U.F.R.R.J. INSTITUTO DE ZOOTECNIA Efeito da Utilização do...

U.F.R.R.J.

INSTITUTO DE ZOOTECNIA

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ZOOTECNIA

Dissertação

Efeito da Utilização do Rotífero Enriquecido e Congelado

Brachionus plicatilis (O.F. Müller, 1786) na Alimentação de

Larvas do Camarão de Água Doce, Macrobrachium rosenbergii

(De Man, 1879)

Luciana Almada Thomaz

2002

UNIVERSIDADE FEDERAL RURAL DO RIO DE JANEIRO INSTITUTO DE ZOOTECNIA

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ZOOTECNIA

EFEITO DA UTILIZAÇÃO DO ROTÍFERO ENRIQUECIDO E CONGELADO Brachionus plicatilis (O.F. Müller, 1786) NA

ALIMENTAÇÃO DE LARVAS DO CAMARÃO DE ÁGUA DOCE, Macrobrachium rosenbergii (De Man, 1879)

Luciana Almada Thomaz

Sob a Orientação da Professora

Lídia Miyako Yoshii Oshiro

e Co-orientação do Professor

José Teixeira de Seixas Filho

Disserta submetida como requisito parcial para obtenção do grau de Mestre em Ciências no Programa de Pós-Graduação em Zootecnia, Área de Concentração em Produção Animal.

Seropédica Março de 2002

UFRRJ / Biblioteca Central / Divisão de Processamentos Técnicos

595.3 T458e T

Thomaz, Luciana Almada, 1974 Efeito da utilização do rotífero enriquecido e congelado Brachionus plicatilis (O. F. Müller, 1786) na alimentação de Larvas do camarão de água doce, Macrobrachium rosenbergii (De Man, 1879)/ Luciana Almada Thomaz. – 2002. 46f. :il., tab.,graf. Orientador: Lídia Miyako Yoshii Oshiro Dissertação (mestrado)- Universidade Federal Rural do Rio de janeiro, Instituto de Zootecnia. Bibliografia: f.34-46

Camarão de água doce- criação- Teses Animais-Alimentos- Teses. 3. Rotífero- Teses 4. Aquicultura- Teses I. Oshiro, Lídia Miyako Yoshii. II. Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro. Instituto de Zootecnia.

UNIVERSIDADE FEDERAL RURAL DO RIO DE JANEIRO INSTITUTO DE ZOOTECNIA PROGRAMA DE PÓS GRADUAÇÃO EM ZOOTECNIA

LUCIANA ALMADA THOMAZ Dissertação submetida como requisito parcial para obtenção do grau de Mestre em Ciências no Programa de Pós-Graduação em Zootecnia, Área de Concentração em Produção Animal. APROVADA EM 04/03/2002

______________________________________ Lídia Miyako Yoshii Oshiro. Dra. UFRRJ

(Orientadora)

______________________________________ José Teixeira de Seixas Filho. Dr. FIPERJ

______________________________________ Ângela Maria Quintão Lana. Dra. UFRRJ

_______________________________________ Marcelo Amaro Antonio Pinheiro. Dr. UNESP

AGRADECIMENTOS

A DEUS, NOSSO SENHOR JESUS CRISTO, SÃO MIGUEL, NOSSA SENHORA DAS GRAÇAS E A SÃO JORGE pela realização deste trabalho, força nos momentos mais difíceis, paz, humildade, saúde e ajuda diante dos problemas impossíveis à natureza humana solucionar.

A todas as forças espirituais pela proteção incansável e a constante presença nos momentos de solidão e alegria, me dando força para a realização deste sonho.

A LUZIA DA SILVA THOMAZ (vovó), LUCIMAR THOMAZ TEIXEIRA (titia), DEVANI CARVALHO TEIXEIRA e a todos os meus familiares: pelo carinho, estímulo, amor, dedicação, apoio e compreensão durante toda a nossa convivência.

A professora Dra. LÍDIA MIYAKO YOSHII OSHIRO pela orientação, paciência e amizade nos momentos mais difíceis deste trabalho.

A professora Dra. ÂNGELA MARIA QUINTÃO LANA, pela colaboração, incentivo, amizade e confiança na realização deste trabalho.

A pesquisadora LUZIA TRIANI que colaborou em todas as fases desta pesquisa.

Ao professor Dr. JOSÉ TEIXEIRA DE SEIXAS FILHO pela orientação na realização deste trabalho.

A amiga MARIA DA CONCEIÇÃO (Ceceu) pelo auxílio, paciência e amizade nestes dois anos de curso.

A amiga ANDREA CECCHETTO BAMBOZZI, pela amizade, e incansável solidariedade nos momentos mais difíceis dessa jornada.

Ao Frigorífico L. C. ALMADA/Macaé, pela confiança e apoio financeiro ao projeto de pesquisa.

A Fazenda SANTA HELENA/Silva Jardim, pelo apoio e doação dos exemplares (fêmeas ovígeras) para a realização deste trabalho.

A MEIRILAN PEREIRA BARBOSA FERREIRA, JOÃO REGINALDO FERREIRA, RAFAELA BARBOSA FERREIRA E NÍCOLAS BARBOSA FEREIRA por compartilharem comigo o convívio familiar que ajudaram a amenizar os momentos saudosos.

Aos amigos MÁRCIO RAMATIZ, GEORGE RÊGO DE ALBUQUERQUE E FRANCISCO FADIGAS pela ajuda, paciência, amizade e carinho durante todo este tempo.

Aos amigos e colegas do alojamento MALBA GEAN RODRIGUES DE AMORIM, CLAUDIA GULIAS, ALEXSANDRA VALÉRIA SOUSA COSTA, DEISE MARIA BULHÕES, SANDRA BORGES, ROSANA COLATINO, DENISE DE MELLO, MÁRCIA MEDEIROS ARAÚJO, ELZA MIKA, MARIA

ANTONIETA VILLATORO, KARINA, DÉBORA, CLEBER SOARES E VALÉRIA pelo companheirismo, apoio, atenção e principalmente amizade durante a realização deste trabalho.

Aos funcionários da FIPERJ, em especial JULINHO, NALDINHO, RITINHA, JOAQUIM, ELOVE, ELCI, IVAN, JORGE, BRANCO, JANETE, ZÉ DO CAMPO, WANZITO, SÉRGIO, GERSON, ANTÔNIO GOMES, ANA PAULA PRATA, LUIS ALBERTO, AUGUSTO, LUÍS EDUARDO no apoio técnico, durante a fase experimental da Tese.

Aos funcionários MARCOS E EMANUEL do Laboratório de Bromatologia DNAP/IZ.

As demais Companheiras de Alojamento que durante dois anos de convivência, ensinaram-me que o respeito mútuo é o principal segredo para se viver bem em uma comunidade.

Aos queridos mestres do Centro Agropecuário da Universidade Federal do Espírito Santo pelos ensinamentos, amizade e dedicação, durante o curso de Graduação.

Aos professores do Curso de Pós-Graduação em Zootecnia pelos ensinamentos e dedicação.

Aos colegas do curso de Mestrado que através do convívio formal e/ou informal contribuíram para a realização desse trabalho.

BIOGRAFIA

Luciana Almada Thomaz, filha de Rubmar Thomaz e Nélia Lúcia Almada Thomaz, nasceu em 18 de agosto de 1974, na cidade de Cachoeiro de Itapemirim, Estado do Espírito Santo.

Concluiu o segundo grau no Colégio Nacional no ano de 1991, na cidade de Vila Velha/ES.

No ano de 1993, ingressou no Curso de Engenharia Agronômica da Universidade Federal do Espírito Santo, onde concluiu em dezembro de 1998.

Durante a vida acadêmica, exerceu Monitoria nas Disciplinas de Fisiologia Vegetal (agosto/95 a dezembro/97)e Física e Classificação dos Solos(abril/98 a dezembro/98) e estagiou no Laboratório de Produção e Tecnologia de Sementes- março/94 a maio/95.

No período de jan/95- jan e fev/96 e jan e fev/97, trabalhou no Processamento de Pescado, atuando na filetagem, embalagem, congelamento e aspectos gerais do pescado, no Frigorífico L. C. ALMADA, Macaé/RJ.

Participou do Curso Intensivo de camarão-de-água-doce Macrobrachium

rosenbergii- FIPERJ/RJ abril/99 Em abril de 1999, ingressou no Curso de Pós-Graduação em Zootecnia da

Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro.

DEDICATÓRIA

Dedico este trabalho à minha querida avó Luzia da Silva Thomaz pelo carinho, amor, compreensão e apoio nesta jornada, aos meus amados irmãos Rodrigo Almada Thomaz e Gabriella Thomaz Teixeira e aos meus pais Rubmar Thomaz e Nélia Lúcia Almada Thomaz.

RESUMO

THOMAZ, Luciana Almada. Efeito da utilização do Rotífero Enriquecido e Congelado Brachionus plicatilis (O.F. Müller, 1786) na alimentação de larvas do camarão de água doce, Macrobrachium rosenbergii (De Man, 1879). 2002. 46p. Dissertação (Mestrado em Zootecnia). Instituto de Zootecnia. Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro. Seropédica, RJ, 2002. Este trabalho foi realizado na Estação de Aqüicultura Almirante Paulo Moreira em Guaratiba-RJ, com o objetivo de identificar o efeito da substituição dos náuplios de Artemia sp., pelo rotífero enriquecido e congelado (Brachionus plicatilis, O.F. Müller, 1786) sobre o desenvolvimento e sobrevivência larval do camarão de água doce Macrobrachium rosenbergii (De Man, 1879). O experimento foi conduzido em blocos casualizados, onde foram testados 4 regimes alimentares na larvicultura do camarão M. rosenbergii, com 4 repetições por tratamento. Nos regimes alimentares onde realizaram substituições progressivas do náuplio de Artemia sp., pelo rotífero Brachionus plicatilis, foram testados os seguintes tratamentos: 100% B. plicatilis (30 rots/ml) (T1); 100% Artemia sp., (5 nas/ml) (T2), 60% Artemia sp., (3 nas/ml) + 40% B. plicatilis (12 rots/ml) (T3) e 40% Artemia sp., (2 nas/ml) + 60% B. plicatilis (18 rots/ml) (T4) sendo adicionado a estes tratamentos ração úmida. Os resultados da sobrevivência final em pós-larvas foram analisados pelo teste do X2 e demonstraram não ocorrer diferenças significativas do tratamento T2 (68,36%) sobre os tratamentos T3 (68,76%) e T4 (64,60%). O tratamento T1 (100% B. plicatilis) teve mortalidade total no 14o dia do experimento. Realizando-se análise na porcentagem do Índice de estádio larval nos doze primeiros dias, o tratamento T1 apresentou o pior desempenho dos animais quando comparados aos outros tratamentos. Com relação à porcentagem de mudança do estágio larval em pós-larva não houve diferença significativa (P>0,05) entre os tratamentos T2, T3 e T4. O peso seco médio das pós-larvas foi analisado estatisticamente pela ANAVA não apresentando diferenças significativas (p> 0,05) entre os valores de 3,29 mg (T2), 3,08 mg (T3) e 3,38 mg (T4).Portanto, os resultados demonstram que a substituição total de rotíferos enriquecidos e congelados, não é recomendado devido ao atraso no desenvolvimento larval e a mortalidade total durante os quatorze primeiros dias, mas é viável a substituição parcial de 40% e 60% dos náuplios de Artemia sp pelo B. plicatilis, sem prejuízos significativos em termos de sobrevivência final e obtenção de pós-larvas. Palavras-chave: Camarão de água doce. Macrobrachium rosenbergii. Alimentação de larvas. Rotífero. Brachionus plicatilis. Aqüicultura.

ABSTRACT

THOMAZ, Luciana Almada. Effect of enriched and frozen rotifer Brachionus plicatilis (O.F. Müller, 1786) to in fresh water prawn, Macrobrachium rosenbergii (De Man, 1879). larvae feeding. 2002. 46p. Dissertation (Master Science in Animal Science). Instituto de Zootecnia. Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro. Seropédica, RJ, 2002. This work was put in practice at the Aquaculture Station Almirante Paulo Moreira in Guaratiba/R.J, aiming to identify the replacement effect of the nauplii Artemia sp. by the enriched and frozen rotifer Brachionus plicalis on the larval development and survival of the freshwater prawn M. rosenbergii. The experiment was developed in randomized blocks, where four different treatments with progressive substitution of the Artemia sp. nauplii by rotifer were examined: 100% B. plicatilis (30 rots/ ml) (T1); 100% Artemia sp., (5 nas/ ml) (T2), 60% Artemia sp., (3 nas/ ml) + 40% B. plicatilis (12 rots/ ml) (T3) e 40% Artemia sp., (2 nas/ ml) + 60% B. plicatilis (18 rots/ ml) (T4). Humid ration was added to all treatments. The results of the post-larvae final survival were analyzed through the X2 test and no significant differences from T2 (68,36%), T3 (68,76%) and T4 (64,60%) were noticed. The treatment T1 showed total mortality on the 14th day of the experiment. The analysis on the larval stage index percentage on the twelve first days, the treatment T1 presented the worst animal performance compared with others treatments. The change of the larvae to post-larvae demonstrated no significant differences (P>0,05) between the treatments T2, T3 and T4. The average dry weight of the post-larvae was analyzed statistically by ANOVA (P>0,005) and presented no significant differences between the values: 3,29 mg (T2), 3,08 mg (T3) and 3,38 mg (T4). Therefore these results suggest that the total substitution of the enriched and frozen rotifer isn’t advised due to a low survival and delay in the larval development on the first twelve days. It was noticed the possibility of a partial replacement of 40% and 60% of the Artemia sp. nauplii by the enriched and frozen rotifer, with no significant damages to the final survival and post-larvae acquisition. Key words: Freshwater prawn. Macrobrachium rosenbergii. Larvae feeding. Rotifer. Brachionus plicatilis. Aquaculture.

ÍNDICE DE QUADROS

Quadro 1: Quantidade de adubos químicos comerciais utilizados no preparo dos meios de cultura para as algas T. chuii e N. oculata (proporção: g/100litros de meio de cultura)................................................................................................................. 13

Quadro 2: Ingredientes utilizados na preparação de 0,5Kg de ração fresca......................... 16

Quadro 3: Granulometria da ração, correspondendo os estádios de desenvolvimento das larvas de M. rosenbergii. ..................................................................................... 17

ÍNDICE DE TABELAS

Tabela 1: Análise centesimal do náuplio de Artemia sp.e do rotífero B. plicatilis (enriquecido e congelado). .................................................................................. 23

Tabela 2: Análise centesimal do náuplio de Artemia sp.e do rotífero B. plicatilis (não enriquecido). ........................................................................................................ 24

Tabela 3: Dados referentes ao desenvolvimento larval e estádio de repleção das larvas em cada tratamento.................................................................................................... 26

Tabela 4: Sobrevivência das larvas de M. rosenbergii submetidas a diferentes tratamentos alimentares, aos quatorze dias. ............................................................................ 27

Tabela 5: Sobrevivência das larvas de M. rosenbergii submetidas a diferentes tratamentos alimentares, ao final do período experimental (35 dias). .................................... 27

Tabela 6: Porcentagem (%) do índice de desenvolvimento larval (LSI) de M. rosenbergii, submetidos aos regimes alimentares (T2, T3 e T4), na 2 o observação (2 o dia) experimental. ....................................................................................................... 29




Tabela 10: Porcentagem (%) do índice de desenvolvimento larval (LSI) de M. rosenbergii, submetidos aos regimes alimentares (T2, T3 e T4), na 6o observação (10 o dia) experimental. ....................................................................................................... 30

Tabela 11: Porcentagem (%) do índice de desenvolvimento larval (LSI) de M. rosenbergii, submetidos aos regimes alimentares (T2, T3 e T4), na 7o observação (12 o dia) experimental. ....................................................................................................... 30

Tabela 12: Porcentagem (%) do índice de desenvolvimento larval (LSI) de M. rosenbergii, submetidos aos regimes alimentares (T2, T3 e T4), ao final do período experimental. ....................................................................................................... 31

Tabela 13: Quadrado médio da Análise de Variância do peso seco das pós-larvas, nos diferentes regimes alimentares testados .............................................................. 32

ÍNDICE DE FIGURAS

Figura 1: Cultura semi-contínua das algas microscópicas marinhas clorofíceas T. chuii (A) e N. oculata (B). .................................................................................................. 11

Figura 2: Aspecto dos tanques de cultura em massa das algas microscópicas marinhas ..... 12

Figura 3: Cultura em massa do rotífero B. plicatilis, em tanques com capacidade para 100 litros ..................................................................................................................... 14

Figura 4: Aspecto dos módulos das unidades experimentais sobre bancada. ...................... 18

Figura 5: Detalhe do interior experimental, ressaltando o sistema de aeração e aquecimento.............................................................................................................................. 19

Figura 6: Curvas de sobrevivência estimada por meio do número absoluto de larvas dos tratamentos T1 (100% B. plicatilis), T2 (100% Artemia sp.), T3 (60% Artemia sp. + 40% B. plicatilis) e T4 (40% Artemia sp. + 60% B. plicatilis)................... 25

Figura 7: Desenvolvimento larval do camarão de água doce M. rosenbergii submetidos aos diferentes tratamentos alimentares, ao final do período experimental (35 dias). 28

SUMÁRIO

1 INTRODUÇÃO ......................................................................................................... 01

2 REVISÃO DE LITERATURA ................................................................................ 03

3 MATERIAL E MÉTODOS......................................................................................10

3.1 Localização e Grupos experimentais........................................................................... 10

3.2 Período Pré-experimental ............................................................................................ 11

3.3 Período Experimental .................................................................................................. 15

3.3.1 Descapsulação do Microcrustáceo Artemia sp. ........................................................... 15

3.3.2 Preparo da ração .......................................................................................................... 16

3.3.3 Manutenção das fêmeas ovígeras ................................................................................ 17

3.4 Análise Bromatológica ................................................................................................ 21

3.5 Análises Estatísticas .................................................................................................... 22

4 RESULTADOS E DISCUSSÃO ..............................................................................23

5 CONCLUSÕES .........................................................................................................33

6 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ....................................................................34

1

1 INTRODUÇÃO

A Aqüicultura nos últimos anos vem ocupando lugar de destaque entre as demais

criações zootécnicas, pela necessidade de atender à demanda global de alimentos e nova

fontes protéicas para a alimentação humana.

Entre as várias espécies de camarões de água doce, que foram estudadas visando a

criação em cativeiro, Macrobrachium rosenbergii (De Man, 1879) se destaca pelo fácil

manejo e elevado potencial reprodutivo (VALENTI, 1991).

No Brasil, os primeiros estudos visando adaptar as técnicas de cultivo à nossa

realidade tiveram início na segunda metade da década de 70, com a importação de pós-

larvas procedentes do Hawai (COELHO et al., 1982). Segundo VALENTI (1991; 1993) , a

implantação de empreendimentos comerciais teve início em meados da década de 80,

desenvolvendo-se rapidamente, chegando a produzir cerca de 650 toneladas/ano em 1992,

colocando o Brasil como o sexto maior produtor mundial de camarões-de-água-doce (FAO,

1994).

A criação do M. rosenbergii envolve a fase de larvicultura, onde a obtenção de pós-

larvas é um dos principais obstáculos ao desenvolvimento de cultivos comerciais de

camarões de água doce. Trata-se de uma atividade dependente da produção de alimentos

vivos, requerendo cuidados e um monitoramento freqüente, sendo um dos fatores mais

importantes no desenvolvimento larval (YUFERA et al., 1984; FREEMAN, 1990). Além

disso, a viabilidade da implantação e manutenção da cultura, demanda um grande

investimento em custos fixos e variáveis, devido ao espaço físico ocupado, mão-de-obra e

materiais necessários para a produção (WILCKENFELD et al, 1984).

O sucesso do cultivo comercial de larvas de M. rosenbergii depende da utilização

eficiente e econômica de alimentos disponíveis. Buscando maior autonomia no cultivo de

alimentos vivos, bem como o barateamento na produção larval do camarão pela

substituição da Artemia sp., vários organismos aquáticos vêm sendo estudados visando

obter novas fontes protéicas (SORGELOOS et al. 1983). Entre esses animais, já foram

2

experimentado o cladócero Moina spp., o rotífero Brachionus plicatilis, além de outros

microcrustáceos que não forneceram resultados satisfatórios (NEW, 1995).

De acordo com WILCKENFELD et al. (1984) e ALAM et al. (1991) a demanda

mundial de Artemia sp. tem apresentado um incremento de 15% ao ano, embora a produção

atual não venha atendendo a demanda, contribuindo para o alto custo dos cistos deste

microcrustáceo,que são encontrados no mercado nacional ao preço de US$ 80,00 a

100,00/Kg.

Nas larviculturas comerciais de M. rosenbergii, os cistos de Artemia sp. têm uma

participação de US$ 1,5 a 2,5 no custo de produção por milheiro de pós-larvas, tornando-se

necessário pesquisar fontes alternativas de alimentos vivos com valores nutritivos

semelhantes, porém, com preços mais acessíveis (LAI, 1985).

Baseado neste contexto, o trabalho foi realizado com o objetivo de verificar a

viabilidade de substituição total ou parcial dos náuplios de Artemia sp., pelo rotífero

enriquecido e congelado B. plicatilis na nutrição larval do camarão M. rosenbergii,

analisando seu desempenho, através do desenvolvimento e sobrevivência larval.

3

2 REVISÃO DE LITERATURA

O camarão de água doce, M. rosenbergii, conhecido popularmente, por camarão

gigante da Malásia ou Pitu Havaiano, é uma espécie proveniente das regiões tropicais e

subtropicais do sul e sudeste da Ásia, assim como do nordeste da Oceania. Habita águas

doces e salobras da maioria dos rios e, particularmente, naqueles que deságuam no mar

formando estuários (VALENTI, 1998).

As larvas são planctônicas e necessitam de água salobra para sobreviver. Durante o

desenvolvimento larval, os animais sofrem 11 mudas que foram classificadas em 11

subestágios distintos. O 1o e o 2o estágios se caracterizam pelo desenvolvimento dos olhos

pedunculados e pelo telso triangular, do 3o ao 5o se caracterizam pelo crescimento do telso,

a partir do 6o até o 9o estágios se caracterizam pelo desenvolvimento dos pleópodos e

finalmente o 10o e 11o estágios pelo serrilhamento do rostro. Após o último subestágio, a

larva sofre metamorfose, recebendo a designação de pós-larva, adquire a forma semelhante

à do adulto e passa a rastejar em vez de nadar, necessitando de água doce para se

desenvolver (UNO & SOO, 1969; LING, 1969). O período larval dura de 30 a 35 dias.

As larvas são carnívoras, se alimentando principalmente de zooplâncton na

natureza, mas ainda não se conhece bem como os problemas da nutrição afetam as larvas

(CAVALCANTI et al., 1986).

A administração de uma alimentação adequada é fundamental para a larvicultura,

pois afeta diretamente a sobrevivência e o tempo de desenvolvimento larval. É importante

que mais de um alimento da mesma natureza seja utilizado para que o número de

aminoácidos, vitaminas e demais nutrientes requeridos seja o mais completo possível

(VALENTI, 1991).

O estabelecimento de um sistema adequado de alimentação, durante a fase larval do

camarão de água doce, com relação à ingestão, percepção, captura, apreensão e ingestão

dos alimentos inertes e vivos proporciona um bom desenvolvimento em cada estágio larval,

(BARROS & VALENTI, 1997).

4

As técnicas existentes para o desenvolvimento larval são predominantemente

dependentes de alimentos vivos, que requerem cuidados especiais e monitoramento

freqüente, além de geralmente muito dispendiosas. Várias fontes de alimento animal vivo e

congelado têm sido experimentadas, entretanto, a mais comum hoje é o náuplio de Artemia

sp., devido à praticidade de seu uso e seu alto valor nutritivo (SORGELOOS, et al., 1983).

Artemia sp., é um microcrustáceo cosmopolita, de fácil criação artificial

(EMMERSON, 1984), cujo náuplio recém-eclodido possui cerca de 65% de teor protéico

em matéria seca (VINATEA, 1984), e tamanho adequado à captura pelas larvas de M.

rosenbergii. Porém são pobres em ácidos graxos poli-insaturados, essenciais às larvas de

crustáceos (SEIXAS FILHO et al., 1985).

De acordo com NEW (1995), a utilização de larvas recém-eclodidas de Artemia sp.,

permanece quase universal no cultivo de camarões de água doce, que são usadas

juntamente com outros alimentos preparados. Os náuplios de Artemia sp. são fornecidos no

primeiro dia após a eclosão, embora a maioria das larvas ainda não se alimente até o

segundo dia. A densidade de náuplios oferecida é de 1 nas/mL (náuplios por mililitro),

sendo aumentada para cerca de 5 nas/mL na Tailândia, enquanto no Havaí a tendência é

usar de 5 a 15 nas/mL (NEW, 1990).

Na aqüicultura, o uso desse microcrustáceo tem causado alguns transtornos, pela

reduzida disponibilidade de cistos, em função da limitação de locais, onde são produzidos e

processados (SORGELOOS, 1980), contribuindo para uma queda em sua produção e

fazendo com que os preços atinjam valores elevados devido à alta demanda. Além disso, há

também considerável variação na qualidade dos cistos em termos de taxa de eclosão e valor

nutricional do náuplio eclodido (FIGUEIREDO, 1975; WICKINS, 1976; SORGELOOS &

LÉGÉR, 1992).

Vários organismos aquáticos foram estudados tentando-se obter novas fontes

protéicas, bem como a redução dos custos de produção das larvas de camarão. Entre os

animais utilizados numa tentativa de substituição total ou parcial dos náuplios de Artemia

sp., foram experimentadas algas (MADDOX & MANZI, 1976; MANZI & MADDOX,

1977.; ANIELLO & SINGH, 1980; ALAM et al., 1991; 1993 a e b), o cladócero Moina spp

(ANIELLO & SINGH, 1980), o nematóide Panagrellos redivivus, (SAMOCHA &

LEWINSON, 1977; WILCKENFELD et al., 1984; AKAMINE, 1985; CERQUEIRA, 1989

5

e SILVA & RODRIGUES, 1997) e o rotífero B. plicatilis (SEIXAS FILHO et al., 1984,

1985, 2000 e LOVETT & FELDER, 1988), mas que não forneceram resultados

satisfatórios quando comparados com a Artemia sp. (NEW, 1995).

WILCKENFELD et al. (1984), afirmaram como importantes critérios de seleção

desses organismos vivos, o tamanho adequado, o valor nutritivo compatível e a facilidade

de cultivo em grande escala. O rotífero B. plicatilis satisfaz estes requerimentos e tem sido

usado como alimento animal oferecido a peixes tropicais e larvas de camarões (SEIXAS

FILHO et al., 1984 e 1985).

Na intenção de melhorar a produção larval de M. rosenbergii, foram encontrados

resultados satisfatórios na utilização de Artemia sp. suplementadas com Moina micrura. No

entanto, pós-larvas alimentadas somente com esses cladóceros apresentaram produção

significativamente mais baixa, quando comparadas às pós-larvas alimentadas com uma

dieta que incluía náuplios de Artemia sp. (ALAM et al., 1993 a e b, 1996 e ANIELLO &

SINGH, 1980).

AKAMINE (1985), realizando a larvicultura de Penaeus stylirostris, comparando

três regimes alimentares: náuplios de Artemia sp. (5 nas/ml), nematóide congelado P.

redivivus (1,6 a 2,3 nem/ml) + rotíferos vivos B. plicatilis (20.000 rot/ml), e nematóides

congelados (1,6 a 2,3 nem/ml), não verificou qualquer diferença significativa entre as

sobrevivências até o estágio de pós-larva.

SILVA & RODRIGUES (1997), avaliaram a sobrevivência e o crescimento das

pós-larvas de M. rosenbergii, utilizando quatro regimes alimentares: 100% Artemia sp. (3

nas/mL) (T1); 66% Artemia sp. (2 nas/mL) + 34% P. redivivus (23 nem/mL) (T2); 34%

Artemia sp. (1 nas/mL) + 66% P. redivivus (46 nem/mL) (T3) e 100% P. redivivus (70

nem/mL) (T4), verificaram uma maior sobrevivência final das pós-larvas do tratamento T1

sobre os tratamentos T2 e T3. O tratamento T4 (100% P. redivivus) teve mortalidade total

no 6o dia de experimento. As médias de peso seco médio das pós-larvas não apresentaram

diferença significativa entre os tratamentos T1, T2 e T3.

SEIXAS FILHO et al. (1984) e SOUZA et al. (1985), verificaram a viabilidade do

uso de B. plicatilis numa substituição parcial da Artemia sp., nos 10 primeiros dias de

larvicultura, como uma complementação alimentar. As análises químicas realizadas por

SEIXAS FILHO et al. (1985) revelaram que embora os rotíferos apresentem um reduzido

6

nível protéico (17,09 g) em relação a Artemia sp. (56,34 g), possuem um alto nível de

carboidratos, e similares de lipídios. Esses mesmos autores, obtiveram 60% de

sobrevivência das larvas de camarão, com possibilidade de economia de 30% no consumo

de Artemia sp.

LOVETT & FELDER (1988), avaliando o uso de rotífero B. plicatilis como dieta

das larvas de M. rosenbergii, constataram uma contribuição aparentemente pequena na

nutrição das larvas, apresentando uma sobrevivência e taxa de crescimento

significativamente menor do que as alimentadas com náuplios de Artemia sp.

LUBZENZ et al. (1984, 1987) testando a utilização do rotífero B. plicatilis na

alimentação de ciprinídios e CESTAROLLI et al. (1997), em larvas de cumribatá

Prochilodus scrofa, constataram altas taxas de sobrevivência e de crescimento entre as

larvas alimentadas por estes animais.

O sucesso de um programa de larvicultura em sistemas artificiais de cultivo

(expressos pelas taxas de crescimento e sobrevivência) depende, direta ou indiretamente, da

disponibilidade de nutrientes adequados (EPIFÂNIO, 1979; UKELES, 1980; ENRIGHT et

al., 1986; WHYTE, 1987 e O’CONNOR et al., 1992).

WHYTE et al. (1989, 1994), enfatizaram que a dieta alimentar é considerada ótima

quando apresenta-se balanceada em termos de proteínas, lipídios e carboidratos. Neste

contexto, um interesse crescente vem sendo dedicado aos ácidos graxos, que desempenham

um papel chave na nutrição dos animais aquáticos.

Os lipídios são utilizados principalmente como fonte de energia e de ácidos graxos

essenciais (AGE), em alimentos para larvas de peixes e crustáceos. Diversos estudos

realizados com peixes de água doce e marinho, citado por WATANABE (1982),

demonstraram a importância da quantidade e do tipo de AGE no desenvolvimento.

A deficiência de ácidos graxos poliinsaturados na alimentação conduz a uma

redução da taxa de desova, da mesma forma que o excesso também pode levar a problemas

de ordem anátomo-patológicas e nutricionais (BARRETO & CAVALCANTI, 1997).

A adição de 18:3n-3 ou de uma mistura de ácidos graxos altamente poliinsaturados

(HUFA N-3) em quantidades cerca de 4 vezes superiores a recomendada para a truta arco-

íris, resultou em baixa taxa de crescimento e conversão alimentar (TAKEUCHI &

WATANABE, 1979).

7

Estudos realizados com o peixe Koren Rockfisch (Sebastes schlegeti),

demonstraram que o uso de ração deficiente em ácidos graxos promove uma baixa taxa de

crescimento, além de um aumento da taxa de lipídios totais no fígado e do ácido mono-

insaturado 18:1 nos lipídios do fígado (LEE et al., 1994).

Diversos estudos têm demonstrado que os ácidos graxos contendo 18 carbonos (n-3

HUFA) são mais eficazes para peixes e crustáceos de água doce (KANAZAWA et al.,

1979; TESHIMA et al., 1988; WATANABE et al., 1989). Os ácidos graxos, portanto,

desempenham um papel de extrema importância no que diz respeito à nutrição em

aqüicultura. A sua utilização correta e balanceada conduz a respostas nutricionais eficientes

quanto ao crescimento e sobrevivência dos organismos aquáticos (KAYAMA et al., 1980;

FENUCCI; BELL et al., 1985; TESHIMA et al., 1986 a e b; STICKNEY & HARDY,

1989). De acordo com LÉGER et al. (1986), a deficiência de ácidos graxos é a causa mais

provável para as altas mortalidades em aqüicultura.

Resultados satisfatórios como o aumento da taxa de crescimento, foram encontrados

no cultivo larval de Scophthalmus maximus, quando foram alimentados com náuplios de

Artemia sp., enriquecidos com levedura e uma emulsão de óleo de peixe por 24 horas

(GATESOUPE & LUQUET, 1991).

Náuplios de Artemia sp., enriquecidos com nível médio e elevado de ácidos graxos

altamente insaturados W3 HUFA, promoveram os melhores resultados de crescimento,

sobrevivência, resistência ao estresse e desenvolvimento larval do camarão de água doce M.

rosenbergii (RASOWO et al., 1995).

Segundo MURTHY (1998), o efeito do enriquecimento de Artemia sp., com óleo de

soja acrescido de óleo de fígado de bacalhau na dieta de larvas do camarão de água doce M.

rosenbergii, apresentou o melhor resultado nas taxa de metamorfose e sobrevivência.

A utilização de microalgas e levedura (Saccharomyces cerevisiae) como dietas

enriquecidas para rotíferos tem sido amplamente divulgada na literatura (GALVÃO et al.

1998). Resultados satisfatórios de crescimento populacional estão sendo relacionados a

diferentes concentrações de várias espécies de microalgas, capazes de afetarem a

composição bioquímica dos rotíferos B. plicatilis (POZUELO, 1975; HIRAYAMA &

NAKAMURA, 1976; SCOTT & BAYNES, 1978; RAINUZZO et al., 1989 e CARIÉ et al.,

1993).

8

WHYTE & NAGATA (1990), verificaram que rotíferos alimentados com

Thalassiosira pseudonana, Isochrysis galbana e Tetraselmis suecica continham

respectivamente, 10, 15,8 e 13,1% de lipídios totais. Os teores de EPA foram mínimos ou

ausentes em rotíferos alimentados com S. cerevisiae e Chlorella saccharophila, enquanto a

alga T. pseudonana foi à única que produziu rotíferos com teores satisfatórios de EFA.

Ferreiro et al. (1991) citado por BARRETO & CAVALCANTI (1997), constataram

que os teores de ácidos graxos saturados e insaturados e os níveis de proteína, carboidratos

e glicogênio aumentaram quando os rotíferos foram enriquecidos com Selco-Proteína,

enquanto os índices de ácidos graxos foram maiores em rotíferos enriquecidos com Super-

Selco.

FROLOV et al. (1991), utilizando as microalgas Phaeodactylum tricornutum,

Monochrysis lutheri e Nephrochloris salina associadas com levedura (Saccharomyces

cerevisiae), observaram que os teores de ácidos graxos nos rotíferos foram similares aos

teores da dieta, apesar das diferenças encontradas na composição e porcentagens de ácidos

graxos. Isto implica numa limitação desses animais em sintetizar e converter HUFA- n3 a

partir desses precursores.

FERÑANDEZ-REIRIZ et al. (1993) estudaram o enriquecimento de rotíferos com

dietas comerciais dispensando o uso de microalgas, observando que um “Combinado de

Selco” aumentou o nível de ácidos graxos destes animais. Entretanto, STOTTRUP &

ATTRAMADAL (1992) testando esses rotíferos enriquecidos na alimentação de larvas de

Scophthalmus maximus, observaram que os resultados não demonstraram efeito

significativo entre os tratamentos sobre o desempenho em crescimento e sobrevivência

desses animais.

SAMOCHA et al. (1989), avaliando rotíferos B. plicatilis cultivados com S.

cerevisiae, microalgas e dietas microencapsuladas ricas em HUFA-n3, na alimentação de

larvas de peixes e de crustáceos, observaram diversas condições de crescimento e índices

de sobrevivência. Os dados indicaram que a utilização de B. plicatilis, depende do sucesso

da técnica de enriquecimento, que objetiva aumentar o valor nutricional, transformando-os

em transportadores de vários produtos.

SEIXAS FILHO et al. (2000), avaliando regimes alimentares diferentes, utilizou na

larvicultura A: o rotífero, B. plicatilis na densidade de 30 por mL enriquecido com levedura

9

(S. cerevisiae) e uma emulsão de óleo de fígado de bacalhau por 12 horas congelado, até o

sexto estágio larval e deste até a metamorfose, náuplios de Artemia sp.; na larvicultura B,

utilizou náuplios de Artemia sp. durante todo o período larval. Para as duas larviculturas,

junto com os dois tipos de alimentação, foi administrada ração. Não foram encontradas

diferenças significativas entre os tratamentos no tocante à sobrevivência entre as

larviculturas A (substituição parcial) e B (controle).

TRIANI (2000), testando a utilização das microalgas Chlorophyceae Tetraselmis

chuii e Nannochloropsis oculata e concentrados congelados de rotíferos B. plicatilis

enriquecidos utilizando a emulsão de óleo de fígado de bacalhau, como fonte de ácidos

graxos poliinsaturados (W3 e W6), não verificou comprometimento da sobrevivência das

larvas de M. rosenbergii na passagem para o estádio de pós-larva.

No entanto, a substituição completa de Artemia sp., na larvicultura de M.

rosenbergii, até o presente não tem sido possível. Tal fato pode ser atribuído ao limitado

conhecimento das necessidades nutricionais das larvas, e às dietas existentes se

apresentarem nutricionalmente inadequadas (NEW, 1976; JONES et al, 1979;

WILCKENFELD et al., 1984; SEIXAS FILHO et al., 1984; 1985; 2000; LOVETT &

FELDER 1988; NICOLAS et al., 1989; CRUZ & JAMES, 1989; KESTEMONT &

AWAISS, 1989; DHERT et al., 1990; KISSIL & KOVEN, 1990; VAN DER MEEREN,

1991; SORGELLOS & LÉGER, 1992; STOTTRUP & ATTRAMADAL, 1992; SILVA &

RODRIGUES, 1997).

10

3 MATERIAL E MÉTODOS

3.5. Localização e Grupos Experimentais

Este trabalho, foi executado no Laboratório da Estação de Aqüicultura Almirante

Paulo Moreira (EAAPM) da Fundação do Instituto de Pesca do Estado do Rio de Janeiro

(FIPERJ). O experimento foi realizado no período de 18 de agosto de 2000 a abril de 2001,

com larvas do camarão de água doce M. rosenbergii eclodidas de várias fêmeas ovígeras,

oriundas da Fazenda Santa Helena, Silva Jardim (RJ).

A Estação de Aqüicultura Almirante Paulo Moreira (EAAPM) está situada a 5Km

do município de Pedra de Guaratiba (RJ), na Região Oeste do Estado do Rio de Janeiro, na

avenida das Américas no 31.501, tendo como coordenadas geográficas 22o54’ e 23o04’S de

latitude e as longitudes 43o34’ e 44o10’W.

Foi estudado o efeito da substituição de Artemia sp., pelo rotífero B. plicatilis

enriquecido e congelado sobre o desenvolvimento e sobrevivência larval de M. rosenbergii.

Nos regimes alimentares onde foram feitas substituições progressivas do náuplio de

Artemia sp., pelo rotífero B. plicatilis, foram testados os seguintes tratamentos: 100% B.

plicatilis (30 rots/ mL) (T1); 100% Artemia sp., (5 nas/ mL) (T2), 60% Artemia sp., (3 nas/

mL) + 40% B. plicatilis (12 rots/ mL) (T3) e 40% Artemia sp., (2 nas/ mL) + 60% B.

plicatilis (18 rots/ mL) (T4) sendo adicionado a estes tratamentos ração úmida ad libitum de

forma quantitativa, equivalente para todos os tratamentos. Os valores de substituição

utilizados, foram baseados nos estudos de SEIXAS FILHO et al., (1984), que comparou o

valor nutricional do náuplio de Artemia sp.,e o rotífero B. plicatilis, constatando que seriam

necessários 30 rotíferos para cada 5 náuplios de artemia, para efeito de equivalência.

11

3.2 Período Pré-Experimental

3.2.1 Etapas do cultivo do rotífero enriquecido congelado

I-Cultivo de Microalgas para Alimentação do Rotífero

B. plicatilis foram alimentados com as microalgas planctônicas Chlorophyceae T.

chuii e N. oculata (figura 1), cultivadas no Laboratório de Cultura de Algas da

EAAPM/FIPERJ.

Figura 1. Cultura semi-contínua das algas microscópicas marinhas clorofíceas T. chuii (A) e N. oculata (B).

A partir de inóculos de T. chuii e N. oculata obtidos junto ao Laboratório de

Algologia da Estação de Aqüicultura Almirante Paulo Moreira/FIPERJ, em 2000, cultivos

dessas microalgas foram mantidos em frascos de vidro com volumes de 250 a 20000mL, e

meio de cultura WC + vitaminas (GUILLARD & LORENZEN, 1972). Os cultivos

permaneceram em temperatura ambiente, em estante iluminada por lâmpadas fluorescentes

A B

12

(intensidade luminosa entre 3200 a 4000 lux, fotoperíodo de 24 horas), utilizando-se

aeração constante nos recipientes com volumes superiores a 1000mL. As matrizes foram

repicadas a cada 3 ou 4 dias, tomando-se cuidados básicos para evitar a contaminação.

Volumes superiores a 5000mL, quando apresentavam coloração verde intensa, eram

utilizados como inóculos para os cultivos em larga escala. Essa etapa foi desenvolvida

paralela ao cultivo estoque, em 5 tanques cônicos transparentes com capacidade de 100

litros (Figura 2).

Figura 2. Aspecto dos tanques de cultura em massa das algas microscópicas marinhas

clorofíceas.

A inoculação das células algáceas nos tanques de cultivo, foi realizada através da

transferência das algas previamente cultivadas em balões com fundo chato, de “Pyrex”,

com capacidade para 250mL, para tanques de 100 litros, contendo 20 litros de meio de

cultura. Após 48 horas da inoculação das células algáceas, foram adicionados 70 litros de

meio de cultura, completando-se desta forma o volume total dos tanques.

Os meios de cultura foram elaborados, utilizando-se água do mar, obtida

diretamente do canal de adução da EAAPM/FIPERJ, interligado a Baía de Sepetiba,

sofrendo processo de esterilização utilizando-se o hipoclorito de sódio e, em seguida

A

13

neutralizada com hipossulfito de sódio, para retirada dos resíduos de cloro. A água do mar

foi enriquecida, utilizando-se adubos químicos comerciais, segundo OKAUCHI (1985),

conforme demonstrado no Quadro 1.

Quadro 1. Quantidade de adubos químicos comerciais utilizados no preparo dos meios de cultura para as algas T. chuii e N. oculata (proporção: g/100litros de meio de cultura)

Nutrientes T. chuii N. oculata

Sulfato de amônia 10 8,0

Superfosfato simples 1,5 1,5

Uréia 5 5

T. chuii, N. oculata (OKAUCHI, 1985)

As culturas em massa foram iluminadas constantemente por um conjunto de

lâmpadas fluorescentes, numa intensidade luminosa de 2500-3000 lux, e movimentada por

difusores de ar, 20 litros/min, de modo a homogeneizar a distribuição dos raios luminosos e

facilitar a absorção dos nutrientes dissolvidos no meio de cultura pelas células algáceas. A

temperatura foi monitorada diariamente, com o auxílio de termômetro, a salinidade com

refratômetro, enquanto a densidade celular foi avaliada por meio de contagens diárias com

o auxílio de hemacitômetro (Câmara de Thoma) e microscópio binocular.

Segundo GRIFFITH et al. (1973) após atingir volume e uma densidade celular de

cerca de 2.000.000 células/mL (N. oculata) e de 600.000 células/mL (T. chuii), o que

normalmente ocorre após o terceiro a quarto dia da inoculação, as algas foram retiradas

para serem fornecidas aos rotíferos. Em seguida, foi recolocado nos tanques de cultivo, um

volume igual ao retirado.

II-Cultivo de Rotíferos

A espécie zooplanctônica cultivada foi o rotífero de água salobra B. plicatilis (0. F.

Müller) linhagem L (“large”). Desde agosto/2000, a cultura-estoque (matrizes) desses

organismos, estavam sendo mantidas no Laboratório de Algologia da EAAPM/FIPERJ, em

garrafões de “Plástico” com capacidade de 2 litros, alimentados com T. chuii. A cultura foi

14

mantida apenas como estoque, realizando-se repicagens sempre que necessário,

conservando, porém, seu volume inicial.

A cultura em massa de B. plicatilis foi realizada no período de outubro/2000 até

fevereiro/2001, partindo-se da cultura-estoque de rotíferos (matrizes), inoculados em

tanques plásticos, transparentes, com capacidade para 100 litros, utilizando semanalmente,

em média 18 litros de cultura-estoque deste animal.

Figura 3. Cultura em massa do rotífero B. plicatilis, em tanques com capacidade para 100 litros

Como alimentação básica diária, os rotíferos receberam a microalga T. chuii, de

acordo com a densidade populacional dos indivíduos, verificada, diariamente. Ao redor das

8:30 horas, procedia-se a avaliação da concentração populacional nos cultivos, através da

coleta de seis sub-amostras de 1mL, que foram diluídas em 20mL de água do mar e em

seguida, com o auxílio de pipeta graduada, foi coletada uma amostra de 10mL em cada um

dos recipientes. Essas sub-amostras foram fixadas em lugol, e a contagem dos indivíduos

efetuada com o auxílio de microscópio estereoscópio NIKON V-10, em aumento de 50

vezes. Quando as populações atingiram entre 100-200 rotíferos/mL, foram feitos desbastes

periódicos de 25% do volume total da cultura, com reposição do volume original com a

15

microalga T. chuii. Ao final do quarto dia de crescimento, quando as culturas atingiram a

densidade populacional de 160-580 rotíferos/mL, os animais foram coletados em telas de

plâncton com malha de 69µm, e transferidos para um tanque receptor, com capacidade para

100 litros, contendo apenas a microalga N. oculata. Em seguida, para o enriquecimento, foi

adicionado a esta cultura, levedura úmida de panificação, Saccharomyces cerevisae,

juntamente com a emulsão de óleo de fígado de bacalhau.

A quantidade de levedura úmida de panificação (S. cerevisae) foi em média de 30 a

40g para a densidade populacional em torno de 160-580 rotíferos/mL.

A emulsão de óleo de fígado de bacalhau adicionada ao nível de dosagem favorável

aos animais, foi de 0,1mL/L, conforme teste realizado por TRIANI (2000).

Cerca de 12 horas após o enriquecimento, os animais foram coletados com o auxílio

de telas de plâncton com malha de 69µm, concentrados e contados, em 3 sub-amostras de

1mL. Estas sub-amostras foram diluídas em 1L de água do mar, para estimar a média da

densidade desses animais concentrados e distribuí-los conforme os tratamentos previamente

determinados. Posteriormente, foram colocados em recipientes plásticos, com 200mL de

capacidade, e armazenados em ¨freezer¨, sob a temperatura de – 40C.

3.3. Período Experimental

3.3.1 Descapsulação do Microcrustáceo Artemia sp.

Diariamente 5g de cistos de Artemia sp. foram hidratados e colocados para eclodir

24 horas antes da sua utilização na larvicultura, utilizando tanques cônicos de 20L, na

proporção de 4L de água para cada 1g de cisto. Utilizou-se água com 35%0 de salinidade,

uma temperatura de 28 a 300C, exposto a 100W de iluminação, durante todo o período

incubatório. Os náuplios de Artemia sp., foram retirados 1 hora antes do fornecimento para

serem separados dos resíduos da descapsulação, lavados com água limpa, concentrados e

contados (NEW & SINGHOLKA, 1985).

A contagem dos náuplios foi realizada a partir de 10mL do volume concentrado que

foi diluída em béquer de 1000mL. Destes eram retirados 3 sub-amostras de 1mL, onde os

16

náuplios eram fixados e contados. Posteriormente, distribuídos conforme os tratamentos

pré-estabelecidos.

3.3.2 Preparo da ração

Desde o primeiro dia de criação, foi fornecido às larvas alimento inerte (ração

úmida), que foi administrada ad libitum de forma quantitativa, equivalente para todos os

tratamentos. A ração foi fornecida três vezes ao dia, às 8:00, 10:00 e 12:00 horas, enquanto

o alimento vivo foi fornecido às 17:00 horas, após ter sido feita a limpeza dos tanques.

A ração úmida utilizada apresentou composição mencionada no Quadro 2 (SEIXAS

FILHO et al., 1985).

Quadro 2. Ingredientes utilizados na preparação de 0,5Kg de ração fresca.

Quantidade INGREDIENTES

(g) (mL)

mexilhão 100 -

ovos - 60

farinha de peixe 10 -

emulsão de óleo de Fígado de Bacalhau - 10

alho 2,6 -

Todos os ingredientes foram misturados e liquefeitos, em seguida, cozinhou-se a

mistura em banho-maria durante aproximadamente 15 minutos, até atingir consistência

cremosa. Conservou-se o produto final sob refrigeração, no máximo até três dias.

O fornecimento dos alimentos inertes foi através de peneiras de aço inoxidável,

comprimindo-se o creme através da malha, permitindo que a ração fosse fracionada de

acordo com o tamanho do aparelho bucal das larvas, nos diferentes estádios. A

17

granulometria da ração correspondeu aos estádios de desenvolvimento larval, conforme o

Quadro 3, de acordo com SOUZA et al. (1985) e RODRIGUES et al. (1991).

Quadro 3. Granulometria da ração, correspondendo os estádios de desenvolvimento das larvas de M. rosenbergii.

Estágio larval Peneira (mm) Tamanho da partícula (mm)

1-5 0,237 0,2 6-8 0,500 0,6 9-PL 1,000 1,0

3.3.3 Manutenção das fêmeas ovígeras

As fêmeas ovígeras nos últimos estágios de desenvolvimento embrionário, foram

obtidas do viveiro de reprodutores da Fazenda Santa Helena (Silva Jardim/RJ). Após

transferência para o Laboratório de Crustáceos da Estação de Aqüicultura Almirante Paulo

Moreira (FIPERJ), foram mantidas em duas caixas de fibrocimento (250L) de capacidade,

revestidas internamente com epóxi preto, e providas de abrigo cilíndrico de PVC, até a

eclosão das larvas. Durante esse período, permaneceram em água previamente filtrada, com

salinidade de 16%0, a mesma utilizada durante a fase de larvicultura. A temperatura

permaneceu ao redor de 290C (±1oC). Diariamente os detritos eram retirados por

sifonamento e o volume da água reposta com água salobra, previamente preparada.

3.3.4 Manutenção das larvas

Após a eclosão, as larvas foram atraídas para o canto translúcido da caixa, e

cuidadosamente transferidas, por sifonamento para um balde graduado, onde se realizou a

estimativa do número de larvas eclodidas. Foram então estocadas numa densidade de

18

aproximadamente 100 larvas/L, em 16 tanques de plásticos retangulares, com capacidade

individual de 33L. (Figura 4).

Figura 4. Aspecto dos módulos das unidades experimentais sobre bancada.

As paredes dos tanques foram pintadas com tinta epóxi preto, para facilitar a

visualização e apreensão do alimento (náuplios de Artemia sp., rotífero enriquecido B.

plicatilis e partículas de ração) pelas larvas de camarão.

A aeração foi constante, por meio de soprador elétrico e mangueiras plásticas 3/16”,

providas de pedras porosas em suas extremidades, regulada por registro de mesmo calibre,

mantendo o nível de oxigênio próximo à saturação (Figura 5), além de servir para manter as

partículas alimentares em suspensão, proporcionando uma distribuição homogênea das

larvas por toda coluna d’água e evitando assim, um aumento da taxa de canibalismo.

19

Figura 5. Detalhe do interior experimental, ressaltando o sistema de aeração e aquecimento.

A preparação da água de criação (16%0 de salinidade), consistiu de uma mistura de

água doce oriunda do abastecimento da Companhia Estadual do Rio de Janeiro (CEDAE),

com água salgada abastecida pelo canal de adução que liga a Baía de Sepetiba com a

Estação de Aqüicultura Almirante Paulo Moreira. Para determinar o volume de água

salgada, utilizou-se a fórmula (RODRIGUES et al. 1991):

VAS= Vtm x S%0 d

Sas

Em que:

S%0 d = Salinidade desejada

VAS = Volume água salgada

Vtm = Volume tanque de mistura

Sas = Salinidade água salgada

20

Os fatores físico-químicos da água dos tanques de larvicultura do camarão-de-água-

doce M. rosenbergii foram monitorados durante todo o período experimental, sendo

observado uma variação média de 8,0 a 8,3 para o valor do pH. Os níveis de amônia

mantiveram-se inferiores a 0,1ppm e o oxigênio manteve-se sempre próximo à saturação

(7,5-8,0 ppm). A temperatura manteve-se, com auxílio de aquecedores acoplados a

termostato, em 280C (±1) e, a salinidade foi mantida a 16%0,. Portanto os valores destes

parâmetros, foram mantidos dentro da faixa considerada adequada para o bom desempenho

dos animais, de acordo com vários autores (LING, 1969; NEW, 1976, 1990, 1995; UNO &

SOO, 1969; VALENTI,1991, 1998; SEIXAS FILHO, 1984, 1985, 2000).

A limpeza dos tanques foi feita diariamente às 13:00 hs, através de sifonamento.

Para proceder este manejo, retirou-se a aeração aguardando uma decantação mais

concentrada das partículas. Em seguida, com o uso de uma mangueira plástica transparente

de ¾”, sifonou-se as sobras de alimento, matéria orgânica e fezes das larvas concentradas

no fundo do tanque, em baldes de fibra de vidro providos de tela de 150µm para retenção

das larvas que se encontravam próximas ao fundo. Efetuada esta operação, recolocava-se a

aeração, 90% do volume da água dos tanques foram renovados e as larvas eventualmente

sifonadas foram devolvidas ao sistema. Diariamente, foi feita a contagem das larvas mortas,

encontradas no material sifonado.

A intensidade da luz natural e o fotoperíodo que incidiram sobre o cultivo das

larvas, foram de 2000 a 3000 lux e 12 horas de dia, respectivamente.

Alternadamente, dez larvas de cada unidade experimental (tanque), num total de

160 larvas, foram coletadas ao acaso para se verificar o acompanhamento do

desenvolvimento larval através das seguintes variáveis: índice de estágio larval e estádio de

repleção.

a. Índice de estágio larval – Os estágios larvais foram observados de acordo com o

critério desenvolvido por UNO & SOO (1969). Como forma de padronização

internacional neste trabalho, será referenciado com a sigla LSI (“Larval Stage

Index”), que é calculado pela média ponderada dos estágios larvais e obtido por

meio das observações dos estágios larvais diário, (DANIELS et al., 1992).

21

b. Estádio de repleção – Foi verificada a quantidade de alimento ingerido pelas larvas

amostradas através de observações visuais da quantidade de alimento no trato

digestivo, utilizando-se a seguinte escala arbitrária: vazio (V); parcialmente cheio

(M) e cheio (C); e calculada a média ponderada das observações efetuadas

diariamente (RODRIGUES et al., 1998).

Ao final do experimento, quando 90% das larvas completaram a metamorfose

passando à fase de pós-larva, a salinidade da água foi gradativamente reduzida a zero e o

experimento foi encerrado, obtendo-se assim os dados de tempo de larvicultura, taxa de

metamorfose, sobrevivência e peso seco das pós-larvas.

A sobrevivência durante a larvicultura foi analisada por meio de curvas de

sobrevivência da população em cada tratamento, sendo estimada através da subtração da

população inicial, pelo número de larvas encontradas mortas, diariamente nos resíduos

oriundos da limpeza do tanque de larvicultura.

Para analisar o peso seco das pós-larvas, foram separadas ao acaso, 20 pós-larvas de

cada unidade experimental (tanque), totalizando 80 pós-larvas por bloco, que foram

acondicionadas por 48 horas em estufa ventilada a 650C.

3.4. Análise Bromatológica

No Laboratório de Nutrição do Instituto de Zootecnia da Universidade Federal

Rural do Rio de Janeiro, foi realizada a análise bromatológica comum do náuplio de

Artemia sp., e do rotífero congelado e enriquecido B. plicatilis. Segundo a metodologia

proposta por SILVA (1990), determinou-se em g/100g de Matéria Seca (MS) o Material

Mineral (Cinzas), Fibra Bruta (FB), Extrato Etéreo (EE) e a Proteína Bruta (PB).

O material obtido após centrifugação e secagem em estufa ventilada a 650C por 12

horas foi fracionado manualmente em grânulos de 0,2 mm de diâmetro, acondicionados em

recipientes de plástico rotulados e estocado em lugar seco.

22

O teor de matéria seca foi calculado após secagem das amostras em estufa (105oC

por 12 horas); o conteúdo de nitrogênio foi determinado pelo método Kjeldahl; o conteúdo

de extrato etéreo, pelo método de Soxhlet; o teor de fibra bruta, pelo método de Van Soest.

3.5 Análises Estatísticas

O experimento foi conduzido em blocos ao acaso, onde foram testados quatro

regimes alimentares na larvicultura em circuito aberto do camarão M. rosenbergii, com

quatro repetições por tratamento.

A análise estatística do peso seco das pós-larvas foi realizada através da análise de

variância, e a variável avaliada, em nível de significância de 5%, no programa SAEG 5.0

(Sistema de Análises Estatísticas e Genéticas), desenvolvido pela Universidade Federal de

Viçosa –MG (EUCLYDES, 1982).

O modelo estatístico utilizado para análise dos dados de peso seco médio foi:

Yij = m + Ti + Bj + Eij

Em que

Yij = observação relativa ao tratamento i no bloco j

m = efeito médio geral

Ti = efeito do tratamento i, i= 100% Rotífero; 100% Artêmia; 60% Artêmia + 40%

Rotífero; 40% Artêmia + 60% Rotífero.

Bj = efeito do bloco j

Eij = erro aleatório associado ao tratamento i no bloco j

Para os resultados de sobrevivência e índice de estágio Larval, foi utilizado o

método não paramétrico do QUI-QUADRADO.

23

4. RESULTADOS E DISCUSSÃO

Durante o período de outubro/2000 até fevereiro/2001, foram produzidos um total

de 3.900L de N. oculata e de 2.400L da clorofícea flagelada T. chuii. Para o mesmo

período, verificou-se um consumo na ordem de 1.900L de N. oculata e de 1500L de T.

chuii., o que proporcionou excelente desenvolvimento da população de rotíferos,

mantendo-se uma média populacional de 160-580 rotíferos/mL. Foram preparados e

congelados 494 frascos de rotíferos (B. plicatilis) enriquecidos, dos quais foram

consumidos 323 frascos durante o período experimental.

O resultado da análise centesimal realizada para os rotíferos alimentados com a

microalga N. oculata acrescida de S. cerevisae e enriquecida com o óleo de fígado de

bacalhau, na forma de emulsão, utilizando-se a metade do período (12 horas) aumentou o

seu valor nutritivo, apresentando maior quantidade de Proteína e Extrato etéreo (Tabela 1),

chegando a níveis de nutrientes maiores que os da Artemia sp., alimento tradicionalmente

utilizado na larvicultura de peixes e crustáceos (SEIXAS FILHO et al., 1985, 2000;

TRIANI, 2000).

Tabela 1. Análise centesimal do náuplio de Artemia sp.e do rotífero B. plicatilis (enriquecido e congelado).

g/100g de matéria seca

Carboidratos Identificação Proteína Extrato Etéreo

Total* Fibra

Cinza

Artemia sp. 32,74 20,10 8,67* 1,12 37,37

Rotífero Enriquecido e congelados

43,90 22,94 8,53* 0,81 23,82

*= 100 − [ (PB) + (EE) + (FB) + (Cinzas) ]

Comparando-se tais resultados com os obtidos por SEIXAS FILHO et al., (1985)

(Tabela 2), verifica-se que os rotíferos enriquecidos apresentaram um teor de proteína 2,6

24

vezes superior e o extrato etéreo cerca de 16 vezes maior em relação aos rotíferos não

enriquecidos. Portanto, corrobora vários autores que afirmam aumento do valor nutritivo

dos rotíferos após o enriquecimento (POZUELO, 1975; HIRAYAMA& NAKAMURA,

1976; SCOTT & BAYNES, 1978; SEIXAS FILHO et al., 1985; RAINUZZO et al., 1989;

SAMOCHA et al., 1989; KISSIL & KOVEN, 1990; FROLOV et al., 1991; CARIÉ et al.,

1993; FERÑANDEZ-REIRIZ et al., 1993; BARRETO & CAVALCANTI, 1997;

GALVÃO, 1998; e TRIANI, 2000).

Tabela 2. Análise centesimal do náuplio de Artemia sp.e do rotífero B. plicatilis (não enriquecido).

g/100g de matéria seca

Carboidratos Identificação Proteína Extrato Etéreo

Total* Fibra

Cinza

Artemia sp. 56,34 4,16 8,94* 1,20 30,56

Rotífero (não enriquecido)

17,09 1,41 19,79* 0,87 61,71

Fonte: SEIXAS FILHO et al. (1985). *= 100 − [ (PB) + (EE) + (FB) + (Cinzas) ]

Em relação a Artemia sp. a quantidade de proteína encontrada no presente estudo foi

inferior a de SEIXAS FILHO et al. (1985), possivelmente devido ao modo e ao tempo de

conservação da amostra antes da realização da análise.

Observa-se na figura 6 que as curvas de sobrevivência até o 5o dia, para todos os

tratamentos foram muito semelhantes, mas posteriormente verificou-se uma queda na

sobrevivência do tratamento T1 (100% B. plicatilis), que ao 14o. dia chegou à mortalidade

total da população. Isto pode ser um indicativo de que os rotíferos enriquecidos e

congelados, não foram suficientes em termos nutricionais na dieta dessas larvas. Durante

este período as larvas submetidas a este tratamento apresentaram o estômago parcialmente

ou completamente vazio, o que pode estar relacionado a dificuldades na captura dos

rotíferos congelados (Tabela 3).

SILVA & RODRIGUES, (1997) também encontraram nos primeiros dez dias de

larvicultura mortalidade total de larvas de M. rosenbergii, quando alimentadas somente

25

com nematóides (Panagrellus redivivus). Porém, SEIXAS FILHO et al (1984); LOVETT

& FELDER, (1988), verificaram uma baixa taxa de sobrevivência das pós-larvas de M.

rosenbergii (0,6 e 0,8%), quando utiliza os rotíferos sem enriquecimento nas densidades de

30 e 50 rot/mL, respectivamente, na substituição total dos náuplios de Artemia sp.

As curvas de sobrevivência das larvas que receberam os tratamentos T2 (100%

Artemia sp.), T3 (60% Artemia sp. + 40% B. plicatilis) e T4 (40% Artemia sp. + 60% B.

plicatilis) foram muito semelhantes, ocorrendo uma mortalidade mais acentuada nos

primeiros dez dias, e uma estabilização a partir do 20o dia (Figura 6).

0

500

1000

1500

2000

2500

3000

3500

1 3 5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35

dias de criação

quan

tidad

e de larvas

100% Rotífero

100% Artêmia

60% Artêmia+ 40% Rotífero

40% Artêmia+ 60% Rotífero

Figura 6: Curvas de sobrevivência estimada por meio do número absoluto de larvas dos tratamentos T1 (100% B. plicatilis), T2 (100% Artemia sp.), T3 (60% Artemia sp. + 40% B. plicatilis) e T4 (40% Artemia sp. + 60% B. plicatilis).

26

Tabela 3. Dados referentes ao desenvolvimento larval e estádio de repleção das larvas em cada tratamento.

TRATAMENTOS

100% Rotífero

T1 100% Artemia

T2

60% Artemia + 40% Rotífero

T3

40% Artemia +60% Rotífero

T4

Período (dias)

Índice Estágios larvais

*Estádio de

repleção


Estádio de

repleção


Estádio de

repleção


Estádio de

repleção 0 I I I I

2 III M III M III V III V

4 III M IV M IV M III M

6 III V V C V C V C

8 V M V M V M V M

10 IV M V M V M V M

12 V M VI C VI C V M

14 Morte V VI M VI M VI M

16 VI M VI M VI M

19 VII C VII C VII M

21 VII M VII M VII M

23 X C VIII M VIII C

25 X M VIII M VIII M

27 X M X M X M

29 X M X M X C

31 XI M X M X C

33 XI M X C X M

35 PL C PL C PL C

M=parcialmente vazio, V=vazio, C=cheio

27

Analisando-se a sobrevivência aos 14 dias de experimentação, os tratamentos T1 e

T4 em relação ao T2 apresentaram diferenças significativas (P<0,01) pelo teste do Qui-

quadrado (Tabela 4).

Tabela 4. Sobrevivência das larvas de M. rosenbergii submetidas a diferentes tratamentos alimentares, aos quatorze dias.

TRATAMENTOS SOBREVIVÊNCIA (%)

T2 (100% Artemia) 75,82a

T3 (60% Artemia + 40% Rotífero) 74,15 a

T4 (40% Artemia + 60% Rotífero) 71,24b

T1 (100% Rotífero) 5,45c

1Médias seguidas de letras iguais na coluna não diferem significativamente pelo teste de Qui-quadrado ao nível de 1% de probabilidade

A sobrevivência das pós-larvas após a metamorfose total (35 dias), não mostrou

diferença significativa (P>0,05), quando realizada a análise estatística pelo Qui-quadrado

entre os animais submetidos aos tratamentos, T2, T3 e T4 (Tabela 5).

Tabela 5. Sobrevivência das larvas de M. rosenbergii submetidas a diferentes tratamentos alimentares, ao final do período experimental (35 dias).

TRATAMENTOS SOBREVIVÊNCIA (%)

T2 (100% Artemia) 68,36ns

T3 (60% Artemia + 40% Rotífero) 68,76 ns

T4 (40% Artemia + 60% Rotífero) 64,60 ns

ns = não significativo, pelo teste de Qui-quadrado ao nível de 5% de probabilidade

28

Os estágios do desenvolvimento larval verificado em dias alternados, demonstraram

a ocorrência da metamorfose, transformação das larvas em pós-larvas, no mesmo período

de 35 dias nos tratamentos T2, T3 e T4 (Fig. 7).

0

2

4

6

8

10

12

14

0 2 4 6 8 10 12 14 16 19 21 23 25 27 29 31 33 35

dias

estágios la

rvais

TRAT 1 TRAT2 TRAT3 TRAT4

Figura 7. Desenvolvimento larval do camarão de água doce M. rosenbergii submetidos aos diferentes tratamentos alimentares, ao final do período experimental (35 dias).

Observa-se que o índice de estágios larvais do tratamento T1, no 6o. dia de

experimento apresentou a maioria das larvas no estádio III, enquanto em T2, T3 e T4

estavam no estádio V (Fig. 7 e Tabela 3).

Realizando-se as análises estatísticas em relação à percentagem do índice de

desenvolvimento larval nos tratamentos T1, T2, T3 e T4, em cada observação do 2o. ao 12o.

dia, verificou-se que houve diferença significativa (P<0,05), no tratamento T1 em relação

aos outros tratamentos em todas as observações (Tabelas 6, 7, 8, 9, 10 e 11).

29

Tabela 6. Porcentagem (%) do índice de desenvolvimento larval (LSI) de M. rosenbergii, submetidos aos regimes alimentares (T2, T3 e T4), na 2 o observação (2 o dia) experimental.

Tratamentos Estágio Animais (%)

III 100a

III 98a

III 90a

T4 (40% Artemia + 60% Rotífero)

T3 (60% Artemia + 40% Rotífero)

T2 (100% Artemia)

T1 (100% Rotífero) III 73b

1Médias seguidas de letras iguais na coluna não diferem significativamente pelo teste de Qui-quadrado ao nível de 5% de probabilidade.


Tratamentos Estágio Animais (%)

IV 68a

IV 50a

III 60bc

T2 (100% Artemia) T3 (60% Artemia + 40% Rotífero) T4 (40% Artemia + 60% Rotífero) T1 (100% Rotífero) III 70c

1Médias seguidas de letras iguais na coluna não diferem significativamente pelo teste de Qui-quadrado ao nível de 5% de probabilidade.


Tratamentos Estágio Animais (%) V 83a

V 82a

V 73a

T3 (60% Artemia + 40% Rotífero) T2 (100% Artemia) T4 (40% Artemia + 60% Rotífero) T1 (100% Rotífero) III 53b 1Médias seguidas de letras iguais na coluna não diferem significativamente pelo teste de Qui-quadrado

ao nível de 5% de probabilidade.

30



V 51ab

V 50ab

T4 (40% Artemia + 60% Rotífero) T3 (60% Artemia + 40% Rotífero) T2 (100% Artemia) T1 (100% Rotífero) V 47b 1Médias seguidas de letras iguais na coluna não diferem significativamente pelo teste de Qui-quadrado


Tabela 10. Porcentagem (%) do índice de desenvolvimento larval (LSI) de M. rosenbergii, submetidos aos regimes alimentares (T2, T3 e T4), na 6o observação (10 o dia) experimental.


V 51a

V 50a

T2 (100% Artemia) T3 (60% Artemia + 40% Rotífero) T4 (40% Artemia + 60% Rotífero) T1 (100% Rotífero) IV 45b 1Médias seguidas de letras iguais na coluna não diferem significativamente pelo teste de Qui-quadrado


Tabela 11. Porcentagem (%) do índice de desenvolvimento larval (LSI) de M. rosenbergii, submetidos aos regimes alimentares (T2, T3 e T4), na 7o observação (12 o dia) experimental.

Tratamentos Estágio Animais (%) VI 58a VI 56a

V 54bc

T2 (100% Artemia) T3 (60% Artemia + 40% Rotífero) T4 (40% Artemia + 60% Rotífero) T1 (100% Rotífero) V 53c 1Médias seguidas de letras iguais na coluna não diferem significativamente pelo teste de Qui-quadrado


Portanto, confirmando que o T1 apresentou o pior desempenho no desenvolvimento

larval em relação aos demais, indicando que a larvicultura de M. rosenbergii, não deve ser

realizado com 100% rotíferos nos 12 primeiros dias de larvicultura

31

Estes resultados discordam dos obtidos por SEIXAS FILHO et al. (2000), que

realizaram a substituição parcial dos náuplios de Artemia sp., pelo rotífero B. plicatilis na

densidade de 30 por mL, enriquecido com levedura e emulsão comercial de óleo de fígado

de bacalhau por 12 horas e congelado. Estes autores verificaram, que o enriquecimento de

rotíferos com ácidos graxos poliinsaturados e seu fornecimento até o sexto estádio larval de

M. rosenbergii (10 dias), proporcionou um desempenho satisfatório quanto à sobrevivência

entre as larviculturas com substituição parcial de Artemia sp. e a controle.

A substituição parcial (T3 e T4) da alimentação tradicional (T2) em relação à

freqüência de mudança dos estádios larvais finais, não apresentou diferença significativa

(P> 0,05) entre os tratamentos (T2, T3 e T4), analisados pelo teste do Qui-quadrado,

(Tabela 12).

Resultados diferentes foram encontrados por SILVA & RODRIGUES, (1997),

quando verificaram a viabilidade da substituição de náuplios de Artemia sp. por nematóides

P. redivivus, na larvicultura do camarão de água doce M. rosenbergii. Esses autores

verificaram que a substituição parcial retardou o aparecimento das pós-larvas e,

conseqüentemente, aumentou o ciclo da larvicultura e a heterogeneidade no

desenvolvimento larval.

Tabela 12. Porcentagem (%) do índice de desenvolvimento larval (LSI) de M. rosenbergii, submetidos aos regimes alimentares (T2, T3 e T4), ao final do período experimental.

TRATAMENTO Estágio LSI

T2 (100% Artemia) PL 91ns

T3 (60% Artemia + 40% Rotífero) PL 90 ns

T4 (40% Artemia + 60% Rotífero) PL 90 ns

ns = não significativo, pelo teste de Qui-quadrado ao nível de 5% de probabilidade LSI= Índice de estádio larval

Os resultados obtidos ao final do experimento em relação à média de peso seco

médio de 80 pós-larvas de cada tratamento, foram 3,29, 3,08 e 3,38 mg, respectivamente,

para os tratamentos T2, T3 e T4.

32

O efeito dos regimes alimentares testados, T2 (100% Artemia sp.), T3 (60% Artemia

sp. + 40% B. plicatilis) e T4 (40% Artemia sp. + 60% B. plicatilis) sobre a média de peso

seco médio das pós-larvas, mostrou que não houve diferença significativa (P> 0,05), entre

os tratamentos ao término do experimento (Tabela 13). Este resultado concorda com

aqueles obtidos em larviculturas desse camarão de água doce submetido a regimes

alimentares tradicionais e naqueles onde ocorreu substituição com o nematóide P. redivivus

(SILVA & RODRIGUES, 1997).

Tabela 13. Quadrado médio da Análise de Variância do peso seco das pós-larvas, nos diferentes regimes alimentares testados

Fonte de Variação G.L. Q.M. Trat.(T) 2 8,9775ns

Blocos 3 12,7052ns

Resíduo 6 28,2319 C.V= 16,36% ns = não significativo, pelo teste de Fisher ao nível de 5% de probabilidade.

33

5 CONCLUSÕES

Nas condições do presente trabalho executado pode-se chegar às seguintes

conclusões:

B. plicatilis alimentados com a microalga N. oculata, adição do S. cerevisae e

enriquecido com óleo do fígado de bacalhau, na forma de emulsão, apresentaram aumento

no teor de proteína e do extrato etéreo;

B. plicatilis enriquecidos e congelados não podem substituir totalmente os náuplios

de Artemia sp., na larvicultura de M. rosenbergii;

B. plicatilis enriquecidos e congelados podem substituir parcialmente os náuplios de

Artemia sp., na proporção de 40 ou 60 %, sem prejuízos na obtenção de pós-larvas e

sobrevivência na larvicultura de M. rosenbergii.

Futuros estudos ainda são necessários para um aprimoramento das técnicas de

substituição de náuplios de Artemia sp por outros organismos vivos.

34

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