Faculdade de Saúde,Ciências Humanas e Tecnológicas – NOVAFAPIProfa. Adriana Nunes Pinheiro

ROTEIROS DE AULAS PRÁTICASROTEIROS DE AULAS PRÁTICAS

Teresina-PITeresina-PI

Aula Prática Nº 01Aula Prática Nº 01 : Estudo do Nervo e da Placa Motora : Estudo do Nervo e da Placa Motora

A. OBJETIVOSA. OBJETIVOSEsta aula objetiva estudar as propriedades dos nervos e suas conexões com os

tecidos musculares, os potenciais de repouso e de ação, a lei da integridade do nervo e a excitabilidade nervosa.

B. MATERIALB. MATERIALA) Material biológico

- Rã (Rana sp.).B) Reagentes e equipamentos

- Estimulador;- Material cirúrgico e linhas;- Seringa ( 3 ml );- Cloreto de sódio;- Vidro de relógio;- Ringer.

C. PROCEDIMENTOS CIRÚRGICOS: C. PROCEDIMENTOS CIRÚRGICOS: Anestesia e preparo cirúrgico do animal1. Segure o animal com a mão esquerda, deprimindo-lhe a cabeça com o II e III

quirodáctilos. Em seguida localize a linha mediana do dorso a articulação atlo-occipital. Introduza neste ponto a agulha para a plicação do anestésico (0,5 mL de Xilocaína 2%) no canal vertebral;

2. Fixar o animal em decúbito dorsal na prancha de cortiça;3. Preparar cirurgicamente uma das patas posteriores do animal, como segue:

- Fazer uma incisão circular ao nível da articulação coxo-femural;- Disseque e retire a pele expondo a musculatura da coxa e perna,

isolando bem o gastrocnêmio;- Prenda o tendão de Aquiles com um fio e corte o tendão distalmente à

ligadura;- Coloque a preparação sobre a prancha de cortiça do miógrafo e

mantenha o conjunto umedecido com a solução de Ringer;- Prenda o joelho da pata dissecada na prancha de cortiça do miógrafo;- Amarre na alavanca do miógrafo o fio preso ao tendão de Aquiles;- Ajuste a pena inscritora ao papel do quimógrafo de forma a obter um

bom registro das contrações musculares.

D. PROCEDIMENTOS EXPERIMENTAISD. PROCEDIMENTOS EXPERIMENTAIS

1- Estímulo químico: coloque sobre um músculo da coxa uma pequena porção de cloreto de sódio e observe as contrações (fasciculações). Lave com bastante Ringer;

2- Estímulo elétrico: com o estimulador elétrico, partindo do ponto de voltagem mínima, aplique um estímulo mínimo sobre o nervo ciático. Não ocorrendo resposta aumente a intensidade do estímulo. Repita este procedimento até alcançar o limiar de excitabilidade do nervo (quando ocorrer contração do gastrocnêmio);

3- Usando o mesmo procedimento do ítem 2, estimular estimular diretamente o músculo e verificar o seu limiar de excitabilidade, comparando-o ao do nervo;

2

4- Efeito da somação temporal de estímulos sublimiares: verifique novamente o limiar de excitabilidade do músculo. Reduza discretamente a intensidade do estímulo e aplique estímulos sublimiares isolados. Verifique se há resposta contrátil. Aplique os mesmos estímulos com freqüência elevada (estimulação tetanizante) e veja se ocorre contração muscular;

5- Repita o procedimento do ítem 4 estimulando o nervo ciático;

6- Fenômeno da escada: após um repouso muscular de 3 minutos, aplique estímulos máximos isolados de 2 em 2 segundos, durante 20 segundos;

7- Tetania: após um repouso muscular de 3 minutos, aplique sobre o músculo estímulos máximos com freqüência elevada (estimulação tetanizante) para obtenção de uma contração tetânica perfeita. Em seguida estimule o músculo com freqüência mais baixa para obter a tetania imperfeita;

8- Fadiga de transmissão: prenda um fio duplo em torno da base da coxa para bloquear a circulação. Em seguida, faça a estimulação máxima do nervo ciático até o gastrocnêmio deixe de contrair (fadiga de transmissão). Comprove isso estimulando diretamente o músculo;

9- Fadiga de contração: repita o procedimento anterior estimulando diretamente o músculo até que este não mais responda.

3

Aula Prática Nº 2:Aula Prática Nº 2: Ações Reflexas Somáticas na Espécie Humana. Ações Reflexas Somáticas na Espécie Humana.

A. OBJETIVOA. OBJETIVO

Estudar algumas manifestações reflexas (atos reflexos) somáticas.

É importante que se conheça os reflexos observados em condições normais no ser humano quando determinados estímulos são aplicados em partes específicas de seu corpo. Se uma resposta normal é obtida, indica que as estruturas do correspondente arco reflexo (receptor, via aferente, centro de integração, neurônio eferente e efetuador) estão intactas. Os atos reflexos podem se mostrar exacerbados, discretos ou ausentes. A ausência temporária ou as alterações temporárias da resposta reflexa não devem ser encaradas de imediato como resultantes de uma patologia afetando componentes do arco reflexo. Podem significar, em muitos casos, a simples predominância de influências “facilitatórias” ou “inibitórias” de estruturas superiores do sistema nervoso sobre o centro de associação de determinado arco reflexo.

Muitas atividades coordenadas por setores mais “inferiores” do sistema nervoso, podem ser modificadas consciente ou inconscientemente por estruturas mais “superiores”. Desta forma, quando reflexos estão sendo testados, convém que a pessoa sob observação fique à vontade e com a atenção voltada para algo “distante”.

I – Reflexos SomáticosI – Reflexos Somáticos

1. Reflexo Plantar: esfregue a ponta de um objeto (lápis, chave etc.) ao longo da planta do pé, próximo ao lado medial. Qual a resposta observada? Como se chama o tipo extensor do reflexo plantar? Seu aparecimento no adulto indica o quê?

2. Reflexo Corneal: toque a córnea gentilmente com a ponta de um lenço de papel (aproxime-o pelo lado). Qual o resultado? Toque agora a esclerótica e compare as respostas reflexas. Qre importâncias práticas tem o reflexo corneal?

Obs.: os dois reflexos acima são reflexos somáticos superficiais.

3. Reflexo Patelar: percuta o ligamento patelar (logo abaixo da rótula) com um martelo de borracha. A pessoa deve estar sentada de forma que as pernas balancem livremente. Faça a pessoa agarrar fortemente os punhos e puxá-los em sentidos opostos (manobra de Jendrassik), pesquise o reflexo com e sem a manobra e observe as respostas.

4. Reflexo Aquileu: com o martelo de borracha faça ligeira percussão sobre o tendão de Aquiles. A pessoa deve estar com os joelhos apoiados sobe uma cadeira de forma que o pé relaxe livremente. Repita no outro membro.

5. Reflexo Tricipital: bata com o martelo de borracha sobre o tendão de inserção do tríceps braquial, a 2 cm do cotovelo. A pessoa deve estar com o braço repousando sobre uma das mãos do examinador de forma que o antebraço balance livremente.

ObservaçõesObservações

4

a) O reflexo desencadeado pelo estiramento discreto de um músculo esquelético qualquer é conhecido como reflexo miotático ou de estiramento. A resposta reflexa sempre será a contração subsequente do músculo estimulado. O que é o reflexo miotático inverso?

b) Os reflexos tendinosos são também chamados reflexos profundos.

Aula Prática Nº 3Aula Prática Nº 3: Reflexos Autônomos na Espécie Humana.: Reflexos Autônomos na Espécie Humana.

II. Reflexos Viscerais:II. Reflexos Viscerais:

Na manutenção da constância do meio interno (homeostase), a participação integrada de vários sistemas orgânicos é evidente. Entretanto dois desses sistemas se destacam: sistema endócrino e sistema nervoso visceral (SNA simpático e parassimpático). Este manifesta suas ações através de uma grande variedade de reflexos envolvendo a participação de praticamente todos os setores do organismo. Procura-se demonstrar a seguir alguns desses reflexos.

1. Reflexo fotomotor : solicite que um aluno olhe um ponto iluminado (janela ou lâmpada). Verifique no centro da íris o diâmetro da pupila em cada olho. Peça-lhe que cubra os olhos com as mãos durante cerca de 10 segundos, não deixando penetrar luz entre os dedos nem comprimindo os globos oculares (os olhos permanecerão abertos e o aluno continuará como que “olhando” o tal “ponto iluminado”). Ordene então que ele retire uma das mãos e, na mesma fração de segundo, olhe o que acontece com o diâmetro da pupila recém descoberta. Midríase ou miose? Repita o mesmo procedimento observando agora o outro olho. Este é o reflexo fotomotor direto ou à luz direta.

Obs.: Para saber o que se passa com a pupila do olho que em cada experiência não está recebendo luz, pesquise o reflexo fotomotor consensual conforme o seguinte procedimento: com uma lanterna faça incidir luz em apenas um dos olhos do examinado e, enquanto parte do grupo verifica o diâmetro da pupila do olho iluminado (reflexo fotomotor direto), parte verifica o diâmetro da pupila do olho oposto (reflexo fotomotor consensual).

2. Reflexo bradicárdico : os alunos determinarão a freqüência cardíaca palpando os pulsos das artérias radiais do grupo, por 30 segundos. Em seguida o examinado mergulhará a face em uma bacia com água um pouco fria, durante 15 segundos. Após isto, aguardar 5 segundos e, da mesma forma anterior, determinar novamente a freqüência de pulso por 30 segundos.

Observações:Observações:

a) Para facilitar a determinação da freqüência de pulso durante o mergulho, os examinadores devem permanecer palpando os pulsos radiais mesmo enquanto o cobaio estiver com a face submersa.

b) Solicite os dados das outras equipes e faça então a média das freqüências cardíacas ( freqüência de pulso) antes e depois do mergulho.

Obs.: Quando da confecção do relatório, deverão ser consultados textos de Neuroanatomia no sentido de facilitar a identificação das estruturas (receptor, vias , centros e efetuadores) acionados nos reflexos somáticos e viscerais estudados, é obrigatório. Outro aspecto que não pode ser esquecido é o de que

5

cada resultado deve ser analisado com a maior profundidade possível antes de se emitir qualquer conclusão.

Aula Prática Nº 4Aula Prática Nº 4: Registro e Interpretação de um Eletrocardiograma: Registro e Interpretação de um Eletrocardiograma

A. OBJETIVOA. OBJETIVO

As fibras miocárdicas se despolarizam e repolarizam periodicamente. Estes processos se manifestam, na superfície corporal, como diferenças de potencial variáveis, cujo registro constitui o eletrocardiograma. A prática médica utiliza o eletrocardiograma como auxiliar para o diagnóstico. Entretanto, esta visão não é a única possível: essas diferenças de potencial registradas no eletrocardiograma são expressões de processos fisiológicos, que podem e devem ser examinados sem qualquer referência imediata a seu uso clínico. 

B. MATERIAL NECESSÁRIO

1. Eletrocardiógrafo com seus cabos (cabo de força, cabo de paciente e cabo de terra) e papel de registro suficiente. 2. Eletrodos dos membros (4 unidades). 3. Eletrodo pré-cordial. 4. Algodão hidrófilo. 5. Álcool etílico hidratado. 6. Pasta condutora para eletrocardiografia. 7. Cadeira tipo "Soneca". 8. Cesto de lixo. 9. Tesouras para papel.10. Frascos de cola para papel. 11. Caneta hidrocor para marcar os locais das dervações pré-cordiais.12. Formulários para colar os registros.13. Bandeja com água para enxaguar os eletrodos e as braçadeiras.14. Figuras que mostram as posições dos eletrodos. 

 

C. PROCEDIMENTOC. PROCEDIMENTO

C1. Instalação e verificação do eletrocardiógrafoC1. Instalação e verificação do eletrocardiógrafo

1. Conectar o cabo de paciente no eletrocardiógrafo.2. Assegurar-se que a chave principal REDE-DESL-PILHA esteja na posição DESL.

3. Conectar o eletrocardiógrafo a terra (fio de terra).

4. Informar-se da voltagem de alimentação do eletrocardiógrafo (escrita na etiqueta, 110 ou 220 volt).

6

5. Conectar o eletrocardiógrafo na tomada correspondente à voltagem de alimentação (110 ou 220 volt).

6. Colocar o SELETOR DE DERIVAÇÃO em posição CAL. Pressionar as teclas PROT e N.

7. Ligar o eletrocardiógrafo, colocando a chave REDE-DESL-PILHA na posição REDE.

8. Pressionar a tecla OBSV.

9. Centrar o ponteiro registrador com o controle POSIÇÃO.

10.Pressionar intermitentemente a tecla CAL para verificar que 1 mV se registra como 1 cm.

11.Acionar o avanço do papel, pressionando a tecla REG. Enquanto o papel está avançando, pressionar intermitentemente a tecla CAL, para verificar que 1 mV se registra como 1 cm. Parar o avanço do papel pressionando PROT. Não gastar mais de 10 cm de papel para esta etapa.

12.O aparelho estará pronto para obtenção do eletrocardiograma.

C2. Obtenção do eletrocardiogramaC2. Obtenção do eletrocardiograma

2. O paciente deverá estar calmo e deitado.3. Limpar usando algodão molhado com álcool os locais de aplicação dos

eletrodos.

- RA: Right arm (braço direito: BD)

- LA: Left arm (braço esquerdo: BE)

- RL: Left leg (perna direita: PD)

- LL: Left leg (perna esquerda: PE)

4. Identificar os locais da superfície torácica nos quais será colocado o eletrodo pré-cordial e marcá-los com a caneta hidrocor.

- C: “precórdio” (de V1 a V6)5. Aplicar pasta para eletrodo em cada eletrodo dos membros e fixá-lo com uma

braçadeira elástica no local correspondente – ver figura abaixo.

7

Guy

ton

– 10

ª ed

ição

(G

. Koo

gan)

Convenção de cores

- vermelhovermelho : braço direito- pretopreto : perna direita- amareloamarelo : braço esquerdo- verdeverde : perna esquerda

6. Conectar os pinos do cabo de paciente nos eletrodos dos membros, respeitando o código de cores – ver quadro acima.

7. Selecionar, mediante o SELETOR DE DERIVAÇÃO, a derivação desejada.

8. Pressionar a tecla OBSV e centralizar o traçado mediante o controle POSIÇÃO, se necessário. Se for observada vibração excessiva do ponteiro, pressionar imediatamente PROT e determinar a causa.

9. Fazer avançar o papel pressionando a tecla RGST.

10. Registrar as outras derivações dos membros, escolhendo-as mediante o SELETOR DE DERIVAÇÃO.

11. Parar o registro pressionando PROT.

12. Para registrar as derivações pré-cordiais, conectar o pino do cabo azul no eletrodo pré-cordial e colocar o eletrodo na posição correspondente do tórax.

13. Pressionar a tecla OBSV e centralizar o traçado mediante o controle POSIÇÃO, se necessário. Se for observada vibração excessiva do ponteiro, pressionar imediatamente PROT e determinar a causa.

14. Fazer avançar o papel pressionando a tecla RGST.

15. Parar o registro pressionando PROT.

16. Repetir para as outras derivações pré-cordiais.

17. Desligar o eletrocardiógrafo, colocando a chave REDE-DESL-PILHA em DESL.

► Uma vez dominada a técnica, registrar o ECG nas derivações clássicas do plano frontal (derivações dos membros):

a) bipolares – derivação 1 (D1), derivação 2 (D2) e derivação 3 (D3)b) unipolares – aVR (derivação aumentada do braço direito), aVL (derivação

aumentada do braço esquerdo) e aVF (derivação aumentada da perna esquerda).

► Registrar o ECG nas derivações unipolares do plano transversal (derivações precordiais): V1, V2, V3, V4, V5 e V6.

C3. Cuidados pós o exameC3. Cuidados pós o exame

1. Desconectar os cabos (pinos) dos eletrodos.

8

2. Retirar os eletrodos, soltando as braçadeiras elásticas.

3. Colocar os eletrodos e as braçadeiras em bandeja com água e enxaguá-los.

4. Deixar secar os eletrodos e as braçadeiras, expostos ao ar sobre papel.

 

D. PRINCÍPIOS PARA A INTERPRETAÇÃO DO ELETROCARDIOGRAMAD. PRINCÍPIOS PARA A INTERPRETAÇÃO DO ELETROCARDIOGRAMA

D1. Estudo do ritmo cardíacoD1. Estudo do ritmo cardíaco

- Reconhecer a onda P, o grupo QRS e a onda T em um eletrocardiograma normal, estabelecendo sua correlação com os processos bioelétricos no miocárdio de trabalho;

- Reconhecer o segmento PQ, o segmento ST e o segmento intermediário, no eletrocardiograma normal, estabelecendo sua correlação com os processos bioelétricos no miocárdio de trabalho;

- Definir o intervalo PQ, determinar sua duração em um eletrocardiograma e citar as estruturas que se despolarizam durante esse intervalo;

- Determinar a frequência cardíaca por meio do eletrocardiograma;- Determinar o ritmo do coração (sinusal ou não).

Aula Prática Nº 05Aula Prática Nº 05: Fonocardiografia: Fonocardiografia

A. INTRODUÇÃOA. INTRODUÇÃONo ciclo cardíaco, diferentes eventos produzem sons característicos que podem

ser percebidos durante o procedimento de auscultação. Por detectar alguns problemas cardíacos, este procedimento é muito importante na clínica médica, pois a alteração dos sons normais do coração, conhecidos como bulhas cardíacas, dão um indício clínico de anormalidade.  B. OBJETIVOB. OBJETIVO

Esta aula tem por objetivo apresentar ao aluno a fisiologia da geração das bulhas cardíacas e iniciá-los quanto às áreas de ausculta das válvulas cardíacas no tórax. C. MATERIALC. MATERIAL

- Estetoscópios 

9

D. PROCEDIMENTOSD. PROCEDIMENTOS- Aplicar a membrana do estetoscópio sobre cada foco de ausculta e observar: . número, intensidade e altura das bulhas; . grande e pequeno silêncios; . freqüência e ritmo cardíacos.- FOCOS PRIMÁRIOS PARA AUSCULTA CARDÍACA :

1. FOCO MITRAL : localizado entre o 4º e 5º espaço intercostal esquerdo (ictus cordis), entre a linha mamilar e para-esternal a cerca de 8cm da linha mediana anterior.

2. FOCO TRICÚSPIDE : localizado no segmento inferior do esterno, junto à base do apêndice xifóide.

3. FOCO PULMONAR : localizado na extremidade esternal do 2º espaço intercostal esquerdo, junto à borda esternal.

4. FOCO AÓRTICO : localizado na extremidade esternal do 2º espaço intercostal direito, junto à borda esternal.

- Fazer ausculta em repouso e após 2 minutos de exercício leve.

OBSERVAÇÕES: - A ausculta feita por estetoscópio (ausculta mediata) ou com o ouvido

aplicado sobre a região precordial (ausculta imediata);- Para melhor ausculta das bulhas o aluno voluntário deve fazer breves

apnéias;- Certas distorções das bulhas cardíacas chamam-se sopro.

Aula Prática Nº 06Aula Prática Nº 06: Pressão Sangüínea Arterial no Homem: Pressão Sangüínea Arterial no Homem

A. INTRODUÇÃOA. INTRODUÇÃO

O bombeamento cardíaco é responsável pela produção de pressão no sistema circulatório. Durante sua fase sistólica o coração normal de um jovem adulto exerce uma pressão de 120 mm Hg nos vasos aórticos. Já na fase diastólica, quando o músculo inicia seu relaxamento, a máxima pressão exercida é de 80 mm Hg.

A determinação da pressão sangüínea constitui parte do padrão universal do exame físico. É com base nela que se elaboram muitos diagnósticos, concedem-se ou recusam-se seguros de vida, fazem-se prognósticos e avaliam-se tratamentos.

B. OBJETIVOSB. OBJETIVOS

Esta aula tem por objetivos:

10

1. Determinar a pressão sangüínea arterial no homem, mediante método indireto, em distintas situações.

2. Verificar a freqüência cardíaca através do pulso radial, bem como o ritmo (rítmico ou arrítimico) e amplitude (forte ou fraco).

C. MATERIALC. MATERIAL

- Material Biológico: ser humano- Equipamentos: colchão, esfignomanômetro, estetoscópio e manguito

D.D. PROCEDIMENTOS PROCEDIMENTOS

1ª Etapa: método palpatório

- Colocar o manguito desinflado no braço de modo que o bordo inferior do mesmo esteja 2-3 cm da dobra do cotovelo;

- Palpar o pulso da artéria radial ao nível da extremidade distal do rádio;

- Inflar o manguito a 200 mmHg;

- Desinflar lentamente o manguito e verificar o nível onde o ponteiro do manômetro começa a oscilar. A pressão lida neste momento será a pressão sistólica (ÚNICA PERCEPTÍVEL NESTE MÉTODO).

2ª Etapa: método auscultatório

- Determinar a PSA nas posições sentado, deitado, em pé e após a realização de exercício (correr durante alguns minutos);

- Posicionar o manguito desinflado na parte superior do braço (COMO DESCRITO ANTERIORMENTE);

- O estetoscópio deve se posicionado no antebraço sobre a artéria braquial;

- Sem insuflar o manguito tente verificar a existência de algum som ou ruído.

- Obstruir a artéria braquial insuflando o manguito a 200 mmHg;

- Após insuflar o manguito tente verificar a existência de algum som ou ruído.

- Diminuir gradualmente a pressão do manguito;

- Atenção : Ler no manômetro a pressão equivalente ao primeiro som de batida (SISTÓLICA) e ao momento em que ele deixa de ser ouvido ou o som torna-se grave (DIASTÓLICA).

3ª Etapa: medida do pulso arterial

Determinar a freqüência cardíaca através do pulso radial nas posições sentado, deitado, em pé e após a realização de exercício.

Observações gerais:

11

1. Na primeira hora da prática todos os alunos deverão exercitar ao máximo as medições do pulso e pressão arterial;

2. Aguardar pelo menos 2 min para fazer medições em novas posições após exercício;

3. Na segunda metade da prática, serão preenchidos os quadros seguintes usando para isso 2 alunos a cada grupo (1 homem e 1 mulher);

PULSO (bpm) PRESSÃO ARTERIAL (mmHg)Freqüência Amplitude Ritmo Palpatório Auscultatório

ALUNO M F M F M F M F M F

Posição ortostática

/ // /

Decúbito dorsal

/ // /

APÓS 5 MINUTOS DE EXERCÍCIOPULSO (bpm) PRESSÃO ARTERIAL (mmHg)

Freqüência Amplitude Ritmo Palpatório Auscultatório

ALUNO M F M F M F M F M F

Posição ortostática

/ // /

ObservaçãoObservação

Classificação diagnóstica da hipertensão arterial (>18 anos). III Consenso Brasileiro de Hipertensão Arterial, 1998. (III CBHA)

Pressão Arterial (mm Hg)  ClassificaçãoDiastólica Sistólica

<85 <130 Normal

85-89 130-139 Normal Limítrofe

90-99 140-159 Hipertensão Leve (estágio 1)

100-109 160-179 Hipertensão Moderada (estágio 2)

>110 >180 Hipertensão Grave (estágio 3)

<90 >140 Hipertensão Sistólica Isolada

Aula prática Nº 07Aula prática Nº 07: Estudo da Circulação nos Pequenos Vasos e: Estudo da Circulação nos Pequenos Vasos e Capilares no Mesentério de RãCapilares no Mesentério de Rã

 A.A.   OBJETIVOS OBJETIVOS:  Estudar o efeito de alguns neurotransmissores no fluxo sangüíneo periférico de rã. 

12

B. MATERIALB. MATERIALSoluções e equipamentos:

- Xilocaína 2%- Adrenalina- Acetilcolina - Atropina - Ringer- Microscópio- Prancha de cortiça- Material cirúrgico

 C. PROCEDIMENTO CIRÚRGICOC. PROCEDIMENTO CIRÚRGICO

- As rãs são anestesiadas com Xilacaína ( solução a 2% ) ou equivalente, inoculada no saco linfático dorsal;

- Colocar e fixar o animal na prancha de cortiça especial, decúbito dorsal;- Abrir na parte lateral do abdômen uma incisão de 1 a 2 cm, com cuidado para

não secionar alguma alça intestinal;- Pela abertura feita, exteriorize o intestino delgado e escolha uma alça intestinal

suficientemente grande para cobrir a janela da prancha;- Disponha a alça sobre o rebordo do orifício da prancha, sem forçar

demasiadamente, para não danificar a circulação;- Fixar a alça com auxílio de alfinetes, que atravessam o bordo da túnica

intestinal;- Coloque a prancha sobre a platina microscópica e faça que coincidam as duas

aberturas;- Em intervalos, umedeça ligeiramente o mesentério com solução de Ringer.

 D. OBSERVARD. OBSERVAR

- Os vasos: arteríolas, metarteríolas, capilares e vênulas;

CRITÉRIOS: . Pulsatividade do fluxo . Sentido do fluxo sangüíneo nas bifurcações e espessura das paredes do vaso

- O calibre desses vasos em resposta a adrenalina, acetilcolina e atropina. Colocar uma gota de neurotransmissor e observar na objetiva (Lavar com solução de Ringer após cada aplicação).

Aula Prática Nº 08Aula Prática Nº 08 : Propriedades Funcionais do Coração : Propriedades Funcionais do Coração

A. INTRODUÇÃO A. INTRODUÇÃO A fisiologia cardiovascular estuda a interação entre o sistema circulatório e o

coração. Podemos considerar a existência de dois corações, um direito composto pelo átrio e ventrículo direito, que bombeia sangue para os pulmões (circulação pulmonar), e o coração esquerdo, composto pelo átrio e ventrículo esquerdo, que bombeiam sangue

13

para a circulação sistêmica. O músculo cardíaco por sua vez, também pode ser considerado com músculo atrial e músculo ventricular, já que estão separados por um septo de tecido fibroso. O miocárdio com um todo apresenta características similares as do músculo esquelético e outras características peculiares, como automatismo e atividade sincicial. B. OBJETIVOB. OBJETIVO

Serão estudados, no coração da rã (Rana cateisbiana), alguns aspectos das quatros propriedades fundamentais do miocárdio: automatismo, excitabilidade, condutibilidade e contratilidade. C. PROCEDIMENTO CIRÚRGICOC. PROCEDIMENTO CIRÚRGICO- Imobilizar a rã e anestesiá-la como já descrito;- Com o animal em decúbito dorsal, abrir o tórax (primeiro a pele, e depois a

musculatura contornando o osso externo) extirpando o externo e cortando suas conexões com as clavículas (use a tesoura maior).

- Expor o coração, seccionando cuidadosamente, o pericárdio.- Importante: não manuseie o coração com instrumentos metálicos, pois isto pode

provocar despolarização nas fibras musculares. D. OBSERVAÇÕES PRELIMINARES D. OBSERVAÇÕES PRELIMINARES Observe os batimentos do coração em sua posição normal.

- Identifique as câmaras cardíacas. Qual é a seqüência das contrações? E. PROCEDIMENTOS EXPERIMENTAISE. PROCEDIMENTOS EXPERIMENTAIS1- Zona de Automatismo : tem a capacidade celular de gerar estímulos. A zona de automatismo possui freqüência mais alta, passa a comandar a ativação cardíaca submetendo a excitação de todas as fibras ao seu próprio ritmo. Torna-se assim, o marca-passo cardíaco propriamente dito. A freqüência das zonas de marca-passo pode ser alterada por modificações das concentrações de íons, temperatura e especialmente pelo sistema neurovegetativo (adrenalina e acetilcolina ).Identifique o marca - passo cardíaco do coração da rã. Para tanto observe cuidadosamente a seqüência de batimentos. 2- Efeito da temperatura e do sistemas simpático e parassimpático. Goteje a solução Ringer à 25º C sobre o coração. Observe a freqüência e amplitude da atividade cardíaca.

3- Estímulos químicos- Coloque 3 gotas de Adrenalina (1:1000) - Observe a freqüência cardíaca após cada estímulo.- Faça o mesmo com 3 gotas de Acetilcolina ( 0,1% ) - Faça o mesmo com 3 gotas de Atropina ( 1 mg/ml ) + 3 gotas de Acetilcolina- Faça o mesmo com 3 gotas de Atropina e após aplique estímulo no vago

OBS.: Sempre banhar o coração com Ringer entre as etapas.

Aula Prática Nº 09Aula Prática Nº 09: Pressão Sangüínea Arterial no Cão: Pressão Sangüínea Arterial no Cão

A. OBJETIVOSA. OBJETIVOS: verificar os mecanismos de regulação da pressão arterial em cão.       A1.  PROCEDIMENTOS PRELIMINARES:

14

- Pesar o cão e anestesia-lo com pento barbital sódico intravenoso (30 mg/kg) ou tio nembutal (30 mg/kg ) – injetar lentamente.

- Inserir uma cânula na traquéia.- Dissecar as veias e artérias femurais, os nervos vagos e as artérias carótidas

comuns (de ambos os lados).- Montar o registro da pressão da artéria femural de um lado (expor 5 cm da

artéria, ligando os ramos colaterais dessa região e introduzir na artéria uma cânula ligada ao monômetro de mercúrio).

- Registrar a pressão arterial durante 60 segundos antes e depois de cada experiência, o que servirá de controle.

- Contar o número de batimentos do coração antes e no decorrer de cada experiência.

A2. PROCEDIMENTO EXPERIMENTAL:- Efeito da posição do animal sobre sua pressão arterial: elevar rapidamente a

parte traseira do animal (30 cm), deixando por 1 minuto nesta posição. Observar o efeito. Em seguida, elevar rapidamente a parte dianteira do animal. Observar o efeito.

- Efeito da Pressão nos seios carotídeos do cão: pressionar os seios carotídeos do cão com os polegares. Para potencializar os efeitos da compressão, comprimir concomitantemente os globos oculares.

- Efeitos da Pressão Pleural Alta (Experiência de Valsalva): Ao final de uma inspiração, obstruir a traqéia e aplicar forte pressão manual sobre o tórax, durante 30 a 60 segundos e observar os efeitos.

- Efeitos da Adrenalina: Injetar rapidamente na veia femural (usar a veia do lado oposto em que está sendo registrada a pressão (adrenalina 100 mg/ml). Observar os efeitos. Aguardar a normalização da pressão.

- Efeitos da Acetilcolina: Injetar na veia femural, acetilcolina (100 mg/ml). O coração deverá tornar-se mais lento e a pressão arterial cairá. Se não obtiver resultados, repetir a injeção com doses três vezes maior. Aguardar a normalização da pressão.

- Efeito da Oclusão das Carótidas Comuns: Faça o registro controle. Com a pinça arterial ocluir a carótida esquerda durante 1 minuto. Observar o efeito. Com a carótida esquerda ainda ocluida, pinçar a carótida direita. Observar o efeito. Retirar a pinça da carótida direita (mantendo-se o pinçamento da esquerda, observar o efeito por 2 minutos). Retirar a pinça da carótida esquerda e observar o efeito. Aguardar a normalização da pressão.

- Efeitos da Atoropina: Injetar atropina na veia femural. Depois de 1 a 2 minutos anotar os efeitos sobre o numero de batimentos cardíacos e a pressão arterial. Repetir a injeção de acetilcolina e adrenalina como nos ítens C e B.

- Efeitos da Dopamina: fazer injeção intravenosa de Dopamina (40µg/Kg/min).

BB. RESULTADOS. RESULTADOS

Tipo de Experiência Freq.Card. Pressão Arterial (mm Hg)

15

(bat./min)

A. Posição do cão

Controle

Levantar a traseira

Controle

Levantar a dianteira

B. Pressão nos seios carotídeos

Controle

Pressão

C. Experiência de Valsalva

Controle

   

Pressão pleural aumentada

   

D. Adrenalina

Controle

   

Após injeção de adrenalina

   

E. Acetilcolina

Controle

   

Após injeção de acetilcolina

   

F. Pinçamento das carótidas

Controle

   

Carótida esquerda

   

Controle

   

Carótida direita

   

Controle

   

16

Direita/Esquerda

   

G. Pinçamento da artéria femural

Controle  

 

Após pinçada

   

H. Atropina

Controle  

 

Após injeção de atropina

   

Após injeção de acetilcolina

   

Após injeção de adrenalina

   

Aula Prática Nº 10Aula Prática Nº 10: Mecânica Respiratória: Mecânica Respiratória

A. OBJETIVOA. OBJETIVO: demonstrar em que consiste, do ponto de vista físico, as fases do ciclo respiratório (inspiração e expiração).

B. PROCEDIMENTOB. PROCEDIMENTO: utilizando o conjunto “caixa torácica-pulmões artificial”, realizar os seguintes experimentos:

a. Simular um ciclo respiratório através da “contração” e “relaxamento” do “diafragma”. Observe atentamente tudo o que se passa no que se refere a: volume da caixa torácica, pressão interpleural, volume pulmonar, pressão intrapulmonar e fluxo de ar. Esta observação facilitará a confecção do relatório quanto aos gráficos solicitados;

b. ocluir a “traquéia” e repetir o experimento anterior;c. Adapte uma seringa à “traquéia” e injete pequena quantidade de ar. Em seguida

oclua momentaneamente a “traquéia” enquanto retira a seringa. Desobstrua a “traquéia” e observe que os pulmões, em função de sua própria elasticidade, retornam às dimensões de repouso expulsando o ar passivamente (em repouso a expiração é passiva);

Obs.: Cada experiência deve ser repetida e analisada várias vezes no sentido de possibilitar o entendimento da mecânica da respiração normal (item “a”), de uma obstrução das vias respiratórias (item “b”) e de um tipo de respiração artificial (item “c”).

17

Aula Prática Nº 11Aula Prática Nº 11: Pneumografia no Homem: Pneumografia no Homem

A. OBJETIVOA. OBJETIVOEste estudo objetiva a verificação do ritmo respiratório humano e os efeitos de

fatores que interferem no ritmo normal.

B. MATERIAISB. MATERIAISA. Material biológico: - ser humanoB. Equipamento:

- Pneumógrafo com válvula de Verdin - Quimógrafo - Tambor de Marey - Copo com água.

C. PROCEDIMENTOS C. PROCEDIMENTOS - Meça o contorno do tórax de um aluno (sem camisa) 5 cm acima do apêndice

xifóide. Faça a mesma mensuração na inspiração e expiração;- Meça a circunferência abdominal na inspiração e expiração; Interprete os

resultados analisando as variações de diâmetro verificadas;- Use o estetoscópio sobre a traquéia para ouvir os sons traqueal e bronquial;- Aplique o estetoscópio numa região do tórax (5º espaço intercostal direito) para

ouvir o som ou murmúrio vesicular. Discuta com os colegas se esses sons são inspiratórios, expiratórios ou ambos;

- Coloque o Pneumógrafo ao redor do tórax do aluno na região supradiafragmática (se for feminino, o Pneumógrafo deverá ser colocado na parte superior do tórax ).

1. RITMO NORMAL DA RESPIRAÇÃO

18

- Fazer um registro da respiração normal em posição sentada por 15 seg. OBS.: O aluno deverá respirar normalmente.- Observar o gráfico e indicar as fases da respiração no gráfico.

2. INTERFERÊNCIA DA POSIÇÃO NO RITMO RESPIRATÓRIO- Fazer registro do ritmo respiratório nas seguintes posições: deitado, sentado e

de pé (seguindo essa ordem), por um minuto em cada posição;- Repetir a experiência com outros componentes do grupo e comparar os

resultados

3. INIBIÇÃO DA RESPIRAÇÃO- Fazer um traçado da respiração normal durante 15 seg;- Após isso, o aluno deverá beber um copo com água sem parar, continuando o

traçado por 15 seg;- Observar o gráfico e indicar as fases da respiração no gráfico.

4. EFEITO DO EXERCÍCIO SOBRE A RESPIRAÇÃO- Fazer um traçado da respiração normal durante 15 seg;- Desconectar o Pneumógrafo do Quimógrafo;- O aluno deverá correr com o Pneumógrafo no tórax durante 2 minutos, fora do

laboratório;- Conectar o Pneumógrafo e registrar logo após o exercício, o ritmo respiratório

por 15 seg. na posição sentado;- Comparar o ritmo respiratório e contar a freqüência antes e após o exercício.

5. EFEITO DO CO2 SOBRE A RESPIRAÇÃO- Solicite que um aluno voluntário em repouso inspire e expire dentro de um saco

plástico (1 a 2 minutos);- Observe as alterações na amplitude e freqüência respiratória (medir a cada 15

segundos) nos 2 minutos seguintes;

6. EFEITO DE UMA APNÉIA VOLUNTÁRIA- Registre uma respiração tranqüila (repouso);- Solicite do aluno voluntário que faça uma inspiração profunda e em seguida

permaneça sem respirar o tempo que suportar;- Registre até normalizar.

7. EFEITO DE UMA HIPERPNÉIA VOLUNTÁRIA- Registre uma respiração tranqüila (repouso);- Solicite do aluno voluntário que inspire e expire rapidamente por 30s, deixando a

respiração normalizar involuntariamente em seguida;- Registre até normalizar.

8. EFEITO DE OUTRAS INTERFERÊNCIAS- Sorrir, tossir, ler alto, concentrar-se em um problema matemático e simular estar

fumando.

19

Aula Prática Nº 12Aula Prática Nº 12: Estimulação vagal e absorção intestinal no cão: Estimulação vagal e absorção intestinal no cão

A. OBJETIVOSA. OBJETIVOS: Estudar aspectos relativos à absorção intestinal de alguns nutrientes. Verificar o aumento da motilidade intestinal em decorrência da estimulação vagal.

B. PROCEDIMENTO EXPERIMENTALB. PROCEDIMENTO EXPERIMENTAL:1. Anestesiar o animal com tiobarbiturato de sódio ou thionembutal (25mg/Kg)

endovenoso (usar uma veia de uma das patas dianteiras)2. Fixar o animal na calha (decúbito dorsal), tendo o cuidado de colocar a língua

entre os dentes de um lado da boca para facilitar a respiração (se o animal estiver em apnéia, fazer massagem torácica);

3. Dissecar e canular a veia femoral para a manutenção da anestesia;4. Dissecar os nervos vagos através de incisão cervical mediana;5. Fazer incisão abdominal mediana ampla para exposição das alças intestinais.

Afaste lateralmente o epíplon;

Experiências:1. Verifique atentamente as alças intestinais por alguns segundos. Junte os nervos

vagos e estimule-os por 1 minuto. Observe as alças intestinais e identifique o(s) movimento(s) surgido(s);

2. Manuseando delicadamente as alça, localize o duodento. Faça uma dupla-ligadura logo abaixo da porção fixa do mesmo. (Não corte os fios para que eles possam servir de orientação mais tarde);

3. Meça 12 cm a partir desta dupla ligadura, impulsione o conteúdo intestinal no sentido oro-anal e faça dupla-ligadura. Está construída a 1ª bolsa. Siga o mesmo procedimento e construa as bolsas subseqüentes, num total de 06 (seis);

4. Após 60 minutos, recolher o material injetado, cortando a bolsa com tesoura;5. Meça os conteúdos das duplicatas e anote a média.

Quadro para coleta dos resultados

20

bolsa ConteúdoVolume injetado

(mL)

Volume recolhido

(mL)

Volume absorvido

(mL)

Vol. secretado

(mL)

Hora da injeção

Hora do recolhimento

ASolução de Ringer

BGlicose 5%

CSulfato de magnésio 25%

DGlicose 25%

EÓleo comestíves + água

FÓleo comestível + bile

GLeite

Aula Prática Nº 13Aula Prática Nº 13: Diurese aquosa no homem: Diurese aquosa no homem

AA. OBJETIVO. OBJETIVO: estudar a função renal, em especial o mecanismo de regulação da pressão osmótica do líquido extracelular (LEC).

B. PROCEDIMENTO:B. PROCEDIMENTO:

1. Ir ao sanitário e esvaziar totalmente a bexiga (todos os alunos devem fazê-lo imediatamente antes do início da aula).

2. Grupos de quatro alunos deverão se organizar, antes do início da aula, para composição de cada uma das seguintes equipes (se necessário, serão constituídos a critério da professora):

3. Os alunos das equipes A e B receberão água (15ml/Kg);

4. Os alunos da equipes B e D farão dois minutos de exercício moderado (duas voltas lentas em torno do bloco), no início do TE. Isto se repetirá a cada meia hora até o final do TE.

5. As coletas de urina serão efetuadas a cada 30 minutos a partir do início do TE, até que completem um total de 6 (seis). O início do TE será o momento em que simultaneamente os alunos das equipes A e B terminarem de ingerir sua água;

6. A cada coleta, os componentes de cada equipe medirão respectivamente os volumes urinados (usar becker e/ou proveta graduada) e recolherão em outra proveta um total de 28 ml de urina, ou sefa 7 ml por cada componente ( o resto, uma vez medido será jogado fora);

7. Somar os volumes urinados por cada componente, dividir por 4 e lançar o resultado (média ou VU) no quadro anexo;

21

8. A proveta com os 28 ml deverá ser levada ao laboratório para medida do pH médio, densidade média e verificação da coloração da urina da equipe;

9. Após as medições, colocar os 28 ml de cada em um tubo de ensaio para que, ao término do TE, seja observada a variação de coloração (tonalidade) da urina do TE (dará uma idéia da concentração da urina).

Quadro para coleta dos dados

Equipe A Equipe B Equipe C Equipe D

TempoVol. Urina (mL)

Densid. pHVol. Urina (mL)

Densid pHVol. Urina (mL)

Densid pHVol. Urina (mL)

Densid

pH

30’

60’

90’

120’

150’

180’

22