UNIVERSIDADE ESTADUAL DO CEARÁ FACULDADE DE …§ão.pdf · mieloproliferativos e...
94
UNIVERSIDADE ESTADUAL DO CEARÁ FACULDADE DE VETERINÁRIA PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS VETERINÁRIAS MESTRADO ACADÊMICO DE CIÊNCIAS VETERINÁRIAS TALLES MONTE DE ALMEIDA ALTERAÇÕES CITOLÓGICAS DA MEDULA ÓSSEA E SANGUE PERIFÉRICO DE GATOS (Felis catus) ANÊMICOS NATURALMENTE INFECTADOS PELO VÍRUS DA LEUCEMIA FELINA FORTALEZA – CEARÁ 2017
Transcript of UNIVERSIDADE ESTADUAL DO CEARÁ FACULDADE DE …§ão.pdf · mieloproliferativos e...
UNIVERSIDADE ESTADUAL DO CEARÁ
FACULDADE DE VETERINÁRIA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS VETERINÁRIAS
MESTRADO ACADÊMICO DE CIÊNCIAS VETERINÁRIAS
TALLES MONTE DE ALMEIDA
ALTERAÇÕES CITOLÓGICAS DA MEDULA ÓSSEA E SANGUE
PERIFÉRICO DE GATOS (Felis catus) ANÊMICOS NATURALMENTE
INFECTADOS PELO VÍRUS DA LEUCEMIA FELINA
FORTALEZA – CEARÁ
2017
TALLES MONTE DE ALMEIDA
Alterações citológicas da medula óssea e sangue periférico de gatos (Felis catus)
anêmicos naturalmente infectados pelo vírus da leucemia felina
FORTALEZA – CEARÁ
2017
Dissertação apresentada ao Curso de
Mestrado Acadêmico em Ciências
Veterinárias do Programa de Pós-Graduação
em Ciências Veterinárias da Faculdade de
Veterinária da Universidade Estadual do
Ceará, como requisito parcial à obtenção do
título de mestre em Ciências Veterinárias.
Área de Concentração: Reprodução e
Sanidade Animal.
Orientador: Profa. Dra. Ana Paula Ribeiro
Rodrigues.
AGRADECIMENTOS
A Deus, pela iluminação constante, força diária e livramentos concedidos. O Grande
Mestre amoroso que nos reergue nas batalhas de cada dia. O responsável por todo o
transcorrer dos fatos de nossas vidas e guia supremo nos passos executados, inclusive
nas escolhas da medicina veterinária e a área de patologia clínica que norteiam o meu
profissionalismo.
Aos meus pais por tudo e mais um pouco. Os responsáveis pela minha moldura como
pessoa e pelos valores de caráter transmitidos. Grato eternamente por todo o amor
incondicional e paixão imensurável. Os pais são uma obra divina. Eu vos amo.
Ao meu irmão Talyson pela convivência e contribuição mais do que marcada no
caminhar da vida. Lembranças que remetem a tenra infância e que se multiplicam com o
caminhar dos nossos passos, sendo você o amigo mais antigo e persistente de todos.
As vovós Climene e Teresa e ao vovô Elias. Aos tios e tias Flávio, Beth, Roberto,
Gláucia, Willians, Delane, Araken, Ângela, Deco, Conceição, Ivanete, Luiz, Ieuda,
Ivanildo, Ribamar, Kátia, Vilma, Fidalgo. Aos primos Anderson, Douglas, Jefferson,
Gleiciane, Beatriz, Roberta, Matheus, Daniel. Expressando esses o amor familiar.
A minha namorada Belle, por todo o amor, companheirismo e ajuda fornecidos
integralmente e naturalmente nesses quatro anos. Uma pessoa indescritivelmente
especial para mim.
Aos amigos e amigas que margeiam todo o curso das nossas vidas, desde a infância em
Natal; a vida, a faculdade, o mestrado e os primeiros passos em Fortaleza; a residência
em Patos e a atual vida profissional em Garanhuns. A verdadeira amizade é algo único e
especial, uma das relações mais completas que podemos usufruir (Jefferson, Sávio,
Eveliny, Rodrigo, Ismael, Dudu, Henrique, Maiara Pinheiro, Claudinha, Henrique,
Cacá, Carlos, Ríbrio, Alê, Karlly, Suely, Ray, Victor Hugo, Dra. Iana, Marília, Bárbara
Uchôa, Bárbara Leal, Samuel, Henrique, Wanamarck, Rose, Ívila, Fábio, Dr. Rinaldo,
Dr. Rodrigo, Dr. Breno, Dr. Rômulo, Aldísio, Professor Almir, Elis, Nilson, Léo,
Renato, Bruno de Três Lagoas, Fabão, Erika da UFRN, Gustavo Pontes...).
À minha cadelinha Branca pelo amor e momentos de distração que sempre proporciona,
expositora da aguçada sensibilidade canina. Companheira fiel que nesses seus 12 anos
de vida nos ensina ainda que as pequenas coisas são o que importa.
A Universidade Estadual do Ceará e aos funcionários e professores da FAVET e do
PPGCV pelo espaço físico e pelo tempo dedicado ao meu aprendizado.
A Universidade Federal de Campina Grande/Campus de Patos e a Universidade Federal
Rural de Pernambuco/UAG pela complementação profissional e pessoal, além das
oportunidades fornecidas para o prosseguimento da minha atuação como médico
veterinário.
Ao professor Fernando Vaz pela imensa consideração, ajuda e amizade prestados. Uma
pessoa de um caráter impecável.
A minha orientadora professora Ana Paula pela disponibilidade e prontidão em aceitar o
desafio desse trabalho, permitindo os seus passos iniciais e efetivação da minha
matrícula no mestrado acadêmico.
Ao meu amigo Prof. Dr. Isaac Neto por toda dedicação, ajuda e importância na
iniciação e continuidade do meu aprendizado na veterinária. Por todo o carinho que
sempre demonstrou por mim, sendo ele uma pessoa realmente singular com uma
bondade exuberante.
Ao Dr. Reginaldo por toda a associação prestada, confiança pelo trabalho e
fornecimento de todas as bases necessárias para o desenvolvimento da pesquisa. É um
profissional de referência e gabarito incontestável.
Aos Laboratórios de Patologia Clínica Veterinária da UECE, UFCG e UFRPE por me
permitirem o desenvolvimento e suporte para minha formação técnica.
Aos doutores Daniel, Nina e Paulo por terem aceitado participar da banca de
dissertação, contribuindo para a melhoria e consolidação dessa pesquisa.
Extremamente grato a todos!
Deus abençoe a cada um.
“Ainda que eu andasse pelo vale da
sombra da morte, não temeria mal
algum, porque tu estás comigo...”
Salmo 23:4
RESUMO
O Vírus da Leucemia Felina (FeLV) é um dos agentes mais patogênicos nessa espécie,
correlacionando-se estreitamente com o tecido sanguíneo, já que afeta de maneira direta
órgãos hematopoiéticos e linfóides, gerando anemia, pancitopenia, síndromes
mielodisplásicas e neoplasias. Sabe-se que a patologia clínica é o estudo das
enfermidades no ambiente clínico, utilizando para isso os exames laboratoriais. Dessa
forma, a hematologia clínica apresenta-se como uma importante ferramenta diária de
auxílio diagnóstico, constituída por exames como o mielograma, hemograma completo
e contagem de reticulócitos. Infelizmente, na abordagem clínico-laboratorial do FeLV,
estudos hematológicos completos, incluindo citomorfologia de medula óssea e sangue
periférico são escassos atualmente na literatura. Nesse sentido, o presente trabalho teve
por objetivo avaliar as alterações citológicas da medula óssea e sangue periférico de
gatos anêmicos naturalmente infectados pelo FeLV, correlacionando-as a presença do
agente infeccioso, caracterizando seus impactos hematopatológicos. Em vista disso,
foram acompanhadas consultas clínicas de pacientes felinos, no qual, ao final, foram
inclusos no estudo e distribuídos em três grupos, representados por animais retrovírus
negativos e anêmicos positivos. O diagnóstico foi realizado por técnica
imunocromatográfica de Ensaio de Imunoabsorção Enzimática (ELISA), além de
Imunofluorescência Indireta (IFA) para antígeno p27 do envelope viral. Para tanto,
foram conduzidos exames sanguíneos periféricos e mielograma simultaneamente, com
os dados gerados analisados por estatística descritiva e análise de componentes
principais, considerando coeficiente de correlação > 0,65 ou < -0,65, com posterior
representação em gráfico de dispersão. Em vista do exposto, evidenciou-se que gatos
FeLV positivos têm mais chances de desenvolver citopenias, mais especificamente em
valores de massa eritrocitária, concentração de neutrófilos e seus precursores, além da
contagem plaquetária. Além disso, são animais propensos a distúrbios
mieloproliferativos e diseritropoieses. Assim, em gatos anêmicos com sinais clínicos, os
referidos exames hematológicos associados, podem predizer possíveis pacientes
infectados pelo FeLV, direcionando de modo mais crítico e seletivo testes diagnósticos
conclusivos, oferecendo melhores auxílios terapêuticos e prognósticos.
Palavras chaves: Gatos. FeLV. Hematologia clínica. Hemograma. Mielograma.
ABSTRACT
Feline leukemia virus (FeLV) is one of the most pathogenic agents in this species,
closely correlating with blood tissue. This virus affects hematopoietic and lymphoid
organs, generating anemia, pancytopenia, myelodysplastic syndromes and neoplasms.
Clinical pathology is the study of the diseases in the clinical environment, using for this
the laboratory exams. Clinical hematology presents an important daily diagnostic tool,
consisting of bone marrow evaluation, complete blood count and reticulocyte count.
Unfortunately, in the clinical pathology of FeLV complete hematological studies
including cytomorphology of bone marrow and peripheral blood are few in the
literature. The present study aimed to evaluate the cytological alterations of the bone
marrow and peripheral blood of anemic cats naturally infected by FeLV, correlating
them with the presence of the infectious agent characterizing its hematopathological
disorders. Specialized clinical consultations of cats were followed and the patients
included in the study were divided into three groups, represented by retrovirus negative
animals and positive anemic patients. The diagnosis was made by Enzyme
Immunoassay (ELISA) and Indirect Immunofluorescence (IFA) for p27 antigen of viral
envelope. Peripheral blood tests and bone marrow evaluation were performed at the
same time, with the data generated analyzed by descriptive statistics and analysis of
main components considering a correlation coefficient> 0.65 or <-0.65 with a graphical
representation of dispersal. The FeLV-positive cats are more likely to develop
cytopenias in erythroid series, neutrophil concentration and platelet count. These
animals may have myeloproliferative disorders and dyseritropoieses. Thus, anemic cats
with clinical signs associated with hematological exams can predict FeLV-infected
patients, directing a more critical and selective conclusive diagnostic tests offering
better therapeutic and prognostic approach.
Keywords: Cats. FeLV. Clinical hematology. Blood count. Bone marrow evaluation.
LISTA DE FIGURAS
Figura 1 - Corte transversal do canal medular em osso
longo...................................................................................................................
Figura 2 – Precursores hematopoiéticos com destaque para as origens
primárias mieloide e linfoide.............................................................................
Figura 3 – Citoarquitetura medular de felino, evidenciando-se
precursores granulocíticos neutrofílicos (exemplificados nas setas)
(Panótico Rápido, 1000x)...................................................................................
Figura 4 – Dois megacariócitos em destaque, correspondentes às células
de grande volume, citoplasma basofílico granular e multinucleação em
morfologia lobular (Panótico Rápido, 1000x)..................................................
Figura 5 – Plasmócitos em medula óssea de felino (setas) (Panótico
Rápido, 1000x).....................................................................................................
Figura 6 – Macrófago contendo leucofagocitose (seta) (Panótico Rápido,
1000x)...................................................................................................................
Figura 7 – Obtenção de material medular para mielograma. Após a
colheita, esse é depositado em placa de Petri para evidenciação das
unidades morfofuncionais correspondentes as espículas hematopiéticas
(setas)...................................................................................................................
CAPÍTULO 1
Figura 1 - Amostras medulares felinas do Grupo
3............................................................................................................................
Figura 2 - Gráfico de dispersão da componente 1 com a componente 2
considerando apenas as variáveis fortemente correlacionadas. Destaque
para a evidente separação entre os dois grupos, quando se considera a
primeira componente. A linha tracejada representa o ponto de corte de
18
33
24
23
21
19
20
63
−0,75 (média entre o valor mais alto do Grupo 1 e o valor mais baixo do
Grupo 3), determinando-se que um valor maior que o referido está
altamente associado aos animais anêmicos
infectados...........................................................................................................
CAPÍTULO 2
Figura 1. Amostras de medula óssea com linfoma
leucemizado.........................................................................................................
Figura 2. Amostra citológica renal, evidenciando população linfoblástica
em monotonia, com acentuada fragilidade celular demonstrada pela
presença de “núcleos nus” (setas) (obj. 40x, Panótico Rápido -
LABORCLIN®)..................................................................................................
67
75
76
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 – Precursores hematopoiéticos com correspondente descrição
citológica.............................................................................................................
Tabela 2 – Subclassificações das leucemias mieloides e linfoides agudas e
crônicas...............................................................................................................
CAPÍTULO 1
Tabela 1- Grupos com os respectivos pacientes, relacionados com os testes
diagnósticos realizados, para confirmação da infecção pelo
FeLV....................................................................................................................
Tabela 2 - Variáveis que possuem correlação forte com a componente 1,
demonstrando os parâmetros com diferença estatística entre os Grupos 1
e 3.........................................................................................................................
CAPÍTULO 2
Tabela 1. Resultados dos hemogramas seriados de felino com linfoma
leucemizado........................................................................................................
22
30
65
66
74
LISTA DE ABREVIATURAS
AHIM
CEUA
DNA
EDTA
ELISA
FeLV
FIV
G
Anemia Hemolítica Imunomediada
Comissão de Ética para o Uso de Animais
Ácido desoxirribonucléico
Ácido Etilenodiaminotetracético
Ensaio de Imunoabsorção Enzimática
Vírus da Leucemia Felina
Vírus da Imunodeficiência Felina
Galge
GM-CSF
Hb
Ht
IFA
LPCV
mg/dL
mg/kg
obj.
PCR
PPT
RNA
SMDs
TIM
UFCG
VCM
Fator Estimulante de Colônia de Granulócitos e Monócitos
Concentração de hemoglobina
Hematócrito
Imunofluorescência Indireta
Laboratório de Patologia Clínica Veterinária
Miligrama por decilitro
Miligrama por quilograma
Objetiva
Reação em Cadeia da Polimerase
Proteínas Plasmáticas Totais
Ácido Ribonucléico
Síndromes Mielodisplásicas
Trombocitopenia Imunomediada
Universidade Federal de Campina Grande
Volume Corpuscular Médio
SU M Á R I O
1 INTRODUÇÃO.................................................................................. 16
2 REVISÃO DE LITERATURA......................................................... 17
2.1 TECIDO SANGUÍNEO E SISTEMA HEMATOPOIÉTICO
MEDULAR FELINO...........................................................................
17
2.1.1 A medula óssea e seu arcabouço tecidual............................................ 17
2.1.2. Série eritroide....................................................................................... 19
2.1.3. Série granulocítica................................................................................ 20
2.1.4. Séries megacariocítica, monocítica e linfocítica.................................. 20
2.1.5 Células não hematopiéticas.................................................................. 23
2.2 HEMATOPATOLOGIA DA MEDULA ÓSSEA FELINA................ 24
2.2.1 Hiperplasia medular............................................................................. 24
2.2.2 Hipoplasia/aplasia medular.................................................................. 26
2.2.3 Outros processos.................................................................................. 26
2.2.4 Síndromes Mielodisplásicas (SMDs)................................................... 27
2.2.5 Neoplasias............................................................................................ 28
2.3 EXAMES HEMATOLÓGICOS NO PACIENTE FELINO................ 31
2.3.1 Hemograma e contagem de reticulócitos............................................. 31
2.3.2 Mielograma.......................................................................................... 31
2.4 ASPECTOS RELACIONADOS AO VÍRUS DA LEUCEMIA
FELINA (FeLV)...................................................................................
34
2.4.1 Agente etiológico................................................................................. 34
2.4.2 Sinais clínicos....................................................................................... 35
2.4.3 Imunologia e patologia clínica............................................................. 35
2.4.4 Diagnóstico........................................................................................... 36
3 JUSTIFICATIVA............................................................................... 38
4 HIPÓTESE CIENTÍFICA................................................................ 39
5 OBJETIVOS....................................................................................... 40
5.1. Geral..................................................................................................... 40
5.2 Específicos........................................................................................... 40
6 CAPÍTULO 1...................................................................................... 41
7 CAPÍTULO 2...................................................................................... 68
8 CONCLUSÕES.................................................................................. 80
9 PERSPECTIVAS............................................................................... 81
10 REFERÊNCIAS................................................................................. 82
11 APÊNDICE......................................................................................... 90
12 ANEXO............................................................................................... 93
16
1. INTRODUÇÃO
O Vírus da Leucemia Felina (FeLV) é um dos agentes mais patogênicos nessa
espécie, correlacionando-se estreitamente com o tecido sanguíneo, já que afeta de
maneira direta órgãos hematopoiéticos e linfoides (HARTMANN, 2012). Usar a
hematologia como ferramenta diagnóstica torna-se indispensável ao exercício da prática
clínica médico-veterinária (STOCKHAM; SCOTT, 2011). Desse modo, alterações
hematológicas quantitativas e citomorfológicas, adequadamente caracterizadas,
relacionadas ao histórico e sinais clínicos, poderiam predizer e caracterizar de modo
seguro e acessível, possíveis infecções por retrovírus, já que o FeLV pode gerar
distúrbios que ocasionam deficiência hematopoiética, refletindo em quadros de anemias
arregenerativas e regenerativas; bicitopenias e pancitopenias; hipoplasias e aplasias
medulares; síndromes mielodisplásicas (SMDs) e neoplasias, principalmente linfoides e
leucêmicas (STÜTZER et al., 2011; SOUTHARD et al., 2016; SWANN et al., 2016).
Considerando o caráter fluido e semi-sólido do tecido sanguíneo e do sistema
hematopoiético medular, os exames hematoscópicos periféricos em conjunto com a
citologia de medula óssea, corroboram de modo prático e efetivo para uma correta
análise e direcionamento inicial das alterações virais nesses tecidos-alvo (HARVEY,
2001). As análises medulares associadas às informações de sangue periférico ampliam
de modo significativo a abordagem diagnóstica dos pacientes FeLV-positivos, por
explorar etiologicamente os distúrbios hematopatológicos (FIGHERA, 2014). Contudo,
a frequência de realização de exames como o mielograma e a sua meticulosa
interpretação ainda são relativamente escassas quando comparados com outras espécies,
como a canina (BYERS, 2017).
Salienta-se que melhorias profiláticas contribuíram para um decréscimo na
prevalência de infecções pelo FeLV a partir dos anos 1990, tornando-se mais difícil a
geração de informações do tema, apesar da importância clínica desse agente continuar
em foco na prática médica felina (MEICHNER; BOMHARD, 2014).
Dessa maneira, as corretas caracterizações das alterações hematológicas, em
consonância com os dados clínicos, funcionam como ferramentas de incitação para a
utilização das técnicas hematológicas descritas em casos de FeLV, dado o ganho de
informações geradas para entendimento da fisiopatologia da infecção. Destaca-se ainda
que é imprescindível a necessidade de profissionais especializados e habilitados para a
realização dos exames citados, objetivando a maior complexidade e abordagem dos
17
mesmos, tendo a disposição fontes de pesquisas prévias que auxiliem nas abordagens
analíticas e interpretativas dos casos.
2. REVISÃO DE LITERATURA
2.1 TECIDO SANGUÍNEO E SISTEMA HEMATOPOIÉTICO MEDULAR FELINO
O sangue é um tecido fluido constituído por uma parte sólida, composta por
estruturas celulares e plaquetas, além de uma parcela líquida, denominada de plasma,
formada por sólidos orgânicos e inorgânicos (LOPES et al., 2007).
O tecido sanguíneo desempenha diversas funções metabólicas e homeostáticas,
tais como transporte de oxigênio, eletrólitos, hormônios e proteínas; nutrição tecidual;
remoção de catabólitos; ações imunológicas e hemostáticas, interagindo, desse modo,
com todos os sítios orgânicos de um indivíduo (STEPHENSON, 2004).
Nesse contexto, correlaciona-se o sistema hematopoiético-lítico, na qual a
medula óssea mantém estreita relação funcional e morfológica com órgãos como o baço,
linfonodos, fígado, rins, tecido ósseo, através da intercomunicação realizada pelo
sistema cardiovascular pela circulação periférica e por complexos mecanismos
regulatórios de bases endócrinas, moleculares e celulares (KAUR et al., 2017).
Destaca-se que a relação existente entre medula óssea e circulação periférica é
dinâmica, contínua e indissociável (TAICHMAN, 2005), promovida por um
microambiente bioquímico e de fatores de crescimento inter-relacionados, no qual as
células progenitoras hematopoiéticas possuem uma destacada função na modulação
dessa homeostasia (SÁNCHEZ-AGUILERA; MÉNDEZ-FERRER, 2017).
2.1.1 A medula óssea e seu arcabouço tecidual
A medula óssea corresponde ao maior e mais importante órgão hematopoiético
nos animais adultos, sendo também um órgão linfoide primário (HARVEY, 2001; LIN;
OUYANG; KANEKAR, 2016). É constituída por tecidos hematopoiético, adiposo e de
sustentação, com a interação desses componentes em um complexo microambiente
multicelular (KAUR et al., 2017; SÁNCHEZ-AGUILERA; MÉNDEZ-FERRER, 2017).
É encontrada, em animais adultos, no interior de ossos do esqueleto axial, tais como
crista ilíaca, manúbrio esternal, costelas e vértebras; bem como nas extremidades de
ossos longos como o úmero e fêmur (STOCKHAM; SCOTT, 2011).
18
O espaço medular é revestido pela cortical óssea e é alimentado pelos sinusóides
medulares que convergem para uma veia central, no qual espaços trabeculares
invaginam para o tecido hematopoiético, fornecendo suporte mecânico e metabólico
(figura 1) (SHARKEY; HILL, 2010). No interior do espaço da medula óssea ativa,
encontra-se uma matriz extracelular constituída por um estroma de reticulina, laminina,
fibronectina e colágenos tipo I e II, com funções de sustentação e suporte bioquímico
(SHIOZAWA et al., 2008; RASKIN; MESSICK, 2012). Nesse cenário, diferenciam-se
as medulas amarela e vermelha.
Figura 1 – Corte transversal do canal medular em osso longo.
Fonte: SHARKEY; HILL (2010) adaptado.
A medula óssea amarela é composta por adipócitos e pode representar de 25 –
75% da medula, dependendo da idade do animal, isto é, animais mais idosos possuem
proporções maiores desse componente e mais jovens quantidades inferiores (THRALL
et al., 2007). Os adipócitos possuem importância na manutenção do microambiente
medular, constituindo, inclusive, um tecido metabolicamente distinto (HARDOUIN et
al., 2016), com indícios de que a partir desses são derivadas células capazes de atuar na
diferenciação de tecido hematopoiético in vitro, bem como produzirem adipocinas que
atuam inclusive em respostas imunes (CAR, 2010).
A medula óssea vermelha consiste na medula ativa produtora das células
sanguíneas (REAGAN et al., 2011). É composta pelos diversos precursores
hematopoiéticos (figura 2), abrangidos em compartimentos de proliferação e maturação,
19
correspondentes às espículas medulares (HARVEY, 2001). Compreende as séries
eritroide, granulocítica, monocítica, linfoide, megacariocítica, além de componentes
celulares não hematopoiéticos.
Figura 2 – Precursores hematopoiéticos com destaque para as origens primárias
mieloide e linfoide.
Fonte: https://www.studyblue.com/notes/note/n/normal-hematopoiesis/deck/11714026 adaptado.
2.1.2 Série eritroide
A citomorfologia do componente eritroide em felinos é similar ao de outras
espécies domésticas relatadas (tabela 1). O precursor mais imaturo reconhecível na
medula óssea é o rubriblasto, maturando e gerando os estágios seguintes de pró-
rubricito, rubrícito basofílico, rubrícito policromatofílico, rubrícito ortocromático,
metarrubrícito, reticulócito e, por fim, a hemácia madura (RIZZI; CLINKENBEARD;
MEINKOTH, 2010).
O núcleo permanece até a fase de metarrubrícito, sendo o potencial proliferativo
verificado até rubrícito basofílico, por vezes, ainda presente no rubrícito
policromatofílico (GRINDEM; TYLER; COWELL, 2009). O componente eritroide
nucleado corresponde aproximadamente de 11 a 42% de todas as células contabilizadas
no mielograma felino (HARVEY, 2001).
20
2.1.3 Série granulocítica
Os aspectos citológicos das linhagens granulocíticas também são coincidentes
em relação a outras espécies (tabela 1). A ordem de maturação da célula mais imatura
para a mais madura consiste no mieloblasto, pró-granulócito ou pró-mielócito, mielócito,
metamielócito, bastão e granulócitos maduros (figura 3) (RIZZI; CLINKENBEARD;
MEINKOTH, 2010). A partir do estágio de mielócito tem-se o surgimento de grânulos
secundários levando a composição dos três tipos celulares correspondentes aos
neutrófilos, eosinófilos e basófilos, sendo esse também o último estágio com potencial
proliferativo (GRINDEM; TYLER; COWELL, 2009). A referida série representa 25 a
67% da celularidade nucleada identificada na espécie felina (HARVEY, 2001).
Figura 3 - Citoarquitetura medular de gato, evidenciando-se precursores
granulocíticos neutrofílicos (exemplificados nas setas) (Panótico Rápido, 1000x).
Fonte: arquivo do autor – LPCV/UECE.
2.1.4 Séries megacariocítica, monocítica e linfocítica
A linhagem megacariocítica (tabela 1) tem como seu primeiro precursor
identificável o megacarioblasto, seguido pelo pró-megacariócito, megacariócito
basofílico e megacariócito maduro (figura 4), sendo que essas células não ultrapassam
uma média de 10/campo em objetiva de pequeno aumento (10x) (HARVEY, 2001).
21
Figura 4 - Dois megacariócitos em destaque, correspondentes às células de grande
volume, citoplasma basofílico granular e multinucleação em morfologia lobular
(Panótico Rápido, 1000x).
Fonte: arquivo do autor – LPCV/UECE.
Em relação às células monocíticas (tabela 1), tem-se a sequência de maturação
iniciada pelo monoblasto, maturando em pró-monócito e monócito, no qual esse
compartimento pode representar de 0,2 a 1,6% da celularidade contabilizada (HARVEY,
2001).
Quanto à série linfocítica (tabela 1), identificam-se os linfoblastos, pró-linfócitos
e linfócitos, podendo atingir até pouco mais de 20% da celularidade da medula óssea
felina (HARVEY, 2001), tendo essa o predomínio de pequenos linfócitos (GRINDEM;
TYLER; COWELL, 2009).
22
Tabela 1 – Precursores hematopoiéticos com correspondente descrição citológica.
Estágio celular Descrição citológica
Série eritroide
Rubriblasto
Célula grande, com alta relação núcleo:citoplasma. Citoplasma escasso e homogêneo de coloração acentuadamente basofílica. Núcleo grande, arredondado, um ou dois nucléolos
evidentes e cromatina de padrão finamente granular.
Pró-rubrícito Célula de tamanho médio a grande, com alta relação núcleo:citoplasma, entretanto, inferior ao do rubriblasto. Citoplasma escasso e homogêneo com basofilia moderada a elevada. Núcleo
grande, arredondado, geralmente sem nucléolos evidentes e cromatina de padrão frouxo.
Rubrícito Possuem vários estágios determinados pelas suas aparências morfológicas em relação à coloração do citoplasma, sendo determinados rubrícitos basofílico, policromatofílico e
ortocromático. Relação núcleo citoplasma menor em relação aos estágios anteriores, cromatina
mais condensada com áreas nucleares não preenchidas. Ausência de nucléolos evidentes.
Metarrubrícito Célula relativamente pequena, com baixa relação núcleo:citoplasma, coloração citoplasmática basofílica a alaranjada-avermelhada. Cromatina densamente condensada, sem espaços brancos.
Ausência de nucléolos evidentes.
Reticulócito Determinado apenas em colorações supravitais. Constituídos por agregados de RNA
ribossômico e mitocondrial dispersos no citoplasma, após a extrusão nuclear. Em colorações do tipo Romanowsky, aparecem como hemácias grandes e com coloração azulada-arroxeada,
denominados de policromatófilos.
Série granulocítica
Mieloblasto Célula grande, com alta relação núcleo:citoplasma. Citoplasma escasso e basofílico com
grânulos ausentes (Mieloblasto tipo I) ou raros azurofílicos (Mieloblasto tipo II). Núcleo grande, arredondado, nucléolo evidente e cromatina de padrão frouxo.
Pró-granulócito Célula de tamanho médio a grande. Citoplasma relativamente escasso, discretamente
basofílico, com grânulos primários azurofílicos. Núcleo grande, ovalado, nucléolos não evidentes e cromatina com início de condensação.
Mielócito Célula de tamanho médio. Citoplasma mais abundante em relação ao pró-mielócito, com
grânulos secundários incolores, eosinofílicos ou basofílicos, dependendo da linhagem granulocítica. Núcleo ovalado a discretamente indentado (até 1/3 do diâmetro nuclear) com
nucléolos indistintos e cromatina de padrão levemente condensado.
Metamielócito Célula de tamanho médio. Relação núcleo:citoplasma moderada. Citoplasma com grânulos
secundários incolores, eosinofílicos ou basofílicos, dependendo da linhagem granulocítica. Núcleo reniforme, nucléolos ausentes e cromatina de padrão condensada com pontos de
agregação.
Bastão/Bastonete Célula de tamanho pequeno. Relação núcleo:citoplasma moderada. Citoplasma com grânulos secundários incolores, eosinofílicos ou basofílicos, dependendo da linhagem granulocítica.
Núcleo em forma de “ferradura” ou “s” com lados opostos paralelos, nucléolos ausentes e
cromatina de padrão condensada com pontos de agregação.
Série monocítica
Monoblasto Célula grande, com alta relação núcleo:citoplasma. Citoplasma escasso e homogêneo de
coloração acentuadamente basofílica. Núcleo grande, arredondado a indentado, nucléolos evidentes e cromatina de padrão frouxo.
Pró-monócito Célula média a grande, com alta relação núcleo:citoplasma. Citoplasma mais amplo que o
monoblasto, homogêneo e moderadamente basofílico. Núcleo grande, pleomórfico, nucléolos ausentes e cromatina de padrão frouxo.
Série linfocítica
Linfoblato Célula grande, com alta relação núcleo:citoplasma. Citoplasma escasso, homogêneo (variável presença de grânulos azurofílicos podem ser vistos em células Natural Killers) e coloração
acentuadamente basofílica. Núcleo grande, redondo ou oval, nucléolos evidentes e cromatina
de padrão frouxo.
Pró-linfócito Célula média a grande apresentando alta relação núcleo:citoplasma. Citoplasma escasso, homogêneo (variável presença de grânulos azurofílicos podem ser vistos em células Natural
Killers) e coloração acentuadamente basofílica. Núcleo grande, ovalado, nucléolos não
evidentes e cromatina discretamente condensada.
Série megacariocítica
Megacarioblasto Célula grande, mas de tamanho inferior aos estágios subsequentes. Alta relação núcleo:citoplasma. Citoplasma escasso, agranular e acentuadamente basofílico. Núcleo
ovalado, nucléolos evidentes e cromatina de padrão frouxo.
Pró-megacariócito Célula grande. Volume citoplasmático moderado de coloração acentuadamente basofílica a incolor, agranular. Núcleos múltiplos (até 5 unidades) e contínuos em forma de lóbulos, com
nucléolos evidentes e cromatina levemente condensada.
Megacariócito Célula de tamanho destacado (maior que os seus precursores). Moderada a baixa relação núcleo:citoplasma. Citoplasma incolor a discretamente basofílico, podendo ser granular
(megacariócito granular). Núcleo irregular e multilobulado (> 5 unidades) e nucléolos não
evidentes.
Fonte: HARVEY (2001), GRINDEM; TYLER; COWELL (2009), RIZZI; CLINKENBEARD;
MEINKOTH(2010) e FIGHERA (2014) adaptado.
23
2.1.5 Células não hematopiéticas
Nesse grupo estão presentes células que normalmente estão em baixas
concentrações. Mastócitos ocasionalmente podem ser vistos, sendo seus precursores
originários da medula óssea (STOCKHAM; SCOTT, 2011). Plasmócitos (figura 5) se
originam de linfócitos B e podem estar circundados por uma inclusão citoplasmática de
glicogênio (células flamejantes/em chama); ou então podem conter acentuada
quantidade de imunoglobulinas (IgM) em retículos citoplasmáticos chamadas de
Corpúsculos de Russell, sendo denominados, nesse caso, de células de Mott (MELO;
SILVEIRA, 2013). Osteoblastos, osteoclastos, macrófagos (figura 6),
fibrócitos/fibroblastos e células endoteliais são outros tipos celulares descritos. Os
histiócitos medulares, por exemplo, são fundamentais para a manutenção da homeostase
local, através da participação em complexos mecanismos osteoimunogênicos, que
mantém o estroma medular e os nichos hematopoiéticos (KAUR et al., 2017).
Figura 5 - Plasmócitos em medula óssea de gato (setas) (Panótico Rápido, 1000x).
Fonte: arquivo do autor – LPCV/UECE.
24
Figura 6 - Macrófago contendo leucofagocitose (seta) (Panótico Rápido, 1000x).
Fonte: arquivo do autor – LPCV/UECE.
2.2 HEMATOPATOLOGIA DA MEDULA ÓSSEA FELINA
2.2.1 Hiperplasia medular
Consiste no aumento numérico de comportamento não neoplásico de células
hematopoiéticas com potenciais proliferativos e de maturação. Pode ser generalizada ou
acometer linhagens específicas, sendo acompanhada por hematopoieses eficientes ou
ineficientes (STOCKHAM; SCOTT, 2011; FIGHERA, 2014).
Nesse sentido, na hiperplasia eritroide com eritropoiese eficiente, há anemia
macrocítica hipocrômica com reticulocitose, rubricitose, corpúsculos de Howell-Jolly,
entre outros sinais regenerativos, ocorrendo responsividade a um quadro hemorrágico
e/ou hemolítico (JAVINSKY, 2016), como ocorre na babesiose, micoplasmose e
cytauxzoonose felinas (MAIA et al., 2013; WEINGART; TASKER; KOHN, 2015;
JAVINSKY, 2016), ou ainda secundária a distúrbios de anemia hemolítica
imunomediada primária, no qual autoanticorpos causam o quadro de crise hemolítica,
na maioria das vezes sem origem específica determinada (SWANN; SZLADOVITS;
GLANEMANN, 2016). A anemia hemolítica pode ser secundária também a distúrbios
eritrocitários apropriados como hipóxia persistente ou fatores que demandem mais
oxigênio tecidual como doença pulmonar crônica e hipertireoidismo (THRALL et al.,
2007), ou também conseqüência de anormalidades eritrocitárias inapropriadas quando
há aumento da produção de eritropoietina sem deficiência na oxigenação como em
neoplasias e cistos renais (KLAINBART et al., 2008).
Na eritropoiese ineficiente, a hiperplasia eritroide ocorre coincidentemente com
uma anemia arregenerativa ou levemente regenerativa. Essa geralmente tem base
imunomediada, podendo ocorrer destruição seletiva de precursores eritroides (WEISS,
25
2008; STOCKHAM; SCOTT, 2011). Nesses casos, podem ser observados nos aspirados
medulares respostas histiocíticas locais, inclusive com eritrofagocitose e geração de
produtos de degradação eritrocitária como precipitados de hemossiderina e cristais de
hematoidina (HARVEY, 2001; GRINDEM; TYLER; COWELL, 2009; BLACK et al.,
2016)
No que se refere à série granulocítica, a hiperplasia granulocítica neutrofílica
corresponde ao aumento do número de precursores de neutrófilos, seguindo a mesma
subdivisão da eritroide. Desse modo, na granulopoiese eficiente há neutrofilia com ou
sem desvio à esquerda. Pode ser inflamatória associada ou não a infecções, decorrente
de anemia hemolítica imunomediada, processos sépticos, endotoxêmicos e necróticos,
neutrofilia paraneoplásica, processos de intoxicação como a por estrógeno (inicialmente)
e doenças genéticas neutrofílicas (STOCKHAM; SCOTT, 2011; JAVINSKY, 2016).
Em relação à granulopoiese ineficiente, essa ocorre quando há neutropenia,
geralmente associada à depleção dos estoques de armazenamentos granulocíticos
medulares, associados à hiperplasia blástica (STOCKHAM; SCOTT, 2011). Possui
geralmente base imunomediada com anticorpos antigranulócitos, podendo também ter
etiologia tóxica como intoxicação por difenilidantoína e fenilbutazona, além de causas
idiopáticas crônicas resultantes da deficiência do Fator Estimulante de Colônias de
Granulócitos e Monócitos (GM-CSF) (STACY; HARVEY, 2016).
A hiperplasia granulocítica eosinofílica está relacionada a processos que
ocasionem aumento de interleucina 5 e GM-CSF, podendo se correlacionar, raramente,
com síndromes hipereosinofílicas (WILSON; THOMSON-KERR; HOUSTON, 1996).
A hiperplasia basofílica é raramente observada, estando geralmente acompanhada de
basofilia (STOCKHAM; SCOTT, 2011). A hiperplasia monocítica geralmente
acompanha a hiperplasia granulocítica neutrofílica, sendo notada também em processos
histiocíticos locais (GRINDEM; TYLER; COWELL, 2009). Quanto à hiperplasia
megacariocítica, essa pode ocorrer em recuperação de quadros trombocitopênicos
(hiperplasia megacariocítica de rebote), bem como em processos reativos inflamatórios,
podendo ser de base infecciosa ou não (RASKIN; MESSICK, 2012), como em quadros
responsivos de trombocitopenia imunomediada primária periférica, com autoanticorpos
direcionados contra a própria concentração plaquetária do indivíduo (BIANCO;
ARMSTRONG; WASHABAU, 2008).
26
2.2.2 Hipoplasia/aplasia medular
Correspondem à diminuição (hipoplasia) ou ausência (nesse caso se refere como
aplasia, sendo esse termo também utilizado em diminuições severas) do compartimento
proliferativo e de maturação das células hematopoiéticas ativas, podendo ser
generalizada ou específica para cada linhagem, assim como na hiperplasia
(STOCKHAM; SCOTT, 2011).
A hipoplasia generalizada comumente está associada à pancitopenia
hipoplásica/aplásica e pode ser decorrente de processos inflamatórios infecciosos
(MARCOS et al., 2009; STÜTZER et al., 2011), intoxicações, necrose medular ou
qualquer condição de substituição do tecido medular normal (BLACK et al., 2016).
A hipoplasia eritroide seletiva caracteriza-se por anemia normocítica
normocrômica, geralmente tem base imunomediada, podendo ser primária ou
secundária. (VIVIANO; WEBB, 2011). Nesse último, cita-se como causas a
administração de eritropoietina humana recombinante; processos inflamatórios
associados a infecções como as causadas pelo FeLV e pelo Vírus da Imunodeficiência
Felina (FIV) (HARTMANN, 2012; SOUTHARD et al., 2016); distúrbios endócrinos
(hipotireoidismo, hipoadrenocorticismo, hipoandrogenismo) e condições de
hiperestrogenismo (administração de estrógeno exógeno, sertolioma) (THRALL et al.,
2007); além da administração de fármacos como o cloranfenicol e agentes
quimioterápicos (MELO; SILVEIRA, 2013).
A hipoplasia granulocítica seletiva está relacionada à linhagem neutrofílica e
pode ter bases infecciosas como o FeLV e a toxoplasmose, bem como tóxicas (WEISS,
2008; STACY; HARVEY, 2016). A Hipoplasia megacariocítica geralmente possui base
imunomediada ou tóxica (JAVINSKY, 2016).
2.2.3 Outros processos
A linfocitose medular corresponde à hiperplasia de células de origem linfoide na
medula óssea, predominantemente constituída por pequenos linfócitos (RASKIN;
MESSICK, 2012). Nesse sentido, citam-se quadros imunomediados como os
ocasionados por anemia hemolítica imunomediada, além de intoxicações
medicamentosas (BLACK et al., 2016; STACY; HARVEY, 2016).
A mastocitose medular pode ser inflamatória ou neoplásica. No caso da
hiperplasia de mastócitos, essa é pouco descrita em gatos, sendo relatada em cães em
condições patológicas variadas, tais como em anemias aplásicas e mielossupressões
27
generalizadas (WALKER et al., 1997; MYLONAKIS; KOUTINAS; LEONTIDES,
2006), anemias por deficiência de ferro e em neoplasias como o linfoma (HARVEY,
2009).
A síndrome hemofagocítica é rara em gatos, caracterizando-se pela proliferação
desordenada de histiócitos medulares, resultando em citopenias de pelo menos duas
linhagens celulares, podendo ser secundária nesses animais a infecções pelo calicivírus
e lipidose hepática, apesar de ainda não haver uma patogenia esclarecida (WALTON et
al., 1996).
A mielofibrose corresponde à substituição de tecido hematopoiético ativo em
tecido conjuntivo fibroso e colágeno, sendo que as causas geralmente não são bem
conhecidas, sendo rara na espécie felina (STOCKHAM; SCOTT, 2011). Em gatos,
existe um relato de mielofibrose associada à eritropoiese extramedular, resultando em
uma rubricitose anormal, com infiltração de células eritroides em diversos sítios
orgânicos (IWANAGA et al., 2012).
A mielite é o processo inflamatório da medula óssea, podendo ter causas
inflamatórias infecciosas, tóxicas, traumáticas, entre outras etiologias, seguindo as
mesmas classificações utilizadas em outros tecidos, tais como mielites supurativas,
piogranulomatosas, granulomatosas, linfocíticas/plasmocíticas e eosinofílicas (WEISS,
1992; GRINDEM; TYLER; COWELL, 2009).
O processo de necrose medular é um quadro reacionário, debilitante e
progressivo de curso hiperagudo, agudo ou crônico, podendo ter causas infecciosas,
imunomediadas e neoplásicas como os linfomas (HARVEY, 2001).
A mieloftise refere-se à substituição e/ou deslocamento da medula óssea
hematopoiética ativa por um tecido anormal, acarretando sua perda de função. Nesse
sentido, qualquer proliferação ou infiltração gradativa generalizada pode gerar esse
quadro, incluindo tanto neoplasias como, por exemplo, mielofibrose (STACY;
HARVEY, 2016).
2.2.4 Síndromes Mielodisplásicas (SMDs)
Correspondem a um conjunto de distúrbios clonais acompanhados por alterações
morfológicas relacionadas à maturação celular hematopoiética, resultando em
displasias/disematopoieses, gerando uma ampla variação de distúrbios clínicos e
patológicos (VASSALLO; MAGALHÃES, 2009). Dependendo da linhagem acometida,
recebem as denominações de dismielopoiese, diseritropoiese e
28
dismegacariopoiese/distrombopoiese (STOCKHAM; SCOTT, 2011; MELO;
SILVEIRA, 2013).
Nas SMDs, as células blásticas devem corresponder a 20 – 30% no máximo do
total de células medulares nucleadas (excluindo-se mastócitos, plasmócitos, macrófagos
e estruturas celulares relacionadas), pois acima disso caracterizam-se as leucemias
(VASSALLO; MAGALHÃES, 2009; STOCKHAM; SCOTT, 2011). Entretanto, por
vezes, a identificação das SMDs e diferenciação dessas dos quadros leucêmicos podem
ser difíceis de serem realizadas, já que essas patologias podem estar associadas a
estágios pré-leucêmicos, já existindo relatos em gatos que atestam essa dificuldade
analítica (GELAIN et al., 2003).
Torna-se importante ainda diferenciar uma condição de SMDs primárias de um
quadro de disematopoiese congênito, bem como de condições de SMDs secundárias
adquiridas a substâncias tóxicas (chumbo, drogas quimioterápicas, estrógeno,
cefalosporinas, cloranfenicol, fenobarbital, colchicina); deficiências nutricionais;
doenças imunomediadas (AHIM e TIM); processos inflamatórios de base infecciosa ou
não; mielofibrose e quadros neoplásicos tais como linfoma, mieloma múltiplo e
policitemia vera (HARVEY, 2001; WEISS, 2001; STOCKHAM; SCOTT, 2011).
2.2.5 Neoplasias
Essa seção engloba tanto processos leucêmicos quanto outras neoplasias
primárias ou metastáticas, infiltrativas na medula óssea. As leucemias consistem na
proliferação neoplásica de células hematopoiéticas residentes do sangue, originadas na
medula óssea ou, algumas vezes, no baço (STACY; HARVEY, 2016). As leucemias
agudas correspondem a uma proliferação de células hematopoiéticas blásticas de
evolução geralmente rápida, já as leucemias crônicas caracterizam-se pela proliferação
gradativa de células hematopoiéticas relativamente bem diferenciadas de aparência
semelhante as das células maduras (RASKIN; MESSICK, 2011).
As classificações específicas leucêmicas (tabela 2), de modo geral, seguem as
diretrizes da medicina humana associadas aos critérios veterinários já propostos em
caninos em felinos, por exemplo, pelo Grupo de Estudos de Leucemia Animal (JAIN et
al., 1991). Esses processos neoplásicos são relativamente raros em gatos, existindo
relatos de mielose eritrêmica (MARTINS et al., 2011); leucemia linfoide aguda
(GELAIN et al., 2003); leucemia linfoide crônica (CAMPBELL; HESS; WILLIAMS,
2013); leucemia mieloide aguda, incluindo diferenciação basofílica (BOUNOUS et al.,
29
1994) e leucemia megacarioblástica aguda (BURTON et al., 1996); leucemia mieloide
crônica, inclusive de caráter eosinofílico (GELAIN et al., 2006) e leucemia aguda
indiferenciada (GELAIN et al., 2003), sendo os processos linfoides os mais prevalentes,
podendo estar ou não associados a retroviroses (WEEDEN et al., 2016). Metodologias
envolvendo imunofenotipagem e técnicas citoquímicas muitas vezes são requeridas para
diferenciar células blásticas bastante imaturas e caracterizar corretamente a leucemia,
sendo essas já utilizadas na espécie felina (GRINDEM; STEVENS; PERMAN, 1985).
O mieloma múltiplo é caracterizado pelo crescimento desordenado de
plasmócitos maduros e imaturos com substituição medular (PATEL et al., 2005). Pode
ser observado um aumento de osteoclastos em conjunto, produzindo diversas lesões de
caráter lítico (HARVEY, 2001). Nesses casos, geralmente ocorre uma gamopatia
monoclonal de IgG ou IgA, inclusive levando a hiperproteinemia, hiperviscosidade
sanguínea, proteinúria de Bence Jones, hipoalbuminemia e azotemia (MELO;
SILVEIRA, 2013). Mielomas múltiplos concomitantes com outros processos
neoplásicos são raros em felinos, mas já existe relato da associação desse processo
plasmocítico com mastocitoma (BAGWELL et al., 2017), além de mieloma múltiplo
eritrofagocítico, no qual os plasmócitos neoplásicos exibem essa capacidade fagocítica
(WEBB et al., 2008).
As neoplasias histiocíticas originam-se de células macrofágicas como o sarcoma
histiocítico hemofagocítico e o sarcoma histiocítico maligno, relacionando-se ainda o
sarcoma osteogênico, no qual osteoblastos exibem diversos graus de atipia, além do
condrossarcoma de medula óssea que é um tipo mais raro (STACY; HARVEY, 2016).
Avaliação de infiltrados de linfoma, mastocitoma e carcinomas a nível medular é
fundamental para o diagnóstico e estadiamento neoplásico, estabelecimento de
terapêuticas e prognósticos adequados (HENSON et al., 1998; STOCKHAM; SCOTT,
2011). Nesse contexto, o linfoma é a neoplasia linfoide mais comum em gatos
(MEICHNER; BOMHARD, 2014) podendo adquirir uma forma leucemizada,
caracterizada pela metástase a nível sanguíneo e linfático, infiltrando, inclusive, a
medula óssea (GRINDEM; TYLER; COWELL, 2009; STÜTZER et al., 2011).
30
Tabela 2 – Subclassificações das leucemias mieloides e linfoides agudas e crônicas.
Leucemia Descrição citológica
Mieloide Aguda – Indiferenciada (LMA-M0)
Possui diferenciação mínima, correspondendo por mais de 20% de células blásticas. Os blastos normalmente são pequenos, apresentando citoplasma agranular, cromatina frouxa e
nucléolos evidentes.
Mieloide Aguda – Mieloblástica (LMA – M1)
Os blastos podem conter granulações e bastonetes de Auer (compostos lisossomais), porém, por vezes, também podem lembrar linfoblastos. Podem estar presentes outras células como
promielócitos hipogranulares.
Mieloblástica com Maturação (LMA-M2)
A quantidade de blastos situa-se entre 20 – 90% das células nucleadas e porcentagem de células monocíticas inferior a 20%. O mieloblasto pode ter ou não bastonetes de Auer.
Mieloide Aguda – Mieloblástica
com Maturação Variante (LMA-M2v):
Os blastos são grandes com granulações azurofílicas destacadas, além de bastonetes de Auer.
É comum promielócitos, mielócitos e granulócitos maduros com dismielopoiese.
Mieloide aguda – Promielocítica Hipergranular (LMA-M3)
Corresponde a promielócitos com dismielopoiese, exibindo núcleo excêntrico, citoplasma com abundante granulação e alguns blastos possuem bastonetes de Auer.
Mieloide Aguda – Promielocítica Hipogranular (LMA-M3v)
Os promielócitos possuem raras granulações citoplasmáticas, bem como bastonetes de Auer, contendo ainda núcleos anômalos.
Mieloide Aguda – Mielomonocítica (LMA-M4)
Consiste em duas linhagens de células neoplásicas, a granulocítica e monocítica. Destaca-se que os precursores de monócitos correspondem a 20 – 80% das células blásticas.
Mieloide Aguda – Mielomonocítica com Eosinofilia
(LMA-M4eo)
Possui blastos mieloides, componente monocítico e pelo menos 5% de eosinófilos anômalos com hipossegmentação e grandes grânulos basófilos anormais em conjunto com grânulos
eosinofílicos normais.
Mieloide Aguda – Monoblástica
sem Maturação (LMA-M5a)
Caracterizada pela ocorrência de monoblastos, promonócitos e monócitos em mais de 80%
das células não eritroides na medula óssea. Sem presença de bastonetes de Auer.
Mieloide Aguda – Monocítica com
Maturação (LMA-M5b)
Ocorrência de células monocíticas anômalas, sendo que os monoblastos estão em menor
número comparando ao subtipo anterior, sendo o componente monoblástico inferior a 80% das células não eritroides.
Eritroleucemia (LMA-M6) Consiste na presença de mais de 50% de eritroblastos entre as células nucleadas da medula óssea, sendo que 30% ou mais do componente não eritroide é composto por mieloblasto. Há
acentuada diseritropoiese.
Megacarioblástica (LMA-M7) Presença de blastos das linhagens megacariocítica e mieloide. Megacariócitos em amadurecimento podem estar presentes em grande quantidade.
Linfoide Aguda – Subtipo I (LLA-L1)
Os blastos são pequenos, possuem alta relação núcleo:citoplasma, discreta basofilia citoplasmática e raras vacuolizações, cromatina de padrão homogêneo, núcleo
acentuadamente regular e nucléolo inconspícuo.
Leucemia Linfoide Aguda –
Subtipo II (LLA-L2)
As características são variáveis, sendo o núcleo irregular, podendo apresentar-se clivado, além
de nucléolos que podem ser múltiplos e evidentes.
Linfoide Aguda – Subtipo III
(LLA-L3)
Predominância de grandes blastos com baixa relação núcleo:citoplasma, elevada basofilia e
frequentes vacuolizações citoplasmáticas, núcleo geralmente ovalado com nucléolos
múltiplos e evidentes.
Mista ou Bifenotípica Aguda Presença de antígenos de superfície citoplasmática ou nuclear tanto da linhagem mieloide
quanto da linfoide, com blastos das duas linhagens no sangue periférico.
Leucemia neutrofílica crônica Número elevado de neutrófilos maduros no sangue periférico sem acompanhamento blástico
na medula óssea. Podem exibir granulações tóxicas, corpúsculos de Döhle, além de núcleos
em anel. Leucemia eosinofílica crônica Eosinofilia persistente com precursores presentes, inclusive blastos no sangue. É frequente
disgranulopoiese com hipogranulação e vacuolização citoplasmática, além de hipolobulação.
Leucemia basofílica crônica Elevado número de basófilos, podendo praticamente todos os leucócitos na circulação serem
basófilos. Disgranulopoiese pode ocorrer como a presença de grânulos eosinofílicos e basofílicos na mesma célula.
Leucemia monocítica crônica Caracterizada por notável aumento de monócitos, além de outras alterações leucocitárias
observadas em casos de LMC.
Leucemia Mielomonocítica
Crônica (LMMC)
A contagem de blastos encontra-se entre 5 e 20%, sendo que a contagem diferencial pode
chegar a mais de 80% de células monocíticas. Displasias podem ser verificadas.
Leucemia Linfoide Crônica (LLC) Origem nos linfócitos B. Pode ser típica ou clássica com linfócitos maduros em maioria; prolinfocítica, caracterizada pela presença de 11 a 54% de prolinfócitos no sangue periférico e
mista com até 10% de prolinfócitos e frequentemente linfócitos atípicos.
Fonte: HARVEY (2001), STOCKHAM & SCOTT (2011) e MELO & SILVEIRA (2013) adaptado.
31
2.3 EXAMES HEMATOLÓGICOS NO PACIENTE FELINO
2.3.1 Hemograma e contagem de reticulócitos
O exame do hemograma fornece informações referentes ao tecido sanguíneo
periférico e é constituído pelo eritrograma, leucograma e plaquetograma (BUSH, 2004),
podendo também, ser incluída como informação adicional, a concentração de proteínas
plasmáticas totais (PPT), em consequência da facilidade de obtenção desse valor nas
técnicas analíticas rotineiras para confecção do hemograma.
O referido exame pode fornecer informações hematopatológicas primárias ou os
efeitos secundários nesse tecido de doenças multissistêmicas ou que possuem outros
sítios orgânicos alvos, sendo utilizado majoritariamente como um exame rotineiro para
o estabelecimento de triagens iniciais e averiguação geral do estado dos pacientes
(TAMURA, 2015).
A contagem de reticulócitos determina se um processo anêmico é regenerativo
ou arregenerativo, se fundamentando na contagem dos precursores imediatamente
anteriores as hemácias maduras ainda com resquícios de RNA ribossômico e
mitocondrial, sendo essas células denominadas de reticulócitos (PATULLO et al.,
2014). Nos gatos, devido a maturação eritrocitária mais lenta, comumente se observam
dois tipos de reticulócitos: o agregado, sendo esse o estágio mais imaturo; e o ponteado,
a fase mais madura (STOCKHAM; SCOTT, 2011). Destaca-se ainda que a metodologia
de contagem pode variar conforme o laboratório de referência utilizado, mas torna-se
obrigatória a contagem dos reticulócitos agregados, haja vista a correspondência linear a
um estado de aceleração no processo de eritropoiese em resposta a um quadro anêmico
regenerativo (STOCKHAM; SCOTT, 2011).
2.3.2 Mielograma
Consiste na análise citomorfológica completa dos aspirados de medula óssea
(D´ONOFRIO; ZINI, 2015), sendo um valioso exame para o estabelecimento de
diagnósticos, prognósticos, terapêuticas e monitoramento de diversas condições
patológicas (BOLLINGER, 2004).
As indicações para o exame do mielograma são amplas, devendo esse ser
ambientado como um exame de rotina da prática clínica, mas de caráter específico,
sendo as contraindicações restritas e, de modo geral, irrisórias (HONSE, 2014). Desse
modo, relatam-se como propósitos da análise citológica medular (GRINDEM; TYLER;
COWELL; 2009; RASKIN; MESSICK, 2012; STACY; HARVEY, 2016; BYERS,
32
2017): quadros de bicitopenias, pancitopenias e hiperproteinemias persistentes;
eritrocitose, reação leucemoide e policitemias absolutas constantes; células na corrente
sanguínea com morfologia alterada sem elucidação inicial; investigação de alterações
hematológicas não esclarecidas pelo hemograma; análise de processos neoplásicos
originados na medula óssea; estadiamento de neoplasias que se originam em outros
sítios orgânicos, como linfomas e mastocitomas; pesquisa de parasitas (Leishmania spp.,
Histoplasma spp., Cytauxzoon spp., etc.); auxílio na determinação de processos como
mielofibrose e mielites; além de investigação de febre persistente e de origem
desconhecida.
Em relação à colheita da medula óssea, utilizam-se agulhas próprias para
colheita, do tipo Illinois ou Rosenthal, ou mesmo agulhas convencionais (calibre de 21
G 0,8 mm para felinos); seringas de 10 – 20 mL; ácido etilenodiaminotetracético
(EDTA) 2%, 3%, 4% ou mesmo a 10%; algodões com álcool iodado; tricótomo; placas
de Petri; capilares para microhematócrito ou pipeta e lâminas para microscopia
(HARVEY; 2001; THRALL et al., 2007; STOCKHAM; SCOTT, 2011; STACY;
HARVEY, 2016).
É fundamental a realização da anestesia para colheita medular (MÜLLER et al.,
2009; RASKIN; MESSICK, 2012). Assim, existem determinados sítios de acesso, entre
eles a tuberosidade proximal do úmero, fossa trocantérica femural, crista ilíaca e
manúbrio esternal (DEFARGES et al., 2013). Na hematologia felina, indica-se o úmero
como um sítio de grande viabilidade rotineira para a punção medular (HARVEY, 2001;
REAGAN et al., 2011).
O procedimento padrão é apresentado a seguir baseado na literatura
especializada (HARVEY, 2001; THRALL et al., 2007; GRINDEM; TYLER; COWELL,
2009; MÜLLER et al., 2009; RASKIN; MESSICK, 2012; STACY; HARVEY, 2016;
BYERS, 2017): 1. A região a ser puncionada é preparada realizando-se tricotomia e
assepsia local com álcool iodado. 2. A agulha é inserida até o periósteo, sendo
introduzida na cortical em movimentos rotacionais em sentido horário e anti-horário até
ser fixada, atingindo o espaço medular. 3. Após a fixação da agulha, acopla-se a seringa
contendo EDTA, realizando-se pressão negativa em movimento único até ¾ da seringa.
4. O material começará a ser aspirado, sendo a pressão negativa cessada após o
aparecimento desse no canhão da seringa. 5. O sistema é retirado do córtex ósseo. 6. O
material é homogeneizado no interior da seringa.
33
A medula óssea deverá ser depositada em uma placa de Petri para identificação e
maximização das espículas (figura 7) por meio de capilares para microhematócrito ou
pipetas (HARVEY, 2001; BYERS, 2017). Essas unidades morfofuncionais são
“pescadas” e em seguida dispostas em lâminas para posterior extensão por intermédio
da técnica do squash (MARCOS et al., 2011).
Figura 7 - Obtenção de material medular para mielograma. Após a colheita, esse é
depositado em placa de Petri para evidenciação das unidades morfofuncionais
correspondentes as espículas hematopiéticas (setas).
Fonte: arquivo do autor – LPCV/UECE.
Posteriormente, após a secagem da lâmina, realiza-se a coloração do material.
Nesse caso, destacam-se corantes do tipo Romanowsky (Giemsa, Wright, Panótico
Rápido, entre outras) como os mais utilizados para as avaliações rotineiras e/ou de
triagem (GRINDEM; TYLER; COWELL, 2009). Caso haja necessidade, podem ser
utilizadas colorações bacteriológicas como as de Gram e Ziehl-Neelsen (RASKIN,
2011); bem como corantes tricômicos, como o Papanicolau para destaque das estruturas
nucleares (MARCOS et al., 2011). Ressalta-se também que técnicas citoquímicas como
a do P.A.S. e Sudan Black são bastante empregadas para auxílio diagnóstico, na
determinação da origem das leucemias (THRALL et al., 2007).
Nesse contexto, segue-se a avaliação microscópica medular. Essa deverá ser
iniciada com inspeção do material em objetivas de pequeno aumento (4 – 40x) visando
a verificação da celularidade medular; contabilidade e análise morfológica dos
34
megacariócitos e seus precursores; além de pesquisa inicial de infiltrações celulares
medulares patológicas (FIGHERA, 2014). Em seguida, utilizando-se a objetiva de 100x,
deve-se proceder com as análises citológicas quantitativas e qualitativas, contando-se
um mínimo de 500 células, agrupando-as de acordo com seus tipos específicos e grupos
celulares (PETTERINO; CAPURRO; CASTAGNARO, 2011; FIGUERA, 2014).
Qualquer alteração morfológica deverá ser identificada e graduada, sendo fundamental a
notificação da relação mieloide:eritroide, ocorrência de parasitas e tecidos fibroso,
colagenoso e gorduroso em excesso (STACY; HARVEY, 2016).
2.4 ASPECTOS RELACIONADOS AO VÍRUS DA LEUCEMIA FELINA (FeLV)
2.4.1 Agente etiológico
O FeLV foi descoberto a partir de trabalhos desenvolvidos pelo grupo do
cientista Willian Jarret em 1964 na Escócia estudando gatos com neoplasia linfoide
(JARRET et al., 1964). Pertence à família Retroviridae e subfamília Oncovirinae, sendo
envelopado e constituído por RNA de fita simples, possuindo a enzima transcriptase
reversa para geração de DNA viral (NELSON; COUTO, 2010). Atualmente,
dependendo da sequência genética do envelope proteico são identificados quatro
subgrupos: FeLV-A, FeLV-B, FeLV-C e FeLV-T (ARJONA et al., 2006;
HARTMANN, 2012).
A nível mundial relata-se que a ocorrência desse agente viral está gradualmente
diminuindo, com dados de prevalência em torno de 2,9% a 7,5%, em decorrência da
implementação de rígidas medidas profiláticas, associadas à educação continuada dos
tutores (YILMAZ; ILGAZ, 2000; GLEICH; HARTMANN, 2009; MEICHNER;
BOMHARD, 2014). No Brasil, os dados epidemiológicos concentram-se nas regiões
sudeste e sul, exemplificando-se prevalências que variam de 0,36% em São Paulo
(SANTOS, 2012) a 38,3 % no Rio Grande do Sul (MEINERZ et al., 2010),
necessitando-se ainda de novos estudos em outras localidades do país.
A transmissão viral ocorre principalmente por via horizontal através de fluidos
corporais como saliva, sangue, secreção nasal, lágrimas, fezes e leite, incluindo a
importância de fômites como comedouros e bebedouros compartilhados (HARTMANN,
2012). A via vertical é secundariamente relacionada (KIM et al., 2013) através de
mecanismos transplacentários e perinatais, mas resultando geralmente em aborto e
morte precoce dos neonatos (TEIXEIRA, 2010).
35
2.4.2 Sinais clínicos
Doenças comuns primariamente associadas ao FeLV incluem uma variedade de
distúrbios hematológicos, tai como anemia, leucopenia e trombocitopenia
(HARTMANN, 2012). Além disso, esse retrovírus possui caráter oncogênico primário,
sendo que os linfomas e leucemias são as neoplasias mais comuns, representando
aproximadamente 30% de todos os tumores descritos nessa espécie (STÜTZER et al.,
2011). Relacionam-se ainda, nas enfermidades frequentes, disfunções neurológicas,
exemplificando-se anisocoria, midríase, síndrome de Horner, hiperestesia, paresia,
paralisia, vocalizações e comportamentos anormais (KENNEDY; LITTLE, 2017).
Nesse contexto, podem ocorrer ainda diversas patologias relacionadas à
imunossupressão resultante da infecção, possuindo caráter secundário, tais como:
gengivite estomatite felina; enterites por giárdia, coccídios e criptosporídios;
dermatopatias como demodicose, dermatofitose e malasseziose; hemólise extravascular
associada à micoplasmose; pneumonias; doenças hepatobiliares; insuficiência renal,
pielonefrite e cistite; propensão para outras infecções virais como a Peritonite Infecciosa
Felina, complexo respiratório por herpes-vírus e outros retrovírus como o FIV; doenças
oftálmicas como uveíte, coriorretinite e síndrome da pupila espástica; enfermidades
fúngicas como a criptococose; protozooses multissistêmicas, citando-se a toxoplasmose
e leishmaniose; e até mesmo infertilidade e aborto em algumas fêmeas (SANTOS, 2012;
HARTMANN, 2012; KIPAR et al., 2015; ROLIM et al., 2016).
2.4.3 Imunologia e patologia clínica
Segundo HARTMANN (2012), atualmente são reconhecidas quatro estágios de
infecção pelo FeLV:
- Infecção abortiva: após a infecção, o vírus inicia a replicação no tecido linfoide,
infectando linfócitos B da orofaringe. Nesse caso, em animais imunocompetentes,
respostas imunogênicas humorais e celulares são geradas, fazendo com que não ocorra
viremia. Esse tipo de estágio é caracterizado pela exposição a pequenas quantidades de
antígeno.
- Infecção regressiva: nesse caso, há a instalação de um quadro virêmico, porém, a
replicação viral é contida antes da infecção da medula óssea.
- Infecção progressiva: o agente dissemina-se por todo o organismo por via hematógena,
primeiramente nos tecidos linfoides, atingindo a medula óssea e os diversos tecidos,
podendo ocasionar diminuição da massa eritrocitária, queda da concentração plaquetária
36
e predisposição de quadros neutropênicos, além de estímulo imunogênico constante
resultando em linfocitose (GLEICH; HARTMANN, 2009).
- Infecção focal ou atípica: caracterização mais rara, consistindo na infecção local de
glândulas mamárias, olhos, bexiga urinária, entre outros órgãos, com replicação
persistente, podendo ocorrer de modo intermitente.
Especificamente em se tratando de mielopatias, pode gerar aplasia eritroide pura
que é caracterizada por menos de 5% de precursores eritroides na medula óssea e por
uma severa anemia arregenerativa, sugerindo-se uma patogênese imunomediada, sendo
que o subgrupo C do FeLV pode ocasionar uma aplasia eritroide pura fatal
(SOUTHARD et al., 2016). Nesse contexto, anemias moderadas a acentuadas
arregenerativas acompanham às hipoplasias e aplasias eritroides, apesar da existência
também de quadros hiperplásicos nesses processos, que podem vir ainda acompanhados
por hipoplasias mieloides e linfocitose medular com preservação da série
megacariocítica (BLACK et al., 2016).
Síndromes mielodisplásicas e quadros leucêmicos também ocorrem, tendo os
animais FeLV-positivos 62 vezes mais chances de desenvolver neoplasias linfoides que
felinos não infectados (HARTMANN, 2012).
Desse modo, dependendo das infecções secundárias, uma série de alterações
patológicas podem se desenvolver (CARMICHAEL et al., 2002), sendo essas
extremamente relacionadas à virulência da cepa, aos sinais específicos desenvolvidos e
a própria competência imunológica do paciente (KENNEDY; LITTLE, 2017).
2.4.4 Diagnóstico
As metodologias diagnósticas conclusivas in vivo para o FeLV consistem nas
seguintes técnicas historicamente relacionadas (JARRET et al., 1982; HAWKS et al.,
1991; HARTMANN, 2012): testes de biologia molecular exemplificados pela reação
em cadeia da polimerase (PCR) (ARJONA et al., 2006); detecção do antígeno do
envelope viral p27 por ensaio de imunoabsorção enzimática (ELISA), com a utilização
de kits rápidos imunocromatográficos (BLACK et al., 2016); antigenemia com detecção
de antígeno intracelular por imunofluorescência indireta (IFA) utilizando amostras de
sangue periférico e medula óssea (STÜTZER et al., 2011); além de isolamento do
agente em cultivo celular (HARTMANN et al., 2007).
Nesse sentido, destaca-se que os kits rápidos, por sua praticidade e rapidez, estão
cada vez mais disseminados na prática clínica, existindo trabalhos de validação dos
37
mesmos que indicam sensibilidade de 95,2% e especificidade de 98,5% tendo como
parâmetro confirmatório o PCR convencional (KIM et al., 2013).
38
3. JUSTIFICATIVA
O FeLV afeta diretamente os tecidos linfoide e sanguíneo, além de ter sido
considerado o principal responsável por óbitos em gatos. As associações citológicas da
medula óssea com o sangue periférico em gatos anêmicos naturalmente infectados pelo
vírus da leucemia felina são fortemente escassas na literatura veterinária. Desse modo,
estudar essas correlações contribui para ampliar e aprofundar os indicadores
hematológicos nesses animais, visando o auxílio no direcionamento diagnóstico,
terapêutico e prognóstico, ampliando a sanidade e bem-estar dos pacientes.
39
4. HIPÓTESE CIENTÍFICA
Existem diferenças hematológicas quantitativas e qualitativas do sangue
periférico e medula óssea em gatos anêmicos naturalmente infectados pelo vírus da
leucemia felina, sendo esse responsável diretamente por alterações bem caracterizadas e
preditivas, direcionando de modo mais crítico e seletivo o estabelecimento de testes
diagnósticos conclusivos.
40
5. OBJETIVOS
5.1 Geral
Caracterizar as alterações citológicas da medula óssea e sangue periférico de
gatos anêmicos naturalmente infectados pelo vírus da leucemia felina,
correlacionando-as a presença do agente infeccioso, avaliando seus impactos
hematopatológicos.
5.2 Específicos
Identificar os pacientes anêmicos positivos para o vírus da leucemia felina,
mediante testes hematológicos, sorológicos e de imunofluorescência indireta.
Diferenciar alterações periféricas quantitativas e qualitativas nas séries
eritrocitárias, leucocitária e plaquetária entre gatos negativos e infectados pelo
vírus da leucemia felina.
Determinar alterações hiperplásicas, hipoplásicas, síndromes mielodisplásicas e
neoplasias em gatos anêmicos com o vírus da leucemia felina.
Demonstrar a importância da utilização integrada do hemograma completo,
contagem de reticulócitos e mielograma no diagnóstico infeccioso preditivo.
41
6. CAPÍTULO 1
Alterações citológicas da medula óssea e sangue periférico de felinos anêmicos
naturalmente infectados pelo vírus da leucemia felina
Cytological changes in bone marrow and peripheral blood of feline leukemia virus-
infected anemic felines
Periódico: Ciência Rural
(Submetido em Novembro de 2017)
Qualis: B1
42
Alterações citológicas da medula óssea e sangue periférico de gatos (Felis catus)
anêmicos naturalmente infectados pelo vírus da leucemia felina
Cytological changes in bone marrow and peripheral blood of feline leukemia virus-
infected anemic cats (Felis catus)
Talles Monte de AlmeidaI* Reginaldo Pereira de Sousa Filho
II Márcio Eduardo de Melo
BenvenuttiIII
Jefferson da Silva FerreiraIV
Isabelle Lima Rodrigues V
Rosane de Oliveira
CruzV Erika Rayanne Fernandes da Silva
VI Antonio Fernando de Melo Vaz
VII Isaac
Neto Goes da SilvaV
(I) Laboratório de Patologia Clínica Veterinária, Hospital Veterinário Universitário,
Universidade Federal Rural de Pernambuco (UFRPE), Avenida Bom Pastor, S/N, CEP
55292-270, Garanhuns, Pernambuco, Brasil. E-mail: [email protected]. *Autor
para correspondência.
(II) CATUS – Medicina Felina, Av. Pontes Vieira, 638. São João do Tauape, 60130-240,
Fortaleza, Ceará, Brasil.
(III) Laboratório de Patologia Clínica Veterinária, Hospital Veterinário Universitário,
Universidade Federal do Piauí (UFPI), BR 135, Km 01, S/N, CEP 64900-000, Bom
Jesus, Piauí, Brasil.
(IV) Laboratório de Patologia Animal, Hospital Veterinário, Universidade Federal de
Campina Grande (UFCG), Avenida Universitária, S/N, CEP 58708-110, Patos, Paraíba,
Brasil.
(V) Laboratório de Patologia Clínica Veterinária, Faculdade de Veterinária, Universidade
Estadual do Ceará (UECE), Avenida Dr. Silas Muguba, n.1700, CEP 60740-000,
Fortaleza, Ceará, Brasil.
(VI) Laboratório de Estatística Aplicada, Universidade Federal do Rio Grande do Norte
(UFRN), Avenida Senador Salgado Filho, 3000, CEP 59064-741, Natal, Rio Grande do
Norte, Brasil.
(VII) Laboratório de Patologia Clínica Veterinária, Hospital Veterinário, Universidade
Federal de Campina Grande (UFCG), Avenida Universitária, S/N, CEP 58708-110,
Patos, Paraíba, Brasil.
43
RESUMO
O vírus da leucemia felina (FeLV) pode afetar diretamente os sistemas
hematopoiéticos e linfoides. Desse modo, o presente trabalho teve por objetivo
caracterizar as alterações citológicas da medula óssea e sangue periférico de gatos
anêmicos naturalmente infectados pelo FeLV, correlacionando-as a presença do agente
infeccioso, avaliando seus impactos hematopatológicos. Em vista disso, foram
acompanhadas consultas clínicas especializadas de gatos, no qual, ao final, os pacientes
inclusos no estudo foram distribuídos em três grupos, dois representados por animais
retrovírus negativos e um por pacientes anêmicos positivos. Para tanto, foram
conduzidos exames de hemograma, contagem de reticulócitos e mielograma em um
mesmo momento, com os dados gerados analisados por estatística descritiva e análise
de componentes principais, considerando coeficiente de correlação > 0,65 ou < -0,65,
com posterior representação em gráfico de dispersão. Em vista do exposto, evidenciou-
se que gatos FeLV positivos têm mais chances de desenvolverem citopenias, mais
especificamente em valores de massa eritrocitária, concentração de neutrófilos e seus
precursores, além da contagem plaquetária, sendo animais propensos a distúrbios
mieloproliferativos e diseritropoieses. Em vista disso, em gatos anêmicos com sinais
clínicos, os referidos exames hematológicos associados, podem predizer possíveis
pacientes infectados pelo FeLV, direcionando de modo mais crítico e seletivo o
estabelecimento de testes diagnósticos conclusivos, oferecendo melhores auxílios
terapêuticos e prognósticos.
Palavras-chave: gatos, FeLV, hematologia clínica, mielograma.
44
ABSTRACT
Feline leukemia virus (FeLV) can directly affect the hematopoietic and
lymphoid systems. The objective of this study was to characterize the cytologic
alterations of the bone marrow and peripheral blood of anemic cats naturally infected by
FeLV, correlating them with the presence of the infectious agent, assessing the
hematopathological diseases. Specialized clinical consultations of cats were followed.
Patients included in the study were divided into three groups, two by retrovirus negative
animals and one by positive anemic patients. Hemogram, reticulocyte count and bone
marrow evaluation were performed at the same time, with the data generated analyzed
by descriptive statistics and analysis of main components, considering correlation
coefficient > 0.65 or < -0.65, with representation on a scatter plot. FeLV cats are more
likely to develop cytopenias, more specifically erythrocyte mass, neutrophil
concentration and final precursors, as well as platelet counts and these animals may also
have myeloproliferative disorders and dyseritropoiesis. Thus in anemic cats with
clinical signs, hematologic exams can predict possible FeLV-infected patients,
establishing in a more critical and selective way conclusive diagnostic tests and better
therapeutic and prognostic.
Key words: cats, FeLV, clinical hematology, bone marrow evaluation.
INTRODUÇÃO
O vírus da leucemia felina (FeLV) foi descoberto pelo grupo do cientista
William Jarret em 1964, a partir de felinos com neoplasia linfoide, caracterizando esse
como um retrovírus envelopado. Dependendo da sequência genética do envelope
proteico desse agente são identificados quatro subgrupos: FeLV-A, FeLV-B, FeLV-C e
FeLV-T (ARJONA et al., 2006; HARTMANN, 2012), constituídos por RNA de fita
simples associado a enzima transcriptase reversa para geração de DNA viral (JARRET
45
et al., 1964; WON-SHIK et al., 2013; KENNEDY & LITTLE, 2017). É um agente
altamente patogênico, responsável por síndromes clínicas variadas, correlacionando-se
estreitamente com o tecido sanguíneo, pois afeta diretamente os órgãos hematopoiético
e linfoide (GLEICH & HARTMANN, 2009; HARTMANN, 2012).
Nesse contexto, a nível hematológico, o FeLV é responsável principalmente por
quadros de anemias arregenerativas, bicitopenias, pancitopenias, hipoplasias medulares,
síndromes mielodisplásicas e neoplasias, geralmente de caráter linfoide e leucêmico
(STÜTZER et al., 2011; IWANAGA et al., 2011; SOUTHARD et al., 2016; SWANN et
al., 2016). Desse modo, exames rotineiros como o hemograma, contagem de
reticulócitos e mielograma, realizados simultaneamente e interpretados de modo
associado e dinâmico, ampliam significativamente a abordagem dos pacientes clínicos
FeLV-positivos, por explorarem etiologicamente os distúrbios hematopatológicos
(GELAIN et al., 2003; FIGHERA, 2014).
Entretanto, a frequência de utilização dos recursos hematológicos completos na
espécie felina, incluindo o mielograma e a sua meticulosa interpretação ainda é
relativamente escassa quando comparada a outros animais como os cães (HARVEY,
2001; BYERS, 2017). Em vista disso, o presente trabalho teve por objetivo caracterizar
as alterações citológicas da medula óssea e sangue periférico de gatos anêmicos
naturalmente infectados pelo FeLV, correlacionando-as a presença do agente infeccioso,
avaliando seus impactos hematopatológicos, fornecendo aplicabilidade dessas
ferramentas diagnósticas na prática diária da medicina felina.
MATERIAL E MÉTODOS
O trabalho foi realizado em um período de 8 meses, consistindo no
acompanhamento da rotina clínica da Unidade Hospitalar Veterinária de Pequenos
Animais (UHV) da UECE, bem como da Clínica Especializada em Medicina Felina
46
CATUS. Os critérios de inclusão dos animais no referido trabalho foram,
obrigatoriamente, estarem anêmicos, sintomáticos, possuírem hemograma com
proteínas plasmáticas totais (PPT), contagem de reticulócitos e mielograma de um
mesmo momento, além de positivos em dois testes diagnósticos para o FeLV, ou então
negativos na triagem, mas positivos na metodologia confirmatória. Caso o animal
apresentasse anemia e demais alterações hematológicas associadas a sinais clínicos,
mesmo com o teste de triagem negativo, foi realizado o confirmatório para completa
elucidação da infecção ativa. Contudo, se o paciente estivesse sem distúrbios
patológicos no hemograma e ausência de sinais clínicos, com o teste de triagem
negativo, esse foi considerado negativo.
Em relação à primeira condição, a anemia foi diagnosticada a partir da
diminuição da massa eritrocitária, representada por valores da quantidade de hemácias
e/ou concentração de hemoglobina e/ou hematócrito abaixo do limite inferior para a
espécie (HARVEY, 2001; TVEDTEN 2010). De outro modo, a anemia também foi
considerada caso o animal apresentasse valores dentro do intervalo, mas pelo menos
dois dos parâmetros listados até 10% do limite inferior, adicionado a alterações
hematoscópicas de anemia e com sinais clínicos desse processo, em virtude de efeitos
de hemoconcentrações, tais como desidratação e hiperepinefria resultante em
eritrocitose fisiológica, que podem mascarar a verdadeira concentração eritrocitária de
um animal (THRALL et al., 2007).
Quanto aos testes diagnósticos, utilizou-se como triagem inicial a técnica de
Ensaio de Imunoabsorção Enzimática (ELISA) imunocromatográfica (SNAP COMBO
anticorpo-FIV/antígeno-FeLV, Laboratório IDEXX®, Westbrook, Maine, EUA), com o
uso de amostras de sangue total ou soro, sendo que essa também realiza
simultaneamente pesquisa de anticorpos para o vírus da imunodeficiência felina (FIV).
Em relação à metodologia confirmatória, essa se deu pela imunofluorescência indireta
47
(IFA) para antígeno p27 do FeLV em esfregaços de medula óssea, utilizando-se
anticorpos anti-VLF (Primary Reagent for FeLV IFA, VRMD, Inc.) e o conjugado anti-
IgG FITC (Secondary Reagent for IFA, VRMD, Inc.).
Dessa maneira, as colheitas de sangue total procederam-se segundo métodos
preconizados por LOPES (2009), com a venopunção realizada preferencialmente na
jugular direita ou esquerda, recorrendo-se as veias cefálicas ou femorais como sítios
secundários, sendo a amostra depositada em tubo contendo ácido
etilenodiaminotetracético (EDTA) a 10%, respeitando-se a proporção de 10 µL do
anticoagulante para 0,5 mL de sangue, submetida a 15 a 20 inversões manuais pós-
colheita para adequada homogeneização.
A amostra sanguínea foi utilizada para hemograma segundo as técnicas de
impedância elétrica (BC-2800 VET, Mindray®, Shenzhen, China) para contagens totais
de hemácias, leucócitos, plaquetas, concentração de hemoglobina (Hb) e hematócrito
(Ht) (MORITZ & BECKER, 2010). No que diz respeito à contagem diferencial de
leucócitos, avaliação morfológica dos componentes sanguíneos e revisão em lâmina dos
valores totais obtidos, foi realizada a análise hematoscópica em microscopia óptica
(HARVEY, 2017). Quanto às alterações registradas no hemograma, essas foram
determinadas em intensidade de ocorrência (adaptado de WEISS et al., 1999;
TVEDTEN, 2010; STOCKHAM & SCOTT, 2011). Desse modo, as seguintes
classificações foram realizadas segundo os valores obtidos: anemia discreta (Ht = 20 –
24%), moderada (Ht = 14 – 19%) e acentuada (< 14%); leucopenia discreta (leucócitos
totais = 3.500 – 5.500/µL), moderada (leucócitos totais = 1.500 – 3.500/µL) e acentuada
(leucócitos totais< 1.500/µL); trombocitopenia discreta (plaquetas = 200.000 –
300.000/µL), moderada (plaquetas = 100.000 – 200.000/µL) e acentuada (plaquetas <
100.000/µL); além de leucocitose discreta (leucócitos totais = 19.500 – 25.000/µL),
moderada (leucócitos totais = 25.000 – 40.000) e acentuada (leucócitos totais > 40.000).
48
Adicionalmente, a partir da obtenção da amostra de plasma do sangue total, a
PPT foi obtida por refratometria (STOCKHAM; SCOTT, 2011). Nesse sentido,
utilizando-se ainda o sangue total, a contagem de reticulócitos agregados e ponteados
foi obtida pelo método supravital do azul cresil brilhante, diluindo-se uma parte do
sangue com três partes do corante, seguido por incubação em banho-maria a 37º durante
15 minutos. A contabilidade desses estágios imaturos deu-se em objetiva de 100x em
1000 hemácias, obtendo-se assim a porcentagem de reticulócitos existentes, corrigindo-
se esse valor para adequação ao hematócrito do animal (% reticulócitos corrigida = %
reticulócitos contados x Ht do animal/Ht médio da espécie felina correspondente a 37%)
e, em seguida, obtendo-se o valor absoluto (TVEDTEN & MORITZ, 2010).
Em relação à interpretação da contagem de reticulócitos, essa poderia ser
expressa em anemia arregenerativa (reticulócitos agregados < 15.000/µL e ponteados <
200.000), regenerativa discreta (reticulócitos agregados > 15.000 – 50.000/µL e
ponteados > 200.000 – 500.000/ µL), regenerativa moderada (reticulócitos agregados >
50.000/µL – 100.000/µL e ponteados > 500.000 – 1.000.000/ µL) e regenerativa
acentuada (reticulócitos agregados > 100.000/µL e ponteados 1.000.000/ µL)
(TVEDTEN, 2010).
No que diz respeito à colheita de medula óssea, ressalta-se que os animais foram
submetidos previamente à anestesia geral. Em todos os animais anêmicos e/ou com
sinais clínicos de apatia, anorexia, emagrecimento progressivo e prostração, foram
utilizados midazolan (0,5 mg/Kg via IM), tramadol (2 mg/Kg via IM), indução com
propofol (5 mg/kg via IV), seguido de intubação endotraqueal e manutenção em sistema
Baraka com isoflurano a 2%. Quanto aos animais sem anemia e em boa condição
clínica, que necessitaram de triagem para o FeLV e amostra de medula óssea, recorreu-
se a anestesia dissociativa constituída por zolazepam associado à tiletamina (5 mg/kg
via IM), precedentemente a administração de atropina (0,022 – 0,044 mg/Kg via SC).
49
Em seguida, o local de punção medular utilizada foi a tuberosidade proximal do
úmero direita ou esquerda, com prévia anti-sepsia, segundo procedimento padrão,
seguida pela homogeneização do material medular com EDTA e deposição do mesmo
em uma placa de Petri para identificação e obtenção das espículas (figura 1) por meio de
capilares para microhematócrito, com a subsequente realização dos squashs medulares e
coloração da amostra com Romanowsky (Panótico Rápido) (HARVEY, 2001;
GRINDEM et al., 2009; MÜLLER et al., 2009; RASKIN & MESSICK, 2012;
DEFARGES et al., 2013; STACY & HARVEY, 2016; BYERS, 2017).
A avaliação microscópica medular foi iniciada com inspeção do material em
objetivas de pequeno aumento (4 – 40x), com o propósito de verificar a celularidade
medular, bem como disposição dessa sobre a lâmina; averiguação subjetiva da
proporção de medula hematopoiética ativa e material gorduroso; contabilidade e análise
morfológica dos megacariócitos e seus precursores, além de avaliação inicial de
possíveis infiltrações celulares medulares patológicas, inclusive de características
neoplásicas (FIGHERA, 2014). Em seguida, utilizando a objetiva de 100x, procedeu-se
com as análises citológicas quantitativas e qualitativas, com a contabilidade de no
mínimo 500 células, sendo as mesmas agrupadas de acordo com seus tipos específicos e
grupos celulares (HARVEY, 2001; RASKIN & MESSICK, 2012; STACY &
HARVEY, 2016; BYERS, 2017).
As estatísticas utilizadas foram descritiva e análise de componentes principais. A
partir das variáveis originais, foram calculados os componentes 1 e 2. Desse modo,
foram realizadas as avaliações para determinação das variáveis fortemente
correlacionadas, considerando coeficiente de correlação > 0,65 ou < -0,65, com
posterior representação em gráfico de dispersão. As avaliações foram executadas com o
auxílio do programa R Core Team (2015).
50
RESULTADOS E DISCUSSÃO
Em vista do exposto, após o período de acompanhamento das referidas rotinas
clínicas, foram formulados três grupos de estudo: Grupo 1 (retrovírus negativo com
ausências de alterações patológicas no hemograma e sinais clínicos associados)
constituído por 5 gatos negativos no ELISA; Grupo 2 (retrovírus negativo, com anemia
e demais alterações no hemograma, associadas a sinais clínicos de mucosas hipocoradas
e hiporexia), constituído por 1 animal negativo no ELISA e na IFA; e Grupo 3 (FeLV
positivo, com anemia e demais alterações no hemograma, associadas a sinais clínicos
comuns de apatia, emagrecimento progressivo, mucosas hipocoradas e anorexia),
constituído por 5 gatos positivos no ELISA e IFA, ou somente na IFA (Tabela 1).
Desse modo, relata-se que no Grupo 3, 60% dos animais foram positivos para os
dois testes efetuados, e que 1 animal (20%) foi positivo também para o FIV no ELISA,
demonstrando sugestiva coinfecção. No presente contexto, KIM et al. (2014)
demonstraram sensibilidade de 95,2% e especificidade de 98,5% para o referido teste
ELISA imunocromatográfico, quando comparado ao PCR, tornando-o adequado para
diagnóstico rápido de gatos infectados pelo FeLV. Contudo, JUNQUEIRA-JORGE
(2005) e KENNEDY & LITTLE (2017) relatam que resultados negativos para
retrovírus pelo ELISA são muito mais confiáveis do que resultados positivos, sendo
fundamental confirmar os positivos, pelo teste confirmatório recomendado, a IFA.
Em relação ao número de animais estudados, ressalta-se que as prevalências de
infecções pelo FeLV têm decrescido mundialmente a partir dos anos 1990, dada a maior
consolidação e ampliação de medidas profiláticas e conscientização de tutores
relacionados as boas práticas de criação, apesar da importância clínica desse agente
continuar em foco na prática médica felina (YILMAZ; ILGAZ, 2000; GLEICH;
HARTAMANN, 2009; HARTMANN, 2012; MEICHNER & BOMHARD, 2014;
KENNEDY & LITTLE, 2017). A nível nacional, por exemplo, relaciona-se que
51
COELHO (2003) encontrou uma taxa de infecção de 63,36% em gatos de abrigos no
munícipio de Belo Horizonte, entretanto, um estudo realizado por TEIXEIRA et al.
(2007) na mesma localidade e considerando a mesma condição de manejo dos gatos, já
teve uma redução de animais positivos para 32,5%, coincidindo com MEINERZ et al.
(2010), com taxa de 38,3% no Rio Grande do Sul. No Nordeste, não foram registrados
dados epidemiológicos. Não obstante, o subgrupo FeLV-C mais relacionado a anemias
arregenerativas, é mais raro em gatos naturalmente infectados (HARTMANN, 2012),
sendo que o quadro anêmico foi um dos fatores de inclusão dos animais no presente
estudo.
Assim, relacionando as alterações hematológicas de cada grupo, constatou-se
que o Grupo 1 não apresentou nenhuma alteração predominante de circulação periférica.
Nenhum indício de quadro anêmico e inflamatório infeccioso de reflexo hematológico
sistêmico foi abordado. Comenta-se que 20% apresentou leucocitose moderada por
neutrofilia e discreta eosinofilia com ausência de desvio à esquerda e sem toxicidade
neutrofílica, com hiperproteinemia discreta e rouleaux eritrocitário, possivelmente por
causas transitórias como hipercortisolemia por estresse, desidratação e possível
helmintose acompanhada de lesão de mucosa gastroentérica, já que esse não possuía
histórico de desverminação (STOCKHAM; SCOTT, 2011). Outro animal também
exibiu discreta eosinofilia (perfazendo 40%), possivelmente pela mesma causa relatada
anteriormente.
No quesito à avaliação medular, a alteração patológica majoritária foi a
hiperplasia granulocítica eosinofílica em 60% dos pacientes, denotando eosinopoiese
eficiente nos dois casos acima relatados e ineficiente no terceiro gato. Essa constatação
sinaliza resposta de granulopoiese eosinofílica acelerada, principalmente mediada por
IL-5, dependente das necessidades eosinofílicas orgânicas (STOCKHAM & SCOTT,
2011; RASKIN & MESSICK, 2012; STACY & HARVEY, 2016). Ressalta-se que
52
nenhum quadro blástico displásico ou neoplásico foi observado, incluindo
disematopoieses e síndromes mielodisplásicas.
Desse modo, enumerando-se o animal do Grupo 2, esse apresentou acentuada
anemia normocítica normocrômica arregenerativa, além de moderada anisocitose,
discreta policromasia e corpúsculos de Howell-Jolly. Foi observada ainda relação
invertida, com neutropenia e linfocitose. A contagem plaquetária exibiu agregação.
Conforme a análise medular, constatou-se hiperplasia eritroide com eritropoiese
ineficiente e diseritropoiese, menor concentração dos estágios granulocíticos
neutrofílicos finais de maturação exibindo sinais de toxicidade (metamielócito e
bastonete), relação mieloide:eritroide diminuída e hipoplasias megacariocítica e
linfoide.
Em vista do relatado no animal acima, corroboram-se WEISS (2008) e BLACK
et al. (2016), que estudaram gatos FeLV-negativos apresentando quadros de anemia
hemolítica imunomediada arregenerativa, associada a hiperplasia eritroide com
neutropenia e trombocitopenia, com etiologia de base imunogênica primária, com
destruição seletiva de precursores eritroides, mediada por aloanticorpos, gerando
hiperplasia dos estágios blásticos anteriores. BIANCO et al. (2008) estudando
trombocitopenia imunomediada presumivelmente primária em gatos retrovírus
negativos, também destaca esse papel imunogênico, entretanto em eventos
hematopatológicos que não são tão bem caracterizados. Desse modo, as alterações
verificadas podem ser consequência de um distúrbio crônico autoimune.
É válido salientar ainda, que a condição relatada no animal do Grupo 2, poderia
vir a gerar uma aplasia pura de células vermelhas, que segundo SOUTHARD et al.
(2016) é uma desordem hematológica caracterizada por menos que 5% de células
progenitoras na medula óssea, acompanhada por grave anemia arregenerativa, também
53
possuindo uma sugestiva patogênese imunomediada, na maioria das vezes, afetando
animais FeLV-negativos.
Seguindo-se as análises, o Grupo 3 demonstrou 60% de anemia moderada, além
de anemias discreta e acentuada, 20% cada. Em relação à classificação morfológica,
essas foram 40% macrocítica normocrômica, com tendência hipocrômica; sendo 20%
normocítica normocrômica com tendência macrocítica hipocrômica; 20% macrocítica
normocrômica e 20% normocítica hipocrômica, sendo assim, a macrocitose uma
observação predominante. Somente três animais do grupo tiveram contagem de
reticulócitos viabilizada, sendo essas anemias arregenerativas. Relatou-se ainda
anisocitoses acentuada e discreta em 40% dos gatos, respectivamente, e 20% com
moderada anisocitose. Enumerou-se ainda 20% com policromasia e corpúsculos de
Howell-Jolly. Dessa maneira, a diminuição da eritropoiese com anemias
arregenerativas, é um dos problemas clínicos mais associados ao FeLV, com Ht que
podem ser inferiores a 15%, possuindo base imunomediada secundária aliada a anemia
inflamatória, já que citocinas cronicamente inibem a hematopoiese (STOCKHAM &
SCOTT; KENNEDY & LITTLE, 2017; HARTMANN, 2012).
Nesse sentido, relacionando-se o leucograma, plaquetograma e proteínas
plasmáticas totais, destacam-se discreta leucopenia (40%), relação invertida entre
neutrófilos e linfócitos (20%), trombocitopenia verdadeira sem agregação (40%),
plaquetas gigantes (80%), hiperproteinemia (40%) e plasma ictérico (40%).
Relacionando-se todas as sérias do hemograma, 40% dos animais exibiram
pancitopenia. Em vista disso, sabe-se que infecções virais como a do FeLV podem
causar linfocitose e estados imunorreativos consequentes, secundários a um processo de
inflamação crônica (STOCKHAM & SCOTT). Enumera-se ainda que os reflexos são
multissistêmicos com extensões de lesões a órgãos como o fígado, baço e rins, sendo
54
que GLEICH & HARTMANN (2009) destacaram que gatos com FeLV têm maior risco
de desenvolverem citopenias e também estados de imunossupressão.
Quanto ao mielograma do Grupo 3, 80% dos animais exibiram hiperplasia
eritroide (figura 1), 60% com diminuição dos compartimentos granulocíticos
neutrofílicos finais, 20% com hipoplasia granulocítica, 40% com granulócitos imaturos
tóxicos, 100% com relação mieloide:eritroide diminuída, 20% com hipoplasia
megacariocítica, 60% com histiocitose medular, além de leucofagocitose (figura 1) e
eritrofagocitose em 20% dos casos, respectivamente.
Nesse contexto, relata-se que 40% dos animais exibiram distúrbios
mieloproliferativos com consequente mieloftise. Desse modo, um gato, que também foi
positivo para o FIV, apresentou 68,4% de linfoblastos médios a grandes, acompanhados
por corpúsculos linfoglandulares, compatível com linfoma leucemizado ou
metastatizado (figura 1) (GRINDEM et al., 2009), tendo o referido animal linfoma
extranodal de origem renal. Nesse sentido, MEICHNER & BOMHARD (2014)
afirmaram que devido às características de monotonia linfoblástica das células e a
discreta a moderada anisocitose visualizada, o diagnóstico de um linfoma já pode ser
estabelecido no exame morfológico, sendo essa a neoplasia hematopoiética mais
comum no gato (JARRET et al., 1964; HARTMANN, 2012). O outro animal referido
exibiu 41,8% de células blásticas morfologicamente não definidas, acompanhadas por
diseritropoiese (figura 1). Segundo STOCKHAM & SCOTT (2011), o FeLV pode lesar
seletivamente células eritroides, transformando ainda uma célula em uma linhagem
neoplásica ou ocasionando diseritropoieses.
Quanto aos resultados estatísticos, os grupos avaliados foram 1 e o 3, devido a
quantidade de animais presentes. Assim, foi obtido um conjunto de dados constituído
por 33 variáveis analisadas, sendo 13 referentes ao hemograma, 19 ao mielograma e 1
associada a classificação nos grupos. O componente 1 foi o mais adequado para
55
visualização da separação dos grupos. Nesse sentido, enumera-se a tabela 2
demonstrando os valores fortemente correlacionados, resultantes de diferenças
estatísticas entre os grupos avaliados.
Em vista disso, os três valores de massa eritrocitária foram os parâmetros que
apresentaram as maiores correlações, estando de acordo com a influência direta que o
FeLV provoca a nível hematológico, particularmente nos efeitos mais expostos em série
eritroide (GELAIN et al., 2003; WEISS, 2008; STOCKHAM; SCOTT, 2011;
HARTMANN, 2012). Em todo o panorama verificado, ressaltam-se resultados
coincidentes com os descritos por GLEICH & HARTAMANN (2009) e STÜTZER et
al. (2011), que analisaram alterações hematopatológicas em gatos com FeLV, exibindo
o maior risco de desenvolvimento de citopenias nesses pacientes, principalmente na
concentração de hemácias, Hb, Ht, contagens de plaquetas e neutrófilos. Assim,
segundo HARTMANN (2012), o FeLV possui capacidade primária de lesar as stem
cells hematopoiéticas e estromais medulares, levando a hipoplasias, aplasias e
pancitopenias.
Através da figura 2 foi possível definir um ponto de separação no componente 1
que destaca os dois grupos. Dessa maneira, considerando o ponto de corte de −0,75
(média entre o valor mais alto do Grupo 1 e o valor mais baixo do Grupo 3), determina-
se que um valor maior que o referido, está altamente associado aos animais anêmicos
infectados. Na prática clínica, esse panorama pode indicar a realização de testes
diagnósticos para o vírus.
CONCLUSÃO
Como exposto, em gatos anêmicos com sinais clínicos, os exames
hematológicos de sangue periférico e citologia medular, quando correlacionados em um
mesmo momento, podem predizer pacientes infectados pelo FeLV, direcionando de
56
modo mais crítico e seletivo, o estabelecimento de testes diagnósticos conclusivos.
Além do mais, são fundamentais para o estabelecimento de prognósticos e terapêutica
adequada. Entretanto, torna-se imprescindível a correta interpretação dos mesmos,
principalmente do mielograma. Ressalta-se também a necessidade de pesquisas futuras
com ênfase na ampliação de informações sobre hematopatologia medular em gatos.
COMITÊ DE ÉTICA E BIOSSEGURANÇA
Este trabalho foi realizado sob aprovação da Comissão de Ética para o Uso de
Animais (CEUA) da Universidade Estadual do Ceará – UECE, registrado sob o número
6203319/2016, com respeito a todos os preceitos éticos de proteção aos animais.
REFERÊNCIAS
ARJONA, A. et al. Evaluation of a novel nested PCR for the routine diagnosis of feline
leukemia virus (FeLV) and feline immunodeficiency virus (FIV). Journal of Feline
Medicine and Surgery, v.9, n.1, p.14-22, 2006. Disponível em:
<https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/16863698>. Acesso em: 03 out. 2017. doi:
10.1016/j.jfms.2006.05.009.
BIANCO, D.; ARMSTRONG, P.J.; WASHABAU, R.J. Presumed primary immune-
mediated thrombocytopenia in four cats. Journal of Feline Medicine and Surgery,
v.10, n.5, p. 495 – 500, 2008. Disponível em:
<https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/18339567>. Acesso em: 08 out. 2017. doi:
10.1016/j.jfms.2008.01.003.
BLACK, V. et al. Feline non-regenerative immune-mediated anaemia: features and
outcomes in 15 cases. Journal of Feline Medicine and Surgery, v.18, n.8, p. 597 –
602, 2016. Disponível em: <http://jfm.sagepub.com/content/18/8/597.full.pdf+html>.
Acesso em: 02 nov. 2016. doi: 10.1177/1098612X15588800.
57
BYERS, C.G. Diagnostic bone marrow sampling in cats: currently accepted best
practices. Journal of Feline Medicine and Surgery, v.19, n.7, p.759-767, 2017.
Disponível em: <https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/28592225>. Acesso em: 08 jul.
2017. doi: 10.1177/1098612x17714356.
COELHO, F.M. Ocorrência do DNA proviral do vírus da leucemia felina em Felis
catus detectado por Nested – PCR. 2003. 99f. Dissertação (Mestrado em
Microbiologia) – Instituto de Ciências Biológicas, Universidade Federal de Minas
Gerais.
DEFARGES, A. et al. Comparison of sternal, iliac, and humeral bone marrow aspiration
in Beagle dogs. Veterinary Clinical Pathology, v.42, n.2, p.170-176, 2013. Disponível
em: <https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23577956>. Acesso em: 02 jan. 2016. doi:
10.1111/vcp.12036.
FIGHERA, R.A. Mielograma. In: GRANDI, F.; BESERRA, H.E.O.; COSTA, L.D.
Citopatologia veterinária diagnóstica. 1.ed. São Paulo: MedVet, 2014. Cap.13, p.120-
145.
GELAIN, M.E. et al. Disordini ematopoietici nella specie felina: aspetti classificativi ed
associazione com le principali malattie retrovirali. Veterinaria, v.17, n.4, p.59-67, 2003.
Disponível em: <https://veterinaria.scivac.org/2016/veterinaria/disordini-ematopoietici-
nella-specie-felina-aspetti-classificativi-ed-associazione-con-le-principali-malattie-
retrovirali.html>. Acesso em: 05 out. 2017.
GLEICH, S.; HARTMANN, K. Hematology and serum biochemistry of feline
immunodeficiency virus-infected and feline leukemia virus-infected cats. Journal of
Veterinary Internal Medicine, v.23, n.3, p.552-558, 2009. Disponível em:
<https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/19645840>. Acesso em: 03 out. 2017. doi:
10.1111/j.1939-1676.2009.0303.x.
58
GRINDEM, C.B. et al. A medula óssea. In: COWELL, R.L. et al. Diagnóstico
citológico e hematologia de cães e gatos. 3ª ed. São Paulo: MedVet, 2009. Cap.27,
p.423 – 451.
HARTMANN, K. Clinical aspects of feline retroviruses: a review. Viruses, v.4, n.11,
p.2684-2710, 2012. Disponível em:
<https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3509668/>. Acesso em: 17 out. 2016.
doi: 10.3390/v4112684.
HARVEY, J.W. The feline blood film: 2. Leukocyte and platelet morphology. Journal
of Feline Medicine and Surgery, v.19, n.7, p.747-757, 2017. Disponível em:
<http://journals.sagepub.com/doi/abs/10.1177/1098612X17706471?journalCode=jfma>.
Acesso em: 08 jul. 2017. doi: 10.1177/1098612X17706471.
HARVEY, J.W. Bone marrow examination. In:______. Atlas of veterinary
hematology: blood and bone marrow of domestic animals. 1ª ed. Philadelphia: W.B.
Saunders Company, 2001. Cap.7, p.92 – 123.
IWANAGA, T. et al. Abnormal erythroid cell proliferation and myelofibrosis in a cat.
Internal Medicine, v.74, n.7, p.909-912, 2012. Disponível em:
<https://www.jstage.jst.go.jp/article/jvms/74/7/74_11-0268/_article>. Acesso em: 03
out. 2017. doi: http://doi.org/10.1292/jvms.11-0268.
JARRETT, W.F. et al. A virus-like particle associated with leukaemia (lymphosarcoma).
Nature, v.202,p.567-568, 1964. Disponível em:
<https://www.nature.com/nature/journal/v202/n4932/abs/202567a0.html>. Acesso em:
03 out. 2017. doi: 10.1038/202567a0.
JUNQUEIRA-JORGE, J. Estudos dos fatores de risco da leucemia viral felina no
município de São Paulo. 2005. 43f. Dissertação (Mestrado em Clínica Veterinária) -
Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, Universidade de São Paulo.
59
KENNEDY, M.; LITTLE, S.E. Doenças virais. In: LITTLE, S.E. O gato medicina
interna. 1.ed. Rio de Janeiro: Roca, 2017. Cap. 33, p. 978-1046.
KIM, W. et al. Development and clinical evaluation of a rapid diagnostic kit for feline
leukemia virus infection. Journal of Veterinary Science, v.15, n.1, p.91-97, 2013.
Disponível em: <https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/24136209>. Acesso em: 08 out.
2017. doi: https://doi.org/10.4142/jvs.2014.15.1.91.
LOPES, R.D. Manual para coleta de sangue venoso em caninos e felinos. 2009. 71f.
Monografia (Especialização em Patologia Clínica) – Faculdade de Medicina Veterinária
e Zootecnia, Universidade de São Paulo.
MEICHNER, K.; BOMHARD, W.V. Patient characteristics, histopathological findings
and outcome in 97 cats with extranodal subcutaneous lymphoma (2007-2011).
Veterinary and Comparative Oncology, v.14, n.s1, p.8-20, 2014. Disponível em:
<http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/vco.12081/abstract>. Acesso em: 08 out.
2017. doi: 10.1111/vco.12081.
MEINERZ, A.R.M. et al. Frequência do vírus da leucemia felina (VLFe) em felinos
domésticos (Felis catus) semidomiciliados nos municípios de Pelotas e Rio Grande.
Ciência Animal Brasileira, v.11, n.1, p. 90-93, 2010. Disponível em:
<https://www.revistas.ufg.br/vet/article/view/438/8063>. Acesso em: 23 out. 2017. doi:
10.5216/cab.v11i1.438.
MORITZ, A.; BECKER, M. Automated hematology systems. In: WEISS, D.J.;
WARDROP, K.J. Schalm's veterinary hematology. 6.ed. Ames: Blackwell Publishing
Ltd, 2010. Cap.135, p.1054-1066.
MÜLLER, D.C.M. et al. Técnicas e sítios de coleta de medula óssea em cães e gatos.
Ciência Rural, v.39, n.7, p.2243-2251, 2009. Disponível em:
<http://www.scielo.br/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0103-84782009000700048>.
Acesso em: 02 jan. 2016. doi: http://dx.doi.org/10.1590/S0103-84782009005000153.
60
RASKIN, R.E.; MESSICK, J.B. Bone marrow cytologic and histologic biopsies:
indications, technique, and evaluation. Veterinary Clinical Small Animal, v.42, n.1,
p.23-42, 2012. Disponível em:
<https://www.researchgate.net/publication/221784737_Bone_Marrow_Cytologic_and_
Histologic_Biopsies_Indications_Technique_and_Evaluation>. Acesso em: 01 jan.
2017. doi: 10.1016/j.cvsm.2011.10.001.
SOUTHARD, T.L. et al. Holoprosencephaly and pure red cell aplasia in a feline
leukaemia virus-positive kitten. Journal of Comparative Pathology, v.154, n.2-3, p.
239-242, 2016. Disponível em:
<http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0021997516000074>. Acesso em:
17 out. 2016. doi: 10.1016/j.jcpa.2016.01.006.
STACY, N.I.; HARVEY, J.W. Bone marrow aspirate Evaluation. Veterinary Clinical
Small Animal, v.47, n.1, p.31-52, 2016. Disponível em:
<http://www.vetsmall.theclinics.com/article/S0195-5616(16)30066-3/abstract>. Acesso
em: 02 jan. 2017. doi: http://dx.doi.org/10.1016/j.cvsm.2016.07.003.
STOCKHAM, S.L.; SCOTT, M.A. Medula óssea e linfonodo. In:______.
Fundamentos de patologia clínica veterinária. 2ª ed. Rio de Janeiro: Guanabara
Koogan, 2011. Cap.6, p.263-302.
STÜTZER, B. et al. Role of latent feline leukemia virus infection in nonregenerative
cytopenias of cats. Journal of Veterinary Internal Medicine, v.24, n.1, p.192-197,
2011. Disponível em: <https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/19925574>. Acesso em:
17 out. 2016. doi: 10.1111/j.1939-1676.2009.0417.x.
SWANN, J.W.; SZLADOVITS, B.; GLANEMANN, B. Demographic characteristics,
survival and prognostic factors for mortality in cats with primary immune-mediated
hemolytic anemia. Journal of Veterinary Internal Medicine, v.30, n.1, p.147-156,
61
2016. Disponível em: <https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/26645865>. Acesso em:
03 out. 2017. doi: 10.1111/jvim.13658.
TEIXEIRA, B.M. et al. Ocorrência do vírus da imunodeficiência felina e do vírus da
leucemia felina em gatos domésticos mantidos em abrigos no município de Belo
Horizonte. Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia, v.59, n.4,
p.939-942, 2007. Disponível em:
<http://www.scielo.br/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0102-09352007000400019>.
Acesso em: 08 out. 2017. ISSN: 1678-4162.
THRALL, M.A. et al. Avaliação laboratorial da medula óssea. In:______. Hematologia
e bioquímica clínica veterinária. 1.ed. São Paulo: Roca, 2007. Cap.13, p.141-169.
TVEDTEN. H.; MORITZ,A. Reticulocyte and Heinz Body Staining and Enumeration.
In: WEISS, D.J.; WARDROP, K.J. Schalm's veterinary hematology. 6.ed. Ames:
Blackwell Publishing Ltd, 2010. Cap.136, p.1067-1073.
TVEDTEN, H. Laboratory and clinical diagnosis of anemia. In: WEISS, D.J.;
WARDROP, K.J. Schalm's veterinary hematology. 6.ed. Ames: Blackwell Publishing
Ltd, 2010. Cap.24, p.152-161.
WEISS, D.J. Bone marrow Pathology in dogs and cats with non-regenerative immune-
mediated haemolytic anaemia and pure red cell aplasia. Journal of Comparative
Pathology, v.138, n.1, p.46-53, 2008. Disponível em:
<http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0021997507001430>. Acesso em:
05 jan. 2016. doi: http://dx.doi.org/10.1016/j.jcpa.2007.10.001.
WEISS, D.J.; EVANSON, O.A.; SYKES, J. A retrospective study of canine
pancytopenia. Veterinary Clinical Pathology, v.28, n.3, p.83-88, 1999. Disponível em:
<https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/12075515>. Acesso em: 08 out. 2017. doi:
10.1111/j.1939-165X.1999.tb01053.x.
62
WON-SHIK, K. et al. Development and clinical evaluation of a rapid diagnostic kit for
feline leukemia virus infection. Journal of Veterinary Science, v.15, n.1, p.91-97,
2014. Disponível em:
<http://www.vetsci.org/journal/view.html?volume=15&number=1&spage=91>. Acesso
em: 03 out. 2017. doi: https://doi.org/10.4142/jvs.2014.15.1.91.
YILMAZ, H.; ILGAZ, A. Prevalence of FIV and FeLV infections in cats in Istanbul.
Journal of Feline Medicine and Surgery, v.2, n.1, p.69-70, 2000. Disponível em:
<https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/11716594>. Acesso em: 08 out. 2017. doi:
10.1053/jfms.2000.0066.
63
A B
C D
A B
C D
E F
64
Figura 1 – Amostras medulares felinas do Grupo 3. A. Material medular para
mielograma depositado em placa de Petri. Destaque para as unidades morfofuncionais
da medula óssea representadas pelas espículas hematopiéticas (seta). B. Hiperplasia
eritroide com eritropoiese ineficiente, na qual se observam rubrícitos em destaque (setas
pretas). Essa alteração foi constatada em 80% dos animais do grupo, evidenciando-se
uma figura de mitose típica (seta vermelha), demonstrando a eritropoiese acelerada
(Panótico Rápido, 1000x). C. Histiocitose medular com imagem de leucofagocitose
(Panótico Rápido, 1000x). D. Processo linfoide medular compatível com linfoma
leucemizado de origem renal, presente em um animal do grupo. Destaque para a
ocorrência de corpúsculos linfoglandulares (setas pretas) e uma figura de mitose atípica
(seta vermelha) (Panótico Rápido, 1000x). E. Mesmo distúrbio descrito em D, com
maior evidenciação de linfoblastos de tamanho médio, exibindo anisocitose,
anisocariose, cromatina de padrão grosseiro, nucléolos evidentes e anisonucleólise
(Panótico Rápido, 1000x). F. Distúrbio mieloproliferativo descrito em outro paciente do
grupo, com blastos neoplásicos de origem indeterminada morfologicamente, com
nucléolos evidentes (setas pretas). Nesse sentido, a fragilidade celular é acentuada,
levando a formação de frequentes Sombras de Gumprecht (seta vermelha) (Panótico
Rápido, 1000x).
65
Tabela 1 – Grupos com os respectivos pacientes, relacionados com os testes
diagnósticos realizados, para confirmação da infecção pelo FeLV.
Grupo Número de
pacientes
ELISA
Imunocromatográfico
Imunofluorescência
Indireta (IFA)
Grupo 1 5 animais Negativo Sem efetivação
Grupo 2 1 animal Negativo Negativo
Grupo 3 3 animais
2 animais
Positivo
Negativo
Positivo
Positivo
66
Tabela 2 – Variáveis que possuem correlação forte com a componente 1, demonstrando
os parâmetros com diferença estatística entre os Grupos 1 e 3.
Amostra Variável Correlação
Sangue periférico Hemácias (/µL) 0,93478
Hemoglobina (g/dL) 0,92205
Hematócrito (%) 0,92133
VCM (fL) -0,75673
Eosinófilos (/µL) 0,77998
Plaquetas (/µL) 0,81303
Medula óssea Promielócito (%) 0,71786
Metamielócito neutrofílico (%) 0,68003
Bastonete neutrofílico (%) 0,83152
Neutrófilo (%) 0,70631
Relação Mieloide:Eritroide 0,67507
67
Figura 2 – Gráfico de dispersão da componente 1 com a componente 2 considerando
apenas as variáveis fortemente correlacionadas. Destaque para a evidente separação
entre os dois grupos, quando se considera a primeira componente. A linha tracejada
representa o ponto de corte de −0,75 (média entre o valor mais alto do Grupo 1 e o
valor mais baixo do Grupo 3), determinando-se que um valor maior que o referido está
altamente associado aos animais anêmicos infectados.
68
7. CAPÍTULO 2
Linfoma leucemizado em gato (Felis catus) coinfectado com os vírus da
imunodeficiência felina e da leucemia felina: relato de caso
Lymphoma in leukemic phase in cat (Felis catus) coinfected with feline
immunodeficiency virus and feline leukemia virus: case report
Periódico: Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia
(Submetido em Novembro de 2017)
Qualis: B1
69
Linfoma leucemizado em gato (Felis catus) coinfectado com os vírus da
imunodeficiência felina e da leucemia felina: relato de caso
[Lymphoma in leukemic phase in cat (Felis catus) coinfected with feline immunodeficiency virus and
feline leukemia virus: case report]
T. M. Almeida1*
, R. P. Sousa Filho2,I. L. Rodrigues
3, A.P.R. Rodrigues
3,I. N. G. Silva
3
1Hospital Veterinário Universitário - Universidade Federal Rural de Pernambuco – UFRPE- Garanhuns,
Pernambuco. *Autor para correspondência (corresponding author). E-mail: [email protected].
2CATUS – Medicina Felina - Fortaleza, Ceará.
3Faculdade de Veterinária – Universidade Estadual do Ceará - UECE – Fortaleza, Ceará.
RESUMO
O presente trabalho teve por objetivo relatar um caso de linfoma leucemizado em um
gato coinfectado com o vírus da imunodeficiência felina (FIV) e vírus da leucemia
felina (FeLV). Foram realizados exames de hemograma, contagem de reticulócitos,
mielograma, bioquímica, sorologia imunocromatográfica para FIV e FELV,
imunofluorescência indireta (IFA) para FELV, radiografia torácica e citologia renal.
Esse último exame revelou um linfoma extranodal. A associação dos sinais clínicos
corroborados com a infiltração de elevada quantidade de células linfoblásticas na
medula óssea, exibindo critérios citomorfológicos de malignidade como mitoses
atípicas, relacionadas a presença de corpúsculos linfoglandulares e material
hematopoiético inter-relacionado, foram determinantes para a conclusão diagnóstica. O
linfoma é uma neoplasia relativamente comum em gato, entretanto, a apresentação
leucemizada é rara, podendo representar um desafio diagnóstico clínico, tornando
fundamental a inclusão da citologia medular na prática clínica dessa espécie.
Palavras-chave: gatos, hematologia clínica, medula óssea, neoplasia linfoproliferativa
70
ABSTRACT
The present study aimed to report a case of lymphoma in leukemic phase in cat
coinfected with feline immunodeficiency virus (FIV) and feline leukemia virus (FeLV).
Blood counts, reticulocyte counts, bone marrow avaluation, biochemistry,
immunochromatographic serology for FIV and FELV, indirect immunofluorescence
(IFA) for FELV, thoracic radiography and renal citology were performed. This last
examination revealed extranodal lymphoma. The association of the clinical signs with
the infiltration of a high amount of lymphoblastic cells in the bone marrow with
cytomorphological criteria of malignancy, atypical mitoses, lymphoglandular
corpuscles and hematopoietic material were determinant for the diagnostic conclusion.
Lymphoma is a relatively common neoplasm in cats, however the leukemic phase is rare
and may represent a clinical diagnostic challenge, making it essential to include bone
marrow citology in the clinical practice of this species.
Key words: cats, clinical hematology, bone marrow, lymphoproliferative disorder
INTRODUÇÃO
O linfoma é uma neoplasia de origem linfoide que se origina em tecidos sólidos e
apresenta comportamento biológico maligno (Stockham e Scott, 2011). É o processo
neoplásico hematopoiética mais comum no gato (Stützer et al., 2011). Quanto a
classificação morfológica, ressaltam-se que as apresentações mediastínicas e
multicêntricas são as mais comuns, entretanto, as formas intestinais e extranodais
também são relatadas (Meichner e Bomhard, 2014). A linfoadenomegalia generalizada
pode estar presente, mas não é um achado tão consistente nessa espécie, principalmente
na conformação extranodal, na qual o envolvimento ocorre em estruturas não linfoides,
apresentando-se de modo focal em órgãos como sistema nervoso central, estruturas
sensoriais como olhos, fígado e rins (Kennedy e Little, 2017). Os sinais clínicos podem
71
ser amplos e específicos, secundários ao tipo específico da patologia. O termo linfoma
leucemizado se refere à metastatização da neoplasia por via hematógena, infiltrando a
corrente sanguínea e a medula óssea (Grindem et al., 2011). Retroviroses, mais
especificamente o FeLV, que afeta diretamente o tecido hematopoiético, é um fator de
predisposição ao linfoma, no qual, um animal infectado por esse vírus pode ter até
sessenta e duas vezes mais chances de desenvolver essa neoplasia (Hartmann, 2012). O
tratamento se baseia em quimioterapia sistêmica multifármaco, com a utilização de
ciclofosfamida, vincristina e prednisona, ou até mesmo a utilização individual de
corticoterapia (Kennedy e Little, 2017).
Objetivou-se, com o presente relato, descrever um caso de linfoma leucemizado em um
gato coinfectado com FIV e FeLV.
CASUÍSTICA
Um gato, macho, sem raça definida, com seis anos de idade, foi atendido na Clínica
Especializada em Medicina Felina CATUS, apresentando sialorréia sanguinolenta há
alguns meses, normorexia, disfagia e emagrecimento progressivo, sendo um animal com
vários gatos contactantes, mas domiciliado. Ao exame físico, o animal mostrou-se ativo,
mucosas orais acentuadamente eritematosas e hemorrágicas, halitose, quadro de
gengivite-estomatite e renomegalia bilateral à palpação. Os demais parâmetros
fisiológicos encontravam-se dentro da normalidade. Foram realizados, nesse primeiro
momento, hemograma, bioquímica sérica com os analitos creatinina e fosfatase alcalina
(FA), proteínas plasmáticas totais (PPT), radiografia torácica e sorologia
imunocromatográfica para FIV e FelV (SNAP COMBO anticorpo-FIV/antígeno-FeLV,
Laboratório IDEXX®, Westbrook, Maine, EUA).
No hemograma (Tab. 1) constatou-se bicitopenia, com moderada anemia macrocítica
normocrômica, além da presença de moderados policromatófilos, leucopenia com
72
neutropenia e linfopenia, monocitose relativa e acentuada trombocitopenia, mas
associada a elevada quantidade de agregados plaquetários. A imunocromatografia para
FIV e FelV revelou-se positiva para ambas as retroviroses. A creatinina encontrava-se
elevada com valor de 3,3 mg/dL. Os demais resultados dos exames complementares
encontraram-se dentro dos valores de referência para a espécie.
Em vista do exposto acima, relacionando-se a coinfecção viral, iniciou-se terapêutica
com prednisolona (2 mg/Kg) a cada 24 horas. No retorno, dez dias após a abordagem
clínica inicial, o quadro do paciente permaneceu inalterado, com melhoras não
constatadas ao exame físico. Nesse momento, novo hemograma foi solicitado, além de
contagem de reticulócitos e amostra medular para mielograma e IFA para detecção de
antígeno p27 do FeLV nas células hematopoiéticas, utilizando-se anticorpos anti-VLF
(Primary Reagent for FeLV IFA, VRMD, Inc.) e o conjugado anti-IgG FITC
(Secondary Reagent for IFA, VRMD, Inc.).
Diante disso, o segundo hemograma (Tab. 1) revelou pancitopenia, com acentuada
anemia macrocítica e tendência hipocrômica, com moderados policromatófilos, discreta
hipocromia e ocasionais corpúsculos de Howell-Jolly, leucopenia com neutropenia e
tendência linfopênica, monocitose relativa, apresentando 5% de linfócitos reativos e
60% de monócitos ativados, além de acentuada trombocitopenia com plaquetas
gigantes. A contagem de reticulócitos confirmou anemia arregenerativa. O mielograma
(Fig. 1) constatou frequentes células de origem linfoide de característica linfoblástica,
de tamanho médio a grande, exibindo anisocitose, alta relação núcleo:citoplasma,
discreta a acentuada basofilia citoplasmática, anisocariose, cromatina de padrão
finamente granular, nucléolos múltiplos e evidentes, anisonucleólise, figuras de mitose
atípicas, além da presença de corpúsculos linfoglandulares, elevada ativação
macrofágica com leucofagocitose e eritrofagocitose, e redução dos compartimentos
73
proliferativos granulocítico neutrofílico, eritroide e megacariocítico. A IFA foi positiva
para o FeLV.
Nesse contexto, foi confirmada mieloftise por neoplasia de origem linfoide,
especificamente linfoma leucemizado, associado a acentuado processo histiocítico local
e hipoplasia medular generalizada.
Nesse sentido, foi continuada a terapêutica com prednisolona (2 mg/kg) a cada 24 horas,
mas agora associada a marbofloxacina (2,2 mg/kg) a cada 24 horas e clorambucil (2,0
mg/animal) a cada 48 horas.
O terceiro retorno se realizou dez dias após o segundo, com o animal em uma condição
clínica sem melhora significativa. Novo hemograma e bioquímica foram realizados,
acrescentando, a esse último exame, dosagens de albumina, cálcio total e alanina
aminotransferase (ALT). Nesse momento, a renomegalia tornou-se mais evidente,
viabilizando punção citológica por agulha fina.
Assim, o terceiro hemograma (Tab. 1) revelou ainda bicitopenia, com anemia
macrocítica normocrômica, leucócitos no intervalo, mas tendência leucopênica com
neutropenia e monocitose, além de 90% de neutrófilos tóxicos, 30% de linfócitos
reativos e 80% de monócitos ativados, com presença também de acentuada
trombocitopenia sem plaquetas gigantes.
O exame citológico confirmou linfoma extranodal de origem renal (Fig. 2).
Aproximadamente 20 dias depois do último retorno o animal veio a óbito. A referida
informação só foi divulgada pela tutora em um momento posterior, não permitindo a
realização de necropsia e exame histopatológico.
74
Tabela 1. Resultados dos hemogramas seriados de felino com linfoma leucemizado
* RIZZI, T.E.; CLINKENBEARD, K.D.; MEINKOTH, J.H (2010).
1ª Hemograma 2ª Hemograma 3ª Hemograma Valores de Referência*
Hemácias (/µL) 3.500.000 2.500.000 2.140.000 5.000.000 – 10.000.000
Hemoglobina (g/dL) 7,1 4,3 3.9 8,0 – 15,0
Hematócrito (%) 21 14 12 24 – 45
VCM (µm3) 60,0 56,0 56,1 39 – 55
CHCM (%) 33,8 30,7 32,5 30 – 36
Leucócitos totais 3.700 4.100 5.800 5.500 – 19.500
Metamielócitos (% /µL) 0 0 0 0 4 232 0 0
Bastões (% /µL) 0 0 0 0 5 296 0 – 3 0 – 300
Segmentados (% /µL) 46 1.702 40 1.640 17 986 35 – 75 2.500 – 12.500
Linfócitos (% /µL) 41 1.517 44 1.804 51 2.958 20 – 55 1.500 – 7.000
Eosinófilos (% /µL) 1 37 6 246 0 0 2 – 12 0 – 1.500
Monócitos (% /µL) 12 444 10 410 23 1.334 1 – 4 0 – 850
Plaquetas totais (/µL) 50.000 20.000 8.000 300.000 – 800.000
Observações Anisocitose (++-), Macrócitos (++-),
Hipocromia (+--),
Policromasia (++-). Agregação
plaquetária.
Anisocitose (++-), Macrócitos (++-),
Micrócitos (+--),
Policromasia (++-), Hipocromia (+--),
Corpúsculos de
Howell-Jolly (+--), Linfócitos reativos
5%. Monócitos
ativados 60%. Plaquetas gigantes.
Anisocitose (+--), Macrócitos (++-),
Micrócitos (+--),
Neutrófilos tóxicos 90%, Linfócitos
reativos 30%,
Monócitos ativados 80%.
Sem alterações morfológicas.
75
Figura 1. Amostras de medula óssea com linfoma leucemizado. A. Destaque para
linfoblastos de tamanho médio a grande (setas pretas) e figura de mitose atípica (seta
vermelha). (obj. 100x, Panótico Rápido - LABORCLIN®). B. Linfoblastos com
nucléolos evidentes (setas pretas) e binucleados (seta vermelha) (obj. 100x, Panótico
Rápido - LABORCLIN®
). C. Corpúsculos linfoglandulares (setas) (obj. 100x, Panótico
Rápido - LABORCLIN®). D. Eritrofagocitose relacionada a reação histiocítica local
(seta). (obj. 100x, Panótico Rápido - LABORCLIN®).
A B
C D
76
Figura 2. Amostra citológica renal, evidenciando população linfoblástica em monotonia,
com acentuada fragilidade celular demonstrada pela presença de “núcleos nús” (setas)
(obj. 40x, Panótico Rápido - LABORCLIN®
).
DISCUSSÃO
Os sinais clínicos do linfoma dependem da disfunção dos sistemas orgânicos afetados,
principalmente em casos extranodais, no qual a localização pode ser bastante variada,
não atingindo diretamente um componente linfoide específico (Meichner e Bomhard,
2014). No presente caso, os órgãos primários acometidos foram os rins.
Quanto a infecção pelas retroviroses, é determinado que o FeLV é um dos agentes mais
patogênicos nessa espécie, sendo correlacionado fortemente com o tecido sanguíneo,
pois afeta de modo direto órgãos hematopoiético e linfoide (Hartmann, 2012), causando
quadros de anemias arregenerativas, bicitopenias, pancitopenias, hipoplasias medulares,
síndromes mielodisplásicas e neoplasias principalmente linfoides e leucêmicas (Gelain
et al., 2003; Hartmann, 2012). O FIV causa imunossupressão sistêmica e pode favorecer
a instalação de quadros hematopatológicos (Gleich e Hartmann, 2009). Dessa maneira,
o paciente em questão se enquadrava em um grupo de risco para o desenvolvimento de
linfoma e processos hematopoiéticos gerais.
77
Em relação ao linfoma leucemizado, esse implica obrigatoriamente na análise de
medula óssea e deve ser minunciosamente distinguido de quadros leucêmicos linfoides.
Essa diferenciação pode ser difícil de realizar, entretanto, as análises de características
particulares de caráter clínico e patológico auxiliam nesse propósito, como a ocorrência
de corpúsculos linfoglandulares e a infiltração neoplásica parcial, não envolvendo
monotonia generalizada (Grindem et al., 2009).
As alterações hematológicas periféricas apresentadas pelo paciente são decorrentes de
bicitopenias e pancitopenias por produção, em vista da mieloftise neoplásica (Weiss,
2008; Stützer et al., 2011). Adicionalmente, processos inflamatórios secundários
favorecidos pela imunodepressão, também maximizaram o quadro hematológico, visto
que citocinas e quimiocinas inibem hematopoiese (Stacy e Harvey, 2016). As alterações
hematoscópicas ilustradas em neutrófilos tóxicos, linfócitos reativos e monócitos
ativados confirmam essa última conotação, expressando um processo imunogênico
ativo, progressivo e debilitante (Stockham e Scott, 2011). Destaca-se ainda que a
anemia macrocítica constante, apesar da presença de policromatófilos, tem caráter
arregenerativo, visto na contagem de reticulócitos. Essa possivelmente está sendo
potencializada pela presença dos macrócitos não policromáticos, que pode estar
relacionada a uma alteração eritroide megalobástica promovida pela infecção pelo
FeLV, ilustrando assim uma disematopoiese (Gelain et al., 2003, Stockham e Scott,
2011, Hartmann, 2012).
Em relação ao tratamento, não existe ainda consenso geral de protocolo, sendo esse um
desafio terapêutico, apresentando prognóstico reservado. A utilização inclusive de um
único fármaco, a prednisolona (2 mg/Kg) a cada 24 horas por duas semanas, reduzindo-
se a dose para 1 mg/Kg posteriormente, e assim por diante, é indicada e pode promover
resultados satisfatórios (Kennedy e Little, 2017). A timomodulina pode ser utilizada
para aumento da resposta imunogênica e a antibioticoterapia para controle de infecções
78
secundárias (Kennedy e Little, 2017). Após a constatação do quadro linfoide, a
clorambucila foi instituída, por ser um princípio ativo eficaz para essa origem celular
específica (Kennedy e Little, 2017).
Assim, reporta-se um achado incomum de linfoma leucemizado em gato. As evidências
clínicas e laboratoriais conduziram ao diagnóstico definitivo. Dessa maneira, apesar de
ser um processo raro, deve ser incluída como diagnóstico diferencial na medicina felina,
principalmente em animais coinfectados com FIV e FeLV.
REFERÊNCIAS
GELAIN, M.E. et al. Disordini ematopoietici nella specie felina: aspetti classificativi ed
associazione com le principali malattie e retrovirali. Veterinaria, v.17, n.4, p.59-67,
2003.
GLEICH, S.; HARTMANN, K. Hematology and serum biochemistry of feline
immunodeficiency virus-infected and feline leukemia virus-infected cats. Journal of
Veterinary Internal Medicine, v.23, n.3, p.552-558, 2009.
GRINDEM, C.B.; TY.LER, R.D.; COWELL, R.L. A medula óssea. In: COWELL, R.L.
et al. Diagnóstico citológico e hematologia de cães e gatos. 3ª ed. São Paulo: MedVet,
2009. Cap.27, p.423 – 451.
HARTMANN, K. Clinical aspects of feline retroviruses: a review. Viruses, v.4, n.11,
p.2684-2710, 2012.
KENNEDY, M.; LITTLE, S.E. Doenças virais. In: LITTLE, S.E. O gato medicina
interna. 1.ed. Rio de Janeiro: Roca, 2017. Cap. 33, p. 978-1046.
MEICHNER, K.; BOMHARD, W.V. Patient characteristics, histopathological findings
and outcome in 97 cats with extranodal subcutaneous lymphoma (2007-2011).
Veterinary and Comparative Oncology, v.14, n.s1, p.8-20, 2016.
RIZZI, T.E.; CLINKENBEARD, K.D.; MEINKOTH, J.H. Normal hematology of the
cat. In: WEISS, D.J.; WARDROP, K.J. Schalm's veterinary hematology. 6. ed. Ames:
Blackwell Publishing Ltd, 2010. Cap.105, p. 811-820.
79
STACY, N.I.; HARVEY, J.W. Bone marrow aspirate Evaluation. Veterinary Clinical
Small Animal, v.47, n.1, p.31-52, 2016.
STOCKHAM, S.L.; SCOTT, M.A. Medula óssea e linfonodo. In:______. Fundamentos
de patologia clínica veterinária. 2ª ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2011. Cap.6,
p.263-302.
STÜTZER, B. et al. Role of latent feline leukemia virus infection in nonregenerative
cytopenias of cats. Journal of Veterinary Internal Medicine, v.24, n.1, p.192-197, 2010.
WEISS, D.J. Bone marrow Pathology in dogs and cats with non-regenerative immune-
mediated haemolytic anaemia and pure red cell aplasia. Journal of Comparative
Pathology, v.138, n.1, p.46-53, 2008.
80
8. CONCLUSÕES
Em vista do exposto, conclui-se que em felinos anêmicos com sinais clínicos, os
exames hematológicos de sangue periférico e citologia medular, quando correlacionados
em um mesmo momento, podem predizer pacientes infectados pelo vírus da leucemia
felina, direcionando de modo mais crítico e seletivo, o estabelecimento de testes
diagnósticos definitivos.
81
9. PERSPECTIVAS
Os resultados deste trabalho demonstraram que os exames do hemograma,
contagem de reticulócitos e mielograma são fundamentais para o direcionamento
diagnóstico, exercendo também importância em aspectos prognósticos e terapêuticos.
Entretanto, torna-se imprescindível a correta interpretação dos mesmos, principalmente
do mielograma. Ressalta-se também a necessidade de pesquisas futuras com ênfase na
ampliação de informações sobre hematopatologia medular em felinos.
82
REFERÊNCIAS
ARJONA, A.; BARQUEO, N.; DOMÉNECH, A.; TEJERIZO, G.; COLLADO, V.M.;
TOURAL, C.; MARTÍNS, D.; GOMEZ-LUCIA, E. Evaluation of a novel nested PCR
for the routine diagnosis of Feline leukemia vírus (FELV) and feline immunodeficiency
virus (FIV). Journal of Feline Medicine and Surgery, v.9, n.1, p.14 – 22,
2007.10.1016/j.jfms.2006.05.009
BAGWELL, J.M.; HERD, H.R.; BRESHEARS, M.A.; HODGES, S.; RIZZI, T.E.
Concurrent multiple myeloma and mast cell neoplasia in a 13-year-old castrated male
Maine Coon cat. Veterinary Clinical Pathology, v.46, n.1, p.151-157, 2017. doi:
10.1111/vcp.12436.
BIANCO, D.; ARMSTRONG, P.J.; WASHABAU, R.J. Presumed primary immune-
mediated thrombocytopenia in four cats. Journal of Feline Medicine and Surgery,
v.10, n.5, p.495-500, 2008. doi: 10.1016/j.jfms.2008.01.003.
BLACK, V.; ADAMANTOS, S.; BARFIELD, D.; TASKER, S. Feline non-
regenerative immune-mediated anaemia: features and outcomes in 15 cases. Journal of
Feline Medicine and Surgery, v.18, n.8, p. 597-602, 2016. doi:
10.1177/1098612X15588800.
BOLLINGER, A.P. Cytologic evaluation of bone marrow in rats: indications, methods,
and normal morphology. Veterinary Clinical Pathology, v.33, n.2, p.58-67, 2004. doi:
10.1111/j.1939-165X.2004.tb00351.x.
BOUNOUS, D.I.; LATIMER, K.S.; CAMPAGNOLI, R.P.; HYNES, P.F. Acute
Myeloid Leukemia With Basophilic Differentiation (AML, M-2B) in a Cat. Veterinary
Clinical Pathology, v.23, n.1, p.15-18, 1994. doi: 10.1111/j.1939-165X.1994.tb01010.x.
BURTON, S.; MILLER, L.; HORNEY, B.; MARKS, C.; SHAW, D. Acute
Megakaryoblastic Leukemia in a Cat. Veterinary Clinical Pathology, v.25, n.1, p.6-9,
1996. doi: 10.1111/j.1939-165X.1996.tb00958.x.
BUSH, B.M. Hematologia. In:______. Interpretação de resultados laboratoriais
para o clínico de pequenos animais. 1ª edição. São Paulo: Roca, 2004. p. 25 - 27.
BYERS, C.G. Diagnostic bone marrow sampling in cats: currently accepted best
practices. Journal of Feline Medicine and Surgery, v.19, n.7, p.759-767, 2017.doi:
10.1177/1098612x17714356.
CAMPBELL, M.W.; HESS, P.R.; WILLIAMS, L.E. Chronic lymphocytic leukaemia in
the cat. Veterinary and Comparative Oncology, v.11, n.4, p.256-264, 2013. doi:
10.1111/j.1476-5829.2011.00315.x.
CAR, B.D. The hematopietic system. In: WEISS, D.J.; WARDROP, K.J. Schalm's
veterinary hematology. 6. ed. Ames: Blackwell Publishing Ltd, 2010. Cap.5, p.27-35.
CARMICHAEL, K.P.; BIENZLE, D.; MCDONNELL, J.J. Feline leukemia virus-
associated myelopathy in cats. Veterinary Pathology, v.39, n.5, p.536 – 545, 2002. doi:
10.1354/vp.39-5-536
83
DEFARGES, A.; ABRAMS-OGG, A.; FOSTER, R.A.; BIENZLE, D. Comparison of
sternal, iliac, and humeral bone marrow aspiration in Beagle dogs. Veterinary Clinical
Pathology, v.42, n.2, p.170-176, 2013. doi: 10.1111/vcp.12036.
D´ONOFRIO, G.; ZINI, G. Analysis of bone marrow aspiration fluid using automated
blood cell counters. Clinics in Laboratory Medicine, v.35, n.1, p. 25 – 42, 2015. doi:
10.1016/j.cll.2014.10.001.
FIGHERA, R.A. Mielograma. In: GRANDI, F.; BESERRA, H.E.O.; COSTA, L.D.
Citopatologia veterinária diagnóstica. 1.ed. São Paulo: MedVet, 2014. Cap.13, p.120-
145.
GELAIN, M.E.; ANTONIAZZI, E., BERTAZZOLO, W.; ZACCOLO, M.; COMAZZI,
S. Chronic eosinophilic leukemia in a cat: cytochemical and immunophenotypical
features. Veterinary Clinical Pathology, v.35, n.4, p.454-459, 2006. doi:
10.1111/j.1939-165X.2006.tb00164.x.
GELAIN, M.E.; GIORDANO, A.; MASSERDOTTI, C.; COMAZZI, S. Disordini
ematopoietici nella specie felina: aspetti classificativi ed associazione com le principali
malattie retrovirali. Veterinaria, v.17, n.4, p.59-67, 2003.
GLEICH, S.; HARTMANN, K. Hematology and serum biochemistry of feline
immunodeficiency virus-infected and feline leukemia virus-infected cats. Journal of
Veterinary Internal Medicine, v.23, n.3, p.552-558, 2009. doi: 10.1111/j.1939-
1676.2009.0303.x.
GRINDEM, C.B.; TYLER, R.D.; COWELL, R.L. A medula óssea. In: COWELL, R.L.;
TYLER, R.D.; MEINKOTH, J.H.; DENICOLA, D.B. Diagnóstico citológico e
hematologia de cães e gatos. 3. ed. São Paulo: MedVet, 2009. Cap.27, p.423-451.
GRINDEM, C.B.; STEVENS, J.B.; PERMAN, V. Cytochemical Reactions in Cells
from Leukemic Cats. Veterinary Clinical Pathology, v.14, n.3, p.6-12, 1985. doi:
10.1111/j.1939-165X.1985.tb00855.x.
HARDOUIN, P.; RHARASS, T.; LUCAS, S. Bone marrow adipose tissue: to be or not
to be a typical adipose tissue? Frontiers in Endocrinology, v.7, n.85, p.1-11, 2016. doi:
10.3389/fendo.2016.00085.
HARTMANN, K. Clinical aspects of feline retroviruses: a review. Viruses, v.4, n.11,
p.2684-2710, 2012. doi: 10.3390/v4112684.
HARTMANN, K.; GRIESSMAYR, P.; SCHULZ, B.; GREENE, C.;
VIDYASHANKAR, A.N.; JARRET, O.; EGBERINK, H.F. Quality of different in-
clinic test systems for feline immunodeficiency virus and feline leukaemia virus
infection. Journal of Feline Medicine and Surgery, v.9, n.6, p. 439 – 445, 2007.
10.1016/j.jfms.2007.04.003.
HARVEY, J.W. Bone marrow examination. In:______. Atlas of veterinary
hematology: blood and bone marrow of domestic animals. 1ª ed. Philadelphia: W.B.
Saunders Company, 2001. Cap.7, p.92 – 123.
84
HAWKS, D.M.; LEGENDRE, A.M.; ROHRBACK,B.W. Comparison of four test kits
for feline leukemia virus antigen. Journal of the American Veterinary Medical
Association, v.199, p.1070 – 1377, 1991. PMID: 166608.
HENSON, K.L.; ALLEMAN, A.R.; FOX, L.E.; RICHEY, L.J.; CASTLEMAN, W.L.
Diagnosis of disseminated adenocarcinoma by bone marrow aspiration in a dog with
leukoerythroblastosis and fever of unknown origin. Veterinary Clinical Pathology,
v.27, n.3, p.80-84, 1998. doi: 10.1111/j.1939-165X.1998.tb01024.x.
HONSE, C.O. Avaliação citopatológica da medula óssea e perfil hematológico de
cães naturalmente infectados por Leishmania (Leishmania) chagasi. 2014. 98f.
Tese (Doutorado em pesquisa clínica em doenças infecciosas) – Instituto de Pesquisa
Clínica Evandro Chagas , Fundação Oswaldo Crus, Rio de Janeiro. 2014.
IWANAGA, T.; MIURA, N.; MIYOSHI, N.; ENDO, Y.; MOMOI, Y. Abnormal
erythroid cell proliferation and myelofibrosis in a cat. The Journal of Medical
Veterinary Science, v.74, n.7, p.909-912. doi: 10.1292/jvms.11-0268.
JAIN, N.C.; BLUE, J.T.; GRINDEM, C.B.; HARVEY, J.W.; KOCIBA, G.J.;
KREHBIEL, J.D.; LATIMER, K.S.; RASKIN, R.E.; THRALL, M.A.; ZINKI, J.G.
Proposed Criteria for Classification of Acute Myeloid Leukemia in Dogs and Cats.
Veterinary Clinical Pathology, v.20, n.3, p.63-82, 1991. doi: 10.1111/j.1939-
165X.1991.tb00571.x.
JARRET, O.; GOLDER, M.C.; WEIJER, K. A comparison of three methods of feline
leukaemia virus diagnosis. The Veterinary Record, v.110, n.14, p. 325 – 328,
1982.PMID: 6281960.
JARRET, W.F.H.; CRAWFORD, E.M.; MARTIN, W.B.; DAVIE, F. A virus-like
particle associated with leukemia (lymphosarcoma). Nature, v. 202, p.567-569, 1964.
PMID: 14195054.
JAVINSKY, E. Hematologia e distúrbios imunorrelacionados. In: LITTLE, S.E. O gato:
medicina interna. 1. ed. Rio de Janeiro: Roca, 2016. Cap. 25, p.619-677.
KAUR, S.; RAGGATT, L.J.; BATOON, L.; HUME, D.A.; LEVESQUE, J.; PETTIT,
A.R. Role of bone marrow macrophages in controlling homeostasis and repair in bone
and bone marrow niches. Seminars in Cells & Developmental Biology, v.61, n.12-61,
2017. doi: 10.1016/j.semcdb.2016.08.009.
KIM, W. et al. Development and clinical evaluation of a rapid diagnostic kit for feline
leukemia virus infection. Journal of Veterinary Science, v.15, n.1, p.91-97, 2013. doi:
https://doi.org/10.4142/jvs.2014.15.1.91.
KIPAR, A.; KREMENDAHL, J.; JACKSON, M.L.; REINACHER, M. Comparative
examination of cats with feline leukemia virus-associated enteritis and other relevant
forms of feline enteritis. Veterinary Pathology, v.38, p.359 – 371, 2001. doi:
10.1354/vp.38-4-359.
85
KLAINBART, S.; SEGEV, G.; LOEB, E.; MELAMED, D.; AROCH, I. Resolution of
renal adenocarcinoma-induced secondary inappropriate polycythaemia after
nephrectomy in two cats. Journal of Feline Medicine and Surgery, v.10, n.3, p.264-
268, 2008. doi: http://dx.doi.org/10.1016/j.jfms.2007.11.006.
LIN, S.; OUYANG, T.; KANEKAR, S. Imaging of bone marrow.
Hematology/Oncology Clinics of North America, v. 30, n.4, p.945 – 971, 2016. doi:
http://dx.doi.org/10.1016/j.hoc.2016.03.012.
LOPES, S.T.A.; BIONDO, A.W.; SANTOS, A.P. Introdução. In:______. Manual de
Patologia Clínica Veterinária. 3ªed. Santa Maria: UFSM/Departamento de Clínica de
Pequenos Animais., 2007. p.1 – 3.
MAIA, L.M.P.; CERQUEIRA, A.M.F.; MACIEIRA, D.B.; SOUZA, A.M.; MOREIRA,
N.S.; SILVA, A.V.; MESSICK, J.B.; FERREIRA, R.F.; ALMOSNY, N.R.P.
Cytauxzoon felis and ´Candidatus Mycoplasma haemominutum´ coinfection in a
Brazilian domestic cat (Felis catus). Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária,
v.22, n.2, p.289-291, 2013. doi: http://dx.doi.org/10.1590/S1984-29612013000200049.
MARCOS, R.; SANTOS, M. Técnicas de colheita e coloração de esfregaços. In:
PELETEIRO, M.C.; MARCOS, R.; SANTOS, M.; CORREIA, J.; PISSARRA, H.;
CARVALHO, T. Atlas de citologia veterinária. 1. ed. Lisboa: Lidel, 2011. Cap.2,
p.29-43.
MARCOS, R.; SANTOS, M.; MALHÃO, F.; PEREIRA, R.; FERNANDES, A.C.;
MONTENEGRO, L.; ROCCABIANCA, P. Pancytopenia in a cat with visceral
leishmaniasis. Veterinary Clinical Pathology, v.38, n.2, p.201-205, 2009. doi:
10.1111/j.1939-165X.2009.00111.x.
MARTINS, D.B.; CUNHA, M.G.C.M.; MASUDA, E.K.; LOPES, S.T.A.; MAZZANTI,
C.M.; PIPPI, N.L.; FIGHERA, R.A. Mielose eritrêmica em um gato. Ciência Rural,
v.41, n.1, p.149-153, 2011. ISSN: 0103-8478.
MEICHNER, K.; BOMHARD, W.V. Patient characteristics, histopathological findings
and outcome in 97 cats with extranodal subcutaneous lymphoma (2007-2011).
Veterinary and Comparative Oncology, v.14, n.s1, p.8-20, 2014. doi:
10.1111/vco.12081.
MEINERZ, A.R.M.; ANTUNES, T.A.; SOUZA, L.L.; NASCENTE, OS.; FARIA, R.O.;
CLEFF, M.B.; GOMES, F.R.; NOBRE, M.O; REISCHAK, D.; SCHUCH, L.F.D.;
MEIRELES, M.C.A. Frequência do vírus da leucemia felina (VLFe) em felinos
domésticos (Felis catus) semidomiciliados nos municípios de Pelotas e Rio Grande.
Ciência Animal Brasileira, v.11, n.1, p. 90-93, 2010.doi: 10.5216/cab.v11i1.438.
MELO, M.; SILVEIRA, C. Citologia das inclusões leucocitárias. In:______.
Leucemias e linfomas: atlas do sangue periférico. 2. ed. Rio de Janeiro: Rubio, 2013.
Cap. 10, p.259-288.
MÜLLER, D.C.M.; PIPPI, N.L.; BASSO, P.C.; OLSSON, D.C.; SANTOS JUNIOR,
E.B.; GUERRA, A.C.O. Técnicas e sítios de coleta de medula óssea em cães e gatos.
86
Ciência Rural, v.39, n.7, p.2243-2251, 2009. doi: http://dx.doi.org/10.1590/S0103-
84782009005000153.
MYLONAKIS, M.E.; KOUTINAS, A.F.; LEONTIDES, L.S. Bone marrow
mastocytosis in dogs with myelosuppressive monocytic ehrlichiosis (Ehrlichia canis): a
retrospective study. Veterinary Clinical Pathology, v.35, n.3, p.311-314, 2006. doi:
10.1111/j.1939-165X.2006.tb00137.x.
NELSON, R. W.; COUTO, C. G. Doenças virais polissistêmicas. In:______. Medicina
interna de pequenos animais. 3ª edição. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2010. p.
1336 – 1350.
PATEL, R.T.; CACERES, A.; FRENCH, A.F.; MCMANUS, P.M. Multiple myeloma
in 16 cats: a retrospective study. Veterinary Clinical Pathology, v.34, n. 4, p. 341-352,
2005. doi: 10.1111/j.1939-165X.2005.tb00059.x.
PATULLO, K.M.; KIDNEY, B.A.; TAYLOR, S.M.; JACKSON, M.L. Reticulocytosis
in noanemic dogs: increasing prevalence and potencial etiologies. Veterinary Clinical
Pathology, v.44, n.1, p.26-36, 2014.doi: 10.1111/vcp.12215.
PETTERINO, C.; CAPURRO, C.; CASTAGNARO, M. Fisiologia, identificazione
citomorfologica e criteri valutativi dele cellule ematopoietiche del midollo ósseo.
Veterinaria, v.15, n.3, p.45-58, 2001.
RASKIN, R.E.; MESSICK, J.B. Bone marrow cytologic and histologic biopsies:
indications, technique, and evaluation. Veterinary Clinical Small Animal, v.42, n.1,
p.23-42, 2012. doi: 10.1016/j.cvsm.2011.10.001.
REAGAN, W.J.; IRIZARRY-ROVIRA, A.; POITOUT-BELISSENT, F.; BOLLIGER,
A.P.; RAMAIAH, S.K.; TRAVLOS, G.; WALKER, D.; BOUNOUS, D.; WALTER, G.
Best practices for evaluation of bone marrow in nonclinical toxicity studies. Veterinary
Clinical Pathology, v.40, n.2, p.119-135, 2011. doi: 10.1177/0192623310396907.
RIZZI, T.E.; CLINKENBEARD, K.D.; MEINKOTH, J.H. Normal hematology of the
cat. In: WEISS, D.J.; WARDROP, K.J. Schalm's veterinary hematology. 6. ed. Ames:
Blackwell Publishing Ltd, 2010. Cap.105, p. 811-820.
ROLIM, V.M.; PAVARINI, S.P.; CAMPOS, F.S.; PIGNONE. V.; FARACO, C.;
MUCCILLO, M.S.; ROEHE, P.M.; COSTA, F.V.A.; DRIEMEIER, D. Clinical,
pathological, immunohistochemical and molecular characterization of feline chronic
gingivostomatitis. Journal of Feline Medicine and Surgery, v10, p. 1 – 7, 2016.doi:
10.1177/1098612X16628578.
SÁNCHEZ-AGUILERA, A.; MÉNDEZ-FERRER, S. The hematopoietic stem-cell
niche in health and leukemia. Cellular and Molecular Life Sciences. v.74, n.4. p.579-
590, 2016. doi: 10.1007/s00018-016-2306-y.
SANTOS, D. Prevalência de imunodeficiência viral, leucemia viral e peritonite
infecciosa em felinos domésticos atendidos no hospital veterinário da universidade
Anhembi Morumbi da capital de São Paulo. 25 f. Dissertação (Mestrado em Clínica
87
Veterinária) – Departamento de Clínica Médica, Faculdade de Medicina Veterinária e
Zootecnica. Universidade de São Paulo. São Paulo. 2012.
SHARKEY, L.C.; HILL, S.A. Structure of bone marrow. In: WEISS, D.J.; WARDROP,
K.J. Schalm's veterinary hematology. 6. ed. Ames: Blackwell Publishing Ltd, 2010.
Cap.2, p.8-13.
SHIOZAWA, Y.; HAVENS, A.M.; PIENTA, K.J.; TAICHMAN, R.S. The bone
marrow niche: habitat to hematopoietic and mesenchymal stem cells, and unwitting host
to molecular parasites. Leukemia, v.22, n.5, p.941-950, 2008. doi: 10.1038/leu.2008.48.
SOUTHARD, T.L.; RODRIGUEZ-RAMOS FERNANDEZ, J.; PRIEST, H.; STOKOL,
T. Holoprosencephaly and pure red cell aplasia in a feline leukaemia virus-positive
kitten. Journal of Comparative Pathology, v.154, n.2-3, p. 239-242, 2016. doi:
10.1016/j.jcpa.2016.01.006.
STACY, N.I.; HARVEY, J.W. Bone marrow aspirate Evaluation. Veterinary Clinical
Small Animal, v.47, n.1, p.31-52, 2016. doi:
http://dx.doi.org/10.1016/j.cvsm.2016.07.003.
STEPHENSON, R.B. Visão geral da função cardiovascular. In: CUNNINGHAM, J,G.
Tratado de Fisiologia Veterinária. 3ª edição. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan,
2008. p.117-130.
STOCKHAM, S.L.; SCOTT, M.A. Medula óssea e linfonodo. In:______.
Fundamentos de patologia clínica veterinária. 2. ed. Rio de Janeiro: Guanabara
Koogan, 2011. Cap.6, p.263-302.
STÜTZER, B.; MÜLLER, F.; MAJZOUB, M.; LUTZ, H.; GREENE, C.E.;
HERMANNS, W.; HARTMANN, K. Role of latent feline leukemia virus infection in
nonregenerative cytopenias of cats. Journal of Veterinary Internal Medicine, v.24,
n.1, p.192-197, 2011. doi: 10.1111/j.1939-1676.2009.0417.x.
SWANN, J.W.; SZLADOVITS, B.; GLANEMANN, B. Demographic characteristics,
survival and prognostic factors for mortality in cats with primary immune-mediated
hemolytic anemia. Journal of Veterinary Internal Medicine, v.30, n.1, p.147-156,
2016.doi: 10.1111/jvim.13658.
TAICHMAN, R.S. Blood and bone: two tissues whose fates are intertwined to create
the hematopoietic stem-cell niche. Blood, v.105, p.2631 – 2639, 2005. doi:
10.1182/blood-2004-06-2480.
TAMURA, T. Blood count specimen. Rinsho Byori, v.63, n.12, p. 1387 – 1396,
2015.PMID: 27089655.
TEIXEIRA, B.M. et al. Ocorrência do vírus da imunodeficiência felina e do vírus da
leucemia felina em gatos domésticos mantidos em abrigos no município de Belo
Horizonte. Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia, v.59, n.4,
p.939-942, 2007. ISSN: 1678-4162.
88
THRALL, M.A.; BAKER, D.C.; CAMPBELL, T.W.; DENICOLA, D.; FETTMAN,
M.J.; LASSEN, E.D.; REBAR, A.; WEISER, G. Avaliação laboratorial da medula
óssea. In:______. Hematologia e bioquímica clínica veterinária. 1. ed. São Paulo:
Roca, 2007. Cap.13, p.141-169.
VASSALLO, J.; MAGALHÃES, S.M.M. Síndromes mielodisplásicas e
mielodisplásicas/mieloproliferativas. Revista Brasileira de Hematologia e
Hemoterapia, v.31, n.4, p.267-272, 2009. ISSN 1516-8484.
VIVIANO, K.R.; WEBB, J.L. Clinical use of cyclosporine as an adjunctive therapy in
the management of feline idiopathic purê red cell aplasia. Journal of Feline Medicine
and Surgery, v.13, n.12, p.885-895, 2011. doi: 10.1016/j.jfms.2011.07.007.
WALKER, D.; COWELL, R.L.; CLINKENBEARD, K.D.; FEDER, B.; MEINKOTH,
J.H. Bone marrow mast cell hyperplasia in dogs with aplastic anemia. Veterinary
Clinical Pathology, v.26, n.3, p.106-111, 1997. doi: 10.1111/j.1939-
165X.1997.tb00719.x.
WALTON, R.M.; MODIANO, J.F.; THRALL, M.A.; WHEELER, S.L. Bone marrow
cytological findings in 4 dogs and a cat with hemophagocytic syndrome. Journal of
Veterinary Internal Medicine, v.10, n.1, p.7-14, 1996. doi: 10.1111/j.1939-
1676.1996.tb02017.x.
WEBB, J.; CHARY, P.; NORTHRUP, N.; ALMY, F. Erythrophagocytic multiple
myeloma in a cat. Veterinary Clinical Pathology, v.37, n.3, p.302-307, 2008. doi:
10.1111/j.1939-165X.2008.00064.x.
WEEDEN, A.L.; TAYLOR, K.R.; TERRELL, S.P.; GALLAGHER, A.E.; WAMSLEY,
H.L. Suspected myelodysplastic/myeloproliferative neoplasm in a feline leukemia
virus-negative cat. Veterinary Clinical Pathology, v.45, n.4, p.584-593, 2016. doi:
10.1111/vcp.12426.
WEINGART, C.; TASKER, S.; KOHN, B. Infection with haemoplasma species in 22
cats with anaemia. Journal of Feline Medicine and Surgery, v.18, n.2, p.129-136,
2015. doi: 10.1177/1098612X15573562.
WEISS, D.J. Bone marrow pathology in dogs and cats with non-regenerative immune-
mediated haemolytic anaemia and pure red cell aplasia. Journal of Comparative
Pathology, v.138, n.1, p.46-53, 2008. doi: http://dx.doi.org/10.1016/j.jcpa.2007.10.001.
WEISS, D.J. Cytologic evaluation of primary and secondary myelodysplastic
syndromes in the dog. Veterinary Clinical Pathology, v.30, n.2, p.67-75, 2001. doi:
10.1111/j.1939-165X.2001.tb00261.x.
WEISS, D.J. Inflammatory disorders of bone marrow. Veterinary Clinical Pathology,
v.21, n.3, p.79-84, 1992. doi: 10.1111/j.1939-165X.1992.tb00588.x.
WILSON, S.C.; THOMSON-KERR, K.; HOUSTON, D.M. Hypereosinophilic
syndrome in a cat. The Canadian Veterinary Journal, v.37, n.11, p.679-680, 1996.
PMCID: PMC1236165.
89
YILMAZ, H.; ILGAZ, A. Prevalence of FIV and FeLV infections in cats in Istanbul.
Journal of Feline Medicine and Surgery, v.2, n.1, p.69-70, 2000. doi:
10.1053/jfms.2000.0066.
90
APÊNDICE
91
APÊNDICE A – Modelo de laudo de mielograma emitido durante a realização da
pesquisa.
92
APÊNDICE A – Modelo de laudo de mielograma emitido durante a realização da
pesquisa.
93
ANEXO
94
ANEXO A - CERTIFICADO DA COMISSÃO DE ÉTICA PARA O USO DE
ANIMAIS (CEUA) DA UNIVERSIDADE ESTADUAL DO CEARÁ – UECE
