DETERMINAÇÃO DE FIPRONIL EM MEL EMPREGANDO …HPLC Waters (Milford, MA, USA) composto por bomba...
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Universidade Federal do Rio Grande – FURGEscola de Química e Alimentos - EQA
Laboratório de Análises de Compostos Orgânicos e Metais – LACOMSeminários 2010
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DETERMINAÇÃO DE FIPRONIL EM MEL EMPREGANDO
MICROEXTRAÇÃO LÍQUIDO-LÍQUIDO DISPERSIVA
(DLLME) E CROMATOGRAFIA LÍQUIDA
Débora TomasiniOrientador: Prof. Dr. Ednei Gilberto Primel
Rio Grande, 30 de setembro de 2010.
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Tópicos abordados
• Importância e justificativa para a determinação de fipronil em mel;
•Instrumentação utilizada;
•Preparo de amostra;
• Otimização da DLLME:
-Tipo e volume de solvente extrator;
-Concentração do dispersor;
-Efeito do pH da solução da amostra;
-Concentração de NaCl;
- Influência do tempo de extração
• • Avaliação do método proposto
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Introdução
1 http://portal.anvisa.gov.br/ , acessada em Maio 20102 Kadar, A.; Faucon, J. P.; J. Agric. Food Chem. 2006, 54, 9741.3 El Hassani, A. K.; et al. Pharmacol., Biochem. Behav. 2005, 82, 30.
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Fipronil
Grupo químico: Pirazol
Classificação toxicológica: Classe II (AT)
Ingestão diária aceitável: 0,0002 mg/kg
Propriedades físico-químicas:
Kow logP= 4,0
Solubilidade em água: 1,9 g/L (pH 5,0 – 20ºC)
em acetona: 545,9 g/L
em hexano: 0,028 g/L
em diclorometano: 22,3 g/L
Estabilidade: Estável em pH 5 e 7. Levemente hidrolisado em pH9,0
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Instrumentação utilizada
1100 series LC (Agilent Technologies Inc., USA) equipped with photodiode-array detector (DAD).
Wang, 2010
HPLC Waters (Milford, MA, USA) composto por bomba 600, detector PDA
2996, válvula injetora Rheodyne, com alça de 20 µL e sistema de aquisição de dados
Empower 2® software.
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Preparo de amostra
Fortificação por 30minutos com
solução padrão de fipronil
•2,0 g de mel + 20 mL de água
Homogeneização
•Adição de 0,6 g de Na Cl
Homogeneização
•150 μL de RTIL + 50 μL de Triton X 114 -10% são injetados na
amostra aquosa
10 min. Agitação manual
•Centrifugação : 5 min / 10 000 rpm
5 μL da microgota formada são
injetados no HPLC
Wang, 2010:
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Otimização da DLLME
•Volume de solvente extrator;
•Concentração do dispersor;
•pH da solução da amostra;
•Concentração de sal;
•Tempo de extração;
•Fator de enriquecimento (EF)
•Recuperação da extração (R)
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Tipo e volume de solvente extrator
• Bom comportamento cromatográfico*;
• Maior densidade que a água;
• Capacidade de extrair os analitos;
• Baixa solubilidade em água;
• Capacidade de formar um sistema de duas fases estável quando o
solvente dispersor é injetado na solução aquosa
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RTIL: Volumes testados:
•[C4MIM] [PF6] 125, 150, 175 e 200 μL •[C6MIM] [PF6]
Wang, 2010:
Figura 1: Efeito do volume do solvente extrator nas recuperações (a) e fatores deenriquecimento (b)
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Solventes extratores testados:
• C2Cl4 (1,62 g mLμ 1)
• CCl4 (1,59 g mLμ 1)
• CHCl3 (1,47 g mLμ 1)
• CH2Cl2 (1,32 g mLμ 1)
• C6H4Cl2 (1,31 g mLμ 1)
• C6H5Cl (1,11 g mLμ 1)
Figura 2. Efeito do volume de solventeextrator (CCl4) na recuperação.
Volumes testados:
40, 60, 80, 100, 120, 140 μL
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Concentração de dispersor
0.025, 0.05, 0.075, 0.1, 0.2% de Triton X 114
Wang, 2010:
Figura 3: Efeito da concentração do dispersor
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Tipo e volume de solvente dispersor
Solventes dispersores testados:
• Acetona
• Acetonitrila
• Metanol
Volumes testados:
1,0 ; 1,5 ; 2,0 ; 2,5 ; 3,0 mL
Figura 4. Efeito do volume de solventedispersor (acetonitrila) na recuperação.
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pH da solução da amostra
Figura 5. Efeito do pH da solução da amostra na recuperação para o autor doartigo (A) e os resultados obtidos para o fipronil (B)
(A) (B)
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Concentração de NaCl
O NaCl não influenciou nas recuperações para o fipronil, mantendo-aspraticamente constantes, e por esta razão não foi adicionado o sal nos experimentos.
Figura 6: Efeito da concentração de NaClnas recuperações
Wang, 2010:
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Influência do tempo de extração
Figura 7: Efeito do tempo de extração
Wang, 2010:
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Avaliação do método
Curva trabalho e análises de amostras fortificadas :
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Figura 8: Cromatogramas obtidos para o branco da amostra (A) e aamostra fortificada (B)
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Nível de fortificação
(mg kg-1)
Recuperação
(%)
RSD
(%)
0,03
0,06
72,5
70,7
11,2
7,3
0,15 101,1 7,1
Tabela 1. Resultados de exatidão e precisão intralaboratorial dométodo para os 3 níveis analisados
Resultados obtidos para n= 9
O fator de pré-concentração do método foi 50;
Os limites de detecção e quantificação foram de 0,01 mg kg-1 e 0,03 mg kg-1, respectivamente.
A curva trabalho foi construída numa faixa linear de 0,03 mg kg-1 a 0,25 mg kg-1, com um valor de r> 0,99
Resultados de exatidão e precisão intralaboratorial:
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Nível de fortificação
(mg kg-1)
Efeito Matriz
(%)
0,03
0,06
101,1%
92,8%
0,15 98,5%
Tabela 2. Avaliação do Efeito Matriz para o fipronil
100% ãoáreadopadr
cadoatofortifiáreadoextrEM
Efeito Matriz 4
4 Kruve, A. et al. J. Chromatogr., A. 2008, 1187, 58.
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Figura 9: Cromatogramas obtidos da amostra fortificada,demonstrando a pureza do pico para o fipronil (A) e comparando-se aamostra fortificada com a solução padrão de fipronil (B)
(A)
(B)
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Aplicabilidade do método para diferentes tipos de méis;
Comparação com o método QuEChERS:
QuEChERS DLLME
LOQ 0,6 mg/kg 0,3 mg/kg
R (%) 76,3 – 87,7 70,7-101,1
RSD (%) 5,9-10,8 7,1-11,2
Efeito Matriz (%) -12,9 / - 27,2 -7,2 / + 1,1
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• O preparo de amostra por DLLME é rápido, simples e apresenta um baixo
consumo de solventes orgânicos.
• Através do fator de pré-concentração da técnica, foi possível atingir níveis
baixos de quantificação para o fipronil.
• Através das análises por HPLC-DAD foi possível escolher o comprimento de
onda de máxima absorção para o fipronil e determinar a pureza dos picos
cromatográficos, garantindo assim uma maior confiabilidade do método.
• O método mostrou-se exato e preciso, porém não apresentou robustez, não
sendo apropriado para análises de matrizes complexas como o mel;
• Não foi possível realizar a reprodutibilidade do método com a mesma massa de
mel utilizada;
Conclusões
1. Caldas, S. S; Demoliner, A.; Primel, E.G; J. Braz. Chem. Soc. 2009, 20, 1, 125.
2. Blasco, C; Fernández, M.; Pena, A.; Lino, C.; Silveira, M. I.; Font, G.; Picó, Y.; J. Agric. Food Chem. 2003, 51, 8132.
3. Mukherjee, I.; Bull. Environ. Contam. Toxicol. 2009, 83, 818.
4. http://portal.anvisa.gov.br/ , acessada em Maio 2010.
5. http://agrofit.agricultura.gov.br/agrofit_cons/principal_agrofit_cons, acessada em Maio 2010.
6. Belitz, H.D.; Grosch, W. Química de los alimentos. 2ª ed., Acribia, S.A: Espanha, 1997.
7. Kujawski, M. W.; Namiesnik, J.; Trends Anal. Chem. 2008, 27, 9, 785.
8. Pyrzynska, K.; Biesaga, M.; Trends Anal. Chem. 2009, 28, 7, 893.
9. Yao, L.; Jiang, Y.; D'arcy, B.; Singanusong, R.; Datta, N.; Caffin, N.; Raymont, K.; J. Agric. Food Chem. 2004, 52, 210.
10. Hermosín, I.; Chicón, R. M.; Cabezudo, M. D.; Food Chem. 2003, 83, 263.
11. Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística (IBGE); Produção da Pecuária Municipal 2008, 2008. Produção da Pecuária Municipal - 2008
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13. Kadar, A.; Faucon, J. P.; J. Agric. Food Chem. 2006, 54, 9741.
14. Jiménez, J. J.; Bernal, J. L.; Nozal, M. J.; Martín, M. T.; Mayo, R. J. Chromatogr., A . 2008, 1187, 40.
15. El Hassani, A. K.; Dacher, M.; Gauthier, M.; Armengaud, C.; Pharmacol., Biochem. Behav. 2005, 82, 30.
16. Rial-Otero, R.; Gaspar, E. M.; Moura, I.; Capelo, J.L.; Talanta, 2007, 71, 503.
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19. Sánchez-Brunete, C.; Albero, B.; Miguel, E. Tadeo, J. L.; J. AOAC International. 2002, 85, 1,128.
20. Rissato, S. R.; Galhiane, M. S.; Knoll, F. R. N.; Apon, B., M.; J. Chromatogr., A . 2004, 1048, 153.
21. Rezaee, M.; Assadi, Y.; Hosseini, M. R. M.; Aghaee, E.; Ahmadi, F.; Berijani, S.; J. Chromatogr., A. 2006, 1116, 1.
22. Caldas, S. S.; Costa, F. P.; Primel, E. G.; Anal. Chim. Acta. 2010, 665, 55.
23. Chen, H.; Chen, H.; Ying, J.; Huang, J.; Liao, L.; Anal. Chim. Acta. 2009, 632, 80.
24. Wang, Y.; You, J.; Ren, R.; Xiao, Y.; Gao, S.; Zhang, H.; Yu, H.; J. Chromatogr., A. no prelo
25. Agência Nacional de Vigilância Sanitária (ANVISA); Guia para Validação de Métodos Analíticos e Bioanalíticos, RE nº 899, de 29 de maio de 2003.
26. Kruve, A.; Künnapas, A.; Herodes, K.; Leito, I.; J. Chromatogr., A. 2008, 1187, 58.
27. Ribani, M.; Bottoli, C. B. G.; Collins, C. H.; Jardim, I. C. S. F.; Quim. Nova, 2004, 27, 5, 771. 24
Referências: