MARIANA FILOMENA DO CARMO CARDOSO - app.uff.br Mariana Filomena do Carmo... · DPM Desvio padrão...

UNIVERSIDADE FEDERAL FLUMINENSE

FACULDADE DE FARMÁCIA

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS

APLICADAS A PRODUTOS PARA SAÚDE

MARIANA FILOMENA DO CARMO CARDOSO

“SÍNTESE DE DERIVADOS 5-AMINO-1H-PIRAZÓLICOS DA NOR-β-LAPACHONA

COM POTENCIAL PERFIL

ANTICANCERÍGENO”

NITERÓI JULHO / 2012


SÍNTESE DE DERIVADOS 5-AMINO-1H-

PIRAZÓLICOS DA NOR-β-LAPACHONA COM

POTENCIAL PERFIL ANTICANCERÍGENO

Dissertação de Mestrado apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Ciências Aplicadas a Produtos para a Saúde da Universidade Federal Fluminense.

ORIENTADORES: PROFESSOR DR. VITOR FRANCISCO FERREIRA PROFESSOR DR. WILSON DA COSTA SANTOS

NITERÓI JULHO / 2012

C268 Cardoso, Mariana Filomena do Carmo Síntese de derivados 5-amino-1H-pirazólicos da nor-β-lapachona com potencial perfil anticancerígeno / Mariana Filomena do Carmo Cardoso; Orientadores: Vitor Francisco Ferreira, Wilson da Costa Santos – Niterói, 2012. 144f. Dissertação (Mestrado) – Universidade Federal Fluminense, 2012. 1. Química Orgânica. 2. Quinona. 3. Naftoquinona (Química Orgânica). I. Ferreira, Vitor Francisco. II. Santos, Wilson da Costa. III. Título.


“SÍNTESE DE DERIVADOS 5-AMINO-PIRAZÓLICOS DA NOR-β-LAPACHONA

COM POTENCIAL PERFIL ANTICANCERÍGENO”

Dissertação de Mestrado apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Ciências Aplicadas a Produtos para a Saúde da Universidade Federal Fluminense.

BANCA EXAMINADORA

Prof. Dr. Vitor Francisco Ferreira – (Presidente da Banca- Orientador) (IQ – GQO – UFF)

Prof. Dr. Wilson da Costa Santos (Faculdade de Farmácia UFF)

Prof. Dr. Angelo da Cunha Pinto (IQ – UFRJ)

Prof. Dra. Maria Cecília Bastos Vieira de Souza (IQ – GQO - UFF)

Niterói

Julho / 2012

“Nunca deixe que alguém lhe diga que não pode fazer algo.

Nem mesmo eu.

Se você tem um sonho, tem que protegê-lo.

As pessoas que não podem fazer por si mesmas, dirão que você não consegue.

Se quiser alguma coisa, vá e lute por ela. Ponto final.”

(Diálogo de um pai ao filho no filme “À Procura da Felicidade”)

Dedico aos meus pais e melhores amigos, Celeste Filomena do Carmo Cardoso e Luiz

Carlos de Souza Cardoso, pelo apoio incondicional em todas as etapas de minha vida e

que assim me permitiram chegar até aqui.

Obrigada pelo amor sublime que nos une, pelas lutas sempre juntos, pelos carinhos nos

momentos mais difíceis, pelo silêncio nos dias mais tumultuados, pelo entendimento

nos períodos de mau-humor, pelas conversas diárias e por serem meus eternos e

grandes amigos!

Obrigada aos irmãos, Fabio e Leonardo, por serem quem são, pelo cuidado e proteção,

pela dignidade com que vivem, tornando-se meus exemplos!

AGRADECIMENTOS

A Deus, por me permitir usufruir desse momento.

Aos meus orientadores, professor Dr. Vitor Francisco Ferreira e professor Dr. Wilson

da Costa Santos pelo apoio incondicional e pela confiança em mim depositada para

que eu pudesse alcançar esse momento!

Aos membros da banca examinadora, professor Dr. Angelo da Cunha Pinto e

professora Dra. Maria Cecília Bastos Vieira de Souza pelo aceite do convite para

participação e avaliação dessa dissertação.

Ao amigo professor Dr. Fernando de Carvalho da Silva, pelo apoio e paciência em

todos os momentos desse trabalho, por ter estado ao meu lado sempre que precisei e,

principalmente, pelo trabalho minucioso e muito detalhado durante a revisão dessa

dissertação.

A professora Dra. Anna Cláudia Cunha, pela base durante minha formação acadêmica.

A professora Kátia Lima, sempre pronta a me ajudar e esclarecer as dúvidas sobre a

organização dessa dissertação.

A colega Ana Jersia de Araújo, da UFC, pela realização dos experimentos biológicos.

Ao amigo professor Dr. David Rodrigues da Rocha, pela ajuda durante o processo de

formação dessa dissertação, sempre pronto a esclarecer minhas duvidas e erros, o que

só contribuiu para beneficiar meu trabalho.

A amiga professora Dra. Sabrina Baptista Ferreira, pela base profissional como minha

orientadora durante minha iniciação cientifica, o que me permitiu chegar até aqui.

Aos amigos de laboratório, Marcelo Isidoro, Alessandro Kappel e Daniel Gonzaga,

pelo companheirismo e momentos de descontração!

Ao amigo Dr. Ivson Gama e a amiga Luana Forezi, pela atenção e amizade!

A aluna de IC e amiga, Illana Muniz, mais do que uma companheira de laboratório,

uma grande parceira durante as reações e estudos realizados.

As alunas de IC e amigas Emannuelly Gonçalves, Bárbara Valença, Isabela Santos,

Mariana Mendes, Kelly Mota e a aluna de mestrado Katharina Malafaia pela boa

convivência diária.

A secretária do Programa de Pós-Graduação em Ciências Aplicadas para a Saúde,

Adelina pela sempre boa atenção.

As técnicas Lívia Gonelli, Glauce Duarte e Ludmila Costa pela realização dos

espectros de Ressonância Magnética Nuclear (LAREMN-UFF).

As técnicas Rosana Valitutto e Vânia Braz pelos espectros na região do infravermelho.

Aos órgãos de fomento CNPQ, CAPES, FAPERJ, PRONEX pelo apoio e infraestrutura

durante a pesquisa.

LISTA DE ABREVIATURAS E CONVENÇÕES δ Deslocamento químico 1D Uma dimensão 2D Duas dimensões APT Attached Proton Test AST Antimicrobial susceptibility testing CAN Ceric ammonium nitrate CDCl3 Clorofórmio deuterado CMSP Linhagem de células mononucleadas isoladas de sangue periférico COSY Correlation Spectroscopy d Dupleto dd Duplo-dupleto DPM Desvio padrão da média dt Duplo-tripleto ERO’s Espécies reativas de oxigênio HCT-8 Linhagens celulares de adenocarcinoma de intestino HCT-116 Linhagem de células de câncer de cólon-retal humano HIV Human imunodeficiency virus HL-60 Linhagem de células leucêmicas humanas HMBC Heteronuclear Multiple Bond Correlation HSQC Heteronuclear Single Quantum Coherence IC50 Concentração requerida para atingir 50% do efeito inibitório máximo (µg/

mL) IV Espectroscopia na região do infravermelho J Constante de acoplamento m Multipleto MDA-MB435 Linhagens celulares de câncer de mama humano NCI National Cancer Institute NQO1 Quinona oxidoredutase 1 NQO2 Quinona oxidoredutase 2 OVCAR-8 Linhagem de células de câncer de ovário humano PF Ponto de Fusão ppm Parte por Milhão RMN 1H Ressonância magnética nuclear de hidrogênio RMN 13C Ressonância magnética nuclear de carbono s Singleto SF-295 Linhagem de glioblastoma humano t Tripleto T.L.C. Thin Layer Chromatography THF Tetrahidrofurano T.A. Temperatura ambiente TMS Trimetilsilano td Triplo-dupleto U1-Mel Linhagens de células de melanoma humano

RESUMO

Esse trabalho descreve uma nova metodologia sintética de novos derivados

pirazólicos análogos a 2,2-dimetil-2,3-di-hidronafto[1,2-b]furan-4,5-diona (nor-β-

lapachona), através da inserção do núcleo pirazólico a posição C-3 da nor-β-lapachona.

Nesta dissertação foram sintetizados 16 (dezesseis) substâncias inéditas, sendo oito da

família 3-pirazolil-2,2-dimetil-2,3-di-hidronafto[1,2-b]furan-4,5-diona contendo o

núcleo pirazólico acoplado à naftoquinona os quais foram submetidos a testes

biológicos para avaliação de suas atividades citotóxicas in vitro contra quatro linhagens

de células tumorais humanas e uma linhagem de células normais humanas. Todas as

amostras mostraram-se ativas para as linhagens tumorais e não apresentaram hemólise.

A metodologia clássica para a substituição nucleofílica no carbono 3 da nor-β-

lapachona desenvolvida pelo nosso grupo de pesquisa mostrou-se pouco eficaz, levando

a baixos rendimentos com formação de vários produtos colaterais. Desta forma,

realizou-se um estudo metodológico a fim de se viabilizar a síntese de uma família de 3-

pirazolil-nor-β-lapachonas com rendimentos satisfatórios. Assim, após várias

modificações nos parâmetros reacionais, observou-se que o melhor intermediário

sintético era o 3-hidroxi-2,2-dimetil-2,3-di-hidronafto[1,2-b]furan-4,5-diona.

ABSTRACT

This paper describes a new synthetic methodology to new pyrazole derivatives

analogous to the 2,2-dimethyl-2,3-dihidronaphtho-[1,2-b]-furan-4 ,5-dione (nor-β-

lapachone) by inserting the core pyrazolic on the C-3 position of the nor-β-lapachone.

In this essay were synthesized 16 (sixteen) new compounds, being eight 3-pyrazolyl-

2,2-dimethyl-2,3-dihidronaphtho [1,2-b]-furan-4 ,5-dione family containing core

pyrazolic naphthoquinone attached to which were submitted to biological tests to

evaluate their in vitro cytotoxic activities against four human tumor cell lines and

normal human cell line. All samples were active for tumor cell lines and showed no

hemolysis.

The classical methodology for the nucleophilic substitution at carbon 3 of the

nor-β-lapachone developed by our research group proved to be ineffective, leading to

low yields with the formation of various side products. Thus, there was a

methodological study in order to facilitate the synthesis of a family of 3-pyrazolyl-nor-

β-lapachones with satisfactory yields. Then, after the various modifications on the

reaction parameters, it was found that the better synthetic intermediate was the 3-

hydroxy-2,2-dimethyl-2,3-dihidronaphtho-[1,2-b]-furan-4 ,5-dione .

RESUMO GRÁFICO

ONN N

O N

NN

HN

NH

HN

N

NHN

CF3

(118) 21% (120) 14%(119) 15%

(121) 15%

S

Cl

(124) 82%

S

OCH3

(125) 80%

(126) 18%

HN

Br

BrBr

N

N N

Br CH3

Br

HN

N N

Br CH3

Br

(135) 27% (136) 25%

OBr

(137) 14%

(138) 32% (139) 21%

HN

N N

Br CH3 HN

N N

CH3

HN

N N

CH3

(139) 52%

(151) 29%(150) 37%

(149) 35%

(152) 35%

HN

N N

HN

N N

HN

N N

HN

N N

Br

OCH3

CH3

O

O

OH

O

O

OH

(44) 80%

(17)

OO

O

Br

(62)

Nu-H

OO

O

R1

O

O

O

OH

(140) 60%

1) MsOH2) Nu-H

O

OO

R2 =R1 =

R2

OH

(140) 30%

SUMÁRIO

1. Introdução ----------------------------------------------------------------------------------------1

1.1. Considerações iniciais ---------------------------------------------------------------1

2. Revisão Bibliográfica --------------------------------------------------------------------------6

2.1. Tabebuia impetiginosa --------------------------------------------------------------6

2.2. Quinonas ------------------------------------------------------------------------------7

2.2.1. Atividade biológica e sua relação com o estresse oxidativo -------10

2.3. Naftoquinonas ----------------------------------------------------------------------15

2.3.1. Lapachol e β-lapachona ------------------------------------------------19

2.3.2. Nor- β-lapachona --------------------------------------------------------24

2.4. Atividade antineoplásica ----------------------------------------------------------30

2.5. Heterociclos -------------------------------------------------------------------------35

2.5.1. Aminopirazol ------------------------------------------------------------36

2.6. Substituição no anel C -------------------------------------------------------------41

3. Objetivos ---------------------------------------------------------------------------------------46

3.1. Objetivo específico -----------------------------------------------------------------46

4. Justificativa -------------------------------------------------------------------------------------47

5. Metodologia ------------------------------------------------------------------------------------50

6. Resultados e Discussão -----------------------------------------------------------------------51

7. Testes Biológicos ----------------------------------------------------------------------------119

8. Conclusão -------------------------------------------------------------------------------------123

9. Parte experimental ---------------------------------------------------------------------------126

1

1) INTRODUÇÃO

1.1. Considerações Iniciais

Desde 1997 o grupo de pesquisa em Síntese Orgânica, coordenado pelo Prof.

Vitor Francisco Ferreira, do Departamento de Química Orgânica da Universidade

Federal Fluminense (UFF), vem dedicando-se a estudos mecanísticos e sintéticos dos

carboidratos1, nucleosídeos2 e diazo compostos3, naftoquinonas4 e heterociclos5. Nesses

estudos, podem ser destacados os usos de carboidratos como auxiliares de quiralidade6,

além da interface com diazo compostos e carboidratos, na síntese de heterociclos

pirrólicos7 e triazólicos8. Estas metodologias foram, também, aplicadas nas preparações

de nucleosídeos diretos e reversos.

1(a) Rianelli, R. S.; Silva, F. C.; Souza, M. C. B. V.; Ferreira, V. F.; Lett. Org. Chem. 2006, 3, 73; (b) Jordão, A. K.; Sathler, P. C.; Ferreira,V. F.; Campos, V. R.; de Souza, M. C. B. V.; Castro, H. C.; Lannes, A.; Lourenco, A.; Rodrigues, C. R.; Bello, M. L.; Lourenco, M. C. S.; Carvalho, G. S. L.; Almeida, M. C. B.; Cunha, A. C.; Ferreira, V. F.; Bioorg. Med. Chem. 2011, 19, 5605. 2(a) da Matta, A. D.; dos Santos, C. V. B.; Freitas, C. C.; Pereira, H. S.; Frugulhetti, I. C. P. P.; Corrêa, L. C. D.; Oliveira, M. R. P.; de Souza, M. C. B. V.; Moussatché, N.; Ferreira, V. F.; Rabello, R. F.; Heteroatom. Chem. 1999, 10, 197; (b) Cunha, A. C.; Pereira, L. O. R.; de Souza, R. O. P.; de Souza, M. C. B. V.; Ferreira, V. F.; Nucleos. Nucleot. Nucl. 2001, 20, 1555; (c) Alves, T. R.; Pinto, A. C.; Pereira, H. S.; Ferreira, L. R. L.; Moussatché, N.; Frugulhetti, I. C. de P. P.; Souza, M. C. B. V.; Ferreira, V. F.; Nucleos. Nucleot. Nucl. 2004, 23, 735. 3(a) Ferreira, V. F; Pereira, L. O. R.; de Souza, M. C. B. V.; Cunha, A. C.; Quim. Nova 2001, 24, 540; (b) Rianelli, R. de S.; Souza, M. C. B. V.; Ferreira, V. F.; Synth. Commun. 2004, 35, 931. 4(a) Abreu, F. C.; Ferreira, D. C. M.; Wadhawan, J.; Amatore, C.; Ferreira, V. F.; Ferreira, V. F.; Silva, M. N.; Souza, M. C. B. V.; Gomes, T. S.; Ximenes, E. A.; Goulart, M. O. F.; Electrochem. Commun. 2005, 7, 767; (b) Ferreira, S. B.; Sodero, A. C. R.; Cardoso, M. F. C.; Lima, E. S.; Kaiser, C. R.; Silva, F. P.; Ferreira, V. F.; Ferreira, V. F.; J. Med. Chem. 2010, 53, 2364. 5(a) Souza, M. C. B. V.; Bernardino, A. M. R.; Chaves, S. A.; Ferreira, V. F.; Romeiro, G. A.; Schmitz, F. J.; Gomes, C. R. B.; Lepesch, C. M. O.; Frugulhetti, I. C. P. P.; Oliveira, M. R. P.; Pereira, H. S.; Lee M. Y. T.; Heterocycl. Commun. 1997, 3, 527; (b) Ferreira, V. F.; Curr. Org. Chem. 2007, 11, 177. 6da Silva Junior, R. C.; Ferreira, V. F.; Tetrahedron:Asymmetry 2004, 15, 2719 7(a) Cunha, A. C.; Ferreira, V. F.; de Souza, M. C. V. B.; Pereira, L. O. R.; Synth. Commun. 2000, 40, 3215; (b) Ferreira, V. F.; de Souza, M. C. B. V; Cunha, A. C.; Pereira, L. O. R; Ferreira, M. L. G.; Org. Prep. Proced. Int. 2001, 33, 411; (c) Ferreira, V. F.; de Souza, M. C. B. V.; Cunha, A. C.; Pereira, L. O. R.; J. Braz. Chem. Soc. 2002, 13, 368; (d) Silva, F. C.; Fonseca, M. G.; Rianelli, R. S.; Cunha, A. C.; Souza, M. C. B. V.; Ferreira, V. F.; Beilstein J. Org. Chem. 2008, 4, 45. 8(a) de Souza, M. C. B. V.; Ferreira, M. L. G.; Cunha, A. C.; Ferreira, V. F.; Cadernos de Química UFRJ, Ed. A. C. Pinto, IQ- UFRJ 1999; (b) Cunha, A. C.; Figueiredo, J. M.; Tributino, J. L. M.; Miranda, A. L. P.; Castro, H. C.; Zingali, R. B.; Fraga, C. A. M.; Souza, M. C. B. V.; Ferreira, V. F.; Barreiro, E. J.; Bioorg. Med. Chem. 2003, 11, 2051; (c) Costa, M. S.; Boechat, N.; Rangel, E. A.; Silva, F. de C.; Rodrigues, C. R.; Castro, H. C.; Lourenço, M. C. S.; Wardell, S. M. S. V.; Ferreira, V. F.; Bioorg. Med. Chem. 2006, 14, 8644; (d) Campos, V. R.; Abreu, P. A.; Castro, H. C.; Rodrigues, C. R.; Jordão, A. K.; Ferreira, V. F.; Souza, M. C. B. V.; Santos, F. C.; Moura, L. A.; Domingos, T. S.; Bioorg. Med. Chem 2009, 17, 7429.

2

Adicionalmente, o grupo vem se dedicando, também, ao estudo da síntese de

novas naftoquinonas que possam apresentar melhor perfil (índice de seletividade) para

diversos tipos de atividades biológicas9.

As quinonas são produtos naturais de ampla distribuição na natureza tendo como

características marcantes as suas diversificadas atividades biológicas que,

fundamentalmente, são dependentes das suas estruturas químicas. Nos últimos anos

cresceu significativamente o interesse nesta classe de substâncias devido à atuação em

processos bioquímicos vitais. Os variados estudos farmacológicos mais recentes,

publicados por diversos grupos de pesquisa, demonstram sua importância como classe

de substâncias bioativas.

É importante mencionar os variados e interessantes aspectos estruturais desta

classe de compostos, tais como a ocorrência de rearranjos no esqueleto carbônico e as

reatividades seletivas das carbonilas. Esses aspectos são desafios para química orgânica

sintética que podem desenhar reações para a produção de novas famílias de substâncias

bioativas.

9(a) Freitas, C. C.; Ferreira, M. L. S.; Oliveira, C. G. T.; Ferreira, V. F.; Carballido, J. M.; Silva, J. M.; Leda, P. H.; Corrêa, L. C. D.; J. Bras. Doenças Sex. Transm. 1997, 9, 17; (b) Freitas, C. C.; Ferreira, M. L. S.; Oliveira, C. G. T.; Ferreira, V. F.; Carballido, J. M.; Silva, J. M.; Leda, P. H.; Corrêa, L. C. D.; BioScience 1997, 9, 13; (c) Oliveira, C. G. T.; Miranda, F. F.; Ferreira, V. F.; Freitas, C. C.; Rabello, R. F.; Carballido, J. M.; Corrêa, L. C. D.; J. Braz. Chem. Soc. 2001, 12, 339; (d) Oliveira, C. G. T.; Ferreira, V. F.; Freitas, C. C.; Heterocycl. Commun. 2002, 8, 199; (e) da Silva Junior, E. N.; de Souza, M. C. B. V.; Pinto, A. V.; Pinto, M. C. F. R.; Nogueira, C. M.; Ferreira, V. F.; Azeredo, R. B. V.; Magn. Reson. Chem. 2008, 46, 1158; (f) Hernández, D. M.; Valencia, D. P.; González, F. J.; González, I.; Abreu F. C.; Silva Júnior E. N.; Ferreira, V. F.; Pinto, A. V.; Goulart, M. O. F.; Frontana C.; Org. Biomol. Chem. 2008, 6, 3414; (g) Silva Junior, E. N.; Menna-Barreto, R. F. S.; Pinto, M. C. F. R.; Silva, R. F. S.; Teixeira D. V.; Souza, M. C. B. V.; de Simone, C. A.; de Castro, S. L.; Ferreira, V. F.; Pinto, A. V.; Eur. J. Med. Chem. 2008, 43, 1774; (h) Bourguignon, S. C.; Castro, H. C.; Santos, D. O.; Alves, C. R.; Ferreira, V. F.; Seguis, W. S.; Gama, I. L.; Silva, F. C.; Pinho, R. T.; Exp. Parasitol. 2009, 122, 916; (i) da Silva, Junior, J. N.; de Moura, M. A. B. F.; Pinto, A. V.; Pinto, M. do C. R. F.; Souza, M. C. B. V.; Araújo, A. J.; Pessoa, C.; Costa-Lotufo, L. V.; Montenegro, R. C.; Moraes, M. O.; Ferreira, V. F.; Goulart, M. O. F.; J. Braz. Chem. Soc. 2009, 20, 635; (j) Souza, A. A.; de Moura, M. A. B. F.; Abreu F. C.; Goulart, M. O. F.; da Silva, E. N.; Pinto, A. V.; Ferreira, V. F.; Moscoso, R.; Núñez-Vergara, L. J.; Squella, J. A.; Quím. Nova 2010, 33, 2075; (l) Freire, C. P. V.; Ferreira, S. B.; de Oliveira, N. S. M.; Matsuura, A. B. J.; Gama, I. L.; da Silva, F. de C.; de Souza, M. C. B. V.; Lima, E. S.; Ferreira, V. F.; Med. Chem. Commun. 2010, 1, 229; (m) Ferreira, S. B.; Silva, F. C.; Bezerra, F. A. F. M.; Lourenço, M. C. S.; Kaiser, C. R.; Pinto, A. C.; Ferreira, V. F.; Arch. Pharm. 2010, 343, 81; (n) Ferreira, S. B.; Salomão, K.; Silva, F. C.; Pinto, A. V.; Kaiser, C. R.; Pinto, A. C.; Ferreira, V. F.; de Castro, S. L.; Eur. J. Med.Chem. 2011, 46, 3071; (o) Bourguignon, S. C.; Cavalcanti, D. F. B.; de Souza, A. M. T.; Castro, H. C.; Rodrigues, C. R.; Albuquerque, M. G.; Santos, D. O.; da Silva, G. G.; da Silva, F. C.; Ferreira, V. F.; Exp. Parasitol. 2011, 127, 160; (p) Lourenço, A. L.; Paula A. A.; Leal, B.; Silva Júnior, E. N.; Pinto, A. V.; Pinto, M. C. F. R.; Souza, A. M. T.; Novais, J. S.; Paiva, M. B.; Cabral, L. M.; Rodrigues, Carlos R.; Ferreira, V. F.; Castro, H. C.; Curr. Microbiol. 2011, 62, 684.

3

Uma das características das quinonas é a presença de duas carbonilas que

formam um sistema conjugado, dienonas cíclicas, com pelo menos duas ligações duplas

C=O. Quanto à classificação, esta se dá com base nos esqueletos carbônicos, sendo

subdivididas em diferentes grupos, utilizando como critério o tipo de anel aromático em

que estão inseridas as carbonilas, a saber: as benzoquinonas, que possuem um anel

benzênico; o anel naftalênico, que está presente nas naftoquinonas; e as antraquinonas,

que contém um anel antracênico.

Numa observação mais apurada sobre a importância das quinonas,

especialmente de benzoquinonas, naftoquinonas e antraquinonas, pode-se ressaltar um

grande número de fármacos desses grupos que possuem aplicações práticas

reconhecidas10. Um exemplo é o cloridrato de mitoxantrona (Mitostate®)11 (1), um

antineoplásico pertencente à família das antracenodionas sintéticas, indicado para a

quimioterapia em pacientes com câncer de mama, incluindo doenças localmente

avançadas ou metastáticas, leucemias agudas mieloides e linfomas não-Hodgkin. Outros

exemplos serão detalhados ao longo desta dissertação.

OH

OH O

O HNHN

OH

HNNH

OH

Mitoxantrona (Mitostate®) (1)

.2HCl

Figura 01: Estrutura química do cloridrato de mitoxantrona

As quinonas estão presentes na humanidade desde eras remotas, para os mais

diversos fins. Até os dias atuais, continuam sendo valiosos corantes ou intermediários

para a produção de outros corantes, pois são dotadas de excepcionais propriedades

fixadoras. O membro dessa família mais simples é a antraquinona, que foi preparada

pela primeira vez em 1836, por Auguste Laurent12, através da oxidação do antraceno

pelo ácido nítrico.

Fármacos de origem vegetal, que contém núcleos antraquinônicos

(antracênicos), são empregados desde a antiguidade como laxativos e purgativos. Dentre

10Asche, C.; Mini-Rev. Med. Chem. 2005, 5, 449. 11Site: http://www4.anvisa.gov.br/base/visadoc/BM/BM[26082-1-0].PDF; Acesso em 26/06/2012. 12Blondel-Megrelis, M.; Rev. Hist. Pharm. 2001; 49, 303.

http://www4.anvisa.gov.br/base/visadoc/BM/BM%5b26082-1-0%5d.PDF

4

as drogas antraquinônicas mais importantes utilizadas na terapêutica, podemos citar o

ruibarbo (Rheum palmatum, Polygonaceae), a cáscara sagrada (Rhamnus purshiana,

Rhamnaceae), a sene (Cassia angustifolia, C. senna, Senna Alexandrina,

Cesalpinaceae) e a babosa (Aloe vera, A. barbadensis e várias outras espécies,

Liliaceae)13.

Em termos ecológicos, as quinonas são reputadas como agentes protetores, não

só de plantas como, também, de insetos. Um caso inusitado, mas não menos conhecido,

é a estratégia quinonoídica adotada por alguns besouros no combate de predadores. O

Besouro-bombardeiro, Pheropsophus verticalis, lança como defesa um borrifo

superaquecido de uma substância altamente irritante, contendo benzoquinonas14.

Figura 02: Besouro-bombardeiro e a liberação de mistura contendo benzoquinonas15

O besouro possui dois globos secretores no abdome, de soluções concentradas

de hidroquinona (2) e peróxido de hidrogênio. Tal mistura é armazenada em uma

vesícula coletora e, ao sentir-se ameaçado, remete-a para outro compartimento onde

enzimas catalisam a reação exotérmica formando benzoquinona (3) e água16 (Esquema

01).

OH

OH

O

O

H2O2 2 H2Oenzimas ∆Hº = 204 KJ/Mol

Hidroquinona (2) Benzoquinona (3) Esquema 01: Reação exotérmica de formação da benzoquinona

13Gobbo-Neto, L.; Lopes, N. P.; Quim. Nova 2007, 30, 374. 14Peruzzo, F. M.; do Canto, E. L.; Química na abordagem do cotidiano, 3ª ed., Moderna: São Paulo, 2007. 15Site: http://curiosidadesanimalisticas.blogspot.com.br/2010/12/besouro-bombardeiro.html; Acesso em 17/05/2012. 16Site: http://www.pnas.org; Acesso em 07/01/2012.

Besouro-bombardeiro - Pheropsophus verticalis

http://curiosidadesanimalisticas.blogspot.com.br/2010/12/besouro-bombardeiro.html

http://www.pnas.org/

5

As quinonas em geral estão envolvidas em etapas importantes do ciclo de vida

de seres vivos, principalmente nos níveis da cadeia respiratória e da fotossíntese17 e,

portanto, são de vital importância para vegetais superiores, artrópodes, fungos, liquens,

bactérias, algas e vírus18. A distribuição dessas substâncias nos variados organismos

implica participação em múltiplas funções biológicas, agindo de forma diferenciada em

diversos ciclos bioquímicos19. As ubiquinonas e as plastoquinonas (benzoquinonas) são

exemplos com atuação reconhecida e que participam no transporte de elétrons em

processos respiratórios e na fotossíntese20. As naftoquinonas, como exemplo, as

vitaminas do tipo K, de irrestrita necessidade aos seres vivos,21 possuem ação

controladora da coagulação sanguínea.

Em termos de síntese e a prospecção de atividades biológicas, as características

das quinonas e diversas publicações recentes indicaram o quanto ainda existe de

potencial nesta classe de substâncias como temas de estudos químicos sintéticos e

farmacológicos. A busca por novos derivados mais bioativos e seletivos continua sendo

tema importante a ser estudado. Dentro desse contexto incluem-se os objetivos desse

trabalho, que visa desenvolver novos derivados com potenciais atividades biológicas,

derivados da nor-β-lapachona.

17Patai, A.; The Chemistry of the Quinoidal Compounds, Jonh Wiley Sons: London, 1974. 18Thompson, R. H.; Naturally Occuring Quinones IV: Recents Advances, Champman & Hall: London, 1997. 19Barreiro, E. J.; da Silva, J. E. M.; Fraga, C. A. M.; Quím. Nova 1996, 19, 641. 20Goodwin, T. W.; Mercer, E. I.; Introduction to plant Biochemistry, Pergamon Press: New York, 1972. 21Mahler R. H.; Lordes H. E.; Biological Chemistry, 2ª ed., Herper International Edition: London, 1971.

6

2) REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

(2.1) Tabebuia impetiginosa

Tabebuia, mais conhecidamente como Ipê e Pau-d'arco, é o gênero

predominante da região neotropical que compreende a América Central sendo mais

comum a da família Bignoniaceae22.

A espécie Tabebuia impetiginosa tem como nomes populares ipê-rosa, pau-

d'arco, piúna, ipê-roxo, ipê-roxo-de-bola, ipê-una, ipê-roxo-grande, ipê-de-minas,

piúna-roxa. Suas propriedades medicinais são conhecidas desde a época dos Incas,

tendo sido empregadas em preparações etnobotânicas, com indicações no combate a

doenças como câncer, sífilis, malária, febres, tripanossomíases, fungos, infecções

bacterianas e desordens estomacais23.

Uma série de compostos naturais existem na casca e no cerne das árvores desta

espécie e entre eles pode-se citar os flavonoides24, dialdeídos ciclopentenos25, ácido

benzóico e derivados benzaldeídicos26, quinonas27 e, as mais importantes,

naftoquinonas e antraquinonas28.

Figura 03: Tabebuia impetiginosa29

22Castellanos, J. R. G.; Prieto, J. M.; Heinrich, M.; J. Ethnopharmacol. 2009, 121, 1. 23Pérez-Sacau, E.; Estévez-Braun, A.; Ravelo, A. G.; Ferro, E. A.; Tokuda, H. A.; Mukainaka, T.; Nishino, H.; Bioorg. Med. Chem. 2003, 11, 483. 24Blatt, C. T. T.; Salatino, A.; Salatino, M. F.; Biochem. Syst. Ecology 1996, 24, 89. 25Koyama, J.; Morita, I.; Tagahara, K.; Iría, K. J.; Phytochemistry 2000, 53, 869. 26Wagner, H.; Kreher, B.; Lotter, H.; Hamburger, M. O.; Cordell, G. A.; Helv. Chim. Acta 1989, 72, 659. 27Sharma, P. K.; Khanna, R. N.; Rohatgi, B. K.; Thomson, R. H.; Phytochemstry 1988, 27, 632. 28(a)Thomson, R. H.; Naphthoquinones, Naturally occurring Quinones, Academic Press: London, 1971; (b) Manners, G. D.; Jurd, L.; Phytochemistry 1976, 15, 225. 29Site: http://orienteocidente.wordpress.com/2011/03/22/ipe-roxo-tabebuia-impetiginosa/; Acesso em 17/05/2012.

http://orienteocidente.wordpress.com/2011/03/22/ipe-roxo-tabebuia-impetiginosa/

7

(2.2) QUINONAS

As quinonas representam uma classe de substâncias naturais e sintéticas que

possuem uma enorme variedade de efeitos benéficos. Elas caracterizam uma classe de

moléculas de prevenção e tratamento contra doenças severas, como por exemplo, a

osteoporose e doenças cardiovasculares.

Os compostos quinonoídicos vêm sendo descritos como importantes estruturas

presentes em substâncias possuidoras de diversidade farmacológica30, pois demonstram

atividade antitumoral30, tripanocida31 e bactericida32.

Dentre as quinonas bioativas, destacam-se algumas orto- e para-naftoquinonas

naturais e sintéticas, que nos últimos anos têm sido foco de interesse de muitos

pesquisadores. Atuam como antioxidantes e estabilizadores de membranas, prevenindo

danos celulares provenientes de processos metabólicos33 e protegendo contra graves

doenças crônicas, como Parkinson e aquelas ligadas ao coração34.

OO

o-benzoquinona(4)

p-benzoquinona(3)

O

O

O

Op-naftoquinona

(5)

O

OAntraquinona

(7)

OO

o-naftoquinona(6)

OO

Fenantrenoquinona(8)

Figura 04: Estrutura química das quinonas

30(a) da Silva Junior, E. N.; de Moura, M. A. B. F.; Pinto, A. V.; Pinto, M. C. F. R.; de Souza, M. C. B. V.; Araujo, A. J.; Pessoa, C.; Costa-Lotufo, L. V.; Montenegro, R. C.; de Moraes, M. O.; Ferreira, V. F.; Goulart, M. O. F.; J. Braz. Chem. Soc. 2009, 20, 635; (b) da Silva Junior, E. N.; de Deus, C. F.; Cavalcanti, B. C.; Pinto, M. C. F. R.; Pessoa, C.; Costa-Lotufo, L. V.; Montenegro, R. C.; de Moraes, M. O.; de Simone, C. A.; Pinto, A. V.; Ferreira, V. F.; Goulart, M. O. F.; Andrade, C. Z. K.; J. Med. Chem. 2010, 53, 504. 31(a) da Silva Junior, E. N.; Guimarães, T. T.; Menna-Barreto, R. F. S.; Pinto, M. C. F. R.; de Simone, C. A.; Pessoa, C.; Cavalcanti, B. C.; Sabino, J. R.; Goulart, M. O. F.; Andrade, C. Z. K.; de Castro, S. L.; Pinto, A. V.; Bioorg. Med. Chem. 2010, 18, 3224. (b) da Silva Junior, E. N.; Menna-Barreto, R. F. S.; Pinto, M. C. F. R.; Silva, R. S. F.; Teixeira, D. V.; de Souza, M. C. B. V.; de Simone, C. A.; de Castro, S. L.; Ferreira, V. F.; Pinto, A. V.; Eur. J. Med. Chem. 2008, 43, 1774. 32Lourenço, A. L.; Abreu, P. A.; Leal, B.; da Silva Junior, E. N.; Pinto, A. V.; Pinto, M. C. F. R.; Souza, A. M. T.; Novais, J. S.; Paiva, M. B.; Cabral, L. M.; Rodrigues, C. R.; Ferreira, V. F.; Castro, H. C.; Curr. Microbiol. 2011, 62, 684. 33Nageswara R. R.; Kumar. M. V.; Shinde, D. D.; J. Pharm. Biomed. Anal 2008, 47, 230. 34Cleren, C.; Yang, L.; Lorenzo, B.; J. Neurochem. 2008, 104, 1613.

8

As antraquinonas são quimicamente definidas como substâncias fenólicas

derivadas da dicetona do antraceno. A antraquinona é tóxica, podendo ser formada no

ambiente pela foto-oxidação de contaminantes, como hidrocarbonetos aromáticos

policíclicos35.

As benzoquinonas têm um papel importante no processo de fotossíntese de

plantas e bactérias36, atuando como transportadores redox nesse processo. A

plastoquinona (9) é um derivado trissubstituído da benzoquinona contendo dois grupos

metila nas posições C-2 e C-3 e uma cadeia lateral poli-isoprenóide. São encontradas

nos cloroplastos da clorofila das plantas. Seu processo de redução gera o plastoquinol

(10)37.

O

O

H3C

H3C

Plastoquinona (9)

CH3

H

9

+ 2e + 2H+ Redução

Oxidação

OH

OH

H3C

H3CCH3

H

9

Plastoquinol (10) Esquema 02: Redução da plastoquinona (9) durante o processo fotossintético

Outro exemplo bem conhecido é a Coenzima Q ou Ubiquinona (11), único

terpenóide endogenamente sintetizado através da via do mevalonato, que apresenta

função redox38. Sua forma antioxidante, o ubiquinol (12) inibe a iniciação e propagação

da peroxidação lipídica, com consequente impedimento da formação de radical peroxila.

Além disso, a Coenzima Q (11) regenera a vitamina E do radical tocoferila39,40.

O

O

O

O nn = 6-10

O

O

OH

OHn

n = 6-10

2e + 2H

Coenzima Q (11) Ubiquinol (12)

Esquema 03: Redução da coenzima Q (11) gerando o ubiquinol (12)

35Mallakin, A.; Dixon, D. G.; Greenberg, B. M.; Chemosphere 2000, 40, 1435. 36Lubitz, W.; Pure Appl. Chem. 2003, 75, 1021. 37Barja, P. R.; Tese de doutorado, Universidade de Campinas, Brasil, 2000. 38Gandra, P. G.; Alves, A. A.; Macedo, D. V.; Kubota, L. T.; Quim. Nova 2004, 17, 980. 39Turunen, M.; Olsson, J.; Dallner, G.; Biochim. Biophys. Acta 2004, 1660, 171. 40Tang, P. H.; Miles, M. V.; De Grauw, A.; Hershey, A.; Pesce, A.; Clin. Chem. 2001, 47, 256.

9

Já sobre as naftoquinonas, temos as vitaminas do tipo K (13), essenciais na

manutenção da coagulação sanguínea41, na prevenção de doenças cardiovasculares, bem

como prevenindo e tratando a osteoporose.

O

O

n n = 3n = 3

Filoquinona - Vit. K1

O

O

n

Menaquinona - Vit. K2

Vitaminas do tipo K (13) Figura 05: Vitaminas do tipo K (13)

As quinonas são estruturas que estão presentes em fungos, bactérias42 e, em

menores quantidades, nos animais43 e são produzidas normalmente por oxidação de

vários produtos naturais44. Essa oxidação ocorre pela ação de mono-oxidases ou

peroxidases45 nos substratos característicos dos produtos naturais, ou seja, compostos

aromáticos contendo oxigênio.

Ainda podem ser encontradas na atmosfera, sendo frequentemente tóxicas,

podendo levar a uma variedade de efeitos citotóxicos e genotóxicos45, além de agravar

problemas inflamatórios e alérgicos46.

A maioria das quinonas presentes no ar encontra-se na constituição de

compostos policíclicos aromáticos, como antraquinonas, naftoquinonas e

fenantrenoquinonas47. A antraquinona está relacionada com um biomarcador para o

estresse oxidativo no organismo humano, a 8-hidroxi-2-deoxiguanosina (14)48. Já as

1,2-naftoquinonas causam exarcebação de problemas respiratórios, como a asma49. O

41Ahmed, S.; Kishikawa, N.; Nakashima, K.; Anal Chim. Acta. 2007, 591, 148. 42Carrasco, I. J.; Marquez, M. C.; Xue, Y.; Int. J. Syst. Evol. Micr. 2008, 58, 1961. 43Thmson, R. H.; Pharm. Weekblad. 1991, 13, 70. 44Souza, E. T.; da Silva, M. M.; de Andrade, S. J.; Cardoso, M. P.; Silva, L. A.; de Andrade, J. B.; Thermochim. Acta 2012, 529, 1. 45Zhang, Q.; Tu, T.; d’Avignon, D. A.; Gross, M. L.; J. Am. Chem. Soc. 2009, 131, 1067. 46Hiyoshi, K.; Takanow, H.; Inouew, K. I.; Ichinosez, T.; Yanagisawaw, R.; Tomura, S.; Kumagai, Y.; Clin. Exp. Allergy 2005, 35, 1243. 47Walgraeve, C.; Demeessere, K.; Dewulf, J.; Zimmermann, R.; Langenhove, H. V.; Atmos. Environ. 2010, 44, 1831. 48Wei, Y. J.; Han, I. K.; Hu, M.; Shao, M.; Zhang, J. J.; Tang, X. Y.; Chemosphere 2010, 81, 1280. 49Kikuno, S.; Taguchi, K.; Iwamoto, N.; Yamano, S.; Cho, A. K.; Froines, J. R.; Kumagai, Y.; Toxicol. Appl. Pharmacol. 2006, 210, 47.

10

acenafteno-quinona (15) induz a expressão da ciclooxigenase-2, uma enzima

fundamental em processos inflamatórios50.

O

OAntraquinona

(7) HNN

N

NO

H2N

OH

O OH

OH8-hidroxi-2-deoxiguanosina

(14) OO

1,2-naf toquinona (6)

OO

Acenaf teno-quinona(15)

Figura 06: Quinonas presentes em partículas na atmosfera, causadores de doenças

(2.2.1) ATIVIDADE BIOLÓGICA E SUA RELAÇÃO COM O

ESTRESSE OXIDATIVO

O fundamental na química das quinonas é a sua facilidade de redução e,

portanto, a sua capacidade de atuar como um agente oxidante ou desidrogenante,

habilidade essa relacionada à sua estrutura. De fato, as atividades biológicas desses

compostos estão, em geral, diretamente relacionadas ao seu poder de induzir o estresse

oxidativo nas células51, através da formação de espécies reativas de oxigênio (ERO’s).

A geração das ERO’s ânions radicais superóxidos (O2.-), radicais hidroxila

(·OH), peróxido de hidrogênio (H2O2) e oxigênio singlete (1O2)52 no ambiente celular

são responsáveis pela condição descrita como estresse oxidativo, causando danos

irreversíveis em algumas das biomoléculas-chaves, como o DNA e proteínas, alterando

e possibilitando controlar as atividades biológicas53, podendo levar até mesmo à morte

50Chung, S. W.; Chung, H. Y.; Toriba, A.; Kameda, T.; Tang, N.; Kizu, R.; Hayakawa, K.; Toxicol. Sci. 2007, 95, 348. 51Ferraz, P. A. L.; de Abreu, F. C.; Pinto, A. V.; Glezer, V.; Tonholo, J. Goulart, M. O. F. J. Electroanal. Chem. 2001, 507, 275. 52Almeida, E.R.; Silva-Filho, A.A.A.; Santos, E. R.; Lopes, C. A.; J. Ethnopharmacol. 1990, 29, 239. 53Salas, C.; Tapia, R. A.; Ciudad, K.; Armstrong, V.; Orellana, M.; Kemmerling, U.; Ferreira, J.; Maya, J. D.; Morello, A.; Bioorg. Med. Chem. 2008, 16, 668.

11

celular programada (apoptose)54, conforme o ciclo redox mostrado no Esquema 0455,56.

O dano oxidativo em sistemas biológicos, seja acidental ou intencionalmente, é a

maior causa de morte celular57.

Esquema 04: Resumo esquemático do ciclo oxidativo das quinonas, representado pela β-lapachona58

O substrato quinonoídico (Q) sofre biorredução por um ou dois elétrons, através

de catalisadores, formando a espécie ânion ou diânion radical correspondente in situ,

isto é, o ânion semi-quinona (Q·-) ou o diânion semi-quinona (Q·-2).

A redução das quinonas por um elétron pode ser catalisada por enzimas como

NADPH citocromo P450 redutase (P450R), NADH citocromo b5 redutase (b5R) e

NADH ubiquinona oxidoredutase59. O radical semi-quinona, formado pela redução de

um elétron, pode sofrer oxidação, em condições aeróbicas, restaurando a quinona

inicial, com a geração de radical ânion superóxido (O2·-). Essa forma radicalare, em

solução aquosa, reage com o oxigênio molecular, dando origem ao peróxido de

hidrogênio. O peróxido de hidrogênio, na presença de ferro, forma o radical hidroxila

54Garnier, S.; Wolfender, J. L.; Nianga, M.; Stoeckli-Evans, H.; Hostettmann, K.; Phytochemistry 1996, 42, 1315. 55Pinto, C. N.; Dantas, A. P.; De Moura, K. C. G.; Emery, F. S.; Polequevitch, P. F.; Pinto, M. C. F. R.; de castro, S. L.; Pinto, A. V.; Arzneimittel-Forsch. 2000, 50, 1120. 56De Moura, K. C. G.; Emery, F. S.; Neves-Pinto, C.; Pinto, M. C. F. R.; Dantas, A. P.; Salomão, K.; de Castro, S. L.; Pinto, A. V.; J. Braz. Chem. Soc. 2001, 12, 325. 57Martindale, J. L.; Holbrook, N. J.; J. Cell. Physiol. 2002, 192, 1. 58da Silva, M. N.; de Souza, M. C. B. V.; Ferreira, V. F.; Quim. Nova 2003, 26, 407. 59(a) Wang, Y.; Gray, J.; Mishin, V.; Mol. Cancer Ther. 2010, 9, 1852. (b) Yan, C.; Kepa, J. K.; Siegel, D.; Mol. Pharmacol. 2008, 74, 1657. (c) Holtz, K. M.; Rockwell, S.; Tomasz, M.; J. Biol. Chem. 2003, 278, 5029.

12

(HO.), através da Reação de Fenton60. Acredita-se, também, que a formação do radical

hidroxila ocorra por uma reação do peróxido de hidrogênio com O2-, numa reação

conhecida como Haber-Weiss61. O radical hidroxila é a espécie reativa de oxigênio que

causa os maiores danos celulares, pois a adição desse radical na dupla hélice do DNA é

rapidíssima, quebrando-a em uma ou duas fitas. O ataque pelo radical à topologia da

macromolécula ocorre nas bases nitrogenadas que são aceptoras de radicais, ou se dá

nas unidades de carboidratos, resultando em quebra da ligação N-glicosídica.

O2 + Fe+3 O2 + Fe+2

H2O2 + Fe+2 Fe+3 + OH + OH

Reação de Fenton Reação de Haber-Weiss

H2O2 + O2 O2 + OH + OH

Esquema 05: Reação de Fenton e de Haber-Weiss

Apesar do importante papel que as enzimas possuem na ativação do processo de

biorredução em alguns agentes tumorais os efeitos quimioterápicos parecem ser

dependentes, tanto da atividade enzimática quanto da concentração da droga62. Um

exemplo bem conhecido que ilustra esse caso é a 2,5-diaziridinil-3-hidroximetil-6-metil-

1,4-benzoquinona63 (16). Embora a redução desse composto cause a produção de

espécies reativas de oxigênio e também danos ao DNA, esses efeitos tóxicos somente

são observados em células tumorais com altos níveis de atividade enzimática e altas

concentrações da droga64.

O

O

N

NOH

(16) Figura 07: Estrutura química da 2,5-diaziridinil-3-hidroximetil-6-metil-1,4-benzoquinona (16)

60(a) Asche, C.; Mini-Rev. Med. Chem. 2005, 5, 449; (b) Zani, C.L.; Chiarib, E.; Krettlia, A.U.; Murtaa S. M. F.; Cunninghamc, M.L.; Fairlambc, A.H.; Romanha, A.J.; Bioorg. Med. Chem. 1997, 5, 2185. 61Brumark, A.; Cadenas, E.; Free Radic. Bio. Med. 1989, 7, 435. 62El-Najjar, N.; Gali-Muhtasib, H.; Ketola, R. A.; Vuorela, P.; Urtti, A.; Vuorela, H.; Phytochemistry 2011, 10, 353. 63Nemeikaite-Ceniene, A.; Sarlauskas, J.; Anusevicius, Z.; Arch. Biochem. Biophys. 2003, 416, 110. 64Begleiter, A.; Leith, M. K.; Patel, D.; Cancer Chemoth. Pharm. 2007, 60, 713.

13

As quinonas também podem sofrer redução por dois elétrons através de um

processo catalisado por flavoenzimas citosólicas, como a oxidoredutase aceptor de

quinona (NQO). Mais especificamente, temos a NQO1, também conhecida como DT-

diaforese, e a NQO2, estudada em menor grau, pois catalisa as mesmas reações que a

NQO1, porém em taxas mais baixas65. Ainda comparando-se ambas, a NQO2 é menos

efetiva na transferência de dois elétrons para a quinona66.

A NQO1 torna-se assim uma flavoenzima diferenciada por três aspectos, a

saber: exibe uma reatividade inespecífica para NADH e NADPH, mostrando também

uma especificidade ampla em aceitar elétrons, o que proporciona a redução de vários

tipos estruturais diferentes de quinonas67; é fortemente inibida por anticoagulantes orais,

como o dicumarol68; e por fim, a capacidade de catalisar as chamadas transferências

obrigatórias de dois elétrons69.

Esse tipo de transferência obrigatória de dois elétrons compete com as reduções

por um elétron, catalisada por enzimas, protegendo as células do estresse oxidativo70.

Essa proteção resulta na conversão da quinona em hidroquinona, ao invés de produzir as

semiquinonas e as espécies reativas de oxigênio, as quais são geradas pelo ciclo redox

de semiquinonas, na presença de oxigênio molecular68.

A transferência de elétrons e a cinética do processo de geração destas espécies

são dependentes do potencial de redução da quinona envolvida no processo, ou seja,

está na sua capacidade intrínseca de aceitar elétrons e esta, por sua vez, está relacionada

à presença de substituintes na parte quinonoídica, ou nas regiões próximas, que modula

as propriedades redox responsáveis. Devido a esse processo as quinonas têm forte

citotoxicidade nas células cancerígenas e normais, e também atuam nas enzimas como

as topoisomerases, que são críticas para a replicação do DNA71.

Na tentativa de eliminar estas espécies oxidantes as células desencadeiam

mecanismos de desintoxicação, através dos agentes antioxidantes intracelulares. Para

uma perfeita eliminação ou controle do estresse oxidativo existem muitos agentes

intracelulares antioxidantes, como α-tocoferol, a vitamina C, as enzimas superóxido

65Jaiswal, A. K.; J. Biol. Chem. 1994, 269, 14502. 66Wu, K.; Knox, R.; Sun, X. Z.; Arch. Biochem. Biophys. 1997, 347, 221. 67Gaikwad N. W.; Rogan, E. G.; Cavalieri, E. L.; Free Radic. Bio. Med. 2007, 43, 1289. 68Bianchet, M. A.; Faig, M.; Amzel. L. M.; Method. Enzymol. 2004, 382, 144. 69Cadenas, E.; Biochem. Pharmacol. 1995, 49, 127. 70Gong, X.; Gutala, R.; Jaiswal, A. K.; Vitam. Horm. 2008, 78, 85. 71Staglianoa, K. W.; Emadia, A.; Lu, Z.; Malinakovaa, H. C.; Twentera, B.; Yua, M. ; Hollandb, L. E.; Romb, A. M.; Harwoodc, J. S.; Amind, R.; Johnsond, A.; Yves, P.; Bioorg. Med. Chem. 2006, 14, 5651.

14

dismutase (SOD), catalase (CAT), glutationa redutase (GSH) e glutationa peroxidase

(GPX). Em sistemas onde ocorre uma persistência do ciclo redox, ou então faltam

mecanismos de proteção, há um aumento intracelular dos oxidantes O2•- e H2O2,

promovendo a danificação de componentes celulares vitais, como as membranas,

através da peroxidação dos lipídios e a diminuição da capacidade antioxidante celular.

Em humanos, o estresse oxidativo encontra-se ligado a diversas doenças, como a

arteriosclerose, a doença de Parkinson e a doença de Alzheimer72. As espécies reativas

de oxigênio também podem agir de forma benéfica ao organismo, quando usadas pelo

sistema imunitário para atacar e aniquilar agentes patogênicos ou quando atuam como

moléculas mensageiras em vias de sinalização celular.

Outra característica importante das quinonas, no que diz respeito à sua atividade

biológica, é o seu caráter eletrofílico permitindo sofrer ataques nucleofílicos, levando a

uma maior toxidade (Esquema 06)62.

O

O

OHXR

OH

OHXR

OH

OHXR

OH

OHXR

OHXR XR

RX RX

XRRX

+ XR

Esquema 06: Esquema exemplificando adições nucleofílicas na benzoquinona

O grupo tiol da glutationa foi o primeiro representante envolvido na adição

nucleofílica em quinonas, pois muitas dessas podem ser conjugadas com o grupo

sulfidrila da glutationa. Essa adição redutiva representa uma reação de desintoxicação,

por causa do caráter hidrofílico do composto formado, quando comparado a quinona

inicial. Essa conjugação pode ocorrer de forma espontânea ou ainda pela ação da

enzima glutationa-S-transferase73. Isso leva a um ciclo redox mais rápido, gerando uma

maior toxicidade74.

Nesse trabalho, daremos destaque ao estudo das naftoquinonas.

72Sereniki, A.; Vital, M. A. B. F.; Rev. psiquiatr. Rio Gd. Sul, 2008, 30, suppl. 73Jakoby, W. B.; Ziegler, D. M.; J. Biol. Chem. 1990, 265, 20715. 74Van-Ommen, B.; Koster, A.; Verhagen, H.; Biochem. Biophys. Res. Commun. 1992, 189, 309.

15

(2.3) NAFTOQUINONAS

Naftoquinonas são substâncias consideradas distintas na química medicinal,

devido à propriedade de oxi-redução, já descrita acima, da parte quinoidal, atuando no

transporte de elétrons e processos de fosforilação oxidativa.

Por ser um pigmento natural, o primeiro uso dessas substâncias foi na indústria

dos corantes. As naftoquinonas naturais, como a lausona (17), juglona (18), plumbagina

(19), lapachol (20), alcalina (21) e shicona (22) foram isoladas de fontes vegetais e se

destacam por seus usos na medicina tradicional75.

O

O

OH

Lausona (17)

O

OOH

Juglona (18)

O

OOH

Plumbagina (19)

OOH

O

Lapachol (20)

OH

OH

O

O

OHH

Alcalina (21)

OH

OH

O

O

HHO

Shicona (22) Figura 08: Estrutura química de algumas naftoquinonas naturais76

Outros exemplos de naftoquinonas naturais, como por exemplo, α-lapachona

(23), estreptonigrina (24) e urdamicinona (25), e também algumas sintéticas, são

substâncias, reconhecidamente, possuidoras de variados tipos de atividades biológicas,

como atividades antitumorais77,78, moluscida79,80,81, leishmanicida82, anti-inflamatório83,

antifúngico84, tripanocida85,86, antiprotozoário87 e inibidora da enzima transcriptase

reversa do vírus HIV-188.

75Bruneton, J.; Elementos de Fitoquímica y de Farmacognosia. Plantas medicinales, 2ª ed., Acribia:Espanha 2001. 76López, L. I.; Leyva, E.; de La Cruz, R. F. G.; Ver. Mex. Ciênc. Farma. 2011, 42, 6. 77Silva, M. N.; Ferreira, V. F.; de Souza, M. C. B. V.; Quim. Nova 2003, 26, 407. 78Liu, K. C.; Li, J.; Sakya, S.; J. Med. Chem. 2004, 4, 1105. 79Asche, C.; Mini-Rev. Med. Chem. 2005, 5, 449. 80Santos, A. F.; Ferraz, P. A. L.; Pinto, A. V.; Pinto, M. C. F. R.; Goulart, M. O. F.; Sant'Ana, A. E. G.; Int. J. Parasitol. 2000, 30, 1199. 81dos Santos, A. F.; Ferraz, P. A. L.; de Abreu, F. C.; Chiari, E.; Goulart, M. D. F.; Sant'Ana, A. E. G.; Planta Med. 2001, 67, 92. 82Barbosa, T. P.; Camara, C. A.; Silva, T. M. S.; Martins, R. M.; Pinto, A. C.; Vargas, M. D.; Bioorg. Med. Chem. 2005, 13, 6464. 83Teixeira, M. J.; Almeida, Y. M.; Viana, J. R.; Holanda Filha, J. G.; Rodrigues, T. P.; Prata, J. R. C. Jr.; Coelho, I. C. B.; Rao, V. S. Pompeu, M. M. L.; Phytother. Res. 2001, 15, 44. 84Almeida, E. R.; Silva-Filho, A. A. A.; Santos, E. R.; Lopes, C. A.; J. Ethnopharmacol. 1990, 29, 239. 85Garnier, S.; Wolfender, J. L.; Nianga, M.; Stoeckli-Evans, H.; Hostettmann, K.; Phytochemistry 1996, 42, 1315.

16

OO

Oα-lapachona

(23)

N

O

O

H3CO

H2NN COOH

CH3H2NHO

H3COOCH3

Estreptonigrina(24)

Urdamicinona(25)

OHO

HO

H3C

OO

OOH

CH3OH

Figura 09: Outros exemplos de quinonas de origem natural

Substâncias sintéticas contendo a unidade 2-hidroxi-1,4-naftoquinona tornaram-

se agentes terapêuticos que se encontram em comercialização, como por exemplo, a

atovaquona (26) e a buparvaquona (27), ambas com atividade antiprotozoária, sendo a

primeira antimalárica, contra protozoários do gênero Plasmodium89 e a segunda, contra

leishmaniose animal.

OOH

O

ClAtovaquona (26)

O

OOH C(CH3)3

Buparvaquona (27) Figura 10: Estruturas químicas da atovaquona (26) e buparvaquona (27)

A atovaquona (26), um análogo da ubiquinona (11), é uma hidroxi-naftoquinona

com atividade contra diversos patógenos, englobando Toxoplasma gondii e

Pneumocystis carinii90, além da atuação sobre diversas espécies do gênero Plasmodium,

como P. falciparum; P. vivax; P. ovale e P. malariae. O P. falciparum é o protozoário

mais perigoso por causar a malária cerebral que é a forma mais grave desta infecção e

que na maioria dos casos leva à morte91.

86Pinto, C. N.; Dantas, A. P.; De Moura, K. C. G.; Emery, F. S.; Polequevitch, P. F.; Pinto, M. C. F. R.; de castro, S. L.; Pinto, A. V.; Arzneimittel-Forsch. 2000, 50, 1120. 87de Moura, K. C. G.; Emery, F. S.; Neves-Pinto, C.; Pinto, M. C. F. R.; Dantas, A. P.; Salomão, K.; de Castro, S. L.; Pinto, A. V.; J. Braz. Chem. Soc. 2001, 12, 325. 88Zani, C. L.; Chiarib, E.; Krettlia, A. U.; Murtaa S. M. F.; Cunninghamc, M. L.; Fairlambc, A. H.; Romanha, A.; Bioorg. Med. Chem. 1997, 5, 2185. 89Chukwuemeka, S. O.; Clin. Ther. 1999, 21, 1456. 90Dieterich D. T,; Lew E. A.; Kotler D. P.; J. Infect. Dis. 1994, 169, 178. 91França, T. C. C.; dos Santos, M. G.; Figueroa-Villar, J. D.; Quim. Nova 2008, 31, 1271.

17

A oxidação do ubiquinol (12) é bloqueada pela ligação da atovaquona (26) no

sítio de oxidação do ubiquinol (12), no complexo citocromo bc1, inibindo a respiração

nesses parasitas92.

A utilização desse fármaco, como medicamento monoterápico, induz mutações

no gene do citocromo-B do parasita que está localizado no genoma mitocondrial. Isso

resulta no aumento da resistência à ação do fármaco93 que pode ser contornado através

da combinação da atovaquona (26) com proguanil (28), um inibidor da diidrofolato

redutase92, numa fórmulação terapêutica conhecida como Malarone®94.

OOH

O

ClAtovaquona (26)

Cl

HN

NH

HN

NH

HN

Proguanil (28) Figura 11: Estrutura da hidroxi-naftoquinona atovaquona (26) e a formulação terapêutica Malarone®,

quando associada ao Proguanil (28)

Outra hidroxi-naftoquinona que possui aplicação contra diversos protozoários é

a buparvaquona (27). Essa substância inibe a Leishmania donovani in vitro, embora

perca a capacidade de proteger camundongos infectados devido a sua baixa

solubilidade95. No entanto, o sal solúvel buparvaquona-3-fosfato demonstrou-se mais

efetiva para inibir as formas promastigota e amastigota de Leishmania sp. in vivo,

inclusive sendo absorvida rapidamente pela pele humana96.

92Hughes, L. M.; Lanteri, C. A.; O’Neil, M. T.; Johnson, J. D.; Gribble, G. W.; Trumpower, B. L.; Mol. Biochem. Parasit. 2011, 177, 12. 93Korsinczky, M.; Chen, N.; Kotecka, B.; Saul, A.; Rieckmann, K.; Cheng, Q.; Antimicrob. Agents Ch. 2000, 44, 2100. 94Thapar, M. M.; Gil, J. P.; T. Roy. Soc. Trop. Med. H. 2005, 99, 62. 95Croft, S. L.; Hogg, J.; Gutteridge, W. E.; Hudson, T.; Randall, A. W.; J. Ant. Chemother. 1992, 30, 827. 96Mantylã, A.; Garnier, T.; Rautio, J.; Nevalainen, T.; Vepsalainem, J.; Koskinen, A.; Croft, S. L.; Jarvinen, T.; J. Med. Chem. 2004, 47, 188.

18

Moléculas desse tipo são capazes de se coordenar a diversos íons metálicos de

relevância biológica, influenciando diretamente as propriedades redox das

naftoquinonas e facilitando efetivamente o ciclo redox97. Sabe-se que, em geral, a

introdução de metais de transição na estrutura de drogas pode levar a profundas

mudanças em suas atividades biológicas98.

Essas substâncias também podem atuar como ponto de partida para a obtenção

de outros compostos estruturalmente diferentes como na preparação de fenazinas

conforme reportado recentemente em um estudo de avaliação farmacológica contra o

Mycobacterium tuberculosis99 de uma série de quinze fenazinas obtidas a partir de 1,4-

naftoquinonas.

Os autores tinham como protótipo a Clofazimina (29) que é uma fenazina com

atividade antituberculose e, ainda, quinonas reportadas com uma gama de atividades

farmacológicas decidiu-se unir esses dois padrões de substâncias na tentativa de obter

compostos com potencial antitubercular.

N

N

Cl

NH

N

Clofazimina (29)

Cl

Figura 12: Clofazimina (29), fenazina com atividade antituberculose

Nesse trabalho, foram reagidas quinonas do tipo 1,4-naftoquinonas com

diaminas, em ácido acético, gerando as fenazinas acopladas à quinonas. Dentre todas as

substâncias sintetizadas, a que mais se destacou foi a descrita no Esquema 07, que

demonstrou alta atividade [MIC ≤ 3 µg/mL (9,75 µM)] contra M. tuberculosis H37RV.

Além disso, esse composto não se mostrou citotóxico contra células normais [IC50 > 25

µg/mL (> 78,02 µM)], o que o torna um importante protótipo no desenvolvimento de

novos fármacos contra tuberculose99. 97Bodini, M. E.; Bravo, P. E.; Verônica, A. M.; Polyhedron 1994, 13, 497. 98Chibale, K.; Moss, J. R.; Blackie, M.; van Schalkwyk, D.; Smith, P. J.; Tetrahedron Lett. 2000, 41, 6231. 99Carneiro, P. F.; Pinto, M. C. F. R.; Coelho, T. S.; Cavalcanti, B. C.; Pessoa, C.; de Simone, C. A.; Nunes, I. K. C.; de Oliveira, N. M.; de Almeida, R. G.; Pinto, A. V.; de Moura, K. C. G.; da Silva, P. A.; da Silva Junior, E. N.; Eur. J. Med. Chem. 2011, 46, 4521.

19

O

O

OHO

O

OH

O

NHN

AcOH, 10 mol% Pd/C

55 psi de H2, 06 hs.

NH2NH2

AcOH, AcONa

(20) (30) (31) 80%

Esquema 07: Exemplos de obtenção de alguns compostos contendo fenazinas

(2.3.1) LAPACHOL & β-LAPACHONA

Dentre as naftoquinonas já mencionadas, as mais importantes e conhecidas são o

lapachol (20) e a β-lapachona (32).

O

O

OH

OO

O(20) (32)

Figura 13: Lapachol (20) e β-lapachona (32)

O lapachol (20) foi primeiramente isolado em 1858100 e em 1882101, Paternó

realizou uma série de estudos na tentativa de elucidar sua estrutura. Entre 1892 e

1896102 Hooker propôs sua estrutura e posteriormente Fieser confirmou e a sintetizou

em 1927103 por meio da alquilação do sal de prata da lausona (2-hidroxi-1,4-

naftoquinona) (33) com 1-bromo-3-metil-3-buteno, em uma solução etérea a 0ºC.

Foram obtidos produtos de o-alquição (34) em 3% de rendimento, grande quntidade

(77%) de compostos hidroxilados (35) e o lapachol (20) em 5% de rendimento

(Esquema 08).

100Arnaudon, G.; Compt. Rend. 1858, 46, 1152. 101Paternó, E.; Gazz. Chim. Ital. 1882, 12, 387. 102(a) Hooker, S. C.; J. Chem. Soc. 1892, 62, 611. (b) Hooker, S. C.; J. Chem. Soc. 1896, 69, 1355. 103Fieser, L. F.; J. Am. Chem. Soc. 1927, 49, 857.

20

O

O

OO

O

OHAgO

O

OBr

Et2O, 0ºC

Compostos Hidroxilados

(35) 77%(33) (20) 5% (34) 3% Esquema 08: Síntese do lapachol (20) por metodologia de Fieser

O lapachol (20) foi extraído, inicialmente, do cerne de uma árvore argentina,

conhecida pelos índios como lapacho, já descrita inicialmente. Esta substância natural

pode ser encontrada em diversas espécies das Famílias Bignoniaceae, Verbenaceae e

Proteaceae, porém no Brasil é encontrado em grandes quantidades nas árvores do

gênero Tabebuia impetiginosa. Sua forma de obtenção é por extração ácido-base104.

Desde que apresentou significativa atividade contra o carcinoma de Walker-

256105, o lapachol (20) sofreu várias modificações estruturais de forma a obter novos

compostos bioativos contra uma série de patógenos.

Em relação a sua síntese, ainda existe uma carência grande no que diz respeito a

uma rota sintética com poucas etapas e bons rendimentos. Em 1985, Ghera e David106

publicaram uma metodologia para a obtenção do lapachol (20), onde reagiram

bromossulfonas (36) e malonatos substituídos (37), resultando no intermediário-chave

(38), visualizados no Esquema 09.

Br

SO2Ph

H3CO2C

CO2CH3NaH

DMF

SO2Ph

CO2CH3

O

LiI.2H2O

OHCuCl-O2

CH3CN, t.a

OO

(38) 76%

O

O

OH 1) Na2SO4 Benzeno

2) t-BuOK, t-BuOH PhH, O2

(37)(36)

(20) 64% Esquema 09: Metodologia utilizada por Ghera e David para a síntese do Lapachol (20)

104Ferreira, V. F.; Quím. Nova 1996, 4, 35. 105Rao, K. V.; McBride, T. J.; Oleson, J.; J. Cancer Res. 1968, 28, 1952. 106Ghera, E.; Ben-David, Y.; J. Org. Chem. 1985, 50, 3355.

21

Já em 2007, outra metodologia foi publicada por Spyrondis e colaboradores107

onde a lausona (17) foi utilizada em reações de acoplamento com alcenos (39),

catalisada por Pd(PPh3)4 e ácido 1-adamantanocarboxílico, obtendo-se o lapachol (20)

em baixo rendimento.

OHO

O

OH

O

O

OHcat. Pd(PPh3)4cat. 1-adCO2H

Refluxo

(17) (20) 43%(39) Esquema 10: Metodologia utilizada por Spyrondis e colaboradores para a síntese do Lapachol (20)

A lausona (17), 2-hidroxi-1,4-naftoquinona, vem sendo extensivamente estudada

pelo fato de permitir reações que gerem ligações C-C, formando facilmente derivados

de larga utilização sintética, como, por exemplo, o lapachol (20) dentre outros. A partir

desses, novos compostos bioativos podem ser preparados.

Uma metodologia mais moderna para a síntese do lapachol (20) foi publicada

recentemente pelo nosso grupo de pesquisa108. A preparação se baseia na utilização da

lausona (17) e 3-metilbut-2-enal, numa reação de condensação de Knoevenagel, seguido

de redução por tranferência de hidrogênio do ácido fórmico. Essa metodologia foi

estentida a outros aldeídos gerando uma família de análogos do lapachol.

O

O

OH H

O

R

HCOOHEtOH-H2O (1:1)200 ºC, 2-3 hs

O

O

O

R

O

O

OH

R

41a. R = H (89%)41b. R = 4-O2NC6H4 (90%)41c. R = Ph (85%)41d. R = 4-MeOC6H4 (64%)41e. R = CHMe2 (78%)41f. R = COMe (45%)41g. R = (CH2)3CHO (60%)(20) R = CH=CMe2 (78%)

(o-QM) (40)(17) (41)

Esquema 11: Esquema sintético para obtenção do lapachol (20) e outras 1,4-naftoquinonas a partir da

lausona (17)

A β-lapachona (32) também é uma substância natural encontrada como

constituinte minoritário do cerne de árvores da família Bignoniaceae podendo ser

facilmente obtida a partir do lapachol (20), por semi-síntese, através de tratamento com 107Kazantzi, G.; Malanidon-Xenikaki, E.; Spyrondis, S.; Synlett 2007, 3, 427. 108Ferreira, S. B.; da Rocha, D. R.; Carneiro, J. W. M. C.; Santos, W. C.; Ferreira, V. F.; Synlett 2011, 11, 1551.

22

ácido sulfúrico concentrado. É descrita na literatura como um dos mais importantes

cromanos derivados do lapachol (20).

Suas atividades farmacológicas contra o T. cruzi e contra células cancerosas a

distingue de outras naftoquinonas. Porém, devido à sua citotoxidade também em células

de mamíferos, ela não pode ser utilizada no tratamento da Doença de Chagas, mas sua

estrutura tem servido de inspiração para os químicos medicinais, no que diz respeito ao

desenvolvimento de substâncias mais seletivas contra o parasita. Esta citotoxidade é

importante para o controle da proliferação de diversos tipos de células cancerosas. A β-

Lapachona (32) é eficaz, in vitro, contra linhagens de células humanas malignas de

pulmão, mama, colo-retal, próstata, melanoma e leucemia.

Possui ação sinérgica no tratamento radioterápico de tumores. Como exemplo,

ela aumenta em 79% a eficiência da radiação sobre células de melanoma humano (U1-

Mel), resistentes à radiação. Esse efeito é devido à indução de apoptose, morte celular

programada, causada pela energia ionizante e por substâncias indutoras de apoptose.

Tanto a radiação quanto os inibidores do complexo DNA-topoisomerase, provocam

danos ao DNA das células cancerosas109.

Os mecanismos de atuação da β-lapachona (32) nas células de câncer ainda não

estão bem delineados. Há evidências que ela age inibindo a enzima topoisomerase II,

pois a incubação direta desta substância com a topoisomerase II, antes da adição de

DNA como substrato, aumenta drasticamente o seu poder de inibição, sugerindo que

existe algum tipo de interação desta quinona com a enzima. Existem também evidências

da sua atuação na enzima NAD(P)H: quinona oxidoreductase-1 (NQO1) no processo de

apoptose, que aumenta a sua atividade citotóxica. A NQO1 é expressa em maiores

concentrações nos tumores de mama, pulmão e do colo-retal, do que em tecidos

normais. Recentemente foi demonstrado que ela é um agente terapêutico efetivo e um

radiosensitizador capaz de matar células de carcinoma de pulmão, principalmente as

células do tipo NSCLC (Non-small-cell lung carcinoma), por estas conterem maior

concentração da enzima NQO1. Com isso, abrem-se novas perspectivas e estratégias

para a quimioterapia seletiva de alguns desses tipos de cânceres109.

109 Bey, E. A.; Bentle, M. S.; Reinicke, K. E.; Dong, Y.; Yang, C. R.; Girard, L.; Minna, J. D.; Bornmann, W. G.; Gao, J.; Boothman, D. A.; Proc. Nat. Acad. Sci. - PNAS 2007, 104, 11832.

23

A β-lapachona (32) foi preparada pela primeira vez em 1892, por Hooker102 e

desde então, sua síntese baseia-se na ciclização do lapachol, catalisada por ácido110.

Porém, outro processo relatado para a síntese da β-lapachona (32) é a reação da lausona

(17) com aldeídos do tipo α,β-insaturados, também por catálise ácida. As desidro-

lapachonas obtidas são hidrogenadas e convertidas em β-lapachona (32), por

isomerização em meio ácido111.

Ferreira e colaboradores descreveram, recentemente, uma nova metodologia

para a síntese desta naftoquinona, que ocorre em uma única etapa112 levando a bons

rendimentos, utilizando reagentes comerciais de baixo custo. A rota sintética passa por

um intermediário o-quinona metide (42), gerado pela reação de Knoevenagel da lausona

(17) com paraformaldeído, seguida de hetero Diels-Alder com isobutileno. Ao final da

reação forma-se uma mistura dos produtos α-lapachona (23) e β-lapachona (32) e o

tratamento desta mistura com ácido sulfúrico concentrado converte 23 no produto

desejado 32, com 60% de rendimento112.

O

O

OH(CH2O)n

Dioxana∆

OO

O48 hs

OO

OO

OO

O

OOH2SO4

30 min.

(17) (42) (23) (32) (32) 60% Esquema 12: Síntese da β-lapachona (32) a partir da lausona (17)

Em 1984, Boorstein and Pardee relataram o aumento da letalidade desta quinona

para fibroblastos humanos113. De posse desse resultado, Pardee e colaboradores

descobriram outras atividades importantes para a β-lapachona (32), como sendo

supressora da replicação do HIV-1114, além de inibir a atividade de topoisomerase pelo

bloqueio da formação do complexo topoisomerase I-DNA115. Em 1999, pesquisas

relataram os efeitos sinérgicos da β-lapachona (32) em associação com o taxol116,

110Sun, J. S.; Geiser, A. H.; Frydman, A. H.; Tetrahedron Lett. 1998, 39, 8221. 111Alves, G. B. C.; Lopes, R. S. C.; Lopes, C. C.; Snieckus, V.; Synthesis 1999, 11, 1875. 112Ferreira, S. B; Kaiser, C. R.; Ferreira, V. F.; Org. Prep. Proced. Int. 2009, 3, 211. 113Boorstein, R. J.; Pardee, A.; Biochem. Biophys. Res. Commun. 1984, 118, 828. 114Li, C. J.; Zhang, L. J.; Dezuhe, B. J.; Crumpacker, C. S.; Pardee, A. B.; Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A 1993, 90, 1839. 115Li, C. J.; Zhang, A. L.; Pardee, A. B.; J. Biol. Chem. 1993, 268, 22463. 116Li, C. J.; Li, Y. Z.; Pinto, A. V.; Pardee, A. B.; Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A 1999, 96, 13369.

24

aumentando a letalidade em células humanas cancerígenas e em 2010, esse mesmo

efeito foi encontrado para associação desta quinona com paclitaxel117.

Sabe-se que a β-lapachona (32) atua como um coadjuvante no tratamento

radioterápico118, matando células neoplásicas. Mediante esta característica, estudos

foram realizados sobre esta quinona, e chegou-se a uma nova modalidade de

radioterapia, onde nanopartículas de ouro contendo a β-lapachona (32) foram utilizadas

para radiosensibilização, melhorando a eficácia radioterapêutica119. Nesse caso, uma

ciclodextrina modificada, armazena em seu interior um complexo da β-lapachona (32)

associada à gemcitabina, nomeada de ARQ 501, encontrando-se em testes clínicos de

fase II para o tratamento do câncer de pâncreas e adenocarcinoma120. Torna-se assim, a

substância de maior destaque nesta classe de compostos.

Devido à variedade de efeitos microbicidas da β-lapachona (32) e seu fácil

acesso a partir de fontes naturais e, mais recentemente através de rotas sintéticas121, ela

tornou-se ponto de partida na aplicação das naftoquinonas na química medicinal.

(2.3.2) NOR-β-LAPACHONA

A nor-β-lapachona (43) é um derivado semi-sintético do lapachol (20)

com várias propriedades terapêuticas. A nor-β-lapachona (43) é um homólogo inferior

da β-lapachona (32) e tem sido reconhecida como um importante protótipo com

atividade antineoplásica.

O

OO

(43) Figura 14: Estrutura química da nor-β-lapachona (43)

117Augello, G.; Santulli, A.; Giuliano, M.; Di Fiore, R.; Messina, C.; Tesoriere, G.; Vento, R.; J. Cell. Physiol. 2010, 222, 433. 118(a) Boothman, D. A.; Greer, S.; Pardee, A. B.; Cancer Res. 1987, 47, 5361. (b) Boothman, D. A.; Trask, D. K.; Pardee, A. B.; Cancer Res. 1989, 49, 605. 119Jeong, S. Y.; Park, S. J.; Yoon, S. M.; Jung, J.; Woo, H. N.; Yi, S. L.; Song, S. Y.; Park, H. J.; Kim, C.; Lee, J. S.; Choi, E. K.; J. Control. Release 2009, 139, 239. 120Zhang, Q.; Peng, Y.; Wang, X. I.; Keenan, S. M.; Arora, S.; Welsh, W. J.; J. Med. Chem. 2007, 50, 749. 121Santos, E. V. M.; Carneiro, J. W. M.; Ferreira, V. F.; Bioorg. Med. Chem. 2004, 12, 87.

25

O composto 43 pode ser obtido por três rotas sintéticas (Esquema 13). A

primeira segue a metodologia de oxidação de Hooker122, a qual tem como substrato o

lapachol (20); a segunda inicia-se a partir de uma solução de lausona (17) e alceno em

THF, tratada com CAN123 e a terceira e, mais atualmente utilizada, parte do nor-

lapachol (44), que sofre ciclização em meio ácido124.

O

OO

(43)

O

O

OH

(20)

O

O

OH

(17)O

O

OH

(44)

H2O2

R2

R1

THF, CAN

H

Esquema 13: Rotas sintéticas para obtenção da nor-β-lapachona (43)

As naftoquinonas α- e β-di-hidrofurânicas recentemente foram descritas como

promissores agentes anti-fúngicos123 já que o fluconazol e itaconazol são os fármacos

mais comumente empregados como tais agentes, porém, possuem diversas falhas no que

diz respeito ao espectro de ação, potência, segurança e propriedades

farmacocinéticas125. Essas falhas levaram ao surgimento de novas cepas resistentes,

como a Cândidas126. Assim, o desenvolvimento de novos agentes antifúngicos efetivos

tornou-se de grande urgência127.

As α- e β-di-hidrofurano naftoquinonas foram avaliadas contra seis cepas de

Cândida (C. albicans, C. krusei, C. parapsilosis, C. kefyr, C. tropicalis, C.

dubliniensis), tendo como referência a ATCC (American Type Culture Collection).

122Fieser, L. F.; Fieser, M. J.; J. Chem. Soc. 1948, 70, 3215. 123Freire, C. P. V. F.; Ferreira, S. B.; de Oliveira, N. S. M.; Matsuura, A. B. J. M.; Gama, I. L.; da Silva, F. C.; de Souza, M. C. B. V.; Lima, E. S.; Ferreira, V. F.; Med. Chem. Commun. 2010, 1, 229. 124Lourenço, A. L.; Abreu, P. A.; Leal, B.; da Silva Junior, E. N.; Pinto, A. V.; Pinto, M. C. F. R.; Souza, A. M. T.; Novais, J. S.; Paiva, M. B.; Cabral, L. M.; Rodrigues, C. R.; Ferreira, V. F.; Castro, H. C.; Curr. Microbiol. 2011, 62, 684. 125Canuto, M. M.; Rodero, F. G.; Lancet. Infect. Dis. 2002, 2, 550. 126Anderson, J. B.; Nat. Rev. Microbiol. 2005, 3, 547. 127Shin, K. S.; Lee, S.; Cha, B.; Plant. Pathol. 2007, 23, 113.

26

O

O

OH

R1

R2CAN, THF

r.t

OO

O

OO

O

R1

R2

OO

O

R1

R2

R1

R2 CAN

O

O

O

R1

R2

(45a - i)

O

OO

R2R1

(46a - i)

a, R1 = H, R2 = C6H5b, R1 = H, R2 = p-CH3-C6H5c, R1 = H, R2 = p-Cl-C6H5d, R1 = H, R2 = p-F-C6H5e, R1 = H, R2 = p-Br-C6H5

(17)

f, R1 = CH3, R2 = C6H5g, R1 = H, R2 = 2,4-diCH3-C6H5h, R1 = R2 = CH3i, R1 = R2 = ciclopenteno

Esquema 14: Esquema sintético para a preparação das α- (45) e β-di-hidrofurano (46) naftoquinonas

Tabela 01: Rendimentos das di-hidrofurano naftoquinonas 45 e 46

Composto R

1 R2 (39)(%) (40)(%) Composto R1 R2 (39)(%)

(40)(%)

a H C6H5 34a (70) 35a (28) f CH

3 C6H5 34f (60) 35f (32)

b H p-

CH3C6H5 34b (75) 35b (13) g H 2,4-diCH3C6H5 34g (75) 35g (20)

c H p-ClC6H5 34c (85) 35c (12) h H CH3 34h (86) 35h (12)

d H p-FC6H5 34d (65) 35d (12) i - C5H8 34i (15) 35i (30)

e H p-BrC6H5 34e (45) 35e (10)

A primeira técnica utilizada para fazer a avaliação antifúngica foi à difusão em

meio sólido onde os derivados 45a, 45h e 45i demonstraram atividade inibitória contra

C. albicans, com zonas inibitórias de 21,26 mm, 16,97 mm, 16,62 mm, respectivamente

(Padrão – tamanho do halo: 9 a 14 mm – atividade moderada; 14 a 17 mm – ativa;

acima de 17 mm – altamente ativo). Já os compostos 45h, 45i e 45i demonstraram boa

atividade contra C. dubliniensis128.

A segunda técnica utilizada foi uma microdiluição quantitativa, na qual as

culturas de fungos foram expostas aos agentes antifúngicos, por 24 horas. Os resultados

revelaram que os compostos α-di-hidro naftoquinonas (45) exibiram melhores

atividades quando comparados aos β-di-hidrofurânicos (46). Da série β, apenas o

composto 46e demonstrou alguma atividade antifúngica promissora.

Recentemente, os derivados da nor-β-lapachona (43) foram descritos com

atividade bactericida contra Enterococcus faecalis124 onde um crescente número de

128Ayres, M. C. C.; Brandão, M. S.; Vieira Jr., G. M.; Menor, J. C. A. S.; Silva, H. B.; Soares, M. J. S.; Chaves, M. H.; Rev. Bras. Farmacog. 2008, 18, 90.

27

infecções cardiovasculares129, endoftalmites130 e endocardites131, vêm sendo associado

principalmente a Enterococcus faecalis e Enterococcus faecium.

Nesse estudo foi descrito o perfil bactericida de uma série de nor-β-lapachonas

(43) acopladas a compostos contendo os núcleos 1,2,3-triazólicos e arilamino, através

do Teste de Suscetibilidade Antibacterial (AST) e da Concentração Mínima Inibitória

(MIC), utilizando cepas de Enterococcus faecalis.

O

O

OH

O

OO

H

Br2 / CHCl3

NaN3O

OO

N3

(43)

(47)

R H

CuSO4.5H2ONa-ascorbateCH2Cl2 / H2O O

OO

NN

N

R HO

OHO

O(48b)

(48a) (48c)

(48d)

O

OO

HN R2

R3

1) Br2 / CHCl3

2)NH2

R2R3

(49a) R2 = R3 = H (49b) R2 = H, R3 = Cl(49c) R2 = H, R3 = F(49d) R2 = H, R3 = Br(49e) R2 = H, R3 = NO2(49f) R2 = Cl, R3 = H(49g) R2 = H, R3 = OMe

O

O

OH

(44)

(44) (49)

O

O

OH

(44)

(48)

Esquema 15: Nor-β-lapachona (43) acoplada à anéis 1,2,3-triazólicos (48) e arilamino (49), submetidos a

testes bactericidas

Através do Teste de Suscetibilidade (AST) revelou-se que tanto a nor-β-

lapachona (43) quanto os derivados 3-azido (47) e 3-triazolil substituídos (48a-d)

exibiram alta atividade antibacteriana. Já os derivados contendo o radical 3-arilamino

(49a-g) não demonstraram tal atividade124.

De acordo com os resultados obtidos percebeu-se que, estruturalmente, a

substituição no carbono C-3 pelo anel 1,2,3-triazólico não é essencial para a atividade

antibacteriana, uma vez que o composto sem nenhum substituinte (43), demonstrou alta

potencialidade. Contrariando esse ponto, a adição de compostos com anel arilamino, na

mesma posição, impossibilita qualquer atividade da substância final124.

Atividades tripanocidas também foram relatadas para derivados da nor-β-

lapachona (43). A busca por novos agentes contra Trypanossoma cruzi se baseia no

fato de que o tratamento na fase aguda da doença, normalmente assintomática, é

limitado ao uso de um fármaco, o benznidazol, mas na fase crônica o tratamento é

129Amyes, S. G. B.; Int. J. Antimicrob. Ag. 2007, 29, 43. 130Suzuki, T.; Wada, T.; Kozai, S.; Ike, Y.; Gilmore, M. S.; Ohashi, Y.; J. Cataract. Refr. Surg. 2008, 34, 1776. 131Pavleas, J.; Skiada, A.; Daikos, G. L.; Pefanis, A.; Giamarellos-Bourboulis, E.; Kanellakopoulou, K.; Tsaganos, T.; Perrea, D.; Donta, I.; Karayannakos, P.; Giamarellou, H.; J. Chemoterapy. 2008, 20, 208.

28

controverso, não tendo grande efeito potencial. Os grandes efeitos colaterais gerados

pelo benznidazol agravam e dificultam o tratamento132.

Na tentativa de minimizar a transmissão da doença através de transfusão

sanguínea, a Organização Mundial da Saúde (OMS) recomendou o uso do cristal violeta

nos bancos de sangue das áreas endêmicas133, mas tal fato não foi bem aceito pela

população. O cristal violeta tinha a função de esterilizar o sangue.

Uma pesquisa então foi realizada na busca por novos compostos com potencial

perfil tripanocida, com novas furanonaftoquinonas derivadas do nor-lapachol (44) e da

2-hidroxi-3-alil-naftoquinona (50)134.

O

O

OH

O

OOH2SO4

O

O

OH O

O

O

I

OI

OO

O

O

OH

O

OO

HN

1) Br2 / CHCl3

2) Anilina

I2

DCM / Piridina

(50)

(50)

(44)(51)(49a)

(52) (53) Esquema 16: Esquema sintético para obtenção das furanonaftoquinonas

Avaliadas contra as formas tripomastigotas, o cálculo do IC50 / 24h dos

compostos obtidos mostrou que o derivado 52 (IC50 / 24h = 158 ± 9 µM) foi o que

demonstrou maior atividade contra T. cruzi dentre as naftoquinonas sintetizadas e,

quando comparado com o valor do padrão Cristal Violeta (IC50 / 24 h = 536 ± 3 µM)134.

Ao comparar as substâncias 51 (IC50 / 24h = 641 ± 38 µM) e 53 (IC50 / 24h = 398 ± 56

µM), percebeu-se que a inserção do iodo levou a um aumento de atividade em 1,6 vezes

maior na atividade tripanocida.

O derivado aminado 49a (IC50 / 24h = 199 ± 19 µM) foi 6,4 vezes mais ativo

para as formas tripomastigotas do que a quinona inicial que lhe deu origem, o nor-

lapachol (44) (IC50 / 24h = 1281 ± 167 µM). Desta forma, pôde-se concluir que a

132Coura, J. R.; de Castro, S. L.; Mem. Inst. Oswaldo Cruz 2002, 97, 3. 133WHO, Meeting on the development of Trypanocidal Compounds for the Sterelization of Blood, Genebra, 1984. 134Silva, R. S. F.; Costa, E. M.; Trindade, U. L. T.; Teixeira, D. V.; Pinto, M. C. F. R.; Santos, G. L.; Malta, V. R. S.; de Simone, C. A.; Pinto, A. V.; de Castro, S. L.; Eur. J. Med. Chem. 2006, 41, 526.

29

inserção de grupos substituintes na posição C-3 do anel di-hidrofurânico da nor-β-

lapachona (43) intensifica sua atividade biológica contra o Trypanossoma cruzi.

Para as formas epimastigotas, os compostos 51 (IC50 / 24h = 13,2 ± 2,2 µM), 52

(IC50 / 24h = 7,9 ± 1,3 µM) e 53 (IC50 / 24h = 24,9 ± 1,8 µM) igualmente demonstraram

alta atividade tripanocida.

Outra característica relacionada à nor-β-lapachona (43) é sua capacidade de

gerar espirolactonas que são substâncias com importantes propriedades

farmacológicas135,136. Subunidades espirocíclicas naturais são encontradas em

algumas toxinas marinhas, como por exemplo, pinnatoxinas137 e pteriatoxinas138.

Da Silva-Jr e colaboradores139 sintetizaram as espirolactonas 54 e 55 a partir de

1,2-naftoquinonas, como mostrado no esquema abaixo:

O

O

OHH2SO4

O

OO

(32)

O

O

O

(54) 80%

Cu

AcOH

O

O

OHO

O

(43)

O

O

O

(55) 75%

Cu

AcOH O

(20)

(20) Esquema 17: Esquema sintética para a obtenção das espirolactonas (54) e (55)

Inicialmente, o objetivo da reação era a redução das carbonilas dos compostos

quinonoídicos 32 e 43 em seus respectivos quinonóis, em meio de cobre e ácido acético,

mas ao fim da reação observaram a formação de óleos incolores para os compostos 54 e

55, para cada caso. Suas estruturas, então, foram elucidadas através das análises

espectroscópicas139 e a formação dessas espirolactonas ocorreu através de um

mecanismo de lactonização.

135Brimble, M. A.; Farés, F. A.; Tetrahedron 1999, 55, 7661. 136Zhang, W.; Pugh, G.; Tetrahedron 2003, 59, 4237. 137Chou, T.; Kamot, O.; Uemura, D.; Yamada, K.; Tetrahedron Lett. 2001, 42, 3491. 138Takada, N.; Umemura, N.; Suenaga, K.; Uemura, D.; Tetrahedron Lett. 2001, 42, 3495. 139da Silva Junior, E. N.; de Simone, C. A.; de Souza, A. C. B.; Pinto, C. N.; Guimarães, T. T.; Pinto, M. C. F. R.; Pinto, A. V.; Tetrahedron Lett. 2009, 50, 1550.

30

O

OO

O

O

OCu, O2

AcOH

COOHCOOH

O

H3O+ OH

O

OH

OOH

O

OH

O

OOH

(54)(32)

Esquema 18: Mecanismo de lactonização

(2.4) ATIVIDADE ANTINEOPLÁSICA

Quando os mecanismos de controle, que controlam processos como

diferenciação e proliferação celulares, possuem algum tipo de anormalidade em seu

percurso, geram células neoplásicas que se proliferam excessivamente, caracterizando

os tumores. Esses comprimem e invadem estruturas normais adjacentes140.

Figura 15: Formação do câncer e sua proliferação141

Muitos estudos têm sido focados no desenvolvimento de drogas potencialmente

ativas contra neoplasias e uma estratégia conhecida no combate às células cancerosas

envolve a indução do suicídio da célula tumoral (apoptose), antes que ela se replique

para formar novas células malignas142. Uma das maneiras de se induzir a apoptose está

na inibição de enzimas importantes, conhecidas como topoisomerases143 que em sua

atuação natural essas enzimas ligam-se ao DNA, fazendo cortes localizados que

140Katzung, B. C.; Farmacologia básica e clínica, Guanabara Koogan: Rio de Janeiro, 1994, 579. 141Site: http://www.sbccp.org.br/noticias_253.php; Acesso em 17/06/2012. 142da Silva, M. N.; Ferreira, V. F.; de Souza, M. C. B. V.; Quim. Nova 2003, 26, 407. 143Plyta, Z. F.; Li, T.; Papageorgiou, V. P.; Mellidis, A. S.; Assimopoulou, A. N.; Pitsinos, E. N.; Bioorg. Med. Chem. Lett. 1998, 8, 3385.

http://www.sbccp.org.br/noticias_253.php

31

permitem que funções de transcrição, reparação, replicação e estruturação do

cromossomo ocorram normalmente144.

A atividade antineoplásica das quinonas dá-se através de diferentes mecanismos

de ação e algumas delas atuam no processo de inibição das topoisomerases, afetando

diretamente o “complexo” topoisomerase-DNA e, consequentemente, induzindo a

apoptose143. Os inibidores de topoisomerases estabilizam o complexo enzima-DNA,

após o corte no DNA e antes de ele ser recomposto, formando um complexo ternário

estável que impede que o DNA e a enzima prossigam com suas funções normais.

Estudos in vitro mostraram que algumas drogas derivadas de naftoquinonas

podem inibir a topoisomerase II (Topo II), por estabilização das formas intermediárias

dos complexos enzima-DNA145. O efeito estabilizante é principalmente devido à

alquilação de resíduos de tiol no complexo DNA-Topo II146. Essa estabilização leva à

quebra da fita simples e da fita dupla do DNA, induzindo a apoptose.

As quinonas conhecidas como mitomicinas, assim como seus derivados,

têm sido alvos de diversos estudos no combate ao câncer, pois são capazes de gerar

espécies reativas de oxigênio, como o peróxido de hidrogênio e radical hidroxila147.

Essas espécies são produzidas quando as mitomicinas encontram-se ligadas ao DNA e

causam clivagem na sua fita simples. O processo de clivagem do DNA é promovido

pelo uso de íons de metais de transição, como Cu(II) e Pt(II)148.

A mitomicina C (56), a mais conhecida do grupo, é muito utilizada na

quimioterapia de alguns tipos de tumores sólidos, fazendo parte de várias combinações

quimioterápicas para o tratamento de cânceres de mama, pulmão, próstata e bexiga.

Reconhecidamente, essa mitomicina pode realizar ligações cruzadas com o DNA.

144(a) Andoh, T.; Ishida, R.; Biochem. Biophys. Acta. 1998, 1400, 155; (b) Belotserkovskii, B. P.; Arimondo, P. B.; Cozzarelli, N. R.; J. Biol. Chem. 2006, 281, 25407; (c) Wang, J. C.; Annu. Rev. Biochem. 1996, 65, 635. 145Matsumoto, Y.; Takano, H.; Kunishio, K.; Nagao, S.; Fojo, T.; Jpn. J. Cancer. Res. 2001, 92, 778. 146Chen, J.; Huang, Y.; Liu, G.; Afrasiabi, Z.; Sinn, E.; Padhye, S.; Ma, Y.; Toxicol. Appl. Pharm. 2004, 197, 40. 147Iyengar, B. S.; Sami, S. M.; Takahashi, T.; Sikorski, E. E.; Remers, W. A.; Bradner, W. T.; J. Med. Chem. 1986, 29, 1760. 148Iyengar, B. S.; Takahashi, T.; Remers, W. A.; Bradner, W. T.; J. Med. Chem. 1986, 29, 144.

32

N NH

H2N

H3C

O

O

CH2OCONH2

OMe

Mitomicina C(56)

Figura 16: Estrutura da mitomicina C (56)

Recentemente, nosso grupo de pesquisa publicou um estudo com duas séries de

α- e β-pirano naftoquinonas, que foram submetidas a testes contra quatro linhagens de

células tumorais149. As α- e β-lapachonas com substituintes no anel aromático não

possuem grandes estudos sobre si, devido à dificuldade de serem obtidas a partir de

outras pirano-naftoquinonas naturais, por reações de substituição eletrofílica

aromática149.

Assim, baseado no fato de que as naftoquinonas com um grupo hidroxila,

presente na parte benzênica do anel quinonoídico, estimulam a peroxidação lipídica e a

formação de adutos com o DNA150 e, tendo poucos estudos sobre as α- e β-pirano

naftoquinonas, como relatado acima, foram preparadas duas séries dessas quinonas

contendo uma hidroxila nas posições 9 (para as α-pirano naftoquinonas) e 7 (para as β-

pirano naftoquinonas) do anel aromático.

SO

O

OH

CH3

O

O

OHOH

O

O

OHO

O

O

OH OOHO O

O

R2

R1

R1 R2

+

(a) (b)

(a) NaOH 2N, etanol / D (b) Alceno, (CH2O)n, etanol, 150 ºC, MW or Reactor

(58) 90%

(59a). R1 = Ph, R2 = H (32%)(59b). R1 = 4-Br-Ph, R2 = H (29%)(59c). R1 = 4-CH3-Ph, R2 = H (36%)(59d). R1 = 4-Cl-Ph, R2 = H (39%)(59e). R1 = 4-F-Ph, R2 = H (33%)(59f). R1 = 4-OCH3-Ph, R2 = H (41%)(59g). R1 = Ph, R2 = CH3 (23%)(59h). R1 = R2 = Me (23%)

(60a). R1 = Ph, R2 = H (18%)(60b). R1 = 4-Br-Ph, R2 = H (17%)(60c). R1 = 4-CH3-Ph, R2 = H (24%)(60d). R1 = 4-Cl-Ph, R2 = H (14%)(60e). R1 = 4-F-Ph, R2 = H (24%)(60f). R1 = 4-OCH3-Ph, R2 = H (13%)(60g). R1 = Ph, R2 = CH3 (18%)(60h). R1 = R2 = Me (18%)

(57) (42)

(59) (60)

Esquema 19: Síntese de pirano-naftoquinonas com um grupo hidroxila substituinte no anel aromático

As reações se processaram através da formação de um intermediário o-quinona

metíde (42), gerado in situ, por uma reação de condensação de Knoevenagel da 2,8- 149da Rocha, D. R.; de Souza, A. C. G.; Resende, J. A. L. C.; Snatos, W. C.; dos Santos, E. A.; Pessoa, C.; de Moraes, M. O.; Costa-Lotufo, L. V.; Montenegro, R. C.; Ferreira, V. F.; Org. Biomol. Chem. 2011, 9, 4315. 150Murakami, K.; Haneda, M.; Iwata, S.; Yoshino, M.; Toxicol. in Vitro 2010, 24, 905.

33

dihidroxi-1,4-naftoquinona (58) com formaldeído, seguido de uma reação de Diels-

Alder com estirenos substituídos, em micro-ondas149.

Esses derivados 59a-h e 60a-h de α- (23) e β-lapachona (32) foram submetidos a

testes contra quatro linhagens de células tumorais: MDA-MB435 (melanoma), HL-60

(leucemia), HCT-8 (colon) e SF-295 (SNC), tendo como controle positivo a

Doxorrubicina. Os dados experimentais biológicos mostraram que a introdução do

grupo hidroxila nos análogos da série α- 59a, 59e, 59g, 59h tiveram sua ação citotóxica

aumentada contra as linhagens tumorais, quando comparadas com a α-lapachona (23), a

qual é inativa. Já a série das β-piranonaftoquinonas (60) mostrou-se mais ativa contra

essas mesmas linhagens tumorais, quando comparadas a série das α-

piranonaftoquinonas (59).

Desse trabalho cabe ressaltar que a série β- (60) mostrou-se mais seletiva e ativa

contra a linhagem MDA-MB435 (melanoma) do que a doxorrubicina e a β-lapachona

(32). Dentre essas, a substância 60a mostrou-se oito vezes mais ativa do que a

doxorrubicina. Ainda na série β- (60), os compostos contendo halogênio 60b, 60d e 60e

mostraram-se mais seletivos para a linhagem MDA-MB435 (melanoma).

As quinonas β-lapachona (32) e nor-β-lapachona (43) são citotóxicas a uma

variedade de linhagens de células tumorais humanas em concentrações de IC50 = 1-10

µM151. Uma forma de melhorar as atividades antineoplásicas da nor-β-lapachona (43) é

introduzir modificações em sua estrutura. Um exemplo disso é o derivado 61, formado

pela introdução do grupo nitrofenilamino na posição C-3 da nor-β-lapachona (43), que

produziu um IC50 < 2 µM151.

O

OO

HN

NO2(61)

Figura 17: Inserção do grupo nitrofenilamino na posição C-3 da nor-β-lapachona

151da Silva Junior, E. N.; de Souza, M. C. B. V.; Pinto, A. V.; Pinto, M. C. F. R.; Goulart, M. O. F.; Barros, F. W. A.; Pessoa, C.; Costa-Lotufo, L. V.; Montenegro, R. C.; Moraes, M. O.; Ferreira, V. F.; Bioorg. Med. Chem. 2007, 15, 7035.

34

Outros derivados da nor-β-lapachona (43) foram desenvolvidos pelo nosso

grupo de pesquisa152, onde foram inseridos os núcleos arilamino e alcóxi substituídos.

O

O

OHO

O

OHOxidação

de Hooker O

OO

BrBr2

CHCl3

O

OO

OR

HO-R

O

OO

HN

R1R2

R3R4

NH2R1

R2R3

R4CHCl2

(63a) R = Me(63b) R = CH(CH3)2(63c) R = CH2CH(CH3)2(63d) R = C6H12

60 - 95%

(49b) R1 = R2 = R4 = H, R3 = Cl(49d) R1 = R2 = R4 = H, R3 = Br(49e) R1 = R2 = R4 = H, R3 = NO2 (49g) R1 = R2 = R4 = H, R3 = OMe(49h) R1 = R3 = Br, R2 = R4 = H (49i) R2 = R3 = Cl, R1 = R4 = H (49j) R1 = NO2, R2 = R4 = H, R3 = OMe(49k) R1 = Me, R2 = R3 = H, R4= NO2(49l) R1 = R4 = H, R2 = NO2, R3 = F(49m)R1 = NO2, R2 = R3 = R4 = H(49n) R1 = Me, R2 = R4 = H, R3 = NO2(49o) R1 = R4 = OMe, R2 = R3 = H

65 - 95%

(20) (44) (62)

(49)(63)

Esquema 20: Rota sintética para obtenção dos derivados arilamino e alcóxi-nor-β-lapachona

As substâncias foram testadas contra uma série de linhagens tumorais, HL-60,

MDA-MB435, HCT-8, SF-295, comparados com o padrão positivo doxorrubicina. Os

derivados arilamino-nor-β-lapachona 49b, 49d-e, 49g-o demonstraram alta atividade

contra as linhagens de células tumorais testadas. A exceção foi o composto 49k que se

mostrou ativo apenas para a linhagem MDA-MB435 (IC50 = 2,85 µM), sendo inativo

para as demais. Os derivados 49b e 49o foram as substâncias mais ativas dentro do

grupo, com IC50 < 1 µM, sendo ainda mais potentes do que o padrão positivo

doxorrubicina para a linhagem MDA-MB435.

No caso da linhagem HL-60, a doxorrubicina foi a substância mais ativa, porém

os compostos 49b (IC50 = 0,96 µM), 49d (IC50 = 1,24 µM), 49h (IC50 = 0,67 µM), 49i

(IC50 = 0,54 µM), 49j (IC50 = 1,34 µM), 49l (IC50 = 0,28 µM), 49m (IC50 = 1,18 µM),

49o (IC50 = 0,28 µM) e 63d (IC50 = 1,04 µM) demonstraram maior atividade quando

comparados a nor-β-lapachona (43) e β-lapachona (32).

152da Silva Júnior, E. N.; de Deus, C. F.; Cavalcanti, B. C.; Pessoa, C.; Costa-Lotufo, L. V.; Montenegro, R. C.; de Moraes, M. O.; Pinto, M. C. F. R.; de Simone, C. A.; Ferreira, V. F.; Goulart, M. O. F.; Andrade, C. K. Z.; Pinto, A. V.; J. Med. Chem. 2010, 53, 504.

35

O mesmo ocorreu para as linhagens HCT-8 e SF-295, onde a doxorruicina foi a

substância mais potente dentre todas testadas. Com atividade superior à nor-β-

lapachona (43) e β-lapachona (32) foram relatados os compostos 49b (IC50 = 0,76 µM e

IC50 = 0,82 µM, respectivamente) e 49o (IC50 = 0,15 µM e IC50 = 0,39 µM,

respectivamente).

(2.5) HETEROCICLOS

Os encadeamentos cíclicos dos átomos são divididos em dois grupos: os

homociclos e os heterociclos. No primeiro caso, o ciclo só contém um tipo de átomo,

como por exemplo, o ciclohexano. No segundo caso, os compostos heterocíclicos são

compreendidos por serem compostos orgânicos cíclicos estáveis, que contém no seu

anel um ou mais átomos diferentes do carbono, podendo esse, ou não, fazer parte da

molécula153.

Os heterociclos mais importantes são os que possuem caráter aromáticoe dentre

os mais simples temos o pirrol, o furano e o tiofeno, de anéis pentagonais. Cada um

apresenta três pares de elétrons no sistema aromático, porém com apenas duas ligações

π e o outro é apresentado como par de elétrons livre podendo ter dois ou mais anéis

fundidos.

Heterociclos contendo átomo de nitrogênio são comumente encontrados e

subdividem-se em núcleos indólicos, pirrólicos, arizidínicos, imidazólicos, entre outros.

Os heterociclos com anel de cinco átomos contendo dois ou mais átomos de nitrogênio

são conhecidos como azóis154. Dentre os núcleos encontrados na classe dos azóis, pode-

se destacar os pirazóis. Além disto, quinonas heterocíclicas contendo átomos de

nitrogênio possuem excelente atividade antitumoral155, dentre outras atividades

biológicas156.

153Eicher, T.; Hauptmann, S.; The Chemistry of Heterocycles – Structure, Reactions, Synthesis and Applications, Wiley-VCH Gmbh & Co. KGaA, 2003, 1. 154Melo, J. O. F.; Donnici, C. L.; Augusti, R.; Ferreira, V. F.; de Souza, M. C. B. V.; Ferreira, M. J. G.; Cunha, A. C.; Quim. Nova 2006, 29, 569. 155Lee, H. J.; Kim, J. S.; Park, S. Y.; Suh, M. E.; Kim, H. J.; Seo, E. K.; Lee, C. O.; Bioorg. Med. Chem. 2004, 12, 1623. 156Katoh, A.; Ueda, S.; Ohkanda, J.; Hirota, M.; Komine, H.; Mitsuhashi, K.; Heterocycles 1992, 34, 1965.

36

(2.5.1) AMINOPIRAZOL

Os núcleos pirazólicos possuem considerável atenção devido as suas

propriedades biológicas como analgésica157, bactericida158, antidepressiva159, anti-

inflamatória160, antimicrobiana161, antiobesidade162, antiviral163, hipoglicemiante164,

anti-hipertensiva165 e antineoplásica166.

NNH

Figura 18: Núcleo pirazólico

As propriedades biológicas e medicinais dos compostos conhecidos como 5-

aminopirazóis têm levado a uma enorme pesquisa em torno dessas substâncias. Esses

pirazóis aminados representam uma importante classe de heterociclos que tem atraído o

interesse científico, devido a sua grande aplicação nas indústrias farmacêutica e

agroquímica167.

Alguns desses exemplos podem ser vistos na figura 19: 157Lan, R.; Liu, Q.; Fan, P.; Lin, S.; Fernando, S. R.; McCallion, D.; Pertwee, R.; Makriyannis, A.; J. Med. Chem. 1999, 42, 769. 158Castagnolo, D.; Manetti, F.; Radi, M.; Bechi, B.; Pagano, M.; de Logu, A.; Meleddu, R.; Saddi, M.; Botta, M.; Bioorg. Med. Chem. 2009, 17, 5716. 159Moore, K. W.; Bonner, K.; Jones, E. A.; Emms, F.; Leeson, P. D.; Marwood, R.; Patel, S.; Rowley, M.; Thomas, S.; Carling, R. W.; Bioorg. Med. Chem. 1999, 9, 1285. 160Nargund, L. V. G.; Hariprasad, V.; Reddy, G. R. N.; J. Pharm. Sci. 1992, 81, 892. 161Bekhit, A. A.; Ashour, H. M. A.; Guemei, A. A.; Arch. Pharm. Chem. Life Sci. 2005, 338, 167. 162Szabo, G.; Varga, B.; Payer-Lengyel, D.; Szemzo, A.; Erdelyi, P.; Vukics, k.;Skikra, J.; Hegyi, E.; Vastag, M.; Kiss, B.; Laszy, J.; Gyertyan, L.; Fischer, J.; J. Med. Chem. 2009, 52, 4329. 163Ouyang, G.; Cai, X. J.; Chen, Z.; Song, B. A.; Bhadury, P. S.; Yang, S.; Jin, L. H.; Xue, W.; Hu, D. Y.; Zeng, S.; J. Agric. Food Chem. 2008, 56, 10160. 164Bauer, V. J.; Dalalian, H. P.; Franshawe, W. J.; Safir, S. R.; Tocus, E. C.; Boshart, C. R.; J. Med. Chem. 1968, 11, 981. 165Almansa, C.; Gomez, L. A.; Cavalcanti, F. L.; Arriba, A. F.; Rafanell, J. D.; Form, J. G.; J. Med. Chem. 1997, 40, 547. 166Stauffer, S. R.; Huang, Y.; Coletta, C. J.; Tedesco, R.; Katzenellenbogen, J. A.; Bioorg. Med. Chem. 2001, 9, 141. 167(a)Kost, A. N.; Grandberg, I.; Katritzky, A. R.; Boulton, A. J.; In Advances in Heterocyclic Chemistry, Academic Press: New York, 1966, 347; (b)Elguero, J.; Katritzky, A. R.; Rees, C. W.; In Comprehensive Heterocyclic Chemistry, Pergamon Press: Oxford, 1984, 167. (c) Elguero, J.; Katritzky, A. R.; Rees, C. W.; Scriven, E. F. V.; In Comprehensive Heterocyclic Chemistry, Pergamon Press: Oxford, 1996, 1; (d) Lee, K. Y.; Kim, J. M.; Kim, J. N.; Tetrahedron Lett. 2003, 44, 6737.

37

NN

NH2

H2N

O

(64) NN

NH2HN

SOO

H3CO

(65)

NN

H3CS

NH2OCl Cl

Cl

Cl

(66)

NN

H3CS

NH2 Cl

Cl

CF3

(67)N

N

NH2

H2N

O

(69)

NNp-CH3C6H4N

N CH3

H3C

NH

O NH2

(68)

CH3

O

OCH3 Figura 19: Aminopirazóis farmacologicamente ativos

O 5-amino-1-terc-butilpirazol-4-carboxamina (64) inibe a p56 Lck168 que é uma

proteína tirosina quinase linfócito-específica, encontrada no interior de células

especializadas do sistema imunológico. Já o 5-amino-1-(4-metilfenil)-pirazol (65) foi

testado como um antagonista NPY5169, um anticorpo neuropeptídico. Outro 5-amino-4-

benzoil-3-metiltio-1-(2,4,6-triclorofenil)-pirazol (66) foi reportado como sendo um

potente receptor antagonista do fator de liberação de corticotropina (CRF-1)170. O 5-

amino-1-(2,6-dicloro-4-(trifluorometil)-fenil)-4-(3-metoxifenil)-3-metiltiopirazol171 (67)

foi descrito como um potente inibidor GABA. O 5-amino-1,3-dimetilpirazol-4-carboxi-

fenilamida (68) demonstrou atividade antifúngica172 e o 5-amino-1-pirazinil-3-

carboxamidopirazol (69) foi recentemente descrito como um agente bactericida173 com

um amplo espectro de atuação.

Os núcleos pirazólicos também são encontrados em fármacos comerciais, sendo

o Citrato de Sildenafil (Viagra®) (70) um dos mais conhecidos.

168David, D. P.; Martin, D. J.; Charles, M. D. F.; 5-aminopyrazoles useful as selective inhibitors of the protein tyrosine kinase P56ick; WO 9740019 (A1) 1997. 169Kordik, C. P.; Luo, C.; Zanoni, B. C.; Lovenberg, T. W.; Wilson, S. J.; Vaidya, A. H.; Crooke, J. J.; Rosenthal, D. I.; Reitz, A. B.; Bioorg. Med. Chem. Lett. 2001, 11, 2287. 170Nakazato, A.; Okuyama, S.; Drug. Future 1999, 24, 1089. 171Meegalla, S. K.; Doller, D.; Sha, D.; Soll, R.; Wisnewski, N.; Silver, G. M.; Dhanoa, D.; Bioorg. Med. Chem. Lett. 2004, 14, 4949. 172Huppertz, J. L.; J. Chem. 1985, 38, 221. 173Shamroukh, A. H.; Rashad, A. E.; Sayed, H. H.; Phosphorus. Sulfur. 2005, 180, 2347.

38

NN

SO O

O

N

HNN

N

O

OHCO2H

CO2HHOOHC

Citrato de Sildenafil (Viagra) (70)

Figura 20: Estrutura química do Citrato de Sildenafil (70)

Os derivados pirazólicos não existem na natureza, provavelmente devido à

dificuldade de construção da ligação N-N pelos organismos vivos. Sendo assim, sua

disponibilidade depende de métodos sintéticos.

O método mais versátil174 para a síntese de 5-aminopirazóis é o da condensação

de β-cetonitrilas (71) com hidrazinas (72). A reação envolve o ataque nucleofílico do

nitrogênio terminal da hidrazina (72) no carbono da carbonila levando a formação de

uma hidrazona que em seguida sofre uma ciclização pelo ataque de um segundo

nitrogênio ao carbono do grupo nitrila175.

R1

R2O

CN+ RNHNH2 N

HNR

R2 R1

NC NNR

R2 R1

H2N

R = alquil, aril, heteroaril

R1, R2 = H, alquil, aril

(71) (72)(74)(73)

Esquema 21: Esquema sintético para obtenção de 5-aminopirazóis (74) via condensação de β-cetonitrilas

(71) com hidrazinas (72)

Um segundo método de obtenção de 5-aminopirazóis utiliza a reação de

malononitrila (75) e seus derivados com hidrazinas (72). Esse tipo de reação origina

compostos do tipo 3,5-diaminopirazol (76), substâncias conhecidas pelo seu amplo

espectro de ação. A reação mais simples para a formação dessa substância foi descrita

por Rothenburg176, em 1884, através de uma condensação da malononitrila (75) com a

hidrazina (72).

174Aggarwal, R.; Kumar, V.; Kumar, R.; Singh, S. P.; Beilstein J. Org. Chem. 2011, 7, 179. 175Bagley, M. C.; Davis, T.; Dix, M. C.; Widdowson, C. S.; Kipling, D.; Org. Biomol. Chem. 2006, 4, 4158. 176Rothenburg, E.; Chem. Ber. 1894, 27, 685.

39

NNR

NH2

H2N

(76)

NC CN RNHNH2

(75) (72)

R = alquil, aril, heteroaril Esquema 22: Síntese de compostos 3,5-diaminopirazóis (76) pelo método Rothenburg

Recentemente, a síntese de pirazóis vem sendo feita aravés de ciclizações

eletrofílicas177 permitindo uma síntese em condições suaves e de uma forma

regioseletiva178.

A ciclização eletrofílica de hidrazonas de aldeídos acetilênicos e cetonas

proporciona uma rápida rota de entrada para uma grande variedade de derivados

pirazólicos. As hidrazonas podem ser facilmente preparadas, a partir de hidrazinas,

aldeídos acetilênicos e cetonas.

Exemplos de derivados pirazólicos sintetizados por via de eletrociclização são

demonstrados por Gonzales-Nogal, que obteve derivados 5-sililpirazóis por esse

mecanismo. Hidrazonas acetilênicas β-silil-substituídas (77) sofreram ciclização em

meio de etil-cloroformiato, cloreto de alumínio e iodo molecular179.

Me

N

SiR

HN Ph ClCO2Et, AlCl3

CH2Cl2

I2, THF

NN

Me

Me3Si NN

Me

Me3Si

EtO2C

NN

Me

RSi

I

(73a) R = Me3(73b) R = Me2Ph

(77a) R = Me3(77b) R = Me2Ph

Me

N

SiR

HN Ph

(74)

(74)

(78) (79)

(80)

(77a) R = Me3(77b) R = Me2Ph

Esquema 23: Reações de eletrociclização para obtenção de derivados pirazólicos

177Zora, M.; Kivrak, A.; Yazici, C.; J. Org. Chem. 2011, 76, 6726. 178Carey, F. A.; Sundberg, R. J.; Advanced Organic Chemistry: Reactions and Synthesis, 5th ed.; Springer Science: New York, 2007; Part B, Chapter 4.2, pp 310. 179Cuadrado, P.; Gonzales-Nogal, A. M.; Valero, R.; Tetrahedron 2002, 58, 4975.

40

Uma classe de pirazóis do tipo 1,5-substituídos (81) apresentou promissora

atividade antiproliferativa em experimentos preliminares contra linhagens tumorais HL-

60 (Leucemia)180.

NNR (81a) R = C(S)N(CH3)2

(81b) R = 4-ClC6H4(81c) R = 4-BrC6H4(81d) R = 4-(COOEt)C6H4(81e) R = 3-OHC6H4CH2 (81f) R = 2-piridinil(81a-f)

Figura 21: Estruturas químicas dos compostos pirazólicos relatados com atividade antiproliferativa

Os derivados 81a, 81d, 81e e 81f inibiram o crescimento da linhagem de células

leucêmicas HL-60, além de terem induzido a apoptose. Já os outros dois compostos,

81b e 81c também mostraram atividade antiproliferativa, mas não induziram a

apoptose180.

Baseando-se nesses compostos, novos derivados pirazólicos foram recentemente

sintetizados por Balbi e colaboradores181, de modo a introduzir novos substituintes na

posição N dos pirazóis.

O

OR1

NMe2CHO

(84a) R1 = H(84b) R1 = CH3

R1

NNR

NN

R

(a) (b)

(c) (86a) R = 3-ClC6H4(86b) R = CH2COOC2H5(86c) R = C(S)NH2(86d) R = 4-(OCH3)C6H4(86e) R = PhCH2(86f) R = 3,4-(CH3)2C6H4(86g) R = 2-piridinil(86h) R - 2 piridinil

(76a-g) R1 = H(76h) R1 = CH3

(85a) R = 3-ClC6H4(85b) R = CH2COOC2H5(85c) R = 4-(OCH3)C6H4(85d) R = PhCH2(85e) R = 3,4-(CH3)2C6H4(85f) R = 2-piridinil

(a) POCl3, DMF; (b) RNHNH2.HCl; (c) RNHNH2 + HCl conc.

ou

(82)

(83)

(84) (85)

(86)

Esquema 24: Derivados pirazólicos com atividade antineoplásica

180Anzaldi, M.; Macciò, C.; Mazzei, M.; Bertolotto, M.; Ottonello, L.; Dallegri, F.; Balbi, A.; Chem. Biodivers. 2009, 6, 1674. 181Balbi, A.; Anzaldi, M.; Macciò, C.; Aiello, C.; Mazzei, M.; Gangemi, R.; Castagnola, P.; Miele, M.; Rosano, C.; Viale, M.; Eur. J. Med. Chem. 2011, 46, 5293.

41

Foram analisados, também, outros derivados pirazólicos sintetizados por

substituição da parte ciclohexenilvinil por um radical arila.

Ar

O(a) Ar

O

N(CH3)2(b)

NN

ArN

NN

N

Ar

(89a) Ar = Ph(89b) Ar = 2-furil(89c) Ar = 4-ClC6H4(89d) Ar = 3-ClC6H4(89e) Ar = 3,4-(OCH3)2C6H4

(90a) Ar = Ph(90b) Ar = 2-furil(90c) Ar = 4-ClC6H4(90d) Ar = 3-ClC6H4

(87) (88)(89) (90)

Esquema 25: Derivados pirazólicos com substituinte arila no anel

Esses compostos foram avaliados em linhagens tumorais como adenocarcinoma

ovariano humano A-2780, murínicas leucêmicas P-388 e carcinoma de pulmão humano

A-549 e demonstraram diferentes perfis. A presença da parte ciclo-hexenilvinil mostrou

grande atividade antiproliferativa em todas as linhagens de células tumorais testadas,

somente com concentrações maiores que 50 µM. Quando se substitui esse fragmento

por um substituinte arila a atividade dos compostos diminui, enquanto que a remoção do

fragmento vinil aumenta a atividade antiproliferativa181.

(2.6) SUBSTITUIÇÃO NO ANEL C

A busca por novos análogos da β-lapachona (32) tem muitas abordagens e,

assim, muitas modificações podem ser introduzidas em sua estrutura. Uma importante

estratégia para a obtenção de para- e orto-quinonas bioativas é a substituição no anel C

dessas substâncias. Essa abordagem vem sendo utilizada com sucesso e vários exemplos

de furano e piranonaftoquinonas, substituídas nesse anel com atividades farmacológicas,

foram descritas182.

182(a) Salas, C.; Tapia, R. A.; Ciudad, K.; Armstrong, V.; Orellana, M.; Kemmerling, U.; Ferreira, J.; Maya, J. D.; Morello, A.; Bioorg. Med. Chem. 2008, 16, 668; (b) Pereira, E. M.; Machado, T. B.; Leal, I. C. R.; Jesus, D. M.; Damasco, C. R. A.; Pinto, A. V.; Giambiagi-de Marval, M.; Kuster, R. M.; dos Santos, K. R. N.; Ann. Clin. Microbiol. Antimicrob. 2006, 5,1.

42

Em 2003, Kongkathip e colaboradores183 mostraram a obtenção de lapachonas

substituídas no anel C, com potente atividade citotóxica contra linhagens de células

tumorais. Na figura abaixo, são apresentadas lapachonas e seus valores de citotoxidade

contra linhagens de células tumorais (IC50 em µM). O controle positivo foi a

doxorrubicina (91).

OMe

OH

OH

O

O

OHO

OH

O O

NH2

OHDoxorrubicina(91)

KB = 0,033HeLa = 0,33

HepG2 = 0,40

O

OO

KB = 3,22 ± 0,224HeLa = 0,92 ± 0,248HepG2 = 1,07 ± 0,276

O

OO

O

OO

KB = 2,24 ± 0,241HeLa = 2,46 ± 0,171HepG2 = 2,41 ± 0,158

KB = 3,05 ± 0,195HeLa = 2,85 ± 0,210HepG2 = 3,00 ± 0,040

KB = Carcinoma epidermóide humanoHeLa = Carcinoma cervical humanoHepG2 = Carcinoma hepatocelular humano

(92) (51) (93)

Figura 22: Lapachonas citotóxicas substituídas no anel C

Ravelo e colaboradores184 relataram em 2007, uma série de lapachonas obtidas a

partir do lapachol (20), com atividades antitumorais. Essas substâncias foram avaliadas

contra uma linhagem de células tumorais leucêmicas, HL-60. As substâncias da série

que se destacaram, por maior atividade, estão descritas a seguir com seus valores de

IC50 (µM):

O

OO

O

OO

O

OO

OO

HL-60 = 0,27 ± 0,04 HL-60 = 0,57 ± 0,02HL-60 = 0,55 ± 0,1 HL-60 = 1,97 ± 0,3HL-60 = 0,13 ± 0,02

O

OO

OHOH BrOH

(32) (94) (95) (96) (97)

Figura 23: Lapachonas com atividade tumoral

183Kongkathip, N.; Kongkathip, B.; Siripong, P.; Sangma, C.; Luangkamin, S.; Niyomdecha, M.; Pattanapa, S.; Piyaviriyagul, S.; Kongsaeree, P.; Bioorg. Med. Chem. 2003, 11, 3179. 184Pérez-Sacau, E.; Diaz-peñate, R. G.; Estévez-Braun, A.; Ravelo, A. G.; Garcia-Castellano, J. M.; Pardo, L.; Campillo, M.; J. Med. Chem. 2007, 50, 696.

43

Em relação às carbonilas ou sistema naftoquinoidal, dois tipos de modificações

podem ser realizados: modificação exclusiva na carbonila C-6 (derivado

monossubstituídos) ou reação nas duas carbonilas, formando outro anel (carbocíclico ou

heterociclo).

OO

YO

XY

( )n

O OO

R1 R2R1 R2

Derivados monossubstituídos

Derivadosdissubstituídos

65

β-Lapachona (32)

X = Y = CHX = Y = NX = N, Y =O

OO

O

R1R2

65

R3

Principais posições de variaçõesno anel cromânico

OO

O

R1R2

65

R3

Variações no anel aromárico e /ouanel cromênico

OO

OR1

R2

R3

Contração deanel e variaçõesno anel aromático

R3R3

nor−β-Lapachona (11)R1 =R2 = Me, R3 = H

Figura 24: Possíveis alternativas de modificações estruturais na β-lapachona (32)

Na figura abaixo estão listados diversos produtos obtidos via modificação na

carbonila, em C-6, da β-lapachona (32) descritos na literatura. Pode-se observar que esta

posição é mais reativa frente à nucleófilos.

O

OO

O

O

O

NO

O

NO

O

NO

O

NO

O

N2O

O

OO

NH

Ph ROH OMeR1

O

R

(32)

(98) (99) (100) (101) (102) (103) (104) Figura 25: Derivados monossubstituídos da β-lapachona a partir de modificações na carbonila

44

Recentemente nosso grupo de pesquisa185, buscando procurar esclarecer a razão

da maior seletividade da carbonila C-6, como as densidades de carga das carbonilas,

realizou cálculos de parâmetros estruturais pelo método ab initio (Hartree-Fock) e

observaram que existe uma planaridade entre os anéis A e B, ao passo que o anel C está

numa conformação meia-cadeira. Os valores de densidade de carga nas carbonilas C-5 e

C-6 foram calculados em +0,472 e +0,484, respectivamente, indicando que nucleófilos

atacam preferencialmente C-6, apesar da diferença de carga ser pequena, corroborando

com os dados experimentais observados186. Sintetizou-se também derivados oxirânicos

obtidos a partir da α-lapachona (23) e β-lapachona (32).

O

OO

CH2N2

O

OO

OO

O

Et2O

OO

O

CH2N2

Et2OO

OHO Cl

O

OH

OH

(98) 94%(108) 100%(105) 74%

(107) 98%

OOHC

OH(106) 98%

(32) (23)

(a) AlCl3, CH2Cl2, 24h. (b) BF3.Et2O, CH2Cl2, 24h. (c) i. BF3.Et2O, CH2Cl2, 24h ii. NaHCO3

(c)

(a)

(b)

Esquema 26: Preparação de oxiranos e derivados a partir da α-lapachona (23) e β-lapachona (32)

O derivado oxirânico (98) apresentou atividade tripanocida (IC50 = 12 μM)

menor do que a β-lapachona (32) (IC50 = 0,9 μM), porém com menor citotoxidade. Esse

estudo demonstrou que o anel oxirânico, associado às naftoquinonas, representa uma

nova classe de compostos promissora com atividade tripanocida e baixa citotoxidade

para células de mamíferos.

Outro derivado oxirânico que se mostrou bastante ativo foi o 108, com atividade

tripanocida (IC50 = 1,3 μM) mais ativa do que a α-lapachona (23) (IC50 > 50 μM).

Assim, esta substância tornou-se um potencial candidato da quimioterapia para Doença

de Chagas, uma vez que apresenta alta atividade tripanocida com baixo perfil de

185Ferreira, S. B.; Gonzaga, D. T. G.; Santos, W. C.; Araujo, K. G. L.; Ferreira, V. F.; Rev. Virtual Quim. 2010, 2, 140 186Silva, M. N.; de Souza, M. C. B. V.; Ferreira, V. F.; Pinto, A. V.; Goulart, M. C. R. F.; Wardell, S. M. V.; Wardell, J. L.; Arkivoc, 2003, 156.

45

toxicidade. Os oxiranos formados tiveram seu epóxido aberto por ácidos de Lewis

levando aos derivados 105, 106 e 107, que foram obtidos com bons rendimentos.

Poucos são os derivados e análogos do lapachol (20) e da nor-β-lapachona (43)

conhecidos que possuem modificações no anel aromático. Como exemplo, temos

algumas naftoquinonas naturais substituídas no anel aromático, como a α-cariopterona

(109), exibindo atividades moluscicida e contra radicais livres187 e o 5-hidroxi-lapachol

(110). A inserção do grupo hidroxila no anel aromático das naftoquinonas estimula a

peroxidação lipídica e formação de adutos com o DNA, segundo Yoshino e

colaboradores188.

O

O

OH

OH

5-hidroxi-lapachol

OO

O

OH

α−cariopterona(109) (103)

Figura 26: Naftoquinonas naturais com o anel aromático substituído

A pesquisa e o desenvolvimento de medicamentos é um processo que se inicia

com a pesquisa básica de uma nova substância, passando em seguida para os ensaios

pré-clinicos, os ensaios clínicos e, finalizado com o registro do medicamento.

Diante disto, a busca por novas substâncias antineoplásicas, principalmente

análogas às lapachonas já existentes na literatura, é importante para o desenvolvimento

de novos fármacos e novas formas de prevenção e tratamento, uma vez que a origem

dos problemas desses tipos de quimioterápicos hoje existentes reside no fato das

substâncias, além de combaterem as células cancerígenas, também atacarem as

proteínas na pele.

187Hannedouche, S.; Souchard, J. P.; Jaquemond-Collet, I.; Moulis, C.; Fitoterapia 2002, 73, 520. 188Murakami, K.; Haneda, M.; Iwata, S.; Yoshino, M.; Toxicol. in Vitro, 2010, 24, 905.

46

3) OBJETIVOS

O objetivo geral dessa Dissertação de Mestrado é a preparação de novas

substâncias sintéticas derivadas da nor-β-lapachona (43), substituídas na posição C-3 do

anel di-hidrofurânico, visando a investigação de suas atividades citotóxicas frente à uma

série de linhagens tumorais.

(3.1) OBJETIVO ESPECÍFICO

A síntese desses novos derivados foi planejada levando-se em consideração as

substâncias 48a-d e 49a-o desenvolvidas por nosso grupo de pesquisa e que

comprovadamente ampliaram várias atividades biológicas da nor-β-lapachona (43),

inclusive a atividade contra células de diferentes linhagens de câncer.

Esse tipo de composto se caracteriza estruturalmente pela união do padrão 1,4-

naftoquinônico com substâncias do tipo 5-aminopirazóis, via formação de um

intermediário iônico do tipobromônio. O ponto de ligação da naftoquinona ao núcleo

pirazólico se dá no carbono C-3 do anel di-hidrofurânico da quinona. O núcleo

pirazólico é substituído nas posições N-1’ e C-3’ por grupos metila e/ou arila.

47

4) JUSTIFICATIVA

O Brasil apresenta-se como o 10° mercado farmacêutico do mundo em

faturamento, com US$ 4,1 bilhões anuais, estando apenas atrás dos EUA, Japão, alguns

países da Europa e México. Cabe ressaltar que, com exceção do Brasil e México, todos

esses países possuem política de desenvolvimento de novas drogas e detém a maioria

das patentes no mundo189.

Alta tecnologia e investimentos vultosos são primordiais para a pesquisa e

desenvolvimento de novas substâncias ativas. Esses valores podem chegar à ordem de

aproximadamente US$ 350 milhões, com prazos de 10 a 15 anos de pesquisa. O

desenvolvimento de uma nova droga representa um processo de grande risco, pois

somente uma pequena minoria das moléculas destinadas a se tornarem medicamentos (1

em cada 20.000 moléculas) consegue chegar a ser utilizada na clínica terapêutica190.

A busca pelo alvo de estudo que levará a síntese de novas moléculas bioativas

inicia-se pela sua relevância na literatura, como é o caso das quinonas.

Estudos farmacológicos das quinonas mostram variadas biodinamicidades,

destacando-se, dentre muitas as propriedades microbicidas191, tripanocidas192,

fungicidas193, antitumorais194 e inibidoras de sistemas celulares reparadores195,

processos nos quais atuam de diferentes formas196.

A interferência das quinonas no fenômeno da apoptose se constitui hoje em uma

pesquisa interdisciplinar de fronteira na química medicinal, existindo grande expectativa

quanto à delineação de estratégias racionais de síntese de novas substâncias, visando o

combate de neoplasias, principalmente às relacionadas ao câncer de próstata, estando

entre os temas mais destacados na literatura.

Nesse aspecto, modificações estruturais na unidade das naftoquinonas podem

alterar consideravelmente sua ação no ciclo redox e promover a elevação dos níveis

189Esseve, E.; Gac. Sanit. 2001, 15, 546. 190Henry, D.; Lexchin, J.; Lancet 2002, 360, 1590. 191de Moura, K. C. G.; Emery, F. S.; Neves-Pinto, C.; Pinto, M. C. F. R.; Dantas, A. P.; Salomão, K.; de Castro, S. L.; Pinto, A. V.; J. Braz. Chem. Soc. 2001, 12, 325. 192Pinto, C. N.; Dantas, A. P.; de Moura, K. C. G.; Emery, F. S.; Polequevitch, P. F.; Pinto, M. C. F. R.; de castro, S. L.; Pinto, A. V.; Arzneimittel Forsch. 2000, 50, 1120. 193Almeida, E. R.; Silva-Filho, A. A. A.; Santos, E. R.; Lopes, C. A.; J. Ethnopharmacol. 1990, 29, 239. 194Liu, K. C.; Li, J.; Sakya, S.; Mini-Ver.Med. Chem. 2004, 4, 1105. 195Zani, C. L.; Chiarib, E.; Krettlia, A. U.; Murtaa S. M. F.; Cunninghamc, M. L.; Fairlambc, A. H.; Romanha, A. J.; Bioorg. Med. Chem. 1997, 5, 2185. 196Site: http://www.portaldosfarmacos.ccs.ufrj.br/resenhas_lapachona.html; Acesso em 01/10/2010.

http://www.portaldosfarmacos.ccs.ufrj.br/resenhas_lapachona.html

48

intracelulares das espécies reativas de oxigênio, que são sinais decisivos no

desencadeamento do processo de apoptose. Estas propriedades, presentes em especial

nas β-lapachona (32) e nor-β-lapachona (43), indicaram o quanto ainda existe de

potencial nestas substâncias como temas de estudos químicos sintéticos e

farmacológicos. Novos derivados, mais ativos ou mais seletivos, são temas importantes

ainda a serem investigados.

Antes desse trabalho ser iniciado, havia um derivado triazólico (49a) que

mostrou-se um potente protótipo, sintetizado por nosso grupo de pesquisa197,

demonstrando ter uma potente atividade tripanocida, caracterizada pelo seu baixo valor

de IC50 = 17,3 µM198.

O

OO

NN N

(49a)

Figura 27: 2,2-dimetil-3-(4-fenil-1H-1,2,3-triazol-1-il)-2,3-di-hidronafto-[1,2-b]-furan-4,5-diona (49a)

Baseando-se nesse padrão de atividade, em que se buscou unir o padrão de uma

naftoquinona com um fragmento heterocíclico, decidiu-se dar continuidade a esta idéia

com a síntese dos novos análogos da nor-β-lapachona (43) com outros heterociclos da

família dos pirazóis. Esses foram selecionados de modo a manterem algumas das

características moleculares de 49a dentro do desenvolvimento racional de fármacos

através da estratégia de bioisosterismo de anéis (Figura 28).

Apenas para ilustrar, o bioisosterismo é uma operação estrutural de troca de um

átomo ou grupo de átomos – fragmento molecular - por outro átomo ou grupo de

átomos - i.e. outro fragmento molecular - eletronicamente similar em propriedades

físico-químicas, como peso molecular, viscosidade, pressão crítica, temperatura crítica,

condutividade térmica, índice de refração, constante dielétrica, solubilidade, entre

outros199.

197Bourguignon, S. C.; Castro, H. C.; Santos, D. O., Alves, C. R.; Ferreira, V. F., Gama, I. L.; Silva, F. C.; Seguis, W. S.; Pinho, R. T.; Exp. Parasitol. 2009, 122, 91. 198Salas, C. O.; Faúndez, M.; Morello, A.; Maya, J. D.; Tapia, R. A.; Curr. Med. Chem. 2011, 18, 144. 199Site: http://www.farmacia.ufrj.br/lassbio/download/aulas_grad/QF1_bioisosterismo_jun2012.pdf; Acesso em 27/06/2012.

IC50 = 17,3 µM (Tripomastigota T. cruzi)

IC50 = 0,5 µg/mL (Células MDA-MB 435 – Mama Humano)

http://www.farmacia.ufrj.br/lassbio/download/aulas_grad/QF1_bioisosterismo_jun2012.pdf

49

Uma troca bioisostérica cria novo(s) composto(s) com propriedades biológicas

similares ao composto original200,201.

O

OO

NN

N

NNN

O

NNNO

R

NN

R2

R1

NHModificações estruturais

Figura 28: Bioisosterismo de anéis no derivado da nor-β-lapachona (43)

A inserção de um átomo espaçador como o oxigênio e o nitrogênio, destacados

em vermelho, diminui a probabilidade de impedimentos estéreos, devido ao tamanho da

molécula. Dessa forma, propõe-se que as reações se processem de forma melhor devido

a um acesso mais fácil para o acoplamento entre as substâncias.

200da Silva Júnior, E. N.; de Souza, M. C. B. V.; Fernandes, M. C.; Menna-Barreto, R. F. S.; Pinto, M. C. F. R.; Lopes, F. A.; de Simone C. A.; Andrade, C. K. Z.; Pinto, A. V.; Ferreia, V. F.; de Castro, S. L.; Bioorg. Med. Chem. 2008, 16, 5030. 201da Silva Júnior, E. N.; de Souza, M. C. B. V.; Pinto, A. V.; Pinto, M. C. F. R.; Goulart, M. O. F.; Barros, F. W. A.; Pessoa, C.; Costa-Lotufo, L. V.; Montenegro, R. C.; de Moraes, M. O.; Ferreira, V. F.; Bioorg. Med. Chem. 2007, 15, 7035.

50

5) METODOLOGIA

Para alcançar os objetivos de preparação das furanonaftoquinonas amínicas

pirazólicas análogas à nor-β-lapachona (43), foi proposta uma rota sintética em que a

molécula alvo do tipo I foi formada por dois fragmentos:

1º. A síntese dos análogos da nor-β-lapachona (43)

2º. Acoplamento com as aminas pirazólicas.

Após a preparação desses fragmentos, os mesmos são reagidos de modo a

formar as substâncias pretendidas, como mostrado no esquema a seguir:

O

O

OH+

O

O

OH

O

OOBr2

Nor-lapachol (44)

O

OO

Nor-β -lapachona (43)

H2SO4

O

OO

NH

N NX(I)

Y

OHCl.NH2CH3

TsOH

Tolueno, refluxopor 4hs.

NH2

NNR1

R2

X = ArY = Ar ou CH3

CHCl3 anidro

CHCl3anidro

10 min

3hs

(17) (111) (62)

Br

Esquema 27: Metodologia para a síntese dos análogos da nor-β-lapachona (43) e o acoplamento com as

aminas pirazólicas

Nesta proposta de trabalho, para obtenção dos compostos pirazólicos análogos a

nor-β-lapachona (43), primeiramente é sintetizado o nor-lapachol (44) através de uma

reação de Mannich entre a lausona (17), a metilamina e o isobutiraldeído (111) em meio

de tolueno seguido de eliminação do radical amina promovida pelo ácido p-

toluenossulfônico. O nor-lapachol (44), então, sofre uma adição eletrofílica em sua

ligação dupla pelo bromo, resultando numa eletrociclização que forma o intermediário

3-bromo-nor-β-lapachona (62). Após a formação do intermediário bromado, os

compostos pirazólicos são adicionados por uma reação do tipo SN1 ao substrato in situ,

gerando os derivados pirazólicos análogos a nor-β-lapachona (43) desejados.

51

6) RESULTADOS E DISCUSSÃO

Com a finalidade de se obter as furanonaftoquinonas substituídas no anel C di-

hidrofurânico, a estratégia sintética para preparação dos análogos da nor-β-lapachona

(43) iniciou-se com a síntese do nor-lapachol (44)202.

O

O

OH

O

OO

nor-β-lapachona nor-lapachol

(43) (44)

Figura 29: Estruturas da nor-β-lapachona (43) e do nor-lapachol (44)

O nor-lapachol (44) pode ser obtido principalmente por duas rotas. A rota

clássica é a reação de oxidação de Hooker203, datada de 1936, que foi estudada em

detalhes por Fieser e colaboradores204,205.

Em 1987, Kopanski e colaboradores206 desenvolveram uma nova metodologia

para a obtenção de derivados 1,4-naftoquinônicos, na qual a lausona (17) sofre uma

condensação com o ciclopentanocarboxaldeído (112), tendo como catalisador a β-

alanina e o ácido acético glacial. A reação envolvia o uso do benzeno como solvente,

para a retirada da água como azeótropo, produzindo o derivado 113 com rendimento de

94%.

a) Benzeno, β-alanina, ácido acético glacial.

O

O

OH+ H

Oa

O

O

OH

(17) (112) (113) 94%

Esquema 28: Reação de condensação de Kopanski

202Pinto, A. V.; Pinto, M. C. F. R.; de Oliveira, C. G. T.; Na. Acad. Bras. Ci. 1982, 54, 107. 203Fieser, L. F.; Fieser, M.; J. Am. Chem. Soc. 1948, 70, 3215. 204(a) Hooker, S. C.; J. Am. Chem. Soc. 1936, 58, 1168. (b) Hooker, S. C.; J. Am. Chem. Soc. 1936, 58, 1174. (c) Hooker, S. C.; Steyermark, A.; J. Am. Chem. Soc. 1936, 58, 1179. 205(a) Fieser, L. F.; Hartwell, J. L.; Seligman, A. M.; J. Am. Chem. Soc. 1936, 58, 1223. (b) Fieser, L. F.; Bader, A. R.; J. Am. Chem. Soc. 1951, 73, 681. 206Kopanski, L.; Karbach, D.; Selbitschka, G.; Steglich, W.; Liebigs Ann. Chem. 1987, 793.

52

No ano de 2006, uma rota sintética variante mais prática foi desenvolvida por

Glazunov e colaboradores207, na qual ocorre uma reação de Mannich entre a lausona

(17), o cloridrato de metilamina e o isobutiraldeído (111), seguido de eliminação com

ácido p-toluenossulfônico sob refluxo em tolueno e o uso de um equipamento de Dean-

Starck para a retirada da água com destilação azeotrópica com tolueno.

O

O

OHO

O

OH


TsOHCH3NH2.HCl

H

O

(44) 80%(17) (111) Esquema 29: Síntese do nor-lapachol (44) e a aparelhagem de Dean-Stark utilizada

A vantagem desta nova metodologia, quando comparada a de Fieser, está no fato

desta última não utilizar o lapachol (20) como substrato, pois ele é de difícil obtenção a

partir de sua extração da casca do ipê. Desta forma, a utilização da lausona (17) ao invés

do lapachol (20) reduz muito o tempo global de finalização da reação de formação do

nor-lapachol (44), uma vez que a lausona (17) é comercial. Já em relação à proposta de

Kopanski, a metodologia de Glazunov difere apenas nos reagentes similares utilizados,

mantendo-se o mecanismo de reação via Mannich.

Utilizando-se então a metodologia descrita por Glazunov, demos início à

obtenção dos análogos da nor-β-lapachona (43), iniciando-se com a síntese do nor-

lapachol (44), pela reação de condensação entre a lausona (17) e o isobutiraldeído (111),

em meio de tolueno, utilizando o ácido p-toluenossulfônico em quantidades catalíticas.

Através do uso de um aparelho de Dean-Stark, a água formada na reação foi removida

através da destilação azeotrópica com tolueno, o que faz com que o equilíbrio seja

deslocado na direção do produto de condensação. Após quatro horas de reação, o

solvente foi evaporado sob pressão reduzida e recristalizações sucessivas em hexano

levaram a formação do produto desejado sob a forma de cristais avermelhados, em

rendimento de 80%, com ponto de fusão entre 120-121ºC, o que está de acordo com a

207Glazunov, V. P.; Berdyshev, D. V.; Yakubovskaya, A.; Pokhilo, N. D.; Russ. Chem. B+. 2006, 55, 1729.

53

literatura (119-120ºC)208. O espectro de infravermelho mostrou uma absorção

característica de deformação axial da ligação OH em 3358 cm-1, absorções em 1641 cm-

1 que são características de deformação axial da ligação C=O de cetonas conjugadas.

Em 1590 cm-1 tem-se estiramento da ligação C=C de aromáticos. Em 1373 cm-1 e 1319

cm-1 podem ser observadas as bandas de absorção referentes às duas metilas geminais da

molécula. Ainda no espectro de infravermelho foi observada uma absorção intensa em

1271 cm-1, atribuída a uma deformação axial da ligação C-O. Pares de absorções

características de deformações axiais de ligações C=C em aromáticos foram observados

1451 cm-1, além de uma absorção característica em 724 cm-1 que foi atribuída a uma

deformação fora do plano para a ligação C-H de anel benzênico orto-substituído.

Figura 30: Espectro de absorção na região do infravermelho do nor-lapachol (44)

A Ressonância Magnética Nuclear (RMN) de 1H do nor-lapachol (44) está

coerente com os dados da literatura209. São observados sinais duplo-dupletos, um em δ

= 8,12 ppm (1H, dd, J = 7,8 e 0,9 Hz, H-8) e outro em δ = 8,09 ppm (1H, dd, J = 7,8 e

0,9 Hz, H-5) referentes à dois hidrogênios aromáticos e outros dois sinais duplo-

208Hooker, S. C.; J. Ann. Chem. Soc. 1936, 58, 1168. 209 da Silva, E. N. J.; de Souza, M. C. B. V.; Pinto, A. V.; Pinto, M. C. F. R.; Nogueira, C. M.; Azeredo, R. B. V.; Ferreira, V. F.; Magn. Reson. Chem. 2008, 46, 1158.

54

tripletos, um em δ = 7,75 ppm (1H, td, J = 7,8 e 1,3 Hz, H-6) e outro em δ = 7,69 ppm

(1H, td, J = 7,8 e 1,3 Hz, H-7), referentes aos outros dois hidrogênios aromáticos do

anel quinonoídico.

Em δ = 7,52 ppm (1H, s, OH) temos o sinal referente ao hidrogênio da hidroxila

e em δ = 6,00 ppm (1H, t, J = 1,3 Hz, H-1’), o hidrogênio olefínico. Os hidrogênios

metílicos são observados como sinais dupletos em δ = 1,99 ppm (3H, d, J = 1,3 Hz, (C-

2)-CH3) e δ = 1,67 ppm (3H, d, J = 1,3 Hz, (C-2)-CH3).

Foi observado que o hidrogênio H-8 é o mais desblindado, e as correlações deste

hidrogênio com o carbono quaternário vizinho à carbonila e com a carbonila, mostram

claramente que este sinal é referente ao hidrogênio citado. Métodos de correlação 2D 1H-13C como HMBC e HSQC foram utilizados para determinar qual hidrogênio

apresenta-se mais desblindado.

Figura 31: Espectro de RMN de 1H do nor-lapachol (44) (CDCl3; 500,00 MHz)

A região dos hidrogênios aromáticos é expandida na figura abaixo, onde é

possível notar os duplo-dupletos e duplos-tripletos, além do sinal característico do

hidrogênio da hidroxila.

Figura 32: Expansão da região aromática do espectro de RMN de 1H do nor-lapachol (44) (CDCl3;

500,00 MHz)

O

O

OH1 2

344a5

6

78

8a

1'

2'

55

As propostas mecanísticas para a formação do nor-lapachol (44) via

metodologia modificada de Glazunov, são duas: a primeira segue por uma reação de

Knoevenagel, via aldeído protonado e a segunda, segue a reação de Mannich, via imina

protonada. Uma condensação de Knoevenagel é uma adição nucleofílica de um

carbânion a um grupo carbonila seguida de uma reação de desidratação. O produto é

quase sempre uma enona alfa, beta conjugada210. A reação de Mannich consiste na

aminometilação de um carbono ativado junto a um grupo funcional carbonila

empregando um aldeído e uma amina primária ou secundária, com catálise ácida. O

produto é um composto β-aminocarbonílico, conhecido como base de Mannich. Sob

aquecimento elimina-se a amina da base de Mannich de forma a se obter uma enona

conjugada211.

Mecanismo proposto via aldeído protonado – Reação de Knoevenagel:

O

O

OHO

O

OH

H

OHTsO

O

O

O

OH

H

O

O

O

OH2

TsO

OO

O

H

O

O

OH+ H2O + TsOH

nor-lapachol (44)

(17)

H

TsOH

H2O

tautomerismo

Esquema 30: Mecanismo proposto para formação do nor-lapachol (44) via aldeído protonado

210Knoevenagel, E.; Ber. Deut. Chem. Ges. 1898, 31, 2596. 211Mannich, C.; Krosche, W.; Arch. Pharm. 1912, 250, 647.

56

Mecanismo proposto via imina protonado – Reação de Mannich:

O

O

OHO

O

OH

H

OHTsO

O

O

O

NHCH3

H

TsO

OO

O

H

O

O

OH+ H2O + TsOH

nor-lapachol (44)

NH2CH3

H

O NH2CH3

H

HO NHCH3 TsOHH

H2O NHCH3 TsO H2N

O

O

O

H

NH2CH3

(17)

Esquema 31: Mecanismo proposto para formação do nor-lapachol (44) via imina protonada

Dando continuidade ao projeto, em seguida o nor-lapachol (44) foi tratado com

bromo, em clorofórmio anidro, gerando o intermediário 3-bromo-nor-β-lapachona (62),

caracterizado pela formação, in situ, de um sólido avermelhado. Essa metodologia

sintética foi descrita por Pinto e colaboradores212.

Figura 33: Precipitado vermelho, característico do intermediário 3-bromo-nor-β-lapachona (62) formado

in situ

212Pinto, A. V.; Pinto, M. C. F. R.; de Oliveira, C. G. T.; An. Acad. Bras. Ci. 1982, 54, 107.

57

O intermediário bromado (62) sofre reação de adição nucleofílica213 ao íon

oxicarbênio pelos reagentes aminados, formando os derivados da nor-β-lapachona (43)

substituídos na posição C-3, conforme mecanismo proposto no Esquema 32.

O

O

OH

nor-lapachol (44)

Br-Br

O

O

OH

Br

Br

O

O

O

BrBr

H

OO

O

Br

Nu - H

OO

OBr

O

OO

Nu H

Br O

OO

Nu+ HBr

3-bromo-nor-β-lapachona (62)

- HBr

δδ

Esquema 32: Mecanismo geral para obtenção dos análogos da nor-β-lapachona (43)

Heteroátomos espaçadores: Oxigênio e Nitrogênio.

Inicialmente, foram utilizadas quatro substâncias que poderiam agir como

nucleófilos nessa reação e que estava disponível em nosso laboratório, para se verificar

de que forma as reações se processavam, que tipo de subprodutos formava, qual tempo

reacional era mais adequado e se, de fato, ocorria o acoplamento com os substratos. A

escolha desses nucleófilos iniciais se deu pelo fato de possuírem um heteroátomo

espaçador, nitrogênio ou oxigênio, estando de acordo com o objetivo proposto nessa

dissertação.

213Silva, R. S. F.; Costa, E. M.; Trindade, U. L. T.; Teixeira, D. V.; Pinto, M. C. F. R.; Santos, G. L.; Malta, V. R. S.; Simone, C. A.; Pinto, A. V.; Castro, S. L.; Eur. J. Med. Chem. 2006, 41, 526.

58

NN

NHO

1H-benzo[d][1,2,3]triazol-1-ol

(114)

NNNHO

(4-fenil-1H-1,2,3-triazol-1-il)metanol

(115)

5-(trifluorometil)-1H-1,2,4-triazol-3-amina

(116)

NHN

N CF3H2N N

H

H2N

2-(1H-indol-3-il)ethanamina

(117)

Figura 34: Primeiros nucleófilos utilizados no acoplamento com a nor-β-lapachona (43)

O nor-lapachol (44) foi solubilizado em clorofórmio anidro, seguido da adição

de bromo e após precipitação do intermediário o excesso de bromo foi retirado sob

pressão reduzida, com posterior adição de 2 equivalentes do nucleófilo, solubilizado em

clorofórmio anidro. Nestes primeiros ensaios, obteve-se os produtos desejados em

rendimentos baixíssimos (cerca de 10% ou inferior) (Esquema 33). O acompanhamento

das reações por TLC mostrou a formação de vários produtos colaterais, o que dificultou

seu isolamento e purificação por métodos cromatográficos.

O

O

OH

OO

O

BrBromo

CHCl3 seco10 min.

OO

O

ONN N

OO

O

O N

NN

OO

O

HN

NH

OO

O

HN

N

NHN

CF3

(118) 10%

(120) 7%

(119) 10%

(121) 6%

NH

NH2

H2NN

NHNCF3

HO NN N

CHCl3, 3 hs

CHCl3 CHCl3

CHCl3

HO N

NN(44) (62)

Esquema 33: Obtenção dos compostos iniciais com baixos rendimentos

59

A estequiometria inicial de 2 equivalentes de cada nucleófilo foi definida em

função da metodologia descrita na literatura209. No entanto, as reações se mostraram

pouco eficientes. Desta forma, especulou-se que as causas dos baixos rendimentos

seriam que a quantidade do agente nucleofílico adicionado poderia estar em desacordo

com a reação e o grande excesso de bromo utilizado poderia estar afetando a reação,

quanto à formação de subprodutos e, portanto, dificultando o acoplamento do nucleófilo

com o substrato.

Assim, realizou-se a reação variando-se a estequiometria do nucleófilo a fim de

se minimizar a formação de produtos colaterais. Os resultados estão ilustrados na tabela

2.

Tabela 02: Tabela comparativa dos valores dos rendimentos das reações utilizando diferentes

quantidades em equivalentes de cada nucleófilo

Nucleófilo Com 2 equivalentes Com 1,2 equivalentes

Com 5 equivalentes

OO

O

ONN N

(118)

10% 8% 10%

OO

O

O N

NN

(119)

10% 9% 7%

OO

O

HN

N

NHN

CF3

(120)

7% 6% 9%

OO

O

HN

NH(121)

6% 8% 8%

É possível observar na tabela que o aumento ou diminuição do valor inicial de

equivalentes do nucleófilo não modificou de forma significativa os rendimentos das

reações.

Com isso, promoveu-se, em outra investigação, a variação da quantidade de

bromo utilizada. A estequiometria usada e descrita na literatura foi de 38 equivalentes

60

de bromo (2 mL) e o grande excesso deste reagente com características altamente

oxidante e agressiva poderia estar prejudicando o andamento reacional. Assim,

promoveu-se a reação reduzindo-se a metade a quantidade de bromo anteriomente

utilizada, porém não se observou a formação do precipitado vermelho 62 e

consequentemente, mesmo com a adição do nucleófilo 114, não verificou-se a formação

de produto. O nor-lapachol (44) e o nucleófilo utilizado 114 foram recuperados em

coluna cromatográfica.

Entretanto, apesar dos baixos rendimentos foram obtidos quatro produtos

inéditos, conforme destacados na figura 35.

O

OO

HN

NH

O

OO

HN

N

NHN

CF3

3-(2-(1H-indol-3-il)etilamino)-2,2-dimetil-2,3-di-hidronafto-[1,2-b]-furan-4,5-diona

2,2-dimetil-3-(5-(trifluorometil)-1H-1,2,4-triazol-3-ilamino)-2,3-di-hidronafto-[1,2-b]-furan-4,5-diona

O

OO

ON N

N

3-(1H-benzo[d][1,2,3]triazol-1-il-oxi)-2,2-dimetil-2,3-di-hidronafto-[1,2-b]-furan-4,5-diona

O

OO

N NN

O

2,2-dimetil-3-((4-fenil-1H-1,2,3-triazol-1-il)metoxi)-2,3-di-hidronafto-[1,2-b]-furan-4,5-diona

(118)(119)

(120) (121)

Figura 35: Primeiros compostos inéditos obtidos

A confirmação estrutural dos compostos deu-se pela elucidação de seus

espectros de Ressonância Magnética Nuclear (RMN) de 1H e 13C (técnica APT).

Primeiramente, analisando-se o RMN de 1H da substância 118 confirmou-se a

existência dos hidrogênios metílicos em δ = 1,32 ppm (3H, s, (C-2)-CH3) e δ = 1,89

ppm (3H, s, (C-2)-CH3). O hidrogênio metínico H-3 do anel di-hidrofurânico é

visualizado em δ = 6,49 ppm (1H, s, H-3), confirmando o sucesso da reação de

acoplamento.

61

Figura 36: Espectro de RMN 1H do composto 118 (CDCl3; 500,00 MHz)

Os hidrogênios da região aromática da estrutura 118 podem ser observados

conforme a expansão abaixo, onde se destacam os quatro hidrogênios quinoídicos que

são mais desblindados do que os hidrogênios do anel aromático fundido ao anel

triazólico na forma de duplo-dupleto em δ = 8,18 (1H, dd, J = 7,0 e 1,5 Hz, H-6) e um

multipleto em δ = 8,07 - 7,99 (1H, m, H-7, H-8 e H-9).

Figura 37: Estrutura química do composto 118

Figura 38: Expansão da região aromática do espectro de RMN 1H do composto 118 (CDCl3; 500,00

MHz)

O espectro de RMN de 13C (técnica APT) da substância em questão corrobora

com a estrutura elucidada. As carbonilas características do composto são observadas em

δ = 179,9 ppm (C-5) e em δ = 174,4 ppm (C-4). O carbono quaternário C-2 tem seu

sinal em δ = 95,1 ppm, caracterizando fechamento do anel di-hidrofurano. O ponto de

O

O

O

ON N

N

12

33a

45

6

7

8

99a

9b1'

2'3'

3a'

4'

5'6'

7'

7a'

5a

O

O

O

ON N

N

12

33a

45

6

7

8

99a

9b1'

2'3'

3a'

4'

5'6'

7'

7a'

5a

62

ligação entre a naftoquinona e o triazol se dá no carbono C-3, um carbono metínico,

podendo seu sinal ser visualizado em δ = 66,5 ppm. Os carbonos metílicos são

observados em δ = 28,3 ((C-2)-CH3) ppm e em δ = 21,5 ppm ((C-2)-CH3).

Figura 39: Espectro de RMN de 13C (técnica APT) do composto 118 (CDCl3; 125,0 MHz)

Os carbonos aromáticos e os outros carbonos quaternários podem ser

visualizados na figura em expansão abaixo. Nesta, observa-se sete carbonos metínicos

aromáticos, sendo o oitavo visualizado na figura 40 acima destacado separadamente. Os

quatro sinais voltados para a fase superior referem-se aos seguintes carbonos

quaternários característicos: os sinais em δ = 134,4 ppm e em δ = 130,4 ppm referem-se

respectivamente aos carbonos C-3a’ e C-7a’, os quais não puderam ser definidos mais

especificamente, mesmo com auxílio de correlação em 2D - 1H-13C (técnica APT) como

o HSQC. Em δ = 131,3 ppm temos o carbono C-5a e o sinal em δ = 126,6 ppm

caracteriza o carbono C-9a.

Os sinais destacados referem-se aos carbonos aromáticos do fragmento da

naftoquinona.

Figura 40: Expansão da região aromática do espectro de RMN 13C (técnica APT) do composto 118

(CDCl3; 125,0 MHz)

63

A proposição de que a carbonila C-4 é mais blindada do que a C-5 baseia-se em

seus aspectos de ressonância e aromaticidade onde os elétrons circulam sob a influência

de um campo magnético, produzindo seu próprio campo magnético, que age em

oposição ao campo aplicado, gerando o efeito de “blindagem”.

Com o esquema 34, percebemos que a carbonila C-4 é conjugada α,β-insaturada,

participando da ressonância gerada pelo o oxigênio do anel di-hidrofurânico,

aumentando a densidade eletrônica em torno desse carbono, tornando-o assim mais

eletronegativo. Já a carbonila do carbono C-5 não sofre significativamente com o efeito

de ressonância com o anel aromático quinonoídico, pois haveria quebra de

aromaticidade, processo energeticamente desfavorável.

1

2

33a4

56

7

8

99a

9b

5a

O

R

O

O

O

R

O

O

1

2

33a

456

7

8

99a

9b

5a

Esquema 34: Ressonância entre o oxigênio do anel di-hidrofurânico e a carbonila do carbono C-4

A estrutura do composto 119 tem seu espectro de RMN de 1H demonstrado na

figura a seguir. Os hidrogênios metílicos da molécula são observados em δ = 1,26 ppm

(3H, s) e em δ = 1,74 ppm (3H, s). O sinal singleto visualizado em δ = 2,17 (2H, s) ppm

refere-se aos hidrogênios metilênicos CH2 e os outros sinais singletos vistos em δ =

5,84 ppm (1H, s) e em δ = 5,96 ppm (1H, s) caracterizam, respectivamente, os

hidrogênios H-3 e H-5’.


O

O N

NN

O

O

12

33a

45

5a6

7

89

9a9b

1'

2' 3'

4'5'

1"

2" 3"

4"

5"6"

64

Os hidrogênios aromáticos estão destacados na figura 42 onde é possível

visualizar os hidrogênios mais desblindados, um duplo-tripleto em δ = 8,19 ppm (1H,

dt, J = 7,48 e 1,64 Hz, H-6) e um multipleto em δ = 7,85 – 7,97 ppm (3H, m, H-7, H-8 e

H-9), caracterizam os quatro hidrogênios quinonoídicos.

Para o outro anel aromático, ligado ao núcleo 1,2,4-triazólico, destacamos o

multipleto em δ = 7,74– 7,79 ppm (2H, m) referente aos hidrogênios H-2’ e H-6’, o

duplo-tripleto em δ = 7,57 ppm (1H, dt, J = 7,33 e 1,72 Hz) para o H-4’ e o outro duplo-

tripleto em δ = 7,41 ppm (2H, dt, J = 7,33 e 1,51 Hz) referente aos hidrogênios H-3’ e

H-5’.

Figura 42: Expansão da região aromática do espectro de RMN 1H do composto 119 (CDCl3; 500,00

MHz)

Na figura 43 está discriminado o espectro de RMN de 13C (técnina APT) da

substância 119 e é possível observar os carbonos metílicos em δ = 21,1 ppm e em δ =

27,6 ppm, o carbono metilênico em δ = 87,5 ppm, o carbono quaternário C-2 em δ =

95,9 ppm, caracterizando formação do anel di-hidrofurânico, e o carbono C-3 da ligação

entre a naftoquinona e o núcleo 1,2,3-triazólico, em δ = 66,8 ppm.

Além disso, observa-se as carbonilas em δ = 174,4 ppm (C-4) e em δ = 179,9

ppm (C-5) e ocarbono C-9b em δ = 171,1 ppm.

65

O

O N

NN

O

O

12

33a

45

5a6

7

89

9a9b

1'

2' 3'

4'5'

1"

2" 3"

4"

5"6"


A expansão da região dos carbonos aromáticos e dos outros quaternários pode

ser vista na figura abaixo. Os sinais destacados referem-se aos C-H aromáticos da

naftoquinona.

Observam-se assim sete carbonos metínicos onde em δ = 128,1 ppm foi

encontrado para os carbonos C-2” e C-6” e o sinal em δ = 128,6 ppm, para os carbonos

C-3” e C-5”, de acordo com a correlação em 2D – 1H – 13C HSQC.

Figura 44: Expansão da região aromática do espectro de RMN de 13C (técnica APT) do composto 119

(CDCl3; 125,0 MHz)

66

No espectro de RMN de 1H do composto 120 observa-se a existência dos

hidrogênios metílicos em δ = 1,47 ppm (3H, s) e em δ = 1,62 ppm (3H, s). Os sinais

multipletos em δ = 3,72 – 3,62 ppm (1H, m) e em δ = 3,90 – 3,80 ppm (1H, m) referem-

se aos hidrogênios N-H e H-2’. O sinal singleto em δ = 4,55 ppm (1H, s) caracteriza o

hidrogênio H-3, elo de ligação entre a naftoquinona e o composto 1,2,4-triazólico.

Os quatro hidrogênios aromáticos da parte quinoídica da molécula são vistos

como um multipleto em δ = 7,68 – 7,57 ppm (3H, m, H-7, H-8 e H-9) e um sinal duplo-

dupleto em δ = 8,09 ppm (1H, dd, J = 7,3 e 1,4 Hz).


O espectro de RMN de 13C (técnica APT) do composto 120 nos permite

visualizar seus dez carbonos quaternários e seus quatro carbonos aromáticos, um

carbono metínico referente ao carbono C-3 e os dois carbonos metílicos. As carbonilas

são observadas em δ = 180,4 ppm (C-5) e em δ = 174,6 ppm (C-4). O carbono

quaternário C-2 tem seu sinal em δ = 95,7 ppm, caracterizando fechamento do anel di-

hidrofurano. O ponto de ligação entre a naftoquinona e o triazol se dá no carbono C-3,

um carbono metínico, podendo seu sinal ser visualizado em δ = 71,8 ppm. Os carbonos

metílicos são observados em δ = 27,6 ppm e em δ = 21,0 ppm.

O

HN

O

O

N

NHN

CF312

33a

45

5a67

8

99a

9b

1'2'

3'4'

5'

67


Podem-se visualizar ainda os dois sinais quartetos característicos da estrutura e

destacados na figura abaixo. Os sinais são vistos em δ = 132,1 (C-3’) e δ = 128,6 (CF3).

Figura 47: Expansão dos sinais quartetos do espectro de RMN de 13C (técnica APT) do composto 120

(CDCl3; 125,0 MHz)

Tendo a molécula em questão um grupo CF3, cabe ressaltar seu espectro na

região do infravermelho, destacando a banda dupla de absorção para este grupo em

1275 e 1224 cm-1.

C-3’ CF3

68

Figura 48: Espectro de absorção na região do infravermelho para o composto 120 (pastilha de KBr)

Na figura 49 está ilustrado o espectro de RMN de 1H da substância 121 onde é

possível observar os dois sinais dupletos, um em δ = 2,23 ppm (2H, d, J = 5,3 Hz, -NH-

CH2-CH2) e em δ = 2,37 ppm (2H, d, J = 5,3 Hz, -NH-CH2) referentes aos hidrogênios

metilênicos e os sinais singletos em δ = 5,01 ppm (1H, s) e δ = 5,81 ppm (1H, s)

referentes aos hidrogênios H-3 e H-7’ respectivamente. Os hidrogênios aminados,

destacados em vermelho na figura abaixo, não foram visualizados no espectro.


Em seu espectro de RMN de 13C (técnica APT) observa-se os carbonos

metílicos, em δ = 20,4 ppm e em δ = 26,6 ppm e os carbonos metilênicos, em δ = 29,6

O

HN

NH

O

O

12

33a

455a

67

8

99a

9b

1'

2'1a'

3'

4'5'

5a'6'

7'

H-3 H-7’

69

ppm (NH – CH2 – CH2) e δ = 53,3 ppm (NH – CH2). Em δ = 75,0 ppm temos o

carbono C-3, caracterizando o acoplamento pretendido e em δ = 96,6 ppm, o carbono C-

2, demonstrando fechamento e formação do anel di-hidrofurânico. O carbono metínico

do anel indólico aparece em δ = 122,6 ppm. Além disso, observa-se as duas carbonilas,

em δ = 176,0 ppm (C-4) e δ = 181,1 ppm (C-5).


A conclusão final deste estudo inicial foi de que o excesso de bromo utilizado

mostrou ser um obstáculo para as reações de acoplamento em C-3 com a nor-β-

lapachona (43), apesar de torna-se essencial o seu uso em excesso para a formação do

intermediário-chave (62), formado in situ, o qual permite ocorrer o acoplamento com os

nucleófilos. O bromo residual oxidou e degradou o nucleófilo e o produto formado.

Outro ponto discutido foi a relação das estruturas dos compostos inéditos

obtidos, seus rendimentos e o que se esperava ocorrer tendo como base a teoria. Tendo

os compostos em questão um heteroátomo de nitrogênio ou oxigênio espaçador, os que

possuem o heteroátomo de nitrogênio, como o caso das substâncias 120 e 121, deveriam

reagir melhor do que os contendo oxigênio, 118 e 119. Este fato se baseia na maior

eletronegatividade do oxigênio.

Ainda estudando-se estruturalmente os compostos 118, 119, 120 e 121,

esperava-se que a substância 121 reagisse de forma melhor dentre os quatro, uma vez

que, além de possuir o nitrogênio como heteroátomo espaçador (já explicado acima),

possui também dois grupos –CH2, dando a essa estrutura um espaçamento maior entre

os anéis quinonoídico e indólico, durante o acoplamento. A utilização de heteroátomos

espaçadores diminui o efeito estérico entre os anéis, propondo-se a gerar compostos

com melhores rendimentos.

70

Por outro lado, o composto 118 possui um elemento eletronegativo, o oxigênio,

vicinal a outro elemento eletronegativo, o nitrogênio, o que acaba por aumentar a

nucleofilicidade da molécula.

Heteroátomo espaçador: Enxofre.

Buscando-se mais informações para a reação e sua dificuldade em gerar os

produtos de acoplamento desejados nos testes iniciais, detalhados acima, um novo

elemento espaçador foi testado, o enxofre.

Foram utilizados então, dois reagentes para as reações com nor-lapachol (44): 4-

cloro-tiofenol (122) e 4-metoxi-tiofenol (123).

Cl

SH

OCH3

SH

(122)4-cloro tiofenol

(123)4-metoxi tiofenol

Figura 51: Tiofenóis utilizados nas reações de acoplamento

Ao contrário do exposto para os reagentes contendo oxigênio e nitrogênio como

átomo espaçador, no caso dos tióis a reação ocorreu de forma limpa, sem formação de

subprodutos e com rendimentos excelentes.

Uma explicação plausível pode estar no fato de que o tiol é uma base mais mole

do que a amina, segundo a teoria de Pearson214, o que torna seus pares de elétrons mais

estáveis. Assim, a ressonância desses pares de elétrons com o anel aromático é menor,

ficando mais disponível para reagir com o carbocátion. O nitrogênio é mais

eletronegativo do que o enxofre, o que faz com que sua atração pelos elétrons da ligação

seja maior, tornando-se assim, menos reativo do que o enxofre.

A primeira reação então foi feita com 4-cloro-tiofenol (122), representada a

seguir:

214Costa, P. R. R.; Ferreira, V. F.; Esteves, P. M.; Ácidos e Bases Em Química Orgânica, 1ª Ed., Bookman: Rio de Janeiro, 2005.

71

ClHS

O

O

OH

O

OO

BrBr2

CHCl3, 10 min.O

OO

S

Cl

CHCl3, 1h

(44) (62) (124) 82%

Esquema 35: Reação de acoplamento com 4-cloro-tiofenol e a TLC da reação (Da esquerda para direita:

padrão do nor-lapachol, meio reacional e padrão do 4-cloro-tiofenol).

Na figura seguinte está mostrado o espectro de RMN de 1H do composto 124

onde é possível se visualizar sinais singletos característicos de hidrogênios metílicos em

δ = 1,46 ppm (3H, s) e δ = 1,73 ppm (3H, s). O outro sinal singleto em δ = 4,42 ppm

(1H, s) refere-se ao hidrogênio metínico H-3.

Figura 52: Espectro de RMN de 1H do composto 124 (CDCl3; 500,00 MHz)

Na figura a seguir é ilustrada a expansão da região aromática da molécula

mostrando os hidrogênios relacionados à quinona, sendo um dupleto em δ = 8,03 ppm

(1H, d, J = 7,3 Hz, H-6) e um multipleto em δ = 7,52 – 7,60 ppm (3H, m, H-7, H-8 e H-

9). Os dois sinais duplo-dupletos, um em δ = 7,43 ppm (2H, dd, J = 8,3 e 1,9 Hz, H-3’ e

H-5’) e o outro em δ = 7,19 ppm (2H, dd, J = 8,3 e 1,9 Hz, H-2’ e H-6’), referem-se ao

anel aromático 1,4-substituído.

O

O

O

S

Cl12

33a

455a

67

89

9a9b

1'2'

3'

4'

5'6'

72

Figura 53: Expansão da região aromática do espectro de RMN de 1H do composto 124 (CDCl3; 500,00

MHz)

O espectro de RMN de 13C (técnica APT) do composto 124 é demonstrado

abaixo, onde é possível notar os sinais referentes as duas carbonilas, em δ = 180,4 ppm

(C-5) e δ = 174,4 ppm (C-4), o sinal em δ = 169,3 ppm (C-9b) e o sinal do carbono C-3a

em δ = 115,3 ppm.

Em δ = 95,5 ppm tem-se o sinal do carbono C-2, característico do fechamento e

formação do anel di-hidrofurânico; em δ = 58,7 ppm observa-se o carbono C-3, elo de

ligação entre a quinona e o núcleo tiofenólico e os carbonos metílicos são observados

em δ = 28,5 ppm ((C-2)-CH3) e δ = 24,2 ppm ((C-2)-CH3).

Figura 54: Espectro de 13C (técnica APT) do composto 124 (CDCl3; 125,0 MHz)

A região dos carbonos aromáticos é expandida na figura a seguir, onde é

possível visualizar os carbonos metínicos dos anéis aromáticos, voltados para a fase

inferior do espectro. Destacados encontram-se os carbonos referentes à parte

quinonoídica, a saber: δ = 129,4 ppm (C-6) e δ = 124,8, 132,3 e 134,4 ppm (C-7, C-8 e

O

O

O

S

Cl12

33a

455a

67

89

9a9b

1'2'

3'

4'

5'6'

73

C-9). Os outros dois sinais restantes são δ = 129,1 ppm (C-3’ e C-5’) e δ = 133,8 ppm

(C-2’ e C-6’).

Figura 55: Expansão da região aromática do espectro de 13C (técnica APT) do composto 124 (CDCl3;

125,0 MHz)

O outro reagente tiol 123 foi utilizado da mesma forma experimental anterior,

conforme esquema abaixo:

OCH3HS

O

O

OH

O

OO

BrBr2

CHCl3, 10 min.O

OO

S

OCH3

CHCl3, 1h

(44) (62) (125) 80%

Esquema 36: Reação de acoplamento com 4-metoxi-tiofenol

Figura 56: TLC da reação de 125, comparando-a ao nor-lapachol (44) e o reagente 123

Na figura 57 é possível observar o espectro de RMN de 1H do composto 125

onde a metila do grupo metoxi aparece como um singleto em δ = 3,74 (3H, s, O-CH3)

assim como às metilas ligadas ao anel di-hidrofurânico, em δ = 1,84 (3H, s, (C-2)-CH3)

74

e δ = 1,49 (3H, s, (C-2)-CH3). Além disso, é possível notar o sinal singleto referente ao

hidrogênio metínico H-3 em δ = 4,38 (1H, s).


A região dos hidrogênios aromáticos está expandida na figura 58 onde se

encontram os hidrogênios referentes à parte da naftoquinona, em δ = 8,06 (1H, d, J =

6,8 Hz, H-6) e δ = 7,63 - 7,56 (3H, m, H-7, H-8 e H-9). Para o anel aromático p-

substituído observa-se os dois duplo-dupletos, um em δ = 7,50 (2H, dd, J = 8,8 e 1,9 Hz,

H-3’ e H-5’) e em δ = 6,78 (2H, dd, J = 8,8 e 1,9 Hz, H-2’ e H-6’).


MHz)

O espectro de RMN de 13C (técnica APT) para o composto 125 permite

identificar os carbonos metílicos estão em δ = 24,3 ppm ((C-2)-CH3), δ = 28,5 ppm ((C-

2)-CH3) e δ = 55,1 ppm (O-CH3) e os carbonosem δ = 59,4 ppm (C-3) e δ = 95,1 ppm

(C-2).

O

O

O

S

OCH31

2

33a

455a

67

89

9a9b

1'2'

3'

4'

5'6'

O

O

O

S

OCH31

2

33a

455a

67

89

9a9b

1'2'

3'

4'

5'6'

75

Já os sinais dos carbonos das carbonilas podem ser visualizadas em δ = 174,5

ppm (C-4) e δ = 180,6 ppm (C-5), caracaterizando a parte naftoquinônica. Os sinais em

δ = 159,6 ppm (C-4’) e δ = 124,7 ppm (C-1’) definem os carbonos quaternários do anel

aromático p-substituído.

Figura 59: Espectro de RMN de 13C (técnica APT) para o composto 125 (CDCl3; 125,0 MHz)

A expansão do espectro, mostrada a seguir, destaca os sinias da região aromática

da molécula, voltados para a fase inferior do espectro, onde é possível destacar os

carbonos da parte quinoídica e os outros dois sinais restantes, da parte aromática p-

substituída.

O anel aromático ligado ao enxofre tem os sinais dos seus quatro carbonos

metínicos em δ = 114,4 ppm (C-3’ e C-5’) e em δ = 135,7 ppm (C-2’ e C-6’).

Figura 60: Expansão da região aromática do espectro de RMN de 13C (técnica APT) para o composto

125 (CDCl3; 125,0 MHz)

Ao final dessas reações dois produtos inéditos foram formados, com

rendimentos excelentes e em reações com tempo reacional reduzido.

76

A utilização de tióis como reagentes nessas reações de acoplamento ajudaram a

entenderque dependendo da natureza dos nucleófilos as condições reacionais de

bromação seguido de acoplamento nucleofílico podem levar a altos rendimentos.

Assim, a mudança de outros parâmetros do meio reacional foi necessária para melhorar

a atuação de outros nucleófilos, principalmente com aqueles contendo o átomo de

nitrogênio espaçador.

Metodologia utilizando uma base forte, a trietilamina.

Considerando que a formação desses subprodutos visualizados poderia estar na

geração do gás HBr no meio reacional, o qual degradaria tanto o material de partida

como o nucleófilo, foi proposta a adição de uma base não nucleofílica para

neutralização do HBr formado. Desta forma, considerou-se, inicialmente, a trietilamina,

que reúne estes requisitos e, levando-se em conta o binômio toxicidade e custo, não é

muito cara (Esquema 37).

A partir das reações explicitadas até o momento conduzem à produção de

brometo de hidrogênio (HBr), o qual, ao combinar-se com a trietilamina forma o

hidrobrometo de trietilamina, um sal de amônio quaternário. Esta metodologia remove o

gás residual da mistura reacional, o qual é requerido por estas reações para proceder-se

a complementação.

77

O

O

OH

nor-lapachol (44)

Br-Br

O

O

OH

Br

Br

O

O

O

BrBr

H

OO

O

Br

Nu - H

OO

OBr

O

OO

Nu H

Br O

OO

Nu+ HBr

3-bromo-nor-β-lapachona (62)

- HBr

δδ

Nu - H + BASE

H

Br NuH

HBr

Trietilamina

Esquema 37: Mecanismo proposto com adição de trietilamina

A adição desta base desloca o equilíbrio da reação para a direita, capturando o

HBr residual e diminuindo assim a formação de um complexo entre o bromo e o

nucleófilo, o que leva a diminuição de rendimento e formação de subprodutos.

Na realização desta nova metodologia utilizou-se como protótipo a reação entre

1-hidroxibenzotriazol (114) e nor-lapachol (44), mantendo-se as mesmas condições

reacionais anteriores, até a retirada do gás residual. A trietilamina foi, então, adicionada

ao balão reacional através de uma seringa e logo se observou a formação de uma névoa

branca, além de uma menor turvação da reação. A seguir, adicionou-se o reagente

triazólico, solubilizado em clorofórmio seco. Após o isolamento, o produto foi obtido

com 21% de rendimento.

78

OHO

O O

ONN N

OON

NNOH

1) Br2 / CHCl3

2) Et3N, 3 hs

(118) 21%(44) (114)

Esquema 38: Reação-teste entre nor-lapachol (44) com 1-Hidroxibenzotriazol (114)

Decidiu-se então prosseguir com essa nova metodologia aplicando-a para os outros

compostos citados anteriormente. Os rendimentos continuaram não apresentando

nenhuma melhora significativa, permanecendo praticamente com os mesmos valores

anteriores de rendimento para tais compostos.

O

O

OH

OO

O

BrBromo

CHCl3 seco10 min

OO

O

O N

NN

HN

NH

HN

N

NHN

CF3

(118) 21%

(120) 14%

(119) 15%

(121) 15%

CHCl3 / Et3N3 hs

(44) (62)

Nu-H

ONN N

R

R =

R =

R =

R =

Esquema 39: Exemplos de reações com a adição de trietilamina

Apesar da nova metodologia não ter demonstrado grandes modificações com o

uso da base, decidiu-se insistir e investigar mais a fundo este novo caminho,

modificando-se os reagentes nucleofílicos, buscando-se entender melhor o

processamento da reação para futuras modificações.

De posse desses novos resultados, seguimos esta metodologia modificando o

nucleófilo para a anilina.

79

OO

OO

OOHH

OOOO

OO

BBrr

BBrroommoo

CCHHCCll33 sseeccoo

OOOO

OO

HHNN

HH22NN

11)) CCHHCCll33 // EEtt33NN

22))

((4444)) ((6622)) ((4499aa)) Esquema 40: Reação de acoplamento da anilina com a nor-β-lapachona (43)

Nesse caso, ao realizar a reação, formaram-se três produtos principais, conforme

mostrado na figura abaixo, onde se podem observar duas TLC’s comparando a reação

isolada com os reagentes nor-lapachol (44) e anilina, respectivamente. Cada TLC foi

eluída em hexano/acetato de etila na proporção 7/3.

Figura 61: Cromatografia em camada fina da reação de acoplamento entre a nor-β-lapachona (43) e

anilina, utilizando metodologia de adição de trietilamina

Desta forma, procedeu-se com o isolamento e purificação dos produtos formados

em coluna cromatográfica onde o derivado não foi possível de se realizar sua

caracterização, uma vez que seu espectro de RMN de 1H possuía vários sinais, o que

dificultou sua análise. No entanto, a elucidação estrutural do produto de polaridade

intermediária foi realizada a partir do espectro de RMN de 1H conforme mostrado na

figura 62.

O espectro do produto obtido é apresentado a seguir:

Padrão do nor-lapachol

Reação Reação

Padrão da Anilina

80

Figura 62: Espectro de RMN de 1H da substância desconhecida (CDCl3; 500,00 MHz)

A análise de seu RMN de 1H constatou-se que na região dos hidrogênios

aromáticos existia uma integração total para seis hidrogênios apenas, onde deveriam

existir nove.

Figura 63: Espectro de RMN de 1H do produto obtido da reação de acoplamento entre a nor-β-lapachona

(43) e a anilina (CDCl3; 500,00 MHz)

A disposição de integração de hidrogênios 1 para 3, visualizada no espectro

abaixo, é um padrão para o isômero β e que confirma a existência do grupo quinoídico.

Assim, os outros dois hidrogênios aromáticos restantes derivam do anel aromático da

anilina levando a uma proposta de formação do derivado tribromado inédito, 3-(2,4,6-

tribromofenilamino)-nor-β-lapachona (126).

O grupo amino é um grupo doador de elétrons, causando, consequentemente,

aumento de densidade eletrônica no anel aromático da anilina. Através das suas

estruturas de ressonância percebe-se que o grupo NH2 da anilina é um dirigente orto e

para, para reação de ataque eletrofílico no anel pelo bromo.

81

OO

O

HN

Br

Br

Br

3-(2,4,6-tribromofenilamino)-nor-β-lapachona

(126) 18%

Figura 64: Estrutura do derivado tribromofenilamino análogo a nor-β-lapachona (43)

Como se pôde observar, a continuação do uso desta nova metodologia,

empregando-a para outros anéis, como os benzenos substituídos, não parece ser de

grande valia, uma vez que muitos subprodutos bromados formavam-se quando

arilnucleófilos reagiam com a nor-β-lapachona (43). Assim, concluiu-se que o que

vinha dificultando a formação dos produtos desejados não se concentrava apenas no

HBr molecular formado durante a reação, mas sim nas moléculas de bromo residuais

que permaneciam no meio reacional. A utilização do bromo até o momento, não se

mostrou eficiente e por muitas vezes promoveu reações de oxidação levando a produtos

de degradação.

Metodologia utilizando iodo.

Diante dos problemas que vinham ocorrendo com a utilização do bromo,

decidiu-se trocar o eletrófilo pelo iodo. De acordo com a literatura215, decidiu-se fazer

esta reação utilizando como solvente o dioxano, o qual estava de acordo com o padrão

de polaridade do solvente utilizado em reações de co-iodação de alcenos216. Assim, foi

realizada uma reação com nor-lapachol (44), solubilizado em dioxano, carbonato de

potássio, seguido de iodeto de potássio e iodo. O nucleófilo escolhido foi a anilina, uma

vez que sua tentativa de acoplamento com a nor-β-lapachona (43) em bromo não obteve

sucesso. Com isso, uma solução da anilina em dioxano foi adicionada ao meio

215(a) Snyder, H. R.; Brooks, L. A.; Org. Synth. 1943, 2, 171;. (b) Srikrishna, A.; Hemamalini, P.; J. Org. Chem. 1990, 55, 4883; (c) Dulcère, J.-P., Rodriguez, J.; Synthesis 1993, 399; (d) Barton, D. H. R.; Hesse, R. H.; Jackman, G. P.; Ogunkoya, L.; Pechet, M. M.; J. Chem. Soc. 1974, 739; (e) Hassner, A.; Boerwinkle, F.; J. Am. Chem. Soc. 1968, 90, 216; (f) De La Mare, P. B. D.; Galandauer, S.; J. Chem. Soc. 1958, 36; (g) De La Mare, P. B. D.; Salama, A.; J. Chem. Soc. 1956, 3337. 216(a) Movsumza, M. M.; Muradova, S. S.; Gurbanov, P. A.; Shabanov, A. L.; Zh. Org. Khim. 1972, 8, 2031; (b) Rodriguez, J.; Dulcère, J.-P.; Synthesis 1993, 1177;

82

reacional. Todo o processo foi acompanhado por TLC, mas esta metodologia mais uma

vez não se mostrou favorável já que não foi possível observar a formação de nenhum

produto.

A provável explicação para a não ocorrência desta reação pode estar no fato de

que a formação do íon iodônio não é tão eficiente quanto à formação do íon bromônio,

pelo fato do bromo ser mais eletrofílico do que o iodo, desfavorecendo assim a inserção

do nucleófilo por parte do íon iodônio. Embora o iodo não seja um reagente útil para

adição em alcenos, o íon iodônio intermediário pode ser formado a partir de reações de

halogeneos mistos, tais como o ICl, com alcenos217. O íon iodônio é o mais estável de

todos os íons halônios devido ao maior raio atômico do iodo.

Adicionalmente, tentou-se acelerar a reação de iodação por irradiação em micro-

ondas com o intuito de fornecer mais energia ao processo, visando obter uma melhor

metodologia para metodologia para o acoplamento da nor-β-lapachona (43) como os

núcleos pirazólicos, objetivo final deste trabalho. Os nucleófilos e os solventes

utilizados foram modificados ao longo das tentativas.

Desta forma, a primeira reação em micro-ondas foi feita utilizando-se o nor-

lapachol (44), solubilizado em etanol, com adição de um cristal de iodo. O iodo é um

sólido molecular pouco solúvel em água, mesmo quando aquecido, mas que se dissolve

bem em etanol.

O

OO

O

O

O

OH I2

CH2CH3OH

(44) (127) Esquema 41: Reação em micro-ondas com nor-lapachol (44), iodo e etanol

Inicialmente, a mistura reacional foi submetida à irradiação de micro-ondas a 60

ºC por 2 minutos e em seguida a temperatura elevou-se a temperatura do meio para 120

ºC, permanecendo por mais 3 minutos. Ao final, foi feita uma TLC onde se percebeu

que praticamente todo o nor-lapachol (44) inicial ainda permanecia como produto

majoritário. Em seguida, foram realizadas adições sucessivas de cristais de iodo e

elevação da temperatura para até 150 ºC, por 5 min. No entanto, não foi obervado 217(a) House, H. O.; Carlson, R. G.; Babad, H.; J. Org. Chem. 1963, 28, 3359; (b) Barluenga, J.; González, J. M.; Campos, P. J.; Asensio, G.; Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 1985, 24, 319.

83

consumo do material de partida e nem o surgimento de quantidades apreciáveis de

alguma nova substância.

Figura 65: Placas cromatográficas da reação

Outra tentativa foi realizada com outro nucleófilo, a 3,4-dicloroanilina (128),

mais nucleofílica do que o etanol.

O nor-lapachol (44) foi solubilizado em dimetilformamida (DMF) e a reação foi

acrescida de iodo, iodeto de potássio e carbonato de potássio.

O

O

OH

O

HN

OO

Cl

Cl

NH2

ClCl

I2 / DMF

(44) (128) (129) Esquema 42: Reação de acoplamento em micro-ondas para síntese do composto 129

Inicialmente, a reação foi levada a micro-ondas por 5 minutos a 100 ºC. Da

mesma forma como descrito na reação anterior, o nor-lapachol (44) não foi

completamente consumido, bem como o nucleófilo, que também pôde ser visualizado

na placa cromatográfica, mostrando assim que os materiais de partida não reagiram.

Assim, outro pulso de energia foi dado ao sistema, porém por um período maior de

tempo e em uma temperatura também um pouco mais elevada: 15 minutos a 130 ºC.

Grande quantidade

de nor-lapachol

não reagido.

60 ºC por 2 min

120 ºC por 3 min

150 ºC por 5 min

Padrão nor-lapachol

Reação

84

Figura 66: Placas cromatográficas das reações em micro-ondas

Mais uma vez não se obteve sucesso da reação, onde de novo não havendo o

acoplamento entre a nor-β-lapachona (43) e a 3,4-dicloroanilina (128). De forma

semelhante ao destacado na primeira reação-teste com iodo em micro-ondas, percebeu-

se uma mancha de coloração mais clara, logo abaixo do nor-lapachol (44).

As reações envolvendo iodo não se mostraram potencialmente eficazes, uma vez

que praticamente todo o nor-lapachol (44) inicial não foi consumido, fato este que pôde

ser visualizado pelo acompanhamento das placas cromatográficas mostradas

anteriormente. Os nucléofilos, de naturezas distintas, seja ele de cadeia alifática e

pequena como ou etanol ou aromático e mais nucleofílico como o caso da 3,4-

dicloroanilina (128), não demonstraram diferenças quanto ao acoplamento com o

substrato, em meio reacional de iodo. As reações não se processaram e assim não se

pôde obter o produto final desejado.

Desta forma, o estudo de uma nova metodologia utilizando o iodo foi finalizado,

não levando a bons resultados. Assim sendo, decidiu-se retomar as reações utilizando

como reagente o bromo, modificando-se agora alguns outros parâmetros, de forma a se

obter não só melhores rendimentos finais, mas também o mecanismo que envolve essas

reações e suas limitações.

Metodologia utilizando bromo seco com Na2SO4 anidro.

Outra alternativa foi a reação envolvendo o nor-lapachol (44) e bromo

previamente seco com sulfato de sódio anidro (Na2SO4), de forma a eliminar qualquer

resíduo de água que pudesse haver no reagente. Modificando-se mais uma vez o

núcleo heterocíclico do nucleófilo, resolvemos continuar os testes desta nova

metodologia utilizando-se agora os compostos pirazólicos, que são as bases de estudos

desta dissertação.

Padrão 3,4-dicloro

anilina



nor-lapachol 3,4-dicloroanilina

Mancha de coloração mais clara

Reação

85

NN

CH3

H2N

(130) 5-amino-3-metil1-fenil pirazol

NN

H2NN

NH2NN

NH2N

CH3

NN

H2N

OCH3

Br(132)

5-amino 1,3-difenil pirazol

(134) 5-amino-3-toluil1-fenil pirazol

(131)5-amino-3-fenil

1-(4-bromo-fenil) pirazol

(133) 5-amino-3-(4-metoxi-fenil)

1-fenil pirazol

Figura 67: Compostos pirazólicos

A secagem do bromo foi feita adicionando-se a um balão contendo 100 mL de

bromo, três gramas de sulfato de sódio anidro sob atmosfera inerte. A utilização de um

borbulador de gases foi necessária para realizar a troca de atmosfera do balão. Para

impedir que o bromo evapore para o ambiente, outro balão contendo solução saturada

de bicarbonato de sódio foi acoplado ao borbulhador de gases.

O nucleófilo escolhido aleatoriamente para a reação foi o 5-amino-3-metil-1-

fenil pirazol (130).

A mistura reacional ficou em agitação por aproximadamente três horas e, após

os produtos serem cromatografados em coluna de silicagel tipo flash eluída com eluente

hexano / acetato de etila, fez-se a TLC abaixo (Figura 68), para facilitar a visualização,

uma vez que possuem Rf próximos.

Figura 68: Placa cromatográfica com os dois produtos principais da reação 135 e 136

A elucidação das estruturas se deu inicialmente por meio das análises dos

espectros de RMN de 1H e 13C (técnica APT) e posteriormente, pela espectrometria de

massas de alta resolução (HRMS).

No caso do primeiro composto, o produto 135 trata-se de uma substância

bromada, com formação de ligação dupla no acoplamento do anel furânico com o

pirazol. Em seu espectro de RMN de 1H não foram visualizados três sinais

Produto 01 (135) Produto 02

(136)

86

fundamentais que caracterizariam o produto final de acoplamento da nor-β-lapachona

(43) com o 5-amino-3-metil-1-fenil pirazol (130): o sinal referente ao hidrogênio do

carbono C-3 que deveria aparecer aproximadamente em δ = 4,60 ppm; o sinal do

hidrogênio ligado ao nitrogênio, que deveria aparecer em aproximadamente em δ = 3,90

ppm e o sinal do hidrogênio metínico do anel pirazólico, que deveria aparecer

aproximadamente em δ = 5,30 ppm.

A hipótese para a não existência desses três sinais foi a de que houve tenha

ocorrido a bromação do anel pirazólico, o leva a não visualização do sinal do hidrogênio

metínico. O outro ponto percebido foi a ausência dos sinais do hidrogênio em C-3 do

anel furânico e do hidrogênio ligado ao nitrogênio espaçador do pirazol. Propôs-se

então a existência de uma ligação dupla unindo essas duas moléculas.

A integração dos sinais dos hidrogênios aromáticos deveria corresponder a um

total de nove hidrogênios, fato este que não se confirma quando se visualizam apena

oito desses hidrogênios na realidade. Assim, também foi proposto que tivesse ocorrido

bromação no anel aromático do pirazol, uma vez que os sinais dos hidrogênios

aromáticos da porção quinoídica podem ser observados no espectro. O padrão de

substituição na posição para da fenila é caracterizado pelos dois duplo-dupletos

observados comom sinais para os hidrogênios aromáticos.

Além disso, é possível perceber no espectro da figura 69 os sinais singletos

referentes às três metilas do composto final, em δ = 1,23 ppm (3H, s, (C-2)-CH3), δ =

1,64 ppm (3H, s, (C-2)-CH3) e δ = 2,38 ppm (3H, s, (C-3’)-CH3).

Figura 69:Espectro de RMN de 1H do composto 135 (CDCl3; 500,00 MHz)

O

O

O

N

NN

BrCH3

Br

21

33a

455a

67

8

99a

9b1'

2'

3'4'

5'

1"2"

3"4"

5"

6"

87

Figura 70: Espectro de RMN de 1H do composto bromado 135 (CDCl3; 500,00 MHz)

O espectro de RMN de 13C (técnica APT) ratifica a estrutura proposta para o

produto 135 pois são visualizados os carbonos referentes às metilas em δ = 13,0 ppm

((C-3’)-CH3), δ = 22,2 ppm ((C-2)-CH3) e δ = 29,2 ppm ((C-2)-CH3) e os referentes às

carbonilas em δ = 174,7 ppm (C-4) e δ = 180,4 ppm (C-5). Tem-se ainda o carbono

imínico C-3 do anel furânico ligado ao nitrogênio do pirazol por uma ligação dupla (δ =

165,9 ppm), o carbono do anel pirazólico onde houve bromação (δ = 80,3 ppm) e o

carbono bromado na posição para (δ = 127,6 ppm), no anel aromático do pirazol.


Também foi avaliado o espectro de RMN de 1H do segundo derivado bromado

136 e comparando-se os espectros em questão, já neste caso é possível observar o sinal

do hidrogênio do carbono C-3na forma de um dupleto em δ = 4,83 ppm (1H, d, J = 9,8

Hz, H-3) e o sinal do hidrogênio ligado ao nitrogênio como outro dupleto em δ = 3,58

88

ppm (1H, d, J = 9,8 Hz, N-H). Para cada sinal dupleto, foi encontrado o mesmo valor de

constante de acoplamento, com valor igual a J = 9.8 Hz, denotando assim acoplamento

entre esses hidrogênios.

De forma semelhante ao espectro anterior, não foi possível visualizar o sinal do

hidrogênio metínico do anel pirazólico, o qual deveria se mostrar em aproximadamente

δ = 5,30 ppm e assim, mais uma vez, chegou-se a conclusão de que esta posição foi

bromada pelo reagente.

Figura 72: Espectro de RMN de 1H para o composto 136 (CDCl3; 500,00 MHz)

A região dos hidrogênios aromáticos também coincidiu com o problema descrito

para o produto 136, onde foram visualizados apenas oito hidrogênios aromáticos, ao

invés dos nove que era esperado aparecer. Assim, concluiu-se que novamente houve

bromação do grupo fenil, uma vez que os hidrogênios aromáticos do núcleo quinoídico

podem ser observados.

A disposição dos hidrogênios referentes à porção aromática do núcleo pirazólico

indica novamente padrão de substituição do tipo 1,4 demonstrando que houve bromação

da posição para no anel aromático (Figura 73).

O

O

O

HN

NN

BrCH3

Br

21

33a

455a

67

8

99a

9b1'

2'

3'4'

5'

1"2"

3"4"

5"

6"

89

Figura 73: Expansão da região aromática do espectro de RMN de 1H para o composto 136 (CDCl3;

500,00 MHz)

A correlação em 2D - 1H-1H como o COSY permitiu a visualização deste

acoplamento, como mostrado na figura 74.

Figura 74: Correlação 2D - 1H-1H - COSY mostrando o acoplamento de hidrogênios (CDCl3; 500,00

MHz)

O espectro de RMN de 13C (técnica APT) do composto 136 é mostrado na

figura 75, onde a principal diferença para o espectro de RMN de 13C (técnica APT) do

composto 135 é o sinal C-3 em δ = 62,0 ppm, destacado abaixo. Os demais sinais

encontram-se em conformidade com os já supracitados. Os três sinais metílicos são

visualizados em δ = 12,8 ppm ((C-3’)-CH3), δ = 22,0 ppm ((C-2)-CH3) e δ = 26,7 ppm

((C-2)-CH3). O sinal do carbono C-4’está em δ = 80,4 ppm e o C-2 pode ser visto em δ

= 95,9 ppm. Os carbonos das carbonilas tem seus sinais em δ = 180,7 ppm (C-5) e δ =

175,1 ppm (C-4) e os carbonos C-3’ e C-5’ são vistos em δ = 142,5 ppm e δ = 47,7

ppm, respectivamente.

N-H

N-H

H-3

H-3

O

O

O

HN

NN

BrCH3

Br

21

33a

455a

67

8

99a

9b1'

2'

3'4'

5'

1"2"

3"4"

5"

6"

90


Em suma, essa reação levou à formação de dois produtos inéditos, dando inicio à

família de análogos pirazólicos da nor-β-lapachona (43):

O

OO

N

N N

Br CH3

Br

O

OO

HN

N N

Br CH3

Br

O

O

OH

OO

O

BrBromo

CHCl3 seco10 min

1) CHCl3 / Et3N

2)

H2N

NN

H3C

(44) (62)

(135) 27% (136) 25%(130)

3 hs

Esquema 43: Primeiros compostos pirazólicos 135 e 136 formados

As reações que foram estudadas e descritas anteriormente tiveram alguns de seus

parâmetros modificados para que pudéssemos chegar à conclusão de qual nos levaria a

produtos com rendimentos mais eficientes e a reações com melhores perfis sintéticos.

Assim, modificações foram feitas na quantidade de equivalentes dos reagentes

envolvidos, tanto do bromo quanto do nucleófilo; o reagente bromo foi trocado pelo

iodo, na tentativa de formar um íon halônio que permitisse a adição do nucleófilo ao

substrato de forma mais eficiente; algumas outras reações foram testadas em micro-

ondas, tentando-se dar ao sistema mais energia, entre outros fatores.

Nesta linha de raciocínio, outro parâmetro reacional foi modificado e analisado.

A água presente no bromo poderia estar alterando o bom funcionamento da reação,

produzindo subprodutos, diminuindo a oferta do substrato no meio reacional para

91

adição do nucleófilo, levando assim, aos baixos rendimentos encontrados. Desta forma,

resolveu-se secar o reagente com sulfato de sódio anidro e refazer a reação inicialmente

descrita, adicionando a trietilamina ao meio reacional.

A proposição era a de que o produto desejado fosse formado com um

rendimento maior do que se observou para as reações descritas até aqui, por

consequência do maior aporte de substrato no meio reacional e diminuição da formação

de subprodutos. Porém, não foi isso o observado, mas sim novamente a formação de

muitos subprodutos, o que dificultou e muito saber se o produto desejado foi formado,

pois a separação de todas as manchas em coluna cromatográfica tornou-se inviável.

Apenas duas dessas manchas se destacaram entre as outras e puderam assim ser

retiradas por métodos cromatográficos, porém eram produtos com o substituinte bromo

em suas estruturas.

Dessa forma, chegou-se a conclusão de que o método tentado não resolveu os

problemas encontrados na obtenção dos outros produtos, o que nos levou a mudar outro

parâmetro e analisar seus resultados: o solvente da reação.

Metodologia utilizando outros solventes.

Na literatura sobre reações de acoplamento da nor-β-lapachona (43) com

nucleófilos o solvente utilizado é o clorofórmio.

Diante do exposto até o momento, decidiu-se tentar novamente a reação do nor-

lapachol (44) com bromo e trietilamina, com posterior adição do nucleófilo, em outro

solvente, que neste caso foi o tetra-hidrofurano anidro.

Tetra-hidrofurano é um solvente aprótico com uma constante dieléctrica de 7,6 e

uma polaridade moderada, podendo dissolver uma vasta gama de compostos químicos

não polares e polares.

A reação então seguiu-se exatamente como descrito anteriormente, onde o nor-

lapachol (44), solubilizado em clorofórmio e acrescido de bromo, teve seu solvente

evaporado e imediatamente após, o THF foi adicionado ao balão da reação. Decidiu-se

primeiramente por não usar a trietilamina uma vez que o solvente da reação estava

sendo modificado e poderia haver algum tipo de interação que mascarasse o mecanismo

real desta; e em segundo, planejou-se por continuar utilizando como nucleófilo o

mesmo aminopirazol 130 da metodologia anterior, com bromo seco, de forma a estudar

se os produtos bromados continuavam sendo formados.

92

A reação então permaneceu sob agitação magnética por aproximadamente 3

horas e em seguida, foi evaporado o solvente e extraída com CHCl3 e lavada com

solução saturada de bicarbonato de sódio (30 X 30 mL) e água destilada (30 X 30 mL).

Após evaporação do solvente, foi feita uma coluna cromatográfica para o isolamento

dos cinco produtos principais (Esquema 44).

O

O

OH

NNH3C

NH2

Br2 / CHCl3 10 min.

OO

O

BrTHF, 3hs

(44) (62) (130)

Esquema 44: Produtos majoritários retirados em coluna cromatográfica

A partir da análise dos espectros de RMN de 1H dos produtos isolados observou-

se que o produto mais apolar (1º) correspondia ao nor-lapachol (44) não reagido. Seu

rendimento foi muito pequeno, inferior a 10% em massa, podendo até ser percebido

pela coloração da mancha, bem clara, denotando baixa concentração deste produto.

O espectro de RMN de 1H do segundo produto mais apolar levou a proposta da

seguinte estrutura:

O

O

O

OBr

1

2

3

45

67

8

9

3a

5a

9a1'

2'

3'

4'

(137) 14%

Figura 76: Estrutura elucidada para o composto 137

A figura a seguir destaca o espectro de RMN de 1H do composto 137:

93


Na região dos hidrogênios aromáticos no espectro de RMN de 1H, foi possível

perceber a existência apenas dos quatro hidrogênios aromáticos referentes à porção

quinoídica, demonstrando assim, não ter havido acoplamento com o pirazol.


MHz)

Adicionalmente, pôde-se visualizar o sinal singleto referente ao hidrogênio do

carbono C-3 do anel furânico em δ = 4,47 ppm (1H, s, H-3). Além disso, foram

observados oito hidrogênios metilênicos e seis hidrogênios metílicos, dispostos em dois

sinais singletes.

A proposição então foi a de que houve adição de uma molécula do solvente

tetrahidrofurano no substrato, atuando como nucleofilo.

94

Figura 79: Expansão do espectro de RMN de 1H mostrando a região dos hidrogênios metilênicos e

metílicos para o composto 137 (CDCl3; 500,00 MHz)

A visualização de apenas duas metilas levou ao entendimento de que havia um

substituinte na porção final da cadeia alifática, o qual só poderia ser o bromo.

O grau de blindagem do próton pelos elétrons circulantes depende da densidade

eletrônica relativa em torno deste próton. A densidade eletrônica em torno do próton,

por sua vez, depende, em grande parte, da presença de grupos eletronegativos. Quanto

mais próximo destes grupos "retiradores de elétrons", menos blindado estará o próton.

Isso explica os hidrogênios metilênicos próximos ao bromo mais desblindados do que

os hidrogênios metilênicos vizinhos ao oxigênio.

O espectro de RMN de 13C (tipo APT) corrobora com a estrutura proposta, pois

pode-se visualizar onze carbonos voltados para a parte superior do espectro, onde destes

sete são quaternários e quatro são metilênicos. De forma contrária, os sinais voltados

para a parte inferior do espectro referem-se aos cinco carbonos metínicos e aos dois

carbonos metílicos.

O

O

O

OBr

1

2

3

45

67

8

9

3a

5a

9a1'

2'

3'

4'

95


Dando continuidade ao estudo dos produtos isolados, constatou-se que o

espectro de RMN de 1H do terceiro produto mais apolar trata-se da seguinte estrutura:

O

O

O

HN

N

N

CH3

Br1

2

33a

45

6 5a

8

7

99a

9b 1'

2'3'

4'

5'1''

2''

3'' 4''

5''

6''

(138) 32%


A elucidação estrutural foi baseada em seus espectros de RMN de 1H e 13C

(técnica APT) e na figura 82 está ilustrado o espectro de RMN de 1H de 138.

Figura 82: Espectro de RMN de 1H para o composto 138 (CDCl3; 500,00 MHz)

Como já relatado anteriormente, existem alguns sinais característicos, que

corroboram com a estrutura proposta. Na região dos hidrogênios aromáticos observa-se

96

a existência de nove hidrogênios metínicos, denotando que o grupo fenil não foi

bromado.

Figura 83: Expansão da região aromática do espectro de RMN de 1H para o composto 138 (CDCl3;

500,00 MHz)

Nota-se também a existência de três sinais singletos correspondentes aos

hidrogênios metílicos e a união entre os dois núcleos, naftoquinona e aminopirazol, é

confirmada pelo sinal dupleto em δ = 4,86 ppm (J = 9,6 Hz) mostrando o

acoplamentocom o hidrogênio aminado N-H em δ = 3,63 ppm (J = 9,6 Hz). Porém, não

é observado o sinal do hidrogênio metínico do anel pirazólico, o que levou a propor que

houve bromação neste carbono.

Figura 84: Expansão do espectro de RMN de 1H para o composto 138 (CDCl3; 500,00 MHz)

A elucidação da estrutural pode ser confirmada pelo espectro de RMN de 13C

(técnica APT) onde o sinal em δ = 80,0 ppm destacado em vermelho, como sendo de

um carbono quaternário referente ao C-4’ mostrando que houve a bromação nesta

posição.

O

O

O

HN

N

N

CH3

Br1

2

33a

45

6 5a

8

7

99a

9b 1'

2'3'

4'

5'1''

2''

3'' 4''

5''

6''

97


Ao analisar-se o quarto produto (4ª mancha), constatou-se ser de fato o produto

de acoplamento desejado, como descrito na figura abaixo:

O

O

O

HN

N

N

CH3

1

2

33a

45

6 5a

8

7

99a

9b 1'

2'3'

4'

5'1''

2''

3'' 4''

5''

6''

(139) 21%


Na figura 87 é mostrado o espectro de RMN de 1H da substância 139 onde

observou-se que na região aromática do espectro haviam nove hidrogênios metínicos

confirmando a molécula proposta. Os quatro hidrogênios mais desblindados do espectro

correspondem à parte quinoídica, onde tem-se um dupleto em δ = 8,04 ppm (J = 8,0 Hz,

H-6) e um multipleto em δ = 7,55-7,64 ppm (H-7, H-8 e H-9). Os outros cinco

hidrogênios correspondem a fenila ligado ao anel pirazólico, sendo o sinal dupleto δ =

7,44 ppm (J = 7,5 Hz) correspondente aos hidrogênios H-2” e H-6”, o sinal tripleto δ =

7,35 (J = 7,5 Hz) dos hidrogênios H-3” e H-5” e o outro sinal dupleto em δ = 7,22 ppm

(J = 7,3 Hz), o H-4”.

98



MHz)

A partir de uma análise de outra expansão do espectro é possível observar

hidrogênios metílicos, correspondentes às três metilas existentes e mais três sinais

característicos da molécula de 139 em δ = 5,28 ppm (s) como sinal singleto referente ao

hidrogênio metínico do anel pirazólico H-4’; em δ = 4,60 ppm (d, J = 5,5 Hz) como um

dupleto referente ao hidrogênio H-3 e em δ = 3,97 ppm (d, J = 5,5 Hz) um dupleto

referente ao N-H.

O

O

O

HN

N

N

CH3

1

2

33a

45

6 5a

8

7

99a

9b 1'

2'3'

4'

5'1''

2''

3'' 4''

5''

6''

99

Figura 89: Expansão do espectro de RMN de 1H do composto 139 (CDCl3; 500,00 MHz)

A correlação em 2D COSY (1H x 1H) para a substância mostra o acoplamento

entre os hidrogênios H-3 e N-H.

Figura 90: Correlação em 2D – 1H – 1H – COSY para o composto 139 (CDCl3; 500,00 MHz)

Ao se comparar os espectros de RMN de 1H de 139 (Espectro A) com o do

material de partida aminopirazol 130 (Espectro B) ratificam-se os sinais descritos

anteriormente. Desta forma, verifica-se que realmente houve acoplamento entre os

núcleos, de forma efetiva, pela existência do sinal do hidrogênio H-3.

H-3

H-3

N-H

N-H

O

O

O

HN

N

N

CH3

1

2

33a

45

6 5a

8

7

99a

9b 1'

2'3'

4'

5'1''

2''

3'' 4''

5''

6''

100

Figura 91: Expansões do espectro de RMN de 1H de 139 (Espectro A) e do aminopirazol 130 (Espectro

B) (CDCl3; 500,00 MHz)

O espectro de RMN de 13C (técnica APT) de 139 mostra os carbonos metílicos,

mais blindados no espectro e o sinal referente ao carbono C-3 em δ = 63,7 ppm. Em δ =

96,3 ppm observa-se os sinais referente ao carbono C-2 e o do carbono metínico do anel

pirazólico C-4’, em δ = 87,9 ppm. Mais desblindados, notam-se as carbonilas, em δ =

175,3 ppm (C-4) e δ = 180,6 ppm (C-5). Outro sinal característico das substâncias

análogas a nor-β-lapachona, é o visto em δ = 169,7 ppm, referente ao carbono C-9b.

Espectro A

Espectro B

N-H2

N-H H-3

H-4’

H-4’

101


Por fim, a substância mais polar da mistura foi caracterizada como sendo a 3-

hidroxi-2,2-dimetil-2,3-di-hidronafto-[1,2-b]-furan-4,5-diona (140) (Figura 93).

O

O

O

12

33a

45

6 5a

8

7

99a

9bOH

(140) 30%


Analisando-se o espectro de RMN de 1H de 140 observa-se os quatro

hidrogênios aromáticos como um duplo-tripleto em δ = 8,10 ppm (J = 7,33 e 0,58 Hz,

H-6) e um multipleto em δ = 7,60-7,73 ppm (m, H-7, H-8 e H-9). O sinal singleto em δ

= 5,04 ppm refere-se ao hidrogênio H-3 e os hidrogênios metílicos são visualizados em

δ = 1,65 ppm (s) e δ = 1,51 ppm (s).

102


O hidrogênio da hidroxila não foi observado no espectro de 1H-RMN, mas foi

confirmado por espectroscopia de infravermelho conforme mostrado na figura 96 onde

pode-se observar a deformação axial referente a ligação O-H em 3448 cm-1.

Figura 95: Espectro de Infravermelho para o composto 140 detalhando a banda de absorção para

hidroxila livre (pastilha de KBr)

A partir do espectro de RMN de 13C (técnica APT) da substância 140 pode-se

observar os carbonos metílicos em δ = 20,1 ppm e δ = 26,2 ppm, o carbono C-3 em δ =

74,7 ppm e o C-2 em δ = 96,4 ppm. O sinal em δ = 117,0 ppm refere-se ao carbono C-

3a. Tem-se ainda os quatro carbonos aromáticos, as duas carbonilas em δ = 175,7 ppm

O

O

O

12

33a

45

6 5a

8

7

99a

9bOH

103

(C-4) e δ = 180,8 ppm (C-5) e os sinais δ = 127,0 ppm (C-9a), δ = 130,8 ppm (C-5a) e δ

= 170,4 ppm (C-9b).


Da nova metodologia proposta e estudada, três produtos inéditos foram

formados, (137), (138) e (139).

De acordo com os dados expostos anteriormente, a mudança de solvente do

clorofórmio seco para tetrahidrofurano (THF) melhorou o rendimento do produto

desejado, mas não a ponto de se considerar como a melhor metodologia a ser utilizada

para obtenção dos compostos desejados. Além disso, muitos subprodutos ainda se

formaram com rendimentos maiores do que o produto principal, o que levou-nos ao

estudo de uma nova rota sintética a partir intermediário sintético 3-hidroxi-nor-β-

lapachona (140).

Metodologia utilizando 3-hidroxi-nor-β-lapachona como substrato.

A proposição de uma nova rota sintética partindo do composto hidroxilado

(140), obtido na última reação exposta, baseou-se na tentativa de gerar um bom grupo

de saída, a partir da hidroxila, permitindo em seguida a inserção do nucleófilo. Essa

estratégia visa evitar a presença de bromo no meio reacional, o qual estava sendo

inserido nos produtos finais e ainda provocando a formação de produtos de oxidação e

degradação.

104

A preparação do derivado 3-hidroxi-nor-β-lapachona (140) seguiu a

experimental descrita por Pinto e colaboradores218, na qual, primeiramente, é formado o

intermediário 3-bromo-nor-β-lapachona (62), in situ, a partir do nor-lapachol (44),

seguido de adição de bissulfito de sódio e carbonato de sódio ao meio reacional,

gerando o derivado 3-hidroxi-nor-β-lapachona (140) com 60% de rendimento e o seu

isômero α (141) com 31% de rendimento. Neste estudo de obtenção dos derivados

naftoquinônicos pirazólicos foram usados apenas o isômero β, pois o foco central desta

dissertação são os análogos da nor-β-lapachona (43).

O

O

OH Br2 / CHCl3 10 min.

OO

O

Br

1) NaHSO3

2) Na2CO3O

OH

OO

O

O

O

(140) 60% (141) 31%(44) (62)

OH

Esquema 45: Síntese do composto 3-hidroxi-nor-β-lapachona (140)

Reação de mesilação com Cloreto de Metanossulfonila.

De posse da naftoquinona 140 planejou-se sua reação de derivatização da

hidroxila com cloreto de metanossulfonila (142) e posterior deslocamento do grupo com

3-metil-5-amino-1-fenil pirazol (130). A ideia foi transformar a hidroxila em melhor

grupo de saída para a reação de substituição nucleofílica.

A neutralização do HCl no meio reacional foi realizada a partir da adição de

trietilamina gerando o sal NEt3.HCl e permitindo que a reação fosse direcionada no

sentido de formação do produto.

O

OH

OO

S

O

O

H3C ClCHCl3

Et3N, 24hsO

OMs

OO 3-metil-5-amino

1-fenil pirazol

3hsO

HN

OO

(139) 23%

N N

CH3

(140) (142)(143)

Esquema 46: Reação de mesilação do composto hidroxilado (140)

218Pinto, A. V.; Pinto, M. C. F. R.; de Oliveira, C. G. T. An. Acad. Bras. Cienc. 1982, 54, 107.

Padrão Hidroxilado

(140)

(141)

105

O meio reacional foi submetido à agitação magnética sendo acompanhada por

TLC e após 24 horas observou-se que o derivado hidroxilado (140) não foi

completamente consumido, mas mesmo assim, seguiu-se a reação com adição do

pirazol 130, gerando 139 com rendimento de 23%. Levando-se em consideração que

houve o aumento de mais uma etapa na rota sintética, o período de reação de 24 horas

não foi vantajoso para a metodologia planejada.

Apesar do exposto acima, deu-se continuidade à nova metodologia com a p-

nitroanilina que contém um grupo retirador de elétrons, permitindo uma análise com

diferentes perfis de nucleófilos.

p-NO2NH2

3hsO

HN

OO

NO2(144) 18%O

OH

OO

S

O

O

H3C ClCHCl3

Et3N, 24hsO

OMs

OO

(140) (142) (143)

Esquema 47: Reação de acoplamento com p-nitroanilina

A p-nitroanilina foi de difícil solubilidade em clorofórmio, solvente da reação,

sendo necessária uma quantidade bem maior de solvente para a mesma. Além desse

fato, a reação não gerou um rendimento satisfatório, que pudesse tornar essa

metodologia usual para os acoplamentos pretendidos.

O baixo rendimento encontrado deve-se a natureza do nucleófilo e a baixa

solubilidade do meio.

Reação de mesilação com Cloreto de Metanossulfonila em

micro-onda

Tendo a metodologia acima gerado um rendimento médio para a reação com o

5-aminopirazol 130 estudou-se essa reação através da irradiaçãopor micro-ondas

visando acelerar o processo e, consequentemente, aumentar o rendimento na direção de

formação de 139.

106

3-metil-5-amino1-fenil pirazol

MW.

CHCl3

Et3N, MW.O

OH

OO

S

O

O

H3C Cl

O

OMs

OO

O

HN

OO

(139)

N N

CH3

(140) (142)(143)

Esquema 48: Reação de acoplamento com 130 em micro-ondas.

Inicialmente, o meio reacional contendo o derivado hidroxilado dissolvido em

clorofórmio, cloreto de mesila e trietilamina, foi submetido à radiação de micro-ondas

por 5 min a 80 ºC. O processo reacional foi acompanhado por TLC e observou-se a

formação de um produto que indicava ser o mesilato. Assim, submeteu-se a mistura a

mais quatro pulsos de micro-ondas na tentativa de que todo o substrato fosse

consumido, porém parte do material de partido não foi consumida. No entanto,

procedeu-se com a adição do nucleófilo e a reação foi novamente submetida à radiação

por micro-ondas por 5 min a 80 ºC e não foi possível observar a formação de algum

produto novo. Assim, foram feitas várias sequências de pulsos de 100 ºC por 10 min e

postriormente aumentando-se para 120 ºC por 10 min e até 160 ºC por 10 min. Ao fim,

não se observou formação de qualquer produto novo.

Reação com Trifenilfosfina.

Diante do insucesso da estratégia de se usar o grupo mesil para intermediar a

substituição nucleofílica, palenejou-se uma reação com trifenilfosfina (145). A

proposição deste reagente foi pelo fato de gerar uma base conjugada estável e não

nucleofilica após deixar o carbono.

O

OH

OO

P THF

MW.

O

O

OO

PPh3


MW.

O

HN

OO

N N

CH3

(145)(140) (146)(139)

Esquema 49: Reação de acoplamento entre o 3-hidroxi-nor-β-lapachona (140) e trifenilfosfina (145)

Inicialmente, executou-se uma tentativa de reação à temperatura ambiente,

permanecendo sob agitação magnética por 24 horas. O nucleófilo adicionado foi o

107

mesmo utilizado nas reações anteriores, o 3-metil-5-amino-1-fenil pirazol (130), já que

possuía suas propriedades estruturais conhecidas e elucidadas. Após esse tempo, não se

percebeu mudança na reação e assim, esta foi colocada em micro-ondas. Submeteu-se a

mistura a três pulsos de energia: 80 ºC por 5 min; 120 ºC por 5 min e 120 ºC por 10 min

e não foi possível a visualização de novos produtos a partir da TLC.

Metodologia utilizando 3-hidroxi-nor-β-lapachona e ácido metanossulfônico.

Após uma série de estudos em torno da busca por uma nova metodologia que

permitisse o acoplamento entre a nor-β-lapachona (43) e aminopirazóis comerciais com

rendimentos significativos e com menor formação de subprodutos, uma nova estratégia

pelo uso do ácido metanossulfônico (147) foi proposta.

O ácido metanossulfônico (MAS) é considerado como o mais simples dos ácidos

sulfônicos orgânicos, sendo um importante produto da oxidação atmosférica do sulfeto

de dimetila (CH3SCH3), o qual é a principal fonte natural de enxofre na atmosfera.

A proposta gira em torno da transformação da hidroxila em melhor grupo

abandonador onde mecanisticamente, o ácido MAS protona a hidroxila do derivado,

gerando um bom grupo de saída na forma de água permitindo consequentemente a

adição do nucleófilo pirazólico. O ânion mesilato gerado in situ é estável e não

nucleofílico, não competindo com o aminopirazol.

O

OH

OO

S

O

O

CH3OH

O

OO

S

O

O

CH3O

O

OO

HN

R

NH2-R

NR

H

H+ H2O

(147)(140)

O

OO

Esquema 50: Mecanismo de protonação do composto hidroxilado (140) pelo ácido metanossulfônico

(147) e posterior ataque do nucleófilo

108

A fim de se impedir que a água eliminada na reação não competisse

nucleofilicamente com o aminopirazol, foi adicionado ao balão da reação, uma pequena

quantidade de sulfato de sódio anidro para absorção da água residual.

Com isso, aplicou-se essa metodologia em uma reação com o 3-metil-5-amino-

1-fenil pirazol (130), em meio de clorofórmio anidro, conforme o esquema 51:

O

OH

OO

O

OO

O

HN

OO

N N

CH3S

O

O

OHH3C

(139) 52%

CHCl3

Na2SO4, 1 h.


1 h

(147)(148)

(140)

Esquema 51: Reação de acoplamentoda 3-hidroxi-nor-β-lapachona (140) ao pirazol 130

Tal estratégia sintética levou a produto em bom rendimento (52%).

Essa metodologia foi usada para os demais derivados aminopirazólicos,

conforme detalhado no esquema a seguir:

HN

N N

HN

N N

Br

HN

N N

OCH3

HN

N N

CH3

1) Ác. MAS / CHCl3 / Na2SO4

2) Nu-H, CHCl3O

OH

OO

(151) 29%(150) 37%(149) 35% (152) 35%

O

Nu

OO

Nu =

Esquema 52: Pirazóis utilizados nas reações com Ác. MAS (147) e 3-hidroxi-nor-β-lapachona (140)

A confirmação estrutural dos derivados foi realizada através das análises dos

espectros de infravermelho, RMN de 1H e 13C (técnica APT), e de RMN dem 2D de

correlações heteronucleares (1H x 13C) quando necessário.

A partir do espectro de RMN de 1H (Figura 97) de 149 pode-se destacar os três

sinais que confirmam a fusão dos núcleos pirazólico e naftoquinônico. Em δ = 5,86 ppm

temos o sinal singleto referente ao H-4’, em δ = 4,77 temos o sinal dupleto do H-3 e em

109

δ = 4,05 o outro sinal dupleto correspondente ao N-H. Os hidrogênios metílicos são

observados em δ = 1,71 ppm (3H, s, (C-2)-CH3) e em δ = 1,63 ppm (3H, s, (C-2)-CH3).


Na figura abaixo tem-se a expansão dos três sinais de hidrogênios que são

característicos da fusão entre os núcleos naftoquinônico e pirazólico, com os valores das

constantes de acoplamento.


A figura 99 mostra a comparação dos dados espectroscópicos de RMN de 1H do

derivado sintetizado 149 (Espectro A) e do material de partida 5-amino-3-fenil-1(4-

bromo fenil) pirazol (131)(Espectro B), onde é possível observar , no Espectro A, os

sinais referentes aos hidrogênios aromáticos da parte quinoídica, destacados em

vermelho como o sinal dupleto em δ = 8,06 ppm (d, J = 7,3 Hz) que caracteriza o

hidrogênio H-6 e o multipleto em δ = 7,65-7,57 ppm referente aos hidrogênios H-7, H-8

e H-9.

Os outros hidrogênios aromáticos da molécula foram elucidados através da

correlação RMN 2D HSQC (1H x 13C) onde conclui-se que os sinais destacados em

vermelho correspondem ao grupo fenila em C-3’ do anel pirazólico. Os outros dois

H-4’ H-3 N-H

O

O

O

HN

N N

Br

12

33a

45

5a67

89

9a9b

1' 2'

3'4'

5'

1"2"

3"4"

5"

6"

1'"

2'"3'"

4'"

5'"6'"

110

destaques, em preto, correspondem aos sinais metínicos da naftoquinona e os outros

dois sinais restantes, dois dupletos, referem-se ao anel benzênico da posição N-1’,

caracterizando um padrão de substituição no anel aromático do tipo 1,4-substituído.


MHz)

O espectro de RMN de 13C (técnica APT) para esta substância está mostrado na

figura 100 e é possível visualizar todos os seus carbonos destacando-se os sinais

referentes às carbonilas, em δ = 180,6 ppm (C-5) e δ = 175,5 ppm (C-4) e os sinais

referentes aos carbonos metílicos em δ = 28,1 ppm ((C-2)-CH3) e δ = 21,6 ppm ((C-2)-

CH3). Além disso, em δ = 63,9 ppm observa-se o sinal característico do carbono C-3,

confirmando o acoplamento entre a naftoquinona e o aminopirazol e, em δ = 96,4 ppm,

o sinal referente ao carbono C-2. Em δ = 86,2 ppm, encontra-se o sinal característico do

carbono metínico C-4’ do anel pirazólico. Na região destacada, vemos os nove

hidrogênios aromáticos.

Espectro A

Espectro B

O

O

O

HN

N N

Br

12

33a

45

5a67

89

9a9b

1' 2'

3'4'

5'

1"2"

3"4"

5"

6"

1'"

2'"3'"

4'"

5'"6'"

111


O espectro de RMN de 1H da substância 150 está ilustrado na figura 101 e é

possível observar os hidrogênios metílicos na forma de singletos em δ = 1,64 ppm (3H,

s, (C-2)-CH3) e δ = 1,70 ppm (3H, s, (C-2)-CH3).


A figura 102 mostra comparativamente a região dos hidrogênios aromáticos de

150 (Espectro A) e a do padrão 5-amino-1,3-difenilpirazol (132) (Espectro B).

Os hidrogênios aromáticos quinoídicos encontram-se destacados em preto,

seguindo-se o mesmo padrão de acoplamento para todas as substâncias dessa família.

Em δ = 8,11 ppm existe um dupleto referente ao hidrogênio H-6 e o multipleto em δ =

7,73 - 7,62 ppm é referente aos hidrogênios H-7, H-8 e H-9.

Em vermelho está destacado um sinal multipleto, com integração de dois

hidrogênios, referente aos carbonos metínicos C-4” e C-4’”.

O

O

O

HN

N N1

2

33a

45

5a67

89

9a9b

1' 2'

3'4'

5'

1"2"

3"4"

5"

6"

1'"

2'"3'"

4'"

5'"6'"

112

Figura 102: Expansão da região aromática do Espectro de RMN de 1H do composto 150 (CDCl3; 500,00

MHz)

No espectro de 13C (técnica APT) do composto 150 é possível identificar os

sinais dos carbonos metílicos em δ = 21,6 ppm ((C-2)-CH3) e δ = 28,0 ppm ((C-2)-

CH3), os sinais dos carbonos metínicos δ = 63,8 ppm (C-3) e δ = 85,7 ppm (C-4’) e o

sinal do carbono quaternário C-2 em δ = 96,4 ppm.


Na figura 104 tem-se a expansão da região aromática do composto 150 onde os

carbonos destacados em preto referem-se ao fragmento da quinona e os sinais

destacados em vermelho caracterizam os carbonos metínicos do anel benzênico da

posição N-1’ do anel pirazólico.

Neste caso, devido a similaridade dos substituintes do anel pirazólico nas

posições N-1’ e C-3’, o sinal em δ = 127,8 ppm é comum aos carbonos C-4” e C-4’”.

Espectro A

Espectro B

113

Os sinais em δ = 125,1 ppm (C-2” e C-6”), δ = 127,8 ppm (C-4” e C-4’”) e δ = 128,4

ppm (C-3” e C-5”), referem-se ao anel benzênico da posição N-1’ do anel pirazólico.


(CDCl3; 125,0 MHz)

A figura 105 demonstra o espectro de 1H-RMN da substância 151.


A partir da figura 106 observa-se um comparativo entre as expansões da região

aromática de 151 (Espectro A) e do material de partida 5-amino-3-(4-metoxifenil)-1-

fenil pirazol (133, Espectro B) onde é possível destacar a região aromática da porção

quinoídica, representada em preto, contendo um sinal dupleto em δ = 8,11 ppm (J = 7,8

Hz, H-6), um sinal multipleto em δ = 7,65-7,72 ppm (H-8 e H-9) e outro dupleto em δ

= 7,59 ppm (J = 7,8 Hz, H-7). Os dois duplo-dupletos, destacados em vermelho, em δ =

7,75 ppm (J = 9,2 e 2,4 Hz, H-2’” e H-6’”) e em δ = 6,92 ppm (J = 9,3 e 2,4 Hz, H-3’” e

5’”) caracterizam um padrão de substituição no anel aromático do tipo 1,4.

Por conseguinte, os outros sinais, um dupleto em δ = 7,63 ppm (2H, J = 7,3 Hz,

H-2” e H-6”), um multipleto em δ = 7,44 – 7,50 ppm (2H, H-3” e H-5”) e outro

O

O

O

HN

N N1

2

33a

45

5a67

89

9a9b

1' 2'

3'4'

5'

1"2"

3"4"

5"

6"

1'"

2'"3'"

4'"

5'"6'"

OCH3

114

multipleto em δ = 7,31 – 7,37 ppm (1H, H-4”) referem-se ao anel benzênico da posição

N-1’ do anel pirazólico.

v


MHz)

Em outra região expandida (Figura 107) tem-se os outros sinais da molécula que

em δ = 3,83 ppm (3H, s), existe um singleto referente aos hidrogênios metílicos do

grupo metoxi e, em δ = 1,69 ppm (3H, s) e δ = 1,25 ppm (3H, s), os hidrogênios

metílicos das metilas ligadas ao anel di-hidrofurânico.


N-H H-3 H-4’

O

O

O

HN

N N1

2

33a

45

5a67

89

9a9b

1' 2'

3'4'

5'

1"2"

3"4"

5"

6"

1'"

2'"3'"

4'"

5'"6'"

OCH3

Espectro A

Espectro B

115

Na figura a seguir tem-se o espectro de RMN de 13C (técnica APT) da substância

151 e pode-se observar os sinais característicos para os carbonos das carbonilas em δ =

180,6 ppm (C-5) e δ = 175,3 ppm(C-4), o sinal do carbono C-9b em δ = 169,7 ppm, o

carbono C-2 aparece em δ = 96,3 ppm e o C-3, em δ = 63,7 ppm. O carbono metínico

do núcleo pirazólico é visto em δ = 85,3 ppm e o carbono metílico do grupo metoxi, em

δ = 55,2 ppm.


A região dos carbonos aromáticos, voltados para a fase inferior do espectro está

expandida na figura 109, onde se observam os nove carbonos metínicos. Os carbonos

destacados em preto correspondem aos da parte quinoídica. Os sinais marcados em

vermelho caracterizam o anel benzênico na posição N-1’ e, consequentemente, os

outros sinais metínicos referem-se ao outro anel benzênico 1,4-substituído.


(CDCl3; 125,0 MHz)

116

Por fim, para o composto 152 seu espectro de RMN de 1H está exposto na figura

110 e observa-se que em regiões de maior blindagem encontram-se os três sinais

singletos referentes aos hidrogênios metílicos, sendo que o sinal mais desblindado em δ

= 2,37 ppm (3H, s) refere-se à metila ligada a posição C-4’”.


Comparativamente, a figura abaixo mostra a expansão da região aromática do

produto 152 (Espectro A) e do material de partida 5-amino-3-(4-metil fenil)-1-fenil

pirazol (134) (Espectro B).

Destacados em preto, temos os hidrogênios aromáticos da parte naftoquinônica

com o mesmo padrão relatado para os outros compostos da mesma família: um sinal

duplo-dupleto em δ = 8,11 ppm (1H, J = 7,9 e 1,5 Hz, H-6) e um multipleto em δ =

7,69-7,63 ppm (3H, H-7, H-8 e H-9).

Em vermelho, temos dois dupletos, um em δ = 7,71 ppm (2H, J = 7,8 Hz, H-2’”

e H-6’”) e outro em δ = 7,60 ppm (2H, J = 7,8 Hz, H-3’” e H-5’”), caracterizando o

padrão de substituição no anel aromático do tipo 1,4-substituído. Os outros sinais

referem-se ao anel benzênico da posição C-3’ do anel pirazólico.

O

O

O

HN

N N1

2

33a

45

5a67

89

9a9b

1' 2'

3'4'

5'

1"2"

3"4"

5"

6"

1'"

2'"3'"

4'"

5'"6'"

CH3

117


MHz)

Na figura 112, pode-se destacar os dupletos H-3 e N-H:


No espectro de 13C (técnica APT) do composto 152 é possível identificar os

sinais dos carbonos metílicos em δ = 21,1 ppm ((C-4’”)-CH3), δ = 21,4 ppm ((C-2)-

CH3) e δ = 27,9 ppm ((C-2)-CH3), os sinais dos carbonos metínicos δ = 63,4 ppm (C-3)

e δ = 85,5 ppm (C-4’) e o sinal do carbono quaternário C-2 em δ = 96,2 ppm.

N-H H-3 H-4’

Espectro A

Espectro B

118


Na figura 114 está ilustrada a expansão da região aromática de 152 onde os

carbonos em destaque preto referem-se a porção da quinona. Já os sinais grifados em

vermelho caracterizam os carbonos metínicos do anel benzênico da posição N-1’ do

anel pirazólico.


(CDCl3; 125,0 MHz)

Em suma, a nova metodologia proposta mostrou-se eficiente para o acoplamento

entre as moléculas pretendidas, gerando rendimentos bem mais significativos do que os

relatados nas metodologias anteriores.

As reações proporcionaram assim, a formação de cinco substâncias inéditas que,

somadas aos outros três compostos pirazólicos (135), (136) e (138), foram enviadas

para avaliação citotóxica contra linhagens de células tumorais.

119

7) TESTES BIOLÓGICOS

A família de compostos pirazólicos análogos à nor-β-lapachona (43) foi avaliada

quanto ao seu potencial antitumoral in vitro, contra quatro linhagens de células tumorais

pelo grupo dos profs. Letícia Veras Lotufo, Manoel Odorico de Moraes, Cláudia do Ó

Pessoa e Ana Jérsia Araújo na Universidade Federal do Ceará (UFC) - Laboratório

Nacional de Oncologia Experimental (LabNOE).

O

OO

HN

N NO

OO

HN

N N

Br

O

OO

HN

N N

OCH3

O

OO

HN

N N

CH3

O

OO

N

N N

Br CH3

Br

O

OO

HN

N N

Br CH3

Br

O

OO

HN

N N

CH3

O

OO

HN

N N

Br CH3

MF - 02MF - 01 MF - 04MF - 03

MF - 06MF - 05 MF - 08MF - 07

Figura 115: Compostos submetidos à avaliação citotóxica contra linhagens de células tumorais

As linhagens tumorais humanas utilizadas foram HL-60 (leucemia), OVCAR-8

(ovário), SF-295 (glioblastoma) e HCT-116 (colorretal). A linhagem de células normais

foram células mononucleadas isoladas de sangue periférico (CMSP) que foram cedidas

pelo Instituto Nacional do Câncer, tendo sido cultivadas em meio RPMI 1640,

suplementados com 10% de soro fetal bovino e 1% de antibióticos, mantidas em estufa

a 37 °C e atmosfera contendo 5% de CO2. As amostras foram diluídas em DMSO puro

e estéril e as substâncias foram testadas na maior concentração de 25 µg/mL.

Método

A análise de citotoxicidade pelo método do MTT vem sendo utilizada no

programa de screening do National Cancer Institute dos Estados Unidos (NCI), que

120

testa mais de 10.000 amostras a cada ano219. É um método rápido, sensível e barato e foi

descrito primeiramente por Mosman (1983)220, tendo a capacidade de analisar a

viabilidade e o estado metabólico da célula.

O princípio do teste é a análise colorimétrica que quantifica indiretamente as

células viáveis, baseada na conversão do sal de MTT (substância amarela) a formazan

(substância púrpura). O estudo citotóxico pelo método do MTT permite definir

facilmente a citotoxicidade, mas não o mecanismo de ação221.

N NNN

SN Br

NADH

NADPHN

NH

NN

S

N

MTT

3-(4,5-dimetiltiazol-2-il)-2,5-difeniltetrazolium bromida

FORMAZAN

Esquema 53: Reação do teste MTT

As placas foram incubadas por 72 horas em estufa, com 5% de CO2 a 37°C. Ao

término deste, as mesmas foram centrifugadas e o sobrenadante removido. Em seguida,

foram adicionados 150 µL da solução de MTT, e as placas foram incubadas por 3h. A

absorbância foi lida após dissolução do precipitado com 150 µL de DMSO puro em

espectrofotômetro de placa a 595 nm.

219Skehan, P.; Storeng, R.; Scudiero, D.; Monks, A.; McMahon, J.; Vistica, D.; Warren, J. T.; Bodesch, H.; Kenney, S.; Boyd, M. R.; J. Natl. Cancer Inst. 1990, 82, 1107. 220Mossman, T.; J. Immunol. Methods, 1983, 65, 55. 221 Berridge, M. V.; Tan, A. S.; McCoy, K. D.; Wang, R.; Biochemica, 1996, 4, 14.

121

Figura 116: Método de avaliação da citotoxidade

Com intuito de investigar a sensibilidade da proliferação de células

normais, as amostras foram testadas em células mononucleares do sangue periférico

(CMSP) durante 72h de exposição. Sangue heparinizado foi coletado de voluntários

sadios e as CMSP isoladas segundo gradiente de centrifugação de Ficoll-Hypaque.

Após o isolamento, as CMSP foram ressuspendidas em meio RPMI 1640 suplementado

com 20% de soro fetal bovino, 100 U/ml, 100 µg/ml de estreptomicina e 2% de

fitohemaglutinina. As células foram plaqueadas na concentração de 0,3x106 células/ml.

Após 24h de incubação, adicionaram-se as amostras a serem testadas a cada poço em

concentrações seriadas (0,39-25µg/mL). Doxorrubicina foi utilizada como controle

positivo. As placas foram então incubadas por 72 h em estufa a 5% de CO2 a 37°C. Ao

término deste, as mesmas foram centrifugadas e o sobrenadante removido. Em seguida,

foram adicionados 150 µL da solução de MTT (sal de tetrazolium), e as placas foram

incubadas por 3h. A absorbância foi lida após dissolução do precipitado com 150 µL de

DMSO puro em espectrofotômetro de placa a 595nm.

122

Tabela 03 – Valores de IC50 com um intervalo de confiança de 95% obtido por regressão não-linear a

partir de dois experimentos independentes, feitos em duplicata em 4 linhagens tumorais testadas na dose

máxima de 25 µM. Doxorrubicina foi utilizada como controle positivo.

AMOSTRAS HL-60 HCT-116 SF-295 OVCAR-8 CMSP

MF-01 0,38

(0,31-0,48)

0,46

(0,4-0,52)

0,85

nd

0,42

(0,37-0,46)

1,2

(1,09-1,32)

MF-02 0,16

(0,14-0,2)

0,34

(0,29-0,39)

0,5

(0,48-0,53)

0,47

(0,35-0,63)

0,81

(0,76-0,87)

MF-03 0,38

(0,31-0,47)

0,76

(0,68-0,84)

0,84

(0,33-2,15)

0,63

(0,54-0,73)

1,52

(1,4-1,66)

MF-04 1,71

(1,29-2,26)

4,79

(4,1-5,6)

12,26

(9,5-15,8)

4,52

(4,16-4,9)

2,24

(2,0-2,51)

MF-05 0,28

(0,26-0,31)

0,92

(0,86-0,97)

0,84

(0,78-0,90)

0,61

(0,53-0,71) -

MF-06 0,44

(0,41-0,48)

0,65

(0,6-0,71)

0,56

(0,51-0,62)

0,56

(0,5-0,62) -

MF-07 0,20

(0,17-0,23)

0,46

(0,34-0,61)

0,49

(0,45-0,53)

0,5

(0,42-0,58) -

MF-08 6,51

(3,19-13,25)

16,04

(13,2-19,49)

15,05

(12,18-18,6)

17,92

(14,76-21,75) -

DOXORRUB

ICINA

0,02

(0,01-0,02)

0,12

(0,09-0,17)

0,24

(0,2-0,27)

0,26

(0,17-0,3)

0,98

(0,52-1,8)

*As amostras MF-05, MF-06, M-08 e MF-09 encontram-se em andamento para avaliação com a linhagem CMSP.

Os experimentos foram analisados segundo a média ± desvio padrão da média

(DPM) da porcentagem de inibição do crescimento celular usando o programa

GraphPad Prism.

As amostras avaliadas mostraram-se ativas contras as linhagens tumorais, apesar

de não terem sido melhores do que o padrão doxorrubicina (91). A MF-02 foi a que

demonstrou um melhor perfil para HL-60 e HCT-116. Para a linhagem SF-295, os

melhores compostos foram a MF-07 e MF-02. Já para a linhagem OVCAR-8, quase

todoas as amostras mostraram-se ativas, exceto a MF-04 e MF-08. A amostra MF-08

mostrou-se a menos ativa dentre todas para as quatro linhagens testadas.

As amostras avaliadas também não causaram hemólise nas células. Tornam-se

assim, candidatos com potencial perfil antineoplásico.

123

8) CONCLUSÃO

A presente Dissertação de Mestrado detalhou a busca por uma melhor

metodologia que proporcionasse o acoplamento entre o núcleo da nor-β-lachona e 5-

aminopirazóis, com rendimentos quantitativos e reações mais limpas, do ponto de vista

a não formação de subprodutos.

Inicialmente, propôs-se uma metodologia baseada na literatura já existente

através da adição eletrofílica de bromo, resultando na formação de um intermediário

iônico bromônio e posterior adição nucleofílica. Os baixos rendimentos encontrados

levaram, então, a modificações nos parâmetros da reação, como os solventes utilizados,

temperaturas reacionais, natureza dos nucleófilos e a utilização de equipamentos como

micro-ondas. Todas essas metodologias estudadas levaram a obtenção de onze

derivados inéditos.

OO

O

ONN N

OO

O

O N

NN

OO

O

HN

NH

OO

O

HN

N

NHN

CF3

(118) 21% (120) 14%(119) 15% (121) 15%

O

OO

S

Cl

(124) 82%

O

OO

S

OCH3

(125) 80%

OO

O

(126) 18%

HN

Br

Br

Br O

OO

N

N N

Br CH3

Br(135) 27%

O

OO

OBr

(137) 14%O

O

O

HN

N

N

CH3

Br(138) 32%

O

OO

HN

N N

Br CH3

Br(136) 25% Figura 117: Primeiras moléculas inéditas obtidas

Após um grande estudo em torno de todas as reações realizadas, chegou-se a

proposição de uma rota sintética partindo do derivado 3-hidroxi-nor-β-lapachona (140)

como intermediário sintético. A adição de mais uma etapa na estratégia sintética de

obtenção dos derivados análogos a nor-β-lapachona (43) previa a formação de um bom

grupo de saída, a partir da hidroxila do derivado.

124

O

O

OH Br2 / CHCl3 10 min.

OO

O

Br

1) NaHSO3

2) Na2CO3O

OH

OO

(140) 60%(44) (62)

O

O

OHO

O

OH


TsOHCH3NH2.HCl

H

O

(44) 80%(17) (111)

O

OO

NH

NN

R1

R2NH2

NNR1

R2R1 = ArR2 = Ar ou CH3

O

OO

OH

1) CH3SO3H, CHCl3 / Na2SO4

2)

(140)

Esquema 54: Rota sintética da nova metodologia para o acoplamento entre a naftoquinona e 5-amino

pirazóis

Vários reagentes foram empregados para gerar um bom grupo de saída, a partir

da hidroxila, até que o ácido metanossulfônico foi considerado omais eficiente para o

que se pretendia.

Assim, foi possível a síntese de cinco derivados inéditos análogos a nor-β-

lapachona (43) do tipo 139, 149-152 em rendimentos satisfatórios.

125

O

HN

NN

CH3

OO

(139) 52%

(151) 29%

O

HN

NN

OO

(150) 37%

O

HN

NN

OO Br

(149) 35%

O

HN

NN

OO

CH3(152) 35%

O

HN

NN

OO

OCH3

Figura 118: Derivados 5-amino-pirazólicos análogos da nor-β-lapachona (43)

Os compostos finais foram então avaliados quanto a sua citotoxidade in vitro,

frente a quatro linhagens de células tumorais humanas e uma linhagem de célula normal

humanae mostraram-se ativas, quando comparadas à Doxorrubicina, e assim tornam-se

potenciais candidatas com potencial perfil antineoplásico.

126

9) PARTE EXPERIMENTAL

9.1) Materiais e métodos

A determinação estrutural das substâncias sintetizadas foi realizada através dos

métodos instrumentais de espectroscopia de Ressonância Magnética Nuclear de

hidrogênio (RMN de 1H), carbono (RMN de 13C), espectroscopia na região do

Infravermelho (IV) e espectrometria de massa de alta resolução (HRESIMS - high

resolution electrospray ionization mass spectrometry). Os espectros de RMN de 1H e 13C foram obtidos em aparelho Varian Unity plus-300 utilizando-se TMS como

referência interna a 300 e 75 MHz, respectivamente. Os valores de deslocamento

químico (δ) estão referidos em partes por milhão (ppm) e as constantes de acoplamento

(J) em Hertz (Hz). As áreas dos sinais foram obtidas por integração eletrônica. Suas

multiplicidades encontram-se descritas da seguinte forma: s (singleto), d (dupleto), dd

(duplo-dupleto), ddd (duplo-duplo-dupleto), dt (duplo-tripleto), t (tripleto), td (triplo-

dupleto), m (multipleto).

Os espectros na região do Infravermelho foram obtidos em espectrofotômetro

VARIAN 660-IR FT-IR Spectrometer. Os valores das absorções encontram-se em

número de onda, utilizando-se como unidade o centímetro recíproco (cm-1). Os

solventes e reagentes, para fins sintéticos, foram tratados, destilados e secos conforme

as necessidades requeridas nas metodologias adotadas e de acordo com os processos

descritos na literatura222. Os pontos de fusão das substâncias foram determinados em

aparelho de Fisher-Johns (Melting point-apparatus) série 50200082. O monitoramento

das reações foi realizado através da cromatografia em camada fina (C.C.F), em

cromatofolhas de gel sílica 60F-254, com 0,2 mm de espessura de camada (Ref.:

1.05554 Merck). Os eluentes foram preparados volume a volume (V/V) e a visualização

das substâncias foi efetuada por revelação com solução de vanilina 3% em ácido

sulfúrico. Para purificação de substâncias por cromatografia em coluna foi utilizada

sílica 60 (0,063-0,200 mm, Ref.: 1.05554 Merck) e gel de sílica do tipo flash (0,035-

0,070 mm, Acros Organics).

222 Ferreira, V. F.; Quim. Nova 1992, 15, 348.

127

9.2) Síntese do 2-hidroxi-3-(2-metilprop-1-enil)-naftaleno-1,4-diona (44)

O

O

OH


TsOHCH3NH2.HCl

H

O

(44) 80%(17) (111)

O

O

OH1 2

344a5

6

78

8a

1'

2'

Em um balão de 1000 mL adicionou-se a lausona (17) (10 g, 0,057 mmols),

isobutiraldeído (111) (21 mL, 0,287 mmols), cloridrato de metilamina (4,65 g, 0,069

mmols), ácido p-toluenossulfônico (13 g, 0,069 mmols) e 600 mL de tolueno. A mistura

reacional foi refluxada em Dean-Stark. A reação foi acompanhada por cromatografia em

camada fina e após 3 horas sistema foi resfriado à temperatura ambiente e, em seguida,

evaporou-se o solvente à pressão reduzida e o sólido resultante foi recristalizado

sucessivas vezes e obteve-se o nor-lapachol (44) como um sólido avermelhado com

80% de rendimento.

Ponto de fusão: 120 – 121 ºC (Lit. 119 – 120 ºC)223.

IV νmax (cm-1): 3358, 1641 e 1590, 1373 e 1319, 1271, 1451, 724.

RMN de 1H (500,00 MHz, CDCl3): δ 1,99 (3H, d, J = 1,3 Hz, (C-2’)-CH3), 1,67 (3H,

d, J = 0,9 Hz, (C-2’)-CH3), 6,00 (1H, t, J = 1,3 Hz, H-1’), 7,52 (1H, s, OH), 7,69 (1H,

dt, J = 7,8 e 1,3 Hz, H-7), 7,75 (1H, dt, J = 7,8 e 1,3 Hz, H-6), 8,09 (1H, dd, J = 7,8 e

0,9 Hz, H-5), 8,12 (1H, dd, J = 7,8 e 0,9 Hz, H-8).

RMN de 13C (125,00 MHz, CDCl3): δ 21,7 ((C-2)-CH3), 26,5 ((C-2)-CH3), 113,7 (C-

1’), 120,9 (C-3), 126,1 (C-8), 129,5 (C-8a), 132,9 (C-4a), 126,9, 132,9 e 134,9 (C-5, C-

6 e C-7) 143,5 (C-2’), 151,2 (C-2), 181,6 (C-4), 184,7 (C-1).

9.3) Procedimento geral para obtenção dos derivados do tipo (118) a (121)

Em balão de 125 mL contendo uma solução de 2,2 mmol de nor-lapachol (44)

(500 mg) em 40 mL de clorofórmio seco, sob atmosfera inerte foram adicionados, em

banho de gelo, 4,4 mL (13,2 g, 83,6 mmols) de bromo, após imediata precipitação do

223Hooker, S. C.; J. Ann. Chem. Soc. 1936, 58, 1168.

128

intermediário bromado (62) como um sólido vermelho, a mistura reacional permaneceu

sob agitação por mais 10 minutos e em seguida o excesso de bromo é removido sob

pressão reduzida. Imediatamente, acrescentou-se ao balão mais 40 ml de clorofórmio

seco, resfriou-se a solução em banho de gelo e 0,6 mL de trietilamina (444 mg, 2

mmols) foram adicionados. Após, uma solução de 4,4 mmols do nucleófilo em 25 mL

de clorofórmio seco foram adicionados à mistura reacional e manteve-se a agitação por

mais 3 horas. Em seguida, a mistura foi vertida em 50 mL de água destilada e a fase

orgânica foi lavada com uma solução de bicarbonato de sódio (3 x 50 mL), água

destilada (3 x 50 mL), seca com sulfato de sódio anidro, filtrada e evaporada sob

pressão reduzida e a mistura resultante foi purificada em coluna cromatográfica em

sílica gel do tipo flash e eluída em gradiente de hexano/acetato de etila.

9.3.1) 3-((1H-benzo[d][1,2,3]triazol-1-il)oxi)-2,2-dimetil-2,3-di-hidro-

nafto-[1,2-b]furan-4,5-diona (118)

O

O

O

ON N

N

12

33a

45

6

7

8

99a

9b1'

2'3'

3a'

4'

5'6'

7'

7a'

5a

Sólido laranja com rendimento de 21%.

Ponto de fusão: 198 – 199 ºC

IV ν max (cm-1): 2965, 2927, 1659, 1623, 1591, 1497, 1461, 1405, 1361, 1254, 1218,

1161, 1110, 1084, 749.

RMN de 1H (500,00 MHz, CDCl3): δ 1,32 (3H, s, (C-2)-CH3), 1,88 (3H, s, (C-2)-

CH3), 6,50 (1H, s, H-3), 7,62 (2H, t, J = 7,8 Hz, H-5’ e H-6’), 7,96 – 7,93 (1H, m, H-

4’), 7,96 – 7,93 (1H, m, H-7’), 8,10 – 7,99 (1H, m, H-7), 8,10 – 7,99 (1H, m, H-8), 8,10

– 7,99 (1H, m, H-9), 8,17 (1H, dd, J = 8.3 e 1.5 Hz, H-6).

RMN de 13C (125,00 MHz, CDCl3): δ 21,5 (C-2)-CH3), 22,9 (C-2)-CH3), 66,4 (C-3),

95,1 (C-2), 112,7 (C-3a), 115,5 (C-4’), 126,1 (C-5’ e C-6’), 126,3 (C-9a), 128,8 (C-6),

129

129,8 (C-7’), 130,4 (C-5a), 131,3 (C-3a’), 125,1, 133,5 e 134,3 (C-7, C-8 e C-9), 134,4

(C-7a’), 171,6 (C-9b), 174,4 (C-4), 179,8 (C-5).

HRESIMS m/z 362,1141 [M+H]+. (Calcd. for C20H16N3O4+: 362,1135).

9.3.2) 3-((4-fenil-1H-1,2,3-triazol-1-il)-metoxi)-2,2-dimetil-2,3-di-

hidro-nafto-[1,2-b]furan-4,5-diona (119)

O

O N

NN

O

O

12

33a

45

5a6

7

89

9a9b

1'

2' 3'

4'5'

1"

2" 3"

4"

5"6"

Sólido amarelo com rendimento de 15%.

Ponto de fusão: 177 - 179ºC

IV ν max (cm-1): 3412, 3123, 1651, 1611, 1586, 1567, 1493, 1411, 1219, 779


CH3), 2,17 (2H, s, CH2), 5,84 (1H, s, H-3), 5,96 (1H, s, H-5’), 7,41 (2H, dt, J = 7,33 e

1,51 Hz, H-3” e H-5”), 7,57 (1H, dt, J = 7,33 e 1,72 Hz, H-4”), 7,74– 7,79 (2H, m, H-2”

e H-6”), 7,85 – 7,97 (3H, m, H-7), 7,85 – 7,97 (3H, m, H-8), 7,85 – 7,97 (3H, m, H-9)

8,19 (1H, dt, J = 7,48 e 1,64 Hz, H-6).


3), 87,5 (CH2), 95,9 (C-2), 111,1 (C-3a), 118,9 (C-5’), 125,7 (C-4”), 126,5 (C-9a),

128,1 (C-2” e C-6”), 128,6 (C-3” e C-5”), 129,9 (C-6), 130,1 (C-5a), 131,4 (C-1”),

125,5, 133,3 e 134,7 (C-7, C-8 e C-9), 147,5 (C-4’), 171,1 (C-9b), 174,4 (C-4), 179,9

(C-5).

130

9.3.3) 2,2-dimetil-3-((5-(trifluorometil)-1H-1,2,4-triazol-3-il)-amino)-

2,3-di-hidronafto-[1,2-b]-furan-4,5-diona (120)

O

HN

O

O

N

NHN

CF312

33a

45

5a67

8

99a

9b

1'2'

3'4'

5'


Ponto de fusão: 242-243 ºC

IV ν max (cm-1): 3388, 2927, 1703, 1646, 1614, 1570, 1493, 1453, 1409, 1345, 1319,

1275, 1224, 1166, 1116, 1075, 798, 781.


CH3), 3,62 – 3,72 (1H, m, NH), 3,80 – 3,90 (1H, m, H-2’), 4,55 (1H, s, H-3), 7,57 –

7,68 (3H, m, H-7), 7,57 – 7,68 (3H, m, H-8), 7,57 – 7,68 (3H, m, H-9), 8,09 (1H, dd, J

= 7,33 e 1,4 Hz, H-6).


3), 95,7 (C-2), 111,5 (C-3a), 127,0 (C-9a), 128,6 (CF3), 129,8 (C-6), 131,6 (C-5a),

132,1 (C-3’), 125,4, 133,0 e 134,7 (C-7, C-8 e C-9), 146,2 (C-5’), 171,1 (C-9b), 174,6

(C-4), 180,4 (C-5).

HRESIMS m/z 379,1017 [M+H]+. (Calcd. for C17H14F3N4O3+ 379,1013).

9.3.4) 3-((2-(1H-indol-3-il)-etil)-amino)-2,2-dimetil-2,3-di-hidro-

nafto-[1,2-b]-furan-4,5-diona (121)

O

HN

NH

O

O

12

33a

455a

67

8

99a

9b

1'

2'1a'

3'

4'5'

5a'6'

7'

131


Ponto de fusão: 239 – 140 ºC

IV ν max (cm-1): 3450, 2968, 2936, 2871, 1701, 1658, 1648, 1617, 1589, 1570, 1493,

1453, 1405, 1372, 1347, 1278, 1262, 1222, 1116, 1084, 1401, 981, 827.

RMN de 1H (500,00 MHz, CDCl3): δ 1,25 ((C-2)-CH3), 1,59 ((C-2)-CH3), 2,23 (2H,

d, J = 5,3 Hz, -NH-CH2-CH2), 2,37 (2H, d, J = 5,3 Hz, -NH-CH2), 5,01 (1H, s, H-3),

5,81 ppm (1H, s, H-7’), 7,62 – 7,65 (2H, m, H-3’ e H-4’), 7,66 – 7,73 (2H, m, H-2’ e H-

5’), 8,07 (2H, td, J = 7,8 e 0,9 Hz, H-7 e H-8), 8,11 – 1,13 (2H, m, H-6 e H-9).

RMN de 13C (125,00 MHz, CDCl3): δ 20,4 (C-2)-CH3), 26,6 (C-2)-CH3), 29,6 (C-8’),

53,3 (C-9’), 75,0 (C-3), 96,6 (C-2), 112,4 (C-3a), 117,3 (C-6’), 122,6 (C-7’), 125,8 (C-

9a), 127,3 (C-5a’), 129,3 (C-6), 130,2 (C-3’ e C-4’), 131,1 (C-5a), 125,1, 132,5 e 134,5

(C-7, C-8 e C-9), 135,3 (C-2’ e C-5’), 147,0 (C-1a’), 170,6 (C-9b), 176,0 (C-4), 181,1

(C-5).

HRESIMS m/z 387,1701 [M+H]+. (Calcd. for C17H14F3N4O3+ 387,1703).

9.4) Procedimento geral para obtenção dos derivados do tipo (124) e (125)







seco, resfriou-se a solução em banho de gelo e em seguida, uma solução de 4,4 mmols

do nucleófilo em 25 mL de clorofórmio seco foi adicionada à mistura reacional e

manteve-se a agitação por mais 1 hora. Em seguida, a mistura foi vertida em 50 mL de

água destilada e a fase orgânica foi lavada com uma solução de bicarbonato de sódio (3

x 50 mL), água destilada (3 x 50 mL), seca com sulfato de sódio anidro, filtrada e

evaporada sob pressão reduzida e a mistura resultante foi purificada em coluna

cromatográfica em sílica gel do tipo flash e eluída em gradiente de hexano/acetato de

etila.

132

9.4.1) 3-(4-clorofeniltio)-2,2-dimetil-2,3-di-hidronafto-[1,2-b]-furan-

4,5-diona (124)

O

O

O

S

Cl12

33a

455a

67

89

9a9b

1'2'

3'

4'

5'6'


Ponto de fusão: 190 ºC

IV ν max (cm-1): 1645, 1614, 1587, 1570, 1476, 1400, 1224, 1093, 788.


CH3), 4,42 (1H, s, H-3), 7,19 (2H, dd, J = 8,3 e 1,9 Hz, H-2’ e H-6’), 7,43 (2H, dd, J =

8,3 e 1,9 Hz, H-3’ e H-5’), 7,52 – 7,60 (1H, m, H-7), 7,52 – 7,60 (1H, m, H-8), 7,52 –

7,60 (1H, m, H-9), 8,03 (1H, d, J = 7,3 Hz, H-6).


3), 95,5 (C-2), 115,3 (C-3a), 127,2 (C-9a), 129,1 (C-6), 129,4 (C-3’ e C-5’), 130,9 (C-

5a), 133,5 (C-4’), 133,7 (C-1’), 133,8 (C-2’ e C-6’), 124,8, 132,3 e 134,4, (C-7, C-8 e

C-9), 168,3 (C-9b), 174,4 (C-4), 180,4 (C-5).

9.4.2) 3-(4-metoxifeniltio)-2,2-dimetil-2,3-di-hidronafto-[1,2-b]-furan

-4,5-diona (125)

O

O

O

S

OCH31

2

33a

455a

67

89

9a9b

1'2'

3'

4'

5'6'


133

Ponto de fusão: 185 ºC

IV ν max (cm-1): 1644, 1613, 1588, 1569, 1492, 1397, 1237, 786


CH3), 3,74 (3H, s, O-CH3), 4,38 (1H, s, H-3), 6,78 (2H, dd, J = 8,8 e 1,9 Hz, H-2’ e H-

6’), 7,50 (2H, dd, J = 8,8 e 1,9 Hz, H-3’ e H-5’), 7,63 - 7,56 (3H, m, H-7), 7,63 - 7,56

(3H, m, H-8), 7,63 - 7,56 (3H, m, H-9), 8,06 (1H, d, J = 6,8 Hz, H-6).

RMN de 13C (125,00 MHz, CDCl3): δ 24,3 ((C-2)-CH3), 28,5 ((C-2)-CH3), 55,1 (O-

CH3), 59,4 (C-3), 95,13 (C-2), 114,4 (C-3’ e C-5’), 115,9 (C-3a), 124,7 (C-1’), 127,3

(C-9a), 129,2 (C-6), 130,9 (C-5a), 124,6, 132,0 e 134,3 (C-7, C-8 e C-9), 135,7 (C-2’ e

C-6’), 159,6 (C-4’), 168,0 (C-9b), 174,5 (C-4), 180,6 (C-5).

9.5) Síntese do 2,2-dimetil-3-(2,4,6-tribromofenilamino)-2,3-di hidronafto-

[1,2-b]-furan-4,5-diona (126)








mmols) foram adicionados. Após, 0,4 mL (409 mg, 4,4 mmols) de anilina em 25 mL de

clorofórmio seco foram adicionados à mistura reacional e manteve-se a agitação por 48

horas. Em seguida, a mistura foi vertida em 50 mL de água destilada e a fase orgânica

foi lavada com uma solução de bicarbonato de sódio (3 x 50 mL), água destilada (3 x 50

mL), seca com sulfato de sódio anidro, filtrada e evaporada sob pressão reduzida e a

mistura resultante foi purificada em coluna cromatográfica em sílica gel do tipo flash e

eluída em gradiente de hexano/acetato de etila.

134

O

O

O

HN

Br1

23

3a45

5a67

89

9a9b

1'2'

3'

4'

5'6'

Br

Br

Sólido laranja com 18% de rendimento.

Ponto de fusão: 300 - 301 oC

IV ν max (cm-1): 3407, 1664, 1615, 1582, 1489, 1450, 1395, 1322, 1258, 1218, 1083,

792.


CH3), 4,40 (1H, d, J = 6,8 Hz, NH), 4,76 (1H, d, J = 6.8 Hz, H-3), 7,23 (1H, dd, J = 8,8

e 2,4 Hz, H-5’), 7,49 (1H, d, J = 2,4 Hz, H-3’), 7,68 – 7,57 (1H, m, H-7), 7,68 – 7,57

(1H, m, H-8), 7,68 – 7,57 (1H, m, H-9), 8,07 (1H, d, J = 7,8 Hz, H-6).


96,0 (C-2), 109,1 (C-4’), 110,4 (C-3a), 114,6 (C-2’ e C-6’), 127,2 (C-9a), 129,6 (C-6),

131,1 (C-3’ e C-5’), 131,2 (C-5a), 125,1, 132,7 e134,6 (C-7, C-8 e C-9), 143,1 (C-1’),

169,7 (C-9b), 175,1 (C-4), 180,7 (C-5).

9.6) Procedimento geral para obtenção dos compostos do tipo (135) e (136):








mmols) foram adicionados. Após, 0,762 mg (4,4 mmols) do 5-amino-3-metil-1-fenil

pirazol em 25 mL de clorofórmio seco foram adicionados à mistura reacional e

manteve-se a agitação por 3 horas. Em seguida, a mistura foi vertida em 50 mL de água

destilada e a fase orgânica foi lavada com uma solução de bicarbonato de sódio (3 x 50

mL), água destilada (3 x 50 mL), seca com sulfato de sódio anidro, filtrada e evaporada

135

sob pressão reduzida e a mistura resultante foi purificada em coluna cromatográfica em

sílica gel do tipo flash e eluída em gradiente de hexano/acetato de etila.

9.6.1) (Z)-3-(4-bromo-1-(4-bromofenil)-3-metil-1H-pirazol-5-ilimino)

-2,2-dimetil-2,3-di-hidronafto-[1,2-b]-furan-4,5-diona (135)

O

O

O

N

NN

BrCH3

Br

21

33a

455a

67

8

99a

9b1'

2'

3'4'

5'

1"2"

3"4"

5"

6"

Sólido vermelho com 27% de rendimento.

Ponto de fusão: 210-212 oC

IV ν max (cm-1): 1655, 1614, 1586, 1568, 1563, 1532, 1493, 1412, 1262, 1218, 1113,

1083.


CH3), 2,38 (3H, s, CH3), 7,46 – 7,56 (1H, m, H-7), 7,46 – 7,56 (1H, m, H-8), 7,46 –

7,56 (1H, m, H-9), 7,63 (2H, dd, J = 8,3 e 1,5 Hz, H-2” e H-6”), 7,80 (2H, dd, J = 8,3 e

1,5 Hz, H-3” e H-5”), 7,94 (1H, d, J = 7,8 Hz, H-6)

RMN de 13C (125,00 MHz, CDCl3): δ 13,1 (CH3), 22,2 (C-2)-CH3), 29,2 (C-2)-CH3),

80,3 (C-4’), 96,6 (C-2), 119,7 (C-3a), 123,5 (C-2” e C-6”), 126,8 (C-9a), 127,6 (C-4”),

128,9 (C-3” e C-5”), 129,8 (C-6), 131,8 (C-5a), 124,9, 132,3 e 134,5 (C-7, C-8 e C-9),

137,7 (C-1”), 150,4 (C-3’), 151,7 (C-5’), 165,9 (C-3), 169,9 (C-9b), 174,7 (C-4), 180,4

(C-5)

HRESIMS m/z 553,9733 [M+H]+. (Calcd for C24H18Br2N3O3+ 553,9709)

136

9.6.2) 3-(4-bromo-1-(4-bromofenil)-3-metil-1H-pirazol-5-ilamino)-2,2

-dimetil-2,3-di-hidronafto-[1,2-b]-furan-4,5-diona (136)

O

O

O

HN

NN

BrCH3

Br

21

33a

455a

67

8

99a

9b1'

2'

3'4'

5'

1"2"

3"4"

5"

6"



IV ν max (cm-1): 1655, 1644, 1616, 1566, 1498, 1491, 1449, 1404, 1352, 1217, 1092


CH3), 2,24 (3H, s, CH3), 3,58 (1H, d, J = 9,8 Hz, NH), 4,83 (1H, d, J = 9,8 Hz, H-3),

7,48 (2H, dd, J = 9,0 e 2,4 Hz, H-3” e H-5”), 7,55 (2H, dd, J = 9,0 e 2,4 Hz, H-2” e H-

6”), 7,68-7,60 (1H, m, H-7), 7,68-7,60 (1H, m, H-8), 7,68-7,60 (1H, m, H-9), 8,11 (1H,

dt, J = 7,0 e 1,4 Hz, H-6)


62,0 (C-3), 80,4 (C-4’), 95,9 (C-2), 115,5 (C-3a), 124,9 (C-2” e C-6”), 127,2 (C-9a),

127,5 (C-4”), 128,1 (C-3” e C-5”), 129,5 (C-6), 131,1 (C-5a), 125,2, 132,5 e 134,5 (C-7,

C-8 e C-9), 138,7 (C-1”), 142,5 (C-3’), 147,7 (C-5’), 169,3 (C-9b), 175,1 (C-4), 180,6

(C-5)

HRESIMS m/z 555,9854 [M+H]+. (Calcd. for C24H20Br2N3O3+ 555,9866)

9.7) Procedimento geral para obtenção dos compostos do tipo (137) e (138)




137



pressão reduzida. Imediatamente, acrescentou-se ao balão mais 40 ml de THF seco,

resfriou-se a solução em banho de gelo e em seguida, 0,762 mg (4,4 mmols) do 5-

amino-3-metil-1-fenil pirazol em 25 mL de THF seco foram adicionados à mistura

reacional e manteve-se a agitação por 3 horas. Em seguida, a mistura foi vertida em 50

mL de água destilada e a fase orgânica foi lavada com uma solução de bicarbonato de

sódio (3 x 50 mL), água destilada (3 x 50 mL), seca com sulfato de sódio anidro,

filtrada e evaporada sob pressão reduzida e a mistura resultante foi purificada em coluna

cromatográfica em sílica gel do tipo flash e eluída em gradiente de hexano/acetato de

etila.

9.7.1) 3-(4-bromobutoxi)-2,2-dimetil-2,3-di-hidronafto-[1,2-b]-furan-

4,5-diona (137)

O

O

O

OBr

1

2

3

45

67

8

9

3a

5a

9a1'

2'

3'

4'



IV ν max (cm-1): 3147, 1747, 1623, 1561, 1554, 1405, 1240, 1221, 1035, 782.


CH3), 1,63 – 1,68 (2H, m, CH2-3’), 1,82 – 1,91 (2H, m, CH2-2’), 3,36 (2H, t, J = 6,6

Hz, CH2-4’), 3,58 – 3,77 (2H, m, CH2-1’), 4,47 (1H, s, H-3), 7,70-7,59 (1H, m, H-7),

7,70-7,59 (1H, m, H-8), 7,70-7,59 (1H, m, H-9), 8,08 (1H, dt, J = 7,7 e 1,1 Hz, H-6)

RMN de 13C (125,00 MHz, CDCl3): δ 20,6 (C-2)-CH3), 26,7 (C-2)-CH3), 28,4 (CH2-

2’), 29,3 (CH2-3’), 33,7 (CH2-4’), 70,5 (CH2-1’), 82,5 (C-3), 95,6 (C-2), 116,4 (C-3a),

127,5 (C-9a), 129,2 (C-6), 131,1 (C-5a), 124,9, 132,3 e 134,4 (C-7, C-8 e C-9), 170,5

(C-9b), 175,7 (C-4), 181,0 (C-5)

138

9.7.2) 3-(4-bromo-3-metil-1-fenil-1H-pirazol-5-ilamino)-2,2-dimetil-


O

O

O

HN

N

N

CH3

Br1

2

33a

45

6 5a

8

7

99a

9b 1'

2'3'

4'

5'1''

2''

3'' 4''

5''

6''



IV ν max (cm-1): 1654, 1623, 1590, 1566, 1562, 1536, 1494, 1450, 1413, 1385, 1377,

1222, 1113



7,30 (1H, tt, J = 7,3 e 2,0 Hz, H-4”), 7,43 (2H, td, J = 7,3 e 2,0 Hz, H-3” e H-5”), 7,55

(2H, dt, J = 7,0 e 1,4 Hz, H-2” e H-6”), 7,61-7,67 (1H, m, H-7), 7,61-7,67 (1H, m, H-8),

7,61-7,67 (1H, m, H-9), 8,08 (1H, dt, J = 7,0 e 1,5 Hz, H-6)


61,6 (C-3), 80,0 (C-4’), 95,5 (C-2), 115,1 (C-3a), 124,5 (C-2” e C-6”), 126,1 (C-6),

126,8 (C-9a), 127,7 (C-4”), 129,1 (C-3” e C-5”), 130,7 (C-5a), 124,8, 132,1 e 134,1 (C-

7, C-8 e 3-9), 138,3 (C-1”), 142,1 (C-3’), 147,3 (C-5’), 168,9 (C-9b), 174,7 (C-4), 180,3

(C-5)

HRESIMS m/z 478,0758 [M+H]+. (Calcd. for C24H20BrN3O3+ 478,0761)

9.8) Síntese do 3-hidroxi-2,2-dimetil-2,3-di-hidronafto-[1,2-b]-furan-4,5-

diona (140)




intermediário bromado (62) como um sólido vermelho, adicionou-se uma solução

139

saturada de bissulfito de sódio até descoamento da reação. A agitação foi mantida por

mais 30 min e a mistura foi vertida, agitação vigorosa, num béquer contendo uma

solução de carbonato de sódio. A mistura foi filtrada funil de Büchner e o filtrado foi

extraído com clorofórmio e fase orgânica foi lavada com solução saturada de

bicarbonato de sódio (3 x 50 mL), água destilada (3 x 50 mL), seca com sulfato de sódio

anidro, filtrada e evaporada sob pressão reduzida. A mistura resultante foi purificada em

coluna cromatográfica de silicagel e eluída em gradiente de hexano/acetato de etila.



IV ν max (cm-1): 3477, 1653, 1615, 1493, 1354, 1222, 1082, 787.


CH3), 5,04 (1H, s, H-3), 7,60 -7,73 (1H, m, H-7), 7,60 -7,73 (1H, m, H-8), 7,60 -7,73

(1H, m, H-9), 8,10 (1H, dt, J = 7,3 e 1,5 Hz, H-6)


96,4 (C-2), 117,0 (C-3a), 129,0 (C-6), 127,0 (C-9a), 130,8 (C-5a), 124,7, 132,2 e 134,2

(C-7, C-8 e 3-9), 170,4 (C-9b), 175,7 (C-4), 180,8 (C-5)

HRESIMS m/z 245,0811 [M+H]+. (Calcd. for C14H13O4+ 245,0808)

9.9) Procedimento geral para obtenção dos compostos do tipo (139) e (149) a

(152)

Em um balão de fundo redondo de 50 mL contendo 3g de sulfato de sódio anidro

foi adicionada uma solução de 50 mg (0,2 mmol) do derivado 3-hidroxi-nor-β-

lapachona (140) em 5 mL de clorofórmio seco, sob atmosfera inerte. A mistura foi

resfriada em banho de gelo e adicionou-se 0,01 mL (20 mg, 0,2 mmol) de ácido

metanossulfônico (147) e a mistura foi mantida sob agitação magnética por mais 1 hora.

Em seguida, uma solução de 0,24 mmol do pirazol nucleofílico em 25 mL de

clorofórmio seco foi adicionada à mistura reacional e agitou-se o sistema por mais 1

hora. Após, a mistura foi filtrada e extraída com clorofórmio e a fase orgânica foi lavada

com solução saturada de bicarbonato de sódio (3 x 50 mL), água destilada (3 x 50 mL),

seca com sulfato de sódio anidro, filtrada e evaporada sob pressão reduzida. A mistura

foi purificada em coluna cromatográfica de silicagel e eluída em gradiente de

hexano/acetato de etila.

140

9.9.1) 2,2-dimetil-3-(3-metil-1-fenil-1H-pirazol-5-ilamino)-2,3-di-

hidronafto-[1,2-b]-furan-4,5-diona (139)

O

O

O

HN

N

N

CH3

1

2

33a

45

6 5a

8

7

99a

9b 1'

2'3'

4'

5'1''

2''

3'' 4''

5''

6''



IV ν max (cm-1): 1655, 1620, 1589, 1569, 1560, 1532, 1492, 1451, 1411, 1386, 1373,

1220, 1110



5,35 (1H, s, H-4’), 7,28 (1H, d, J = 7,5 Hz, H-4”), 7,41 (2H, t, J = 7,5 Hz, H-3” e H-5”),

7,50 (2H, dd, J = 7,5 e 1,3 Hz, H-2” e H-6”), 7,61 -7,71 (1H, m, H-7), 7,61 -7,71 (1H,

m, H-8), 7,61 -7,71 (1H, m, H-9), 8,10 (1H, d, J = 8,0 Hz, H-6)


63,7 (C-3), 88,3 (C-4’), 96,3 (C-2), 113,9 (C-3a), 124,4 (C-2” e C-6”), 127,1 (C-9a),

127,3 (C-4”), 129,5 (C-3” e C-5”), 129,5 (C-6), 131,0 (C-5a), 125,1, 132,0 e 134,6 (C-7,

C-8 e C-9), 138,3 (C-1”), 146,9 (C-5’), 149,1 (C-3’), 169,7 (C-9b), 175,3 (C-4), 180,6

(C-5)

HRESIMS m/z 400,1661 [M+H]+. (Calcd. for C24H22N3O3+ 400,1656).

141

9.9.2) 3-(1-(4-bromofenil)-3-fenil-1H-purazol-5-ylamino)-2,2-

dimethyl-2,3-dihydronaphtho[1,2-b]furan-4,5-dione (149)

O

O

O

HN

N N

Br

12

33a

45

5a67

89

9a9b

1' 2'

3'4'

5'

1"2"

3"4"

5"

6"

1'"

2'"3'"

4'"

5'"6'"


Ponto de fusão: 225 – 226 oC

IV ν max (cm-1): 3383, 1619, 1588, 1561, 1490, 1385, 1070


CH3), 4,05 (1H, d, J = 5,7 Hz, NH), 4,77 (1H, d, J = 5,7 Hz, H-3), 5,86 (1H, s, H-4’),

7,25 (1H, t, J = 7,3 Hz, H-4’”), 7,33 (2H, t, J = 7,3 Hz, H-3’” e H-5’”), 7,44 (2H, d, J =

8,8 Hz, H-2” e H-6”), 7,51 (2H, d, J = 8,8 Hz, H-3” e H-5”), 7,73 (2H, d, J = 7,3 Hz, H-

2’” e H-6’”), 7,66 – 7,57 (1H, m, H-7), 7,66 – 7,57 (1H, m, H-8), 7,66 – 7,57 (1H, m,

H-9), 8,06 (1H, d, J = 7.3 Hz, H-6)


86,2 (C-4’), 96,3 (C-2), 113,8 (C-3a), 121,4 (C-4”),125,6 (C-2” e C-6”), 126,3 (C-2’” e

C-6’”), 127,0 (C-9a), 128,0 (C-3’” e C-5’”), 128,5 (C-3” e C-5”), 129,7 (C-6), 131,2 (C-

5a), 133,1 (C-1”), 125,2, 132,8 e 134,7 (C-7, C-8 e C-9), 137,4 (C-1’”), 147,5 (C-5’),

151,8 (C-3’), 169,9 (C-9b), 175,5 (C-4), 180,6 (C-5)

HRESIMS m/z 540,0926 [M+H]+. (Calcd. for C29H23BrN3O3+ 540,0917)

142

9.9.3) 3-(1,3-difenil-1H-pirazol-5-ilamino)-2,2-dimetil-2,3-di-


O

O

O

HN

N N1

2

33a

45

5a67

89

9a9b

1' 2'

3'4'

5'

1"2"

3"4"

5"

6"

1'"

2'"3'"

4'"

5'"6'"



IV ν max (cm-1): 1653, 1617, 1590, 1561, 1516, 1494, 1455, 1401, 1384, 1082, 725, 691


CH3), 4,12 (1H, d, J = 5,8 Hz, NH), 4,78 (1H, d, J = 5,8 Hz, H-3), 5,85 (1H, s, H-4’),

7,29 – 7,34 (2H, m, H-4” e H-4’”), 7,38 (2H, t, J = 7,8 Hz, H-3’” e H-5’”), 7,46 (2H, t, J

= 7,3 Hz, H-3” e H-5”), 7,60 (2H, d, J = 7,3 Hz, H-2” e H-6”), 7,81 (2H, d, J = 6,8 Hz,

H-2’” e H-6’”), 7,72 – 7,59 (1H, m, H-7), 7,72 – 7,59 (1H, m, H-8), 7,72 – 7,59 (1H, m,

H-9), 8,11 (1H, d, J = 6,8 Hz, H-6)


85,7 (C-4’), 96,4 (C-2), 114,0 (C-3a), 125,1 (C-2” e C-6”), 125.6 (C-3’” e C-5’”), 127,1

(C-9a), 127,8 (C-4” e C-4’”), 128,4 (C-3” e C-5”), 129,6 (C-2’” e C-6’”), 129,7 (C-6),

131,2 (C-5a), 124,8, 132,7 e 134,6 (C-7, C-8 e C-9), 133,4 (C-1”), 138,3 (C-1’”), 147,5

(C-5’), 151,4 (C-3’), 169,7 (C-9b), 175,4 (C-4), 180,6 (C-5)

HRESIMS m/z 462,1810 [M+H]+. (Calcd. for C29H24N3O3+

462,1812)

143

9.9.4) 3-(3-(4-metoxifenil)-1-fenil-1H-pirazol-5-ilamino)-2,2-dimetil-


O

O

O

HN

N N1

2

33a

45

5a67

89

9a9b

1' 2'

3'4'

5'

1"2"

3"4"

5"

6"

1'"

2'"3'"

4'"

5'"6'"

OCH3



IV ν max (cm-1): 3409, 3311, 1613, 1563, 1529, 1502, 1458, 1440, 1412, 1374, 1248,

1149, 1112, 1081, 1051, 1025, 996, 889, 772


CH3), 3,83 (3H, s, OCH3), 4,11 (1H, d, J = 5,8 Hz, NH), 4,77 (1H, d, J = 5,8 Hz, H-3),

5,91 (1H, s, H-4’), 6,92 (2H, dd, J = 9,3 e 2,4 Hz, H-3’” e 5’”), 7,31 – 7,37 (1H, m, H-

4”), 7,44 – 7,50 (2H, m, H-3” e H-5”), 7,63 (2H, d, J = 7,3 Hz, H-2” e H-6”), 7,75 (2H,

dd, J = 9,2 e 2,4 Hz, H-2’” e H-6’”), 7,59 (1H, d, J = 7,8 Hz, H-7), 7,65 – 7,72 (2H, m,

H-8 e H-9), 8,11 (1H, d, J = 7,8 Hz, H-6)

RMN de 13C (125,00 MHz, CDCl3): δ 21,5 (CH3), 27,9 (C-2)-CH3), 55,2 OCH3), 63,7

(C-3), 85,3 (C-4’), 96,3 (C-2), 113,9 (C-3a), 124,0 (C-2” e C-6”), 126,8 (C-2’” e C-6’”),

127,0 (C-9a), 127,6 (C-4”), 129,3 (C-6), 129,5 (C-3” e C-5”), 129,6 (C-3’” e C-5’”),

131,1 (C-5a), 124,7, 132,6 e 134,5 (C-7, C-8 e C-9), 138,2 (C-1’”), 145,7 (C-4’”), 147,3

(C-5’), 151,1 (C-3’), 159,4 (C-1”), 169,7 (C-9b), 175,3 (C-4), 180,6 (C-5)

HRESIMS m/z 492,1925 [M+H]+. (Calcd. for C30H26N3O4+ 492,1918)

144

9.9.4) 2,2-dimetil-3-(1-fenil-3-p-tolil-1H-pirazol-5-ilamino)-2,3-di-


O

O

O

HN

N N1

2

33a

45

5a67

89

9a9b

1' 2'

3'4'

5'

1"2"

3"4"

5"

6"

1'"

2'"3'"

4'"

5'"6'"

CH3



IV ν max (cm-1): 1725, 1651, 1618, 1589, 1561, 1495, 1412, 1253, 1232, 1219, 1112



5,82 (1H, s, H-4’), 7,19 (2H, d, J = 7,8 Hz, H-3” e H-5”), 7,32 (1H, tt, J = 8,4 e 2,1 Hz,

H-4”), 7,46 (2H, td, J = 8,4 e 1,5 Hz, H-2” e H-6”), 7,60 (2H, d, J = 7,8 Hz, H-3’” e H-

5’”), 7,71 (2H, d, J = 7,8 Hz, H-2’” e H-6’”), 7,69 – 7,63 (1H, m, H-7), 7,69 – 7,63 (1H,

m, H-8), 7,69 – 7,63 (1H, m, H-9), 8,11 (1H, dd, J = 7,9 e 1,5 Hz, H-6)


63,4 (C-3), 85,5 (C-4’), 96,2 (C-2), 113,9 (C-3a), 124,0 (C-2” e C-6”), 125,4 (C-2’” e

C-6’”), 126,9 (C-9a), 127,6 (C-4”), 129,0 (C-3” e C-5”), 129,3 (C-6), 129,5 (C-3’” e C-

5’”), 130,4 (C-5a), 124,7, 132,3 e 134,5 (C-7, C-8 e C-9), 137,4 (C-1”), 138,2 (C-1’”),

147,3 (C-5’), 151,3 (C-3’), 169,7 (C-9b), 175,2 (C-4), 180,5 (C-5)

HRESIMS m/z 476,1958 [M+H]+. (Calcd. for C30H26N3O3+ 476,1969).

ANEXO I

ESPECTROS DOS COMPOSTOS SINTETIZADOS

RMN 1H do composto (44)

RMN 13C – APT do composto (44)

INFRAVERMELHO (44)

INFRAVERMELHO (118)

HRESIMS (118)

INFRAVERMELHO (119)

INFRAVERMELHO (120)

HRESIMS (120)

HELVECIO

m/z100 150 200 250 300 350 400 450 500 550 600 650 700 750 800 850 900 950 1000

%

0

100 379.1017

378.8316231.3847113.9050 219.1110 284.4242294.5294

380.1292

381.1528

381.2976791.7106420.3308 633.8182544.2121459.5947483.0253 596.0776 661.3163 777.4572752.9030 899.7689838.4798 966.4662922.2713 982.3529

INFRAVERMELHO (121)

HRESIMS (121)

INFRAVERMELHO (124)

INFRAVERMELHO (125)

INFRAVERMELHO (126)

INFRAVERMELHO (135)

HRESIMS (135)

HELVECIO

m/z100 150 200 250 300 350 400 450 500 550 600 650 700 750 800 850 900 950 1000

%

0

100 555.9671

553.9733

553.7496437.5372422.5695375.5536280.6371207.591392.2318 155.8555 226.5154 361.5332331.6046 508.0840480.5406

557.9661

558.9706

559.9718610.7740 642.3655 902.5668656.3042 892.5848797.5529682.9389 849.6207 948.4044 967.3392

INFRAVERMELHO (136)

HRESIMS (136)

HELVECIO

m/z100 150 200 250 300 350 400 450 500 550 600 650 700 750 800 850 900 950 1000

%

0

100 557.9824

555.9854 559.9828

560.9863

Continuação - RMN 1H do composto (137)

INFRAVERMELHO (137)

INFRAVERMELHO (138)

HRESIMS (138)

INFRAVERMELHO (139)

HRESIMS (139)

INFRAVERMELHO (140)

HRESIMS (140)

INFRAVERMELHO (149)

HRESIMS (149)

INFRAVERMELHO (150)

HRESIMS (150)

Continuação - RMN 1H do composto (151)

INFRAVERMELHO (151)

HRESIMS (151)

INFRAVERMELHO (152)

HRESIMS (152)

MARIANA FILOMENA DO CARMO CARDOSO - app.uff.br Mariana Filomena do Carmo... · DPM Desvio padrão...

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