Microencapsulação e aglomeração de hidrolisado proteico de...

UNIVERSIDADE ESTADUAL DE CAMPINAS

Faculdade de Engenharia de Alimentos

Nirse Ruscheinsky Breternitz

“Microencapsulação e aglomeração de hidrolisado proteico de carne de

mexilhão para uso como aromatizante”

CAMPINAS/SP 2016

Nirse Ruscheinsky Breternitz

Microencapsulação e aglomeração de hidrolisado proteico de carne de

mexilhão para uso como aromatizante

Tese apresentada à Faculdade de Engenharia de Alimentos da Universidade Estadual de Campinas como parte dos requisitos exigidos para a obtenção do titulo de Doutora em Engenharia de Alimentos.

Orientadora: Profa. Dra. Miriam Dupas Hubinger ESTE EXEMPLAR CORRESPONDE À VERSÃO FINAL DA TESE DEFENDIDA PELA ALUNA NIRSE RUSCHEINSKY BRETERNITZ E ORIENTADA PELA PROFª DRª MÍRIAM DUPAS HUBINGER.

CAMPINAS/SP 2016

BANCA EXAMINADORA

______________________________________

Profª. Drª. Míriam Dupas Hubinger

Orientadora – FEA/UNICAMP

_______________________________________

Prof. Dr. Carlos Raimundo Ferreira Gosso

Membro titular – FEA/UNICAMP

________________________________________

Profª. Drª. Flávia Maria Netto

Membro titular – FEA/UNICAMP

__________________________________________

Prof. Dr. Gustavo César Dacanal

Membro titular - FZEA/USP

___________________________________________

Prof. Dr. Wanderley Pereira de Oliveira

Membro titular – FCF/USP

___________________________________________

Prof. Dr. Javier Telis Romero

Membro suplente – IBLCE/ UNESP

___________________________________________

Profª. Drª. Helena Maria Andre Bolini

Membro suplente – FEA/UNICAMP

___________________________________________

Profª. Drª. Maria Teresa Bertoldo Pacheco

Membro suplente – ITAL/CAMPINAS

A ata de defesa com as respectivas assinaturas dos membros encontra-se no

processo de vida acadêmica do aluno.

“A persistência é o menor caminho do êxito”.

(Charles Chaplin)

Dedico

À minha filha Alice e ao meu esposo Wangles

AGRADECIMENTOS

À Deus, divino criador, pela oportunidade do crescimento intelectual, moral e espiritual

que esta jornada do doutoramento me proporcionou;

À minha mãe Yone, que sempre me incentivou à construir minha vida através dos

estudos, e ao meu pai Pio (in memoriam) que, mesmo não concordando muito, fez o

impossível para que isso fosse possível;

Ao meu esposo Wangles pelo amor, paciência, admiração, confiança, broncas e

incentivos durante esses longos anos de doutoramento;

À Alice, filha amada que chegou para tumultuar o doutorado, mas que elevou minha

vida à outro patamar;

Às minhas irmãs Nelise e Neize pelo incentivo e fé em mim e aos meus irmãos Dirceu

e Dirlei pela torcida;

Ao sogro Geson e sogra Cida (in memoriam) que me ajudaram mais do que imaginam;

À Maria Luiza, pelas orações, apoio tático e tudo mais;

À Profa. Dra. Miriam Dupas Hubinger, pela orientação e confiança. Por acreditar que

eu conseguiria, por empurrar, puxar, chacoalhar, ouvir e não desistir;

À todos os membros da banca examinadora, pelas valiosas sugestões e correções,

que muito contribuíram para o enriquecimento deste trabalho;

À Ana Gabriela, Emílio, Fernando, Gláucia, Larissa, Mariana, Patrícia, Renata,

Vanessa, Vivian e Zildene, pela amizade e ajuda física, emocional e intelectual

durante esses longos anos;

À Gabriela Casadei da Cruz, minha orientada de iniciação científica, pela confiança e

colaboração imprescindível para que a aglomeração ocorresse;

Aos funcionários, professores e alunos do Laboratório de Engenharia de Processos e

de todo o Departamento de Engenharia de Alimentos pelo auxilio e disponibilidade,

facilitando a realização deste trabalho;

Ao Carlos Fidelis do Laboratório ThoMSon do IQ/UNICAMP, pela ajuda inestimável

nas análises de cromatografia;

À FAPESP pela concessão do auxílio à pesquisa que financiou os experimentos

desta tese;

Ao Centro Universitário Padre Anchieta (UniAnchieta), em especial aos colegas

professores, alunos e Direção, pelo apoio, paciência e incentivo nesta busca de

conhecimento e titulação;

À todos que ajudaram nesta jornada, difícil, estressante, exaustiva, mas ao mesmo

tempo prazerosa e enriquecedora. São anônimos no papel, mas tem nome e rosto na

minha memória;

E também, àqueles que não acreditaram que eu conseguiria, pois sua incredulidade

foi um dos meus combustíveis.

RESUMO

O objetivo deste trabalho foi estudar o efeito da microencapsulação por spray drying e aglomeração em leito fluidizado de hidrolisado proteico de carne de mexilhão (Perna perna) visando a obtenção de um flavorizante alimentício. Assim, foi avaliada a influência das temperaturas do ar de secagem (180 e 210 ºC) sobre a composição de voláteis do pó e suas características físico-químicas. Simultaneamente, foram avaliadas as concentrações de agente carreador, composto por proporções de maltodextrina 10DE e de amido modificado HiCap®100 (0:100, 50:50, 75:25 e 100:0, respectivamente) em três adições diferentes (3,7, 10,2 e 16,0%). A aglomeração do pó foi estudada através de cinéticas nos tempos de 10, 20, 30, 40 e 50 minutos, com duas soluções ligantes diferentes: água destilada e solução aquosa com 22,5% de sólidos, 1:1 de maltodextrina 10DE e HiCap®100. O hidrolisado proteico de mexilhão utilizado para conduzir os experimentos foi obtido através de hidrólise enzimática da carne de mexilhão com a enzima comercial ProtamexTM. O pó foi caracterizado logo após a microencapsulação e após a aglomeração quanto à umidade, atividade de água, densidade, diâmetro e distribuição de tamanho, microestrutura, temperatura de transição vítrea e retenção de voláteis. No pó aglomerado também foi determinado o tempo de molhabilidade e solubilidade. No pó microencapsulado, o aumento da concentração do agente carreador resultou em aumento da temperatura de transição vítrea (Tg) e do diâmetro D4,3 das micropartículas e na redução da sua higroscopicidade. Nas análises de microestrutura, observou-se que as micropartículas obtidas com HiCap®100 eram mais frágeis, enquanto a maltodextrina 10DE proporcionou a formação de micropartículas mais dentadas e com maior variação em tamanho. A Tg e a retenção de compostos voláteis foram favoravelmente influenciados pela temperatura de secagem mais elevada e pela combinação e concentração (quanto maior, mais favorecida) dos agentes carreadores. O hidrolisado proteico de mexilhão microencapsulado a 210 ºC, com 16% de maltodextrina 10DE:HiCap®100 (proporção 50:50) como agente carreador, resultou na melhor retenção de voláteis e características físico-químicas capazes de promover a estabilidade do pó, sendo escolhida como a melhor condição de microencapsulação. A análise sensorial do aromatizante indicou que a adição de 50% do hidrolisado proteico de mexilhão sobre o tempero base de macarrão instantâneo teve boa aceitação, com notas médias de aceitação para sabor e aroma de 6,56 e 6,82, respectivamente. A aglomeração com duração de 40 minutos e atomização de ligante MH (solução aquosa com 22,5% de sólidos, 1:1 de maltodextrina 10DE e HiCap®100) proporcionou maior diâmetro D4,3 dos aglomerados, redução de 26,3% no tempo de molhabilidade e melhor retenção de voláteis. Palavras chave: hidrolisado proteico, mexilhão, microencapsulação, spray drying,

aglomeração.

ABSTRACT

The aim of this work was to study the effect of microencapsulation by spray drying and the fluid bed agglomeration of mussel (Perna perna) protein hydrolysate in order to obtain a food flavoring. Thus, the influence of the drying air temperatures (180 and 210 ºC) over the powder volatile composition and physicochemical characteristics, was evaluated. Simultaneously, it was varied also the concentrations of the carrier agents, composed by proportions of maltodextrin 10DE and modified starch HiCap®100 (0:100, 50:50, 75:25 and 100:0, respectively) in three different additions (3.7, 10.2 and 16.0%). The powder agglomeration was studied by kinetic at the times of 10, 20, 30, 40 and 50 minutes, with two different binder solutions: distilled water and aqueous solution with 22.5% of solids, 1:1 of maltodextrin 10DE and HiCap®100. The mussel protein hydrolysate used to conduct the experiments was obtained by mussel meat enzymatic hydrolysis with the commercial enzyme ProtamexTM. The powder was characterized immediately after microencapsulation and after agglomeration as moisture, water activity, density, diameter and size distribution, microstructure, glass transition temperature and retention of volatiles. The wettability and solubility of the agglomerated powder was also determined. In the microencapsulated powder, increasing the carrier agent concentration resulted in an increase in the microparticles diameter and reduction in powder hygroscopicity and glass transition temperature (Tg) values. Scanning electron microscopy showed that HiCap®100 microparticles were more breakable, while maltodextrin 10DE provided the formation of rougher microparticles with a greater variation in size. Tg and retention of volatile compounds were favorably influenced by higher drying temperatures and by the combination and concentration (the higher the better) of the carrier agents. Mussel protein hydrolysate powder microencapsulated at 210 ºC, with 16% of maltodextrin 10DE and HiCap®100 (50:50) as carrier agent, resulted in the best volatile retention and physicochemical characteristics that can promote powder stability, and was chosen as the best microencapsulation condition. Sensory evaluation indicated that the addition of 50% of the powder obtained under these conditions (flavoring) over instant noodles seasoning had good acceptability, with acceptance mean scores of 6.56 and 6.82 for taste and flavor, respectively. All agglomerated powders showed moisture content lower than 3.2%. Agglomeration during 40 minutes and atomization of MH binder (aqueous solution with 22.5% of solids, 1:1 of maltodextrin 10DE and HiCap®100) provide greater agglomerates D4,3 diameter, 26.3% reduction in wetting time and better retention of volatiles.

Keywords: protein hydrolysate, mussel, microencapsulation, spray drying,

agglomeration.

LISTA DE FIGURAS

Figura 3.1: Imagens de mexilhão Perna perna: (a) com a concha aberta (SOUZA E

PETCOV, 2013) e (b) desconchado e com régua de referência de tamanho

(ARMAZÉM DO MAR, 2015), com autorização de uso de imagem. ......................... 27

Figura 3.2: Esquemas de microcápsula e micropartícula. ........................................ 34

Figura 3.3: Formação das pontes entre partículas durante a aglomeração do pós. . 43

Figura 4.1: Spray dryer Büchi em operação, utilizado nos processos de

microencapsulação. .................................................................................................. 59

Figura 4.2: Ficha de análise sensorial de aceitação de consumidor. ....................... 65

Figura 4.3: (a) Esquema de todo equipamento de leito fluidizado utilizado e (b)

fotografia do leito em operação. ................................................................................ 67

Figura 4.4: Gráfico da queda de pressão versus velocidade do ar na câmara de leito

fluidizado, obtida com pulsação de 600 rpm e 50 g de pó......................................... 68

Figura 4.5: Acessório usado para análise de molhabilidade. .................................... 72

Figura 5.1: Fotografias dos géis de resolução com 12% (a) e 15,5% (b) de acrilamida

com os perfis eletroforéticos da carne e do hidrolisado proteico de mexilhão

liofilizados. ................................................................................................................. 76

Figura 5.2: Curvas de escoamento das suspensões de hidrolisado proteico de

mexilhão puro ou adicionadas de (a) HiCap®100 (H); (b) maltodextrina 10DE (M); (c)

50:50 de maltodextrina 10DE e HiCap®100 (1M1H) e; (d) 75:25 de maltodextrina 10DE

e HiCap®100 (3M1H). O último dígito do código da amostra corresponde às

proporções de 1:1, 1:3 e 1:5 entre proteína do hidrolisado:agente carreador. .......... 81

Figura 5.3: Viscosidade das suspensões de hidrolisado proteico de mexilhão puro ou

adicionadas de (a) HiCap®100 (H); (b) maltodextrina 10DE (M); (c) 50:50 de

maltodextrina 10DE e HiCap®100 (1M1H) e; (d) 75:25 de maltodextrina 10DE e

HiCap®100 (3M1H). O último dígito do código da amostra corresponde às proporções

de 1:1, 1:3 e 1:5 entre proteína do hidrolisado:agente carreador. ............................. 84

Figura 5.4: Atividade de água do hidrolisado de mexilhão em pó em função do tipo e

da concentração do agente carreador e da temperatura de secagem. ..................... 85

Figura 5.5: Umidade do hidrolisado de mexilhão em pó em função do tipo e da

concentração de agente carreador e da temperatura de secagem. .......................... 88

Figura 5.6: Higroscopicidade do hidrolisado de mexilhão em pó em função do tipo e

da concentração de agente carreador e da temperatura de secagem. ..................... 91

Figura 5.7: Imagens do hidrolisado proteico de mexilhão em pó antes e depois da

análise de higroscopicidade. ..................................................................................... 92

Figura 5.8: Distribuição de tamanho das micropartículas de hidrolisado proteico de

mexilhão microencapsuladas por spray drying. ......................................................... 94

Figura 5.9: Densidade aparente do hidrolisado de mexilhão em pó em função do tipo

e da concentração de agente carreador e da temperatura de secagem. .................. 98

Figura 5.10: Imagens dos pós obtidos com a secagem de (a) hidrolisado proteico de

mexilhão puro e do hidrolisado proteico de mexilhão microencapsulado nas

proporções de (b) 1:1, (c) 1:3 e (d) 1:5, entre a proteína do hidrolisado e o agente

carreador HiCap®100. ............................................................................................... 99

Figura 5.11: Imagens de microestrutura das partículas obtidas pela secagem do

hidrolisado proteico de mexilhão puro, sem a adição de agentes carreadores. ...... 100

Figura 5.12: Imagens de microestrutura das partículas obtidas com o agente

carreador HiCap100. ............................................................................................. 101


carreador maltodextrina 10DE. ................................................................................ 102

Figura 5.14: Imagens de microestrutura das partículas obtidas com os agentes

carreadores misturados, na proporção de 1:1. ........................................................ 103


carreadores misturados na proporção 3:1. .............................................................. 104

Figura 5.16: Comportamento da Tg em função da Aw do hidrolisado proteico de

mexilhão microencapsulado por spray drying. ........................................................ 107

Figura 5.17: Termogramas obtidos para o hidrolisado proteico de mexilhão em pó com

adição de (a) maltodextrina 10 DE (M) e (b) HiCap®100 (H) como carreadores. .... 109

Figura 5.18: Termogramas obtidos para o hidrolisado proteico de mexilhão em pó com

adição de (a) mistura de 50:50 de maltodextrina e Hicap®100 (1M1H) e (b) 75:50 de

maltodextrina e Hicap®100 (3M1H). ........................................................................ 110

Figura 5.19: Termogramas obtidos para o hidrolisado proteico de mexilhão em pó,

sem adição de agente carreador. ............................................................................ 111

Figura 5.20: Curvas de calibração dos padrões cromatográficos para a quantificação

dos compostos voláteis hexanal, xileno, heptanal, octanal, 2-nonanol e nonanal. .. 112

Figura 5.21: Mapa de Preferência Interno com relação ao sabor das amostras. ... 123

Figura 5.22: Distribuição de notas dos provadores quanto às avaliações de sabor,

com diferentes adições de aromatizante nas amostras. ......................................... 124

Figura 5.23: Mapa de Preferência Interno com relação ao aroma das amostras. .. 125

Figura 5.24: Distribuição de notas dos provadores quanto às avaliações de aroma,

com diferentes adições de aromatizante nas amostras. ......................................... 126

Figura 5.25: Mapa de Preferência Interno com relação a aparência geral das

amostras. ................................................................................................................. 127

Figura 5.26: Distribuição de notas dos provadores quanto às avaliações de aparência

geral, com diferentes adições de aromatizante nas amostras................................. 128

Figura 5.27: Distribuição de tamanhos das partículas aglomeradas em função do

tempo e com (a) ligante água e (b) ligante MH (solução aquosa com 22,5% de sólidos,

1:1 de maltodextrina 10DE e HiCap®100). .............................................................. 135

Figura 5.28: Tempo necessário para umedecer toda amostra de pó aglomerado com

os ligantes água () e MH (○). As linhas verticais indicam o desvio padrão. ........... 137

Figura 5.29: Micrografias das partículas aglomeradas em diferentes tempos de

processo e usando água (AG) como ligante, com aumentos de 2000 e 5000 vezes.

................................................................................................................................ 139


processo e usando ligante MH (solução aquosa com 22,5% de sólidos, 1:1 de

maltodextrina 10DE e HiCap®100), com aumento de 2000 e 5000 vezes. ............. 140

Figura 5.31: Comportamento da Tg em função da Aw dos pós aglomerados em leito

fluidizado. ................................................................................................................ 142

Figura 5.32: Termogramas obtidos para os pós obtidos nas cinéticas de aglomeração,

usando água destilada (AG) como ligante............................................................... 143

Figura 5.33: Termogramas obtidos para os pós obtidos nas cinéticas de aglomeração,

usando como ligante a solução MH (solução aquosa com 22,5% de sólidos, 1:1 de

maltodextrina 10DE e HiCap®100). ......................................................................... 144

Figura 5.34: Rendimentos obtidos nas cinéticas de aglomeração com os ligantes ()

água e (○) solução MH. ........................................................................................... 146

LISTA DE TABELAS

Tabela 3.1: Composição centesimal da carne de mexilhão Perna perna. ................ 28

Tabela 4.1: Variáveis e níveis de estudo na microencapsulação por spray drying. .. 56

Tabela 4.2: Codificação dos ensaios de microencapsulação por spray drying. ........ 58

Tabela 4.3: Formulação base para tempero de macarrão instantâneo..................... 65

Tabela 4.4: Concentração de aromatizante e códigos aleatórios das amostras. ...... 66

Tabela 4.5: Codificação dos ensaios e variáveis da aglomeração. ........................... 69

Tabela 4.6: Relação entre o nível de fluidez e o Índice de Carr (ICarr). ..................... 71

Tabela 5.1: Composição centesimal da carne de mexilhão, do hidrolisado proteico e

do resíduo da hidrólise. ............................................................................................. 73

Tabela 5.2: Composição de aminoácidos totais da carne de mexilhão e do hidrolisado

proteico (g/100 g de proteína presente na amostra). ................................................ 78

Tabela 5.3: Composição de aminoácidos livres da carne de mexilhão e do hidrolisado

proteico (g/100 g de proteína presente na amostra). ................................................ 80

Tabela 5.4: Valores dos parâmetros obtidos pelo ajuste dos dados experimentais ao

modelo de Lei da Potência e ao modelo para fluidos Newtonianos. ......................... 83

Tabela 5.5: Atividade de água do hidrolisado proteico de mexilhão em pó. ............. 86

Tabela 5.6: Resultados de umidade (g/100 g de amostra, base úmida) do hidrolisado

proteico de mexilhão em pó. ..................................................................................... 87

Tabela 5.7: Resultados de higroscopicidade (g de água/g de amostra) do hidrolisado

proteico de mexilhão em pó. ..................................................................................... 90

Tabela 5.8: Diâmetro (D4,3) do hidrolisado proteico de mexilhão em pó. .................. 93

Tabela 5.9: Dispersão (span) da distribuição de tamanhos das micropartículas de

hidrolisado proteico de mexilhão microencapsuladas por spray drying. .................... 96

Tabela 5.10: Densidade aparente (kg/m3) do hidrolisado proteico de mexilhão

microencapsulado ..................................................................................................... 97

Tabela 5.11: Temperaturas de transição vítrea do hidrolisado proteico de mexilhão

microencapsulado por spray drying. ........................................................................ 106

Tabela 5.12: Resultados de repetitividade das análises de GC-MS, com média, desvio

padrão (DP), coeficiente de variação (CV) e repê (r). ............................................. 114

Tabela 5.13: Concentração dos compostos voláteis (mol/g de pó) quantificados nas

amostras de hidrolisado proteico de mexilhão microencapsulado. ......................... 115

Tabela 5.14: Índices (IR) e tempos de retenção (TR) dos n-alcanos de referência. . 118

Tabela 5.15: Tempos de retenção (TR) médios, índices de retenção (IR) e

características de odor dos compostos voláteis identificados. ................................ 119

Tabela 5.16: Resultados da análise sensorial para sabor, aroma e aparência....... 122

Tabela 5.17: Atividade de água (Aw) do pó aglomerado, em função do tempo e do tipo

de ligante. ................................................................................................................ 130

Tabela 5.18: Umidade do pó aglomerado, em função do tempo e tipo de ligante. . 131

Tabela 5.19: Higroscopicidade do pó aglomerado, em função do tempo e do tipo de

ligante ...................................................................................................................... 132

Tabela 5.20: Densidades aparente (ap) e compactada (comp) dos pós aglomerados

em função do tempo e do tipo de ligante................................................................. 133

Tabela 5.21: Índice de Carr (ICarr) e características dos pós aglomerados em função

do tempo e do tipo de ligante. ................................................................................. 133

Tabela 5.22: Diâmetro, D4,3, das amostras de pó aglomerado obtidos com diferentes

tempos e tipos de ligante......................................................................................... 134

Tabela 5.23: Solubilidade do pó aglomerado em diferentes condições da cinética.

................................................................................................................................ 136

Tabela 5.24: Temperatura de transição vítrea, Tg, das amostras de pó aglomerado

obtido com diferentes tempos e tipos de ligante ..................................................... 141


amostras de pó aglomerado em função do tempo e do tipo de ligante. .................. 145

LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS

ANOVA Análise de Variância;

DE Dextrose Equivalente;

DSC Differential Scanning Calorimetry;

EPAGRI Empresa de Pesquisa Agropecuária e Extensão Rural de Santa Catarina;

FAO Food and Agriculture Organization of the United Nations;

GC-MS Gas chomatography – mass spectrometry;

IPM Mapa de Preferência Interno;

MEV Microscopia Eletrônica de Varredura;

NIST National Institute of Standards and Technology;

SIF Serviço de Inspeção Federal;

LISTA DE SÍMBOLOS

Grau de dissociação dos grupos -amino (-NH2);

ap Densidade aparente (kg/m3);

comp Densidade do leito compactado (kg/m3);

B Volume da base consumida durante a hidrólise (mL);

D10 Diâmetro de 10% do volume das partículas (m);

D4,3 Diâmetro de De Brouckere (m);



di Diâmetro médio das partículas (m);

GH Grau de hidrólise (%);

ICarr Índice de Carr (%);

In Índice de retenção do marcador que eluiu antes do composto x;

M Massa de proteína (g);

m Massa de pó (g);

mi Massa inicial (g);

mf Massa final (g);

MP Massa inicial de proteína no substrato original (g);

MP Massa de precipitado (g);

MPP Massa de proteína presente no precipitado (g);

MPS Massa de proteína presente no sobrenadante (g);

MS Massa de sobrenadante (g);

Nb Normalidade da base (N);

ni Número de partículas;

pH Potencial hidrogeniônico;

pK Cologaritmo da constante ionização K;

RP Recuperação de proteína (%);

T Temperatura (K);

Tg Temperatura de transição vítrea (ºC);

Tin Temperatura na entrada da câmara de secagem do spray dryer (ºC);

tn Tempo de retenção do marcador que eluiu antes do composto x (min);

tn+1 Tempo de retenção do marcador que eluiu depois do composto x (min);

Tout Temperatura na saída da câmara de secagem do spray dryer (ºC);

tx Tempo de retenção do composto x (min);

v Volume de pó (mL);

vmf Velocidade mínima de fluidização (m/s);

xP Conteúdo de proteína no precipitado (g proteína/g precipitado);

xS Conteúdo de proteína no sobrenadante (g proteína/g sobrenadante);

SUMÁRIO

1 INTRODUÇÃO .................................................................................................... 22

2 OBJETIVOS ....................................................................................................... 25

2.1 OBJETIVO GERAL........................................................................................... 25

2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS ............................................................................ 25

3 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA .............................................................................. 26

3.1 MEXILHÃO ....................................................................................................... 26

3.2 HIDROLISADOS PROTEICOS ........................................................................ 29

3.3 MICROENCAPSULAÇÃO ................................................................................ 33

3.3.1 Microencapsulação por spray drying ......................................................... 35

3.3.2 Agentes carreadores .................................................................................... 38

3.4 AGLOMERAÇÃO DE PÓS EM LEITO FLUIDIZADO ....................................... 40

3.5 CARACTERIZAÇÃO DE PARTÍCULAS ........................................................... 45

3.6 COMPOSIÇÃO DE VOLÁTEIS ........................................................................ 46

3.7 AVALIAÇÃO SENSORIAL ................................................................................ 49

4 MATERIAL E MÉTODOS ................................................................................... 51

4.1 OBTENÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DO HIDROLISADO DE MEXILHÃO ....... 51

4.1.1 Composição centesimal ............................................................................... 51

4.1.2 Hidrólise enzimática ..................................................................................... 51

4.1.2.1 Grau de hidrólise ......................................................................................... 52

4.1.2.2 Recuperação de proteína ............................................................................ 53

4.1.3 Eletroforese ................................................................................................... 53

4.1.4 Perfil de aminoácidos ................................................................................... 54

4.2 MICROENCAPSULAÇÃO POR SPRAY DRYING ........................................... 55

4.2.1 Variáveis do processo de secagem ............................................................ 55

4.2.2 Preparo e caracterização reológica das suspensões de alimentação ..... 56

4.2.3 Microencapsulação ...................................................................................... 57

4.2.4 Caracterização físico-química dos pós ...................................................... 59

4.2.5 Morfologia das micropartículas................................................................... 61

4.2.6 Temperatura de transição vítrea das micropartículas ............................... 61

4.2.7 Composição de voláteis das micropartículas ............................................ 62

4.2.7.1 Curvas de calibração .................................................................................. 62

4.2.7.2 Repetitividade inter-dias .............................................................................. 62

4.2.7.3 Determinação da composição de voláteis ................................................... 62

4.2.7.4 Determinação do índice de retenção .......................................................... 63

4.2.8 Análise sensorial do aromatizante de mexilhão ........................................ 64

4.3 AGLOMERAÇÃO POR LEITO FLUIDIZADO ................................................... 66

4.3.1 Determinação da velocidade mínima de fluidização ................................. 67

4.3.2 Cinética de aglomeração ............................................................................. 68

4.3.3 Caracterização dos pós aglomerados ........................................................ 70

4.3.4 Determinação do rendimento do processo de aglomeração .................... 72

4.4 TRATAMENTO ESTATÍSTICO ........................................................................ 72

5 RESULTADOS E DISCUSSÃO .......................................................................... 73

5.1 CARACTERIZAÇÃO DO HIDROLISADO PROTEICO ..................................... 73

5.1.1 Composição centesimal ............................................................................... 73

5.1.2 Grau de hidrólise e recuperação de proteína ............................................. 74

5.1.3 Eletroforese ................................................................................................... 75

5.1.4 Composição de aminoácidos ...................................................................... 77

5.2 REOLOGIA DAS SOLUÇÕES DE ALIMENTAÇÃO NO SPRAY DRYER ........ 81

5.3 MICROENCAPSULAÇÃO POR SPRAY DRYING ........................................... 85

5.3.1 Caracterização físico-química do pó microencapsulado .......................... 85

5.3.1.1 Atividade de água ....................................................................................... 85

5.3.1.2 Umidade ...................................................................................................... 87

5.3.1.3 Higroscopicidade ......................................................................................... 89

5.3.2 Caracterização física do pó microencapsulado ......................................... 92

5.3.2.1 Diâmetro (D4,3) e distribuição do tamanho das micropartículas .................. 92

5.3.2.2 Densidade aparente .................................................................................... 96

5.3.2.3 Aspecto visual e microestrutura do pó ........................................................ 99

5.3.3 Temperatura de transição vítrea do pó microencapsulado .................... 106

5.3.4 Composição de voláteis no pó microencapsulado ................................. 111

5.3.4.1 Curvas de calibração ................................................................................ 111

5.3.4.2 Repetitividade inter-dias ............................................................................ 113

5.3.4.3 Identificação e quantificação de compostos voláteis................................. 114

5.4 AVALIAÇÃO SENSORIAL DO AROMATIZANTE DE MEXILHÃO ................. 122

5.4.1 Sabor ........................................................................................................... 123

5.4.2 Aroma .......................................................................................................... 125

5.4.3 Aparência geral ........................................................................................... 127

5.5 AGLOMERAÇÃO DO PÓ MICROENCAPSULADO ....................................... 129

5.5.1 Caracterização física e físico-química do pó aglomerado ...................... 129

5.5.1.1 Atividade de água ..................................................................................... 130

5.5.1.2 Umidade .................................................................................................... 130

5.5.1.3 Higroscopicidade dos pós aglomerados ................................................... 131

5.5.1.4 Densidade aparente e compactada .......................................................... 132

5.5.1.5 Diâmetro (D4,3) e distribuição de tamanhos............................................... 133

5.5.1.6 Solubilidade............................................................................................... 135

5.5.1.7 Molhabilidade ............................................................................................ 136

5.5.2 Microestrutura dos aglomerados .............................................................. 138

5.5.3 Temperatura de transição vítrea dos pós aglomerados ......................... 141

5.5.4 Composição de voláteis no pó aglomerado ............................................. 144

5.5.5 Rendimento do processo de aglomeração .............................................. 146

6 CONCLUSÕES ................................................................................................. 147

7 SUGESTÕES DE CONTINUAÇÃO .................................................................. 148

8 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS................................................................. 149

INTRODUÇÃO 22

1 INTRODUÇÃO

O mexilhão é um molusco bivalve marinho da família Mytilidae e seus

representantes da espécie Perna perna são encontrados em todo litoral brasileiro.

Vivem naturalmente fixos a costões rochosos, nas regiões de variação de marés. No

Brasil, o cultivo de mexilhões em fazendas (mitilicultura) representa a maior porção da

produção nacional de moluscos (FERREIRA; MAGALHÃES, 2004). O cultivo de

mexilhões Perna perna ocorre principalmente nos Estados de Santa Catarina, Rio

Grande do Norte, Ceará e Pernambuco (INSTITUTO CEPA, 2004). O estado de Santa

Catarina é o maior produtor de mexilhões dessa espécie no Brasil e conta com cerca

de 80% dos estabelecimentos produtores sob fiscalização do SIF (Serviço de

Inspeção Federal). No estado de Santa Catarina, de 2009 à 2014, a produção de

mexilhões aumentou 67,5%, chegando à 17853 t, o que corresponde a 83% da

produção total de moluscos (ostras, mexilhões e vieiras) (EPAGRI, 2015).

A carne de mexilhão pode ser considerada de excelente qualidade

nutricional, pois é rica em proteínas e possui baixo teor de lipídeos. Apesar disso, seu

consumo ainda é considerado baixo. Alguns fatores que podem justificar esta

constatação são a produção localizada em poucas regiões litorâneas, dificuldade de

armazenamento a frio da carne de mexilhão in natura e ao reduzido beneficiamento

da carne.

Uma alternativa que se mostra interessante para incentivar o aumento da

produção de mexilhão, promovendo outras formas de apresentação e consumo do

produto inclui a produção de um hidrolisado proteico da carne de mexilhão. Durante a

hidrólise proteica ocorre a formação de peptídeos, aminoácidos livres e compostos

voláteis que, em conjunto, apresentam aroma característico, possibilitando estudos de

aplicação do hidrolisado proteico de carne de mexilhão como flavorizante alimentício

(CHA; KIM; KIM, 1998).

Porém, os compostos voláteis são sensíveis às condições ambiente e

podem ser facilmente perdidos. Para preservar estes e outros componentes sensíveis

da degradação pela temperatura, oxidação, volatilização, entre outros, uma alternativa

viável para sua preservação é o uso da microencapsulação com materiais de parede

(agentes carreadores) que promovam a proteção dos compostos de aroma voláteis.

A técnica de microencapsulação por spray drying é largamente utilizada na indústria

de flavors em função de vantagens operacionais como custo de processo, produção

INTRODUÇÃO 23

contínua e em larga escala. Seu processo é dividido basicamente em três etapas:

preparação da emulsão ou solução entre o agente carreador e o material ativo,

atomização e secagem dessa mistura na câmara de secagem e a separação das

partículas da corrente de ar, o que pode ocorrer por um ou mais ciclones (MADENE

et al., 2006; REINECCIUS, 2004).

Além disso, a grande variedade de agentes carreadores, a boa retenção de

voláteis e a estabilidade do produto final, são outros motivos que justificam sua ampla

aplicação na secagem de alimentos e seus ingredientes (MADENE et al., 2006;

DESAI; PARK, 2005), mesmo que seja para compostos resistentes ou sensíveis a

altas temperaturas (KESHANI et al., 2015; PATEL; PATEL; SUTHAR, 2009). A

microencapsulação limita a degradação do aroma ou sua perda durante o

processamento ou estocagem e protege seus ingredientes voláteis, antes e durante a

aplicação em alimentos ou bebidas (MADENE et al., 2006).

A secagem por atomização tem como principal característica a formação

de pós muito finos. Estes, normalmente, apresentam dificuldade quanto à fluidez no

manuseio e também na sua reconstituição. A aglomeração é uma técnica que visa

aumentar o tamanho dessas partículas através da agregação entre elas, que ocorre

pela formação de pontes sólidas inter-partículas. Os aglomerados formados,

normalmente, têm melhor desempenho quanto à fluidez, reconstituição e estabilidade

do produto (BUFFO et al., 2002). A aglomeração em sistema de leito fluidizado é um

processo dinâmico e ocorre pela fluidização das partículas com ar aquecido. Após o

estabelecimento de uma fluidização equilibrada, um ligante é aspergido sobre as

partículas com a finalidade de molhá-las. Devido ao movimento aleatório das

partículas, ocorre colisão e formação de pontes líquidas entre si e que depois secam

por causa do ar aquecido. A formação dos aglomerados ocorre devido à repetição das

etapas de umedecimento, colisão e secagem das partículas que ocorrem

simultaneamente no leito fluidizado. A melhor condição de aglomeração é aquela que

apresenta, simultaneamente, maior aumento no tamanho das partículas finais, com

acréscimo de molhabilidade e solubilidade e elevado rendimento (DACANAL, 2009).

Em função da atomização de água ou outra solução aquosa como ligante,

normalmente, a umidade do produto aglomerado pode ser um pouco maior do que a

do pó seco por atomização usado como referência.

Durante o desenvolvimento de um novo produto, a avaliação sensorial

realizada por consumidores pode servir de orientação para melhorar o produto e

INTRODUÇÃO 24

otimizar sua produção. Dentre os métodos de análise sensorial, os testes com escala

hedônica de 9 pontos são adotados por muitos analistas sensoriais, pois são

adequados para a avaliação da aceitação sensorial dos produtos e, juntamente com

os testes de preferência, são instrumentos muito utilizados para a introdução de um

novo produto no mercado (MONTOUTO-GRAÑA et al., 2012).

Assim, o objetivo geral deste trabalho foi estudar o efeito da

microencapsulação por spray drying e a aglomeração em leito fluidizado de

hidrolisado proteico de carne de mexilhão (Perna perna), visando a obtenção de um

aromatizante alimentício.

OBJETIVOS 25

2 OBJETIVOS

2.1 OBJETIVO GERAL

Microencapsulação por spray drying e aglomeração em leito fluidizado de

hidrolisado proteico de carne de mexilhão visando a obtenção de um aromatizante

alimentício.

2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS

- Obter micropartículas com hidrolisado proteico de carne de mexilhão por

spray drying utilizando como agentes carreadores maltodextrina 10DE e

amido modificado HiCap100;

- Aglomerar as micropartículas em leito fluidizado utilizando processo de

pulverização com água destilada e solução aquosa de maltodextrina 10DE

e amido modificado HiCap100 como agentes ligantes;

- Caracterizar as micropartículas obtidas por spray drying (com e sem

aglomeração) quanto à retenção de voláteis, morfologia, umidade,

atividade de água, higroscopicidade, temperatura de transição vítrea,

densidade, diâmetro médio e distribuição de tamanho;

- Avaliar as características de reconstituição dos pós aglomerados,

analisando molhabilidade e dissolução;

- Através de análise sensorial, avaliar a aceitação do hidrolisado proteico de

carne de mexilhão como aromatizante, aplicando-o em macarrão

instantâneo;

REVISÃO BIBLIOGRÁFICA 26

3 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

3.1 MEXILHÃO

A aquicultura é a maneira mais rápida de se obter alimentos de origem

animal e nas últimas sete décadas o consumo per capita de pescados e frutos do mar

aumentou significativamente, saindo de aproximadamente 9,9 kg per capita na década

de 1960 para mais de 19,2 kg em 2012. O aumento no consumo de moluscos em

geral (ostras, mexilhões, vieiras e outros) é, em parte, reflexo do crescimento

populacional e da urbanização, assim como devido a melhoria na logística de

distribuição e ao aumento na produção mundial (FAO, 2014). Em 2013, a

malalocultura (criação de ostras, mexilhões e vieiras) rendeu mais de R$ 58 milhões,

correspondendo a apenas 1,9% da aquicultura nacional. Das 19.359 mil t de moluscos

produzidas no Brasil, 97,2% saíram de Santa Catarina (ITO, 2014).

A mitilicultura, ramo da aquicultura responsável pelo cultivo de mexilhões

que apresentam valor comercial, surgiu na Europa há vários séculos, tornando-se

considerável fonte alimentícia e de renda para diversas populações litorâneas em

vários países. Pelo fato de ser cultivado com relativa facilidade, a atividade vem

crescendo em todo o mundo e tem sido reportada por diversos autores como

excepcional alternativa de produção e renda, principalmente para pescadores

artesanais (OLIVEIRA, 2005).

O mexilhão é um molusco bivalve marinho da família Mytilidae com três

gêneros comuns: Mytilus, Perna e Mytella. São encontrados em todo litoral brasileiro

e vivem naturalmente fixos a costões rochosos nas regiões de variação de marés. A

mitilicultura (cultivo de mexilhões) representa a maior porção da produção nacional de

moluscos, sendo que a espécie mais abundante e explorada comercialmente no Brasil

é a Perna perna (Figura 3.1) (FERREIRA; MAGALHÃES, 2004). No Brasil cultivo de

mexilhões é uma atividade predominantemente desenvolvida por pequenos

produtores, cuja principal dificuldade econômica está na falta de instalações

adequadas para efetuar o beneficiamento e na ausência do Selo de Inspeção Federal

(SIF), fazendo com que 70% dos mitilicultores comercializem seu produto fresco

diretamente aos atravessadores. Dos 30% de milicultores que chegam a fazer algum

beneficiamento, estes muitas vezes se restringem apenas ao desconchamento e


cozimento da carne, resultando em uma vida de prateleira curta para a carne de

mexilhão (PESTANA; OSTRENSKY, 2008).

(a) (b)

Figura 3.1: Imagens de mexilhão Perna perna: (a) com a concha aberta (SOUZA E

PETCOV, 2013) e (b) desconchado e com régua de referência de tamanho

(ARMAZÉM DO MAR, 2015), com autorização de uso de imagem.

Segundo a Empresa de Pesquisa Agropecuária e Extensão Rural de Santa

Catarina (EPAGRI), o cultivo de mexilhões no Brasil tem apresentado significativo

crescimento desde 1990. Os principais produtores os Estados do Rio Grande do

Norte, Ceará, Pernambuco e Santa Catarina (INSTITUTO CEPA, 2004). Santa

Catarina é o maior produtor de mexilhões da espécie Perna perna no Brasil e detém

aproximadamente 80% dos estabelecimentos nacionais sob fiscalização do SIF. No

ano de 2012 a produção de mexilhões chegou à 21.027 t, apresentando queda de

23% para 2013, quando foram produzidas apenas 16.147 t. Esta redução foi devido à

uma menor captação de sementes ocorrida em 2012 e 2013. Em 2014, a produção

voltou a crescer e chegou em 17.853 t (EPAGRI, 2015). Segundo dados da FAO (Food

and Agriculture Organization of the United Nations), em 2010 a produção mundial de

mexilhões foi de 1,8 milhões de toneladas, correspondendo a 7% do total de moluscos

produzidos (FAO, 2012).

A carne de mexilhão in natura, por sua composição centesimal, constitui

uma importante fonte proteica, além de apresentar reduzidos teor lipídico e valor

calórico (SILVA et al., 2012a; FURLAN et al., 2011; CORDEIRO, 2005). Por estes

motivos, é considerada nutricionalmente interessante e pode servir como matéria-

(

b)


prima para a produção de hidrolisado proteico. A Tabela 3.1 apresenta a composição

centesimal da carne de mexilhão Perna perna verificada em três trabalhos.

Tabela 3.1: Composição centesimal da carne de mexilhão Perna perna.

Componente (%) Quantidades

Cordeiro (2005) Furlan et al. (2011)3 Silva et al. (2012a)

Umidade ¹ 85,8 83,8 75,2

Proteína ² 50,7 56,2 63,3

Lipídios ² 8,5 6,8 12,9

Cinzas ² 13,4 11,1 6,9

1 base úmida; 2 base seca; 3 valores médios;

Cordeiro (2005) e Furlan et al. (2011) utilizaram mexilhões Perna perna

coletados no litoral de Ubatuba, no estado de São Paulo, enquanto Silva et al. (2012a)

utilizaram mexilhões da mesma espécie, coletados no litoral do estado de Santa

Catarina. As diferenças nas composições mostradas na Tabela 3.1 apontam para a

influência das condições do ambiente de cultivo, como características físico-químicas

e temperatura da água, na composição da carne de mexilhão. Outras pesquisas

também indicaram a influência das condições de sazonalidade e localização

geográfica sobre a composição de mexilhões das espécies Mytilus galloprovincialis

(IRISARRI; FERNÁNDEZ-REIRIZ; LABARTA, 2015; FUENTES et al., 2009) e Mytilus

edulis L. (FERNÁNDEZ et al., 2015).

O consumo de mexilhões ocorre predominantemente próximo das regiões

litorâneas produtoras do marisco. A alta perecibilidade e a pouca industrialização da

carne de mexilhão são os principais fatores que definem esse perfil de consumo. No

mercado, os principais produtos disponíveis são o mexilhão desconchado congelado

ou refrigerado e o mexilhão em conserva com óleos comestíveis (enlatado). Por isso,

produtos alternativos à carne congelada ou cozida são uma forma de aumentar o

consumo e agregar valor.


3.2 HIDROLISADOS PROTEICOS

A modificação proteolítica dos alimentos é realizada desde a antiguidade

para modificar as características funcionais ou sensoriais dos alimentos. A hidrólise

proteica é definida como a quebra das moléculas de proteína em aminoácidos ou

peptídeos menores e pode ocorrer por via ácida, básica ou enzimática (ADLER-

NISSEN, 1986).

O processo de hidrólise enzimática é vantajoso pois as enzimas tem maior

seletividade de substratos, ou seja, são mais seletivas em sua atuação em

comparação aos ácidos ou bases. Além disso, permite a realização de processos em

condições térmicas menos drásticas e facilmente controláveis, reduzindo a ocorrência

de reações secundárias, mantendo o valor nutricional do produto (CAMACHO et al.,

2007). A extensão da hidrólise pode ser definida pelo grau de hidrólise e pela

recuperação de proteína. O grau de hidrólise é o número de ligações peptídicas

hidrolisadas, expresso em equivalentes de hidrólise, em relação ao número total de

ligações peptídicas antes da reação. A recuperação de proteína corresponde ao seu

índice de dissolução, que representa a razão entre a massa de proteína no hidrolisado

e a massa inicial de proteína no substrato (ADLER-NISSEN, 1986).

A enzima é inicialmente adsorvida pela superfície da proteína, a uma taxa

inicial de reação que é proporcional à área superficial do substrato exposta para a fase

aquosa e à atividade da enzima (FENNEMA; DAMODARAN; PARKIN, 2010). Em

estudo de cinética de hidrólise enzimática das proteínas da carne de mexilhão, Silva,

Park e Hubinger (2010) observaram que ela é caracterizada por uma fase inicial muito

rápida, durante a qual um grande número de ligações peptídicas são quebradas.

Após, essa taxa de hidrólise enzimática diminui gradativamente e chega a uma fase

estacionária, onde aparentemente nenhuma hidrólise ocorre.

Ao se atingir o grau de hidrólise desejado é necessário inativar a enzima,

pois do contrário a reação pode continuar e hidrolisar as proteínas e peptídeos

remanescentes. Essa inativação pode ser alcançada por via química ou térmica,

sendo que a maioria das enzimas pode ser inativada numa faixa de temperatura que

varia de 75 a 100 ºC por 5 a 30 min, dependendo de cada enzima. Quando as

proteínas não são estáveis a altas temperaturas, é necessário tomar cuidado com a

desnaturação que as proteínas e peptídeos podem sofrer durante a inativação térmica

das enzimas hidrolíticas. A desnaturação proteica pode ser indesejável pois altera as


propriedades físico-químicas e pode causar a perda de solubilidade e de

funcionalidade da proteína (FENNEMA; DAMODARAN; PARKIN, 2010).

Em muitos casos, a hidrólise enzimática de proteínas pode desenvolver

propriedades funcionais ou tecnológicas desejadas. Porém, pode ter o inconveniente

de gerar amargor, prejudicando a aceitabilidade desses hidrolisados proteicos como

ingredientes alimentícios. O mecanismo de geração de compostos amargos não é

completamente elucidado, mas é aceito que os aminoácidos hidrofóbicos dos

peptídeos são a principal causa (KRISTINSSON; RASCO, 2000).

Mas não são só os aminoácidos livres que podem ser amargos. Os

peptídeos com resíduos (aminoácidos) hidrofóbicos também podem apresentar-se

amargos e são considerados a principal causa do amargor (RAKSAKULTHAI;

HAARD, 2003). O grau de hidrólise está diretamente relacionado com o amargor, pois

as hidrólises mais intensas geram peptídeos menores. Peptídeos com massa

molecular na faixa de 1 a 6 kDa e com características hidrofóbicas apresentam-se

mais amargos, porque a hidrólise expõe os aminoácidos hidrofóbicos, facilitando sua

interação com as papilas gustativas durante a degustação (GONZÁLEZ-TELLO et al.,

1994; BUMBERG; BELITZ, 1993).

A enzima e a proteína também têm seu papel na formação do amargor dos

hidrolisados. As diferentes especificidades das enzimas pelos aminoácidos torna

necessária a escolha da enzima apropriada para controlar o amargor. O uso de

exopeptidases pode ser útil para reduzir o amargor em hidrolisados proteicos de

pescados, principalmente aquelas enzimas que quebram os aminoácidos hidrofóbicos

terminais dos peptídeos amargos. Porém, para uma hidrólise mais efetiva, uma

mistura de endo e exopeptidades é requerida. Estudos indicam que os hidrolisados

proteicos obtidos com o uso de uma mistura dos dois tipos de enzimas são menos

amargos do que quando produzidos com apenas um dos tipos de enzima

(RAKSAKULTHAI; HAARD, 2003; BUMBERG; BELITZ, 1993; COGAN; MOSHE;

MOKADY, 1981).

Além dos aminoácidos e peptídeos amargos, há os aminoácidos

considerados de sabor salgado para humanos (arginina, prolina, leucina, fenilalanina,

triptofano e isoleucina), enquanto também tem os que são adocicados, como a L-

alanina, L-serina (RAKSAKULTHAI; HAARD, 2003).

A produção de hidrolisados proteicos para a obtenção de ingredientes

alimentícios é apenas uma das diversas possibilidades que a hidrólise enzimática de


proteínas possibilita. Há aplicações na indústria de detergentes, beneficiamento de

couro, produção de remédios ou diretamente em tratamentos médicos. Ainda há

outros processos industriais diretamente ligados à hidrólise proteica via enzimática,

mas que não são considerados hidrolisados proteicos, como, por exemplo, a

coagulação da caseína pela renina na produção de queijos, o amaciamento de carnes

e a produção de extratos de leveduras (ADLER-NISSEN, 1986).

A hidrólise enzimática tem sido empregada em uma variedade de diferentes

proteínas de carne bovina e de aves (ROSSI et al., 2009; KUROZAWA; PARK;

HUBINGER, 2009), além de proteínas lácteas (FÁVARO-TRINDADE et al., 2010;

GONZALES-TELLO et al., 1994; COGAN; MOSHE; MOKADY, 1981) e vegetais

(OZDIKICIERLER; DIRIM; PAZIR, 2014; NETTO; GALEAZZI, 1998). Hidrólise de

pescados e outras proteínas de origem aquática, como moluscos, estão sendo cada

vez mais estudados, porém, muitas vezes envolvendo espécies subutilizadas ou seus

resíduos.

Diversos estudos de hidrólise com proteínas de origem aquática tem sido

realizados utilizando tanto a carne como os resíduos. Como exemplos, pode-se citar

os estudos realizados com músculo de Bacalhau do Atlântico (GIRGIH, et al., 2015),

colágeno da pele de polaca do Alasca (GUO et al., 2015), cabeças de Navodon

septentrionalis (CHI et al., 2015), carne de cação (ONODENALORE; SHAHIDI, 1996;

DINIZ; MARTIN, 1998), pele de cação (RODRÍGUEZ-DÍAZ et al., 2011), tilápia

(DEKKERS et al., 2011), cavala azul (THIANSILAKUL; BENJAKUL; SHAHIDI, 2007),

caribe colorado (CAMACHO et al., 2007), pele de carpa capim (WASSWA et al., 2007),

entre outros. Dentre os crustáceos e moluscos estudados, pode-se citar a obtenção

de hidrolisado proteico a partir de fermentado de resíduos de camarão (BUENO-

SOLANO et al., 2009) e de mexilhão (NORMAH; SITI-HAFSAH; NURUL-IZZAIRA,

2013; WANG et al., 2013; DAI et al., 2012; ARNAUTOV et al., 2012; SILVA; PARK;

HUBINGER, 2010; CHA; KIM; KIM, 1998; CHA; KIM; JANG, 1998).

Wang et al. (2013) purificaram e caracterizaram um peptídeo antioxidante

identificado como BNH-P7, derivado do hidrolisado proteico da carne de mexilhão da

espécie Mytilus edullis. Os autores observaram que a alta atividade desse antioxidante

foi, em parte, proporcionada pela presença de resíduos dos aminoácidos hidrofóbicos

tirosina e prolina em sequência. Dai et al. (2012) hidrolisaram carne de mexilhão

Mytilus edulis na presença de seis diferentes proteases e observaram que a enzima

Alcalase 2.4 catalisou a reação mais rapidamente do que as demais enzimas


utilizadas, além de proporcionar maior recuperação de proteína. Normah, Siti-Hafsah

e Nurul-Izzaira (2013) avaliaram o amargor de hidrolisado proteico de mexilhão verde

(Perna viridis) produzido em diferentes valores de pH e concentrações variáveis de

Alcalase. Os autores observaram que o amargor é inversamente proporcional ao

tamanho dos peptídeos formados durante a hidrólise, uma vez que nos peptídeos de

menor massa molecular os aminoácidos hidrofóbicos (mais amargos) ficam mais

expostos.

Silva, Park e Hubinger (2010) estudaram a produção por via enzimática de

um hidrolisado proteico de carne de mexilhão da espécie Perna perna, utilizando a

enzima comercial ProtamexTM. O estudo da cinética mostrou que o ponto ótimo da

hidrólise foi nas condições de pH 6,85, temperatura de 51 ºC e proporção de

enzima:substrato de 4,5% (m/m), numa mistura de 1:2 de carne de mexilhão moída e

água. Durante a hidrólise observaram a formação compostos de aroma,

provavelmente pela reação de aldeídos e grupos carbonílicos com açúcares

redutores. Além das características de flavorizante, o perfil eletroforético e a

composição de aminoácidos totais mostraram que o hidrolisado proteico de carne de

mexilhão pode ser empregado como suplemento alimentar em dietas especiais.

Cha, Kim e Kim (1998) estudaram a melhor condição de hidrólise da carne

de mexilhão Mytilus edulis com a enzima alcalina OptimaseTM APL-440 com o

propósito de desenvolverem um aromatizante. Obtiveram o maior grau de hidrólise

(52,8%) nas condições de pH 9,8, temperatura de 58 ºC e 2,9 h de reação, com razão

de enzima/substrato (m/m) de 0,34% e concentração de substrato (m/v) de 46,8%. No

final da reação de hidrólise, aqueceram a mistura a 121 ºC por 15 min com o objetivo

de inativar a enzima e também para produzir componentes de aroma pela reação de

Maillard. Porém, o artigo não menciona os compostos de aroma produzidos e

apresenta apenas a composição de ácidos graxos, sobre a qual a hidrólise não causou

alteração.

Cha, Kim e Jang (1998) produziram hidrolisado de carne de mexilhão pelo

método otimizado por Cha, Kim e Kim (1998) e compararam a composição de voláteis

presentes na carne hidrolisada com a carne não tratada. Foram detectados 100

compostos voláteis nas amostras, das quais 25 eram aldeídos, 16 cetonas, 17 álcoois,

8 compostos nitrogenados, 11 compostos aromáticos, 8 terpenos e 15 outros

compostos. Eles observaram que os níveis de compostos aromáticos diminuiram com

a hidrólise, enquanto os níveis de 7 dos compostos nitrogenados aumentaram, além


da quantidade de aminoácidos livres que aumentou 3,4 vezes após a hidrólise e ainda

identificaram os ácidos aspártico e glutâmico, como sendo os principais compostos

ativos de sabor no hidrolisado.

A maioria dos estudos com hidrolisado proteico de carne de mexilhão foi

realizada com as espécies Mytilus edulis ou Mytilys galloprovincialis. Apenas o

trabalho de Silva, Park e Hubinger (2010) usou carne de mexilhão da espécie Perna

perna para produção de hidrolisado. Além disso, os estudos abordam apenas a

hidrólise e a composição do hidrolisado.

Os hidrolisados proteicos são altamente perecíveis em função da alta

quantidade de água em sua composição e, por isso, uma redução nesse teor de água

poderá promover um aumento de sua vida de prateleira, além de facilitar sua

manipulação e permitir aplicações diversificadas, como ingrediente alimentício em

uma vasta gama de produtos formulados em pó disponíveis no mercado. Mas, pela

sensibilidade térmica da maioria dos biomateriais, a conversão de líquido para pó

pode degradá-los, causando efeitos deletérios à qualidade do produto final (ABDUL-

HAMID; BAKAR; BEE, 2002). O desagradável sabor amargo da maioria dos

hidrolisados proteicos em pó e sua elevada higroscopicidade causada pelas

moléculas de baixa massa molecular pode dificultar sua utilização direta em alimentos

(YANG et al., 2012). Por isso, a microencapsulação pode ser empregada com agentes

carreadores que formam cápsulas ou matrizes poliméricas ao redor dos biomateriais,

podem protege-los contra oxidação, volatilização e interações indesejadas com o

ambiente (SILVA et al., 2012b).

3.3 MICROENCAPSULAÇÃO

A microencapsulação é o processo pelo qual se emprega um material inerte

para recobrir pequenas gotas ou partículas do produto que se deseja proteger,

resultando em micropartículas de tamanhos que variam de 0,2 a 5000 m (RÉ, 1998).

As principais razões para aplicação de microencapsulação à ingredientes alimentícios

estão baseadas na redução da reatividade e no controle de liberação do material ativo,

na necessidade de mascarar sabores desagradáveis ou para diluição do material

encapsulado (GHARSALLAOUI et al., 2007). Algumas das técnicas mais utilizadas

para a microencapsulação são: spray drying, spray cooling, leito fluidizado, extrusão,

coacervação complexa, gelificação iônica, polimerização interfacial ou in situ e


evaporação do solvente da emulsão (NAZZARO et al., 2012; JYOTHI et al., 2010).

Cada delas com um tipo apropriado de material de parede e características

específicas das microcápsulas finais.

Segundo Madene et al. (2006) e Jafari et al. (2008), os diferentes formatos

das micropartículas variam conforme a técnica empregada para produzi-las. A Figura

3.2 apresenta microcápsulas e micropartículas, evidenciando a diferença entre as

duas.

Figura 3.2: Esquemas de microcápsula e micropartícula.

Fonte: Adaptado de JAFARI et al. (2008).

As microcápsulas com o material ativo no centro e uma membrana externa

formada pelo material de parede (também chamado de agente carreador) são

normalmente obtidas por coacervação complexa ou simples. As micropartículas com

o material de recheio distribuído em uma matriz composta pelo material encapsulante

normalmente são obtidas pela técnica de secagem por atomização (spray drying),

onde o agente carreador é um polímero hidrossolúvel. Neste tipo de partículas, a carga

de material de recheio, normalmente, é de 20 a 30% do peso total da partícula

(JAFARI et al., 2008).

Para a microencapsulação de ingredientes alimentícios que devem resultar

em pós solúveis em água, a técnica de spray drying é bastante indicada, pois os

principais agentes carreadores usados, tais como maltodextrina, amidos modificados

e goma arábica, são solúveis em água à temperatura ambiente.


3.3.1 Microencapsulação por spray drying

A secagem por spray drying é considerada um processo de desidratação

que pode ser empregado para a secagem de soluções, suspensões ou pastas. Além

disso, também pode ser utilizada para encapsulação de materiais ativos dentro de

uma matriz protetora inerte (RÉ, 1998).

A atomização (spray drying) é uma das técnicas de secagem mais

difundidas e o desenvolvimento inicial dos equipamentos e das técnicas durou alguns

anos, indo da década de 1870 até o início do século 20. Seu auge ocorreu durante a

2ª Guerra Mundial, quando se tornou necessário reduzir o peso dos alimentos e outros

materiais a serem transportados (PATEL; PATEL; SUTHAR, 2009). A técnica vem

sendo usada até os dias atuais com ampliação significativa para diversos tipos de

aplicações, principalmente na indústria alimentícia, englobando a secagem de ovos e

seus derivados, bebidas, proteínas vegetais, extratos de frutas e outros vegetais,

carboidratos, chás, iogurte e muitos outros produtos (KESHANI et al., 2015).

A microencapsulação por spray drying envolvendo diversos agentes

carreadores e materiais ativos vem sendo estudada há algumas décadas. O processo

é dividido em basicamente três etapas: preparação da emulsão ou solução entre o

agente carreador e o material ativo, atomização e secagem dessa mistura na câmara

de secagem e a separação das partículas da corrente de ar, o que pode ocorrer por

um ou mais ciclones (MADENE et al., 2006; REINECCIUS, 2004). Alguns exemplos

da aplicação recente da técnica incluem a proteção de extrato de erva mate (NUNES

et al., 2015), compostos fenólicos (PAINI et al., 2015), polpas e sucos de frutas (PATIL;

CHAUHAN; SINGH, 2014; TONON; FREITAS; HUBINGER, 2011), bactérias

probióticas (GHANDI et al., 2012; DONTHIDI; TESTER; AIDOO, 2010), óleos

sensíveis ao ambiente como óleo de linhaça (CARNEIRO et al., 2013; TONON;

GROSSO; HUBINGER, 2011), óleo de café torrado (FRASCARELI et al., 2012) e

verde (SILVA; VIEIRA, HUBINGER, 2014), óleo de peixe (WANG; TIAN; CHEN,

2011), carne de mexilhão triturada (ZHANG et al., 2013), hidrolisado proteico de

mexilhão (SILVA et al., 2012b) e hidrolisados proteicos diversos (RODRÍGUEZ-DÍAZ;

TONON; HUBINGER, 2014; KUROZAWA; PARK; HUBINGER, 2011; FÁVARO-

TRINDADE et al., 2010), entre outros.

Para a proteção de flavors, a microencapulação é uma técnica bastante

apropriada, pois os agentes carreadores conseguem proteger os compostos ativos


reduzindo a suceptibilidade do pó às condições adversas do ambiente (ANDRADE et

al., 2008). Uma encapsulação de flavors bem sucedida deve resultar em um pó com

o mínimo de compostos ativos de aroma superficiais nas partículas e em um máximo

de retenção do material de recheio (ativo) dentro das microcápsulas, principalmente

os voláteis (JAFARI et al., 2008). A eficiência de encapsulação corresponde à

quantidade de material que efetivamente fica retido no interior das cápsulas e pode

ser obtida pela subtração do total de material ativo encapsulado da quantidade de

material ativo superficial por grama de amostra (MASCHKE et al., 2007).

A tecnologia usada para a encapsulação de flavors é importante em todo o

ciclo do aroma, desde sua produção até o processamento, preparo e consumo do

alimento onde for empregado. Aromas encapsulados são mais estáveis e protegidos

contra influências externas, tais como oxidação. A microencapsulação permite ter uma

versão seca de aromas que geralmente são líquidos ao serem produzidos. Certas

propriedades do pó podem ser definidas pelo tipo de encapsulação, por exemplo,

solubilidade em água, granulometria, reduzida formação de poeira ou odor reduzido e

que não poluam o meio ambiente. No entanto, o foco deve estar voltado também para

a seleção de uma tecnologia de microencapsulação que proporcione as propriedades

de liberação desejadas (UHLEMANN; REIB, 2010).

O menor custo do processo por spray drying, a ampla variedade de agentes

carreadores, a boa retenção de voláteis e estabilidade do produto final, além da

possibilidade de produção em larga escala, são apenas alguns dos motivos que

justificam sua ampla aplicação na área de secagem e microencapsulação de

alimentos e seus ingredientes (MADENE et al., 2006; DESAI; PARK, 2005). Keshani

et al. (2015) e Patel, Patel e Suthar (2009) ainda destacam outras vantagens, tais

como o processo contínuo e de fácil operação por ser bastante automatizado e com

respostas rápidas, além de possibilitar a aplicação para materiais resistentes ou

sensíveis a altas temperaturas.

Diversos parâmetros afetam o processo de secagem, tais como: a)

velocidade, umidade e temperatura do ar de entrada; b) propriedades reológicas,

formulação, concentração e taxa de alimentação da solução/suspensão a ser

desidratada; c) propriedades termodinâmicas do sistema; d) taxa de aspiração do ar

de secagem e; e) o desenho do próprio atomizador. A definição das condições ótimas

de operação é importante para garantir a preservação e qualidade dos produtos

desidratados (KESHANI et al., 2015). A atomização deve criar gotas que permitam


uma evaporação ótima para permitir a obtenção de uma produção economicamente

viável do produto desejado. Desta forma, as condições operacionais, em especial a

vazão de alimentação, devem ser ajustadas para que as gotas formadas sequem

suficientemente rápido para não aderirem à superfície da câmara de secagem.

Keshani et al. (2015) revisaram diversos estudos sobre deposição de

partículas na parede da câmara de secagem e os principais fatores citados foram: as

dimensões e o material da câmara de secagem, o tipo de atomizador, o tipo de

material sólido atomizado e as condições de operação. A vazão de alimentação

parece ser uma das condições de operação que mais interferem na deposição, pois

nas maiores vazões, tem-se maiores quantidades de água a evaporar e a umidade

final das partículas é maior, resultando em maior deposição porque a coesividade

dessas partículas aumenta. Quando o ar que fica em contato com as partículas secas

é superior à temperatura de transição vítrea, elas se tornam pegajosas e causam uma

maior deposição na parede.

Segundo Turchiuli et al. (2011), durante a secagem, quando as partículas

se tornam pegajosas, as colisões com qualquer superfície de outra partícula ou da

câmara de secagem (seca ou pegajosa) poderá provocar adesão e isso dependerá

da velocidade, força, ângulo e tempo de contato. A consequência é considerada

negativa na maioria das vezes, porque causa deposição de pó na câmara de secagem

e reduz o rendimento. Por outro lado, a adesão entre as partículas, causada por esse

fenômeno, pode ser interessante nos casos em que se deseja a aglomeração do pó.

A taxa de secagem das gotas é diretamente proporcional à temperatura do

ar de entrada e ao tamanho das gotículas, devido ao aumento da área superficial de

transferência de calor e massa e do gradiente de temperatura que provoca uma rápida

evaporação da água (TURCHIULI et al., 2011; GHARSALLAOUI et al., 2007;

BRENNAN, 2006). Numa operação com o fluxo do ar de secagem em co-corrente com

a atomização (atomização e ar de secagem na mesma direção), a evaporação é

rápida e o produto não é submetido à degradação pelo calor. Quando a gota entra em

contato com o ar de secagem, a evaporação da água ocorre rapidamente até que a

umidade atinja valores muito baixos. O pó é carregado pelo ar de secagem e separado

por um ou mais ciclones, mas podem ser usados também filtros ou precipitadores

eletrostáticos (KESHANI et al., 2015; PATEL; PATEL; SUTHAR, 2009).

A temperatura de secagem influencia a intensidade da desidratação das

gotas. Temperaturas maiores reduzem significativamente o tempo de secagem, seja


de soluções diluídas ou concentradas. Um aumento na umidade do ar de secagem

pode causar redução na deformação mecânica (redução no inflamento) da partícula

durante a secagem e também aumenta a densidade aparente do pó, sendo mais

pronunciado em secagens com altas temperaturas. O aumento na umidade do ar de

secagem também pode reduzir significativamente o diâmetro médio das partículas.

Esse aumento na densidade e diminuição do diâmetro das partículas pode ser

atribuído a uma maior solidez (menor porosidade) das partículas (DOLINSKY, 2001).

Segundo Patel, Patel e Suthar (2009), nas secagem em co-corrente, a temperatura

de saída do ar de secagem governa a umidade final do pó, que é normalmente

recuperado a 15 ºC abaixo da temperatura de secagem. Turchiuli et al. (2011) também

relatam que a umidade está relacionada com a temperatura do ar de saída, diminuindo

quando a temperatura aumenta. Schuck et al. (2008) demonstraram em um spray

dryer de 3 estágios, que a umidade relativa do ar de saída é o principal fator que

influencia na umidade e na atividade de água de leite em pó.

3.3.2 Agentes carreadores

Os agentes carreadores, também conhecidos como materiais de parede,

devem ser inertes, mecanicamente resistentes e compatíveis com o material ativo e a

aplicação posterior desejada para o produto. A avaliação da adequação de um

determinado material para servir como agente carreador passa pela avaliação de

diversas características. Dentre as mais relevantes, estão a eficiência de

encapsulação, a estabilidade e grau de proteção proporcionado ao composto

encapsulado nas características de formação de partículas. Outras características

desejadas nas microcápsulas/micropartículas são avaliadas especificamente para

cada tipo de produto (GHARSALLAOUI et al., 2007).

Para a microencapsulação por spray drying, a escolha do agente carreador

deve atender a alguns critérios específicos de seleção, como solubilidade em sistemas

aquosos, baixa viscosidade, massa molecular, temperatura de transição vítrea,

difusividade, cristalinidade, propriedades de emulsificação e formação de filme, além

do custo e da disponibilidade (JAFARI et al., 2008). Goma arábica, maltodextrinas,

isolado ou concentrado de proteína de soro de leite e amidos modificados são os

materiais de parede predominantemente usados (ANANDHARAMAKRISHNAN;

ISHWARYA, 2015). Além disso, outras gomas, xaropes, gelatina, caseína e proteína


de soja também podem ser empregados como agentes encapsulantes (NAZZARO et

al., 2012).

As maltodextrinas são obtidas pela hidrólise ácida ou enzimática de amido

de milho e sua massa molecular é inversamente proporcional ao grau de hidrólise.

Quanto maior a intensidade da hidrólise, menores são as moléculas produzidas e

maior é a dextrose equivalente (DE) da maltodextrina (ANANDHARAMAKRISHNAN;

ISHWARYA, 2015). Comercialmente, produtos resultantes da hidrólise de amidos com

DE superior a 20 são considerados xaropes de glicose e não maltodextrinas. Possuem

elevada solubilidade em água, baixa viscosidade e não apresentam cor ou sabor

notáveis, fazendo com que sejam o agente mais utilizado na microencapsulação por

spray drying. Na microencapsulação de flavors ou compostos voláteis, também estão

entre os mais estudados (ALFTRÉN, 2012; CHARVE; REINECCIUS, 2009;

ANDRADE et al., 2008; CAROLINA et al., 2007; BARANAUSKIENÉ et al., 2007;

KRISHNAN; KSHIRSAGAR; SINGHAL, 2005). Apesar das propriedades

emulsificantes ausentes, vem sendo usada e estudada como substituta para a goma

arábica, pois apresenta custo de produção significativamente menor.

Em estudos onde se avaliou os efeitos da concentração de maltodextrina

na solução atomizada, observou-se que maiores concentrações influenciavam

positivamente os valores de capacidade antioxidante e reduziam a umidade e a

higroscopicidade dos pós (RODRÍGUEZ-DÍAZ; TONON; HUBINGER, 2014), além

disso, também influenciavam o diâmetro médio das partículas (GOULA;

ADAMOPOULOS, 2004; CAI; CORKE, 2000), melhorando ainda a retenção de flavors

hidrofóbicos (LIU et al., 2001).

Tonon, Brabet e Hubinger (2010) empregaram spray drying para secar

polpa de açaí com maltodextrina de 10 e de 20DE, goma arábica e amidos nativos.

Observaram que a maltodextrina 10DE foi o agente carreador que gerou as partículas

com a maior meia-vida. A eficiência de encapsulação da maltodextrina está

diretamente relacionada à sua concentração na alimentação do atomizador e à

concentração do emulsificante utilizado (JAFARI et al., 2008). Estudos tem mostrado

que sua combinação com gomas, proteínas ou amidos modificados pode melhorar

suas qualidades de encapsulamento em função de efeitos sinergéticos positivos

(SAHNI et al., 2016; FERNANDES; BORGES; BOTREL, 2014; TONON et al., 2012;

PARAMITA; FURUTA; YOSHII, 2010).


Os amidos modificados utilizados na microencapsulação de ingredientes

alimentícios, principalmente flavors e óleos essenciais, são obtidos pela reação do

amido natural com o anidrido 1-octenil succínico, formando amidos substituídos com

grupos anfifílicos. A incorporação de grupos lipofílicos na cadeia do polímero de amido

faz com que ele adquira características emulsificantes e de estabilizante de emulsões.

Por isso, os amidos modificados tem sido considerados como substitutos econômicos

da goma arábica (ANANDHARAMAKRISHNAN; ISHWARYA, 2015). Neste sentido,

os dois amidos modificados mais utilizados na microencapsulação são Capsul®TA,

produzido a partir do amido de mandioca, e o HiCap®100, obtido do amido de milho

ceroso.

Carneiro et al. (2013) testaram o desempenho da combinação de

maltodextrina 10DE com o amido modificado HiCap®100 como agente carreador na

microencapsulação de óleo de linhaça por spray drying. Eles observaram que o uso

dos dois agentes carreadores misturados propiciava um desempenho favorecido na

proteção contra a oxidação do óleo. Outros estudos anteriores já indicavam a

viabilidade da combinação desses agentes carreadores na retenção de aroma durante

a microencapsulação de limoneno por spray drying (UHLEMANN; REIB, 2010) e na

proteção de voláteis (BARANAUSKIENÉ et al., 2007; KANAKDANDE; BHOSALE;

SINGHAL, 2007; PARTANEN et al., 2005; PARTANEN et al., 2002). Carvalho, Silva e

Hubinger (2014) observaram que o amido modificado HiCap®100, puro ou combinado

com xarope de glicose (DE 30), proporcionou melhor estabilidade oxidativa ao óleo de

café verde microencapsulado por dupla camada. Villacrez, Carriazo e Osorio (2014)

usaram vários encapsulantes para proteger as antocianinas do extrato aquoso de

Rubus glaucus Benth. (Andes berry) e obtiveram as melhores propriedades sensoriais

quando usaram HiCap®100 e maltodextrina 20DE, combinados.

3.4 AGLOMERAÇÃO DE PÓS EM LEITO FLUIDIZADO

A transformação de alimentos líquidos ou pastosos em pós facilita

significativamente seu manuseio, armazenagem e amplia a conservação. Ingredientes

alimentícios em pó apresentam um espectro de aplicação muito mais amplo do que

aqueles que são líquidos. Geralmente, o produto obtido por secagem em spray dryer

é composto por partículas muito pequenas, na faixa de 1 a 100 m de diâmetro, o que

resulta em formação de poeira durante a manipulação, segregação de partículas de


diferentes tamanhos durante o manuseio ou mistura com outros componentes, além

de dificuldades com a fluidez no manuseio e na reconstituição desses pós. Uma

alternativa para minimizar esses problemas é proceder à aglomeração dessas

partículas muito pequenas em aglomerados maiores (BUFFO et al., 2002). Nesse

processo é promovida a formação de pontes sólidas entre as partículas.

Desta forma, o principal objetivo da aglomeração de pós é o ganho que se

tem com relação à densidade, fluidez, dispersibilidade e estabilidade do produto. Os

produtos aglomerados são mais fáceis de usar e, por isso, os consumidores lhes têm

dado preferência sobre os tradicionais não aglomerados (DHANALAKSHMI;

GHOSAL; BHATTACHARYA, 2011). Para o consumidor, a reconstituição rápida e

completa de produtos em pó é desejável e é, muitas vezes, considerado como um

indicador de qualidade. O tempo de reconstituição é definido como o tempo

necessário para solubilizar um pó. Pós que se dispersam e solubilizam em água

quente ou fria, com um mínimo de agitação e sem a formação de grumos ou

sedimentos não dissolvidos são referidos como pós “instantâneos”. A sequência de

reconstituição de pós alimentícios, ou seja, a umectação, a penetração da água nos

poros, a desintegração e a dissolução, dependem de vários fatores incluindo tamanho

de partícula, porosidade, ângulo de contato e viscosidade, entre outros (FORNY;

MARABI; PALZER, 2011). Em outras palavras, aglomerar partículas secas melhora

suas propriedades instantâneas (HOGEKAMP; SCHUBERT, 2003).

A aglomeração em sistema de leito fluidizado é um processo dinâmico e

ocorre em diversas etapas. Primeiramente, as partículas são fluidizadas por um fluxo

de ar aquecido. Particulados muito finos (diâmetro de partícula menor que 20 m) são

quase incapazes de fluidizar e é comum que ocorra a formação de canais

preferenciais e/ou bolhas de ar (conhecidas como slugs), prejudicando a adequada

fluidização (GELDART, 1973). Nestes casos, a pulsação do ar fluidizante é

recomendada. Dacanal et al. (2016), investigaram os efeitos da pulsação no

comportamento de fluidização de fécula de mandioca e amido de milho. Observaram

que comportamento de fluidização foi melhorado com a pulsação do ar, que resulta

na eliminação de canalização, redução da velocidade mínima de fluidização e do pico

de queda de pressão no leito fixo. Uma menor velocidade mínima de fluidização é um

parâmetro importante para minimizar as taxas de elutriação durante a inicialização da

fluidização.


Uma vez que esteja estabelecida uma fluidização equilibrada, promove-se

a aspersão de um solvente (que pode ser água) ou uma solução ligante aquosa

(também chamada de aglutinante) a base de carboidratos ou outros hidrocoloides

sobre as partículas sólidas para molhá-las. Durante a aglomeração de partículas

hidrossolúveis, a interação entre o material sólido, as soluções aquosas de ligante e

o teor de água da superfície das partículas são importantes para o desenvolvimento

de forças de aderência. Durante a aglomeração por misturador ou leito fluidizado, a

água ou a solução aquosa de ligante é atomizada sobre as partículas de pó. No caso

de sólidos amorfos, a penetração da água nas partículas ocorre por capilaridade e

difusão e o material sólido se dissolve nas gotículas de ligante espalhadas na

superfície das partículas. Um pouco do material amorfo vai migrar para dentro da água

na superfície da partícula, aumentando a viscosidade da gota de água remanescente

na superfície da partícula. Por isso, a região molhada das partículas torna-se mais e

mais plástica, facilitando a formação das pontes líquidas. A variação no teor de água

de materiais amorfos hidrossolúveis, como maltodextrina, causa mudanças nas suas

propriedades físico-químicas. A entrada de água na estrutura amorfa provoca uma

diminuição na temperatura de transição vítrea e, consequentemente, modifica a

reologia e as propriedades mecânicas (viscosidade e elasticidade) das partículas

(DOPFER et al., 2013; PALZER, 2005).

Dependendo da umidade das partículas, o intervalo de temperatura que

possibilita condições pegajosas varia entre a temperatura de transição vítrea (Tg), e a

"temperatura pegajosa", que normalmente é de 20 a 30 ºC acima da Tg para os

principais carboidratos (maltodextrina, lactose, frutose, sacarose, etc.). Tanto a Tg,

quanto a Ts dependem da composição do produto. Durante a aglomeração em leito

fluidizado, o teor de água da superfície das partículas e sua temperatura variam de

forma contínua ao longo do leito. Isso ocorre devido ao umedecimento, agitação e

secagem simultânea das partículas, causando a sua circulação através das zonas

térmicas dentro do leito. Por isso, a presença de partículas aderentes capazes de

aglomerar quando colidem, depende da sua posição, da temperatura e da umidade

do leito e da superfície das partículas (AVILÉS-AVILÉS; DUMOULIN; TURCHIULI,

2015).

Com o movimento das partículas molhadas no leito fluidizado, ocorre a

colisão aleatória e a formação de pontes líquidas de coalescência entre elas nas áreas

em que estão molhadas ou plastificadas pelas gotículas de líquido. Com o ar quente,


as pontes secam e solidificam (Figura 3.3), resultando na consolidação dos

aglomerados (DACANAL; MENEGALLI, 2010; BUFFO et al., 2002), que tem

características de partículas porosas (PALZER, 2005).

Figura 3.3: Formação das pontes entre partículas durante a aglomeração do pós.

Fonte: Adaptado de Palzer (2005).

A viscosidade e a elasticidade das partículas influenciam seu

comportamento de aglomeração. Essas propriedades mecânicas das partículas são

determinadas pela sua estrutura molecular e microscópica e condições de processo

tais como a temperatura, humidade e taxa de deformação. O estado amorfo é um

estado físico do tipo líquido, que inclui uma desordem molecular, caracterizando-se

por uma conformação aleatória das cadeias poliméricas. Esse arranjo aleatório das

moléculas permite que as cadeias possam ser alongadas quando o sistema é exposto

a estresse, dando lhes propriedades elásticas. Nos sólidos regulares (estado

cristalino) as moléculas ou átomos são organizadas numa ordem definida

tridimensional que limita o seu movimento (PALZER, 2009).

A repetição das etapas de umedecimento, colisão e secagem das

partículas ocorrem simultaneamente no aglomerador, resultando no aumento de

tamanho de partículas durante o processamento. O mecanismo de crescimento dos

grânulos depende dos parâmetros de processo, como: temperatura e velocidade do

ar fluidizante; composição, concentração e vazão do liquido ligante; geometria e

variáveis do sistema de aspersão; e propriedades intrínsecas das partículas, que

determinam as taxas de transferência de calor e de massa do sistema. O processo de

aglomeração também é função da frequência de pulsação do ar de fluidização

utilizada, que aprimora o processo de aglomeração através da redução da canalização

e da velocidade mínima de fluidização. A melhor condição de aglomeração é aquela

que apresenta, simultaneamente, maior aumento no tamanho das partículas finais e


alto rendimento. A redução do rendimento está diretamente relacionada com possíveis

incrustações na parede do equipamento e a elutriação de partículas, principalmente

as finas (DACANAL, 2009). Como o processo de aglomeração em leito fluidizado é

aleatório, as partículas finais de um aglomerado possuem, na maioria das vezes, um

tamanho disforme e com uma significativa quantidade de espaços vazios entre as

partículas, o que aumenta sua porosidade. Essa porosidade maior, no entanto, é uma

das características mais importantes e desejadas dos aglomerados e define muitas

de suas aplicações (PIETSCH, 2003).

Dacanal, Hirata, e Menegalli (2013) estudaram a dinâmica da fluidização e

fizeram a caracterização das partículas aglomeradas de proteína isolada de soja

variando a frequência de pulsação. Eles observaram que as frequências de pulsação

de 5 ou 10 Hz produziam partículas com uma distribuição de tamanho maior e com

menores taxas de quebra. Hirata, Dacanal e Menegalli (2013) usaram um leito

fluidizado para aglomerar pectina comercial, usando água como ligante e observaram

que a pulsação do ar de fluidização promoveu maior agitação e homogeneidade das

partículas, porém não afetou a qualidade da pectina aglomerada. Anteriormente,

Dacanal e Menegalli (2010) utilizaram o mesmo processo para a instantaneização de

proteína isolada de soja por pulverização de uma solução aquosa de maltodextrina

como agente ligante. Os grânulos formados apresentaram forma porosa e irregular,

além de terem resultado na diminuição do tempo de molhabilidade, com melhora no

fluxo livre e redução de coesão. Os autores também observaram que o aumento da

concentração de sólidos (maltodextrina) na solução ligante aumentava o tamanho dos

aglomerados, do rendimento e redução na umidade do pó.

Segundo Rayo et al. (2015) a aglomeração de farinha de banana verde não

afetou sua estrutura química. Os aglomerados apresentaram um aumento do diâmetro

das partículas, com melhoria nas propriedades de instantaneização. As partículas

obtidas apresentavam superfície porosa, formas irregulares e elevada fluidez, com

menor coesão e densidades.

Ji et al. (2015) testaram a influência de 3 ligantes (água destilada e soluções

aquosas de lactose e de sacarose, ambas com 15% m/v) sobre proteína isolada de

leite e observaram que o tamanho dos aglomerados e o tipo de ligante tiveram efeito

significativo sobre a melhoria na molhabilidade. Em geral, os maiores aglomerados

tiveram a melhor molhabilidade. Em relação à solubilização das partículas molhadas,

a aglomeração não teve nenhum efeito benéfico, independentemente do ligante


usado. A atomização homogênea do ligante é um pré-requisito para o crescimento

uniforme das partículas, pois uma umidificação localizada resultar na formação de

aglomerados excessivamente grandes ou de incrustações nas paredes do sistema.

O colapso do leito fluidizado durante a atomização do ligante depende

fortemente do teor de umidade e das condições de secagem no sistema. Segundo

Dopfer et al. (2013), a saturação da quantidade de líquido pode ser consideravelmente

aumentada se forem adotados intervalos de secagem intermediada por períodos de

atomização de ligante. A umidade do produto aglomerado pode ser levemente maior

do que a do pó seco por atomização usado como referência. Pode haver também uma

pequena perda de voláteis que possivelmente, não seja percebida sensorialmente

(BUFFO et al., 2002), causada devido ao aquecimento moderado do pó, à ruptura de

algumas partículas e à redução na temperatura de transição vítrea do pó aglomerado.

3.5 CARACTERIZAÇÃO DE PARTÍCULAS

O conhecimento e caracterização de matérias-primas e produtos são essenciais

para selecionar o método e equipamentos apropriados, otimizar processos, definir a

funcionalidade e a formulação do produto, além da redução de custo do produto

aglomerado. As propriedades a granel de pós alimentícios são devidas às

propriedades físicas e químicas do material, a geometria, tamanho e características

superficiais das partículas isoladas, bem como do sistema como um todo

(DHANALAKSHMI; GHOSAL; BHATTACHARYA, 2011).

As propriedades de pós alimentícios podem ser classificadas em físicas e

químicas. Forma, densidade e porosidade, características superficiais, dureza,

diâmetro e tamanho são consideradas propriedades físicas e são interdependentes.

Por outro lado, as propriedades químicas de um material alimentício relacionam-se

com sua composição e interação com outras substâncias como solventes ou

componentes da estrutura do alimento (BARBÓSA-CANOVAS; JULIANO, 2005). As

características intrínsecas da micropartícula interferem diretamente no seu

comportamento de liberação do material ativo e na estabilidade durante o

armazenamento (FÁVARO-TRINDADE; PINHO; ROCHA, 2008).

As propriedades dos aglomerados estão associadas às características das

partículas primárias e dos aglomerados entre si. Assim, a caracterização do pó é

importante porque suas propriedades intrínsecas afetam seu comportamento durante


o manuseio, armazenamento e processamento (DHANALAKSHMI; GHOSAL;

BHATTACHARYA, 2011).

3.6 COMPOSIÇÃO DE VOLÁTEIS

Os aromas fazem parte dos alimentos e influenciam significativamente

nosso apetite, assim como a experiência de comer. Podem estar naturalmente

presentes nos alimentos ou podem ser intencionalmente adicionados para corrigir a

perda de aroma durante o processamento ou para criar novos sabores. Por isso, a

aromatização de alimentos toma proporções relevantes nas indústrias de alimentos.

Um aroma pode ser definido como a reação simultânea da sensação de

gosto na boca e odor no centro olfativo do nariz. Embora os componentes de sabor,

em geral, não sejam voláteis, os componentes de odor englobam uma combinação de

compostos ativos formados por moléculas orgânicas voláteis. A complexidade desses

sistemas de aroma deve-se às interações entre estes compostos voláteis e os demais

componentes do alimento (ANANDHARAMAKRISHNAN; ISHWARYA, 2015). A

natureza química, a composição e a estrutura dos alimentos influenciam diretamente

a liberação dos compostos de aroma durante a produção, armazenamento, preparo e

consumo destes. Sua microencapsulação limita a degradação dos compostos

sensíveis, voláteis ou não, ou sua perda durante o processamento ou estocagem, e

protege os ingredientes voláteis antes da aplicação em alimentos ou bebidas

(MADENE et al., 2006).

A qualidade do aroma de um hidrolisado proteico depende de vários

fatores, dentre eles a qualidade da matéria-prima, que exerce um papel fundamental

sobre o sabor e o odor. O grau de hidrólise influencia o resultado sensorial e depende

diretamente do tipo e da quantidade de enzima, da proporção de água:substrato, do

pH e da temperatura da reação (IMM; LEE, 1999).

Os compostos voláteis presentes em hidrolisados proteicos de carne de

mexilhão azul (Mytilus edulis) foram estudados por Cha, Kim e Kim (1998) que

identificaram 84 compostos voláteis, sendo que alguns foram encontrados apenas no

hidrolisado e outros apenas na carne crua. Em outro estudo do mesmo ano, Cha, Kim

e Jang (1998) detectaram 100 compostos voláteis, dos quais 96 foram tentativamente

identificados por espectrometria de massas. Dentre eles, 25 aldeídos, 16 cetonas, 17


álcoois, 8 compostos nitrogenados, 11 hidrocarbonetos aromáticos, 8 terpenos e 15

outros compostos.

Le Guen, Prost e Demaimay (2000) avaliaram o aroma de extratos cozidos

de carne de mexilhão cultivado (Mytilus edulis) e de mexilhão selvagem, utilizando

cromatografia gasosa com espectrometria de massas e cromatografia gasosa com

olfatometria, além de um painel de analistas treinados. Um total de 85 compostos

voláteis foram detectados nos dois extratos de mexilhões cozidos, mas apenas 33

foram considerados compostos ativos de odor e somente 11 compostos voláteis foram

detectados como comuns às duas espécies de mexilhão avaliadas, mostrando que a

origem e espécie influenciam na composição de voláteis também. Os compostos

voláteis comuns às duas amostras foram: 1-heptanol, 2-etil-1-hexanol, benzaldeído,

3,5,5-trimetil-2-ciclohexeno-1-ona, heptadecano, 2,6,6-trimetil-2-ciclohexeno-1,4-

diona e 1-(3-metil-2-pirazinil)-1-etanone, metional.

Em um estudo seguinte, os mesmos autores confirmaram a presença dos

33 compostos ativos de odor e observaram significativas diferenças nos descritores

sensoriais atribuídos por panelistas treinados para as amostras cozidas de mexilhão

cultivado ou selvagem. Ao mexilhão cultivado foram atribuídos odores de batata

cozida e de manteiga, enquanto para o mexilhão selvagem os descritores estavam

mais relacionados com odores de mar ou de outros crustáceos cozidos, como

caranguejo. O odor de batata cozida foi atribuído ao 4-heptenal, ao metional, além de

um outro composto não identificado. O cozimento foi apontado como o responsável

pela produção do 4-heptenal e a formação de metional como consequência da

degradação de Strecker da metionina, favorecida pelo aquecimento (LE GUEN;

PROST; DEMAIMAY, 2001). Em uma reação de hidrólise, esse calor de ativação da

reação ocorre durante a inativação da enzima por aquecimento. Alguns compostos

voláteis foram associados ao odor sulfuroso, mais evidente nos mexilhões selvagens,

dentre eles os dimetil-mono, di e trisulfureto. Este tipo de compostos são normalmente

associados ao odor de repolho cozido de vegetais, carnes e produtos marinhos. O

odor de manteiga foi atribuído, principalmente, ao composto identificado como 2,3-

butanodiona, termicamente gerado durante a reação de Maillard, e é muito

característico em frutos do mar cozidos. Alguns odores detectados durante a análise

de olfatometria não foram percebidos durante a análise sensorial (LE GUEN; PROST;

DEMAIMAY, 2001).


Cros et al. (2004) avaliaram os compostos de aroma presentes em caldo

de mexilhão cozido e identificaram 52 compostos voláteis possivelmente responsáveis

pelo aroma do caldo. Segundo os autores, foram encontrados alguns compostos

impróprios como o estireno que pode ser um contaminante da embalagem plástica e

o tolueno, sintetizado a partir de carotenoides. Ambos proporcionam um odor plástico

e podem perturbar o aroma global.

Fuentes et al. (2009) fizeram um estudo comparativo da composição da

carne de mexilhões da espécie Mytilus galloprovincialis Lmk. originários de diferentes

regiões da Espanha. A conclusão foi de que a região de coleta realmente afeta a

composição centesimal dos moluscos e que as variações na composição de

aminoácidos livres e de compostos voláteis provavelmente são os responsáveis pelas

diferenças de odor, aroma e sabor dos mexilhões das 3 regiões espanholas

estudadas. Os 40 compostos identificados foram considerados comuns à outros

estudos de fração volátil em mexilhões (CHA; KIM; JANG, 1998; LE GUEN; PROST;

DEMAIMAY, 2000)

Silva (2011) estudou o perfil de voláteis presentes no hidrolisado proteico

de carne de mexilhões Perna perna em pó puro ou encapsulado com maltodextrina

10DE ou goma arábica. Nesse estudo, as micropartículas obtidas com goma arábica

resultaram em maior estabilidade e retenção de voláteis. No entanto, utilizando

cromatografia gasosa com espectrometria de massas, a autora identificou apenas 9

compostos voláteis como sendo responsáveis pelo odor: 2-nonanona, nonanal, 2-

penten-1-ol, hexanal, estireno, 2-etil-1-hexanol, dimetiletilbenzeno, undecanol e

heptadecano.

Fratini et al. (2012) estudaram o perfil de compostos voláteis presentes na

carne de 6 espécies de mariscos muito consumidos na Espanha e em toda Europa,

dentre eles o mexilhão da espécie Mytilus galloprovincialis. Dentre os 17 compostos

voláteis quantificados no mexilhão estão 6 aldeídos, 3 álcoois, 3 cetonas, 2

hidrocarbonetos e 3 outros compostos. As diferenças na composição de voláteis do

mexilhão Mytilus galloprovincialis determinadas nesse estudo e no de Fuentes et al.

(2009) podem ser devido às diferenças de metodologias de preparação de amostra e

de extração de voláteis adotadas por ambos.


3.7 AVALIAÇÃO SENSORIAL

O principal objetivo da indústria de alimentos é atender às expectativas e

necessidades dos consumidores, mas para isso é crucial explorar e conhecer suas

preferências. Durante o desenvolvimento de um novo produto, a avaliação sensorial

realizada por consumidores pode servir de orientação para melhorar o produto ou

otimizar sua produção (MONTOUTO-GRAÑA et al., 2012). O aroma de um alimento

raramente depende de uma única substância e é comum encontrar misturas de

substâncias que caracterizam um determinado aroma. Normalmente, isso ocorre

porque substâncias presentes em pequena quantidade ou que, isoladamente, não

apresentam aroma, interagem com outras substâncias e o produto desta interação

apresenta características pronunciadas de aroma (COULTATE, 2004).

Os métodos subjetivos levam em consideração a opinião pessoal do

julgador, chamados de testes de aceitação, avaliam a aceitação de uma amostra.

Devem ser realizados com um grande número de avaliadores e um mínimo 112

avaliadores representativos do público alvo é recomendado. A diferença entre

aceitação e preferência está no fato da primeira avaliar o grau de gostar relacionado

a um único produto e a segunda ao grau de gostar a partir de uma comparação entre

dois ou mais produtos (DUTCOSKY, 2011). A preferência pode ser determinada a

partir dos resultados de aceitação de várias amostras, considerando-se como

preferida aquela que tiver as maiores notas.

Dentre os métodos subjetivos ou afetivos de análise sensorial, os testes de

aceitação por escala hedônica são adotados por muitos analistas sensoriais, pois são

adequados para a avaliação da aceitação sensorial dos produtos e, juntamente com

os testes de preferência, são instrumentos muito utilizados para a introdução de um

novo produto no mercado (MONTOUTO-GRAÑA et al., 2012). A escala hedônica de

9 pontos é uma das formas de avaliar a aceitação, ou seja, o quanto o julgador gostou

ou desgostou da amostra e é largamente utilizada desde seu desenvolvimento em

1957 por Peryam e Pilgrim. Os 9 pontos da escala variam de “gostei extremamente”

(nota 9) até “desgostei extremamente” (nota 1), com a nota 5 como neutra (nem gostei,

nem desgostei). Diversos estudos mostraram que a escala hedônica de 9 pontos é

um método único que gera resultados confiáveis e válidos. A escala é facilmente

entendida pelos consumidores (julgadores) e os resultados tem provado que são

reprodutíveis com diferentes grupos de avaliadores.


A análise estatística dos resultados do teste de aceitação por escala

hedônica deve ser feita por análise de variância (ANOVA), verificando se há ou não

aceitação significativa. No entanto, em uma análise estatística univariada, onde se

assume que os critérios dos avaliadores sejam homogêneos, os valores obtidos

podem não refletir a média real (CARDELLO; FARIA, 2000). Para considerar a

variabilidade individual dos dados sua estrutura deve ser analisada. Segundo Stone e

Sidel (2004), uma dessas formas de avaliar os resultados dos escores da escala

hedônica é através de uma Análise de Preferência Multidimensional (MDPREF),

desenvolvida por J. Douglas Carroll e Jih-Jie Chan em 1970, objetivando relacionar

as características dos produtos com as preferências dos consumidores. O resultado

desta análise é expresso em um mapa dos consumidores e produtos avaliados,

denominado mapa de preferência externo, interno ou interno estendido e tem como

principal vantagem o fato das preferências individuais estarem caracterizadas e seus

efeitos de segmentação do conjunto não serem anulados pelo simples valor médio.

Cada consumidor é representado individualmente no mapa, pois sua pontuação não

é transformada em média. No mapa de preferência interno os dados relativos à

preferência do consumidor são representados em um conjunto de dimensões, que

representam as diferenças entre os produtos e as posições dos vetores de cada

consumidor e mostram as direções em que a preferência individual aumenta.

MATERIAL E MÉTODOS 51

4 MATERIAL E MÉTODOS

4.1 OBTENÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DO HIDROLISADO DE MEXILHÃO

A carne congelada de mexilhões da espécie Perna perna foi adquirida da

empresa Silimar Pescados (Palhoça, Santa Catarina, Brasil), foi armazenada à -18 ºC

e descongelada sob refrigeração para o uso. Para proceder à hidrólise enzimática da

carne de mexilhão utilizou-se a enzima comercial ProtamexTM, composta por uma

mistura de serina e metalo endopeptidases com atividade enzimática declarada de 1,5

UA/g (unidades Anson/g) e fornecida pela empresa Novozymes (NovoNordisk,

Bagsvaerd, Dinamarca). Todos os demais reagentes utilizados eram de grau analítico

e água destilada foi utilizada em todos os experimentos.

4.1.1 Composição centesimal

A composição centesimal da carne de mexilhão e do hidrolisado proteico

da carne de mexilhão foi determinada através de determinação de umidade, cinzas e

proteínas, segundo metodologia da AOAC (2006), e lipídeos, segundo Bligh e Dyer

(1959), todas em triplicata.

4.1.2 Hidrólise enzimática

A hidrólise enzimática da carne de mexilhão foi conduzida de acordo com

as condições otimizadas por Silva, Park e Hubinger (2010) utilizando a enzima

ProtamexTM, na temperatura de 51 °C, concentração enzima:substrato de 4,5 % (m/m)

e pH estático de 6,85.

A carne de mexilhão foi descongelada sob refrigeração, triturada e

misturada com água destilada na proporção carne:água de 1:2 (m/m). A reação foi

realizada sob agitação mecânica, com agitador marca Tecnal, modelo TE-039

(Piracicaba, São Paulo, Brasil), em um reator encamisado de aço inox com

capacidade para até 7 litros, mantido à 51 ºC pela circulação de água de um banho

ultratermostatizado Quimis, modelo Q214MR (Diadema, São Paulo, Brasil). O pH da

mistura de carne e água foi ajustado para 6,85 com a adição de NaOH 1 M. Na

sequência, a enzima foi adicionada na proporção de 4,5% (m/m) sobre o substrato


(proteína), dando início à reação. A hidrólise ocorreu sob pH estático, cujo controle foi

feito com a utilização de um titulador automático, modelo T50, Mettler Toledo

(Schwerzenbach, Suíça) que também utilizou NaOH 1 M.

A reação de hidrólise foi encerrada após 3 horas, com a inativação da

enzima através de aquecimento da mistura a 85 ºC por 10 minutos, seguida por

resfriamento até temperatura ambiente. A separação do resíduo do sobrenadante que

contém hidrolisado proteico foi feita por centrifugação a 3500 rpm por 20 min,

utilizando a centrífuga Beckman Coulter, modelo Allegra 25-R (Esalab, São Paulo,

Brasil). O hidrolisado foi porcionado e congelado à -18 ºC, para posterior uso nos

experimentos de secagem por atomização.

4.1.2.1 Grau de hidrólise

A determinação do grau de hidrólise da proteína foi realizada através do

método de titulação de grupos -amino, liberados em pH e temperatura constantes,

também conhecido como pH-estático e calculado pela Equação 4.1. O grau de

hidrólise foi definido por Adler-Nissen (1986) como sendo o número de ligações

peptídicas hidrolisadas, expresso em equivalentes de hidrólise (h), em relação ao

número total de ligações peptídicas antes da reação (htotal).

100.h..M

N.B100.

h

h(%)GH

total

b

total

[4.1]

Onde: GH é o grau de hidrólise (%); B é o volume da base consumida

durante a hidrólise para manter o pH constante (mL); Nb é a normalidade da base; M

é a massa de proteína (g) e é o grau de dissociação dos grupos -amino (-NH2) e

pode ser calculado pela Equação 4.2 (ADLER-NISSEN, 1986).

pHpK101

1

[4.2]

Onde: pH é constante e pK varia com a temperatura na qual a reação é

conduzida e pode ser calculado pela Equação 4.3, considerando a temperatura, T, em

Kelvin.

2400.T.298

T2988,7pK

[4.3]


4.1.2.2 Recuperação de proteína

A recuperação de proteína (RP) corresponde ao índice de dissolução de

proteína, que representa a razão entre a massa de proteína no hidrolisado e a massa

inicial de proteína no substrato. Para sua determinação, determinou-se o teor de

proteína no sobrenadante e no resíduo (precipitado) obtido após a centrifugação. O

cálculo da RP foi feito pela Equação 4.4 (DINIZ; MARTIN, 1998).

100...

.100.100.(%)

PPSS

SS

PS

SS

MxMx

Mx

MPMP

MP

MP

MPRP

[4.4]

Onde: RP é a recuperação de proteína (%); MP é a massa inicial de

proteína no substrato original (g); MPS é a massa de proteína presente no

sobrenadante (g); MPP é a massa de proteína presente no precipitado (g); xS é o

conteúdo de proteína no sobrenadante (g proteína/g sobrenadante); xP é o conteúdo

de proteína no precipitado (g proteína/g precipitado); MS é a massa de sobrenadante

(g) e MP é a massa de precipitado (g). A determinação da quantidade de proteína

presente no sobrenadante e no resíduo foi realizada pelo método micro-Kjeldahl e o

fator de conversão da porcentagem de nitrogênio para porcentagem de proteína foi

adotado como 6,25 (AOAC, 2006).

4.1.3 Eletroforese

A metodologia proposta por Schägger e Jagow (1987) foi adotada para

determinação de peptídeos com massa molecular menor do que 26,6 kDa, através do

perfil eletroforético em gel de resolução com 15,5% de acrilamida. A proteína íntegra,

que possui moléculas com massa molecular acima de 14,4 kDa, teve o perfil

eletroforético determinado de acordo com o proposto por Laemmli (1970), utilizando

um gel de resolução com 12% de acrilamida. Utilizou-se o sistema Mini-protein III.

Diferentes padrões de marcadores (BioRad Laboratories, Hercules, EUA) foram

utilizados para estimar a massa molecular média de cada banda.

Para as análises de eletroforese, tanto a carne quanto o hidrolisado

proteico de mexilhão foram desidratados por liofilização, macerados em graal e

armazenados em potes hermeticamente fechados até o momento das análises.


4.1.4 Perfil de aminoácidos

O perfil de aminoácidos totais foi determinado em amostras liofilizadas de

carne de mexilhão e no hidrolisado proteico, seguindo o método de White, Hart e Fry

(1986), com modificações.

Para quantificação dos aminoácidos totais, foi realizada uma hidrólise ácida

das amostras com HCl 6N e 0,1% de fenol a 110 ºC, por 24h, seguida pela

derivatização da amostra, com a adição de 20 L de solução de 7:1:1:1 (v/v) de

etanol/água/trietilamina/fenilisotilcianato, que foi misturada com o auxílio de um

agitador do tipo vórtex e mantida em repouso por 20 minutos, à temperatura ambiente.

Para a quantificação de aminoácidos livres, a amostra foi desproteinizada

com metanol acidificado com HCl 0,1M (80% de metanol e 20% de HCl 0,1M) a uma

proporção de 7:2:1 de metanol/amostra/padrão interno. Os aminoácidos presentes

nos sobrenadantes foram tratados, como descrito anteriormente para a hidrólise

ácida.

Para a quantificação dos aminoácidos foi utilizada coluna Kinetex 5 mm,

100 Å (1004,6 mm) C-18 column (00D-4601-E0, Phenomenex, Torrance, CA, USA)

e para as determinações de aminoácidos livres utilizou-se a coluna Pico-Tag Column,

60 Å, 4 μm, 3,9300 mm, 1/pkg [WAT010950]. O equipamento utilizado foi um HPLC

da Thermo Fisher Scientific Inc. com os módulos: desgassificador Spectra System

(Thermo Separation Products), módulo de bomba quaternária Spectra System P4000

(Thermo Separation Products), válvula de injeção Rheodyne, forno THERMASPHERE

TS-130 HPLC (Phenomenex - USA Torrance, CA.), módulo de detecção UV Spectra

System UV 2000 (Thermo Separation Products). Todos os módulos Thermo são

Thermo Fisher Scientific Inc. 81 Wyman Street Waltham, MA 02454.

A quantificação foi obtida pela absortividade em UV à 254 nm. A

quantificação foi feita por calibração interna multinível, com auxílio do ácido α-

aminobutírico (AAAB) como padrão interno para aminoácidos totais e de metionina

sulfona para aminoácidos livres.

A determinação do conteúdo de triptofano foi conduzida de acordo com a

descrição de Spies (1967), fazendo-se uma hidrólise enzimática da amostra com

pancreatina em tampão fosfato (Sigma Aldrich, St Louis, Missouri, EUA) a 40 ºC por

24 h. Em seguida, foi feita uma reação colorimétrica com p-dimetilaminobenzaldeído


e 21,2 N de ácido sulfúrico a 25 ºC por 6 h, no escuro. Na sequência, adicionou-se

0,045% de nitrito de sódio e, após 30 minutos, leu-se a absorbância à 590 nm em

espectrofotômetro (modelo DU 640, Beckman Coulter).

4.2 MICROENCAPSULAÇÃO POR SPRAY DRYING

4.2.1 Variáveis do processo de secagem

Como variáveis do processo de secagem foram estudadas três diferentes

concentrações de quatro de agentes carreadores, considerando ainda duas

combinações de temperatura de entrada e saída do ar de secagem no spray dryer.

Os agentes carreadores utilizados para o processo de microencapsulação por spray

drying foram maltodextrina 10DE e amido modificado HiCap100, fornecidos pela

empresa Ingredion (Mogi-Guaçu, Brasil). O HiCap100 é derivado do amido de milho

ceroso, modificado quimicamente utilizando anidrido octenilsuccínico (n-OSA),

resultando na introdução de grupos hidrofóbicos em sua estrutura, proporcionando

propriedades emulsificantes, estabilizantes e encapsulantes. Estes dois agentes

carreadores foram estudados um de cada vez, puros, ou misturados em duas

diferentes proporções: 50% de cada ou 75% de maltodextrina 10DE e 25% de

HiCap®100.

O hidrolisado proteico de carne de mexilhão já caracterizado quanto ao teor

de sólidos, lipídios, cinzas e proteínas (baseado no teor de nitrogênio da amostra) foi

usado para esta parte do estudo. Desta forma, os aminoácidos livres, os peptídeos e

as proteínas não hidrolisadas foram quantificados conjuntamente como teor de

proteínas totais e este dado foi usado para calcular a quantidade de agente carreador

na microencapsulação. As proporções entre o teor proteico das soluções de

alimentação e a quantidade de cada um dos agentes carreadores (maltodextrina 10DE

e HiCap100) foram fixadas em 1:1, 1:3 e 1:5 (p/p), respectivamente, proporcionando

3 diferentes concentrações de agente carreador (3,7%, 10,2% e 16%) nas soluções.

Além do tipo e da concentração do agente carreador, dois pares de

temperatura do ar na entrada e na saída da câmara de secagem foram estudados.

Desta forma, foram estabelecidos como temperaturas de entrada/saída do ar de

secagem as combinações: 180/80 ºC e 210/100 ºC. O controle das temperaturas de


saída foi possível com a adequação da vazão de alimentação, de modo que

propiciasse a temperatura de saída desejada para o ar de secagem. A Tabela 4.1

apresenta resumidamente as condições e níveis das 3 variáveis estudadas nesse

processo de microencapsulação por spray drying.

Tabela 4.1: Variáveis e níveis de estudo na microencapsulação por spray drying.

Variáveis Condições

Combinações de temperaturas de

entrada (Tin) e saída (Tout) da

câmara de secagem (ºC)

Tin = 180 ºC e Tout = 80 ºC

Tin = 210 ºC e Tout = 100 ºC

Agentes carreadores

Maltodextrina 10DE

HiCap100

50% maltodextrina 10DE + 50% HiCap®100

75% maltodextrina 10DE + 25% HiCap®100

Proporções (m/m) entre proteína

no hidrolisado e agente carreador

1:1

1:3

1:5

4.2.2 Preparo e caracterização reológica das suspensões de alimentação

A formação das soluções de maltodextrina 10DE e Hicap®100 foi realizada

conforme apresentado na Tabela 4.1. A homogeneização com a solução de

hidrolisado proteico de carne de mexilhão foi obtida com o auxílio de um agitador

magnético, até que fosse observada a dissolução das partículas de maltodextrina

10DE e/ou HiCap®100.

O comportamento reológico destas soluções foi avaliado através de curvas

de escoamento a 25 ºC. As análises foram feitas em um reômetro de tensão

controlada AR 1500ex (TA Instruments, England) utilizando a geometria de cilindro de

parede dupla (double gap) com raio maior, médio e menor de 17,53 mm, 16,02 mm e

15,10 mm, respectivamente, altura de 58 mm e distância do fundo (gap) de 500 m.

As análises reológicas das amostras foram realizadas em três etapas para

eliminar os efeitos tixotrópicos. Desta forma, fez-se uma primeira subida com taxa de

deformação variando de 0 a 300 s-1, uma volta de 300 a 0 s-1 e uma segunda subida


de 0 a 300 s-1. Os reogramas de taxa de deformação versus tensão de cisalhamento

foram construídos com os dados obtidos na segunda subida e foram avaliados usando

como base os modelos para fluidos newtonianos e para fluidos pseudo-plásticos (Lei

da Potência), representados, pelas Equações 4.5 e 4.6, respectivamente. Os dados

experimentais foram ajustados pelo software Statistica 5.0, através da regressão não-

linear e do método Quasi-Newton.

. [4.5]

n . [4.6]

Onde: é a tensão de cisalhamento (Pa); é a taxa de deformação (s-1);

é a viscosidade (Pa.s); é o índice de consistência (Pa.sn) e; n é o índice de

comportamento.

4.2.3 Microencapsulação

Para os ensaios de secagem por spray drying, as condições e níveis das

variáveis apresentadas na Tabela 4.1, foram transformadas em códigos para

identificação das amostras. A Tabela 4.2 apresenta estes códigos e as condições

envolvidas. Todos as secagens foram realizadas em duplicata.

No código de cada ensaio, os primeiros três dígitos se referem à

temperatura de entrada de secagem na câmara do spray dryer. As letras seguintes (M

ou H) referem-se ao agente carreador quando usado puro, “M” para maltodextrina

10DE, “H” para HiCap100; quando os dois agentes carreadores foram usados

misturados, 1M1H significa que foram usados 50% de cada um dos agentes e 3M1H

significa que foram 75% de maltodextrina 10DE e 25% de HiCap®100. O último dígito

corresponde à proporção entre a proteína presente no hidrolisado e o agente

carreador usado.


Tabela 4.2: Codificação dos ensaios de microencapsulação por spray drying.

Ensaios

codificados

Condições

Temperaturas

(ºC) ¹ Agente carreador

Proporção entre proteína

e agente carreador (% de

agente carreador)

180-M-1

Tin = 180 ºC

Tout = 80 ºC

Maltodextrina 10DE

1:1 (3,7%)

180-M-3 1:3 (10,2%)

180-M-5 1:5 (16,0%)

180-H-1

HiCap®100

1:1 (3,7%)

180-H-3 1:3 (10,2%)

180-H-5 1:5 (16,0%)

210-M-1

Tin = 210 ºC

Tout = 100 ºC

Maltodextrina 10DE

1:1 (3,7%)

210-M-3 1:3 (10,2%)

210-M-5 1:5 (16,0%)

210-H-1

HiCap®100

1:1 (3,7%)

210-H-3 1:3 (10,2%)

210-H-5 1:5 (16,0%)

180-1M1H-1

Tin = 180 ºC

Tout = 80 ºC

50% maltodextrina 10DE +

50% HiCap®100

1:1 (3,7%)

180-1M1H-3 1:3 (10,2%)

180-1M1H-5 1:5 (16,0%)

180-3M1H-1 75% maltodextrina 10DE +

25% HiCap®100

1:1 (3,7%)

180-3M1H-3 1:3 (10,2%)

180-3M1H-5 1:5 (16,0%)

210-1M1H-1

Tin = 210 ºC

Tout = 100 ºC

50% maltodextrina 10DE +

50% HiCap®100

1:1 (3,7%)

210-1M1H-3 1:3 (10,2%)

210-1M1H-5 1:5 (16,0%)

210-3M1H-1 75% maltodextrina 10DE +

25% HiCap®100

1:1 (3,7%)

210-3M1H-3 1:3 (10,2%)

210-3M1H-5 1:5 (16,0%)

180-puro Tin = 180 ºC

Tout = 80 ºC Hidrolisado puro, sem agente carreador

210-puro

¹ Temperaturas de entrada (Tin) e saída (Tout) da câmara de secagem do spray dryer

A microencapsulação do hidrolisado proteico de carne de mexilhão pela

técnica de spray drying foi realizada em um secador laboratorial com sistema de

atomização (mini spray dryer) marca Büchi, modelo B-290 (Büchi Labortechnik AG,

Suiça), com bico atomizador duplo fluido de 0,7 mm e câmara de secagem de vidro


com 16,560 cm (DH), conforme apresentado na Figura 4.1. Os parâmetros fixos

foram a vazão do ar de secagem de 35 m3/h, pressão do ar comprimido de 6 bar com

vazão de 1 m3/h. Foi utilizado um desumidificador de ar, marca Büchi, modelo B-296

(Büchi Labortechnik AG, Suiça), com a finalidade de fornecer ar com umidades

relativas similares para todas as secagens, independente das condições atmosféricas

do dia do experimento. Segundo o fabricante, o ciclone acoplado ao spray drying é

um modelo padrão, próprio da empresa.

Figura 4.1: Spray dryer Büchi em operação, utilizado nos processos de

microencapsulação.

Onde: 1 – solução de alimentação; 2 – bomba peristáltica; 3 – bico de atomização, com alimentação de ar comprimido para atomização; 4 – câmara de secagem, em vidro; 5 – sensor de temperatura na saída da câmara de secagem; 6 – ciclone de separação; 7 –

coletor de pó na base do ciclone; 8 – filtro de tecido para separação de pós finos do ar de saída, após o ciclone; 9 – painel de controle.

4.2.4 Caracterização físico-química dos pós

Nos produtos obtidos na microencapsulação por spray drying foram

realizados ensaios de caracterização física e físico-química, tais como: atividade de

água, conteúdo de umidade, higroscopicidade, diâmetro médio e distribuição do

tamanho de partículas, densidade aparente, cujas metodologias foram as seguintes:


a) Atividade de água: através de medida direta em equipamento Aqualab,

Series 3 TE, a 25 °C (Decagon, Devices Inc., Pulman, EUA), em triplicata;

b) Umidade: determinação em estufa à 105 ºC até peso constante, de acordo

com AOAC (2006), em triplicata;

c) Higroscopicidade: de acordo com o método de Cai e Corke (2000), com

modificações. Em triplicata, uma alíquota de 1 g de cada uma das amostras

de hidrolisado microencapsulado foi acondicionado em um recipiente

hermeticamente fechado contendo uma solução saturada de NaCl,

propiciando umidade relativa de 75,3% a 20 ºC. Após uma semana as

amostras foram novamente pesadas e a massa de umidade adsorvida foi

determinada e expressa em “g de umidade adsorvida por g de amostra”;

d) Diâmetro médio e distribuição do tamanho das partículas: determinados por

analisador de tamanho de partículas por difração à laser Mastersizer 2000

(Malvern Instruments Ltda, Malvern, Reino Unido). Em triplicata, as

amostras foram analisadas por via úmida, com dispersão em etanol 99,5%.

O diâmetro médio corresponde ao diâmetro de De Brouckere D4,3,

conforme apresentado na Equação 4.7, onde di é o diâmetro das partículas

e n é o número de partículas. O Span (dispersão da distribuição de

tamanhos) foi calculado de acordo com a Equação 4.8, onde D10, D50 e D90,

são os diâmetros equivalentes aos percentis de 10%, 50% e 90% do

volume acumulado da distribuição de tamanho, respectivamente;

n

1i

3

i

n

1i

4

i

4,3

n.d

n.d

D [4.7]

Span=(D90-D10)

D50

[4.8]

e) Densidade aparente: Em triplicata, 10 g (m) de amostra do hidrolisado

microencapsulado foram colocados em uma proveta graduada de 25 mL.

Com o volume (v), calculou-se a densidade () pela Equação 4.9;

v

map [4.9]


4.2.5 Morfologia das micropartículas

Avaliou-se a morfologia das partículas com o uso de imagens obtidas por

microscopia eletrônica de varredura, segundo metodologia descrita por Rosemberg e

Young (1993), utilizando microscópio eletrônico de varredura LEO 440i (LEICA

Electron Microscopy Ltd., Cambridge, U.K.), com voltagem de aceleração de 5 kV. A

metalização das amostras foi feita cobrindo-as com uma liga metálica de ouro e

paládio. A aplicação do ouro ocorreu através de sua evaporação a vácuo no aparelho

metalizador Polaron SC7620 Sputter Coater (Ringmer, U.K.). As imagens foram

captadas pelo software LEO, versão 3.01.

.

4.2.6 Temperatura de transição vítrea das micropartículas

A temperatura de transição vítrea (Tg) foi determinada por calorimetria

diferencial de varredura (DSC) em um TA-MDSC-2920 (TA Instruments, New Castle,

EUA) equipado com um sistema de refrigeração mecânica. Aproximadamente 5 mg

de cada uma das amostras de hidrolisado de carne de mexilhão microencapsulado

foram colocadas em panelinhas de alumínio com capacidade para 20 L, próprias

para DSC. As amostras foram aquecidas numa taxa de 10 °C/min de -70 a 120 °C e

um conjunto de panelinhas vazias foi utilizado como referência. Duas corridas foram

realizadas para cada amostra, uma vez que a segunda varredura reduz o relaxamento

da entalpia do pó amorfo, que aparece na primeira exploração, aumentando assim a

precisão de medida da Tg no termograma obtido por DSC. A calibração do

equipamento foi realizada com índio (Tfusão = 156,6 ºC) e hélio, 25 mL/min, foi usado

como o gás de purga. Todas as análises foram realizadas em triplicata e os dados

foram tratados pelo software de Universal Analysis 2.6 (TA Instruments, New Castle,

EUA).


4.2.7 Composição de voláteis das micropartículas

4.2.7.1 Curvas de calibração

Curvas de calibração dos padrões cromatográficos disponíveis (hexanal,

xileno, heptanal, octanal, 2-nonanol, nonanal) foram elaboradas para quantificação da

concentração desses compostos nas amostras. Suas faixas de concentração foram

estabelecidas com base em testes preliminares dos compostos em algumas das

amostras de hidrolisado, usadas como referência. A partir disso, foram estabelecidas

8 diferentes concentrações para cada composto da curva padrão, dentro da faixa de

intensidade do composto presente nas amostras. Para construção das curvas de

calibração, adicionou-se os padrões à solução 2,5 mL de solução salina saturada a

36%. Com os dados de análise dos 8 pontos, feitas em triplicata, as curvas de

calibração foram construídas usando-se o software Excel 2013, gerando o coeficiente

de determinação (R²) e a equação da curva, que pode ser usada para o cálculo da

concentração desses compostos nas amostras.

4.2.7.2 Repetitividade inter-dias

Devido ao grande número de amostras, todas as análises de composição

de voláteis nas amostras não puderam ser realizadas no mesmo dia, por isso

determinou-se a repetitividade inter-dias usando o mesmo procedimento, mesmo

analista, mesmo instrumento usado sob as mesmas condições, mesmo local e

repetições em um curto intervalo de tempo.

A repetitividade inter-dias foi testada com a amostra 110-M-5 como

referência, em triplicata, com a realização da análise da composição de voláteis da

amostra em 2 dias diferentes, sendo calculados o desvio padrão e o coeficiente de

variância pelo software Excel 2013. Com um coeficiente de variância abaixo de 10%,

considerou-se aceitável a repetitividade inter-dias do equipamento.

4.2.7.3 Determinação da composição de voláteis

Para a análise de composição de voláteis por cromatografia gasosa

associada com espectrometria de massas (GC-MS), foi adaptado o método utilizado


por Le Guen, Prost e Damaimay (2000). As análises foram conduzidas em um GC-MS

7890A/5975C (Agilent Technologies, Santa Clara, CA, Estados Unidos) com coluna

DB-624 com 60 m250 μm1,4 μm (Agilent Technologies, Santa Clara, CA, Estados

Unidos), hélio como gás de arraste com vazão de 0,43 mL/min. A extração por

headspace foi realizada por microextração em fase sólida (SPME, solid-phase

microextraction) com fibra de extração PDMS-DVB (Polydimethylsiloxane-

Divinylbenzene, Supelco, Bellefont, USA), com injeção e linha de transferência a 250

ºC. A temperatura de incubação da amostra foi a 50 ºC por 45 min com 30 min de

extração. Para o aquecimento da amostra, a temperatura da coluna foi programada a

40 ºC, mantido por 2 min e então aumentada para 250 ºC, numa taxa de 15 ºC/min.

Todas as amostras usadas nas determinações de composição de voláteis

foram produzidas no estudo da microencapsulação do hidrolisado proteico de

mexilhão nas condições previamente expostas na Tabela 4.2. As amostras foram

separadas e acondicionadas em potes hermeticamente fechados e mantidas em

freezer à -18 ºC até o momento do preparo para a análise. O preparo das amostras

para a cromatografia foi realizado conforme as análises transcorriam, para evitar

degradação da amostra. Cada vial para análise foi preparado com 0,3 g de amostra e

adicionado de 2,5 mL de solução salina saturada a 36%. A solubilização do pó foi

obtida submetendo o vial selado à um agitador do tipo vórtex, intercalando com banho

ultrassônico para redução na formação de espumas.

4.2.7.4 Determinação do índice de retenção

Os marcadores utilizados para o cálculo do índice de retenção dos

compostos em estudo são n-alcanos, cujos índices de retenção são atribuídos como

100 vezes o número de carbonos da cadeia. Os índices de retenção (IR) foram

calculados segundo a equação de Van den Dool e Kratz (1963), apresentada na

Equação 4.10.

.100tt

ttIIR

n1n

nxn

calculado

[4.10]

Onde: In é o índice de retenção do marcador que eluiu antes do composto

x; tn é o tempo de retenção do marcador que eluiu antes do composto x; tn+1 é o tempo

de retenção do marcador que eluiu depois do composto x e tx é o tempo de retenção

do composto x.


As injeções de 1 μL dos n-alcanos (C5 a C17) foram realizadas no modo

splitless. As demais condições cromatográficas utilizadas para a determinação dos

tempos de retenção dos n-alcanos foram as mesmas utilizadas nas análises das

amostras para determinação dos compostos voláteis.

4.2.8 Análise sensorial do aromatizante de mexilhão

Os ensaios foram conduzidos no Laboratório de Análise Sensorial de

Alimentos e Bebidas do Departamento de Alimentos e Nutrição da Faculdade de

Engenharia de Alimentos da UNICAMP. Os provadores eram alunos ou funcionários

da UNICAMP e, como critérios de exclusão, considerou-se a ausência de alergia ou

intolerância alimentar aos ingredientes da amostra. O grupo de julgadores foi

composto por indivíduos adultos, voluntários, de ambos os sexos e que não

apresentavam vínculo direto com o estudo.

A análise sensorial para avaliar o quanto os consumidores aceitaram o

novo produto foi feita por teste de aceitação, utilizando uma escala hedônica de 9

pontos, que variou de “gostei extremamente” (nota 9) até “desgostei extremamente”

(nota 1) e foi conduzida com 120 julgadores (DUTCOSKY, 2001; PFLANZER, 2010),

conforme ficha de respostas apresentada na Figura 4.2.

Os testes sensoriais foram realizados em macarrão instantâneo, cuja

preparação culinária seguiu as instruções dadas pelo fabricante. A Tabela 4.3

apresenta a formulação base para o tempero preparado para aplicação em macarrão

instantâneo, conforme indicação da empresa Grasse Aromas (Diadema, Brasil).

À formulação base adicionou-se o aromatizante (hidrolisado proteico de

mexilhão microencapsulado) em 6 diferentes dosagens (5, 20, 35, 50, 65 e 80% (m/m),

conforme apresentado na Tabela 4.4. Para cada porção de 80 g de macarrão

instantâneo seco, foi preparada uma porção de tempero. Cada porção foi formulada

com 4 g da formulação base, acrescida da quantidade de aromatizante necessário

para atingir a porcentagem desejada na mistura final.


Figura 4.2: Ficha de análise sensorial de aceitação de consumidor.

Tabela 4.3: Formulação base para tempero de macarrão instantâneo.

Componente %

Sal refinado 55

Extrato de levedura 2

Dióxido de silício 1,5

Glutamato monossódico cristal fino 15

Nucleotídeos 0,5

Ácido Cítrico fino anidro 0,5

Soro de leite em pó doce 4

Maltodextrina 10DE 21,5

Aromatizante q.s. ¹

¹ q.s.: “quantidade suficiente”, sendo adicionado conforme Tabela 4.4.


Tabela 4.4: Concentração de aromatizante e códigos aleatórios das amostras.

Amostra Concentração de aromatizante no tempero

(%, m/m)

795 80

486 65

579 50

161 35

491 20

567 5

Amostras de cerca de 15 g de cada formulação (macarrão pronto para

consumo, com tempero) foram apresentadas aos julgadores, em copos térmicos,

tampados e descartáveis e codificados com números arábicos aleatórios para não

haver indução a erro. Serviu-se água filtrada em temperatura ambiente e biscoito água

e sal, para a limpeza do palato entre as provas sensoriais de cada amostra. Cada

julgador avaliou o produto quanto ao sabor, aroma e aparência geral.

4.3 AGLOMERAÇÃO POR LEITO FLUIDIZADO

As amostras de pó utilizadas no estudo de aglomeração foram compostas

por hidrolisado proteico de mexilhão microencapsulado por spray drying nas

condições de estudo que resultaram na melhor retenção de voláteis e com boas

características físico-químicas após a microencapsulação (ensaio 210-1M1H-5). Esse

pó foi obtido por secagem com 210 ºC de temperatura na entrada da câmara de

secagem, com agente carreador formado por 50:50 de maltodextrina 10DE e

HiCap®100 na proporção de 1:5 sobre o teor de proteína do hidrolisado. As amostras

para aglomeração (porções de 50 g de pó) obtidas conforme descrito, foram

produzidas 2 dias antes da aglomeração e armazenadas em potes hermeticamente

fechados, acondicionados dentro de dessecadores com sílica gel. O leito fluidizado

utilizado para os experimentos de aglomeração foi o equipamento construído

conforme descrito por Dacanal (2009) e apresentado na Figura 4.2.


(a) (b)

Figura 4.3: (a) Esquema de todo equipamento de leito fluidizado utilizado e (b)

fotografia do leito em operação.

Onde: A – Ventilador; B – Válvula gaveta; C – Resistência elétrica; D – Controlador de temperatura; E – Desvio do ar; F – Rotâmetro; G – Sensor temperatura; H – Placa

distribuidora de ar; I – Válvula esfera (sistema de pulsação); J – Câmara de acrílico (leito); K – Bico aspersor; L – Ciclone.

Fonte: Dacanal (2009).

4.3.1 Determinação da velocidade mínima de fluidização

A determinação da velocidade mínima de fluidização (vmf) para o

hidrolisado proteico de mexilhão microencapsulado em pó é função da queda de

pressão no leito em função da velocidade do ar de fluidização. Para tanto, a vazão de

ar foi aumentada gradativamente até a máxima vazão do ar fluidizante e novamente

reduzida até o total fechamento da válvula. Segundo a classificação de Geldart (1973),

partículas com diâmetro médio menor que 20 m apresentam regime de fluidização

coesiva, provocando canais preferenciais ou slugs. Como o pó usado era composto

por partículas com diâmetro médio de 10,4 m, portanto, bastante coesivo, a utilização

da pulsação do ar foi necessária para se se obtivesse a correta fluidização da amostra.

Desta forma, estudaram-se condições de mínima fluidização com diferentes

pulsações do ar, de 500 a 900 rpm, variando em intervalos de 100 rpm.


Os ensaios, em duplicata, foram realizados com 50 g do pó, colocados na

base do aglomerador e o sistema foi ativado na pulsação desejada. Assim, a vazão

do ar foi elevada gradativamente em intervalos de 30 segundos, até atingir a máxima

vazão do ar de fluidização (ida). Para a “volta”, a vazão foi sendo reduzida até que

fosse atingido o mínimo do sistema (válvula fechada). Plotando-se a velocidade do ar

versus a queda de pressão (ida e volta) (Figura 4.4), foi possível identificar a vmf,

baseada na queda de pressão da volta. A intersecção das retas desenhadas sobre

esse gráfico indicam a vmf, determinada como sendo de 0,40 m/s (CREMASCO, 2012).

Testes preliminares com velocidade de fluidização do ar de 30 e 50% acima

da vmf, 0,52 e 0,60 m/s, respectivamente, mostraram que a velocidade de 0,60 m/s

causava elutriação significativa do pó inviabilizando o processo por perda de material.

Assim, para o estudo da cinética de aglomeração, optou-se por avaliar o processo

utilizando velocidade de fluidização 30% acima da vmf (0,52 m/s).

Figura 4.4: Gráfico da queda de pressão versus velocidade do ar na câmara de leito

fluidizado, obtida com pulsação de 600 rpm e 50 g de pó.

4.3.2 Cinética de aglomeração

Para o estudo da cinética de aglomeração do hidrolisado proteico de

mexilhão microencapsulado em pó, avaliou-se, o tipo de ligante usado, além do tempo

de fluidização e de atomização do ligante. Os ensaios da cinética foram feitas com


duração de 10, 20, 30, 40 e 50 min. Ao final de cada processo, o pó aglomerado foi

coletado, pesado e guardado em potes hermeticamente fechados e acondicionados

em dessecadores com sílica gel para análises posteriores.

Dois tipos de ligante foram testados, o primeiro composto por água e o outro

formado por uma solução com 22,5% de sólidos de maltodextrina 10DE e HiCap®100

na proporção 50:50. Os parâmetros de temperatura do ar fluidizante (74 ºC), pressão

do ar de atomização do ligante (1 bar) e altura do bico atomizador de ligante em

relação à base do leito (600 mm) foram definidos com base na otimização da cinética

de aglomeração de polpa de acerola estudada por Dacanal (2009), no mesmo sistema

de leito fluidizado. Para a estabelecer a vazão de ligante foram realizados alguns

testes preliminares, avaliando a vazão de água de 0,036 e 0,072 L/h (0,6 e 1,2

mL/min). Como nesses testes foi observado que o pó aglomerado com a maior vazão

de ligante apresentava umidade final muito elevada, optou-se por fixar a vazão de

ligante em 0,036 L/h.

Para a avaliação das duas cinéticas de aglomeração, os ensaios foram

codificados conforme apresentado na Tabela 4.5 e conduzidos com 50 g de amostra.

Como tempo zero da cinética, foi considerada a amostra de hidrolisado proteico de

mexilhão microencapsulado antes da aglomeração.

Tabela 4.5: Codificação dos ensaios e variáveis da aglomeração.

Código do ensaio Tempo (min) Ligante

10/AG 10

AG (Água destilada)

20/AG 20

30/AG 30

40/AG 40

50/AG 50

10/MH 10 MH

(Solução aquosa com 22,5% de

sólidos, 1:1 de maltodextrina

10DE e HiCap®100)

20/MH 20

30/MH 30

40/MH 40

50/MH 50


4.3.3 Caracterização dos pós aglomerados

A caracterização dos pós aglomerados foi realizada com o objetivo de

avaliar o efeito do tempo e do tipo de ligante usados na aglomeração por leito

fluidizado. As determinações de atividade de água, umidade, higroscopicidade,

densidade aparente (ap), diâmetro médio e distribuição de tamanho, feitas nas

amostras do pó aglomerado, seguiram os mesmos procedimentos das realizadas no

pó obtido no estudo de microencapsulação, conforme descrito no item 4.2.4. A

morfologia dos aglomerados foi avaliada por análise de microscopia eletrônica de

varredura (MEV) realizada nas mesmas condições do item 4.2.5. Da mesma forma, a

determinação da temperatura de transição vítrea e a composição de voláteis do pó

aglomerado seguiram o que já foi apresentado, respectivamente, nos itens 4.2.6 e

4.2.7.

Além destas, foram realizadas determinações de molhabilidade,

solubilidade, densidade do leito compactado e cálculo de fluidez.

a) Densidade do leito compactado (comp): em triplicata, a mesma amostra e

material utilizados para determinação da densidade aparente, foi

compactada com 15 quedas sobre a bancada de uma altura de 10 cm. Para

determinar a quantidade suficiente de quedas, a inexistência de diferença

na leitura do volume do pó na proveta após três quedas consecutivas foi

usada como critério para se considerar o leito compactado. Com o volume

compactado, calculou-se a densidade compactada, expressa em kg/m3,

pela Equação 4.9;

b) Fluidez: com os resultados obtidos nas determinações de densidade

aparente do leito (ap) e densidade do leito compactado (comp), foi

calculado o Índice de Carr percentual (ICarr), conforme demonstrado na

Equação 4.11 (TURCHIULI et al., 2005).

100.ICarr

comp

apcomp

[4.11]

Os valores calculados pela equação 4.11 foram avaliados e identificados

segundo a Tabela 4.6.


Tabela 4.6: Relação entre o nível de fluidez e o Índice de Carr (ICarr).

Icarr Nível de fluidez

< 15 Escoa Livremente

15 - 20 Bom escoamento

20 - 35 Moderado

35 - 45 Coesivo

> 45 Muito coesivo

Fonte: Turchiuli et al. (2005)

c) Solubilização: a quantidade de pó que se dissolve foi determinada de

acordo com o método adaptado por Dacanal e Menegalli (2010). Em

triplicata, 1 g (mi) de amostra foi adicionada em 100 mL de água destilada

e agitada em agitador magnético por 5 minutos. Assim, a mistura foi

centrifugada a 3000 G por 5 minutos. Em seguida, alíquotas de 25 mL de

sobrenadante foram transferidas para béqueres e mantidas em estufa a

105 ºC por 24h para evaporação da água. Os béqueres foram pesados para

obtenção da massa final (mf). A solubilidade das amostras foi calculada

pela Equação 4.12.

% solubilização = mf.4

mi

.100 [4.12]

d) Molhabilidade: Para determinar o tempo necessário para que todo o pó

esteja completamente úmido, definido como tempo de molhabilidade,

adotou-se o método de Hogekamp e Schubert (2003). Para as análises,

utilizou-se o acessório mostrado na Figura 4.5, composto basicamente por

um cilindro, com área de circunferência de 0,18 cm2 e preenchido com 80

mL de água destilada, coberto com uma placa acrílica. Uma alíquota de 3

g de amostra foi colocada sobre a superfície desta placa, presa em um

sistema elástico. O elástico foi solto fazendo com que a placa se deslocasse

quase repentinamente e com que toda a amostra de pó caísse sobre a

água. Todos os testes foram todos gravados em vídeo para que análises e

reanálises das imagens pudessem ser feitas.


Figura 4.5: Acessório usado para análise de molhabilidade.

4.3.4 Determinação do rendimento do processo de aglomeração

Os rendimentos de cada processo de aglomeração foram calculados levando em

conta a quantidade de pó no leito no início (mi = 50 g) e no fim da fluidização (mf),

através da equação 4.13. Após cada processo de aglomeração, o pó contido no leito

de fluidização foi coletado, pesado, e armazenado para as análises posteriores. As

perdas por incrustação nas paredes do leito e as perdas por elutriação estão

compreendidas na quantidade de pó perdido durante o processo de aglomeração.

Rendimento aglomeração (%) = mf

mi

.100 [4.13]

4.4 TRATAMENTO ESTATÍSTICO

Os resultados experimentais e analíticos foram analisados estatisticamente

através da Análise de Variância (ANOVA), aplicando o Teste de Tukey ao nível de 5%

de significância com o auxílio do programa Minitab Pro 16.0.0 trial version e pelo

Statística 5.0. Os dados da análise sensorial ainda foram submetidos à Análise de

Componentes Principais a partir da matriz de covariâncias, gerando o Mapa de

Preferência Interno (IPM), com o auxílio do programa XLStat 2016 versão

2016.02.27756 (Addinsoft, New York, USA).

RESULTADOS E DISCUSSÃO 73

5 RESULTADOS E DISCUSSÃO

5.1 CARACTERIZAÇÃO DO HIDROLISADO PROTEICO

5.1.1 Composição centesimal

A composição centesimal foi determinada, em triplicada, na carne de

mexilhão, no hidrolisado proteico, obtido segundo metodologia descrita no item 4.2.1,

e no resíduo resultante da hidrólise. Os resultados são apresentados na Tabela 5.1.

Tabela 5.1: Composição centesimal da carne de mexilhão, do hidrolisado proteico e

do resíduo da hidrólise.

Componente (%) Carne de Mexilhão Hidrolisado proteico Resíduo da hidrólise

Umidade ¹ 75,81 ± 1,26 93,46 ± 0,18 77,65 ± 0,18

Proteína ² 65,64 ± 2,77 60,44 ± 3,98 64,87 ± 1,30

Lipídeos ² 13,58 ± 1,12 9,24 ± 1,10 18,78 ± 1,48

Cinzas ² 6,01 ± 0,35 8,25 ± 1,03 7,43 ± 0,62

¹ base úmida; ² base seca;

Comparando-se os resultados da Tabela 5.1 com os da composição da

carne de mexilhão obtidos por Silva et al. (2012a), Furlan et al. (2011) e Cordeiro

(2005), observa-se que a composição se aproxima dos valores obtidos por Silva e

colaboradores, que também usaram mexilhões produzidos na mesma região do litoral

de Santa Catarina, confirmando a influência das condições do ambiente de cultivo na

composição centesimal da carne de mexilhão. Comparando-se os resultados de

caracterização do hidrolisado proteico com os valores reportados por Silva et al.

(2012a), o teor de proteínas foi menor no hidrolisado e maior no resíduo da hidrólise

deste estudo. A maior recuperação de proteínas (RP) do trabalho de Silva e

colaboradores pode ser a justificativa dessa diferença.

Durante a centrifugação para separação da porção solúvel das proteínas,

observou-se que uma camada de lipídeos foi separada junto com o resíduo insolúvel,

o que resultou no baixo teor de lipídeos do hidrolisado proteico. O maior teor de cinzas

presente no hidrolisado pode ser devido a formação de sais de sódio em função da

adição de NaOH para o controle do pH estático durante a reação de hidrólise,


conforme já havia sido constatado por Neves, Mira e Marquez (2004) e Amiza, Kong

e Faazaz (2012).

5.1.2 Grau de hidrólise e recuperação de proteína

O grau de hidrólise (GH), número de ligações peptídicas hidrolisadas, e a

recuperação de proteína (RP), índice de dissolução de proteína, foram determinadas

de acordo com os métodos descritos nos itens 4.1.2.1 e 4.1.2.2, respectivamente.

O hidrolisado proteico da carne de mexilhão apresentou GH igual a 17,9 ±

3,4% e RP de 57,0 ± 5,5%, calculados pelas equações 4.1 e 4.4, respectivamente.

Silva (2011) estudou a cinética da hidrólise enzimática da carne de mexilhão com a

enzima ProtamexTM e, através de delineamento composto central rotacional 23,

avaliando os efeitos das variáveis temperatura, relação enzima:substrato e pH.

Obtiveram GH de 16,9% e RP de 64,4% no ponto ótimo determinado através dessa

cinética (temperatura de 51 ºC, enzima:substrato de 4,5% (m/m) e pH de 6,85). Eles

também observaram que a relação entre o GH e a RP não é linear e que para valores

de GH na faixa de 13 a 16% ocorre pouca variação na RP. Porém, em GHs um pouco

maiores que 16% ocorreu redução na RP.

Dai et al. (2012) usaram 6 enzimas diferentes para estudar a hidrólise da

carne do mexilhão Mytilus edulis e concluíram que a enzima Alcalase resultava no

melhor GH, aproximadamente 20% após 4 horas de hidrólise. Enquanto isso, no

mesmo estudo, a enzima Protamex resultou em um GH de apenas 10%. Cha, Kim e

Kim (1998) já haviam estudado a hidrólise de mexilhão azul (Mytilus edulis) e

determinado a melhor condição de reação com a enzima OptimaseTM, obtendo um GH

de 52,8%.

A recuperação de proteína está relacionada com a solubilização das

proteínas durante a hidrólise, pois é relativa à presença de proteína, peptídeos e

aminoácidos na porção solúvel após a reação de hidrólise. Segundo Fennema,

Damodaran e Parkin (2010), a solubilidade das proteínas é uma das principais

propriedades funcionais e físico-químicas conseguida com a hidrólise.


5.1.3 Eletroforese

Mexilhões apresentam um sistema muscular estriado confinado aos

músculos adutores ou retratores das valvas, tendo como principal função mantê-las

fechadas. O músculo adutor de bivalves, como o mexilhão, é o liso paramiosina, que

mostra o estado de turgescência, relacionado à capacidade de contração. A

paramiosina é uma proteína encontrada nos músculos estriados de invertebrados e

sua massa molecular varia de 200 a 258 kDa. A estrutura é constituída de duas

subunidades de 95 a 125 kDa, com conteúdo de 20 a 23% de ácido glutâmico

(VENUGOPAL, 2009).

A massa molecular da miosina é de aproximadamente 500 kDa e é

composta por 2 subunidades grandes com 200 kDa cada e 4 pequenas com

aproximadamente 20 kDa cada. As moléculas de miosina se agregam e formam os

filamentos. As proteínas reguladoras que estão envolvidas nos mecanismos

contráteis, incluindo actina, tropomiosina e troponina estão presentes nesses

filamentos. A actina tem um peso molecular de 42 kDa (VENUGOPAL, 2009).

Segundo Bailey (1963), na eletroforese em gel de poliacrilamida, a

tropomioisina mostra duas bandas, que correspondem às cadeias (rápida) e

(lenta). A massa molecular das cadeias não difere significativamente e está na banda

de 33 a 35 kDa. Ambas têm 284 aminoácidos, mas que diferem em 39 resíduos.

Greaser e Gergely (1971) mostraram que a troponina é constituída por três

componentes que diferem nos seus pesos moleculares e numa função específica. A

troponina-T é uma molécula assimétrica que interage com a tropomiosina. A interação

entre ambas serve para fixar a posição de todo o complexo de troponina dentro do

filamento fino, de modo que mudanças sutis na conformação dessas proteínas podem

regular a contração. A troponina-T, de forma semelhante à troponina-C e troponina-I,

tem vários isômeros na banda de massa molecular de 30 a 35 kDa. Variações nos

isômeros de troponina podem modular o desempenho muscular.

A Figura 5.1-b apresenta o perfil eletroforético em gel de resolução com

15,5% de acrilamida realizado para determinação de peptídeos e proteínas com

massa molecular menor do que 26,6 kDa, enquanto a Figura 5.1-a apresenta o perfil

eletroforético das estruturas com massa molecular acima de 14,4 kDa, em gel de

resolução com 12% de acrilamida.


(a)

(b)

Figura 5.1: Fotografias dos géis de resolução com 12% (a) e 15,5% (b) de

acrilamida com os perfis eletroforéticos da carne e do hidrolisado proteico de

mexilhão liofilizados.


Em ambos os géis, observou-se diversas bandas no perfil eletroforético da

carne de mexilhão liofilizada. Nas duas imagens da Figura 5.1, nas colunas

correspondentes à carne, há a presença de uma bandas em 15 kDa e de duas bandas

próximas a 37 kDa, que indicam a presença de proteínas com tamanhos definidos.

Porzio e Person (1977), atribuem à cadeia miofibrilar as proteínas menores que a

actina (45 kDa). Segundo Margulis e Pinaev (1976), a miosina de cadeia leve–3 tem

massa molecular de 14,4 kDa, enquanto a tropomiosina pode variar de 30 a 39 kDa.

A segunda banda próxima a 37 kDa pode ser atribuída a presença de Troponina-T

que interage com a tropomiosina e regula a contração (GREASER; GERGELY, 1971).

A banda detectada acima de 200 kDa indica a presença de miosina de cadeia pesada

(200 kDa) (MARGULIS; PINAEV, 1976), enquanto a banda próxima de 100 kDa indica

a presença das subunidades de paramiosina (95 a 125 kDa) (VENUGOPAL, 2009).

Nas colunas correspondentes ao hidrolisado, observou-se uma grande

concentração de peptídeos na faixa de 10 kDa e menores, caracterizando proteínas

parcialmente hidrolisadas. Observações similares foram feitas por Silva (2011) ao

estudarem a cinética da hidrólise proteica da carne de mexilhão. Estes mesmos

autores detectaram algumas proteínas na faixa de 26,6 kDa presentes no hidrolisado

proteico, enquanto o presente estudo detectou proteínas numa faixa bem definida

próxima à 37 kDa. Essa banda pode indicar que uma boa parte da tropomiosina e/ou

troponina-T não foram hidrolisadas.

5.1.4 Composição de aminoácidos

Foram avaliadas as quantidades de aminoácidos totais e de aminoácidos

livres em amostras de carne de mexilhão moída e liofilizada e de hidrolisado proteico

de carne de mexilhão liofilizado, conforme resultados apresentados nas Tabelas 5.2

e 5.3. Aplicou-se o teste de Tukey (p ≤ 0,05), para verificar a existência de diferença

significativa na composição de aminoácidos totais das duas amostras. Comparou-se

cada aminoácido separadamente, entre as duas amostras (carne e hidrolisado de

mexilhão), podendo-se concluir que a carne e o hidrolisado são diferentes quanto a

composição de aminoácidos totais. De acordo com Neves, Mira e Marquez (2004),

diferenças significativas nas quantidades de alguns aminoácidos podem ser

decorrentes da variação entre os aminoácidos que fazem parte da porção solúvel das

proteínas ou da porção insolúvel e que ficaram no resíduo (não analisado quanto à


composição aminoacídica). Netto e Galeazzi (1998) observaram que o tratamento

térmico empregado para inativação das enzimas pode contribuir na alteração da

distribuição dos aminoácidos entre a fração proteica solúvel e insolúvel, uma vez que

a desnaturação de proteínas pelo calor provoca a perda da solubilidade (FENNEMA;

DAMODARAN e PARKIN, 2010).

Tabela 5.2: Composição de aminoácidos totais da carne de mexilhão e do

hidrolisado proteico (g/100 g de proteína presente na amostra).

Sigla Nome Carne Hidrolisado

ALA Alanina¹ 5,09 ± 0,03 b 5,28 ± 0,02 a

ARG Arginina 7,65 ± 0,09 a 7,84 ± 0,06 a

ASP Ácido aspártico 11,31 ± 0,06 a 11,35 ± 0,08 a

CYS Cisteína 1,05 ± <0,01 a 0,74 ± 0,04 b

GLU Ácido glutâmico 13,97 ± 0,08 b 14,38 ±0,04 a

GLY Glicina 6,56 ± 0,01 b 7,30 ± 0,03 a

HYP Hidroxiprolina 0,96 ± 0,01 b 1,04 ± 0,02 a

HIS Histidina 1,89 ± 0,05 a 1,67 ± 0,03 b

ILE Isoleucina¹ 4,55 ± <0,01 a 4,45 ± 0,10 a

LEU Leucina¹ 7,17 ± 0,03 a 6,97 ± 0,02 b

LIS Lisina 8,35 ± 0,02 a 8,03 ± 0,01 b

MET Metionina¹ 2,62 ± 0,03 a 2,58 ± 0,01 a

PHE Fenilalanina¹ 4,12 ± 0,05 a 3,85 ± 0,09 a

PRO Prolina¹ 4,21 ± 0,02 b 4,51 ± 0,4 a

SER Serina 5,44 ± 0,07 a 5,26 ± 0,03 a

TAU Taurina 1,24 ± <0,01 b 1,51 ± 0,04 a

THR Treonina 5,28 ± 0,05 a 5,03 ± 0,03 b

TRP Triptofano¹ 1,03 ± <0,01 a 0,94 ± 0,03 b

TYR Tirosina 2,86 ± 0,04 a 2,67 ± 0,01 b

VAL Valina¹ 4,65 ± 0,02 a 4,61 ± 0,11 a

¹Total de aminoácidos hidrofóbicos 33,44 33,19

* Letras iguais nas linhas indicam que não houve diferença significativa a p ≤ 0,05 entre as concentrações de aminoácidos totais da carne e do hidrolisado proteico de mexilhão.


Dentre os aminoácidos totais, o ácido glutâmico e o ácido aspártico, foram

encontrados em maior quantidade, confirmando os resultados de Silva (2011). Porém,

ao contrário destes autores, este trabalho encontrou um teor de triptofano menor. De

acordo com Cha, Kim e Kim (1998), estes são os principais compostos ativos de sabor

no hidrolisado proteico de mexilhão.

O total de aminoácidos hidrofóbicos corresponde à soma das quantidades

de alanina, fenilalanina, leucina, isoleucina, metionina, prolina, triptofano e valina.

Com relação aos aminoácidos totais, não foram encontradas diferenças significativas

na quantidade de aminoácidos hidrofóbicos, sendo 33,44% e 33,19% para a carne e

para o hidrolisado proteico da carne de mexilhão, respectivamente.

Conforme pode ser observado na Tabela 5.3, no hidrolisado, as maiores

quantidades de aminoácidos livres foram determinadas para histidina, glicina e

leucina, nessa ordem, sendo que desses apenas a leucina é um aminoácido

hidrofóbico. Todos os demais aminoácidos tiveram aumento na concentração após a

hidrólise e o destaque maior foi da valina, que teve um aumento de mais de 4500%

em sua concentração, seguida pela metionina com 4100% e pela isoleucina com

3200% de aumento. Mas a maioria dos aminoácidos livres teve aumentos menos

expressivos em suas concentrações, tendo apenas dobrado ou triplicado seu valor.

Apesar de a hidrólise enzimática de proteínas ser utilizada com frequência

em função da sua capacidade de desenvolver propriedades funcionais, tem também

o inconveniente de gerar amargor, prejudicando a aceitação desses hidrolisados

proteicos como ingredientes alimentícios. Já era esperado que houvesse diferenças

significativas nas quantidades de aminoácidos livres da carne para o hidrolisado

proteico de mexilhão, com menor concentração na carne de mexilhão, como pode ser

observado na Tabela 5.3. Os aminoácidos hidrofóbicos livres apresentaram diferença

significativa nas duas amostras. González-Tello et al. (1994) constataram que

peptídeos com massa molecular na faixa de 1 a 6 kDa e com características

hidrofóbicas apresentavam-se mais amargos, porque a hidrólise expõe os peptídeos

hidrofóbicos, facilitando sua interação com as papilas gustativas durante a

degustação.

Amiza, Kong e Faazaz (2012) constataram que as concentrações de

leucina e isoleucina livres eram proporcionais ao grau de hidrólise. Neste estudo, as

quantidades dos aminoácidos hidrofóbicos livres leucina e isoleucina aumentaram

632% e 300%, respectivamente, após a hidrólise. Cha, Kim e Jang (1998)


determinaram a composição de aminoácidos livres da carne e do hidrolisado proteico

do mexilhão azul (Mytilys edulis), em um estudo com a enzima OptimaseTM. Os

autores determinaram a taurina como sendo o aminoácido livre presente em maior

quantidade no hidrolisado, seguido pela leucina, arginina, alanina, lisina, asparagina,

ácido glutâmico e glicina.

Tabela 5.3: Composição de aminoácidos livres da carne de mexilhão e do

hidrolisado proteico (g/100 g de proteína presente na amostra).

Sigla Nome Carne Hidrolisado

ALA Alanina¹ 0,140 ± 0,004 b 0,272 ± 0,007 a

ARG Arginina 0,204 ± 0,017 b 0,625 ± 0,029 a

ASN Asparagina 0,030 ± 0,002 b 0,114 ± 0,003 a

ASP Ácido aspártico 0,027 ± 0,001 b 0,059 ± 0,004 a

CYS Cisteína 0,002 ± <0,001 b 0,055 ± 0,005 a

GLN Glutamina 0,092 ± 0,008 b 0,149 ± 0,016 a

GLU Ácido glutâmico 0,054 ± 0,005 b 0,239 ± 0,004 a

GLY Glicina 1,032 ± 0,041 b 1,683 ± 0,042 a

HYP Hidroxiprolina - 0,005 ± <0,001

HIS Histidina 1,146 ± 0,026 b 2,212 ± 0,082 a

ILE Isoleucina¹ 0,003 ± <0,001 b 0,100 ± 0,013 a

LEU Leucina¹ 0,099 ± 0,008 b 1,566 ± 0,029 a

LIS Lisina 0,028 ± <0,001 b 0,564 ± 0,010 a

MET Metionina¹ 0,006 ± <0,001 b 0,252 ± 0,006 a

ORN Ornitina 0,009 ± 0,001 b 0,019 ± 0,002 a

PHE Fenilalanina¹ 0,053 ± 0,002 b 0,869 ± 0,103 a

PRO Prolina¹ 0,005 ± <0,001 b 0,010 ± <0,001 a

SER Serina 0,236 ± 0,005 b 0,522 ± 0,023 a

TAU Taurina 1,333 ± 0,010 b 1,468 ± 0,070 a

THR Treonina 0,043 ± 0,001 b 0,123 ± 0,005 a

TRP Triptofano¹ 0,005 ± <0,001 b 0,009 ± <0,001 a

TYR Tirosina 0,061 ± 0,001 b 0,282 ± 0,018 a

VAL Valina 0,003 ± <0,001 b 0,139 ± 0,007 a

¹Total de aminoácidos hidrofóbicos 0,314 3,217 * Letras iguais nas linhas indicam que não há diferença significativa a p ≤ 0,05 entre as concentrações de aminoácidos livre da carne e do hidrolisado proteico de mexilhão.


5.2 REOLOGIA DAS SOLUÇÕES DE ALIMENTAÇÃO NO SPRAY DRYER

O comportamento reológico das soluções obtidas com a mistura do

hidrolisado proteico de mexilhão e os quatro agentes carreadores, foi avaliado de

acordo com a metodologia proposta no item 4.2.2. Os reogramas das taxas de

deformação versus tensões de cisalhamento, apresentados na Figura 5.2, foram

construídos com os dados obtidos na segunda subida.

(a) (b)

(c) (d)

Figura 5.2: Curvas de escoamento das suspensões de hidrolisado proteico de

mexilhão puro ou adicionadas de (a) HiCap®100 (H); (b) maltodextrina 10DE (M); (c)

50:50 de maltodextrina 10DE e HiCap®100 (1M1H) e; (d) 75:25 de maltodextrina

10DE e HiCap®100 (3M1H). O último dígito do código da amostra corresponde às

proporções de 1:1, 1:3 e 1:5 entre proteína do hidrolisado:agente carreador.

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

0 100 200 300

Ten

são

de c

isalh

am

en

to (

Pa)

Taxa de deformação (s-1)

H-1 H-3 H-5 Hidrolisado puro

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

0 100 200 300Ten

são

de c

isalh

am

en

to (

Pa)


M-1 M-3 M-5 Hidrolisado puro

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

0 100 200 300

Ten

são

de c

isalh

am

en

to (

Pa)


1M1H-1 1M1H-3 1M1H-5 Hidrolisado puro

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

0 100 200 300

Ten

são

de c

isalh

am

en

to (

Pa)




Quanto maior a quantidade de agente carreador (representado pelo último

dígito do código da amostra), maior a tensão de cisalhamento da solução, uma vez

que a quantidade de sólidos é maior. Comportamento similar foi observado por Silva

(2011) ao preparar soluções com hidrolisado proteico de mexilhão com goma arábica

e maltodextrina 10DE. Houve diferença na tensão de cisalhamento das soluções

preparadas com a proporção de 1:5 entre a proteína presente no hidrolisado e o

agente carreador. Nas soluções preparadas na proporção de 1:3, a diferença foi bem

menor, com maiores tensões de cisalhamento para soluções de maltodextrina 10DE,

similarmente ao ocorrido com as soluções 1:5. Entre as soluções preparadas com a

proporção 1:1 não houve diferença entre as tensões de cisalhamento das soluções.

A Tabela 5.4 apresenta os índices de consistência () e de comportamento (n),

calculados pela Lei da Potência apresentada na Equação 4.6, e o valor da viscosidade

() calculado pelo modelo dos fluidos Newtonianos, conforme Equação 4.5. Os

desvios padrão dos índices e da viscosidade foram muito baixos, menores que 0,001

para o índice de consistência (k); menores que 0,04 para o índice de comportamento

(n) e; menores que 0,0002 para a viscosidade (, para todas as amostras. Os dados

experimentais tiveram bons ajustes tanto ao modelo para fluidos newtonianos quanto

ao modelo de Lei da Potência, com valores de coeficientes de determinação (R2)

maiores do que 0,9981 e 0,9991, respectivamente. O índice de comportamento (n)

variou entre 0,9445 e 0,9767 e, de acordo com Steffe (1996), fluidos com 0,90<n<1,0

podem ser considerados fluidos Newtonianos. Portanto, com base no comportamento

reológico de todas as suspensões, pode-se dizer que houve ajuste pelo modelo dos

fluidos Newtonianos.

A Figura 5.3 apresenta os gráficos de taxa de deformação versus

viscosidade. Independentemente do tipo de agente carreador usado, um aumento em

sua concentração proporcionou maiores valores de viscosidade e de índice de

consistência, enquanto o índice de comportamento se manteve constante. Conforme

será discutido no item 5.5.2, a viscosidade das suspensões influenciou diretamente o

tamanho das micropartículas, uma vez que maiores quantidades de sólido geram

gotas maiores. Consequentemente, as maiores gotas geraram as maiores partículas.

Analisando-se os gráficos da Figuras 5.3, pode-se observar que após uma

taxa de deformação de aproximadamente 50 s-1, a viscosidade tornou-se constante.

Este comportamento de fluido Newtoniano, onde a viscosidade não varia com a taxa


de deformação, é interessante para soluções destinadas à atomização no spray dryer,

cujas taxas de deformação costumam variar de 103 a 105 s-1 (STEFFE,1996).

Tabela 5.4: Valores dos parâmetros obtidos pelo ajuste dos dados experimentais ao

modelo de Lei da Potência e ao modelo para fluidos Newtonianos.

Amostra ¹ Lei da Potência Newtoniano

(Pa.sn) n R2 (Pa.s) R2

Hidrolisado puro 0,0026 d 0,9445 a 0,9996 0,0019 f 0,9981

H-1 0,0033 d 0,9482 a 0,9998 0,0025 e 0,9985

H-3 0,0048 c 0,9767 a 0,9997 0,0042 d 0,9995

H-5 0,0084 b 0,9699 a 1,0000 0,0071 b 0,9996

M-1 0,0032 d 0,9503 a 0,9998 0,0024 e 0,9986

M-3 0,0052 c 0,9625 a 0,9999 0,0043 d 0,9993

M-5 0,0094 a 0,9686 a 0,9993 0,0079 a 0,9995

1M1H-1 0,0031 d 0,9493 a 0,9998 0,0024 e 0,9985

1M1H-3 0,0050 c 0,9568 a 0,9999 0,0040 d 0,9991

1M1H-5 0,0081 b 0,9671 a 0,9991 0,0070 c 0,9995

3M1H-1 0,0028 d 0,9726 a 0,9998 0,0024 e 0,9988

3M1H-3 0,0052 c 0,9594 a 0,9999 0,0042 d 0,9991

3M1H-5 0,0089 a b 0,9645 a 1,0000 0,0074 b 0,9994

* Letras iguais nas colunas indicam que não há diferença significativa a p ≤ 0,05 entre as respostas dos diferentes ensaios. ¹ Onde, nos códigos das amostras, as letras M ou H referem-se ao agente carreador quando

usado puro, “M” para maltodextrina 10DE, “H” para HiCap100; quando os dois agentes carreadores foram usados misturados, 1M1H significa que foram usados 50% de cada um dos agentes e 3M1H significa que foram 75% de maltodextrina 10DE e 25% de HiCap®100. O último dígito corresponde à proporção entre a proteína presente no hidrolisado e o agente carreador.


(a) (b)

(c) (d)

Figura 5.3: Viscosidade das suspensões de hidrolisado proteico de mexilhão puro

ou adicionadas de (a) HiCap®100 (H); (b) maltodextrina 10DE (M); (c) 50:50 de

maltodextrina 10DE e HiCap®100 (1M1H) e; (d) 75:25 de maltodextrina 10DE e

HiCap®100 (3M1H). O último dígito do código da amostra corresponde às

proporções de 1:1, 1:3 e 1:5 entre proteína do hidrolisado:agente carreador.

0,000

0,003

0,006

0,009

0,012

0,015

0 100 200 300

Vis

co

sid

ad

e (

Pa.s

)


H-1 H-3 H-5 Hidrolisado puro

0,000

0,003

0,006

0,009

0,012

0,015

0 100 200 300

Vis

co

sid

ad

e (

Pa.s

)


M-1 M-3 M-5 Hidrolisado puro

0,000

0,003

0,006

0,009

0,012

0,015

0 100 200 300

Vis

co

sid

ad

e (

Pa.s

)



0,000

0,003

0,006

0,009

0,012

0,015

0 100 200 300

Vis

co

sid

ad

e (

Pa.s

)




5.3 MICROENCAPSULAÇÃO POR SPRAY DRYING

Todos os experimentos de microencapsulação foram realizados em duplicata,

de acordo com o procedimento descrito no descrito no item 4.2.3 e na Tabela 4.2. O

pó coletado pelo ciclone era armazenado em potes plásticos não transparentes,

fechados hermeticamente, identificados e armazenado em dessecador com sílica gel

até a realização das análises. Todas as análises foram realizadas o mais rapidamente

possível após a obtenção do pó. Para a análise de composição de voláteis, amostras

de pó foram armazenadas à -18 ºC em potes hermeticamente fechados e ao abrigo

da luz.

5.3.1 Caracterização físico-química do pó microencapsulado

5.3.1.1 Atividade de água

De acordo com os resultados de atividade de água mostrados na Figura

5.4 e apresentados na Tabela 5.5, observa-se que todas as amostras apresentaram

resultados abaixo de 0,2, o que representa pouca água disponível para o crescimento

microbiano ou para reações bioquímicas, possibilitando maior vida de prateleira

(FENNEMA; DAMODARAN; PARKIN, 2010).

Figura 5.4: Atividade de água do hidrolisado de mexilhão em pó em função do tipo e

da concentração do agente carreador e da temperatura de secagem.

0,00

0,02

0,04

0,06

0,08

0,10

0,12

0,14

0,16

0,18

Maltodextrina (M) HiCap®100 (H) 50%M+50%H 75%M+25%H

Ati

vid

ad

e d

e á

gu

a

Agentes carreadores

1:1 a 180 ºC

1:3 a 180 ºC

1:5 a 180 ºC

1:1 a 210 ºC

1:3 a 210 ºC

1:5 a 210 ºC


Houve poucas diferenças significativas nos resultados de atividade de água

decorrentes das diferentes temperaturas de secagem. Quando houve diferença,

observou-se que os maiores resultados de atividade de água ocorreram nas secagens

feitas sob a temperatura de 180 ºC. Marques et al. (2014), que microencapsularam

extrato de milho verde com maltodextrina, fizeram observações similares sobre o

efeito da temperatura de secagem sobre a atividade de água.

Tabela 5.5: Atividade de água do hidrolisado proteico de mexilhão em pó.

Temperatura

de secagem Agente carreador

Proporção proteína do hidrolisado:agente carreador

1:1 1:3 1:5

180 ºC

Maltodextrina (M) 0,085 ± 0,008 C s 1 0,080 ± 0,008 B s 1 0,109 ± 0,008 B r 1

HiCap®100 (H) 0,111 ± 0,006 B s 2 0,140 ± 0,005 A r 1 0,138 ± 0,006 A r 1

50%M+50%H 0,085 ± 0,007 C s 1 0,143 ± 0,008 A r 1 0,148 ± 0,010 A r 1

75%M+25%H 0,143 ± 0,011 A r 1 0,074 ± 0,009 B s 1 0,064 ± 0,001 C s 1

210 ºC

Maltodextrina (M) 0,102 ± 0,010 G rs 1 0,087 ± 0,010 G s 1 0,112 ± 0,004 F r 1

HiCap®100 (H) 0,138 ± 0,013 F r 1 0,137 ± 0,002 F r 1 0,118 ± 0,005 F r 2

50%M+50%H 0,086 ± 0,013 G r 1 0,095 ± 0,007 G r 2 0,083 ± 0,006 G r 2

75%M+25%H 0,160 ± 0,005 F r 1 0,065 ± 0,005 H s 1 0,066 ± 0,002 H s 1

180 ºC Hidrolisado puro 0,191 ± 0,017 ¹


* letras iguais nas colunas de 180 ºC (A, B ou C) ou 210 ºC (F, G ou H), indicam que não há diferença significativa a p ≤ 0,05 entre os resultados de atividade de água das amostras obtidas com a mesma proporção de proteína do hidrolisado:agente carreador e mesma temperatura. ** letras iguais nas linhas (r ou s) indicam que não há diferença significativa a p ≤ 0,05 entre os resultados de atividade de água das amostras obtidas com o mesmo agente carreador e a mesma temperatura; *** números sobrescritos (1 ou 2) iguais nas células correspondentes às amostras obtidas com o mesmo agente carreador, com igual proporção entre proteína do hidrolisado:agente carreador e diferentes temperaturas, indicam que não há diferença significativa a p ≤ 0,05 entre os resultados de atividade de água das amostras.

É possível observar que a quantidade de agente carreador teve uma

pequena influência sobre os resultados de atividade de água, uma vez que um maior

teor de sólidos gera uma consequente redução de água livre. Houve alguma diferença

significativa nos resultados de atividade de água comparando-se as atividades de

água das amostras de pó produzidas com o mesmo agente carreador e mesma

temperatura de secagem. Quando observada, a diferença significativa foi mais


frequente entre o pó produzido com proporção de proteína do hidrolisado:agente

carreador de 1:5 e 1:3. Em trabalhos anteriores, Nunes et al. (2015), Silva et al.

(2012b) e Rodrígues-Díaz, Tonon e Hubinger (2014) também observaram

comportamento similar. Quanto ao tipo de material de parede, observou-se que os

maiores resultados de atividade de água quase sempre foram observados nas

amostras produzidas com o amido modificado HiCap®100.

5.3.1.2 Umidade

A Tabela 5.6 e a Figura 5.5 apresentam os resultados de umidade das

amostras de hidrolisado de mexilhão em pó, obtidas nas condições de secagem

apresentadas na Tabela 4.2. Todos os valores de umidade foram menores que 3,72%,

o que é desejável do ponto de vista de conservação do pó.

Tabela 5.6: Resultados de umidade (g/100 g de amostra, base úmida) do hidrolisado

proteico de mexilhão em pó.

Temperatura



1:1 1:3 1:5

180 ºC

Maltodextrina (M) 1,67 ± 0,13 C r 2 3,04 ± 0,31 B r 1 2,67 ± 0,07 B s 1

HiCap®100 (H) 2,54 ± 0,16 B t 1 3,72 ± 0,10 A r 1 3,16 ± 0,14 A s 1

50%M+50%H 3,40 ± 0,30 A r 1 2,93 ± 0,08 B rs 1 2,60 ± 0,39 B s 1

75%M+25%H 2,75 ± 0,42 B r 1 1,19 ± 0,25 G s 1 2,84 ± 0,17 AB r 1

210 ºC

Maltodextrina (M) 2,78 ± 0,24 F r 1 2,95 ± 0,35 F r 1 1,93 ± 0,15 F s 2

HiCap®100 (H) 1,66 ± 0,12 H r 2 1,00 ± 0,06 GH t 2 1,33 ± 0,15 G s 2

50%M+50%H 2,24 ± 0,21 G r 2 1,31 ± 0,13 G s 2 1,19 ± 0,05 G s 2

75%M+25%H 1,78 ± 0,16 H r 2 0,78 ± 0,05 H t 2 1,19 ± 0,25 G s 2


210 ºC Hidrolisado puro 1,13 ± 0,11 ²

* letras iguais nas colunas de 180 ºC (A, B ou C) ou 210 ºC (F, G ou H), indicam que não há diferença significativa a p ≤ 0,05 entre os resultados de umidade das amostras obtidas com a mesma proporção de proteína do hidrolisado:agente carreador e mesma temperatura. ** letras iguais nas linhas (r, s ou t) indicam que não há diferença significativa a p ≤ 0,05 entre os resultados de umidade das amostras obtidas com o mesmo agente carreador e a mesma temperatura; *** números sobrescritos (1 ou 2) iguais nas células correspondentes às amostras obtidas com o mesmo agente carreador, com igual proporção entre proteína do hidrolisado:agente carreador e diferentes temperaturas, indicam que não há diferença significativa a p ≤ 0,05 entre os resultados de umidade das amostras.


Figura 5.5: Umidade do hidrolisado de mexilhão em pó em função do tipo e da

concentração de agente carreador e da temperatura de secagem.

Kurozawa, Park e Hubinger (2009), que microencapsularam hidrolisado

proteico de peito de frango utilizando maltodextrina e goma arábica, e Paini et al.

(2015), que microencapsularam compostos fenólicos com maltodextrina, constataram

que o conteúdo final de água é inversamente proporcional à quantidade de agente

carreador usada. Nas amostras obtidas com 210 ºC de temperatura de entrada na

câmara de secagem do spray dryer é possível observar que houve redução na

umidade com o aumento da concentração de agente carreadores. Porém, na

temperatura de 180 ºC, não é possível tirar conclusões sobre a influência da

quantidade ou do tipo de agente carreador sobre o teor de umidade.

Comparando-se os resultados de umidade das amostras obtidas com um

mesmo tipo e concentração de agente carreador (Figura 5.4), é possível observar que

as temperaturas de secagem do spray dryer influenciaram os resultados, de modo que

a maior temperatura proporcionou umidades menores. Com exceção da amostra

obtida com maltodextrina 10DE e proporção de 1:3 (proteína do hidrolisado:agente

carreador), todas os demais resultados apresentaram diferença significativa entre si.

Isso é explicado porque a temperatura de entrada na câmara de secagem de 210 ºC

proporcionou um maior gradiente de temperatura entre a suspensão atomizada e o ar

de secagem, se comparado à temperatura de entrada de 180 ºC. Outros autores

também concluíram que a temperatura de entrada do ar de secagem foi o parâmetro

que mais interferiu na umidade do pó obtido, dentre eles Patil, Chauhan e Singh (2014)

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0

3,5

4,0


Um

ida

de

(g

/10

0 g

de

am

ostr

a)

Agentes carreadores

1:1 a 180 ºC

1:3 a 180 ºC

1:5 a 180 ºC

1:1 a 210 ºC

1:3 a 210 ºC

1:5 a 210 ºC


que secaram suco de goiaba, Caliskan e Dirim (2013) que estudaram diferentes

condições de secagem e adição de maltodextrina ao extrato de sumagre e Silva et al.

(2012a) ao microencapsularem hidrolisado proteico de mexilhão com goma arábica e

maltodextrina 10DE. Além disso, Ozdikicierler, Dirim e Pazir (2014) concluíram que a

temperatura de saída do ar de secagem foi o principal parâmetro de influência sobre

a umidade final do pó obtido por spray drying.

5.3.1.3 Higroscopicidade

A Tabela 5.7 e a Figura 5.6 apresentam os resultados de higroscopicidade

obtidos para as amostras de hidrolisado proteico microencapsuladas por spray drying

com diferentes temperaturas de secagem, tipos e concentrações de agente carreador.

As amostras que tiveram as maiores adsorções de água (maiores valores

de higroscopicidade) estão entre aquelas obtidas com hidrolisado puro e as que foram

produzidas com as menores quantidades de agente carreador. Isto se explica pelo

fato dos peptídeos do hidrolisado proteico serem de baixa massa molecular e,

consequentemente, altamente higroscópicos. Porém, com a adição de agentes

carreadores com maior massa molecular e, por isso, menos higroscópicos, reduziu-

se a adsorção de água da atmosfera (CAI; CORKE, 2000), ou seja, quanto maior a

quantidade de agente carreador, menor a higroscipicidade.

Além disso, observou-se que as amostras produzidas com o agente

carreador maltodextrina 10DE tiveram menor adsorção de água em comparação com

as obtidas com HiCap®100. A mistura de HiCap®100 e maltodextrina 10DE resultou

em higroscopicidades maiores em comparação com os pós obtidos apenas com

maltodextrina 10DE, especialmente nas secagens realizadas com 210 ºC. Esses

comportamentos confirmam o exposto por Keshani et al. (2015) e também foram

observados por Silva et al. (2012a) que encapsularam hidrolisado proteico de

mexilhão com maltodextrina 10DE e goma arábica e Rodríguez-Díaz, Tonon e

Hubinger (2014) ao encapsular hidrolisado proteico de pele de cação com

maltodextrina 10DE.


Tabela 5.7: Resultados de higroscopicidade (g de água/g de amostra) do hidrolisado

proteico de mexilhão em pó.

Temperatura



1:1 1:3 1:5

180 ºC

Maltodextrina (M) 0,22 ± 0,02 B r 1 0,16 ± <0,01 C s 2 0,15 ± <0,01 C s 2

HiCap®100 (H) 0,24 ± 0,01 A r 1 0,21 ± 0,01 A s 2 0,20 ± 0,01 A t 2

50%M+50%H 0,22 ± 0,01 B r 2 0,18 ± 0,01 B s 2 0,16 ± 0,01 BC s 2

75%M+25%H 0,25 ± 0,01 A r 1 0,17 ± <0,01 C s 2 0,17 ± 0,01 B s 2

210 ºC

Maltodextrina (M) 0,22 ± 0,01 G r 1 0,17 ± <0,01 G s 1 0,17 ± <0,01 H s 1

HiCap®100 (H) 0,24 ± <0,01 F r 1 0,22 ± <0,01 F s 1 0,21 ± 0,02 F s 1

50%M+50%H 0,25 ± 0,02 F r 1 0,21 ± 0,01 F s 1 0,19 ± <0,01 G t 1

75%M+25%H 0,24 ± 0,01 F r 2 0,22 ± 0,01 F s 1 0,19 ± <0,01 G t 1

180 ºC Hidrolisado puro 0,29 ± 0,01 2


* letras iguais nas colunas de 180 ºC (A, B ou C) ou 210 ºC (F, G ou H), indicam que não há

diferença significativa a p ≤ 0,05 entre os resultados de higroscopicidade das amostras

obtidas com a mesma proporção de proteína do hidrolisado:agente carreador e mesma temperatura. ** letras iguais nas linhas (r, s ou t) indicam que não há diferença significativa a p ≤ 0,05 entre

os resultados de higroscopicidade das amostras obtidas com o mesmo agente carreador e a mesma temperatura; *** números sobrescritos (1 ou 2) iguais nas células correspondentes às amostras obtidas com o mesmo agente carreador, com igual proporção entre proteína do hidrolisado:agente carreador e diferentes temperaturas, indicam que não há diferença significativa a p ≤ 0,05 entre os resultados de higroscopicidade das amostras.

Segundo Botrel et al. (2014), além da massa molecular, outros parâmetros

como estrutura química e física dos componentes, como ramificações e

entrelaçamento de cadeias, também interferem na interação das moléculas como a

água. O entrelaçamento das moléculas lineares (amilose) e ramificadas (amilopectina)

presentes na maltodextrina podem formar uma estrutura mais compactada em função

de uma maior proporção de ligações cruzadas, levando à uma menor interação com

a água. Por outro lado, o HiCap®100, oriundo de amido de milho ceroso, é formado

apenas por moléculas de amilopectina modificadas. A estrutura formada contendo

apenas moléculas ramificadas é mais aberta e menos reticulada, proporcionando

maior disponibilidade dos pontos de interação para a realização de pontes de

hidrogênio com a água.


Figura 5.6: Higroscopicidade do hidrolisado de mexilhão em pó em função do tipo e

da concentração de agente carreador e da temperatura de secagem.

Os menores valores de higroscopicidade foram determinados nas amostras

que usaram maiores quantidades de agente carreador. As amostras de hidrolisado

em pó puro apresentaram adsorção de água duas vezes maior do que a amostra

obtida com maltodextrina 10DE, que teve a menor higroscopicidade. A temperatura

de secagem resultou em diferença significativa dos resultados de adsorção de água

das amostras de pó. Com exceção do hidrolisado de mexilhão em pó

microencapsulado na proporção de 1:1 de proteína do hidrolisado:agente carreador,

nas demais amostras, as maiores temperaturas de secagem resultaram nos

resultados de higroscopicidade mais elevados.

A Figura 5.7 exemplifica o comportamento do pó durante o ensaio de

higroscopicidade, apresentando imagens do pó antes e depois de submetido à

atmosfera com umidade relativa controlada de 75,3%. A amostra do pó de hidrolisado

de mexilhão puro colapsou com a adsorção de 0,31 g de água/g de amostra, enquanto

a amostra com maltodextrina se aglomerou em pequenos torrões e adsorveu 0,15 g

de água/g de amostra.

0,00

0,05

0,10

0,15

0,20

0,25

0,30


Hig

ros

co

pic

ida

de

(g

de

á

gu

a/g

de

am

os

tra

)

Agentes carreadores

1:1 a 180 ºC

1:3 a 180 ºC

1:5 a 180 ºC

1:1 a 210 ºC

1:3 a 210 ºC

1:5 a 210 ºC


Amostra Antes Depois

180-M-5

210-puro

Figura 5.7: Imagens do hidrolisado proteico de mexilhão em pó antes e depois da

análise de higroscopicidade.

Onde: 180-M-5 foi a amostra obtida com 180 ºC de temperatura do ar de secagem, maltodextrina 10DE como agente carreador, proporção proteína:agente carreador de 1:5;

210-puro é a amostra obtida com a secagem do hidrolisado puro com temperatura de entrada na câmara de secagem de 210 ºC e sem agentes carreadores.

5.3.2 Caracterização física do pó microencapsulado

5.3.2.1 Diâmetro (D4,3) e distribuição do tamanho das micropartículas

O tamanho das partículas e a sua distribuição são propriedades muito

importantes na determinação do grau de interação entre as próprias partículas e entre

as partículas ou um líquido circundante, uma vez que, o tamanho de partícula do pó

pode afetar a fluidez, a compressibilidade, a tendência de segregação, a toxicidade e

a explosividade do pó. Analisando os diâmetros D4,3 apresentados na Tabela 5.8,

observa-se que houve grande diferença entre os valores, sendo o maior diâmetro de

16,92 µm e o menor de 7,46 µm.


Tabela 5.8: Diâmetro (D4,3) do hidrolisado proteico de mexilhão em pó.

Temperatura



1:1 1:3 1:5

180 ºC

Maltodextrina (M) 8,75 ± 0,79 A s 1 11,57 ± 0,87 A s 1 16,25 ± 0,72 A r 1

HiCap®100 (H) 8,52 ± 0,03 A s 1 11,71 ± 0,67 A s 2 16,77 ± 1,58 A r 1

50%M+50%H 7,46 ± 0,75 A s 1 9,64 ± 0,04 AB r 1 9,78 ± 0,14 B r 1

75%M+25%H 7,60 ± <0,01 A t 8,47 ± 0,20 B s 2 10,75 ± 0,05 B r 2

210 ºC

Maltodextrina (M) 10,72 ± 1,19 F s 1 11,84 ± 0,29 FG s 1 15,09 ± 0,24 FG r 1

HiCap®100 (H) 9,46 ± 0,86 F s 1 13,96 ± 0,25 F rs 1 16,92 ± 2,20 F r 1

50%M+50%H 7,75 ± 0,34 F r 1 9,49 ± 1,33 G r 1 10,41 ± 1,33 G r 1

75%M+25%H 7,94 ± 0,45 F t 1 9,94 ± 0,26 G s 1 12,40 ± 0,12 FG r 1

180 ºC Hidrolisado puro 7,78 ± <0,01 2


* letras iguais nas colunas de 180 ºC (A ou B) ou 210 ºC (F ou G), indicam que não há diferença significativa a p ≤ 0,05 entre os resultados de diâmetro das amostras obtidas com a mesma proporção de proteína do hidrolisado:agente carreador e mesma temperatura. ** letras iguais nas linhas (r, s ou t) indicam que não há diferença significativa a p ≤ 0,05 entre os resultados de diâmetro das amostras obtidas com o mesmo agente carreador e a mesma temperatura; *** números sobrescritos (1 ou 2) iguais nas células correspondentes às amostras obtidas com o mesmo agente carreador, com igual proporção entre proteína do hidrolisado:agente carreador e diferentes temperaturas, indicam que não há diferença significativa a p ≤ 0,05 entre os resultados de diâmetro das amostras.

A distribuição de tamanhos apresentada na Figura 5.8 teve um

comportamento comum à pós produzidos por atomização e foi bastante similar entre

todos os pós obtidos após a microencapsulação via spray dying. Observou-se um pico

de distribuição em torno do tamanho de 10 m, que está próximo ao diâmetro D4,3

médio das partículas obtidas. Além disso, houve uma tendência bimodal próxima a 1

m, mas sem grande destaque. Silva et al. (2012b), usando o mesmo método de

determinação, verificaram a presença de dois picos de distribuição, o primeiro entre

0,1 e 1m e o segundo na faixa de 10m, quando microencapsularam hidrolisado

proteico de mexilhão com maltodextrina 10DE. Quando secaram o hidrolisado de

mexilhão puro obtiveram um diâmetro D4,3 de 4,79 m com a curva de distribuição de

tamanhos similar à obtida neste estudo. Resultados similares aos de Silva e

colaboradores também foram observados por Rodríguez-Díaz, Tonon e Hubinger

(2014) e Kurozawa, Park e Hubinger (2009).


As curvas de distribuição de tamanho das partículas obtidas pela secagem

em spray dryer sem a adição de agentes carreadores (hidrolisado puro) mostraram

que há uma similaridade de formato com as demais, porém apresentam um volume

maior de partículas em diâmetro abaixo de 10 µm (7,78 e 8,09 µm, respectivamente,

para os pós obtidos com secagem a 180 ºC e a 210 ºC).

Figura 5.8: Distribuição de tamanho das micropartículas de hidrolisado proteico de

mexilhão microencapsuladas por spray drying.

Onde: No código de cada ensaio, 210 ou 180 referem-se à temperatura de entrada da câmara de secagem do spray dryer. As letras seguintes (M ou H) referem-se ao agente

carreador, “M” para maltodextrina 10DE, “H” para HiCap100; 1M1H para 50% de cada um dos agentes e 3M1H para 75% de maltodextrina 10DE e 25% de HiCap®100. O último dígito

corresponde à proporção entre a proteína presente no hidrolisado e o agente carreador.

Pode-se observar que as amostras obtidas com as maiores concentrações

de sólidos (maior quantidade de agente carreador) apresentaram as curvas de

distribuição mais deslocadas à direita (maiores diâmetros). Quanto menor a

concentração de agente carreador, mais próximas e até sobrepostas estão as curvas

de distribuição de tamanho. Quando não houve adição de agente carreador (secagem

do hidrolisado puro) as duas curvas de distribuição se sobrepõe em quase toda sua

extensão. As amostras obtidas com os agentes carreadores puros apresentaram os

picos mais altos e as curvas de distribuição mais deslocadas à direita (maiores

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

0,01 0,1 1 10 100 1000

Vo

lum

e (

%)

Tamanho (m)

180-1M1H-1

180-1M1H-3

180-1M1H-5

210-1M1H-1

210-1M1H-3

210-1M1H-5

180-3M1H-1

180-3M1H-3

180-3M1H-5

210-3M1H-1

210-3M1H-3

210-3M1H-5

180-M-1

180-M-3

180-M-5

210-M-1

210-M-3

210-M-5

180-H-1

180-H-3

180-H-5

210-H-1

210-H-3

210-H-5

180-puro

210-puro


diâmetros). Goula e Adamopoulos (2004), Kurozawa, Park e Hubinger (2009) e Silva,

Park e Hubinger (2010) também observaram que o aumento do teor de sólidos na

secagem resultava na formação de partículas com diâmetros maiores.

O tamanho das gotas na atomização é afetado pelo modelo de atomizador

que pode ser por bico duplo fluido ou bico centrífugo (FINNEY; BUFFO; REINECCIUS,

2002), pelas propriedades físicas da solução de atomização e pela sua concentração

em sólidos. Maiores concentrações de sólidos na alimentação fazem com que as

partículas sequem mais rapidamente, mas não encolham, devido ao elevado teor de

sólidos. Assim, o tamanho da gota normalmente aumenta com o acréscimo na

concentração de sólidos ou da viscosidade da solução de alimentação (JAFARI et al.,

2008). Desta forma, um maior diâmetro das partículas obtidas nas condições com

maior concentração de sólidos já era esperado, conforme pode ser observado nas

curvas de viscosidade anteriormente apresentadas na Figura 5.3.

Normalmente, maiores temperaturas de secagem proporcionam menores

tempos de secagem, implicando na rápida formação da superfície das partículas,

reduzindo o encolhimento delas ao longo da secagem e permitindo que ao fim do

processo as partículas possuam maiores diâmetros (REINECCIUS, 2001; JAFARI et

al., 2008). Tonon, Brabet e Hubinger (2008), Kurozawa et al. (2009) e Silva, Park e

Hubinger (2012b) fizeram observações similares na secagem por atomização de polpa

de açaí, hidrolisado proteico de frango e hidrolisado proteico de mexilhão,

respectivamente. Neste estudo, foram observadas poucas diferenças significativa

entre os resultados de diâmetro D4,3 entre as partículas obtidas com mesmo material

e concentração, apesar de ser possível observar pelos resultados da Tabela 5.8 que

aquelas que foram obtidas com a maior temperatura de entrada do ar na câmara de

secagem, tiveram diâmetros maiores, apesar da ausência de diferença significativa

(não mostrada).

A Tabela 5.9 apresenta a dispersão (span) da distribuição de tamanho das

micropartículas de hidrolisado proteico de mexilhão em pó obtido por spray drying e

calculado pela Equação 4. Os valores em torno de 2 para todas as amostras e com

poucas diferenças significativas entre médias, indicam uma distribuição de tamanhos

homogênea (ANANDHARAMAKRISHNAN; ISHWARYA, 2015). Um span inferior a 2,

normalmente ocorre em distribuições estreitas para partículas obtidas por atomização

(FERNANDES; BORGES; BOTREL, 2014).


Tabela 5.9: Dispersão (span) da distribuição de tamanhos das micropartículas de

hidrolisado proteico de mexilhão microencapsuladas por spray drying.

Temperatura

de secagem

Agente

carreador


1:1 1:3 1:5

180 ºC

Maltodextrina (M) 2,06 ± 0,05 A r 1 2,06 ± 0,02 A r 1 2,10 ± 0,03 B r 1

HiCap®100 (H) 1,99 ± 0,04 A s 1 2,06 ± 0,05 A s 1 2,24 ± 0,02 A r 1

50%M+50%H 2,08 ± 0,05 A r 1 2,06 ± 0,06 A r 2 2,13 ± 0,08 B r 2

75%M+25%H 2,03 ± 0,05 A s 2 2,08 ± 0,06 A s 1 2,24 ± 0,04 A r 1

210 ºC

Maltodextrina (M) 2,05 ± 0,11 F r 1 2,02 ± 0,02 G r 2 2,09 ± 0,02 G r 1

HiCap®100 (H) 2,07 ± 0,07 F r 1 2,06 ± 0,02 G r 1 2,13 ± 0,04 G r 2

50%M+50%H 2,06 ± 0,02 F s 1 2,22 ± 0,09 F r 1 2,26 ± 0,07 F r 1

75%M+25%H 2,16 ± 0,07 F r 1 2,12 ± 0,10 FG r 1 2,11 ± 0,07 G r 2



* letras iguais nas colunas de 180 ºC (A ou B) ou 210 ºC (F ou G), indicam que não há diferença significativa a p ≤ 0,05 entre os resultados de span das amostras obtidas com a mesma proporção de proteína do hidrolisado:agente carreador e mesma temperatura. ** letras iguais nas linhas (r, s ou t) indicam que não há diferença significativa a p ≤ 0,05 entre os resultados de span das amostras obtidas com o mesmo agente carreador e a mesma temperatura; *** números sobrescritos (1 ou 2) iguais nas células correspondentes às amostras obtidas com o mesmo agente carreador, com igual proporção entre proteína do hidrolisado:agente carreador e diferentes temperaturas, indicam que não há diferença significativa a p ≤ 0,05 entre os resultados de span das amostras.

5.3.2.2 Densidade aparente

A densidade de uma partícula é definida como a sua massa dividida pelo

seu volume ou como a massa de pó que pode ser embalada em um determinado

volume. É considerada bastante relevante para a determinação de outras

propriedades da partícula, tais como a estrutura do pó e o tamanho de partícula. A

densidade de um pó pode variar significativamente dependendo da forma como as

partículas são embaladas, como compactação, consolidação, etc. A densidade

aparente de pós é determinada fazendo-se com que o pó disperso caia em um

recipiente, sob a influência da gravidade. O volume inclui os espaços entre as

partículas, bem como os volumes das próprias partículas. Um pó com uma resistência

estrutural forte irá resistir ao colapso quando disperso no recipiente e irá ter uma baixa


densidade aparente, enquanto que um pó estruturalmente fraco entrará em colapso

facilmente e terá uma densidade aparente maior (ABDULLAH; GELDART, 1999). Os

resultados de densidade aparente do hidrolisado proteico de mexilhão em pó são

apresentados na Tabela 5.10 e variaram de 230 a 400 kg/m3, observando-se

diferenças significativas entre os resultados, a p 0,05.

Tabela 5.10: Densidade aparente (kg/m3) do hidrolisado proteico de mexilhão

microencapsulado

Temperatura



1:1 1:3 1:5

180 ºC

Maltodextrina (M) 293,68 ± 33,38 B s ¹ 334,81 ± 1,12 B r ¹ 357,92 ± 10,58 B r ¹

HiCap®100 (H) 339,01 ± 4,02 A t ¹ 355,19 ± 7,61 A s ¹ 400,39 ± 8,91 A r ¹

50%M+50%H 267,11 ± 1,37 B t ¹ 295,19 ± 7,02 C s ¹ 331,27 ± 8,53 C r ¹

75%M+25%H 264,16 ± 14,40 B s ¹ 277,60 ± 8,50 D s ¹ 306,84 ± 12,12 D r ¹

210 ºC

Maltodextrina (M) 280,35 ± 17,16 G s ¹ 288,67 ± 12,04 G s ² 315,20 ± 12,02 F r ²

HiCap®100 (H) 312,04 ± 10,72 F r ² 317,94 ± 17,15 F r ² 321,51 ± 8,22 F r ²

50%M+50%H 258,27 ± 8,77 H s ² 269,90 ± 11,13 G rs ² 282,22 ± 9,68 G r ²

75%M+25%H 234,24 ± 0,01 I t ² 246,17 ± 6,74 H s ² 323,98 ± 7,19 F r ²



* letras iguais nas colunas de 180 ºC (A, B, C ou D) ou 210 ºC (F, G ou H), indicam que não há diferença significativa a p ≤ 0,05 entre os resultados de densidade aparente das amostras obtidas com a mesma proporção de proteína do hidrolisado:agente carreador e mesma temperatura. ** letras iguais nas linhas (r, s ou t) indicam que não há diferença significativa a p ≤ 0,05 entre os resultados de densidade aparente das amostras obtidas com o mesmo agente carreador e a mesma temperatura; *** números sobrescritos (1 ou 2) iguais nas células correspondentes as amostras obtidas com o mesmo agente carreador, com igual proporção entre proteína do hidrolisado:agente carreador e diferentes temperaturas, indicam que não há diferença significativa a p ≤ 0,05 entre os resultados de densidade aparente das amostras.

As maiores densidades aparentes foram observadas nas amostras com a

maior concentração de agente carreador, tendo sido observadas diferenças

signigicativas entre quase todas as respostas. Observações similares foram feitas por

Cai e Corke (2000), que encapsularam o pigmento betacianina extraído de amaranto,

e Rodríguez-Díaz, Tonon e Hubinger (2014), que encapsularam hidrolisado proteico


de pele de cação. Kurozawa, Park e Hubinger (2009), observaram o inverso ao

encapsularem hidrolisado proteico de carne de frango com goma arábica e

maltodextrina, onde as maiores concentrações de agentes carreadores geraram as

partículas com as menores densidades.

Quanto menor a temperatura de secagem, maior foi a densidade aparente

do pó, tal como observado por Paini et al. (2015) e Cai e Corke (2000), seguindo a

mesma tendência já observada para a umidade, onde as menores temperaturas de

secagem também propiciaram os maiores valores. Marques et al. (2014) observaram

que as maiores temperaturas de entrada e maiores concentrações de maltodextrina

proporcionavam as menores densidades aparentes, porque a rápida evaporação de

água promovida pelas altas temperaturas formava partículas mais porosas.

O tipo de agente carreador gerou alguma diferença significativa, a p 0,05,

na densidade aparente, podendo-se observar que o uso de HiCap®100 resultou em

resultados mais elevados do que os demais agentes carreadores, como fica claro na

Figura 5.9.

Figura 5.9: Densidade aparente do hidrolisado de mexilhão em pó em função do tipo

e da concentração de agente carreador e da temperatura de secagem.

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450


Den

sid

ad

e a

pa

ren

te (

kg

/m3)

Agentes carreadores

1:1 a 180 ºC

1:3 a 180 ºC

1:5 a 180 ºC

1:1 a 210 ºC

1:3 a 210 ºC

1:5 a 210 ºC


5.3.2.3 Aspecto visual e microestrutura do pó

A Figura 5.10 apresenta imagens dos pós obtidos com a secagem do

hidrolisado proteico de mexilhão puro e desse hidrolisado microencapsulado com o

amido modificado HiCap®100. Visualmente, o pó apresentou as características de cor

e aglomeração esperadas para o tipo de produto e condições de processo, compostas

por partículas muito pequenas e algumas vezes naturalmente aglomeradas.

Visualmente não se observou variação da cor pela influência da temperatura ou do

tipo de material usado na microencapsulação, observando-se apenas um decréscimo

da intensidade da cor quando houve aumento na quantidade de agente carreador.

Essa mudança da coloração, apesar de discreta, era esperada pois o hidrolisado tem

coloração marrom e ambos os agentes carreadores são brancos.

(a) (b)

(c) (d)

Figura 5.10: Imagens dos pós obtidos com a secagem de (a) hidrolisado proteico de

mexilhão puro e do hidrolisado proteico de mexilhão microencapsulado nas

proporções de (b) 1:1, (c) 1:3 e (d) 1:5, entre a proteína do hidrolisado e o agente

carreador HiCap®100.


A formação de aglomerados é comum em partículas pequenas devido à

força eletrostática e foi maior quanto menor a adição de agente carreador. Partículas

mais higroscópicas têm maior adesividade, o que resulta em uma aglomeração natural

maior do pó atomizado. Esta característica está relacionada com a adsorção de água

que ocorre pelas moléculas que estão localizadas na superfície da partícula. A

presença do agente carreador proporciona moléculas de maior massa molecular do

que as proteínas e os peptídeos presentes no hidrolisado proteico, resultando em

menor adsorção de água e, consequentemente, menor aglomeração natural das

partículas.

Algumas das imagens das partículas, obtidas por microscopia eletrônica de

varredura (MEV), são apresentadas nas Figuras 5.11 à 5.15, respectivamente, para

as amostras obtidas sem agentes carreadores e com os agentes carreadores

HiCap®100 e maltodextrina 10DE puros e com estes agentes carreadores misturados,

obtidas com amplificações de 2000 e 5000 vezes. Em cada imagem, há uma barra de

referência de tamanho em µm. As micropartículas apresentaram estrutura superficial

característica de partículas obtidas por spray drying, murchas e com tamanho variado.

180-puro2 210-puro2

180-puro5 210-puro5

Figura 5.11: Imagens de microestrutura das partículas obtidas pela secagem do

hidrolisado proteico de mexilhão puro, sem a adição de agentes carreadores.

Onde: No código de cada ensaio, 210 ou 180, referem-se à temperatura de entrada na câmara de secagem do spray dryer. Sobrescritos 2 e 5 correspondem, respectivamente, aos

aumentos de 2000 e 5000 vezes.


180-H-12 180-H-32 180-H-52

180-H-15 180-H-35 180-H-55

210-H-12 210-H-32 210-H-52

210-H-15 210-H-35 210-H-55


carreador HiCap100.

Onde: Nos códigos dos ensaios, 210 ou 180, referem-se à temperatura de entrada na

câmara de secagem do spray dryer; A letra H refere-se ao agente carreador HiCap100 usado puro; O último dígito corresponde à proporção entre a proteína presente no

hidrolisado e o agente carreador usado. Sobrescritos 2 e 5 correspondem, respectivamente, aos aumentos de 2000 e 5000 vezes nas imagens.


180-M-12 180-M-32 180-M-52

180-M-15 180-M-35 180-M-55

210-M-1² 210-M-3² 210-M-52

210-M-15 210-M-35 210-M-55


carreador maltodextrina 10DE.

Onde: Nos códigos dos ensaios, 210 ou 180, referem-se à temperatura de entrada na câmara de secagem do spray dryer; A letra M refere-se ao agente carreador maltodextrina

10DE usado puro; O último dígito corresponde à proporção entre a proteína presente no hidrolisado e o agente carreador usado. Sobrescritos 2 e 5 correspondem, respectivamente,

aos aumentos de 2000 e 5000 vezes nas imagens.


180-1M1H-12 180-1M1H-32 180-1M1H-52

180-1M1H-15 180-1M1H-35 180-1M1H-55

210-1M1H-12 210-1M1H-32 210-1M1H-52

210-1M1H-15 210-1M1H-35 210-1M1H-55


carreadores misturados, na proporção de 1:1.

Onde: No código de cada ensaio, 210 ou 180, referem-se à temperatura de entrada na câmara de secagem do spray dryer. As letras 1M1H referem-se ao uso de 50:50 de

maltodextrina 10DE e HiCap®100 como agente carreador. O último dígito corresponde à proporção entre a proteína presente no hidrolisado e o agente carreador usado. Sobrescritos

2 e 5 correspondem, respectivamente, aos aumentos de 2000 e 5000 vezes nas imagens.


180-3M1H-12 180-3M1H-32 180-3M1H-52

180-3M1H-15 180-3M1H-35 180-3M1H-55

210-3M1H-12 210-3M1H-32 210-3M1H-52

210-3M1H-15 210-3M1H-35 210-3M1H-55


carreadores misturados na proporção 3:1.

Onde: No código de cada ensaio, 210 ou 180, referem-se à temperatura de entrada na câmara de secagem do spray dryer. As letras 3M1H referem-se ao uso de 75:25 de

maltodextrina 10DE e HiCap®100 como agente carreador. O último dígito corresponde à proporção entre a proteína presente no hidrolisado e o agente carreador usado. Sobrescritos

2 e 5 correspondem, respectivamente, aos aumentos de 2000 e 5000 vezes nas imagens.

Conforme registrado pelas imagens da Figura 5.11, houve colapso da

amostra de hidrolisado puro atomizado na condição de 210 ºC como temperatura de


secagem. Essa alteração ocorreu durante a preparação (colocação no suporte e

metalização) da amostra para a análise de MEV. Nas imagens é possível visualizar

as pontes (ligações) formadas entre as partículas em função do colapso. Uma menor

incidência desse colapso nas demais amostras indica que os agentes carreadores

realmente aumentaram a estabilidade das micropartículas às condições ambiente de

temperatura e umidade. Um colapso similar de pó já havia sido observado por

Kurozawa, Park e Hubinger (2009) quando analisaram a microestrutura de hidrolisado

de peito de frango desidratado sem adição de agentes carreadores e pode ser

atribuída a uma maior higroscopicidade das amostras. Outras amostras que também

apresentaram características de partículas em início de colapso foram as 210-H-55,

180-3M1H-3² e 5 e 180-3M1H-5² e 5.

A concentração de agente carreador interferiu no tamanho das partículas,

sendo visível que seu aumento resultou em partículas maiores, conforme já havia sido

observado na determinação do diâmetro D4,3. De acordo com Corrigan (1995), a forma

das partículas secas por pulverização é dependente do tipo de agente carreador

utilizado. A maltodextrina resultou na formação de partículas mais rugosas, com maior

variação de tamanho, como pode ser observado nas imagens da Figura 5.13.

Rosenberg, Kopelman e Talmon (1985) chamaram a rugosidade das

partículas como sendo “dentes” e relacionaram sua formação com o encolhimento que

as partículas sofrem durante a secagem. Ré (1998) relacionou as imperfeições das

superfícies das partículas com uma lenta formação de filme durante a secagem das

gotas atomizadas. Uma vez que uma camada seca foi formada em volta da gota, a

temperatura dessa gota/partícula começa a aumentar a partir da temperatura de bulbo

úmido até a temperatura do ar de secagem. Quando essas temperaturas atingem ou

ultrapassam o ponto de ebulição da água, começa a ocorrer o inflamento e a

porosidade interna das partículas aumenta. Quando estas são resfriadas, murcham e

resultam no aspecto dentado das partículas. No pó obtido com a temperatura de

secagem de 210 ºC, as partículas inflaram mais e depois murcharam e a sua

superfície apresentou-se ligeiramente mais rugosa, possivelmente por causa do maior

gradiente de temperatura durante a secagem. Em algumas imagens é possível

observar micropartículas com furos (180-H-5², 210-H-5², 180-1M1H-15, 210-1M1H-15,

180-3M1H-1², 210-3M1H-15, 180-3M1H-5² e 210-3M1H-5²) ou quebradas (210-H-35,

180-H-5²), permitindo que se visualize seu interior oco.


5.3.3 Temperatura de transição vítrea do pó microencapsulado

Os pós obtidos por spray drying normalmente se encontram no estado

amorfo. A temperatura de transição vítrea é a transição, em materiais amorfos, de um

estado sólido vítreo para um estado semi-líquido gomoso (ROOS, 1995). Na transição

de fase, ou seja, durante a transição vítrea dos materiais amorfos, ocorrem alterações

no calor específico gerando uma alteração gradual no fluxo de calor. Neste estudo, a

temperatura de transição vítrea (Tg) foi considerada como o ponto médio dessa

alteração, a uma determinada umidade. Os valores médios de Tg de cada amostra de

pó estão apresentados na Tabela 5.11.

Tabela 5.11: Temperaturas de transição vítrea do hidrolisado proteico de mexilhão

microencapsulado por spray drying.

Temperatura



1:1 1:3 1:5

180 ºC

Maltodextrina (M) 56,38 ± 0,38 B s 2 78,95 ± 3,03 AB r 2 81,23 ± 4,56 AB r 2

HiCap®100 (H) 60,38 ± 1,97 B r 1 70,37 ± 3,37 B r 1 67,38 ± 4,38 B r 1

50%M+50%H 67,95 ± 7,87 AB r 1 75,00 ± 6,72 AB r 1 83,30 ± 3,73 A r 2

75%M+25%H 78,74 ± 4,96 A r 1 87,76 ± 2,12 A r 1 87,98 ± 3,17 A r 2

210 ºC

Maltodextrina (M) 75,77 ± 1,17 F s 1 104,90 ± 1,32 F r 1 107,50 ± 0,39 F r 1

HiCap®100 (H) 62,21 ± 2,16 G s 1 66,56 ± 3,60 H rs 1 70,03 ± 2,63 H r 1

50%M+50%H 78,47 ± 1,14 F s 1 83,93 ± 1,63 G s 1 95,57 ± 3,00 G r 1

75%M+25%H 71,23 ± 7,23 FG t 1 88,81 ± 4,68 G s 1 109,60 ± 1,68 F r 1

180 ºC Hidrolisado puro 57,49 ºC ± 3,16 1

210 ºC Hidrolisado puro 42,28 ºC ± 0,16 2

* letras iguais nas colunas de 180 ºC (A ou B) ou 210 ºC (F, G ou H), indicam que não há diferença significativa a p ≤ 0,05 entre os resultados de Tg das amostras obtidas com a mesma proporção de proteína do hidrolisado:agente carreador e mesma temperatura. ** letras iguais nas linhas (r, s ou t) indicam que não há diferença significativa a p ≤ 0,05 entre os resultados de Tg das amostras obtidas com o mesmo agente carreador e a mesma temperatura; *** números sobrescritos (1 ou 2) iguais nas células correspondentes as amostras obtidas com o mesmo agente carreador, com igual proporção entre proteína do hidrolisado:agente carreador e diferentes temperaturas, indicam que não há diferença significativa a p ≤ 0,05 entre os resultados de Tg das amostras.


A Figura 5.16 apresenta um gráfico que objetiva relacionar os valores de Tg

com a atividade de água (Aw) do pó. Observou-se que a atividade de água do pó

influencia os valores da temperatura de transição vítrea do pó, de modo que as

amostras produzidas com HiCap®100 tiveram os maiores valores de Aw e os menores

de Tg.

Figura 5.16: Comportamento da Tg em função da Aw do hidrolisado proteico de

mexilhão microencapsulado por spray drying.

Os pós obtidos nas secagens com a temperatura de 210 ºC e com as

maiores concentrações de agente carreador (maior teor de sólidos) resultaram em

amostras com maiores valores de Tg, principalmente devido ao menor teor de umidade

dessas amostras, evitando o efeito plastificante da água (SILVA et al., 2012a, ZHOU

et al., 2014). O hidrolisado proteico de mexilhão em pó puro, obtido com temperatura

de secagem de 210 ºC apresentou a menor Tg (42,28 ± 0,16 ºC), enquanto a amostra

obtida na mesma temperatura, mas com a maior proporção de agente carreador (1:5),

composta pela mistura 75:25 de maltodextrina 10DE e HiCap®100 (amostra 210-

3M1H-5) apresentou a maior Tg (109,6 ± 1,68 ºC).

Observou-se uma relação inversa entre os valores de Tg e os resultados de

higroscopicidade (Tabela 5.7) das amostras, uma vez que a adsorção de água está

0,00

0,05

0,10

0,15

0,20

0,25

0,30

0,35

0

20

40

60

80

100

120


Aw

Tg

(ºC

)

Agentes carreadores

Tg de 1:1 a 180 ºC Tg de 1:3 a 180 ºC Tg de 1:5 a 180 ºC

Tg de 1:1 a 210 ºC Tg de 1:3 a 210 ºC Tg de 1:5 a 210 ºC

Aw de 1:1 a 180 ºC Aw de 1:3 a 180 ºC Aw de 1:5 a 180 ºC

Aw de 1:1 a 210 ºC Aw de 1:3 a 210 ºC Aw de 1:5 a 210 ºC


inversamente relacionada com a massa molecular dos componentes: quanto maiores

eles são, menor é a adsorção de água e, consequentemente, maior é a Tg. A Tg é

diretamente relacionada à massa molecular dos componentes do pó, por isso, a

adição de maltodextrinas ou amidos modificados aos hidrolisados proteicos aumenta

a massa molecular média do pó obtido na secagem por atomização (BOTREL et al.,

2014; PENG et al., 2013).

Observou-se que o uso de maltodextrina 10DE como agente carreador

resultou em pós com maiores valores de Tg do que o HiCap®100, apesar do último ter

maior massa molecular. A Tg é afetada não só pela massa molecular dos

componentes, mas também por vários outros parâmetros, como a sua estrutura

química, quantidade e tipo de plastificante e estruturas físicas, tais como as ligações

cruzadas e ramificações, além do entrelaçamento das cadeias (BOTREL et al., 2014).

Conforme já discutido nos resultados de higroscopicidade, essa diferença de estrutura

e de características pode explicar por que as secagens feitas com HiCap®100

resultaram em partículas mais higroscópicas e com Tg mais baixa, quando

comparadas às amostras obtidas na mesma temperatura de secagem e concentração

de agente carreador.

De acordo com Zhou et al. (2014) e Netto, Desobry e Labuza (1998), os

valores de Tg estão relacionados com o peso molecular dos hidrolisados proteicos da

mesma forma como estão com os valores de dextrose equivalente das maltodextrinas.

Silva et al. (2012a), na microencapsulação de hidrolisado proteico de mexilhão com

maltodextrina e goma arábica, observaram menores valores de Tg em pós com valores

de atividades de água e umidade semelhantes e obtidos com as mesmas

concentrações de sólidos (maltodextrina). Os autores utilizaram diferentes condições

de secagem, o que pode justificar essa variação, pois elas influenciam as

características físicas dos pós.

Exemplos dos termogramas obtidos para as amostras de hidrolisado

proteico de mexilhão em pó, puro e microencapsulado, são apresentados nas Figuras

5.17, 5.18 e 5.19.


(a)

(b)

Figura 5.17: Termogramas obtidos para o hidrolisado proteico de mexilhão em pó

com adição de (a) maltodextrina 10 DE (M) e (b) HiCap®100 (H) como carreadores.

Onde: Nos códigos das amostras, 210 ou 180 referem-se à temperatura de secagem e o último dígito corresponde à proporção entre a proteína do hidrolisado:agente carreador.


(a)

(b)

Figura 5.18: Termogramas obtidos para o hidrolisado proteico de mexilhão em pó

com adição de (a) mistura de 50:50 de maltodextrina e Hicap®100 (1M1H) e (b)

75:50 de maltodextrina e Hicap®100 (3M1H).

Onde: Nos códigos das amostras, 210 ou 180 referem-se à temperatura de secagem e o último dígito corresponde à proporção de proteína do hidrolisado:agente carreador.


Figura 5.19: Termogramas obtidos para o hidrolisado proteico de mexilhão em pó,

sem adição de agente carreador.

Onde: Nos códigos das amostras, 210 ou 180 referem-se à temperatura de secagem.

5.3.4 Composição de voláteis no pó microencapsulado

5.3.4.1 Curvas de calibração

Para quantificação dos compostos de interesse por cromatografia gasosa

com espectrometria de massas (GC-MS) foram elaboradas curvas de calibração, com

padrões cromatográficos, conforme apresentado na Figura 5.20. As curvas de

calibração foram construídas para os compostos voláteis: hexanal, xileno, heptanal,

octanal, 2-nonanol e nonanal, em oito concentrações (pontos). Os pontos extremos

(máximos e mínimos) foram determinados em ensaios preliminares com a amostra,

onde se observou a intensidade do composto desejado. Para as curvas de calibração

obteve-se coeficientes de determinação (R²) acima de 0,99, utilizando pelo menos 5

pontos para a construção das curvas e obtenção das equações. As equações

aprestadas nos gráficos foram usadas para o cálculo da concentração dos respectivos

composto nas amostras. A concentração em mol de padrão/L (volume no vial) foi


transformada para mol/g de amostra com base na massa de amostra usada para o

preparo de cada vial.

Figura 5.20: Curvas de calibração dos padrões cromatográficos para a quantificação

dos compostos voláteis hexanal, xileno, heptanal, octanal, 2-nonanol e nonanal.

y = 1,72E+10.x + 5,69E+05

R² = 0,9968

0,0E+00

1,0E+07

2,0E+07

3,0E+07

4,0E+07

5,0E+07

Áre

a a

dim

ensio

nal

Concentração de hexanal (mol/L)

y = 1,47E+10.x + 3,98E+06

R² = 0,9926

0,0E+00

5,0E+07

1,0E+08

1,5E+08

Áre

a a

dim

ensio

nal

Concentração de xileno (mol/L)

y = 2,41E+10.x + 1,49E+06

R² = 0,9947

0,0E+00

1,0E+07

2,0E+07

3,0E+07

4,0E+07

Áre

a a

dim

enio

nal

Concentração de heptanal (mol/L)

y = 3,27E+10.x - 6,27E+05

R² = 0,9952

0,0E+00

1,0E+07

2,0E+07

3,0E+07

4,0E+07

Áre

a a

dim

ensio

nal

Concentração de octanal (mol/L)

y = 1,11E+10.x + 3,53E+06

R² = 0,9982

0,0E+00

5,0E+07

1,0E+08

1,5E+08

2,0E+08

Áre

a a

dim

ensio

nal

Concentração 2-nonanol (mol/L)

y = 7,15E+09.x + 4,00E+05

R² = 0,9975

0,0E+00

1,0E+07

2,0E+07

3,0E+07

4,0E+07

5,0E+07

Áre

a a

dim

ensio

nal

Concentração de nonanal (mol/L)


5.3.4.2 Repetitividade inter-dias

As condições de repetitividade consideram mesmo procedimento de

medição, mesmo observador, mesmo instrumento usado sob mesmas condições,

mesmo local e repetições no menor espaço de tempo possível. O índice de

repetitividade ̶ repê (r) está associado às variâncias e leva em consideração o grau

de confiança desejado e a forma da distribuição e é calculado pela Equação 5.1, onde

DP é o desvio padrão amostral e f(n) é o fator de diferença crítico e depende do

número de replicatas (n).

𝑟 = 𝑓(𝑛) ∗ 𝐷𝑃 = 2,8 ∗ 𝐷𝑃 [5.1]

O valor de 2,8 equivalente a f(2) é comumente adotado em trabalhos de

rotina em laboratórios para verificar a diferença entre dois resultados (CHUI;

BARROS; SILVA, 2009). O critério do repê (r) foi aplicado à todas os resultados e

aqueles que não atendiam ao critério, foram desconsiderados para o cálculo da média

final.

O coeficiente de variação (CV), também conhecido como desvio padrão

relativo, estão relacionado com o desvio padrão amostral (DP) e a média aritmética

(�̅�) das respostas, e foi calculado pela Equação 5.2. O CV máximo permitido para

condições de reprodutividade está inversamente relacionado com a concentração (C)

de analito na amostra. Para atestar a repetitividade, o CV deve estar abaixo de 2/3 do

valor de CVmáx. Assim, para C < 1 mg/kg, o CVmáx é de 35% e o coeficiente de variação

que atesta condições de repetitividade deve ser menor que 11,67% (BRASIL, 2011).

Como os coeficientes de variância das análises foram inferiores a 10%, considerou-

se que as análises realizadas em dias diferentes mostraram que a operação,

configuração e regulagem do equipamento de GC-MS estavam em condições de

repetitividade.

𝐶𝑉(%) =𝐷𝑃

�̅�∗ 100

[5.2]

Os resultados para da determinação da repetitividade inter-dias é

apresentada na Tabela 5.12. Os padrões 2-nonanol e xileno não foram quantificados

na amostra 110-M-5 usada como referência para esta verificação.


Tabela 5.12: Resultados de repetitividade das análises de GC-MS, com média,

desvio padrão (DP), coeficiente de variação (CV) e repê (r).

Composto Concentrações (mol/g de amostra)

CV (%) r 1º dia 2º dia Média DP

Hexanal 3,483 3,410 3,446 0,052 1,52 0,146

Heptanal 1,597 1,410 1,504 0,131 8,74 0,367

Octanal 0,903 0,828 0,866 0,053 6,10 0,148

Nonanal 1,855 1,620 1,738 0,165 9,52 0,462

5.3.4.3 Identificação e quantificação de compostos voláteis

A Tabela 5.13 apresenta os compostos voláteis identificados e

quantificados nas micropartículas de hidrolisado proteico de mexilhão por GC-MS. A

confirmação e quantificação desses compostos voláteis foram feitas pelas curvas de

calibrações, obtidas com os padrões cromatográficos. Além destes, alguns compostos

encontrados por Le Guen, Prost e Demaimay (2000) e Cros et al. (2004) também

foram identificados no hidrolisado proteico de mexilhão Perna perna, com base nos

espectros de massa da biblioteca do Nist Chemistry WebBook do National Institute of

Standards and Technology (NIST, 2014). As identificações de compostos feitas com

base nesse banco de dados somente foram consideradas válidas quando a

equivalência dos espectros de massa foi superior a 80%. Apenas os compostos

quantificados e os identificados com essa similaridade foram considerados para a

escolha da melhor condição de microencapsulação, ou seja, a condição que manteve

a maior quantidade de compostos voláteis retidos.

Os compostos identificados podem ser agrupados em hidrocarbonetos

aromáticos: tolueno, estireno e etil-benzeno; seis álcoois: 1-pentanol, 2-penten-1-ol,

3-metil-1-butanol, 1-heptanol, 2-etil-1-hexanol e 2-nonanol; nove aldeídos: hexanal,

heptanal, octanal, pentanal, 2-hexenal, 2,4-heptadienal, 2-heptenal, benzaldeído e 4-

etil-benzaldeído; três cetonas: 3-octanona, 2-nonanona e 2-decanona; dois alcanos:

dodecano e tridecano; um terpeno: limoneno; uma pirazina: 2,5-dimetil-pirazina; um

ácido carboxílico: ácido hexanoico e; um composto sulfurado: dimetil-sulfureto. Outros

14 compostos foram indicados pela comparação com os dados da NIST, porém com

uma equivalência muito pequena para serem considerados válidos.



amostras de hidrolisado proteico de mexilhão microencapsulado.

Composto Amostra¹

Hexanal Xileno Heptanal Octanal 2-nonanol Nonanal

180-puro 2,2 tr 1,6 0,5 n.d. n.d.

210-puro 2,1 tr 1,7 0,5 n.d. n.d.

180-M-1 n.d. 0,1 1,1 0,5 n.d. n.d.

180-M-3 3,0 35,5 1,6 0,8 n.d. 1,2

180-M-5 2,9 19,2 1,6 0,9 n.d. 2,1

210-M-1 2,7 tr 1,1 0,6 n.d. n.d.

210-M-3 5,6 tr 3,3 2,4 n.d. 7,3

210-M-5 3,5 tr 1,5 1,0 n.d. 2,6

180-H-1 5,2 tr 2,2 0,7 n.d. n.d.

180-H-3 13,6 tr 3,9 1,4 n.d. 2,3

180-H-5 13,4 tr 2,8 1,3 n.d. 1,7

210-H-1 7,4 tr 1,8 0,7 n.d. n.d.

210-H-3 16,6 n.d. 3,6 1,5 n.d. 1,6

210-H-5 12,3 tr 2,9 1,2 n.d. 1,0

180-1M1H-1 n.d. 11,6 1,9 1,0 tr 3,6

180-1M1H-3 n.d. 9,8 1,7 1,0 tr 4,0

180-1M1H-5 n.d. 14,2 3,0 1,4 0,2 4,3

210-1M1H-1 19,7 140,5 6,8 1,9 n.d. 1,6

210-1M1H-3 27,4 tr 9,3 2,6 n.d. 2,7

210-1M1H-5 31,8 30,1 12,2 4,0 n.d. 3,1

180-3M1H-1 14,9 29,1 4,8 n.d. 5,9 10,1

180-3M1H-3 16,0 26,1 5,7 n.d. n.d. 11,1

180-3M1H-5 14,0 11,4 6,3 n.d. 11,1 11,9

210-3M1H-1 22,4 305,9 7,1 2,0 n.d. 2,9

210-3M1H-3 21,7 53,0 6,5 1,8 n.d. 2,8

210-3M1H-5 9,1 n.d. 4,8 1,5 n.d. 3,7

* “tr” significa que o composto está em concentração abaixo da abrangida pela curva de calibração e “n.d.” significa que o composto não foi detectado pelo GC-MS. ¹ Nos códigos das amostras, 210 ou 180 referem-se à temperatura de entrada da câmara de secagem do spray dryer. As letras seguintes, M e H, referem-se aos carreadores maltodextrina 10DE e

HiCap100, respectivamente; 1M1H e 3M1H correspondem às proporções de 50:50 e 75/25 maltodextrina 10DE e HiCap®100, respectivamente. O último dígito corresponde à proporção entre a proteína presente no hidrolisado e o agente carreador.


Nem todos os compostos voláteis foram identificados em todas as amostras

de pó, indicando que o comportamento deles foi influenciado pelas condições de

processo ou tipo e concentração do agente carreador. Todas as amostras para análise

de GC-MS foram preparadas com uma quantidade de 0,3 ± 0,01 g de pó. Assim, a

quantidade de hidrolisado proteico de mexilhão efetivamente presente nas

micropartículas variou e foi menor quanto maior a quantidade de agente carreador na

amostra. É interessante destacar que a melhor amostra em termos de retenção de

voláteis (210-1M1H-5) foi obtida com a maior proporção de agente carreador em

relação ao hidrolisado proteico. Ou seja, outras amostras com relativamente mais

hidrolisado proteico por unidade de massa apresentaram menor retenção de voláteis.

A retenção de voláteis durante o processo de microencapsulação por spray drying não

ficou condicionada à maior concentração de hidrolisado, mas à proteção

proporcionada pelos agentes carreadores durante e após o processo. Analisando as

concentrações dos compostos voláteis quantificados pelos padrões cromatográficos

e também as áreas dos demais compostos nos cromatogramas, foi possível perceber

que a amostra de pó do hidrolisado proteico puro teve a menor retenção de voláteis

por grama de amostra.

Além da quantidade, o tipo de agente carreador também interfere na

concentração de compostos voláteis nas micropartículas (GOUBET; LE GUERE;

VOILLEY, 1998). Carolina et al. (2007) mostraram que a inclusão e retenção de

compostos voláteis está diretamente relacionada com a massa molecular dos agentes

carreadores e a umidade relativa. A maltodextrina 10DE combinada com HiCap®100

proporcionou proteção melhor do que os dois compostos utilizados isoladamente.

Possivelmente, isso ocorreu em função da combinação das características dos dois

agentes, em especial, o efeito emulsificante do HiCap®100 que pode ter colaborado

para a retenção de alguns compostos voláteis com extremidades hidrofóbicas.

Maiores temperaturas de secagem conduzem à uma formação mais rápida

das partículas e, consequentemente, com menor degradação dos compostos voláteis.

A mobilidade molecular da água e outros componentes aprisionados na matriz pode

ser diretamente relacionada com a temperatura de transição vítrea. Componentes

voláteis em sistemas alimentares tem mobilidade muito limitada em matrizes vítreas e

a difusão ocorre principalmente através dos poros. No entanto, quando a temperatura

das partículas for superior a Tg e uma matriz gomosa é formada, a difusividade dos

componentes voláteis aumenta enormemente (BHANDARI; HOWES, 1999). Todas as


amostras analisadas apresentaram valores de Tg altos, principalmente as amostras

com grandes quantidades de agentes carreadores adicionados. Nas amostras onde

houve mistura dos carreadores maltodextrina 10DE e HiCap®100 observou-se que a

maior temperatura de secagem teve um efeito positivo sobre a composição de

voláteis.

Muitos compostos voláteis são formados durante a hidrólise, seja pela

oxidação de ácidos graxos poli-insaturados, condensação aldólica, pirólise ou reação

de Maillard. Dos 85 compostos voláteis identificados por Le Guen, Prost e Demaimay

(2000) no hidrodestilado de mexilhão cozido, obtido com mexilhões Mytilus edulis

selvagens e cultivados, este estudo identificou apenas 21 compostos voláteis

responsáveis pelo sabor e destes apenas 6 foram confirmados por padrões

cromatográficos (Tabela 5.12).

Cros et al. (2004) identificaram 52 compostos voláteis presentes em caldo

de mexilhão cozido e que, possivelmente, eram responsáveis pelo aroma do caldo.

Dentre eles, o estireno, que pode ser um contaminante da embalagem plástica, e o

tolueno, sintetizado a partir de carotenoides. Ambos proporcionam um odor plástico e

podem perturbar o aroma global, sendo ambos também identificados neste estudo.

Além dos 2 hidrocarbonetos já mencionados (tolueno e estireno), outros 12 compostos

similares aos de Cros e colaboradores foram identificados neste estudo, sendo eles:

um ácido carboxílico: ácido hexanóico; seis aldeídos: hexanal, heptanal, 2-heptenal,

octanal, 2,4-heptadienal, benzaldeído; uma cetona: 3-octanona; dois álcoois: 2-

penten-1-ol, 2-etil-1-hexanol; uma pirazina: 2,5-dimetil-pirazina e; um terpeno:

limoneno. Silva (2011) identificou 9 compostos voláteis como sendo responsáveis pelo

odor do hidrolisado proteico de mexilhão: 2-nonanona, nonanal, 2-penten-1-ol,

hexanal, estireno, 2-etil-1-hexanol, dimetiletilbenzeno, undecanol e heptadecano.

A Tabela 5.14 apresenta os índices de retenção dos marcadores n-alcanos

(C5 a C17) usados para calcular os índices de retenção dos compostos voláteis. Os

índices de retenção dos n-alcanos são atribuídos como 100 vezes o número de

carbonos na cadeia. Os tempos de retenção dos n-alcanos foram determinados

experimentalmente nas mesmas condições de determinação dos compostos voláteis

de interesse, conforme apresentado no item 4.2.7.4.


Tabela 5.14: Índices (IR) e tempos de retenção (TR) dos n-alcanos de referência.

Alcano IR TR (min)

Pentano (C5) 500 10,67

Hexano (C6) 600 14,64

Heptano (C7) 700 19,58

Octano (C8) 800 24,74

Nonano (C9) 900 29,71

Decano (C10) 1000 34,39

Undecano (C11) 1100 38,72

Dodecano (C12) 1200 42,77

Tridecano (C13) 1300 46,53

Tetradecano (C14) 1400 50,05

Pentadecano (C15) 1500 53,34

Hexadecano (C16) 1600 56,54

Heptadecano (C17) 1700 60,06

A Tabela 5.15 traz os tempos de retenção médios dos compostos voláteis

identificados e seus índices de retenção, calculados pela Equação 4.10 com os dados

da Tabela 5.14. Também estão apresentadas as características de odor dos

compostos ativos, com base nas análises de GC-MS realizadas por Le Guen, Prost e

Demaimay (2000) e Cros et al. (2004). Alguns voláteis identificados não possuem

compostos ativos de odor, dentre os quais pode-se citar: pentanal, 3-metil-1-butanol,

etil-benzeno, 2-nonanona, dodecano, tridecano e 2-decanona. Ainda de acordo com

estes autores, o dimetil-disulfureto é um composto de odor característico de mexilhões

selvagens. Nas amostras deste estudo, determinou-se composto similar, identificado

como dimetil-sulfureto, que pode ter sido gerado termicamente a partir de aminoácidos

sulfurados, assim como ocorre com o dimetil-disulfureto.


Tabela 5.15: Tempos de retenção (TR) médios, índices de retenção (IR) e

características de odor dos compostos voláteis identificados.

Composto TR (min) IR Característica de odor

Composto sulfurado

Dimetil-sulfureto 12,17 ± 0,67 541,1 ± 3,0 ¹ Enxofre

Aldeídos

Pentanal 21,25 ± 0,78 732,3 ± 15,1 ³ Amêndoa amarga

Hexanal 26,71 ± 0,01 839,7 ± 0,1 ¹ ² Verde

³ Oleoso, gorduroso

Heptanal 31,76 ± <0,01 943,8 ± 0,1 ¹ Frutas cítricas, verde

² Verde

2-Heptenal 35,08 ± 0,01 1016,0 ± 0,2 ¹ ² sulfúreo, gorduroso

Benzaldeído 35,71 ± 0,86 1030,6 ±19,9 ² Cereja, amêndoa, creme,

nozes

Octanal 36,27 ± 0,89 1047,7 ± 0,1

¹ Fruta cítrica, laranja

² Verde picante

³ Oleoso, gorduroso,

ensaboado

Nonanal 40,61 ± 0,91 1251,4 ± 1,0

² Verde picante

³ Seboso, gorduroso,

frutado

4-etil-benzaldeído 44,60 ± <0,01 1348,7 ± 0,0 ¹ Frutado, anis, mentolado

Álcoois

3-Metil-1-butanol 23,76 ± <0,01 781,0 ± 0,1 -

2-Penten-1-ol 25,74 ± 0,01 820,1 ± 0,1 ¹ Cogumelo

2-Etil-1-hexanol 37,50 ± 0,84 1075,7 ± 0,1 ² Cogumelo

2-Nonanol 40,42 ± 1,88 1241,8 ± 0,1 ¹ Frutado, solvente

Hidrocarbonetos aromáticos

Tolueno 24,39 ± 0,85 793,2 ± 16,4 ¹ ² Plástico

Etil-benzeno 29,13 ± 1,1 888,3 ± 22,1 -

Xileno 29,60 ± 0,87 901,4 ± 0,1 ¹ Plástico

Estireno 31,194 ± <0,01 931,6 ± 0,2 ² Plástico


Continuação Tabela 5.15

Composto TR (min) IR Característica de odor

Cetonas

3-Octanona 35,70 ± 0,09 1027,2 ± 0,2 ² Frutado

2,4-Heptadienal 37,36 ± 1,53 1081,0 ± 0,3 ¹ Verde, arborizado

² Verde, amadeirado

2-Nonanona 40,35 ± <0,01 1240,2 ± 0,1 ³ Floral, gorduroso

2-Decanona 44,38 ± <0,01 1342,6 ± 0,1 -

Pirazinas

2,5-Dimetil-pirazina 32,12 ± <0,01 951,6 ± <0,1 ² Nozes, assado, torrado

Ácido carboxílico

Ácido Hexanóico 35,35 ± <0,01 1022,2 ± 0,1 ² Rançoso, suor

Terpeno

D-limoneno 36,94 ± 0,43 1058,8 ± 9,8 -

Alcanos

Dodecano 42,75 ± 0,01 1299,3 ± 0,17 -

Tridecano 46,50 ± 0,01 1399,2 ± 0,2 -

¹ Le Guen, Prost e Demaimay (2000; 2001), ² Cros et al. (2004) e ³ Uhlemann e Reib (2010).

Os hidrocarbonetos aromáticos possuem um elevado limiar de detecção

sensorial e, talvez por isso, não contribuam muito para o aroma global dos mexilhões,

apesar de seu odor desagradável. Hidrocarbonetos aromáticos são compostos

orgânicos voláteis encontrados em derivados do petróleo e normalmente são um

indicativo de contaminação. Além disso, estireno e o tolueno também estão presentes

nas embalagens plásticas onde os mexilhões congelados são embalados. De todas

as cetonas identificadas neste estudo, nenhuma pode ser considerada um composto

ativo de odor (LE GUEN; PROST; DEMAIMAY, 2000). Le Guen, Prost e Demaimay

(2001) observaram que os compostos com odor a plástico, como o xileno e outros,

não foram percebidos na análise sensorial.

Compostos sulfurados como dimetil-disulfureto (odor de repolho cozido) e

dimetil-trisulfureto (odor de carne e de cebola cozida), usualmente associados com a

deterioração de frutos do mar, têm um forte efeito sobre o aroma global do alimento,

mesmo em baixas concentrações por causa dos seu baixos thresholds (LE GUEN;

PROST; DEMAIMAY, 2001). Eles são originados a partir dos aminoácidos sulfurados


livres, peptídicos e proteicos, como a metionina (PEINADO; KOUTSIDIS; AMES,

2016), cuja concentração aumenta consideravelmente após a hidrólise enzimática

(Tabela 5.3).

Os aldeídos são importantes compostos do característico aroma de peixe

fresco. São compostos voláteis derivados de lipídios, principalmente gerados por

oxidação enzimática ou auto-oxidação de lipídios. Aldeídos como heptanal, octanal ou

nonanal têm um impacto sobre o aroma característico e contribuem significativamente

sobre o aroma final de pescados e frutos do mar cozidos devido aos seus baixos

thresholds. Os aldeídos hexanal, heptanal, octanal e nonanal são produtos da

oxidação de ácidos graxos poli-insaturados e seu odor a verde ou frutas cítricas é

normalmente considerado um off-flavor de frutos do mar. Compostos derivados da

reação de Maillard, como pirazinas e furanos, também trazem contribuições

importantes para o sabor e o aroma dos produtos da pesca após fritura ou grelha

(GIRI; OSAKO; OHSHIMA, 2010).

Os álcoois são principalmente formados pela peroxidação enzimática de

ácidos graxos insaturados presentes na carne. Nem todos os álcoois têm contribuição

significativa sobre o odor, pois possuem valores de thresholds mais altos. As cetonas

são normalmente produzidas como resultado da auto-oxidação de lipídeos e/ou pela

degradação de aminoácidos através da Reação de Strecker e são, normalmente,

associados ao off-flavor de pescados e frutos do mar (PEINADO; KOUTSIDIS; AMES,

2016).

A amostra de hidrolisado de mexilhão em pó (210-1M1H-5) produzida com

temperatura de entrada de 210 ºC, adição 50:50 maltodextrina 10DE e HiCap®100

como agente carreador, na proporção de 1:5 sobre o teor de proteína presente no

hidrolisado resultou na melhor retenção de voláteis. Por possuir também

características que possibilitam boa estabilidade química e física, foi selecionada

como a melhor condição de microencapsulação. A partir desta amostra foram

realizados os testes de aceitação do aroma e de aglomeração do pó.


5.4 AVALIAÇÃO SENSORIAL DO AROMATIZANTE DE MEXILHÃO

Para os testes de aceitação do aromatizante de mexilhão, foi utilizada a

amostra de hidrolisado proteico de mexilhão microencapsulado referente ao ensaio

210-1M1H-5, obtida na condição de secagem com ar de entrada a 210 ºC, agente

carreador formado pela mistura 50:50 de maltodextrina 10DE e HiCap®100, na

proporção de 1:5 entre teor de proteína e agente carreador. A amostra obtida nestas

condições de microencapsulação resultou na melhor retenção de voláteis e

apresentou características físico-químicas que possibilitam sua estabilidade física e

química.

A análise sensorial foi realizada com 120 provadores voluntários, que

analisaram amostras de macarrão instantâneo preparadas com diferentes

concentrações de aromatizante, sendo avaliados 3 quesitos: sabor, aroma e

aparência geral. Os resultados de média, desvio padrão e mediana para cada

resposta estão apresentados na Tabela 5.16.

Tabela 5.16: Resultados da análise sensorial para sabor, aroma e aparência.

Amostra

Adição de

aromatizante

no tempero

Sabor Aroma Aparência

Média Mediana Média Mediana Média Mediana

795 80% 5,54±2,18b 6 5,34±2,01b 5 6,61±1,51ab 7

486 65% 6,13±1,79ab 7 5,61±1,67ab 6 6,53±1,44ab 7

579 50% 6,56±1,41a 7 5,94±1,46ab 6 6,82±1,30a 7

161 35% 6,46±1,68a 7 5,82±1,51ab 6 6,13±1,55b 6

491 20% 6,49±1,52a 7 5,96±1,51a 6 6,08±1,71b 6

567 5% 6,36±1,77a 7 5,77±1,67ab 6 6,18±1,56b 6

* Letras iguais nas colunas indicam que não houve diferença significativa a p ≤ 0,05 entre os resultados das diferentes amostras.

Quanto aos quesitos sabor e aroma apenas a amostra preparada com 80%

de aromatizante apresentou diferença significativa entre as médias de notas das

demais amostras, indicando que a concentração de aromatizante de mexilhão no

tempero pode ter ficado acima do ideal. Nos valores das medianas também foi

possível fazer observação similar, pois apenas a amostra com 80% de aromatizante


teve mediana menor que as demais amostras. Por outro lado, com relação a aparência

geral houve mais diferenças significativas entre as respostas e a amostra com a

melhor avaliação foi a adicionada de 50% de aromatizante, com nota média de 6,82.

Neste quesito, as medianas mostraram que a adição de aromatizante melhorou a

aparência, pois interferiu na cor, resultando em um produto com tonalidade marrom

devido a cor natural do hidrolisado proteico.

5.4.1 Sabor

Na Figura 5.21 é apresentado o Mapa de Preferência Interno em relação

ao sabor, que dispõe as amostras em relação a influência dos fatores 1 e 2 (dimensões

1 e 2, respectivamente) que, juntos, explicam 58,63% das respostas. A Figura 5.22

apresenta a distribuição de notas dos provadores quanto às avaliações de sabor, com

diferentes adições de aromatizante nas amostras.

Figura 5.21: Mapa de Preferência Interno com relação ao sabor das amostras.

No gráfico da Figura 5,21, os pontos maiores representam as opiniões dos

consumidores e os pontos menores correspondem às amostras. As médias

aritméticas de aceitação (Tabela 5.16) quanto ao sabor das amostras com 20, 35, 50

e 65% de adição de aromatizante não apresentaram diferença significativa a p 0,05.

80%

65%

50%

35%

20%

5%

-40

-30

-20

-10

0

10

20

30

40

50

-90 -80 -70 -60 -50 -40 -30 -20 -10 0 10 20 30 40

Dim

en

sã

o 2

(2

1,2

7 %

)

Dimensão 1 (37,36 %)


Figura 5.22: Distribuição de notas dos provadores quanto às avaliações de sabor,

com diferentes adições de aromatizante nas amostras.

Analisando-se isoladamente o Mapa de Preferência Interno em relação ao

sabor (Figura 5.21), a amostra com 35% de aromatizante poderia ser escolhida como

sendo a preferida por ter tido a maior concentração de provadores à sua volta. No

entanto, com base na distribuição de notas dos consumidores quanto ao sabor (Figura

5.22), a amostra com 50% teve a melhor distribuição, com a moda na nota 8 (gostei

muito) e as notas 7 e 6 muito próximas da moda. Não houve muita diferença entre as

opiniões dos avaliadores quanto as amostras com 35 e 50% de aromatizante, uma

vez que 88 avaliadores atribuíram notas de 6 a 9 para a amostra com 35% e 91

atribuíram notas nesse intervalo para a amostra com 50% de aromatizante. As

amostra com 20 e 65% foram excluídas da relação de melhores amostras porque se

0

10

20

30

40

50

1 2 3 4 5 6 7 8 9

Nº

de p

rovad

ore

s

Escala hedônica

5%

0

10

20

30

40

50

1 2 3 4 5 6 7 8 9

Nº

de p

rovad

ore

s

Escala hedônica

20%

0

10

20

30

40

50

1 2 3 4 5 6 7 8 9

Nº

de p

rovad

ore

s

Escala hedônica

35%

0

10

20

30

40

50

1 2 3 4 5 6 7 8 9

Nº

de p

rovad

ore

s

Escala hedônica

50%

0

10

20

30

40

50

1 2 3 4 5 6 7 8 9

Nº

de p

rovad

ore

s

Escala hedônica

65%

0

10

20

30

40

50

1 2 3 4 5 6 7 8 9

Nº

de p

rovad

ore

s

Escala hedônica

80%


encontram em regiões com maior dispersão de consumidores. As amostras com 5%

e 80% de adição de aromatizante aparecem afastadas dos aglomerados de

consumidores e, por isso, pode-se dizer que tiveram as menores aceitações. Apesar

da moda na nota 8 nesse quesito, a amostra com 80% de aromatizante foi a única das

amostras que teve a mediana na nota 6. A amostra com 35% de adição de

aromatizante teve mais notas 9, o que fez ela ser a amostra com maior agrupamento

de avaliadores à sua volta no Mapa de Preferência Interno. As demais amostras

tiveram uma distribuição de notas mais dispersa.

5.4.2 Aroma

O Mapa de Preferência Interno em relação ao aroma das amostras é

apresentado na Figura 5.23 onde as dimensões 1 e 2 explicam 56,93% dos resultados.

Figura 5.23: Mapa de Preferência Interno com relação ao aroma das amostras.

As amostras com 5, 20 e 80% de aromatizante estão completamente

afastadas dos aglomerados de consumidores (julgadores). A amostra com adição de

65% está em uma região com menor aglomeração, mostrando menor preferência do

que as amostras com adições de 50 ou 35%. As amostras com adição de 35 e 50%

de aromatizante receberam destaque no Mapa de Preferência Interno com

significativo agrupamento de avaliadores em seu entorno. Ambas tiveram a mesma

80%

65%

50%

35%

20%

5%

-1,5

-1

-0,5

0

0,5

1

1,5

2

-2,5 -2 -1,5 -1 -0,5 0 0,5 1 1,5 2 2,5

Dim

en

sã

o 2

(1

8.9

3 %

)

Dimensão 1 (38.01 %)


mediana e não houve diferença significativa entre as médias de suas notas (Tabela

5.16).

A Figura 5.24 apresenta a distribuição de notas dos consumidores quanto

ao aroma das amostras. A amostra com 50% de adição de aromatizante teve a moda

na nota 7 e contou com mais consumidores concentrados em torno da nota média

(5,94), tendo maior acumulado de notas entre 6 a 9, dentro do grupo do “gostei”. A

amostra com 35% de aromatizante teve a moda em 5, com 30% dos avaliadores

demonstrando a opinião de “nem gostei/nem desgostei”. A amostra com 80% de

aromatizante foi a que teve mais notas 9 em comparação às demais amostras, porém

com uma distribuição bastante dispersa, com a moda em 4 (desgostei ligeiramente).

Figura 5.24: Distribuição de notas dos provadores quanto às avaliações de aroma,

com diferentes adições de aromatizante nas amostras.

0

10

20

30

40

50

1 2 3 4 5 6 7 8 9

Nº

de p

rovad

ore

s

Escala hedônica

5%

0

10

20

30

40

50

1 2 3 4 5 6 7 8 9

Nº

de p

rovad

ore

s

Escala hedônica

20%

0

10

20

30

40

50

1 2 3 4 5 6 7 8 9

Nº

de p

rovad

ore

s

Escala hedônica

35%

0

10

20

30

40

50

1 2 3 4 5 6 7 8 9

Nº

de p

rovad

ore

s

Escala hedônica

50%

0

10

20

30

40

50

1 2 3 4 5 6 7 8 9

Nº

de p

rovad

ore

s

Escala hedônica

65%

0

10

20

30

40

50

1 2 3 4 5 6 7 8 9

Nº

de p

rovad

ore

s

Escala hedônica

80%


5.4.3 Aparência geral

A aparência geral foi avaliada como satisfatória, independente da

concentração de aromatizante no tempero, uma vez que, todas as amostras tiveram

notas médias entre 6,08 e 6,82 (Tabela 5.16). Não houve adição/correção de corante

na formulação do tempero, por isso a cor do macarrão instantâneo pronto para análise

variou em função da quantidade de aromatizante adicionado no tempero, uma vez que

o hidrolisado proteico de mexilhão tem cor marrom clara. As medianas mostram que

adições iguais ou superiores a 50% de aromatizante tiveram melhores resultados

(mediana igual a 7) do que com adições menores (mediana igual a 6). A Figura 5.25

apresenta o Mapa de Preferência Interno para o quesito aparência geral. As

dimensões 1 e 2 explicam 53,62% dos resultados. As amostras com as adições de

20, 35 e 80% de aromatizante aparecem fora dos aglomerados de provadores.

Figura 5.25: Mapa de Preferência Interno com relação a aparência geral das

amostras.

Com base nas distribuições de notas apresentadas na Figura 5.26, a

amostra com adição de 50% de aromatizante no tempero teve a maior quantidade de

notas 9, o maior acumulado de notas (81%) compreendidas entre 6 e 9 e também o

menor acumulado de notas (4%) no grupo de 1 a 4. A preferência dos provadores

pelas amostras mais escuras (com maiores adições de aromatizante) foi confirmada

pelas modas observadas nas distribuições de notas de aparência geral. Para a

80%65%

50%

35%

20%5%

-2

-1,5

-1

-0,5

0

0,5

1

1,5

2

-2 -1,5 -1 -0,5 0 0,5 1 1,5 2

Dim

en

sã

o 2

(2

3.1

9 %

)

Dimensão 1 (30.44 %)


amostra com adição de 80% de aromatizante, a moda foi a nota 8 (gostei muito),

sendo seguida de perto pela nota 7 (gostei moderadamente). Com as amostras

adicionadas de 65 e 50% de aromatizante, ocorreu o inverso, onde a moda foi a nota

7, seguida pela nota 8.

Figura 5.26: Distribuição de notas dos provadores quanto às avaliações de

aparência geral, com diferentes adições de aromatizante nas amostras.

Com base nos resultados de análise sensorial apresentados na Tabela 5.16

e nas Figuras 5.21 a 5.26, foi possível constatar que os avaliadores aprovaram o

aromatizante a base de hidrolisado proteico de mexilhão como “gostei ligeiramente” e

que a preferência foi pelas amostras com adição de 50%.

0

10

20

30

40

50

1 2 3 4 5 6 7 8 9

Nº

de p

rovad

ore

s

Escala hedônica

5%

0

10

20

30

40

50

1 2 3 4 5 6 7 8 9

Nº

de p

rovad

ore

s

Escala hedônica

20%

0

10

20

30

40

50

1 2 3 4 5 6 7 8 9

Nº

de p

rovad

ore

s

Escala hedônica

35%

0

10

20

30

40

50

1 2 3 4 5 6 7 8 9

Nº

de p

rovad

ore

s

Escala hedônica

50%

0

10

20

30

40

50

1 2 3 4 5 6 7 8 9

Nº

de p

rovad

ore

s

Escala hedônica

65%

0

10

20

30

40

50

1 2 3 4 5 6 7 8 9

Nº

de p

rovad

ore

s

Escala hedônica

80%


Apenas 38% dos provadores registraram observações textuais sobre as

amostras avaliadas. A amostra que mais recebeu observações foi a preparada com

80% de aroma de mexilhão, tendo recebido um grande número de apontamentos

quanto a ter um sabor ou aroma muito forte. As amostras preparadas com 5 e 20% de

aroma foram as duas que receberam mais observações referentes a terem ausência

de sabor de mexilhão ou deste ser muito fraco. Os avaliadores que fizeram

observações negativas sobre as amostras com 35 e 50% de aroma (preferidas em

termos de aroma e sabor) focaram principalmente no aspecto da aparência. Isso se

justifica pelo fato de não ter havido adição de corante ao tempero, resultando em um

macarrão pronto com a cor mais intensa quanto maior foi a adição de hidrolisado

proteico de mexilhão em pó, devido a sua cor marrom. Apenas 4 provadores

mencionaram sabor residual, mas sem detalhar sua natureza. Nenhum avaliador

registrou observação sobre gosto amargo.

5.5 AGLOMERAÇÃO DO PÓ MICROENCAPSULADO

Os experimentos de aglomeração foram conduzidos segundo as duas

cinéticas apresentadas no item 4.3.2, com tempos variando em 10, 20, 30, 40 e 50

min e o uso de água destilada ou solução com 22,5% de sólidos de maltodextrina

10DE e HiCap®100, 1:1, como ligante.

5.5.1 Caracterização física e físico-química do pó aglomerado

As análises de caracterização foram realizadas no pó antes da

aglomeração (amostra zero) e após a aglomeração. As Tabelas 5.17 a 5.23

apresentam os resultados de caracterização física e físico-química do pó aglomerado

em leito fluidizado pulsado, conforme descrito no item 4.3.

A utilização da pulsação do ar de fluidização foi estudada em testes

preliminares e descrito no item 4..3.1, onde observou-se que 600 rpm de pulsação

proporcionavam uma fluidização mais homogênea


5.5.1.1 Atividade de água

Os resultados de atividade de água para os pós aglomerados, em função

do tempo de aglomeração de do tipo de ligante utilizado estão apresentados na Tabela

5.17. Observou-se que a atividade de água aumentou com o tempo de aglomeração,

sendo que as maiores diferenças foram observadas em tempos de aglomeração

maiores de 30 min. Após este tempo de aglomeração também passou a ser

significativa a diferença entre os resultados de Aw dos pós aglomerados com os

diferentes ligante.

Tabela 5.17: Atividade de água (Aw) do pó aglomerado, em função do tempo e do

tipo de ligante.

Amostra

(tempo/ligante) Aw

Amostra

(tempo/ligante) Aw

Zero 0,116 ± 0,035 B Zero 0,116 ± 0,035 B

10/AG 0,084 ± 0,036 B a 10/MH 0,109 ± 0,020 B a

20/AG 0,112 ± 0,013 B a 20/MH 0,133 ± 0,024 B a

30/AG 0,142 ± 0,036 AB b 30/MH 0,245 ± 0,033 A a

40/AG 0,188 ± 0,055 A b 40/MH 0,254 ± 0,039 A a

50/AG 0,190 ± 0,043 A b 50/MH 0,289 ± 0,080 A a

AG = água e MH = solução aquosa com 22,5% de sólidos, 1:1 de maltodextrina 10DE e HiCap®100.

* Letras iguais nas colunas (A, B ou C) indicam que não houve diferença significativa a p 0,05 no resultado de atividade de água das amostras aglomeradas com o mesmo ligante.

** Letras iguais nas linhas (a ou b) indicam que não houve diferença significativa a p 0,05 entre os resultados de atividade de água das amostras aglomeradas pelo mesmo tempo, mas com ligantes diferentes.

5.5.1.2 Umidade

Todas as amostras apresentaram conteúdos de umidade (em base úmida)

abaixo de 3,2% (Tabela 5.18), o que propicia uma boa estabilidade para pós

alimentícios, podendo ser considerados desejáveis os pós aglomerados com umidade

final menor que 5,5% (DACANAL, 2009). Observou-se que a umidade do pó aumentou

com o aumento do tempo de aglomeração. Essa característica está relacionada com

o fato de que em maiores tempos de aglomeração, maiores quantidades de soluções


ligantes são atomizadas sobre a superfície das partículas, deixando-as mais úmidas.

Notou-se também que, em aglomerações em tempos menores não houve diferença

significativa no resultado de umidade das amostras, mostrando que possivelmente a

quantidade de solução ligante atomizada não foi suficiente para umedecer de fato a

amostra, resultando assim em aglomerados menores (menores diâmetros médios,

D4,3, das partículas, conforme Tabela 5.19).

Tabela 5.18: Umidade do pó aglomerado, em função do tempo e tipo de ligante.

Amostra

(tempo/ligante) Umidade (%)

Amostra

(tempo/ligante) Umidade (%)

Zero 1,55 ± 0,50 C Zero 1,55 ± 0,50 B

10/AG 1,55 ± 0,21 BC a 10/MH 1,33 ± 0,01 B a

20/AG 1,41 ± 0,25 C b 20/MH 2,02 ± 0,04 AB a

30/AG 1,88 ± 0,15 BC b 30/MH 2,92 ± 0,07 A a

40/AG 3,18 ± 0,08 A a 40/MH 2,78 ± 0,22 A a

50/AG 2,52 ± 0,13 AB a 50/MH 2,18 ± 0,05 AB b


* Letras iguais nas colunas (A, B ou C) indicam que não houve diferença significativa a p 0,05 no resultado de umidade das amostras aglomeradas com o mesmo ligante.

** Letras iguais nas linhas (a ou b) indicam que não houve diferença significativa a p 0,05 entre os resultados de umidade das amostras aglomeradas pelo mesmo tempo, mas com ligantes diferentes.

5.5.1.3 Higroscopicidade dos pós aglomerados

A Tabela 5.19 apresenta os valores de higroscopicidade, em g de água/g

de amostra, obtidos para as amostras de hidrolisado proteico em pó, aglomerado por

leito fluidizado, com diferentes tipos de ligante e em tempos que variaram de 10 a 50

min. Os pós que tiveram as menores adsorções de água (maiores valores de

higroscopicidade) estão entre aquelas com os maiores teores de umidade (Tabela

5.18). A explicação pode ser o fato de que, com o teor de umidade maior, os pontos

de adsorção de água das moléculas de hidrolisado e dos polímeros do agente

carreador da secagem já estavam parcialmente ocupados por moléculas de água.


Tabela 5.19: Higroscopicidade do pó aglomerado, em função do tempo e do tipo de

ligante

Amostra

(tempo/ligante)

Higroscopicidade

(g água/g amostra)

Amostra

(tempo/ligante)

Higroscopicidade

(g água/g amostra)

Zero 0,18 ± 0,01 A Zero 0,18 ± 0,01 A

10/AG 0,17 ± 0,01 AB a 10/MH 0,16 ± <0,01 B b

20/AG 0,17 ± 0,02 AB a 20/MH 0,14 ± 0,01 BC a

30/AG 0,15 ± <0,01 BC a 30/MH 0,13 ± <0,01 CD b

40/AG 0,14 ± 0,01 C a 40/MH 0,10 ± <0,01 E b

50/AG 0,15 ± 0,01 BC a 50/MH 0,12 ± 0,02 D b


* Letras iguais nas colunas (A até E) indicam que não houve diferença significativa a p 0,05 no resultado de higroscopicidae das amostras aglomeradas com o mesmo ligante.

** Letras iguais nas linhas (a ou b) indicam que não houve diferença significativa a p 0,05 entre os resultados de higroscopicidade das amostras aglomeradas pelo mesmo tempo, mas com ligantes diferentes.

5.5.1.4 Densidade aparente e compactada

A Tabela 5.20 apresenta os resultados de densidade aparente e de densidade

compactada do pó aglomerado com 2 ligantes diferentes, água e solução MH. Com

relação ao tempo de aglomeração, poucas diferenças significativas foram observadas

nos resultados de densidades aparente e compactada. Com relação aos ligantes

(água destilada ou solução MH) utilizados, houve diferença significativa apenas na

amostra aglomerada por 10 min.

Os Índices de Carr (ICarr) (Tabela 5.21) de todas amostras foram menores que

20. De acordo com a Tabela 4.6, pós com ICarr < 15 são classificados como “fluem

livremente” e pós com 15 < ICarr < 20 como “bom escoamento”. Quanto menor o ICarr,

melhor é o escoamento do pó. Uma maior ou menor compactação do pó reflete

diretamente em maiores ou menores Índices de Carr. Ou seja, pós que não se

compactam durante o manuseio próprio do transporte e da estocagem, são

justamente os pós que apresentam bom comportamento na fluidez. O que se observou

nas duas cinéticas de aglomeração (realizadas conforme descrito no item 4.3.2) foi

que em nenhuma das condições houve melhora na fluidez, apesar do aumento no

tamanho das partículas.


Tabela 5.20: Densidades aparente (ap) e compactada (comp) dos pós aglomerados

em função do tempo e do tipo de ligante.

Amostra

(tempo/ligante) ap (kg/m3) comp (kg/m3)

Amostra

(tempo/ligante) ap (kg/m3) comp (kg/m3)

Zero 354,8±13,0AB 379,1±13,1BC Zero 354,8±13,0A 379,1±13,1B

10/AG 375,5±5,6A f 405,6±9,6AB p 10/MH 347,5±12,8AB g 387,3±3,8AB q

20/AG 341,9±7,2BC f 417,8±0,9A p 20/MH 331,8±15,8ABC f 407,4±7,7A p

30/AG 331,2±10,5C f 362,0±10,8C p 30/MH 336,1±15,8ABC f 372,8±7,9B p

40/AG 340,7±17,5BC f 387,8±17,6B p 40/MH 323,5±9,3C f 374,2±19,3B p

50/AG 341,2±10,2BC f 383,6±9,4BC p 50/MH 326,9±14,0BC f 385,1±29,0AB p

AG = água e MH solução aquosa com 22,5% de sólidos, 1:1 de maltodextrina 10DE e HiCap®100.

* Letras iguais nas colunas (A, B ou C) indicam que não houve diferença significativa a p 0,05 entre os resultados de densidade aparente ou compactada das amostras aglomeradas com o mesmo ligante. ** Letras iguais nas linhas (f ou g para o ligante água e p ou q para o ligante MH) indicam que

não houve diferença significativa a p 0,05 entre os resultados de densidade aparente ou compactada das amostras aglomeradas pelo mesmo tempo, mas com ligantes diferentes.

Tabela 5.21: Índice de Carr (ICarr) e características dos pós aglomerados em função

do tempo e do tipo de ligante.

Amostra

(tempo/ligante) ICarr (%) Característica

Amostra

(tempo/ligante) ICarr (%) Característica

Zero 5,6±2,9C Flui livremente Zero 5,6±2,9C Flui livremente

10/AG 7,4±2,7BC a Flui livremente 10/MH 10,3±2,8BC a Flui livremente

20/AG 18,2±1,6A a Bom escoamento 20/MH 18,6±3,7A a Bom escoamento

30/AG 8,5±1,6BC a Flui livremente 30/MH 9,8±3,8BC a Flui livremente

40/AG 12,1±2,3B a Flui livremente 40/MH 13,3±5,4AB a Flui livremente

50/AG 11,0±2,0B a Flui livremente 50/MH 14,6±5,3AB a Flui livremente


* Letras iguais nas colunas (A, B ou C) indicam que não houve diferença significativa a p 0,05 entre os resultados de Índice de Carr das amostras aglomeradas com o mesmo ligante.

** Letras iguais nas linhas (a ou b) indicam que não houve diferença significativa a p 0,05 entre os resultados de Índice de Carr das amostras aglomeradas pelo mesmo tempo, mas com ligantes diferentes.

5.5.1.5 Diâmetro (D4,3) e distribuição de tamanhos

A repetição do ciclo de adição de ligante e umidificação das partículas,

colisão entre as partículas e formação das pontes líquidas, secagem, leva ao


crescimento dos aglomerados. Maiores tempos de aglomeração propiciaram o

crescimento das partículas. Os altos valores de desvio padrão encontrados para o

diâmetro D4,3 das partículas (Tabela 5.22) é devido à presença dos aglomerados,

conforme pode ser melhor observado nos gráficos de distribuição de tamanhos

(Figuras 5.27-a e -b). Esses elevados valores de desvio padrão levam à inexistência

de diferença significativa, do ponto de vista estatístico. Para ambas as soluções

ligantes, as amostras aglomeradas por 40 min apresentaram maiores diâmetros.

Porém, em tempos muito longos de aglomeração, partículas formadas no início do

processo podem começar a se fragmentar e, possivelmente, foi isso que o ocorreu

quando se procedeu à aglomeração por 50 min. Daí a importância do estudo da

cinética para determinação do tempo ideal para a aglomeração de cada tipo de pó.

Tabela 5.22: Diâmetro, D4,3, das amostras de pó aglomerado obtidos com diferentes

tempos e tipos de ligante.

Amostra

(tempo/ligante) D4,3 (m)

Amostra

(tempo/ligante) D4,3 (m)

Zero 9,04±0,91 Zero 9,04±0,91

10/AG 17,93±12,91 10/MH 13,26±8,60

20/AG 8,73±0,78 20/MH 9,41±2,06

30/AG 8,43±0,04 30/MH 26,04±19,35

40/AG 78,51±133,81 40/MH 153,65±337,69

50/AG 17,44±14,56 50/MH 89,66±150,68


As aglomerações feitas com solução ligante MH propiciaram a formação de

partículas maiores e em maior quantidade, do que os experimentos conduzidos

apenas com água destilada como ligante. Para que a água atuasse como ligante era

preciso que ela ocasionasse uma leve solubilização do material da parede

(maltodextrina 10DE, HiCap®100, hidrolisado proteico e outros componentes

presentes) das partículas para a formação da ponte líquida, que deveria ser seca pelo

ar aquecido da fluidização. Por outro lado, a atomização de solução ligante composta

por maltodextrina 10DE e HiCap®100 (materiais majoritários na parede das

partículas), fez com que a água apenas precisasse umedecer a partícula, para que os


sólidos solubilizados adicionados pudessem se aderir, facilitando a formação de

pontes e aumentando o diâmetro e a distribuição de tamanhos das partículas.

A aglomeração irregular é uma consequência indesejada no processo de

aumento de tamanho de partículas. Pode ser causado por diversos fatores, dentre

eles: fluidização heterogênea do leito de pó, atomização irregular ou insuficiente do

ligante, tipo de ligante inadequado, entre outros. Para esclarecer corretamente a

causa, estudos mais aprofundados são necessários.

(a) (b)

Figura 5.27: Distribuição de tamanhos das partículas aglomeradas em função do

tempo e com (a) ligante água e (b) ligante MH (solução aquosa com 22,5% de

sólidos, 1:1 de maltodextrina 10DE e HiCap®100).

5.5.1.6 Solubilidade

A solubilidade depende principalmente da composição química do pó e do

seu estado físico (DHANALAKSHMI; GHOSAL; BHATTACHARYA, 2011). O

hidrolisado proteico de mexilhão líquido era composto por mais de 93% de água e 4%

de proteínas solubilizadas. Ao hidrolisado foram adicionados componentes

hidrossolúveis como agentes carreadores na secagem por spray drying. Na

aglomeração, foram utilizados como agentes ligantes a água destilada e os mesmos

compostos hidrossolúveis utilizados como agentes carreadores.

A Tabela 5.23 apresenta os resultados de solubilidade para a amostra sem

aglomeração (tempo zero) e para as demais obtidas com a cinética de aglomeração.

Além de não ter havido adição de compostos hidrofóbicos, a composição das

amostras obtidas durante a cinética de aglomeração só variou na quantidade de

0

1

2

3

4

5

6

7

0,1 1 10 100 1000 10000

Vo

lum

e (

%)

Tamanho da partícula (µm)

zero10/AG20/AG30/AG40/AG50/AG

0

1

2

3

4

5

6

7

0,1 1 10 100 1000 10000

Vo

lum

e (

%)

Tamanho da partícula (µm)

zero

10/MH

20/MH

30/MH

40/MH

50/MH


agente ligante adicionado, refletindo assim nas altas solubilidades observadas para

todas as amostras. Estatisticamente, para 95%, não foi observada diferença

significativa entre os resultados dentro de uma mesma cinética (mesmo ligante) com

comparando os dois ligantes, nem entre mesmos tempos de fluidização.

Tabela 5.23: Solubilidade do pó aglomerado em diferentes condições da cinética.

Amostra

(tempo/ligante) Solubilidade (%)

Amostra

(tempo/ligante) Solubilidade (%)

Zero 96,42 ± 0,73 Zero 96,42 ± 0,73

10/AG 95,40 ± 0,44 10/MH 96,88 ± 1,10

20/AG 95,45 ± 1,61 20/MH 94,84 ± 2,35

30/AG 95,06 ± 1,61 30/MH 94,96 ± 0,36

40/AG 95,60 ± 1,81 40/MH 91,90 ± 2,03

50/AG 95,24 ± 2,62 50/MH 93,93 ± 3,32


5.5.1.7 Molhabilidade

O processo de umedecimento (molhabilidade) pode ser descrito como a

substituição do ar pela água na interface com as partículas. Depois, ocorre a difusão

do líquido através das estruturas capilares da partícula porosa do pó. O método mais

tradicional para determinar o tempo de molhabilidade é medir o tempo necessário para

que toda a amostra de pó se umedeça após ser colocada sobre uma superfície de

água, sem agitação.

Geralmente, pós com molhabilidade menor que 60 s são considerados

fáceis de molhar, enquanto pós que demoram mais de 120 s são considerados não-

molháveis (JI et al., 2016). De acordo com os resultados dos tempos de molhabilidade

apresentados na Figura 5.28, é possível observar que todas as amostras foram difíceis

de umedecer. Independentemente do tipo de ligante usado (água pura ou solução

MH), não foram observadas diferenças significativas nos tempos médios necessários

para umedecer o pó, nas amostras obtidas com menos de 40 min de aglomeração. A

amostra de pó sem aglomeração apresentou média de 38 min para se molhar sobre

a água. Porém, nos processos de aglomeração mais curtos, houve aumento do tempo


de molhabilidade. No processo de aglomeração de 10 min, a molhabilidade passou

para 40 e 42 min para as amostras produzidas com ligante água e solução MH,

respectivamente. Para maiores tempos de processo, observou-se uma tendência de

redução nos tempos necessários para umedecer o pó. Apenas nas amostras obtidas

com 40 e 50 min de aglomeração houve redução significativa nos tempos de

molhabilidade. Não houve diferença nos resultados em função do tipo de ligante

utilizado.

Figura 5.28: Tempo necessário para umedecer toda amostra de pó aglomerado com

os ligantes água () e MH (○). As linhas verticais indicam o desvio padrão.

A molhabilidade está diretamente relacionada com a dissolução do produto.

Estudos como o de Montes et al. (2011) mostraram que o tempo de dissolução de

diferentes amostras de pó depende também do diâmetro das partículas após a

aglomeração, da composição do produto e de sua viscosidade. O lento umedecimento

do pó pode estar relacionado com a formação de uma camada de partículas de pó

finamente unidas sobre a superfície da água e que se comportou como uma camada

impermeável. Além disso, a alta coesão entre as partículas muito pequenas formou

aglomerados com reduzida porosidade. Assim, a água teve dificuldade de penetrar

nos espaços vazios entre as partículas. Segundo Fennema, Damodaran e Parkin

(2010), a hidrofobicidade superficial das proteínas pode prejudicar sua interação com

a água. A presença de mais de 33% de aminoácidos hidrofóbicos no hidrolisado, pode

explicar a demora no umedecimento do pó.

0

10

20

30

40

50

0 10 20 30 40 50

Te

mp

o m

olh

ab

ilid

ad

e

(min

)

Tempo de aglomeração (min)


5.5.2 Microestrutura dos aglomerados

As Figuras 5.29 e 5.30 apresentam, respectivamente, algumas das

imagens obtidas por MEV (microscopia eletrônica de varredura) para as partículas

aglomeradas. As imagens apresentadas são representativas das observações feitas

durante as captações das imagens. Foi possível acompanhar o crescimento dos

aglomerados conforme houve aumento no tempo de aglomeração. Nos processos de

aglomeração mais curtos, observou-se a presença de aglomerados formados por uma

ou duas partículas grandes recobertas por muitas partículas pequenas. Com o

aumento dos tempos de aglomeração, percebeu-se a incorporação de mais partículas

grandes e a junção de dois ou mais aglomerados pequenos em um muito maior. Na

distribuições de tamanho das partículas aglomeradas (Figura 5.27) foi possível

constatar a presença de aglomerados com até 1000 m nas amostras de pó obtidas

nos maiores tempos de aglomeração.

A presença de partículas grandes e lisas foi observada em todas as

amostras. Isso pode ter ocorrido por causa do aquecimento que as partículas sofreram

durante a fluidização, resultando na expansão do ar contido no interior oco das

partículas murchas. Com o inflamento, algumas delas furaram ou se romperam e,

quase sempre, apresentaram-se preenchidas com diversas partículas menores que

se alojaram em seu interior. A presença desses dois tipos de partículas foi

proporcional ao tempo de aglomeração. Nas aglomerações mais prolongadas, com 40

e 50 min, também foi possível observar fragmentos de algumas partículas grandes e

também de pequenas e de parede fina. Essa quebra pode ter sido ocasionada pelo

atrito/choque das partículas entre si e entre as partículas e a parede do leito fluidizado.

As partículas infladas (lisas) e/ou furadas são mais frágeis e podem ter sido as

primeiras a se quebrar.


10/AG

20/AG

30/AG

40/AG

50/AG

Aumento de 2000 X Aumento de 5000 X


processo e usando água (AG) como ligante, com aumentos de 2000 e 5000 vezes.


10/MH

20/MH

30/MH

40/MH

50/MH

Aumento de 2000 X Aumento de 5000 X


processo e usando ligante MH (solução aquosa com 22,5% de sólidos, 1:1 de

maltodextrina 10DE e HiCap®100), com aumento de 2000 e 5000 vezes.

Nas aglomerações feitas com o ligante MH observou-se a presença de

maior quantidade de partículas pequenas soltas (não aglomeradas) que podem ser


oriundas da secagem dos sólidos da solução ligante antes destes se depositarem na

superfície das partículas microencapsuladas. O que mantém as partículas unidas em

aglomerados é a formação de pontes sólidas entre as partículas. Segundo descrito

por diversos trabalhos, as pontes sólidas são formadas quando o ligante é atomizado

sobre as partículas fluidizadas e ocorre uma solubilização parcial da sua superfície. O

choque aleatório entre as partículas promove a formação de pontes líquidas nos

pontos molhados. O calor do ar de fluidização transforma-as em pontes secas de

coalescência (DACANAL; MENEGALLI, 2010; PALZER, 2005; BUFFO et al., 2002),

conforme é exemplificado na imagem do pó aglomerado por 20 min com água

destilada (Figura 5.29, imagem 20_AG, aumento de 5000 X).

5.5.3 Temperatura de transição vítrea dos pós aglomerados

A Tabela 5.24 apresenta os valores médios de temperatura de transição

vítrea, Tg, das amostras de pó aglomerado obtido com diferentes tempos e tipos de

ligante O ponto médio ds alterações no fluxo de calor observadas na transição de fase

(transição vítrea) dos pós aglomerados com ligante água destilada e solução MH,

respectivamente, foi considerado como o valor da Tg.

Tabela 5.24: Temperatura de transição vítrea, Tg, das amostras de pó aglomerado

obtido com diferentes tempos e tipos de ligante

Amostra (tempo/ligante)

Tg (ºC) Amostra

(tempo/ligante) Tg (ºC)

Zero 95,57 ± 3,00 A Zero 95,57 ± 3,00 AB

10/AG 80,68 ± 6,43 B a 10/MH 87,31 ± 2,90 BC a

20/AG 95,83 ± 4,82 A a 20/MH 101,18 ± 0,29 A a

30/AG 88,64 ± 2,11 AB a 30/MH 82,20 ± 0,51 C b

40/AG 80,78 ± 0,86 B a 40/MH 70,25 ± 1,94 C b

50/AG 81,25 ± 4,62 B a 50/MH 91,98 ± 5,47 AB a


* Letras iguais nas colunas (A, B ou C) indicam que não houve diferença significativa a p 0,05 entre os resultados de Tg das amostras aglomeradas com o mesmo ligante.

** Letras iguais nas linhas (a ou b) indicam que não houve diferença significativa a p 0,05 entre os resultados de Tg das amostras aglomeradas pelo mesmo tempo, mas com ligantes diferentes.


A relação entre os resultados de Tg com a atividade de água (Aw) do pó

aglomerado é apresentada na Figura 5.31. Assim como na análise de Tg após a

microencapsulação, nos pós aglomerados também se observou que a atividade de

água do pó influencia os valores da temperatura de transição vítrea do pó, de modo

que as amostras aglomeradas por mais tempo tiveram os valores de Tg reduzidos em

função do aumento de sua Aw.

A entrada de água na estrutura amorfa provoca uma diminuição na Tg e,

consequentemente, modifica a reologia e as propriedades mecânicas (viscosidade e

elasticidade) das partículas (DOPFER et al., 2013). O hidrolisado proteico de mexilhão

microencapsulado por spray drying (pó não aglomerado, tempo zero da cinética)

utilizado nos experimentos de aglomeração tinha Tg de 95,57 ºC. Segundo Avilés-

Avilés, Dumoulin e Turchiuli (2015), a temperatura do leito durante a fluidização deve

permitir que as partículas estejam na faixa de temperatura entre a Tg, e a "temperatura

pegajosa", que normalmente é de 20 a 30 ºC acima da Tg para os principais

carboidratos, dentre eles a maltodextrina. A temperatura do ar de fluidização utilizada

neste estudo de cinética de aglomeração foi de 74 ºC, ou seja, 20 ºC abaixo da Tg do

pó não aglomerado.

Figura 5.31: Comportamento da Tg em função da Aw dos pós aglomerados em leito

fluidizado.

Após a aglomeração, o pó úmido tem de ser seco a fim de evitar o risco de

aglomeração indesejada (compactação) durante o armazenamento, entre outros

0

20

40

60

80

100

120

0,00

0,05

0,10

0,15

0,20

0,25

0,30

0,35

0 10 20 30 40 50

Tg

(ºC

)

Aw


Aw com ligante água Aw com ligante MH

Tg com ligante água Tg com ligante MH


problemas. A umidade final deve proporcionar, no mínimo, uma temperatura de

transição vítrea (Tg) entre 5 a 10 ºC maior do que a temperatura de armazenamento

(PALZER, 2005). Considerando que as temperaturas de armazenamento somente

ultrapassam os 40 ºC em casos extremos e que pós com teores de umidade abaixo

de 5,5% normalmente não apresentam problemas de estabilidade. Neste sentido,

todas as amostras aglomeradas atenderam ao esperado, pois seus teores de umidade

ficaram abaixo de 3,2% e as Tg ficaram acima de 66 ºC.

As Figuras 5.32 e 5.33 apresentam exemplos dos termogramas com as

alterações no fluxo de calor observadas na transição de fase (transição vítrea) dos

pós aglomerados com ligante água destilada e solução MH, respectivamente. O ponto

médio dessa transição foi considerado como o valor da Tg.

Os maiores aglomerados foram observados nos pós com os menores

valores de Tg após a aglomeração. Nas amostras com os maiores tempos de

fluidização, as partículas se tornaram mais úmidas em função do maior tempo de

atomização do ligante. Consequentemente, sua Tg diminuiu, tornando-as mais

pegajosas e resultando em melhor formação de pontes entre as partículas fluidizadas

nessas condições.

Figura 5.32: Termogramas obtidos para os pós obtidos nas cinéticas de

aglomeração, usando água destilada (AG) como ligante.


Figura 5.33: Termogramas obtidos para os pós obtidos nas cinéticas de

aglomeração, usando como ligante a solução MH (solução aquosa com 22,5% de

sólidos, 1:1 de maltodextrina 10DE e HiCap®100).

5.5.4 Composição de voláteis no pó aglomerado

Análises de determinação de compostos voláteis por cromatografia gasosa

com espectrometria de massas (GC-MS) foram realizadas com a finalidade de

determinar a presença de compostos voláteis após a aglomeração. Foram testadas

as amostras de pó após a aglomeração e a amostra de pó microencapsulado antes

da aglomeração. A Tabela 5.25 apresenta a concentração de hexanal, heptanal,

octanal e nonanal, em mol/g de amostra. Para o cálculo da concentração, foram

utilizadas as equações obtidas nas curvas de calibração executadas, conforme

descrito no item 4.2.7.1 e apresentadas na Figura 5.20 (no item 5.3.4.1).



amostras de pó aglomerado em função do tempo e do tipo de ligante.

Amostra

(tempo/

ligante)

Hexanal Heptanal Octanal Nonanal

Amostra

(tempo/

ligante)

Hexanal Heptanal Octanal Nonanal

Zero 1,82 0,52 0,57 1,51 Zero 1,82 0,52 0,57 1,51

10/AG 1,44 0,36 0,50 1,37 10/MH 2,08 0,61 0,61 1,96

20/AG 2,18 0,57 0,56 1,52 20/MH 2,02 0,63 0,57 1,48

30/AG 2,27 0,87 0,66 1,77 30/MH 1,97 1,79 0,60 2,67

40/AG 3,42 1,21 0,79 2,02 40/MH 3,28 2,02 1,20 2,48

50/AG 1,74 0,42 0,50 1,33 50/MH 1,67 0,41 0,51 1,73

AG = água e MH = solução aquosa com 22,5% de sólidos, 1:1 de maltodextrina 10DE e HiCap®100

Além destes compostos quantificados e apresentados na Tabela 5.22,

outros compostos voláteis foram retidos durante a aglomeração. A identificação se

deu quando o espectro de massas apresentado pelo GC-MS teve no mínimo 80% de

similaridade com os espectros de massas registrados no NIST (2014). Estes

compostos podem ser agrupados em álcoois: 1-penten-3-ol, 2-penten-1-ol, 1-hexanol,

1-heptanol e 1-octanol; aldeídos: pentanal, benzaldeído e 2,4-heptadienal;

hidrocarboneto aromático: tolueno; cetonas: 2-nonanone e 2-decanone; compostos

sulfurados: dimetil-sulfureto.

Durante o processo de aglomeração houve perda de alguns compostos

voláteis anteriormente identificados após a microencapsulação. Para fluidização do

leito, foi empregado ar aquecido a 74 ºC e, por isso, era esperada a perda de

compostos voláteis com pontos de ebulição menores. Buffo et al. (2002)

microencapsularam e aglomeraram óleo essencial de laranja e observaram que a

retenção do aroma não foi prejudicada pelo segundo processo, realizado com ar de

fluidização a 50 ºC, menor que a utilizada neste estudo. Por outro lado, foi possível

observar um aumento nas concentrações de hexanal, heptanal, octanal e nonanal,

causada, possivelmente pela temperatura e tempo de exposição ao ar de fluidização

aquecido a 74 ºC, pois estes aldeídos são produtos da oxidação de ácidos graxos poli-

insaturados


5.5.5 Rendimento do processo de aglomeração

Os rendimentos ao final de cada processo de aglomeração foram

calculados levando-se em conta a quantidade de pó no leito no início e no fim da

fluidização. Deste modo, as perdas por incrustação nas paredes do leito e as perdas

por elutriação estão somadas. Os resultados obtidos nos experimentos dos pontos

das cinéticas de aglomeração com os ligantes água destilada e solução MH (22,5%

de sólidos de maltodextrina 10DE e HiCap®100, 1:1) são apresentados na Figura 5.34.

Figura 5.34: Rendimentos obtidos nas cinéticas de aglomeração com os ligantes ()

água e (○) solução MH.

As observações feitas durante as aglomerações dão conta de que as

perdas por incrustação nas paredes do leito fluidizado ocorreram de modo similar em

todos os experimentos. Na aglomeração com ligante água por 40 min observou-se

uma maior incrustação do pó nas paredes e no fundo do leito, possivelmente causadas

pela maior umidade final do pó aglomerado. Nas demais condições das cinéticas de

aglomeração, a diferença nos rendimentos foi devida, principalmente, à maiores

elutriações do pó. A princípio, pode-se deduzir que maiores tempos de fluidização

levem à maiores arrastes de pó. No entanto, a atomização da solução ligante sobre o

pó altera o comportamento do leito e a relação entre o tempo de fluidização e a

quantidade de pó elutriada se altera. Dacanal e Menegalli (2010) também perceberam

perda de material causada pela elutriação e pela incrustação nas paredes do

equipamento. Eles observaram que maiores concentrações de sólidos na solução

ligante e também maiores vazões desta, proporcionavam maiores rendimentos.

Associaram o aumento do rendimento sob maiores vazões do ligante ao fato de terem

sido gerados aglomerados maiores, reduzindo a presença e a elutriação dos finos.

0

20

40

60

80

100

0 10 20 30 40 50

Ren

dim

en

to (

%)


CONCLUSÕES 147

6 CONCLUSÕES

A secagem do hidrolisado proteico de mexilhão sem a adição de agente

carreador foi possível, porém o pó se mostrou altamente instável em condições

ambientais, alta higroscopicidade, baixo valor de Tg e baixa retenção de voláteis. A

adição de agentes carreadores antes da atomização permitiu a formação de um pó

com propriedades que permitem boas condições de manuseio e de armazenamento,

resultando em pós com umidade abaixo de 3,8% e higroscopicidade menor que 0,25

g de água adsorvida/g de amostra.

A amostra com a melhor combinação de baixos teores de umidade e de

higroscopicidade foi obtida com a combinação dos carreadores, maltodextrina 10DE

e HiCap®100, na proporção de 50:50, e a concentração mais elevada do agente

carreador (16%, correspondente à 1:5 na proporção entre proteína no hidrolisado e

agente carreador) e temperatura de secagem de 210 ºC (amostra 210-1M1H-5). Esta

condição propiciou elevado valor de Tg (95,57 ºC) e a melhor retenção de compostos

voláteis e características físico-químicas que podem promover a estabilidade física e

química do pó (umidade de 1,2% e higroscopicidade de 0,19 g de água/g de amostra).

O aromatizante a base de hidrolisado proteico de mexilhão teve boa

aceitação sensorial, com notas equivalentes a “gostei ligeiramente” a “gostei

moderadamente” para sabor, aroma e aparência. A preferência foi pela amostra de

macarrão instantâneo preparada com 50% de aromatizante sobre o tempero base.

Nas cinéticas de aglomeração executadas com o pó produzido na melhor

condição de microencapsulação, o emprego de solução ligante MH (22,5% de sólidos,

com 1:1 de maltodextrina 10DE e HiCap®100) apresentou os maiores aglomerados.

Todos os pós aglomerados apresentaram umidade abaixo de 3,2% e, segundo o

Índice de Carr podem ser classificados como pós que “escoam livremente”. A

aglomeração por 40 min com o uso da solução ligante MH mostrou um aumento de

17 vezes no diâmetro médio das partículas e redução de 26,3% no tempo de

molhabilidade, sem diferença significativa na solubilidade. O pó obtido nestas

condições de aglomeração apresentou ainda a melhor retenção de voláteis.

SUGESTÕES DE CONTINUAÇÃO 148

7 SUGESTÕES DE CONTINUAÇÃO

Como continuação desta tese de doutorado, sugere-se como trabalhos

futuros:

Estudar as caraterísticas de reconstituição dos pós microencapsulados via

spray drying;

Realizar mais ensaios sensoriais para avaliar:

Adequação da formulação do tempero do macarrão instantâneo, com

a exclusão da maltodextrina adicionada ao tempero base;

Testar a quantidade de sal;

Testar a adição de corante caramelo IV para desenvolver uma cor

característica de produtos à base de mexilhão no macarrão

instantâneo;

Intenção de compra de um macarrão instantâneo sabor mexilhão.

Estudar a aglomeração do hidrolisado proteico de mexilhão em leito

fluidizado pulsado, avaliando:

Maiores vazões do ligante água destilada ou solução aquosa de

sólidos hidrossolúveis;

No ligante de solução aquosa de sólidos hidrossolúveis, estudar

diferentes concentrações de sólidos;

Testar outras temperaturas do ar de fluidização;

Investigar a atomização do ligante intermediada por intervalos de

secagem;

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 149

8 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

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