DA ESCOLA PÚBLICA PARANAENSE 2009 · Uma panela de pressão substitui uma autoclave na...
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O PROFESSOR PDE E OS DESAFIOS DA ESCOLA PÚBLICA PARANAENSE 2009 Produção Didático-Pedagógica Versão Online ISBN 978-85-8015-053-7 Cadernos PDE VOLUME I I
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O PROFESSOR PDE E OS DESAFIOSDA ESCOLA PÚBLICA PARANAENSE
2009
Produção Didático-Pedagógica
Versão Online ISBN 978-85-8015-053-7Cadernos PDE
VOLU
ME I
I
SECRETARIA DE ESTADO DA EDUCAÇÃO – SEED
SUPERINTENDÊNCIA DA EDUCAÇÃO – SUED
PROGRAMA DE DESENVOLVIMENTO EDUCACIONAL – PDE
EQUIPE PEDAGÓGICA DO PDE
LINDA MARY INACIO DE BORTOLI
CADERNO PEDAGÓGICO
A IMPORTÂNCIA DA FORMAÇÃO CONTINUADA DO PROFESSOR D E
BIOLOGIA PARA O USO DO LABORATÓRIO COMO INSTRUMENTO DE
ENSINO
PATO BRANCO
2010
LINDA MARY INACIO DE BORTOLI
CADERNO PEDAGÓGICO
A IMPORTÂNCIA DA FORMAÇÃO CONTINUADA DO PROFESSOR D E
BIOLOGIA PARA O USO DO LABORATÓRIO COMO INSTRUMENT O DE
ENSINO
Produção Didática Pedagógica a ser apresentado à SEED/SUED – PR como requisito para o cumprimento das atividades previstas dentro do Programa de Desenvolvimento Educacional – PDE do Estado do Paraná.
Orientadora: Profª Drª Ana Lúcia
Crisóstimo.
PATO BRANCO
2010
SUMÁRIO
APRESENTAÇÃO ....................................... ...............................................................7
CAPITULO I: O LABORATÓRIO .......................... .....................................................8
1.1 NORMAS DE UTILIZAÇÃO DE LABORATÓRIO.................................................9
1.2 ESPAÇO E EQUIPAMENTO MÍNIMOS.............................................................10
1.2.1 Relação de Materiais Necessários para As Atividades de Laboratório em
Biologia ...........................................................................................................11
1.2.2 Materiais e Utilização dos Mesmos em Atividades de Biologia ......................12
1.2.3 Materiais e Utilização dos Mesmos em Aulas de Física..................................13
1.2.4 Materiais e Atividades em Química .................................................................14
CAPITULO II: TÉCNICAS ÚTEIS NA PREPARAÇÃO DE ESPÉCI MES.................16
2.1 ANESTESIA DE INVERTEBRADOS AQUÁTICOS............................................16
2.2 FIXAÇÃO............................................................................................................17
2.3 CONSERVAÇÃO EM LIQUIDO .........................................................................17
2.4 CONSERVAÇÃO A SECO.................................................................................18
CAPITULO III: ORIENTAÇÕES SOBRE A CONDUÇÃO DAS AT IVIDADES
DE EXPERIMENTAÇÃO VIVENCIADAS ...................... ................19
3.1 EM PEQUENOS GRUPOS ................................................................................20
3.2 EM GRANDE GRUPO........................................................................................21
CAPITULO IV: SUGESTÕES DE AULAS PRÁTICAS DE BIOLO GIA ..................22
4.1 MITOSE..............................................................................................................22
4.2 MONTAGEM DE CARIOGRAMA.......................................................................25
4.3 MEIOSE .............................................................................................................29
4.4 OBSERVAÇÃO DO TECIDO EPITELIAL...........................................................32
4.5 DESMINERALIZAÇÃO ÓSSEA .........................................................................33
4.6 CULTURA E OBSERVAÇÃO DE FUNGOS.......................................................34
4.6.1 Preparação dos Meios de Cultura ...................................................................34
4.6.1.1 Cultura em frutos..........................................................................................34
4.6.1.2 Cultura em pão.............................................................................................35
4.6.1.3 Observação Microscópica ............................................................................35
4.7 TESTE DE TIPAGEM SANGUÍNEA....................................................................36
4.8 OS PROTOZOÁRIOS. AS EUGLENÓFITAS. AS CRISÓFITAS. AS
PIRRÓFITAS.....................................................................................................36
4.8.1 Observando Protistas em Infusão. ..................................................................36
4.8.2 Bactéria do Iogurte ..........................................................................................37
4.9 OBSERVAÇÃO DA MEMBRANA PLASMÁTICA – HEMÁCIAS ........................38
4.10 EXTRAÇÃO DO DNA.......................................................................................39
4.11 ESTUDO DA CIRCULAÇÃO DO SANGUE EM CAPILARES SANGUÍNEOS
DE UM GIRINO.................................................................................................41
4.12 TERRÁRIO.......................................................................................................41
4.13 RESPIRAÇÃO INSETOS .................................................................................42
4.14 RECONHECIMENTO DE HEMÍPTEROS, FITÓFAGOS, ENTOMÓFAGOS
E HEMATÓFAGOS. ..........................................................................................42
4.15 OBSERVANDO A 1ª LEI DE MENDEL COM DROSOPHILAS ........................43
4.16 PRÁTICA DE ANFÍBIOS ..................................................................................45
4.17 PHYLUM ANNELIDA........................................................................................48
4.18 DECOMPOSIÇÃO CATALÍTICA DA ÁGUA OXIGENADA................................49
4.19 DISSECAÇÃO DO CORAÇÃO ........................................................................50
4.20 AVES................................................................................................................51
4.21 DISSECAÇÃO DO RIM....................................................................................54
4.22 INTENSIDADE DA OSMOSE...........................................................................55
4.23 VELOCIDADE DAS REAÇÕES QUÍMICAS.....................................................56
4.24 CONDUÇÃO DE SEIVA...................................................................................57
4.25 DISSECAÇÃO DA FLOR .................................................................................57
4.26 OBSERVANDO CLOROPLASTOS NAS CÉLULAS DA FOLHA DE
ELÓDEA............................................................................................................58
4.27 IDENTIFICAR ESTÔMATOS ...........................................................................59
4.28 OBSERVAÇÃO DOS ESTÔMATOS ................................................................59
4.29 OBSERVAÇÃO DE GRÃO-DE-PÓLEN ...........................................................59
4.30 OBSERVAÇÃO DO TUBO POLÍNICO.............................................................60
4.31 VAMOS TIRAR CLOROFILA DE UMA FOLHA?..............................................60
4.32 PROVE QUE AS PLANTAS TRANSPIRAM.....................................................61
4.33 FORMAÇÃO DO COTILÉDONE/ FOTOTROPISMO DA RAIZ E CAULE........61
4.34 SÍNTESE DE AMIDO: EFEITO DA CLOROFILA E DA LUZ ............................62
4.35 OBSERVE AS CÉLULAS MACROSCÓPICAS ................................................62
4.36 COMO É O AMIDO? ........................................................................................63
4.37 OBSERVAÇÃO DA LIBERAÇÃO O OXIGÊNIO PELAS PLANTAS.................63
4.38 OXIGÊNIO QUE FORMA DURANTE A FOTOSSÍNTESE...............................64
4.39 IDENTIFICAÇÃO DOS PIGMENTOS...............................................................64
4.40 CICLOSE..........................................................................................................65
REFERÊNCIA ................. .........................................................................................66
REFERÊNCIA BÁSICA .................................. ..........................................................67
DADOS DE IDENTIFICAÇÃO
ÁREA PDE: Biologia.
NRE: Pato Branco.
PROFESSORA PDE: Linda Mary Inacio De Bortoli.
PROFESSOR ORIENTADOR IES: Profª. Drª. Ana Lúcia Crisóstimo.
IES VINCULADA: Universidade Estadual do Centro-Oeste/UNICENTRO.
ESCOLA DE IMPLEMENTAÇÃO: Colégio Estadual de Pato Branco – EFMP
PÚBLICO OBJETO DA INTERVENÇÃO: Professores de Biologia do Ensino Médio e
Médio Integrado à Educação Profissional do Núcleo Regional de Pato Branco.
TEMA DE ESTUDO DA PROFESSORA PDE: Instrumentalização para o Ensino de
Biologia no Laboratório.
TÍTULO
A IMPORTÂNCIA DA FORMAÇÃO CONTINUADA DO PROFESSOR DE BIOLOGIA
PARA O USO DO LABORATÓRIO COMO INSTRUMENTO DE ENSINO
“Duas estradas se bifurcam no meio da
minha vida, ouvi um sábio dizer.
Peguei a estrada menos usada, e isso
fez toda a diferença cada noite e cada
dia.”
(Larry Norman)
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APRESENTAÇÃO
“Para ser professor de Ciências não basta conhecer Física, Química, Biologia e Geociências. Deve-se também estar por dentro daquilo que é produzido nesta área de conhecimento.” (CAMPOS, 1999).
Em grande parte a prática pedagógica que se percebe na escola é ainda
aquela que se aprendeu com os professores antessessores e que foi sendo
reproduzida a cada ano. A partir desta concepção este Caderno Pedagógico foi
produzido na tentativa de sanar dificuldades em organizar aulas práticas de
Laboratório em Biologia.
Com base nas Diretrizes Curriculares do Estado do Paraná, este material de
apoio contempla orientações de organização do Laboratório, artigos, reflexões e
discussão de algumas aulas práticas de natureza experimental passíveis de serem
executadas nos laboratórios escolares que estão disponíveis na rede pública do
Estado do Paraná.
As práticas de laboratório, aqui contempladas, entre elas as de “citogenética”
objetivam orientar os professores para a execução da aula, com modelos de
fichários que podem ser preenchidos pelos alunos durante a aula em forma de
relatórios.
Espero que este Caderno Pedagógico possa contribuir para que docentes da
área de Biologia possam organizar seu laboratório e suas aulas, oportunizando um
processo de ensino-aprendizagem que faça com que os alunos possam “...adquirir
conhecimentos atualizados e representativos do desenvolvimento das ciências
biológicas e vivenciar o processo científico” (KRASILCHIK,1986), dando-lhes meios
para a avaliação crítica dos dados e fatos em lugar de simples memorização.
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CAPITULO I: O LABORATÓRIO
A introdução dos laboratórios pedagógicos nas escolas de Ensino
Fundamental e Médio começou a partir da Lei 5692/71, com a reorganização do
Ensino Médio em Educação Geral e Ensino Técnico Profissionalizante. A partir de
então se passou a enfrentar um desconforto, pois devido às exigências legais,
algumas escolas estaduais chegaram a receber da SEED, laboratórios equipados
com aparelhagem técnica, o que era privilégio apenas das escolas do Ensino Médio,
pois só os estabelecimentos que ofereciam esta modalidade de ensino é que tinha o
direito ao kit laboratório.
As escolas que passaram a ofertar o Ensino Médio, então 2º Grau, após
este período, embora a exigência legal para a autorização do curso fosse possuir
laboratório, nem todas apresentavam condições de oferecerem laboratórios
condizentes com o número de turmas e de alunos do curso, por serem eles
construções com infra-estrutura caras e manutenção elevada, equipados com
instrumentos sofisticados, exigindo técnicos para mantê-los funcionando, os
materiais de uso exclusivo, têm que ser freqüentemente substituídos e renovados,
entre outras razões.
Por outro lado, é possível afirmar que ao longo dos anos o professor tem
procurado superar estas dificuldades improvisando materiais, com a ajuda de alunos
e funcionários da escola, que se unem para garantir as aulas de biologia nos
espaços do laboratório.
Em seu livro “Biologia E Educação Ambiental: Roteiros De Trabalho”, o
professor Armando José Capeletto (1992), indica alguns exemplos de materiais que
podem ser produzidos para substituir os materiais de difícil aquisição:
� Estiletes de dissecção podem ser confeccionados com agulhas
adaptadas nas pontas de lápis ou a corpos de canetas esferográficas;
� Bisturis podem ser feitos com laminas de barbear cortadas
longitudinalmente pela metade, adaptadas as pontas de lápis;
� Béqueres que não serão levados ao fogo podem ser substituídos por
frascos de boca larga e com uma graduação marcada em fita adesiva,
colada externamente;
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� Frascos de vidro de diversas formas e vários tamanhos podem ser
usados como aquários e terrários;
� Uma panela de pressão substitui uma autoclave na esterilização de
vidraria e de meios de cultura que serão utilizados em uma aula pratica
de bacteriologia.
1.1 NORMAS DE UTILIZAÇÃO DE LABORATÓRIO
As normas e atitudes em aulas de laboratório devem ser discutidas na sala
de aula no início do ano, antes das aulas praticas começarem. Devem ser acordados
por ambas as partes, professores e alunos, de preferência fazer cartazes com estas
normas, que devem ser afixados no laboratório, e voltar a discuti-las sempre que
necessário.
Veja algumas sugestões que seguem:
� Cuidados com a higiene e a segurança pessoal e a dos colegas em
certas aulas são utilizados reagentes, corantes e materiais corrosivos, e
em outras são manipulados culturas de bactérias, protozoários e fungos,
que justificam os seguintes cuidados: As bolsas, cadernos, estojos,
blusas, devem ser guardadas em lugar próprio, não devem ser
colocadas sobre as bancadas de trabalho que devem ficar tão livres
quanto possível somente para o material das aulas.
� Os registros das atividades e dos experimentos devem ser feitos em
caderno próprio, o que facilita ao professor recolher e vistar estas
atividades.
� Manter sempre uma conduta recatada, sem bagunça evitando barulho
excessivo, para não atrapalhar o desenvolvimento da aula.
� É importante conscientizar os alunos para guardar o material após a
aula, deixando tudo como foi encontrado, de acordo também com o
técnico de laboratório, se houver.
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1.2 ESPAÇO PARA O LABORATÓRIO E EQUIPAMENTOS MÍNIMOS
A grande maioria dos colégios que ofertam ensino médio possui uma ou
duas salas que funcionam como laboratório. Nem sempre estes espaços são os
mais adequados ou possuem o material e equipamentos adequados.
Conforme a LDB 9394/96 CFE, a obrigatoriedade de organização,
implementação e manutenção de laboratórios é da Instituição mantenedora. Mas
como isso nem sempre ocorre, “...o professor se vê no impasse entre limitar suas
atividades à sala de aula, empobrecendo seu curso, ou correr de uma classe para a
outra carregando vidraria, reagentes e microscópios, muitas vezes adquiridos ou
emprestados por ele próprio, num “heroísmo” individual que só faz mascarar o
problema” (CAPELLETO, 1992). De forma geral, o que se vê é qualquer sala de aula
adaptada como laboratório, onde os materiais são substituídos por materiais
alternativos, embora nem sempre o resultado seja o esperado.
Um espaço para funcionar como laboratório deve ter um tamanho que
comporte o numero de alunos que se pretende levar, com no mínimo mesas ou
bancadas bem distribuídas para facilitar a circulação e a visão de todos no momento
das explicações e demonstrações. Deve também ter boa iluminação, com tomadas
de luz, para os microscópios ou lupas, e janelas grandes para boa ventilação.
Quanto ao equipamento mínimo, Capeletto (1992), licenciado em Ciências
Biológicas pelo Instituto de Biociências da USP, lista um conjunto de materiais
suficientes para a realização da maioria das atividades comuns em um laboratório de
biologia. Muitos desses materiais podem ser usados tanto em Biologia como em
Química ou Física.
1.2.1 Relação de Materiais Necessários para as Atividades de Laboratório em
Biologia
MATERIAIS DIVERSOS Agulhas de injeções descartáveis Lápis vitrográfico Alça de platina Luvas entomológicas de mão Alfinetes entomológicos Luvas cirúrgicas Algodão Microscópio de aumento mínimo de 1000
vezes Aquários Papel de filtro,p.alumínio,p.higiênico,jornal, Balança de precisão até 0,1 g Papel de tornassol vermelho e azul Cabos de bisturi Papel indicador universal Cubas de dissecção (fundo de parafina ou placa de cortiça)
Peneiras de vários tamanhos
Escovas para lavagem de vidraria Pinças de dessecação Estantes para tubo de ensaio Pinças de madeira para tubo de ensaio Estiletes Pincel nº 0 Etiquetas auto-adesivas Placas de petri Frascos conta-gotas plásticos (tipo frasco de colírio)
Rolhas de borracha e de cortiça de vários tamanhos
Gaze Sacos e copos plásticos de diversos tamanhos
Laminas de barbear Micro lancetas Bisturi Termômetros laminas Tesouras Lamínulas Tripés/ Tela de amianto Lamparinas a álcool Esmalte de unha incolor
VIDRARIA Bastões de vidro Cristalizadores Béqueres de 150, 250 e 400 ml Cubas de vidro Conta gotas Erlenmeyers de 50, 150 e 250 ml Frascos de boca larga de diversos tamanhos com tampas
Seringas de injeção
Funis de vidro Tubos de ensaio de diversos diâmetros e comprimentos
Pipetas graduadas de 1, 2 ,5 e 10 ml
Vidros de relógio de vários diâmetros
Pipetas Pasteur SUBSTÂNCIAS E SOLUÇÕES
Acido acético glacial P.A. (puro para analise)
Fenolfataleína
Acido bórico P.A. Formalina (formol a 4%) Acido clorídrico concentrado Formol Acido nítrico P.A. Glicerina concentrada pura Acido picrico P.A. Hematoxilina Agar-ágar Hidróxido de bário Hidróxido de cálcio
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Água destilada Hidróxido de sódio Água oxigenada Hipoclorito de sódio Álcool etílico a 70% Iodato de potássio Álcool etílico absoluto Mentol Azul de metileno Óleo de imersão para microscopia Balsamo-do-canadá Orceína acética Bicarbonato de sódio Permanganato de potássio Brometo de magnésio Reagente de Fehling Brometo de potássio Reativo de Benedict Carbono de cálcio Solução de fenil-tio-carbamida (PTC) Carmim acético Soros anti-a, anti-b e anti-Rh (conservar em
geladeira) Cloreto de cálcio Sulfato de cálcio Cloreto de estrôncio Sulfato de cobre cristalizado Cloreto de magnésio Sulfato de magnésio puro (sal de Epsom) Cloreto de potássio Sulfato de potássio Cloreto de sódio Verde-janus Clorofórmio Vermelho-congo Corante de Giemsa Violeta-de-genciana Detergente Xilol Eosina Éter
1.2.2 Materiais e Utilização dos mesmos em Atividades de Biologia
BIOLOGIA Material Utilização Microscópio Observações de microorganismos Balança Medidas de massa Pisseta Lavagens de vidraria Tesouras Cortes Bisturi Incisões Pinças Uso geral Estiletes Cortes Lupas Ampliação Cubas para dissecção Uso geral Bico de Bunsen Aquecimento-fonte de calor Tripé e tela de amianto Aquecimento Estantes para tubos de ensaio Preparação de substancias Rolhas Uso geral Pinças de ferro e de madeira Uso geral Garras Uso geral Suportes Uso geral Argolas Uso geral Triangulo de porcelana e arame Aquecimento-apoios
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Lâminas e lamínulas Preparação para uso em microscópios Placas de Petri Culturas Tubos de ensaio Uso geral Pipetas Medidas de volume Vidros de relógio Observação de culturas e organismos Buretas Medidas de volume Proveta Medidas de volume Béquer Misturas e reações Kitassato Obtenção de algum tipo de gás Erlenmeyer Preparação de soluções Balão de vidro Preparação e armazenamento de soluções Bastão Misturas Cadinho Misturas Almofariz e pistilo Maceração
1.2.3 Materiais e Utilização dos Mesmos em Aulas de Física
FÍSICA
material utilização régua Medidas de comprimento Fita métrica Medidas de comprimento Cronômetro Medidas de tempo Transferidos Medidas de ângulos Termômetro Medidas de temperatura Multímetro Medidas elétricas Molas Construção de dinamômetros Blocos de madeira Dinâmica Suportes Dinâmica Massas, aferidas ou não Dinâmica Roldanas Dinâmica Carrinhos Cinemática Rampa de madeira Cinemática Espelhos planos Óptica Espelhos esféricos lentes Óptica Lentes Óptica Prismas Óptica Fontes de luz Óptica Pilhas Eletricidade
Fios elétricos Eletricidade Resistores Eletricidade Ímãs Magnetismo
Bússolas Magnetismo Lâmpadas com soquetes Eletromagnetismo
Caixinha de isopor com tampa Termologia
Tripé Uso geral Béquer Uso geral Vela ou lamparina Termologia
14
1.2.4 Materiais e Atividades em Química
QUÍMICA Material Utilização Balança de precisão Medidas de massa Suportes Uso geral Garras Uso geral Argolas Uso geral Tripé Aquecimento Tela de amianto Aquecimento Triangulo de porcelana Aquecimento Bico de Bunsen Aquecimento-fonte de calor Pinças de ferro e de madeira Uso geral Tubos de ensaio Misturas e reações Béqueres Misturas e reações Cadinho Misturas e reações com
aquecimento Kitassato Obtenção de algum tipo de gás Erlenmeyer Preparação de soluções Balão de fundo chato Preparação e armazenagem Funil simples Uso geral Funil de decantação Separação de substancias Balão volumétrico Medidas de volume Proveta Medidas de volume Pipeta Medidas de volume Bureta Medidas de volume Balão de destilação Destilação Condensador Resfriamento na destilação Almofariz e pistilo Maceração Pisseta Limpeza de vidraria Papel de tornassol Indicador ácido-base Tubos de vidro Uso geral Rolhas Uso geral Mangueiras Uso geral Espátulas Uso geral
COMPOSTOS QUÍMICOS MAIS COMUNS Nome Formula molecular Hidróxido de sódio NaOH Hidróxido de bário Ba(Oh)2
Acido clorídrico HCl Acido sulfúrico H2SO4
Cloreto de sódio NaCl Cloreto de bário BaCl2
Nitrato de prata AgNO3
Iodeto de potássio KI Sulfato de cobre CuSO4
15
Acido nítrico HNO3
Permanganato de potássio KMnO4
Água oxigenada H2O2
Zinco Zn Cobre Cu Álcool C2H5OH Magnésio Mg Formol H2CO+H2O Clorofórmio CHCl3
Sulfato de zinco ZnSO4
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CAPITULO II: TÉCNICAS ÚTEIS NA PREPARAÇÃO DE ESPÉCI MES
Embora, o uso de animais mortos não seja o mais apropriado para
proporcionar ao adolescente o que é a Biologia, em muitas oportunidades o material
conservado pode desempenhar um papel muito importante.
Para um estudo anatômico mais detalhado dos representantes típicos de
cada filo, nem sempre a observação dos animais no aquário é possível, pois nem
todos são fáceis de obter e muitos não se adaptam ao cativeiro. Muitos animais,
após a coleta, se ressentem da mudança do ambiente ou não aceitam a alimentação
que lhes é oferecida, morrendo depois de algum tempo. Nesse caso, pode-se
aproveitar para manter o espécime no laboratório, a partir de uma conservação
adequada.
Além disso, o professor de biologia encontrará em muitas escolas espécimes
em precário estado de conservação. Nesse caso será importante saber como
realizar a manutenção desse material. A seguir, veremos algumas técnicas simples
de preparação de espécimes para exposição no laboratório.
2.1 ANESTESIA DE INVERTEBRADOS AQUÁTICOS
É utilizado para facilitar a manipulação de animais ariscos ou agitados, ou
como preparação para conservação, pois a maioria dos invertebrados se contrai
quando colocada diretamente no liquido fixador. Alguns dos anestésicos mais
usados são:
� água doce ou destilada (para animais marinhos): adicionar pouco a
pouco no recipiente em que se encontra o animal, até diluir a água do
mar em cerca de 50% de sua concentração inicial;
� água do local da coleta, exaurida de oxigênio pó fervura previa;
� álcool etílico: adicionar gota a gota na água onde se encontra o animal
durante uma hora ou mais, ate obter uma solução de cerca de 5% ;
� cloreto de magnésio (MgCl2): solução aquosa a 7,5%; misturar com água
do mar (1:1) e submergir o animal;
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� mentol: espalhar cristais sobre a água onde se encontra o animal, cobrir
o recipiente e deixar por varias horas;
� sais de Epsom (sulfato de magnésio puro): adicionar os sais diretamente
no recipiente em que se encontra o animal; esperar varias horas;
2.2 FIXAÇÃO
É necessária para paralisar as atividades celulares e manter as estruturas e
os órgãos em sua forma normal. Com raras exceções, os animais só devem ser
colocados no liquido fixador após passarem pelo processo de anestesia (as tabelas
seguintes relacionam as substancias mais indicadas para cada grupo de animal). Os
fixadores mais usados são:
� Álcool etílico com solução de 70 a 95%;
� Formol em solução a 4%, neutralizada com pedaços de giz ou de
esqueleto de coral.
Substâncias indicadas na preparação de espécimes de invertebrados terrestres e
vertebrados.
ANIMAL ANESTÉSICO FIXADORES CONSERVANTES
Vermes em geral Artrópodes em geral
Peixes
Anfíbios
Répteis, aves e mamíferos
MgCl2 Vapores de éter ou
clorofórmio Uretana etílica
adicionada a água Vapores de éter
Vapores de éter ou clorofórmio
Álcool 70% Álcool 70%, liquido de
Bouin ou a seco Formalina
Formalina formalina
2.3 CONSERVAÇÃO EM LIQUIDO
Essa técnica mantém o animal ficado por muitos anos, mas periodicamente
deve-se fazer uma limpeza do frasco, trocando o liquido conservante (este deve
permanecer sempre limpo e transparente). Os dois conservantes mais empregados
são:
• Álcool etílico a 70%: tem a desvantagem de retirar os pigmentos mais
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rapidamente que o formol; animais fixados e conservados em álcool logo
perdem sua coloração natural;
• Formol a 4%: obtido a partir do formol comercial, diluído em água doce
ou do mar, torna os tecidos mais rígidos e se não estiver neutralizado,
ataca as partes calcárias do animal (conchas, ossos, carapaças, dentes).
2.4 CONSERVAÇÃO A SECO
Alguns animais podem ser conservados a seco depois de terem sido fixados.
Por exemplo, caranguejos, estrelas e ouriços-do-mar, dentre os animais aquáticos, e
insetos de médio e grande porte, dentre os terrestres. Nesse caso, coloca-se o
espécime já fixado sobre uma tela, em local seco e bem ventilado. A conservação
completa é obtida depois de duas ou três semanas. Algumas dicas podem ser
importantes para facilitar o trabalho do professor laboratorista.
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CAPITULO III: ORIENTAÇÕES SOBRE A CONDUÇÃO DAS ATI VIDADES DE
EXPERIMENTAÇÃO VIVENCIADAS
Dentre os diversos modelos de roteiros de aula prática, propõe-se por
intercalar a seqüência de procedimentos e observações a serem realizados com
questões para discussões, de modo que os alunos registrem suas observações e
conclusões a medida que a atividade se desenvolve. Ao final do trabalho, pode ou
não haver um conjunto de questões de aprofundamento para o grupo discutir.
Conforme o caso, o roteiro inclui sugestões de bibliografia.
Esta forma tem a vantagem de dirigir, por si mesma, o trabalho do grupo,
sem que o professor seja solicitado a todo o momento, podendo atender a classe
toda. Alem disso, é uma tentativa de fugir do modelo do tipo “receita de bolo”, tão
freqüente em muitos roteiros de laboratório e criticado por professores e alunos
mesmo nos cursos universitários. Se o professor quiser, em momento posterior ao
da aula pratica poderá orientar os alunos na confecção de um relatório mais formal,
tomando cuidado para não burocratizá-lo.
Ao dirigir o roteiro de aula prática, todas as instruções devem ser muito
precisas e explicitas, de modo que cada grupo de alunos possa trabalhar segundo
seu próprio ritmo, sem solicitar constantemente a presença do professor.
Enfatiza-se, no roteiro, a importância do registro preciso dos dados obtidos
durante a aula, sugerindo aos alunos que se habituem a montar tabelas e gráficos e
a esboçar desenhos daquilo que foi observado, com legendas claras e completas.
Talvez seja útil lembrar que a precisão do roteiro não significa que ele deva
antecipar resultados, muito menos propor explicações para os fenômenos
observados. Permitir que o próprio aluno raciocine e realize as diversas etapas da
investigação cientifica (incluindo, até onde foi possível, a descoberta) é a finalidade
primordial de uma aula de laboratório.
Para ilustrar estas sugestões, apresentam-se dois modelos de roteiros:
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3.1 EM PEQUENOS GRUPOS
Utilizando o roteiro proposto a seguir, procurem identificar e comparar as
características dos tipos de experimentação que vocês vivenciaram. Responda a
cada uma das questões na tabela que se encontra em anexo.
1. Na atividade ocorreu experimentação? Em caso positivo, quem a
realizou: o professor ou os alunos?
2. Na atividade houve elaboração de hipóteses? Em caso positivo, quem a
realizou: o professor ou os alunos?
3. Na atividade as hipóteses foram verificadas? Em caso positivo, quem as
verificou: o professor ou os alunos?
4. Na atividade foram alcançadas conclusões? Em caso positivo, quem as
alcançou: o professor ou os alunos?
5. Na atividade houve aproveitamento das concepções prévias dos alunos?
6. Na atividade promove-se a correlação entre os fenômenos estudados e
seus equivalentes no ambiente?
7. Na atividade houve inter-relação entre os diferentes conceitos ou
fenômenos?
8. Na atividade promoveu-se interação entre os alunos?
9. Na atividade promoveu-se a interdisciplinaridade?
Quais as vantagens e as desvantagens que vocês identificam em cada um
dos tipos de experimentação vivenciados? Apresente as respostas na tabela a
seguir.
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TABELA: DADOS DERIVADOS DA ANÁLISE DAS ATIVIDADES DE
EXPERIMENTAÇÃO
Questão Atividade 3 Atividade 4 1
2
3
4
5
6
7
8
9
Outras características
Vantagens
Desvantagens
3.2 EM GRANDE GRUPO
Pode ser executado com o mesmo roteiro, apenas as respostas serão em
grupo.
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CAPITULO IV: SUGESTÕES DE AULAS PRÁTICAS DE BIOLO GIA
Para facilitar a execução, as atividades experimentais são detalhadas passo
a passo, precedida de revisão de conteúdo.
4.1 MITOSE
Durante a vida dos organismos multicelulares, desde a fase do ovo ao zigoto
até o momento de sua morte, ocorre um tipo de divisão celular, a mitose, que é
responsável pelo seu crescimento, desenvolvimento e pela reposição de células nos
órgãos e tecidos (SCHNEIDER; CELLA, 2009).
Levando-se em conta que a mitose deve garantir a formação de duas
células-filhas, cujo conteúdo genético é o mesmo da original, esse processo de
divisão celular implica na ocorrência de vários eventos não só durante a mitose
propriamente dita como também na interfase que a antecede no ciclo celular. De um
modo resumido, esses eventos correspondem à:
- Replicação do DNA no período S da interfase, fazendo com que todos os
cromossomos tenham duas cromátides idênticas;
- Construção pelo fuso mitótico responsável pela bipolaridade da célula e
que permite a correta orientação dos cromossomos na placa metafásica
e a posterior segregação das cromátides durante a anáfase;
- Condensação agressiva dos cromossomos, a qual facilita a sua
movimentação durante a mitose, sem que fiquem emaranhados ou que
sofram quebras;
- Citocinese ou divisão do citoplasma que se da pro mecanismos distintos
quando se trata de uma célula animal ou vegetal.
Apesar de existirem algumas particularidades no processo mitótico
dependendo dos organismos, pode-se dizer que os eventos que caracterizam uma
mitose ocorrem de modo programado no ciclo celular e são conservados do ponto
de vista evolutivo.
Durante a mitose, há grandes transformações na célula, do ponto de vista
molecular, bioquímico e estrutural, mas nem todas podem ser visualizadas ao
23
microscópio de luz, quando se empregam técnicas rotineiras de preparação e
coloração. Dentre elas, pode-se citar a duplicação dos centríolos nas duas células
animais, a montagem do fuso mitótico com seus diferentes tipos de micro túbulos a
fragmentação e posterior recomposição do envelope nuclear, o desaparecimento e o
reaparecimento do núcleo, a citocinese vegetal com a formação do fragmoplasto.
Essas modificações podem ser evidenciadas com técnicas citológicas
especiais ou com o emprego de outros tipos de microscopia, como a eletrônica de
transmissão, de polarização, e contraste de fase, sendo essas duas ultimas usadas
para se acompanhar diretamente o processo mitótico ocorrendo na célula viva.
Apesar das exigências técnicas para se estudar a mitose de modo
aprofundado, as mudanças mais marcantes que acontecem nos cromossomos
podem ser perfeitamente observadas em preparações relativas simples, obtidas com
células em divisão, e coradas de modo convencional. Alguns materiais são
particularmente adequados e fáceis de serem conseguidos, como as raízes das
plântulas, produzidas pelas germinações de sementes colocadas em ambiente
úmido ou a partir de bulbos mergulhados em água.
Nessa pratica serão analisadas laminas de células em mitose, obtidas de
raízes de Allium cepa (cebola).
A – Materiais
1. Pontas de raiz de Allium cepa (cebola);
2. Fixador Carnoy (3 partes de álcool para 1 de ácido acético)
3. Corante orceína acética;
4. Lâminas, lamínulas, estilete, pinças, lamparina, esmalte incolor, papel
filtro e microscópio.
B – Objetivos
1) Analisar as células eucarióticas na interfase e na divisão;
2) Caracterizar os fenômenos que ocorrem durante as fases da mitose.
C – Procedimento
1) Selecionar cebolas, retirando os catafilos secos e as raízes velhas;
2) Colocar as cebolas em copos contendo água, de modo que apenas a
base da cebola fique em contato com a água;
24
3) Aguardar cerca de 3 dias para que as cebolas germinem. Trocar a
água do copo diariamente;
4) Retirar com uma pinça as raízes crescidas (de 1 a 2 cm), e
armazenar em fixador 3:1 (álcool etílico: ácido acético) na geladeira
e/ou freezer. Uma semana antes de utilizá-las, transferir as raízes
para um frasco contendo orceína-acética;
5) Com uma pinça retirar uma raiz e colocar sobre uma lâmina;
6) Com o bisturi cortar a mesma deixando apenas o ápice da raiz; neste
fragmento fazer um corte com sentido longitudinal, e picotar em
pequenos pedaços; após, adicionar uma gota de orceína acética;
7) Colocar uma lamínula, em posição de 45º em relação à lâmina e ir
baixando lentamente;
8) Aquecer levemente a lâmina, contendo o material, em uma
lamparina;
9) Sobre um pedaço de papel (preferencialmente filtro), colocar a lâmina
e pressionar com força usando o polegar. Cuidar para não mover a
lamínula;
10) Retirar o excesso de corante com papel;
11) Vedar as bordas da lamínula com esmalte incolor, esperar secar;
12) Analisar em aumentos crescentes, utilizando as objetivas de 4X,
10X e 40X;
13) Esquematizar no aumento de 400X.
D – Resultados
1) Observar células nas diferentes fases do ciclo celular (interfase e
divisão);
2) Esquematizar as fases da mitose;
25
Atividade:
A partir das imagens abaixo, monte a seqüência correta em que ocorrem os
eventos da Mitose:
Fonte: Apostila de Citogenética Unesp,2009
4.2 MONTAGEM DE CARIOGRAMA
O estudo do cariótipo de um organismo requer células em divisão celular,
seja mitótica ou meiótica. Por essa razão, a obtenção de preparações citológicas
diretamente das gônadas foi o inicio da citogenética animal um dos primeiros
procedimentos empregados, nos quais fragmentos de tecido eram literalmente
esmagados entre lamina e lamínula, quando não incluídos em parafina e submetidos
a cortes histológicos.
A partir da década de 50, a citogenética teve um grande impulso com o uso
rotineiro da colchicina e do tratamento hipotônico, antes da fixação da matéria. Isso
possibilitou a obtenção de preparações cromossômicas de uma variedade de órgãos
e pudessem ser de alguma forma cultivada para oferecer células em divisão.
A colchicina é um alcalóide extraído de uma planta da família das liliáceas,
que tem propriedade de impedir a associação das tubulinas em micro túbulos, de
modo a inibir a formação e promover a desorganização do fuso de divisão. Com isso
26
a divisão celular é bloqueada na metáfase, permitindo o acumulo de muitas células
nessa fase, além de promover uma condensação adicional dos cromossomos, o que
facilita sua visualização individual. Outra conseqüência do uso da colchicina é
promover um maior espalhamento dos cromossomos no interior da célula, pelo fato
de os mesmos não se encontrarem presos aos microtúbulos.
A individualização dos cromossomos metafásicos, quando se trabalha com
espécies animais, pode ser grandemente melhorada com o tratamento prévio das
células, antes da fixação, quando uma solução que seja hipotônica em relação ao
conteúdo celular. Em geral, emprega-se uma solução salina, como a de cloreto de
potássio na concentração de 0.0075M, que é de uso corrente na citogenética animal.
O tratamento hipotônico pode ser feito também com outras soluções salinas ou não,
desde que cumpram o papel preliminar a entrada de água nas células, promovendo
a dispersão dos cromossomos.
Para facilitar o estabelecimento das características do conjunto dos
cromossomos de uma determinada espécie, ou seja, para realizar analise do
cariótipo, é usual fazer a montagem de um cariograma, complementando, se
necessário, com a construção de um ideograma.
Partindo-se de uma metáfase mitótica, o cariograma é construído,
colocando-se os cromossomos recortados lada levando-se em conta a morfologia, o
tamanho do maior para o menor, com os braços curtos voltados para cima. À
semelhança do cariograma humano, pode ser adotado o critério de se dispor os
cromossomos da espécie separadamente em grupos, de acordo com a morfologia,
mas sempre obedecendo ao tamanho decrescente dentro de cada grupo. A
padronização mantida na construção dos cariogramas pode ser útil para uma analise
comparativa dos cariótipos.
Embora o reconhecimento dos homólogos nem sempre seja seguro quando
se emprega coloração convencional, os cromossomos são, em geral, dispostos nos
cariogramas aos pares, ainda que presumidos. Havendo na espécie em estudo o
reconhecimento do sistema cromossômico sexual, seja do tipo simples ou múltiplo, é
usual colocar em separação o par sexual. O mesmo pode ser dito em relação a
cromossomos supranumerários quando presentes no cariótipo.
O ideograma corresponde a uma representação gráfica de conjunto de
haplóide de cromossomos e para sua construção, além dos valores de índice
centromérico ou razão entre os braços de cada par cromossômico, são levados em
27
conta os seus tamanhos relativos. É usual esquematizar nos ideogramas a
localização de certos marcadores citológicos, como as regiões organizadoras de
nucléolo e os sítios de heterocromatina constitutiva, se forem obtidos com técnicas
de coloração diferencial. Os ideogramas são de utilidade em especial quando os
cariótipos de varias espécies são analisados comparativamente.
Nesta prática será realizada a montagem do cariograma de uma espécie de
grilo, Eneóptera surinamensis.
A montagem do cariograma é feita, na maioria das vezes, os cromossomos
devem ser postos em ordem decrescente e aos pares. Os pares devem ser
numerados e os cromossomos homólogos tentativamente emparelhados para
facilidade de apresentação e comparação. Quando a morfologia, a caracterização
dos cromossomos poderá ser feita de acordo com a proposta de Leva (1964),
descrita a seguir:
Posição
centromérica
RB (Razão
de Braços)
IC (Índice Centro
métrico)
Designação
morfológica
Região mediana
Sensu estrito 1.0 0.50 M (metacêntrico)
Região mediana >1.0
<1.7 >0.375 m (metacêntrico)
Região submediana >1.7
<3.0
>0.250
<0.375 Sm (submetacêntrico)
Região subterminal >3.0
<7.0
>0.125
<0.250 st (subtelocêntrico)
Região terminal >7.0
<∞ <0.125 t (acrocêntrico)
Região terminal
sensu estrito
∞ 0 T (telocêntrico)
Onde: RB= q/p Ic=p/p+q p= braço curto q= braço longo
28
Cariótipo para ser montado.
Fonte Apostila de Citogenética, UNESP, 2009
A. Contar o número de cromossomos presentes na foto micrografia da
metáfase mitótica e determinar o número diplóide (2n) de cromossomos.
B. Recortar cada cromossomo e montar o cariograma.
C. Determinar a classificação morfológica dos cromossomos:
Cromossomo RB IC Morfologia
29
4.3 MEIOSE
É o processo pelo qual geralmente se formam os gametas, células
relacionadas com a reprodução sexuada. Uma célula dá origem a outras quatro,
cada uma com a metade do número de cromossomos da célula inicial.
Na atividade prática aqui indicada, propõe-se a observação de células de
testículos de Arthrópoda.
Como obter e preparar células para a observação de divisão meiótica em
testículos de Arthrópoda (gafanhoto), como a gônada masculina é mais apropriada
do que a feminina para obterem células em meiose devido a intensa divisão
observada nos testículos dos animais sexualmente maduros, é importante selecionar
os machos adultos entre os exemplares coletados. Uma distinção rápida entre os
dois sexos é a observação da região posterior do abdômen, que é curva nos machos
e plana nas fêmeas, em vista lateral.
a. Anestesiar o animal, colocando-o em um recipiente de vidro, juntamente
com um pedaço de algodão embebido em éter e clorofórmio.
b. Com uma lâmina de barbear, fazer um corte na região abdominal do
exemplar macho adulto ou sub-adulto, com o auxilio de uma pinça, retirar
o testículo. Colocá-lo em solução fisiológica de insetos.
c. Transferir o testículo para água de torneira por 3 minutos ou para solução
fisiológica para insetos + água de torneira, na proporção 1:1, por 15
minutos, para proceder a hipotonização.
d. Fixar o testículo em Carnoy preparado no momento do uso com álcool
metílico e ácido acético, na proporção 3:1, durante 30 minutos (tempo
mínimo). O material mantido nesse fixador pode ser guardado na
geladeira por muito tempo.
e. Separar uma porção do testículo e colocá-la sobre uma lâmina limpa com
uma gota pequena de acido acético a 45%.
f. Macerar o material com o auxilio de um bastão de metal ate obter uma
solução bem fina. Secar a lâmina em uma placa de metal aquecida
(aproximadamente 40º) ou passá-la de leve várias vezes na chama de
uma lamparina, até a secagem do líquido.
g. Corar a lâmina com solução de Giemsa a 3% (40 ml de água destilada,
1.5 mL de Giemsa, e 1.5 mL de tampão fosfato pH 6.8), durante 15
30
minutos, lavar em água destilada, e secar a lâmina ao ar, ou pingar uma
gota do corante orceína acética a 1%, cobrir com lamínula, e esperar por
cerca de 10 minutos; após esse tempo, mergulhar a lâmina em álcool
100º para a retirada da lamínula e secar ao ar.
h. Após a secagem da lâmina observar ao MO.
i. Com as foto micrografias abaixo, monte a seqüência correta dos eventos
da meiose
Meiose parte 1
Fonte: Apostila de Citogenética, UNESP, São Paulo,2009
31
Meiose parte 2
Fonte: Apostila de Citogenética, UNESP, São Paulo,2009
Responda as seguintes questões:
1. Qual é o número da espécie de gafanhoto estudada?
2. Quantos cromossomos existem em cada pólo celular nas células em
metáfase I e II da espécie analisada?
3. Discuta como é possível diferenciar na lâmina as células em metáfase I,
em metáfase II e em metáfase mitótica.
32
4.4 OBSERVAÇÃO DO TECIDO EPITELIAL
Tecido Epitelial animal – mucosa bucal
Material: Microscópio, lâmina, lamínula, palito, azul de metileno e conta
gotas.
Procedimento: Quebre a pontinha do palito, e com esta extremidade raspe a
parte interna de sua bochecha. A seguir, esfregue o palito no meio da
lâmina, esparramando o material. Pingue uma gota de água e coloque a
lamínula sobre o material. Bata ligeiramente com o dedo sobre a lamínula
para remover quaisquer bolhas de ar que possam estar no material.
Observe ao microscópio. Depois retire a lamina do microscópio. Levante a
lamínula e pingue uma gota de azul metileno. Observe novamente ao
microscópio. Desenhe no espaço ao lado o que você viu.
� Observação da epiderme da cebola
Coloque uma gota de água no centro da lâmina.
Destaque pequeno pedaço de uma das epidermes. Coloque-a sobre a gota
de água da lâmina, de forma que fique bem distendido (distenda o tecido
com o pincel). Cubra a preparação com a lamínula.
Observa a preparação ao microscópio com as objetivas de menor aumento e
de aumento médio.
� Baseando-se nas observações seguintes
As células da epiderme têm contorno bem definido?
O que se desenvolve no interior das células?
Represente em um desenho esquemático uma das células observadas.
Identifique a parede celular e o núcleo.
Calcule e anote a ampliação das células ao microscópio, vista com a objetiva
em aumento médio.
Encoste uma tira de papel-filtro em uma das bordas da lamínula, para retirar
33
a água da preparação. Assim que esta começar a ser absorvida, pingue,
junto ao bordo oposto, uma gota de lugol que entrará a preparação
substituindo a água retirada. Observe novamente a preparação ao
microscópio.
Nas células coradas, há uma estrutura que se destaca, é o núcleo muscular.
A forma do núcleo é bem definida?
É possível distinguir uma membrana limitando essa estrutura?
O que se vê no interior do núcleo?
Esquematize o que você viu no Mo.
4.5 DESMINERALIZAÇÃO ÓSSEA
Material: Um osso fresco de coxa de frango., um copo, um pouco de solução
de acido clorídrico a 5% (que você pode comprar na farmácia).
Procedimento: Mergulhe o osso na solução de acido clorídrico.
Observações: Depois de uns três dias, você vai ver que o osso ficou mole e
flexível.
Interpretação: O acido clorídrico reagiu com os sais minerais do osso. Neste,
ficou apenas a parte orgânica, a proteína denominada osseína.
Responda:
- Porque o osso ficou mole e flexível?
Se você ferver o osso usado na experiência anterior num recipiente com
água, verá que ele perde sua forma e se transforma numa massa mole, gelatinosa.
Resfriando-se essa massa, ela volta a se solidificar. A gelatina usada para fazer
doces pode ser tirada de ossos de animais.
Coloque outro osso de galinha diretamente na chama do fogão ou aqueça-a
numa vasilha sem água, por cerca de 5 minutos. Você vai ver que ele não mudará
de forma, mas ficará mais leve e fácil de quebrar. Ele fica quebradiço porque o calor
destrói a osseína, restando apenas os sais minerais.
34
Responda:
- Por que o osso fica mais leve?
4.6 CULTURA E OBSERVAÇÃO DE FUNGOS
Há fungos visíveis a olho nu, como os cogumelos, e outros cujas estruturas
só é visível com lupa ou microscópio, como os bolores.
Para obtê-los, qualquer alimento serve de isca. Os cogumelos geralmente
crescem sobre os troncos velhos, esterco ou em terra rica em materiais orgânicos
em apodrecimento.
Em qualquer caso, os fungos sempre preferem bastante umidade, havendo
até espécies aquáticas.
Os bolores são fungos pequenos que crescem nos mais diversos materiais
orgânicos. Como exemplo curioso, há um tipo de fungo que cresce sobre lentes de
maquina fotográficas, alimentando-se principalmente da cola usada para fixá-las a
máquina.
Os fungos mais fáceis de cultivar são os bolores. Além disso, apresentam
formas e cores muito curiosas e até bonitas.
As praticas a seguir são apenas algumas sugestões de cultivo. A partir
destas poderão ser criadas muitas outras.
4.6.1 Preparação dos Meios de Cultura
4.6.1.1 Cultura em frutos
Material:
� tomate maduro;
� laranja madura;
� dois pratos fundos cobertos por outros dois;
� etiqueta;
� papel-toalha.
35
Procedimento:
� Corte o tomate e a laranja ao meio.
� Coloque, sobre o papel-toalha umedecido, o tomate em um prato e a
laranja em outro.
� Cubra os dois pratos e fixe as etiquetas com data, classe e equipe.
4.6.1.2 Cultura em pão
Material:
� Fatias de pão;
� Prato fundo coberto por outro;
� Papel toalha;
� Etiqueta;
Procedimento:
� Coloque o papel-toalha sobre o prato fundo e umedeça.
� Ponha poucas fatias de pão sobre o papel úmido.
� Etiquete e coloque o prato em local sombrio.
� Mantenha o papel úmido.
4.6.1.3 Observação Microscópica
Material:
� 1 pinça;
� Laminas;
� Lamínulas;
� Microscópio (aumento de 200 vezes).
Procedimento:
� Coloque uma gota de água no centro de três lâminas;
� Com a pinça, retire um pouquinho de bolor que cresceu em cada cultura
e coloque cada um em uma lamina, sobre a gota de água;
� Cubra a matéria com a lamínula;
36
� Observe o bolor com o menos aumento do microscópio;
� Observe com o aumento médio. Há bolinhas dispersas em todo campo
visual? Elas fazem partes dos fungos?
� Desenhe e descreva o que observa em aumento médio. Verifique se os
bolores são formados por fios, as hifas. Há hifas que ficam horizontais à
superfície do alimento. De espaço a espaço ocorrem hifas verticais, que
se dirigem para o alimento ou para fora.
4.7 TESTE DE TIPAGEM SANGUÍNEA
Atividade:
Arranje, num laboratório de analises clinicas, dois frascos contendo
respectivamente aglutinina anti-A e anti-B. Pingue uma gota de cada tipo de
aglutinina numa lamina de vidro e, sobre cada uma delas, uma gota de sangue do
tipo desconhecido. Você concluirá então que:
Se o sangue for aglutinado pelas duas aglutininas, ele será do tipo AB, que
contem os dois aglutinogênios.
Se não houver aglutinação, o sangue será do tipo O, pois este não possui
aglutinogênios.
Se houver aglutinação somente com a aglutinina anti-A, o sangue será do
tipo A, pois só este contém aglutinogênio A.
Finalmente, se houver aglutinação apenas com a aglutinina anti-B, o sangue
será do tipo B, pois somente este possui aglutinogênio B.
Faça o desenho esquematizando a aglutinação dos diferentes tipos
sanguíneos observados.
4.8 OS PROTOZOÁRIOS. AS EUGLENÓFITAS. AS CRISÓFITAS. AS PIRRÓFITAS
4.8.1 Observando Protistas em Infusão.
Se você possui um microscópio (ou existem microscópios no seu colégio),
faça uma infusão e observe, ao vivo, alguns protistas. Faça assim:
37
Recolha num recipiente aberto (pirex, prato fundo ou vibro de boca larga)
certa quantidade de água de um lago de praça pública. Procure a água bem suja,
com aquele limo verde. Ali é que estão mais numerosamente os protistas.
Pique algumas folhinhas de alface na água. Elas vão se decompor e dar
mais matéria nutritiva para os protistas.
Deixe a sua infusão descoberta por uns cinco ou seis dias em ambiente
claro, mas não disposto diretamente ao sol.
Tome uma lâmina (pode ser comprada em drogarias). Coloque sobre ela
uma gota de sua infusão. Procure colhe-la na sua parte mais suja da infusão. Cubra
com uma lamínula (também se compra em uma drogaria).
Focalize a sua lâmina ao microscópio. Primeiro em pequeno aumento,
depois em grande aumento. Peça auxílio ao seu professor, Mesmo porque, além de
protistas, você poderá surpreender outros microrganismos, que, sem o seu mestre,
não saberá identificar. É uma investigação fascinante, entrar no diminuto mundo dos
micróbios.
Entre os protozoários o mais comum que você vai encontrar é o
Paramecium, que tem o formato de uma palmilha de sapato. Ele nada muito
rapidamente. Ás vezes, para. Encurta-se. Estica-se. E vai em frente. Talvez você
veja algumas amebas e outros protozoários como:
� Paramécio (Paramecium aurelia) – ciliado;
� Ameba (amoeba proteus) – com pseudópodos;
� Estêntor (Stentr coeruleus) – ciliado com forma de trombeta;
� Estiloníquia (Stilonychia mytilus) – ciliado;
� Eu glena (Euglena viridis) – euglenófita e autótrofa;
� Algas e detritos.
4.8.2 Bactéria do Iogurte
Material de Laboratório:
� Microscópio de luz;
� Lâminas;
� Lamínulas;
� Papel absorvente;
38
� Conta-gotas ou pipeta;
� Recipiente com água;
� Palito de dente.
Material Biológico:
� Iogurte natural.
Objetivo:
� Conhecer a morfologia de procariotos e sua organização.
Método:
1. Colocar uma gota de iogurte natural sobre uma lamina;
2. Pingar uma gota de água e homogeneizar com o auxilio de um palito de
dente;
3. Iniciar a colocação da lamínula em posição de 45º com relação á lâmina
e ir abaixando lentamente até que a mesma fique totalmente sobre a
lâmina, evitando a formação de bolhas de ar;
4. Caso haja excesso de líquido, retirar com papel absorvente, para manter
a lamínula fixa;
5. Proceder às etapas de focalização, utilizando as objetivas de 4x, 10x, 40x
e 100x e analisar na objetiva de 100x, esquematizando o desenho;
6. As bactérias do iogurte são extremamente pequenas, com isso, para
facilitar a visualização, abaixar um pouco o condensador do MO e fechar
o diafragma-íris;
4.9 OBSERVAÇÃO DA MEMBRANA PLASMÁTICA – HEMÁCIAS
Material Biológico:
� Microscópio de luz;
� Lâminas;
� Lamínulas;
� Papel absorvente;
� Conta-gotas ou pipeta;
39
� Recipiente com água;
� Algodão;
� Microlancetas descartáveis e estéreis;
� Álcool iodado (para desinfecção dos dedos);
� Soluções de Cloreto de Sódio (NACL 0,2% , 0,7% e 1,5%).
Objetivo:
Analisar a morfologia das hemácias frente a diferentes soluções salinas,
obtendo-se um evidencia indireta da presença da membrana plasmática.
Método:
� Lavar bem as mãos e limpar o dedo indicador com a solução de álcool
iodado;
� Perfurar o dedo anular com a microlanceta;
� Retirar três gotas de sangue do dedo e transferir para três laminas
diferentes limpas;
� Em uma das laminas pingar uma gota de NaCl 0,2%, homogeneizar e
colocar a lamínula, iniciando sua posição com um ângulo de 45º com
relação à lamina e ir abaixando lentamente até que a mesma fique
totalmente sobre a lamina, evitando a formação de bolhas de ar;
� Em outra lamina pingar uma gota de NaCl0, 7%, homogeneizar e colocar
a lamínula como já descrito no item anterior;
� Na terceira lamina colocar uma gota de NaCl 1,5 % e repetir o processo;
� Analisar em aumentos crescentes;
� Esquematizar no aumento 100x, a morfologia das hemácias nos meios
isotônico, hipotônico e hipertônico;
4.10 EXTRAÇÃO DO DNA
Material Biológico:
� Bulbo de cebola.
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Material de laboratório:
� Tesoura;
� Banho-maria ;
� Funil;
� Tubos de ensaio;
� Bacia;
� Béquer;
� Papel filtro;
� Álcool 95% gelado;
� Gelo;
� Água;
� Detergente;
� Sal de cozinha.
Método:
� Pegar uma cebola grande e picar em pedaços quadrados de
aproximadamente meio centímetro;
� Misturar em um béquer: 10 ml de detergente com 3 gramas de sal e
acrescentar água em quantidade suficiente para completar 100 ml de
solução. Mexer bem;
� Adicionar a esta solução a cebola picada, levar para aquecer em banho
maria por 15 minutos a 60 ºC;
� Em seguida, esfriar rapidamente a solução em uma bacia com gelo;
� Coar a mistura em um papel filtro ( tipo o de café);
� Jogar fora o ‘bagaço” e colocar o liquido resultante em um ou mais tubos
de ensaio;
� Despejar delicadamente, pelas bordas do tubo de ensaio, o álcool 95%
gelado;
� Verificar que o DNA “sobe” para o etanol, no qual não é solúvel, ficando
preservado;
� Esquematizar.
41
4.11 ESTUDO DA CIRCULAÇÃO DO SANGUE EM CAPILARES SANGUÍNEOS DE
UM GIRINO
O girino é a larva do sapo ou da rã, encontrada com muita freqüência nas
lagoas, córregos ou pântanos. Ele é chamado também de sapinho.
Procure pegar alguns girinos e coloque-os em um copo, Leve-os ao
laboratório de sua escola ou, se você dispõe de um microscópio, mantenha-os em
casa.
Como proceder:
Com a ajuda de uma pinça, pegue um girino e coloque-o em uma lamina,
procure mantê-lo sempre molhado. Pra isto, cubra-o com um algodão embebido em
água, deixando somente a cauda de fora.
Ponha a lamina no microscópio; focalize a cauda com precisão e comece a
fazer suas observações. Procure identificar os glóbulos vermelhos. São corpúsculos
mais ou menos elípticos que se movimentam dentro do capilar.
Agora, veja se você consegue observar os glóbulos brancos. Eles são
esféricos.
4.12 TERRÁRIO
Material:
Cuba de vidro de 15 cm de altura (com tampa), cascalho fino, terra de
jardim, plantinhas de sombra, alface, algumas minhocas, lesmas e caracóis.
Procedimento:
Monte um terrário colocando na cuba uma camada de cascalho (1 cm de
altura). Sobre ela ponha terra de jardim (cerca de 6 cm). Plante alguns vegetais
adaptados à sombra e a umidade. Molhe bem. Por ultimo, coloque as minhocas, as
lesmas ou os caracóis. Todo o dia ponha uma folha nova de alface. Tampe o terrário
e mantenha-o em local bem iluminado. Cuide para que a terra fique sempre úmida,
mas não encharcada.
Observação e interpretação: Durante um mês faça observações diárias no
terrário, tentando localizar os animais ali colocados e anotando o seu
comportamento.
42
Você dificilmente verá as minhocas, que permanecerão provavelmente
embaixo da terra. As lesmas e os caracóis poderão ser vistos. Eles serão atraídos
pelas folhas de alface, que lhes servirão de alimento.
4.13 RESPIRAÇÃO INSETOS
Material:
Dois tubos de ensaio com rolha, estampe para tubos de ensaio, água filtrada,
azul de bromotimol, conta-gotas, algodão, algumas moscas ou outros insetos.
Procedimento:
Coloque água filtrada até a metade de cada um dos tubos. Pingue algumas
gotas de bromotimol, até que a água fique azulada. Em um dos tubos introduza um
chumaço de algodão até um pouco acima do nível da água e três ou quatro moscas.
Arrolhe os dois tubos e os coloque na estante. Aguarde dois dias.
Observação e interpretação: Depois de dois dias, a água do tubo com
moscas deverá ter-se tornado amarelada. Isso ocorre porque o azul de bromotimol
muda de cor em presença de CO2 e este eliminado dentro do tubo que contem
insetos, pois eles estão sempre respirando.
4.14 RECONHECIMENTO DE HEMÍPTEROS, FITÓFAGOS, ENTOMÓFAGOS E
HEMATÓFAGOS.
Características gerais dos hemípteros:
Seus caracteres principais encontram-se no aparelho bucal sugador
pungintivo e na forma de principais par de asas, que são duras e coriáceas na
metade anterior, moles e membranosas na posterior (hemiélitros). A tromba dos
hemípteros se origina em um prolongamento da cabeça, na frente dos olhos,
recurvando-se então para baixo. Quase todos os hemípteros possuem glândulas
odoríferas, cuja secreção tem cheiro de nauseabundo o chamado cheiro de
percevejo. Tamanho dos hemípteros é variável e desenvolvem-se por metamorfose
incompleta (hemimetábolos).
43
Prática:
As espécies terrestres dos hemípteros podem nutrir-se de três modos:
� Sugando sangue de vertebrados (hematófagos – bicho-barbeiro).
� Observe: tromba reta, com três segmentos, nunca ultrapassando o
primeiro par de patas.
� Sugando os humores internos de outros insetos (entomófagos–
predador).
� Observe: tromba curta e curva, em forma de garra.
� Sugando a seiva das plantas (fitófagos – percevejos de jardins).
� Observe: tromba comprida e reta, ultrapassando o primeiro par de patas.
4.15 OBSERVANDO A 1ª LEI DE MENDEL COM DROSOPHILAS
Material Biológico:
� Drosóphilas vestigiais e Selvagens
Material de laboratório:
1. Vidro transparente;
2. Uma bucha de algodão;
3. Meio de cultura de fubá ou banana;
4. Éter.
Receita do meio de Cultura de fubá:
Ingrediente 1 receita’ 1.5 receita 2 receitas 2,5 receita Fubá 70 g 105 g 140 g 175 g
Farinha 100g 150g 200g 250g Maisena 20g 30g 40g 50g Açúcar 50g 75g 100g 125g
Fermento 50g 75g 100g 125g Gelatina 10g 15g 20g 25g
Agar 5g 7,5g 10g 12,5g Nipargin 10ml 15ml 20ml 25ml
Timol 10ml 15ml 20ml 25ml Água 1000ml 1500ml 2000ml 2500ml
44
Dissolver o Agar em 600ml de água fria. Agitar bem e levar ao fogo.
Adicionar o açúcar e levar a fervura. Em outro recipiente misturar bem o fubá, a
farinha e o fermento Fleishman fresco em 200 ml de água. Em 200ml de água
dissolver a gelatina e a maizena. Misturar tudo e cozinhar por aproximadamente 40
minutos.
As soluções de Nipargin e Timol devem ser adicionados ao meio
aproximadamente 10 minutos antes de desligar o fogo.
Esterilizar os vidros a 150º por uma hora com as rolhas.
Colocar nos frascos o meio ainda quente.
Usar 3 dias após o preparo.
Meio de Banana:
� Agar – 20g;
� Banana 800g;
� Açúcar 40g;
� Fermento 25g;
� Nipargin 10ml;
� Timol 10 ml.
Meio de Banana:
� Agar 10g;
� Mel ou melado 25ml;
� Fermento 25g;
� Banana 500g;
� Acrescentar após a fervura;
� Ác. Propiônico 2ml;
� Nipargin 8ml.
Procedimento:
� Com uma bola de algodão umedecida de éter, anestesiar as drosófilas
para separar.
� Com um pinça, separar as fêmeas dos machos.
� Selecionar um casal com caracteres diferentes e colocá-los no vidro
previamente preparado com o meio de cultura.
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� Entregar um vidro para cada aluno.
� Orientar para observar durante uma semana a reprodução e registrar os
fatos observados.
� Na aula marcada, trazer os vidros para fazer a contagem dos
descendentes.
4.16 PRÁTICA DE ANFÍBIOS
1ª Parte : Metamorfose do sapo
Apresentação do material pré-fixado ou montagem de um aquário através do
qual o aluno poderá observar as diferentes fases do desenvolvimento embrionário
dos anfíbios.
Metamorfose:
Girinos.
Material:
Aquário com plantas aquáticas submersas e flutuantes, girinos, espinafre
cozido ou angu de fubá.
Procedimento:
Monte um aquário com plantas aquáticas submersas e flutuantes. Coloque
nele alguns girinos e os alimente diariamente com folhas de espinafre cozido ou com
angu de fubá.
Faça observações regulares e anote as alterações que observar nos girinos.
Observação e interpretação:
Os girinos movem-se com rapidez na água. Com vinte déias de vida,
aproximadamente, começam a surgir as patas de trás. Depois de alguns dias
surgem as patas da frente. A essa altura, tem um aspecto de sapinho com cauda;
são mais esbeltos e elegantes e de cor parda.
Depois, a cauda começa a desaparecer. Ela não cai; apenas é absorvida
pelo organismo do animal, servindo para alimentá-lo, pois nessa fase da
46
metamorfose o girino permanece em rigoroso jejum.
Nos últimos dias da metamorfose, desaparecem, finalmente, as brânquias,
desenvolvem-se os pulmões e crescem os olhos. Esta completa a metamorfose.
Agora o animal voltará a respirar fora da água.
Assim que atingem esse estagio, os sapinhos devem ser retirados do
aquário e soltos em uma horta ou jardim onde poderão sobreviver. Eles precisarão
de um ambiente úmido e passarão a se alimentar de insetos.
2ª Parte : Dissecação de rã
Material usado:
���� Uma rã viva;
���� Uma bandeja de dissecação (um plástico ou um pedaço de isopor);
���� Éter, algodão;
���� Tesoura, bisturi, pinça estilete, alfinetes.
Procedimento:
� Pegue a rã, pressionando-a com os dedos polegar e indicador, logo após
as patas anteriores, impedindo-o de saltar. Coloque um pedaço de
algodão embebido em éter nas narinas do animal e cubra as glândulas
paratóides com pedaços de algodão.
� Observe o animal vivo.
� Tegumento:
- Observe e compare com o tegumento dos mamíferos, aves e répteis;
- Por que a pele é úmida?
� Cabeça:
- Observe e descreva a cabeça da rã: olhos e membrana nictante;
- Narinas;
- Boca, língua e dentes?
- Membrana timpânica externa;
- Glândulas paratóides.
� Membros
- observe a posição das patas, quantidade de dedos e calosidades;
� Movimentos respiratórios;
47
� Como sacrificar o animal;
� Pegue o animal adormecido e seccione a coluna vertebral com o estilete.
Coloque o animal no plástico com a face ventral virada para você. Para
retirar a pele faça um corte na cloaca em direção a cabeça, procurando
não atingir a musculatura. Em seguida rebata a pele com cuidado e
prenda-a com alfinetes;
� Observe:
- Vascularização da pele. Por que é assim tão vascularizada?
- Músculo peitoral e reto abdominal;
- Apêndice xifóide;
� Faça cortes longitudinais na musculatura da mesma maneira que fez com
a pele, tendo o cuidado para não atingir as vísceras logo abaixo. Rebata
a musculatura e prenda-a com alfinetes; não retire as vísceras do lugar.
� Observe:
- Coração: Quantas batidas por minuto? Quantas cavidades e quais
são?
- Pulmões
- Localize: o fígado, vesícula, estômago, intestino, reto, baço e
pâncreas.
- Como você poderia saber a dieta da rã? Qual é?
� Afastando com a pinça os elementos do tubo digestivo
- Já observados procure localizar e observar:
- Sistema renal
- Sistema genital
- A rã que você dissecou é macho ou fêmea?
3ª Parte : Efeitos dos mediadores químicos no batimento cardíaco.
Material utilizado:
� Rã viva;
� Bisturi, tesoura, placa de petri (copo);
� Mediadores químicos: adrenalina, acetilcolina, atropina;
� Solução de ringer.
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Procedimento:
� Expor o coração da rã, seccionando cuidadosamente o pericárdio;
� Seccionar os vasos da base, isolando o coração do resto o animal,
completamente;
� Colocar o coração na placa de petri contendo solução de ringer;
� Registrar os batimentos cardíacos.
Experiência:
Observar os efeitos da adição de uma gota das seguintes soluções, sobre o
batimento cardíaco:
� Uma gota de adrenalina – observe;
� Uma gota de acetilcolina – observe;
� Uma gota de atropina – observe;
Descrever os resultados obtidos e justificá-los.
4.17 PHYLUM ANNELIDA
Assunto:
Anatomia externa e interna de uma minhoca.
Material necessário:
Minhoca, estilete, álcool, pires, isopor, lupa, xérox da anatomia interna da
minhoca.
Observação interna.
Procedimento:
� Coloque o animal no álcool e depois de certo tempo retire o animal
sacrificado e coloque-o sobre o isopor.
� Descreva o animal externamente.
� Como foi sacrificado o animal?
� Depois de quanto tempo o animal parou de se mover?
� Quantos metâmeros possui sua minhoca?
� Em quais dos metâmeros se localiza o clitelo?
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Observação interna.
Procedimento:
Depois de colocado o animal no isopor, fixe um alfinete em cada
extremidade; com um estilete faça um corte longitudinal e prenda o revestimento da
minhoca com alfinetes no isopor com cuidado para não atingir nenhum órgão.
� Quais os órgãos que você observou na minhoca?
� Percebem-se os metâmeros internamente?
� Que tipo de circulação possui a minhoca?
� Localize e descreva o intestino.
4.18 DECOMPOSIÇÃO CATALÍTICA DA ÁGUA OXIGENADA
Reações químicas podem ter sua velocidade aumentada sem que seja
necessário aumentar a temperatura, a superfície de contato ou a concentração dos
reagentes.
Para isso utiliza-se um reagente adicional, denominado catalisador.
Material:
� Batata crua e cozida;
� Fígado cru e cozido;
� Dióxido de manganês;
� Água oxigenada a 10 volumes;
� Vidro de relógio;
� Um conta-gotas;
� Uma espátula.
Procedimento:
Coloque em um recipiente raso um pedaço de cada um dos ingredientes
sugeridos, goteje um pouco de água oxigenada sobre cada material. Observe o que
acontece.
Descreva o que observou em cada teste.
De tempos em tempos coloque novamente várias gotas de água oxigenada
sobre as mesmas amostras dos materiais que estão nos vidros de relógios.
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� O que se observou?
� O que são catalisadores?
� O que é uma enzima?
� A substância catalisadora presente na batata e no fígado é denominada
catálase. Esta é uma enzima?
� Dióxido de Manganês não é enzima. Justifique esta afirmação.
� Explique por que a batata e o fígado cozidos não afetam a decomposição
da água oxigenada.
4.19 DISSECAÇÃO DO CORAÇÃO
Material:
� Coração de boi;
� Tesoura com ponta ou faca;
� Pinça;
� Luva cirúrgica
Procedimento:
Antes de prosseguir a dissecação do coração, faça uma observação da sua
morfologia externa e identifique:
� O pericárdio;
� O ápice e a base do coração;
� As veias e as artérias coronárias;
� A artéria aorta;
� A artéria pulmonar;
� As veias cava superior e inferior;
� As veias pulmonares.
Coloque o coração em posição anatômica, isto, o ápice voltado a você e a
base contraria a você, apoiado na mesa pela superfície posterior.
Faça um giro de 180º, de maneira que a base fique voltada para você e a
face posterior do coração voltada para cima.
Localize as duas veias cavas e com a pinça entre em uma e saia na outra.
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Com a tesoura corte nesta orientação da pinça, indo de uma cava a outra.
Ainda pela face posterior, localize o septo interventricular (artéria e veia
coronárias fazem o limite).
Com a tesoura voltada para baixo, corte, a mais ou menos 1 cm do septo
interventricular, para o lado do ventrículo direito, indo no sentido da base para o
ápice. Chegando nele, inverta o sentido da tesoura, cortando agora do ápice para a
base, em direção do tronco para a pulmonar, ainda seguindo o septo, só que agora
pela face anterior do coração.
Retorne o coração à situação número 2.
Localize as quatro veias pulmonares.
Corte agora, no sentido horizontal, de uma veia para outra (não é necessário
cortar as quatro).
Ainda nesta posição corte no sentido vertical, dirigindo a ponta da tesoura
para o ápice do coração, afastando mais ou menos 5 cm do septo, com a ponta da
tesoura dirigida para a veia aorta.
Com as câmaras abertas observe:
� O átrio direito (as duas veias cavas dispõem-se verticalmente);
� Ventrículo direito (muito mais delgado que o esquerdo);
� Válvula tricúspide (consta de três valvas e está em altura diferente em
relação a válvula pulmonar);
� Átrio esquerdo (a superfície interna é toda lisa);
� Ventrículo esquerdo (sua parede é muito mais espessa do que o
ventrículo direito);
� Válvula mitral (tem somente duas valvas ou cúspides e está quase na
mesma altura da válvula aórtica);
4.20 AVES
Assunto:
Roteiro para dissecação e relatório.
Objetivos:
O aluno deve ter uma idéia geral da morfologia de uma ave (galinha)
relacionando-a com a do mamífero e com a do anfíbio (rato, sapo, respectivamente).
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Material necessário:
� Uma galinha viva;
� Uma bandeja de dissecação;
� Uma placa de petri;
� Tesoura;
� Bisturi;
� Pinças;
� Alfinetes;
� Estiletes.
Observe o animal vivo (particularidades da classe).
Observação da anatomia externa.
Procedimento:
Coloque o animal recém sacrificado em sua bandeja de dissecação.
Observe:
� Padrão da plumagem: patas, dorso, ventre, cabeça e asas;
� Quantos tipos de penas você pode observar: identifique as penas:
tectrizes, remiges e retrizes (coloque em uma folha os diversos tipos de
penas colocando o nome embaixo e anexe em seu relatório);
� Qual a função da pena?
� Observe a cabeça do animal: olhos, narinas, bico, língua;
� É possível determinar por características externas o sexo deste animal?
Faça uma comparação com a genitália externa de um mamífero (rato);
� Observe a cloaca e colocada dorsalmente, a glândula uropigiana;
� Que estruturas são semelhantes no tegumento da cauda do rato e nos
pés da galinha?
Observação da anatomia interna:
Procedimento:
Coloque o animal na bandeja de dissecação com a face ventral voltada para
você. Fixe as asas e patas. Retire a pele com cuidado para não atingir a
musculatura.
53
Observe:
� Os músculos peitorais. Compare com os do rato. Em qual dos dois eles
são mais desenvolvidos e por quê?
� Retire com cuidado a musculatura peitoral e observe: esôfago, papo,
traquéia...
� O externo, compare-o com o do rato. Qual a diferença? E por quê?
Observação das Vísceras:
Procedimento:
Cortando lateralmente retire o externo com a quilha, tendo o cuidado para
não ofender as vísceras - não retire as vísceras do lugar.
Observe:
� Traquéia, esôfago e papo;
� A posição relativa dos pulmões e coração;
� Fígado, moela e intestino;
� Procure isolar o sistema digestivo da ave, procedendo como a orientação
do relatório nº 4 para isolar o sistema digestivo do rato, sendo que aqui
da para ser mantida a cloaca, ao invés de cortar na porção final do
intestino. Distenda sistema digestivo na placa de Petri para melhor
observação;
� Separe a moela do resto do sistema digestivo e abra-a com o bisturi;
� Estrutura da parede interna da moela;
� Por que a moela é tão musculosa?
� Qual o conteúdo na luz da moela?
Observação do sistema UROGENITAL:
Procedimento:
Depois de retirada as vísceras, devera ter ficado aderido a parede (interna e
dorsalmente) ao longo da coluna vertebral, sistema urogenital.
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Observe:
� O rim;
� Existe bexiga urinaria?
� A ave que você dissecou é macho ou fêmea?
� Qual a diferença do sistema genital da galinha e do rato?
� Se for fêmea observe a formação dos ovos.
4.21 DISSECAÇÃO DO RIM
Material:
� Rim do porco;
� Tesoura com ponta;
� Faca;
� Pinça;
� Luva Cirúrgica.
Procedimento: Estudo da morfologia externa: Observe a forma, o tamanho e
a cor do rim de porco e faça um confronto com o rim humano.
Identifique:
� Os pólos renais: extremidade superior e extremidade inferior;
� As duas faces: anterior (mais abaulada ) e posterior ( mais plana );
� As duas bordas: uma medial (côncava) e outra lateral (convexa);
� O hilo renal;
� O pedículo renal (artéria, veia e pelve renais);
� O ureter.
Estudo da morfologia interna
Faça um corte longitudinal – plano frontal (indo da borda lateral a borda
medial), de tal maneira que divida o rim pela metade.
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Observe:
� A membrana que envolve o rim (cápsula renal);
� A camada cortical – tecido homogêneo que se distribui perifericamente –
onde predomina os glomérulos;
� A camada medular – região mais central – onde predominam os túbulos
renais.
Na camada medular encontram-se as pirâmides renais ou pirâmides de
MALPIGHI, formações cônicas, de base dirigida para a borda lateral do rim e o
ápice, arredondado, voltado em direção ao hilo. Os ápices de todas as pirâmides
renais fazem saliência no seio renal e recebem o nome de papilas renais. No cume
de cada papila renal são encontrados pequenos orifícios denominados forames
papilares. Em cada forame papilar desemboca um túbulo coletor que recebe a urina
dos nefrônios. Correspondendo a cada papila, encontramos um pequeno funil
membranáceo que se adapta a ela constituindo os cálices renais menores. Vários
cálices menores (dois, três ou mais) se juntam para formar os cálices renais
maiores. Este, por sua vez, se junta para constituírem a pelve renal (bacinete). A
pelve renal tem a forma de um funil dobrado para baixo, cujo bico se continua com
ureter.
4.22 INTENSIDADE DA OSMOSE
Material:
� Três saquinhos de diálise (tripa seca);
� Solução de sacarose nas concentrações 0,5 e 1,0 m;
� Água pura;
� Anilina;
� Três pipetas;
� Três béqueres;
� Suporte de madeira.
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Procedimento:
Encha dois saquinhos de diálise com solução de sacarose nas
concentrações 0,5 e 1,0 M e outro com água pura, todos corados com azul de
anilina ou qualquer outro corante.
Amarre a boca desses saquinhos a pipetas de 02 ml.
Coloque esses sistemas verticalmente, de maneira que o saquinho fique
mergulhado num Becker com água destilada.
Marque o nível inicial da solução no tubo, anote a hora e observe, a cada 10
minutos, até o equilíbrio.
4.23 VELOCIDADE DAS REAÇÕES QUÍMICAS
Efeito da temperatura e superfície de contato, substâncias presentes nos
comprimidos efervescentes reagem entre si ao entrarem em contato com a água.
Um dos produtos é o gás carbônico que ao escapar da solução, provoca a
efervescência.
Material:
� Comprimido efervescente;
� Béqueres de 100-150 ml;
� Água a temperatura ambiente;
� Água gelada;
� Água quente;
� Faca ou lamina de barbear.
Procedimento:
Corte o comprimento em quatro pedaços praticamente iguais. Separe dois
deles e guarde-os no próprio invólucro para serem utilizados no item três.
Coloque água gelada em um dos béqueres, até aproximadamente metade
da sua capacidade e, no outro, igual quantidade de água quente.
Jogue ao mesmo tempo um pedaço de comprimido efervescente em cada
recipiente. Compare as velocidades em que a reação se processa nessas duas
condições.
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A velocidade dessa reação depende da temperatura em que é realizada?
Triture um dos pedaços do comprimido efervescente. Lava os dois béqueres
e acrescente a cada igual quantidade de água a temperatura ambiente. Ao mesmo
tempo, despeje em um deles o material triturado e, no outro, o pedaço de
comprimido.
A reação se processa em igual velocidade nos dois béqueres?
O que você faria para que essa reação se processasse em maior velocidade
do que as observadas na experiência?
Uma indústria tem sua produção baseada em reações químicas; investiu
grandes somas para instalar sistemas de aquecimento. Que vantagens deve trazer
esta instalação?
Que incêndio deve se propagar mais rapidamente: o de depósito de uma
tonelada de carvão em pó ou de uma tonelada de carvão em pedaços? Justifique.
4.24 CONDUÇÃO DE SEIVA
Material:
Um copo, uma flor e corante.
Procedimento:
Coloque água no copo. Dissolva o corante, misturando até obter uma
mistura homogênea. Coloque a flor na solução e observe a mudança de coloração.
4.25 DISSECAÇÃO DA FLOR
Material:
Flores, lâmina de barbear, estilete e lupa.
Procedimento:
� Observe o perianto e a genitália, anotando o numero de pétalas e
sépalas.
� Observe se as peças do perianto estão livres ou soldadas.
58
� Destaque o receptáculo floral, em seguida as pétalas e as sépalas.
� Retire os estames e observe a antera, o conectivo e o filete.
� Examine a inserção do carpelo no receptáculo floral e destaque-o.
� Observe a localização do estigma, estilete e ovário.
� Faça um corte transversal no ovário e observe os óvulos e as lojas
carpelares.
� Com o estilete, coloque uma porção de grão-de-pólen numa folha branca
e observe com a lupa a sua organização externa.
4.26 OBSERVANDO CLOROPLASTOS NAS CÉLULAS DA FOLHA DE ELÓDEA.
Objetivo:
Conhecer um tipo de corpúsculo celular, típico de células vegetais.
Material:
Microscópio, folha de elódea, conta-gotas, lamina, lamínula.
Procedimento:
� Retire uma folhinha de elódea (planta aquática muito comum em
aquários) e coloque-a sobre a lamina com uma gota de água.
� Cubra o material com a lamínula.
� Observe no microscópio e faça um esquema do que vê, no circulo
abaixo.
Discussão:
� Qual o formato das células?
� Como elas se dispõem?
� Que corpúsculos foram observados dentro delas?
� Qual o aspecto dos cloroplastos?
� Os cloroplastos são imóveis ou dotados de movimento?
59
4.27 IDENTIFICAR ESTÔMATOS
Os estômatos são estruturas formadas por duas células epidérmicas,
especializadas, providas de cloroplastos. Possuem forma de rim, delimitando assim
uma fenda, ou ostíolo, por onde circulam (durante a transpiração, a respiração e a
foto síntese) o oxigênio (O2), o vapor de água e o gás carbônico (CO2). Pode haver
centenas e milhares de estômatos por centímetro quadrado!
4.28 OBSERVAÇÃO DOS ESTÔMATOS
Matéria:
� Folhas de diferentes plantas;
� Esmalte incolor (base para unhas);
� Pinça e lamina;
Preparação:
Passe o esmalte na superfície inferior da folha. Deixe-o secar e retire com o
auxilio de uma pinça. Coloque-o em contato com a porção que estava em contacto
com a folha voltada para cima, não coloque lamínula. Observe ao microscópio.
Compare diferentes plantas com relação à forma, tamanho e número de
estômatos.
4.29 OBSERVAÇÃO DE GRÃO-DE-PÓLEN
Material:
� Folhas com pólen;
� Lugol;
� Lâmina;
� Lamínula.
Preparação:
Pingar uma gota de lugol sobre a lâmina. Com o auxilio de uma pinça ou
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estilete, bata sobre as anteras até liberar os grãos-de-pólen sobre a solução de
lugol. Coloque a lamínula e observe ao microscópio.
Observe a estrutura da exina em grãos-de-pólen de diferentes flores.
4.30 OBSERVAÇÃO DO TUBO POLÍNICO
Material:
� Flores com pólen;
� Azul de metileno;
� Açúcar;
� Lamina;
� Lamínula
Preparação:
Prepare uma solução saturada de açúcar e nela coloque os grãos-de-pólen.
Deixe “algumas horas” até ocorrer a germinação. Coloque uma gota de azul de
metileno na lamina e sobre ela os grãos-de-pólen que estava na solução açucarada.
Observe ao microscópio. Observe a presença dos núcleos.
4.31 VAMOS TIRAR CLOROFILA DE UMA FOLHA?
Consiga o seguinte material:
Tubos de ensaio ou frascos de vidro transparente, álcool a 90%, um pouco
de benzina (ou de gasolina), folhas novas de vegetais, um copo e um socador ou um
pilãozinho, um pouco de areia branca.
Como proceder:
Misture as folhas com um pouco de areia e esmague no copo, utilizando o
socador. Coloque a mistura dentro de um frasco, e adicione um pouco de álcool.
Feche o frasco com o dedo e agite-o durante algum tempo. Em seguida vá
despejando o liquido em um outro frasco, tomando cuidado para não deixar cair os
pedaços de folhas que não foram triturados. Junte a esse liquido um pouco de
61
benzina (ou gasolina) e agite novamente o frasco.
Observe que:
A benzina (ou gasolina) não se misturou com o álcool e ficou boiando, pois a
sua densidade é menor que a do álcool.
No álcool ficou outras substâncias encontradas nos vegetais, como a
xantofila, que apresenta um aspecto amarelado.
4.32 PROVE QUE AS PLANTAS TRANSPIRAM
É fácil. Basta realizar a seguinte experiência:
Consiga este material:
Vaso com uma planta; saco plástico; pedaço de barbante.
Faça o seguinte:
Coloque uma das ramificações da planta dentro do saco plástico e amarre-o
na planta com o barbante. Em seguida, coloque o vaso ao sol.
Agora responda:
O que você observou?
4.33 FORMAÇÃO DO COTILÉDONE/ FOTOTROPISMO DA RAIZ E CAULE
Material:
Sementes (abóbora, rabanete, tomate, feijão, milho etc.), prato e algodão.
Procedimento:
Forre um prato com algodão e coloque as sementes por cima. Molhe todos
os dias e deixe em lugar bem ventilado, mas sem luz direta. Observe a seguinte
germinação por vários dias e anote o que acontece. Germinação
62
Observação e interpretação:
Os vários tipos de sementes vão germinar em tempos diferentes. A primeira
estrutura que aparece é a raiz. Inicialmente, ela é muito semelhante em todos os
tipos de semente, mas com o passar dos dias, elas vão se diferenciando, conforme a
planta a que pertencem.
4.34 SÍNTESE DE AMIDO: EFEITO DA CLOROFILA E DA LUZ
Procedimento:
Efeito da Clorofila :
Obtenha uma folha variegada com hibiscus sp. Faça um desenho desta
folha mostrando a forma das folhas brancas e verdes.
Mergulhe a folha em álcool etílico, até a despigmentação completa.
Coloque a folha, com a face para cima, sobre um prato de vidro de relógio e
trate-a com algumas gotas de lugol. Uma coloração azulada, quase preta indica a
presença de amido.
Efeito da luz:
Tome uma folha de hibiscus sp. De um ramo que tenha permanecido uns 3
dias no escuro com a extremidade seccionada dentro da água.
Tome uma folha da mesma espécie, cuja planta tenha permanecido sob luz
intensa.
Proceda da mesma forma relatada nas letras “B” e “C” da experiência
anterior e compare os resultados.
Observação:
A experiência pode ser conduzida com outros tipos de folhas como, por
exemplo: folha de feijão, soja, milho, etc...
4.35 OBSERVE AS CÉLULAS MACROSCÓPICAS
Material que você deve providenciar:
Uma laranja, uma faca e uma pinça.
63
Descasque a laranja e pegue um gomo inteiro.
Retire a membrana que envolve o gomo e, com a ajuda da pinça, retira os
alvéolos.
Agora, desenhe um dos alvéolos. Ele é um exemplo de células
macroscópicas.
4.36 COMO É O AMIDO?
Tente responder a essa pergunta realizando a seguinte tarefa:
Consiga este material:
Uma batatinha, uma lamina de barbear, um pouco de solução de iodo a 5%,
microscópio, lamina e lamínula, um conta gotas, um pires.
Como proceder:
� Corte uma fatia de batatinha e pingue sobre ela umas gotas de solução
de iodo. Observe que a batatinha mudou de cor, tornando-se azul-
arroxeada. Isso ocorreu porque o amido tem a propriedade de se colorir
em contato com o iodo.
� Raspe um pouco da batatinha e coloque a parte raspada sobre a lâmina,
cobrindo com a lamínula.
� Examine a lâmina no microscópio com pequeno e grande aumento:
esquematize o que você viu ao MO.
Observação:
Se não conseguir observa os grãos de amido na primeira tentativa realize a
experiência outras vezes.
4.37 OBSERVAÇÃO DA LIBERAÇÃO O OXIGÊNIO PELAS PLANTAS
Material:
Uma cuba ou outra vasilha de vidro, um funil de viro, um tubo de ensaio e
64
ramos de elódea.
Procedimento:
Coloque a elódea dentro da cuba com água, tomando o cuidado de cortar as
pontas com uma lamina de barbear nova, conservando sempre os ramos debaixo da
água. Ponha o funil emborcado sobre os ramos da planta. A ponta do funil deve ficar
submersa na água. Emborque o tubo de ensaio cheio de água sobre a ponta do
funil, de modo que não entre ar no tubo.
Coloque a cuba primeiro em local iluminado e depois em um lugar com
pouca luminosidade.
4.38 OXIGÊNIO QUE FORMA DURANTE A FOTOSSÍNTESE
Observação e interpretação: Você notará que a formação de bolhas, que
percorre o tubo de ensaio e se juntam na extremidade superior. Elas serão mais
numerosas no local mais iluminado. As bolhas são do gás oxigênio, que se forma
durante a fotossíntese.
4.39 IDENTIFICAÇÃO DOS PIGMENTOS
Material:
� Dois recipientes de vidro ou copo;
� Álcool;
� Benzina;
� Varias folhas verdes.
Procedimentos:
Corte em pedaços bem pequenos vários folhas verdes, macere-as bem e
coloque-as no recipiente.
Adicione em seguida um pouco de álcool. Este dissolvera a clorofila,
tornando as folhas incolores.
Passe o álcool com clorofila para um outro recipiente e acrescente a benzina
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Observe que dentro de pouco tempo, forme-se duas camadas:
� Uma inferior amarela (xantofila + álcool);
� Uma superior verde (clorofila + benzina);
4.40 CICLOSE
Princípios teóricos:
As células em geral apresentam um desenvolvimento citoplasmático,
denominado de ciclos. Admite-se presentemente que este movimento ocorre devido
a participação de micro filamentos presentes no citoplasma celular. A principal
função da ciclose é de promover troca de nutrientes e transporte de partículas por
todas as regiões do citoplasma celular.
Sendo este, um processo bastante ativo, há a necessidade do fornecimento
de energia, através de ATP.
Objetivos:
Observação do movimento citoplasmático.
Material:
� Pelo estaminal de flor de Setcresia (tapete-de-viúva);
� Folíolo de Anacharis sp;
� Lamínula;
� Lamina;
� Água;
� Conta-gotas;
� Pinça;
� Papel toalha;
� Vidro de relógio;
� Microscópio.
Método:
Descascar um pelo estaminal da flor Setcresia e montar entre lâmina e
lamínula, com água. Observar ao microscópio e desenhar em aumento de40x.
Utilizar o mesmo procedimento para observação do folíolo de Anacharis sp.
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REFERÊNCIAS
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BIBLIOGRAFIA BÁSICA
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TRIVELATO, José. Concepções de Alunos Sobre Fungos e Bactérias : subsídios para o ensino. São Paulo. FEUSP, 1995.
