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UNIVERSIDADE DE CAXIAS DO SULINSTITUTO DE BIOTECNOLOGIA

PROGRAMA DE MESTRADO EM BIOTECNOLOGIA

ATIVIDADE DE PROTEASES EXTRACELULARES DO FUNGO

ENTOMOPATOGÊNICO Nomuraea rileyi E VIRULÊNCIA SOBRE A

LAGARTA DA SOJA Anticarsia gemmatalis

ANA RITA FONSECA NUNES

Caxias do Sul

2005

Livros Grátis

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Dissertação apresentada ao Programa de Pós-graduação

em Biotecnologia da Universidade de Caxias do Sul,

visando a obtenção de grau de Mestre em Biotecnologia.

Mestranda: Ana Rita Fonseca Nunes

Orientadora: Dra. Neiva Monteiro de Barros

Co-Orientadora: Dra. Márcia Cristina Furlaneto





Dissertação apresentada ao Programa de Pós-graduação

em Biotecnologia da Universidade de Caxias do Sul,

visando a obtenção de grau de Mestre em Biotecnologia.

Mestranda: Ana Rita Fonseca Nunes

Orientadora: Dra. Neiva Monteiro de Barros

Co-Orientadora: Dra. Márcia Cristina Furlaneto

DISSERTAÇÃO APROVADA EM 08 DE DEZEMBRO DE 2005.

____________________________

Dr. Augusto Schrank

____________________________

Dra. Neiva Monteiro de Barros

____________________________

Dr. Alexandre Specht

____________________________

Dra. Márcia Cristina Furlaneto

____________________________

Dr. Sérgio Echeverrigaray

Aos meus pais, Davenir e Terezinha e aos meus sobrinhos MariaEduarda e Pedro Afonso pelo grande amor.

DEDICO

AGRADECIMENTOS

Muitas pessoas foram e são importantes e por isso é necessário agradecer. Desejo

agradecer especialmente:

Aos meus pais, Davenir e Terezinha, por acreditarem em mim, pela minha formação,

pela ajuda, incentivo e pelo grande AMOR;

Aos meus amados sobrinhos, Maria Eduarda e Pedro Afonso, pelo carinho e

principalmente pelo sorriso sincero nos momentos mais inesperados;

Ao meu irmão, Mário Afonso, e a minha cunhada, Daniela, pelo apoio durante a

realização deste trabalho;

À Profª. Drª. Neiva Monteiro de Barros, pela orientação, por incentivar meus primeiros

passos na vida científica e principalmente pela amizade, paciência e carinho em todos os

momentos de trabalho;

À Profª. Drª. Márcia Cristina Furlaneto pela maneira carinhosa com que me recebeu

como orientada, pela dedicação e auxílio durante a execução deste trabalho e pela amizade;

Ao Prof. Dr. João Lúcio de Azevedo pelo exemplo de profissionalismo;

À bolsista Juliana Nascimento Martins pelo auxílio e dedicação na elaboração deste

trabalho e também por suas constantes perguntas que me auxiliaram na compreensão de um

trabalho em conjunto;

Aos meus queridos “irmãos de coração” Nicole Teixeira Senhem e Juliano Tomazzoni

Boldo, aos quais agradeço de todo coração por TUDO;

Aos colegas dos Laboratórios de Controle de Pragas e de Doenças de Plantas, do

Instituto de Biotecnologia/UCS, em especial à Ana Carolina Sbeghen Loss, Eloisa Marchetto,

Francine Albrecht, Lúcia Vargas, Marciano Rubini, Rafaele Frassini, Valdirene Camatti

Sartori, Vaneisa Gobbato, Vânia Rech, pela ótima convivência em todos os momentos, pelo

carinho e amizade de todos;

Aos colegas do Laboratório de Genética e Biologia Molecular de Fungos Filamentosos

da Universidade Estadual de Londrina pelo carinho com que me receberam e pelo auxílio

durante meu estágio, em especial à Ariane Donatti e Bruno Dias;

A todos os colegas da turma de mestrado, em especial à Fernanda Bettin, Karina

Bracini e Isabel Padula Paz, pela convivência e auxílio durante este período.

Aos professores do curso de mestrado, pelo estímulo, idéias, sugestões e ensinamentos

na minha formação científica, especialmente ao Prof. Dr. Aldo José Pinheiro Dillon e Prof.

Dr. Sérgio Echeverrigaray por aceitarem fazer parte da comissão de acompanhamento deste

trabalho;

À todos os meus amigos do Instituto de Biotecnologia, em especial à Ana Cristina Atti

dos Santos (Pity), Cláudia Benatto, Claudete Salvador, Eloane Malvessi, Ivana Greice Sandri,

Juarez Ciro Rech e Márcia Pansera, pela amizade, carinho e principalmente pelo estímulo e

apoio nos momentos em que tudo parecia dar errado;

À Rosângela Festugatto e Marielsa Secco minhas amigas e “mães” de coração que

sempre me apoiaram e incentivaram em todos os momentos;

À CAPES pela bolsa concedida, pois, sem ela, este trabalho não seria possível;

À UCS pelo espaço de trabalho e por ter proporcionado a minha formação acadêmica;

À EMBRAPA/CENARGEM e EMBRAPA/CNPSO pelo fornecimento das linhagens

utilizadas neste trabalho;

Aos professores doutores Augusto Schrank, Alexandre Specht, Daniel Ricardo Sosa-

Gomez e Sérgio Echeverrigaray pelas contribuições dadas ao trabalho;

Em especial e a Deus por minha vida.

INDÍCE

LISTA DE TABELAS x

LISTA DE FIGURAS xi

LISTA DE ABREVIATURAS xii

RESUMO xiii

ABSTRACT xv

1. INTRODUÇÃO 01

2. OBJETIVOS 03

2.1. Objetivo Geral 03

2.2. Objetivos Específicos 03

3. REVISÃO DE LITERATURA 04

3.1. Controle Microbiológico de Pragas 04

3.2. Fungo Nomuraea rileyi 05

3.3. Produção de Enzimas Degradadoras de Cutícula 08

4. MATERIAL E MÉTODOS 16

4.1. Microrganismos 16

4.2. Insetos Utilizados 16

4.3. Meios de Cultura 17

4.3.1. Meio Mínimo (MM) 17

4.3.2. Meio Mínimo de Indução Enzimática (MMI) 17

4.4. Soluções 18

4.4.1. Solução de Caseína 1% (p/v) 18

4.4.2. Solução de Hidróxido de Sódio 0,05N 18

4.4.3. Solução de Ácido Orto-fosfórico 0,5N 18

4.4.4. Solução de Tetraborato de Sódio 1% (p/v) 18

4.4.5. Suspensão de Cutícula (p/v) 19

4.4.6. Tampão Tris-HCl 15 mM (pH7.0, 8.0, 8.5) 19

4.4.7. Tampão Tris-HCl 0,2 M (pH7,0) 19

4.4.8. Solução de Azocaseína 1% (p/v) 19

4.4.9. Ácido Tricloroacético 10% (p/v) 20

4.4.10. Solução Hidróxido de Sódio 2N 20

4.4.11. Solução de ρ-nitroanilina (concentração de 250µg/mL) 20

4.4.12. Substrato de Proteases Tipo Subtilisina (PR1) 1 mM 20

4.4.13. Substrato de Proteases Tipo Tripsina (PR2) 1 mM 21

4.5. Revigoramento de linhagens do fungo Nomuraea rileyi 21

4.6. Teste semi-quantitativo de produção de proteases 22

4.7. Atividade proteolítica em cultura líquida a partir de inóculo conidial 22

4.8. Atividade Enzimática sobre o Substrato Natural Azocaseína 23

4.8.1. Cálculo para determinação de sulfanilamida ou ρ-aminobenzenosulfonamida liberada por hidrólise proteolítca

24

4.8.2. Cálculo de coeficiente de extinção molar do substrato 24

4.9. Curva padrão para dosagem de ρ-nitroanilina 25

4.10. Atividades enzimáticas (proteases tipo subtilisina e tipo tripsina) 26

4.11. Avaliação da virulência do fungo Nomuraea rileyi à lagarta da soja 27

4.12 Análise Estatística dos Dados 27

5. RESULTADOS E DISCUSSÃO 28

5.1. Atividade Proteolítica das linhagens NR458 e CG434 do fungo N.rileyi emdiferentes meios sólidos (Índice de Relação Enzimática)

28

5.2. Atividade Proteolítica das linhagens NR458 e CG434 do fungo N.rileyipartir de cultivo líquido na presença e ausência de substrato cuticular

29

5.3. Atividade Proteolítca tipo-subtilisna (PR1) das linhagens NR458 e CG434do fungo N.rileyi partir de cultivo líquido na presença e ausência de substratocuticular

32

5.4 Atividade Proteolítica tipo-tripsina (Pr2) das linhagens NR458 e CG434 dofungo N.rileyi partir de cultivo líquido na presença e ausência de substrato cuticular

38

5.5. Virulência das linhagens NR458 e CG434 do fungo N. rileyi à lagarta dasoja A. gemmatalis em bioensaios de laboratório

43

6. CONCLUSÕES 45

7. LITERATURA CITADA 46

ANEXOS

LISTA DE TABELAS

Tabela 1. Origem das linhagens do fungo N. rileyi 16

Tabela 2. Determinação da atividade enzimática 23

Tabela 3. Curva padrão de ρ-nitroanilida 25

Tabela 4. Atividade Enzimática – protease tipo-subtilisina (Pr1) e tipo-tripsina (Pr2) 26

Tabela 5. Teste semi-Quantitativo da produção de proteases das linhagens NR458 eCG434 após crescimento em diferentes meios de cultivo. Valores expressos emIRE (Índice de Relação Enzimática)]

A1

Tabela 6. Avaliação da atividade proteolítica da linhagem NR458 (N. rileyi)empregando o substrato azocaseína

A2

Tabela 7. Avaliação da atividade proteolítica da linhagem CG434 (N. rileyi)empregando o substrato azocaseína

A3

Tabela 8. Atividade da protease do tipo-subtilisina (Pr1) no sobrenadante de cultivoda linhagem NR458 de N. rileyi, em pH 7,0.

A4

Tabela 9. Atividade da protease do tipo-subtilisina (Pr1) no sobrenadante de cultivoda linhagem CG434 de N. rileyi, em pH 7,0.

A5


A6

Tabela 11. Atividade da protease do tipo-subtilisina (Pr1) no sobrenadante de cultivoda linhagem CG434 de N. rileyi, em pH 8,0.

A7


A8

Tabela 13. Atividade da protease do tipo-subtilisina (Pr1) no sobrenadante de cultivoda linhagem CG434 de N. rileyi em pH 8,5.

A9

Tabela 14. Atividade da protease do tipo-tripsina (Pr2) no sobrenadante de cultivo dalinhagem NR458 de N. rileyi, em meio contendo cutícula, nos valores de pH 8,0 e 8,5

A10

Tabela 15. Análise de correlação (Pearson) entre o percentual de mortalidade e aatividade de Pr1 das linhagens NR458 e CG434.

A11

LISTA DE FIGURAS

Figura 1. Ciclo de Nomuraea rileyi sobre a lagarta Anticarsia gemmatalis 07

Figura 2. Valores de Índice de Relação Enzimática das linhagens NR458 e CG434 de N.rileyi após crescimento em diferentes meios de cultivo.

29

Figura 3. Atividade proteolítica do sobrenadante de cultivo da linhagem NR458 de N.rileyi em azocaseína.

30

Figura 4. Atividade Proteolítica do sobrenadante de cultivo da linhagem CG434 de N.rileyi

31

Figura 5. Atividade de protease tipo-subtilisina (Pr1), em valor de pH 7,0, da linhagemNR458 de N. rileyi

33

Figura 6. Atividade da protease tipo-subtilisina (Pr1), em valor de pH 7,0, da linhagemCG434 de N. rileyi

34

Figura 7. Atividade da protease tipo-subtilisina (Pr1), em pH 8.0, da linhagem NR458 deN. rileyi

35

Figura 8. Atividade da protease tipo subtilisina (Pr1), em pH 8.0, da linhagem CG434 deN. rileyi

35

Figura 9. Atividade da protease tipo subtilisina (Pr1), em valor de pH 8.5, da linhagemNR458 de N. rileyi

37

Figura 10. Atividade da protease tipo subtilisina (Pr1), em valor de pH 8.5, da linhagemCG434 de N. rileyi

37

Figura 11. Atividade da protease tipo tripsina (Pr2), em valor de pH 7.0, da linhagemNR458 de N. rileyi

39


40


40

Figura 14. Atividade da protease tipo tripsina (Pr2), em valor de pH 7.0, da linhagemCG434 de N. rileyi

41

Figura 15. Atividade da protease tipo tripsina (Pr2), em valor de pH 8.0, da linhagemCG434 de N. rileyi

41

Figura 16. Mortalidade de A. gemmatalis tratadas com o fungo N. rileyi (linhagens NR458e CG434)

44

LISTA DE ABREVIATURAS

MM – Meio mínimo (PONTECORVO et al.,1953) descrito no item 4.3.1. na página 17.

MMI – Meio mínimo de indução descrito no item 4.3.2. na página 17.

GLI – glicose.

CAS – solução de caseína.

CUT – suspensão de cutícula de Anticarsia gemmatalis.

EXU – suspensão e exúvia pupal de Anticarsia gemmatalis.

MMI+CAS – Meio mínimo de indução acrescido de solução de caseína (1% p/v).

MMI+CUT – Meio mínimo de indução acrescido de suspensão de cutícula de Anticarsia

gemmatalis (0,5 p/v).

MMI+CUT – Meio mínimo de indução acrescido de suspensão de exúvia pupal de Anticarsia

gemmatalis (0,5 p/v).

MMI + CAS + GLI + NaNO3 (Meio 1) – Meio mínimo acrescido de solução de caseína

contendo glicose e NaNO3.

MMI + CAS + GLI (Meio 2) – Meio mínimo acrescido de solução de caseína contendo

glicose.

MMI + CAS + NaNO3 (Meio 3) – Meio mínimo acrescido de solução de caseína contendo

NaNO3.

MMI + CAS (Meio 4) – Meio mínimo acrescido de solução de caseína sem adição de glicose

e NaNO3.

RESUMO

O fungo entomopatogênico Nomuraea rileyi tem potencial para controlar várias pragas deimportância econômica de grandes culturas, infecta lagartas de 30 diferentes espécies delepidópteros-praga sendo que as lagartas da família Noctuidae estão entre as mais sensíveis aopatógeno As estruturas de infecção dos fungos entomopatogênicos podem penetrar diretamentepela cutícula dos hospedeiros utilizando pressão mecânica, auxiliadas por um complexo deenzimas. Essas enzimas têm importante papel na patogenicidade, pois facilitam a penetraçãopelo fungo. Duas proteases degradadoras de cutícula já foram caracterizadas, sendo uma comatividade tipo subtilisina (Pr1) e outra do tipo tripsina (Pr2). O objetivo deste trabalho foi avaliara atividade de proteases do tipo subtilisina (Pr1) e tipo tripsina (Pr2), das linhagens NR458 eCG434 de Nomuraea rileyi, em presença e ausência de substrato cuticular e sua virulência àlagarta da soja Anticarsia gemmatalis. Os cultivos foram realizados em Meio Mínimo semglicose e NaNO3 (MMI), MMI acrescido de uma suspensão de cutícula e exúvia de lagarta dasoja Anticarsia gemmatalis 0,5% (p/v). Amostras foram retiradas em 0, 72, 96, 120, 144, 168,192, 216 e 240 horas. Primeiramente analisou-se a atividade proteolítica sobre azocaseína. Apartir destes resultados determinou-se os períodos para avaliação das atividades específicas (Pr1e Pr2). A atividade das proteases tipo subtilisina (Pr1) foi determinada utilizando o substratosintético Suc-Ala-Ala-Pro-Phe-ρ-nitroanilida e da Pr2 N-α-Benzoil-DL-Arg-ρ-nitroanilida, osensaios foram realizados em diferentes faixas de pH (7.0, 8.0 e 8.5) para verificar a ação destasenzimas em ambientes alcalinos. Não foi verificada atividade de Pr1 em MMI, entre os demaismeios a atividade foi maior no meio contendo substrato cuticular para as duas linhagens. Aatividade de Pr2 foi bastante inferior a de Pr1, e não ocorreu de forma coordenada em todos osmeios. A linhagem NR458 apresentou o melhor perfil de atividade enzimática e também foi maiseficiente nos bioensaios induzindo 64,4% de mortalidade de A. gemmatalis com TL50 de 223horas enquanto que a linhagem CG434 com menores valores de atividade enzimática induziuuma mortalidade de 35% com T L50 de 253 horas. Observou-se correlação positiva entre aatividade de Pr1 e virulência para a linhagem NR458 nos meios contendo caseína e cutícula nostrês pHs avaliados e para a linhagem CG434 no meio contendo caseína nos três pHs e no meiocontendo cutícula em pH 8.5.

ABSTRACT

The entomopathogenic fungus Nomuraea rileyi possesses the ability to infect and controlseveral economically important plagues of major cultures. This fungus infects 30 distinctspecies of lepidoptera considered plagues, of which the catterpillars belonging the Noctuidaefamily are the most sensitive to the referred pathogen. The conidia of entomopathogenic fungihave the potential to penetrate, in a direct manner, through the host cuticle using mechanicalpressure, which is assisted by a complex of enzymes. These enzymes have important roles inpathogenicity, for they facilitate the fungus penetration. Two proteases that degrade the hostcuticle have been already characterised. One of them has the subtilisin-like activity (Pr1) andthe other one the tripsin-like activity (Pr2). The objective of this work was the evaluation ofthe subtilisin-like (Pr1) and tripsin-like (Pr2) proteases of the N. rileyi strains NR458 andCG434 in presence and absence of cuticular substrate and evaluate the fungus pathogenicityagainst the soy catterpillar Anticarsia gemmatalis. The fungus was cultivated in MinimumMedia (Pontecorvo et al., 1953) without glucose and NaNO3 (MMI) and MMI plus A.gemmatalis cuticle and exudate at 0,5% (p/v). Samples from the cultures were taken in 0, 72,96, 120, 144, 168, 192, 216 e 240 hours. Firstly, the proteolityc activity based on azocaseindegradation were analysed accordind to Charnley and Tomarelli (1974). From these results,the periods for specific activity (Pr1 and Pr2) were stabilished. The subtilisin-like (Pr1)protease activity was determined using the synthetic substrate Suc-Ala-Ala-Pro-Phe-r-nitroanilide and the tripsin-like activity was determined by using N-a-Benzoil-DL-Arg-r-nitroanilide. The assays were driven in different pH range (7.0, 8.0 and 8.5) for verifying theaction of these enzymes in alkaline conditions. There was no activity of Pr1 in MMI and bothstrains shown higher protease activity in media containing the cuticular substrate. The Pr2activity was considerably lower when compared to Pr1 activity. However, no apparentactivity pattern was seen in all media tested. Strain NR458 shown the best enzymatic activityprofile and also was the most efficient on bioassays against A. gemmatalis inducing 64,4% ofmortality with a LT50 of 223 hours while strain CG434, which shown lower enzymaticactivity, induced 35% of mortality with a LT50 of 253 hours. A positive correlation was seenbetween the Pr1 activity and virulence of the strain NR458 in media containing casein andcuticle in the trhee pH values evaluated and for strain CG434 in media containing casein inthe three pH values and in media containing cuticle in pH 8.5.

1. INTRODUÇÃO

Os fungos foram os primeiros patógenos de insetos a serem utilizados no controle

microbiano de insetos praga. A maioria dos gêneros de fungos entomopatogênicos já relatados

ocorrem no Brasil, sendo que desses, mais de 20 incidem sobre pragas de importância

econômica. A ocorrência desses fungos, em condições naturais, tanto enzoótica como

epizooticamente tem sido, no Brasil e em outros países, um fator importante na redução das

populações de pragas.

A grande variabilidade desses entomopatógenos pode ser considerada uma das suas

principais vantagens no controle microbiano de insetos. Os fungos podem infectar diferentes

estágios de desenvolvimento dos hospedeiros, como ovos, larvas, pupas e adultos, sendo esta

característica desejável e muito peculiar deste grupo. A maioria é altamente especializada na

penetração via tegumento, o que os coloca em vantagem quando comparados com outros grupos

de patógenos que só infectam o inseto por via oral, penetrando através do mesêntero.

As enzimas atuam no processo de penetração do fungo, inclusive na fase de adesão, antes

mesmo da germinação dos conídios. Estas são secretadas pelo tubo germinativo, o qual tem

fundamental importância na produção de enzimas degradadoras de cutícula, favorecendo o

processo nutricional entre o fungo e o hospedeiro. A produção de enzimas por estes patógenos

tem sido estudada com várias finalidades, sendo uma delas a de correlacioná-las com os

processos de especificidade, patogenicidade e virulência.

Com técnicas apropriadas de bioensaios é possível selecionar isolados de fungos

altamente virulentos, específicos ou não, com características adequadas para serem utilizados

como inseticidas microbianos, visando sua utilização em programas de Manejo Integrado de

pragas das culturas.

Neste sentido, o presente trabalho teve como objetivos avaliar a produção e atividade de

proteases degradadoras de cutícula (Pr1 e Pr2) produzidas pelo fungo Nomuraea rileyi e seu

possível papel no processo de patogenicidade e virulência a Anticarsia gemmatalis.

2. OBJETIVOS

2.1. OBJETIVO GERAL

Avaliar a atividade de proteases extracelulares degradadoras de cutícula produzidas pelo

fungo Nomuraea rileyi e sua virulência à lagarta da soja Anticarsia gemmatalis.

2.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS

• Avaliação da atividade proteolítica, baseada no Índice de Relação Enzimática (IRE);

• Avaliação da atividade proteolítica sobre o substrato azocaseína em presença e ausência de

cutícula de A. gemmatalis;

• Avaliação da atividade de proteases do tipo-subtilisina (Pr1), em presença e ausência de

cutícula de A. gemmatalis, correlacionando com a virulência do fungo N. rileyi;

• Avaliação da atividade do tipo-tripsina (Pr2) em presença e ausência de cutícula de A.

gemmatalis;

• Avaliação da virulência das linhagens NR458 e CG434, do fungo N. rileyi a A. gemmatalis.

3. REVISÃO DE LITERATURA

3.1 . Controle Microbiológico de Pragas

O controle microbiológico de pragas trata da utilização racional de microrganismos

entomopatogênicos visando a manutenção da população das pragas em níveis não prejudiciais

(GALLO et al., 2002).

O controle de pragas, principalmente após a descoberta dos inseticidas sintéticos, a partir

da Segunda Guerra Mundial, foi baseado exclusivamente nesses produtos, que eram

considerados seguros e, na verdade, ofereciam a melhor resposta. Entretanto, com o uso

indiscriminado dos pesticidas químicos, começaram a surgir problemas como a resistência dos

insetos aos inseticidas , surgimento de novas pragas, que antes eram mantidas em baixo número

por inimigos naturais e também causaram efeitos adversos sobre a qualidade ambiental e sobre a

saúde humana (CRUZ, 2002).

Atualmente, são relatados diversos problemas relativos ao emprego de inseticidas

químicos sintéticos, tornando possível perceber a urgência no desenvolvimento de agentes de

controle biológico como complemento ou alternativa para os químicos (ST. LEGER et al.,

1996a).

Fungos entomopatogênicos são fatores chaves regulatórios na população de insetos-

praga, sendo considerados muito promissores como agentes de controle microbiológico de

insetos que se alimentam de plantas (GLARE & MILNER, 1991; PRIOR, 1992).

Os fungos são potencialmente os entomopatógenos mais versáteis, pois diferente da

maioria dos outros patógenos, os quais precisam ser ingeridos para iniciar a doença, usualmente

invadem o inseto por penetração da cutícula externa (GOETTEL et al., 1995) e são capazes de

infectar artrópodes de vários ambientes e em diferentes idades e estágios (McCOY & MILANI-

TIGANO, 1996).

Atualmente este tipo de controle assume importância cada vez maior em programas de

manejo integrado de pragas (MIP), principalmente em um momento que se discute muito a

produção integrada rumo a uma agricultura sustentável (PARRA et al., 2002).

No entanto, existem algumas particularidades do emprego de fungos como agentes de

controle microbiano: ação lenta em matar o inseto; cuidados no armazenamento visando a

manutenção da viabilidade e virulência e a necessidade de condições ambientais favoráveis para

seu emprego como temperatura, umidade, luminosidade e radiação (ALVES, 1998a).

No controle biológico aplicado, os inseticidas microbianos são produzidos em escala

industrial para aplicação em campos agrícolas. O processo de aplicação é inundativo, isto é, tem

o caráter de cobertura total do terreno de plantação, seja este perene ou anual como sistema de

produção (GRAVENA, 2002).

Para integrar um microrganismo em uma estratégia de manejo integrado de pragas (MIP)

é necessário a realização de estudos basicos como o isolamento, métodos de cultivo, testes

biológicos de seus efeitos na população das pragas e ao ambiente (EDELSTEIN et al., 2004).

Os principais fungos entomopatogênicos pertencem aos gêneros Metarhizium, Beauveria,

Verticillium, Nomuraea, Hirsutella, Aschersonia, Paecilomyces e Enthomophthora (AZEVEDO,

1998; FARIA & MAGALHÃES, 2001), sendo que o gênero Metarhizium compreende o grupo

mais bem estudado, particularmente a espécie M. anisopliae var. anisopliae.

3.2 . Fungo Nomuraea rileyi

Os fungos do gênero Nomuraea são deuteromicetos, da ordem Moniliales, que

caracterizam-se por apresentarem micélio septado e conidióforos com fiálides originado-se do

mesmo ponto. A espécie N. rileyi é dimórfica e apresenta colônias verdes, conídios elipsóides a

cilindrícos, medindo 3,1 a 3,5 x 1,7 a 1,9 µm (ALVES, 1998a, DEVI et al., 2003).

O fungo entomopatogênico N. rileyi tem potencial para controlar várias pragas de

importância econômica para culturas de grandes áreas, infecta lagartas de 30 diferentes espécies

de lepidópteros-praga sendo que as lagartas da família Noctuidae estão entre as mais sensíveis ao

patógeno (EL-SAYED et al., 1991; BOUCIAS et al., 2000; SUJII et al., 2002; DEVI et al., 2003;

SRISUKCHAYAKUL et al., 2005). Epizootias naturais em lepidópteros praga, causadas por este

fungo, ocorrem frequentemente em populações de campo (EDELSTEIN, et al. 2004). Desta

forma, este fungo torna-se importante para a cultura da soja, visto que ataca uma das sua

principais pragas, a lagarta Anticarsia gemmatalis, em condições de alta umidade e temperaturas

amenas (EL-SAYED et al., 1993a; GALLO et al., 2002), podendo possibilitar uma diminuição

no uso de defensivos químicos nesta cultura. Na Argentina, Brasil e Uruguai infecta, além de

larvas de A. gemmatalis, também larvas de Spodoptera frugiperda, Colias lesbia, Spilosoma

virginica e representantes da subfamília Plusiinae, incluindo Rachiplusia nu, que são pragas de

dificil identificação em observações de campo (EDELSTEIN, et al. 2004).

O fungo penetra no inseto, freqüentemente via tegumento, envolvendo dois processos

principais: o físico, devido à pressão da hifa terminal que rompe as áreas membranosas ou

esclerosadas, e o químico, resultante da elaboração de enzimas (proteases, quitinases e lipases),

as quais facilitam a penetração mecânica do fungo e o metabolismo do tubo germinativo. (EL-

SAYED et al., 1991; EL-SAYED et al., 1993b; ALVES, 1998a). N. rileyi, e outros fungos que

normalmente não produzem apressório, podem formar uma massa mucilaginosa ao redor do tubo

germinativo, a qual também teria função de adesão e de facilitar a produção de enzimas

(ALVES, 1998a). SRISUKCHAYAKUL et al. (2005) não observaram a formação de apressório

por N. rileyi durante a infecção à Spodoptera litura, sugerindo que a penetração por este fungo é

principalmente enzimática do que por processo mecânico. Esta substância mucilaginosa é

higroscópica e pode criar um ambiente favorável para a secreção de enzimas extracelulares

(BOUCIAS & PENDLAND, 1991).

Sendo assim, para ser efetivo como agente de biocontrole de lagartas praga, N. rileyi

deve penetrar seu tegumento, secretando diferentes tipos de enzimas. O tegumento, que

apresenta substâncias químicas complexas, representa uma barreira para penetração do fungo. A

penetração do fungo no tegumento foi atribuída principalmente a enzimas hidrolíticas expressas

na germinação dos conídios. Em alguns destes estudos o nível de enzimas hidrolíticas

(principalmente proteases) foi correlacionado com patogenicidade do fungo (EL-SAYED, et al.,

1993b; SRISUKCHAYAKUL et al., 2005).

Algumas enzimas podem estar correlacionadas com a virulência de certos fungos para

determinados hospedeiros, porém a morte do inseto é ocasionada por uma série complexa de

eventos, o que dificulta o estudo desta correlação (ALVES, 1998a).

O ciclo completo de infecção do fungo N. rileyi é de 8 a 12 dias a 25°C (Figura 1). A

germinação pode ocorrer em 12 horas e a invasão da hemocele em 24 horas. A colonização do

hospedeiro dura cerca de 3 a 5 dias e a morte pode ocorrer entre 6 a 7 dias. Os conidióforos e

Figura 1. Ciclo de Nomuraea rileyi sobre a lagarta Anticarsiagemmatalis (ALVES, 1998a)

conídios se formam após 8 a 12 dias do início da infecção (ALVES, 1998a).

3.3. Produção de Enzimas Degradadoras de Cutícula

Ao contrário de bactérias, vírus ou protozoários entomopatogênicos, os fungos não

precisam serem ingeridos pelos seus hospedeiros para causarem infecção. Desta forma, os

conídios dos fungos podem penetrar diretamente através da cutícula do inseto. Este modo de

infecção dos fungos entomopatogênicos é, sem dúvida auxiliado pela produção de enzimas que

degradam a cutícula (SMITH, et al., 1981; CHARNLEY, 1984).

Fungos entomopatogênicos desenvolveram estratégias distintas para a adesão aos

hospedeiros, variando considerávelmente seus modos de ação, virulência, e grau de

especificidade ao hospedeiro. A penetração direta na cutícula é o modo natural de entrada

utilizada pela maioria dos fungos entomopatogênicos (CLARKSON & CHARNLEY, 1996).

Os insetos apresentam cutícula, que faz parte do exoesqueleto, funcionando como uma

barreira significativa entre seu meio interno e o ambiente, e conseqüentemente à penetração de

fungos entomopatogênicos (ANDERSEN, 1979; SAMUELS & PATERSON, 1995). A cutícula é

constituída de duas camadas: a epicutícula e a procutícula, considerada como principal proteção

do inseto ao ataque de patógenos. A epicutícula é uma camada externa e fina composta de

proteínas, lipídios, ácidos graxos e esteróides. A procutícula constitui a maior parte da cutícula e

contém fibrilas de quitina embebidas em uma matriz protéica associada a lipídios e quinonas.

Esta natureza complexa da cutícula dos insetos sugere que a penetração do fungo necessita da

ação conjunta de diferentes enzimas (CLARKSON & CHARNLEY, 1996).

As proteínas são componentes estruturais predominantes da cutícula de insetos (60%) e

as proteases liberadas durante as primeiras fases de invasão do entomopatógeno estão envolvidas

na penetração da cutícula, sendo estas, um importante fator de virulência (St. LEGER et al.,

1988a). A quitina, que compreende 30% da cutícula, é envolvida por subunidades de proteínas,

desta maneira o pré-tratamento da cutícula com proteases aumenta consideravelmente a atividade

subseqüente de quitinases (SAMSINAKOVA et al., 1971; St. LEGER et al., 1986b).

A produção de enzimas pelos patógenos tem sido estudada com várias finalidades, sendo

uma delas correlacioná-las com os processos de especificidade, patogenicidade e virulência.

Apesar da importância das enzimas no processo da doença, torna-se difícil correlacionar a

produção de enzimas em meios artificiais com a virulência dos fungos, já que a morte do inseto

ocorre em função de uma complexa seqüência de eventos; porém, alguns trabalhos tem sido

realizados com essa finalidade (ALVES, 1998b).

Tanto as proteases quanto as quitinases estão envolvidas na patogenicidade dos fungos

entomopatogênicos aos seus hospedeiros (ST. LEGER et al., 1993). Estas enzimas além de

favorecerem a penetração do fungo, convertem o tecido do inseto em nutrintes para seu

crescimento. Isolados altamente patogênicos apresentam quantidade detectável de atividade

extracelular de quitinase, lipase e protease que são muito ativas, de amplo espectro e necessárias

para a penetração na cutícula dos insetos (ROBERTS et al., 1992).

GUPTA et al. (1994) demostraram a existência de correlação entre os níveis de enzimas

degradadoras de cutícula (quitinases e proteases tipo-Pr1) produzidas por diferentes linhagens de

B. bassiana e a virulência para Gallera mellonela e Trichoplusia ni. Estes autores observaram

que altos níveis destas enzimas parecem estar relacionados a um menor tempo de mortalidade

destes hospedeiros.

ST. LEGER et al. (1986a) purificaram uma endoprotease e uma quitinase a partir do

cultivo de M. anisopliae, sendo que a protease foi responsável pela hidrólise de 25 a 30% das

proteínas da cutícula de S. gregaria, liberando peptídeos. Já a ação da quitinase resultou na

liberação de monômeros de N-acetilglicosamina. O pré-tratamento da cutícula com protease

aumentou a atividade da quitinase e consequentemente a liberação de N-acetilglicosamina. Estes

mesmos autores demonstraram que a capacidade de adsorção das enzimas à cutícula do inseto é

fundamental para que estas possam agir na degradação de componentes da cutícula (St. LEGER

et al., 1986c).

Há poucas informações disponíveis sobre propriedade funcional e molecular da quitinase

de entomopatógenos. Algumas controvérsias quanto a resultados experimentais têm sido

descritas com relação ao papel potencial das quitinases no processo de entomopatogenicidade.

Por exemplo, estudos com Beauveria bassiana, N. rileyi e outros fungos têm sugerido que a

virulência está correlacionada com atividade quitinolítica (EL-SAYED et al., 1993b). Entretanto,

outros trabalhos mostram que a relação entre produção de quitinases e virulência do fungo N.

rileyi não é observada, sugerindo que outros fatores possam interferir neste processo (VARGAS

et al., 2003).

Considerações fundamentais como os efeitos da repressão catabólica, idade fisiológica

dos conídios ou hifas, autólise, pH e da composição do meio foram inicialmente ignoradas nos

estudos de avaliação da contribuição das enzimas degradadoras de cutícula na penetração do

fungo no hospedeiro (ST. LEGER et al., 1986a).

EL-SAYED et al. (1993b) citam que a fonte e concentração de cutícula larval, no meio de

cultura, influenciaram a taxa e extensão de germinação dos conídios de N. rileyi, observando que

a expressão de proteases degradadoras de cutícula e quitinases foram expressadas quando

cutícula foi acrescida ao meio de crescimento. Esta expressão de enzimas hidrolíticas foi

influenciada pela concentração e tipos de substrato, verificando-se incremento da atividade

proteolítica com o aumento da concentração de cutícula de Trichoplusia ni de 0,1 a 5,0%.

Entretanto com cutícula Helicoverpa zea, a atividade proteolítica inicialmente aumentada, foi

estabilizada em 1,0% .

É muito importante a identificação da variabilidade bioquímica e fisiológica entre

linhagens de fungos, para selecionar o melhor patótipo com características adaptativas,

favorecendo sua sobrevivência e sua efetividade como um micoinseticida (SOSA-GÓMEZ et al.,

1994). ST. LEGER et al (1986a) verificaram variações entre as enzimas produzidas pelos

diferentes isolados de Metarhizium anisopliae, assim como entre diferentes espécies. Estas

variações podem ser, em parte, explicadas pelas diferenças em taxas de crescimento e período de

produção de enzimas.

O complexo natural de resistência da cutícula dos insetos sugere que a penetração fungica

requer a ação sinérgica de várias enzimas diferentes. As proteases são enzimas, freqüentemente,

consideradas críticas na facilitação do processo de infecção do hospedeiro (CLARKSON &

CHANRLEY, 1996). Duas proteases degradadoras de cutícula foram caracterizadas no

sobrenadante do meio de cultivo de M. anisopliae, uma com atividade tipo-subtilisina (Pr1) e a

outra com atividade tipo-tripsina (Pr2).

Através do emprego de inibidores enzimáticos demonstrou-se que ambas possuem

resíduos de serina e histidina no sítio ativo. Segundo estes autores, no entanto, Pr1 apresentou

alta atividade sobre cutícula de gafanhoto e elastina, enquanto que a Pr2 hidrolisou caseína e

substratos sintéticos contendo arginina ou lisina, mas não apresentou atividade sobre cutícula ou

elastina (ST. LEGER et al., 1987b).

A protease mais estudada de Metarhizium anisopliae é a Pr1, cujo principal papel na

invasão do hospedeiro já foi claramente demonstrado por ST. LEGER et al. (1988a),

determinando sua relevante importância na compreensão do processo de entomopatogenicidade

(ST. LEGER et al., 1989). Esta é uma protease geral capaz de degradar uma larga variedade de

proteínas.

Com relação ao papel de Pr2 no parasitismo, PATERSON et al. (1994) relataram que esta

enzima estaria envolvida na ativação ou indução de Pr1 em M. anisopliae. Esta hipótese é

reforçada pelo fato de que, em cultivo, a produção de Pr2 ocorre anteriormente a de Pr1 na

presença de cutícula de Schistocerca gregaria (GILLESPIE et al., 1998). Segundo ST. LEGER

et al. (1996) Pr2 foi secretada por estruturas de infecção (apressório) e pela hifa penetrante na

superfície da cutícula de Manduca sexta, sugerindo que esta enzima deve ter um papel

complementar ao de Pr1 na degradação de proteínas cuticulares.

Além da degradação proteolítica da barreira cuticular, outro possível papel destas

enzimas inclui a utilização das proteínas do hospedeiro na nutrição do fungo e destruição de

proteínas antifúngicas (ST. LEGER et al., 1988a; ST. LEGER et al., 1988b; ST. LEGER et al.,

1994; ST. LEGER et al., 1996b).

ST. LEGER et al. (1987a) verificaram a ocorrência de proteases do tipo Pr1 e Pr2 em

sobrenadantes de cultivo de isolados de cinco diferentes gêneros de fungos entomopatogênicos,

M. anisopliae, Verticilium lecanii, Beauveria bassiana, Archersonia aleyrodis e N. rileyi,

indicando uma função indispensável destas enzimas no processo de patogenicidade. A

ocorrência de dois ou três tipos de proteases extracelulares encontradas nestes cinco gêneros de

entomopatógenos indica uma função essencial destas enzimas no processo do patogenicidade.

ST. LEGER et al. (1994) observaram três tipos distintos de proteases, produzidas por M.

anisopliae, durante o crescimento em cutícula de Blaberus gigantus (barata): Pr1, Pr2 e

metaloprotease. Em eletroforese de focalização isoelétrica, estes autores, verificaram a

ocorrência de quatro isoformas de Pr1 e três isoformas de Pr2. A presença destas isoformas

variou conforme o meio de cultura e tempos de cultivo, sugerindo que elas podem ser

diferentemente expressas ou apresentam uma estabilidade que varia conforme o meio de cultivo.

GILLESPIE et al. (1998) relataram a produção de proteases extracelulares por isolados de

M. anisopliae var. anisopliae e M. anisopliae var. acridum (M. flavoviride) utilizando cutícula de

pupa de Manduca sexta e cutícula de diferentes partes do tegumento de S. gregaria que

compreendem tipos cuticulares com composição protéica e grau de esclerotização distintos. Os

autores verificaram que o grau de hidrólise por Pr1 foi diferente para cada tipo cuticular,

sugerindo que as partes distintas do inseto apresentam diferentes graus de suscetibilidade à ação

enzimática. Foi observado também que a contribuição de Pr1 na degradação não foi a mesma

para cutícula de M. sexta e do gafanhoto S. gregaria, sugerindo uma possível participação de Pr1

na especificidade ao hospedeiro.

SCHRANK & VAINSTEIN (2004) mostraram que a superexpressão de uma das

proteases aumenta a eficiência de infecção, de Metarhizium anisopliae em certos hospedeiros

mas não em outros, indicando uma possível especificidade destas enzimas.

FRANCESCHINI et al. (2004a) construíram uma linhagem de Metarhizium anisopliae

com o cDNA do gene Pr1A, para superexpressar a protease Pr1. Estas linhagens transformantes,

que apresentam o gene da Pr1A, em bioensaios com Boophilus microplus não mostraram

eficiente participação no processo de infecção do fungo neste ácaro, no entanto em bioensaios

com Anticarsia gemmatalis, estes transformantes foram capazes de induzir mortalidade dos

insetos com concentração inferior ao necessário para a linhagem selvagem fazê-lo, confirmando

o papel da Pr1A no processo de infecção deste inseto (FRANCESCHINI et al., 2004b).

PINTO et al. (2002) analisaram a produção de Pr1 e Pr2 extracelulares a partir de sete

isolados de M. anisopliae var. acridum após crescimento em meio contendo cutícula do

gafanhoto R. schistocercoides e em substratos não cuticulares. Esses autores observaram a

ocorrência de variabilidade natural entre os isolados quanto a produção das proteases analisadas,

sendo que o substrato influenciou sua expressão. Os maiores valores de atividade enzimática

foram observados em meio contendo cutícula, sendo que Pr1 foi produzida em maior quantidade

quando comparada a Pr2. Estes dados permitem sugerir que Pr1 desempenha papel importante na

degradação de proteínas cuticulares, sendo provavelmente um determinante de patogenicidade,

semelhante ao observado para M. anisopliae var. anisopliae. A produção de Pr1 e Pr2, em

Metarhizium anisopliae var. acridum mostrou ser dependente do tipo de substrato cuticular

empregado, sendo que não são expressas de forma coordenada (FURLANETO, 2004).

A Pr1 está diretamente relacionada com a penetração do fungo no corpo do inseto,

solubilizando as proteínas da pró-cutícula. A regulação desta enzima é dada por um mecanismo

de desrepressão na limitação de fontes de carbono e nitrogênio no meio. Em meios contendo

fontes simples de carbono e nitrogênio Pr1 foi reprimida e Pr2 foi produzida em baixos níveis,

enquanto que na ausência destas fontes nutricionais ambas foram rapidamente sintetizadas (ST.

LEGER et al., 1988a). A modificação da concentração de carbono e nitrogênio demonstrou que

ambos são independentemente capazes de reprimir a produção destas proteases (ST. LEGER et

al., 1988a; ST. LEGER et al., 1988b, ST. LEGER et al., 1989). Altos níveis de Pr1 foram

encontrados em trabalhos com Metarhizium anisopliae, Metarhizium flavoviride e Beauveria

bassiana, com adição de cutícula de inseto ao meio quando comparados com meio com fonte de

nitrogênio inorgânica (ST. LEGER et al., 1989; GUPTA et al., 1991; PATERSON et al., 1994;

GILLESPIE et al., 1998; TIAGO et al., 2002; PINTO et al., 2002; CAMPOS, 2003). Estes dados

podem indicar a indução específica da Pr1 por componentes da cutícula dos insetos.

Há também uma evidência da ação conjunta do pH e a indução pela cutícula nos níveis de

produção das enzimas. A produção de Pr1 e Pr2 apresenta um padrão diferencial de expressão

em resposta ao pH do ambiente. Tais enzimas foram produzidas por M. anisopliae somente no

pH em que elas atuam efetivamente independente do meio conter um substrato indutível, porém,

os níveis de produção enzimática foram maiores em meios contendo cutícula de inseto. Pr1 e Pr2

foram produzidas somente em condições alcalinas (pH 8.0). Durante a penetração do fungo, o

pH da cutícula infectada aumentou de 6.3 para 7.7, coincidindo com o pH de regulação da

produção de Pr1 e Pr2 (ST. LEGER et al., 1988a, ST. LEGER et al., 1998). Em sobrenadantes do

cultivo de N. rileyi o pH ótimo observado para a produção de Pr2 foi de 8.5 (GUPTA et al.,

1993).

CAMPOS et al. (2005) observam níveis altos de atividade de subtilisina (Pr1) de

Beauveria bassiana e Beauveria amorpha, em cultura contendo cutícula de carrapato (Boophilus

microplus). Considerando que a cutícula dos artrópodes incluem 70% de proteína

aproximadamente, esta enzima pode ter um papel importante na penetração do hospedeiro. Neste

trabalho a adição de alanina (0,5%) no meio de cultura reprimiu a secreção de subtilisina, o

principal aminoácido achado na cutícula de insetos e também em Boophilus microplus.

Já a Pr2 não segue o mesmo padrão, sua indução não é específica pois níveis basais desta

enzima foram produzidos em meio com proteína solúvel que, neste caso, reprimiu a Pr1. TIAGO

et al. (2002) e PINTO et al. (2002) não verificaram influência positiva na produção de Pr2 em

presença de cutícula no meio.

Outro dado que diferencia os sistemas de regulação da Pr1 e Pr2 é a produção destas

enzimas em tempos diferentes. GILLESPIE et al. (1998) constataram que a produção da Pr2,

ocorreu 24 horas anteriormente a produção de Pr1 por vários isolados de Metarhizium

flavoviride, em presença de cutícula. Apesar de o papel da Pr2 não estar ainda completamente

elucidado, ST. LEGER et al. (1987a) sugerem que a Pr2 pode estar envolvida em mecanismos de

controle celular, catalizando processos específicos de inativação e ativação proteolíticas

(turnover protéico).

4. MATERIAL E MÉTODOS

4.1. Microrganismos

Foram utilizados as linhagens do fungo Nomuraea rileyi descritas na tabela 1. Estas

linhagens foram escolhidas por serem de origens distintas e porque já foram testadas em

trabalhos anteriores pelo grupo de pesquisa.

Tabela 1. Origem das linhagens do fungo Nomuraea rileyi

Linhagem Origem

CG434 Isolada de Anticarsia gemmatalis, coletada em Patos de Minas/MG, da

Coleção de Fungos Entomopatogênicos do CENARGEN da EMBRAPA

Brasília/DF.

NR458 Isolada de Anticarsia gemmatalis, coletada em Londrina/PR, da Coleção

de Fungos Entomopatogênicos do CNPSo - EMBRAPA Londrina/PR.

4.2. Insetos Utilizados

Os insetos (Anticarsia gemmatalis) utilizados nos bioensaios foram provenientes da

criação em dieta artificial mantida no Laboratório de Controle de Pragas do Instituto de

Biotecnologia da Universidade de Caxias do Sul, RS.

4.3. Meios de cultura

4.3.1 Meio mínimo (MM) (PONTECORVO et al., 1953)

NaNO3.......................................................................................................................6 g

KH2PO4..................................................................................................................1,5 g

MgSO4.7H2O..........................................................................................................0,5 g

KCl..........................................................................................................................0,5 g

FeSO4.................................................................................................................0,001 g

Glicose.....................................................................................................................10 g

Água destilada..................................................................................................1000 mL

O pH deste meio foi ajustado para 6,8 com NaOH 4% (p/v) e em seguida autoclavado a

121°C por 20 minutos.

Para obtenção de MM solidificado foram adicionadas 12 g de ágar por litro de meio.

4.3.2 Meio Mínimo de Indução Enzimática (MMI)

O meio MMI corresponde ao MM (item 4.2.1) sem a adição de NaNO3 e glicose.

4.4. Soluções

4.4.1 Solução de caseína 1%

Foram adicionados, sob agitação, 2 g de caseína (não hidrolisada) a 100 mL de NaOH

0,05 M. Após completa dissolução, o pH foi ajustado para 6,0 com H3PO4 0,05 N e os volumes

completados para 200 mL com água destilada. A solução foi adicionada a 800 mL de MM ou

MMI (com quantidade de reagentes suficiente para 1 L) para obtenção de MM+caseína e

MMI+caseína.

4.4.2. Solução de Hidróxido de Sódio 0,05 N

Hidróxido de Sódio......................................................................................................... 2g

Água destilada................................................................................................................1000 mL

4.4.3. Solução de Ácido Orto-fosfórico 0,5N

Ácido orto-fosfórico...................................................................................................14,45 mL

Água destilada...........................................................................................................1000 mL

4.4.4. Solução de Tetraborato de Sódio 1% (p/v)

Tetraborato de Sódio.................................................................................................1g

Água destilada..........................................................................................................100mL

4.4.5 Suspensão de cutícula (p/v)

Foram utilizadas cutículas de lagartas de 5° a 6° instar e exúvias pupais de Anticarsia

gemmatalis. As cutículas e exúvias foram secas em estufa a 80ºC e maceradas inteiras em

almofariz. Posteriormente foram ressuspendidas em solução de tetraborato de sódio 1%, que foi

adicionada ao MMI em uma concentração final de 0,5% para obter o MMI+CUT e MMI+EXU.

4.4.6. Tampão Tris-HCl 15 mM (pH 7.0, 8.0 e 8.5)

Trisma-base.......................................................................................................0,726 g

Água destilada....................................................................................................100 mL

O pH foi ajustado para 7,0 com HCl concentrado. O volume final da solução foi

completado para 200 mL com água destilada e a solução foi autoclavada a 121ºC por 20 min.

4.4.7. Tampão Tris-HCl 0,2M (pH 7.0)

Trisma-base.......................................................................................................................2,42 g

Água destilada................................................................................................................100 mL

O pH foi ajustado para 7,0 com HCl 0,1M.

4.4.8. Solução Azocaseína 1% (p/v)

Azocaseína....................................................................................................................... 1g

Água destilada............................................................................................................ 100 mL

4.4.9. Ácido Tricloroacético 10% (p/v)

Ácido Tricloroacético..................................................................................................... 10g

Água destilada.............................................................................................................. 100 mL

4.4.10. Solução Hidróxido de Sódio 2 N

Hidróxido de sódio...................................................................................................... 8g

Água destilada............................................................................................................ 100 mL

4.4.11. Solução de p-nitroanilida (concentração de 250µg/mL)

p-nitroanilida..........................................................................................................5 mg

Água destilada estéril.............................................................................................20 mL

4.4.12. Substrato de Proteases Tipo-Subtilisina (Pr1) 1mM

Suc-Ala-Ala-Pro-Phe-p-nitroanilida..................................................................0,0125 g

Água destilada estéril .......................................................................................20m L

O substrato foi dissolvido em 1 mL de DMSO (dimetilsulfoxamida), e em seguida o

volume completado para 20 mL com água destilada estéril.

4.4.13. Substrato de Proteases Tipo-Tripsina (Pr2) 1 mM

N-Benzoyl-Phe-Val-Arg-p-nitroanilida.............................................................0,0136 g

Água destilada estéril ..........................................................................................20 mL

O substrato foi dissolvido em 1 mL DMSO, em seguida o volume completado para 20

mL com água destilada estéril.

4.5. Revigoramento de linhagens do fungo Nomuraea rileyi

As linhagens do fungo N. rileyi foram revigoradas em bioensaios utilizando lagartas de A.

gemmatalis. Os insetos que apresentaram os sintomas da doença foram colocados em câmara

úmida para o desenvolvimento do fungo, a seguir foi feita uma desinfecção do corpo dos insetos,

mergulhando-se os mesmos em uma solução de hipoclorito de sódio (2,5%), agitando-se por 3

minutos; procedendo-se a seguir 3 lavagens sucessivas em solução salina (0,87%) para

eliminação do excesso de cloro, transferindo-se as lagartas para placas de Petri contendo

MM+CAS sólido para obtenção dos conídios. Nos testes semi-quantitativo utilizou-se conídios

obtidos diretamente do corpo dos insetos e para os testes de atividade enzimática em meio

líquido utilizou-se conídios de 1° repique com 15 dias de crescimento.

4.6. Teste semi-quantitativo de produção de proteases (HANKIN &

ANAGNOSTAKIS; 1975)

Os conídios foram inoculados em placas com os seguintes meios: meio mínimo +

Caseína (0,2%) + Glicose + NaNO3 (meio 1), meio mínimo + Caseína (0,2%) + Glicose (meio

2), meio mínimo + Caseína (0,2%) + NaNO3 (meio 3), meio mínimo + Caseína (0,2%)(meio 4).

Para cada meio avaliado realizou-se 3 experimentos com 4 placas de cada linhagem. A revelação

do halo de degradação do substrato foi efetuada após 144 horas de incubação a 28ºC e realizada

pela adição de 5 mL de ácido acético glacial.

A atividade enzimática foi determinada através do Índice de Relação Enzimática (I.R.E.),

dado por D/d, onde D corresponde ao diâmetro da colônia + halo de degradação do substrato e d

corresponde ao diâmetro da colônia.

4.7. Atividade proteolítica em cultura líquida a partir de inóculo conidial

Para cada isolado, uma suspensão de conídios (em solução Tween-80, 0,1% v/v) foi

inoculada (concentração final no erlen contendo 25 mL de meio era de 5,6x106 conídios/mL) em

25 mL de meio mínimo de indução enzimática (MMI), meio mínimo de indução enzimática

acrescido de solução de caseína 1% p/v (MMI+CAS), meio mínimo de indução enzimática

acrescido de solução de cutícula 0,5% p/v (MMI+CUT) e meio mínimo de indução enzimática

acrescido de solução de exúvia (MMI+EXU), respectivamente. Os frascos foram mantidos a

28ºC sob agitação (180 rpm) por um período de 10 dias. As amostras foram retiradas nos tempos

0, 72, 96, 120, 144, 168, 192, 216 e 240 horas. Inoculou-se um frasco para cada amostra.

As amostras foram centrifugadas a 5.000 rpm por 10 minutos e posteriormente filtradas

em papel Whatman nº1, para separar o micélio do sobrenadante de cultivo. O sobrenadante foi

mantido a –20ºC e usado como fração secretada nos ensaios enzimáticos de azocaseína e de

proteases tipo-subtilisina (Pr1) e tipo-tripsina (Pr2) e para determinação de proteína total. O

experimento foi realizado em 3 blocos, sendo cada bloco considerado uma repetição.

4.8. Atividade Enzimática sobre o Substrato Azocaseína (CHARNLEY &

TOMARELLI, 1947)

A determinação da atividade enzimática sobre o substrato azocaseína baseia-se na sua

hidrólise com liberação de sulfanilamida, mensurável espectrofotometricamente no comprimento

de onda de 440 nm. Quando hidrolisada, a azocaseína libera aminoácidos ou oligopeptídeos não

precipitáveis por ácidos fortes como o ácido tricloroacético (TCA).

A determinação da atividade enzimática do sobrenadante do meio de cultivo foi realizada

utilizando tubos em duplicatas (Tab. 2).

Tabela 2. Determinação da atividade enzimática

Tubos Tris-HCl 0,2M

PH 7,0

Água Destilada Substrato 1%

(p/v)

Sobrenadante

Controle 50µL 12,5µL --- 375µL

Branco 50µL 375µL 12,5µL ---

Teste 50µL ---- 12,5µL 375µL

Controle = amostra sem o substrato

---: Ausência

Após a incubação em banho-maria a 28°C por 30 minutos, a reação foi interrompida pela

adição de 250µL de solução de TCA 10% (p/v) e os tubos foram mantidos em banho de gelo por

15 minutos. Após este período, as amostras foram centrifugadas a 12.000 rpm/6 min. a 4°C e o

sobrenadante neutralizado pela adição de 250µL de NaOH 2N, seguido de repouso por 10

minutos. A leitura foi realizada a 440 nm.

4.8.1. Cálculo para determinação de Sulfanilamida ou ρ-aminobenzeno sulfonamida

liberada por hidrólise proteolítica (TIAGO, 2001)

A atividade enzimática foi calculada a partir da equação:

Atividade enzimática = (A÷E )x Vr x (1÷Vc) x 2

Onde:

Vr = volume total de reação (mL)

Vc = volume de enzima usado para dete rminar atividade (mL)

E = coeficiente de extinção molar do substrato (1.975 M-1.cm-1)

A = absorbância

O resultado é expresso em unidade enzimática que é definida como a quantidade para

produzir 1µmol de sulfanilamida/mL/h.

4.8.2. Cálculo de coeficiente de extinção molar do substrato

O valor E é 34 (E1% a 440 nm) para uma solução 1% de azocaseína. A concentração de

sulfanilamida liberada pode ser calculada a partir da equação de Lambert-Beer:

A = E x c x L (L=1cm, espessura da cubeta)

O peso molecular da sulfanilamida (ρ-aminobenzeno sulfonamida) é 172.2. Uma solução

1% de azocaseína corresponde a 10g/L ou 58,1 x 10-3M, então E1% de 34 (1% p/v). cm-1 é 34 .

58,1 x 10-3 M-1 . cm-1 = 1,975 M-1. cm-1.

Assim, a concentração de produto de hidrólise é: c = A/ 1.975 M-1. cm-1.

4.9. Curva padrão para dosagem de p-nitroanilida

A curva padrão para determinação das atividades enzimáticas (proteases tipo Pr1 e Pr2)

foi realizada utilizando diferentes concentrações de p-nitroanilida como descrito na Tabela 3.

Após homogeneização, a leitura espectrofotométrica foi realizada a 410 nm.

Tabela 3. Curva padrão de p-nitroanilida

Tubos p-nitroanilida*(µL) Água destilada (µL) Concentração de p-nitroanilida

1 0 1000 0

2 20 980 0,2

3 50 950 0,5

4 100 900 1,0

5 200 800 2,0

6 300 700 3,0

7 400 600 4,0

8 500 500 5,0

9 600 400 6,0

10 800 200 8,0

11 1000 0 10,0

*Solução de p-nitroanilida 10µg/mL

4.10. Atividades enzimáticas (proteases tipo-subtilisina e tipo-tripsina)

Atividades tipo-subtilisina (Pr1) e tipo-tripsina (Pr2) foram determinadas utilizando

substratos sintéticos específicos: Suc-Ala-Ala-Pro-Phe-p-nitroanilida e N-Benzoyl-Phe-Val-Arg-

p-nitroanilida, respectivamente, segundo GUPTA et al. (1992).

O método utilizado para a determinação enzimática sobre estes substratos baseou-se na

sua hidrólise com a liberação de p-nitroanilida, que absorve no comprimento de onda de 410 nm,

o que permite a medida espectrofotométrica do grau de hidrólise destes substratos. A

determinação das atividades enzimáticas dos sobrenadantes de cultivo (fração secretada) foi

realizada utilizando tubos em duplicata conforme a Tabela 4.

Tabela 4. Atividade Enzimática - proteases tipo-subtilisina (Pr1) e tipo-tripsina (Pr2)

Tubos Tris-HCl 15 mM

pH 7,0

H2O Substrato 1mM Sobrenadante

Controle 850µL 50µL --- 100µL

Branco 850µL 100µL 50µL ---

Teste 850µL --- 50µL 100µL

Controle = amostra sem o substrato

---: Ausência

Após a incubação a 28ºC por 30 minutos, a reação foi interrompida adicionando-se

250µL de ácido acético 30% e os tubos foram mantidos em banho de gelo por 15 minutos. Após

10 minutos de repouso foi realizada a leitura da absorbância a 410 nm em espectrofotômetro. Os

resultados foram expressos em ηmols de p-nitroanilida por hora.

4.11. Avaliação da virulência do fungo Nomuraea rileyi à lagarta da soja

Os bioensaios foram realizados por meio de tratamentos, em placas de Petri com papel

filtro, contendo 3 mL de suspensões do fungo com uma concentração de 109 con/ml, onde os

insetos permaneceram em contato com o fungo por aproximadamente 24 horas. Utilizou-se

cinqüenta insetos para cada isolado testado, e igual número para o controle. Foram feitas três

repetições por tratamento, utilizando-se em todos os ensaios lagartas de 3º instar. A taxa de

mortalidade foi avaliada diariamente até as lagartas atingirem o estágio de pupa.

4.12. Análise Estatística dos Dados

A análise estatística foi realizada utilizando-se testes paramétricos com o auxílio do

programa computacional SPSS for Windows versão 10.0.

Os dados foram submetidos à análise de variância pelos testes de ANOVA com

comparação de médias pelo teste de Tukey (p<0,05) nos ensaios semi-quantitativos de produção

de proteases e na avaliação de atividade proteolítica tipo-subtilisina (Pr1) e tipo-tripsina (Pr2).

Nos ensaios de azocaseína a comparação de médias foi realizada pelo teste de Dunnett (p<0,05)

A avaliação da virulência foi feita pelo método de PROBIT, determinado-se o TL50. O

intervalo de confiança calculado foi de p= 0,011 (Pearson).

O teste de Coeficiente de Correlação Pearson foi empregada para verificar o nível de

correlação entre a virulência e atividade proteolítica tipo-subtilisina (Pr1).

5. RESULTADOS E DISCUSSÃO

5.1. Atividade Proteolítica das linhagens NR458 e CG434 do fungo Nomuraea rileyi

em diferentes meios sólidos (Índice de Relação Enzimática)

A avaliação da produção de exoenzimas por fungos em meios solidificados foi idealizada

por HANKIN & ANAGNOSTAKIS (1975). Segundo estes autores, a determinação da atividade

enzimática é baseada no halo de degradação de substratos. Desta forma, a produção de

exoenzimas, tais como amilases, proteases, lipases e quitinases pode ser avaliada semi-

quantitativamente (ROSATO et al., 1981).

A análise semi-quantitativa da produção pelas linahgens NR458 e CG434 de N. rileyi foi

realizada com o objetivo de determinar a formulação do meio de cultivo visando análise

posterior da atividade enzimática a partir de cultivo líquido.

A atividade enzimática, expressa em IRE foi avaliada em quatro meios distintos, como

descrito no item 4.6. Como observado na Figura 2 para ambas linhagens, os maiores valores

médios de IRE foram observados após crescimento em meio contendo caseína como fonte única

de nitrogênio e carbono (meio 4, desprovido de glicose e NaNO3), sendo que neste meio a

linhagem NR458 apresentou atividade superior comparativamente a da linhagem CG434.

Segundo ST. LEGER et al. (1988a) a adição de metabólitos mais prontamente utilizáveis

reprime a produção de proteases, confirmando que a produção é repressível. Fato confirmado

pelos dados obtidos no presente trabalho. Assim, a rápida síntese de proteases no processo de

infecção é somente provável naqueles tecidos do hospedeiro onde a concentração dos compostos

prontamente metabolizáveis é baixa. Este é o caso da cutícula dos insetos porque seus

componentes são em maior parte insolúveis (ST. LEGER, et al., 1988a).

Baseando-se nestes dados, o meio desprovido de glicose e nitrato (denominado meio

mínimo de indução) foi empregado para a análise da produção de proteases em meio líquido. A

este meio foram adicionadas fontes proteícas: caseína (0,2%) ou solução de cutícula (0,5%) ou

solução de exúvia (0,5%).

5.2. Atividade Proteolítica das linhagens NR5458 e CG434 do fungo Nomuraea rileyi a

partir de cultivo líquido na presença e ausência de substrato cuticular.

A atividade proteolítca dos sobrenadantes de cultivo das linhagens NR458 e CG434 foi

avaliada empregando o substrato azocaseína.

De acordo com a Figura 3 pode-se observar que para a linhagem NR458, as maiores

1 2 3 40

1

2

3

4

5NR458CG434

Meios

Indi

ce d

e R

elaç

ãoEn

zim

átic

a (D

/d)

Figura 2. Valores de Índice de Relação enzimática das linhagens NR458 e CG434 deN. rileyi após crescimento em diferentes meios de cultivo.D = diâmetro do halo + diâmetro da colônia; d = diâmetro da colônia.

Meio 1 (MMI+CAS+GLI+NaNO3)

Meio 2 (MMI+CAS+GLI)

Meio 3 (MMI+CAS+NaNO3)

Meio 4 (MMI+CAS)

atividades ocorreram em presença de substrato cuticular e em períodos longos de incubação (168

– 216 horas). Observa-se ainda que na maioria dos tempos testados as atividades proteolíticas em

meio contendo substrato complexo (cutícula e exúvia) foram superiores às atividades observadas

em meio contendo caseína ou meio mínimo

Em MMI a atividade foi crescente até 168 horas onde verificou-se a maior atividade

proteolítica (0,0745 µmol de sulfanilamida.mL-1.h-1). Os maiores valores de atividade

proteolítica ocorreram em MMI+CUT no período de 192 a 216 horas de incubação. Em

presença de substrato cuticular, a maior atividade foi verificada após 216 horas de cultivo

(0,4276 µmol de sulfanilamida.mL-1.h-1). Estes resultados sugerem a ocorrência de indução

diferencial de proteases frente a este substrato. Em MMI+EXU, a atividade proteolítica foi

Figura 3. Atividade proteolítica do sobrenadante de cultivo da linhagem NR458 deN. rileyi em azocaseína.

Valores correspondem a média de três repetições.

Tempo de Cultivo (horas)

0 24 48 72 96 120 144 168 192 216 240 264

Ativ

idad

e P

rote

olíti

ca (µ

mol

de

sulfa

nila

mid

a.m

L-1.h

-1)

0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5MMIMMI+CASMMI+CUTMMI+EXU

semelhante em todos os tempos testados, com exceção da atividade detectada no tempo zero.

A atividade proteolítica da linhagem CG434 pode ser verificada na Figura 4. Para esta

linhagem também foi observado que os maiores valores de atividade proteolítica ocorreram em

meio contendo substrato cuticular, após um período longo de incubação. Estes resultados

sugerem a ocorrência de indução diferencial de proteases frente a este substrato.

Em MMI+CAS a atividade proteolítica foi crescente, e o maior valor de atividade foi

verificada em 240 horas (0,2049 µmol de sulfanilamida.mL-1.h-1). Em MMI+CUT a atividade

foi superior comparativamente a dos demais meios testados, sendo que a maior atividade foi em

216 horas (0,5151 µmol de sulfanilamida.mL-1.h-1). Em MMI+EXU a maior atividade foi em


0 24 48 72 96 120 144 168 192 216 240 264

Ativ

idad

e Pr

oteo

lític

a (µ

mol

de

sulfa

nila

mid

a.m

L-1.h

-1)

0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6MMIMMI+CASMMI+CUTMMI+EXU

Figura 4. Atividade Proteolítica do sobrenadante de cultivo da linhagemCG434 de N. rileyi.

Valores correspondem a média de três repetições.

168 horas (0,1691 µmol de sulfanilamida.mL-1.h-1). Os valores das atividades podem ser

verificados na Tabela 7.

ST. LEGER et al. (1986a) também empregaram exúvias de gafanhotos no estudo da

produção de proteases por fungos entomopatogênicos. Segundo estes autores os resultados da

atividade proteolítica em meio contendo exúvia foi semelhante aos observados em meio

contendo cutícula, embora a atividade quitinásica tenha sido inferior quando exúvia foi

utilizada como substrato.

No presente trabalho observou-se que os maiores valores de atividade proteolítica

ocorreram em meio contendo cutícula para ambas linhagens testadas, comparando-se com os

resultados obtidos nos demais meios testados. As atividades em meio contendo cutícula foram

inclusive superiores às observadas em meio contendo exúvia, provavelmente devido a

constituição destes diferentes substratos.

A presença de cutícula ou exúvia, por serem substratos distintos, podem estar induzindo

a expressão de diferentes tipos proteolíticos ou a expressão dos mesmos tipos proteolíticos, mas

em tempos de cultivo distintos. Estas diferenças podem ser explicadas pela especificidade das

enzimas já citadas por diversos autores (EL-SAYED et al., 1993a; EL-SAYED et al., 1993b;

GILLESPIE et al., 1998; FRANCESCHINI et al., 2004b) ou pela habilidade do fungo de

infectar diferentes estágios do desenvolvimento do inseto.

5.3. Atividade Proteolítica tipo-subtilisina (Pr1) das linhagens NR5458 e CG434 do

fungo Nomuraea rileyi a partir de cultivo líquido na presença e ausência de substrato

cuticular.

Após a realização dos ensaios de atividade proteolítca utilizando-se azocaseína como

substrato, foram determinados os períodos de cultivo para análise da atividade de proteases do

tipo-subtilisina (Pr1) e tipo-tripsina (Pr2).

Os maiores picos de atividade proteolítica foram observados nos tempos 168, 192 e 216

horas de incubação. Os ensaios enzimáticos para a detecção de atividades tipo-Pr1 e tipo-Pr2

foram realizados em três valores de pH (7,0, 8,0 e 8,5).

Em valor de pH 7,0 não foi verificada atividade de protease tipo-Pr1 em 0 hora de

incubação para nenhum dos meios testados. Nos sobrenadantes de cultivos em MMI de ambas

linhagens, NR458 e CG434, também não foi observado atividade tipo-Pr1, em nenhum dos

tempos avaliados. Para a linhagem NR458 (Figura 5) em MMI+CAS a atividade proteolítica

foi verificada somente nos tempos 192 e 216 horas de incubação. Já para a linhagem CG434

observa-se atividade neste meio a partir de 168 horas, sendo que esta atividade foi superior a

observada no sobrenadante de cultivo da linhagem NR458 (Figura 6). As maiores atividades

proteolíticas tipo-Pr1 foram observadas em MMI+CUT para ambas linhagens testadas. Foi

Figura 5. Atividade de protease tipo-subtilisina (Pr1), em valor de pH7.0, da linhagem NR458 de N. rileyi


144 168 192 216 240

U (n

mol

ρ-n

itroa

nilid

a.m

L-1.h

-1)

0

1

2

3

4

5

6

MMI+CASMMI+CUTMMI+EXU

observado um pico de atividade tipo-Pr1 no sobrenadante de cultivo da linhagem NR458 em

216 horas de incubação (4,6124 U). Já para a linhagem CG434 foi observado valores

semelhantes de atividade tipo-Pr1 no período de 168 a 216 horas de incubação. A atividade

tipo-Pr1 em MMI+EXU foi inferior a observada em MMI+CUT para ambas linhagens testadas.

Os dados relativos a atividade de proteases tipo-Pr1, das linhagens NR458 e CG434 em

valor de pH 8,0 estão mostrados nas Figuras 7 e 8, respectivamente. Nesta condição de ensaio

enzimático, não foi verificada atividade proteolítica em MMI e a atividade em meio contendo

cutícula foi superior comparativamente a observada nos demais meios, para ambas linhagens.

No meio contendo caseína a atividade foi detectada a partir de 168 horas, e o maior valor de

atividade detectada foi no sobrenadante de cultivo da linhagem NR458, após 216 horas de

incubação. No meio contendo cutícula os maiores valores de atividade foram observados no

Figura 6. Atividade de proteases tipo-subtilisina (Pr1), em valor de pH7.0, da linhagem CG434 de N. rileyi


144 168 192 216 240

U (n

mol

ρ-n

itroa

nilid

a.m

L-1.h

-1)

0

1

2

3

4

5


sobrenadante de cultivo da linhagem NR458 (5,2101 U). A atividade de proteases tipo-Pr1 no

sobrenadante de cultivo (MMI+EXU) da linhagem NR458 não diferiu da atividade detectada

em meio contendo caseína. Já para a linhagem CG434, nesta condição de cultivo, a atividade

proteolítica em meio contendo exúvia foi inferior a observada em meio contendo substrato

proteico não cuticular (caseína).

Figura 7. Atividade de protease tipo-subtilisina (Pr1), em valor de pH8.0, da linhagem NR458 de N. rileyi


144 168 192 216 240

U (n

mol

ρ− n

itroa

nilid

a.m

L-1.h

-1)

0

1

2

3

4

5

6


Figura 8. Atividade da protease tipo subtilisina (Pr1), em valor de pH8.0, da linhagem CG434 de N. rileyi


144 168 192 216 240

U (n

mol

ρ-n

itroa

nilid

a.m

L-1.h

-1)

0

1

2

3

4


Os dados relativos a atividade de proteases tipo-Pr1, das linhagens NR458 e CG434 em

valor de pH 8,5 foram semelhantes aos observados em pH 8,0 (Figuras 9 e 10). Para a linhagem

NR458 observou-se um perfil semelhante de atividade de proteases do tipo-Pr1 nos meios

testados em relação aos diferentes valores de pH. A atividade proteolítica foi superior em meio

contendo substrato cuticular, em relação as atividades em caseína e exúvia nos tempos de 192 e

216 horas de cultivo, sendo que em 192 horas neste meio obteve-se maior atividade em pH 8,0

e 8,5. Estes dados sugerem que a atividade de proteases tipo-Pr1 ocorre tanto em pH neutro

quanto alcalino, e que as diferenças observadas em relação a produção de Pr1 nos diferentes

meios de cultivo não é devido somente aos valores de pH utilizados no ensaio, mas sim, em

relação ao substrato utilizado no meio de cultivo. Neste trabalho a maior expressão de Pr1 foi

verificada em meio contendo substrato cuticular em relação aos demais substratos, visto que

nenhuma atividade foi detectada em MMI e que baixos níveis foram observados no substrato

caseína. PATERSON et al. (1994) observaram que a atividade de Pr1 em meio contendo

cutícula do gafanhoto S. gregaria foi dez vezes maior quando comparada com a atividade em

meio com ausência de fonte de carbono e nitrogênio, sugerindo que Pr1 é induzida

especificamente por componentes da cutícula dos insetos. Análises das atividades proteolítica e

quitinolítica de M. anisopliae e B. bassiana, realizadas em meios contendo diferentes fontes de

carbono/nitrogênio e substratos complexos como quitina coloidal e cutícula do carrapato B.

microplus, mostraram maiores atividades destas enzimas nos meios contendo substratos

complexos, sugerindo que a expressão dos genes envolvidos na síntese de Pr1 e Pr2, assim

como da quitinases, depende do nível de fontes de carbono e nitrogênio e da presença de

proteínas indutoras no meio (MORAES, et al., 2003; CAMPOS, et al., 2005).

Figura 9. Atividade de proteases tipo-subtilisina (Pr1), em valor depH 8.5, da linhagem NR458 de N. rileyi


144 168 192 216 240

U (n

mol

ρ-n

itroa

nilid

a.m

L-1.h

-1)

0

1

2

3

4

5

6



144 168 192 216 240

U (n

mol

ρ-n

itroa

nilid

a.m

L-1.h

-1)

0

1

2

3

4

5

6

MM+CASMM+CUTMM+EXU

Figura 10. Atividade de proteases tipo-subtilisina (Pr1), em valor de pH8.5, da linhagem CG434 de N. rileyi

Baseado nos dados obtidos, pode-se concluir que as maiores atividades proteolíticas

para ambas linhagens avaliadas, foram observadas em meio de sais acrescido de cutícula de A.

gemmatalis, e que o perfil de atividade foi semelhante ao do observado quando do emprego do

substrato natural azocaseína. Este dado sugere que a conjunto de proteases detectado em

azocaseína reflete, em parte, as proteases tipo-Pr1 presentes nos sobrenadantes de cultivo. Estes

resultados sugerem que a cutícula de A. gemmatalis induz a produção de enzimas do tipo-Pr1.

ST. LEGER et al. (1987a) também verificaram a ocorrência de proteases do tipo-subtilisina e

tipo-tripsina em sobrenadantes de cultivo do fungo N. rileyi, utilizando cutícula de Manduca

sexta. EL SAYED et al. (1993a) também observaram aumento da atividade proteolítica por N.

rileyi após cultivo em presença de cutícula de Trichoplusia ni e Helicoverpa zea.

ST. LEGER et al. (1998) propõe que a alcalinidade da cutícula infectada representa um

sinal fisiológico que provoca a produção de fatores de virulência. Há também evidências de

uma ação conjunta do pH e da indução pela cutícula nos níveis da produção de enzimas. A

produção Pr1 é desreprimida quando o pH externo é alcalino, mesmo na ausência da cutícula.

A ação conjunta da indução pela cutícula do hospedeiro e pelo pH pode fornecer o mecanismo

por meio do qual os sinais ambientais provocam o secreção de moléculas capazes de modificar

a cutícula.

5.4. Atividade Proteolítica tipo-tripsina (Pr2) das linhagens NR5458 e CG434 do

fungo Nomuraea rileyi a partir de cultivo líquido na presença e ausência de substrato

cuticular.

Os tempos de cultivo utilizados para a análise de proteases tipo-Pr2 foram os mesmos

que os utilizados para a análise de proteases tipo-Pr1. No entanto a atividade proteolítica do

tipo-Pr2 foi significativamente inferior a atividade do tipo-subtilisina, sendo detectada somente

em alguns dos meios e tempos de cultivo testados.

No sobrenadante de cultivo da linhagem NR458, e valor de pH 7,0, a atividade de Pr2

foi verificada em MMI em 192 horas (0,3709U± 0,2244), MMI+EXU em 168 (0,1287U ±

0,012) e 216 horas (0,1759U ± 0,05) e em MMI+CAS em 216 horas (0,1468U ± 0,0432)

(Figura 11). Em valores de pH 8,0 e 8,5 verificou-se atividade apenas no acrescido de cutícula

(Figuras 12 e 13), sendo que em pH 8,0 a atividade ocorreu apenas em 168 horas e em pH8,5

em 168, 192 e 216 horas.

Figura 11. Atividade de proteases tipo-tripsina (Pr2), em valor de pH 7.0,da linhagem NR458 de N. rileyi


144 168 192 216 240

U (n

mol

ρ-n

itroa

nilid

a.m

L-1.h

-1)

0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6MMIMMI+CASMMI+EXU

Figura 12. Atividade de proteases tipo-tripsina (Pr2), emvalor de pH 8.0, da linhagem NR458 de N. rileyi


144 168 192 216 240

U (n

mol

ρ-n

itroa

nilid

a.m

L-1.h

-1)

0,0

0,1

0,2

0,3

MMI+CUT

Figura 13. Atividade de proteases tipo-tripsina (Pr2), emvalor de pH 8.5, da linhagem NR458 de N. rileyi


144 168 192 216 240

U (n

mol

ρ− n

itroa

nilid

a.m

L-1.h

-1)

0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

MMI+CUT

No sobrenadante de cultivo da linhagem CG434, pH 7,0, a atividade de protease tipo-

Pr2 somente no MMI+CAS (0,1624U ± 0,037) em 168 horas (Figura 14), em pH 8,0 nos

MMI (0,211U ± 0,1286) e MMI+ CUT (0,1883U ± 0,085) em 168 horas (Figura 15). Não foi

verificada atividade de Pr2 em pH 8,5.

Figura 14. Atividade de proteases tipo-tripsina (Pr2), emvalor de pH 7.0, da linhagem CG434 de N. rileyi


144 168 192 216 240

U (n

mol

ρ-n

itroa

nilid

a.m

L-1.h

-1)

0,0

0,1

0,2

0,3

MMI+CAS


144 168 192 216 240

U (n

mol

ρ-n

itroa

nilid

a.m

L-1.h

-1)

0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

MMIMMI+CUT

Figura 15. Atividade de proteases tipo-tripsina (Pr2), emvalor de pH 8.0, da linhagem CG434 de N. rileyi

Neste trabalho, a atividade de protease tipo-Pr2 foi inferior quando comparada a

atividade tipo-Pr1, sendo que na maioria dos tempos de cultivo e meios de cultura testados

não houve atividade detectável.

Segundo ST. LEGER et al. (1996) protease tipo-Pr2 foi secretada, por M. anisopliae,

pelas estruturas de infecção (apressório) na superfície da cutícula de M. sexta e pela hifa

penetrante, sugerindo um papel complementa r desta enzima ao de Pr1 na degradação de

proteínas cuticulares. No entanto não verifica-se a formação de apressório pelo fungo N. rileyi

e sim uma massa mucilaginosa ao redor do tubo germinativo, a qual também teria função de

adesão e de facilitar a produção de enzimas (ALVES, 1998a). SRISUKCHAYAKUL et al.

(2005) não observaram a formação de apressório por N. rileyi durante a infecção à Spodoptera

litura. TIAGO et al. (2002) e PINTO et al. (2002) não verificaram a indução pelo substrato

cuticular (cutícula de gafanhoto) na produção de Pr2, pelo fungo M. anisopliae.

Nossos dados indicam que a atividade de protease tipo-Pr2 em meio contendo

cutícula, em pH 8,5, não foi detectada no sobrenadante de cultivo da linhagem CG434 e não

houve incremento desta atividade para a linhagem NR458. Resultados distintos foram

descritos por GUPTA et al. (1993). Segundo estes autores, o valor de pH ótimo para a

produção de Pr2 foi de 8,5 em sobrenadantes do cultivo de N. rileyi.

Apesar de o papel da Pr2 não estar ainda completamente elucidado, ST. LEGER et al.

(1987a) sugerem que a Pr2 pode estar envolvida em mecanismos de controle celular,

catalizando processos específicos de inativação e ativação proteolíticas (turnover protéico).

5.5. Virulência das linhagens NR5458 e CG434 do fungo N. rileyi à lagarta da soja A.

gemmatalis em bioensaios de laboratório.

Parâmetros para verificar a virulência de diferentes isolados fúngicos incluem a avaliação

da germinação conidial, eficácia em bioensaios de laboratório e atividade enzimática de

proteases, quitinases e lipases.

Com técnicas apropriadas de laboratório é possível selecionar isolados de fungos

altamente virulentos, específicos ou não, com características adequadas para serem utilizados

como inseticidas microbianos em programas de manejo integrado de pragas (ALVES, 1998a).

Os termos patogenicidade e virulência muitas vezes são erroneamente empregados. A

patogenicidade é a capacidade intrínsica do microrganismo penetrar o hospedeiro, ou seja, a

capacidade do microrganismo de provocar doença. É uma característica genética e qualitativa do

microrganismo. E virulência é a velocidade com a qual o microrganismo penetra o hospedeiro,

pode também ser chamada de agressividade. É uma característica biológica alterável ou o grau

com que o patógeno causa a doença (THOMAS & ELKINTON, 2004).

A virulência de uma linhagem pode ser medida em bioensaios, considerando-se o tempo

médio necessário para matar 50% (TL50) de uma população de insetos com a aplicação de uma

única concentração de conídios (ALVES, 1998a)..

Neste trabalho o TL50 foi determinado utilizando-se a concentração de 1x109

conídios/mL. De acordo com a figura 16 verifica-se que a linhagem NR458 induziu uma maior

porcentagem de mortalidade (64.4%) com TL50 de 223 horas e a linhagem CG43 induziu uma

mortalidade de 35% com T L50 de 253 horas.

A análise de correlação entre o percentual de mortalidade e a atividade de protease

tipo-Pr1 da linhagem NR458 (Tabela 15 anexo 11) sugere correlação positiva destas variáveis

nos meios contendo caseína e cutícula nos três pHs avaliados. Quanto a linhagem CG434 a

análise de correlação destas variáveis foi pequena comparativamente a observada para a

linhagem NR458. A linhagem CG434 mostrou correlação positiva também no meio contendo

caseína nos três pHs e no meio contendo cutícula no pH 8.5 (Tabela 15 anexo 11). Esta

correlação pode indicar a importância desta enzima no processo de patogenicidade de

algumas linhagens do fungo N. rileyi a lagarta A. gemmatalis e também indica a ocorrência de

variabilidade genética entre diferentes linhagens.

VARGAS et al. (2003) não observaram relação entre a atividade enzimática e a virulência

do fungo N. rileyi, sugerindo que outros fatores possam interferir neste processo.

Figura 16. Mortalidade de A. gemmatalis tratadas com ofungo N. rileyi (linhagens NR458 e CG434)

0 24 48 72 96 120 144 168 192 216 240 264 2880

25

50

75

NR458CG434

Tempo (horas)

Mor

talid

ade

(%)

Diferenças na patogenicidade são indicativas de ocorrência natural de variação genética.

Essa variação tem sido identificada em outros caracteres além da patogenicidade que incluem a

dimensão dos conídios, taxas de crescimento e atividade enzimática (ST. LEGER et al., 1992).

6. CONCLUSÕES

Nas condições experimentais deste trabalho e para as linhagens do fungo N. rilyei avaliadas

pode-se concluir que:

• Na avaliação semi-quantitativa da atividade proteolítica verificou-se que o melhor meio para

induzir a atividade enzimática foi o meio mínimo sem adição de NaNO3 e glicose;

• Observou-se atividade proteolítica para as duas linhagens nos ensaios com azocaseína; com

maior atividade, das duas linhagens, verificada em meio contendo substrato cuticular no

período entre 168 e 216 horas;

• A atividade de Pr1 e Pr2 foi verificada nos sobrenadantes de cultivo do fungo N. rileyi;

• Não há atividade de Pr1 no meio mínimo (MMI); observando-se maior atividade em meio

contendo substrato cuticular nos três pHs avaliados, sendo a faixa 8.0 e 8.5 mais apropriada

para a indução de atividade desta enzima;

• A atividade de Pr2 foi inferior a atividade de Pr1 e não foi verificada em todos os meios; a

melhor faixa de pH para esta enzima foi de 7.0 a 8.0;

• As linhagens NR458 e CG434 induziram 64,4 % e 35% de mortalidade de A. gemmatalis,

com TL50de 223 e 253 horas, respectivamente;

• Constatou-se correlação positiva entre a atividade de Pr1 e virulência para a linhagem NR458

nos meios contendo caseína e cutícula nos três pHs avaliados e para a linhagem CG434 no

meio contendo caseína nos três pHs e no meio contendo cutícula em pH 8.5.

7. LITERATURA CITADA

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ANEXOS

A1

Anexo 01 – Dados referentes a Figura 2

Tabela 5. Teste semi-quantitativo da produção de proteases das linhagens NR458 e CG434

após crescimento em diferentes meios de cultivo. Valores expressos em IRE (Índice de

Relação Enzimática)

Meio Média do IRE (D/d) (mm)

NR458 CG434

MM+Cas+Gli+NaNO3 (Meio 1) 2,2866 ± 0,26 b 2,6866 ± 0,3872 a

MM+Cas+Gli (Meio 2) 3,4627 ± 1,0561 ab 3,0097 ± 0,835 a

MM+Cas+NaNO3 (Meio 3) 3,0493 ± 0,6996 b 2,7117 ± 0,6111 a

MM+Cas (Meio 4) 4,2728 ± 0,9419 a 3,4149 ± 0,4904 a

Médias seguidas pela mesma letra não diferem entre si em cada linhagem avaliada pelo teste de Tukey (p<0,05).

A2


Tabela 6. Atividade proteolítica no sobrenadante de cultivo da linhagem NR458 de N.

rileyi empregando o substrato azocaseína

Tempo de

Cultivo

(horas)

MMI MMI+CAS MMI+CUT MMI+EXU

0 0,0127 ± 0,0025 a 1 0,0269 ± 0,0229 a

3 0,0479 ± 0,0503 a 4 0,0585 ± 0,0366 a 6

72 0,03679 ± 0,0223b 12 0,0437 ± 0,0179b

3 0,1066 ± 0,0723b 45 0,1266 ± 0,0747b

6

96 0,0408 ± 0,0172c 12 0,0808 ± 0,0491c

3 0,0938 ± 0,06288c 4 0,1182 ± 0,0653c

6

120 0,0534 ± 0,0291d 12 0,1157 ± 0,0315d

3 0,1397 ± 0,0195d 4 0,1356 ± 0,0432d

6

144 0,0471 ± 0,0133e12 0,1485 ± 0,0878e

3 0,1527 ± 0,0614e 45 0,1346 ± 0,0505e

6

168 0,0745 ± 0,0043f 2 0,1317 ± 0,0896f

3 0,2702 ± 0,1207f 45 0,1199 ± 0,0595f

6

192 0,0496 ± 0,0184g 12 0,1611 ± 0,0621gh

3 0,3383 ± 0,0505h 45 0,1494 ± 0,0718gh

6

216 0,0532 ± 0,0223i 12 0,2495 ± 0,1596ij

3 0,4276 ± 0,0346j 5 0,133 ±0,0572i

6

240 0,055 ± 0,0105k12 0,2152 ± 0,0951k

3 0,2053 ± 0,0848k 45 0,187 ± 0,0474k

6

Os valores estão expressos em concentração (µmol de sulfanilamida..mL-1.h-1). Médias seguidas pela mesma letra

não diferem entre si, entre os meios de cultivo em cada tempo de cultivo avaliado, médias seguidas pelo mesmo

número não diferem entre si, entre os tempos emcada meio de cultivo, pelo teste de Dunnett (p<0,05).

A3


Tabela 7. Atividade proteolítica no sobrenadante de cultivo da linhagem CG434 de N.

rileyi empregando o substrato azocaseína.

Tempo de

Cultivo

(horas)

MMI MMI+Cas MMI+CUT MMI+EXU

0 0,0235 ± 0,0145a 1 0,0349 ± 0,0113a

23 0,0214 ± 0,0055a 6 0,0542 ± 0,0375a

7

72 0,0273 ± 0,0007b 1 0,0791 ± 0,042b

23 0,0589 ± 0,0307b 6 0,0576 ± 0,017b

7

96 0,0492 ± 0,0228c 1 0,1557 ± 0,058c

34 0,0606 ± 0,0263c 6 0,069 ± 0,0391c

7

120 0,0324 ± 0,0124d 1 0,106 ± 0,073d

234 0,0631 ± 0,0303d 6 0,0833 ± 0,0542d

7

144 0,03535 ± 0,0095e 1 0,1313 ± 0,0408e

234 0,1136 ± 0,0555e 6 0,1102 ± 0,0505e

7

168 0,0547 ± 0,0141f 1 0,1443 ± 0,0135g

34 0,4646 ± 0,0919fg56 0,1691 ± 0,0324fg

7

192 0,0521 ± 0,0334h 1 0,1771 ± 0,0133h

34 0,5004 ± 0,1029h 56 0,1346 ± 0,0428h

7

216 0,0467 ± 0,0138i 1 0,1965 ± 0,018j

4 0,5151 ± 0,0653j 5 0,0909 ± 0,0112i

7

240 0,0715 ± 0,0581k 1 0,2049 ± 0,0073k

4 0,2832 ± 0,1443k 56 0,09 ± 0,0366k

7

Os valores estão expressos em concentração (µmol de sulfanilamida..mL-1.h-1). Médias seguidas pela mesma letra

não diferem entre si, entre os meios de cultivo em cada tempo de cultivo avaliado, médias seguidas pelo mesmo

número não diferem entre si, entre os tempos emcada meio de cultivo, pelo teste de Dunnett (p<0,05).

A4


Tabela 8. Atividade da protease do tipo-subtilisina (tipo-Pr1) no sobrenadante de cultivo da

linhagem NR458 de N. rileyi, em pH 7,0.

Tempo de Cultivo

(horas)


0 Zero Zero Zero Zero

168 Zero Zero 1,6948 ± 0,6496a 0,2465 ± 0,031a

192 Zero 0,3759 ± 0,327b 3,4462 ± 0,0871c 0,1593 ± 0,053b

216 Zero 0,3709 ± 0,0498d 4,6124 ± 0,7949e 0,2589 ± 0,1232d

Os valores estão expressos em U (nmol de ρ-nitroanilida.mL-1.min-1). Médias seguidas pela mesma letra não

diferem entre si, em cada tempo de cultivo avaliado, pelo teste de Tukey (p<0,05).

A5


Tabela 9. Atividade da protease do tipo-subtilisina (Pr1) no sobrenadante de cultivo da

linhagem CG434 de N. rileyi, em pH 7,0.

Tempo de Cultivo

(horas)



168 Zero 0,6322 ± 0,5716a 3,6442 ± 0,3764b 0,2132 ± 0,087a

192 Zero 1,3999 ± 0,4801c 3,4274 ± 0,8105d 0,3625 ± 0,2213c

216 Zero 0,9436 ± 0,1084e 3,5707 ± 0,6038f 0,1385 ± 0,029e



A6




Tempo de Cultivo

(horas)



168 Zero 0,263 ± 0,1415a 3,7077 ± 1,9866b 0,3398 ± 0,097a

192 Zero 0,4207 ± 0,173c 5,0316 ± 0,0381d 0,2589 ± 0,018c

216 Zero 0,6946 ± 0,0702e 5,2101 ± 0,113f 0,3024 ± 0,026e



A7



linhagem CG434 de N. rileyi, em pH 8,0.

Tempo de Cultivo

(horas)



168 Zero 0,512 ± 0,0806a 3,3964 ± 0,5772b 0,18 ± 0,071a

192 Zero 0,7777 ± 0,2231c 3,0478 ± 0,5747d 0,1426 ± 0,019c

216 Zero 0,7818 ± 0,3179e 3,633 ± 1,5159f 0,1883 ± 0,1149e



A8




Tempo de Cultivo

(horas)



168 Zero 0,3792 ± 0,2283a 3,3217 ± 1,9028b 0,4208 ± 0,1056a

192 Zero 0,4746 ± 0,2304c 4,604 ± 0,0499d 0,3959 ± 0,07c

216 Zero 0,6282 ± 0,394e 4,7428 ± 0,6236f 0,3273 ± 0,0087e



A9



linhagem CG434 de N. rileyi em pH 8,5.

Tempo de Cultivo

(horas)



168 Zero 0,5887 ± 0,0917a 4,876 ± 0,5664b 0,1758 ± 0,047a

192 Zero 0,7278 ± 0,1848c 4,7826 ± 0,5554d 0,1344 ± 0,021c

216 Zero 1,3504 ± 1,0076e 4,8573 ± 0,2527f 0,1344 ± 0,021e



A10

Anexo 10 – Dados referentes a Figura 12 e 13

Tabela 14. Atividade da protease do tipo-tripsina (Pr2) no sobrenadante de cultivo da

linhagem NR458 de N. rileyi, em meio contendo cutícula (MMI+CUT), nos valores de pH

8,0 e 8,5

Tempo de Cultivo (horas) Valor de pH 8.0 Valor de pH 8.5

0 Zero Zero

168 0,1717 ± 0,05a 0,2672 ± 0,09b

192 Zero 0,2422 ± 0,038

216 Zero 0,2256 ± 0,04



A11


Tabela 15. Análise de correlação (Pearson) entre o percentual de mortalidade e a

atividade de Pr1 das linhagens NR458 e CG434.

Meio/pH NR458 CG434

MMI+CAS pH 7.0 0,769** 0,577*

MMI+CUT pH 7.0 0,972** 0,555n.s.

MMI+EXU pH 7.0 0,573n.s. 0,243n.s.

MMI+CAS pH 8.0 0,864** 0,679*

MMI+CUT pH 8.0 0,863** 0,57n.s.

MMI+EXU pH 8.0 0,407n.s. 0,49n.s.

MMI+CAS pH 8.5 0,718** 0,698*

MMI+CUT pH 8.5 0,85** 0,582*

MMI+EXU pH 8.5 0,519n.s. 0,373n.s.

n.s. – não significativo; * - significativo (5%); ** - significativo (1%)

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