FUNGOS CONIDIAIS ASSOCIADOS A SUBSTRATOS ......Barbosa por ser o primeiro a me ensinar a tØcnica de...

UNIVERSIDADE ESTADUAL DE FEIRA DE SANTANADEPARTAMENTO DE CIÊNCIAS BIOLÓGICAS

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM BOTÂNICA

FUNGOS CONIDIAIS ASSOCIADOS A SUBSTRATOS VEGETAISEM DECOMPOSIÇÃO NO MORRO DO CHAPÉU, BA.

Tasciano dos Santos Santa Izabel

ORIENTADOR: PROF. DR. LUÍS FERNANDO PASCHOLATI GUSMÃO (UEFS)

Feira de Santana-Bahia2010

Dissertação apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Botânica da Universidade Estadualde Feira de Santana como parte dos requisitospara a obtenção do título de Mestre em Ciências –Botânica.


FUNGOS CONIDIAIS ASSOCIADOS A SUBSTRATOS VEGETAISEM DECOMPOSIÇÃO NO MORRO DO CHAPÉU, BA.

Feira de Santana-Bahia2010

Dedico esse trabalho aminha mãe, Maria

Aparecida, que sempre meapoiou em todos os

momentos.

AGRADECIMENTOS

A Deus por direcionar minha vida

A minha mãe Maria Aparecida por ter sido mãe e pai e por sempre me

incentivar a estudar e lutar pelos meus objetivos.

A minha namorada Juliana pela paciência, compreensão e carinho durante

todo período do mestrado.

A minha irmã Tássia pelo incentivo e pela amizade.

Aos meus amigos Cláudio Edson, Ildo, Jailson, Ítalo, José Aguinaldo, Léo e

Marcos Paulo pela amizade pelas discussões diversas e pelas cervejinhas.

Às minhas amigas Joseane e Juliana pelo apoio e pelas discussões sobre

as dissertações.

Ao meu orientador professor Dr. Luis Gusmão pelos ensinamentos e

paciência, especialmente no início da minha iniciação científica, e por ter

me mostrado o fascinante mundo dos fungos conidiais.

À família LAMIC: Alisson Cardoso (farofa) por ter sido meu “co-orientador”

durante o mestrado e por me aturar na viagem da Argentina; Dalila pela

oportunidade de “co-orientá-la” na sua monografia e pela amizade; Sheila

Leão pelas discussões micológicas e pelos conselhos; Flávia Barbosa

(Flavícolas) e Marcos (Marquito) pela amizade e pelas orientações

micológicas desde a iniciação científica; Davi por ser meu companheiro de

mestrado e discussões micológicas; Venício pela amizade e cultivo dos

fungos; Carol pelas discussões diversas e pela preparação dos meios de

cultura e repique dos fungos; Loise pelos conselhos nos momentos finais

do mestrado; Emília Valente pelo incentivo e pelos conselhos; Thiago pelo

cadastramento das separatas e pelos momentos de descontração; Jorge

Dias pela amizade, por me acompanhar nas coletas e pelas discussões de

Biologia e Educação; Hermeson pelas estórias mirabolantes e pela

amizade; Silvana, Patrícia pelos momentos de descontração; Fabio

Barbosa por ser o primeiro a me ensinar a técnica de lavagem e isolamento

dos fungos conidiais.

Aos professores e colegas da Pós-Graduação que muito somaram à minha

formação durante as disciplinas.

Aos pesquisadores, Dr. Li Dewei, Dr. Xiu-Guo Zhang, Dr. Zhao Guozhu e

Dr. Alena Kubatova pela gentileza e rapidez com que enviaram os artigos

solicitados, que muito auxiliaram na realização deste trabalho.

À Universidade Estadual de Feira de Santana, especialmente ao

Laboratório de Micologia que forneceu a infra-estrutura necessária ao

desenvolvimento deste projeto.

Ao Programa de Pós-graduação em Botânica pelo apoio fundamental para

a participação do Congreso Latino Americano de Micologia.

Ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico pela

bolsa concedida.

Ao Programa de Pesquisa em Biodiversidade do Semi-árido que através do

Ministério de Ciência e Tecnologia forneceu o suporte logístico para a

realização das expedições a campo.

i

SUMÁRIO

LISTA DE FIGURAS..................................................................................................... iiLISTA DE QUADROS................................................................................................... iiiLISTA DE TABELAS.................................................................................................... iv1. INTRODUÇÃO GERAL

1.1. Fungos: caracterização e classificação...................................................... 01

1.2. Fungos conidiais: caracterização e classificação....................................... 02

1.3. Estudo dos fungos conidiais em substratos vegetais em decomposição

no Brasil................................................................................... ......................... 03

1.4. Objetivos..................................................................................................... 04

1.5. Área de Estudo..................................................................................... ...... 05

1.6. Amostragem e coleta do material............................................................... 05

1.7. Processamento do material coletado......................................................... 08

1.8. Coleta dos fungos conidiais, estudo morfológico e identificação............... 09

1.9. Herborização.......................................................................................... ..... 09

1.10. Referências........................................................................ ....................... 10

CAPÍTULO I Fungos conidiais no Morro do Chapéu, Bahia: novos registros

para o continente Americano, Neotrópico, América do sul e Brasil................... 17

Abstract................................................................................................... 18

Resumo................................................................................................... 18

Introdução............................................................................................. .. 20

Materiais e métodos................................................................................ 20

Resultados e discussão.......................................................................... 21

Referências ............................................................................................ 45

CAPÍTULO II. Fungos Conidiais do bioma caatinga: espécies do complexo

Sporidesmium............................................................................................................. 50

Abstract................................................................................................... 51

Resumo................................................................................................... 51

Introdução............................................................................................... 52


ii

Resultados e discussão......................................................................... 54

Referências bibliográficas....................................................................... 64

CAPÍTULO III Fungos conidiais do bioma Caatinga: novas espécies de

Cordana, Selenodriella e Spondycladiopsis.....................................................67

Abstract................................................................................................... 68

Resumo............................................................................................... .... 68

Introdução................................................................................................ 69


Resultados e discussão........................................................................... 70

Referências bibliográficas....................................................................... 77

CONCLUSÕES GERAIS.............................................................................................. 80

RESUMO....................................................................................................................... 81

ABSTRACT................................................................................................................... 82

ANEXOS....................................................................................................................... 84

LISTA DE FIGURAS

INTRODUÇÃO GERALFIGURA 1. Mapa com a localização da área de estudo brasileiro......................... 06

FIGURAS 2-7. Locais de coleta............................................................................... 07

FIGURA 2. Campo Rupestre........................................................................ 07

FIGURA 3. Caatinga...................................................................... ............... 07

FIGURA 4-7. Mata estacional................................................................... .... 07

CAPÍTULO IFIGURAS 1-4. Anungitea palustris R.F. Castañeda & W.B. Kendr..........................32

FIGURAS 5-6. Dendryphiopsis biseptata Morgan-Jones, R.C. Sinclair & Eicker.... 32

FIGURAS 7-9. Dictyochaeta anam. de Chaetosphaeria dingleyae S. Hughes,

W.B. Kendr. & Shoemaker.................................................................................... 32

FIGURAS 10-12 Dictyochaeta anam. de Chaetosphaeria pulchriseta S. Hughes,

W.B. Kendr. & Shoemaker.................................................................................... 32

iii

FIGURAS 13-15. Dictyochaeta matsushimae (Hewings & J.L. Crane) Whitton,

McKenzie & K.D. Hyde.......................................................................................... 32

FIGURAS 16-18. Endophragmiella boothii (M.B. Ellis) S. Hughes.......................... 32

FIGURAS 19-22. Endophragmiella pallescens B. Sutton........................................ 33

FIGURAS 23-24. Eversia parvula Hol.-Jech …………...……...………..................... 33

FIGURAS 25-27. Gyrothrix hughesii Piroz ……………………….............................33

FIGURAS 28-30. Helicoubisia coronata Lunghini & Rambelli.................................. 33

FIGURAS 31-33. Minimelanolocus navicularis (R.F.Castañeda) R.F. Castañeda...33

FIGURAS 34-36. Selenodriella ponmudiensis (Varghese & V.G. Rao) R.F.

Castañeda & Saikawa........................................................................................... 33

FIGURAS 37-39. Virgariella atra S. Hughes............................................................ 33

CAPÍTULO IIFIGURAS 1-6. Ellisembia sp. nov............................................................................ 61

FIGURAS 7-9. Sporidesmiella garciniae var. nov. .................................................. 62

FIGURAS 10-11. Ellisembia vaga (Nees & T. Nees) Subram.................................. 62

FIGURAS 12-15. Sporidesmiopsis zhejiangensis Wongsawas, H.K. Wang, K.D.

Hyde & F.C. Lin................................................................................................... 62

CAPÍTULO IIIFIGURAS 1-4. Cordana sp. nov.............................................................................. 76

FIGURAS 5-8. Selenodriella sp. nov....................................................................... 76

FIGURAS 9-12. Spondylocladiopsis sp. nov............................................................ 76

LISTA DE QUADROS

INTRODUÇÃO GERALQUADRO 1. Pontos de coletas e coordenadas geográficas................................... 08

LISTA DE TABELAS

CAPÍTULO IITABELA 1. Sinopse dos gêneros do complexo Sporidesmium.............................. 63

iv

CAPÍTULO IIITABELA 1. Sinopse das espécies de Cordana com conídios versicolores............ 71

TABELA 2. Sinopse das espécies de Selenodriella................................................ 73

TABELA 3. Sinopse das espécies de Spondylocladiopsis..................................... 75

v

Este trabalho está baseado no Código Internacional deNomenclatura Botânica, Código de Saint Louis (McNeill et al., 2007).

Com base nos critérios previstos nos artigos 29-31 do mesmo,considera-se o presente trabalho uma publicação não efetiva e não válida

para fins de prioridade taxonômica e nomenclatural.

1

1. INTRODUÇÃO GERAL

1.1. Fungos: caracterização e classificação

Historicamente, os fungos foram considerados plantas por apresentarem

algumas características em comum com esses organismos como: imobilidade,

presença de parede celular e produção de esporos. (Alexoupoulos et al, 1996).

No entanto, os fungos apresentam características próprias que os diferenciam das

plantas e dos demais seres vivos como: estrutura somática, comumente,

representada por hifas, que em conjunto constituem o micélio, a dicariofase e

nutrição por absorção (Alexopoulos et al., 1996; Kirk et al. 2008). Em 1969

Whittaker propôs a classificação dos fungos em um reino à parte (Reino Fungi)

englobando os fungos e organismos relacionados. (Bononi & Grandi, 1998).

Com o avanço de técnicas de ultraestrutura, bioquímica e principalmente

da biologia molecular, os fungos foram reconhecidos como polifiléticos e

distribuídos em três reinos: Chromista, englobando os Hyphochytridiomycota,

Labyrinthulomycota e Oomycota; Protozoa, representado pelos Acrasiomycota,

Dictyosteliomycota, Myxomycota e Plasmodiophoromycota e Fungi,

compreendendo os Filos Chytridiomycota, Zygomycota, Ascomycota e

Basidiomycota (Kirk et al., 2001).

Schussler et al. (2001) através de análises moleculares, morfológicas e

ecológicas propuseram a criação do Filo, Glomeromycota, para segregar os

fungos micorrízicos arbusculares do filo Zygomycota. Por meio de análises

filogenéticas moleculares, James et al. (2006) demonstraram que o Filo

Chytridiomycota não e monofilético e elevaram a ordem Blastocladiales,

anteriormente incluída em Chytridiomycota ao “status” de Filo Blastocladiomycota.

Hibbett et al. (2007), apresentaram uma nova reestruturação para o Reino

Fungi, propuseram o Filo Neocallimastigomycota (segregando-o do filo

Chytridiomycota), incluíram o Filo Microsporídia no Reino Fungi e dividiram o filo

Zygomycota em 4 subfilos: Kickxellomycotina, Zoopagomycotina,

Entomophthorimycotina e Mucoromycotina. Segundo esses autores os

representantes do Reino Fungi devem ser classificados em sete filos:

Blastocladiomycota, Chytridiomycota, Glomeromycota, Microsporidia,

Neocallimastigomycota, Ascomycota e Basidiomycota, os dois últimos formando o

2

subreino (Dikarya), e quatro subfilos, Kickxellomycotina, Zoopagomycotina,

Entomophthorimycotina e Mucoromycotina. Kirk et al. (2008) consideram o filo

Zygomycota, desconsiderando os quatro subfilos propostos por Hibbett et al.

(2007), além de não reconhecerem os filos Neocallimastigomycota e

Blastocladiomycota.

Hawksworth (1991), presume existir cerca de 1,5 milhão de espécies de

fungos. O Reino fungi é composto atualmente por 36 classes, 140 ordens, 560

famílias, 8283 gêneros e 97861 espécies (Kirk et al., 2008). Esses organismos

destacam-se como os principais agentes decompositores de material vegetal pois

possuem uma capacidade eficiente na degradação de celulose e outros

compostos orgânicos complexos (Siqueira & Franco 1988). Ainda que muitas

espécies tenham uma distribuição geográfica restrita, a maior parte delas é

cosmopolita (Herrera & Ulloa, 1998).

1.2. Fungos conidiais: caracterização e classificaçãoOs fungos conidiais se reproduzem por mecanismos assexuais,

compreendem aproximadamente 2.800 gêneros e 16.000 espécies segundo

estimativa de Kirk et al. (2001). Estes fungos, representam a fase assexual dos

Filos Ascomycota ou Basidiomycota (Kendrick, 1992). O termo fungo conidial não

constitui uma implicação taxonômica ou filogenética, visto que as espécies

incluídas em um gênero estão relacionadas entre si pela conidiogênese e

morfologia, não necessariamente por sua filogenia (Kendrick, 1992).

Os fungos conidiais não representam uma classificação natural, estes

costumam ser reunidos em classes, gêneros e espécies para a sistematização de

sua identificação e nomenclatura, dispensando um ordenamento sistemático

tradicional (Mercado-Sierra, 1984). Em virtude disto, e com base na morfologia de

estruturas de reprodução assexuada, estes fungos são subdivididos em três

classes artificiais: Agonomycetes, Coelomycetes e Hyphomycetes (Kirk et al.,

2008). Os Agonomycetes não produzem conídios, mas, estruturas de resistência

denominadas clamidósporos ou escleródios (Kirk et al., 2008). Os Coelomycetes

produzem conídios em acérvulos ou picnídios, freqüentemente desenvolvidos sob

o substrato vegetal, subcuticular ou intra-epidermal (Kendrick, 1992). Os

Hyphomycetes, por sua vez, reúnem os fungos que produzem conidióforos livres

sobre o micélio (Alexoupoulos et al., 1996).

3

As primeiras tentativas de classificação dos fungos conidiais eram

baseadas principalmente em caracteres morfológicos superficiais ou na aparente

preferência por determinados substratos (Mercado-Sierra, 1984). O sistema de

classificação mais importante do século XIX foi proposto por Saccardo (1886) em

sua obra Sylloge Fungorum IV. Este autor utilizou características como: cor,

septação e forma dos conídios; padrão de agregação dos conidióforos ou

ausência desses; produção, ou não, de conídios em estruturas fechadas.

No século XX, foram publicadas novas propostas de classificação que

enfatizavam os diferentes eventos de ontogenia do conídio, tratando os

caracteres propostos por Saccardo como tendo importância secundária (Mercado-

Sierra 1984). A proposta de Hughes (1953) foi classificar os conídios, enfatizando

principalmente o tipo de crescimento da célula conidiogênica, a ontogenia conidial

e a posição da zona de crescimento do conidióforo. Os conceitos e a terminologia

empregados na taxonomia dos fungos conidiais foram padronizados na reunião

realizada em Kananaskis, Canadá (Kendrick, 1971). Ellis (1971) foi o primeiro a

fazer uso destes termos, enfatizando a célula que produz o conídio, ou seja, a

ontogenia, ao invés do tipo de conídio formado por estas células.

A introdução da conidiogênese como base para a ordenação dos fungos

conidiais, estabilizou os critérios de identificação dos esquemas anteriores onde

existem problemas de ambigüidade (Castañeda-Ruiz, 2001). A conidiogênese tem

revelado características constantes, as quais, normalmente, não se modificam

durante o cultivo dos fungos em cultura (Holubová-Jechová, 1990). Carmichael

(1971) considera arbitrário o agrupamento dos fungos conidiais com base na

conidiogênese, no entanto, segundo esse autor, sua utilização é necessária para

a ordenação destes fungos. Tubaki (1958, 1963) e Subramanian (1962),

comparando espécies de fungos conidiais aos respectivos estágios assexuais,

demonstraram que alguns caracteres ontogenéticos são provavelmente

monofiléticos, o que pode auxiliar significativamente na classificação do grupo.

1.3. Estudo dos fungos conidiais em substratos vegetais em decomposiçãono Brasil.No Brasil, os estudos sobre os fungos conidiais associados a substratos

vegetais em decomposição são incipientes devido a pouca quantidade de

especialistas nesse grupo no país (Gusmão et al. 2006).

4

O estudo taxonômico dos fungos conidiais no Brasil teve início no final do

século XIX, como resultado do trabalho de coletores europeus, como E.H.G. Ule e

A. Puttemans (Gusmão et al., 2006).

Batista e colaboradores, nas décadas de 50 a 70 deram significativa

contribuição para o estudo dos fungos conidiais no país (Silva & Minter, 1995). Na

década de 70 alguns fungos foram descritos a partir de folhedo, originados de

coletas esporádicas ou até de visitas de pesquisadores ao país (Sutton & Hodges

Junior, 1975a, b, 1976a, b, 1977; Muchovej, 1980; Katz, 1981). No final da década

de 70 e na década de 80 é que finalmente projetos envolvendo coletas

sistemáticas e intensivas em determinadas áreas originaram trabalhos enfocando

o conhecimento da diversidade de microfungos associados a substratos vegetais

em decomposição (Booth, 1979; Grandi, 1985, 1990, 1991a, b, 1992; Schoenlein-

Crusius & Milanez, 1990).

Na década de 90 foram realizados diversos trabalhos abordando a

decomposição de detritos foliares nos Estados de São Paulo e Paraná (Grandi,

1992, 1998, 2004; Grandi & Gusmão, 1995, 1996, 2002a, 2002b; Gusmão &

Grandi, 1996, 1997, 2001; Gusmão, 2001; Gusmão et al., 2000, 2001).

O conhecimento da diversidade de fungos conidiais no semi-árido brasilero

é bastante pontual (Gusmão et al. 2006). Em levantamento da diversidade de

fungos em Pernambuco, Maia et al. (2002) registraram 2.697 espécies, das quais

42% são fungos conidiais. No estado da Bahia diversos trabalhos vêm sendo

realizados, principalmente, em regiões da Chapada Diamantina (Gusmão, 2003;

Barbosa & Gusmão, 2005; Gusmão & Barbosa, 2005), Serra da Jibóia (Barbosa

et al. 2007; Marques et al. 2007a, b) e outras áreas do semi-árido como: Senhor

do Bonfim, Reserva Ecológica do Raso da Catarina e Dunas do Médio São

Francisco, apresentando novos registros para o país, além de novas espécies

(Castañeda-Ruiz et al., 2006; Cruz et al., 2007a,b, 2008, 2009; Gusmão et al.,

2008; Leão-Ferreira et al., 2008).

1.4. ObjetivosGeral:

• Desenvolver estudo taxonômico de fungos conidiais associados a

substratos vegetais em decomposição em Morro de Chapéu - Ba.

5

Específicos:

• Coletar e identificar os fungos conidiais encontrados nos diferentes

substratos vegetais.

• Herborizar e preservar em lâminas permanentes os fungos conidiais

encontrados.

• Descrever e ilustrar as espécies que constituírem novos registros para o

Brasil, América do Sul, Neotrópico e novas espécies.

• Relacionar as demais espécies em forma de listagem e divulgar sua

ocorrência na área de estudo.

1.5. Área de EstudoA Chapada Diamantina ocupa aproximadamente 15% do território da

Bahia, situando-se na porção central do Estado, ocupando uma extensão de

70.258 km2 (Bandeira, 1995). O município de Morro do Chapéu situado ao Norte

da Chapada Diamantina, entre as coordenadas 10º40'-11º50'S e 40º50'- 41º20'W,

possui uma área de 5.920km2 com desníveis topográficos que variam entre 480 e

1.293 m (Rocha & Costa, 1995). Os solos apresentam-se ácidos e com baixa

fertilidade. Predominância do tipo climático tropical de altitude, com verão brando

e temperatura média do mês mais frio (julho) inferior a 18 ºC e temperatura média

do mês mais quente (janeiro) inferior a 22 ºC (Rocha & Costa, 1995). A

precipitação média anual geralmente é reduzida, em torno de 800 mm (Rocha &

Costa, 1995). É classificado pelo Ministério do Meio Ambiente (MMA) como área

de extrema importância biológica por apresentar uma alta taxa de endemismo

(Fig. 1) (Velloso et al., 2002). Além de outras características, o município possui

uma tipologia vegetal única de Caatinga que não se encontra representada em

nenhuma das outras Unidades de Conservação. (Maury, 2002). Além da

vegetação de caatinga, o município apresenta outras formações vegetacionais

como campo rupestre, florestas estacionais, vegetação de dunas interiores e

áreas de transição. (Junqueira & Biachini, 2006).

1.6. Amostragem e coleta do material.Foram realizadas quatro expedições de coleta em seis pontos do

município, escolhidos ao acaso, sendo um em Campo Rupestre, um em Caatinga

e quatro em Mata Estacional (Fig. 2, Quadro 1). A técnica de amostragem para a

6

coleta da serapilheira foi através do método de parcelas, que consistiu em traçar

em cada ponto uma área de 10x10 m, subdividida em quatro quadrados de 5 x

5m. Em cada quadrado foi coletado uma unidade de cada substrato: folha, casca

e galho em decomposição. As amostras coletadas foram acondicionadas

separadamente em sacos de papel Kraft.

Morro do Chapéu

Fig 1. Mapa da Região Nordeste com delimitação dobioma Caatinga e designação das 57 áreas prioritáriaspara conservação (em destaque a área de estudo). Fonte:Velloso et al. 2002

7

Fig.2–7. Pontos de coleta: 2: Campo Rupestre; 3: Caatinga; 4–7: MataEstacional.

3 4

5 6

2 3

4 5

76

8

1.7. Processamento do material coletado.As amostras foram submetidas à técnica de lavagem em água corrente

(Castañeda-Ruiz, 2005). A técnica consistiu em depositar os substratos vegetais

em escorredor plástico (tipo doméstico) e submergi-los em bandeja sobre a qual a

água escorreu no período de uma hora. A torneira era aberta de modo que o jato

d’água não incidisse diretamente sobre os restos vegetais, para isso, a bandeja

era mantida inclinada em um ângulo de aproximadamente 45º, sendo a água

eliminada mediante escorrimento. Após esse processo os substratos vegetais

foram colocados sobre papel filtro por cerca de 20 minutos (tempo de secagem do

material), e acondicionados em câmaras-úmidas (placa de petri + papel toalha).

As câmaras-úmidas foram acondicionadas em uma caixa de isopor (170l) sobre

um suporte ao fundo do recipiente, cujas paredes e tampa foi recoberta por papel-

toalha umedecido. Foi adicionado ao isopor cerca de 500 ml de água contendo

três a cinco gotas de glicerina. A caixa era aberta periodicamente por cerca de 15

minutos para circulação de ar e borrifamento com água para manter a umidade e

temperatura adequada ao crescimento dos fungos e produção de estruturas de

reprodução.

Pontos de coleta Coordenadas Geográficas

1 ( Campo Rupestre) S 11º 35` 30,1``

W 41º 12` 30,0``

2 (Caatinga) S 11º 37 `32,0``

W 41º 00` 10,0``

3 (Mata Estacional) S 11º 36` 49,8``

W 41º 01` 10,1``


W 41º 01` 0,9``


W 41º 00` 55,6``


W 41º 00` 58,3``

Quadro 1 : Pontos de coletas e coordenadas geográficas

9

1.8. Coleta dos fungos conidiais, estudo morfológico e identificação.A partir do terceiro dia da colocação das amostras em câmaras-úmidas e

durante 30 dias foram coletadas as estruturas de reprodução dos fungos conidiais,

sob estereomicroscópio, utilizando agulhas de ponta fina (tipo insulina) e estiletes.

Os fungos foram coletados e colocados em lâminas com meio de montagem

(resina PVL - álcool polivinílico + ácido lático + fenol). Posteriormente, foi realizada

a observação microscópica para o estudo morfológico dos fungos conidiais, através

da qual foram registradas as características das estruturas de reprodução

assexuada (conidióforos, células conidiogênicas e conídios), como aferição das

dimensões, coloração e forma, além do tipo de conidiogênese apresentada.

A identificação foi realizada com o emprego de bibliografia especializada,

comparando os dados obtidos com dados da literatura, para alcançar o nível

específico dos fungos encontrados. Os microfungos foram ilustrados utilizando

uma máquina fotográfica digital (Canon powershot G5), acoplada ao microscópio

óptico (Zeiss Axioskop 40).

As espécies que constituiram novos registros para o Continente

Americano, Neotrópico, América do Sul e Brasil e novas espécies foram descritas

com indicação de material examinado, distribuição geográfica, e breve

comentário, além de ilustrações. As demais espécies foram apresentadas em

forma de listagem.

1.8. Herborização

Amostras dos substratos vegetais contendo os espécimes encontrados

foram postas para secar a temperatura ambiente, acondicionadas em envelopes

de papel vegetal e arquivados em caixas de papelão, onde foram depositadas

naftalinas, periodicamente, para evitar a deterioração pela ação de insetos

(Sakane, 1989). Em cada envelope foi acondicionado apenas um tipo de

substrato, ou fragmento, e recebeu uma numeração específica correspondente à

exsicata, visto que esta poderá estar relacionada a um ou mais fungos, de acordo

com o observado por Maia (2003). Todas as espécies foram cadastradas

devidamente numeradas, e depositadas no HUEFS.

10

ReferênciasALEXOPOULOS, C.J.; MIMS, C.W.; BLACKWELL, M. 1996. Introductory

Mycology. John Wiley & Sons. New York.

BANDEIRA, R.L.S. 1995. Chapada Diamantina: história, riquezas e encantos.

Salvador, Onavalis Editora.

BARBOSA, F. F.; GUSMÃO, L. F. P. 2005. Two Speiropsis species (Anamorphic

Fungi-Hyphomycetes) from Bahia state, Brasil. Acta bot. bras. 19(3): 515-518.

Barbosa, F.R.; Gusmão, L.F.P.; Castañeda Ruiz, R.F.; Marques, M.F.O.; Maia,

L.C. 2007. Conidial fungi from the semi-arid Caatinga biome of Brazil. New

species Deightoniella rugosa & Diplocladiella cornitumida with new records for the

neotropics. Mycotaxon 102: 39-49.

BONONI, V.L.R.; GRANDI, R.A.P.1998. Zigomicetos, Basidiomicetos e

Deuteromicetos: noções básicas de taxonomia e aplicações biotecnológicas.

(V.L.R. Bononi, org.). Instituto de Botânica, Secretaria de Estado do Meio

Ambiente, São Paulo.

BOOTH, T. 1979. Strategies for study of fungi in marine and marine influenced

ecosystems. Revista de Microbiologia (São Paulo) 10: 123-138.

CARMICHAEL, J. W. 1971. Blastosporos, Aleuriosporos, Chlamydosporos (p. 50-

70). In: Taxonomy of Fungi Imperfecti. Canadá: University of Toronto Press.

CASTAÑEDA-RUIZ, R. F. 2001. Parámetros empleados para la identificación de

los Hongos conidiales. Pasado y presente en la taxonomía de los hifomicetes.

Revista de protección vegetal, 16 (2-3): 92-101.

CASTAÑEDA-RUIZ, R.F. 2005. Metodología en el estudio de los hongos

anamorfos. pp. 182-183. In: Anais do V Congresso Latino Americano de

Micologia, Brasília, Brasil.

CASTAÑEDA-RUIZ, R. F.; GENE, J.; GUARRO, J. 2001. A new species of

Rhexoampullifera from leaf litter from Brazil. Mycologia 93 (1): 168-170.

CASTAÑEDA-RUIZ, R.F.; GUSMÃO, L.F.P.; ABARCA, G.H.; SAIKAWA, M. 2006.

Some hyphomycetes from Brazil. Two new species of Brachydesmiella, two new

combinations for Repetophragma, and new records. Mycotaxon 95: 261-270.

CRUZ, A.C.R.; GUSMÃO, L.F.P.; CASTAÑEDA-RUIZ, R.F. 2007a. Conidial fungi

from the semi-arid Caatinga biome of Brazil. Subramaniomyces pulcher sp. nov.

and notes on Sporidesmium circinophorum. Mycotaxon 102: 25-32.

CRUZ, A.C.R.; GUSMÃO, L.F.P.; FERREIRA, S.M.L.; CASTAÑEDA-RUIZ, R.F.

11

2007b. Conidial fungi from the semi-arid Caatinga biome of Brazil. Diplococcium

verruculosum sp. nov. and Lobatopedis longistriatum sp. nov. Mycotaxon 102: 33-

38.

CRUZ, A.C.R.; LEÃO-FERREIRA, S.M.; BARBOSA, F.R.; GUSMÃO, L.F.P. 2008.

Conidial fungi from semi-arid Caatinga biome of Brazil. New and interesting

Dictyochaeta species. Mycotaxon 106: 15-27.

CRUZ, A.C.R.; SANTA IZABEL, T. S.; LEÃO-FERREIRA, S.M.; GUSMÃO, L.F.P.

2009. Conidial fungi from the semi-arid Caatinga biome of Brazil. New species and

new records of Helicosporium. Mycotaxon 110: 53-64.

ELLIS, M.B. 1971. Dematiaceous Hyphomycetes. Commonwealth Mycological

Institute, Kew. England.

FREIRE, F.C.O. 2005. An updated list of plant fungi from Ceará State (Brazil) – I

Hyphomycetes. Revista Ciência Agronômica 36(3): 364-370.

GRANDI, R.A.P. 1985. Hyphomycetes do Estado de São Paulo. 1. Espécies do

cerrado da Reserva Biológica de Moji-Guaçu. Rickia 12: 125-145.

GRANDI, R.A.P. 1990. Hyphomycetes decompositores 1. Espécies associadas às

raízes de Calathea stromata (Horticultural). Revista Brasileira de Biologia 50: 123-

132.

GRANDI, R.A.P. 1991a. Hyphomycetes decompositores 2. Táxons associados às

raízes de Maranta bicolor Ker. Revista Brasileira de Biologia 51: 133-141.

GRANDI, R.A.P. 1991b. Hyphomycetes decompositores 4. Espécies associadas

às raízes de Ctenanthe oppenheimiana Sond. Acta Botanica Brasilica 5: 13-23

GRANDI, R.A.P. 1992. Hyphomycetes decompositores 3. Espécies associadas às

raízes de Stromanthe sanguinea Sond. Revista Brasileira de Biologia 52: 275-282.

GRANDI, R.A.P. 1998. Hyphomycetes decompositores do folhedo de Alchornea

triplinervea (Spreng.) Mull. Arg. Hoehnea 25(2): 133-148.

GRANDI, R.A.P. 2004. Anamorfos da Serapilheira nos Vales dos Rios Moji e

Pilões, município de Cubatão, São Paulo, Brasil. Hoehnea 31(3): 225-238.

GRANDI, R.A.P.; GUSMÃO, L.F.P. 1995. Espécies de Gyrothrix (Hyphomycetes)

no folhedo de Cedrela fissilis Vell., em Maringá, PR, Brasil. Hoehnea 22 (1/2):

191-196

GRANDI, R.A.P.; GUSMÃO, L.F.P. 1996. Hyphomycetes decompositores de

raízes de Calathea zebrina (Sims) Lindl. (Matantaceae), provenientes da Reserva

Biológica do Alto da Serra de Paranapiacava, Santo André, SP, Brasil. Revista

12

Brasileira de Botânica 19(2): 165-172.

GRANDI, R.A.P.; GUSMÃO, L.F.P. 2002a. O gênero Subulispora Tubaki (Fungos

mitospóricos-Hyphomycetes) sobre folhas em decomposição no Estado de São

Paulo, Brasil. Hoehnea 29(1): 31-36.

GRANDI, R.A.P.; GUSMÃO, L.F.P. 2002b. Hyphomycetes decompositores do

folhedo de Tibouchina pulchra Cogn. Revista Brasileira de Botânica 25(1): 79-87.

GUSMÃO, L.F.P. 2001. Espécies de Cylindrocladium (Fungi-Hyphomycetes)

associadas a folhas de Miconia cabussu Hoehne. Sitientibus 1(2): 120-125.

GUSMÃO, L.F.P. 2003. Microfungos associados a folhas em decomposição de

plantas nativas de Campos Rupestres do estado da Bahia, Brasil. Tese de

doutorado, Universidade de São Paulo, São Paulo.

GUSMÃO, L.F.P.; BARBOSA, F.R. 2005. Hemibeltrania (anamorphic fungi

Hyphomycetes) from Bahia state, Brazil. Sitientibus – Série Ciências Biológicas 5:

17-19.

GUSMÃO, L.F.P.; GRANDI, R.A.P. 1996. Espécies do Grupo Beltrania

(Hyphomycetes) associadas a folhas de Cedrela fissilis Vell. (Meliaceae), em

Maringá, PR, Brasil. Hoehnea 23(1) :91-102.

GUSMÃO, L.F.P.; GRANDI, R.A.P. 1997. Hyphomycetes com conidioma dos tipos

esporodóquio e sinema associados à folhas de Cedrela fissilis (Meliaceae), em

Maringá, PR, Brasil. Revista Brasileira de Botânica 11(2): 123-133.

GUSMÃO, L.F.P.; GRANDI, R.A.P. 2001. A new Neojohnstonia species from

Brazil. Mycotaxon 80: 97-100.

GUSMÃO, L.F.P.; GRANDI, R.A.P.; MILANEZ, A. I. 2000.A new species of

Beltraniopsis from Brazil, with a key to know species. Mycological Research

104(2): 251-253.

GUSMÃO,L.F.P.; GRANDI,R.A.P.; MILANEZ, A. I. 2001. Hyphomycetes from leaf

litter of Miconia cabussu in the Brazilian Atlantic rain forest. Mycotaxon 79: 201-

213.

GUSMÃO, L. F. P.; BARBOSA, F. R.; BARBOSA, F. F. 2006. Fungos conidiais

(161-201). In: Diversidade e caracterização dos fungos do semi-árido brasileiro.

Ministério da Ciência e Tecnologia. Recife: Associação Plantas do Nordeste.

13

GUSMÃO L.F.P.; LEÃO-FERREIRA, SM; MARQUES, M.F.O; ALMEIDA, D.A.C.

2008. New species and records of Paliphora from the Brazilian semi-arid region.

Mycologia 100: 306–309.

HAWKSWORTH, D. L. 1991. The fungal dimension of biodiversity: magnitude,

significance and conservation. Mycological Research 95: 641-655.

HERRERA, T.; ULLOA, M.; 1998 El Reino de los Hungos: Micologia básica e

aplicada, Universidad Nacional Autônoma de México, Fondo de Cultura

Econômica.

HIBBETT, D. S.; BINDER, M.; BISCHOFF, J. F.; BLACKWELL, M.; CANNON, P.

F.; ERIKSSON, O. E.; HUHNDORF, S.; JAMES, T.; KIRK, P. M.; LÜCKING, R.;

THORSTEN LUMBSCH, H.; LUTZONI, F.; MATHENY, P. B.;MCLAUGHLIN, D.

J.; POWELL, M. REDHEAD, S.; SCHOCH, C. L.; SPATAFORA, J. W.;

STALPERS, J.A.; VILGALIS, R.; AIME, M. C.; APTROOT, A.; BAUER, R.;

BEGEROW, D.; BENNY,G. L.; CASTLEBURY, L. A.; CROUS, P. W.; DAI, Y.;

GAMS, W.; GEISER, D. M.;GRIFFITH, G. W.; GUEIDAN, C.; HAWKSWORTH, D.

L.; HESTMARK, G.; HOSAKA, K.; HUMBER, R. A.; HYDE, K. D.;IRONSIDE, J. E.;

KÕLJALG, U.; KURTZMAN, C. P.; LARSSON, K.; LICHTWARDT, R.;

LONGCORE, J.; MIADLIKOWSKA, J.; MILLER, A.; MONCALVO, J.; MOZLEY-

STANDRIDGE, S.; OBERWINKLER, F.; PARMASTO, E.; REEB, V.; D. ROGERS,

J.; ROUX, C.; RYVARDEN, L.; SAMPAIO, J. P.; SCHÜßLER; SUGIYAMA, J.;

THORN, R. G.; TIBELL, L.; UNTEREINER, W. A.;WALKER, C.; WANG, Z.; WEIR,

A.; WEISS, M.; WHITE, M. M.; WINKA, K.; YAO, Y. & ZHANG, N. 2007. A higher-

level phylogenetic classification of the fungi. Mycological Research, 111: 509-547.

HOLUBOVÁ-JECHOVÁ, V. 1990. Problems in the taxonomy of the dematiaceous

hyphomicetes. Botanical Institute Czechoslovak Academy of Science, Studies in

Mycology, 32: 41-48.

HUGHES, S.J. 1953. Conidiophores, conidia, and classification. Canadian Journal

of Botany 31: 577-659.

JAMES.T.Y.;LETCHER,P.M.;LONGCORE,J.E.;MOZLEY-STANDRIDGE,SHARON

E.; POWELL, M. J. ; PORTER. D.; POWELL, MARTHA J.; GRIFFITH .G. W. &

VILGALYS. R. 2006. A molecular phylogeny of the flagellated fungi

(Chytridiomycota) and description of a new phylum (Blastocladiomycota).

Mycologia, 98(6), pp. 860-871

14

KATZ, B. 1981. Preliminary results of leaf litter-decomposing microfungi survey.

Acta Amazônica 11(2): 410-411.

KENDRICK, W.B. 1971. Taxonomy of Imperfect fungi. University of Toronto Press,

Toronto.

KENDRICK, W.B. 1992. The Fifth Kingdom. Waterloo, Mycologue Publications.

KIRK, P. M.; CANNON, P. F.; DAVID, J. C.; STALPERS, J. A. 2001. Ainsworth

and Bisby’s Dictionary of the fungi. 9th ed. CABI: Wallingford 654p.

KIRK P.M; CANNON P.F; MINTER, D.W; STALPERS, J.A. 2008. Ainsworth and

Bisby’s dictionary of the fungi. 10th ed. Wallingford, CAB International.

JUNQUEIRA, M.E.R; BIANCHINIR, .S. 2006. O gênero Evolvulus L.

(Convolvulaceae) no município de Morro do Chapéu, BA, Brasil. Acta Bot.

Bras. 20(1): 157-172.

LEÃO-FERREIRA, S.M.; CRUZ, A.C.R.; CASTAÑEDA RUIZ, R. F.; GUSMÃO,

L.F.P. 2008. Conidial fungi from the semi-arid Caatinga biome of Brazil.

Brachysporiellina fecunda sp. nov. and some new records for Neotropica.

Mycotaxon 104: 309-312.

MAIA, L.C. 2003. Coleções de fungos nos herbários brasileiros: estudo preliminar.

Pp.21-40. In: Peixoto, A.L. (Org.). Coleções biológicas de apoio ao inventário, uso

sustentável e conservação da biodiversidade. Rio de Janeiro, Instituto de

Pesquisas Jardim Botânico do Rio de Janeiro.

MAIA, L.C.; YANO-MELO, A.M. ; CAVALCANTI, M.A. 2002. Diversidade de

fungos no Estado de Pernambuco. Pp. 15-50. In: M. TABARELI & J.M.C. SILVA

(orgs.). Diagnóstico da Biodiversidade de Pernambuco. Recife: Secretaria de

Ciência, Tecnologia e Meio Ambiente de Pernambuco. Ed. Massangana, Recife.

MARQUES, M. F. O; MORAES V. O. J. ; LEÃO- SANTOS, S. M.; GUSMÃO,

L.F.P; MAIA, L.C. 2007a. Fungos conidiais lignícolas em um fragmento de Mata

Atlântica, Serra da Jibóia, BA. Revista Brasileira de Biociências, Porto Alegre, v.

5, supl. 2, p. 1186-1188.

MARQUES, M.F.O.; BARBOSA, F.R.; GUSMÃO, L.F.P.; CASTAÑEDA RUIZ,

R.F.; MAIA, L.C. 2007b. Conidial fungi from the semi-arid Caatinga biome of

Brazil. Cubasina microspora sp. nov., a note on C. albofusca, and some new

records for South America. Mycotaxon 102: 17-23.

15

MAURY, C.M. (org.). 2002. Avaliação e identificação de áreas e ações prioritárias

para conservação, utilização sustentável e repartição de benefícios da

biodiversidade brasileira. Brasília, Ministério do Meio Ambiente.

MERCADO-SIERRA, A. 1984. Hifomicetes Demaciáceos de Sierra del Rosario,

Cuba. Editorial Academia. Academia de Ciências de Cuba, Instituto de Botânica.

La Habana.

MUCHOVEJ, J.J. 1980. A new species of Acroconidiella from Brazil. Mycologia

72: 1045-1047.

ROCHA, A.J.D.; COSTA, I.V.G. (org.). 1995. Projeto mapas municipais do

município de Morro do Chapéu. Salvador, Companhia de Pesquisa de Recursos

Minerais.

SACCARDO, P.A. 1886. Syllogue Fungorum IV. Hyphomycetae. Padua.

SAKANE, M. 1989. Organização de herbário. In: técnicas de coleta, preservação

e herborização de material botânico. (coord. Por Oswaldo Fidalgo e Vera Lúcia R.

Bononi). São Paulo: Instituto de Botânica.

SCHOENLEIN-CRUSIUS, I.H.; MILANEZ, A.I. 1990. Hyphomycetes aquáticos no

Estado de São Paulo, Brasil. Revista Brasileira de Botânica 13: 61-68.

SCHUSSLER, A., SCHWARZOTT, D.; WALKER, C. 2001. A new fungal

phylum,the Glomeromycota: phylogeny and evolution. Mycological Research 105:

1413-1421.

SILVA, M.; MINTER, D.W. 1995.Fungi from Brazil, recorded by Batista and

Co.workers. Mycological Papers 169: 1-585.

SIQUEIRA, J.O.; FRANCO, A.A. 1998. Biotecnologia do solo. Ministério da

Educação-Esal, Brasília.

SUBRAMANIAN, C. V. 1962. The classification of hyphomycetes. Bulletin of the

Botanical Survey of India, 4:249-259.

SUTTON, B.C.; HODGES JUNIOR, C.S. 1975a. Eucalyptus microfungi: Codinaea

and Zanclospora species from Brazil. Nova Hedwigia 26: 517-525.

SUTTON, B.C.; HODGES JUNIOR, C.S. 1975b. Eucalyptus microfungi: two new

Hyphomycetes genera from Brazil. Nova Hedwigia 26: 527-533.

SUTTON, B.C.; HODGES JUNIOR, C.S. 1976a. Eucalyptus microfungi:

Microdochium and Phaeoisaria species from Brazil. Nova Hedwigia 27: 215-222.

SUTTON, B.C.; HODGES JUNIOR, C.S. 1976b. Eucalyptus microfungi: some

setose Hyphomycetes with phialides. Nova Hedwigia 27: 343-352.

16

SUTTON, B.C.; HODGES JUNIOR, C.S. 1977. Eucalyptus microfungi:

Miscellaneous Hyphomycetes. Nova Hedwigia 28: 487-498.

TUBAKI, K. 1958. Studies on Japanese Hyphomycetes. V. Leaf and stem group

with a discussion of the classification of Hyphomycetes and their perfect stages.

Journal of the Hattori Botanical Laboratory, 20:142-244.

TUBAKI, K. 1963. Taxonomic study of hyphomycetes. Ann. Rep. Institute For

Fermentation Osaka, 1:25-54.

VELLOSO, A.L.; SAMPAIO, E.V.S.B.; PAREYN, F.G.C. 2002. Ecorregiões

propostas para o Bioma Caatinga. Recife: Associação Plantas do Nordeste -

APNE, Instituto de Conservação Ambiental, The Nature Conservancy do Brasil.

76p.

17

CAPÍTULO 1

FUNGOS CONIDIAIS NO MORRO DO CHAPÉU-BA: NOVOS

REGISTROS PARA O CONTINENTE AMERICANO, NEOTRÓPICO,

AMÉRICA DO SUL E BRASIL

Artigo submetido à Revista Rodriguesia.

18

Abstract

During investigation of conidial fungi from dead plant material in an area of

extreme biological importance at Caatinga biome, municipality of Morro do

Chapéu, State of Bahia, some new records for American continent, Neotropica,

South America and Brazil were found. Dendryphiopsis biseptata Morgan-Jones,

R.C. Sinclair & Eicker and Virgariella atra S. Hughes are new records for American

continent; Dictyochaeta matsushimae (Hewings & J.L. Crane) Whitton, McKenzie

& K.D. Hyde and Endophragmiella boothii (M.B. Ellis) S. Hughes are reported for

the first time for Neotropica; Anungitea palustris R.F. Castañeda & W.B. Kendr.,

Dictyochaeta anam. of Chaetosphaeria dingleyae S. Hughes, W.B. Kendr. &

Shoemaker , Dictyochaeta anam. of Chaetosphaeria pulchriseta S. Hughes, W.B.

Kendr. & Shoemaker, Eversia parvula Hol.-Jech., Gyrothrix hughesii Piroz. and

Minimelanolocus navicularis (R.F. Castañeda) R.F. Castañeda are new records to

South America; Endophragmiella pallescens B. Sutton, Helicoubisia coronata

Lunghini & Rambelli and Selenodriella ponmudiensis (Varghese & V.G. Rao) R.F.

Castañeda & Saikawa are reported for the first time for Brazil. Description,

comments, geographical distribution and illustrations are present for the species.

Key word - anamorfic fungi, biodiversity, leaf litter, taxonomy.

ResumoDurante a investigação de fungos conidiais associados a materiais vegetais em

decomposição em uma área de extrema importância biológica no bioma Caatinga,

município de Morro do Chapéu, estado da Bahia, alguns novos registros para o

continente Americano, América do Sul, Neotrópico e Brasil foram encontrados.

Dendryphiopsis biseptata Morgan-Jones, R.C. Sinclair & Eicker e Virgariella atra

S. Hughes são novos registro para o continente Americano; Dictyochaeta

matsushimae (Hewings & J.L. Crane) Whitton, McKenzie & K.D. Hyde,

Endophragmiella boothii (M.B. Ellis) S. Hughes são reportados pela primeira vez

para o Neotrópico; Anungitea palustris R.F. Castañeda & W.B. Kendr.,

Dictyochaeta anam. de Chaetosphaeria dingleyae S. Hughes, W.B. Kendr. &

Shoemaker , Dictyochaeta anam. de Chaetosphaeria pulchriseta S. Hughes, W.B.

Kendr. & Shoemaker, Eversia parvula Hol.-Jech., Gyrothrix hughesii Piroz. e

Minimelanolocus navicularis (R.F. Castañeda) R.F. Castañeda são novos

19

registros para América do Sul; Endophragmiella pallescens B. Sutton, Helicoubisia

coronata Lunghini & Rambelli, Selenodriella ponmudiensis (Varghese & V.G. Rao)

R.F. Castañeda & Saikawa são reportados pela primeira vez para o Brasil.

Descrições, comentários, distribuição geográfica e ilustrações são apresentadas

para as espécies.

Palavras-chave: biodiversidade, fungos anamórficos , serapilheira, taxonomia,.

20

IntroduçãoA região semi-árida brasileira compreende uma área de 970.000 Km2, o

que equivale a 11% do território nacional (Ministério da Integração Nacional,

2005), abrangendo o norte de Minas Gerais e quase todos os estados do

Nordeste, excluindo-se o Maranhão. Nessa região o aspecto fitofisionômico

predominante é a caatinga, ocorrendo outros tipos vegetacionais como matas

úmidas, matas estacionais, cerrados, tabuleiros e campos rupestres (Andrade-

Lima, 1981).

O presente estudo foi realizado no município de Morro do Chapéu, situado

ao Norte da Chapada Diamantina (10º40'–11º50'S e 40º50'–41º20'W),

considerado área de extrema importância biológica (Velloso et al., 2002). A região

possui uma tipologia vegetal única de Caatinga, que não se encontra

representada em nenhuma das outras Unidades de Conservação no semi-árido

(Maury, 2002). Além da vegetação típica de Caatinga, a região apresenta outras

formações vegetacionais como Campo Rupestre, Florestas Estacionais,

vegetação de Dunas Interiores e áreas de transição (Junqueira & Bianchini,

2006), sendo uma região considerada de alta diversidade e com poucas Unidades

de Conservação.

O conhecimento da diversidade de fungos conidiais na região semi-árida

brasileira é bastante pontual (Gusmão et al., 2006). Diversos trabalhos publicados

recentemente têm revelado novas espécies e novos registros destes fungos,

ampliando consideravelmente a distribuição geográfica mundial de diversas

espécies (Barbosa et al., 2007; Castañeda-Ruiz et al., 2006; Cruz et al., 2007a,b,

2008, 2009; Gusmão et al., 2008; Leão-Ferreira et al., 2008; Marques et al.,

2007).

Esse trabalho teve como objetivo realizar a caracterização das espécies

que constituem novos registros para o Continente Americano, Neotrópico,

América do Sul e Brasil, coletadas em áreas de caatinga, campo rupestre e mata

estacional presentes na região de Morro do Chapéu, BA.

Materiais e métodosQuatro coletas foram realizadas, entre maio de 2008 e fevereiro de 2009,

onde substratos vegetais em decomposição (cascas, folhas e galhos) foram

coletados em seis pontos distintos, escolhidos ao acaso, sendo um de caatinga,

21

um de campo rupestre e quatro de floresta estacional. A técnica de amostragem

para a coleta da serapilheira foi através do método de parcelas, que consistiu em

traçar em cada ponto uma área de 10x10 m, subdividida em quatro quadrados de

5 x 5 m. Em cada quadrado foi coletado uma unidade de cada substrato: folha,

casca e galho em decomposição. As amostras coletadas foram acondicionadas

separadamente em sacos de papel Kraft transportadas ao laboratório e

submetidas à técnica de lavagem em água corrente (Castañeda-Ruiz, 2005).

Após secagem, as amostras foram acondicionadas em câmaras-úmidas. Após

três e durante 30 dias as estruturas de reprodução dos fungos foram observadas

sob estereomicrocópio, coletadas com auxílio de agulhas finas (tipo insulina) e

transferidas para meio de montagem permanente com resina PVL (álcool

polivinílico + lactofenol). A identificação das espécies foi realizada comparando as

estruturas reprodutivas encontradas com as descrições apresentadas em

bibliografia especializada. O material foi depositado no Herbário da Universidade

Estadual de Feira de Santana (HUEFS).

Resultados e DiscussãoForam encontradas 83 espécies de fungos conidiais, das quais, duas

representam novos registros para o continente americano, dois para o Neotrópico,

seis para a América do Sul e três para o Brasil. A maioria das espécies foram

coletadas sobre folhas (51), seguido de cascas (28) e galhos (23).

Anungitea palustris R.F. Castañeda & W.B. Kendr., Univ. Waterloo Biol. Ser. 35:

10. 1991.

Fig. 1–4Conidióforos macronemáticos, mononemáticos, simples, solitários ou em

grupos, eretos, retos, septados, lisos, castanhos a castanho-claros, subhialinos no

ápice, 34,5–127,5 × 4,5–6 µm; células conidiogênicas poliblásticas, integradas,

raramente evidentes, terminais, raramente laterais; dentículos proeminentes, 1–2

µm de compr.; conídios catenulados, cilíndricos a fusiformes, secos, lisos, 1–

septados, raramente 0–septados, hialinos, 13,5–18 × 1,5–2,0 µm.

Material Examinado: BRASIL. Bahia: Morro do Chapéu, sobre folha em

decomposição de dicotiledônea não identificada, 12/II/2009, T.S. Santa Izabel s.n.

(HUEFS 155095).

Distribuição geográfica: Cuba (Castañeda-Ruiz & Kendrick, 1991).

22

O gênero Anungitea B. Sutton é caracterizado pelos conídios solitários ou

formando cadeias simples, surgindo de dentículos conspícuos (Sutton, 1973;

Castañeda-Ruiz et al., 1997). O gênero é composto por 13 espécies (Castañeda-

Ruiz & Kendrick, 1997). Anungitea palustris pode ser comparada com A. fragilis B.

Sutton pela morfologia do conídio, no entanto, essa espécie apresenta células

conidiogênicas integradas, conídios castanho-claros e maiores (Sutton, 1973). O

material examinado está de acordo com a descrição apresentada por Castañeda-

Ruiz & Kendrick (1991). Este é o segundo registro da espécie para o mundo e o

primeiro para a América do Sul.

Dendryphiopsis biseptata Morgan-Jones, R.C. Sinclair & Eicker. Mycotaxon 17:

304. 1983.

Fig. 5–6Conidióforos macronemáticos, mononemáticos, solitários ou em grupos,

eretos, retos ou levemente flexuosos, ramificados no ápice, septados, lisos ou

verrucosos, castanhos a castanho-escuros, 60–210 × 7,5–9 µm; células

conidiogênicas monotréticas, integradas, subglobosas, cilíndricas, lisas,

castanhas a castanho-claras, 12–18 × 6–9 µm; conídios solitários, secos,

elipsóides a obovóides, lisos, 2-septados, raramente 1-septados, castanhos, 33–

42 × 18–21 µm.

Material Examinado: BRASIL. Bahia: Morro do Chapéu, sobre casca em

decomposição de dicotiledônea não identificada, 28/XII/2007, D.S. Santos s.n.

(HUEFS 134726).

Distribuição geográfica: África do Sul (Morgan-Jones et al., 1983).

Dendryphiopsis S. Hughes inclui cinco espécies (CABI, 2010). Dendryphiopsis

biseptata assemelha-se a D. atra (Corda) S. Hughes pela morfologia do

conidióforo e do conídio, porém, distingui-se pelo número de septos nos conídios

(Morgan-Jones et al.,1983). Dendryphiopsis biseptata foi descrito originalmente

com conidióforos lisos, no entanto, no material estudado estes se apresentaram

verrucosos. Este é o segundo registro para o mundo e o primeiro para o

continente americano.

23


Shoemaker, N.Z. Jl Bot. 6: 343. 1968.

Fig. 7–8Setas eretas, retas ou flexuosas, septadas, lisas, ápice arredondado,

castanhas a castanho-escuras, castanho-clara no ápice, 97,5–150 × 5–5,5 µm;

conidióforos macronemáticos, mononemáticos, solitários ou em grupos de 2–4

associados a uma seta, eretos, retos ou ligeiramente flexuosos, septados, lisos,

castanho-claros, 37,5–73,5 × 2,5–3,5 µm; células conidiogênicas monofialídicas,

integradas, terminais, lisas, determinadas, com colaretes proeminentes; conídios

solitários, agregados em mucilagem, falcados a fusiformes, lisos, 1-septados,

hialinos, 12–15 × 1–1,5 µm; uma sétula em cada extremidade, 5,5–8,5 µm de

compr.


decomposição de dicotiledônea não identificada, 06/XII/2007, D.S. Santos s.n.

(HUEFS 134727).

Distribuição geográfica: Nova Zelândia (Hughes & Kendrick, 1968), Estados

Unidos da América (Raabe et al., 1981), Austrália (Whitton et al., 2000), México

(Abarca et al., 2004).

A combinação dos caracteres, conídios 1-septados, uma sétula nas

extremidades e a presença de seta, são encontradas em quatro espécies:

Dictyochaeta malaysiana Kuthub., D. novae-guineensis (Matsush.) A.I. Romero,

D. tortuosa (B. Sutton) Whitton, McKenzie & K.D. Hyde e Dictyochaeta anam. de

Chaetosphaeria dingleyae (Kuthubutheen & Nawawi, 1991a). Dictyochaeta

malaysiana e D. novae-guineensis possuem conídios mais largos (3–4 µm e 2,5-

3,5 µm, respectivamente) e D. tortuosa apresenta setas tortuosas (Kuthubutheen

& Nawawi,1991a; Whitton et al., 2000). As características do material examinado

estão de acordo com o referido na literatura por Hughes & Kendrick (1968) e

Whitton et al. (2000). Esta é a primeira referência da espécie para a América do

Sul.

24

Dictyochaeta anam. de Chaetosphaeria pulchriseta S. Hughes, W.B. Kendr. &

Shoemaker, N.Z. Jl Bot. 6: 356. 1968.

Fig. 9–11.Setas eretas, retas ou ligeiramente flexuosas, septadas, lisas, castanhas,

penúltima célula geralmente castanho-escura, 168–330 × 5–7 µm; conidióforos

macronemáticos, mononemáticos, solitários ou em grupos ao redor da seta,

eretos, retos ou flexuosos, septados, lisos, castanhos a castanho-claros, 25,5–45

× 3,6–5 µm; células conidiogênicas polifialídicas, com até três proliferações

sucessivas, integradas, terminais, com colaretes; conídios 0-septados, solitários,

agrupados em mucilagem, falcados a fusiformes, ligeiramente curvos, gutulados,

lisos, hialinos, 15–25 × 1,8–4 µm, com uma sétula em cada extremidade, 1,5–3

µm.


decomposição de dicotiledônea não identificada, 24/XII/2008, T.S. Santa Izabel

s.n. (HUEFS 155085); sobre casca em decomposição de dicotiledônea não

identificada, 08/VI/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155086), idem,

21/X/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155087), idem, 24/XII/2008, T.S. Santa

Izabel s.n. (HUEFS 155088); sobre galho em decomposição de dicotiledônea não

identificada, 23/V/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155089), idem , 07/I/2008,

T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155090).

Distribuição geográfica: Estados Unidos da América e Nova Zelândia (Hughes &

Kendrick, 1968), Cuba e República Tcheca (Holubová-Jechová, 1984), Malásia

(Kuthubutheen & Nawawi, 1991b), Brunei, China (Whitton et al., 2000).

Setas com a penúltima célula castanho-escura, conídios multigutulados

estão presentes em, Dictyochaeta vittata Kuthub. & Nawawi e D. intermedia

Gusmão & Leao-Ferreira (Cruz et al., 2008). Dictyochaeta anam. de

Chaetosphaeria pulchriseta difere das espécies relacionadas pelas sétulas

menores. O material examinado está de acordo com as descrições apresentadas

por Kuthubutheen & Nawawi (1991b) e Holubová-Jechová (1984). Este constitui o

primeiro registro da espécie para América dos Sul.

25

Dictyochaeta matsushimae (Hewings & J.L. Crane) Whitton, McKenzie & K.D.

Hyde, Fungal Diversity 4: 140. 2000.

Bas .: Codinaea matsushimae Hewings & J.L. Crane, Mycotaxon 13(2): 423. 1981.

Fig. 12–14.Setas solitárias, eretas, retas ou flexuosas, lisas, castanho-escuras na

base, castanho-claras no ápice, 300–360 × 4,5–6 μm; conidióforos

macronemáticos, mononemáticos, eretos, retos ou flexuosos, simples, lisos,

castanho-claros, 40,5–66 × 4,5–6 μm; células conidiogênicas mono ou

polifialídicas, determinadas, integradas, lageniformes, lisas, subhialinas, 25,5–

34,5 × 2–3,5 μm; conídios falcados a alantóides, 3-septados, hialinos, 21–25,5 ×

3–4,5 μm; com uma sétula em cada extremidade, 9–12 μm de compr.


decomposição de dicotiledônea não identificada, 29/VIII/2008, T.S. Santa Izabel


identificada, 17/V/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155084).

Distribuição geográfica: Estados Unidos da América (Hewings & Crane, 1981);

Antiga União Soviética (Farr & Rossman, 2009).

Conídios 3-septados, com sétulas nas extremidades, são observados em

Dictyochaeta matsushimae, D. caatingae A.C. Cruz & Gusmão, D. macrospora

Kuthub. & Nawawi e D. triseptata (Matsush.) R.F. Castañeda. Destas, D.

macrospora e D. triseptata não apresentam setas; a presença de seta é

observada em D. caantigae, a qual se diferencia de D. matsushimae pelos

conídios maiores e sétulas inconspícuas (Castañeda-Ruiz, 1986; Kuthubutheen &

Nawawi, 1991a; Cruz et al., 2008). O material examinado está de acordo com a

descrição de Hewings & Crane (1981). Este constitui o primeiro registro para o

Neotrópico.

Endophragmiella boothii (M.B. Ellis) S. Hughes, N.Z. Jl Bot. 17(2): 147. 1979.

Bas .: Endophragmia boothii M.B. Ellis, Mycol. Pap. 72: 35. 1959.


eretos, retos ou levemente flexuosos, 4–6 septados, simples, lisos, castanhos,

92–189 × 4–6 μm; células conidiogênicas terminais, cilíndricas, ápice truncado,

lisas, 2–4 proliferações percurrentes, castanho-claras, 3–4 μm de larg.; conídios

26

solitários, secos, obpiriformes, 3–septados, lisos, lúmen celular reduzido,

castanhos a castanho-claros, 18–22,5 × 9–12 μm; ápice arredondado, base

truncada, 2–3 μm larg. Secessão rexolítica.

Material Examinado: BRASIL. Bahia: Morro do Chapéu, sobre galho em

decomposição de dicotiledônea não identificada, 17/V/2008, T.S. Santa Izabel s.n.

(HUEFS155091); sobre casca em decomposição de dicotiledônea não

identificada, 28/VII/2008, D.S. Santos s.n. (HUEFS 148831).

Distribuição geográfica: Reino Unido (Ellis, 1971); Estados Unidos da América

(como Endophragmia boothii, Sutton, 1978); Nova Zelândia (Hughes, 1979) China

(Wu & Zhuang, 2005).

Endophragmiella B. Sutton foi proposto com a espécie tipo E. pallescens B.

Sutton, para acomodar espécies anteriormente incluídas em Endophragmia

Duvernoy & Maire que apresentam conídios com secessão rexolítica e células

conidiogênicas com proliferações percurrentes (Hughes 1979; Castañeda-Ruiz et

al., 1995). Na classificação proposta por Hughes (1953), Endophragmiella foi

incluído entre as espécies anelóforas, cuja proliferação ocorre através das

cicatrizes/anéis (Wang, 1990). Endophragmiella boothii difere das demais

espécies do gênero pelos conídios triseptados com o lúmen célular reduzido (Wu

& Zhuang, 2005). O material examinado apresenta morfologia semelhante que as

apresentadas por Wu & Zhuang (2005), porém, apresentou conídios menores que

os descritos por Ellis (1959). Este constitui o primeiro registro para o Neotrópico.

Endophragmiella pallescens B. Sutton, Mycol. Pap. 132: 62. 1973.


eretos, retos ou flexuosos, septados, simples, lisos, castanhos, castanho-claros

no ápice, 50–150 × 4,5– 6,5 μm; células conidiogênicas terminais, cilíndricas,

ápice truncado, lisas, proliferações anelídicas; conídios solitários, secos,

elipsóides, célula basal maior que a apical, 1–septados, septos espessos e

escurecidos, lisos, castanhos, 12–16 × 4,5–7,5 μm. Secessão rexolítica.


decomposição de dicotiledônea não identificada, 15/X/2008, T.S. Santa Izabel s.n.

(HUEFS 155092).

27

Distribuição geográfica: Canadá (Sutton, 1973); Argentina (Romero & Pildain,

2003); China (Wu & Zhuang, 2005); Inglaterra (Farr & Rossman, 2009).

Endophragmiella pallescens assemelha-se a E. uniseptata (M.B. Ellis) S.

Hughes pelos conídios 1-septados, elipsóides com célula basal maior que a apical

, no entanto, E. uniseptata possui conídios maiores (Hughes, 1979). O material

examinado difere do descrito por Sutton (1973), no que se refere à ramificação

dos conidióforos e na presença de conídios 1–2-septados. No entanto, o

espécime estudado está de acordo com a descrição apresentada por Wu &

Zhuang (2005). Esta é a primeira ocorrência para o Brasil.

Eversia parvula Hol.-Jech., Česká Mykol. 41(1): 31. 1987.

Fig. 22–23Conidioma em esporodóquio; conidióforos semi-macronemáticos a

macronemáticos, retos ou flexuosos, simples ou ramificados, septados, castanho-

claros, 40–60 × 3–4 μm; células conidiogênicas holoblásticas, integradas,

terminais, cilíndricas, com proliferações percurrentes; conídios solitários,

oblongos, secos, aplanados, muriformes, lisos, formados por dois braços unidos,

castanho-claros a castanhos, célula basal subhialina, 18–24 × 7.5–10,5 μm.


decomposição, 09/VI/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155094), 13/X/2008,

D.S. Santos s.n. (HUEFS 148832).

Distribuição geográfica: Cuba (Holubová-Jechová, 1987); antiga União Soviética

(Melnik, 2000); México (Heredia-Abarca et al., 2004).

Eversia J.L. Crane & Schokn. é constituído por duas espécies, E. parvula e

E. subopaca (Cooke & Ellis) Crane & Schokn. que se diferenciam pelo número de

braços no conídio. Em E. subopaca os braços ocorrem em número de 3-4,

enquanto E. parvula possui dois braços (Holubová-Jechová, 1987). O material

examinado apresenta conidióforos maiores e conídios mais largos que os

descritos por Holubová-Jechová (1987) e Heredia-Abarca et al. (2004). Não foi

observada a formação de anelações conspícuas castanho-escuras na região

apical dos conidióforos, entretanto, as demais características do material

examinado possibilitam o enquadramento do espécime em E. parvula. Este é o

primeiro registro da espécie para a América do Sul.

28

Gyrothrix hughesii Piroz. Mycol. Pap. 84: 22. 1962.

Fig. 24–26Setas eretas, septadas, 3–5 níveis de ramificações verticiladas, em curvas

ascendentes, lisas, castanhas, 82,5–105 × 2–3 µm; conidióforos ausentes; células

conidiogênicas poliblásticas, evidentes, surgindo lateralmente à superfície da hifa

somática ou da base da seta, obclavadas a lageniformes, subhialinas 6–7,5 × 3–

4,5 µm; conídios cilíndricos a fusiformes, arranjados numa fina camada

esbranquiçada na base da seta, hialinos, 13,5–15 × 1,5–2 µm

Material examinado: BRASIL. Bahia: Morro do Chapéu, sobre folha em

decomposição de dicotiledônea não identificada, T. S. Santa Izabel, 07/VIII/08 s.n.

(HUEFS 155098).

Distribuição geográfica: Paquistão (Pirozinski, 1962); Cuba (Mercado Sierra &

Mena Portales, 1995); Caribe, Gana, Serra Leoa, Sudão, (Farr & Rossman, 2009)

Gyrothrix foi proposto por Corda em 1884 e é caracterizado por apresentar

setas ramificadas, lisas ou verrucosas, conidióforos ausentes, células

conidiogênicas poliblásticas, lageniformes a subuladas, subhialinas a hialinas e

conídios falcados, cilíndricos ou fusiformes. Gyrothrix hughesii é semelhante a G.

inops (Berlese) Piroz. e G. ramosa Zucconi & Onofri pela presença de setas

verticiladas (Pirozynski, 1962; Zucconi & Onofri, 1989). Gyrothrix inops se

diferencia de G. hughesi pelas setas maiores, levemente verrucosas e com

ramificações opostas (Pirozynski, 1962). Gyrothrix ramosa possui setas

verrucosas maiores, com ápice curvo e filiforme (Zucconi & Onofri, 1989). Este

constitui o primeiro registro para a América do Sul.

Helicoubisia coronata Lunghini & Rambelli, Micol. Ital. 8(1): 21. 1979.

Fig. 27–29Sin .: Moorella monocephala Matsush., Matsush. Mycol. Mem. 7: 58. 1993.

Conidióforos macronemáticos, mononemáticos, solitários, eretos, retos,

simples, septados, lisos, castanho-escuros, 63–107 × 4–6 µm; ápice inflado com

quatro células conidiogênicas em verticilo; células conidiogênicas holoblásticas,

evidentes, denticuladas, terminais, determinadas, subglobosas, lisas, castanho-

claras, 3,5–4 × 2,5–3 µm; conídios solitários, lisos, secos, enrolado 1 vez., 6–8

septados, simples, castanho-claros a subhialinos, 8–11 µm diâm.; largura do

filamento do conídio 2,5–4 µm.

29


decomposição de dicotiledônea não identificada, 25/VII/2008, D.S. Santos s.n.

(HUEFS 137808).

Distribuição geográfica: Costa do Marfim (Lunghini & Rambelli 1979); Equador e

Peru (como Moorella monocephala; Matsushima, 1993); Índia (Vittal & Dorai,

1995); China (Lu et al., 2000); Tailândia (Pinnoi et al., 2006).

O gênero monotípico Helicoubisia foi introduzido por Lunghini & Rambelli

(1979) com a espécie tipo H. coronata. Matsushima (1993) propôs uma nova

espécie para o gênero Moorella P. Rag. Rao & D. Rao, M. monocephala

Matsush., que apresentava as mesmas características de H. coronata. Pinnoi et

al. (2004) analisando esses dois gêneros, propuseram a sinonimização de M.

monocephala com H. coronata. O material examinado está de acordo com o

descrito por Lunghini & Rambelli (1979), exceto pela largura do filamento do

conídio, que no material examinado possui maiores dimensões. Esta representa a

primeira referência da espécie para o Brasil.

Minimelanolocus navicularis (R.F. Castañeda) R.F. Castañeda, Cryptog. Mycol.

22(1): 9. 2001.

Bas.: Pseudospiropes navicularis R.F. Castañeda, Fungi Cubenses II (La

Habana): 10. 1987.

Fig. 30–32Conidióforos macronemáticos, mononemáticos, simples, solitários, ou em

grupos, eretos ou semi-prostados, retos ou flexuosos, septados, lisos, castanhos,

castanho-claros no ápice, 45–155 × 4–5 µm; células conidiogênicas poliblásticas,

integradas, terminais, simpodiais, lócus conidiogênico inconspícuo; conídios

solitários, naviculados, secos, lisos, 3–septados, raramente 2–septado, septos

escurecidos, células polares subhialinas a castanho-claras, células centrais

castanho-escuras, 18–23 X 6,5–8,0 µm.


decomposição de dicotiledônea não identificada, 28/VII/2008, T.S. Santa Izabel

s.n. (HUEFS 155099), idem, 06/X/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155100).

Distribuição Geográfica: Cuba (Castañeda-Ruiz et al., 1987).

Minimelanolocus R.F. Castañeda & Heredia foi estabelecido, com a

espécie tipo M. navicularis, para acomodar espécies anteriormente incluídas em

30

Pseudospiropes M.B. Ellis, que apresentam conídios euseptados surgindo de

células conidiogênicas poliblásticas, integradas, com proliferações simpodiais

holoblásticas, raramente enteroblásticas e com lócus conidiogênico inconspícuos

ou com uma pequena proeminência (Castañeda-Ruiz et al., 2001). O gênero é

composto atualmente por 18 espécies (Ma et. al., 2008; Zhang et al., 2009).

Minimelanolocus navicularis difere das demais espécies do gênero pelos conídios

naviculados (Castañeda-Ruiz et al., 1987). O material examinado tem morfologia

equivalente a apresentada por Castañeda-Ruiz et al. (1987), diferindo apenas

pelos conidióforos maiores. Esta espécie é reportada pela primeira vez para a

América do Sul.

Selenodriella ponmudiensis (Varghese & V.G. Rao) R.F. Castañeda & Saikawa

Mycotaxon 85: 225. 2003.

Bas.: Circinotrichum ponmudiensis Varghese & V.G. Rao Bot. Notiser 131(2): 215.

1978.

Fig. 33–35Conidióforos setiformes, macronemáticos, mononemáticos, simples, eretos,

retos ou flexuosos, septados, castanhos, castanho-claros no ápice, 200–380 µm

de compr., 10–20 µm larg. na base bulbosa, 1,5–2,5 µm larg. no ápice; células

conidiogênicas poliblásticas, surgindo diretamente do conidióforo ou de células

suportes, ampuliformes a lageniformes, na região mediana do conidióforo,

castanho-claras a subhialinas, 3,0–4,5 × 1,5–3,0 µm; região fértil, 75–150 µm;

conídios solitários, clavados, subcilíndricos a alantóides, agregados em

mucilagem, lisos, 0–septados, hialinos 7,2–10,8 × 1,2–1,5 µm.


decomposição de dicotiledônea não identificada, 31/I/2008, T.S. Santa Izabel s.n.

(HUEFS 155096), idem, 16/II/2009, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155097).

Distribuição Geográfica: Índia (como C. ponmuniensis, Varghese & Rao, 1978);

Cuba (como C. ponmuniensis, Castañeda-Ruiz, 1997); Venezuela (Castaneda-

Ruiz et al., 2003)

Dentre as espécies de Selenodriella R.F. Castañeda & W.B. Kendr.,

apenas S. ponmudiensis e S. inaequilaterospora possuem células conidiogênicas

dispostas apenas lateralmente. No entanto, S. inaequilaterospora se diferencia de

S. ponmudiensis pelas células conidiogênicas lageniformes a subuladas, além

31

dos conídios fusiformes a vermiformes (Castañeda Ruiz & Kendrick, 1991). O

material examinado está de acordo com a descrição apresentada por Varghese &

Rao (1978). Este é o primeiro registro da espécie para o Brasil.

Virgariella atra S. Hughes, Can. J. Bot. 31(5): 654. 1953.

Fig. 36-38Conidióforos macronemáticos, mononemáticos, simples, eretos, retos ou

flexuosos, septados, lisos, castanho escuros, 180–270 × 4,5–6 µm; células

conidiogênicas poliblásticas, integradas, terminais, cilíndricas, geniculadas, com

proliferações simpodiais; conídios solitários, secos, 0–septados, elipsóides,

subglobosos a ovais, lisos, hilo proeminente, castanho-escuros, 10,5–12 × 10,5–

13 µm.


decomposição de dicotiledônea não identificada, 11/VI/2008, T.S. Santa Izabel

s.n. (HUEFS 155093).

Distribuição Geográfica: Inglaterra (Hughes, 1953); China (Farr & Rossman,

2009).

São aceitas oito espécies de Virgariella S. Hughes (Delgado-Rodriguez &

Mena-Portales, 2003). O gênero é caracterizado pelos conidióforos

macronemáticos, mononemáticos, simples, com células conidiogênicas

poliblásticas, integradas, terminais, simpodiais, cilíndricas e conídios solitários,

secos, fusiformes a elipsóides, subesféricos, esféricos, globosos, subglobosos,

lisos ou verrucosos, castanhos (Hughes, 1953; Ellis, 1971; Sutton, 1992; Delgado-

Rodriguez & Mena-Portales, 2003). Virgariella atra está mais relacionada com V.

globigera (Sacc. & Ellis) S. Hughes, no entanto esta espécie apresenta conídios

globosos a subglobosos e menores (Delgado-Rodriguez & Mena-Portales, 2003).

O material examinado apresentou conidióforos maiores e conídios menores do

que os descritos por Hughes (1953). Este constitui um novo registro para o

continente Americano.

32

Fig. 1–4. Anungitea palustris. 1. Aspecto geral. 2. Detalhe da célulaconidiogênica. 3. Cadeia de conídios (seta). 4. Conídio. 5–6.Dendryphiopsis biseptata. 5. Aspecto geral. 6. Detalhe da célulaconidiogênica (seta). 7–8. Dictyochaeta anam. de Chaetosphaeriadingleyae. 7. Aspecto geral. 8. Conídio. 9–11. Dictyochaeta anam. deChaetosphaeria pulchriseta. 9. Aspecto geral. 10. Detalhe do conidióforo.11. Conídio. 12–14. Dictyochaeta matsushimae. 12. Aspecto geral. 13.Detalhe do conidióforo. 14. Conídios. 15–17. Endophragmiella boothii. 15.Aspecto geral. 16. Conidióforo. 17. Conídio. Bar= 50µm (33, 36); 20µm (22,24, 27,30); 10µm (18, 19, 25, 26, 31, 32, 34, 35, 37, 38); 5µm (20, 21, 23,28, 29).

33

Fig 18–21. Endophragmiella pallescens. 18. Aspecto geral. 19. Detalhe dasproliferações percurrente (seta). 20-21. Conídios. 22–23. Eversia parvula. 22.Conídios. 23. Conídio. 24–26. Gyrothrix hughesi. 24. Seta. 25. Detalhe dascélulas conidiogênicas. 26. Conídios. 27–29. Helicoubisia coronata . 27.Aspecto geral. 28. Detalhe da célula conidiogênica. 29. Conídio. 30–32.Minimelanolocus navicularis. 30. Conidíoforos. 31. Conídio. 32. Conídios. 33–35. Selenodriella ponmudiensis. 33. Aspecto geral. 34. Detalhe das célulasconidiogênicas. 35. Conídios. 36–38. Virgariella atra. 36. Aspecto geral. 37-38.Conídios. Bar= 50µm (33, 36); 20µ (22, 24, 27,30); 10µm (18, 19, 25, 26, 31,32, 34, 35, 37, 38); 5µm (20, 21, 23, 28, 29).

34

Outras espécies encontradas na região de Morro do Chapéu:Actinocladium rhodosporum Ehrenb., Jahrb. Gewächsk. 1(2): 52. 1819.



(HUEFS 155193); sobre casca em decomposição de dicotiledônea não

identificada, 12/II/2009.

Atrosetaphiale flagelliformis Matsush., Matsush. Mycol. Mem. 8: 14. 1995.



(HUEFS 155194), idem, 07/X/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155195).

Beltrania rhombica Penz., Michelia 2 (8): 474. 1882.



s.n. (HUEFS 155148), idem, 08/VI//2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155149),

idem, 29/XII /2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155150).

Beltraniella portoricensis (F. Stevens) Piroz. & S.D. Patil, Can. J. Bot. 48(3):

575. 1970.



(HUEFS 155151), idem, 17/X/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155152), idem,

22/XII//2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155153), idem, 23/II//2009, T.S.

Santa Izabel s.n. (HUEFS 155154).

Brachysporiella gayana Bat., Bol Secr. Agric. (Pernambuco) 19(1-2): 109. 1952.


decomposição de dicotiledônea não identificada, 17/III/2009, T.S. Santa Izabel

s.n. (HUEFS 155226); sobre galho em decomposição, 09/VI/2008, T.S. Santa

Izabel s.n. (HUEFS 155227), idem, 21/X/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS

155228), idem, 08/X/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155229).

Brachysporiellina fecunda S.M. Leão, Gusmão, R.F. Castañeda & A.C. Cruz,

Mycotaxon 104: 310. 2008.



s.n. (HUEFS 155161).

35

Chalara affinis Sacc. & Berl., Atti Inst. Veneto Sci. lett., ed Arti, Sér. 6 3: 741.

1885.



(HUEFS 155188).

Chalara alabamensis Morgan-Jones & E.G. Ingram, Mycotaxon 4(2): 489. 1976.

Material examinado: (HUEFS 155189).



s.n. (HUEFS 155189).

Chloridium virescens var. virescens (Pers.) W. Gams & Hol.-Jech., Stud. Mycol.

13: 17. 1976.



s.n. (HUEFS 155162).

Chloridium transvaalense Morgan-Jones, R.C. Sinclair & Eicker, Mycotaxon 17:

301. 1983.



(HUEFS 155163); sobre galho em decomposição de dicotiledônea não

identificada , 27/XII/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155164).

Circinotrichum maculiforme Nees, Syst. Pilze (Würzburg): 19. 1816.



s.n. (HUEFS 155224).

Circinotrichum olivaceum (Speg.) Piroz., Mycol. Pap. 84: 6. 1962.



(HUEFS 155221), idem, 17/III/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155222).

Circinotrichum falcatisporum Piroz., Mycol. Pap. 84:7. 1962.



(HUEFS 155223).

Cordana musae (Zimm.) Höhn., Zentbl. Bakt. ParasitKde, Abt. II 2 (60): 7. 1923.

36



s.n. (HUEFS 155190), idem, 18/I/2009, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155191),

idem,17/II/2009, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155192).

Cryptophiale kakombensis Piroz., Can. J. Bot. 46: 1124. 1968.




identificada, 02/X/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155199); sobre galho em


(HUEFS 155200).

Cryptophiale udagawae Piroz. & Ichinoe, Can. J. Bot. 46:1126. 1968.



s.n. (HUEFS 155201).

Cryptophialoidea fasciculata Kuthub. & Nawawi, Mycol. Res. 98 (6): 686. 1994.



s.n. (HUEFS 155196), idem, 17/II/2009, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155197).

Cryptohialoidea ramosa G. Delgado, J. Mena & Gené, Fungal Diversity 20: 31.

2005.



(HUEFS 155206).

Dactylaria candidula (Höhn.) G.C. Bhatt & W.B. Kendr, Can. J. Bot. 46: 1256

1968.



s.n. (HUEFS 155234).

Dactylaria cazorlii Mercado, Gené & Guarro, in Gené, Mercado-Sierra & Guarro,

Mycol. Res.104 (11): 1404. 2000.


decomposição, de dicotiledônea não identificada, 25/VII/2008, T.S. Santa Izabel

s.n. (HUEFS 155230).

37

Dendrypiopsis atra (Corda) S. Hughes, Can. J. Bot. 31: 655. 1953.



(HUEFS 155183).

Dictyochaeta novae-guineensis (Matsush.) A.I. Romero, Boln Soc. argent. Bot.

22: 76. 1983.



(HUEFS 155142).

Dictyochaeta simplex (S. Hughes & W.B. Kendr.) Hol.-Jech., Folia geobot.

phytotax. 19: 434. 1984.



s.n. (HUEFS 155143).

Dischloridium inaequiseptatum (Matsush.) Hol.-Jech., Česká Mykol. 41(2): 111.

1987.



s.n. (HUEFS 155187).

Drechslera rostrata (Drechsler) M.J. Richardson & E.M. Fraser, Trans. Br. mycol.

Soc. 51: 148. 1968.



s.n. (HUEFS 155235).

Exserticlava vasiformis (Matsush.) S. Hughes, N.Z. Jl Bot. 16(3): 332. 1978.




identificada, 10/VI/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155173); sobre galho em


(HUEFS 155174).

Ellisembia adscendens (Berk.). Subram., Proc. Indian natn Sci. Acad., Part B.

Biol. Sci. 58(4): 183. 1992.

38



(HUEFS 155127), idem, 21/X/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS155128), idem,

09/I/2009, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS155129); sobre galho em decomposição

de dicotiledônea não identificada, 23/V/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS

155130), idem, 07/X/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155131), idem,

31/I/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155132).

Ellisembia brachypus (Ellis & Everh.). Subram., Proc. Indian natn Sci. Acad.,

Part B. Biol. Sci. 58: 183. 1992.


decomposição de dicotiledônea não identificada ,02/X/2008, T.S. Santa Izabel s.n.

(HUEFS 155133).

Ellisembia vaga (Nees & T. Nees) Subram., Proc. Indian natn Sci. Acad., Part B.

Biol. Sci. 58(4): 184.1992.



s.n.(HUEFS 155104).

Fusariella obstipa (Pollack) S. Hughes, Mycol. Pap. 28: 9. 1949.



(HUEFS 155216).

Gonytrichum chlamydosporium var. simile W. Gams & Hol.-Jech., Stud. Mycol.

13: 88. 1976.



s.n. (HUEFS 155166), idem, 16/X/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155167),

idem, 13/II/2009, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155168); sobre galho em


(HUEFS 155169), idem,19/III/2009, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155170).

Gonytrichum macrocladum (Sacc.) S. Hughes, Trans. Br. mycol. Soc. 34: 565.

1951.



s.n. (HUEFS 155171).

39

Gyrothrix microsperma (Höhn.) Piroz., Mycol. Pap. 84: 14. 1962.




22/XII/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155219), idem, 17/II/2008, T.S. Santa

Izabel s.n. (HUEFS 155220).

Helicosporium gracile (Morgan) Linder, Ann. Mo. bot. Gdn 16: 281. 1929.




identificada, 12/II/2009, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155209).

Helicosporium griseum Berk. & M.A. Curtis, Grevillea 3 (XXVI): 51. 1874.



s.n. (HUEFS 155215).

Helicosporium pannosum (Berk. & M.A. Curtis) R.T. Moore, Mycologia 49: 582.

1957.



s.n. (HUEFS 155214).

Helicsporium vesiculiferum A.C. Cruz & Gusmão, Mycotaxon 110: 55. 2009.



(HUEFS 141556).

Henicospra coronata B. Sutton & P.M. Kirk, Trans. Br. mycol. Soc. 75(2): 249.

1980.



(HUEFS 155182).

Idriella setiformis R.F. Castañeda & G.R.W. Arnold. Revta. Jardín Bot. Nac.,

Univ. Habana 6: 50. 1985.




40

09/I/2009, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155146), idem, 16/II/2009, T.S. Santa

Izabel s.n. (HUEFS 155147).

Junewangia globulosa (Tóth) W.A. Baker & Morgan-Jones, Mycotaxon 81: 308.

2002.



s.n. (HUEFS 155231).

Memnoniella echinata (Rivolta) Galloway, Trans. Br. Mycol. Soc. 18(2): 165.

1933.



s.n. (HUEFS 155180).

Menisporopsis novae-zelandiae S. Hughes & W.B. Kendr., N.Z. Jl Bot. 6: 369.

1968.



(HUEFS 155233).

Menisporopsis theobromae S. Hughes, Mycol. Pap. 48:59. 1952.



s.n. (HUEFS 155232).

Myrmecridium schulzeri var. schulzeri (Sacc.) Arzanlou, W. Gams & Crous,

Stud. Mycol. 58: 84. 2007.



s.n. (HUEFS 155260).

Neojohnstonia minima Gusmão & Grandi, Mycotaxon 80: 98. 2001.


decomposição de dicotiledônea não identificada, 28/VII/2008, T.S. Santa Izabel

s.n. (HUEFS 133851).

Paliphora inflata Gusmão, Marques & D.A.C. Almeida, Mycologia 100(2): 306.

2008.

41



s.n. (HUEFS 155175).

Pappimyces hastatus B. Sutton & Hodges, Nova Hedwigia 26(2-3): 528. 1975.



(HUEFS 155225).

Paraceratocladium silvestre R.F. Castañeda, Fungi Cubenses II (La Habana) 2:

9. 1987.



(HUEFS 155207).

Periconia cookei E.W. Mason & M.B. Ellis, Mycol. Pap. 56:72. 1953.



s.n. (HUEFS 155213).

Phaeostalagmus tenuissimus (Corda) W. Gams & Hol.-Jech., Stud. Mycol. 13:

93. 1976.



s.n. (HUEFS 155202).

Phaeoisaria infrafertilis B. Sutton & Hodges, Nova Hedwigia 27(1-2): 219. 1976.




(HUEFS 155205).

Ramichloridium anceps (Sacc. & Ellis) de Hoog, Stud. Mycol. 15: 59. 1977.




(HUEFS 155165).

Speiropsis scopiformis Kuthub. & Nawawi, Trans. Br. mycol. Soc. 89(4): 584.

1987.

42



(HUEFS 155186).

Speiropsis pedatospora Tubaki, J. Hattori bot. Lab. 20: 171 1958.




identificada, 12/VI/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155185).

Sporidesmiella aspera Kuthub. & Nawawi, Mycol. Res. 97(11): 1305.1993.



(HUEFS155136); sobre casca em decomposição 23/V/2008, T.S. Santa Izabel

s.n. (HUEFS155137), idem, 17/XII/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS155138);

sobre galho em decomposição de dicotiledônea não identificada, 23/XII/2008, T.S.


Sporidesmiella cuneiformis (B. Sutton) P.M. Kirk, Trans. Br. mycol. Soc. 79(3):

481. 1982.



s.n. (HUEFS 155140).

Sporiesmiopsis zhejiangensis Wongsawas, H.K. Wang, K.D. Hyde & F.C. Lin, J.

Zhejiang Univ., Sci. B, 9: 798. 2008.



(HUEFS 155101), idem, 23/XII/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155102),

12/II/2009, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155103).

Sporidesmium tropicale var. tropicale M.B. Ellis, Mycol. Pap. 70: 58. 1958.



(HUEFS 155141).

Stachybotrys chartarum (Ehrenb.) S. Hughes, Can. J. Bot. 36: 812. 1958.



43


identificada, 08/VI/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155177).

Stachybotrys longispora Matsush. Icon. microfung. Matsush. lect. (Kobe): 145.

1975.



(HUEFS 155178), idem, 08/I/2009, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155179).

Stachybotrys parvispora S. Hughes, Mycol. Pap. 48:74. 1952.



(HUEFS 155261).

Thozetella cristata Piroz. & Hodges, Can. J. Bot. 51(1): 168. 1973.



s.n. (HUEFS 133854).

Thozetella queenslandica Paulus, P.Gadek & K.D. Hyde, Mycologia 96: 1081.

2004.



s.n. (HUEFS 155212).

Umbellidion radulans B. Sutton & Hodges, Nova Hedwigia 26(2-3): 532. 1975.




Vermiculariopsiella falcata Nawawi, Kuthub. & B. Sutton, Mycotaxon 37: 175.

1990.



s.n. (HUEFS 133855).

Virgaria nigra (Link) Nees, Nat. Arr. Brit. Pl. (London) 1: 553. 1817.



(HUEFS 155210); sobre galho em decomposição de dicotiledônea não

identificada, idem, 26/X/2009, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155211).

44

Volutella minima Höhn., Sber. Akad. Wiss. Wien, Math.-naturw. Kl., Abt. 1, 118:

1543. 1909.


decomposição, 17/V/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155262).

Wiesneriomyces laurinus (Tassi) P.M. Kirk, Trans. Br. mycol. Soc. 82(4): 748.

1984.


decomposição, 17/V/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155181).

Zanclospora brevispora var. brevispora S. Hughes & W.B. Kendr., N.Z. Jl Bot.

3: 156. 1965.


decomposição, 06/X/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155160).

Zanclospora novae-zelandiae S. Hughes & W.B. Kendr., N.Z. Jl Bot. 3: 152.

1965.


decomposição, 23/V/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155155), idem,

06/X/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155156), idem, 07/I/2009, T.S. Santa

Izabel s.n. (HUEFS 155157); sobre galho em decomposição, 23/V/2008, T.S.

Santa Izabel s.n. (HUEFS 155158), idem, 07/X/2008, T.S. Santa Izabel s.n.

(HUEFS 155159).

Esse trabalho demostrou a diversidade de fungos conidiais encontrados na

região de Morro do Chapéu, apresentando novos registros e ampliando o

conhecimento da distribuição geográfica das espécies encontradas.

Agradecimentos

Os autores agradecem ao Programa de Pós-Graduação em Botânica -

PPGBot/UEFS e ao PPBIO (Programa de pesquisa de biodiversidade no Semi-

árido). T. S. Santa Izabel e L.F.P. Gusmão agradecem ao CNPq (proc.

474589/2008-0).

45

ReferênciasANDRADE-LIMA, D. 1981. The caatinga dominium. Revista Brasileira de Botânica

4: 149-153.

HEREDIA-ABARCA, G.; ESTEBANEZ, M.R. MOTA; R.M.A.; MENA-PORTALES,

J.; MERCADO-SIERRA, A. 2004. Adiciones al conocimiento de la diversidad de

los hongos conidiales del bosque mesófilo de montaña del estado de Veracruz.

Acta Botánica Mexicana 66: 1-22.

BARBOSA, F.R., GUSMÃO, L.F.P., CASTAÑEDA-RUIZ, R.F., MARQUES,

M.F.O.; MAIA, L.C. 2007. Conidial fungi from the semi-arid Caatinga biome of

Brazil. New species Deightoniella rugosa & Diplocladiella cornitumida with new

records for the neotropics. Mycotaxon 102: 39-49.

CABI BIOSCIENCE DATABASE. 2010. Index Fungorum. Disponível em <

http://www.indexfungorum.org >. (Acesso em 02/01/2010).


anamorfos. Pp. 182-183. In: Anais do V Congresso Latino Americano de


CASTAÑEDA-RUIZ, R.F. 1986. Fungi Cubense. Cuba, Instituto de

Investigaciones Fundamentales em Agricultura Tropical.

CASTAÑEDA- RUÍZ, R.F. 1987. Fungi Cubenses 2. Cuba, La Habana, Instituto de

Investigaciones Fundamentales en Agricultura Tropical.

CASTAÑEDA-RUIZ, R.F.; GUSMÃO, L.F.P.; ABARCA, G.H.; SAIKAWA, M. 2006.

Some hyphomycetes from Brazil. Two new species of Brachydesmiella, two new

combinations for Repetophragma, and new records. Mycotaxon 95: 261-270.

CASTAÑEDA-RUIZ, R.F.; GUARRO, J.; CANO, J. 1995. Notes on conidial fungi.

II. A new species of Endophragmiella. Mycotaxon 54: 403-406.

CASTAÑEDA-RUIZ, R.F.; KENDRICK, W. B. 1991. Ninety-nine Conidial Fungi

from Cuba and three from Canada. University of Waterloo Biology Series 35.

CASTAÑEDA-RUIZ, R.F.; HEREDIA, G.; REYES, M.; ARIAS, R.M.; DECOCK, C.

2001. A revision of the genus Pseudospiropes and some new taxa. Cryptogamie,

Mycologie 22: 1-18.

CASTANEDA-RUIZ, R.F.; ITURRIAGA, T.; MINTER, D.W.; AIKAWA, M.; VIDAL,

G.; VELAZQUEZ-NOA, S. 2003. Microfungi from Venezuela, A new species of

Brachydesmiella, a new combination, and new records. Mycotaxon 85: 211-229

CRUZ, A.C.R.; GUSMÃO, L.F.P.; CASTAÑEDA-RUIZ, R.F. 2007a. Conidial fungi

http://www.indexfungorum.org

46

from the semi-arid Caatinga biome of Brazil. Subramaniomyces pulcher sp. nov.

and notes on Sporidesmium circinophorum. Mycotaxon 102: 25-32.



verruculosum sp. nov. and Lobatopedis longistriatum sp. nov. Mycotaxon 102: 33-

38.

CRUZ, A.C.R.; LEÃO-FERREIRA, S.M.; BARBOSA, F.R.; GUSMÃO, L.F.P. 2008.

Conidial fungi from semi-arid Caatinga biome of Brazil. New and interesting

Dictyochaeta species. Mycotaxon 106: 15-27.

CRUZ, A.C.R.; SANTA IZABEL, T. S.; LEÃO-FERREIRA, S.M.; GUSMÃO, L.F.P.

2009. Conidial fungi from the semi-arid Caatinga biome of Brazil. New species and

new records of Helicosporium. Mycotaxon 110: 53-64.

DELGADO-RODRÍGUEZ, G; MENA-PORTALES, J. 2003. Virgariella ellipsospora

sp.nov. (Hyphomycetes, anamophic fungi) from Cuba. Cryptogamie, Mycologie

24: 153-157.

ELLIS, M.B. 1959. Clasterosporium and some allied dematiaceae –

Phragmosporae. II. Mycological Papers 72: 1-75.

ELLIS, M.B. 1971. Dematiaceous Hyphomycetes. Kew, Commonwealth

Mycological Institute.

FARR, D.F. & ROSSMAN, A.Y. FUNGAL DATABASES, SYSTEMATIC

MYCOLOGY AND MICROBIOLOGY LABORATORY, ARS, USDA. Disponível em

< http://nt.ars-grin.gov/fungaldatabases>. Acesso em 31 de julho de 2009.

GUSMÃO, L. F. P.; BARBOSA, F. R. & BARBOSA, F. F. 2006. Fungos conidiais

(161-201). In: Diversidade e caracterização dos fungos do semi-árido brasileiro.

Ministério da Ciência e Tecnologia. Recife: Associação Plantas do Nordeste, 219

p.

GUSMÃO, L.F.P; LEÃO-FERREIRA, S.M; MARQUES, M.F.O; ALMEIDA, D.A.C.

2008. New species and records of Paliphora from the Brazilian semi-arid region.

Mycologia 100: 306–309.

HEWINGS, A.D.; CRANE, J.L. 1981. The genus Codinaea. Three new species

from the Americas. Mycotaxon 13: 419-427.

HOLUBOVÁ-JECHOVÁ, V. 1984. Lignicolous hyphomycetes from

Czechoslovakia. 7. Chalara, Exochalara, Fusichalara and Dictyochaeta. Folia

geobotánica et Phytotaxonomica 19: 387-438.

http://nt.ars-grin.gov/fungaldatabases

47

HOLUBOVÁ-JECHOVÁ, V. 1987. Studies on hyphomycetes from Cuba V. Six new

species of dematiaceous hyphomycetes from Havana Province. Česká

Mykologie 41(1): 29-36.

HUGHES, S.J. 1979. Relocation of species of Endophragmia auct. with notes on

relevant generic names. New Zealand Jornal of Botany 17: 139-188.

HUGHES, SJ. 1953. Conidiophores, conidia and classification Conidiophores,

conidia and classification. Canadian Journal of Botany 31:577–659.

HUGHES, S.J. & KENDRICK, W.B. 1968. New Zealand Fungi. 12. Menispora,

Codinaea, Menisporopsis. New Zealand Jornal of Botany 6: 323-375.

JUNQUEIRA, M.E.R & BIANCHINI,. R.S. 2006. O gênero Evolvulus L.

(Convolvulaceae) no município de Morro do Chapéu, BA, Brasil. Acta Botânica

Brasílica 20(1): 157-172.

KUTHUBUTHEEN AJ, NAWAWI A. 1991a. Key to Dictyochaeta and Codinaea

species. Mycological Research 95: 1224–1229

KUTHUBUTHEEN, A.J.; NAWAWI, A. 1991b. Eight new species of Dictyochaeta

(Hyphomycetes) from Malaysia. Mycological Research 95(10): 1211-1219.

LEÃO-FERREIRA, S.M.; CRUZ, A.C.R.; CASTAÑEDA-RUIZ, R. F.; GUSMÃO,



Mycotaxon 104: 309-312.

LU, B.; HYDE, K.D.; HO, W.H.; TSUI, K.M.; TAYLOR, J.E.; WONG, K.M.; YANNA;

ZHOU, D. 2000. Checklist of Hong Kong Fungi. Hong Kong, Fungal Diversity

Press.

LUNGHINI, D.; RAMBELLI, A. 1979. Helicoubisia e Talekpea, due nuovi generi di

ifali demaziacei. Micologia Italiana 8(1): 21-24.

MA, J.; ZHANG, K.; ZHANG, X.G. 2008. Two new species of the genus

Minimelanolocus in China. Mycotaxon 104: 147-151.

MARQUES, M.F.O.; BARBOSA, F.R.; GUSMÃO, L.F.P.; CASTAÑEDA RUIZ, R.F.

; MAIA, L.C. 2007. Conidial fungi from the semi-arid Caatinga biome of Brazil.

Cubasina microspora sp. nov., a note on C. albofusca, and some new records for

South America. Mycotaxon 102: 17-23.

MATSUSHIMA, T. 1993. Matsushima Mycological Memoirs n. 7. Kobe, Published

by the author.

48

MAURY, C.M. (ORG.). 2002. Avaliação e identificação de áreas e ações

prioritárias para conservação, utilização sustentável e repartição de benefícios da

biodiversidade brasileira. Brasília, Ministério do Meio Ambiente.

MELNIK, V.A. 2000. Definitorium fungorum Rossiae. Classis Hyphomycetes.

Fasc. 1. Fam. Dematiaceae. Nauka. San Petersburgo.

MERCADO SIERRA, A.; MENA PORTALES, J. 1995. Hifomicetes dematiáceos

de tres provincias orientales de Cuba. Revista Iberoamericana de Micología 12(4): 101-107.

MINISTÉRIO DA INTEGRAÇÃO NACIONAL. 2005. Secretaria de políticas de

desenvolvimento regional. Nova delimitação do semi-árido brasileiro. Brasília:

MISDR.

MORGAN-JONES, G., SINCLAIR, R.C.; EICKER, A. 1983. Notes on

Hyphomycetes. XLIV. New and rare Dematiaceous species from the Transvaal.

Mycotaxon 17: 301-316.

PINNOI, A.; LUMYONG, S.; HYDE, K.D.; GARETH JONES, E.B. 2006.

Biodiversity of fungi on the palm Eleiodoxa conferta in Sirindhorn peat swamp

forest, Narathiwat, Thailand. Fungal Diversity 22: 205-218.

PINNOI, A.; PINRUAN, U.; HYDE, K.D. ; LUMYONG, S. 2004. Submersisphaeria

palmae sp. nov. and key to genus and notes on Helicoubisia. Sydowia 56: 72-78.

PIROZYNSKI, K.A. 1962. Circinotrichum and Gyrothrix. Mycological Papers 84: 1-

28.

RAABE, R.D.; CONNERS, I.L.; MARTINEZ, A.P. 1981. Checklist of plant diseases

in hawaii. College of tropical agriculture and human resources, University of

Hawaii. Information Text Series no. 22. Hawaii Inst. Trop. Agric. Human

Resources.

ROCHA, A.J.D. & COSTA, I.V.G. (ORG.). 1995. Projeto mapas municipais do

município de Morro do Chapéu. Salvador, Companhia de Pesquisa de Recursos

Minerais.

ROMERO, A. I.; PILDAIN, M. B. 2003. Contribución al estudio de los hongos

xilófilos de la Argentina. VII. Deuteromycotina en Eucalyptus viminalis

(Myrtaceae). Boletín de la Sociedad Micológica de Madrid 28: 125-134..

SUTTON, B.C. 1973. Hyphomycetes from Manitoba and Saskatchewan, Canada.

Mycological Papers 132: 1-143.

49

SUTTON, B.C. 1978. New and interesting Hyphomycetes from Tampa, Florida.

Mycologia 70: 784-801.

SUTTON, B.C., 1992. The relationships of Virgariella verrucosa sp. nov. on Aloe

leaves from Turkey. Sydowia 44:321-331

VARGHESE, K.I.M.; RAO, V.G. 1978. Two new setose hyphomycetes from India.

Botaniska Notiser 131: 215-217.

VELLOSO, A.L., SAMPAIO, E.V.S.B.; PAREYN, F.G.C. 2002. Ecorregiões



VITTAL, B.P.R. & DORAI, M. 1995. Studies on litter fungi VIII. Quantitative

studies of the mycoflora colonizing Eucalyptus tereticornis Sm. Litter. Kavaka

22/23: 35-41.

WANG, C.J.K. 1990. Ultrastructure of percurrently proliferating conidiogenous

cells and classification. Studies in Mycology 32: 49-64.

WHITTON, S.R.; MCKENZIE, E.H.C.; HYDE, K.D. 2000. Dictyochaeta and

Dictyochaetopsis species from the Pandanaceae. Fungal Diversity 4: 133-158.

WU, W. & ZHUANG, W. 2005. Sporidesmium, Endophragmiella and related

genera from China. Fungal Diversity Research Series 15. Hong Kong, Fungal

Diversity Press.

ZHANG, K.; FU, H.B.; ZHANG, X.G. 2009. Taxonomic studies of Minimelanolocus

from Yunnan, China. Mycotaxon 109: 95-101.

ZUCCONI, L. & ONOFRI, S. 1989. Gyrothrix ramosa sp. nov. and notes on

Gyrothrix citricola. Mycological Research 92: 380-382.

50

CAPÍTULO 2

FUNGOS CONIDIAIS DO BIOMA CAATINGA: ESPÉCIESDO COMPLEXO SPORIDESMIUM

Artigo a ser submetido para publicação na Revista Mycotaxon.

51

FUNGOS CONIDIAIS DO BIOMA CAATINGA: ESPÉCIES DO COMPLEXOSPORIDESMIUM

Tasciano dos Santos Santa Izabel & Luís Fernando Pascholati Gusmão

AbstractDuring an inventory of conidial fungi from dead plant material in an area of

extreme biological importance, in semi-arid Caatinga Biome of Brazil, some

species of Sporidesmium sensu lato were found. A new species of Ellisembia and

a new variety of Sporidesmiella are proposed. Sporidesmiopsis zhejiangensis

Wongsawas, H.K. Wang, K.D. Hyde & F.C. Lin and Ellisembia vaga (Nees & T.

Nees) Subram. are news records for American continent and South America,

respectively. Sporidesmium knawiae Crous is considered synonymous to

Repetophragma inflatum (Berk. & Ravenel) W.P. Wu. New combinations for

Ellisembia Subram. and Repetophragma Subram. are proposed. A table with the

main features of Sporidesmium and related genera is included.

Key word – Ellisembia, Repetophragma, Sporidemiella, Sporidesmiopsis.

ResumoDurante um inventário de fungos conidiais associados a materiais vegetais

em decomposição em uma área de extrema importância biológica, no Bioma

Caatinga, região semi-árida do Brasil, algumas espécies de Sporidesmium sensu

lato foram encontradas. Uma nova espécie de Ellisembia e uma nova variedade,

Sporidesmiella são propostas. Sporidesmiopsis zhejiangensis Wongsawas, H.K.

Wang, K.D. Hyde & F.C. Lin e Ellisembia vaga (Nees & T. Nees) Subram.

constituem novos registros para o continente Americano e para a América do Sul,

respectivamente. Sporidesmium knawiae Crous é considerado sinônimo de

Repetophragma inflatum (Berk. & Ravenel) W.P. Wu. São propostas novas

combinações para Ellisembia Subram. e Repetophragma Subram. É incluída uma

tabela com as principais características de Sporidesmium e gêneros relacionados.

Palavra-chave – Ellisembia, Repetophragma, Sporidemiella, Sporidesmiopsis.

52

IntroduçãoO gênero Sporidesmium Link foi revisado por Ellis (1958) que analisou

materiais provenientes de diversos herbários. Neste trabalho, o autor traz uma

revisão histórica de Sporidesmium e apresenta como conceito genérico a

descrição de S. ehrenbergii M.B. Ellis, utilizado por Hughes (1979) e Kirk (1982).

A circunscrição do gênero incluía espécies que apresentavam em comum

conidióforos solitários ou em grupos, células conidiogênicas com ou sem

proliferações e conídios lisos ou verrucosos, euseptados ou distoseptados (Ellis,

1958). No entanto, esta circunscrição apresentava grupos de espécies que

poderiam ser segregadas em diferentes gêneros e/ou subgêneros, sendo

considerado como “complexo Sporidesmium“ ou “Sporidesmium sensu lato”

(Sutton & Hodges, 1978; Hughes, 1979). O processo de delimitação de gêneros a

partir do complexo Sporidesmium foi iniciado com a proposta de Sporidesmiella

P.M. Kirk, eregido para incluir espécies que possuem conídios cilíndricos a

cuneiformes ou obovóides e distoseptados (Kirk, 1982). No final da década de 80,

Sporidesmiopsis Subram. & Bhat foi proposto para acomodar espécies que

apresentam conidióforos ramificados apicalmente (Subramanian & Bhat, 1987).

Subramanian (1992) dividiu o complexo Sporidesmium em sete gêneros,

baseado no tipo da septação do conídio, na proliferação das células

conidiogênicas e na presença ou ausência de conidióforos. Desta forma,

Subramanian (1992) propôs uma nova circunscrição para Sporidesmium e amplia

a delimitação Sporidesmiella, o primeiro restringindo-se a espécies que

apresentam células conidiogênicas sem proliferação ou proliferando

irregularmente com conídios euseptados, o segundo passa a acomodar espécies

com proliferações anelídicas e conídios distoseptados.

Hernández-Gutierrez & Sutton (1997) propuseram dois gêneros: Imimyces

A. Hern. Gut. & B. Sutton para acomodar as espécies que apresentam

conidióforos associados às células conidiogênicas com proliferações

lageniformes, doliformes ou ovóides, com conídios distoseptados e Linkosia A.

Hern. Gut. & B. Sutton que passou a incluir espécies que possuem células

conidiogênicas ampuliformes, surgindo diretamente do micélio, produzindo

conídios distoseptados. (Hernández-Gutierrez & Sutton (1997).

Imimyces foi tipicado com a espécie Imimyces densus (Sacc. & Roum.) A.

Hern. Gut. & B. Sutton (bas.: Helminthosporium densum Sacc. & Roum.), no

53

entanto, Hernández-Gutierrez & Sutton (1997) não estudaram o tipo dessa

espécie, mas a parte do tipo entre outros espécimens de H. leptosporum Sacc. &

Roum., considerado sinônimo de H. densum por Ellis (1958) (Shoemaker &

Hambleton, 2001). Hughes (1958) analisou o tipo de H. densum e considerou

sinônimo de Polydesmus elegans Durieu & Mont., além disso, observou que o tipo

H. leptosporum não deveria ser considerado sinônimo de H. densum. Desta

forma, Shoemaker & Hambleton (2001) propuseram a exclusão da espécie tipo de

Imimyces e propuseram o gênero Imicles Shoemaker & Hambl, com a espécie

tipo Imicles leptospora (Sacc. & Roum.). Shoemaker & Hambl., para acomodar as

espécies anteriormente incluídas em Imimyces.

Segundo Wu & Zhuang (2005) a delimitação das espécies de

Sporidesmium-Penzigomyces e Ellisembia-Imicles permanece tênue, desta forma,

os autores sugerem que as espécies incluídas em Penzigomyces Subram. e

Imicles deveriam ser transferidas para Sporidesmium e Ellisembia,

respectivamente. No presente trabalho optou-se por seguir as circunscrições

proposta por Subramanian (1992) e a redescrição de Polydesmus Mont., com

conídios euseptados, proposta por Hernández-Gutierrez & Sutton (1997).

O complexo Sporidesmium apresenta um número crescente de espécies

(Shi & Zhang, 2007; Ma & Zhang, 2007a, b; Zhang et al., 2008). Entretanto,

caracteres tidos como importantes na delimitação de gêneros, como o tipo de

septo no conídio e a redução do conidióforo a uma célula conidiogênica, têm sido

questionados (Hughes & Illman, 1974, Réblová, 1999). Um estudo filogenético,

baseado em seqüências parciais da LSU nu-rDNA e RPB2 de 27 espécies e nove

gêneros, demonstrou que o complexo Sporidesmium tem múltiplas origens

evolutivas e filogeneticamente estão distribuídos em Dothideomycetes e

Sordariomycetes (Shenoy et al., 2006). A necessidade de mais estudos, com

maior esforço amostral e com a utilização de mais marcadores genéticos é

fundamental para que novas delimitações de gêneros sejam propostas.

Materiais e métodosQuatro coletas foram realizadas, entre maio de 2008 e fevereiro de 2009,

onde substratos vegetais em decomposição (cascas, folhas e galhos) foram

coletados em seis pontos distintos, escolhidos ao acaso, sendo um de caatinga,

um de campo rupestre e quatro de floresta estacional. A técnica de amostragem

54

para a coleta da serapilheira foi através do método de parcelas, que consistiu em

traçar em cada ponto uma área de 10x10 m, subdividida em quatro quadrados de

5 x 5 m. Em cada quadrado foi coletado uma unidade de cada substrato: folha,

casca e galho em decomposição. As amostras coletadas foram acondicionadas

separadamente em sacos de papel Kraft transportadas ao laboratório e

submetidas à técnica de lavagem em água corrente (Castañeda-Ruiz, 2005).

Após secagem, as amostras foram acondicionadas em câmaras-úmidas. Após

três e durante 30 dias as estruturas de reprodução dos fungos foram observadas

sob estereomicrocópio, coletadas com auxílio de agulhas finas (tipo insulina) e

transferidas para meio de montagem permanente com resina PVL (álcool

polivinílico + lactofenol). A identificação das espécies foi realizada comparando as

estruturas reprodutivas encontradas com as descrições apresentadas em

bibliografia especializada. O material foi depositado no Herbário da Universidade

Estadual de Feira de Santana (HUEFS).

Resultados e discussãoEllisembia sp. nov.

Fig. 1–6.Conidióforos macronemáticos, mononemáticos, solitários, eretos, retos ou

flexuosos, simples, 1–4 septados, lisos, cilíndricos, castanhos, 25–45 × 7,5–10

μm; células conidiogênicas monoblásticas, integradas, terminais, cilíndricas, lisas,

determinadas ou raramente com proliferações percurrentes, castanho-claras, 5–

6,5 × 6,5–7 μm; conídios solitários, secos, obclavados, rostrados, curvos,

tortuosos ou enrolados irregularmente, 33–133-distoseptados, lisos, castanhos,

220–850 × 12,5–22,5 μm; célula apical cilíndrica, 7,5–12,5 μm de larg.; célula

basal cônico-truncada a trapezóide, 5–7,5 μm de larg. Secessão esquizolítica.

HOLÓTIPO: BRASIL. Bahia: Morro do Chapéu, sobre casca em decomposição

de dicotiledônea não identificada, 13/I/2009, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS

155105)

Outro material examinado: BRASIL. Bahia: Morro do Chapéu, sobre casca em

decomposição de dicotiledônea não identificada, 06/X/2008, D.S. Santos s.n.

(HUEFS 148830).

55

Ellisembia Subram. foi proposto para acomodar espécies anteriormente

incluídas em Sporidesmium Link que apresentam célula conidiogênica sem

proliferação ou proliferando irregularmente produzindo conídios distoseptados

(Subramanian, 1992). Dentre as espécies do gênero, Ellisembia sp. nov. está

mais relacionada com E. adscendens (Berk.). Subram. e E. vaga (Nees & T.

Nees) Subram., pela morfologia do conidióforo e pelos conídios obclavados, sem

apêndices e com muitos distoseptos. Entretanto, E. vaga e E. adscendens

apresentam conidióforos mais estreitos, conídios menores e com menor

número de distoseptos (até 300 μm de compr. e 38 distoseptos; até 375 μm de

compr. e 62 distoseptos, respectivamente) (Ellis, 1971; Matsushima, 1975, Wu &

Zhuang, 2005). A presença de conídios curvos, tortuosos ou enrolados, com

grandes dimensões e o número elevado de distoseptos são características que

diferenciam Ellisembia sp. nov. das demais espécies do gênero.

Sporidesmiella garciniae var. nov.

Fig. 7–9.Conidióforos macronemáticos, mononemáticos, solitários ou em grupos,

eretos, retos ou flexuosos, lisos, castanhos, subhialinos no ápice, 45–85,5 x 3,5–

5,5 µm; células conidiogênicas poliblásticas, integradas, terminais, cilíndricas,

lisas, com proliferações simpodiais; conídios solitários, secos, cilíndricos a

subcilíndricos, lisos, 4–distoseptados, castanho-claros a oliváceos, base

subhialina, 22,5–28,5 x 2,5–3,6 µm. Secessão esquizolítica.

HOLÓTIPO: BRASIL. Bahia: Morro do Chapéu, sobre folha em decomposição de

dicotiledônea não identificada, 23/V/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS

155106).

O gênero Sporidesmiella P.M. Kirk é composto por 24 espécies e quatro

variedades (Yanna et al., 2001; Wu & Zhuang, 2005). Sporidesmiella hyalosperma

var. novae-zelandiae (S. Hughes) P.M. Kirk e Sporidesmiella parva var.

palauensis Matsush. foram propostas por apresentarem proliferações simpodiais,

diferindo das células conidiogênicas com proliferações percurrentes comumente

presentes no gênero (Kirk, 1982; Matsushima, 1985). Sporidesmiella garciniae

Matsush. possui conidióforos maiores que S. garciniae var. nov. e apresenta

células conidiogênicas com proliferações percurrentes (Matsushima, 1985).

56

Ellisembia vaga (Nees & T. Nees) Subram., Proc. Indian natn Sci. Acad., Part B.

Biol. Sci. 58(4): 184. 1992.

Bas.: Sporidesmium vagum Nees & T. Nees [as 'Sporidermium'], Nova Acta Acad.

Caes. Leop. - Carol. 2: 231. 1818.

Fig. 10-11.Conidióforos macronemáticos, mononemáticos, solitários, eretos, retos ou

flexuosos, simples, 2–3-septados, lisos, cilíndricos, castanhos, 10–25 x 3,75–5

μm; células conidiogênicas monoblásticas, integradas, terminais, cilíndricas a

lageniformes, lisas, determinadas, castanho-claras, 6–7,5 x 4–5 μm; conídios

solitários, secos, obclavados, rostrados, lisos, castanhos a castanhos-claros, 13–

32–distoseptados, 95–212,5 x 10–13,75 μm; ápice arredondado, 4,5–5,5 μm larg.;

célula basal cônico-truncada, 3–5 μm larg. Secessão esquizolítica.


decomposição, 20/VIII/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155104).

Distribuição geográfica: China, Cuba, Ilhas Cooke, Samoa (Farr & Rossman,

2009); Alemanha, antiga União das Repúblicas Socialitas Soviéticas, Gana,

Jamaica, Japão, Paquistão, Reino Unido, Serra Leoa, (como Sporidesmium

vagum, Farr & Rossman, 2009; Wu & Zhang, 2005).

Ellisembia vaga tem morfologia similar a de E. adscendens. As duas

espécies se diferenciam pela largura do conídio e número de septos do mesmo.

(Ellis, 1971; Matsushima, 1975, Wu & Zhuang, 2005). O material examinado está

de acordo com os apresentados por Ellis (1958) e Matsushima (1980). Este é o

primeiro relato da espécie para América do Sul.

Sporidesmiopsis zhejiangensis Wongsawas, H.K. Wang, K.D. Hyde & F.C. Lin ,

J. Zhejiang Univ., Sci. B 9: 798. 2008.Fig. 12-15.

Conidióforos macronemáticos, mononemáticos, septados, eretos, retos ou

flexuosos, ramificados apicalmente, 13–15 septados, verrucolosos, castanho

escuros, 270–462 x 16,5–20 μm; ápice, 4–7,5 de larg.; células conidiogênicas

monoblásticas, integradas, langeniformes a doliformes, 9–13 x 4–6 μm; conídios

solitários, obclavados a fusiformes, ápice truncado, base arredondada, 5–9-

distoseptados, verruculosos, células centrais, castanho-escuras, células polares

57

castanho-claras, 35–79,5 x 7,5-13,5 μm, 3,5–6 μm larg. da base, 2,5–4 μm larg.

do ápice. Secessão esquizolítica.


decomposição, 06/X/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155101), idem,

23/XII/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155102), 12/II/2009, T.S. Santa Izabel

s.n. (HUEFS 155103).

Distribuição geográfica: China (Wongsawas et al., 2008).

O gênero Sporidesmiopsis é composto por três espécies e caracteriza-se

pelos conidióforos ramificados apicalmente, células conidiogênicas cilíndricas a

doliformes e conídios obclavados a fusiformes (Subramanian & Bhat, 1987; Bhat

& Kendrick, 1993; Wongsawas et al., 2008). Sporidesmiopsis goanensis Bhat &

Kendr. possui conídios 3–4-euseptados e menores que S. zhejiangensis (Bhat &

Kendrick, 1993). S. dennisii (Crane & Dumont) Bhat, Kendr. & Nag Raj apresenta

conídios 17-euseptados e maiores que S. zhejiangensis (Subramanian & Bhat

1987). O material examinado tem morfologia similar as apresentadas por

Wongsawas et al. (2008), no entanto, apresentou conídios maiores, maior número

de septos e ausência de mucilagem no ápice. Essa é a segunda ocorrência da

espécie para mundo, primeira para o continente americano.

Propostas de combinações de espécies do complexo Sporidesmium.Nota: Segundo Subramanian (1992), Sporidesmium e Ellisembia diferenciam-se

pelos conídios euseptados e distoseptados, respectivamente (Tabela 1). De

acordo com essas características e baseado nas descrições e ilustrações

originais das espécies, seis combinações novas para Ellisembia são propostas

(Shi & Zhang, 2007; Ma & Zhang, 2007a).

Ellisembia delavayae (Cheng K. Shi & X.G. Zhang) T.S. Santa Izabel & Gusmão

comb. nov.

Bas.: Sporidesmium delavayae Cheng K. Shi & X.G. Zhang, Mycotaxon 99: 359.

2007.

Ellisembia ilicis (Jian Ma & X.G. Zhang) T.S. Santa Izabel & Gusmão comb. nov.

Bas.: Sporidesmium ilicis Jian Ma & X.G. Zhang, Mycotaxon 99: 369. 2007.

Ellisembia ochnae (Cheng K. Shi & X.G. Zhang) T.S. Santa Izabel & Gusmão

comb. nov.

58

Bas.: Sporidesmium ochnae Cheng K. Shi & X.G. Zhang, Mycotaxon 99: 365.

2007.

Ellisembia phoebes (Cheng K. Shi & X.G. Zhang) T.S. Santa Izabel & Gusmão

comb. nov.

Bas.: Sporidesmium phoebes Cheng K. Shi & X.G. Zhang, Mycotaxon 99: 362.

2007.

Ellisembia pruni (Jian Ma & X.G. Zhang) T.S. Santa Izabel & Gusmão comb.

nov.

Bas.: Sporidesmium pruni Jian Ma & X.G. Zhang, Mycotaxon 99: 369. 2007.

Ellisembia tarennae (Cheng K. Shi & X.G. Zhang) T.S. Santa Izabel & Gusmão

comb. nov.

Bas.: Sporidesmium tarennae Cheng K. Shi & X.G. Zhang, Mycotaxon 99: 361.

2007.

Nota: De acordo com Subramanian (1992) Sporidesmium e Repetophragma

diferenciam-se pelas células conidiogênicas com ou sem proliferações irregulares

em Sporidesmium e com proliferações anelídicas em Repetophragma (Tabela 1).

Baseado nas descrições e ilustrações originais das espécies, quatro combinações

são PR

opostas para Repetophragma devido à presença de células conidiogênicas com

proliferações anelídicas (Matsushima, 1995; Castañeda-Ruiz,1985; Castañeda-

Ruiz & Kendrick, 1991).

Repetophragma apiceinflatum (Matsush.) T.S. Santa Izabel & Gusmão comb.

nov.

Bas.: Sporidesmium apiceinflatum Matsush., Matsush. Mycol. Mem. 8: 36. 1995.

Repetophragma laxisporum (R.F. Castañeda) T.S. Santa Izabel & Gusmão

comb. nov.

Bas.: Sporidesmium laxisporum R.F. Castañeda [as 'laxusporum'],

Deuteromycotina de Cuba, Hyphomycetes (La Habana) 3: 35. 1985.

Repetophragma longiphorum (R.F. Castañeda & W.B. Kendr.) T.S. Santa Izabel

& Gusmão comb. nov.

Bas.: Sporidesmium longiphorum R.F. Castañeda & W.B. Kendr., Univ. Waterloo

Biol. Ser. 35: 105 (1991)

Repetophragma perproliferatum (R.F. Castañeda & W.B. Kendr.) T.S. Santa

Izabel & Gusmão comb. nov.

59

Bas.: Sporidesmium perproliferatum R.F. Castañeda & W.B. Kendr., Univ.

Waterloo Biol. Ser. 35: 112. 1991.

Proposta de sinomizaçãoRepetophragma inflatum (Berk. & Ravenel) W.P. Wu, Fung. Divers. Res. Ser.

15: 109, 2005.

Bas.: Helminthosporium inflatum Berk. & Ravenel, Grevillea 3: 104. 1875.

Sin.: Helminthosporium subfuscum Berk. & M.A. Curtis, Grevillea 3: 104. 1875.

Helminthosporium tiara Berk. & Ravenel, Grevillea 3(no. 27): 104. 1875.

Helminthosporium episphaericum Cooke & Peck, Rep. N.Y. St. Mus. nat.

Hist. 29: 52. 1878.

Helminthosporium collabendum Cooke, Grevillea 17: 67. 1889.

Clasterosporium herculeum Ellis, Proc. Acad. nat. Sci. Philad.: 92. 1891.

Clasterosporium sigmoideum Ellis & Everh., Bull. Torrey bot. Club 24: 472.

1897.

Sporidesmium inflatum (Berk. & Ravenel) M.B. Ellis, Mycol. Pap. 70: 70.

1958.

Sporidesmium knawiae Crous, Fungal Planet 29. 2008. sin. nov.

Material examinado: BRASIL. Piauí: Caracol, 5/XII/2006, A.C.R. Cruz s.n.

(HUEFS 130991).

Nota: Sporidesmium knawiae, proposta por Crous (2008), é filogeneticamente e

morfologicamente próxima a Repetophragma inflatum (Crous, 2008). As

características dessa espécie estão completamente incluídas na variação

morfológica da espécie descrita por Ellis (1958). Desta forma, propõe-se a

sinonimização entre Sporidesmium knawiae e Repetophragma inflatum.

Outras espécies do complexo Sporidesmium encontradas.Ellisembia adscendens (Berk.) Subram., Proc. Indian natn Sci. Acad., Part B.

Biol. Sci. 58(4): 183 1992.


decomposição, 19/V/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS155127), idem,

21/X/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS155128), idem, 09/I/2009, T.S. Santa

Izabel s.n. (HUEFS155129); sobre galho em decomposição, 23/V/2008, T.S.

60

Santa Izabel s.n. (HUEFS 155130), idem, 07/X/2008, T.S. Santa Izabel s.n.


Ellisembia brachypus (Ellis & Everh.) Subram., Proc. Indian natn Sci. Acad., Part

B. Biol. Sci. 58: 183. 1992.


decomposição 02/X/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155133).

Sporidesmiella aspera Kuthub. & Nawawi, Mycol. Res. 97(11): 1305.1993.


decomposição, 24/X/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS155136); sobre casca

em decomposição, 23/V/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS155137), idem,

17/XII/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS155138); sobre galho em

decomposição 23/XII/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155139).

Sporidesmiella cuneiformis (B. Sutton) P.M. Kirk, Trans. Br. mycol. Soc. 79(3):

481. 1982.


decomposição 11/VI/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155140).

Sporidesmium tropicale var. tropicale M.B. Ellis, Mycol. Pap. 70: 58. 1958.


decomposição 13/II/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155141).

61

Fig. 1-6. Ellisembia sp. nov. 1-2. Aspecto geral. 3. Detalhe do conidióforo(seta) 4-6. Conídios. Bar = 100µm (1, 2, 4, 5, 6); 20µm (3).

62

Fig. 7-9. Sporidesmiella garciniae var. nov. 7. Aspecto geral. 8-9. Conídios. 10-12.Ellisembia vaga. 10. Aspecto geral. 11. Conidióforo. 12. Conídio. 13-15.Sporidesmiopsis zhejiangensis. 13. Aspecto geral. 14. Detalhe da célulaconidiogênica (seta). 15. Conídio. Bar = 50µm (13); 20µm (10, 12, 14); 10µm (7, 15);5µm (8,9, 11).

63

Tabela 1. Sinopse dos gêneros do complexo Sporidesmium.

Gêneros Conidióforos Células

conidiogênicas

Conídios

Ellisembia Presentes Proliferações

irregulares

Distoseptados/Apêndices

simples

Imicles Presentes Proliferações

percurrentes


simples

Janetia Ausente - Euseptados/ Distoseptados

Linkosia Ausentes - Distoseptados

Lomaantha Presentes Sem proliferações Distoseptados/Apêndices

ramificados

Morrisiella Sinematosos Sem proliferações Distoseptados

Neosporidesmium Sinematosos Proliferações

percurrente

Distoseptados/ Apêndices

simples

Novozymia Sinematosos Proliferações

anelídicas

Distoseptados/ Apêndices

simples

Penzigomyces Presentes Proliferações

percurrentes

Euseptados/ Apêndices

simples

Polydesmus Presentes - Euseptados

Repetophragma Presente Proliferações

anelídicas

Euseptados

Sporidesmiella Presente Proliferações

anelídicas


simples ou ramificados

Sporidesmina Sinematoso Sem proliferações Euseptados/ Distoseptados

Sporidesmiopsis Presente/

Ramificado

Sem proliferações Euseptados/ Distoseptados

Sporidesmium Presente Proliferações

irregulares

Euseptados/ Apêndices

simples

Stanjehughesia Ausente - Euseptados

64

Agradecimentos




474589/2008-0).

ReferênciasCASTAÑEDA-RUIZ, R.F. 2005. Metodología en el estudio de los hongos



CASTAÑEDA-RUIZ, R.F. 1985. Deuteromycotina de Cuba. Hyphomycetes III.

Havana, Instituto de Investigaciones Fundamentales em Agricultura Tropical

“Alejandro de Humboldt”.

CASTAÑEDA-RUIZ, R.F.; KENDRICK, W. B. 1991. Ninety-nine Conidial Fungi


CROUS. 2008. Sporidesmium knawiae Crous, sp. nov. Fungal Planet 29.



ELLIS, M.B. 1958. Clasterosporium and some allied dematiaceae-

phragmosporae. I. Mycol Pap 70:1–89.

HERNÁNDEZ GUTIÉRREZ, A; SUTTON BC. 1997. Imimyces and Linkosia, two

new genera segregated from Sporidesmium sensu lato, and redescription of

Polydesmus. Mycol Res 101:201–209.

HUGHES, S.J. 1958. Revisiones Hyphomycetum aliquot cum appendice de

nominibus rejiciendis. Canadian Journal of Botany 36:727–836.

HUGHES, S.J. & ILLMAN, W.I. 1974. Sporidesmium larvatum. Fungi

Canadenses 58: 1–2.

HUGHES, SJ. 1979. Relocation of species of Endophragmia auct. with notes on

relevant generic names. New Zealand Journal of Botany 17: 139-188.

KIRK, P.M. 1982. New or interesting microfungi VI. Sporidesmiella gen. nov.

(Hyphomycetes). Transactions British Mycological Society 79: 479-489.

65

KUTHUBUTHEEN, A.J.; NAWAWI. 1993. A. Three new and several interesting

species of Sporidesmiella from submerged litter in Malaysia. Mycological

Research, 97 (11): 1305-1314.

MA, J.; ZHANG, X.-G. 2007. Taxonomic studies of Sporidesmium from China.


MA, J.; ZHANG, X.G. 2007. Two new species of Sporidesmium from Yunnan,

China. Mycotaxon 101: 73-76.

MATSUSHIMA, T. 1975. Icones Microfungorum a Matsushima Lectorum.

Published by the author, Kobe.

MATSUSHIMA, T. 1980. Matsushima Mycological Memoirs n. 1. Kobe,

Published by the author.





RÉBLOVÁ, M. 1999. Studies in Chaetosphaeria sensu lato III. Umbrinosphaeria

gen. nov. and Miyoshiella with Sporidesmium anamorphs. Mycotaxon 71: 13–43

ROCHA, A.J.D. & COSTA, I.V.G. (ORG.). 1995. Projeto mapas municipais do

município de Morro do Chapéu. Salvador, Companhia de Pesquisa de

Recursos Minerais.

SHENOY, B.D., JEEWON, R., WU, W.P., BHAT, D.J. AND HYDE, K.D. (2006).

Ribosomal and RPB2 DNA sequence analyses suggest that Sporidesmium and

morphologically similar genera are polyphyletic. Mycological Research 110:

916-928.

SHOEMAKER, R.A.; HAMBLETON, S. 2001. "Helminthosporium" asterinum,

Polydesmus elegans, Imimyces, and allies. Canadian Journal of Botany 79:592-

599.

SHI, C.K.; ZHANG, X.-G. 2007. Taxonomic studies of Sporidesmium from

Guangxi, China. Mycotaxon 99: 359-366.

SUBRAMANIAN, C.V. 1992. A reassessment of Sporidesmium (Hyphomycetes)

and some related taxa. Proceedings of the Indian National Sciences Academy

58: 179-190.

SUBRAMANIAN, C.V.; BHAT, D.J., 1987. Hyphomycetes from South India. I.

Some new taxa. Kavaka 15(1-2):41-74.

66

SUTTON, B.C.; HODGES, C.S. 1978. Eucalyptus microfungi.

Chaetendophragmiopsis gen. nov. and other Hyphomycetes. Nova Hedwigia

29: 593-607.

VELLOSO, A.L., SAMPAIO, E.V.S.B. & PAREYN, F.G.C. 2002. Ecorregiões



76p.

WONGSAWAS, M; WANG, H. K., HYDE, K. D., LIN, F.C. 2008. New and rare

lignicolous hyphomycetes from Zhejiang Province, China. J Zhejiang Univ Sci

B. 9(10): 797–801.

WU, W.; ZHUANG, W. 2005. Sporidesmium, Endophragmiella and related

genera from China. Fungal Diversity Research Series 15. Hong Kong, Fungal

Diversity Press.

YANNA; HO, W.H.; HYDE, K.D. 2001. Sporidesmiella oraniopsis, a new

species of dematiaceous hyphomycetes from North Queensland, Australia and

synopsis of the genus. Fungal Diversity 8: 183-190.

ZHANG, K.; MA, J.; ZHANG, X.G. 2008. Taxonomic studies of Sporidesmium

from Hainan, China. Mycotaxon 104: 165-169.

67

CAPÍTULO 3

FUNGOS CONIDIAIS DO BIOMA CAATINGA: NOVAS ESPÉCIES

DE CORDANA, SELENODRIELLA E SPONDYCLADIOPSIS.

Artigo a ser submetido para publicação na Revista Mycosciense.

68

FUNGOS CONIDIAIS DO BIOMA CAATINGA: NOVAS ESPÉCIES DECORDANA, SELENODRIELLA E SPONDYCLADIOPSIS.

Tasciano dos Santos Santa Izabel & Luís Fernando Pascholati Gusmão

AbstractDuring an inventory of conidial fungi from dead plant material in an area of

extreme biological importance, municipality of Morro do Chapéu, in Caatinga

biome, some interesting fungi were found. New species of Cordana,

Selenodriella and Spondylocladiopsis are proposed, described, discussed and

illustrated. A table with the species related of Cordana sp. nov. and a table and

a key to species of Selenodriella and Spondylocladiopsis are included.

Key word – biodiversity,microfungi, leaf litter, taxonomy.

ResumoDurante o levantamento de microfungos associados a substratos vegetais em

uma área de extrema importância biológica, município de Morro do Chapéu, no

bioma Caatinga, alguns fungos interessantes foram encontrados. Novas

espécies de Cordana, Selenodriella e Spondylocladiopsis são propostas,

descritas, discutidas e ilustradas. São incluídas uma tabela das espécies

próximas de Cordana sp. nov., uma tabela e uma chave das espécies de

Selenodriella e Spondylocladiopsis.

Palavra-chave- biodiversidade, microfungos, serapilheira, taxonomia.

69

IntroduçãoO semi-árido brasileiro está localizado quase exclusivamente no

Nordeste do Brasil, com aproximadamente 970.000 Km2 (Ministério da

Integração Nacional, 2005). A Caatinga constitui o tipo de vegetação mais

característico dessa região e o domínio desse bioma abrange cerca de 900.000

Km2, correspondendo aproximadamente a 54% da região Nordeste e 11% do

território brasileiro (Andrade et al., 2005).

O Bioma Caatinga tem sido descrito como um ecossistema pobre em

espécies e endemismos (Vanzolini et al., 1980; Andrade-Lima, 1982).

Entretanto, estudos recentes têm desafiado esse ponto de vista e demonstrado

a importância da Caatinga para a conservação da biodiversidade brasileira

(Leal et al., 2003, 2005; Silva et. al., 2004).

Um exemplo é a informação gerada pelas pesquisas desenvolvidas no

bioma Caatinga sobre a diversidade de fungos conidiais (Barbosa et al., 2007;

Castañeda-Ruiz et al., 2006; Cruz et al., 2007a,b, 2008, 2009; Gusmão et al.,

2008; Leão-Ferreira et al., 2008; Marques et al., 2007) que têm revelado uma

rica micobiota. Cordana

Esse trabalho teve como objetivo propor novas espécies de Cordana

Preuss, Selenodriella R.F Castañeda & W.B. Kendr. e Spondylocladiopsis M.B.

Ellis, coletadas em áreas de caatinga, campo rupestre e mata estacional

presentes na região de Morro do Chapéu, BA.

Materiais e métodosQuatro coletas foram realizadas, entre maio de 2008 e fevereiro de

2009, onde substratos vegetais em decomposição (cascas, folhas e galhos)

foram coletados em seis pontos distintos, escolhidos ao acaso, sendo um de

caatinga, um de campo rupestre e quatro de floresta estacional. A técnica de

amostragem para a coleta da serapilheira foi através do método de parcelas,

que consistiu em traçar em cada ponto uma área de 10x10 m, subdividida em

quatro quadrados de 5 x 5 m. Em cada quadrado foi coletado uma unidade de

cada substrato: folha, casca e galho em decomposição. As amostras coletadas

foram acondicionadas separadamente em sacos de papel Kraft transportadas

ao laboratório e submetidas à técnica de lavagem em água corrente

(Castañeda-Ruiz, 2005). Após secagem, as amostras foram acondicionadas

70

em câmaras-úmidas. Após três e durante 30 dias as estruturas de reprodução

dos fungos foram observadas sob estereomicrocópio, coletadas com auxílio de

agulhas finas (tipo insulina) e transferidas para meio de montagem permanente

com resina PVL (álcool polivinílico + lactofenol). A identificação das espécies

foi realizada comparando as estruturas reprodutivas encontradas com as

descrições apresentadas em bibliografia especializada. O material foi

depositado no Herbário da Universidade Estadual de Feira de Santana

(HUEFS).

Resultados e discussão

Cordana sp. nov.

Fig. 1-4.Conidióforos macronemáticos, mononemáticos, eretos, retos ou

flexuosos, simples, septados, lisos, castanhos, castanho claros no ápice 60–

187,5 x 3–5 μm; células conidiogênicas poliblásticas, integradas, terminais,

simpodiais, dentículos inconspícuos. Conídios solitários, secos, lisos,

elipsóides, 1-septados, versicolores, célula basal castanho-clara, célula apical

castanho-escura, 12–15 x 6–7,5 μm; hilo protuberante, 1–1, 5 μm diam.

HOLÓTIPO: BRASIL. Bahia: Morro do Chapéu, sobre folha em decomposição,

13/VI/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155108).

O gênero Cordana é caracterizado pela produção de conidióforos

macronemáticos, mononemáticos, simples; células conidiogênicas

holoblásticas, denticuladas, integradas, simpodiais e conídios elipsóides a

ovóides, 0-2 septados, subhialinos, castanho-claros a castanho-escuros (Ellis,

1971; Castañeda-Ruiz et al., 1999; Markovskaja, 2003; Soares et al., 2005).

São aceitas 15 espécies de Cordana (Castañeda-Ruiz et al., 1999;

Markovskaja, 2003; Cai et al., 2004; Soares, et al. 2005).

Cordana sp. nov. pode ser comparada com C. crassa Tóth, C.

uniseptata L. Cai, McKenzie & K.D. Hyde e C. versicolor D.J. Soares &

R.W.Barreto por apresentar conídios versicolores (Tabela 1). No entanto,

Cordana crassa possui conídios maiores, obpiriformes e célula basal mais

escura que a apical (Castañeda-Ruiz et al., 1999; Heredia et al., 2004). Os

71

conídios de Cordana uniseptata são mais largos e a célula basal é mais escura

que a apical (Cai, et al. 2004). Cordana versicolor possui conídios com célula

apical mais escura que a basal como C. sp. nov., porém, os conídios são

maiores, a célula basal é subhialina, a apical castanho-clara e podem

apresentar uma célula apical adicional subulada (Soares, et al. 2005).

Tabela 1: Sinopse das espécies de Cordana com conídios versicolor.

Selenodriella sp. nov.

Fig. 5-8Conidióforos macronemáticos, mononemáticos, simples, raramente

ramificados, solitários, eretos, retos ou flexuosos, 8–11-septados, setiformes,

ápice fértil, raramente estéril, lisos, castanhos, 102–200 x 4,5–6µm; células

conidiogênicas poliblásticas, evidentes, laterais, terminais, lageniformes,

dispostas simpodialmente, castanho-claras, 9,5–12 x 2,5–4,0 µm; conídios

Espécie Conidióforos Conídios

Cordana sp. nov. Castanhos, castanho-claros no

ápice, lisos, 102–200 μm x 4,5–

6µm

Elipsóides, 1-septados,

célula basal castanho-

claras, célula apical

castanho- escura, 12–15 x

6–7,5 μm

Cordana crassa Castanho-escuros, castanho-

claros no ápice, lisos, até 300 μm

de compr., 5–9 μm. de larg.

Obpiriformes, 1-septados,

lisos, célula basal

castanho-escuras, célula

apical castanho-claras, 18–

27 x 11–15 μm.

Cordana uniseptata Castanhos a castanho - escuros,

lisos, 75–275 x 4.5–6 μm.


célula basal castanhas,

célula apical castanho-

clara, 13,5–23 x 8,5–11

μm.

Cordana versicolor Castanhos, castanho-claros no

ápice, lisos, até 260 μm de compr.,

7–14 μm. de larg.


célula basal subhialinas,

célula apical castanho-

clara, 10–25 x 8–14 μm.

72

subcilíndricos e encurvados, agregados em mucilagem, lisos, hialinos, 0-

septados, 7–10,5 x 1–1,5 µm.


16/II/2009, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155121).

Outro material examinado: BRASIL. Bahia: Morro do Chapéu, sobre folha

em decomposição, 07/X/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155120).

Selenodriella é composto por seis espécies que possuem em comum

conidióforos setiformes com células conidiogênicas poliblásticas, evidentes,

ampuliformes a lageniformes, surgindo na lateral ou no ápice do conidióforo

(Castañeda-Ruiz & Kendrick, 1990, 1991; Bhat & & Kendrick, 1993; Castañeda-

Ruiz et al., 2003). Selenodriella fertilis (Piroz. & Hodges) R.F. Castañeda &

W.B. Kendr., espécie tipo do gênero, foi segregada de Idriella por apresentar

células conidiogênicas surgindo lateralmente no conidióforo (Castañeda-Ruiz &

Kendrick, 1990).

Selenodriella fertilis, S. intermedia R.F. Castañeda & W.B. Kendr. e S.

perramosa W.B. Kendr. & R.F. Castañeda apresentam células conidiogêncicas

na lateral e no ápice do conidióforo como em S. sp. nov. (Tabela 1). No

entanto, Selenodriella fertilis possui células conidiogênicas ampuliformes a

lageniformes, conídios subfalcados e maiores (Pirozynski & Hodges, 1973).

Selenodriella intermedia apresenta células conidiogênicas dispostas

unilateralmente, conídios maiores, aciculados a fusiforme (Castañeda-Ruiz &

Kendrick, 1990). Selenodriella perramosa se diferencia de S. sp. nov. por

apresentar células conidiogênicas surgindo de ramificações verticiladas e

conídios aciculados a fusiformes

(Castañeda-Ruiz & Kendrick, 1990).

73

Tabela 2: Sinopse das espécies de Selenodriella.

Chave das espécies de Selenodriella

1. Células conidiogênicas restritas a região mediana do conidióforo................. 2

1’. Células conidiogênicas localizadas tanto na porção mediana quanto no

ápice do conidióforo..................................................................................... ....... 3

1’’. Células conidiogênicas restritas ao ápice do conidióforo.................. S. indica

2. Células conidiogênicas lageniformes a subuladas, conídios fusiformes a

vermiformes, 9–12 × 1–1,5................................................. S. inaequilaterospora

Espécie Conidióforos Células conidiogênicas Conídios

S. sp. nov. Simples, 102–200

X 4,5–6 µm

10,5–12 X 2,5–4 µm,

lageniformes, laterais e

terminais, dispostas

simpodialmente.

Falcados a

alantóides, 7–

10,5 X 0,9–1,5

µm

S. fertilis Simples ou

ramificado, 120–

400 × 7–8 µm

6 x 4.5 , ampuliformes a


terminais.

Subfalcados, 15–

20 X 1,8–2,5 µm.

S. inaequilaterospora Simples, 55–200 ×

3–6 µm.

10–15 × 2–3 µm,

lageniformes, subuladas a

geniculadas, laterais,

dispostas simpodialmente.

Fusiformes a

vermiformes, 9–

12 × 1–1,5 µm.

S. indica Simples, 110–220

× 5–8 µm.

8–10 µm de compr., até 5

µm e larg., lageniformes,

terminais, dispostas em

verticilos ou agrupadas.

Falcados, 7–10 ×

0,5–1 µm.

S. intermedia Simples, até 180

µm de compr., 7–

10 µm de larg.

6–10 × 3–5 µm,


terminais.

Aciculados a

fusiformes, 9–15

× 0,5 µm.

S. perramosa Ramificado, até

350 µm de compr.,

5–11 µm de larg.

10–15 × 2,5–3 µm,


teminais, dispostas em

verticilo.

Aciculados a

fusiformes, 5–10

× 0,5–1 µm.

S. ponmudiensis Simples, 160–300

× 6–7,5 µm.

3,5–5 × 3,5–4 µm,

ampuliformes a

lageniformes, laterais.

Estreitamente,

clavados, 7–9,5 ×

1,5–2 µm.

74

2’. Células conidiogênicas ampuliformes a lageniformes, conídios estreitamente

clavados, 7–9,5 × 1,5–2........................................................... S. ponmudiensis

3. Células conidiogênicas dispostas em verticilo............................ S. perramosa

3’. Células conidiogênicas dispostas simpodialmente......................... S. sp. nov.

3’’. Células conidiogênicas dispostas não como acima.......................................4

4. Conídio aciculado a fusiforme, 9–15 × 0,5 µm............................ S. intermedia

4’. Conídio subfalcado, 15–20 x 1,8–2,5 µm........................................... S. fertilis

Spondylocladiopsis sp. nov.

Fig. 9-12.Conidióforos macronemáticos, mononemáticos, setiformes, septados,

simples, raramente ramificados, solitários ou em grupos, eretos, retos ou

flexuosos, lisos, ápice raramente fértil, castanhos na base, castanho-claros no

ápice, 150–300 x 5–8 μm; células conidiogênicas, poliblásticas, evidentes,

solitárias, em pares ou em verticilos, surgindo diretamente do conidióforo ou de

1–2 células suportes, denticuladas, subhialinas a castanho-claras, 7,0–13,5 de

compr., 3,0–5 μm larg. da base, 3,0–4,5 μm larg. do ápice; conídios solitários,

secos, lisos, subhialinos, 0-septados, clavados, 12,6–19,8 x 1,8–3,0 μm.


24/VII/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155123).

Outros materiais examinados: BRASIL. Bahia: Morro do Chapéu, sobre

folha em decomposição, idem, 15/VII/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS

155122), idem, 10/X/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155124), idem,

24/XII/2008, T.S. Santa Izabel s.n. (HUEFS 155125), idem, 16/II/2009, T.S.


O gênero Spondylocladiopsis foi estabelecido com a espécie-tipo S.

cupulicola M.B. Ellis e é caracterizado pelos conidióforos macronemáticos,

mononemáticos, simples ou ramificados, setiformes, com células

conidiogênicas poliblásticas, evidentes, solitárias, em pares ou em verticilos

(Ellis, 1963). Spondylocladiopsis inclui duas espécies: S. cupulicola e S.

aseptata S. Pratibha (Prathiba, 2009).

75

Spondylocladiopsis cupulicola pode ser diferenciada de S. sp. nov. pelos

conídios cilíndricos, 2-septados. (Ellis, 1963). Spondylocladiopsis aseptata

Pratibha, Raghuk. & Bhat se diferencia de S. sp. nov. pelos conidióforos

menores e conídios cilíndricos a fusiformes (Prathiba, 2009).

Tabela 3: Sinopse das espécies de Spondylocladiopsis

Chave para as espécies de Spondylocladiopsis

1. Conídios 2-septados..................................................................S. cupulicola

1’. Conídios 0-septados.................................................................................... ..2

2. Conidióforos ramificados na região basal, conídios cilíndricos a fusiformes

13,5–23 × 2–4 μm.............................................................................. S. aseptata

2’. Conidióforos simples, raramente ramificados, conídios clavados, 12,6–19,8

× 1,8–3,0 μm........................................................................................ S. sp. nov.

Agradecimentos




474589/2008-0).

Espécie Conidióforos Células conidiogênicas Conídios

Spondylocladiopsis

cupulicola

Simples ou

ramificados, 120–

310 x 6–8 μm

Surgindo diretamente dos

conidióforos.

Cilíndricos, 2-

septados, 18–23 ×

3–4 μm

Spondylocladiopsis

aseptata

Ramificados na

região basal, 45–

115 × 2.5–5 μm.


conidióforos ou de 1–4

células suporte

Cilíndricos a

fusiformes,

0-septado, 13,5–23

× 2–4 μm

Spondylocladiopsis sp.

nov.

Simples, raramente

ramificados, 150–

300 x 5,25-6,75.


conidióforos ou de 1–2

células suporte

Clavados, 0-

septados, 12,6–

19,8 × 1,8–3,0

76

22

22

23

23

7

7

8

8

9

9

27

27

11

11

12

12

1

1

2

2

4

4

3

3

5 6

10Fig. 1-4. Cordana sp. nov. 1. Aspecto geral. 2. Detalhe do dentículo (seta). 3-4. Conídios.5-8. Selenodriella sp. nov. 5. Aspecto geral. 6. Detalhe da célula conidiogênica. 7-8.Conídios. 9-12. Spondylocladiopsis sp. nov. 9-10. Aspecto geral. 11-12. Conídios. Bar=20µm (1, 5, 9, 10); 10µm (2, 3,6, 7, 8, 12); 5µm (3, 4, 11 ).

77

ReferênciasANDRADE, L.A.; PEREIRA, I. M.; LEITE, U.T.; BARBOSA, M. R. V. 2005.

Análise da cobertura de duas fitofisionomias de Caatinga com diferentes

históricos de uso no município de São João do Cariri, Estado da Paraíba.

Cerne, Lavras 11(3): 253-262.

ANDRADE-LIMA, D. DE. 1982. Present-day forest refuges in northeastern

Brazil. In: G.T. Prance (ed.). Biological diversification in the tropics. pp. 245-

251. Columbia University Press, Nova York.

BARBOSA, F.R., GUSMÃO, L.F.P., CASTAÑEDA RUIZ, R.F., MARQUES,

M.F.O.; MAIA, L.C. 2007. Conidial fungi from the semi-arid Caatinga biome of

Brazil. New species Deightoniella rugosa & Diplocladiella cornitumida with new

records for the neotropics. Mycotaxon 102: 39-49.

BHAT, D.J.; KENDRICK, W.B. 1993. Twenty-five new conidial fungi from the

Western Ghats and the Andaman Islands (India). Mycotaxon 49: 19-90.

CAI, L.; MCKENZIE, E.H.C.; HYDE, K.D. 2004. New species of Cordana and

Spadicoides from decaying bamboo culms in China. Sydowia 56: 222-228.




CASTAÑEDA-RUIZ, R.F.; GUSMÃO, L.F.P.; ABARCA, G.H. & SAIKAWA, M.

2006. Some hyphomycetes from Brazil. Two new species of Brachydesmiella,

two new combinations for Repetophragma, and new records. Mycotaxon 95:

261-270.

CASTAÑEDA RUÍZ, R.F.; ITURRIAGA, T.; GUARRO, J. 1999. A new species

of Cordana from Venezuela. Mycotaxon 73: 1-8.

CASTAÑEDA RUIZ, R.F.; KENDRICK, B. 1991. Ninety-nine Conidial Fungi


CASTANEDA-RUIZ, R.F., ITURRIAGA, T., MINTER, D.W., SAIKAWA, M.,

VIDAL, G.; VELAZQUEZ-NOA, S. 2003. Microfungi from Venezuela, A new

species of Brachydesmiella, a new combination, and new records. Mycotaxon

85: 211-229

CRUZ, A.C.R.; GUSMÃO, L.F.P.; CASTAÑEDA-RUIZ, R.F. 2007a. Conidial

fungi from the semi-arid Caatinga biome of Brazil. Subramaniomyces pulcher

sp. nov. and notes on Sporidesmium circinophorum. Mycotaxon 102: 25-32.

78



verruculosum sp. nov. and Lobatopedis longistriatum sp. nov. Mycotaxon 102:

33-38.

CRUZ, A.C.R. DA; LEÃO-FERREIRA, S.M.; BARBOSA, F.R.; GUSMÃO, L.F.P.

2008. Conidial fungi from semi-arid Caatinga biome of Brazil. New and

interesting Dictyochaeta species. Mycotaxon 106: 15-27.

CRUZ, A.C.R.; SANTA IZABEL, T.S.; LEÃO-FERREIRA, S.M.; GUSMÃO,

L.F.P. 2009. Conidial fungi from the semi-arid Caatinga biome of Brazil. New

species and new records of Helicosporium. Mycotaxon 110: 53-64.



ELLIS, M.B. 1963. Dematiaceous hyphomycetes. IV. Mycological Papers 87: 1-

42.

GUSMÃO, L.F.P, LEÃO-FERREIRA, S.M, MARQUES, M.F.O, ALMEIDA,

D.A.C. 2008. New species and records of Paliphora from the Brazilian semi-arid

region. Mycologia 100: 306–309.

HEREDIA-ABARCA, G..; ESTEBANEZ, M.R.; MOTA, R.M.A.; MENA-

PORTALES, J..; MERCADO-SIERRA, A. 2004. Adiciones al conocimiento de la

diversidad de los hongos conidiales del Bosque Mesófilo de Montaña del

estado de Veracruz. Acta Botanica Mexicana 66: 1-22.

LEAL, I.R., TABARELLI, M.; SILVA, J.M.C. 2003. Ecologia e conservação da

Caatinga. Editora Universitária, Universidade Federal de Pernambuco, Recife,

Brasil.

LEAL, I.R.; SILVA, J.M.; TABARELLI, M.; LACHER JR, T. E. 2005. Mudando o

curso da conservação da biodiversidade na Caatinga do Nordeste do Brasil. In:

Conservação Internacional do Brasil (ed.). Megadiversidade. Belo Horizonte,.

Vol. 1, p. 139-146.

LEÃO-FERREIRA, S.M.; CRUZ, A.C.R.; CASTAÑEDA-RUIZ, R.F. & GUSMÃO,



Mycotaxon 104: 309-312.

79

MARKOVSKAJA, S. 2003. A new species of Cordana from Lithuania.


MARQUES, M.F.O.; BARBOSA, F.R.; GUSMÃO, L.F.P.; CASTAÑEDA RUIZ,

R.F. & MAIA, L.C. 2007. Conidial fungi from the semi-arid Caatinga biome of

Brazil. Cubasina microspora sp. nov., a note on C. albofusca, and some new

records for South America. Mycotaxon 102: 17-23.

MINISTÉRIO DA INTEGRAÇÃO NACIONAL. 2005. Secretaria de políticas

dedesenvolvimento regional. Nova delimitação do semi-árido brasileiro.

Brasília: MISDR.

PIROZYNSKI, K.A.; HODGES, C.S. JR. 1973. New Hyphomycetes from South

Carolina. Canadian Journal of Botany 51: 151-173.

PRATIBHA, J.; RAGHUKUMAR, S.; BHAT, D.J. 2009. New species of

Digitoramispora and Spondylocladiopsis from the forests of Western Ghats,

India. Mycotaxon 107: 383-390.

ROCHA, A.J.D.; COSTA, I.V.G. (ORG.). 1995. Projeto mapas municipais do

município de Morro do Chapéu. Salvador, Companhia de Pesquisa de

Recursos Minerais.

SILVA, J.M.C., M. TABARELLI, M.T. FONSECA & L.V. LINS (ORGS.). 2004.

Biodiversidade da Caatinga: áreas e ações prioritárias para a conservação.

Ministério do Meio Ambiente, Brasília.

SOARES, D.J.; NECHET, K.L.; BARRETO, R.W. 2005. Cordana versicolor sp.

nov. (dematiaceous hyphomycete) causing leaf-spot on Canna denudata

(Cannaceae) in Brazil, with observations on Cordana musae. Fungal Diversity

18: 147-155.

VANZOLINI, P.E.; RAMOS-COSTA, A.M.; VITT, L.J. 1980. Répteis das

Caatingas. Academia Brasileira de Ciências, Rio de Janeiro.

VELLOSO, A.L., SAMPAIO, E.V.S.B. & PAREYN, F.G.C. 2002. Ecorregiões



76p.

80

CONCLUSÕES GERAIS

Foram identificadas 88 espécies de fungos conidiais associadas a

substratos vegetais em decomposição em Morro do Chapeu- BA.

São propostas novas espécies de Cordana , Ellisembia , Selenodriella e

Spondylocladiopsis .

É proposta uma nova variedade de Sporidesmiella

São propostas seis novas combinações de Ellisembia e quatro de

Reptophragma.

Dendryphiopsis biseptata, Sporidesmiopsis zhejiangensis e Virgariella

atra são novos registros para o continente Americano.

Dictyochaeta matsushimae, Endophragmiella boothii são relatas pela

primeira vez para o Neotrópico.

Anungitea palustris, Dictyochaeta anam. de Chaetosphaeria dingleyae,

Dictyochaeta anam. de Chaetosphaeria pulchriseta, Ellisembia vaga,

Eversia parvula, Gyrothrix hughesii e Minimelanolocus navicularis são

novos registros para América do Sul.

Endophragmiella pallescens, Helicoubisia coronata e Selenodriella

ponmudiensis são reportados pela primeira vez para o Brasil.

O folhedo foi o substrato com maior incidência de fungos conidiais,

seguido da casca.

Esse trabalho demonstrou a diversidade de fungos conidiais na região

de Morro do Chapéu, incluindo espécies inéditas.

81

FUNGOS CONIDIAIS ASSOCIADOS A SUBSTRATOS VEGETAIS EMDECOMPOSIÇÃO, NO MORRO DO CHAPÉU, BAHIA.


RESUMOOs fungos conidiais representam a fase assexual dos Filos Ascomycota e

Basidiomycota. São importantes agentes decompositores desempenhando um

importante papel na manuntenção dos ecossitema através da ciclagem de

nutrientes. A região semi-árida ocupa cerca de 11% do território brasileiro e é

uma das menos protegidas. Visando aumentar o conhecimento da

biodiversidade no semi-árido brasileiro foi realizado um estudo taxonômico de

fungos conidiais associados a substratos vegetais em decomposição no

município de Morro do Chapéu, Bahia. Localizado na região Norte da Chapada

Diamantina, é considerada área de extrema importância biológica. Foram

realizadas quatro expedições, entre maio de 2008 e fevereiro de 2009, onde os

substratos vegetais em decomposição (folhas, cascas e galhos) foram

coletados, levados para o laboratório e submetidos à técnica de lavagem em

água corrente. Após secagem, as amostras foram acondicionadas em

câmaras-úmidas. Durante 30 dias, estruturas de reprodução dos fungos foram

extraídas, sob estereomicrocópio, com auxílio de agulhas finas (do tipo usado

para aplicação de insulina) e transferidas para meio de montagem permanente

com resina PVL. A identificação das espécies foi realizada comparando as

estruturas reprodutivas encontradas com as descrições apresentadas na

bibliografia especializada. O material foi depositado no Herbário da

Universidade Estadual de Feira de Santana (HUEFS). Foram encontradas 88

espécies de fungos conidiais, sendo: quatro novas espécies: Cordana sp. nov.,

Ellisembia sp. nov., Selenodriella sp. nov. e Spondylocladiopsis sp. nov. ; uma

nova variedade de Sporidesmiella; três novos registros para o continente

Americano: Dendryphiopsis biseptata Morgan-Jones, R.C. Sinclair & Eicker.,

Sporidesmiopsis zhejiangensis Wongsawas, H.K. Wang, K.D. Hyde & F.C. Lin

e Virgariella atra S. Hughes; dois novos registros para o Neotrópico:

Dictyochaeta matsushimae (Hewings & J.L. Crane) Whitton e Endophragmiella

82

boothii (M.B. Ellis) S. Hughes; sete novos registros para América do Sul:

Anungitea palustris R.F. Castañeda & W.B. Kendr., Dictyochaeta anamorfo de

Chaetosphaeria dingleyae S. Hughes, W.B. Kendr., Dictyochaeta anam. de

Chaetosphaeria pulchriseta S. Hughes, W.B. Kendr., Ellisembia vaga (Nees &

T. Nees) Subram., Eversia parvula Hol.-Jech., Gyrothrix hughesii Piroz. e

Minimelanolocus navicularis R.F. (Castañeda) R.F. Castañeda e três novos

registros para o Brasil: Endophragmiella pallescens B. Sutton, Helicoubisia

coronata Lunghini & Rambelli e Selenodriella ponmudiensis (Varghese & V.G.

Rao) R.F. Castañeda & Saikawa . Os resultados obtidos revelam a diversidade

fúngica de Morro do Chapéu, apresentando novos registros e espécies novas.

ABSTRACT - (Conidial Fungi associated to plant substrate in decomposition, in

Morro do Chapéu, Bahia). Conidial fungi represent the assexual stage of the

Phyla Ascomycota and Basidiomycota. They are the importants decomposers

agents playing an important role in the preservation of the ecosystem through

nutrients cycling. The semi-arid region occupies about 11% of Brazilian territory

and is one of the least protected. In order to increase the knowledge of

biodiversity in semi-arid region a taxonomic study of conidial fungi associated

with decaying plant debris in municipality of Morro do Chapéu was carried out.

Located in the north of the Chapada Diamantina in Bahia state, it is considered

an area of extreme biological importance. Four expeditions were realized

between May 2008 and February 2009, where decaying plant debris were

collected, brought to the laboratory and submitted to the technique of washing

in water. After drying, the samples were placed in moist chambers. For 30 days,

reproductive structures of fungi were recovered under estereomicrocópio with

the aid of needles (the type used for administration of insulin) and transferred to

a permanent mounting medium with PVL resin. Identification of specimens was

performed by comparing the found reproductive structures with the descriptions

in literature. The material was deposited in the Herbarium of Universidade

Estadual de Feira de Santana (HUEFS). Eighty-eight species of conidial fungi

were found, as follows: four new species: Cordana sp. nov., Ellisembia sp. nov.

Selenodriella sp. nov. and Spondylocladiopsis sp. nov.; a new variety: of

Sporidesmiella; three new records to the American continent: Dendryphiopsis

biseptata Morgan-Jones, R.C. Sinclair & Eicker., Sporidesmiopsis zhejiangensis

83

Wongsawas, H.K. Wang, K.D. Hyde & F.C. Lin and Virgariella atra S. Hughes;

two new records to the Neotropics: Dictyochaeta matsushimae (Hewings & J.L.

Crane) Whitton and Endophragmiella boothii (M.B. Ellis) S. Hughes; seven new

records for South America: Anungitea palustris R.F. Castañeda & W.B. Kendr.,

Dictyochaeta anam. de Chaetosphaeria dingleyae S. Hughes, W.B. Kendr.,

Dictyochaeta anam. de Chaetosphaeria pulchriseta S. Hughes, W.B. Kendr.,

Ellisembia vaga (Nees & T. Nees) Subram., Eversia parvula Hol.-Jech.,

Gyrothrix hughesii Piroz. and Minimelanolocus navicularis R.F. (Castañeda)

R.F. Castañeda and three new records for Brazil: Endophragmiella pallescens

B. Sutton, Helicoubisia coronata Lunghini & Rambelli and Selenodriella

ponmudiensis (Varghese & V.G. Rao) R.F. Castañeda & Saikawa .These

results demonstrated the diversity of fungi at Morro do Chapéu, presenting new

records and new species.

84

ANEXOS

85

Substratos

NS*CA FO GA

Actinocladium rhodosporum Ehrenb. X X 2

Anungitea palustris R.F. Castañeda & W.B. Kendr. X 1

Atrosetaphiale flagelliformis Matsush. X 1

Beltrania rhombica Penz. X 1

Beltraniella portoricensis (F. Stevens) Piroz. & S.D. Patil X 1

Brachysporiella gayana Bat. X X 2

Brachysporiellina fecunda S.M. Leão, Gusmão, R.F. Castañeda & A.C. Cruz X 1

Chalara affinis Sacc. & Berl. X 1

Chalara alabamensis Morgan-Jones & E.G. Ingram X 1

Chloridium virescens var. virescens (Pers.) W. Gams & Hol.-Jech. X 1

Chloridium transvaalense Morgan-Jones, R.C. Sinclair & Eicker X X 2

Circinotrichum falcatisporum Piroz. X 1

Circinotrichum maculiforme Nees X 1

Circinotrichum olivaceum (Speg.) Piroz. X 1

Cordana musae (Zimm.) Höhn. X 1

Cordana sp. nov. X 1

Cryptophiale kakombensis Piroz. X X X 3

Cryptophiale udagawae Piroz. & Ichinoe X 1

Cryptophialoidea fasciculata Kuthub. & Nawawi X 1

Cryptophialoidea ramosa G. Delgado, J. Mena & Gené X 1

Dactylaria candidula (Höhn.) G.C. Bhatt & W.B. Kendr. X 1

Dactylaria cazorlii Mercado, Gené & Guarro X 1

Dendryphiopsis atra (Corda) S. Hughes X 1

Dendryphiopsis biseptata Morgan-Jones, R.C. Sinclair & Eicker X 1


Shoemaker

X 1

Dictyochaeta anam. de Chaetosphaeria pulchriseta S. Hughes, W.B. Kendr.

& Shoemaker

X X X 3

Dictyochaeta matsushimae (Hewings & J.L. Crane) Whitton, McKenzie & K.D. Hyde X X 2

Dictyochaeta novae-guineensis (Matsush.) A.I. Romero X 1

Dictyochaeta simplex (S. Hughes & W.B. Kendr.) Hol.-Jech. X 1

Dischloridium inaequiseptatum (Matsush.) Hol.-Jech. X 1

Drechslera rostrata (Drechsler) M.J. Richardson & E.M. Fraser X 1

Ellisembia adscendens (Berk.). Subram. X X 2

Ellisembia brachypus (Ellis & Everh.). Subram. X 1

Tabela1: Fungos Conidiais encontrados associados a substratos vegetais coletados em Morro doChapéu com relação a cada substrato ( CA= casca, FO= folha, GA= galho).

86

Ellisembia sp. nov. X 1

Ellisembia vaga (Nees & T. Nees) Subram. X 1

Endophragmiella boothii (M.B. Ellis) S. Hughes X X 2

Endophragmiella pallescens B. Sutton X 1

Eversia parvula Hol.-Jech. X 1

Exserticlava vasiformis (Matsush.) S. Hughes X X X 3

Fusariella obstipa (Pollack) S. Hughes X 1

Gonytrichum chlamydosporium var. simile W. Gams & Hol.-Jech. X X 2

Gonytrichum macrocladum (Sacc.) S. Hughes X 1

Gyrothrix microsperma (Höhn.) Piroz. X 1

Gyrothrix hughesii Piroz. X 1

Helicoubisia coronata Lunghini & Rambelli X 1

Helicosporium gracile (Morgan) Linder X X 2

Helicosporium griseum Berk. & M.A. Curtis X 1

Helicosporium pannosum (Berk. & M.A. Curtis) R.T. Moore X 1

Helicosporium vesiculiferum A.C. Cruz & Gusmão X 1

Henicospora coronata B. Sutton & P.M. Kirk, in Kirk & Sutton X 1

Idriella setiformis R.F. Castañeda & G.R.W. Arnold. X 1

Junewangia globulosa (Tóth) W.A. Baker & Morgan-Jones X 1

Memnoniella echinata (Rivolta) Galloway X 1

Menisporopsis novae-zelandiae S. Hughes & W.B. Kendr. X 1

Menisporopsis theobromae S. Hughes X 1

Minimelanolocus navicularis (R.F. Castañeda) R.F. Castañeda X 1

Myrmecridium schulzeri var. schulzeri (Sacc.) Arzanlou, W. Gams & Crous X 1

Neojohnstonia minima Gusmão & Grandi X 1

Paliphora inflata Gusmão, Marques & D.A.C. Almeida X 1

Pappimyces hastatus B. Sutton & Hodges X 1

Paraceratocladium silvestre R.F. Castañeda X 1

Periconia cookei E.W. Mason & M.B. Ellis X 1

Phaeostalagmus tenuissimus (Corda) W. Gams & Hol.-Jech. X 1

Phaeoisaria infrafertilis B. Sutton & Hodges X 1

Ramichloridium anceps (Sacc. & Ellis) de Hoog. X 1

Selenodriella ponmudiensis (Varghese & V.G. Rao) R.F. Castañeda & Saikawa X 1

Selenodriella sp. nov. X 1

Speiropsis scopiformis Kuthub. & Nawawi X 1

Speiropsis pedatospora Tubaki X X 2

Spondylocladiopsis sp. nov. X 1

Sporidesmiella aspera Kuthub. & Nawawi X 1

87

Sporidesmiella cuneiformis (B. Sutton) P.M. Kirk X X 2

Sporidesmiella garciniae var. brasiliensis T.S. Santa Izabel & Gusmão, va. var. nov. X 1

Sporidesmiopsis zhejiangensis Wongsawas, H.K. Wang, K.D. Hyde & F.C. Lin X 1

Sporidesmium tropicale var. tropicale M.B. Ellis X 1

Stachybotrys chartarum (Ehrenb.) S. Hughes X X 2

Stachybotrys longispora Matsush. X 1

Stachybotrys parvispora S. Hughes X 1

Thozetella cristata Piroz. & Hodges X 1

Thozetella queenslandica Paulus, P.Gadek & K.D. Hyde X 1

Umbellidion radulans B. Sutton & Hodges X 1

Vermiculariopsiella falcata Nawawi, Kuthub. & B. Sutton X 1

Virgaria nigra (Link) Nees X X 2

Virgariella atra S. Hughes X 1

Volutella minima Höhn. X 1

Wiesneriomyces laurinus (Tassi) P.M. Kirk X 1

Zanclospora brevispora var. brevispora S. Hughes & W.B. Kendr. X 1

Zanclospora novae-zelandiae S. Hughes & W.B. Kendr. X X 2

Total geral 29 55 23 107

NS*: Número de substratos de ocorrência de cada espécie.

TO*: Total de ocorrência para cada espécie.

FUNGOS CONIDIAIS ASSOCIADOS A SUBSTRATOS ......Barbosa por ser o primeiro a me ensinar a tØcnica de...

Documents

Transcript of FUNGOS CONIDIAIS ASSOCIADOS A SUBSTRATOS ......Barbosa por ser o primeiro a me ensinar a tØcnica de...