UNIVERSIDADE FEDERAL DO PIAUÍ

CENTRO DE CIÊNCIAS DA SAÚDE

DEPARTAMENTO DE BIOQUÍMICA E FARMACOLOGIA

DISCIPLINA: BIOQUÍMICA PARA FARMÁCIA

CURSO: FARMÁCIA

MINISTRANTE: PROFA. MARIA DAS GRAÇAS CASTELO BRANCO SOARES

REAÇÕES DE CARACTERIZAÇÕES DOS GLICIDIOS

ANA LUIZA TELES E SILVA 10S20825

GESSYANE SOARES DUARTE 10S19401

JOYCIANE CARVALHO BORGES 10S18278

LAYS RODRIGUES MOURA 10S17115

SÁVIO FREIRE DA SILVA 10S1227O

TERESINA

MARÇO/2011

RESUMO

A prática visa à realização de reações que caracterizam glicídios. Foram

feitas as experiências: I)Identificação de glicídios pela reação com reagente de

Molish e  com reagente de lugol; II)Identificação de glicídios redutores através da

reação com reativo de Benedict; III)Diferenciação entre aldoses e cetoses através da

reação com reagente de Seliwanoff; IV)Hidrólise de di e polissacarídeos através da

reação  da sacarose com ácido sulfúrico e com água e da identificação de seus

produtos com reativo de Benedict, e a hidrólise do amido, identificando-se seus

produtos com reagente de lugol e de Benedict.

INTRODUÇÃO

Os carboidratos são as biomoléculas mais abundantes na face da Terra. A

cada ano a fotossíntese converte mais de 100 bilhões de toneladas de CO2 e H2O

em celulose e outros produtos vegetais. Certos carboidratos (açúcar comum e

amido) são a base da dieta na maior parte do mundo e a oxidação dos carboidratos

é a principal via metabólica fornecedora de energia para a maioria das células não-

fotossintéticas. (LEHNINGER, 2002)

Os carboidratos desempenham vários papéis importantes na bioquímica. Em

primeiro lugar, eles são a principal fonte de energia. Em segundo lugar, os

oligossacarídeos possuem um papel-chave nos processos que ocorrem na

superfície das células, particularmente nas interações célula-célula e no

reconhecimento imune. Além disso, os polissacarídeos são componentes estruturais

essenciais de várias classes de organismos. A celulose é o principal componente do

capim e das árvores, e outros polissacarídeos são os principais componentes das

paredes celulares de bactérias. (CAMPBELL, 2007)

Carboidratos são poliidroxialdeído ou poliidroxicetona ou substâncias que

liberam estes compostos por hidrólise. Dividem-se em três classes de acordo com o

seu tamanho: monossacarídeos (uma unidade de poliidroxialdeído ou

poliidroxicetona), oligossacarídeos (poucas unidades de monossacarídeos unidos

por ligações glicosídicas) e os polissacarídeos (polímeros com mais de 20 unidades

de monossacarídeos). Além disso, há a classificação de acordo com a posição da

carbonila, sendo uma aldose (estando esta na extremidade), ou uma Cetose (se

estiver em qualquer outra posição). (LEHNINGER, 2002)

Os carboidratos estão divididos em três classes principais, de acordo com o

seu tamanho: monossacarídeos, oligossacarídeos e polissacarídeos (a palavra

“sacarídeo” é derivada do grego sakcharon que significa “açúcar”). Os

monossacarídeos, ou açúcares simples, consistem em uma única unidade de

poliidroxialdeído ou cetona. O monossacarídeo mais abundante na natureza é o

açúcar com seis átomos de carbono na molécula, a D-glicose, também chamada

dextrose. Feita exceção à diidroxicetona, todos os outros monossacarídeos - e por

extensão, todos os outros carboidratos - possuem centros de assimetria (ou quirais),

e fazem isomeria óptica. (LEHNINGER, 2002)

Os oligossacarídeos são compostos por cadeias curtas de unidades

monossacarídicas, unidas entre si por ligações características, chamadas ligações

glicosídicas. A ligação glicosídica ocorre entre o carbono anomérico de um

monossacarídeo e qualquer outro carbono do monossacarídeo seguinte, através de

suas hidroxilas e com a saída de uma molécula de água. Os mais abundantes são

os dissacarídeos, formados por duas unidades monossacarídeos. A sacarose, ou

açúcar da cana, é o representante típico dessa classe. Nas células, a maioria dos

oligossacarídeos com três ou mais unidades não ocorrem como entidades livres,

mas é unida à moléculas de não-açúcares (lipídios ou proteínas), formando

glicoconjugados. (LEHNINGER, 2002)

Os polímeros de açúcares têm uma variação progressiva de tamanho de

cadeia. Aqueles que contêm mais de 20 unidades são chamados polissacarídeos.

Os polissacarídeos podem ter cadeias contendo centenas ou milhares de unidades

monossacarídicas. Alguns, como a celulose, têm cadeias lineares, enquanto outros,

como o glicogênio, têm cadeias ramificadas. (LEHNINGER, 2002)

 

MATERIAIS E MÉTODO

I. Reações de Caracterizações dos Glicídios

1. Reação com reagente de Moslish (solução alcoólica de α-naftol a 5%)

Preparou-se quatro tubos de ensaio contendo, no tubo A, 1 ml de água

destilada, no tubo B, 1 ml de solução de glicose 1%, no tubo C, 1 ml de

solução de sacarose 1% e, no tubo D, 1 ml de solução de amido 1%. Em cada

um dos tubos colocou-se duas gotas do reagente de Molish e agitou--se bem.

Depois, sem agitação, acrescentou-se em cada tubo 1 ml de ácido sulfúrico

concentrado, inclinando o tubo para que o ácido escorresse lentamente pela

parede deste. Colocou-se o tubo em repouso na estante por 5 minutos,

observou-se o que aconteceu e anotou-se os resultados.

2. Reação com iodo

Foi preparada a seguinte série de tubos, tubo A contendo 1 ml de água

destilada, tubo B 1 ml de solução de glicose 1%, tubo C 1 ml de solução de

sacarose 1% e tubo D contendo 1 ml de solução de amido 1%. A cada tubo

foi acrescentado duas gotas do reagente de lugol, misturando-o à solução e

observando o que aconteceu. Depois aqueceu-se o tubo D em banho-maria

até a mudança de coloração, resfriou-o em água corrente, observou-se

novamente e anotou-se os resultados. Finalizou-se o segundo teste.

II. Identificação de glicídios redutores

Preparou-se a seguinte série de tubos contendo, no tubo A, 1 ml de água

destilada, no tubo B, 1 ml de solução de glicose 1%, no tubo C, 1 ml de solução de

frutose 1% e, no tubo D, 1 ml de solução de amido 1%. Acrescentou-se a cada um

deles 1 ml do reagente de Benedict. Aqueceu-se em média durante 3 minutos em

banho-maria fervente, observou-se o que aconteceu e anotou-se os resultados.

III. Diferenciação entre aldoses e cetoses

Preparou-se quatro tubos de ensaio, tubo A contendo 3 ml de Seliwarnoff + 5

gotas de água destilada, tubo B contendo 3 ml de Seliwarnoff + 5 gotas de solução

de frutose 1%, tubo C contendo 3 ml de Seliwarnoff + 5 gotas de solução de glicose

1% e tubo D contendo 3 ml de Seliwarnoff + 5 gotas de solução de sacarose 1%.

Colocou-se em banho-maria a 100°C e observou-se o tubo de três em três minutos,

durante dez minutos. Observou-se o que aconteceu e anotou-se os resultados.

IV. Hidrólise de di e polissacarídeos

1. Hidrólise da sacarose

Preparou-se os seguintes tubos de ensaio, tubo A contendo 2 ml de

solução de sacarose 1% + 3 gotas de ácido sulfúrico concentrado, tubo B

contendo 2 ml de solução de sacarose 1% + 3 gotas de água destilada.

Colocou-se em banho-maria 100°C durante três minutos. Adicionou-se a cada

tubo 3 ml do reativo de Benedct. Agitou-se. Recolocou-o no banho-maria

durante três minutos. Retirou-o e foi observado o que aconteceu, logo em

seguida foi registrado os resultados obtidos.

2. Hidrólise do amido

Colocou-se em um erlenmeyer 30 ml de solução de amido 1% e 6 ml

de ácido clorídrico 2N. Preparou-se 7 tubos de ensaio, nomeados de A a G,

contendo cada um deles, 3 ml da mistura já citada. Ao tubo A, juntou-se uma

gota do reativo de lugol e observou-se a cor que se desenvolveu. Os tubos

restantes foram colocados em banho-maria 100°C. Retirou-se cada um dos

tubos no intervalo de 5 minutos, totalizando um tempo de 30 minutos, cada

tubo retirado foi resfriado em água corrente e a ele acrescentou- se uma gota

do reativo de lugol, com exceção do tubo G. A este adicinou-se 3 ml do

reativo de Benedict e novamente colocado em banho-maria 100°C durante 3

minutos. Retirou-o, observou-se o que aconteceu e registrou-se o que

aconteceu.

RESULTADOS

TABELA 1: IDENTIFICAÇÃO DE GLICÍDIOS ATRAVÉS DA OBSERVAÇÃO DA

FORMAÇÃO DO ANEL VIOLETA APÓS A ADIÇÃO DO REAGENTE DE MOLISH.

Tubo de ensaio Formação do anel violeta

A

B

C

D

Não formou

Formou

Formou

Formou

Fonte: Laboratório de Bioquímica da UFPI, alunos de Farmácia, 2011.1

TABELA 2: IDENTIFICAÇÃO DE GLICÍDIOS ATRAVÉS DA COLORAÇÃO

OBSERVADA APÓS A REAÇÃO DAS SUBSTÂNCIAS COM REATIVO DE LUGOL.

Tubos Cor após adição

de reagente de

lugol

Cor após

aquecimento

Cor após

resfriamento

A

B

C

D

Amarela

Amarela

Amarela

Roxo

──

──

──

Amarela

──

──

──

Roxo

Fonte: Laboratório de Bioquímica da UFPI, alunos de Farmácia, 2011.

TABELA 3: IDENTIFICAÇÃO DE GLICÍDIOS REDUTORES ATRAVÉS DA

COLORAÇÃO APRESENTADA PELOS TUBOS APÓS A ADIÇÃO DE REATIVO DE

BENEDICT.

Tubo Cor

A

B

C

D

Não alterou a cor

Vermelho tijolo

Vermelho tijolo

Vermelho tijolo (reação mais lenta)

Fonte: Laboratório de Bioquímica da UFPI, alunos de Farmácia, 2011.1

→ + Cu2O+

TABELA 4: DIFERENCIAÇÃO DE ALDOSES E CETOSES ATRAVÉS DA

COLORAÇÃO APRESENTADA APÓS REAÇÃO COM REAGENTE DE

SELIWANOFF.

Tubo Cor após 3

min.

Cor após 6

min.

Cor após 9

min.

Cor após 12

min.

A

B

C

D

Sem alteração

Sem alteração

Sem alteração

Sem alteração

Sem alteração

Rosa

Sem alteração

Rosa

Sem alteração

Laranja claro

Sem alteração

Laranja claro

Sem alteração

Laranja escuro

Sem alteração

Laranja escuro

Fonte: Laboratório de Bioquímica da UFPI, alunos de Farmácia, 2011.1

→

+ → Composto Vermelho

TABELA 5: HIDRÓLISE DA SACAROSE E AS CORES DOS PRODUTOS APÓS A

REAÇÃO.

Reagente Cor Cor com reativo de Benedict

H2SO4

H2O

Azul esverdeado

Azul

Vermelho tijolo

Azul esverdeado

Fonte: Laboratório de bioquímica da UFPI, alunos de Farmácia, 2011.1

TABELA 6: HIDRÓLISE DO AMIDO COM A COLORAÇÃO APRESENTADA E OS

PRODUTOS FORMADOS APÓS CERTO TEMPO DE REAÇÃO.

Tubo Tempo de

reação (min.)

Cor como reativo

de lugol

Produto identificado

A

B

C

D

E

F

G

0

5

10

15

20

25

30

Azul

Roxo

Roxo avermelhado

Vermelho

Laranja

Amarelo claro

Cor com Reativo

de Benedict

Vermelho tijolo

Amido

Amilodextrina

Amilodextrina e eritrodextrina

Eritrodextrina

Eritrodextrina (predominância)

e acrodextrina

Eritrodextrina e acrodextrina

(predominância)

Glicose + maltose

Fonte: Laboratório de Bioquímica da UFPI, alunos de Farmácia, 2011.

DISCUSSÃO

Segundo VILELLA (1973), o teste de Molish é considerado uma reação

global para glicídios, podendo estar isolados ou associados, entretanto sem muita

especificidade, pois há outras substâncias no procedimento. O reagente de Molish é

composto por uma solução alcoólica de α–naftol a 5%. Sendo assim, ao adicionar-se

a glicídios ácido sulfúrico concentrado(forte ação desidratante), as ligações

glicosídicas presentes em moléculas de polissacarídeos são facilmente rompidas

resultando em monossacarídeos. Quando os monossacarídeos forem desidratados

originam: furfural e hidroximetilfurfural. Que reconhecem, respectivamente, pentoses

e hexoses. Ambas são substâncias incolores, então adiciona-se o composto fenólico

ao meio. O fenol reage com os produtos incolores e provoca o aparecimento de um

anel de coloração violeta. De fato, ao utilizarmos os produtos propostos pela

experiência, observamos a formação de um peculiar anel de cor violeta na interfase

dos líquidos. Na presença dos glicídios em questão (glicose, sacarose e amido) o

anel apresentou-se. Já na presença de água destilada não se constatou a presença

de tal singularidade. Conforme mostra tabela 1.

Outra maneira de identificar glicídios é através da reação com iodo. O amido

é uma mistura de dois polissacarídeos estruturalmente diferentes: amilose e

amilopectina. O amido quando tratado com Lugol modifica sua coloração, pois o

amido reage na presença de iodeto, formando um complexo de cor roxa, sendo

visível em concentrações mínimas de iodo. Essa reação ocorre devido à produção

de um complexo entre o amido e o iodo presente no Lugol. (VILELLA, 1973)

Conforme mostra a tabela 2, podemos interpretar que após o aquecimento da

solução o complexo se desfaz, apresentando assim uma solução de cor amarela,

devido a presença de iodo dissociado. Após resfriamento em água corrente a

solução assume novamente a coloração roxa.

O reativo de Benedicte (citrato de sódio, carbonato de sódio anidro, e sulfato

de cobre) reage em meio alcalino com a hidroxila anomérica livre (oxi-redução)

formando óxido de cobre de cor vermelha ou amarela. (VILELLA, 1973) De acordo

com os resultados apresentados na Tabela 3, não houve mudança de cor no tubo A,

o que já era esperado, pois neste só havia água destilada. O tubo A foi usado como

grupo controle. Nas soluções dos tubos B e C a coloração apresentou-se vermelho

tijolo, o que indica a presença de porções redutoras na glicose e na frutose,

confirmando os dados encontrados na literatura. Por fim, a solução contida no tubo

D, apresentou-se também numa coloração vermelho tijolo, porém a reação ocorreu

mais lentamente se comparada as dos tubos B e C, isso se deve ao fato de o amido

possuir apenas uma porção redutora.

A reação de Seliwanoff (resorcinol diluído em acido clorídrico) diferencia

aldeído de Cetose, formando um composto avermelhado para a função cetose

(reação positiva). Observou-se, conforme demonstra a tabela 4, que a reação com

cetoses é mais rápida do que com as aldoses, pois ao longo do tempo notamos

mudança de cor nos tubos B e C. Assim, podemos concluir que esses tubos

continham cetoses.

Para a hidrólise da sacarose foram preparados dois tubos de ensaio, A e B.

No tubo A foram adicionados 2 ml de solução de sacarose 1% + 3 gotas de ácido

sulfúrico concentrado, enquanto no tubo B adicionou-se 2 ml de solução de sacarose

1% + 3 gotas de água destilada. Após o aquecimento foi adicionado a cada tubo 3

ml do reativo de Benedict e foram observados os resultados, conforme a tabela 5. A

sacarose é um açúcar não-redutor, mas, quando quebrada em seus

monossacarídios, glicose e frutose que são açúcares redutores, pelo ácido sulfúrico,

os íons Cu2+ e Cu+, do reativo de Benedict, são reduzidos e há a formação e um

precipitado vermelho.

Para a hidrolise do amido observou-se que em A, a solução ficou com cor

azul, pois só tinha em solução amido. Já B, C, D, E, F e G foram postos em banho-

maria, retirados após 5, 10, 15, 20, 25 e 30 minutos, respectivamente. Em B

apresentou uma cor roxa, pois em solução tinha amilodextrina. Em C apresentou

uma cor roxo avermelhada, tinha em solução de amilodextrina e eritrodextrina, em D

vermelha, tendo eritrodextrina, em E apresentou-se um laranja, tendo uma maior

quantidade de eritrodextrina e menor quantidade acrodextrina. Em F apresentou

coloração amarelo claro, pois possuía eritrodextrina e acrodextrina em

predominância. No tubo G acrescentou-se 3 ml de reativo de Benedict, voltando

em seguida ao banho Maria por mais três minuto, percebeu-se uma cor vermelho

tijolo, pois em solução tinha maltose e glicose, um grupo redutor. Percebeu-se

então que a medida que aquece a solução com amido em banho-maria, a solução

vai se hidrolisando em moléculas menores até o seu monômero básico.

(CISTERNAS, 2001)

CONCLUSÕES

Essas reações confirmaram os resultados já esperados, de acordo com a

literatura. Cada resultado obtido ajudou a fortalecer conceitos, como características

de carboidratos, por exemplo. A prática foi extremamente proveitosa para o

entendimento mais aprofundado dos glicídios, de sua importância para nossa

sobrevivência, de sua estrutura e de suas propriedades.

REFERÊNCIAS

CAMPBELL, Mary K. Bioquímica. 3. ed. São Paulo: Artmed, 2007

CISTERNAS, J. R., MONTE, O., VARGA, J. Fundamentos de bioquimica

experimental. 2. ed. Sao Paulo: Atheneo, 2001

LEHNINGER, Albert Lester. Lehninger princípios de bioquímica / David L. Nelson,

Michael M. Cox; traduzido por Arnaldo Antonio Simões, Wilson Roberto Navega

Lodi. 3. ed. São Paulo, 2002

VILELLA, BACILA, TASTALDI. Tecnicas e experimentos de bioquimica. 1973