UNIVERSIDADE JOSÉ DO ROSÁRIO VELLANO – UNIFENAS CURSO DE FARMÁCIA

DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO

SIMONE SONARA OLIVEIRA SUZANA SAMARA OLIVEIRA

MARCUS HENRIQUE LILIANA APª. OLIVEIRA

HENRY LANOICAR PIRES MARINE BITTENCOURT

PROF. KLAUBER

DIVINÓPOLIS – MG 2007

ANÁLISES DE AMOSTRAS FECAIS

Exame macroscópico

As amostras de fezes não preservadas devem ser examinadas macroscopicamente

para determinar a consistência, o odor, a cor, a presença ou ausência de sangue, de muco,

de proglotes e de vermes adultos ou outras condições anormais. Consequentemente, o

exame macroscópico deve sempre anteceder o exame microscópico. O material fecal varia

quanto a sua consistência, e geralmente é classificado em fezes formadas, semi-formadas,

pastosas ou líquidas diarrêicas.

Os trofozoítos são usualmente encontrados nas fezes líquidas, nas pastosas ou nas

mucosanguinolentas, enquanto que os cistos são diagnosticados nas fezes formadas ou

semiformadas. Ovos e larvas de helmintos podem estar presentes em todos os tipos de

amostras fecais; entretanto, eles podem ser mais dificilmente encontrados em espécimes

líquidos e, se presentes, em pequeno número. As formas móveis de protozoários se

degeneram mais rapidamente do que as formas císticas; por esta razão, é de extrema

importância que o estudo de espécimes fecais seja realizado o mais rápido possível. A

consistência das fezes não interfere na distribuição dos ovos e das larvas de helmintos,

apesar de nas amostras líquidas haver uma distribuição relativa do número de ovos, devido

ao fator de diluição. As fezes devem ser distribuídas no laboratório quanto a sua

consistência. O material fecal líquido ou pastoso deve ser examinado primeiro, sendo

seguido pelos espécimes semiformados e formados. Registrar a presença de sangue e muco

nas amostras fecais, os quais podem indicar manifestações patológicas do trato

gastrointestinal. O sangue oculto nas fezes pode estar relacionado com uma infecção

parasitária, ou ser um resultado de outras condições anormais.

A ingestão de diferentes produtos químicos, medicamentos ou alimentos pode

atribuir às fezes colorações variadas. O exame macroscópico pode ser realizado pela

simples observação ou pela tamização, as quais, em muitos casos, são suficientes para

estabelecer um diagnóstico final.

Simples Observação

Examinar e revolver todo o material fecal com bastão de vidro. Anotar todas as

características observadas e coletar os vermes adultos ou proglótes de tênias dejetadas.

FiG 1. Distribuição de cistos e trofozoitas em relação à consistência do material fecal.

Tamisação

Emulsionar as fezes com água. Coar a emulsão através de peneira metálica. Este

procedimento deve ser realizado em uma pia, servindo-se de um jato de água corrente.

Vermes adultos como o Ascaris lumbricoides e Enterobius vermicularis são encontrados

frequentemente misturados ou na superfície das fezes, como também as proglótides de

tenias. Outros helmintos como o Trichiuris trichiura, ancilostomídeos e Hyminolepis nana

são depositados no bolo fecal após o início do tratamento. Frequentemente poderão ser

encontrados helmintos adultos nas amostras fecais e ausência dos ovos. Esses processos

macroscópicos são vantajosos para a demonstração e coleta de pequenos helmintos, de

proglotes e de escólices.

Identificação de Proglótides de Taenia

Dois métodos são indicados para a identificação de proglótes de Taenia: o àcido

acético e o de CAMPOS (AMATO NETO & CORREA, 1980).

Método do Ácido Acético Glacial:

1. Colocar em uma placa de Petri, contendo ácido acético glacial, a proglote a ser

identificada, durante 15 a 20 minutos.

2. Após o período, comprimi-la entre lâminas.

3. Examinar sob iluminação intensa.

Método de CAMPOS:

1. Dissolver três comprimidos de metoquina em 5 ml de água destilada-deionizada.

2. Mergulhar nesta solução, durante 15 minutos, a proglote a ser identificada.

3. Após este período, comprimi-la entre lâminas.

4. Examinar sob iluminação intensa.

Exame Microscópico

Exame de esfregaço a fresco pelos métodos diretos é o método mais fácil e, talvez,

o mais usado na rotina do laboratório, permitindo visualizar os estágios de diagnóstico dos

protozoários (trofozoítas e cistos) e dos helmintos (ovos, larvas e pequenos adultos). Para

uma diagnose absoluta é necessário observar o parasita em um de seus estágios de

evolução. O simples exame microscópico é, em muitos casos, suficientemente para o

diagnóstico. Entretanto, para a obtenção de melhores resultados será necessário o uso de

técnicas de concentração, ou seja, processos mecânicos e/ou biológicos.

Exame Direto a Fresco

O exame direto a fresco é um procedimento simples e eficiente para o estudo das

fezes, permitindo observar as formas trofozoíticas vivas dos protozoários. Este

procedimento coprológico jamais deve ser omitido. As preparações a fresco são obtidas

diretamente dos espécimes fecais e requerem o mínimo de material (2 mg) para cada

método de exame . Todos os estágios de diagnóstico dos organismos, pelo uso de diferentes

soluções, podem ser determinados e identificados. Os esfregaços com fezes frescas e não

fixadas são rotineiramente preparados com as soluções salina a 0,85% e de iodo.

Entretanto, se o número de organismos for pequeno, o exame de pequena quantidade de

fezes usadas para a preparação de esfregaços a fresco pode ser insuficiente para revelar a

presença de parasitas. Os esfregaços deverão ser sistemática e completamente examinados

através da objetiva do microscópio de pequeno aumento (10x) e com pequena intensidade

de luz. A confirmação dos parasitas deve ser realizada com a objetiva de grande aumento

(40x).

Exame Direto para a Pesquisa de Ovos de Helmintos (KATO & MIURA,

1954).

Método:

1. Colocar 60 a 70 mg de fezes (tamanho de um grão de feijão preto) em uma lâmina

de microscopia.

2. Cobrir as fezes com lamínula e celofane (embebida em solução aquosa de verde de

malaquita a 3%), após a remoção do excesso do corante.

3. Comprimir a lamínula, com uma folha de borracha macia, e espalhar o material com

uniformidade até as margens da cobertura de celofane. Examinar ao microscópio.

TÉCNICA DE CONCENTRAÇÃO

TÉCNICA DE FLUTUAÇÃO

FLUTUAÇÃO SIMPLES

Flutuação em Solução Saturada de Cloreto de Sódio (WILLIS, 1921)

1. Colocar uma quantidade de fezes de aproximadamente 1 a 2 g. coletada de várias

partes do bolo fecal, em pequena cuba de vidro de 3 cm de diâmetro com

capacidade aproximada de 20 ml. Completar ¼ da capacidade do recipiente com

solução saturada de cloreto de sódio.

2. Suspender as fezes na solução saturada salina até haver uma total homogeneização.

3. A lamínula deve ficar em contato com o menisco durante 30 a 45 minutos; não

deverá haver formação de bolhas de ar entra a lamínula e a superfície do líquido. A

gota contendo os ovos se adere à face inferior da lamínula .

4. Remover a lamínula e inverter rapidamente a sua posição sobre uma lâmina.

5. Examinar ao microscópio com objetiva de pequeno aumento.

Observações: Os ovos não flutuam na superfície do reagente quando a

homogeneização do material fecal é incompleta, havendo uma imperfeita separação dos

ovos e dos detritos fecais. A flutuação é muito curto ( menos de 30 minutos ) ou muito

longo ( mais de 60 minutos ). Nesse caso os ovos que flutuam na superfície podem descer

para o fundo da pequena cuba ( Suzuki, 1980 ).

CENTRÍFUGO-FLUTUAÇÃO

Centrifugo - Flutuação em solução de Sulfato de Zinco (FAUST et al. 1938).

A: Material fecal fresco

1. Colocar 1 ou 2 g de fezes coletadas de várias partes do bolo fecal em

frasco contendo 10 ml de água corrente . Filtrar a suspensão através de gazes

dobrado em quatro vezes , e receber o filtrado em um tubo cônico de

centrífuga de 15 ml.

2. Adicionar água corrente até completar 2/3 da capacidade do tubo.

Centrifugar ( 650 x g por 1 minuto ).

3. Decantar o sobrenadante e adicionar 1 a 2 ml de água corrente ao

sedimento , ante de ressuspendê-lo. Completar com água corrente 2/3 do

volume do tubo, agitar e centrifugar.

4. Repetir a etapa 3, até que o sobrenadante apresente-se relativamente claro.

5. Depois que o último sobrenadante é decantado, adicionar 1 a 2 ml do

reagente , e ressuspender o sedimento: completar com sulfato de zinco até

0,5 cm da borda do tubo e centrifugar (650 x g por 1 min ).

6. Cuidadosamente, remover o tubo da centrifuga e, sem agitação Coloca-lo

em uma estante em posição vertical.

7. Com uma alça de arame (diâmetro de 5 a 7 mm) tocar no centro da

membrana formada na superfície, transferido várias alçadas para uma lâmina

de microscopia. Examinar ovos larvas e cistos.

8. Alguns pesquisadores preferem a sobreposição de uma lamínula na borda do tubo à

remoção da película com alça de arame.

(BURROWS, 1965: MELVIN & BROOKE, l982).

Depois de concluída a etapa 4, com auxílio de pipeta, encher o tubo até a borda com

solução de sulfato de zinco. Colocar uma lamínula (22 x 22 mm) na superfície do

tubo. Deixando-a em contato com o líquido durante 8 a 10 minutos. Remover a

lamínula, invertendo a sua posição, e colocar a face com a gota sobre uma lâmina.

Examinar para larvas e cistos.

B: Material Fecal Preservado pela Solução de Formaldeido:

1. A suspensão fecal formolizada deverá ser aproximadamente uma parte de fezes para

duas a três partes de solução de formoldeido. Se a suspensão for muito espessa,

diluir com solução de formaldeido a 10 % para se aproximar da proporção.

2. Filtrar a suspensão fecal fomolizada, através de gazes umedecida. De modo a

obter ¾ de um tubo de 13 x 100 mm. Adicionar, se necessário, ao tubo água

corrente.

3. Seguir as etapas de 2 a 8 , como foi descrito para o material fecal não preservado,

usando sulfato de zinco de densidade 1.20 g/ml.

Observação: Alguns ovos de trematódeos e de cestóides podem estar presentes nas

superfície da membrana , em densidade alta de 1,20 g/ml. Entretanto, para um exame

completo, deverão ser examinados a membrana e o sedimento uma permanecia prolongada

da suspensão de fezes na solução de sulfato de zinco, de alta densidade especifica, pode

resultar em colapso e distorção dos cistos e dos ovos de nematoídes com parede fina.

Examinar a preparação após 20 minutos ( ASH & ORIHEL, 1987 ).

TÉCNICAS DE SEDIMENTAÇÃ0

SEDIMENTAÇÃO SIMPLES:

Sedimentação Espontânea em água (LUTZ, 1919; HOFFMANN, PONS E

JANER, 1934).

1. Colocar cerca de 5g de fezes, coletados de várias partes do bolo fecal, em copo

graduado ou Becker de 250 ml. Completar o volume de 50 a 60 ml de água corrente

e misturar vigorosamente.

2. Preparar a suspensão juntando 100 ml de água corrente.

3. Filtrar essa suspensão através de gaze dobrado 4 vezes, recolhendo-a em copo de

sedimentação de capacidade de 125 ml.

4. Se necessário, adicionar água corrente, até completar aproximadamente ¾ do

volume do copo cônico. Deixar a suspensão em repouso durante 1 a 2 horas.

5. Com uma longa pipeta capilar, fixada a um bulbo de borracha, colher uma pequena

porção do sedimento na camada inferior, depositando sobre uma lâmina. Se a

preparação estiver muito espessa, diluir com uma gota de solução salina a 0,85% ou

água corrente. Colher amostra adicionais do centro e do fundo do sedimento.

6. Examinar ao microscópio, a presença de ovos, larvas e cistos.

Observação: MELVIN & BROOKE, (1982) e ASH & ORIHEL (1987)

apresentaram a seguinte conduta depois de concluída a etapa 4 (1) decantar com cuidado

2/3 do líquido sobrenadante sem perder nenhuma porção do seguimento; (2) ressuspender o

sedimento em água corrente, e deixar a suspensão em repouso por mais 1 h; (3) esse

procedimento de lavagem pode ser repetido até o líquido sobrenadante fique relativamente

claro. Após seguir as etapas 5 e 6 na técnica acima descrita.

CENTRÍFUGO-SEDIMENTAÇÃO

Centrífugo - Sedimentação pela Formalina-Éter, (RITCHIE, 1948).

A. Material Fecal a Fresco

1. Colocar 1 ou 2g de fezes coletadas de várias partes do bolo fecal em frasco contendo

10ml de água corrente ou solução salina a 0,85%;

2. Filtrar a suspensão através de gaze dobrada quatro vezes, e receber o filtrado em um tubo

cônico de centrífuga de 15 ml.

3. Centrifugar (650 x g por minuto);

4. Decantar o sobrenadante e adicionar 1 a 2 ml de água corrente ou solução salina a 0,85%

ao sedimento antes de ressuspendê-lo. Completar com água corrente (ou solução salina a

0,85%) 2/3 do volume do tubo. Agitar e centrifugar (650 x g por 1 min).

5. Repita a etapa 4, até que o sobrenadante se apresente relativamente claro.

6. Depois que o último sobrenadante é decantado, ressuspender o sedimento com 1 a 2 ml

de formalina a 10% (dar preferência à solução tamponada de formalina a 10% , pH.

Neutro). Completar o volume da suspensão em 10 ml com formalina a 10%. Deixar em

repouso em repouso durante 5 minutos.

7. Adicionar 3ml de éter ou acetado de etila, fechar o tubo e agitar vigorosamente, na

posição invertida, por 30 minutos. Remover a tampa com cuidado.

8. Centrifugar (500 x g por 1 min). Quatro camadas se formarão: (1) sedimento no fundo do

tubo contendo os parasitas, (2) camada de formalina, (3) tampão de detritos fecais, e (4)

camada de éter na superfície.

9. Afrouxar e separar o tampão de detritos das paredes do tubo com um estilete fino,e com

cuidado decantar as três camadas superiores. Limpar com swab de algodão as paredes do

tubo, removendo os detritos remanescentes.

10. Uma pequena quantidade de líquido que permanece nas paredes do tubo escorre para o

fundo junto ao sedimento. Misturar o líquido e o sedimento, preparando as lâminas para a

pesquisa de ovos, lavas e cistos.

MÉTODOS QUANTITATIVOS

Método Modificado de KATO-KATZ (KATO,1960; KATZ, CHAVES E

PELLEGRINO, 1972)

1. Colocar a amostra fecal sobre o papel absorvente.

2.

3. Comprimir a tela metálica ou de náilon sobre as fezes, fazendo com que parte passe

através das malhas.

4. Remover as fezes que passam através das malhas e transferi-las para o orifício do

cartão, colocado sobre a lâmina.

5. Depois de encher o orifício central, remover com cuidado o cartão, deixando as

fezes com a lamínula.

6. Cobrir as fezes com a lamínula de celofane, invertendo e pressionando a lâmina

sobre o papel absorvente.

7. Deixar a preparação em repouso (clarificação) durante 30 minutos a 34-40°C ou à

temperatura ambiente por 1-2 horas.

8. Examinar a preparação ao microscópio

MÉTODOS PARA O ISOLAMENTO DE LARVAS

MÉTODO DE BAERMANN (1917) E MORAES (1948)

1. Encher o funil com água corrente, aquecida a 40-45ºC.

2. Abrir a pinça de Mohr, deixando escorrer uma pequena quantidade de água para

evitar a formação de bolhas de ar na haste e no tubo de látex.

3. Colocar 8 a 10 g de fezes, recentemente emitidas, sobre gaze dobrada quatro vezes

e, se necessário, juntar mais água, até que as fezes fiquem submersas.

4. Deixar em repouso durante 60 minutos.

5. Abrir a pinça e coletar parte do líquido em vidro de reógio; examinar ao

microscópio estereoscópio (aumentos 20 a 30 x). Deixar em repouso durante alguns

minutos, pois desta forma as larvas migrarão para o centro do vidro de relógio, ou

proceder de acordo com o item 6.

6. Coletar em tubo cônico de centrífuga. Centrifugar (500 x g por 1 min), e exarminar

o sedimento entre lâmina e lamínula. Corar a preparação com solução de Lugol,

para a identificação das características morfológicas das larvas, e examinar ao

microscópio com aumento de 20x.

Nota: Esse método é baseado no hidro e termotropismo das larvas que saem do material,

migrando para a água quente; por densidade, se depositam no fundo do funil. Para maior

comunidade, costuma-se construir um pequeno suporte de tábua, com vários furos

circulares para receberem os funis, facilitando o trabalho. Algumas vezes, para examinar

larvas de helmintos há necessidade de matá-las, e para isso coloca-se gotas de lugol

(estando imóveis, permitem a visualização dos detalhes no diagnóstico específico).

MÉTODO DE RUGAI, MATTOS & BRISOLA (1954).

1. Estender, sobre a abertura de um recipiente contendo fezes, gaze dobrada quatro

vezes, e repuxar as extremidades para trás;

2. Encher, com aproximadamente 70 a 100 ml de água corrente aquecida a 40-45°C,

um copo cônico de sedimentação (capacidade de 125ml);

3. Transferir o recipiente com as fezes para o interior do copo cônico de sedimentação,

de modo que o líquido alcance toda a extensão da abertura do recipiente, cuidando

para não formar bolhas de ar;

4. Deixar em repouso durante 60 minutos.

5. Colher o sedimento, no fundo do copo cônico, com pipeta capilar longa. Alguns

autores recomendam retirar o recipiente do copo Cônico antes da colheita do

sedimento. Entretanto, outros preferem manter o recipiente, para evitar o

revolvimento do líquido;

6. Examinar o sedimento entre lâmina e lamínula. Corar a preparação com solução de

lugol.

Observação: Este método é indicado para a pesquisa de larvas de S. Stercoralis.

IDENTIFICAÇÃO DE OOCISTOS DE Cryptosporidium

Preparação e Armazenamento dos Espécimes Fecais Contendo Oocistos.

1. Preservação dos Espécimes

A detecção e identificação dos oocistos está em relação direta com a quantidade da

amostra entregue ao laboratório. São recomendados certos princípios básicos que

asseguram uma coleta correta. As fezes poderão ser examinadas frescas ou após a

fixação em solução salina de formaldeído a 10%, ou no fixador acetato de sódio -

ácido acético-formaldeído (SAF). A solução salina de formaldeído a 10% apresenta

a vantagem de fixar os oocistos e destruir o seu poder patogênico e inativar outros

agentes infecciosos (CENAC et al ., 1984). Entretanto, o material preservado na

solução fixadora álcool polivinílico (fixador APV) não apresenta bons resultados

quando é corado pelos métodos derivados da fuscsina fenicada.

2. Armazenamento dos Espécimes

A solução de bicromato de potássio a 2 ou 2,5% (m/v) é usada na rotina como meio

para preservar a viabilidade dos oocistos. Essa solução não é fixadora. Quando os

oocistos são armazenados a temperatura de 4°C em solução de bicromato de

potássio, eles permanecem viáveis durante 3 meses, e alguns podem manter a sua

infectibilidade por mais de 12 meses (CURRENT, 1990)

EXAME DIRETO

EXAME MACROSCÓPICO DE PREPARAÇÕES A FRESCO

O diagnóstico é realizado pela observação microscópica dos oocistos entre lâminas

e lamínulas. O exame direto a fresco é realizado diretamente das fezes diarreicas, ou após a

diluição das fezes pastosas, em solução salina a 0,85% (1:5). Examinar com objetiva de

imersão. A microscopia de contraste de fase facilita a observação dos parasitas.

Observações: O oocisto no exame direto aparece maior que aqueles observados nos

esfregaços fixados e corados. Os oocistos apresentam-se como elemento esféricos de 5 a 6

µm de diâmetro, com membrana externa fina, com um citoplasma finalmente granulado, e

com mancha negra proeminente, central ou lateral, quer representa os corpos residuais. Os

quatro esporozoítos livres aparecem como pequenas manchas dispostas na periferia em

forma de "C". O núcleo é visto no centro do organismo (GARCIA et al., 1983;

LEMETEIL, 1987; MEHLHORN, 1988).

Métodos de Coloração Derivados de Ziehl – Neelsen

As colorações recomendadas para oocistos de C. parvum não são indicadas para

amostras fecais preservadas pelo fixador álcool - polivinílico ( fixador APV). As colorações

de rotina, com tricrômio e hematoxilina férrica, não apresentam bons resultados na

identificação desse coccídio. A coloração de Ziehl-Neelsen e suas variações são os

procedimentos que oferecem os melhores resultados.

Coloração da Amostra

1. Preparar o esfregaço com fezes frescas ou preservadas.

2. Deixar secar à temperatura ambiente.

3. Fixar com álcool metílico por 5 minutos e deixar secar à temperatura ambiente.

4. Corar com o corante de Kinyoun ( a frio) durante 1 hora.

5. Lavar com água corrente.

6. Diferenciar com solução aquosa de ácido sulfúrico a 2%.

7. Lavar com água corrente.

8. Corar o fundo com solução de verde de malaquita a 5% por 8 minutos.

9. Lavar com água corrente e secar.

Observações: A diferenciação depende do corante, de ensaios preliminares sobre

fezes positivas para adaptar a concentração do ácido a ser utilizada, e da definição dos

tempos de diferenciação. Current (1990) usa a solução aquosa de ácido sulfúrico a 10% na

etapa 6 e os corantes light green SF yellowish (CI 42095) ou azul-de-metileno a 0,3% (CI

42780) diluídos em água destilada - deionizada na etapa 8. Outros autores preferem lavar o

esfregaço na etapa 7 com álcool etílico a 50% (v/v). Alguns procedimentos usam o método

a quente. Entretanto, a coloração a frio apresenta os melhores resultados. O escarro deverá

ser tratado com solução de formaldeído a 10% e processado como as amostras fecais.

Centrífugo - Sedimentação pelo Formaldeído-Éter (Técnica de Ritchie, 1948; Modificada

por Allen & Ridley, 1970).

A técnica de Ritchie, modificada por Allen & Ridley, é a que apresenta os melhores

resultados. A concentração pode ser realizada a partir de fezes frescas ou formolizadas.

Sendo a amostra mucosa, ela deverá ser fluidificada, sob agitação, com algumas gotas de

hidróxido de potássio a 10%.

Técnica

1. Diluir 1 ou 2g de fezes frescas ou formolizadas em 7ml de solução de formaldeído a

10%.

2. Filtrar em gaze dobrada quatro vezes e receber o filtrado em tubo cônico de

centrífuga de 15 ml.

3. Adicionar 3 ml de éter, fechar o tubo e agitar vigorosamente, na posição invertida,

por 30 segundos. Remover a tampa com todo cuidado.

4. Centrifugar ( 500xg por 2 min). Quatro camadas se formarão: (1) sedimento no

fundo do tubo contendo os parasitas; (2) camada de forrmalina; (3) tampão de

detritos fecais, e (4) camada de éter na superfície .

5. Afrouxar e separar o tampão de detritos das paredes do tubo com estilete fino, e

com cuidado decantar as três camadas superiores. Limpar com swab de algodão as

paredes do tubo, removendo os detritos remanescentes.

6. Uma pequena quantidade de líquido permanece nas paredes do tubo, escorrendo

para o fundo junto ao sedimento. Misturar o líquido e o sedimento e preparar as

lâminas para a pesquisa de ovos, larvas e cistos.

7. Corar o sedimento pelos métodos de Giemsa ou de Henriksen e Pohlenz.

Observação : Adicionar 10 gotas de solução de hidróxido de sódio ( NaOH) a 10% ao

sedimento, quando este se apresentar mucóide ( RITCHIE, 1948; DELUOL et al., 1984;

LEMETEIL, 1987).

Pesquisa de Sangue Oculto Nas Fezes

Técnica:

Espalhar pequena quantidade de fezes sobre o papel de filtro limpo e colocar duas

gotas de água oxigenada sobre o esfregaço. Adicionar duas gotas de solução de benzidina.

Observar imediatamente a cor.

Leitura:

A reação de benzidina é sensível, mas as gorduras podem torna-la positiva.

Nenhuma mudança de cor: Negativo

Cor esverdeada: Traços

Cor verde claro: +

Cor vede escuro: ++

Cor verde azulado: +++

Azul intenso: ++++

Métodos de Coloração Derivados de Ziehl – Neelsen (Pesquisa de Coccídeos)

Coloração da Amostra

1. Preparar o esfregaço com fezes frescas ou preservadas.

2. Deixar secar à temperatura ambiente.

3. Fixar com álcool metílico por 5 minutos e deixar secar à temperatura ambiente.

4. Corar com o corante de Kinyoun ( a frio) durante 1 hora.

5. Lavar com água corrente.

6. Diferenciar com solução aquosa de ácido sulfúrico a 2%.

7. Lavar com água corrente.

8. Corar o fundo com solução de verde de malaquita a 5% por 8 minutos.

9. Lavar com água corrente e secar.

Observações: A diferenciação depende do corante, de ensaios preliminares sobre

fezes positivas para adaptar a concentração do ácido a ser utilizada, e da definição dos

tempos de diferenciação. Current (1990) usa a solução aquosa de ácido sulfúrico a 10% na

etapa 6 e os corantes light green SF yellowish (CI 42095) ou azul-de-metileno a 0,3% (CI

42780) diluídos em água destilada - deionizada na etapa 8. Outros autores preferem lavar o

esfregaço na etapa 7 com álcool etílico a 50% (v/v). Alguns procedimentos usam o método

a quente. Entretanto, a coloração a frio apresenta os melhores resultados. O escarro deverá

ser tratado com solução de formaldeído a 10% e processado como as amostras fecais.

TESTES IMUNOLÓGICOS

Os teste imunológicos são baseados no modelo biológico do tipo enzima-substrato,

um perfeito encaixe espacial entre duas moléculas, lembrando a idéia de chave-fechadura.

Tem como características:

• Reversibilidade: a interação entre os epítopos antigênicos e o sito combinatório do

anticorpo é do tipo não covalente e dependem de interações do tipo pontes de hidrogênio e

hidrofobicidade.

• Especificidade: em razão das características da resposta imune, para cada epítogo

antigênico são obtidos anticorpos com sítio combinatório perfeitamente específico para essa

conformação.

• Constante de afinidade: é uma medida da força de ligação molecular entre o

antígeno e o anticorpo.

Princípio de alguns testes imunológicos:

Precipitação:

Foram os primeiros métodos utilizados na detecção do complexo Ag- Ac.No

entanto, eram de baixa sensibilidade, já que para a visualização do macrocomplexo era

necessárias enormes quantidades de moléculas de Ag e de Ac.Para a obtenção de

precipitados visíveis é preciso que o antígeno contenha múltiplos determinantes e que

ocorram interações cruzadas entre moléculas diferentes de Ac e esses determinantes,

formando uma rede complexa e de elevado peso molecular.

Aglutinação:

O princípio das técnicas de aglutinação é o mesmo das de precipitação, mas o

componente conhecido, Ag ou Ac, está ligado à superfície de partículas/ células, o que

facilita em muito a visualização do complexo Ag/Ac na forma de agregados.Outra

vantagem desse método é a rapidez com que se obtêm os resultados, de minutos a hora.Em

relação à precipitação, a aglutinação perde o poder de discriminar frações dos

componentes; por outro lado, quando os antígenos são fixados às células pode ser

purificado e ainda sim conservar suas características de complexibilidade.

Quando as células são hemáceas, a técnica é chamada de Hemoaglutinação.

Reação de fixação do complemento:

A técnica é utilizada para detectar Ac fixadores de complemento.Os Ac só fixam

complemento após a interação com o antígeno específico.A técnica é realizada em duas

etapas.Na primeira, o soro é incubado com extrato antigênico solúvel e complemento ( soro

fresco de cobaia ).Se a amostra contiver Ac específicos fixadores de complemento, este

será ativado e consumido.Na segunda etapa do teste utiliza-se sistema hemolítico para

detectar se o complemento está livre ou não.O complemento livre irá lisar as hemácias

sensibilizadas indicando um resultado negativo do teste.Se o complemento for consumido

na etapa anterior não haverá hemólise, indicando um teste positivo.

Métodos utilizando ligantes:

1- IMUNOFLUORESCÊNCIA

São moléculas capazes de absorver radiação eletromagnética ou energia luminosa,

tornando-se excitadas por alteração na configuração de seus elétrons.A energia absorvida é

dissipada na forma de calor.Certas substâncias dissipam essa energia por emissão de fótons

de luz.Esse fenômeno é chamado de Luminescência.Há dois tipos de substâncias

luminescentes: A fosforescência, em que o tempo entre a excitação e emissão é longo, e a

fluorescência, em que esse tempo é menor.

2 - IMUNOFLUORESCÊNCIA DIRETA:

É a técnica utilizada para a pesquisa de antígenos em células ou tecidos, usando-se

conjugados compostos de anticorpos específicos para o antígeno em questão e marcados

com fluorocromos.

3- IMUNOFLUORESCÊNCIA INDIRETA:

É a opção de escolha para detectar Ac circulantes específicos para os mais variados

antígenos infecciosos (bactérias, protozoários, helmintos, vírus).Esses antígenos são fixados

em lâminas, o soro contendo anticorpos é incubado sobre eles e esses anticorpos são

detectados por meio de imunoglobulinas específicas para cada classe de anticorpos ( IgG,

IgM, ou IgA ).

4- IMUNOENZIMÁTICOS:

Nesse tipo de teste o marcador é uma enzima que na presença de um substrato altera

sua cor, de modo a diferenciar o teste positivo do teste negativo.Esse ensaio é um ensaio em

fase sólida, o que significa que os imunocomplexos marcados deverão ser separados da

substância marcada livre.Quando há um suporte de fase sólida o teste ganha o nome de

ELISA, que é de fácil realização, principalmente para a detecção de anticorpos e de

antígenos circulantes.

5-WESTERN BLOTTING

É um teste imunoenzimático em que o antígeno é processado por eletroforese em

gel, separando os componentes antigênicos por peso molecular.Esses componentes são

transferidos para membranas de nitrocelulose (blotting ) e nessas tiras se processa o teste.

6-RADIOIMUNOENSAIO:

Há 30 anos têm sido aplicado como instrumento de diagnóstico na prática diária do

laboratório clínico, devido a sua sensibilidade, especificidade e simplicidade.Sua elevada

sensibilidade o tornou-se útil para a dosagem de hormônios e marcadores tumorais.Porém

algumas desvantagens importantes levaram a busca de alternativas, como marcador de

meia-vida curto e cuidados especiais necessários com o material radioativo, desde o

transporte até o descarte final.

Parâmetros dos testes imunológicos:

Na etapa de padronização dos testes imunológicos são utilizadas amostras de

referência, positivas e negativas, para a doença em questão.Portanto, na adequada escolha

dessas amostras é importante definir qual será a referência padrão-ouro (gold

standart).Outro aspecto a ser considerado importante é a inclusão de amostras de pacientes

em diferentes fases da evolução da doença.Por isso, é necessário seguir rigorosamente o

protocolo padronizado com a inclusão de controles positivos e negativos.Dentre eles:

• Limiar de radioatividade;

• Sensibilidade;

• Especificidade;

•Eficiência.

Simplicidade e custo dos testes imunológicos:

Tão importante quanto à eficiência diagnóstica, os testes imunológicos devem

apresentar custo acessível, pois a população mais beneficiada com essas metodologias é

justamente a de baixa renda.Espera-se facilidade no processo de execução e realização dos

testes.Os testes de diagnóstico de parasitoses, por exemplo, devem ser realizados em

laboratórios sem complexidade; de preferência devem poder ser realizados em campo, ou

seja, sem a necessidade de equipamentos.

Testes imunológicos nas infecções parasitárias:

Diversos fatores devem ser considerados no desenvolvimento dos testes

imunológicos para diagnóstico de infecções parasitárias.Esses fatores são determinantes na

eficiência do teste utilizado.São eles:

1- Relação parasita/hospedeiro: Bastante complexa e diversificada em razão

das variáveis da espécie humana.

2- Intensidade e localização do parasitismo: Isso acontece quando parasita

se instala em estruturas privilegiadas, como no globo ocular ou sistema nervoso central, aí,

a resposta imunológica pode ser apenas local, requerendo a coleta de material biológica de

sítios específicos e minuciosos, necessitando de um profissional especializado e condições

adequadas para a realização da coleta.

3- Ciclo biológico do parasita: É a fase de evolução do parasito e as variações

antigênicas entre as cepas, representando uma outra dificuldade para a padroniozação deste

teste.

4- Escolha do material biológico e conservação da amostra:

Dependendo do elemento a ser detectado, há uma grande dificuldade da coleta do

material e na sua conservação.

5- Mecanismo de evasão parasitária:

É o modo de sobrevivência do organismo dentro do hospedeiro, sua ação espoliativa

e suas variações antigênicas.

6- Hospedeiro humano: A ação do parasita depende muito da resposta do

hospedeiro e o equilíbrio do organismo do mesmo.

7- Papel da resposta imune: muitas vezes é a imunopatogenia que explica as

lesões graves da infecção parasitária.Em infecções crônicas, é comum o aparecimento de

fenômenos de auto- imunidade, responsáveis por danos adicionais ao hospedeiro.

Testes de hipersensibilidade imediata:

São testes, especialmente de helmintos para obter um diagnóstico de infecções

sistêmicas causadas pelo mesmo, como exemplo a HIDATIDOSE.

Testes de hipersensibilidade tardia

Como em toda resposta imune complexa, nas infecções parasitárias há uma

participação da resposta celular T e de macrófagos. A injeção subcutânea de antígenos no

paciente previamente sensibilizado irá promover a migração celular para este local,

formando uma “pápula” ou um nódulo constituído por essas células.

Outros testes de imunidade celular:

A utilização de técnicas de estudo da imunidade celular é restrita à investigação de

mecanismo de patogenicidade.A técnica de estimulação de linfócitos em cultura com

antígenos específicos, mede a proliferação induzida e permite a determinação de citocinas

no sobrenadante da cultura.A dosagem de citocinas, como interleucinas e interferons, pode

auxiliar na compreensão dos mecanismos de defesa contra os patógenos.

MARCADORES IMUNOLÓGICOS NO DIAGNÓSTICO DE ALGUMAS INFECÇÕES PARASITÁRIAS

Protozoários

Amebíase

Emtamoeba histolytica é a única da classe locozia que é considerada patogênica. A

amebíase é de distribuição mundial, com predomínio nas regiões tropicais. Os sintomas

clínicos surgem em cerca de 10% dos infectados e se caracterizam por sintomas

gastrintestinais, disenteria e colites. Destes 2 a 10% evoluem para a forma invasiva extra-

intestinal, de elevada letalidade, com formação de abscessos, principalmente no fígado. São

características imunológicas da amebíase: a) anticorpos circulantes são detectados em

pacientes com as formas extra-intestinais e invasivas da mucosa intestinal; b) esses

anticorpos podem indicar infecções atual (IgM, IgE, IgG) ou passada (IgG e IgE); c) testes

de hipersensibilidade imediata (IgE) e tardia (celular) podem ser utilizados, mas a

padronização de antígenos adequados e difícil; d) pacientes com abscessos amebianos

apresentam resposta de hipersensibilidade tardia menos intensa, sugerindo possíveis

eventos de supressão imune desencadeados por antígenos parasitários; e) essa supressão é

abolida após a cura; f) o papel protetor da imunidade parece importante em pacientes

curados de abscessos hepáticos indicando participação da resposta celular T; e g) em

pacientes com elevados níveis de antibióticos podem ocorrer reinfecção com a forma

intestinal, mas parecem não desenvolver formas invasivas, indicando imunidade parcial. A

elevada prevalência de portadores sadios transmitindo a infecção pode ser reduzida pelo

diagnostico parasitológico e a instituição terapêutica adequada.

Doença de chagas

O trypamosoma cruzi é um protozoário flagelado, que se desenvolve no tubo

digestivo de vetores insetos da subfamília Triatominae e é transmitido na forma de

tripomastigota metacíclico pelo contato direto com as fezes do vetor. Originariamente, era

encontrado em diversas espécies de animais silvestres e atingiu a espécie humana, quando

se pode determinar quadros crônicos inaparentes ou graves. A transmissão vertical é

possível e os parasitos já foram encontrados em leite materno de mulheres infectadas.

Uma das características imunológicas na doença de chagas mais interessantes é o

desenvolvimento de auto-imunidade envolvendo antígenos das células infectadas em

processos crônicos de longa duração, exarcebando assim os mecanismos de

imunopatogenicidade.

Os testes imunológicos para detecção de anticorpos anti-T. cruzi são amplamente

empregados para selecionar doadores em bancos de sangue, para acompanhamento

terapêutico, para fins sociais na seleção de trabalhadores, para confirmar ou excluir suspeita

clinica e para inquéritos epidemiológicos. A complexidade antigênica do parasito e a

variação imunológica do hospedeiro tornam difícil o diagnostico sorológico de certeza e

indicam a necessidade de criteriosa avaliação clinica com exames radiológicos e, se

possível, isolamento do parasito para definição do caso. Vários testes foram utilizados para

o diagnostico imunológico da doença de chagas, como a reação de fixação de

complemento, precipitação e aglutinação direta e foram substituídos por outros de

metodologia com maior reprodutibilidade e sensibilidade, como imunofluorescência

indireta, hemaglutinação passiva e testes imunoenzimáticos, ELISA e dot-ELISA.

Leishmaniose

Causada por protozoários intracelulares do sistema retiloendotelial. As espécies do

complexo Leishmania tropica, L. major, L. brasiliensis e L. mexicana comumente

envolvidas na forma tegumentar e mucocutanea.

Na forma visceral, ou calazar, as espécies L. donovani, L. chagasi e L. infantum são as

causadoras da doença. A Leishmania, após ser introduzida na pele pela picada do inseto do

gênero Lutzomyia, é fagocitada pelos macrófagos, processada e apresentada a linfócitos T

e, dependendo da espécie e da suscetibilidade do hospedeiro, haverá predomínio da

resposte Th1 ou Th2. na resposta Th1, presente na forma tegumentar, operfil de citocinas

presente é de IL-2, delta-IFN e IL-12, regulando a resposta para hipersensibilidade tardia

com manutenção da infecção ao nível da pele. Quando há predomínio da resposta Th2, há

excesso de IL-4 e Il-10 com aumento da resposta humoral e menor quantidade de ativação

macrofágica, permitindo a disseminação de parasitos e a infecção de maior numero de

células. A resposta Th2 é mais intensa na forma visceral. Os mecanismos

imunopatogênicos observados na leishmaniose servem de modelo para o estudo da

complexa relação parasito/hospedeiro e do papel da resposta imune nas lesões teciduais.

São exemplos dessas características a invasão da mucosa e do tecido cartilaginoso, na

forma tegumentar, dependente de mecanismos de hipersensibilidade, e a alergia observada

na forma visceral.

Toxoplasmose

O agente etiológico da toxoplasmose, Toxoplasma gondii, é um protozoário

intracelular e presente em líquidos somáticos, exceto em hemácias, com tropismo por

células embrionárias e tecido nervoso. Infecção disseminada entre aves e mamíferos, com

elevada prevalência entre os humanos. Os sintomas clínicos dependem da virulência da

cepa e da resistência do hospedeiro. Destacam-se como formas graves o comprometimento

ocular, a forma congênita por transmissão placentária e , mais recentemente, a forma de

reativação, observada entre indivíduos imunocomprometidos, pela presença do HIV ou pelo

uso de imunossupressores, especialmente entre transplantados.

Os testes imunológicos na toxoplasmose são de uso em larga escala e diversos marcadores

tem sido utilizados para melhor esclarecer os perfis das infecções aguda, crônica ou latente,

ocular, do sistema nervoso, de forma congênita e de reativação.

A toxoplasmose apresenta três perfis distintos de marcadores humorais IgG e IgM.

O perfil I está presente na soroconversão recente e caracteriza-se pela presença de

IgM e IgG. Na fase muito inicial pode não ser detectada a IgG e em razão da menor

especificidade da IgM detectada, pode ser útil a repetição do teste com amostra coletada em

intervalos de 7-15 dias para surpreender o aparecimento de Igg e confirmar a positividade

de IgM. Nessa fase, anticorpos IgG são de baixa avidez.

O perfil II, de transição, apresenta elevados níveis de IgG com índices de avidez

crescentes ao longo do tempo e redução gradativa da IgM. O emprego do teste ELISA de

captura de IgM, pela elevada sensibilidade, pode mostrar reatividade muito prolongada, por

meses, dificultando a definição adequada da fase da infecção. No caso de gestantes, já no

segundo ou terceiro trimestre gestacional, que estejam fazendo o teste pela primeira vez das

quais se desconheça a historia previa da toxoplasmose, pode haver dificldade em esclarecer

a i,portancia de resultado positivo de TgM nessa fase. Nesses casos, a ausência de

anticorpos IgA, que desaparecem mais rapidamente, e o achado de elevado nível de acidez

dos anticorpos IgG podem definir o caso. Os testes diretos podem ser outra opção

suplementar nessa situação.

O perfil III, característico da infecção latente ou crônica, apresenta apenas

anticorpos IgG, geralmente e baixos títulos e com elevada avidez.

Na triagem sorológica de gestantes, o ideal seria o teste antes da gravidez ou o mais

precocemente possível, facilitando a interpretação dos resultados. Devem ser realizados

testes para pesquisa de IgG e IgM. A presença de IgG e ausência de IgM geralmente

indicam infecção crônica, sem risco de transmissão placentária. É a presença de IgM que

sugere infecção aguda ou recente, sendo difícil estabelecer o período em que ocorreu a

parasitemia de risco para infecção fetal. Nesses casos, podem ser necessários testes

complementares, como determinação de anticorpos IgA e do índice de avidez de IgG, e ate

exames diretos de detecção do parasito. Na vigência de suspeita, o diagnostico e o

tratamento da toxoplasmose congênita são importantes para prevenir lesões cerebrais e

oculares que podem ocorrer, ainda que de forma assintomática, devido á maior

suscetibilidade do neonato, mesmo quando ele não apresenta sinais aparentes da doença.

No recém-nascido infectado, o Toxoplasma pode ser isolado na camada leucocitária de

sangue. O exame da placenta, mostrando os parasitos, também é útil. Os anticorpos IgG

detectados são em parte maternos e a detecção de IgM confirma a infecção intra-uterina.

No entanto devido á imaturidade imunológica, muitos neonatos não produzem IgM. A

detecção de IgA parece ser mais sensível nesses casos, mas o emprego de técnicas de

biologia Molecular ainda é a perspectiva mais promissora para o diagnostico precoce e

eficiente da toxoplasmose congênita.

O diagnostico imunológico da toxoplasmose ocular é mais difícil. Se o paciente

apresenta anticorpos IgM indicando fase aguda/recente da infecção, a certeza do

comprometimento ocular pode ser presumida. Já na fase crônica, a etiologia da lesão ocular

pode requerer exames diretos de isolamento do parasito ou o achado de anticorpos no

humor aquoso. É recomendado que se determinem as concentrações de IgG sérica e no

humor aquoso, bem como os títulos de anticorpos em cada compartimento, para calculo do

índice de produção intra-ocular de anticorpos.

HELMINTOS

Constituem um grupo muito numeroso, com três filos: Platyhelminthes,

Aschelminthes e Acanthocephala, incluindo espécies de vida livre e espécies parasitas.

As ocorrências no homem são muito comuns. A exemplo, cerca de 20% da

população humana do mundo está parasitada por ancilostomídeos, o que equivale a mais de

um bilhão de pessoas. A situação é equivalente em relação ao Ascaris lumbricoides. Estas

infecções, em geral. Resultam em danos para o hospedeiro, os quais se manifestam de

formas variadas.

No Brasil, a situação não é diferente, justificando lembrar a antológica figura do

“Jeca Tatu”, criada por Monteiro Lobato. “O jeca não é assim, está assim.”

Cisticercose A cisticercose humana representa importante problema de Saúde Pública em áreas

carentes de condições sanitárias e de Políticas de Saúde.A dificuldade em detectar e

notificar os casos da doença advém da necessidade de confirmação diagnóstica por

procedimentos de custo elevado, pouco disponíveis e inacessíveis para grande parcela da

sociedade.

O ser humano é o único hospedeiro do verme adulto, Taenia solium, e elimina ovos

nas fezes, contaminando o meio ambiente.No suíno , após ingestão dos ovos, o embrião

liberado, com a ruptura da casca quitinosa calcária, no intestino delgado atravessa a mucosa

por meio de seus acúleos e alcança tecidos e órgãos, desenvolvendo-se até a forma larvária

, cisticerco.Completando o ciclo, o ser humano ingerindo carne suína com cisticercos

viáveis permitirá o desenvolvimento do verme adulto a partir da fixação das ventosas e

acúleos do parasita na mucosa intestinal.Acidentalmente ocorre a cisticercose

humana,associada a maus hábitos de higiene,presença de portadores de teníase,água e

alimentos contaminados.Cisticercos de Taenia solium têm sido observados no globo ocular,

músculos e sistema nervoso central, sendo a neurocisticercose a mais freqüentemente

relatada com 60% a 90% dos casos, possivelmente pela gravidade dos sintomas que leva o

paciente a buscar auxílio médico.Entre os pacientes com neurocisticercose predomina a

faixa etária de 21 a 40 anos , economicamente produtiva, o que revela o impacto social da

parasitose.O período de hospitalização desses pacientes é em média de 9 a 28 dias por ano,

com letalidade estimada entre 5% e 25%.A sintomatologia apresentada depende do número

, tamanho, idade, vitalidade, localização, estágio de evolução do parasito e seus processos

reacionais sobre o hospedeiro, além das respostas imune-inflamatórias do hospedeiro ao

parasito.As apresentações clínicas mais freqüentes são:convulsão,hipertensão intracraniana,

hidrocefalia , demência, meningite e paresias, isoladas ou associadas.

A neurocisticercose apresenta-se com mecanismo fisiopatogênico do tipo repetitivo

e os surtos de agudização, com exacerbação da resposta imune detectada no líquido

cefalorraquiano (LCR),verificam-se quando da morte e degeneração do parasito, com

liberação maciça de antígenos e quadro clínico meningítico, em decorrência da resposta

imune-inflamatória do hospedeiro.

A pleocitose observada no LCR é, geralmente, do tipo linfomononuclear com

eosinófilo e neutrófilos; a proteinorraquia revela padrão do tipo gama poli e oligoclonal,à

custa de anticorpos específicos que podem ser detectados por vários testes, mas aqueles

mais sensíveis , como o teste imunoenzimático ELISA , são recomendáveis e amplamente

utilizados.A sensibilidade e a especificidade relatadas são de 90% a 100% para o teste

realizado no LCR, enquanto a detecção de anticorpos no soro apresenta menor

especificidade, principalmente em populações com outra infecções parasitárias.

A pesquisa de antígenos de cisticercos, principalmente de excreção e secreção,

ampliaria as perspectivas de estudo dos mecanismos imunopatogênicos da

neurocisticercose.No entanto ,esses métodos requerem ainda melhores avaliações.

Esquistossomose Mansônica

A esquistossomose mansônica representa uma das principais endemias parasitárias

no Brasil.A espécie Schistossoma mansoni é a responsável pela infecção humana por

contato com água doce infestada de cercarias eliminadas por moluscos planorbídeos do

gênero Biomphalaria . A infecção do caramujo é feita através dos miracídios eliminados

naquela água e que foram liberados dos ovos viáveis.O parasito adulto, macho e fêmea

acasalados, habita o sistema porta e elimina ovos embrionados, que em parte conseguem

atravessar a mucosa intestinal e são excretados nas fezes.Parte dos ovos se perde no

processo migratório, se deposita em tecidos , principalmente no fígado, e aí entra em

degeneração.A resposta de defesa do hospedeiro, que se inicia já na infecção pelas

cercárias, desencadeia intenso processo imune-inflamatório com reação do tipo

granulomatosa , responsáveis pela imunopatogenia da esquistossomose.

Alguns ovos podem migrar de forma errática até o canal espinhal,onde também se

processam as mesmas reações, determinando formas graves de mietlites,paresias e até

paraplegia.Na neuroesquistossomose, a análise do líquido cefalorraquidiano pode ser de

grande utilidade diagnóstica, principalmente porque a administração precoce de

antiinflamatórios minimiza o processo e as conseqüentes lesões.A apresentação clínica

clássica da esquistossomose pode ser dividida em duas formas:intestinal e hepatoesplênica,

sendo esta última de maior gravidade e morbidade, subdividindo-se em forma

hepatoesplênica compesada e descompensada.Como a evolução natural da infecção

depende do número de parasitos, é proporcional à quantidade de ovos e intensidade

reacional do hospedeiro, costuma ser logo o período até a manifestação grave, sendo muito

freqüente o achado de grande número de pacientes assintomáticos nas áreas endêmicas.

O diagnóstico parasitológico, achado dos ovos nas fezes, é eficiente na fase

intestinal, principalmente na parasitemia intensa.São utilizados os métodos clássicos de

pesquisa de ovos, sedimentação espontânea e o método quantitativo de Kato-Katz.Esses

testes serão negativos se a infecção é unissexuada e têm menor eficiência na forma

hepatoesplênica, quando já se observam granulomas e fibrose na mucosa intestinal,

impedindo que os ovos ganhem o lúmen intestinal.

Na esquistossomose, as principais características imunológicas são a presença de

anticorpos IgG e IgM, a resposta de hipersensibilidade imediata e tardia e, como

mecanismo de evasão parasitária, a adsorção de proteínas do hospedeiro no tegumento dos

vermes.Os testes imunológicos de pesquisa de anticorpos séricos anti-Schistosoma são

muito utilizados em nosso meio, embora ainda restritos a Centros de Pesquisa, já que não

há reagentes disponíveis no mercado.Uma das principais utilizações dos testes

imunológicos na esquistossomose mansônica é em estudos epidemiológicos para

determinar índices de prevalência ou incidência ou avaliar programas de controle e

vigilância epidemiológica.

Hidatidose

A hidatidose humana ocorre na América do Sul, principalmente no Uruguai, na

Argentina e no Chile.No Brasil, a região de fronteira com Uruguai e Argentina é de

destaque para hidatidose, embora casos isolados sejam detectados em outras áreas.Dentre

as espécies de Echinococcus , o E.granulosus é de maior importância clínica no Brasil.

O ciclo biológico do E. granulosus envolve o cão e outros carnívoros como

hospedeiros definitivos, eliminando ovos no meio ambiente, e os ovinos, os bovinos e os

suínos são os hospedeiros intermediários.Daí, ser comum a presença do parasito em áreas

de pastoreio de gado ovino, onde auxiliando o homem na atividade pastoril temos o cão ,

que se alimenta e vísceras de ovinos infectados com cistos hidáticos e elimina ovos nas

fezes.Por sua vez, o gado no pasto ingere os ovos do parasito e assim passa a ser hospedeiro

da forma larvária.O embrião do E. granulosus, após atravessar a mucosa intestinal, pode

migrar para todos os tecidos e órgãos, sendo encontrado de preferência no fígado e pulmões

e mais raramente nos ossos e cérebro.A evolução clínica é longa e os sintomas dependem

do crescimento do cisto e de seus eventuais rompimentos, que podem desencadear reação

anafilática devido à elevada concentração de anticorpos IgE que são produzidos.Como a

principal intervenção terapêutica é a cirúrgica para retirada do cisto, o seu rompimento,

causando disseminação posterior ou choque anafilático imediato, é o principal risco do

procedimento.Os exames de imagem são ferramentas obrigatórias para a adequada

avaliação clínica do caso , além , do diagnóstico.

O cisto de E. granulosus, diferente dos cistos de Taenia, possui milhares de

escólices no interior da vesícula, circundada por uma membrana germinativa ou prolígera,

com capacidade de regeneração.Essa característica faz com que o cisto, após rompimento e

extravasamento de seu conteúdo, possa disseminar-se formando novos cistos, que irão

crescer individualmente.

São características imunológicas da hidatidose:o elevado nível de IgE, que pode

desencadear anafilaxia após a ruptura de cistos e liberação maciça de antígenos; anticorpos

IgG são produzidos desde o início da infecção; o teste intradérmico de Casoni permite a

leitura imediata (IgE) e tardia (resposta celular); tanto os anticorpos quanto a resposta T

podem mostrar resultados cruzados com outras helmintíases.Para o diagnóstico da

hidatidose são considerados, além de dados clinicoepidemiológicos, os resultados de

exames de imagem (ultra-sonografia, ressonância magnética) e de testes imunológicos para

pesquisa de anticorpos séricos.

Os principais testes imunológicos utilizados para pesquisa de anticorpos contra

antígenos do líquido hidático são o ELISA para triagem e dupla difusão, e a contra-

imunoeletroforese ou imunoblot para confirmar a especificidade dos peptídeos reativos.

Toxocaríase (Síndrome de Larva Migrans Visceral)

A síndrome de larva migrans visceral (LMV) se manifesta pela migração e

persistência de larvas vivas, em tecidos de hospedeiro não habituais, impedindo o completo

ciclo biológico do parasito.No ser humano , o Toxocara canis é o agente mais relacionado

com a LMV.Ovos do parasito contaminam o ambiente e, em solo argiloso e condições de

umidade e calor, poderão se manter embrionados até a ingestão acidental pelo ser

humano.Os cães são o reservatório natural do parasito e desenvolvem o verme adulto com

postura de ovos nas fezes.Através da circulação umbilical, o feto canino pode ser infectado

e desse modo, em cerca de 28 dias após o nascimento , o cãozinho já estará eliminado ovos.

Utilizando testes imunológicos , tem sido observada maior freqüência de anticorpos

anti-Toxocara em crianças, sugerindo possível imunidade protetora em adultos.a maioria

dos casos passa como assintomática, mas são descritas três formas de apresentação da

LMV:visceral, ocular e atípica ou oculta.Esta ultima se caracteriza por manifestações

inespecíficas , como cefaléia, hepatomegalia como aumento dos níveis de

gamaglutamiltransferase, astenia e dor abdominal.Na forma oculta é mais rara a eosinofilia

intensa, mas há elevados títulos de anticorpos.A forma ocular foi identificada em olhos

enucleados com suspeita de retinoblastoma.São observados granulomas retinianos ,

catarata, ceratite e endoftalmite.Embora o quadro seja grave, pode não haver larvas em

outros tecidos e o nível de anticorpos estar muito baixo ou indetectável, dificultando o

diagnóstico imunológico.

A forma clássica da LMV apresenta febre , manifestações pulmonares, às vezes

semelhantes às alergias respiratórias, hepatomegalia, anemia, leucocitose, intensa

eosinofilia(>20%) e hipergamaglobulinemia.Os casos fatais geralmente estão associados

com envolvimento do sistema nervoso, meningoencefalites e polirradiculoneurites ou com

resposta anafilática do hospedeiro.O diagnóstico direto pode ser feito em tecidos de biópsia,

onde se observam granuloma eosinofílico e o parasito que pode ser identificado

morfologicamente ou por meio de técnicas imunológicas de pesquisa de antígenos ( imuno-

histologia).Devido às limitações da técnicas diretas e ausência de ovos e vermes nas fezes,

a toxocaríase humana é estudada por meio de testes imunológicos para detecção de

anticorpos séricos.

TRATAMENTO DAS HELMINTOSES

A terapêutica anti-helmíntica tem apresentado apreciáveis progressos ao longo deste

século, sobretudo nas duas últimas décadas, com a introdução de novas drogas cada vez

mais próxima do anti-helmíntico ideal, ou seja, aquele que reúna as seguintes

características: 1) capacidade de alcançar o parasito onde este se encontre, no intstino, no

sangue ou nos tecidos; 2) ação deletéria sobre o helminto; 3) boa tolerância pelo

hospedeiro; 4) utilização em dose única ou em esquemas de curta duração; 5) amplo

espectro de ação, cobrindo o maior número possível de helmintos; 6) preço reduzido; 7)

possibilidade de tratamento em massa, sem inconvenientes ou grandes dificuldades; 8)

possibilidade de uso profilático, de forma cômoda.

Importantes estudos da biologias e fisiologia dos helmintos, bem como a utilização

de técnicas adequadas para a avaliação e controle da atividade anti-helmíntica de drogas,

têm contribuído para o descobrimento e o uso clínico de novas substâncias dotadas de

maior especificidade, melhor tolerância e, mais recentemente, dotadas também de amplo

espectro de ação.

DROGAS MAIS USADAS NA TERAPÊUTICA ANTI-HELMÍNTICA

ALBENDAZOL

É um derivado imidazólico de amplo espectro de ação, pois é eficaz no tratamento

de ascaridíase, enterobíase, tricocefalíase e ancilostomíase, entre os nematóides, sendo

recentemente utilizado como droga preferida no tratamento da cisticercose.

Em sua farmacodinâmica ele atua inibindo a captação de glicose associada a uma

depleção de glicogênio e diminuição do ATP, que é essencial para a sobrevivência e a

reprodução dos parasitas.

Comercializada pelos nomes; Parasin®, Zentel®, Zoben®.

CAMBENDAZOL

O cambendazol é o 2-(4-tiazolil)-5 isopropoxicarbonilaminobenzimidazol, cuja

fórmula estrutural, muito parecida com a do tiabendazol.

É uma droga específica para o tratamento da estrongiloidíase.

Comercializada pelo nome Cambem®.

IVERMECTINA

É um derivado dos anvermctins, uma nova classe de 16-lactonas, amplamente

utilizado em medicina veterinária e que, ultimamente, teve sua utilização estendida também

a seres humanos.

A ivermectina é o Mectizan; 22,23 diidroavermectin B1a, um semi-sintético

análogo de avermectin B1a (Abamectin), um inseticida desenvolvido para amplo manejo,

cuja fórmula.

Em humanos, é a droga preferida para o controle e tratamento em massa de

oncocercíase e, de acordo com vários trabalhos em andamento, para o tratamento da

filariose linfática. Adiocionalmente, a ivermectina é também, eficaz para tratar a

estrongiloidíase.

Sua farmacodinâmica consiste em provocar imobilização dos vermes induzindo uma

paralisia tônica da musculatura.

Em seres humanos, já ficou demonstrada sua eficácia terapêutica Ochicerca

volvulus, Wulchereria bancroft, Strongiloidis stercoralis, Ascaris lumbricoides, Enterobius

vermiculares e Trichurus trichura, entre os nematóides, além de eficácia também

comprovada na escabiose, pediculose e larva migrans.

Comercializada pelo nome; Revectina®.

MEBENDAZOL

O mebendazol, derivado benzimidazólico, representa real progresso no arsenal

terapêutico anti-helmíntico, tanto pela sua elevada eficácia e excelente tolerabilidade, como

também pelo seu amplo espectro de ação contra nematóides; A. lumbricoides,

Tricocephalus trichiuris, Enterobius vermicularis, Ancylostoma duodenale, Necator

americanus e cestóides como Taenia solium e Taenia saginata.

O mebendazol é o metil N-[5(6)-benzoil-2 benzi-mendazolil] carbamato, e seu

mecanismo de ação é semelhante ao albendazol.

Comercializado pelos nomes; Necamin® e Pantelmin®.

OXAMNIQUINA

A atual droga de escolha para o tratamento da esquitossomose mansônica no Brasil,

um derivado da tetraidroquinoleína.

A oxamniquina é uma droga esquitossomicida que age inicialmente deslocando os

vermes para o fígado, onde eles morrem. Parece que a ação esquitossomicida é mais

pronunciada sobre vermes machos. Entretanto o verdadeiro mecanismo de ação da droga

não é conhecido.

Comercializado pelo nome de; Mansil®.

Outros fármacos anti-helmínticos;

CLOROSSALICOLAMIDA – ATENASE

DICLOROFENO – DIFENTAN

DIETILCARBAMAZINA – HETRAZAN

HIDROXINAFTOATO DE BEFÊNIO – DEBEFENIUM

PAMOATO DE PIRANTEL – PIRANVER

PAMOATO DE PIRVÍNIO – PYR-PAM

PIPERAZINA – UVILON

PRAZIQUANTEL – CESTOX

TETRAMISOL/LEVAMISOL – ASCARIDIL

TIABENDAZOL – THIABEN

Fármacos Amebicidas, Tricomonicidas, Giardicidas, Tripanosomicidas,

Leishmanicidas

IODO-CLORO-HIDROXIQUINOLEÍNA – VIOFÍRMIO

DIIODO-HIDROQUINOLEÍNA – DIODOQUINA

GLICOLILARSENILATO DE BISMUTO – WINTODON

CLOBETAMIDA – DIANTIL

ETOFAMIDA – KITNOS

PENTAMIDINA

SURAMINA

TRIPARSAMIDA

NIFURTIMOX – LAMPIT

ANTIMONIATO DE N-METIL-GLUCAMINA – GLUCANTINE

PAMOATO DE CLICOQUANIL – CAMOLAR

ARTIGO CIENT

Uma abordagem histórica da trajetória da parasitologia

RESUMO

O texto relata os caminhos trilhados pela parasitologia, uma ciência

que emergiu no século 19 com o surgimento e o estabelecimento de

várias áreas da medicina, entre elas, a medicina tropical. Essa ciência,

segundo o sumário bibliográfico, foi indicada inicialmente como um

ramo da história natural, sendo construída com a descoberta e posterior

descrição de vários agentes patogênicos, responsáveis por alguns

processos mórbidos, até então não atribuíveis a organismos externos ao

indivíduo. Alguns parasitologistas ao redor do mundo começaram a

descrever, além dos agentes patogênicos, os vetores e os mecanismos

de transmissão das diversas doenças causadas pelos parasitas. No

Brasil, o histórico da parasitologia margeia o trajeto da medicina

tropical, com o constante embate entre os médicos da Sociedade de

Medicina e Cirurgia do Rio de Janeiro e da Escola Tropicalista Baiana.

Já em 1900, renomados médicos parasitologistas surgem no cenário

brasileiro: Oswaldo Cruz e Carlos Chagas que, através de suas

descobertas, impulsionaram a parasitologia até os dias atuais.

Uma abordagem histórica da trajetória da parasitologia

A história nos mostra que ao invés de existir um processo linear e

relativamente simples de transição epidemiológica, no qual as

chamadas doenças de pobreza são substituídas pelos males da

modernidade, o que se observa é um quadro complexo de alterações,

mudanças, adaptações e emergências típicas dos fenômenos vivos. A

relação entre as populações de homens, vetores e agentes etiológicos é

bastante complexa e não parece estar no horizonte, para os próximos

anos, a miragem de uma vida livre de infecções (Barata, 2000).

Entre as doenças decorrentes da "pobreza", destacamos as parasitárias,

ou as parasitoses. Entende-se que parasitismo é apenas um dentre

muitos tipos de associação de dois organismos e não há um caráter

único possível para rotular um animal como parasita (Wilson, 1980).

O parasita obtém alimento às expensas de seu hospedeiro,

consumindo-lhe os tecidos e humores ou o conteúdo intestinal, sendo

que o relacionamento do parasita com seu hospedeiro tem base

nutricional não podendo lesar drasticamente o hospedeiro, evitando

alterações comprometedoras, o que o faria perder o seu hospedeiro. O

parasitismo ideal é aquele que não causa dano ao hospedeiro e, por

conseguinte, não provoca doença. Isso é o que acontece com alguns

parasitas que, ao longo de milhares de anos, se adaptaram de tal forma

aos seus hospedeiros que passaram a viver outro tipo de relação entre

dois organismos denominada simbiose.

Por volta de 1860, os fundamentos da ciência chamada de parasitologia

foram estabelecidos e os parasitas se tornaram então os responsáveis

por importantes doenças do homem e dos seus animais domésticos.

Apesar de muitos parasitologistas terem qualificações médicas, a

parasitologia se estabeleceu como um ramo da história natural na

metade do século 19; muitos dos personagens que se distinguiram na

parasitologia eram médicos, zoólogos, ou de outros ramos da história

natural. Embora houvesse muita especulação se os parasitas seriam os

responsáveis pelas sérias condições patológicas apresentadas pelas

doenças, foi nesse período que se constatou que a hidatidose e a

trichinelose tinham como agentes patogênicos os parasitas (Foster,

1965).

Segundo Foster, a história da parasitologia não é uma história de

grandes eventos; ela se desenrolou ao longo dos séculos 19 e 20 nos

laboratórios das universidades, na grande maioria das vezes, em

precárias condições. Os maiores avanços e descobertas da parasitologia

tropical foram realizados por homens isoladamente ao redor do mundo

pertencentes a algumas universidades: Army e Laveran, na Argélia;

Bunch, na África do Sul; Ross, na Índia; Manson, na China; e

Bancroft, Queensland e Wucherer, no Brasil. Na Europa, podemos

destacar Rudolphi, Von Siebold e Leuckhart, apoiados por grandes

universidades e Kcheinmeister e Cobbold, indivíduos independentes,

que nunca tiveram posição acadêmica de muita importância.

Em 1872, Timoty Lewis localizou o nematóide causador da filariose no

sangue de hematúricos, denominando-o Filaria sanguinis hominis. Os

primeiros relatos dos parasitas adultos apareceriam anos depois em um

abscesso linfático examinado por Bancroft. Manson, atento a essas

observações, desvendou grande parte do ciclo da filária, entre 1877 e

1878. Conseguiu comprovar o mecanismo de infecção pelo mosquito

Culex e a "periodicidade" que a filária realizava invadindo a circulação

periférica ao cair da tarde e refluindo durante o dia, de acordo com o

ciclo de vida do vetor, através da dissecação progressiva dos mosquitos

(Foster, 1965).

A descoberta de Manson consagrou um novo modelo de experiência e

reformulou uma série de questões no campo da patologia. Questões

que requeriam novos saberes e dinâmicas de pesquisa para dar conta

dos complexos ciclos de vida dos parasitos patogênicos, envolvendo

mudança de hospedeiros e numerosas adaptações e metamorfoses nos

organismos parasitados e no meio externo (Benchimol, 2000)

Inspirado nas idéias de Patrick Manson, Ronald Ross, médico do

serviço inglês na Índia, identificou, em 1897, o parasito da malária

desenvolvendo-se nas paredes do estômago de um mosquito do gênero

Anopheles. Em 1898, estudando malária aviária, Ross estabeleceu, de

maneira definitiva, seu mecanismo de transmissão (Matos, 2000).

As oportunidades de desenvolvimento da parasitologia aumentaram

com a criação e o estabelecimento das escolas de medicina e hospitais

nos trópicos, fato que só ocorreu no final do século 19, criando assim

oportunidade de estudar os parasitas tropicais. Embora não houvesse

clara distinção entre a medicina dos trópicos e das regiões temperadas,

a maioria dos trabalhos de parasitologia no final do século foi realizada

nos trópicos (Lacaz, 1972).

A primeira escola de medicina tropical em clima temperado foi

inaugurada em Liverpool em 1899, com Boyce como professor de

patologia e chefe organizador, e Ross como conferencista convidado.

Os maiores trabalhos da escola foram inicialmente testar as idéias de

Ross na erradicação da malária através da destruição do vetor, e foi

também nessa escola que Dutton identificou o primeiro tripanossomo

humano, Trypanossoma gambiense, no sangue de um paciente e

descrevendo logo após o segundo, o T. rhodesiense.

A London School of Tropical Medicine desenvolveu dois ramos de

atividade sob a direção de Manson: a "muck-room", ou sala de fezes,

como o laboratório ficou conhecido e o Seaman's Hospital, em

Greenwich. Nessa escola foram descritos pela primeira vez, pelo

médico inglês George Low, embriões de Wuchereria bancroft na

probóscide dos mosquitos (Foster, 1965).

A exemplo da Inglaterra, outras escolas de medicina tropical e de

parasitologia se estabeleceram: o French Institute de Médicine

Coloniale, em 1902 e o original Pasteur Institute, fundado em 1888, em

Paris, que encorajava seus alunos a saírem da França e alçar vôos,

fundando outros institutos. O primeiro Pasteur Institute no Norte da

África francesa foi fundado em 1893 em Tunis. Dentre os trabalhos

desses institutos destacavam-se os de investigação na área da biologia

e da medicina tropical, mas inevitavelmente muitos dos trabalhos eram

sobre parasitologia médica.

Outro importante centro de pesquisa foi o de Cambridge, fundado em

1906, responsável pela editoração da segunda revista científica de

parasitologia Parasitology que, juntamente com o primeiro periódico

de parasitologia Archives de Parasitologie , editado em 1898, constitui

os primeiros traços da história da parasitologia. Parasitologistas de

renome deixaram neles seus artigos: Davaine, Cobbold, Nuttall,

Blanchard e Hoeppli (Foster, 1965).

O estudo da parasitologia iniciou-se nos EUA em 1850 com Joseph

Leidy, que ficou sozinho por aproximadamente 20 anos, publicando,

entre outros trabalhos relevantes, a descrição, em 1860, do parasita

Trichinella spirallis. Em 1910 foi fundada a Helmintological Society e

em 1952 a American Society of Parasitology.

As descobertas de Laveran, Ross e Bruce, no final do século 19,

expandiram a protozoologia como importante ramificação da

parasitologia. Em 1903, o Imperial Health Office, em Berlim, fundou a

divisão de protozoologia e Schaudinn foi chamado para dirigi-la, sendo

que em 1906 nascia a primeira escola de protozoologia, estabelecida

em Londres em conexão com o Listen Institute.

No Brasil, o histórico da parasitologia margeia o caminhar da medicina

tropical, quando em 1829, foi criada a Sociedade de Medicina e

Cirurgia do Rio de Janeiro que, através de um amplo programa, se

estendeu desde a adoção de medidas de higiene pela população até a

medicina legal, passando pela educação física das crianças, enterro nas

igrejas, denúncias da carência em hospitais, estabelecimento de

regulamentos sobre as farmácias, elaboração de medidas para melhor

atendimento aos doentes mentais, alerta da insalubridade dos

prostíbulos, destacando o saneamento básico. Foi a época da

medicalização das instituições hospitais, cemitérios, escolas, quartéis e

prostíbulos , quando o projeto de medicina procurou destacar o

saneamento (Nunes, 2000).

A Escola Tropicalista Baiana, integrada por vários parasitologistas de

renome, designava inicialmente um conjunto de médicos que se

organizavam ao redor de um periódico fundado em 1866 A Gazeta

Médica da Bahia à margem da Faculdade de Medicina existente na

antiga capital do Brasil Colônia. Os tropicalistas permaneceram na

fronteira entre o paradigma miasmático/ambientalista e a Teoria dos

Germes, sendo que a escola estava preocupada em refutar o

preconceito historiográfico de que a medicina brasileira era imitação da

européia, produzindo investigações originais sobre as patologias

nativas da Bahia e se posicionando independentemente face à medicina

acadêmica européia e a classe médica local (Benchimol, 2000).

Peard (1992) enfatiza o antagonismo entre os integrantes dessa escola e

os médicos da capital do Império, encastelados na academia e na

Faculdade de Medicina do Rio de Janeiro. A Sociedade Médica de

Cirurgia do Rio de Janeiro encarava o progresso como imitação da

ciência e das instituições européias; os tropicalistas baianos

investigavam a singularidade das doenças dos trópicos, a influência do

clima sobre as raças e sobre a geração ou multiplicação de miasmas e

germes, com interesse crescente pelo papel dos parasitas como

produtores de doenças. Segundo esse mesmo autor, foi o modelo

científico, que deslocava a atenção do meio ambiente para as etiologias

parasitárias específicas, que deu "clara e poderosa" identidade aos

tropicalistas baianos. Essa identidade adveio principalmente das

investigações de Wucherer, relacionadas à ancilostomíase, à filariose e

à malária.

Segundo Benchimol (2000), as contribuições brasileiras ao programa

de controle das filarioses seriam dadas pelas pesquisas embriológicas e

patogênicas de Júlio de Moura e Pedro Severiano de Magalhães,

destacando os trabalhos de Adolfo Lutz, o mais preparado para

implementar o modelo mansoniano em áreas ainda não exploradas

pelos helmintologistas brasileiros, inclusive no campo da veterinária.

A Escola Tropicalista Baiana tinha como membro, em 1841, José Cruz

Jobim que elaborou trabalho sobre as doenças que mais afligiam

escravos e indigentes do Rio de Janeiro. Entre elas, sobressaía uma

doença vulgarmente conhecida como opilação, cansação, caquexia

africana e, na literatura estrangeira, "tropical chlorosis", "mal de coen",

etc. Baseando-se nos trabalhos de Jobim, Otto Wucherer diagnosticou,

em 1865, um caso adiantado de hipoemia em um escravo que faleceu

em seguida. Na autópsia, encontrou vermes da espécie Anchylostomum

duodenale, identificado por Angelo Dubini, em 1838. As investigações

sobre essa doença prosseguiram na Bahia e no Rio de Janeiro, após a

morte prematura de Wucherer em 1873, porém as questões

fundamentais relativas à biologia e aos hábitos dos parasitas só seriam

retomadas, num patamar bem mais sofisticado, em meados de 1880 por

Adolfo Lutz (Benchimol, 2000).

Cerca de 20 anos depois do surgimento da Escola Tropicalista Baiana,

Oswaldo Cruz criaria uma nova escola de medicina, voltada para a

saúde pública. Em 1902, ele assume a direção da área de saúde pública

no governo de Rodrigues Alves, propondo ao congresso que o Instituto

Soroterápico Federal fosse transformado "num instituto para estudo das

doenças infecciosas tropicais, segundo as linhas do Instituto Pasteur de

Paris" (Benchimol, 2000). Ele não foi atendido, porém destinou verbas

próprias para elevar a categoria do então Instituto de Manguinhos. As

fronteiras de Manguinhos se alargaram e seus cientistas se

embrenharam pelos sertões do Brasil para estudar e combater doenças,

principalmente a malária.

O instituto chefiado por Oswaldo Cruz foi a única instituição sul-

americana a participar do 14o Congresso Internacional de Higiene e

Demografia, realizado em Berlim em 1907. Nesse evento, Oswaldo

Cruz recebeu medalha de ouro pela sua atuação em Manguinhos, tendo

essa condecoração uma enorme repercussão no Brasil.

Em 1906 foi inaugurada, em Belo Horizonte, a primeira filial do antigo

Instituto de Manguinhos e Carlos Chagas executou a primeira

campanha antipalúdica, em Itatinga, interior de São Paulo, onde se

construía uma hidrelétrica.

Em 1908, o então denominado Instituto de Manguinhos foi renomeado

de Instituto Oswaldo Cruz. O modelo de médico da época do

campanhismo era Oswaldo Cruz, que sustentava que o saber assentava-

se na pesquisa e na experimentação com o objetivo de combater as

endemias e as epidemias (Nunes, 2000).

Em 1909, Carlos Chagas, médico e pesquisador do Instituto Oswaldo

Cruz, descobriria uma nova doença em Lassance, interior de Minas

Gerais, a tripanossomíase americana, ou doença de Chagas. Pela

primeira vez na história da medicina, um mesmo pesquisador

identificaria o vetor (inseto conhecido como "barbeiro"), o agente

etiológico (o protozoário Trypanossoma cruzi) e a doença causada por

esse parasita. A ênfase dada à originalidade científica da descoberta de

Carlos Chagas expressou a importância assumida no processo de

institucionalização da ciência biomédica no Brasil (Kropf et al., 2000).

No ano seguinte, 1910, Chagas obteve o prêmio Shaudinn, conferido

pelo Instituto Naval de Medicina de Hamburgo, por uma comissão que

reunia a nata da microbiologia e da medicina tropical mundial. A

doença de Chagas consolidou a protozoologia como área de

concentração das pesquisas, assim como a inserção de Manguinhos

(IOC) na comunidade científica internacional como importante centro

de estudos sobre as doenças tropicais (Benchimol, 2000)

Segundo Barata (2000), a forma de ocupação do espaço agrário e do

espaço urbano em São Paulo em meados do século 20 determinou as

condições extremamente favoráveis à ocorrência de doenças

transmitidas por vetores, doenças de transmissão hídrica e doenças de

transmissão respiratória. Dentre as doenças transmitidas por vetores,

destacaram-se nesse período a febre amarela, a peste, a malária, as

leishmanioses cutâneo-mucosas e a doença de Chagas.

Em meados do século 20, eclodiu em São Paulo a epidemia de

leishmaniose tegumentar durante a construção da Estrada de Ferro

Noroeste, disseminando-se por toda a Alta Sorocabana, Alta Paulista e

região noroeste do Estado, seguindo a penetração do homem e a

derrubada das matas. A designação "úlcera de Bauru" surgiu em

decorrência desse surto, visto que o acampamento dos trabalhadores

localizava-se nessa cidade. Outros surtos ocorreram em cidades da

região (Pirajuí, Birigui, Penápolis, Araçatuba), sendo que os casos

ocorreram entre trabalhadores que derrubavam matas, moradores de

vilas e povoados recém-instalados bem como sitiantes e fazendeiros

(Pessôa, 1949).

No final do século, a endemia retornou ao Estado, apresentando-se

agora como doença de áreas periurbanas submetidas a processos de

desmatamento para loteamento, nas quais os vetores apresentariam

variação domiciliar. A doença, considerada inexistente no Estado, se

manifestou em área que sofreu grande transformação econômica

substituindo a criação de gado pelo plantio da cana, na qual se

emprega, temporariamente, grande contingente de mão de obra

migrante durante a colheita (Barata, 2000).

As características epidemiológicas da ocorrência de malária em São

Paulo refletem as condições de desenvolvimento socioeconômico do

Estado. O início da cultura cafeeira, no século 19, começa a modificar

as condições de ocupação do espaço no Estado, intensificando o

processo de desmatamento, promovendo intensos fluxos migratórios

internos e externos, estimulando a construção de ferrovias e

propiciando grande crescimento econômico (Barata, 1997).

As referências às febres palustres intermitentes e febres paulistas são

freqüentes nesse período. É possível supor, a despeito da carência de

dados numéricos sobre a doença, que todo o processo de ocupação,

intensificado durante o século 19, tenha propiciado a instalação,

consolidação e o aumento da endemia no Estado. Os relatos de

epidemias no interior do Estado, durante a década de 1910, registram

prevalências altas, atingindo de 40 a 85% da população. A ampliação

dos conhecimentos relativos à produção da malária evidencia

paulatinamente a complexidade e o número de fatores envolvidos, seja

em relação às diferentes espécies de plasmódios, em relação aos

vetores e seus comportamentos extremamente variados ou em relação

ao homem e às suas condições de vida (Barata, 1997).

Dessa forma, a entrar no século 20, a malária tem sua sentença

epidemiológica central: a relação entre o agente, o meio ambiente e o

hospedeiro. Além dos estudos entomológicos, o avanço da

parasitologia e da imunologia permitiu, no decorrer do século, avançar

no conhecimento dos ciclos do parasito no homem e no mosquito, na

produção de drogas específicas a cada fase do desenvolvimento dos

diferentes plasmódios e, mais recentemente, na busca de uma vacina

(Matos, 2000).

Entre as endemias rurais importantes, a última a aparecer em São Paulo

foi a esquistossomose, cujos primeiros casos autóctones foram

registrados em 1923. Foram registrados 11 casos sem que se

conhecesse a espécie de transmissor envolvido. Não foi atribuída maior

importância à descoberta visto que se acreditava não haver condições

propícias para a instalação da endemia (Barata, 2000). Na Segunda

metade do século 20, surgem casos autóctones de esquistossomose nos

municípios de Ourinhos, Palmital e Ipauçú, região onde é encontrada a

Biomphalaria glabrata, hospedeiro intermediário com maior potencial

para a manutenção de focos. Novos focos são detectados ainda no vale

do Ribeira e vale do Paraíba, região que se tornará endêmica para a

doença, sendo a transmissão associada principalmente à lavoura de

arroz em alagados (Chieffi e Waldman, 1988).

Além da esquistossomose, as enteroparasitoses, ao longo da história,

são indicadas como um dos mais sérios problemas de saúde pública do

Brasil (Pessôa, 1949, 1963, 1982; Rey, 1991; Neves, 2000).

Pessôa (1949, 1963) afirmou que entre os trópicos de Câncer e

Capricórnio, existem mais infecções helmínticas que pessoas.

Observando os diversos e numerosos levantamentos sobre as

enteroparasitoses realizados em todo o mundo e especialmente em

nosso país, vemos que a afirmação é bastante atual (Bundy, 1995;

Ferreira et al., 2000).

Considerando a morbidade e a mortalidade que podem advir das

infecções por enteroparasitas, a diminuição da capacidade de trabalho

dos adultos parasitados e os custos sociais de assistência médica ao

indivíduo e à comunidade, percebe-se facilmente que as parasitoses

intestinais humanas representam expressivo problema de saúde pública

nos países do Terceiro Mundo (Barata, 2000).

Comentários finais

Neste início de século 21, as parasitoses deixaram de ser doenças em

torno das quais são mobilizados recursos internacionais de diferentes

ordens, cedendo lugar a novos problemas, as chamadas "doenças da

modernidade", como a síndrome da imunodeficiência adquirida (Aids)

e as chamadas doenças reemergentes (antigos problemas), como a

tuberculose e outras a ela associadas.

A história nos mostra que os antigos males persistem nos países do

Terceiro Mundo, frutos na sua grande maioria de condições

socioeconômicas, sanitárias e higiênicas deficientes, da não-

implantação de políticas públicas que promovam o crescimento

econômico, da não-distribuição igualitária de renda e do não-acesso

universal à educação e aos serviços básicos de saneamento e de saúde.

REFERÊNCIAS

SILVA, Penilson. Farmacologia. 2002.Ed. Guanabara, 6ª edição, 1374p.

NEVES, David Pereira; Melo, Alan Lane; GENARO, Odair; LINARDI, Pedro

Marcos. Parasitologia Humana. Ed. Atheneu, 10ª edição, 422p.

WWW.SIELO.COM acessada em setembro, 2007.

REVISTA BRASILEIRA DE ANÁLISES CLÍNICAS.

WWW.DIAGNÓSTICOPARASILOLÓGICO.COM acessada em setembro,2007.