001; Shigeoka et al., 2002; Mittler et al., 2004;
D’arcy-Lameta et al., 2006; Moller, 2007; Maia, 2008.
40
A célula vegetal e suas organelas – peroxissomas (DEL RIO et al., 2006),
cloroplastos (ASADA, 2006), e mitocôndria (MOLLER, 2007), contém diversos
sistemas enzimáticos e não enzimáticos para remoção de EROs (APEL e HIIRT,
2004; MOLLER, 2007). O sistema antioxidante enzimático é constituído
principalmente pelas enzimas dismutase de superóxido, catalase, peroxidase de
ascorbato e peroxidase de fenol enquanto o sistema não enzimático é constituído,
sobretudo, por componentes hidrofílicos, tais como o ascorbato e a glutationa.
Os antioxidantes são definidos biologicamente como aqueles compostos
que protegem os sistemas biológicos contra os efeitos deletérios dos processos ou
das reações que levam à oxidação de macromoléculas ou estruturas celulares. Isto
implica que os diferentes antioxidantes podem atuar em níveis e com modo de ação
distinto. Os antioxidantes podem ser classificados, didaticamente, em duas
categorias: o sistema primário, que são os inibidores, impedindo a geração de
EROs ou sequestram estas espécies, impedindo sua interação com os alvos
celulares: e o secundário que consiste nos bloqueadores da etapa de propagação da
cadeia radicalar, que efetivamente, removem radicais intermediários como o
radical peroxila ou alcoxila. Esses antioxidantes bloqueadores da propagação da
cadeia radicalar interrompem a sequencia de auto-oxidação em cadeia, reagindo
com os radicais livres, para produzirem produtos estáveis (JORDÃO JUNIOR, et
al., 1998).
2.5.3. Enzimas relacionadas à eliminação de EROs
2.5.3.1. Superóxido dismutase (SOD) – [EC 1.15.1.1]
As superoxido dismutases desempenham papel chave no sistema de defesa
antioxidante por serem enzimas catalisadoras da dismutação do superoxido (O2-) a
peróxido de hidrogênio (H2O2) e oxigênio (O2) (CATANEO, et al., 2010) (Figura
5). As SOD’s são metaloenzimas que ocorrem em três diferentes formas
moleculares, podendo estar ligadas a um grupo metálico (Cu/Zn, Mn e Fe). As
plantas normalmente têm Cu/Zn-SOD no citosol, Cu/Zn e/ou Fe-SOD no
cloroplasto e Mn-SOD na mitocôndria. As SOD’s são consideradas importantes
41
agentes antioxidantes, porém, em elevadas concentrações nas células animais e
bacterianas, podem induzir disfunções e morte celular (BAKER e ORLANDI,
1995; CATANEO, et al., 2010).
Essas isoenzimas podem ser separadas por eletroforese nativa em gel de
poliacrilamida e sua atividade detectada por revelação negativa com base na sua
sensibilidade ao KCN e/ou ao superóxidos. Existem distinções entre as isoenzimas,
como, por exemplo, a afinidade com substrato: a Mn-SOD é resistente ao KCN e o
H2O2, enquanto que a Cu/Zn-SOD é sensível a ambas as substâncias. A Fe-SOD
também é resistente ao KCN e sensível ao H2O2. As isoenzimas da SOD também se
distinguem pela distribuição subcelular: a Mn-SOD é comumente encontrada na
mitocôndria de células eucarióticas; algumas isoenzimas Cu/Zn-SOD são
encontradas no citosol e outras em cloroplastos de plantas superiores (MCKERSIE,
1996; MAIA, 2004).
Foi relatado que o estresse fotoxidativo causado pelo herbicida Paraquat®
modifica intensamente a atividade da SOD e o nível de proteínas Cu/Zn-SOD nas
folhas (BOWLER et al., 1992). Diversos trabalhos mostram ainda a correlação
entre resistência de plantas a estresse oxidativo e atividade da dismutase de
superóxido (CATANEO, et al., 2010).
42
Figura 5: Defesa antioxidante: Três importantes enzimas intracelulares constituintes do
sistema antioxidante; superóxido dismutase; catalase e do sistema de redutase GSH
peroxidase GSSG. A SOD catalisa a dismutação de superóxido (O2-. em 2H2O2) e catalase a
conversão do peroxido de hidrogénio para H2O e O2, enquanto peroxidase GSH transfere
elétrons a partir de GSH para reduzir os H2O2 em água. A glutationa oxidada produzida
(GSSG) é re-reduzida de volta para GSH pela glutationa redutase utilizando NADHP e
produzindo pela HMP shunt.acting como um cofactor de enzima. (Adaptado de
<http://www.unifesp.br/dneuro/nexp/riboflavina/h.htm>).
2.5.3.2. Catalase (CAT) – [EC 1.11.1.6]
A catalase é uma hemeproteína (uma enzima que contém um
grupamento heme em sua estrutura) citoplasmática que catalisa a redução do H2O2
em água e O2, sem utilizar antioxidante não enzimático (Figura 5) (ZAMOCKY et
al., 2001; MAIA 2008). Essa enzima é encontrada em todos os eucariotos aeróbios
e é muito importante na remoção do peróxido de hidrogênio produzido nos
peroxissomas e glioxissomas pelas oxidases, envolvidas na β-oxidação de ácidos
graxos, nas reações do glioxilato (fotorrespiração) e no catabolismo das purinas
(VAN BREUSEGEM et al., 2001; MITTLER et al.,2004; KOTCHONI e
GACHOMO, 2006; MAIA, 2004, 2008; CARVALHO, 2011).
43
As catalases são as principais enzimas de detoxificação do H2O2 em plantas
e podem dismutar diretamente o H2O2 ou oxidar substratos, tais como metanol,
etanol, formaldeído e ácido fórmico. Nas plantas são encontradas varias isoformas
de catalase as quais estão presentes nos peroxissomas e glioxissomas (RESENDE
et al., 2003). As catalases podem ser divididas em três classes: catalase da classe I
remove o H2O2 produzindo durante a fotorrespiração em tecidos fotossintéticos;
catalase da classe II são produzidas em tecidos vasculares e podem exercer uma
função de lignificação, mas, sua exata função biológica permanece desconhecida; e
a classe III está presente abundantemente em sementes e plantas jovens, e cuja
atividade está relacionada à remoção do H2O2 produzido durante a degradação dos
ácidos graxos no glioxissoma (Figura 5) (BREUSEGEM et al., 2001).
2.5.3.3 Peroxidases
As peroxidases são, provavelmente, as enzimas mais amplamente
distribuídas na célula, sendo aparentemente, as mais estáveis das enzimas
associadas com a oxidação em tecidos de plantas (MCKERSIE, 1996; MAIA,
2004). As peroxidases de plantas são glicoproteicas que contêm um grupamento
heme em sua estrutura e possuem a função básica de catalisar a oxidação do
peróxido de hidrogênio na a partir de numerosas espécies de substratos orgânicos e
inorgânicos, tais como citocromo C, nitrito, ascorbato e outros (Figura 5)
(ZÁMOCKY, 2001; CAVALCANTE, 2007).
As peroxidases são classificadas em dois grandes grupos: a superfamília
das peroxidases de plantas e a superfamília das peroxidases de animais
(LOPRASERT et al., 1986; LOEWEN, 1990). A superfamília das peroxidases de
plantas pode ser subdividida em três classes principais. A classe 1 é intracelular e
de organismos procariótico (peroxidase de citocromo C, de bactérias, de
cloroplastos e de ascorbato citosólica). A classe II inclui as peroxidases
extracelulares fúngicas (peroxidase de Phanerochaet chrysosporium e peroxidase
de Coprinus cinereus). A classe III inclui a maioria das peroxidases extracelulares
vegetais (peroxidase de rabanete, por exemplo) (DATTA e MUTHUKRISHNAN,
1999; MAIA 2004).
44
A peroxidase é uma importante enzima das plantas e está envolvida em
diversas reações, ligações de polissacarídeos, oxidação do ácido indol-3-acético,
ligações de monômeros, lignificação, cicatrização de ferimentos, oxidação de
fenóis, defesa de patógenos, regulação da elongação de células e outras (KAO,
2003; CAMPOS et al., 2004). O aumento da atividade desta enzima em plantas
submetidas a condições estressantes pode ser fator determinante da capacidade de
adaptação dessas plantas, podendo essa atividade ser identificada como um
marcador bioquímico de estresse (MAIA 2004).
2.5.3.3.a) Peroxidase de ascorbato (APX) – [EC. 1.11.1.11]
As peroxidases de ascorbato (APX) são heme-peroxidases cujo grupo
prostético é uma protoporfirina. As APXs apresentam alta especificidade por
ascorbato, o qual funciona como substrato redutor. Em geral, são inibidas por
cianeto e azida e, em conjunto com as CATs, catalisam a redução de H2O2 para
água no meio intracelular (MAIA, 2004).
O ciclo de ascorbato/glutationa é uma dos principal sistema de remoção
das EROs nos cloroplastos. Nesse ciclo são empregadas quatro enzimas: ascorbato
peroxidase (APX), dehidroascorbato redutase (DHA), monodehidroascorbato
redutase (MDA) e glutationa redutase. O H2O2 pode ser reduzido e removido pela
APX através do ascorbato como redutor, formando o radical MDA. Esse por sua
vez, ira dismutar para DHA e ascorbato (YOSHIMURA et al., 2000).
2.5.3.3.b) Peroxidase de fenois (POX) – [E.C. 1.11.1.7]
As peroxidases de fenóis são ativas principalmente na lignificação da
parede celular. A oxidação dos alcoóis hidroxicinamico, precursores imediatos da
lignina, é catalisada por POXs, resultando na produção de radicais fenoxi-
mesoméricos que reagem espontaneamente durante a deposição de lignina na
parede celular (DATTA e MUTHUKRISHUNAN, 1999).
As POXs são classificadas como proteínas relacionadas à patogêneose,
podendo ser indicadas como marcadores de respostas de indução de defesa
(AMAYA et al.,1999; CAVALCANTE, 2007). As maiores atividade de
45
peroxidases ácidas são detectadas nas paredes celulares, sendo que a parede
primaria representa a matriz sobre a qual ocorre a lignificação (GASPAR et
al.1985; MAIA, 2004).
2.5.4 . Antioxidantes não enzimáticos
Antioxidantes não enzimáticos como o ácido ascórbico (AsA), glutationa
(GSH), bem como os flavonoides, tocoferóis e alcaloides participam ativamente do
controle do “pool” de EROs nas células (APEL e HIRT, 2004). O AsA é oxidado
pelo EROs formando monodesidroascorbato (MDA) e deisdroascorbato (DHA)
enquanto a GHS é oxidada para GSSG (glutationa oxidada). No ciclo glutatona-
ascorbato, o MDA, DHA e GSSG podem ser novamente convertidos em GHS e
AsA para manter as EROs em concentrações suportáveis pela célula.
Tanto o AsA como o GHS estão presentes em diversos compartimentos
celulares, principalmente em cloroplastos, mitocôndrias e citosol (POTTERS et al.,
2002). O ascorbato participa de diversos processos celulares e dentre esses, os mais
importantes envolvem a proteção oxidativa (APEL e HIRT, 2004), a regulação da
transição da fase G1 para S no ciclo celular (POTTERS et al., 2002) e o controle do
crescimento pelo alongamento das células (PASSARDI et al., 2004). Para tanto, a
via de síntese e degradação está distribuída nas mitocôndrias, citosol
(HOREMANAS et al., 2000; GREEN e FRY, 2005) e apoplasto (PASSARDI et
al., 2004), indicando que os processos regulatórios que o ascorbato participa
envolvem mecanismos localizados em diversos compartimentos subcelulares.
2.6. CONSIDERAÇÕES PRELIMINARES
Saber como os vegetais se protegem é essencial para obter, através da
bioengenharia, variedades agrícolas mais resistentes, o que pode aumentar a
produção e a qualidade das plantas. Por isso, diversos grupos de pesquisa buscam
definir o papel de cada substancia participante dos processos bioquímicos
relacionados à defesa das plantas (SOARES e MACHADO, 2007). Com isso este
trabalho visa conhecer a ação do sistema oxidativo no girassol, como mecanismo
de tolerância e/ou adaptação do mesmo nas duas microrregiões estudadas.
46
3. OBJETIVOS
3.1 OBJETIVO GERAL
Este trabalho tem como objetivo central caracterizar, por meio de
marcadores fenológico, fisiológicos e bioquímicos, o desempenho agronômico de
dois genótipos da espécie de girassol (Helianthus annuus L.) cultivados em
condições edafoclimaticas distintas em duas microrregiões do Nordeste do Brasil.
Adicionalmente, o trabalho visou validar uma metodologia de diagnose precoce
através de indicadores de déficit hídrico e salino com base na avaliação do perfil de
resposta do sistema de defesa antioxidante que possa ser utilizada na seleção de
cultivares de girassol com maior capacidade de produção nos climas e condições
ambientais estudadas.
3.2 OBJETIVOS ESPECIFICOS
Avaliar o desenvolvimento fenológico e atividades antioxidantes de dois
genótipos de girassol (Helianthus annuus L.) em condições
edafoclimaticas de déficit hídrico e salinidade típica da região Nordeste do
Brasil;
Avaliar o dano oxidativo através da quantificação do teor de peroxidação
lipídica e vazamento de eletrólitos;
Avaliar as atividades das enzimas dismutase de superóxido (SOD),
peroxidase de ascorbato (APX) e peroxidase de fenóis (POX) e catalase
(CAT) em respostas as condições edafoclimaticas impostas;
Relacionar as atividades de enzimas antioxidantes foliares com a
produtividade dos genótipos avaliados, sob as condições de cultivo
impostas;
Determinar possíveis marcadores de metabolismo oxidativo relacionados
com a produtividade das plantas de girassol sob as condições de cultivo
impostas.
47
4. MATERIAL E MÉTODOS
4.1. MATERIAL VEGETAL
Para a execução do presente estudo, sementes de girassol (Helianthus
annuus L.), dos genótipos Helio 253 e Catissol 01, fornecidas pela Heliagro e pela
EMPARN, respectivamente, foram cultivadas em casa de vegetação, em bandejas
de poliestireno de 200 células (Figura 6). Foi utilizado como substrato um mistura
de vermiculita mais areia na proporção de 1:1, durante o período de germinação.
Sete dias após a emergência, as plântulas foram transferidas para suas respectivas
áreas de cultivo onde cada microrregião recebeu um lote de 600 plântulas/genótipo
que foram padronizadas e selecionadas quanto á altura e número de folhas para
posterior transplantio.
Figura 6: Plântulas de girassol semeadas em bandejas poliestireno com substrato
vermiculita expandida 7 (sete) dias após a emergência.
48
4.2- CARACTERIZAÇÃO E LOCALIZAÇÃO DAS ÁREAS EXPERIMENTAIS
O experimento foi conduzindo em duas estações experimentais da Empresa
de Pesquisa Agropecuária do Rio Grande do Norte (EMPARN) representando
microrregiões distintas do Estado Norte-Riograndese durante os meses de abril,
maio e junho de 2011.
O cultivo realizado no município de Ipanguaçu-RN (IPÇ) representou a
microrregião de clima semiárido do Estado, com solo predominante aluvial
eutrófico, localizado à 5°29’54” de latitude sul e longitude de 36°51’18”a oeste e
altitude de 16m. O solo medianamente profundo apresentou características de
fertilidade natural alta, textura argilo/arenosa, imperfeitamente a moderadamente
drenados em relevo plano, o que confere a esse tipo de solo uma maior
disponibilidade hídrica nas suas camadas mais superficiais (Tabela 5) (SEMARH e
IDEMA, 2008).
O cultivo realizado no município de Parnamirim-RN (PAR) representou a
microrregião de clima semiárido do Estado, com solo predominante areno-quartoz
distrófico, localizado à 5°54’56” de latitude sul e longitude de 35°15’46” a oeste e
altitude de 53m. O solo profundo apresenta características de fertilidade natural
muito baixa, textura arenosa e excessivamente drenado em relevo plano, o que
confere a esse tipo de solo uma baixa retenção de água e necessidade de sistema de
irrigação durante o período de estiagem (Tabela 5) (SEMARH e IDEMA, 2008).
Durante o desenvolvimento do experimento, observou-se que os índices
pluviométricos ficaram abaixo de 500 mm nas duas microrregiões de cultivo
(Tabela 6).
49
Tabela 5: Análise completa dos solos das áreas experimentais.
Determinações Resultados Analisados
Ipanguaçu-RN Parnamirim-RN
pH em água (1:2,5) 7,73 6,26
Cálcio (cmolc.dm-3
) 9,19 1,63
Magnésio (cmolc.dm-3
) 3,50 0,78
Alumínio (cmolc.dm-3
) 0,00 0,00
Hidrogênio + Alumínio (cmolc.dm-3
) 0,00 1,73
Fósforo (mg.dm-3
) 106 7
Potássio (mg.dm-3
) 95 118
Sódio (mg.dm-3
) 157 34
Cond. Elétrica Extrato Saturado (dS.m-1
) 0,8042 0,3644
Densidade Global (kg.dm-3
) 1,32 1,34
Saturação c/ Sódio, % (PST) 6,44 3,19
Retenção de Umidade (1/3 de atmosfera) 18,6 3,16
Retenção de umidade (15 atmosferas) 5,67 2,41
Boro (mg.dm-3
) - 4,64
Granulometria
Areia (g.kg-1) 433 901
Argila (g.Kg-1) 100 60
Silte (g.kg-1) 467 39
Classificação Textural Franco Areia 1Laboratório de Analises de solo, Água e Planta – EMPARN, Natal/2011
Tabela 6: Médias das temperaturas mínimas, médias e máxima, umidade relativa do ar e
precipitação pluviométrica em Ipanguaçu-RN e Parnamirim-RN durante o período de
abril/2011 a junho/2011. EMPARN, 20111.
Ipanguaçu-RN
Meses de
2011
Temperatura Umidade
Relativa
(%)
Precipitação
(mm) Mínima
(°C)
Média
(°C)
Máxima
(°C)
Abril 23,0 27,0 31,0 95 229,1**
Maio 21,0 27,0 31,0 75 108,7*
Junho 21,0 25,0 31,0 75 23,6*
Médias 21,6 26,3 31,0 81,6 120,1
Parnamirim-RN
Meses de
2011
Temperatura Umidade
Relativa (%)
Precipitação
(mm) Mínima
(°C)
Média
(°C)
Máxima
(°C)
Abril 23,0 25,0 31,0 95 269,7
Maio 21,0 25,0 21,0 95 288,4**
Junho 21,0 25,0 29,0 95 359,5*
Médias 21,6 25,0 30,3 95 305,8* 1Dados obtidos por estação meteorológicas da EMPARN no Rio Grande do Norte
*Precipitação pluviométrica considerada normal para o período de estudo na região
**Precipitação pluviométrica considerada chuvosa para o período de estudos na região
50
Precipitação essa que, quando bem distribuída ao longo do ciclo, é
considerada ideal para o cultivo de girassol. Nesse caso, devido às características
peculiares do solo da microrregião de PAR quanto a sua drenagem excessiva,
considerou-se a referida microrregião como indutora de déficit hídrico, enquanto
que IPÇ, por características de solo contrárias à PAR, foi considerada a
microrregião de aporte hídrico normal; ambas de acordo com as condições
edafoclimaticas específicas de cada microrregião desse trabalho (MELO, 2011).
De acordo com a análise de solo, percebeu-se também que os valores para
o percentual de sódio trocável (6,44%) e para a condutividade elétrica do solo (0,80
dS.m-1
), encontrados no município de Ipanguaçu-RN (Tabela 5), não foram
suficientes para caracterizar o solo como sódico ou alcalino. Nesse caso, devido às
características peculiares do solo em IPÇ, considera-se essa microrregião como
área experimental com íons salinos presente e a microrregião de PAR como área
experimental com íons salinos ausentes, por apresentarem características de solo
contrárias à IPÇ.
4.3. CONDIÇÕES DE CULTIVO E DELINEAMENTO EXPERIMENTAL
Após a obtenção das plântulas em casa de vegetação, nas duas
microrregiões estudadas, os genótipos foram transplantados e cultivados em duas
parcelas (cada parcela representando um genótipo) com espaçamento de 1,5 m
entre elas. Cada parcela constituiu de 6 (seis) linhas com 6,0 m de comprimento,
espaçadas entre si de 0,80 m, sendo consideradas úteis apenas as 4 (quatro) linhas
centrais de cada parcela (Figura 7). Para as análises agronômicas, fisiológicas e
bioquímicas foi feita uma seleção de exemplares ao acaso dentro de cada parcela
nas duas microrregiões. A distância entre plantas foi de 0,30 m na fileira,
totalizando 21 covas/linha onde foram transplantas 03 (três) plântulas por covas
com a realização do raleio com 10 (dez) dias após a sua transferência para o
campo. A área total e útil da pesquisa correspondeu a aproximadamente a 80 m² de
comprimento por 30 m², de largura.
51
O solo foi preparado com aração e drenagem, seguido do sulcamento em
linhas com profundidade de 0,25 m onde foi realizada a adubação de fundação no
plantio e de cobertura após 30 dias, de acordo com a análise de solo e
recomendação nutricional para a cultura em cada microrregião especificamente
(Tabela 7). O controle de plantas daninhas foi realizado manualmente nas parcelas
e entre os canteiros das parcelas.
Para reproduzir um sistema de cultivo sem o auxilio de um sistema de
irrigação, a lamina de água diária para o cultivo do girassol foi suprida de acordo
com a precipitação pluvial dos meses de cultivo (Tabela 6).
Figura 7- Representação gráfica das parcelas experimentais dos genótipos de girassol Helio
253 e Catissol 01 cultivadas nas microrregiões de IPÇ e PAR. (EMPARN, 2011).
52
Tabela 7: Recomendações para adubação de girassol1 nas duas microrregiões de cultivo
Nutrientes Unidade
Idade (DAE)
IPÇ PAR
Plantio 30 Plantio 30
Esterco de Curral (L/planta) - - - -
P2O5 (kg/ha) - - 60 -
FTE BR 08 (kg/ha) 30 - 40 -
N (kg/ha) 50 150 10 30
K2O (kg/ha) 50 - 50 -
Boro (kg/ha) 1 - 1 - 1Laboratório de Análise de Solo, Água e Planta – EMPARN, Natal/2011.
4.4- CARACTERES AVALIADOS
4.4.1. Abordagem fisiológica e bioquímica
As coletas foram realizadas ao 50o
dia
após a emergência (DAE),
correspondendo aproximadamente à metade do ciclo fonológico da cultura para as
duas microrregiões em estudo. Para a coleta do material estudado foram retiradas,
de cada genótipo, em suas respectivas microrregiões de cultivo, folhas da porção
apical de 10 (dez) plantas com floração plena escolhidas aleatoriamente, na área
útil de cada parcela (Figura 7). Foram coletadas 10 folhas para determinação do
vazamento de eletrólitos (VE), 10 para determinação do conteúdo relativo de água
(CRA) e percentual de umidade (%U), 10 para determinação dos teores de Na+, K
+
e Cl- e reservado a folha mais jovem plenamente expandida para os demais ensaios.
Todo material vegetal foi devidamente acondicionado em envelopes de papel
alumínio, em um recipiente contendo nitrogênio liquido e levado para análises
laboratoriais em seguida.
4.4.2. Indicadores de estresse hídrico
4.4.2.a) Conteúdo relativo de água (CRA) e percentual de umidade (%U)
O CRA e o %U foram determinados segundo Irigoyen et al., (1992) e
Salavick (1974), respectivamente, com pequenas modificações. Para essas análises,
as folhas coletadas, foram pesadas para determinação da massa fresca (MF) em
balança semi-analítica. Em seguida, o material vegetal foi transferido e mergulhado
53
em Becker contendo 100 mL de água Milli-Q sob temperatura ambiental de 25±5°
durante 6 (seis) horas. Decorrido o tempo, as folhas foram retiradas dos Becker,
secas com papel toalha e aferida suas massas para obtenção da massa túrgida (MT).
Para obtenção da massa seca (MS), o material vegetal foi transferido para sacos de
papel e seco em estufa a 75°C durante 72 horas. O cálculo do CRA foi realizado
com base na expressão matemática CRA = (MF - MS/MT - MS) X 100 e o
percentual de umidade foi determinado utilizando-se a relação %U= [(MF – MS) /
MF] x 100.
4.4.2.b) Vazamento de eletrólitos (VE)
O vazamento de eletrólitos é considerado uma medida indireta para aferir o
grau de dano causado às membranas do tecido vegetal (LUTTS et al., 1996). Para a
determinação, as folhas das plantas coletadas foram transferidas e mergulhadas em
frascos contendo 200 mL de água Milli-Q hermeticamente fechados. Os frascos
foram deixados em repouso sob temperatura ambiente de 25±5°C durante 6 (seis)
horas, sob agitação ocasional. Após esse período, com o auxílio de um
condutivímetro, foi estabelecida a primeira leitura da condutividade elétrica (CE)
da solução dos frascos. Em seguida, os mesmos foram fechados e aquecidos em
banho-maria a 100°C, por 1 (uma) hora. Após resfriar os frascos à temperatura
ambiente, a segunda leitura (L2) da condutividade elétrica da solução foi realizada.
Através da expressão VE (%) = (L1 / L2) x 100, foi possível calcular o percentual
de dano às membranas.
4.4.3. Indicadores de estresse iônico
4.4.3.a) Determinação da concentração de Na+,K
+ e Cl
-
A concentração de Na+, K
+ foi aferida segundo Brilhante (2006). Para
tanto, 50 mg da farinha seca do tecido vegetal das folhas foi diluído em 20 mL de
água deionizada e aquecido em banho-maria a 100°C por 1 hora. O extrato obtido
foi centrifugado e seu sobrenadante analisado em fotômetro de chama (Micronal
B462) para determinação dos conteúdos de Na+ e K
+.
54
A concentração de Cl-
foi determinada segundo Malavolta et al., (1997).
Farinha de tecidos seco de folhas (100 mg) foram submetidos à extração com 25
mL de água deionizada com agitação ocasional durante 30 minutos. Em seguida,
alíquotas de 20 ml do extrato foram filtradas em papel de filtro e adicionadas 1 ml
da solução indicadora de cromato de potássio K2CrO4 5% (p/v). Cada amostra foi
titulada lentamente com nitrato de prata AgNO3 28 mM em bureta automática até a
viragem do indicador através da formação do precipitado de Ag2CrO4 (coloração
marrom pálido persistente). Cada 1 mL de nitrato de prata gasto na titulação
corresponderá a 2,5 mg de cloreto em 100 mg de matéria seca. Na ocasião, foi
utilizado um branco com 20 mL de água deionizada+indicador+algumas gotas de
Ag2NO3 até obtenção da coloração marrom pálido. O volume do branco foi
subtraído de cada amostra.
4.4.4. Indicadores de estresse oxidativo
4.4.4.a) Extração de peroxidação lipídica e ascorbato.
A extração das amostras para determinação de derivados da peroxidação de
lipídeos e para a determinação do teor de ascorbato total, reduzido e oxidado foi
realizada em tecido de folhas frescas. Para tanto, 500 mg amostras foram pesadas,
maceradas em almofariz de porcelana, na presença de nitrogênio líquido, seguida
da adição de 2 ml da solução de TCA a 1% (p/v). A mistura foi macerada
continuamente por mais 2 (dois) minutos e acondicionada em microtubos tipo
eppendorf de 2 mL e centrifugadas a 10.000 x g por 15 minutos. O sobrenadante
foi coletado e o precipitado descartado.
4.4.4.b) Determinação da concentração de ascorbato.
A concentração de ascorbato (AsA) e desidroascorbato (DHA) basea-se na
redução de Fe+3
a Fe+2
pelo ascorbato (AsA), seguido pela determinação
espectrofotométrica de íons de Fe+2
complexados com 2,2’-bipiridil. Para
determinar o AsA total o DHA da amostra é reduzido para AsA através de
incubação com ditiotreitol (DTT). Subsequentemente, o AsA oxidado é
55
determinado pela diferença entre o AsA total e AsA (sem o tratamento de DDT –
reduzido) (KAMPFENKEL et al.,1995).
O ensaio de ascorbato total foi realizado pelo método de Kampfenkel et al.
(1995). Alíquotas de amostras foram inicialmente misturadas a 0,2 mL de DTT 10
mM dissolvidos em tampão fosfato de potássio 0,2 M, pH 7.4. Na sequencia foram
adicionadas 0,2 mL de solução de TCA 6 % e 0,4 mL de tampão fosfato de
potássio 0,2 M, pH 7,4. As misturas foram incubadas por 15 minutos a 42 °C em
banho-maria. Em seguida foram acrescentados 0,2 mL de solução N-Etilmaleimida
0,5% e incubado por 1 minuto a temperatura ambiente. Aos meios de reação foram
adicionados na sequencia: 1 mL de TCA 10% , 0,8 mL de H3PO4 42% e 0,8 mL de
2,2’-bipiridil 4% dissolvidos em etanol 70%. Ao final foram adicionados 0,4 de
FeCl3 3% e imediatamente agitados vigorosamente. A solução foi incubada a 42 °C
por 40 minutos e então procedida leitura a 525 ηm. Os resultados foram expressos
em ηmol g-1
MF.
4.4.4.c) Extração e determinação das concentrações de proteínas solúveis.
A partir do material congelado do experimento, foram pesadas 500 mg de
tecido de folha apical. O processo de extração foi adaptado a partir do protocolo de
Peixoto (1999). As folhas foram maceradas em almofariz de porcelana, na presença
de nitrogênio líquido, até obtenção de farinha homogênea. Em seguida foram
adicionados 1,5 mL de tampão fosfato de potássio 50 mM pH 7,0, contendo 1 mM
de ácido L-ascórbico, 0,1 mM de EDTA. O macerado foi transferido para
microtubos de 2 mL, os quais foram calibrados em balança semi-analítica e levados
à centrifuga refrigerada tipo eppendorf (modelo centrífuga 5415 R) a 10.000 x g,
por 20 minutos, à temperatura de 4°C. Os sobrenadantes, considerados fração de
proteínas solúveis totais, foram coletados e armazenados á temperatura de -80 °C,
para determinações posteriores.
A determinação do conteúdo de proteínas solúveis totais foi realizada pelo
método descrito por Bradford (1976). O método é baseado na mudança da
coloração do reagente Coomassie Briliant Blue G-250 quando ligado a proteínas.
Alíquotas de 66µL do extrato protéico diluído foram transferidas para tubos de
56
ensaio e então adicionado 2 mL do reagente de Bradford (105,26 mg de Coomassie
Briliant blue G-250).
Após leve agitação, os tubos foram incubados a 25 °C por 15 minutos e
então foi realizada leitura da reação a 595 m em espectrofotômetro. A
concentração de proteínas solúveis totais foi obtida pela comparação das leituras
obtidas nas amostras, com as obtidas em curva padrão onde a proteína utilizada foi
a Albumina Sérvica Bovina. A concentração de proteínas solúveis foram expressa
em mg de proteína g-1
MS.
4.4.4.d) Atividade de dismutases de superóxido (SOD)
Esta atividade enzimática foi determinada segundo metodologia adaptada
de Peixoto (1999) a partir de Del Longo et al (1993) e Gianopolitis e Ries (1977).
Por esse método, é determinada a inibição da redução do NBT ( -nitro blue
tetrazolium) pelo extrato enzimático, evitando assim a formação do cromóforo.
Neste ensaio, uma unidade de atividade enzimática (UA) de SOD é considerada
como a quantidade de enzima necessária para obter 50% de inibição da redução do
NBT pela SOD contida no extrato enzimático.
As amostras utilizadas foram as mesmas para determinação do teor de
proteínas solúveis totais. Para tanto, os extratos foram lentamente descongelados
em banho de gelo (±4 °C) e após liquefação, diluídos (conforme necessidade) no
próprio tampão de extração. Alíquotas de 100 µL foram transferidas para tubos de
ensaio protegidos da luz, contento tampão fosfato de potássio 50 mM, pH 7,8, 0,1
mM de EDTA, 13 mM de L-metionina e 75 µM de NBT.
A reação foi iniciada pela adição de 2 µM de riboflavina e a concomitante
transferência dos tubos para uma câmara iluminada por uma lâmpada fluorescente
circular de 30 Watts, por período de 15 minutos. Em seguida, leituras de
absorbância a 560 m foram tomadas em espectrofotômetro. Para efeito de
correção nos cálculos, foram considerados como branco da reação, tubos que não
continham extrato, expostos e não expostos à luz. A atividade foi determinada pelo
cálculo da quantidade de extrato que inibiu 50 % da redução de NBT
(BEAUCHAMP e FRIDOVICH, 1971) e expressa em UA g-1
MS min-1
.
57
4.4.4.e) Atividade de peroxidases de ascorbato (APX)
A atividade de APX foi determinada de acordo com o método de Nakano e
Asada (1981), modificado por Koshiba (1993), no qual a presença de APX no
extrato bruto diminui a concentração de peróxido de hidrogênio do meio, pela
redução do ácido ascórbico fornecido. Para tanto, o primeiro extrato obtido no item
4.4.4.c foi utilizado. Diluições das amostras foram feitas quando necessário e
alíquotas de 100 µl dos extratos diluídos, transferidas para tubos de ensaio. Ao
meio de reação, 2,7 mL de tampão fosfato de potássio 50 mM, pH 6,0, contendo
0,8 mM de ácido L-ascórbico P.A. foram adicionados.
O experimento foi iniciado pela adição de H2O2 ao meio de reação,
observando o decréscimo da leitura no intervalo de 60 segundos, à absorbância de
290 m em espectrofotômetro. Adicionalmente, leituras de tubos controle, com e
sem a amostra, na ausência de peróxido de hidrogênio, foram realizadas. A
atividade de APX foi expressa em µmol ascorbato g -1
MS min -1
.
4.4.4.f) Atividade de peroxidases de fenóis (POX)
A atividade da POX nos tecidos radiculares foi determinada pelo método
de Kar e Mishra (1976). Neste método, enzimas do extrato bruto oxidam o guaiacol
para a produção de purpurogalina e redução concomitante do peróxido de
hidrogênio, fornecido ao meio. Assim alíquotas de 20µl do extrato de proteínas
solúveis totais, obtidos no item 4.4.4.c, foram transferidas para tubos de ensaio e a
estes, adicionados 4,9 mL de tampão fosfato de potássio 25 mM, pH 6,8, contendo
20 mM de pirogalol e 20 mM de H2O2. A mistura foi incubada a 25 °C, por período
de 60 segundos e a reação, interrompida pela adição de 0,5 mL de solução 0,5% de
H2SO4 (v/v). As leituras foram tomadas à absorbância de 420 m contra branco
preparado com 5 mL do tampão de ensaio e 0,5 mL de H2SO4 a 0,5 % (v/v). A
atividade de POX foi expressa em µmol purpurogalina g-¹MS min
-1.
58
4.4.4.g) Atividade de catalase (CAT)
A atividade de catalase (CAT) é determinada pelo método definido por
Havir e McHale (1987). Neste método a catalase é medida pela velocidade do
consumo de H2O2 no meio de reação. De acordo com a equação:
Com isso, alíquotas de 0,05 mL de extrato proteico, sendo realizadas as
diluições necessárias, foram adicionadas a 2,95 mL de tampão fosfato de potássio
50 mM (pH 7,0), contendo H2O2 (20 mM). A reação ocorreu a 30°C e é
acompanhada pelo decaimento da absorbância a 240 m durante 300 seg, com
leituras sucessivas a cada 30 seg. A atividade da enzima foi calculada com base no
coeficiente de extinção molar de 36 M-1
cm-1
para H2O2, em 240 m, expressa em
mol H2O2 g-1
MF min-1
(HAVIR & MCHALE, 1987).
4.4.5 Análise estatística
Para as análises estatísticas foi utilizado o programa SISVAR. Para
comparar os genótipos em cada local de cultivo separadamente, bem como os
efeitos dos locais de cultivo sobre os genótipos, foi utilizado o teste de t-Student
(p>0,05%).
59
5. RESULTADOS
5.1. INDICADORES DE CRESCIMENTO, RENDIMENTO AGRONÔMICO E
STATUS HÍDRICO DE GENÓTIPOS DE GIRASSOL (Helianthus annuus L.)
EM DETRIMENTO ÀS CONDIÇÕES AMBIENTAIS EM DIFERENTES
MICRORREGIÕES DO RN.
Durante o desenvolvimento deste estudo, observou-se que os índices
pluviométricos médios tanto na microrregião de IPÇ (120,4 mm/ano) quanto em
PAR (305,8 mm/ano), ficaram abaixo de 500 mm/ano. Para Castro e Faria (2005),
apesar das exigências hídricas da cultura do girassol ainda não estarem bem
esclarecidas e de constatações de alta tolerância de alguns genótipos dessa cultura
ao déficit hídrico, estudos demonstram que a precipitação entre 400 e 500 mm/ano,
bem distribuídos ao longo do ciclo, resultam em produtividade próxima ao
potencial máximo de produção. Desta forma, as diferenças físico-químicas entre os
solos de PAR e IPÇ, aliado ao índice pluviométrico observado durante o período
experimental nos dois campos, possivelmente causou diferenças na disponibilidade
de água para as plantas entre as duas regiões de cultivo. Assim, compreende-se que
em PAR houve um maior déficit hídrico do que em IPÇ.
Ao analisar os dois genótipos nas duas microrregiões de cultivo,
separadamente, observou-se que a data de floração inicial (DFI) foi antecipada na
microrregião de IPÇ, podendo estar relacionado com as diferenças de
disponibilidade hídrica entre as duas microrregiões. Particularmente no genótipo
Catissol 01, a antecipação da DFI causou também um adiantamento na data de
floração plena (DFP) e na data de maturação fisiológica (DMF). Resultados
semelhantes quanto à influencia da DFI sobre os outro períodos reprodutivos do
girassol foram discutidos por Massignan e Angelocci (1993).
A prorrogação da DFI, que ocorreu nas plantas cultivadas em PAR,
possivelmente foi causa da baixa precipitação pluviométrica, visto que a
deficiência hídrica pode aumentar ou diminuir a duração do sub-período
emergência-floração, dependendo da taxa de evapotranspiração da cultura
60
(MASSIGNAN e ANGELOCCI, 1993). A composição arenosa do solo em PAR
pode também ter levado à prorrogação da DFI, devido à lixiviação facilitada da
água que é uma característica deste tipo de solo (SMIDERLE et al., 2005).
Possíveis influências do ambiente sobre o desenvolvimento das plantas
também podem ser estudados através de indicadores de
crescimento/desenvolvimento e rendimento agronômico. Dentre esses, a análise do
diâmetro do capítulo e do rendimento de grãos podem ser bons caracteres para
avaliar a severidade do estresse hídrico por serem sensíveis ao efeito da pressão
osmótica (LARCHER, 2000; MELO, 2012).
Em ambos os genótipos tanto a altura média quanto o número médio de
folhas por planta foi maior no cultivo realizado no município de IPÇ. É possível
que este fato esteja relacionado a uma maior disponibilidade hídrica nessa
microrregião de cultivo, garantindo a manutenção de processos bioquímicos e
moleculares que necessitam de aporte hídrico para o seu desenvolvimento (MELO,
2012). Processos importantes como síntese de parede celular e de membranas,
divisão celular e síntese proteica são alguns dos mecanismos dependente de água e
que interferem diretamente na formação de um novo tecido foliar (BURSSENS et
al., 2000).
A deficiência de água pode limitar não apenas o tamanho da planta, mas
também o número de folhas por diminuir o número e a taxa de crescimento dos
ramos e induzir a senescência foliar (SANCHEZ-BLANCO et Al., 2002; TAIZ e
ZEIGER, 2009). Resultados que demonstram redução no número de folhas sob
deficiência hídrica foram também obtidos por Correia e Nogueira (2004) em
amendoim.
O diâmetro do capítulo seguiu a mesma tendência dos demais parâmetros
avaliados. As maiores médias foram obtidas no município de IPÇ, não havendo
diferença significativa entre os genótipos estudados (Tabela 8). As médias dos
genótipos para essas variáveis se aproximaram dos valores obtidos por redes de
ensaio desenvolvidas, com diferentes cultivares de girassol, por Lira et al. (2007)
em condições edafoclimaticas semelhantes ao desse estudo, no mesmo município.
61
Tabela 8: Indicadores de crescimento/desenvolvimento e rendimento agronômico em
genótipos de girassol nas duas microrregiões de cultivo.
Variáveis Microrregião Genótipos
Catissol 01 Helio 253
Altura (cm) IPÇ 134,1 A*a 130,0 Aa
PAR 89,2 Ba** 85,4 Ba
Diâmetro Capítulo (cm) IPÇ 19,1 Aa 20,9 Aa
PAR 15,7 Bb 17,9 Ba
Número Folhas (unid.) IPÇ 20,0 Ab 24,1 Aa
PAR 18,2 Ba 18,0 Ba
Massa 1000 Sementes (g) IPÇ 77,88 Aa 75,45 Aa
PAR 53,56 Bb 61,30 Ba
Rendimento Grãos (kg/ha) IPÇ 2.026,80 Aa 1.934,50 Aa
PAR 603,32 Bb 933,07 Ba
*Médias acompanhadas da mesma letra em maiúsculo, dentro da mesma coluna, não
diferem a 5% de probabilidade, pelo teste t-Student.
** Médias acompanhadas da mesma letra em minúsculo, dentro da mesma linha, não
diferem a 5% de probabilidade, pelo teste t-Student.
A disposição das características do solo em IPÇ foi um dos fatores que
permitiu uma maior disponibilidade hídrica nas camadas mais superficiais do solo
quando comparado ao município de PAR. Dessa forma, os maiores valores obtidos
para altura e diâmetro dos capítulos, em ambos os genótipos utilizados nesse
estudo, no município de IPÇ, podem estar relacionados à disponibilidade hídrica no
sistema radicular. Esta possibilitou o aumento do fluxo de massa e a difusão dos
nutrientes no solo. Tal efeito favoreceu a taxa fotossintética nas folhas e a síntese
de carboidratos, incrementando a produção de massa seca da parte aérea das
plantas (COSTA, 1998; RIBEIRO, 1999; CRUSCIOL, 2001). Gomes (2012) e
Silva et al. (2007) observaram em seus estudos que, com o aumento da lâmina de
água aplicada houve um aumento relativo na altura e no diâmetros dos capítulos,
em ambos os genótipos.
Em PAR, por apresentar um solo excessivamente drenado, o possível
déficit hídrico pode ter causado redução em todos os parâmetros expostos na tabela
62
5. Esse fenômeno possivelmente ocorreu devido ao suprimento de água se dar em
quantidades inferiores aos requeridos pelas plantas, abaixando o componente de
potencial de pressão do protoplasto sobre a parede da célula, resultando em
diminuição de turgor e, por fim, afetando a elongação e a divisão celular (XIONG e
ZHU, 2001; TAIZ e ZEIGER, 2010).
A variável massa de 1000 aquênios seguiu a tendência de apresentar
valores maiores em plantas obtidas na microrregião de IPÇ nos dois genótipos
estudados (Tabela 8). Essas tendências, favorecendo sempre a microrregião de IPÇ
em relação a PAR, podem estar relacionadas ao aporte hídrico disponível para
essas plantas, principalmente na fase que compreende o enchimento de grãos
(CASTIGLIONI et al., 1997). Diversos outros autores trabalhando com girassol
obtiveram resultados semelhantes que, quanto maior a disponibilidade hídrica,
maior a produção de aquênios. (GOMES et al., 2003; CASTRO et al., 2006; LIRA
et al., 2006).
A microrregião de PAR pode ter obtido as menores medias na massa de
1000 aquênios, devido à sua intrínseca relação com a redução no tamanho dos
capítulos, indicando assim, limitações no desenvolvimento e, consequentemente,
tendo grande influência na produção. A redução do rendimento de grãos em PAR
pode ainda ser atribuída, dentre outros fatores, à grande exigência de água pela
cultura na fase de maturação fisiológica e à classificação textural do solo (arenosa),
que, dentre suas características, possui baixa capacidade de retenção de água.
Dessa forma, o possível déficit hídrico pode ter impossibilitado a manifestação de
todo o potencial produtivo da cultura, visto que o girassol possui resposta positiva à
reposição de água no solo, que em situações de limitada disponibilidade hídrica, a
produção de grãos é comprometida (THOMAZ, 2008; BALDO et al., 2009, MELO
2012).
O conteúdo relativo de água (CRA) e o percentual de umidade (%U)
representam, respectivamente, a capacidade máxima e o percentual bruto de água
possível de ser armazenado em um tecido vegetal. Sendo assim, considerados bons
indicadores da ocorrência de estresse salino e déficit hídrico nas plantas
(IRIGOYEN et al., 1992; SLAVICK, 1974). Observando os dados obtidos do CRA
63
das folhas de ambos os genótipos estudados, pode-se constatar que houve uma
redução significativa de 13% na Catissol 01 e de 17% para Helio 253 na
microrregião de PAR quando comparada a microrregião de IPÇ (Tabela 9). O %U
não apresentou efeito significativo para os dois genótipos independente da
microrregião de cultivo, com seus valores variando de 83 a 85% (Tabela 9).
Tabela 9: Indicadores de status hídrico e dano às membranas dos dois genótipos de
girassol cultivados nas duas microrregiões de cultivos.
Variáveis Microrregião Genótipos
Catissol 01 Helio 253
Conteúdo Relativo de Água (%) IPÇ 76,6 Aa 79,6 Aa
PAR 66,7 Ba 66,0 Ba
Umidade Relativa (%) IPÇ 84,6 Aa 85,3 Aa
PAR 85,2 Aa 83,5 Aa
Vazamento de Eletrólitos (%) IPÇ 16,8 Aa 19,3 Aa
PAR 10,8 Ba 8,8 Bb
*Médias acompanhadas da mesma letra em maiúsculo, dentro da mesma coluna, não
diferem a 5% de probabilidade, pelo teste t-Student.
** Médias acompanhadas da mesma letra em minúsculo, dentro da mesma linha, não
diferem a 5% de probabilidade, pelo teste t-Student.
O provável déficit hídrico ocorrido na microrregião de PAR pode ter
provocado mudanças no volume celular e no turgor das células vegetais, reduzindo
o CRA e afetando também suas correlações com processos fisiológicos nas plantas
(SINCLAR e LUDLOW, 1985; JING e HUANG, 2002). Outros autores como
Costa (2000) e Atteya (2003) em Zea mays L.; Siddique et al. (2000) em Triticum
aestivum L.; Ünyayar et al. ( 2004) em Helianthus annuus L. e Zaltv (2005) em
Phaseolus vulgaris L., encontraram resultados semelhantes ao observado na
microrregião de PAR, nestes casos, as situações adversas de déficit hídrico
apresentaram as menores médias no CRA e provavelmente essa redução foi o fator
determinante para as reduções observadas nos índices de
crescimento/desenvolvimento e rendimento agronômico para os dois genótipos de
girassol estudados.
64
As membranas celulares são as primeiras estruturas afetadas pelos estresses
salinos e hídricos em condições típicas de ambientes semiáridos, como na
microrregião de IPÇ. O grau de danos às membranas pode ser estimado
indiretamente através da condutividade elétrica, que mede o vazamento de
eletrólitos das células para a solução aquosa (BAJJI et al., 2001).
Nesse contexto, quando comparamos as duas microrregiões de cultivo
observou-se que em PAR, apesar de apresentar baixas concentrações salinas no
solo, o déficit hídrico pode ter sido o fator determinante para a ocorrência de danos
às membranas celulares. Resultados relacionados à indisponibilidade hídrica e o
seu efeito sobre o dano às membranas celulares foram descritas por Faria (2010) e
Lima-Melo (2011), em folhas de mamoeiro e cártamo, respectivamente. No
entanto, o maior percentual de vazamento de eletrólitos foi observado na
microrregião de IPÇ, sobrepondo os valores encontrados na microrregião de PAR,
para os dois genótipos, sem diferenças significativas entre eles (Tabela 9).
Os dados observados em IPÇ podem estar relacionados ao maior teor de
sais presentes no solo dessa microrregião em relação à PAR, pois o excesso de Na+
e, principalmente, o excesso de Cl- no protoplasma causam toxicidade e ocasionam
distúrbios no balanço iônico, provocando alterações na estrutura de membranas e
enzimas (LARCHER, 2000; YOKOI et al., 2002).
Íons salinos como Na+ são rapidamente detectados pelas membranas das
células vegetais, mas tal mecanismo sensorial de resposta à adição do Na+ ao
ambiente celular e a mudança na pressão osmótica, ainda não é bem compreendido
(TRACY et al., 2008). Sabe-se ainda que, os danos causados à membrana
plasmática estão associados também ao ataque de espécies reativas de oxigênio a
outras moléculas como as proteínas de membranas (ALONSO et al., 1997;
QUEIROZ et al., 2002).
65
5.2) INDICADORES FISIOLOGICOS E BIOQUIMICOS DO EFEITO IÔNICO E
DA RESPOSTA ANTIOXIDATIVA EM GENOTIPOS DE GIRASSOL
(Helianthus annuus L.)
O efeito da salinidade nas propriedades físicas do solo tem caráter positivo
ou negativo para as plantas dependendo da concentração e da composição dos sais
(RIBEIRO et al., 2009). Nesse estudo, a microrregião de IPÇ obteve os maiores
valores para o percentual de sódio trocável (6,44%) e para a condutividade elétrica
do solo (0,80 dS.m-1
) (Tabela 9), não sendo suficientes para caracterizar o solo
como sódico ou salino (PIZARRO, 1978; FULLER, 1967; RICHARDS, 1969).
Entretanto, as concentrações de sais presentes nos solos, tanto da microrregião de
IPÇ como de PAR, podem interferir diretamente nos indicadores de estresse iônico,
representados pelos teores médios dos íons Na+, Cl
-, K
+, nas folhas das plantas
(Figura 8).
66
Bb
Ab
Ba
Ba
0
200
400
600
800
µm
ol
. g
-1 M
S
K+ [A]
Ba
Ab
Ba
Aa
0
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µm
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Na+ [B]
Ab
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400
Ipanguaçu Parnamirim
µm
olC
l- . g
-1 M
S
Microrregião de cultivo
Cl- [C]
Figura 8- Concentração de potássio (K+) [A], sódio (Na
+) [B] e cloreto (Cl
-) [C] na folha
apical nos genótipos de girassol Catissol 01 ( ) Helio 253 ( ) e cultivados nas
microrregiões de IPÇ e PAR. Médias acompanhadas da mesma letra em maiúsculo, para
comparação dos genótipos nas duas microrregiões de cultivo, não diferem a 5% de
probabilidade, pelo teste t-Student. Médias acompanhadas da mesma letra em minúsculo para
comparação entre os genótipos na mesma microrregião de cultivo, são diferentes a 5% de
probabilidade pelo teste de t-Student.
67
Nas folhas das plantas de ambos os genótipos cultivados na microrregião
de IPÇ, foram encontrados valores médios de concentração de K+
significativamente inferiores aos valores médios obtidos para esse íon em PAR,
independente do genótipo (Figura 8A). Os decréscimos observados na acumulação
de K+, nas folhas dos dois genótipos na microrregião de IPÇ, podem estar
relacionados ao aumento no efluxo deste nutriente em virtude, provavelmente, de
uma permeabilidade maior da membrana (MORAIS et al., 2007). Esse
comportamento corrobora com os dados obtidos para a variável VE (Tabela 9). O
maior percentual de VE infere também, maior permeabilidade ocorrida nas células
das plantas em IPÇ, provavelmente em decorrência à troca do Ca2
+ por Na+ nas
membranas vegetais (VIÉGAS et al., 2001). O efeito do cloreto de sódio sobre os
teores de potássio também tem sido atribuído ao antagonismo existente entre os
cátions K+ e Na
+ (FERNANDES et al., 2002).
Na microrregião de PAR, foram encontrados os maiores valores para o íon
K+ tanto para as folhas do genótipo da Catissol 01 como para o da Helio 253
(Figura 8A), esse fator deve ter ocorrido devido a este elemento, em algumas
situações, representar o principal nutriente a contribuir para o decréscimo do
potencial osmótico. Tal estratégia torna-se necessária à absorção de água em
condições de déficit hídrico (HASEGAWA et al. 2000).
O potássio tendeu a acumular-se nas folhas apicais das plantas nas duas
microrregiões. O acúmulo de K+ em tecidos mais novos é comumente associado à
intensa atividade metabólica desses tecidos que apresenta altas taxas
fotossintéticas, mas à medida que esses processos sofrem redução, em decorrência
da seca, por exemplo, o potássio é redistribuído para outras partes das plantas
(LIMA et al., 2011).
Ao analisar a concentração de Na+ nas folhas das plantas de ambos do
genótipo Catissol 01 e da Helio 253, cultivadas na microrregião de IPÇ, observou-
se valores médios significativamente superiores aos encontrados nas plantas
cultivadas em PAR para esse íon (Figura 8B).
Os níveis mais elevados de Na+ encontrados nos tecidos vegetais das
plantas cultivadas na microrregião de IPÇ, nos dois genótipos estudados, podem
68
ser associados a alta incidência desse íon na microrregião, que junto ao possível
maior fluxo hídrico (solo-planta-atmosfera) proporcionado pela maior
disponibilidade hídrica no solo, pode ter auxiliado no transporte desse componente
às folhas (BLUMWALD et al., 2000). As plantas não toleram grandes
concentrações de Na+ no citoplasma, pois sob certas condições de salinidade, a
estrutura das membranas celulares e enzimas podem ser danificadas e interferir
diretamente no metabolismo da homeostase iônica e hídrica das plantas (ZHU,
2001; YOKOI et al., 2002), como visto no percentual de VE nas células das folhas
dos genótipos em IPÇ ( Tabela 9).
Na microrregião de PAR ocorreu o inverso de IPÇ, os valores médios da
concentração de Na+ nas folhas, apresentaram-se significativamente inferiores
(Figura 8B). É provável que o baixo fluxo de água possa ter auxiliado na redução
dos teores de Na+ translocado para as folhas das plantas cultivadas nessa
microrregião (MELO, 2012). Tal mecanismo é possível devido às plantas terem a
capacidade de acumularem íon absorvidos nos vacúolos das células foliares,
mantendo dessa forma a concentração de Na+, no citoplasma e nas organelas, em
baixos níveis de modo a não interferirem nos mecanismos enzimáticos e
metabólicos, o que permite a hidratação das células sem causar danos as suas
estruturas (FARIAS, 2008).
Os maiores níveis das concentrações de Cl- foram observados nos
genótipos cultivados na microrregião de IPÇ. As altas concentrações do íon Cl-
observado nos dois genótipos em IPÇ, apesar de não terem interferido nos
processos de crescimento/desenvolvimento, possivelmente estão relacionadas à
absorção em excesso de Cl- que pode causar, por seu acúmulo nos cloroplastos, a
disrupção na homeostase do potencial de água e o desbalanço iônico na interface
solo-planta, podendo promover nos casos mais graves a toxicidade no vegetal
(NEOCLEOUS e VASILAKAKIS, 2007). Elevadas concentrações de Cl- podem
ainda, alterar o metabolismo, inibir a fotossíntese e provocar o surgimento de
injurias nas folhas (MUNNS, 2002; TAIZ e ZEIGER, 2004).
Correlacionando os íons Na+ e Cl
-, observou-se mais claramente em IPÇ,
que o acúmulo total de Cl- foi bem maior do que o acúmulo de Na
+ (Figura 8B e
69
C). Esse resultado são comumente observados e explicados pela característica de
ânion livre do cloro na planta, o que lhe confere maior mobilidade e transporte
mais elevado do que o sódio (MARSCHNER, 1995; FERNANDES et al., 2002).
Maathuis e Amtmann (1999) propuseram o estudo da razão K+/Na
- para se
estimar possíveis efeitos toxico causados por íons salinos às plantas. A razão
proposta acima, que foi aceita por diversos autores, é um fator determinante na
manutenção do metabolismo da planta a condições de relativa salinidade, pois
valores inferiores a 1,0 indicam um acúmulo preferencial de Na+ no tecido em
detrimento ao K+ (MAATHUIS e AMTMANN, 1999; VOLKMAR et al., 1999).
Apesar de não se apresentar como um parâmetro conclusivo na discriminação da
tolerância ao sal entre algumas espécies (WEI et al., 2003), os valores apresentados
na figura 9 , foram superiores a 1,0, independentes do genótipo e da microrregião
de cultivo, evidenciando que não houve efeito tóxico dos íons sobre as plantas
desse trabalho. Muito embora a razão entre esses íons ainda fosse maior em PAR.
O mecanismo de distribuição dos íons K+ e Na
- nessa relação é
caracterizado tanto por restringir como sequestrar o excesso de sais nos vacúolos,
minimizando o desequilíbrio causado pelo estresse osmótico e/ou iônico em
condições de déficit hídrico, bem como os danos às funções e estruturas celulares,
evitando a toxicidade por íons (YOKOI et al., 2002; KAMEL, 2008).
70
Quando as plantas passam por alguns estresses ambientais, por exemplo,
salino ou hídrico, pode ocorrer uma sinalização metabólica ou celular (aumento
metabólico e/ou enzimático), principalmente quando os estresses causam
perturbações ao processo fotossintético em plantas. Essas perturbações levam,
secundariamente, a uma produção excessiva de Espécies Reativas de Oxigênio
(EROs). Na ausência de mecanismos eficientes para a proteção antioxidativa
(enzimáticos e não enzimáticos) podem ocorrer alterações metabólicas que
resultam em danos oxidativos (PAN et al., 2006; CARVALHO et al., 2011).
As EROs resultantes da resposta a estresse severos, podem ocasionar
peroxidação lipídica, danos nas membranas celulares, degradação de proteínas,
quebra da dupla fita do DNA, entre outros danos (APEL e HIRT, 2004;
ELKAHOUI et al., 2004; MOLLER et al., 2007; NGUYEN et al., 2009). Como já
foi relatado na tabela 9 (VE) houve um maior dano de membrana nas plantas
cultivadas na microrregião de IPÇ em ambos os genótipos, onde o nível de íons
disponíveis para as plantas foi maior. Esse fenômeno possivelmente desencadeou
um estresse secundário, o oxidativo, como uma forma de sinalização induzido por
estresse iônico ou déficit hídrico através da peroxidação lipídica (ALONSO et al.,
1997; QUEIROZ et al., 1998 e 2002).
0
5
10
15
Ipanguaçu Parnamirim
µm
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S
Microrregiões
Na+/K+
Figura 9- Razão K+/Na
+ nas folhas apicais nos genótipos Catissol 01 ( ) e Hélio 253 ( )
cultivados nas microrregiões de IPÇ e PAR.
71
Neste estudo, o nível de peroxidação lipídica foi maior no genótipo
Catissol 01 quando comparado ao Helio 253, em ambas as microrregiões, mas com
destaque para a microrregião de IPÇ. Para o genótipo Helio 253 não houve
diferença significativa entre as plantas cultivadas nas duas microrregiões (Figura
10). Segundo Apel e Hirt, (2004) os ácidos poli-insaturados dos lipídeos são os
alvos primários das EROs, gerando radicais derivados que, por sua vez podem
desempenhar o papel de mensageiros secundários do estresse primário. Há
evidencias de que os efeitos do estresse hídrico sobre o fotossistema II podem ser
mediados pela produção e acumulação de EROs (QUEIROZ et al., 2002).
Figura 10- Concentração de espécies reativas ao ácido tiobarbitúrico (peroxidação lipídico)
(TBARS) em folha de plantas dos genótipos girassol, Catissol 01 ( ) Helio 253 ( ),
cultivados nas microrregiões de IPÇ e PAR. Médias acompanhadas da mesma letra em
maiúsculo, para comparação dos genótipos nas duas microrregiões de cultivo, não diferem
a 5% de probabilidade, pelo teste t-Student. Médias acompanhadas da mesma letra em
minúsculo para comparação entre os genótipos na mesma microrregião de cultivo são
diferentes a 5% de probabilidade pelo teste de t-Student.
A análise da quantificação de proteínas solúveis totais indicou que houve
um aumento de produção de proteínas tanto para o genótipo Catissol 01 como para
o genótipo da Hélio cultivados na microrregião de IPÇ (Figura 11). Segundo
Romo et al. (2001) genes induzidos pela seca codificam proteínas que exercem
papeis importantes nas respostas ao estresse hídrico, promovendo a síntese de
proteínas, que conferem tolerância à desidratação, protegendo estruturas celulares
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2000
Ipanguaçu Parnamirim
ƞm
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MD
A-T
BA
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¹MS
Microrregião de cultivo
TBARS
72
ou se envolvendo nas vias de transdução de sinais, permitindo a indução de genes
sobre condições de estresse.
O estresse hídrico pode levar a extensivos danos às membranas,
desencadeando processos peroxidativos aos lipídios, com perda de eletrólitos pela
célula e redução na atividade fotossintética (QUEIROZ et al., 2002). A intensidade
dos danos oxidativos depende de quão rápida é a proteção oxidativa (MUNNS e
TESTER, 2008; CARVALHO 2001).
A célula vegetal e suas organelas – peroxissomas (DEL RIO et al., 2006),
cloroplastos (ASADA, 2006) e mitocôndria (MOLLER, 2007), contém diversos
sistemas enzimáticos e não enzimáticos para remoção de EROs (APEL e HIIRT,
2004; MOLLER, 2007). Os componentes do sistema antioxidante enzimático como
as enzimas dismutase de superoxido (SOD), catalase (CAT), peroxidase de
ascorbato (APX), peroxidase de fenol (POX) e o não enzimático como o ascorbato
(AsA) são amplamente distribuídos pela célula e atuam de forma coordenada para
conferir proteção oxidativa (FOYER e NOCTOR, 2003; MOLLER et al., 2007).
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Ipanguaçu Parnamirim
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MS
Microrregião de cultivo
PST
Figura 11- Concentração de proteínas solúveis totais (PST) em folha de plantas dos
genótipos de girassol, Catissol 01 ( ) Helio 253 ( ), cultivados nas microrregiões de
IPÇ e PAR. Médias acompanhadas da mesma letra em maiúsculo, para comparação dos
genótipos nas duas microrregiões de cultivo, não diferem a 5% de probabilidade, pelo
teste t-Student. Médias acompanhadas da mesma letra em minúsculo para comparação
entre os genótipos na mesma microrregião de cultivo são diferentes a 5% de
probabilidade pelo teste de t-Student.
73
A SOD é considerada atualmente a enzima que tem uma função central na
defesa dos organismos contra o estresse oxidativo (SCANDALIOS, 1993;
BHATTACHARYA et al., 2001; BORSANI et al., 2001; MARTINEZ et al., 2001;
POLLE, 2001; MAIA, 2008). Nesse estudo, observou-se que não houve diferença
significativa entre as atividades de SOD dos genótipos (Catissol 01 e Helio 253)
inclusive quando comparados entre as microrregiões (Figura 12A). Contudo,
Agarwal e Shaheen (2007) observaram, em seus experimentos, que houve um
aumento da atividade da SOD quando as plantas foram submetidas a estresse salino
e déficit hídrico.
A CAT é uma enzima que converte o H2O2 em H2O e O2. Nas plantas as
catalases são encontradas nos peroxissomas e glioxissomas, sendo diferentes da
APX que atua nos cloroplastos (RESENDE et al., 2003). Nesse estudo houve uma
redução significativa na atividade da CAT tanto para o genótipo Catissol 01 como
para o genótipo Helio 253 cultivado na microrregião de PAR, mantendo-se elevada
a atividade de ambos os genótipos cultivados em IPÇ, sem diferença significativa
entre eles (Figura 12B). No estudo realizado por Agarwal e Shaheen (2007), a
atividade da CAT foi elevada de acordo com o aumento da salinidade e do déficit
hídrico imposto às plantas.
74
As APX são as principais peroxidases na remoção do H2O2, que é um dos
EROs mais produzido diante do estresse, no interior da célula e atuam em sincronia
com outras enzimas que participam do ciclo ascorbato-glutationa (FOYER e
NOCTOR, 2000; CARVALHO et al., 2011). Nesse estudo, a atividade da APX foi
mais elevada nos genótipos da Catissol 01 e na Helio 253 cultivadas na
microrregião de IPÇ em relação às cultivadas na microrregião de PAR, não tendo
diferença significativa entre os genótipos da mesma microrregião (Figura 13A). No
estudo realizado por Carvalho (2011) com arroz, a atividade de APX reduziu
quando as plantas foram tratadas com NaCl.
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UA
-¹g
MS
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in
SOD (A)
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Ipanguaçu Parnamirim
mm
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¹gM
S-¹
min
-¹
Microrregião de cultivo
CAT (B)
Figura 12- Atividade das enzimas dismutase de superoxido (SOD) [A] e catalase (CAT) [B]
em folha de plantas genótipos de girassol Catissol 01 ( ) Helio 253 ( ), cultivados nas
microrregiões de IPÇ e PAR. Médias acompanhadas da mesma letra em maiúsculo, para
comparação dos genótipos nas duas microrregiões de cultivo, não diferem a 5% de
probabilidade, pelo teste t-Student. Médias acompanhadas da mesma letra em minúsculo
para comparação entre os genótipos na mesma microrregião de cultivo são diferentes a 5%
de probabilidade pelo teste de t-Student.
75
Existe uma relação antagônica entre a APX e a CAT, pois ambas
metabolizam o H2O2. No entanto, de formas e compartimentos diferentes da célula
vegetal. A diferença de afinidade pelo H2O2 entre essas duas enzimas, pode ser um
aspecto fundamental para provocar a modulação no nível de H2O2 o que resultaria
em sinalização e, consequentemente, proteção oxidativa (SHIGEOKA et al., 2002;
SCANDALIOS, 2005; KOTCHONI e GACHOMO, 2006; ROSA et al., 2010;
CARVALHO et al., 2011).
A oxidação dos álcoois hidroxicinâmicos, precursores imediatos da lignina,
é catalisada pela POXs, resultando na produção de radicais fenoxi-mesomericos
que reagem espontaneamente durante a deposição de lignina na parede celular
(DATTA e MUTHUKRISHNAN, 1999). Nesse estudo, a atividade da POX foi
maior em plantas cultivadas na microrregião de IPÇ, onde houve níveis de
atividade superiores em mais de 50% quando comparado à microrregião de PAR
(Figura 13B). De acordo com os resultados obtidos com a análise do solo e os
índices pluviométricos de ambas as microrregiões, na microrregião de IPÇ houve
uma tendência a um possível estresse iônico e em PAR, devido ao tipo de solo,
houve indisponibilidade hídrica para as plantas. Os resultados obtidos com a POX
neste estudo corroboram com os verificados por Agarwal e Shaheen (2007) em
que, a atividade de POX foi elevada em plantas de Momordica charantia L sob
salinidade, e decaiu quando as plantas foram submetidas ao déficit hídrico.
76
A análise dos resultados de quantificação de AsA total, oxidado e reduzido
mostrou que houve um decréscimo deste parâmetro nas plantas cultivadas na
microrregião de IPÇ, sendo significativamente diferente para o teor de AsA total e
oxidado, não havendo diferença significativa entre os genótipos estudados (Figura
14 A e B). Esse resultado corrobora com a defesa por enzimas antioxidantes onde
os maiores níveis foram observados para as plantas cultivadas na microrregião de
IPÇ. Este fato possivelmente indicou que na microrregião de IPÇ houve um maior
estresse oxidativo, uma vez que as maiores ações antioxidativa foram encontradas
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APX (A)
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Ipanguaçu Parnamirim
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min
-¹
Microrregião de cultivo
POX (B)
Figura 13- Atividade das enzimas peroxidase de ascorbato (APX) [A] e peroxidase de
fenóis (POX) [B] em folha de plantas dos genótipos de girassol, Catissol 01 ( ) Helio 253
( ), cultivados nas microrregiões de IPÇ e PAR. Médias acompanhadas da mesma letra em
maiúsculo, para comparação dos genótipos nas duas microrregiões de cultivo, não diferem
a 5% de probabilidade, pelo teste t-Student. Médias acompanhadas da mesma letra em
minúsculo para comparação entre os genótipos na mesma microrregião de cultivo são
diferentes a 5% de probabilidade pelo teste de t-Student.
77
nas plantas cultivadas nessa microrregião demonstrada tanto no teor de AsA
oxidado como nas atividades das enzimas antioxidantes.
O aumento da atividade da enzima APX pode esta relacionada à
manutenção do teor de AsA reduzido (Figuras 13A e 14C), pois segundo Tsugane
et al. (1999), Apel e Hirt (2004) e Maia (2004). Várias enzimas participam da
manutenção do estado reduzido de AsA. Após a enzima Apx oxidar A atividade de
redutase de monodesidroascorbato e redutase de desidroascorbato reduz MDA e
DHA, respectivamente. No ciclo glutationa–ascorbato, o MDA e DHA são
novamente convertidos em AsA para manter as EROs em concentrações
suportáveis pela célula (APEL e HIRT, 2004).
A atividade enzimática foi proporcional ao teor proteico, indicando que as
atividades enzimáticas aumentaram proporcionalmente ao teor proteico. No
entanto, o aumento observado nas enzimas antioxidante, como defesa oxidativa não
foi suficiente para compensar o dano às membranas verificado no teor de
peroxidação lipídica e vazamento de eletrólitos.
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AsA T. (A)
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AsA ox. (B)
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Ipanguaçu Parnamirim
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Microrregião de cultivo
AsA red. (C)
Figura 14- Teor de Ascorbato total (AsA T) [A], ascorbato oxidado (AsA oxid) [B] e
ascorbato reduzido (AsA red) [C] em folha de plantas dos genótipos de girassol, Catissol
01 ( ) Helio 253 ( ), cultivados nas microrregiões de IPÇ e PAR. Médias acompanhadas
da mesma letra em maiúsculo, para comparação dos genótipos nas duas microrregiões de
cultivo, não diferem a 5% de probabilidade, pelo teste t-Student. Médias acompanhadas da
mesma letra em minúsculo para comparação entre os genótipos na mesma microrregião de
cultivo são diferentes a 5% de probabilidade pelo teste de t-Student.
79
6. CONCLUSÕES
Tanto o genótipo Helio 253, quanto o genótipo Catissol 01, apresentaram
respostas distintas aos ambientes em que foram cultivados, tendo os seus
maiores desempenhos na microrregião de IPÇ.
As concentrações de íons salinos presentes na microrregião de IPÇ, não
foram tóxicas o suficiente para interferir no crescimento, desenvolvimento
e rendimento agronômico dos dois genótipos de girassol estudados, mas foi
suficiente para desencadear respostas oxidativas e estimular indicadores de
estresse iônico e dano em membrana.
Na microrregião de PAR, o déficit hídrico provavelmente foi o fator
determinante para desencadear distúrbios e danos causados aos processos
de crescimento, desenvolvimento e rendimento agronômico dos dois
genótipos estudados visto o baixo CRA.
O aumento observado na concentração de proteínas no genótipo Catissol
01 cultivada na microrregião de IPÇ embora tenha sido suficiente para
ocasionar uma maior produção de antioxidantes enzimáticos, não foi
suficiente para proteger as plantas contra o dano de membrana causado
pela peroxidação lipídica.
Os valores evidentemente elevados de atividade das enzimas peroxidativas
(CAT, APX e POX) foram diretamente proporcionais ao teor de proteína.
A concentração de AsA total foi inversamente proporcional a atividade das
enzimas peroxidativas, sugerindo que esta relação é antagônica. As plantas
investiram mais na síntese de antioxidantes enzimáticas, com destaque para
a atividade de enzimas peroxidativas.
A relação existente entre os antioxidantes não-enzimáticos e enzimáticos
são possivelmente antagônicos. Tendo predileções por enzimáticas, sendo
constitutivo o não enzimático.
80
Possivelmente, os maiores desempenhos encontrados nas plantas
cultivadas na microrregião de IPÇ, esta associada a maior ação das
atividades antioxidante enzimáticas.
A avaliação do estudo realizado evidencia que o sistema oxidativo no
girassol foi dependente das condições edafoclimaticas das duas
microrregiões estudadas.
As diferentes respostas observadas entre os genótipos dentro das mesmas
regiões de cultivo mostraram que as reações das plantas às condições
ambientais são genótipos dependente (intra-especifica).
81
7. REFERÊNCIAS
ABOISSA, Óleos Vegetais. Girassol. Disponível em:
<http://www.aboissa.com.br/girassol/index.html> Acessado em 24 de agosto de
2005.
AGARWAL, S.; SHAHEEN, R. Stimulation of antioxidant system and lipid
peroxidation by abiotic stresses in leaves of Momordica charantia. Brazilian
Journal of Plant Physiology, v. 19, p. 149-161, 2007.
ALONSO A.; QUEIROZ C.S.; MAGALHÃES A.C; Chilling stress leads to
increased cell membrane rigidity in roots of coffee (Coffea Arabica L.) seedlings.
Biochim. Biophys, Acta 1323:75-84. 1997.
ALSCHER, R.G.; DONAHUE, J. L.; CRAMER, L. Reactive oxygen specie and
antioxidante relationship in green cells. Physiologia Plantarum, v. 100, p. 224-
223, 1997.
AMAYA, I.; BOTELLA, M. A.; DE LA CALLE, M.; MEDINA, M. I.;
HEREDIA, A.; BRESSAN, R. A.; HASEGAWA, P. M.; QUESADA, M.A.;
VALPUESTA, V. Improved germination under osmotic stress of tobaco plants
overexpressing a cell wall peroxidase. FEBS Letters, v.457, p.80-84, 1999.
AMZALLAG, G. N.; LERNER, H. R.; POLJAKOFF-MAYBER, A. Induction of
increased salt tolerance in sorghum bicolor by NaCl pretreatment. Journal of
Experimental Botany, v. 41, n.222, p. 29-34, 1990.
ANGELOPOULOS K.; DICHIO B; XILOYANNIS C. Inhibition of photosynthesis
in olive trees (Olea europaea L.) during water stress and rewatering. Jornal of
Experimental Botany. 47:1093-1100. 1996.
82
APEL, K.; HIRT, H. REACTIVE OXYGEN ESPECIES: Metabolism, oxidative
stress, and signal transduction. Annual Review plant biotechnology, v. 55, p. 373-
399, 2004.
ARNDT, U. e SCHWEIZER, B. The use of biondicators for environmental
monitoring in tropical and subtropical countries. In Biological monitoring.
Signals from the environment (H. Ellenberg, ed) Vieweg, Eschborn, p. 199-298.
1991.
ASADA, K. Ascorbate peroxidase – a hydrogen peroxide-scavening enzyme in
plants. Physiologia Plantarum, v.85, p. 235-241, 1992.
ASHRAF, M. & HARRIS, P. J. C. Potential biochemical indicators of salinity
tolerance in plants. Plant Science, v. 166, p.3-16, 2004.
ATTEYA, A. M. Alteration of water relations and yield of corn genotypes in
response to drought stress. Bulgarian Journal of Plant Physiology, v.29, p.63-76,
2003.
AZIZ, A.; LARHER, F.; Osmotic stress induced changes in lipid composition and
peroxidation in leaf discs of Brassic nappus L. Journal of Plant Physiology, Jena,
v. 153, n. 5/6, p. 754-762, Nov. 1998.
BAJJI , M.; LUTTS, S.; KINET, J-M. Water defict effects on solute contribution to
osmotic adjustment as a function of leaf ageing in three durum weath (Triticum
durum Desf.) cultivars performing differenty in arid conditions. Plant Science, v.
160, p.669-681, 2001.
BAKER, C. J. e ORLANDI, E. W. Active oxygen in plant pathogenesis. Annual
Review of Phytopathology. 33: 299-321. 1995.
BAKER, N.R. Light-use efficiency and photoinhibition of photosynthesis in plants
under environmental stress. In: smith JAC, Griffiths H. (eds.), Water deficit plant
83
responses from cell to community, p. 221-235. Bios Scientific Publisher, Oxford.
1993.
BALDO, R.; SCALON, S. P. Q.; ROSA, Y.B.C.J.; MUSSURY, R.M.; BETONI,
R.;BARRETO, L.S. Comportamento do algodoeiro cultivar delta opal sob estresse
hídrico com e sem aplicação de bioestimulante. Ciência e Agrotecnologia, v. 33,
p. 1804-1812, 2009.
BEAUCHAMP, C.; FRIDOVICH, I. Superoxide dismutase: improved assays and
an assay applicable to acrylamide gels. Analytical Biochemistry, v.44, n.1, p. 276-
287, 1971.
BELTRÃO, N. E. de M. e OLIVEIRA, M. I. P. de. Oleaginosa potencial do
Nordeste para a produção de biodiesel. Campina Grande – PB, ISSN 0103-0205,
2007. Documentos 177.
BHATTACHARYA , A.; GHOSAL, S.; BHATTACHARYA, S.H. Anti-oxidant
effect of withania somnifera glycowithanolides in chronic footshck stress-induced
pertubations of oxidative free radical scavenging enzymes and lipid peroxidation in
rat frontal cortex and striatum. Journal of Ethnopharmacology, v.74, p. 1-6,
2001.
BLUMWALD, E.; AHARON, G. S.; APES, M.P. Sodium transport in plant cells.
Biochimica et Biophysica Acta, Amsterdam, v. 1465, p. 140-151, 2000.
BOR, M.; ÖZDEMIR, F.; TÜRKAN, I. The effects of salt stress on lipid
peroxidation and antioxidants in leaves of sugar beet Beta vulgaris L. and wild beet
Beta maritime L. Plant Science, v. 164, p. 77-84, 2003.
BORSANI, O.; DIAZ. P.; AGIUS, M. F.; VALPULESTA, V.; MONZA, J. Water
stress generates an oxidative stress through the induction of a specific Cu/Zn
superoxide dismutase in Lotus corniculatus leaves. Plant Science, v.161, p.757-
763, 2001.
84
BOWLER , C.; VAN MONTAGUE, M.; INZÉ, D. Superoxide dismutase and
stress tolerance. Annual Review of Plant Molecular Biology, v, 43, p. 83-116,
1992.
BOWLER, C.; FLUHR, R. The role of calcium and activated oxygens as signals
for controlling cross-tolerance. Trends in Plant Science, v. 5, p. 241-246, 2000.
BOYER, J. S. Plant productivity and environment. Science, v. 218, p. 443-448,
1982.
BRADFORD, M. M. A rapid and sensitive method for the quantification of
microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding.
Analytical Biochemistry. V. 722, p. 248-254, 1976.
BREUSEGEM, F.V.; VRANOVÁ, E.; DAT, J. F. e INZÉ, D. The role of active
oxygen species in plant signal transduction. Plant Scien 161: 405-414. 2001.
BRILHANTE, J. C. A. Contribuição de solutos orgânicos e inorgânico no
potencial osmótico de folhas de Atriplex numulária submetidas ao NaCl, seca
e PEG. 2006. 195 f. Dissertação (Mestrado em Fitotecinia) – Universidade Federal
do Ceará, Fortaleza, 2006.
BULBOVAS, P.; RINALDI, M.C.S.; DELITI, W.B.C.; DOMINGOS, M.
Variação sazonal em antioxidantes em folhas de plantas jovens de Caesalpinia
echinata Lam. (pau-brasil). Revista Brasileira de Botânica, v.28, n.4, p.687-696,
out.-dez. 2005.
BURSSENS, S.; HIMANEN, K. van de; COTTE, B.; BEECKMAN, T.; VAN
MONTAGU, M.; HIZE, D.; VERBRUGGEN, N. Expression of cell cycle
regulatory genes and morphological alternations in response to salt stress in
Arabidopsis thaliana. Planta, v. 211, p. 632-640, 2000.
85
CATANEO, A.C.; CHAMMA, K.L.; FERREIRA, L. C.; DÉSTRO, G. F. G.;
SOUZA C. F. de. Atividade de superóxido dismutase em plantas de soja (Glycine
max L.)Cultivadas sob estresse oxidativo causado por herbicida. Revista
Brasileira de Herbicidas. v.4, n. 2. 2005.
CAMARA, R. O girassol É uma das principais oleaginosas para biodiesel do
semi-árido. 2007. Disponível em
<http://www.correiodatarde.com.br/editorias/correio_ambiental-20750>
Acessado em 03-03-2012.
CAMPOS, A.; CARMELIO, E. de C. “Biodiesel e Agricultura Familiar no Brasil:
Resultados Socioeconômicos e Expectativa Futura”. In Ministério
doDesenvolvimento, Indústria e Comércio Exterior-MDIC/Instituto Euvaldo
Lodi-IEL/Núcleo Central. Série Política Industrial, Tecnológica e de Comércio
Exterior-14: O Futuro da Indústria: Biodiesel, p. 49-66, 2006.
CAMPOS, A.D.; FERREIRA, A.G.; HAMPE, M.M.V.; ANTUNES, I.F.;
BRANCÃO, N.; SILVEIRA, E.P.; OSÓRIO, V.A.; AUGUSTIN, E. Atividade de
peroxidase e polifenoloxidase na resistência do feijão à antracnose. Pesquisa
agropecuária brasileira, Brasilia, v.39,n.7, p. 637-643, jul. 2004.
CAMPOS, J. N. B. “Vulnerabilidades Hidrológicas do Semi-Árido às Secas”. In:
Planejamento e Políticas Públicas. FBDS. Rio de Janeiro, RJ, n. 16, pp 261-
298,1997.
CARGININ, A. Seleção recorrente no melhoramento genético de plantas
autógamas. Planaltina- EMBRAPA- Cerrado. 24p. (Documento/Embrapa-
cerrado ISSN 1517-5111, 184). 2007.
CARVALHO, F.E.L.; LOBO A. K.M.; BONIFACIO, A.; MARTINS, M. O.;
LIMA NETO, M.C.; SILVEIRA, J.A.G. Aclimatação ao estresse salino em
86
plantas de arroz induzida pelo pré-tratamento com H²O². Engenharia Agrícola
e Ambiental, Campina Grande, PB, v.15, n 14, p. 416-423, 2011.
CASTIGLIONI, V.B.R.; BALLA, A.; CASTRO,C.; SILVEIRA,J.M. D. Fases do
desenvolvimento da planta de girassol. Londrina: EMBRAPA-CNPSo, p.24
1997. (Documento 58)
CASTRO, C. e FARIA, J.R.B. Ecofisiologia do girassil. In. -: LEITE, E.M.V.B.
de C. BRIGHENTI, A.M.; CASTRO, C. de (Ed). Girassol no Brasil. Londrina:
Embrapa Soja, p. 163-218. 2005.
CASTRO,C.; CASTIGLIONI, V.B.R.; BALLA, A. A cultura do girassol.
Circular Técnica, EMBRAPA-CNPSo, n. 13, 38p.,1996b.
CASTRO,C.; CASTIGLIONI, V.B.R.; BALLA, A. A cultura do girassol:
tecnologia de produção. Documentos, EMBRAPA-CNPSo, Londrina n. 67,
20p.,1996a.
CASTRO,C.; CASTIGLIONI, V.B.R.; BALLA, A.; LEITE, R.M.V.B.C.;
KARAM, D.; MELLO, H.C.; GUEDES, L.C.A..;FARIAS, J.R.B. A cultura do
girassol . Londrina: EMBRAPA-CNPSo, p.827-833,1997.
FERREIRA, L. C.; CATENEO, A.C.; REMAEH, L.M.R.; BÚFALO, J.;
SACAVRONI, J.; ANDRÉO-SOUZA, Y.; CECHIN, I.; SOA. INDUCED by
lactofen in soybean leavas are reduced with nitric oxide. In: Alterações
Morfológicas e fisiológicas induzidas por lactofen em Folhas de Soja são reduzidas
com óxido nitico. Planta Daninha, Viçosa-MG, v. 29, n. 4, p.837-847, 2011.
CATERINA, R. D.; GIULIANI, M. M.; ROTUNNO, T.; CARO, A. de;
FLAGELLA, Z. Influence of salt stress on seed yield and oil quality of two
sunflower hybrids. Annals of Applied Biology, v. 151, p. 145-154, 2007.
87
CAVALCANTE, F. R.; LIMA, J. P. M.S.; FERREIRA-SILVA, S.L.; VIEGAS, R.
A.; SILVEIRA, J. G. Roots and leaves display contrasting oxidative response
during salt stress and recovery in cowpea. Journal of Plant Physiology, v. 164, p.
591-600, 2007.
CONAB, 2012
http://www.conab.gov.br/OlalaCMS/uploads/arquivos/12_01_10_10_53_02_bo
letim_graos_4o_levantamento.pdf
CONUS, L. A.; CARDOSO, P. C.; VENTUROSO, L. dos R.; SCALON, S. de P.
Q. Germinação de sementes e vigor de plântulas de milho submetidas ao estresse
salino induzido por diferentes sais. Revista Brasileira de Sementes, v. 31, n. 4, p.
67-74, 2009.
COSTA, J. R. da. Relação hídrica e variáveis morfológicas em cultivares de
milho submetidas ao estresse hídrico. 2000, 53f. (Dissertação de Mestrado em
Fitotecnia) – Universidade Federal do Ceará, Fortaleza.
COSTA, J. P. V. da. Fluxo de difusivo de fósforo e de potássio em latossolos.
Viçosa: UFV, 1998. 67 p.
CRUSCIOL, C.A.C. Crescimento radicular, nutrição e produção de cultivares
de arroz de terras altas em função da disponibilidade hídrica e de fosforo.. 111
f. Tese (Livre Docência) – Universidade Estadual Paulista, Botucatu, 2001.
D’ARCY-LAMETA, A.; FERRARI-ILIOU, R.; CONTOUR-ANSEL, D.; PHAM-
THI, A.T.; ZULY-FODIL, Y. Isolation and characterization of four ascorbate
peroxidase cDNAs responsive to water deficit in cowpea leaves. Annals of
Botany, v. 97, p. 133-140, 2006.
DANTAS, J. P.; MARINHO, F.J.L.; FERREIRA, M.M.M.; AMORIM, M do S.
N.; ANDRADE, S.I. de O.; SALES, A.L. de. Avaliação de genótipos de feijão-de-
88
corda sob salinidade. Revista Brasileira de Engenharia Agrícola e Ambiental,
v.6, n.3, p.425-430, 2002.
DAT, J.; VANDENABEELE S.; VRANOVA, E.; VAN MONTAGU, M.; INZE,
D.; VAN BREUSEGEM, F. Dual action of the active oxygen species during plant
stress response. Cellular and Molecular Life Sciences, v.57, p. 779-795, 2000.
DATTA, S. K.; MUTHUKRISHNAN, S. Pathogenesis-Related Proteins in
Plants. London: Ed Boca Raton, p.29,1999.
DEL RIO, L. A.; PASTORI, G. M.; PALMA, J.M.; SANDALIO, L. M.;
SEVILLA, F.; CORPAS, F. J.; JIMÉNEZ, A.; LÓPEZ-HUERTAS E.;
HERNÁNDEZ,J. A. The activated oxygen role of Peroxisomes in senescence.
Plant Physiology, v. 116, p.1195-1200, 1998.
DIONISIO-SESE, M. L.; TOBITA, S. Antioxidant responses of rice seedlings to
salinity stress. Plant Science, v.135, p.1-9, 1998.
DROGE, W. Free radicals in the physiological control of cell function.
Physiological Reviews, v. 82, p. 47-85, 2002.
EAUX, B.; TOLEDANO, M. B. Ros as signaling molecules: mechanisms that
generate specificity in ROS homeostasis. Nature Reviews Molecular Cell
Biology, V. 8, p. 813-824, 2007.
ELKAHOUI, S.; SMAOUI, A.; ZARROUK, M.; GHRIR, R.; LIMAM, F.;
Saltinduced lipid changes in Catharanthus roseus cultured cell. Suspensions.
Phytochemistry, v. 65, p. 1911-1917, 2004.
El-SHABRAWI, H.; KUMAR, B.; KAUL, T.; REDDY, M. K.; SILNGLA-
PAREEK, S. L.; SOPORY, S. K. Redox homeostasis, antioxidant defense, and
methylglyxal detoxification as markers for salt tolerance in Pokkali rice.
Protoplasma, v. 245, p. 85-96. 2010.
89
EPSTEIN, E.; NORLYN, J. D.; RUSH, D.W.; KINGSBURY, R. W.; KELLY, D.
B.; CUNNINGHAM, G. A.; WRONA, A. F. Saline culture of crops: a genetic
approach, Science, v. 210, p.399-404, 1980.
FAGUNDES, M.H. Sementes de Girassol: Alguns comentários. MAPA/Conab/
Sugof. 2002. Disponível em:
<http://www.conab.gov.br/conabweb/download/cas/especiais/semente_de_girassol.
pdf > Acessado em 2012
FANGMEIER, A.; BRUNSCHON, S. e JAGER, H.J. Time course of oxidant
biomarkers in flag leaves of wheat exposed to ozone and drought stress. New
Phytologist 126:63-69. 1994.
FARIA, A.P. Avaliação ex vivo da tolerância de cultivares de mamoneira (
Ricinus communis L.) ao déficit hídrico. Dissertação – Universidade Federal de
Minas Gerais, p. 71, Belo Horizonte, 2010.
FARIAS, S.G.G. de. Estresse osmótico na germinação, crescimento e nutrição
mineral da gliricídia (Gliricidia sepium Jacq. Walp). Dissertação –
Universidade Federal de Campina Grande, 49 p. Patos, 2008.
FERNANDES, A. R.; CARVALHO, J.G. de; CURI, N.; PINTO, J. E.B.P.;
GUIMARÃES, P. de T.G. Nutrição mineral de mudas de pupunheira sob diferentes
níveis de salinidade. Pesquisa Agropecuária Brasileira, Brasília, v. 37, n. 11,
p.1613-1619, 2002.
FERREIRA, A.L.A., MATSUBARA, L.S. Radicai livres: conceitos, doenças
relacionados, sistema de defesa e estresse oxidativo. Rev. Ass. Med. Brasil 1997;
43(1): 61-8.
FOYER, C. H.; NOCTOR, G. Oxigen processing in photosynthesis: regulation and
signaling. New Phytologist, v. 146, p. 359-388, 2000.
90
FRANK, J.; SZABO, L. A napraforgo Helianthus annus L. Budapest: Akadémiai
Kiadó. 178p. 1989.
FULLER, W.H. Water soil and crop management, principles for the control of
salts. Tucson: University of Arizona. 1967. 21p. (University of Arizona. Bulletn A
– 23).
GASPAR, T. H.; PENEL, C. L.; THORPE, T.; GREPPIN, H. Peroxidases: a
survey of their biochemical and physiological roles in higher plants. Genève:
Université de Genève, p. 324. 1982.
GIANOPOLITIS, C. N.; REIS, S.K. Superoxide dismutase. Plant Physiology, v.
59, p. 309-314, 1977.
GOMES, E.M. Paramentros básicos para irrigação sistemática do girasol
(Helianthus annuus L.). 2005. 99f. Tese de doutorado (Doutorado em Engenharia
Civil)- Universidade Estadual de Campinas, Campinas. 2012
GREEN, M.A.; FRY, S.C. Vitamin C degradation in plant cells via enzymatic
hydrolysis of 4-0-oxalayl-threonate. Nature, v.433, p.83-87, 2005.
GUO, Y.P.; ZHOU, H.F.; ZHANG, L. C. Photosynthetic caracteristics and
protective mechanisms against photoxidation during high temperatura stress in two
citrus species. Scientia Horticulture, v. 108, p.260-267, 2006.
HALLIWELL, B.; GUTTERIDGE, J. M. C. Free Radicals in Biology and
Medicine. Oxford: Oxford University Press,1985
HASEGAWA, P. W.; BRESSAN, R.A.;ZHU, J.K.; BOHNERT, H.J. Plant cellular
and molecular responses to high salinity. Annual Review of Plant Physiology and
Plant Molecular Biology, Palo alto, v. 51, n. 1, p. 463-499, 2000.
91
HAVIR, E.A.; MCHALE, N. A. Biochemical and developmental characterization
of multiple forms of catalase in tobaccoleaves. Plant Physiology, v. 84, p.450-455,
1987.
HOREMANAS, N.; FOYER, C.H.; ASARD, H.Transport and action of ascorbate
at the plant plasma membrane. Trends in Plant Science, v. 5, p.263-267, 2000.
HURNG, K. T.; CHANG, C.J.; KAO, C. H. Paraquat toxicity is reduced by nitric
oxide in rice leaves, Journal Plant Physiology, v. 159,n.1, p.159-166, 2002.
INGRAM, J.; BARTELS, D. The molecular basis of dehydratleraion tolerance in
plants. Annual Review of Plant Physiology and Plant molecular Biology, v. 47,
p. 377-403, 1996.
IRIGOYEN, J. J.; EMERRICH, D.W.; SÁNCHEZ-DÍAZ, M. Water stress induced
changes in concentrations of proline and total soluble sugars in nodulated alfafa
(Medicago sativa) plants. Physioligia Plantarum, v. 84, p. 55-60, 1992.
JALEEL, C.A.; MANIVANNA, P.; LAKSHMANAN, G.M.A.; SRIDHRAN, R.;
PANNEERSELVAM, R. NaCl as a physiological modulator of proline metabolism
and antioxidant potential in Phyllanthus amarus. Comptes Rendus Biologies.
v.330, p. 806-813, 2007.
JING, Y.; HUANG, B. Protein alterations in tall fescue in response to drought
stress and abscísico acid. Crop Science, v. 42, p.202-207, 2002.
JORDÃO JÚNIOR, A.A.; CHIARELLO, P.G.; BERNADES, M.S.M.;
VANNUCCHI, H. Peroxidação lipídica e etanol: papel da glutationa reduzida e
da vitamina E. Medicina, Ribeirão Preto, 31:434-49, jul./set. 1998.
KAMEL, M. Osmotic Adjustment in Three Succulent Species of Zygophyllaceae.
African journal of Ecology, v. 46, p. 96-104, 2008.
92
KAO, C. H. Differential effect of sorbitol and polyethylene glycol on antioxidant
enzymes in rice leaves. Plant Growth Regulation, v. 39, p. 83-89. 2003.
KAR, M.; MISHRA, D. Catalase, peroxidase and polyphenolloxidase actives
during rice leaf senescence, Plant Physiology, v. 57, n.2, p. 315-319, 1976.
KARAM, D.; MAGALHÃES, P.C.; PADILHA, L. Efeito da adição de polímeros
na viabilidade, no vigor e na longevidade de sementes de milho. Sete Lagoas:
Embrapa Milho e Sorgo, 2007. 5p ( Embrapa milho e Sorgo. Circular Técnica, 94)
KATERJI, N.; van HOORN, J.W.; HAMDY, A.; MASTRORILLI, M. Salt
tolerance classification of crops according to soil salinity and to water stress day
index. Agricultural Water Management, v. 43, p. 99-109, 2000.
KOSHIBA, T. Cytosolic ascorbate peroxidase in seedlings and leaves of maize
(Zea mays), Plant and Cell Physiology, v. 34, p.713-721, 1993.
KOTCHONI, S. O.; GACHOMO, E. W. The reactive oxygen species network
pathways: an essential prerequisite for perception of pathogen attack and the
acquired disease resistance in plants. Journal of Bioscience, v. 31, p. 389-404,
2006.
LARCHER, W. Ecofisiologia vegetal. São Carlos: Rima Artes e Textos, 2000.
LAWLOR, D. W. The effects of water deficit on photosynthesis. In Smirnoff N.
(ed), Environmental and plant metabolism-flexibility and acclimation. Bios
Scientific Publisher, Oxford. p. 129-160. 1995
LEITE, R.M.V.B. de C.; BRIGHENTI, A.M.; CASTRO, C. de (Ed). Girassol no
Brasil. Londrina: Embrapa Soja, 2005. 641p.
LEVITT, J. Response of plants to environmental stress. 2.ed. New York:
Academic Press, p. 365-488, 1980.
93
LIMA MELO, Y. Evidências de ajustamento osmótico em plantas de cártamo
(Carthamus tinctorius L.) sob estresse salino e hídrico. Monografia –
Universidade Federal do Rio Grande do Norte, p.55, Natal, 2011.
LIRA, M.A.; CARVALHO, H.W.L. de;CHAGAS, M.C.M. das; BRISTOT, G.;
DANTAS, J.A.;LIMA, J.M.P. de. Avaliação das potencialidades da cultura do
girassol como alternativa de cultivo no semiárido nordestino. Natal: ENPARN,
2011. Documentos, n 40,43p.
LOEWEN, P. C. EMBL data library, accession number X53001 (STKATG), 1990.
LOPRASERT, S.; NEGORO, S.; OKADA, H. Cloning, nucleotide sequence and
expression in E. coli of the Bacillus stearothermophilus peroxidase gene (perA)
Journal of Bacteriology,v. 171, p.4871, 1986;
LUTTS, S.; KINET, J. M.; BOUHARMONT, J. NaCl-induced senescense in
leaves of rice (Oryza sativa L.) cultivars differing in salinity resistance. Annals of
Botany, v. 78, p. 389-398, 1996.
MAATHUIS, F. J. M.; AMTMANN,A. K+ nutrition and Na+ Toxicity: the basis
of cellular K+/Na+ ratios. Annal of Botany, v.84, p.123-133, 1999.
MAIA, J. M. Efeito aditivo e interativo de tratamentos de seca e NaCl na
respota antioxidativa de raízes de feijão-de-corda [Vigna unguiculata
L.(Waip.)]. (Dissertação de Mestrado). Departamento de Bioquímica e Biologia
Molecular, Universidade Federal do Ceara, Fortaleza, CE, 2004, 126p.
MAIA, J. M. Restrição de crescimento induzida por estresse salino como uma
estratégia de defesa oxidativa em raízes de feijão-caupi. (Tese de Doutorado),
Departamento de Bioquímica e Biologia Molecular, Universidade Federal do
Ceara, Fortaleza, CE, p. 158. 2008
94
MALLICK, N.; RAI, L. C. Response of the antioxidant systems of the nitrogen
fixing cyanobacterium Anabaena doliolum to the copper. Journaal of Plant
Physiology, v. 155, p. 146-149, 1999.
MARSCHNER, H. Mineral nutrition of higher plants. 2.ed San Diego:
Academic Press, 1995. 889p.
MARTINEZ, C.A.; LOUREIRO, M. E.; OLIVA, M. A.; MAESTRI, M.
Differential responses of superoxide dismutase in freezing resistant Solanum
curtilobum and freezing sensitive Solanum turberosum subjected to oxidative stress
and water stress. Plant Science, v. 160, p.505-515, 2001.
MCKERSIE, B. D. Plant Evironment interactions and Stress Physiology: module 2.
In: Penn State College of Agricultura Science, Courses – Univ. of Guelph.
Disponível em: www.agronomy.psu.edu/courses/agro518/contends.htm. Acesso
em :1996.
MELO, Y. L. de. Caracterização e desempenho agronômico de genótipos de
girassol (Helianthus annuus L.) quanto a marcadores fenológicos, fisiológicos
e bioquímicos em diferentes microrregiões edafoclimaticas do Rio Grande do
Norte. (Dissertação de Mestrado) Departamento de Fitotecnia. Universidade
Federal Rural do Semiárido. 2012
MAIA, J. M. Efeito aditivo e interativo de tratamentos de seca e NaCl na
resposta antioxidativa de raízes de feijão-de-corda [Vigna unguiculata
L.(Waip.)]. (Dissertação de Mestrado). Departamento de Bioquímica e Biologia
Molecular, Universidade Federal do Ceara, Fortaleza, CE, 2004, 126p.
MILLER, G.; SHULAEY, V.; MITTLER, R.. Reactive oxygen signaling and
abiotic stress. Phaysiologia Plantarum, v.133, p. 481-489, 2008.
95
MILLER,G.; SUZUKI, N.; CIFTCI-YILMAZ, S.; MITTLER, R. Reactive oxygen
specie homeostasis and signalling during drought and salinity stresses. Plant,
Cell and Environment, v.33, p.453-467, 2010
MITTLER, R. Oxidative stress, antioxidants and stress tolerance. Trends in
Plant Science, v. 7, p. 405-410, 2002.
MITTLER, R.; VANDERAUWERA, S.; GOLLERY, M.; VAN BREUSEGEM, F.
Reactive oxygen gene network of plants. Trends in Plant Science, v. 9, p. 490-
498, 2004.
MANIVANNAN P.; JALEEL, C.A.; SANKAR, B.; KISHOREKUMAR, A.;
SOMASUNDARAM, R.; LAKSHMANAN, G.M.A.; PANNEERSELVAM, R.
Growth, biochemical modifications and proline metabolism in Helianthus annuus
L. as induced by drought stress, Colloids Surf. B: Biointerfaces, v. 59, n. 2, p.
141–149, 2007.
MONTEIRO, J.M.G. Plantio de oleaginosas por agricultores familiares do
semiárido nordestino para a produção de biodisel como uma estratégia de
mitigação e adaptação as mudanças climáticas. Rio de janeiro – RJ, TESE, XII,
302p. , COPPE/UFRJ, D.Sc, Planejamento energético, 2007.
MORAIS D.L.de.; VIÉGAS, R.A.; SILVA, L. M.M.; LIMA JÚNIOR, A.R.;
COSTA, R.C.L. da; ROCHA, I.M.A.; SILVEIRA, J.A.G. Acumulação de íons e
metabolismo de N em cajueiro anão em meio salino. Revista Brasileira de
Engenharia Agrícola Ambiental. v. 11, n.2, p. 125-133, 2007.
MUNNS, R. Comparative physiology of salt and water stress. Plant, Cell and
Environment, v. 25, p.239-250, 2002.
MUNNS, R. Genes and salt tolerance: Bringing them together. New Phytologist,
v. 167, p.645-663, 2005.
96
NAKANO, Y.; ASADA, K. Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific
peroxidase in spinach chloroplasts, Plant Cell Physiology, v. 22, p. 1068-1072,
1981.
NEOCLEOUS, D.; VASILAKAKIS, M. Effects of NaCl stress on red raspberry
(Rubus idaeus L. ‘Autumn Bliss’). Scientia Horticulturae, v. 112, p. 282-289,
2007.
NGUYEN, G. N.; HAILSTONES, D. L.; WILKES, M.; SUTTON, B. G. Drought-
induced oxidative conditions in rice anthers leading to a programmed cell death
and pollen abortion. Jounal of Agronomy & Crop Science, v. 195-164, 2009.
NOBEL, P. S. Topics in Environmental Physiology. In SALISBURY, F. B.;
ROSS, C. W. Plant Physiology. California: Wadswort Publishing Company, 4ª
ed., 1992.
PAN, Y.; WU, L. J.; YU, Z. L. Effect of salt and drought stress on antioxidant
enzymes activities and SOD isoenzmes of liquorice (Glycyrrhiza uralensis Fisch).
Plant Growth Regulation, v. 49, p. 157-165, 2006.
PASSARDI, F.; PENEL, C.; DUNAND, C. Performing the paradoxical: how plant
peroxidase modify the cell wall. Trends in Plant Science, v. 9, p. 534-540, 2004.
PASTORI, G. M.; FOYER, C. H. Common components, networks and pathways of
cross-tolerance to stress. The central role of ‘redox’ and abscisic-acid-mediated
controls. Plant Physiology 129, 460-468. 2002.
PEXOTO, P. H. P. Aluminum effects on lipid peroxidation and on the activities of
enzymes of oxidative metabolism in sorghum, Revista Brasileira de Fisiologia
Vegetal, v. 11, n. 3, p.137-143, 1999.
PIZARRO, F. Drenage agrícola y recuperation de suelos salinos. Madri: Editorial
Agrícola Española, 1978, 525p.
97
POLLE, A. Dissecting the superoxide dismutase-ascorbate peroxidase-glutahione
pathway in chloroplasts by metabolic modeling. Computer simulations as a step
towards flux analysis. Plant Physiology. 126, 445-462. 2001
POTTERS, G.; DE GARA, L. ASARD, H.; HOREMANS, N. Ascorbate and
glutathione: guardians of the cycle, partners in crime? Plant Physiology and
Biochemistry, v. 40, p. 537-548, 2002.
PRICE, A.; HENDRY, G. A. F. The significance of the tocopherols in stress
survival in plants, In: RICE-EVANS, C. (Ed), Free Radicals, Oxidant Stress and
Drug Action, London: Richelieu Press, p. 443-450, 1987.
QUEIROZ, C. G. S.; ALONSO A.; MARES-GUIA M.L.; MAGALHÃES A.C.
Chiling-induced changes in membrace fluidity and antioxidante enzyme activities
in roots of ( Coffea arabica L.) seeding. Plant Biology. 41:403-413. 1998.
QUEIROZ, C.G.S.; GARCIA, Q.S.; LEMOS FILHO, J.P. Atividade fotossintética
e peroxidação de lipídios de membranas em plantas de aroeira-do-sertão sob
estresse hídrico e após reidratação. Brazilian Journal of Plant Physiology. Issn
1677-0420, v. 14,n.1, p.59-63, jan 2002.
RESENDE, M. L. V.; SALGADO, S.M. L. e CHAVES, Z. M. Espécies ativas de
oxigênio na resposta de defesa de plantas a patógenos. Fitopatologia Brasileira
28: 123- 130. 2003.
RIBEIRO, M. A. V. Resposta da soja e do eucalipto a fósforo em solos de
diferentes texturas, níveis de densidade e de umidade. 1999. 71 p. Tese
(Doutorado) Universidade Federal de Lavras, Lavras, 1999.
RICHARDS, F. J. The quantitative analysis of growth. In: STEWARD, F.C. (ed).
Plant physiology: A treatise. New YorK: Academic Press. p.3-76, 1969.
98
RODRIGUES, A.P.R.; COSTA S.H.F,; SANTOS R.R., AMORIM C.A. LUCCI
C.M.; BÁO S. N.; NUNES J.F; RONDIA D; FIGUEREDO J.R. Invitro culture of
cryopreserved caprine ovarin tissue peices and isolated follicles. Cell Press
Techniques, v.4, p. 290-298, 2006.
ROSA, S. B.; CAVERZAN, A.; TEIXEIRA, F. K.; LAZZAROTT, F.; SILVEIRA,
J. A. G.; FERREIRA-SILVA, S. L.; ABREU NETO, J.; MARGIS, R.; MARGIS-
PINHEIRO, M. Cytosolic APx knockdown indicates na ambiguous redox
responses in rice. Phytochemistry, v. 71, p. 548-558, 2010.
SACKS, M. M.; SUBBAIAHA, C.; SAAB, I. Anaerobic gene expression and
flooding tolerance in maize. Journal of Experimental Botany, Oxford, v. 47, n.
294, p. 1-15, Jan. 1996.
SALATI, E.; SALATI, E.; CAMPANHOL, T.; VILLA NOVA, N., 2007,
“Tendências de Variações Climáticas para o Brasil no Século XX e Balanços
Hídricos para Cenários Climáticos”. In: Mudanças Climáticas Globais e Efeitos
sobre a Biodiversidade. Sub-projeto: “Caracterização do clima atual e definição
das alterações climáticas para o território brasileiro ao longo do Século XXI”.
Ministério do Meio Ambiente-MMA, Secretaria de Biodiversidade e Florestas-
SBF, Diretoria de Conservação da Biodiversidade-DCBio.
SALISBURRY, F. B.; ROSS, C. W. Plant Physiology. California: Wadswort
Publishing Company, 4ª ed., 1991.
SANCHEZ-BLANCO, M.J.; RODRÍGREZ, P.; MORALES, M. A.; ORTUCO,
M.F.; TORRECILLAS, A. Comparative growth and water relations of Cistus
albidus and Cistus monspeliensis plants during water deficit conditions and
recovery. Plant Science, v. 162, p.107-113, 2002.
99
SANTOS JÚNIOR , J.A.; GHEYI, H.R.; DIAS, N. da S.; SOARES,
F.A.L.;NOBRE, R.G. Doses de boro e água residuária na produção do girassol.
Revista Ciência Agronômica, v.42, n.4, p.857-864, 2011.
SANTOS, H. M. V; SANTOS, V. de J., 2002. “Estudo etnobotânico do licuri
Syagrus coronata(Martius) Beccari em Senhor do Bonfim, Bahia”. Disponível em:
www.projetolicuri.ubbihp.com.br/pages/resultados2.htm.
SCANDALIOS, J.G. Oxygen stress and superoxide dismutase. Plant Physiology,
v. 101, p. 7-12, 1993.
SEMARH & IDEMA. Perfil do seu município: Ipanguaçu. v. 10, p.1-23, Natal,
2008.
SEMARH & IDEMA. Perfil do seu município: Parnamirim v. 10, p.1-24, Natal,
2008.
SENTELHAS, P. C.; UNGARO, M.R.G. Índices bioclimáticos para a cultura de
girassol. Scientia Agrícola, Piracicaba, v.55, n.1. p.1-10, 1998.
SHIGEOKA, S.; NAKANO, Y. KITAOKA, S. Metabolism of hydrogen peroxide
in Euglena gracilis Z. by L-ascorbibic acid peroxidase. Biochemistry Journal, v.
186, p. 377-380, 2002.
SIEMENS, J. A.; ZWIAZER, J. J. Effects of water stress and recovery on the root
water relations of trembling aspen (Populus tremuloides) seedlings. Plant Science,
v. 165, p. 113-120, 2003.
SILVA, M.L.O. et al. Crescimento e produtividade do girassol cultivado na
entressafra com diferentes lâminas de água. Revista Brasileira de Engenharia
Agrícola e Ambiental, v.11, n 05, p. 482-488, 2007.
100
SINCLAR, T.R. & LUDLOW, M.M. Who taught plants thermodynamics? The
unfulfilled potential of plant water potential. Australian Journal of Plant
Physiology, v. 12, p. 213-217, 1985.
SLAVICK, B. Methods of studying plant water relations. New York: Academic
Science. Prage, p. 449, 1974.
SMIDERLE, O. J.; MOURÃO JÚNIOR, M.; GIANLUPPI, D. Avaliação de
cultivares de girassol em savana de Roraima. Acta Amazônica. v. 35, n. 3, p. 331-
336, 2005.
SMIRNOFF, N.; COLOMBE, S. V. Drought induces the activity of the enzymes of
the cholorplast hydrogen peroxide scavenging system. Journal of Experimental
Botany, v.39, p.1097-1108, 1988.
SMIRNOFF, N. The role of active oxygen in the response of plants to water deficit
and desiccation. New Phytol. 125:27-58. 1998.
SOARES, A. M.S., MACHADO, O.L.T. Defesa de plantas: Sinalização química
e espécies reativas de oxigênio. Revista Tropical – Ciências Agrárias e
Biológicas, v.1, n.1,p.11, 2007.
TAIZ, L.; ZEIGER, E. Sunderland: Sinauer Associates, Plant Physiology. 4nd ed
Inc. Publishers, p. 848, 2009.
TAVORA, F. J. A. F.; FERREIRA, R. G.; HERNANDEZ, F. F. F. Crescimento e
relação hídrica em plantas de goiabeira submetidas a estresse salino com NaCl.
Revista Brasileira de Fruticultura, Jaboticabal- SP, v. 23, n. 2, p. 441-446,
agosto 2001.
THOMAZ, G.L. Comportamento de cultivares de girasol em função da época
de semeadura na região de Ponta Grossa, PR. 2008. 92f. Dissertação (Mestrado
em Fitotecnia), Universidade Estadual de Ponta Grossa, Ponta Grossa.
101
TORRES, A.N.L.; PEREIRA, P.R.G.; TÔRRES, J. T.; GALLOTTI, G.J.M.;
PILATI, J.A.; REBELO J. A.; HENKELS, H.A. Salinidade e suas implicações no
cultivo de plantas. Epagri. Florianópolis, v. 215, p. 54, 2004.
TRACY, F.E.; GILLIHAM, M.; DODD, A.N.; WEBB,A.A.R.; TESTER, M.
Cytossolic free Ca2+
in Arabidopsis thaliana are heterogeneous and modified by
external ionic composition. Plant Cell Environl, In press, 2008.
TRAVASSOLS, K.D.; SOARES, F.A.L.; GHEYIS, S.H.R.; SILVA, D.R.S.;
NASCIMENTOS, A.K.S. do; DIAS, N.da S. Produção de aquênio do girassol
irrigado com água salobra. Revista Brasileira de Engenharia Agrícola e
Ambiental. Campina Grande – PG, v.15, n.4, p.371-376, 2011.
TSUGANE, K.; KOBAYASHI, K.; NIWA, Y.; OHBA, Y; WADA, K.;
KOBAYASHI, H. A recessive arabidopsis mutante that grows
photoautotrophically under salt stress shows enchanced active oxgyen
detoxification. Plant Cell, v. 11, p.1195-1206, 1999.
TYAGI. S.;MARRA, S.A.E, KRAMER, F.R. Wavelength-shifting molecular
beacons. Nature biotechnology, 2000; 18-11910/6.
ULISSES, C; ROCHA, P.; ALBUQUERQUE, C. et al. Determinación de prolina
em yemas de plátano ( Musa sp. Cv Nanicão-AAA) selecionadas in vitro em
cuanto a la tolerância a la salinidad. In: Encuentro Latinoamericano de
biotecnologia Vegetal, 3, La Habana,Cuba. Anais, Cuba 1, p. 334-335.
VAIDYANATHAN, H.; SIVAKUMAR, P.; CHAKRABARTY, R.; THOMAS, G.
Sacavenging of reative oxygen species in NaCl-stressed Rice (Oryza sativa L.)-
diffential response in salt-tolerant and sensitive varieties. Plant Sciance, v.165,
p.1411-1418, 2003
VAN BREUSEGEM, F.; VRANOVA, E.; DAT, J.F.; INZER, D. The role of active
oxygen species in plant signal transduction. Plant Science, v.11, p.405-414,2001.
102
VIÉGAS, R.A.; SILVEIRA, J.A.G; LIMA Jr., A.R. Effects of NaCl-salinity on
growth and inorganic solute accumulation in Young cashew plants. Revista
Brasileira de Engenharia Agrícola e Ambiental, Campina Grande, v. 5, n. 2,
p.216-222, 2001.
VOLKMAR, K.M.; HU, Y.; STEPPUHN, H. Physiological response of plants to
salinity: a review. Canadian Journal of Plant Science, v. 78, p. 19-27, 1998.
WEI, W; BILSBORROW, P.E.; HOOLEY, P.; FINCHAM, D.; LOMBI, A. E.;
FORSTER, B. P. Salinity induced differences in growth, ion distribution and
portioning in barley between the cultivar Maythorpe and its derived mutant Golden
Promise. Plant and Soil, v. 88, p. 967-988, 2003.
WINICO, I. V. New molecular approaches to improving salt tolerance in crop
plants. Botanic Briefing. Reno, USA. Annals of botany nº bo 980731. 82: 703-
710, 1998.
XIONG, L. e ZHU, J. Molecular and genetic aspects of plant responses to osmotic
stress. Plant, Cell and Environment, Nottinghan, v.25, n.2, p. 131-139, 2001.
YANCEY, P. H.; CLARK, M. E.; HAND S. C.; BOWLUS, R.D.; SOMERO, G.
N. Living with water stress: evolution of osmolyte sustems, Science, v. 217, p
1214-1222, 1982.
YEO, A., 1999. “Predicting the Interaction Between the Effects of Salinity and
Climate Change on Crop Plants”. Sci. Hort. 78, 159-174.
YOKOI, S.; BRESSAN, R. A.; HASEGAWA, P. M. Salt stress tolerance of plants.
JIRCAS Working Report, West Lafayette, p. 25-33, 2002.
YOSHIMURA, K.; YABUTA, Y.; ISHIKAWA, T.; SHIGEOKA, S. Expression of
spinach ascorbate peroxidase isoenzimes in response to oxidative stress. Plant
Physiology. 123:223-223. 2000.
103
ZAMOCKY, M.; REGELSBERGER, G.; JAKOPITSCH, C.; OBINGER, C. The
molecular peculiarities of catalase-peroxidase. FEBS Letters, v. 492, p. 177-182,
2001.
ZAMOCKY, M.; KOLLER, F. Understanding the structure and function of
catalase: clues fron molecular evolution and vintro mutagenesis. Progress in
Biophysics e Molecular Biology, v.72, p.19-66,1999.
ZHU, J.K. Cell signaling under salt, water and cold stress. Current Opinion in
plant Biology. v.4, p. 401-406, 2001 a.
