UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO

FACULDADE DE AGRONOMIA, MEDICINA VETERINÁRIA E ZOOTECNIA

CURSO DE ZOOTECNIA

CAMILA CRISTINA SILVA GONÇALVES

RELATÓRIO DE ESTAGIO: ESTÁGIO SUPERVISIONADO NO NÚCLEO DE

PESQUISA BOM-FUTURO GENÉTICA DE PEIXES

CUIABÁ

2017

CAMILA CRISTINA SILVA GONÇALVES

RELATÓRIO DE ESTAGIO: ESTÁGIO SUPERVISIONADO NO NÚCLEO DE

PESQUISA BOM-FUTURO GENÉTICA DE PEIXES

Trabalho de Conclusão do Curso de Graduação

em Zootecnia da Universidade Federal de Mato

Grosso, apresentado como requisito parcial à

obtenção do título de Bacharel em Zootecnia.

Orientador: Prof. Dr. Márcio Aquio Hoshiba.

Supervisor: Zootecnista Darci Carlos Fornari.

CUIABÁ

2017

A Deus, a minha mãe Carmen, meu irmão Eduardo

e em memória ao meu pai João, dedico.

AGRADECIMENTOS

Agradeço a Deus, pela vida, determinação e sabedoria para poder concluir

mais uma etapa da minha vida.

A minha mãe Carmen, pela dedicação total aos filhos, palavras e conselhos

durante a minha caminhada, sempre me apoiando nas decisões tomadas, guiando-

me a trilhar pelo caminho certo.

Em memória do meu pai João, que mesmo partindo muito cedo me deu bons

conselhos, me incentivou a buscar conhecimento e sempre me fez acreditar que com

empenho seria capaz de realizar meus objetivos

Ao meu irmão Eduardo, pelo companheirismo, amizade, compreensão durante

essa jornada.

Ao meu namorado Helder, que me ajudou em boa parte da graduação. Nos

finais de semestre, entre provas e trabalhos estava ali, me apoiando e incentivando a

dar o meu melhor. E ainda nesse momento de conclusão sua ajuda foi mais que

fundamental.

Aos meus professores que se dedicaram a transmitir conhecimento e nos

preparar para a vida profissional tão esperada. Como também ao meu orientador prof.

Márcio Aquio Hoshiba pelo conhecimento transmitido durante a trajetória do curso e

pelo apoio na elaboração deste trabalho.

Aos meus amigos e colegas de curso que foram de suma importância para que

esses 5 anos fossem mais leves e prazerosos, compartilhando conhecimento, tempo,

paciência, reuniões e festas.

A empresa Bom-Futuro e seus funcionários, pela convivência, paciência e o

conhecimento adquirido durante o estágio, em especial a Franciele, Zootecnista que

acompanhei realizando suas atividades diárias. Ao Darci Carlos Fornari, meu

responsável técnico, que pude conhecer e assim admirar seu vasto conhecimento na

área da piscicultura.

A banca examinadora Janessa e Caio, por aceitarem e participarem desse

momento tão importante em minha vida.

E por fim a instituição de ensino que me possibilitou tudo isso, a UFMT, que

durante esses cinco anos foi a minha segunda casa.

“O que vale na vida não é o ponto de partida e sim a caminhada. Caminhando e semeando, no fim terás o que colher.”

Cora Coralina

LISTA DE ILUSTRAÇÕES

Figura 1. Fluxo gênico nos programas de melhoramento genético............................. 6

Figura 2. Planta da chácara Bom Futuro melhoramento genético de peixes............ 15

Figura 3. Reservatórios de água da chácara Bom-Futuro..........................................15

Figura 4. Viveiros maiores que abrigam peixes em fase de cria,

engorda e reprodutores.............................................................................. 16

Figura 5. Viveiros menores que abrigam peixes em fase de pós-larvas

e alevinagem.............................................................................................. 16

Figura 6. Vista do exterior do laboratório de reprodução...........................................17

Figura 7. Vista interna do laboratório de reprodução................................................17

Figura 8 . Sala de armazenamento de ração........................................................... 18

Figura 9. Sala de produção de Artêmia Salina..........................................................18

Figura 10. Tanques de espera empregados na estocagem dos reprodutores

antes da reprodução.................................................................................19

Figura 11. Redes e sacolas utilizadas na piscicultura Bom Futuro........................... 20

Figura 12. Caixas de transporte de peixes................................................................ 20

Figura 13. Incubadoras para eclosão de larvas de peixes (A) de Artêmias Salina (B).............................................................................. 21 Figura 14. Balança de precisão (A) e balança portátil (B)......................................... 21

Figura 15. Captura com rede nos viveiros de matrizes

para seleção de reprodutores.................................................................. 24

Figura 16. Análise de matrizes para reprodução...................................................... 25

Figura 17. Cânula Urogenital utilizado na análise do estágio

de maturação dos ovócitos.......................................................................25

Figura 18. Análise de maturação dos ovócitos das fêmeas...................................... 26

Figura 19. Pesagens dos reprodutores para preparação da dosagem hormonal.....27

Figura 20. Extrato bruto de hipófise de Carpa utilizado na indução

hormonal da piscicultura.......................................................................... 28

Figura 21. Kit utilizado para preparação do hormônio para aplicação

nos reprodutores...................................................................................... 28

Figura 22. Extrusão dos gametas femininos............................................................. 30

Figura 23. Espermiação dos gametas masculino......................................................31

Figura 24. Mistura dos espermatozóides e ovócitos dos peixes............................... 31

Figura 25. Verificação dos resíduos da limpeza para certeza de

isenção de larvas descartadas..................................................................33

Figura 26. Incubação de cistos de Artêmias Salina.................................................. 35

Figura 27. Processo de desencapsulação do cisto de Artêmia Salina...................... 35

Figura 28. Ração em pó ofertada para as larvas de Tambaqui.................................37

Figura 29. Ração com gema de ovo para condicionamento das

larvas de surubins....................................................................................38

Figura 30. Barril de armazenamento de ração próximo aos viveiros........................38

Figura 31. Sugestão de estratégia nutricional e alimentar para peixes

onívoros (em amarelo) e carnívoros (em azul)........................................39

Figura 32. Balde de fibra de vidro utilizado para triagem das larvas........................40

Figura 33. Triagem das larvas de surubins...............................................................41

Figura 34. Sacolas com oxigênio para transferência das larvas

dos tanques para os viveiros escavado...................................................41

Figura 35. Viveiro eutrofizados.................................................................................42

LISTA DE TABELAS

Tabela 1. Hibridações frequentes realizadas em pisciculturas no Brasil.....................8

Tabela 2. Valores da hora-grau e tempo aproximado para ocorrência da ovulação

após indução hormonal de algumas espécies de peixes...........................29

SUMÁRIO

1.INTRODUÇÃO ......................................................................................................... 1

2. OBJETIVOS ............................................................................................................ 3

3. REVISÃO ................................................................................................................ 4

4. RELATÓRIO DE ESTÁGIO ................................................................................... 14

5. ATIVIDADES DESENVOLVIDAS E DISCUSSÃO ............................................... 23

6. CONSIDERAÇÕES FINAIS .................................................................................. 43

7. REFERÊNCIAS ..................................................................................................... 44

LISTA DE ABREVIATURAS

EBHC Extrato Bruto de Hipófise de Carpa

PIB Produto Interno Bruto

PB Proteína Bruta

RESUMO

A piscicultura vem se destacando no setor agropecuário, motivado pela alta procura

de proteína animal devido ao crescimento econômico e demográfico. O país apresenta

vasto potencial para criação, com grandes extensões hídricas, e com a maior

biodiversidade de espécies de água doce nativa, tudo isso aliado ao clima favorável.

Entretanto, ainda enfrenta vários gargalos, sendo um deles a reprodução. No sentido

de melhorar a produção, o melhoramento genético de peixes é uma das chaves para

maximizar a produtividade tendo em vista a utilização de indivíduos geneticamente

superiores e com desempenho melhor, assim minimizando impactos ambientais e

custos econômicos na produção. O que vem sendo muito utilizado na piscicultura

comercial é a hibridação, por exemplo, a produção do híbrido ‘’Pintado Amazônico’’

cruzamento do Jundiá macho (Leiarius marmoratus) com a fêmea do Cachara

(Pseudoplatystoma fasciatum) que é amplamente difundido no mercado e uma das

práticas abordadas no estágio. Outro fator para o sucesso na produção é o manejo

correto, o Brasil vem saindo de uma produção artesanal com pouco conhecimento e

tem entrado em um mercado mais competitivo que necessita dessa especialização.

Sendo assim, o objetivo desse trabalho foi ampliar o conhecimento na área,

acompanhando as atividades diárias na chácara Bom futuro – Coxipó do ouro, onde

é realizado melhoramento genético, sendo feita a reprodução de peixes reofílicos

nativos por indução hormonal.

Palavras-chaves: melhoramento genético, reprodução, piscicultura.

1

1. INTRODUÇÃO

Frente a crescente expansão do setor agropecuário no Brasil, a produção

animal tem-se destacado bastante na construção da cadeia alimentar, e o setor do

agronegócio se apresenta como o principal impulsionador do Produto Interno Bruto

(PIB) no país. O PIB agropecuário apresentou crescimento de 0,11% em dezembro,

acumulando alta de 4,48% em 2016. No setor pecuário mesmo apresentando uma

leve queda de 0,04% em dezembro, ainda acumulou elevação de 1,72% em 2016. E

esse crescimento se dá pela melhoria da tecnificação na agricultura e pecuária.

(BARROS, 2017).

A aquicultura, a atividade de cultivo de organismos cujo ciclo de vida em

condições naturais se dá total ou parcialmente em meio aquático, está em expansão,

se tornando uma alternativa de produção que ainda é pouco explorada no país.

O Brasil além da vasta quantidade de terras, possui a maior reserva de água

doce do planeta, com mais de 8 mil km³, muito superior à do segundo colocado, a

Rússia, com cerca de 4,5 mil km³. O país ainda tem um litoral com 7,4 mil km de

extensão (SIDONIO et. al., 2012). Entretanto, esses recursos para a produção

aquícola estão aproveitados aquém de seu potencial, e o Brasil ocupa a modesta

posição de 14º no ranque mundial. Porém, estima-se que a produção até 2025 no

Brasil deve aumentar em 104%, o maior aumento da região sul-americana (FAO,

2016).

Um dos motivos para esse crescimento é o melhoramento genético, o programa

de melhoramentos genéticos, tanto de iniciativa privada quanto pública, realizados em

plantas e animais, vem sendo um grande aliado do setor agropecuário, causando um

grande desenvolvimento na produção. As experiências mostram que o melhoramento

genético na taxa de crescimento da Tilápia do Nilo pode proporcionar ganhos de cerca

de 15% por geração em programas bem conduzidos (PONZONI et al., 2005).

Na região Centro Oeste há uma grande aceitação de peixes redondos e

surubins, e nestes são realizados cruzamentos de híbridos interespecíficos para obter

ganhos por heterose, e também temos a aplicação de métodos de seleção

(FERNANDES, 2010).

2

Sendo assim, o estágio foi conduzido em uma propriedade que possui um

programa de melhoramento genético, permitindo adquirir conhecimento na área de

uma forma geral, também como nos programas de melhoramento que são umas das

chaves para uma alta produtividade futura e ainda pouco explorada.

3

2. OBJETIVOS

O objetivo do estágio foi acompanhar as atividades diárias da piscicultura, a

reprodução artificial para fins de seleção genética, e as fases subsequentes, aplicando

e aprimorando o conhecimento teórico visto durante o curso.

4

3. REVISÃO

3.1. Melhoramento genético

Os programas de melhoramento genético por seleção ou cruzamento têm sido

um grande aliado na agropecuária ao longo dos anos e impactado positivamente na

aquicultura mundial. Apesar de ter a fundamentação teórica desenvolvida há muitos

anos, tem sido impulsionado pela demanda crescente por competitividade das

atividades de produção e pela importância cada vez maior, da qualidade do produto e

da eficiência da produção nas mais diferentes espécies exploradas comercialmente

(EUCLIDES FILHO, 1999). Espécies como tilápia, salmonídeos e carpas já foram

alvos de vários estudos e são referências no mundo. Como exemplo, o método de

seleção da tilapia nilótica (Oreochromis niloticus) pelo World Fish Center em 1990

(RIBEIRO et al., 2012).

A eficiência do melhoramento genético depende de duas premissas básicas do

geneticista, a criação e a identificação de genótipos superiores. Nos dois a seleção

desempenha o papel fundamental, na definição dos cruzamentos a serem realizados

gerando indivíduos geneticamente superiores usados comercialmente (RESENDE et

al., 2008)

Dessa forma, segundo Ponzoni (2006), a implantação e desenvolvimento de

programas de melhoramento genético que conduzam a ganhos genéticos expressivos

e duradouros são sugeridas nas premissas a seguir:

Descrição ou desenvolvimento do sistema de produção: o sistema de

melhoramento deve estar mais semelhante possível do ambiente de produção que

a espécie será cultivada para que permita a máxima exploração

genótipo/ambiente. Isso assegura que o ganho genético obtido no centro de

cruzamento também será conseguido em tanques de produção. Se o ambiente no

qual foi feita a seleção é muito diferente, ou seja, muito melhor, há o risco de que

parte do ganho obtido no centro de cruzamento não seja manifestada no ambiente

de produção;

Escolha da espécie, variedades e sistemas de cruzamento: analisar a preferência

do mercado local, bem como a viabilidade da espécie escolhida, estoque de

5

reprodutores disponível, domínio das técnicas de produção e reprodução. São

fatores que devem ser levados em conta na hora da tomada de decisão;

Formulação do objetivo de seleção: definir uma característica a ser ressaltada.

Analisando a preferência do mercado consumidor, que podem variar de região

para região tomando caminhos distintos para programas de melhoramento

genéticos. O objetivo está intimamente relacionado com o sistema de produção.

Tem que ter certeza de que as características que vão ser melhoradas são

importantes no atual sistema de produção. Comumente, serão características que

aumentam o lucro ou características mais onerosas no sistema de produção, ou,

ainda, aquelas que influenciam preferências sociológicas. O objetivo pode incluir

características como: taxa de crescimento, tamanho, idade da maturidade sexual,

qualidade do filé, resistência às doenças, tolerância a baixo oxigênio, tolerância à

temperatura. Destas, a taxa de crescimento tem sido a mais popular devido à sua

importância no sistema de produção. Num ciclo de produção de duração fixa, uma

grande taxa de crescimento resulta em peixes grandes;

Definição dos critérios de seleção: o critério de seleção representa as

características que usaremos na estimativa dos valores de cruzamento e o mérito

genético geral dos animais para o retorno econômico da seleção. Estas

características devem ser de fácil mensuração, apresentar resposta à seleção e

estar relacionada com o objetivo de seleção;

Delineamento do sistema de avaliação genética: definição da metodologia

empregada na determinação do mérito genético dos animais a partir dos dados

coletados. A metodologia pode variar de algo muito simples como a seleção

massal ou de indivíduos, identificando seu ‘pedigree’ e utilizando do procedimento

BLUP ("best linear unbiased prediction"), estimando os valores de cruzamento

(EBVs - "estimated breeding values") combinando a informação disponível. O

"software" permite a seleção para altos EBVs e, ao mesmo tempo, restringe a taxa

de consangüinidade em um valor pré-determinado (PONZONI e JAMES, 1978);

6

Seleção dos animais e definição do sistema de acasalamento: refere-se à escolha

de indivíduos que terão prioridade de acasalamentos. O ideal seria realizar o

cruzamento dos melhores, porém deve analisar a intensidade de seleção para não

haver controle do incremento de consanguinidade. O acasalamento dos animais

selecionados deve ser conduzido de forma que haja aumento no desempenho

médio da nova população, manutenção de variabilidade genética e dos ganhos

genéticos durante várias gerações;

Desenho do sistema para expansão e disseminação dos estoques melhorados: o

tamanho relativo do setor da população envolvido na seleção, multiplicação e

produção deverá ser examinado para permitir uma transferência efetiva do ganho

genético ao setor produtivo e deve permitir a chegada dos animais geneticamente

superiores de forma rápida ao setor produtivo, intensificando o fluxo gênico entre

os diferentes componentes do setor produtivo (Núcleo, Multiplicadores e

Produtores) exemplificado na Figura 1.

Figura 15. Fluxo gênico nos programas de melhoramento genético

Fonte: Adaptado de Ponzoni, 2007.

Monitoramento e comparação de programas alternativos: estabelecer um

programa de avaliação, para que possa identificar se os resultados estão aquém

do esperados ou não, de maneira que seja conduzido a mudanças nos rumos, se

necessário. Este procedimento é feito comparando-se o desempenho das

progênies dos animais selecionados com a progênie de animais com desempenho

7

médio utilizados como população controle. A diferença no desempenho indicará a

resposta à seleção obtida na geração anterior.

Presente dados, os programas de melhoramento devem avaliar e ponderar a

existência de diversos sistemas de produção e condições de manejo, as diferentes

exigências de mercado para determinar quais são os objetivos de seleção e a forma

como estes objetivos serão alcançados.

O melhoramento genético de peixes é um meio para ajudar a obter ganhos

sustentáveis e possui vários atributos altamente desejáveis. Tem o poder de modificar

o animal de acordo com uma finalidade, além da capacidade de proporcionar maior

segurança alimentar e uma “diminuição” da pobreza aumentando a produtividade,

confiabilidade e consistência, e provavelmente alcançando ganhos permanentes.

Também possui a probabilidade de oferecer soluções para patógenos emergentes e

desafios ambientais e a capacidade de preencher a lacuna entre demanda e

fornecimento sem um impacto negativo no meio ambiente. (PONZONI, 2006).

E um dos principais benefícios do melhoramento genético é dado pela seleção

da taxa de crescimento que ocasiona a redução dos custos fixos e dos custos de

produção devido à menor necessidade de manutenção e também se tem observado

uma resposta correlacionada na melhora da taxa de conversão alimentar.

No entanto, os programas de melhoramento genéticos requerem um

investimento inicial, bem como despesas anuais recorrentes para executá-los. Em

vista desses custos, o governo e instituições podem permanecer pouco convencidas

sobre o conhecimento de investir em tais programas. (PONZONI et al., 2007).

3.1 Melhoramento genético espécies nativas no Brasil

Ainda muito recentemente não havia no Brasil nenhum programa de

melhoramento genético de peixes bem estruturado, que utilizasse métodos

consolidados, com controle individual de pedigree (SANTOS, 2009). A falta deste tipo

de ação caracteriza um sistema de produção de peixes, orientado para cultivo com

animais melhorados geneticamente, o que pode levar ao uso de animais com

8

potencial produtivo menor ou igual aos animais disponíveis no ambiente natural

(PONZONI, 2006).

Os programas de melhoramento genético de espécies nativas de peixes estão

em fase de implantação. Somente as favoráveis, como clima, área e biodiversidade

de peixes nativos não são suficientes para elevar a produção atual da piscicultura

brasileira, sendo necessário a utilização de indivíduos geneticamente superiores que

apresentem desempenho elevado, maximizando a produção e assim promovendo um

maior retorno econômico da atividade. Como geneticamente superiores, considera-se

a diferença positiva em termos de produtividade e sobrevivência por unidade de área

em relação a indivíduos outrora produzidos nas mesmas condições de cultivo

(SIDONIO et al., 2012)

Frente ao desafio de promover melhoramento genético em peixes de água

doce, o cruzamento vem sendo um dos meios utilizado, realizando o acasalamento

de indivíduos entre espécies diferentes ou mesmo com a mesma espécie. O objetivo,

ao realizar a hibridação, é explorar a heterose. Os resultados da hibridação são mais

destacados quanto mais diferentes forem os grupos genéticos utilizados. Trabalhos

experimentais têm apontado melhor desempenho dos híbridos em relação aos puros

em condições de produção (CARVALHO et al., 2008). Na tabela 1, estão relacionados

alguns dos híbridos interespecíficos utilizados no Brasil.

Tabela 1. Hibridações frequentes realizadas em pisciculturas no Brasil.

Fonte: (Adaptado de Carvalho et al., 2008)

9

Os híbridos têm sido cultivados em todo o Brasil e já vêm sendo encontrados

na natureza provavelmente devido a escapes de pisciculturas. Existem preocupações

sobre seu impacto nas espécies naturais. (CARVALHO et al., 2008).

No caso de os híbridos serem férteis, os indivíduos podem se reproduzir,

predando ou disputando alimento com outras espécies. É também possível que ocorra

o cruzamento com espécies nativas, que, num caso extremo, poderia produzir uma

única população híbrida. Se os híbridos produzidos forem estéreis, como é comum na

maioria dos casos, o maior problema é a perda de material biológico. Quando um

macho híbrido faz a corte para o acasalamento, a fêmea natural libera óvulos que não

são fecundados, o que pode levar a um decréscimo populacional (ZANELLA, 2005).

3.2 Reprodução Artificial

A reprodução artificial é um dos métodos utilizados para concretização do

melhoramento genético. Em certas espécies já se têm o conhecimento e tecnologias

favoráveis que facilitam tal ação. Na piscicultura, algumas espécies se reproduzem

naturalmente e desovam em ambientes lênticos, no em tanto, outras necessitam

realizar a “piracema” para se reproduzir e demandam indução ambiental ou hormonal

para maturação final e liberação dos gametas (MURGAS et al., 2011).

No segundo grupo de espécies, são conhecidas como reofílicas, e nesses, o

mais comum é a administração de extrato bruto de hipófise de carpa (EBHC) ou de

hormônios sintéticos em peixes sexualmente maduros (COLPO et al., 2011). Porém,

a técnica de reprodução ainda é limitada para poucas espécies nativas, sendo

considerada um dos principais entraves da produção atual.

Para o sucesso da reprodução artificial é necessário seguir algumas etapas

básicas, estas descritas por Streit et al. (2012):

Preparação dos reprodutores, que deve iniciar antes da liberação de gametas. Os

animais devem ser bem manejados, qualidade de alimento, e água limpa, para que

possam gerar gametas de qualidade;

Deve se atentar na escolha de animais de famílias distintas, no sentido de manter

a variabilidade genética do plantel;

10

Identificação do plantel facilita o controle na hora de selecionar os reprodutores e

conhecer o potencial individual de cada um, descartando os menos produtivos;

Monitoramento genético, o cruzamento dos animais não deve ser aleatório, o que

poderá ocorrer um grande fator endogâmico (consanguinidade);

Evitar o estresse dos animais que serão induzidos é o principal fator a ser

considerado. O estresse sofrido pelos animais com as sucessivas passadas de

redes para a seleção sistematicamente leva a uma retenção dos ovócitos;

Quantidade de pessoas e equipamento adequados para apreensão dos

reprodutores. Pessoas que já tenham experiência em passar a rede, para que não

haja estresse dos animais. É interessante o uso de sacolas sempre contendo água

para captura até o transporte, para que os animais não sofram descamação e

consequentemente ferimentos;

Certificar que os animais estejam em condição ideal e aptos a reprodução, pois

caso estejam com problemas, certamente a indução hormonal não irá fazer efeito

e será um custo desnecessário.

A triagem dos reprodutores. As fêmeas devem apresentar abdômen abaulado,

flacidez da região ventral e papila urogenital bem irrigada de sangue, bastante

entumecida. Já os machos liberam algumas gotas de sêmen, quando

pressionados levemente no abdômen, no sentido do opérculo para o poro

urogenital.

O transporte dos animais do tanque para o laboratório deve ser bem rápido, em

sacolas contendo água em temperatura igual à do viveiro e oxigênio.

3.2.1. Indução hormonal

A indução hormonal, entre as técnicas é a que mais se destaca na reprodução

artificial de peixes reofílicos, que realizam a migração reprodutiva. Como estão em

represas, ou viveiros, os peixes deixam de receber estímulos externos, assim, não

havendo uma resposta endócrina apropriada para a maturação das gônadas final, e

os ovários se desenvolvem parcialmente. Entretanto, essa resposta endócrina pode

ser induzida através da manipulação ambiental ou aplicando substâncias análogas

aos estímulos hormonais (ANDRADE e YASUI, 2003).

11

O mais comumente utilizado é o extrato bruto de hipófise de carpa

(hipofisação), a técnica se baseia em aplicações intramusculares, principalmente na

base das nadadeiras peitorais e pélvicas. As fêmeas geralmente recebem duas

injeções de hormônio em intervalo de 8 a 12 horas em doses, respectivamente, de 0,5

e 5 mg/kg de fêmea. Os machos em geral recebem aplicação única simultaneamente

à segunda injeção nas fêmeas, em dose de 1 a 2 mg/kg de macho (INOUE et al.,

2009). Após calculado, a hipófise liofilizada e macerada com glicerina para facilitar e

diluída em soro fisiológico e aplicada nos reprodutores.

3.2.2. Extrusão dos gametas

Deve ocorrer depois de 10 a 14 horas da segunda indução hormonal das

fêmeas, medida em horas/grau (soma da temperatura a cada hora) e varia entre

diferentes espécies. Deve avaliar se as fêmeas estão aptas a desova e os machos

espermiando. Segundo Streit et al. (2012), os reprodutores devem ser retirados do

tanque calmamente, para que não haja perda de ovócitos. Em seguida, deve ser

colocado em uma superfície macia e realizar a massagem abdominal para retirada

dos óvulos da fêmea e esperma do macho.

Os óvulos são recolhidos em recipiente seco, para que não acorra perda de

viabilidade dos mesmos em contato com a água. Os óvulos de peixes possuem uma

estrutura chamada micrópila, que é a abertura por onde o espermatozoide deverá

fecunda-lo, pois, a maioria das espécies de peixe os espermatozóides não possuem

acrossoma. Quando em contato com a água, o óvulo hidrata e sua micrópila fecha

gradativamente e em torno de um minuto já é inviável a fecundação. Já os

espermatozoides, quando em contato com a agua têm tempo de motilidade

aproximadamente igual (ANDRADE E YASUI, 2003). O sêmen deve ser colocado

sobre os ovócitos recolhidos, atentando-se para quantidade afim de que não haja

problemas na fertilização dos óvulos.

12

3.2.3. Hidratação, ativação do sêmen e incubação

A hidratação é um processo importante, pois tem que utilizar a quantidade

correta de água para que todos espermatozoides sejam ativados e não dilua o sêmen,

que pode dificultar a penetração do espermatozóide na micrópila. O volume de água

deve ser em torno de dez vezes o ovócito. Após dois minutos da fecundação, os ovos

podem ser levados as incubadoras (STREIT et al., 2012).

Na incubadora, cuida se ao máximo para ter uma boa taxa de eclosão,

essencialmente uma água com boa qualidade (temperatura, oxigênio, pH, dureza,

alcalinidade, etc) e a velocidade de seu fluxo. Parâmetros como oxigênio, dureza e

alcalinidade são bem semelhantes para todas as espécies. O ideal é a utilização de

água com cerca de 5 mg a 7 mg de oxigênio dissolvido/litro, dureza e alcalinidade

acima de 30 mg/L, pH entre 7 e 8 e temperatura entre 26 ºC e 29 ºC (INOUE et al.

2009).

3.3. Larvicultura

O termo larva é aqui utilizado para indicar o período da vida do peixe

compreendido entre a eclosão e o enchimento da bexiga gasosa (GODINHO, 2007).

Em algumas horas ou alguns dias, as larvas abrem a boca e começam a se alimentar.

O saco vitelino é totalmente absorvido em aproximadamente dois a três dias e após

este período, apresentam sistema digestório funcional, bem como a bexiga natatória

inflada, e começam a nadar horizontalmente (KUBITZA, 2003). Neste momento, as

pós-larvas já podem ser transferidas para tanques de fibra de vidro em formato circular

ou retangular, geralmente com abastecimento de água em circuito fechado com

filtragem, termostato, aeração constante e alojadas em barracões totalmente vedados

contra a entrada de luz, pois sua incidência se mostra desaconselhável para esta fase

(INOUE et al., 2009).

A limpeza da incubadora é uma das partes mais importantes a ser realizada e

deve ser feita por uma pessoa treinada e com cuidado. O fluxo de água é cortado por

alguns minutos para que os resíduos do córion decantem, depois certificar se que as

larvas estejam na superfície da água e só assim desconectar a mangueira de

alimentação da incubadora, baixar-se o nível da água de forma a sifonar o resíduo

13

decantado, e após a mangueira é retornada imediatamente ao registro ajustando o

fluxo de água. O processo deve ser realizado o mais rápido possível, para que não

ocasione mortalidade das larvas (STREIT et al., 2012).

3.4. Alevinagem

Uma alevinagem bem feita pode contribuir para as fases subsequentes do

peixe, permitindo expressar todo seu potencial. A seguir será descrita algumas

observações que auxiliam um bom andamento da fase de alevinagem.

A densidade de estocagem deve ser reduzida para o início do fornecimento de

ração artificial e a frequência alimentar nesta fase é bastante variável, fracionando a

alimentação entre seis e dez vezes ao dia (INOUE et al. 2009) dependo de cada

espécie. O arraçoamento nessa fase é mais frequente, com menor granulação da

ração e maiores teores de proteína para suprir as necessidades dos peixes na fase

inicial. A distribuição nos viveiros também é importante, para que não favoreça os

dominantes. Além disso, observar sempre o comportamento no momento do

arraçoamento, o que é influenciado principalmente pela qualidade da água e o estado

sanitário dos animais. Manter a constância nos horários e locais de alimentação é uma

prática desejada, para que os peixes rapidamente fiquem condicionados ao trato

(KUBITZA, 2004)

Nessa fase, também se efetua a aclimatação dos alevinos de espécies de

habito noturno ao ambiente com maior iluminação.

Dessa forma, visando aprofundar o aprendizado e adquirir maior experiência

nessas áreas descritas acima buscou-se realizar o estágio numa empresa que

abordassem esses temas supracitados.

14

4. RELATÓRIO DE ESTÁGIO

O estágio foi realizado na Chácara Bom Futuro, no Núcleo de pesquisa Bom

Futuro genética de peixes, localizado no Coxipó do Ouro em Cuiabá, Mato Grosso, no

período de março a maio de 2017, com carga horária semanal de 30 horas. O estágio

foi supervisionado pelo Zootecnista Darci Carlos Fornari e acompanhado pela

Zootecnista Franciele.

As instalações físicas da piscicultura Bom Futuro, possuem grande espaço físico,

com estruturas modernas, e em perfeitas condições para a reprodução e

melhoramento genético de qualidade, gerando assim uma grande expectativa do

proprietário de retorno significativo sobre incremento na produção.

A piscicultura também conta com ótimos profissionais e uma equipe de trabalho

qualificada possuindo grande experiência na área. Para início de estágio, o

conhecimento de toda as instalações e da equipe de trabalho foi excepcional no

desenvolvimento e compreensão das atividades realizadas, obtendo um maior

rendimento de aprendizado.

O espaço possui uma área de lâmina d’água de 9,54 ha. Essa área é dividida

entre reservatórios e viveiros, sendo 6,10 ha de reservatório de água, divido em 3, um

com 2,60 ha, outro com 2,20 ha, e mais um com 1,30 ha (Figura 2; Figura 3). E os

outros 3,44 ha de lâmina é dividido em viveiros contando com 21 viveiros maiores

abrigando famílias de Tambaqui, Cachara e o “Pintado Amazônico” em fase de cria,

engorda e seus reprodutores, e 85 viveiros menores de unidades experimentais, que

abrigam famílias em fase de pós larvas e alevinagem (Figura 4; Figura 5).

15

Figura 16. Planta da chácara Bom Futuro melhoramento genético de peixes

Fonte: arquivo pessoal

Figura 17. Reservatórios de água da chácara Bom-Futuro

Fonte: arquivo pessoal

16

Figura 18. Viveiros maiores que abrigam peixes em fase de cria, engorda e reprodutores

Fonte: arquivo pessoal

Figura 19. Viveiros menores que abrigam peixes em fase de pós-larvas e alevinagem

Fonte: arquivo pessoal

O empreendimento é relativamente novo, tendo iniciado em novembro de 2016.

Conta com uma ótima infraestrura, porém, não estava concluído 100% das obras

dadas na planta. Entretanto, havia uma estrutura física para dar o suporte necessário

ao início do projeto de melhoramento. Este contava com:

17

Alojamento, para funcionários que residam na chácara;

Refeitório e espaço de descanso, para que os funcionários pudessem se

alimentar e descansar e assim ter um dia mais produtivo;

Laboratório, local efetivo onde foi realizado o estágio (Figura 6), destinado

a reprodução.

Figura 20. Vista do exterior do laboratório de reprodução

Fonte: Arquivo pessoal

Figura 21. Vista interna do laboratório de reprodução

Fonte: arquivo pessoal

O laboratório conta com um escritório na parte frontal para recepção, uma sala

para guardar equipamentos e produtos, uma sala de armazenamento de ração

(Figura 8), uma sala para produção de Artêmia Salina (Figura 9), uma sala de tanques

18

de espera (Figura 10), e a sala central que conta com incubadoras e tanques para

larvicultura (Figura 7).

Figura 22 . Sala de armazenamento de ração

Fonte: arquivo pessoal Figura 23. Sala de produção de Artêmia Salina

Fonte: arquivo pessoal

19

Figura 24. Tanques de espera empregados na estocagem dos reprodutores antes da reprodução

Fonte: arquivo pessoal

Equipamentos utilizados na piscicultura:

Oxímetro e kits de pH: necessários no monitoramento da qualidade da água.

Redes e sacolas: utilizados na despesca, transporte dos reprodutores e

triagem dos alevinos (Figura 11);

Caixa de transporte: Para segurança dos peixes no transporte em maiores

distãncias (Figura 12);

Incubadoras de 200 litros: utilizadas para eclosão, larvicultura (Figura 13);

Incubadoras de 60 litros: para produção de Artêmia Salina (Figura 13);

Cilindro de oxigênio: utilizado no momento de transporte dos peixes e

produção de Artêmia Salina;

Balanças: utilizadas nas biometrias e pesagens das rações (Figura 14);

20

Figura 25. Redes e sacolas utilizadas na piscicultura Bom Futuro

Fonte: arquivo pessoal

Figura 26. Caixas de transporte de peixes

Fonte: arquivo pessoal

21

Figura 27. Incubadoras para eclosão de larvas de peixes (A) de Artêmias Salina (B)

Fonte: arquivo pessoal

Figura 28. Balança de precisão (A) e balança portátil (B)

Fonte: Arquivo pessoal

O núcleo de pesquisa Bom Futuro genética de peixes – Coxipó do Ouro visa

aprimorar os peixes nativos a partir do melhoramento genético. Atualmente sendo

realizado projetos com Tambaqui (Colossoma macropomum), Cachara

(Pseudoplatystoma fasciatum) e Jundiá (Leiarius marmoratus) de linhagens puras na

22

formação de famílias, e híbrido de Cachara com Jundiá na formação do pintado

amazônico. Ambas espécies melhoradas no núcleo são de grande aceitação na região

centro-oeste.

23

5. ATIVIDADES DESENVOLVIDAS E DISCUSSÃO

As atividades foram desenvolvidas no laboratório de reprodução,

acompanhadas todo momento para conhecimento prático do referencial teórico visto

em sala de aula. Abaixo estão listadas as atividades exercidas:

Seleção de reprodutores;

Indução hormonal;

Fertilização e hidratação dos ovos;

Incubação artificial dos ovos;

Limpeza, desinfecção e manutenção de incubadoras e tanques;

Produção de Náuplios Artêmia Salina;

Arraçoamento de larvas, pós larvas e alevinos;

Triagem e transferência das larvas;

Reprodução Artificial

O estágio foi conduzido na época final de reprodução natural dos peixes, entre

março e maio, dificultando um pouco o processo de reprodução artificial, porém, ainda

foi realizado duas safras da reprodução. Uma de tambaqui (Colossoma

macropomum), e outra de Cachara (Pseudoplatystoma fasciatum) puros para

formação de famílias, e cruzamento intragenéricos da Cachara fêmea com o macho

do Jundiá (Leiarius marmoratus) na formação do Pintado Amazonico.

5.1 Seleção de Reprodutores

Os reprodutores ficam estocados em viveiros escavados separados, alguns

fora da chácara Bom-Futuro Coxipó do Ouro, sendo capturados e transportados em

caixas de transporte com oxigênio, como orientado na literatura.

Para seleção dos reprodutores foi passado a rede nos viveiros (Figura 15) e

analisados os aspectos morfológicos reprodutivos para ver se os peixes estavam

aptos a reprodução (Figura 16). As fêmeas devem estar com o abdômen dilatado e

flácidos, e a papila entumecida, e os machos após uma leve pressão abdominal

24

liberam pequena quantidade de sêmen, como citado por Filho e Weingartner (2007),

características estas que representam que os peixes estão aptos a reprodução. Nos

Tambaquis foi mais evidente a papila urogenital entumecida da fêmea do que nas

espécies de surubins.

Também foi utilizada uma cânula introduzida no poro urogenital (Figura 17)

para analisar o estágio de maturação dos ovócitos das fêmeas (Figura 18), que devem

estar transparentes e brilhosos.

Após a seleção, os peixes foram levados ao laboratório e estocados

conjuntamente (macho e fêmea) em um tanque de espera, e sinalizados com uma fita

de cores diferentes para cada gênero.

Figura 15. Captura com rede nos viveiros de matrizes para seleção de reprodutores

Fonte: Arquivo pessoal

25

Figura 16. Análise de matrizes para reprodução

Fonte: Arquivo Pessoal

Figura 17. Cânula Urogenital utilizado na análise do estágio de maturação dos ovócitos

Fonte: Arquivo pessoal

26

Figura 18. Análise de maturação dos ovócitos das fêmeas

Fonte: Arquivo pessoal.

5.2. Indução Hormonal

O desenvolvimento de técnicas de indução contribui para o aumento da

produção de peixes em cativeiro (LIMA et al., 2013), a técnica da hipofisação foi

utilizada no laboratório para reprodução dos peixes.

Os reprodutores após serem recebidos, foram identificados através do

microchip e pesados para preparação hormonal (Figura 19). O processo de

preparação do hormônio foi comum para as espécies a serem reproduzidas.

O hormônio utilizado foi o extrato bruto de hipófise de carpa (EBCH) (Figura

20). A hipófise foi pesada de acordo com o peso de matrizes e reprodutores, logo em

seguida, colocada em um recipiente para ser macerada com auxílio de 3 gotas de

glicerina (Figura 21). Após a hipófise estar macerada, a mesma foi diluída em solução

fisiológica 0,9% NaCl (cerca de 0,5 ml de soro para cada kg de peixe). Feito o

procedimento, a solução foi transferida para seringa e dividida na hora da aplicação

de acordo com o cálculo de cada animal.

27

Para fêmeas foram administrado 5,5 mg/kg em duas doses, 0,5mg/kg (referente

a 10% da dose total) na primeira, e após 12 horas foi injetado a segunda de 5 mg/kg

(equivalente aos 90% da dose total). A administração da primeira dose é necessária

para estimular os receptores hormonais e aumentar a ação da segunda dose (LIMA

et al., 2013).

Os machos receberam duas doses também, 0,5 mg/kg na primeira dose e 2

mg/kg na segunda dose, um pouco divergente da literatura onde Streit (2012)

recomenda 1 a 2 mg/kg em uma dose única, administrado juntamente com a segunda

dose da fêmea.

Segundo a Zootecnista Franciele, aplicação foi feita em duas doses em

machos que não estavam espermiando tão bem, por estarem no final do período

reprodutivo. A aplicação foi feita na base da nadadeira pélvica dos Tambaquis e

intramuscular nos Surubins.

A prostaglandina também foi utilizada nas fêmeas, por estarem no final do

período de reprodução, administrado em 2mL por peixe. A prostaglandina está

relacionada no processo de ovulação, de modo que, este hormônio possa

potencializar o processo de desova em peixes reofílicos nativos (URBINATI, 2012).

Porém, existem poucos estudos relacionados utilização, dosagem e eficácia do

hormônio em peixes.

Figura 19. Pesagens dos reprodutores para preparação da dosagem hormonal

Fonte: arquivo pessoal

28

Figura 20. Extrato bruto de hipófise de Carpa utilizado na indução hormonal da piscicultura

Fonte: arquivo pessoal

Figura 21. Kit utilizado para preparação do hormônio para aplicação nos reprodutores

Fonte: arquivo pessoal

29

5.3. Fertilização e hidratação dos ovos

Após a aplicação da segunda dose hormonal foi a feita a contagem de

horas/graus para saber o momento aproximado da desova. Correlacionando-se as

horas/grau de cada espécie, como exemplificado na (Tabela 2), pela média da

temperatura da água (KUBITZA, 2009). Quando o valor estivesse próximo ao de

referência para a espécie (Tambaqui ou Cachara), as fêmeas eram avaliadas quanto

à qualidade de seus ovócitos, através de uma leve pressão no abdômen verificando a

sua liberação. Essa verificação é necessária para que não haja a liberação desses

ovócitos no tanque.

Em algumas pisciculturas é utilizado a suturar a papila urogenital para que não

haja a liberação desses gametas, entretanto, no laboratório foi utilizado somente o

método de observação.

Tabela 2. Valores da hora-grau e tempo aproximado para ocorrência da ovulação após indução hormonal de algumas espécies de peixes

Fonte: Adaptado de KUBITZA (2004)

Os peixes foram retirados dos tanques com uma toalha e colocados sobre uma

superfície macia, como recomendado por Streit (2012), para que não ocorresse lesões

nos reprodutores. Após foi feita a massagem no abdômen para liberação dos

gametas. Em algumas literaturas recomenda se anestesiar os peixes para que não

haja estresse e não afete a fertilização dos gametas, porém, esse método não foi

utilizado na reprodução dos peixes em questão.

Primeiro foi feito a extrusão dos ovócitos femininos (Figura 22), o abdômen foi

seco com um papel toalha, e realizado a pressão do ventre na direção ântero-

posterior, até a visível remoção da máxima quantidade possível de ovócitos, assim

30

coletados e colocados em recipiente seco. Posteriormente, realizou-se a espermiação

do macho, que também foi seco o abdômen, e através da compressão em mesma

direção da fêmea, até a liberação do sêmen, coletados com uma seringa (Figura 23).

O cuidado de secar é excepcional para que se tenha uma boa taxa de

fertilização, pois os ovócitos quando hidratados fecham o orifício por onde o

espermatozóide fecunda o ovócito, chamado de micrópila, e também, ocorrerá à

inatividade dos espermatozóides em virtude da elevada concentração de potássio no

sêmen, ou seja, a hidratação ativa o esperma e sua motilidade diminui com o tempo

e a capacidade de fecundação reduz, consequentemente, a região genital dos animais

deve estar seca (LIMA et al., 2013).

Os espermatozóides e ovócitos foram misturados (Figura 24), e nesse

momento foi adicionado água para ocorrer a fecundação, com a abertura da micrópila

e ativação do espermatozoide (GODINHO, 2007).

Figura 22. Extrusão dos gametas femininos

Fonte: arquivo pessoal

31

Figura 23. Espermiação dos gametas masculino

Fonte: arquivo pessoal

Figura 24. Mistura dos espermatozóides e ovócitos dos peixes

Fonte: arquivo pessoal

32

5.4 Incubação artificial dos ovos

Após a fertilização os ovos eram colocados imediatamente em incubadoras de

fibra de vidro em formato cilíndrico-cônicas com capacidade de 200 litros, na

proporção de 200 g de ovos por incubadora, com fluxo de água contínuo, onde

permaneceram em suspensão durante o período inicial da larviculturas, para que não

houvesse choque mecânico ou ocasiona-se a aderência dos ovos.

Após a eclosão das larvas, foi feita a limpeza das cascas e ovos gorados com

uma peneira. Essa limpeza é fundamental para uma boa taxa de sobrevivência das

larvas, e é importante que a limpeza ocorra o mais rápido possível para evitar

problemas com o surgimento de bactérias e fungos como o Saprolegnia. Esses fatores

provocam diminuição de oxigênio e causa mortalidade das larvas (ROCHA, 2013).

5.5 Limpeza, desinfecção e manutenção de incubadoras e tanques

A proliferação de doenças tem se tornado um grande obstáculo na produção

da piscicultura (KUBITZA, 2009). Como o ambiente de cultivo, o de alimentação e

excreção do peixe é o mesmo, os cuidados devem ser redobrados, evitando a

dizimação do plantel. A recomendação é adotar boas práticas de manejo sanitário

com o intuito de minimizar a ocorrência de doenças, já que é praticamente impossível

manter um ambiente livre de patógeno na criação, buscando sempre manter

adequadas condições para o bom desenvolvimento e saúde dos peixes (KUBITZA,

2009)

A limpeza das incubadoras foi feita diariamente, para proporcionar melhor

qualidade de água e o desenvolvimento das larvas se dessem ao máximo. O fluxo de

água foi desligado para decantar a sujeira no fundo da incubadora, desconectando-se

a fonte de água e assim liberando a sujeira decantada. A água caía sobre um balde

com telas para que nenhuma larva se perdesse no momento do descarte da sujeira

(Figura 25). O nível da água da incubadora consequentemente diminuía, podendo

assim ser retirada a tela de proteção da incubadora para uma limpeza rápida.

Entre uma reprodução e outra realizava-se a desinfecção das incubadoras

utilizando desinfetante em pó (hipoclorito de sódio), diluído em 20 litros de água. Após

33

a aplicação, o produto agia em torno de 20 a 30 minutos e foi retirado, reenchendo as

incubadoras se necessário novamente.

Figura 25. Verificação dos resíduos da limpeza para certeza de isenção de larvas descartadas

Fonte: arquivo pessoal

Os tanques de polietileno foram limpos antes de receber as larvas com água e

sabão, e após a inserção, a limpeza foi feita em dias intercalados por sifonação. As

larvas nos taques por estarem em treinamento alimentar, o arraçoamento era feito a

lanço em cima d’água e após um período o alimento decantava, proporcionando um

grande desperdício de alimento, poluindo muito o ambiente de criação, e necessitava-

se de limpeza diária, porém, com as atividades corriqueiras do dia foi inviável essa

limpeza diariamente.

O sal pode ser utilizado no manejo sanitário, e foi aplicado nos tanques de

polietileno antes da inserção das larvas e após o transporte. Com vários benefícios

citado por Kubitza (2007), os protozoários (Íctio, trichodinideos, Epistylis, entre outros),

dinoflagelados (como o Piscinoodinium) e os monogenóides (Dactylogyrus,

Gyrodactylus, Cleidodiscus e outros) podem ser combatidos com banhos rápidos e

concentrado em água salgada (acima de 20 a 30g de sal por litro). Esses parasitos

causam severas infestações e injúrias prejudicando a osmorregulação.

34

5.6 Produção de Náuplios de Artêmia Salina

A Artêmia é um microcrustácio utilizado na alimentação de peixes em estado

larval e tem conquistado um lugar de destaque na aquicultura mundial. Hoje é

considerado um alimento praticamente indispensável nas larviculturas devido

principalmente à facilidade com que pode ser estocado sob forma de cistos e ao seu

elevado valor nutricional (VINATEA, 2017).

Espécie como Cachara e Pintado Amazônico, que faz parte do projeto no

laboratório, tem preferência por alimento vivo (piscívoras), sendo assim, a Artêmia é

uma ótima opção de alimento de substituição sendo produzida na piscicultura para

alimentação dos mesmos.

Sob condições controladas o cultivo foi na modalidade sistema “batch” ou de

circuito fechado, onde não existe renovação de água e, na densidade em torno de

10.000 artêmias/litro.

Os cistos foram colocados na incubadora (cerca de 2,5 g/L) com água e sal

(30g/L), por serem crustáceos de água salgada e necessitarem de uma salinidade

maior. As incubadoras foram ligadas à compressores que fazem a oxigenação da

água (Figura 26). A eclosão dos cistos ocorre 24 horas após, e os náuplios foram

fornecidos nas incubadoras.

Para o processo de eclosão ocorrer mais rápido, é necessário fazer o processo

de desencapsulação dos cistos. Esse processo foi feito devido problemas ocorridos

na oxigenação das incubadoras, onde os compressores não funcionaram o que

ocasionou a não eclosão dos cistos. O processo consiste em retirar a cápsula do cisto

com água sanitária e incubá-los novamente (Figura 27), isso reduz em metade do

tempo necessário para eclosão.

35

Figura 26. Incubação de cistos de Artêmias Salina

Fonte: arquivo pessoal

Figura 27. Processo de desencapsulação do cisto de Artêmia Salina

Fonte: Arquivo pessoal

36

5.7 Arraçoamento de larvas, pós larvas e alevinos

Considerando que a taxa de arraçoamento influência diretamente no crescimento

e na eficiência alimentar de uma espécie, os estudos das necessidades nutricionais

de peixes devem ser conduzidos na melhor taxa de arraçoamento possível, a fim de

evitar o mascaramento das necessidades dos nutrientes (KUBITZA, 2009). Para

larvas e alevinos o arraçoamento deve ser mais frequente e com partículas pequenas,

devido sua anatomia (KUBITZA, 2003).

O arraçoamento acontecia de formas diferentes para espécies onívoras (Tambaqui

e Jundiá) e carnívoras (Cachara) e Pintado Amazônico, devido suas necessidades e

hábitos alimentares diferentes.

As larvas de Tambaqui foram alimentadas oito vezes durante o dia, com ração em

pó com 45% de PB, e o filtro era ajustado para que os zooplânctons pudessem passar

e servir de alimento também. As larvas ficavam por 5 dias nas incubadoras e foram

transferidas para os viveiros escavados.

No viveiro o arraçoamento era realizado duas vezes no dia, de acordo com a leitura

do oxigênio dissolvido na água. A mensuração era feita pela manhã e se o oxigênio

dissolvido estivesse menos que 2 mg/L, o arraçoamento era suspenso, da mesma

forma realizado pela tarde, mas se a leitura estivesse menos que 4 mg/L. o

arraçoamento era suspenso também. A ração ofertada nos viveiros era em pó (Figura

28), com 45% de proteína bruta, considerado correto de acordo com Kubitza (2009)

que recomenda de 40 a 50% de PB para espécies onívoras.

As larvas de Cachara e Pintado amazônico foram alimentadas 6 vezes durante a

noite, por serem de hábito noturno, sendo 3 vezes ofertado Artêmia Salina e 3 vezes

ração em pó com 45% de PB. Durante o dia também foram arraçoados para evitar

canibalismo, o que é muito comum na espécie, e para o início do condicionamento

alimentar durante o dia. Foi ofertado alimento 2 vezes ao dia, uma com Náuplios de

Artêmia Salina e outra com ração, o filtro também foi ajustado para que os

zooplânctons pudessem passar para a incubadora.

Quando transferidas para os tanques de polietileno, para condicionamento com

ração, foram arraçoados oito vezes durante o dia. A ração em pó contendo 45% de

37

proteína bruta foi misturada com gema de ovo (Figura 29) para melhor aceitabilidade,

e a gema foi diminuída gradativamente até que os peixes estivessem aceitando bem

a ração. Após o condicionamento alimentar, de 5 dias, as larvas foram transferidas

para os viveiros escavados e a alimentação foi somente com ração em pó, como o

arraçoamento do Tambaqui, que foi feito de acordo com a leitura de oxigênio

dissolvido na água.

Nas incubadoras, tanques e viveiros, por não serem de grande extensão, o

arraçoamento foi feito manualmente, com um pegador de quantidade exata a ser

ofertada a cada refeição, e foi espalhado por toda extensão como recomenda Kubitza,

(2009). A cada dois viveiros tinha um barril de armazenamento de rração para

facilitação o manejo (Figura 30).

O arraçoamento feito na piscicultura era correto, de acordo com as premissas

seguidas por Kubitza (2009), em relação a frequência de alimentação, tamanho de

partícula de peletes e porcentagem de proteína bruta, representadas na (Figura 31).

Figura 28. Ração em pó ofertada para as larvas de Tambaqui

Fonte: arquivo pessoal

38

Figura 29. Ração com gema de ovo para condicionamento das larvas de surubins

Fonte: arquivo pessoal

Figura 30. Barril de armazenamento de ração próximo aos viveiros

Fonte: arquivo pessoal

39

Figura 31. Sugestão de estratégia nutricional e alimentar para peixes onívoros (em amarelo) e carnívoros (em azul)

Fonte: Kubitza, 2009.

5.8 Triagem e transferência das larvas

As larvas de Tambaqui permaneciam na incubadora por cinco dias após a

eclosão dos ovos, e logo foram transferidas para os viveiros escavados.

As larvas de surubins permaneciam por mais tempo na incubadora, cerca de

dez dias e eram transferidas para os tanques de polietileno de 2000L. Como estas

espécies é muito comum ocorrer canibalismo por serem predadoras, as larvas foram

separadas por tamanho (triagem dos animais maiores, que seriam os possíveis

canibais). A água da incubadora caia diretamente em um balde de fibra de vidro com

tela (Figura 32), podendo ser observado os maiores e assim retirados formando um

novo lote.

Para evitar o canibalismo, também usavam o método do animal “nadar no

alimento”, que consistia em deixar alimento prontamente disponível, a probabilidade

dos animais se predarem era menor, segundo a Zootecnista Franciele.

40

As larvas de surubins ficavam no tanque por 5 dias para treinamento alimentar,

e foi feita a triagem novamente (Figura 33) e transferidos para os viveiros escavados.

Para a transferência foi utilizado sacolas de plástico onde foram colocadas as larvas

e adicionado oxigênio (Figura 34).

Inoue et al. (2009) ressalta a importância da classificação periódica dos

alevinos de surubins, por tamanho, para redução das ocorrências de canibalismo e

recomenda-se essa triagem de 7 a 10 dias.

Figura 32. Balde de fibra de vidro utilizado para triagem das larvas

Fonte: arquivo pessoal

41

Figura 33. Triagem das larvas de surubins

Fonte: arquivo pessoal

Figura 34. Sacolas com oxigênio para transferência das larvas dos tanques para os viveiros

escavado

Fonte: arquivo pessoal

42

Em alguns momentos foram observados alguns manejos que poderiam ser melhor

executados seguindo a literatura e o que foi aprendido na sala de aula. Foi observado,

por exemplo, que um dos tanques estavam eutrofizados (Figura 35), devido à grande

quantidade de matéria orgânica presente no ambiente de cultivo. Neste caso é

indicado o uso da renovação da água do viveiro.

A alta carga orgânica no ambiente de cultivo geralmente causa baixo oxigênio

dissolvido, e a exposição prolongada ao baixo oxigênio dissolvido e a compostos

tóxicos como a amônia e o nitrito, prejudicam o crescimento e reduz a resistência dos

peixes às doenças (KUBITIZA, 2009).

Figura 35. Viveiro eutrofizado.

Fonte: arquivo pessoal

43

6. CONSIDERAÇÕES FINAIS

A realização do estágio supervisionado na Chácara Bom Futuro Melhoramento

Genético de Peixes possibilitou vivenciar na prática vários aspectos teóricos vistos

durante o curso.

O estágio foi uma oportunidade ímpar no início da minha caminhada

profissional, aprendendo com cada funcionário da fazenda em seus diferentes níveis

acadêmicos, dividindo conhecimentos, aprimorando a relação interpessoal que é

necessário no meio profissional, e mesmo sendo por um tempo relativamente curto,

foi muito edificante.

Em relação à área de melhoramento genético de peixes, por ser um Núcleo de

Pesquisa que está no início e em desenvolvimento, ainda não há grandes avanços

nos experimentos atuais. Assim, foi constatada a necessidade de ter um maior

incentivo nas instituições de ensino e pesquisa, produtores, e técnicos sobre a

importância econômica de realizar o melhoramento genético na piscicultura de peixes

nativos.

44

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