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Projeto de MonitoraMento da avifauna eM unidades de Conservação federais

do BioMa Caatinga

Projeto de MonitoraMento da avifauna eM unidades de Conservação federais

do BioMa Caatinga

ProtoCoLo CeMave

PROTOCOLO CEMAVE Projeto de Monitoramento da Avifauna em

Unidades de Conservação Federais do Bioma Caatinga

REPÚBLICA FEDERATIVA DO BRASIL

PresidenteDILMA VANA ROUSSEFF

Vice-PresidenteMICHEL MIGUEL ELIAS TEMER LULIA

MINISTÉRIO DO MEIO AMBIENTE

MinistraIZABELLA MÔNICA VIEIRA TEIXEIRA

INSTITUTO CHICO MENDES DE CONSERVAÇÃO DA BIODIVERSIDADE

PresidenteROBERTO RICARDO VIZENTIN

Diretor de Pesquisa, Avaliação e Monitoramento da BiodiversidadeMARCELO MARCELINO DE OLIVEIRA

CENTRO NACIONAL DE PESQUISA E CONSERVAÇÃO DE AVES SILVESTRES

CoordenadorJOÃO LUIZ XAVIER DO NASCIMENTO

Coordenadora Projeto de Monitoramento CaatingaCAMILE LUGARINI

Centro Nacional de Pesquisa e Conservação de Aves Silvestres - CEMAVECaixa Postal nº 110 / Agência Intermares - CEP: 58.310-971 – Cabedelo/PB.

Telefone (83) 3245-5001 - Email: [email protected]

MINISTÉRIO DO MEIO AMBIENTEINSTITUTO CHICO MENDES DE CONSERVAÇÃO DA BIODIVERSIDADE

DIRETORIA DE PESQUISA, AVALIAÇÃO E MONITORAMENTO DA BIODIVERSIDADECENTRO NACIONAL DE PESQUISA E CONSERVAÇÃO DE AVES SILVESTRES

PROTOCOLO CEMAVE Projeto de Monitoramento da Avifauna em

Unidades de Conservação Federais do Bioma Caatinga

Janeiro2014

AUTORES DO PROTOCOLOCamile LugariniCristine Prates

Antonio Emanuel Barreto Alves de SousaRenata Rossato

Fabiane Fileto DiasRosemary de Jesus de Oliveira

Adriana Assis ArantesJoão Luiz Xavier do Nascimento

Caio Graco MachadoHelder Farias Pereira de Araújo

Luis Fabio Silveira

COLABORAÇÃOGloria Denise Augusto Castiglioni

Luciano Moreira LimaRoberta Costa RodriguesJuan Manuel Ruiz-Esparza

Flor Maria Guedes Las CasasAndreza Clarinda do AmaralJoão Marcelo Hoderbaum

PROJETO GRÁFICO E EDITORAÇÃOWagner da Costa Gomes

Foto da capa (Serra Branca): Arquivo Cemave Foto da vinheta: Fábio Nunes

SUMÁRIO

1. INTRODUÇÃO

2. O QUE É EFETIVIDADE DE UC?

2.1. POR QUE REALIZAR O MONITORAMENTO DA AVIFAUNA?

3. OBJETIVOS

4. PROTOCOLO

4.1. DETERMINAÇÃO DA COMPOSIÇÃO E RIQUEZA

4.2. LISTA DE MACKINNON

4.3. REDE DE NEBLINA E ANILHAMENTO

4.3.1. DADOS OBTIDOS

4.4. PONTOS DE CONTAGEM POR RAIO FIXO

4.5. AMOSTRAGEM DE AVES AQUáTICAS

4.6. AMOSTRAGEM DE AVES NOTURNAS

5. BANCO E ANáLISE DE DADOS

5.1. ANáLISE DE DADOS

6. BIOSSEGURANÇA

7. USO DE IMAGENS E AUTORIA

8. PROTOCOLO COORDENADOR DO PROJETO

REFERÊNCIAS

PROTOCOLOS ADICIONAIS

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Projeto de Monitoramento da Avifauna em Unidades de Conservação Federais do Bioma Caatinga

Os programas de monitoramento da biodiversidade são desenvolvidos em vários países do mundo. No Brasil são conhecidos programas como TEAM (Tropical Ecology Assessment & Monitoring Network) e PPBIO (Programa de Pesquisa em Biodiversidade), que monitoram a biodiversidade a fim de avaliar a riqueza, a diversidade local e compreender processos que influenciam a distribuição geográfica de uma determinada espécie. Há também o programa PELD (Pesquisas Ecológicas de Longa Duração), que tem como objetivo promover e organizar o conhecimento da estrutura e funcionamento dos principais ecossistemas brasileiros, gerando informações e subsídios para avaliar a diversidade biológica e para planos de manejo de Unidades de Conservação (UC).

O Instituto Chico Mendes de Conservação da Biodiversidade (ICMBio), em parceria com o Ministério do Meio Ambiente (MMA), com apoio do Projeto de Integração de Ações Público-Privadas para Biodiversidade (PROBIO II), é responsável pela elaboração de um Programa de monitoramento da biodiversidade brasileira. Este Programa tem o objetivo de avaliar a integridade das populações e comunidades de espécies animais e vegetais nas áreas protegidas e está de acordo com os compromissos pactuados pelo Brasil na Convenção da Diversidade Biológica (CDB), o qual estabelece em seu artigo 7° que cada Parte deverá “monitorar, por meio de levantamento de amostras e outras técnicas, os componentes da diversidade biológica (...) prestando especial atenção aos que requeiram urgentemente medidas de conservação e aos que ofereçam o maior potencial de utilização sustentável”.

Para cumprir com tal compromisso, a Coordenação de Monitoramento da Conservação da Biodiversidade (COMOB) do ICMBio

está trabalhando na definição de diretrizes de Programas de Monitoramento in situ da Biodiversidade, adotando um recorte por biomas dado os desafios inerentes a cada um deles. O Programa de Monitoramento nas Unidades de Conservação Federais do Bioma Caatinga foi consolidado durante uma oficina realizada em 2011, que contou com a participação da comunidade acadêmica, do terceiro setor, do MMA, do Instituto Brasileiro de Meio Ambiente e Recursos Naturais Renováveis (IBAMA) e do ICMBio.

O monitoramento prove informações essenciais para diversas ciências e é vital para identificar fatores chave para políticas e manejo, sendo essencial para visualizar como a biodiversidade muda e se esta mudança é natural ou antropogênica. O monitoramento da biodiversidade é usualmente orientado em objetivos e o seu sucesso depende de vários fatores como determinação de espécies em escala espacial e temporal, uso de táxons e métodos apropriados e eficientes, com resultados comparáveis localmente, regionalmente ou globalmente, coleta de dados padronizada, análises estatísticas e manutenção de coleções (Stork et al., 1996).

As premissas adotadas pelo Programa de Monitoramento são: (1) utilizar poucos indicadores; (2) adotar protocolos simplificados que permitam resultados não enviesados, estatisticamente robustos, minimizando custos e problemas logísticos; (3) iniciar a implementação em UC (ou áreas) com infraestrutura e acesso facilitado; (4) contar com a participação de agentes locais; (5) ter custo reduzido e (6) ser contínuo, independente de mudanças de pessoal, tecnologias, e objetivos do programa. Dessa forma, para garantir que todas essas premissas sejam atendidas e alcancemos o sucesso do Programa, propomos um arranjo em que as Instituições

1. INTRODUÇÃO


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de Pesquisa, o Centro Nacional de Pesquisa e Conservação de Aves Silvestres (CEMAVE), as UC e as comunidades locais trabalhem juntando esforços, com suas contribuições em diferentes papéis.

Estas premissas e as propostas definidas durante a referida oficina serviram como subsídios para elaboração do Protocolo do Projeto “MONITORAMENTO DA AVIFAUNA EM UNIDADES DE CONSERVAÇÃO FEDERAIS DO BIOMA CAATINGA”, coordenado pelo CEMAVE e executado com apoio de pesquisadores e das UC. Para a definição dos métodos, arranjo de operacionalização e equipes participantes do programa, foi organizada uma oficina na sede do CEMAVE, nos dias 2 a 4 de maio de 2012. A oficina contou com a participação representantes de três universidades e do ICMBio. Além disso, contribuições posteriores de especialistas foram incorporadas ao documento.

Para a elaboração deste protocolo adotou-se os seguintes passos, de acordo com Ralph et

al. (1996):

(1) Estabelecimento dos objetivos

(2) Formulação de maneira clara e objetiva

das questões específicas a serem respondidas

(3) Determinação dos métodos de

monitoramento que respondem a estas

perguntas mais diretamente

(4) Análise dos tipos de dados gerados a

partir destes métodos

(5) Considerações sobre os detalhamentos

dos métodos analíticos a serem utilizados

(6) Cálculo do custo do projeto, requisitos

logísticos, número de pessoas e sua

disponibilidade durante o curso do projeto

(7) Desenvolvimento de um plano de trabalho

A efetividade de áreas protegidas ou Unidades de Conservação não é um conceito simples de ser definido, nem algo fácil de ser medido. Para Primack e Rodrigues (2001), a efetividade de uma área protegida corresponde a sua habilidade de manter populações de espécies viáveis a longo prazo. Para Tang et al. (2011), a efetividade diz respeito à quão bem essas áreas mantêm as características da biodiversidade e dos processos ecológicos/evolutivos que ocorrem dentro de seus limites. Outros autores relacionam a efetividade à capacidade de uma área em manter populações viáveis de espécies ameaçadas (Watson et al., 2010). Também pode-se afirmar que uma UC é efetiva quando o máximo possível de sua área está cumprindo as funções para a qual

foi criada (Vicente, 2006). Alguns fatores estão fortemente relacionados com a efetividade de uma Unidade de Conservação, como, por exemplo, o seu tamanho, sua diversidade de hábitats, sua representatividade ecológica e a forma como a UC é manejada (Primack e Rodrigues, 2001; Dudley et al., 2005). No Brasil, os estudos que abordam este tema estão mais voltados para a avaliação da efetividade da gestão das Unidades de Conservação (e.g. IBAMA 2007, ICMBio 2011), baseada no método Rappam - Rapid Assessment and Prioritization of Protected Area Management (Ervin, 2003).

2. O QUE É EFETIVIDADE DE UC?

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As aves são excelentes bioindicadores da diversidade do ecossistema, pois estão em todos os biomas, ocupam uma grande variedade de nichos ecológicos, têm taxonomia bem estabelecida e comportamento relativamente conspícuo. Por isso, são utilizadas nos métodos de levantamentos qualitativos e quantitativos que objetivam os estudos ambientais (Vielliard et al., 2010). As aves também são utilizadas para avaliação e conservação de áreas úmidas (e.g. sítios para a Convenção Ramsar) e na identificação de grandes

centros de endemismo terrestre (e.g. Projeto de

Áreas de Aves Endêmicas da Birdlife, EBA,

Endemic Bird Áreas) (Wege e Goerck, 2006). Na

caatinga compõem o grupo de vertebrados ideais

para estudos biológicos, pois formam um grupo

diversificado, com espécies endêmicas e de

ampla distribuição, que respondem a estímulos

amibentais (Araujo, 2009).

2.1. POR QUE REALIZAR O MONITORAMENTO DA AVIFAUNA?

Nosso objetivo geral é CARACTERI-ZAR A AVIFAUNA E AVALIAR A TENDÊN-CIA DE POPULAÇÕES NAS UC DO BIOMA CAATINGA e os nossos objetivos específicos são:

(1) Determinar periodicamente a riqueza e composição da avifauna nos diferentes tipos de hábitat nas UC da Caatinga(2) Acompanhar as tendências na abundância relativa das espécies de aves

O projeto tem como objetivo estudar a riqueza, composição e abundância das aves em sua totalidade e, portanto, deve acompanhar o maior número de espécies na área (Ralph et al.,

1996). Estes objetivos específicos serão a base do presente protocolo, o qual será adotado como o mínimo a ser monitorado nas UC selecionadas: Estação Ecológica (Esec) Raso da Catarina e a Floresta Nacional (Flona) Contendas do Sinco-rá, ambas no Estado da Bahia. Outros objetivos específicos serão considerados em protocolos adicionais (parâmetros biológicos e ecológicos como densidade de espécies foco, saúde, alimen-tação, reprodução e genética, avaliação do en-torno da UC), podendo realizados paralelamente e serão incorporados ao protocolo nas revisões.

3. OBJETIVOS

4. PROTOCOLO

Os métodos padronizados, aqui apresentados, devem ser aplicados tal como são descritos para manter a compatibilidade entre os dados das diferentes UC monitoradas (Ralph et al., 1996) e devem ser conduzidos por um longo período para observar tendências temporais. As análises de tendência serão verificadas a cada três anos.

Métodos adotados:

Para atingir os objetivos do protocolo mínimo foi definido que os métodos a serem executados em campo serão:

1- Amostragem com redes de neblina e anilhamento (optativo);2- Lista de MacKinnon (obrigatório);3- Pontos de contagem por raio fixo (obrigatório).


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Periodicidade das coletas:Serão realizadas, minimamente, duas

expedições de campo anuais em cada UC, para determinar a variação anual, sazonal e multi-anual na composição, riqueza e abundância, abrangendo o pico das estações seca e chuvosa, com especialistas (CEMAVE e pesquisadores) e os pontos focais das UC. A estação chuvosa concentra 50 a 70% da precipitação anual em aproximadamente três meses, sendo que no mínimo oito meses do ano recebem menos de 100 mm.

Outras duas expedições, também na seca e cheia, estão previstas para serem executadas pela equipe da UC, após o treinamento específico com as redes de neblina.

Será amostrado o máximo possível de fitofisionomias existentes na UC e os pontos de coleta serão fixos, georreferenciados e marcados com estacas permanentes. As fitofisionomias existentes nas UC serão determinadas de acordo com o Plano de Manejo da UC.

Licenças e autorizações para atividades em UC Federais:

Cada projeto deve ter autorização de atividades com finalidade científica cedida pelo Sistema de Autorização e Informação Científica em Biodiversidade (SISBIO), de acordo com a Instrução Normativa 154/2007, obtida no site: www.icmbio.gov.br/sisbio. Além disso, os pesquisadores e anilhadores devem estar devidamente registrados no Sistema Nacional de Anilhamento de Aves Silvestres (SNA) e o projeto aprovado no SNA.net (http://www4.icmbio.gov.br/cemave/index.php?id_menu=176), de acordo com a Instrução Normativa 27/2002.

Nomenclatura adotada e identificação das espécies:

Será utilizada a nomenclatura e a sequência taxonômica mais recente do Comitê Brasileiro de Registros Ornitológicos (www.cbro.org.br). Para a identificação das espécies serão utilizados bibliografia especializada e bancos de dados

digitais disponíveis como xeno-canto (http://www.xeno-canto.org), wikiaves (www.wikiaves.com.br), dentre outras. Os espécimes testemunhas (um casal por espécie por UC amostrada) serão coletados e depositados em coleções acessíveis, assim como amostras de sangue (quando disponíveis) e fotografias (e-vouchers).

Procedimentos preparatórios para o monitoramento em campo:

O monitoramento será realizado a partir do momento em que a equipe esteja treinada para a identificação das vocalizações, visualizações e amostragem com rede de neblina. Por isso expedições de reconhecimento da área, marcação e abertura de trilhas serão realizadas previamente. Antes de iniciar o monitoramento deverá ser realizada a análise histórica de precipitação e de temperatura para determinar os meses de amostragem por parte dos pesquisadores (pico de cheia e seca) e pelos pontos focais da UC (cheia e seca). Além disso, sugere-se a utilização de imagens de satélite, mapas ou mesmo o Google Earth para auxiliar na determinação dos pontos de amostragem.

Procedimentos gerais em campo:Antes de iniciar cada sessão de amostragem

serão anotadas em planilhas de campo as condições ambientais: vento, nebulosidade, chuva e temperatura. Serão também anotados: o número de pontos amostrados diariamente, o número de Listas, o número e a localização das redes de neblina, a data e o horário do início e do final da sessão (Vielliard et al., 2010), de acordo com a FICHA DE CAMPO. Para caracterizar as interações entre as aves e os hábitats em uma determinada área a tomada dos dados deve ser estratificada por tipo de hábitat e os dados utilizados em cada análise não devem incluir mais do que um tipo de hábitat. Estes dados irão fornecer padrões populacionais em larga escala, tal como a tendência de diminuição de algumas populações ao longo de uma UC e em um determinado tipo hábitat (Ralph et al., 1996).


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Informações Sobre as UC Selecionadas:Como estratégia de operacionalização do

Programa de Monitoramento da Biodiversidade nas UC Federais do Bioma Caatinga ficou definido que a fase inicial de implementação do programa se daria em poucas UC, sendo os critérios adotados para a escolha: disponibilidade de pessoal, existência de infraestrutura mínima (como alojamento e transporte), existência de áreas significativas de remanescentes da caatinga e a categoria da UC. Para as próximas etapas, o programa prevê a ampliação da rede de áreas monitoradas até que todas as UC do bioma sejam incluídas. Entretanto, para a avifauna, o monitoramento será iniciado em apenas duas UC e a inclusão de novas UC no programa dependente da disponibilidade dos pesquisadores. Dessa forma, considerando tais características, as duas UC selecionadas para a implementação do monitoramento da avifauna foram:

Esec Raso da Catarina - A Esec foi criada em 1989, conta com quase 100 mil hectares e 123 km de perímetro. Tem estrutura para receber até 16 pesquisadores, em quatro apartamentos, além de refeitório, lavanderia, e espaço para auditório. Existem também quatro casas distribuídas ao norte e leste da UC, e outra casa a 30 km. A UC conta com energia elétrica. A principal formação é a caatinga arbustiva, e uma área de caatinga arbórea no sudoeste. As principais ameaças são: a caça, o gado criado solto, e problemas diretos e indiretos relacionados ao baixo índice de

desenvolvimento humano da região.Os dados pluviométricos e de temperatura

dos anos de 1986 a 1988 e de 1993 a 2012, coletados na estação nº 82986, no município de Paulo Afonso foram retirados do site do Instituto Nacional de Meteorologia (INMET), disponível em: http://www.inmet.gov.br/portal. Na Tabela 1 e Gráfico 1 encontram-se os dados referentes a médias anuais de cada mês. Portanto as expedições do pico de chuva serão realizadas no mês de MARÇO ou ABRIL, e as do pico de seca em SETEMBRO ou OUTUBRO.

Os estudos avifaunísticos realizados na Esec foram iniciados por Sick et al. (1987), com a primeira lista de aves da região do Raso da Catarina, que inclui a Esec e os municípios de Canudos e Paulo Afonso, abrangendo 132 espécies. Posteriormente, Lima et al. (2003) acrescentaram 59 espécies em seis campanhas de campo entre 2002 e 2003 em duas áreas: na Serra Branca, no sul da Esec, e em uma propriedade privada situada a cerca de 15 km da cidade de Jeremoabo.

Posteriormente Lima (2004) publicou uma lista de 230 espécies atualmente válidas. Entretanto estes trabalhos não descrevem quais as espécies foram encontradas dentro da UC. Nunes e Machado (2012) avaliaram a avifauna de duas áreas do Raso da Catarina, sendo uma dentro da UC, na qual foram registradas 116 espécies e outra no entorno, com registro de 133 espécies, totalizando 156 espécies, oito delas não citadas nas publicações anteriores.

Tabela 1. Médias de precipitação anual de 1986 a 2012 no município de Paulo Afonso, BA.

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Gráfico 1 - Climadiagrama de Walter (1984) com dados de precipitação e temperatura obtidos no site do INMET, de 1986 a 2012, para o município de Paulo Afonso, BA.


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As áreas a serem amostradas por rede de neblina serão:

• Área 1: Serra Branca, no município de Jeremoabo (9º52‟21,04”S, 38º38‟8,7”W), situada ao sul da Esec, é caracterizada pela ocorrência de uma cadeia de formações rochosas de arenito (paredões), em cujo sopé predomina uma caatinga arboreo-arbustiva em diferentes estágios de regeneração. Esta vegetação de maior porte é favorecida pela maior umidade existente próximo aos paredões, ambientes localmente denominados de

“sacos”. Entre as espécies arbóreas predominantes, destacam-se: angico Anadenanthera macrocarpa (Benth.) Brenan, umbu (Spondias tuberosa), aroeira (Schinus therebinthifolius), pau-branco (Auxemma oncocalyx), caraibeira Tabebuia caraiba (Mart.) Bureau, juazeiro Zizyphus joazeiro Mart., umburana-de-espinho Bursera leptophloes (Mart.) J.B Gillet, licuri Syagrus coronata (Martius) Beccari, baraúna Schinopsis brasiliensis Engl. e barriguda Chorisia glaziovii (O. Kuntze) E. Santos, além de bromélias e cactáceas típicas da caatinga.

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Área 1 - Serra Branca.

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• Área 2: Casa caída, no município de Jeremoabo (9º43‟56”S; 38º40‟56”W) . Área de relevo plano a suavemente ondulado, situada nos arredores de uma antiga casa de apoio às atividades de pesquisa e fiscalização da UC, atualmente parcialmente destruída, onde predomina vegetação de caatinga arbustiva densa, com altura média variando entre 1-4 m. Entre as espécies mais

freqüentes, destacam-se: alecrim-do-campo Hyptis fruticosa Salzm. ex Benth., catingueira-rasteira Caesalpinea microphylla Mart, pau-ferro Caesalpinea ferrea, faveleira Cnidosculus obtusifolius Pohl, icó-preto Capparis jacobinae Moric. ex Eichler, pinhão Jatropha molissima (Pohl) Baill, licuri S. coronata, além de bromélias e cactáceas típicas da caatinga.

• Área 3: Limite Norte, Rodelas (9º33’06,59”S e 38º30’51,55”W). Área de relevo e vegetação bastante semelhante aos da área anterior,

porém tendo uma vegetação com porte um pouco mais elevado, variando de 2 – 6 m.

Área 2 - Casa Caída, demonstrando a montagem do acampamento em área de caatinga arbustiva.

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• Área 4: Mata da Pororoca, Jeremoabo (9°48‟39,1”S e 38°29‟30,8”W). Formação florestal do tipo mata ciliar, constituído de árvores que alcançam 15 m de altura, com sub-bosque fechado com arbustos secos, é bem característico e definido como ecótono entre a Caatinga\Cerrado\Floresta

Estacional. Área de zona intangível, abriga a espécie

endêmica Clusia nemorosa, conhecida na região

como “pororoca”, verifica-se ainda a ocorrência

de representantes das famílias Bromeliaceae e

Orchidaceae.

Área 4 - evidenciando a trilha (aceiro) que corta a formação da Pororoca, a qual possue menos de 1 km de extensão.

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Flona Contendas do Sincorá - A Flona foi criada em 1999 e tem área ao redor de 11 mil hectares. A Flona conta com dois servidores, e mais dois contratados por Termos de Ajuste de Conduta, além de um estagiário. O maior problema é a caça, influenciada inclusive por políticos locais. No entorno existem comunidades quilombolas. Com vegetação abundante, a caatinga arbórea está se recompondo. A UC trabalha em estreita parceria com o Parque Nacional da Chapada Diamantina, buscando estabelecer um corredor ecológico. Por enquanto, não tem sede, nem eletricidade, mas possui um alojamento com capacidade para 15 pessoas, com camas, banheiros e fogão (sem geladeira). Embora não tenham atividades de extrativismo atualmente, no passado houve extração de madeira para produção de carvão;

este pode ser um tema interessante para pesquisas.Os dados pluviométricos e de temperatura

associados aos eventos chuvosos que ocorreram no Município de Ituaçu, BA, localizado a 45 km da Flona Contendas do Sincorá, local mais próximo com dados de precipitação, constam os anos de 1980, 1986 à 1989 e de 1999 a 2012, coletados na estação nº 83292, coletados no site do INMET. Na Tabela 2 e Gráfico 2 encontram-se os dados referentes a médias anuais de cada mês, sendo o pico de chuva o mês de dezembro e o pico de seca o mês de agosto. Portanto, as expedições no pico de cheia devem ser realizadas em DEZEMBRO a MARÇO.

A amostragem inclui:

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Gráfico 2 - Médias de precipitação anual do município de Ituaçu – BA.

Tabela 2. Médias de precipitação anual do município de Ituaçu, BA.


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1. Trilha do Pastor (13°56’04”S, 41°02’55”W), situada na porção Leste da Flona, com vegetação arbóreo-arbustiva, sendo a única área com esse tipo de fitofisionomia, com porte um pouco mais elevado e uma área com vegetação de Mata Ciliar.

2. Trilha da Carvoaria (13°58’51”S 41°06’32”W), situada na porção Sudoeste da Flona, com vegetação predominante de caatinga arbustiva-arbórea e um trecho com formação florestal do tipo Mata Ciliar, abrigando uma área utilizada para queima de carvão e trilhas de campo com gramíneas.

3. Trilha da Sussuarana (13°55’20”S e 41°07’05”W), de vegetação arbustiva-arbórea com um rio temporário, que nas épocas de cheia, torna-se um local de grande atividade das aves. A Trilha das Bromélias (13º55'19”S e 41º06'51,56”W) foi amostrada somente na primeira expedição de 2013, excluída na segunda expedição pela similaridade com outras fisionomias. Situa-se próxima à sede da Flona, com vegetação arbustiva-arbórea, abrigando espécies de bromélias e cactáceas típicas da caatinga.

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A composição da avifauna reflete quais espécies ocorrem em determinado local e a riqueza é uma estimativa de quantas espécies ocorrem no local. São parâmetros essenciais para estudos de ecologia de comunidades, denominados normalmente por levantamentos ou inventários (Ribon, 2010), os quais proveem a base da informação para o monitoramento (Stork et al., 1996).

Para as UC que ainda não dispõem de inventários de avifauna, ou que possuam inventários incompletos ou desatualizados (mais de 10 anos), recomenda-se a atualização do

conhecimento da avifauna que ocorre na UC. Esta atualização deverá conter: coleta

de base de dados ou dados secundários – uma exaustiva revisão de literatura e de espécimes depositados em Museus sobre levantamentos avifaunísticos realizados na UC e adjacências, contemplando desde registros antigos até dados publicados recentemente; e dados de anilhamento de aves na UC buscados junto ao SNA.

Estes dados contribuirão para determinar o conhecimento existente sobre a avifauna da UC, observar inclusões e exclusões recente.

4.1. DETERMINAÇÃO DA COMPOSIÇÃO E RIQUEZA

Para a determinar a riqueza e composição será utilizada as Listas de Mackinnon de 10 espécies (Herzog et al., 2002), percorrendo-se trilhas e estradas pré-existentes nas áreas de amostragem. Deve-se amostrar o máximo possível de fitofisionomias existentes, sendo realizadas pelo menos 100 listas por distribuídas uniformemente entre as fitofisionomias por expedição, ou idealmente realizar 60 listas por fitofisionomia por expedição.

A partir dos dados secundários obtidos elaborar uma lista base de aves relacionadas à UC. Preencher a FICHA DA LISTA com a data, horário, espécie e tipo de registro (acústico = A, visual = V, pisto ou vestígio = P).

Recomenda-se, seguindo Herzog et al. (2002), que: 1) a coleta de dados seja realizada por pessoa experiente e familiarizada com as aves daquela região, 2) uso de gravação, indispensável para identificação posterior de indivíduos com vocalização não familiar e bandos mistos, 3) utilizar horários distintos de amostragem para contemplar o período de atividade de todas as (inclusive noturnas), 4) não amostrar a mesma trilha na mesma expedição, 5) não considerar espécies de passagem que não são comuns àquele

ambiente, 6) caso encontre alguma espécie não anotada nesta trilha, pode anotar na Lista.

A vantagem da Lista de Mackinnon é a melhoria na qualidade dos dados, quando comparada à lista simples, além do controle no tamanho das amostras, o que permite a comparação mais confiável entre locais diferentes.

Outra vantagem é a liberdade de interromper a amostragem a qualquer momento sem prejuízo à qualidade dos dados.

Segundo Herzog et al. (2002) o método de lista de Mackinnon combinado com a estimativa estatística de riqueza é sem dúvida muito mais padronizado e válido para comparações simples de lista de espécies e representa uma ferramenta compatível para a avaliação de conservação e estudos de padrões de aves no neotrópico.

Para padronizar o esforço sugere-se utilizar em campo o estimador Chao e Jackniffe, para comparar o número estimado e observado de espécies.

Os produtos obtidos neste método serão a lista de aves da UC, com indicação da localidade e tipo de registro, além do valor observado e estimado de espécies.

4.2. LISTA DE MACKINNON


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A captura com redes de neblina também será utilizada para complementar a riqueza e composição, no intuito de amostrar as espécies pouco conspícuas (Roos, 2010).

As redes de neblina constituem o método mais utilizado de captura de aves em vida livre por ser prático, versátil, eficiente e seguro. São capazes de capturar grande variedade de espécies, mesmo as conspícuas e difíceis de observação. As redes de neblina são utilizadas para amostragem de aves de sub-bosque, especialmente passeriformes, subamostrando espécies de dossel (Roos, 2010).

As redes minimizam o erro do pesquisador em detectar as aves e padronizam as amostragens em diferentes áreas por diferentes pesquisadores, possibilitando estudar os padrões espaciais e temporais das taxas de captura e riqueza de espécies. Apesar disso, não há amostragem completa da avifauna, devido à variação de captura para espécies de diferentes tamanhos e com padrões de distribuição espaciais e temporais diferentes (Roos, 2010).

Os períodos de maior atividade das aves incluem as primeiras horas da manhã e final do dia em menor intensidade, o que influencia a detecção e captura das aves. Temperatura, nebulosidade, umidade e pressão também influenciam nas taxas de captura, pelo aumento da visibilidade das redes e alteração no padrão de atividade das aves. No Nordeste a atividade das aves cessa mais cedo, visto que as temperaturas são mais altas, e atenção deve ser dada ao uso das redes nos horários de maior temperatura (Roos, 2010).

Os dados sobre a distribuição etária, proporção de machos e fêmeas, sucesso reprodutivo, sobrevivência, massa corpórea (aqui citado com peso) e movimentos migratórios podem fornecer informações sobre fatores ou eventos que regulam populações. O conhecimento dos parâmetros principais das populações (fertilidade, mortalidade e recrutamento) pode permitir a detecção de problemas antes que ocorra

uma redução populacional. Neste protocolo, as capturas com rede de neblina serão focadas na determinação do tamanho das populações e para obtenção de aspectos biológicos e ecológicos como índices reprodutivos, sobrevivência, distribuição etária, razão sexual, movimentos migratórios e relações com o hábitat (Ralph et al., 1996).

Captura e anilhamento são métodos que estimam as taxas de sobrevivência e recrutamento utilizando a marcação e recaptura, sendo considerados excelentes, e geralmente hábitat específico, especialmente no início da estação reprodutiva. O anilhamento fornece informação sobre o grau de dispersão entre hábitats e sobrevivência individual entre anos (recuperação de aves capturadas proporciona a estimativa da sobrevivência e recrutamento). O peso pode fornecer uma medida de adequabilidade do indivíduo quando comparado com outras medidas como comprimento da asa (Ralph et al. 1996).

O método consiste em capturar as aves, anilhar e tomar os dados de idade, sexo, estado reprodutivo e muda. Serão utilizados conjuntos de cinco redes de neblina de tamanho padrão (12 x 2,5 m; malha 36 mm) operadas por dois ou três dias, perfazendo 150 horas/local de amostragem em cada expedição. O esforço de captura será calculado como horas-rede (HR). HR = n x t, onde n=número de redes operadas e t = tempo de operação de cada rede. Este cálculo leva em consideração que todas as redes têm a mesma malha e tamanho (Roos, 2010).

As estacas para montagem das redes de neblina permanecerão fixas e as amostragens se darão duas vezes na estação seca e duas na estação chuvosa. A primeira amostragem será realizada por especialistas e pontos focais da UC e a segunda por apenas pontos focais da UC.

As aves capturadas serão retiradas das redes por anilhadores experientes, colocadas em sacos de pano para o transporte ao acampamento, onde serão processadas. As aves serão anilhadas e serão coletados os dados de idade, sexo, estado

4.3. REDE DE NEBLINA E ANILhAMENTO

20


reprodutivo, muda e biometria. Dois modelos de FICHA DE ANILHAMENTO serão utilizados: FICHA DE ANILHAMENTO CEMAVE (mais detalhada) e FICHA DE ANILHAMENTO UC. A primeira ficha será preenchida quando a amostragem for realizada pela equipe do

CEMAVE e a ficha da equipe da UC, será preenchida durante as amostragens realizadas pela equipe de pontos focais das UC.

Para a utilização de redes de neblina e anilhamento, recomenda-se, baseando-se em Ralph et al. (1996) e nos procedimentos adotados

Ave capturada na rede de neblina.

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Método correto de segurar saquinhos contendo aves.

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pelo CEMAVE (IBAMA, 1994):

a. Utilizar no mínimo dois conjuntos de 5 redes, totalizando 150 horas-rede, por local amostrado por expedição;b. Cada conjunto de redes deve estar no mínimo 200 m de distância um do outro;c. As redes serão operadas dois ou três dias por localidade por expedição para evitar a diminuição na taxa de captura, já que as aves aprendem a identificar os locais da rede e evitam tais locais (Roos, 2010);

d. Os locais de anilhamento serão fixos, portanto devem ser georreferenciados e marcados com estacas permanentes (podem ser utilizadas estacas de madeira com pregos);e. Utilizar a rede padrão de 12 m de comprimento e 2,5 m de altura, com malha de 36 mm, para evitar que aves menores fiquem muito enredadas;f. As redes devem ser abertas preferencialmente em até 15 minutos depois do nascer do sol local e operadas por um período mínimo de cinco horas diárias;

g. As redes devem ser revisadas a cada 20 a 30 minutos no máximo (Ruiz-Esparza et al. 2012);h. A equipe mínima é de duas pessoas: um anilhador cadastrado no SNA.net e um auxiliar. O ideal é trabalhar com equipes com cinco pessoas;i. Processar na seguinte ordem de

prioridade: Trochilidae, Pipridae, outros Passeriformes de pequeno porte (abaixo de 15 g) e não passeriformes. Dar preferência também às aves recapturadasj. As redes não devem ser operadas em situações de chuva, vento e frio ou calor intenso. Se as redes forem abertas quando estas condições ocorrerem, devem ser

Linha com cinco redes de neblina de 12 m de comprimento x 2,5 m de altura e 36 mm de malha.

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ave

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fechadas imediatamente. A chuva reduz a capacidade de isolamento térmico da plumagem. Os ventos fortes podem causar enredamento sério, traumatismos e acelerar a perda de calor;k. Sob condições de intenso calor e luz solar direta uma ave pode morrer rapidamente. Por isso, serão evitados os momentos mais quentes do dia, pois é o período de menor atividade das aves e de menor taxa de captura,

além de evitar hipertermia e morte das aves capturadas em redes de neblina;l. Não anilhar se não tiver a certeza da espécie. Tirar fotos (de frente, lado e cauda) de todas as aves (exceto aquelas que estiverem com sinais de estresse);m. A segurança das aves deve vir em primeiro lugar. Se a capacidade da equipe em revisar as redes e processar não é suficiente, deve-se

Foto de Frente Lanio pileatus.

Foto Cauda e dorso Phaeomyias murina.

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Foto de lado Megaxenops parnaguae.

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fechá-las. Assim como, locais com alta taxa de predação ou com visualização ou escuta de predadores devem ser excluídos;n. Observar sinais de estresse nas aves: ofegante, arrepiadas, olhos fechados, respirando de bico aberto. Neste caso a ave pode ser solta sem passar pelo processamento ou pode-se aplicar glicose e água (ou Glicopam pet®) via oral com uma seringa de

1 ml e deixá-la descansar em um local calmo. Caso haja algum ferimento ou estresse, anotar na ficha;o. A taxa de mortalidade deve ser próxima à zero, sendo aceitáveis taxas inferiores a 1%. Se a taxa for maior que 1% é provável que esteja havendo demora na revisão das redes, falhas na retirada dos indivíduos das redes e processamento e/ou falta de treinamento da


23

equipe;p. Caso haja óbitos encaminhar os espécimes para Coleções Ornitológicas de acordo com a autorização SISBIO;q. As aves capturadas devem ser identificadas quanto ao conjunto de redes (linhas);r. Os sacos de transporte devem ser confeccionados, de preferência, em tamanhos de 30 x 25 cm ou 45 x 35 cm, com coloração parda (e.g. cáqui) com tecido leve e que permita a transpiração (e.g. algodão cru). Não devem ser utilizadas cores que mesclem com o ambiente;s. Utilizar os sacos de transporte do lado avesso para evitar que a anilha ou membros das aves enrosquem nos fios do saco;t. Os sacos não devem ser reutilizados antes de serem lavados (cloreto de amônio1);u. Durante o processamento, manter o restante dos sacos pendurados em ordem temporal, e nunca em contato direto com o solo ou outra superfície. Pode vir identificados com fitas ou outro tipo de marcação em casos especiais, como Trochilidae ou aves estressadas;v. Depois de processada, tirar fotos da ave (e-voucher) e liberá-la próxima ao local de captura ou mesmo no local de processamento; w. Soltar as aves próximo ao solo e sob hipótese nenhuma arremessá-la. Deixar que ela voe sozinha;x. Prezar pelo zelo com equipamentos e material;y. Não utilizar anéis, brincos, roupas com botões ou zíperes, pois enredam, podendo cortar as redes;

Um dos passos mais importantes no programa de monitoramento é obter os dados com precisão (Ralph et al. 1996). Para o preenchimento dos dados das aves amostradas e anilhadas utilizar a FICHA DE ANILHAMENTO CEMAVE e FICHA DE ANILHAMENTO UC.

1 CB-30 TA, Ourofino Saúde Animal Ltda.

Na FICHA DE ANILHAMENTO CEMAVE deve-se anotar sequencialmente:

(1) Data(2) Local (3) Hora da captura (4) Linha ou conjunto de redes(5) Peso do saco com e sem o indivíduo (6) Espécie(7) Anilha(8) Idade(9) Sexo(10) Placa de incubação (11) Muda(12) Medida de asa e cauda(13) Ferimentos(14) Fotos

Para aves que forem soltas antes do processamento completo, recomendamos a ordem de prioridade na tomada de dados:

(1) Espécie(2) Número da anilha(3) Sexo e idade se prontamente

identificáveisPara a FICHA DE ANILHAMENTO

UC recomendamos anotar na seguinte ordem:

(1) Data(2) Local (3) Linha ou conjunto de redes(4) Peso de saco com e sem o indivíduo (5) Espécie(6) Anilha(7) Sexo e idade se prontamente

identificáveis(8) Medida de asa e cauda

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Ave predada na rede de neblina.

Nota-se que a espécie e a idade são os dois dados considerados de extrema importância. Se não forem tomados com extrema precisão e rigor, todo o esforço investido no programa de monitoramento será em vão (Ralph et al., 1996). A classificação da idade, sexagem, medidas e muda descritos a seguir estão baseados em Ralph et al. (1996).

A inspeção do crânio para determinação da idade é prioritária, uma vez que praticamente todas as análises requerem a estimativa precisa da idade. A determinação da idade e sexo pode ser dificultada pela grande variabilidade de padrões de tamanho, plumagem e muda dentro das espécies. Informação sobre a forma de detecção pode ser útil para descobrir erros. Recomenda-se também observar o estado reprodutivo em aves adultas, o grau de desenvolvimento da plumagem, a muda e

comprimento da asa (Ralph et al., 1996).

Para a classificação dos vários atributos descritos abaixo se recomenda a utilização de um alfa numérico constante (Ralph et al., 1996).

CLASSIFICAÇÃO DA IDADE

A – Adulto: adulto pelo menos de um ano.

J – Jovem: penas individuais juvenis ou de primeira plumagem básica durante seu primeiro ano.

N – Ninhego: imaturo incapaz de voo sustentado.

I – Indeterminada: idade não pode determinada com precisão.

Atributos da plumagem: a plumagem do imaturo é substituída durante a primeira muda

4.3.1. Dados obtidos

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pré-básica, o que geralmente ocorre durante os primeiros três meses após deixar o ninho. A plumagem imatura tem franjas alares que não aparece nos adultos e tem margem menos definida, especialmente na nuca, dorso e infracoberteiras caudais. A comissura bucal dos filhotes é mais inchada e colorida, a coloração da cavidade oral é mais intensa ou tem uma sombra mais pálida.

Os adultos em plumagem nupcial têm as penas de voo mais desgastadas. Usando estes critérios de plumagem com a inspeção do crânio e outras características como cor dos olhos (geralmente cinza e mais pálida nos juvenis e vermelhas ou mais escuras em adulto), pode-se distinguir a idade.

Tangara cayana, plumagem de macho adulto.

Ossificação do crânio: melhor método conhecido para Passeriformes durante o período reprodutivo e depois dele. Quando um passeriforme jovem deixa o ninho, os ossos do crânio frontal e parietal são compostos de uma única camada óssea. Até os 4-12 meses, dependendo da espécie, uma segunda camada de osso cresce abaixo

da primeira. Uma fina camada de ar separa as duas camadas de óssea, ligadas por finas colunas ósseas (Figura 1). Espécies de pequeno porte tendem a seguir o processo de ossificação periférico, enquanto as espécies maiores mostram o padrão de linha média. As áreas do crânio não ossificadas são róseas, enquanto

Indivíduo jovem trocando de plumagem para adulto

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Individuo jovem de Tachypho-nus rufus com penas de jovem e adulto

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0 - Sem manchas brancas. Crânio constituído de uma única camada de osso cor de rosa.1 – Indícios de ossificação aparecem na porção posterior, em forma de lua crescente cinzenta e opaca ou uma pequena área triangular. Entre 1 e 5% do crânio está ossificado.2 - Menos de 1/3 do crânio está ossificado.Geralmente a porção posterior do crânio apresenta um triângulo ou círculo com pontos brancos, contrastando com a zonaclara não ossificada.3 - Entre 1/3 e 2/3 do crânio está ossificado. Geralmente a posterior está totalmente ossificada e a porção anterior se estende até a altura dos olhos (difícil observar pela plumagem curta e densa). 4 - Mais de 2/3 ossificado, mas pelo menos uma pequena área sem ossificação. Menos de 95% ossificado.5 - Ossificação quase completa - 95 a 99% ossificado. Estas aves apresentam pequenas janelas rosadas.6 - Ossificação completa, crânio 100% ossificado.D – Desconhecido.

Figura 1 - Padrões mais comuns de ossificação do crânio de aves muito jovens (a) à ossificação completa (e). Fonte: Pyle et al. (1987).

Figura 2 – Classificação da ossificação do crânio.

Ossificação incompleta reconhecida durante taxidermia.

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as áreas completamente ossificadas são cinza, branca ou esbranquiçada com pequenos pontos brancos correspondentes às colunas ósseas que ligam as duas camadas. Esta coloração pode ser detectada através da pele fina que cobre o crânio, especialmente depois de molhá-lo com uma gota de água. Qualquer Passeriforme com o crânio parcialmente ossificado pode ser considerado de primeiro ano, exceto para aqueles indivíduos que ocasionalmente com pequenas janelas até a próxima temporada reprodutiva (não válido para Coereba e Trochilidae). Normalmente, é aconselhável realizar a inspeção sob a luz direta do sol e uma lente de aumento.

Como a ossificação usualmente começa do centro para a região anterior, examinar a área entre os olhos para verificar a total ossificação. A Figura 2 mostra os padrões de ossificação para diferentes grupos de aves. Ressalta-se, ainda, que 5% das aves tem coloração da pele escura ou grossa, o que impossibilita a verificação da ossificação. Também é difícil reconhecer a ossificação em aves com canhões de pena na cabeça e com excesso de gordura.

SEXAGEM

O melhor método para a sexagem de Passeriformes durante o período reprodutivo é a presença ou ausência da protuberância cloacal nos machos e placa de incubação, geralmente na fêmea. A placa de incubação se desenvolve normalmente uma ou duas semanas antes do início da reprodução e alcança o máximo em três a cinco semanas. As placas de incubação se desenvolvem em adultos que estão em incubação, a fim de transferir calor aos ovos ou filhotes. Na maioria das espécies de aves terrestres, as fêmeas são as que chocam e desenvolvem placa de incubação, entretanto em Mimus, Myiachus e Vireonidade os machos também contribuem na incubação e desenvolvem placa. O desenvolvimento da placa de incubação começa com a perda das penas do peito, três a cinco dias antes da postura. Pouco tempo depois aumenta a vascularização da área e a pele torna-se mais espessa e inchada, com um líquido esbranquiçado. Entre o término da incubação e início da muda, a pele do peito se torna enrugada e acinzentada.

Figura 3 - Desenvolvimento da placa de incubação.

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Figura 4 – Classificação da placa de incubação.FONTE: Pyle et al. (1987) E IBAMA (1994)

0 – Placa ausente. Peitoral mais ou menos emplumado. Áreas aptéricas no peito e no abdome liso e sem vascularização aparente. Em algumas espécies de beija-flores e passeriformes mais jovens o peito pode não ter penas.1 – Placa de incubação parcialmente desenvolvida. Há perda de penas no peito e abdome, mas a área ainda está lisa e vermelha escura.2 – Vascularização evidente. Pouco fluido e pele rósea opaca3 – Vascularização extrema. A pele do peito e área abdominal estão edemaciadas com fluido e vascularização extrema. Corresponde ao pico do período de incubação.4 – Placa enrugada. A vascularização desapareceu e está sem fluido e ressecada5 – Muda. Pele do peito e do abdome delgada, enrugada e escamosa. Os canhões de penas aparecem no abdome. Período de incubação chegou ao fim.

Placa 1. Placa 2 em Formicivora melanogaster macho.

Placa 3. Placa 3 em Ammodramus humeralis.

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Placa 4 em Trogon curucui. Placa 5 em Tachyphonus rufus.

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Cem

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Arq

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Cem

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MEDIDAS

Comprimento da asa: recomendamos medir desde o vértice flexor da asa até a ponta da maior pena primária, mantendo a curvatura natural

da asa com regra milimetrada com o extremo

encurvado. Não se deve medir quando as

primeiras primárias encontrarem-se em muda ou

quando estiverem muito desgastadas ou faltantes.

Medida da asa.

Arq

uivo

Cem

ave

Massa corporal: varia significativamente de acordo com a população geográfica, a condição do indivíduo e ciclo de vida de cada espécie. É um

indicador importante da saúde ave, especialmente quando combinado com comprimento da asa e acúmulo de gordura

Peso da ave.

Fábi

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MUDA

O conhecimento detalhado sobre as características das mudas pode ser muito útil para determinar a idade e sexo em passeriformes e em outras aves terrestres. Segundo NABC (2001) as aves terrestres normalmente possuem a muda pré-basica (pós nupcial) e a pré-alterna (pré nupcial). Aves que não estão em reprodução podem realizar a muda no período reprodutivo. Adultos normalmente fazem muda completa enquanto filhotes tem muda parcial que inclui coberteiras. Aves jovens podem ter sua idade identificada a partir do contraste entre as penas velhas retidas e as novas (limite de muda). A muda das rêmiges ocorre simultaneamente nas duas asas e ocorre do meio para as extremidades da asa. As penas primárias perfazem geralmente 10 pares, mas Podicipedidade, Ciconiidae e Phoenicopteridae apresentam 11 pares de primárias, enquanto Hirundinidae, Motacilidae, Vireonidae, Parulidae, Coerebidae, Thraupidae, Emberezidae, Cardinalidae, Icteridae e Fringillidae apresentam nove pares.

Anota-se a muda (bilateral) ou reposição (unilateral) das rêmiges, retrizes e coberteiras (cabeça, dorso, ventre). As retrizes são numeradas em pares, começando pelas centrais até o quinto ou sexto par. Os jovens de algumas espécies mudam as retrizes centrais ao mesmo tempo que as penas do corpo. O resto das retrizes tem sua muda em ordem ascendente da segunda a sexta. As penas secundárias partem da ulna e são numeradas a partir do vértice flexor da asa até o corpo, além das três últimas (terciárias), seguindo a ordem de muda. As primárias se numeram da articulação da ulna para fora.

Para padronizar a anotação deve-se anotar:

P - rêmiges primárias

S - rêmiges secundárias

Rep - reposição

Assim, se uma ave está com canhões no 7o. par de primárias e reposição na 1a. secundária esquerda e 6a. retriz direita, deve-se anotar:

COLUNA RÊMIGE - P7, Rep S1e

COLUNA RETRIZ - Rep 6d.

Algumas características das penas podem ser utilizadas para determinar a idade, em junção com outras características. As penas novas normalmente parecem mais suaves, com mais cor e brilho. As penas primárias e retrizes tendem a ser mais afinadas, frágeis e menos duráveis. As retrizes 2 e 3 e as primárias longas são as que mostram diferenças mais pronunciadas no formato. Em juvenis elas se mostram mais delgadas e cônicas, formando um ângulo pronunciado. As penas adultas são mais truncadas. Muitos indivíduos, porém pode mostrar um padrão intermediário e não podem ter sua idade determinada desta maneira. O uso das penas para indicar a idade é mais efetivo imediatamente após a primeira muda pré-básica, quando as penas juvenis tem 2-3 meses de idade e dá para observar o contraste. O contraste de coberteiras da asa é usado para alguns grupos como vireonideos e pardais, pois as primárias juvenis são retidas e as secundárias são trocadas. Então a nova linha de coberteira se torna mais brilhante e com cor mais escura. Os adultos terão coberteiras mais pálidas e frescas. Os padrões de barras nas penas de voo, chamados de barras de crescimento também podem ser utilizados. Cada barra de crescimento representa o período de 24 h de crescimento da pena. Como todas as penas juvenis crescem ao mesmo tempo, as barras de crescimento serão paralelas na cauda. Nos adultos elas serão simétricas apenas em cada lado. Entretanto adultos podem perder a cauda e juvenis podem mudar.


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Figura 5 - Esquema de muda em adulto. Fonte: Pyle et al. (1987).

Observação das rêmiges afim de detectar muda.

Contenção e inspeção de muda de rêmiges.

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4.4. PONTOS DE CONTAgEM POR RAIO FIxO

ANILHAMENTO

Por meio da marcação, soltura e recuperação serão determinados parâmetros

populacionais. As aves serão anilhadas somente após a identificação com anilhas cedidas pelo CEMAVE, após aprovação do Projeto via SNA.net.

Anilhamento Tapera naevia.

Os dados quantitativos serão representados pela abundância relativa (número de indivíduos em relação à unidade amostral) (Ribon, 2010). A estimativa da abundância deve ser parte integrante de qualquer programa de monitoramento, pois pode ser utilizada como um indicador da condição do hábitat (Ralph et al., 1996).

A amostragem por pontos de escuta é um dos métodos mais utilizados para o estudo da avifauna e pode ser usado para definir padrões de abundância de cada espécie e para realizar comparações entre diferentes localidades ou tipos de hábitat, e na mesma localidade ao longo do tempo (Ralph et al., 1996; Anjos et al., 2010; Vielliard et al., 2010), sendo adotado como preferencial para projetos de monitoramento da avifauna (Ralph et al., 1996), pois permite uma avaliação objetiva das comunidades de aves em longo prazo (Vielliard et al., 2010). Aqui será utilizado para monitorar a tendência das populações e predizer respostas das aves à manipulação de hábitat.

É aconselhável usar um método que permita um censo de maior número possível de pontos em tempo disponível para atingir o maior número de dados independentes. Quanto maior for a distância entre os pontos, maior a probabilidade de extrapolar as informações para áreas maiores. As amostragens por pontos, por serem estacionárias, permitem maior tempo para detectar e identificar as aves do que as transecções, o que a torna importante para estudos de comunidades ricas em espécies ou para registrar espécies pouco conspícuas visualmente. Além disso, interfere menos na atividade normal das aves do que as transecções. A maior parte das espécies é observada nos primeiros cinco minutos e em dez minutos de observação, 90% das espécies registradas para a Mata Atlântica (Anjos et al., 2010) e 78% na Caatinga (Araujo, 2009). Portanto, dez minutos é tempo suficiente para o observador avaliar diferenças entre os números de espécies em diferentes locais, permitindo amostrar um número maior de pontos por dia em uma determinada área, diminuindo a

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possibilidade de registrar indivíduos em duplicata (Anjos et al., 2010, Araujo, 2009).

Para a amostragem por pontos de escuta serão utilizadas trilhas pré-existentes (aquelas que sejam mais retas possível) e os pontos serão marcados a cada 200 m, para minimizar o risco de que cantores de uma espécie com vocalizações de longo alcance sejam computados em mais de um ponto. Os pontos serão distribuídos uniforme e sistematicamente para abranger grande parte da área a ser estudada (Araujo, 2009; Vielliard et al., 2010) e para assumir uma independência estatística entre pontos (Gutzwiller, 1991). A amostragem por pontos será realizada nos diversos tipos de hábitat da UC e a escolha de tipos de hábitat deve considerar a representatividade na UC em questão. A análise dos dados deverá considerar a amostragem estratificada por tipo de hábitat e por UC.

As amostragens serão realizadas logo no início da manhã, período de maior atividade das aves (Vielliard et al., 2010), começando no amanhecer (aproximadamente 5 h), se estendendo por 3 a 4 horas, não ultrapassando as 9 h (Ralph et al. 1995). É necessário, portanto, chegar 20 minutos antes do amanhecer no primeiro ponto. Serão percorridos no mínimo seis pontos por dia, sendo 12 pontos por fitofisionomia. Deste modo serão amostrados no mínimo 36 pontos por unidade de conservação (seguindo Araujo, 2009). A identificação das aves em cada ponto se dará em 10 minutos. Os censos não podem ser feitos quando houver chuva ou vento forte, pois infere na audibilidade das vocalizações. A chuva também diminui a visibilidade (Raulph et al. 1995; 1996).

As observações serão realizadas por um observador experiente e, preferencialmente, as anotações serão realizadas por um assistente (Vielliard et al., 2010). O observador registrará todas as espécies de aves ouvidas e vistas durante 10 minutos por ponto de escuta, com limitação de raio em 50 m, o que diminuirá a diferença de detectabilidade entre espécies, ambientes e períodos (Araujo, 2009). Assumindo-se que todas as aves dentro do raio de 50 m são detectadas pelo observador, que não haverá nenhum método

de atração da ave e que as aves não saem e entram no raio (Ralph et al. 1995), a delimitação do raio proporcionará que os dados de abundância sejam comparados e que a tendência seja avaliada. A detectabilidade da maioria das aves florestais diminuem consideravelmente em distâncias maiores que 50 m (Schieck, 1997). Araujo (2009) observou na Caatinga que o número totoal de espécies observadas no raio de 50 m e ilimitado não difere significatiivamente, entretanto o número de acumulado de indivíduos é significativamente diferente.

Deve-se anotar o local do ponto, coordenadas, data e hora de início, fitofisionomia e outras observações (nebulosidade, vento, temperatura, etc.) de acordo com a FICHA DO AMBIENTE e FICHA PONTOS. As espécies devem ser anotadas na ordem em que são detectadas. Para cada espécie, se anota separadamente o que foi detectado dentro do raio de 50 m e fora. Deve-se somente anotar a distância que a ave foi detectada na primeira vez. Aves que voam em cima da área, sem se deter devem ser registradas separadamente na ficha de dados. Não se deve atrair as aves para o local com playback, por exemplo (Ralph et al., 1996).

Pode-se aplicar os índices apontados por Hutto et al. (1986), número médio de indivíduos por ponto no raio determinado (x100) e frequência de ocorrência dentro e fora do raio. Ressalta-se que para espécies que vivem em bandos ou que tem comportamento de leque este não é o método mais apropriado, sendo eficaz para espécies que vivem em casais.

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4.5. AMOSTRAgEM DE AVES AQUáTICAS

As contagens serão feitas ao longo do dia, de acordo com as condições de luz. Serão contadas as aves associadas a lagoas e barreiros. O esforço amostral em cada área será relativo, pois será utilizado o tempo para contar e registrar as aves encontradas no momento, sendo o tempo de permanência no local associado à abundância de aves e o tamanho da área (Guadagnin et al., 2005). As aves serão contadas segundo o método descrito por Bibby et al. (1992), em que o observador fica em um ponto fixo e conta os indivíduos de cada espécie com binóculos, registrados fotograficamente, se necessário.

Dependendo do tamanho da lagoa ou barreiro podem ser estabelecidos vários pontos, procurando-se, deste modo, estimar o número de aves aquáticas por contagem direta. O deslocamento entre os pontos de observação será realizado a pé. A escolha desses pontos será efetuada de forma a obter uma visualização total da área de cada lagoa, tentando sempre provocar o mínimo de agitação em relação às aves presentes.

Serão utilizados os guias de campo Narosky et al. (2003), Erize et al (2006) e Sigrist (2007).

4.6. AMOSTRAgEM DE AVES NOTURNAS

Em cada expedição serão realizadas amostragens noturnas variando o horário das observações entre o ocaso e o nascer do sol. As trilhas serão percorridas a pé, podendo-se utilizar play back para as espécies mais comuns na região. Além dos dados anotados para outras espécies, a fase da lua e horário da atividade devem ser relacionados (Barros e Cintra, 2009). Será

utilizado playback das vozes (gritos e cantos) das espécies noturnas possíveis de serem registradas no local, sendo que a sequência de vocalizações será categorizada de acordo com o tamanho das espécies, começando do menor para maior, evitando assim a inibição das pequenas espécies (Fink et al., 2012).

Censo noturno Megascops choliba.

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A COMOB está desenvolvendo uma plataforma de banco de dados (BD) que concentrará os sistemas Sabia (Gerenciamento de Projetos de Pesquisa), Espécies e SISBIO, entretanto sem prazo de finalização. A política de uso de dados, que contempla, acesso, utilização e níveis de integração, ainda estão em definição.

Até o momento recomenda-se passar os dados das planilhas de campo para um arquivo em Excel (.cvs), com modelo pré-definido e repassado pelo CEMAVE aos parceiros, até que o mesmo seja importado para uma base de dados específica. Cada UC terá uma cópia do BD, que será alimentado por seus pontos focais, imediatamente após a realização da amostragem com redes de neblina pela UC e repassada para o CEMAVE. Todos os BD das UC ficarão concentrados no CEMAVE.

Os dados são públicos, independentemente de quem os coletou em campo. As análises poderão ser realizadas em várias escalas, sendo os responsáveis, o CEMAVE, servidores da UC e pesquisadores.

As análises mínimas necessárias para cada objetivo serão:

(1) Determinar periodicamente (a cada três anos) a riqueza e composição da avifauna nos diferentes tipos de hábitat nas UC da Caatinga , por meio de:

a. Curva de acúmulo de espécies

b. Lista por fitofisionomia por expedição

c. Tendência avaliada a cada 3 anos

(2) Acompanhar as tendências na abundância relativa das espécies de aves (periodicidade a

cada três anos), por meio de:

a. Variação temporal nas taxas de captura

b. Variação temporal na média de indivíduos

por ponto de contagem (dentro do raio de 50

m)

c. Frequência de ocorrência sem raio

limitado ou IPA

Outras análises serão realizadas de acordo

com a planilha de anilhamento, com periodicidade

de três anos, como: período de reprodução e muda,

proporção de jovens nas populações, avaliação

da variação temporal da relação biométrica de

asa, cauda e peso. A avaliação e determinação

de eventuais ou possíveis espécies foco de

monitoramento serão realizadas a cada três anos.

A partir disso, protocolos específicos, como a

determinação da densidade, mapeamento, dentre

outros, poderão ser requeridos. Ressalta-se que

demandas externas poderão predizer as espécies

foco de monitoramento.

A avaliação destes dados terá periodicidade

trienal, assim como a atualização do BD de

acordo com o CBRO.

5. BANCO E ANáLISE DE DADOS

36


Ao final do trabalho será desenhada a curva de acúmulo de espécies registradas, onde o eixo “x” representará o número de listas de MacKinnon e o eixo “y” o número de novas espécies registradas na área e para cada fitofisionomia. Esta curva irá evidenciar se o número de listas utilizado para o levantamento foi suficiente para o registro da maioria das espécies de aves existentes em cada fitofisionomia e na área a ser estudada, através da estabilização da curva (Vielliard et al., 2010). A tendência será avaliada a cada três anos.

Quanto às redes de neblina serão calculadas a taxa de captura (número de indivíduos capturados por hora-rede), para permitir comparações quantitativas entre áreas e períodos amostrados, com a fórmula: TC = n x 100 / HR, onde n = número de espécimes capturadas, HR = número de horas-rede da amostra; e TC é a taxa de captura (Roos et al., 2006).

Para avaliar o nível de semelhança na composição da avifauna entre as fitofisionomias e compará-las será utilizado o Índice de Similaridade de Sorensen (Valentin, 1995), por meio da fórmula Is = 2a / 2a + b + c, onde: a = número de espécies comuns às duas amostras, b = número de espécies que ocorrem apenas nas amostras 1 e c = número de espécies que ocorrem apenas na amostra 2.

Serão utilizados os estimadores de riqueza Chao 2 e Jack 1, calculados pelo software EstimateS 7.5, de acordo com Araujo (2009).

Chao 2 e Jack 1 demostraram melhores

tendência e acurácia, com melhores resultados de estimativas semelhantes à riqueza total ou com amplitude de seus desvios padrão contendo o valor de riqueza total.

Os dados obtidos no levantamento quantitativo serão transportados para uma planilha de software estatístico para o cálculo do número de indivíduos por ponto de contagem com raio limitado (IPA 50) e IPA (sem raio limitado) (Vielliard et al., 2010).

O número de indivíduos por ponto de contagem com raio limitado e o IPA são usados para estimar a proporção de uma mesma espécie na comunidade, relacionando o número médio de contatos por amostras, permitindo comparações entre comunidades similares.

Será realizada a ordenação decrescente destes índices para mostrar a repartição da abundância relativa da comunidade em questão. Os índices globais serão obtidos por meio da somatória dos IPAs e por número de indivíduos por ponto de contagem com raio limitado para cada expedição, para mostrar as variações sazonais.

Para a análise dos dados relativos às aves aquáticas, os registros individuais obtidos para cada espécie em cada localidade serão convertidos em um índice (nº de indivíduos/100 horas de observação) (Willis, 1979; Willis e Oniki, 1981; Olmos et al., 2005), permitindo comparações diretas da abundância relativa das espécies, e da mesma espécie em diferentes localidades.

5.1. ANáLISE DE DADOS


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Recomenda-se como protocolo de biossegurança mínimo a ser utilizado em campo:

1. Lavar as mãos com água e sabão ou similar, antes e depois das atividades diárias

2. Fazer higiene complementar das mãos com álcool gel ou líquido 70°

3. Desinfetar com álcool líquido 70° diariamente instrumentos não descartáveis utilizados nas atividades, como tesouras, pinças, alicates, etc.

4. Durante a retirada das aves das redes de neblina ou de outros tipos de armadilha, pode ser necessário utilizar equipamentos de proteção individual (EPI) como máscara N95, óculos de proteção e roupas (macacões, aventais)

5. Utilizar máscara e luvas durante a manipulação das aves

6. Utilizar obrigatoriamente luvas de procedimento para colheita de material biológico

7. Durante a retirada e colocação do EPI, adotar práticas que minimizem o contato com a área externa do mesmo

8. Utilizar álcool gel ou 70° para limpeza das mãos antes de depois do processamento de cada ave

9. Não tocar boca, nariz, olhos, rosto, cabelo ou manipular alimentos ou bebidas durante as atividades de rede de neblina

10. Utilizar calçados fechados e se possível perneiras nas atividades de campo

11. Não manter ou guardar bolsas, roupas ou quaisquer outros objetos pessoais não relacionados com o trabalho próximos ao local de manipulação dos animais

12. Evitar a circulação com as roupas de trabalho nas áreas destinadas à alimentação e repouso

13. Manter uma distância de segurança entre a área de trabalho e área de alimentação e descanso

14. Em caso de aves mortas, realizar necropsia e encaminhar a carcaça para coleções ornitológicas ensacadas, identificadas e congeladas

15. Monitorar, durante o trabalho de campo e até uma semana após, sinais clínicos que possam indicar algum tipo de doença transmissíveis por aves, como: febre, fraqueza, tosse, dores de cabeça ou em outras partes do corpo

16. Procurar ajuda médica na presença destes sinais e relatar a sintomatologia ao coordenador da expedição

17. Separar os resíduos orgânicos, inorgânicos e infectantes, destinando-o de maneira adequada, conforme segue:

a. Orgânico – cavar vala profunda e enterrar

b. Inorgânico – separar em sacos de lixo apropriados e dar correta destinação em cidades com aterros sanitários ou encaminhar para reciclagem

c. Contaminante - deve ser trazido de volta de todas as expedições de campo e encaminhado adequadamente para o descarte

6. BIOSSEgURANÇA

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O CEMAVE arquivará um Banco de Imagens e sons, sendo os autores das imagens e gravações convidados a depositarem seus arquivos e assinarem a DECLARAÇÃO DE CESSÃO DE USO NÃO COMERCIAL DE IMAGENS E GRAVAÇÕES, a qual respeitará as autorias, dando seus créditos na utilização de tais arquivos. Estas imagens e sons poderão ser utilizadas na divulgação do CEMAVE e seus projetos.

O presente projeto seguirá as Diretrizes retiradas do Relatório da Comissão de Integridade de Pesquisa do CNPq instituída pela portaria PO-085/2011 de 5 de maio de 2011:

1. A inclusão de autores no manuscrito deve ser discutida antes de começar a colaboração e deve se fundamentar em orientações já estabelecidas, tais como as do International Committee of Medical Journal Editors.

2. Somente as pessoas que emprestaram contribuição significativa ao trabalho merecem autoria em um manuscrito. Por contribuição significativa entende-se realização de expedições de campo, participação na elaboração do planejamento experimental, análise de resultados e elaboração do corpo do manuscrito. Empréstimo de equipamentos, obtenção de financiamento ou supervisão geral não justificam, por si só, a inclusão de novos autores, que devem ser objeto de agradecimento.

3. A simples participação em atividades de campo por si só não justifica a inclusão

como autor e sim nos agradecimentos. Entretanto as pessoas que participaram das expedições devem ser convidadas a serem co-autores. Estas pessoas serão incluídas desde que contribuam efetivamente na redação e análises realizadas.

4. A colaboração entre pesquisadores e estudantes deve seguir os mesmos critérios. Os supervisores devem cuidar para que não se incluam na autoria estudantes com pequena ou nenhuma contribuição nem excluir aqueles que efetivamente participaram do trabalho.

5. Autoria fantasma em Ciência é eticamente inaceitável.

6. Todos os autores de um trabalho são responsáveis pela veracidade e idoneidade do trabalho, cabendo ao primeiro autor e ao autor correspondente responsabilidade integral, e aos demais autores responsabilidade pelas suas contribuições individuais.

7. Os autores devem ser capazes de descrever, quando solicitados, a sua contribuição pessoal ao trabalho.

8. Todo trabalho de pesquisa deve ser conduzido dentro de padrões éticos na sua execução, seja com animais ou com seres humanos.

7. USO DE IMAgENS E AUTORIA


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Durante etapa de convite e organização da equipe:

1. Enviar Carta Convite (Ofício ou Memo), formulário de diárias e passagens e este Protocolo

2. Enviar DECLARAÇÃO DE CESSÃO DE USO NÃO COMERCIAL DE IMAGENS E GRAVAÇÕES e FICHA MÉDICA

3. Solicitar aceite por email ou carta, currículo resumido e formulário devidamente preenchido

No início da expedição ou atividades de campo, repassar aos participantes da expedição em reunião presencial:

1. Os objetivos do projeto, o método a ser empregado e o cronograma da expedição

2. O protocolo de coleta de dados adotados pela expedição

3. A importância da padronização na coleta de dados, a necessidade de atenção na coleta e no registro dos dados

4. O protocolo de biossegurança

5. Esclarecimentos sobre as autorizações SISBIO e SNA.net: o que pode ser coletado, o que está autorizado, pesquisadores autorizados, etc

6. A autoria dos dados, discutir e acordar a autoria das produções decorrentes da expedição

7. Manutenção de materiais e equipamentos de uso coletivo: cuidados, manutenção, limpeza, evitar a mistura de materiais/equipamentos pessoais com os do CEMAVE, relatos de perdas/quebras, etc

8. Cuidados com bibliografia de campo (livros, guias): limpeza, preservação das obras, etc

9. Relações interpessoais em campo, espírito de equipe, segurança em campo, postura profissional e institucional, etc

10. Separação e destinação do resíduo produzido pela expedição/equipe

11. Monitoramento da saúde individual pós expedição

12. Relatórios de viagem: importância, necessidade de comprovantes. Se possível levar os relatórios já preenchidos para assinatura ao fim da expedição. Cobrar os comprovantes de passagens aéreas/terrestres quando for o caso.

Ainda é importante:

1. Controlar a lista de equipamento/materiais de campo do CEMAVE quando da saída à expedição e no retorno. Relatar toda e qualquer quebra ou perda de material imediatamente. Separar material inservível e dar destinação ao mesmo (conserto ou descarte)

2. Solicitar aos participantes a comprovação de vacinação para: tétano, febre amarela, tríplice viral, hepatite. Orientar quanto à importância de manter o cartão de vacinação atualizado

3. Controlar as fichas de campo diariamente e ao fim da expedição. Manter as fichas e dados de campo em local seguro, arquivar durante e após a expedição e alimentar o banco de dados diariamente, se possível

4. Elaborar texto release para divulgação e repasse a ASCOM/ICMBio

5. Organizar o banco de imagens e gravações da expedição com nome do local, data, espécie(s) e outras informações necessárias.

8. PROTOCOLO COORDENADOR DO PROJETO

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Um ambiente saudável é definido como aquele estável e sustentável, capaz de manter sua organização, autonomia e resistência ao estresse ao longo do tempo. O principal indicador de um ecossistema doente é a alta prevalência de doenças nos grupos bióticos que o compõe e de forma recíproca, um ecossistema doente aumenta o risco de ocorrência de doenças nos componentes bióticos. A conservação da biodiversidade é crítica para prevenir a emergência de doenças em novos reservatórios ou amplificadores. A vigilância e monitoramento de doenças em animais silvestres também são imprescindíveis no contexto ambiental e de saúde pública, pois estes animais agem como sentinelas, refletindo alterações ambientais precocemente, o que proporciona maior eficiência no monitoramento ambiental e permite o acesso rápido a informações sobre as condições da área (MANGINI, 2010).

Para avaliação da saúde as aves capturadas podem passar por: avaliação clínico-física e colheita de material biológico de acordo com a FICHA CLÍNICA.

O exame clínico contará com inspeção da cabeça, cavidade oral, corpo, membros e cloaca. A quantidade de gordura em uma ave pode indicar os períodos de estresse, disponibilidade de alimento e outras condições como a adequação de um indivíduo. As partes do corpo onde é melhor de se visualizar o acúmulo de gordura são a fúrcula e o abdome (RALPH et al 1996).

A colheita de amostras biológicas será realizada por conveniência não probabilística, procurando-se amostrar o maior número de aves capturadas. Aves que morrerem durante a captura passarão por necropsia e o material colhido será acondicionado em formol 10%, encaminhado para exame histopatológico e as carcaças para

AVALIAÇÃO DA SAÚDE DAS AVES

PROTOCOLOS ADICIONAIS

O estudo da dieta das aves fornece dados importantes sobre estrutura trófica de comunidades e condições físicas do ambiente. Estes tipos de estudos devem ser incentivados por ser a única forma de suplantar diferenças no conhecimento atual da dieta de aves neotropicais (Sabino e Duca, 2011).

Para as aves que defecarem nos sacos de contenção ou contenção, sugerimos colocar as amostras de excreta criotubos com tampa de rosca com álcool 70%, para posteriormente

analisar as amostras com lupa e classificar os itens alimentares encontrados de acordo com Piratelli (1999).

Piratelli, A. J. 1999. Comunidades de Aves de sub-bosque na região leste de Mato Grosso do Sul. Tese de doutorado. Universidade Estadual Paulista. 206 p.

Sabino, U. e Duca, C. 2011. Utilização do tártaro emético no estudo de dieta de aves. Natureza on line 9 (3): 144-145.

AVALIAÇÃO DE gUILDAS TRÓFICAS

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coleções ornitológicas. Todos os procedimentos serão realizados mediante o uso de equipamentos de proteção individual, atenderão a regras de biossegurança.

Amostras de sangue devem ser obtidas a partir das veias ulnar, metatársica medial, jugular ou corte de unha, dependendo do tamanho da

ave, com volume de no máximo 1% do peso vivo (OWEN, 2011). Os esfregaços sanguíneos serão realizados no momento da colheita em duplicata, fixados com metanol e as lâminas coradas em laboratório com a as técnicas de Wright, Giemsa ou de May-Graunwald-Giemsa modificada por Rosenfeld e examinadas ao microscópio óptico.

Depósito gordura fúrcula.

Arq

uivo

Cem

ave

Depósito gordura abdome.

Arq

uivo

Cem

ave


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Para a colheita de sangue utiliza-se agulhas 13 x 4,5 e microtubos capilares. Colheita de sangue em Formicivora melanogaster.

Colheita de sangue utilizando-se microcapilares.

Arq

uivo

Cem

ave

Colheita de sangue com agulha 13 x 4,5 e tubos capilares.

Arq

uivo

Cem

ave

Arq

uivo

Cem

ave

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Para a PCR para a detecção de hemoparasitos, aproximadamente 50 µL de sangue total deve ser fixado em álcool PA ou cartões FTA (OWEN, 2011). As primeiras devem ser mantidas em temperatura ambiente para o transporte até o laboratório, onde são mantidas à -20º. C, já as amostras em cartões FTA serão mantidas em temperatura ambiente.

As amostras fecais deverão ser colhidas a partir dos sacos de transporte ou imediatamente após a defecação durante o manejo das aves e acondicionadas em microtubos e refrigeradas (4°C), até o momento do processamento, o qual não ultrapassará sete dias, para a pesquisa de ovos e oócitos de parasitos gastrintestinais.

Para avaliação da carga parasitária devem ser coletados dados de prevalência (número de hospedeiros parasitados/número de hospedeiros

examinados) e intensidade (número total de parasitos coletados/número de hospedeiros infestados).

Para a amostragem deve ser considerada não somente o encontro do parasito, como os micro-hábitats propícios para todos os ínstares de cada espécie dos diferentes artrópodes. Seguir Arzua e Valim (2010) para amostragem quantitativa de ectoparasitos.

Para proceder ao estudo da microbiota serão colhidos swabs cloacais, acondicionados em meio Stuart ou Amies, até o processamento, não devendo ultrapassar 48 h.

Para a detecção de Chlamydophila psittaci, Mycoplasma spp., Salmonella spp., paramixovírus, Influenza aviária e vírus da Doença do Oeste do Nilo serão colhidos swabs

Carrapatos encontrados ao redor do olho de Neopelma pallescens.

Carrapatos são encontrados normalmente na cabeça, ao redor do olho e bico.

Ácaros de rêmige observados contra a luz.Lesão de pele causada por larvas Trombiculi-dae em Turdus leucomelas.


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RALPH, C.J.; GEUPEL, G.R.; PYLE, P.; MARTIN, T.E.; DESANTE, D.F.; MILÁ, B. Manual de métodos de campo para el monitoreo de aves terrestres. Gen. Tech. Rep. PSW-GTR-159. Albany,CA: Pacific Southwest Research Station, Forest Service, U.S. Department of Agriculture, 1996. 46 p.

SICK, H.; GONZAGA, L. P.; TEIXEIRA, D. M. A arara-azul-de-lear, Anodorhynchus leari Bonaparte, 1856. Revista Brasileira de Zoologia, v. 3, n. 7, p. 441:463, 1987.

REFERÊNCIAS

orotraqueais e cloacais, armazenados em microtubos contendo 1 ml de solução salina tamponada (PBS) 160 mM pH 7,2 a 7,4 com antibióticos, congelados em nitrogênio líquido e encaminhados em gelo seco para o processamento pela PCR, RT-PCR, nested-PCR,ou reação em cadeia pela polimerase em tempo real (rPCR).

Para detecção de anticorpos anti-Toxoplasma gondii será coletado soro, mantido a -20ºC até o processamento, pelo teste de MAT, de acordo com o método descrito por Dubey e Desmonts (1987), e as amostras positivas serão diluídas e tituladas.

48


EXPEDIÇÃO N° LOCAL UC LAT LONG

ELEVAÇÃO m

FITOFISIONOMIA ALTURAESTÁGIO PRESENÇA DE ÁGUAMEDIDA DE COBERTURA DE DOSSEL - COM DENSIÔMETRO ESFÉRICO

ANTRÓPICA CAÇAentorno criação animais Outrosborda desmatamentozona UC corte seletivoresidências queimadatrilhas espécies exoticas

DATA EQUIPEVENTO (Beaufort)* CHUVA* NEBULOSIDADE*calmo ausente 0%

neblina <25%chuva fina 25-75%moderada >75%

chuva forte 100%

TEMPERATURA UR

INICIAL INICIAL ***PERIODO MAIS REPRESENTATIVO DURANTE A AMOSTRAGEMFINAL FINALMÍNIMA MÍNIMAMÁXIMA MÁXIMA

REDES Linha___Lat Long Linha____ Lat Long Linha ___ Lat Long

N° REDES Linha___ Linha_____ Linha____

N LISTAS N PONTOS

Vento fresco: movem-se os ramos das árvores; dificuldade em manter um guarda chuva aberto; assobio em fios de postes

FICHA DE CAMPO GERAL

brisa moderada: poeira e pequenos papéis levantados; movem-se os galhos das árvoresbrisa leve: as folhas das árvores movem

brisa forte: movimentação de grandes galhos e árvores pequenas


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MATERIAL DE ANILHAMENTOQtde. Material/Equipamento Ok

2 Paquímetro2 Régua metal (30 cm) 2 Alicates fechar anilha1 Alicate fechar anilha ponta fina 1 Alicate abrir anilha ponta fina1 Alicate redondo1 Lima30 Redes-de-neblina 36 mm (12 x 2,5 m)1 Mochila para redes50 Cordinhas100 Sacos de pano grandes100 Sacos de pano pequenos2 Saco estanque plástico 1 Caixa de Anilhamento30 Varas de aluminio (Pares – fina e grossa)

2 pesola 100g1 pesola 600g

MATERIAL DE CAMPINGQtde. Material/Equipamento Ok

5 Barracas2 Tendas2 Mesa plástica com 4 bancos2 Bancos Camping desmontável 1 Fogão 2 Garrafa térmica para água 5 litros3 Cantil1 Botijão Gás 13 Kg2 Lanterna de cabeça2 Lanterna de mão2 Depósitos para água 50 litros2 Deposito para água 20 litros2 Lona 3x3

MATERIAL DE COZINHAQtde. Material/Equipamento Ok

2 Caixa plástica com tampa1 Caixa térmica1 Caixa tipo engradado1 Tábua de carne1 Peneira plástico1 Coador café tecido1 Ralador10 Pratos plásticos 10 Canecas plástico2 Garrafa térmica para café1 Pegador de massa10 Colher sopa10 Garfos

10 Faca de mesaPanelas em geral

1 Panela de pressão1 Escorredor de massa2 Facas de corte2 Colheres metal grande1 Escumadeira1 Concha1 Garfo grande com cabo de madeira1 Saca-rolhas1 Abridor de latas/garrafas inox2 bacias pequenas

MATERIAL DE LIMPEZAQtde. Material/Equipamento Ok

Papel higiênicoDetergenteSabão em póSabão em pedraBuchaPano de chão e cozinhaFósforo

FERRAMENTASQtde. Material/Equipamento Ok

04 Facão01 Marreta metal

OUTROS EQUIPAMENTOSQtde. Material/Equipamento Ok

1 Binóculos1 Trena a laser1 Lupa de cabeça1 Kit acústico (microfone + gravador

+ caixa de som)1 Máquina fotográfica

1 GPS34 pilhas1 carregador de pilhas1 mini-conversor de energia1 radio

Kit primeiros socorrosPlanilhas de campo

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MATERIAL VETERINÁRIA E EPI'S ‐ CHECK LISTQuant. Unid. Material ok

1 unidade Accu check1 frasco água destilada10 unidade Agulha 13 x 4,51 frasco Álcool 70%1 frasco álcool gel1 frasco álcool PA1 pacote Algodão hidrofilo 2 unidade alicate de corte1 unidade atadura1 rolo barbante5 unidade bata1 unidade botijão de nitrogênio2 caixa caixa para microtubos1 unidade caixa para transporte material1 unidade caixa térmica2 unidade caneta permanente2 pacote capilar1 unidade centrífuga para tubos1 unidade centrífuga para tubos capilares1 frasco clorofórmio2 unidade contador de aves2 pacote cotonete1 pacote criotubos500 unidade criotubos com PBS1 unidade descartex2 unidade durex/fita1 unidade estante para microtubos1 unidade estojo material necropsia1 unidade estojo material sutura10 folha etiquetas1 frasco formol 10%2 unidade FTA cards1 pacote Gaze1 unidade gelo reciclável

gelo seco1 unidade Glicopam1 frasco Heparina1 unidade isopor2 unidade lâmina extensora1 unidade laminário1 caixa Lâminas de vidro1 caixa lamínula2 unidade lápis 1 unidade lupa1 caixa luva de procedimento M1 caixa luva de procedimento P1 caixa máscara

massa de modelar1 frasco Metanol1 rolo micropore30 unidade microtubos (Eppendorf)


55

MATERIAL VETERINÁRIA E EPI'S ‐ CHECK LISTQuant. Unid. Material ok

nitrogênio2 unidade óculos de proteção

papel toalha1 rolo parafilme1 frasco permanagato de potássio2 unidade pinça/tesoura cirúrgica1 unidade pincel1 unidade pipetador

pipetas de Pasteurplanilhas VETERINÁRIA

1 pacote ponteiras30 unidade Potes ou sacos coletores1 unidade prancheta1 unidade protetor solar1 frasco PVPI1 unidade repelente10 unidade saco lixo hospitalar10 unidade sacos de lixo10 unidade Seringa 3 ml30 unidade Seringas insulina agulhadas2 frasco solução fisiológica50 unidade Stuart1 caixa swab

1000 unidade swab uretral1 unidade termohigrômetro digital1 frasco Terracortril30 unidade Tubo sem EDTA/fator coag.

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CENTRO NACIONAL DE CONSERVAÇÃO DE AVES SILVESTRES

DECLARAÇÃO DE CESSÃO DE USO NÃO COMERCIAL DE IMAGENS EGRAVAÇÕES

Eu, _________________________, inscrito no CPF sob o nº ____________________ e RGnº _________________, órgão expedidor _________, residente e domiciliado à_________________________________, no município de __________________, no Estado ______________, CEP ____________ e telefone_______________________, cedo, a título gratuito, os direitos de uso não comercial da(s) imagem(s) e gravação(ões) apresentada(s) em relação anexa ao Instituto Chico Mendes de Conservação da Biodiversidade – ICMBio, autarquia federal de regime especial criada pela Lei n.º 11.516, de 28 de agosto de 2007, com sede na EQSW 103/104 Complexo Administrativo, Bloco C, Sudoeste, Brasília-DF, 70.670-350, inscrita no CNPJ/MF sob o nº 08.829.974/0001-94, para usar exclusivamente emmateriais institucionais, em mídia impressa e eletrônica, desde que sejamacompanhadas dos créditos ao autor.

Declaro ainda ser o titular único do direito autoral sobre a(s) imagem(s) e gravação(ões) emquestão, podendo dela(s) dispor, a qualquer título, inclusive ceder seu direito autoralpatrimonial.

Brasília, _____de___________de_______.

______________________________________


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CENTRO NACIONAL DE CONSERVAÇÃO DE AVES SILVESTRES

FICHA MÉDICA

NOME____________________________________________________________________Email:_________________________________TELEFONE:_________________________

1. MedicamentosToma algum medicamento de uso controlado ou contínuo?( ) Não Sim ( ) Qual?Possui alergia a algum medicamento ou componente químico?( ) Não Sim ( ) Qual?

2. Reações alérgicasQual tipo de alergia que possui?( ) Não possui( ) A alimentos. Quais?( ) A picadas de insetos. Algum especifico?( ) A componentes químicos de protetor solar, repelentes etc?( ) A medicamentos: Quais?( ) Outros. Quais?

3. Assinale abaixo( ) Possui Diabete? Tipo:( ) Sofre de Epilepsia?( ) Sofre de desmaios frequentes( ) Possui algum problema cardíaco ou congênito. Especifique.Tipo Sanguíneo: Fator RH:

4. Vacinas e outras informações – ver cartão de vacinaçãoResponda se possui a vacina e a data de validade da mesma:( ) Febre amarela: Validade:( ) Antitetânica: Validade:( ) Tríplice Viral (Sarampo, Rubéola e Caxumba): Validade:( ) Hepatite: Validade:

5. Restrições (indicar restrições físicas e ou doenças crônicas porventura existentes).

6. Em caso de acidente, devemos avisar?Nome:Grau de parentesco:Telefone:

7. Outras informações que julgue importante.

60


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Anse

rifor

mes

Lin

naeu

s, 1

758

Anat

idae

Lea

ch, 1

820

Dend

rocy

gnin

ae R

eich

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ch, 1

850

Dend

rocy

gna

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ata

(Lin

naeu

s, 1

766)

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Whi

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ced

Whi

stlin

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xx

xx

Anat

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Lea

ch, 1

820

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ata

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naeu

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-do-

mat

oM

usco

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Rx

xx

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sylv

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crist

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Rx

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in, 1

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xx

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naeu

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758

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es L

inna

eus,

175

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xx

xx

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xx

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es F

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Rx

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Rx

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niid

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183

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819)

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Rx

Myc

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eus,

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189

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184

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e M

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do 2

012

(Ese

c) =

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(Pau

lo A

fons

o) =

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s reg

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s (Es

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; A =

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glis

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175

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s (L

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175

8)ga

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Catt

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Rx

xx

xx

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inna

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175

8ga

rça-

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Rx

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xx

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xx

xx

xx

Cath

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s bur

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xx

xx

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urub

u-de

-cab

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pret

aBl

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xx

xx

xx

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naeu

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xx

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182

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xx

xx

xEl

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, 181

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Whi

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d Ki

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xx

xx

xAc

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lor

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, 181

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Bico

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Rx

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xx

xx

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gavi

ão-c

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Rx

xx

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ão-p

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Grea

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Rx

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mag

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, 178

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wk

Rx

xx

xx

xx

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, 181

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Haw

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xx

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Rx

Gera

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xx

xx

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xx

xx

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form

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, 185

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eus,

176

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Lim

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Rx

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dae

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man

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Rx

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pote

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Rail

Rx

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llus m

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thro

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Cra

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llus n

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com

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xx

xGa

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gua-

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anke

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unes

e M

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do 2

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(Ese

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s reg

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LEG

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Nom

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ome

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glis

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DE

FG

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xx

xx

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Jaca

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xx

xx

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man

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s (S

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s Mul

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Blac

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solit

ário

Solit

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form

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mbi

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820

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Com

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Gro

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Dove

Rx

Colu

mbi

na m

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176

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Gro

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Dove

Rx

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xx

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bina

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xx

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d-Do

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xx

xx

xx

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xx

xx

xx

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xx

xx

xx

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xx

xx

xx

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xx

xx

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1830

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Lea

ch, 1

820

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Lea

ch, 1

820

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xx

xx

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1817

papa

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Cuc

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xx

xx

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mel

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xCr

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xx

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xx

xx

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182

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Mat

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851

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, 178

9)m

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a-lu

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mm

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xx

xx

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, 188

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Vigo

rs, 1

825

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s (B

odda

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1783

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ão-c

orta

-pau

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Rx

xx

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salis

alb

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s (G

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789)

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Rx

xx

xx

xHy

drop

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825)

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R, E

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salis

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, 182

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xHy

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salis

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, 178

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xx

xx

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783)

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Nig

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xx

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Hum

min

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xx

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xx

xx

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a-br

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(Ese

c) =

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nal

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nor

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spéc

ie e

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am

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da.

64


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guês

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glis

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torq

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, 178

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xx

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Vig

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182

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xx

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821

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Ex

xx

xx

xx

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820

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R, E

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(Lin

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766)

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xx

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rR

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182

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ked

Woo

dpec

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R, E

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s (L

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6)pi

ca-p

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oodp

ecke

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xx

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anol

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s (G

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788)

pica

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te-v

erm

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Crim

son-

cres

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Woo

dpec

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xCa

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88Ca

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idae

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s, 1

766)

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legg

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xx

xx

Falc

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rmes

Bon

apar

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xx

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Cara

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Rx

xx

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xx

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Falc

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xx

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quiri

Amer

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xx

xx

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180

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xx

xx

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fem

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is T

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cole

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Falc

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xx

xx

xx

Falco

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1771

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Pere

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rmes

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, 185

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Lear

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Mac

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xTh

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(Vie

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, 181

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Blue

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xx

xx

xx

xEu

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caat

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xx

xx

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2005

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183

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xx

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Rx

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siloc

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xx

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R, E

xx

xx

xx

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xx

xx

Tham

noph

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825

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xTh

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184

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iidae

Gra

y, 1

840

xx

Furn

ariin

ae G

ray,

184

0x

xFu

rnar

ius f

igul

us (L

icht

enst

ein,

182

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saca

-de-

cour

o-da

-lam

aW

ing-

band

ed H

orne

roR,

Ex

xFu

rnar

ius l

euco

pus

Swai

nson

, 183

8ca

saca

-de-

cour

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arel

oPa

le-le

gged

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Rx

xx

xPh

ilydo

rinae

Scl

ater

& S

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873

Meg

axen

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guae

Rei

ser,

1905

bico

-vira

do-d

a-ca

atin

gaGr

eat X

enop

sR,

Ex

xx

xx

Syna

llaxi

inae

De

Sely

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ngch

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, 183

9 (1

836)

Pseu

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isura

crist

ata

(Spi

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824)

casa

ca-d

e-co

uro

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inga

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teR,

Ex

xx

xPh

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lodo

mus

rufif

rons

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pau

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x

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ção

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GEN

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al.

2005

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os) =

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ima

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os) =

D; N

unes

e M

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012

(Ese

c) =

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unes

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do 2

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(Pau

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s (Es

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a) =

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LEG

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66


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1905

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xx

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xx

xx

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xx

xx

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Rx

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Spin

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man

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849

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, Mar

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Cra

craf

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tus

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, 178

9)as

sanh

adin

hoW

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Fly

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y, 1

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840

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Rx

xx

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Pach

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phus

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818)

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Pipr

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phin

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977

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831)

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xx

xx

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le, M

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Flyc

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Rx

xHe

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iccus

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837)

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182

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Tello

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2009

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cas-

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xx

xx

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Grea

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Rx

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183

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Taw

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row

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Rx

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xx

xx

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824)

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67

Nom

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Plai

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xx

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Rx

Phae

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182

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-col

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Tyr

annu

let

Rx

xx

Phyl

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182

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Plan

alto

Tyr

annu

let

Rx

xSe

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rista

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817)

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Whi

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rest

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nule

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rann

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Vig

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182

5Le

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(Vie

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, 181

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-pira

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Fly

catc

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Rx

Myi

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oni

Caba

nis &

Hei

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859

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Swai

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ycat

cher

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xM

yiar

chus

fero

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mel

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789)

mar

ia-c

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Shor

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ycat

cher

Rx

xx

xM

yiar

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tyra

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s Mul

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1776

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aria

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xx

xx

xx

xCa

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873

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thro

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Ex

xx

xx

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tus

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766)

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xx

xx

xx

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xx

xM

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76)

bem

-te-

vi-r

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xx

xx

Meg

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chus

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(Lin

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s, 1

766)

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Fly

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xx

xx

xM

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Rx

xx

xx

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Rx

xx

xx

xx

Tyra

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d Fl

ycat

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Rx

xx

xx

xx

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Sw

ains

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832

Myi

opho

bus f

ascia

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(Sta

tius M

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r, 17

76)

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xx

xSu

bleg

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estu

s (W

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183

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arac

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mod

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Sout

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xx

xx

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t, 17

83)

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182

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Rx

xFl

uvico

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176

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xx

xx

xx

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eus,

176

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xx

xx

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831)

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xx

xx

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, 181

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xx

xx

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8)su

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68


Nom

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Viei

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xx

xx

xx

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Linn

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, 175

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815

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817)

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low

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817)

ando

rinha

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, 181

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, 178

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dorin

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Swal

low

Rx

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, 181

7)an

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bran

coW

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low

Rx

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lody

tidae

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831

Trog

lody

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823

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Hou

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Rx

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788)

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xx

xx

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181

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823)

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850

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1776

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Rx

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xx

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182

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819)

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l. 19

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A; L

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D; N

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(Ese

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E; N

unes

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acha

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69

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819)

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789)

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850)

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Whi

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lack

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Rx

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xx

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847

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758)

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7)bi

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837

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win

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Salta

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n, 1

819)

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1783

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Rx

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xx

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igny

& L

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snay

e, 1

837)

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anár

ioO

rang

e-he

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Tan

ager

Rx

xx

xx

xTa

chyp

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s ruf

us (B

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1783

)pi

pira

-pre

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d Ta

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xx

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821)

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tico-

rei-c

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xx

xx

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766)

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xx

xx

xx

xTa

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182

3)sa

nhaç

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ueiro

Palm

Tan

ager

Rx

Tang

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caya

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inna

eus,

176

6)sa

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mar

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Burn

ished

-buf

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ager

Rx

xx

xx

xx

Schi

stoc

hlam

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ficap

illus

(Vie

illot

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7)bi

co-d

e-ve

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Cinn

amon

Tan

ager

Rx

xx

xPa

roar

ia d

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(Lin

naeu

s, 1

758)

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o-no

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wle

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Ex

xx

xx

xx

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r, 18

11)

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naeu

s, 1

766)

saí-a

zul

Blue

Dac

nis

Rx

xHe

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vico

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(Vie

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, 181

8)sa

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aleg

aYe

llow

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ked

Tana

ger

Rx

Coni

rost

rum

spec

iosu

m (T

emm

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, 182

4)fig

uinh

a-de

-rab

o-ca

stan

hoCh

estn

ut-v

ente

d Co

nebi

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xx

xx

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, 187

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nário

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teiro

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Yello

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Rx

Sica

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176

6)ca

nário

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terr

a-ve

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eiro

Saffr

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inch

Rx

xSi

calis

lute

ola

(Spa

rrm

an, 1

789)

tipio

Gras

sland

Yel

low

-Fin

chR

xx

xx

Vola

tinia

jaca

rina

(Lin

naeu

s, 1

766)

tiziu

Blue

-bla

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quit

Rx

xx

xx

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orop

hila

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ola

(Lin

naeu

s, 1

758)

bigo

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ned

Seed

eate

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xSp

orop

hila

nig

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lis (V

ieill

ot, 1

823)

baia

noYe

llow

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lied

Seed

eate

rR

xx

xx

xSp

orop

hila

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aris

(Spi

x, 1

825)

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hite

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oate

d Se

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ter

R, E

xx

xx

xx

Spor

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ulle

r, 17

76)

cabo

clin

hoCo

oper

See

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erR

xCa

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alid

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901

Pira

nga

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(Vie

illot

, 182

2)sa

nhaç

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-fogo

Hepa

tic T

anag

erR

xx

xx

xCy

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182

3)az

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Gros

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Rx

xx

xx

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182

0Sp

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llii

(Aud

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, 183

9)pi

ntas

silgo

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nord

este

Yello

w-fa

ced

Sisk

inR,

Ax

xSp

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ra m

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ieill

ot, 1

805)

pint

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Sisk

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xx

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List

a de

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s da

Esta

ção

Ecol

ógic

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aso

da C

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ina

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jacê

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GEN

DA

DO

S AU

TORE

S: S

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et a

l. 19

87 (E

sec

e ad

jacê

ncia

s) =

A; L

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et a

l. 20

03 (E

sec

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rem

oabo

) = B

; Lim

a et

al.

2005

(Ese

c, Je

rem

oabo

e C

anud

os) =

C; L

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11 (C

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os) =

D; N

unes

e M

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do 2

012

(Ese

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(Pau

lo A

fons

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osso

s reg

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s (Es

ec e

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Ser

ra B

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G.

LEG

END

A D

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ente

(evi

dênc

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duçã

o no

paí

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spon

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emisf

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= e

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ndêm

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rasil

; A =

am

eaça

da.

70


Nom

e do

Táx

onN

ome

em P

ortu

guês

En

glis

h N

ame

Stat

usA

BC

DE

FG

Euph

onia

chlo

rotic

a (L

inna

eus,

176

6)fim

-fim

Purp

le-t

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Euph

onia

Rx

xx

xx

xx

Pass

erid

ae R

afin

esqu

e, 1

815

Pass

er d

omes

ticus

(Lin

naeu

s, 1

758)

pard

alHo

use

Spar

row

Rx

xx

xx

List

a de

ave

s da

Esta

ção

Ecol

ógic

a R

aso

da C

atar

ina

e ad

jacê

ncia

sLE

GEN

DA

DO

S AU

TORE

S: S

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A; L

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l. 20

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oabo

) = B

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a et

al.

2005

(Ese

c, Je

rem

oabo

e C

anud

os) =

C; L

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et a

l. 20

11 (C

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os) =

D; N

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do 2

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osso

s reg

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ra B

ranc

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A D

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S: R

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s di

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s); V

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visit

ante

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ndo

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o co

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isita

nte

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ndo

do h

emisf

ério

nor

te; E

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spéc

ie e

ndêm

ica

do B

rasil

; A =

am

eaça

da.


71

Nom

e do

Táxon

Nom

e em

Portugu

ês

English Nam

eStatus

Freitas e

t al.

2011

Nossos

registros

Tinamifo

rmes Huxley, 187

2Tinamidae

Gray, 184

0 Crypturellus n

octivag

us (Wied, 182

0)jaó‐do

‐sul

Yellow‐le

gged

Tinam

ouR, E

xx

Crypturellus p

arvirostris (Wagler, 18

27)

inhambu

‐cho

roró

Small‐b

illed

Tinam

ouR

xCrypturellus tatau

pa (Temminck, 181

5)inhambu

‐chintã

Tataup

a Tinamou

Rx

xRh

ynchotus ru

fescens (Tem

minck, 181

5)pe

rdiz

Red‐winged Tinamou

Rx

Nothu

ra boraq

uira (Spix, 182

5)codo

rna‐do

‐norde

ste

White‐bellied Nothu

raR

xx

Anseriformes Linnaeu

s, 175

8An

atidae

Leach, 182

0 De

ndrocygninae

Reichen

bach, 185

0De

ndrocygn

a vidu

ata (Linnaeu

s, 176

6)ire

rêWhite‐fa

ced Whistling‐Du

ckR

xAn

atinae

Leach, 182

0Ca

irina

moschata (Linnaeu

s, 175

8)pato‐do‐mato

Muscovy Duck

Rx

Amazon

etta brasiliensis

(Gmelin, 178

9)pé

‐vermelho

Brazilian

Teal

Rx

xNom

onyx dom

inica (Linnaeu

s, 176

6)marreca‐de‐bico‐roxo

Masked Du

ckR

xGa

lliform

es Linnaeu

s, 175

8Cracidae

Rafinesqu

e, 181

5Penelope

superciliaris Tem

minck, 181

5jacupe

mba

Rusty‐margine

d Gu

anR

xx

Penelope

jacucaca

Spix, 182

5jacucaca

White‐browed

Guan

R, E

xx

Podicipe

diform

es Fürbringer, 18

88Po

dicipe

didae Bo

naparte, 183

1Tachybap

tus d

ominicus (Linn

aeus, 176

6)mergulhão

‐peq

ueno

Least G

rebe

Rx

xPo

dilymbu

s pod

iceps (Linnaeu

s, 175

8)mergulhão

‐caçador

Pied

‐billed

Grebe

Rx

Pelecaniform

es Sharpe, 189

1Arde

idae

Leach, 182

0Tigriso

ma lineatum

(Bod

daert, 17

83)

socó‐boi

Rufescen

t Tiger‐Heron

Rx

xNycticorax nycticorax

(Linnaeu

s, 175

8)savacu

Black‐crow

ned Night‐Heron

Rx

Butorid

es stria

ta (Linnaeu

s, 175

8)socozin

hoStria

ted He

ron

Rx

xBu

bulcus ibis (Linnaeu

s, 175

8)garça‐vaqu

eira

Cattle Egret

Rx

Ardea alba

Linnaeu

s, 175

8garça‐branca‐grand

eGreat E

gret

Rx

xPilherod

ius p

ileatus

(Bod

daert, 17

83)

garça‐real

Capp

ed Heron

Rx

Cathartiformes Seebo

hm, 189

0Cathartid

ae Lafresnaye, 183

9Ca

thartes a

ura (Linnaeu

s, 175

8)urub

u‐de

‐cabeça‐verm

elha

Turkey Vulture

Rx

xCa

thartes b

urrovian

us Cassin

, 184

5urub

u‐de

‐cabeça‐am

arela

Lesser Yellow‐heade

d Vu

lture

Rx

x

List

a de

ave

s da

Flor

esta

Nac

iona

l de

Con

tend

as d

o Si

ncor

áLE

GEN

DA

DO

STA

TUS:

R =

resid

ente

(evi

dênc

ias d

e re

prod

ução

no

país

disp

onív

eis)

; VN

= v

isita

nte

sazo

nal o

riund

o do

hem

isfér

io n

orte

; E =

esp

écie

end

êmic

a do

Br

asil.

72


Nom

e do

Táxon

Nom

e em

Portugu

ês

English Nam

eStatus

Freitas e

t al.

2011

Nossos

registros

Coragyps atratus

(Bechstein, 179

3)urub

u‐de

‐cabeça‐preta

Black Vu

lture

Rx

xSarcoram

phus pap

a (Linnaeu

s, 175

8)urub

u‐rei

King

Vulture

Rx

Accipitrifo

rmes Bon

aparte, 183

1Accipitridae Vigors, 182

4Elan

us leucurus

(Vieillot, 181

8)gavião

‐pen

eira

White‐tailed Kite

Rx

Accipiter b

icolor

(Vieillot, 181

7)gavião

‐bom

bachinha

‐grand

eBicolored Ha

wk

Rx

Geran

ospiza caerulescens (Vieillot, 181

7)gavião

‐pernilongo

Crane Ha

wk

Rx

xHe

terospizias m

eridiona

lis (Latham, 179

0)gavião

‐caboclo

Savann

a Ha

wk

Rx

xRu

pornis mag

nirostris

(Gmelin, 178

8)gavião

‐carijó

Roadsid

e Ha

wk

Rx

xGeran

oaetus albicau

datus (Vieillot, 181

6)gavião

‐de‐rabo

‐branco

White‐tailed Ha

wk

Rx

Gruiform

es Bon

aparte, 185

4Ra

llidae Ra

finesqu

e, 181

5Aram

ides cajan

eus (Statiu

s Muller, 17

76)

saracura‐três‐po

tes

Gray‐necked Woo

d‐Ra

ilR

xLaterallus m

elan

opha

ius (Vieillot, 181

9)sanã

‐parda

Rufous‐sided

Crake

Rx

Gallinula ga

leata (Lichten

stein, 181

8)frango

‐d'água‐comum

Common

Gallinule

Rx

Porphyrio

martin

icus

(Linnaeu

s, 176

6)frango

‐d'água‐azul

Purple Gallinule

Rx

Charadriiform

es Huxley, 186

7Ch

aradriidae Leach, 182

0Va

nellus c

ayan

us (Latham, 179

0)batuíra

‐de‐espo

rão

Pied

Lapwing

Rx

Vanellus c

hilensis (M

olina, 178

2)qu

ero‐qu

ero

Southe

rn Lapwing

Rx

xJacanidae Ch

enu & Des M

urs, 185

4Jacana

jacana

(Linnaeu

s, 176

6)jaçanã

Wattle

d Jacana

Rx

xRe

curviro

strid

ae Bon

aparte, 183

1Himan

topu

s mexican

us (Statiu

s Muller, 17

76)

pernilongo‐de

‐costas‐ne

gras

Black‐ne

cked

Stilt

Rx

Scolop

aci Steijneger, 188

5Scolop

acidae

Rafinesqu

e, 181

5Tringa

solitaria W

ilson

, 181

3maçarico‐solitário

Solitary Sand

pipe

rVN

xCo

lumbiform

es Latham, 179

0Co

lumbidae Leach, 182

0Co

lumbina

minuta (Linnaeu

s, 176

6)rolinha

‐de‐asa‐cane

laPlain‐breasted

Groun

d‐Do

veR

xx

Columbina

talpacoti (Tem

minck, 181

1)rolinha

‐roxa

Rudd

y Grou

nd‐Dove

Rx

xCo

lumbina

squa

mmata (Lesson, 183

1)fogo

‐apagou

Scaled

Dove

Rx

xCo

lumbina

picui (T

emminck, 181

3)rolinha

‐picui

Picui G

roun

d‐Do

veR

xx

Claravis pretiosa

(Ferrari‐Pe

rez, 188

6)pararu‐azul

Blue

Groun

d‐Do

veR

xPa

tagioena

s picazuro (T

emminck, 181

3)po

mbão

Picazuro Pigeo

nR

xx

Patagioena

s cayennensis (B

onnaterre, 179

2)po

mba

‐galega

Pale‐ven

ted Pigeon

Rx

x

List

a de

ave

s da

Flor

esta

Nac

iona

l de

Con

tend

as d

o Si

ncor

áLE

GEN

DA

DO

STA

TUS:

R =

resid

ente

(evi

dênc

ias d

e re

prod

ução

no

país

disp

onív

eis)

; VN

= v

isita

nte

sazo

nal o

riund

o do

hem

isfér

io n

orte

; E =

esp

écie

end

êmic

a do

Br

asil.


73

Nom

e do

Táxon

Nom

e em

Portugu

ês

English Nam

eStatus

Freitas e

t al.

2011

Nossos

registros

Zena

ida au

riculata (D

es M

urs, 184

7)po

mba

‐de‐band

oEared Do

veR

xx

Leptotila verreau

xi Bon

aparte, 185

5juriti‐p

upu

White‐tippe

d Do

veR

xx

Cuculiformes W

agler, 18

30Cu

culidae

Leach, 182

0Cu

culinae

Leach, 182

0Piaya cayana

(Linnaeu

s, 176

6)alma‐de

‐gato

Squirrel Cuckoo

Rx

xCo

ccyzus m

elacoryphu

s Vieillot, 18

17papa

‐lagarta‐acanelado

Dark‐billed

Cuckoo

Rx

Crotop

haginae Sw

ainson

, 183

7Crotop

haga

ani Linnaeu

s, 175

8anu‐preto

Smoo

th‐billed

Ani

Rx

xGuira guira

(Gmelin, 178

8)anu‐branco

Guira

Cuckoo

Rx

Tape

rinae

Verhe

yen, 195

6Tapera naevia (Linnaeu

s, 176

6)saci

Strip

ed Cuckoo

Rx

xDrom

ococcyx ph

asianellus (Spix, 182

4)pe

ixe‐frito

‐verdade

iroPh

easant Cuckoo

Rx

xStrig

iform

es W

agler, 18

30Tytonidae Mathe

ws, 191

2Tyto fu

rcata (Tem

minck, 182

7)coruja‐da‐igreja

American

Barn Owl

Rx

Strig

idae

Leach, 182

0Megascops cho

liba (V

ieillot, 181

7)corujinha

‐do‐mato

Trop

ical Screech‐Owl

Rx

xGlaucidium brasilianu

m (G

melin, 178

8)cabu

réFerruginou

s Pygmy‐Owl

Rx

xAthene

cun

icularia (M

olina, 178

2)coruja‐buraque

iraBu

rrow

ing Owl

Rx

Nyctib

iiformes Yuri, Kimball, Harshman, B

owie, B

raun

, Cho

jnow

ski, Ha

n, Hackett,

Nyctib

iidae

Che

nu & Des M

urs, 185

1Nyctib

ius g

riseus (Gmelin, 178

9)mãe

‐da‐lua

Common

Potoo

Rx

xCaprim

ulgiform

es Ridgw

ay, 188

1Caprim

ulgidae Vigors, 182

5An

trostomus ru

fus (Bod

daert, 17

83)

joão

‐corta‐pau

Rufous Nightjar

Rx

xHy

drop

salis albicollis

(Gmelin, 178

9)bacurau

Pauraque

Rx

xHy

drop

salis parvula (G

ould, 183

7)bacurau‐chintã

Little Nightjar

Rx

xHy

drop

salis to

rqua

ta (G

melin, 178

9)bacurau‐tesoura

Scissor‐tailed Nightjar

Rx

xCh

ordeiles p

usillus

Gou

ld, 186

1bacurauzinho

Least N

ighthawk

Rx

xAp

odifo

rmes Peters, 194

0Ap

odidae

Olphe

‐Galliard, 188

7Streptop

rocne biscutata (Sclater, 186

6)tape

ruçu‐de‐coleira

‐falha

Biscutate Sw

iftR

xx

Chaetura m

eridiona

lis Hellm

ayr, 19

07ando

rinhão‐do

‐tem

poral

Sick's Sw

iftR

xTrochilidae

Vigors, 182

5Ph

aethornithinae

Jardine, 183

3

List

a de

ave

s da

Flor

esta

Nac

iona

l de

Con

tend

as d

o Si

ncor

áLE

GEN

DA

DO

STA

TUS:

R =

resid

ente

(evi

dênc

ias d

e re

prod

ução

no

país

disp

onív

eis)

; VN

= v

isita

nte

sazo

nal o

riund

o do

hem

isfér

io n

orte

; E =

esp

écie

end

êmic

a do

Br

asil.

74


Nom

e do

Táxon

Nom

e em

Portugu

ês

English Nam

eStatus

Freitas e

t al.

2011

Nossos

registros

Anop

etia gou

nellei (Bou

card, 189

1)rabo

‐branco‐de

‐cauda

‐larga

Broad‐tip

ped He

rmit

R, E

xx

Phaethornis p

retrei (Lesson & Delattre, 183

9)rabo

‐branco‐acanelado

Planalto Hermit

Rx

Trochilinae

Vigors, 182

5Eupetomena macroura (G

melin, 178

8)be

ija‐flor‐tesou

raSw

allow‐tailed Hu

mmingbird

Rx

xCo

libri serriro

stris

(Vieillot, 181

6)be

ija‐flor‐de‐orelha

‐violeta

White‐ven

ted Violetear

Rx

Anthracothorax nigricollis

(Vieillot, 181

7)be

ija‐flor‐de‐veste‐preta

Black‐throated

Mango

Rx

Chrysolampis m

osqu

itus (Linnaeu

s, 175

8)be

ija‐flor‐vermelho

Ruby

‐top

az Hum

mingbird

Rx

xCh

lorostilbon

lucidu

s (Shaw, 181

2)be

sourinho

‐de‐bico‐vermelho

Glittering‐be

llied

Emerald

Rx

xAm

azilia fim

briata

(Gmelin, 178

8)be

ija‐flor‐de‐garganta‐verde

Glittering‐throated

Emerald

Rx

Amazilia lactea

(Lesson

, 183

2)be

ija‐flor‐de‐pe

ito‐azul

Sapp

hire‐spangled Em

erald

Rx

Heliomaster squ

amosus (Temminck, 182

3) bico‐reto‐de‐band

a‐branca R, E

Strip

e‐breasted

Starthroat

R, E

xx

Coraciifo

rmes Forbe

s, 184

4Alcedinidae Ra

finesqu

e, 181

5Ch

loroceryle amazon

a (Latham, 179

0)martim

‐pescado

r‐verde

Amazon

Kingfish

erR

xGa

lbulifo

rmes Fürbringer, 18

88Ga

lbulidae

Vigors, 182

5Galbu

la ru

ficau

da Cuvier, 18

16arira

mba

‐de‐caud

a‐ruiva

Rufous‐tailed Jacamar

Rx

xBu

ccon

idae

Horsfield, 182

1Nystalus m

aculatus

(Gmelin, 178

8)rapazin

ho‐dos‐velho

sSpot‐backed Pu

ffbird

R, E

xx

Piciform

es M

eyer & W

olf, 18

10Picidae Leach, 182

0Picumnu

s pygmaeus

(Lichten

stein, 182

3)pica‐pau

‐anão‐pintado

Spotted Piculet

R, E

xx

Veniliornis pa

sserinus

(Linnaeu

s, 176

6)picapauzinho

‐anão

Little W

oodp

ecker

Rx

xCo

laptes m

elan

ochloros

(Gmelin, 178

8)pica‐pau

‐verde

‐barrado

Green‐barred

Woo

dpecker

Rx

xCo

laptes cam

pestris

(Vieillot, 181

8)pica‐pau

‐do‐campo

Campo

Flicker

Rx

Celeus ochraceus

(Spix, 182

4)pica‐pau

‐ocráceo

Ochre‐backed Woo

dpecker

R, E

xDryocopu

s lineatus (Linnaeu

s, 176

6)pica‐pau

‐de‐band

a‐branca

Line

ated

Woo

dpecker

Rx

Campeph

ilus m

elan

oleucos (Gmelin, 178

8)pica‐pau

‐de‐tope

te‐vermelho

Crim

son‐crested Woo

dpecker

Rx

Caria

mifo

rmes Furbringer, 18

88Caria

midae Bon

aparte, 185

0Ca

riama cristata (Linnaeu

s, 176

6)serie

ma

Red‐legged

Seriema

Rx

xFalcon

iform

es Bon

aparte, 183

1Falcon

idae

Leach, 182

0Ca

racara plancus

(Miller, 177

7)caracará

Southe

rn Caracara

Rx

xMilvag

o chim

achima (V

ieillot, 181

6)carrapateiro

Yellow‐heade

d Caracara

Rx

xHe

rpetotheres c

achinn

ans (Linnaeu

s, 175

8)acauã

Laughing

Falcon

Rx

x

List

a de

ave

s da

Flor

esta

Nac

iona

l de

Con

tend

as d

o Si

ncor

áLE

GEN

DA

DO

STA

TUS:

R =

resid

ente

(evi

dênc

ias d

e re

prod

ução

no

país

disp

onív

eis)

; VN

= v

isita

nte

sazo

nal o

riund

o do

hem

isfér

io n

orte

; E =

esp

écie

end

êmic

a do

Br

asil.


75

Nom

e do

Táxon

Nom

e em

Portugu

ês

English Nam

eStatus

Freitas e

t al.

2011

Nossos

registros

Falco sparveriu

s Linn

aeus, 175

8qu

iriqu

iriAm

erican

Kestrel

Rx

Falco femoralis Tem

minck, 182

2falcão

‐de‐coleira

Aplomado Falcon

Rx

Psittacifo

rmes W

agler, 18

30Psittacidae

Rafinesqu

e, 181

5Prim

olius m

aracan

a (V

ieillot, 181

6)maracanã‐verdadeira

Blue

‐winged Macaw

Rx

Eupsittula cactorum

(Kuh

l, 18

20)

periq

uito‐da‐caatinga

Cactus Parakeet

R, E

xx

Forpus xan

thop

terygius

(Spix, 182

4)tuim

Blue

‐winged Parrotlet

Rx

xAm

azon

a aestiva (Linnaeu

s, 175

8)papagaio‐verdade

iroBlue

‐fron

ted Parrot

Rx

xPasserifo

rmes Linnaeu

s, 175

8Tyrann

i Wetmore & M

iller, 192

6Tham

noph

ilida

Patterson

, 198

7Tham

noph

ilidae Sw

ainson

, 182

4Tham

noph

ilinae Sw

ainson

, 182

4Myrmorchilus strigilatus (W

ied, 183

1)piu‐piu

Strip

e‐backed

Antbird

Rx

xForm

icivora iheringi Hellm

ayr, 19

09form

igue

iro‐do‐no

rdeste

Narrow‐billed

Antwren

R, E

xForm

icivora melan

ogaster Pe

lzeln, 186

8form

igue

iro‐de‐barriga‐preta

Black‐be

llied

Antwren

Rx

xHe

rpsilochm

us se

llowi Whitney & Pache

co, 200

0chorozinho

‐da‐caatinga

Caatinga Antwren

R, E

xx

Herpsilochm

us atricap

illus

Pelzeln, 186

8chorozinho

‐de‐chapéu

‐preto

Black‐capp

ed Antwren

Rx

Sakespho

rus c

ristatus (W

ied, 183

1)choca‐do

‐norde

ste

Silvery‐cheeked An

tshrike

R, E

xx

Tham

noph

ilus c

apistratus Lesson

, 184

0choca‐barrada‐do

‐norde

ste

Caatinga Antshrik

eR, E

xx

Tham

noph

ilus p

elzelni He

llmayr, 19

24choca‐do

‐planalto

Planalto Slaty‐Antshrik

eR, E

xx

Taraba

major (Vieillot, 18

16)

choró‐bo

iGreat A

ntshrik

eR

xx

Furnariida Sibley, A

hlqu

ist & M

onroe, 198

8Furnariida Sibley, A

hlqu

ist & M

onroe, 198

8Grallario

idea

Sclater & Salvin, 187

3Grallariidae Sclater &

Salvin, 187

3Hy

lopezus o

chroleucus

(Wied, 183

1)torom‐do‐no

rdeste

White‐browed

Antpitta

R, E

xDe

ndrocolaptidae

Gray, 184

0Sittasom

inae

Ridgw

ay, 191

1Sittasom

us griseicapillus (Vieillot, 181

8)arapaçu‐verde

Olivaceo

us W

oodcreep

erR

xx

Dend

rocolaptinae

Gray, 184

0Ca

mpylorham

phus fa

lcularius (Vieillot, 182

2)arapaçu‐de

‐bico‐torto

Black‐billed Scythe

bill

Rx

Campylorham

phus trochilirostris (Lichten

stein, 182

0)arapaçu‐be

ija‐flor

Red‐billed Scythe

bill

Rx

xLepido

colaptes ang

ustirostris (V

ieillot, 181

8)arapaçu‐de

‐cerrado

Narrow‐billed

Woo

dcreep

erR

xx

Xeno

pidae Bo

naparte, 185

4Xeno

ps ru

tilan

s Temminck, 182

1bico‐vira

do‐carijó

Streaked

Xen

ops

Rx

List

a de

ave

s da

Flor

esta

Nac

iona

l de

Con

tend

as d

o Si

ncor

áLE

GEN

DA

DO

STA

TUS:

R =

resid

ente

(evi

dênc

ias d

e re

prod

ução

no

país

disp

onív

eis)

; VN

= v

isita

nte

sazo

nal o

riund

o do

hem

isfér

io n

orte

; E =

esp

écie

end

êmic

a do

Br

asil.

76


Nom

e do

Táxon

Nom

e em

Portugu

ês

English Nam

eStatus

Freitas e

t al.

2011

Nossos

registros

Furnariidae

Gray, 184

0Furnariinae

Gray, 184

0Furnarius figulus

(Lichten

stein, 182

3)casaca‐de‐couro‐da

‐lama

Wing‐band

ed Horne

roR, E

xx

Furnarius leucopu

s Sw

ainson

, 183

8casaca‐de‐couro‐am

arelo

Pale‐le

gged

Horne

roR

xx

Furnarius rufus

(Gmelin, 178

8)joão

‐de‐barro

Rufous Horne

roR

xx

Philydo

rinae


3Megaxenop

s parna

guae

Reiser, 19

05bico‐vira

do‐da‐caatinga

Great X

enop

sR, E

xx

Synallaxiinae

De Selys‐Longcham

ps, 183

9 (1836)

Pseudo

seisu

ra cristata

(Spix, 182

4)casaca‐de‐couro

Caatinga Cacho

lote

R, E

xx

Phacellodo

mus ru

fifrons

(Wied, 182

1)joão

‐de‐pau

Rufous‐fron

ted Thornb

irdR

xx

Certhiaxis cinn

amom

eus (Gmelin, 178

8)curutié

Yellow‐chinn

ed Spine

tail

Rx

Syna

llaxis h

ellm

ayri Reiser, 19

05joão

‐chiqu

e‐chique

Red‐shou

ldered

Spine

tail

R, E

xx

Syna

llaxis frontalis Pelzeln, 185

9pe

trim

Sooty‐fron

ted Spinetail

Rx

xSyna

llaxis a

lbescens

Tem

minck, 182

3uí‐pi

Pale‐breasted Spinetail

Rx

xSyna

llaxis scutata

Sclater, 185

9estrelinha

‐preta

Ochre‐che

eked

Spine

tail

Rx

xTyrann

ida Wetmore & M

iller, 192

6Co

tingoidea

Bon

aparte, 184

9Tityrid

ae Gray, 184

0Tityrin

ae Gray, 184

0Pa

chyram

phus viridis (Vieillot, 181

6)cane

leiro

‐verde

Green‐backed

Becard

Rx

Pachyram

phus polycho

pterus

(Vieillot, 181

8)cane

leiro

‐preto

White‐w

inged Be

card

Rx

xPa

chyram

phus validus

(Lichten

stein, 182

3)cane

leiro

‐de‐chapéu

‐preto

Crested Be

card

Rx

xTyrann

oide

a Vigors, 182

5Rh

ynchocyclidae

Berlepsch, 190

7Piprom

orph

inae

Wolters, 197

7Rh

ynchocyclinae

Berlepsch, 190

7Tolm

omyias flaviventris (W

ied, 183

1)bico‐chato‐amarelo

Yellow‐breasted Flycatcher

Rx

xTodirostrin

ae Tello, M

oyle, M

archese & Cracraft, 20

09Todirostrum cinereum

(Linnaeu

s, 176

6)ferreirin

ho‐relógio

Common

Tod

y‐Flycatcher

Rx

xHe

mitriccus striaticollis

(Lafresnaye, 185

3)sebinh

o‐rajado

‐amarelo

Strip

e‐ne

cked

Tod

y‐Tyrant

Rx

Hemitriccus m

arga

ritaceiventer

(d'Orbigny

& Lafresnaye, 183

7)sebinh

o‐de

‐olho‐de

‐ouro

Pearly‐ven

ted To

dy‐tyrant

Rx

xTyrann

idae

Vigors, 182

5Hirund

ineinae Tello, M

oyle, M

archese & Cracraft, 20

09Hirund

inea

ferrug

inea

(Gmelin, 178

8)gibão‐de

‐cou

roCliff Flycatche

rR

xElaeniinae

Cabanis & Heine

, 186

0Stigmatura na

pensis Chapm

an, 192

6papa

‐moscas‐do

‐sertão

Lesser W

agtail‐Tyrant

Rx

List

a de

ave

s da

Flor

esta

Nac

iona

l de

Con

tend

as d

o Si

ncor

áLE

GEN

DA

DO

STA

TUS:

R =

resid

ente

(evi

dênc

ias d

e re

prod

ução

no

país

disp

onív

eis)

; VN

= v

isita

nte

sazo

nal o

riund

o do

hem

isfér

io n

orte

; E =

esp

écie

end

êmic

a do

Br

asil.


77

Nom

e do

Táxon

Nom

e em

Portugu

ês

English Nam

eStatus

Freitas e

t al.

2011

Nossos

registros

Euscarthmus m

eloryphu

s Wied, 183

1barulhen

toTawny

‐crowne

d Pygm

y‐Tyrant

Rx

Camptostoma ob

soletum

(Tem

minck, 182

4)risadinha

Southe

rn Beardless‐Tyrannu

let

Rx

xElaenia fla

voga

ster

(Thu

nberg, 182

2)guaracava‐de

‐barrig

a‐am

arela

Yellow‐bellied Elaenia

Rx

Elaenia spectabilis

Pelzeln, 186

8guaracava‐grande

Large Elaenia

Rx

Suiriri suiriri (V

ieillot, 181

8)suiriri‐cinzen

toSuiriri Flycatcher

Rx

Myiop

agis virid

icata (V

ieillot, 181

7)guaracava‐de

‐crista‐alaranjada

Greenish Elaen

iaR

xPh

aeom

yias m

urina (Spix, 182

5)bagageiro

Mou

se‐colored

Tyrannu

let

Rx

xSerpop

haga

subcristata

(Vieillot, 181

7)alegrin

hoWhite‐crested

Tyrannu

let

Rx

xTyrann

inae

Vigors, 182

5Myiarchus sw

ainson

i Cabanis &

Heine

, 185

9irré

Swainson

's Flycatcher

Rx

Myiarchus ferox (Gmelin, 178

9)maria‐cavaleira

Short‐crested Flycatcher

Rx

Myiarchus tyrann

ulus

(Statiu

s Muller, 17

76)

maria‐cavaleira‐de‐rabo

‐enferrujado

Brow

n‐crested Flycatcher

Rx

Casio

rnis fuscus


3cane

leiro

‐enxofre

Ash‐throated

Casiornis

R, E

xx

Pitang

us su

lphu

ratus (Linnaeu

s, 176

6)be

m‐te‐vi

Great K

iskadee

Rx

xMachetornis rixosa (V

ieillot, 181

9)suiriri‐cavaleiro

Cattle Tyrant

Rx

Myiod

ynastes m

aculatus

(Statiu

s Muller, 17

76)

bem‐te‐vi‐rajado

Streaked

Flycatche

rR

xx

Megarynchus pita

ngua

(Linnaeu

s, 176

6)ne

inei

Boat‐billed

Flycatche

rR

xx

Myiozetetes similis (Spix, 182

5)be

ntevizinh

o‐de

‐pen

acho

‐vermelho

Social Flycatche

rR

xTyrann

us m

elan

cholicus

Vieillot, 181

9suiriri

Trop

ical Kingbird

Rx

xEm

pido

nomus varius (Vieillot, 181

8)pe

itica

Varie

gated Flycatcher

Rx

xFluvicolinae

Swainson

, 183

2Myiop

hobu

s fasciatus

(Statiu

s Muller, 17

76)

filipe

Bran

‐colored

Flycatche

rR

xFluvicola albiventer

(Spix, 182

5)lavade

ira‐de‐cara‐branca

Black‐backed

Water‐Tyrant

Rx

xFluvicola neng

eta (Linnaeu

s, 176

6)lavade

ira‐m

ascarada

Masked Water‐Tyrant

Rx

xArun

dinicola leucocepha

la (Linnaeu

s, 176

4)freirin

haWhite‐heade

d Marsh Tyrant

Rx

xCn

emotriccus fuscatus (W

ied, 183

1)guaracavuçu

Fuscou

s Flycatche

rR

xx

Xolm

is iru

pero

(Vieillot, 182

3)no

ivinha

White M

onjita

Rx

Passeri Linnaeu

s, 175

8 Co

rvida Wagler 1

830

Vireon

idae

Swainson

, 183

7Cyclarhis g

ujan

ensis

(Gmelin, 178

9)pitig

uari

Rufous‐browed

Pep

pershrike

Rx

xVireo chivi (Vieillot, 181

7)juruviara

Chivi V

ireo

Rx

Hyloph

ilus a

mau

roceph

alus

(Nordm

ann, 183

5)vite‐vite

‐de‐olho

‐cinza

Gray‐eyed Greenlet

R, E

xx

Corvidae

Leach, 182

0Cyan

ocorax cyano

pogo

n (W

ied, 182

1)gralha

‐cancã

White‐naped

Jay

R, E

xx

Passerida Linn

aeus, 175

8

List

a de

ave

s da

Flor

esta

Nac

iona

l de

Con

tend

as d

o Si

ncor

áLE

GEN

DA

DO

STA

TUS:

R =

resid

ente

(evi

dênc

ias d

e re

prod

ução

no

país

disp

onív

eis)

; VN

= v

isita

nte

sazo

nal o

riund

o do

hem

isfér

io n

orte

; E =

esp

écie

end

êmic

a do

Br

asil.

78


Nom

e do

Táxon

Nom

e em

Portugu

ês

English Nam

eStatus

Freitas e

t al.

2011

Nossos

registros

Hirund

inidae

Rafinesqu

e, 181

5Pygo

chelidon

cyano

leuca (V

ieillot, 181

7)ando

rinha

‐peq

uena

‐de‐casa

Blue

‐and

‐white Swallow

Rx

Stelgido

pteryx ru

ficollis

(Vieillot, 181

7)ando

rinha

‐serrado

raSouthe

rn Rou

gh‐w

inged Sw

allow

Rx

xProg

ne ta

pera

(Vieillot, 181

7)ando

rinha

‐do‐campo

Brow

n‐chested Martin

Rx

xProg

ne cha

lybea (G

melin, 178

9)ando

rinha

‐dom

éstica‐grande

Gray‐breasted Martin

Rx

xTachycineta albiventer

(Bod

daert, 17

83)

ando

rinha

‐do‐rio

White‐w

inged Sw

allow

Rx

Troglodytid

ae Swainson

, 183

1Trog

lodytes m

usculus Naumann, 182

3corruíra

Southe

rn Hou

se W

ren

Rx

xCa

ntorchilus lon

girostris

(Vieillot, 181

9)garrinchão

‐de‐bico‐grand

eLong

‐billed

Wren

R, E

xx

Polioptilidae Ba

ird, 185

8Po

lioptila plumbea (G

melin, 178

8)balança‐rabo

‐de‐chapéu

‐preto

Trop

ical Gnatcatcher

Rx

xTurdidae

Rafinesqu

e, 181

5Turdus leucom

elas

Vieillot, 181

8sabiá‐barranco

Pale‐breasted Thrush

Rx

xTurdus ru

fiventris Vieillot, 181

8sabiá‐laranjeira

Rufous‐bellied Thrush

Rx

xTurdus amau

rochalinus

Cabanis, 185

0sabiá‐po

caCreamy‐be

llied

Thrush

Rx

xMim

idae

Bon

aparte, 185

3Mim

us sa

turninus

(Lichten

stein, 182

3)sabiá‐do

‐cam

poCh

alk‐brow

ed M

ockingbird

Rx

Motacillidae

Horsfield, 182

1Passerellidae

Cabanis & Heine

, 185

0Zono

trichia capensis (Statiu

s Muller, 17

76)

tico‐tico

Rufous‐collared Sparrow

Rx

xAm

mod

ramus hum

eralis (B

osc, 179

2)tico‐tico‐do

‐cam

poGrassla

nd Sparrow

Rx

xParulidae

Wetmore, Frie

dmann, Lincoln, M

iller, Peters, van

Rossem, V

an

Setoph

aga pitia

yumi (Vieillot, 181

7)mariquita

Trop

ical Parula

Rx

xMyiothlypis fla

veola Baird, 186

5canário

‐do‐mato

Flavescent W

arbler

Rx

xIcterid

ae Vigors, 182

5Icterus p

yrrhop

terus (Vieillot, 181

9)en

contro

Varia

ble Orio

leR

xx

Icterus jam

acaii (Gmelin, 178

8)corrup

ião

Campo

Troup

ial

R, E

xx

Gno

rimop

sar cho

pi (V

ieillot, 181

9)graúna

Chop

i Blackbird

Rx

xAg

elaioides frin

gillariu

s (Spix, 182

4)asa‐de

‐telha

‐pálido

Pale Baywing

R, E

xCh

rysomus ru

ficap

illus

(Vieillot, 181

9)garib

aldi

Chestnut‐cappe

d Blackbird

Rx

xMolothrus bon

ariensis (G

melin, 178

9)vira‐bosta

Shiny Co

wbird

Rx

xSturnella su

perciliaris (B

onaparte, 185

0)po

lícia‐in

glesa‐do

‐sul

White‐browed

Blackbird

Rx

Thraup

idae

Cabanis, 184

7Co

ereba fla

veola (Linnaeu

s, 175

8)cambacica

Bananaqu

itR

xx

Salta

tor m

axim

us (Statiu

s Muller, 17

76)

tempe

ra‐viola

Buff‐throated

Saltator

Rx

Salta

tor sim

ilis d'Orbigny

& Lafresnaye, 183

7trinca‐fe

rro‐verdadeiro

Green‐winged Salta

tor

Rx

List

a de

ave

s da

Flor

esta

Nac

iona

l de

Con

tend

as d

o Si

ncor

áLE

GEN

DA

DO

STA

TUS:

R =

resid

ente

(evi

dênc

ias d

e re

prod

ução

no

país

disp

onív

eis)

; VN

= v

isita

nte

sazo

nal o

riund

o do

hem

isfér

io n

orte

; E =

esp

écie

end

êmic

a do

Br

asil.


79

Nom

e do

Táxon

Nom

e em

Portugu

ês

English Nam

eStatus

Freitas e

t al.

2011

Nossos

registros

Compsothrau

pis loricata (Lichten

stein, 181

9)tiê

‐caburé

Scarlet‐throated

Tanager

R, E

xx

Nem

osia pileata (B

oddaert, 17

83)

saíra

‐de‐chapéu

‐preto

Hood

ed Tanager

Rx

xTachypho

nus rufus

(Bod

daert, 17

83)

pipira‐preta

White‐line

d Tanager

Rx

xLanio pileatus

(Wied, 182

1)tico‐tico‐rei‐cinza

Pileated

Finch

Rx

xTang

ara sayaca

(Linnaeu

s, 176

6)sanh

açu‐cinzen

toSayaca Tanager

Rx

xTang

ara pa

lmarum

(Wied, 182

3)sanh

açu‐do

‐coq

ueiro

Palm

Tanager

Rx

Tang

ara cayana

(Linnaeu

s, 176

6)saíra

‐amarela

Burnish

ed‐buff T

anager

Rx

xPa

roaria dom

inican

a (Linnaeu

s, 175

8)cardeal‐d

o‐no

rdeste

Red‐cowled Cardinal

R, E

xx

Hemith

raup

is gu

ira (Linnaeu

s, 176

6)saíra

‐de‐papo

‐preto

Guira

Tanager

Rx

xCo

nirostrum sp

eciosum

(Tem

minck, 182

4)figuinh

a‐de

‐rabo‐castanho

Chestnut‐ven

ted Co

nebill

Rx

xSicalis flaveola (Linnaeu

s, 176

6)canário

‐da‐terra‐verdadeiro

Saffron

Finch

Rx

Volatin

ia jacarin

a (Linnaeu

s, 176

6)tiziu

Blue

‐black Grassqu

itR

xx

Sporop

hila lineola (Linnaeu

s, 175

8)bigodinh

oLine

d Seed

eater

Rx

Sporop

hila nigricollis

(Vieillot, 182

3)baiano

Yellow‐bellied Seed

eater

Rx

xSporop

hila albog

ularis (Spix, 182

5)golinho

White‐throated Seed

eater

R, E

xx

Sporop

hila bou

vreuil (Statiu

s Muller, 17

76)

cabo

clinho

Coop

er Seede

ater

Rx

Sporop

hila leucop

tera

(Vieillot, 181

7)chorão

White‐bellied Seed

eater

Rx

Cardinalidae

Ridgw

ay, 190

1Cyan

oloxia brissonii (Lichten

stein, 182

3)azulão

Ultram

arine Grosbe

akR

xx

Fringillidae Leach, 182

0Euph

onia chlorotica (Linnaeu

s, 176

6)fim

‐fim

Purple‐throated Euph

onia

Rx

xEstrildidae

Bon

aparte, 185

0Estrilda astrild

(Linnaeu

s, 175

8)bico‐de‐lacre

Common

Waxbill

Rx

List

a de

ave

s da

Flor

esta

Nac

iona

l de

Con

tend

as d

o Si

ncor

áLE

GEN

DA

DO

STA

TUS:

R =

resid

ente

(evi

dênc

ias d

e re

prod

ução

no

país

disp

onív

eis)

; VN

= v

isita

nte

sazo

nal o

riund

o do

hem

isfér

io n

orte

; E =

esp

écie

end

êmic

a do

Br

asil.

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· REPÚBLICA FEDERATIVA DO BRASIL Presidente DILMA VANA ROUSSEFF Vice-Presidente MICHEL MIGUEL...

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