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UNIVERSIDADE FEDERAL DO CEARÁ CENTRO DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS DEPARTAMENTO DE FITOTECNIA PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM AGRONOMIA/FITOTECNIA LINEKER DE SOUSA LOPES CONDICIONAMENTO FISIOLÓGICO DE SEMENTES DE MAMONA COMO MEIO DE ATENUAR OS EFEITOS DO ESTRESSE SALINO NA GERMINAÇÃO E ESTABELECIMENTO DA PLÂNTULA FORTALEZA 2013
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UNIVERSIDADE FEDERAL DO CEARÁ
CENTRO DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS
DEPARTAMENTO DE FITOTECNIA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM AGRONOMIA/FITOTECNIA
LINEKER DE SOUSA LOPES
CONDICIONAMENTO FISIOLÓGICO DE SEMENTES DE MAMONA COMO
MEIO DE ATENUAR OS EFEITOS DO ESTRESSE SALINO NA
GERMINAÇÃO E ESTABELECIMENTO DA PLÂNTULA
FORTALEZA
2013
LINEKER DE SOUSA LOPES
CONDICIONAMENTO FISIOLÓGICO DE SEMENTES DE MAMONA COMO
MEIO DE ATENUAR OS EFEITOS DO ESTRESSE SALINO NA
GERMINAÇÃO E ESTABELECIMENTO DA PLÂNTULA
Dissertação de mestrado apresentada ao
Programa de Pós-Graduação em
Agronomia/Fitotecnia, da Universidade
Federal do Ceará, como requisito parcial
para obtenção do Título de Mestre em
Agronomia. Área de concentração:
Fitotecnia.
Orientador: Prof. Dr. Enéas Gomes Filho
FORTALEZA
2013
Dados Internacionais de Catalogação na Publicação
Universidade Federal do Ceará
Biblioteca de Ciências Humanas
L854c Lopes, Lineker de Sousa.
Condicionamento fisiológico de sementes de mamona como meio de atenuar os efeitos
do estresse salino na germinação e estabelecimento da plântula / Lineker de Sousa Lopes. –
2013.
94 f. : il. color., enc. ; 30 cm.
Dissertação (mestrado) – Universidade Federal do Ceará, Centro de Ciências Agrárias,
Departamento de Fitotecnia, Programa de Pós-Graduação em Agronimia/Fitotecnia,
Fortaleza, 2013.
Área de Concentração: Fisiologia de Sementes.
Orientação: Prof. Dr. Enéas Gomes Filho.
1. Ricinus communis. 2. Salinidade. 3. Condicionamento fisiológico. 4. Estresse
oxidativo. . Título.
CDD
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LINEKER DE SOUSA LOPES
CONDICIONAMENTO FISIOLÓGICO DE SEMENTES DE MAMONA COMO
MEIO DE ATENUAR OS EFEITOS DO ESTRESSE SALINO NA GERMINAÇÃO E
ESTABELECIMENTO DA PLÂNTULA
Dissertação de mestrado apresentada ao
Programa de Pós-Graduação em
Agronomia/Fitotecnia, da Universidade
Federal do Ceará, como requisito parcial
para obtenção do Título de Mestre em
Agronomia. Área de concentração:
Fitotecnia.
Aprovada em 27/02/2013.
Ao Pai de toda criação, Jeová.
A meus pais, Francisco José e Gêrda.
AGRADECIMENTOS
À FUNCAP, pelo apoio financeiro com a manutenção da bolsa de mestrado.
Ao INCTsal, pelo apoio financeiro.
Ao professor Enéas Gomes Filho pela fundamental orientação, amizade, confiança e
incentivo à minha formação.
Aos professores participantes da Banca examinadora, Prof. Dr. Marlos Alves Bezerra e
Prof. Dr. Alexandre Bosco de Oliveira, pelo tempo concedido, pelo valiosas
colaborações e sugestões.
Aos professores e funcionários dos departamentos de Fitotecnia e de Bioquímica e
Biologia Molecular, que direta ou indiretamente auxiliaram na minha formação
científica.
Ao PET-Agronomia que em muito contribuiu para minha formação acadêmica durante a
graduação.
Ao meu pai, Francisco José Lopes, pela educação, incentivo, companheirismo,
sabedoria, compreensão e confiança.
À minha mãe, Maria Gêrda Araújo de Sousa Lopes, pelo esforço, educação, incentivo,
companheirismo, sabedoria e compreensão.
Aos meus avôs, Adelson Araújo e Estevão Lopes (in memorian).
Às minhas avós, Teresa Araújo e Aurelina Lopes.
À minha irmã, Alynne Lopes, pelo apoio e amizade.
À Camila Brasil, pelo amor, companheirismo e compreensão.
À Alan Martins, pela amizade.
Aos meus primos, Ygor e Iuri Alves, pela amizade e ajuda.
À Viviane Ruppenthal, Elton Marques e Franklin Aragão, pela ajuda e amizade.
Aos demais componentes do grupo de Fisiologia Vegetal: Prof. Dr. José Tarquínio
Prisco, Prof. Dr. Joaquim Enéas Filho, Alexcyane Feijão,Carlos Eduardo, Cibele
Gadelha, Daniel Oliveira, Elaine Angelim, Elton Marques, Gyedre Araújo, Jones Vidal,
Luckas Huriel, Michella Albuquerque, Nara Lídia, Nathalia Amaral, Paulo André,
Rafael Miranda, Thalita Montoril, Thiago Augusto, Valdinéia Soares e Víctor Castro
pela amizade e convivência.
“Nenhuma grande descoberta foi
feita jamais sem um palpite ousado”
Sir Isaac Newton
LOPES, L. S. Condicionamento fisiológico de sementes de mamona como meio de
atenuar os efeitos do estresse salino na germinação e estabelecimento da plântula.
Orientador: Enéas Gomes Filho. Fortaleza: ufc. 90f. (dissertação)
RESUMO
A mamona (Ricinus communis) é uma cultura em ascensão que precisa de técnicas de
produção adequadas à suas condições de cultivo e ao seu nicho de mercado. Essa
cultura tem sido estudada com a finalidade de melhor adequá-la às condições ambientais
do Norte e Nordeste brasileiros, regiões estas com problemas vigentes e potenciais de
salinidade. Desse modo, a caracterização dos efeitos deletérios da salinidade em
sementes e plântulas de mamona e a avaliação do uso das técnicas de condicionamento
fisiológico de sementes podem convergir em uma forma de se reduzir custos com
replantios, uniformizar a plantação e preparar as plântulas para melhor enfrentar o
estresse salino. O objetivo geral da pesquisa foi caracterizar os efeitos deletérios da
salinidade em sementes de mamona e avaliar o uso das técnicas de condicionamento
fisiológico de sementes como meio de minimizá-los. A salinidade afetou a germinação
das sementes de mamona cv. BRS-Energia apenas a partir do Ψs de -0,4 MPa de
soluções de NaCl, porém, o crescimento das plântulas foi afetado sob Ψs de -0,16 MPa.
A curva de embebição de água pelas sementes sob salinidade, mostrou-se desacelerada
com o tempo de exposição à salinidade. A atividade da enzima dismutase do superóxido
não foi afetada da salinidade, enquanto das enzimas catalase e peroxidase do ascorbato
foram responsivas à salinidade. Não foi detectada atividade da enzima peroxidase do
guaiacol nas sementes de mamona. Apesar dos osmocondicionamentos com CaCl2,
NaNO2 e PEG-6000, testados sob condições salinas, terem demonstrado bons
resultados, o condicionante com maior destaque foi o NaNO3, sendo este portanto o
mais recomendado para as sementes de mamona cv. BRS-Energia.
Palavras-chave: Ricinus communis. Salinidade. Condicionamento fisiológico. Estresse
oxidativo. Enzimas antioxidativas.
LOPES, L. S. Priming of castor bean seeds as a means of mitigating the effects of
salt stress on germination and seedling establishment. Leader: Enéas Gomes Filho.
Fortaleza: UFC. 90f. (dissertation)
ABSTRAT
Castor bean (Ricinus communis) is a rise culture that needs production techniques
appropriate to its growth conditions and niche market. Several researches have been
conduct to adapt its development in the North and Northeast regions of the Brazil,
which are regions with increase salinity problem. Thus, the seed and seedling salinity
effects characterization and the evaluation of seed priming techniques can reduce the
replanting costs and improve emergency uniformity, preparing the plant to response the
salt stress. The overall objective of the research was to characterize the deleterious
effects of salinity on castor bean seeds and evaluate the use of the techniques of seed
priming as a means of minimizing them. Salinity affected the germination of castor
bean cv. Energy only from the osmotic potential (Ψs) of -0.4 MPa, but seedling growth
was affect under Ψs of -0.16 MPa. The water imbibition curve by the seed under salinity
was decelerate with time of exposure to salinity. The enzymatic activity of superoxide
dismutase are independent of salinity, while catalase and ascorbate peroxidase was
responsive to salinity. There were no detectable enzyme activity of guaiacol peroxidase
in the seeds of castor bean. However, despite osmopriming with CaCl2, NaNO2 and
PEG-6000, tested under saline conditions, have shown good results, most notably the
priming was NaNO3, this being the most recommended as priming to castor bean seeds.
Keywords: Ricinus communis. Salinity. Priming. Oxidative stress. Antioxidative
enzymes.
SUMÁRIO
1. INTRODUÇÃO ..................................................................................................... 16
2. REVISÃO DE LITERATURA ............................................................................ 19
2.1. A mamona ............................................................................................................. 19
2.1.1. Cultivares de mamona ............................................................................................ 19
2.1.2. Aplicabilidade da Mamona .................................................................................... 20
2.2. Salinidade .............................................................................................................. 21
2.2.1. Salinidade na agricultura ........................................................................................ 21
2.2.2. Impacto do estresse salino sobre a cultura da mamona.......................................... 22
2.3. Estresse oxidativo.................................................................................................. 23
2.3.1. Indicadores de estresse oxidativo ........................................................................... 23
2.3.2. Atuação das ROS ................................................................................................... 24
2.3.3. Mecanismos enzimáticos de eliminação das ROS ................................................. 27
2.4. Tecnologia de sementes ........................................................................................ 29
2.4.1. Qualidade de sementes ........................................................................................... 29
2.4.2. Dormência, germinação e vigor de sementes ......................................................... 30
2.4.3. Curva de embebição ............................................................................................... 31
2.4.4. Condicionamento de sementes ............................................................................... 32
3. MATERIAL E MÉTODOS .................................................................................. 35
3.1. Estratégia experimental ......................................................................................... 35
3.2. Aplicação dos tratamentos de quebra de dormência ............................................. 37
3.3. Teste de germinação .............................................................................................. 38
3.4. Índice de velocidade de germinação (IVG) .......................................................... 38
3.5. Cálculo do tempo médio de germinação (TMG) .................................................. 39
3.6. Testes de vigor ...................................................................................................... 39
3.6.1. Teste de condutividade elétrica (TCE) ................................................................... 39
3.6.2. Teste de comprimento e massa seca de plântula .................................................... 40
3.7. Determinação da umidade nos órgãos vegetais .................................................... 40
3.8. Curva de embebição .............................................................................................. 40
3.9. Determinação dos teores dos íons Na+ e K+ .......................................................... 41
3.10. Determinação de lipídios....................................................................................... 41
3.11. Extrato para determinação dos teores de H2O2, MDA e atividade enzimática ..... 41
3.12. Determinação dos teores de H2O2 ......................................................................... 42
3.13. Determinação de malondialdeído (MDA) ............................................................. 42
3.14. Determinação de enzimas antioxidantes ............................................................... 43
3.14.1. Atividade enzimática da catalase ............................................................... 43
3.14.2. Atividade enzimática da peroxidase do ascorbato ..................................... 43
3.14.3. Atividade enzimática da peroxidase do guaiacol ...................................... 43
3.14.4. Atividade enzimática da dismutase do superóxido.................................... 44
3.15. Condicionamento fisiológico de sementes de mamona ........................................ 44
3.16. Estatística .............................................................................................................. 45
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO .......................................................................... 46
4.1. Quebra de dormência ............................................................................................ 46
4.2. Efeitos da salinidade sobre a germinação ............................................................. 48
4.3. Efeitos da salinidade sobre crescimento de plântula ............................................. 51
4.4. Efeitos da salinidade sobre a homeostase K+/Na+ ................................................. 53
4.5. Efeitos da salinidade sobre a absorção de água pelas sementes............................ 55
4.6. Efeitos da germinação e salinidade nos teores de lipídios, H2O2 e MDA............. 59
4.7. Efeitos da germinação e da salinidade na atividade das enzimas antioxidantes ... 64
4.8. Monitoramento da secagem de sementes condicionadas ...................................... 68
4.9. Avaliação dos benefícios do condicionamento fisiológico ................................... 71
4.10. Efeitos da salinidade sobre germinação de sementes osmocondicionadas ........... 74
4.11. Efeitos da salinidade sobre o crescimento das plântula oriundas de sementes
osmocondicionadas ......................................................................................................... 78
4.12. Efeitos da salinidade sobre a homeostase K+/Na+ em plântulas oriundas de
sementes osmocondicionadas ......................................................................................... 80
4.13. Considerações finais.............................................................................................. 81
5. CONCLUSÕES ..................................................................................................... 83
6. REFERÊNCIAS .................................................................................................... 84
LISTA DE TABELAS
Tabela 1– Tabela de conversão do Ψs com a concentração de NaCl e a condutividade
elétrica (CE).................................................................................................................... 36
Tabela 2 – Resumo do quadro de ANOVA para as variáveis percentual de germinação
(G), de sementes mortas (SM), de sementes não germinadas (SNG); índice de
velocidade de germinação (IVG) e tempo médio de germinação (TMG) de sementes de
mamona cv. BRS-Energia submetidas a tratamento para quebra de dormência............ 46
Tabela 3– Resumo do quadro de ANOVA para as variáveis percentual de germinação
(G), sementes mortas (SM), sementes não germinadas (SNG), sementes germinadas na
primeira contagem (PC) e plântulas normais (PN); índice de velocidade de germinação
(IVG) e tempo médio de germinação (TMG) de sementes de mamona submetidas a
solução salina com potenciais osmótico entre 0 e -0,8 MPa.......................................... 48
Tabela 4 – Resumo do quadro de ANOVA para as variáveis massas secas da raiz (MSR)
e do hipocótilo (MSH), relação MSR/MSH, comprimentos da raiz (CR) e do hipocótilo
(CH), e relação CR/CH de plântulas de mamona submetidas à soluções salinas com
potenciais osmótico entre 0 e -0,6 MPa.......................................................................... 51
Tabela 5 – Resumo do quadro de ANOVA para o teor dos íons de sódio (Na+) e
potássio (K+) nas raízes e hipocótilo de plântulas de mamona submetidas a soluções
salinas com potenciais osmótico entre 0 e -0,6 MPa...................................................... 54
Tabela 6 – Resumo do quadro de ANOVA para as curvas de embebição de sementes de
mamona submetidas à soluções salinas com potenciais osmótico entre 0 e -0,6
MPa................................................................................................................................. 56
Tabela 7 – Resumo do quadro de ANOVA para teor lipídico, concentração de H2O2,
peroxidação de lipídios (MDA) e atividade das enzimas catalase (CAT), peroxidase do
ascorbato (APX) e dismutase do superóxido (SOD) nas sementes de mamona semeadas
em papel germitest com água desionizada e soluções salinas com potenciais osmóticos
entre 0 e -0,6 MPa, durante a germinação...................................................................... 59
Tabela 8 – Resumo do quadro de ANOVA para as medidas de massa fresca durante o
processo de secagem das sementes de mamona condicionadas com H2O, NaCl, CaCl2,
KCl, NaNO2, NaNO3, KH2PO4, NaSiO3, PEG-6000 e H2O2......................................... 69
Tabela 9 – Resumo do quadro de ANOVA para condutividade elétrica (CE), plântulas
normais (PN), comprimento do hipocótilo (CH), comprimento da raiz (CR), relação
CR/CH, massa seca do hipocótilo (MSH), massa seca da raiz (MSR) e relação
MSR/MSH de sementes de mamona não condicionadas e condicionadas com H2O,
NaCl, CaCl2, KCl, NaNO2, NaNO3, KH2PO4, NaSiO3, PEG-6000 e H2O2................... 71
Tabela 10 – Resumo do quadro de ANOVA para as variáveis percentual de germinação
(G), de sementes mortas (SM), de sementes não germinadas (SNG), de sementes
germinadas na primeira contagem (PC) e de plântulas normais (PN); índice de
velocidade de germinação (IVG) e tempo médio de germinação (TMG) de sementes de
mamona submetidas a osmocondicionamento germinando em condições salinas (NaCl)
com potenciais osmótico de -0,6 MPa............................................................................ 74
Tabela 11 – Resumo do quadro de ANOVA para as variáveis de crescimento de
plântulas oriundas de sementes osmocondicionadas de mamona sob condições salinas
(Ψs = -0,6 MPa) como: massa seca da raiz (MSR) e do hipocótilo (MSH), relação massa
seca da raiz/hipocótilo (MSR/MSH), comprimento da raiz principal (CR) e do
hipocótilo (CH) e relação comprimento da raiz/hipocótilo (CR/CH)............................ 78
Tabela 12 – Resumo do quadro de ANOVA para os teores de Na+, K+ e relação de K+/
Na+ na raiz e no hipocótilo de plântulas oriundas de sementes de mamona submetidas a
osmocondicionamento sob condições salinas de NaCl com Ψs igual a -0,6
MPa................................................................................................................................. 80
LISTA DE FIGURAS
Figura 1- Padrão trifásico de capitação de água pelas sementes durante a germinação,
Fonte: Bewley e Black (1978)........................................................................................ 32
Figura 2 – Percentual de germinação, sementes mortas e dormentes (A), índice de
velocidade de germinação (IVG) (B) e tempo médio de germinação (TMG) (C), de
sementes de mamona cv. BRS-Energia submetida a tratamentos pré-germinativos: (
) sementes intactas, ( ) sementes sem carúncula, ( ) sementes lixadas, (
) sementes que sofreram choque mecânico e ( ) sementes com aplicação de
ácido sulfúrico.................................................................................................................47
Figura 3 – Percentual de germinação de sementes de mamona cv. BRS-Energia em
soluções salinas de NaCl com potenciais osmóticos (Ψs) decrescentes......................... 49
Figura 4 – Percentual de sementes mortas (A), de sementes não germinadas (B), de
germinação na primeira contagem (C) e de plântulas normais (D), índice de velocidade
de germinação (IVG, E) e tempo médio de germinação (TMG, F) de sementes de
mamona cv. BRS-Energia em soluções salinas de NaCl com potenciais osmóticos (s)
decrescentes.................................................................................................................... 50
Figura 5 – Massa seca da raiz (MSR, A) e do hipocótilo (MSH, B), relação massa seca
da raiz/hipocótilo (MSR/MSH, C), comprimento da raiz principal (CR, D) e do
hipocótilo (CH, E) e relação comprimento da raiz/hipocótilo (CR/CH, F) de plântulas de
mamona cv. BRS-Energia com 7 dias, oriundas de sementes germinadas em soluções
salinas de NaCl com potenciais osmóticos (s) decrescentes....................................... 52
Figura 6 – Teores de Na+ na raiz (A) e no hipocótilo (B), teores de K+ na raiz (C) e no
hipocótilo (D), relação K+ / Na+ na raiz (E) e no hipocótilo (F) de plântulas de mamona
cv. BRS-Energia com ±7 dias, oriundas de sementes germinadas em soluções salinas de
NaCl com potenciais osmóticos (s) decrescentes........................................................ 54
Figura 7 – Curvas de embebição de sementes de mamona cv. BRS-Energia semeadas
em água desionizada e soluções de NaCl com potenciais osmóticos (s) de 0 MPa (A),
-0,2 MPa (B), -0,4 MPa (C) e -0,6 MPa (D)................................................................... 57
Figura 8 – Ganho de massa fresca das sementes de mamona cv. BRS-Energia com 120
(A), 132 (B), 144 (C), 156 (D), 168 (E), 180 (F), 192 (G), 204 (H), 216 (I), 228 (J), 240
(L) e 252 (M) horas de embebição em soluções salinas de NaCl com potenciais
osmóticos (s) decrescentes.......................................................................................... 58
Figura 9 – Teores de lipídios em sementes de mamona cv. BRS-Energia germinando em
soluções salinas de NaCl com potenciais osmóticos (s) entre 0 e -0,6
MPa................................................................................................................................. 60
Figura 10 – Teores de H2O2 em sementes de mamona cv. BRS-Energia germinando em
soluções salinas de NaCl com potenciais osmóticos (s) de 0 MPa (A), de -0,2 MPa
(B), de -0,4 MPa (C) e de -0,6 MPa (D), em função do tempo de
embebição....................................................................................................................... 61
Figura 11 – Teores de H2O2 em sementes de mamona cv. BRS-Energia com 120 (A) e
180 (B) horas de germinação, Fortaleza, 2013............................................................... 61
Figura 12 – Teores de malondialdeído (MDA) em sementes de mamona cv. BRS-
Energia germinando em soluções salinas de NaCl com potenciais osmóticos (s) de 0
MPa (A), de -0,2 MPa (B), de -0,4 MPa (C) e de -0,6 MPa (D), em função do tempo de
embebição....................................................................................................................... 62
Figura 13 – Teores de malondialdeído (MDA) em sementes de mamona cv. BRS-
Energia germinando em soluções de NaCl nos Ψs entre 0 e -0,6 MPa com 60 (A), 120
(B) e 180 (C) horas após semeadura............................................................................... 63
Figura 14 – Atividade da catalase (CAT) em sementes de mamona cv. BRS-Energia
durante a germinação em soluções salinas de NaCl com potenciais osmóticos (s) de 0
MPa (A), de -0,2 MPa (B), de -0,4 MPa (C) e de -0,6 MPa (D).....................................64
Figura 15 – Atividade da enzima catalase (CAT) em sementes de mamona cv. BRS-
Energia germinando em soluções de NaCl nos Ψs entre 0 e -0,6 MPa com 24 (A), 60
(B) e 120 (C) horas de embebição.................................................................................. 66
Figura 16 – Atividade da peroxidase do ascorbato (APX) em sementes de mamona cv.
BRS-Energia germinando em soluções salinas de NaCl com potenciais osmóticos (s)
de 0 MPa (A), de -0,2 MPa (B), de -0,4 MPa (C) e de -0,6 MPa (D)............................ 66
Figura 17 – Atividade da peroxidase do ascorbato (APX) em sementes de mamona cv.
BRS-Energia sob Ψs entre 0 e -0,6 MPa com 180 horas de embebição........................ 67
Figura 18 – Atividade da dismutase do superóxido (SOD) em sementes de mamona cv.
BRS-Energia durante a germinação............................................................................... 67
Figura 19 – Curva de secagem das sementes de mamona após seu condicionamento com
H2O (A), NaCl (B), CaCl2 (C), KCl (D), NaNO2 (E), NaNO3 (F), KH2PO4 (G), NaSiO3
(H), PEG-6000 (I) e H2O2 (J).......................................................................................... 70
Figura 20 – Testes de vigor realizados com sementes de mamona condicionadas com
H2O, NaCl, CaCl2, KCl, NaNO2, NaNO3, KH2PO4, NaSiO3, PEG-6000 e H2O2. A,
condutividade elétrica (CE); B, plântulas normais (PN); C, comprimento do hipocótilo
(CH); D, comprimento da raiz (CR); E, relação CR/CH; F, massa seca do hipocótilo
(MSH); G, massa seca da raiz (MSR) e H, relação MSR/MSH..................................... 72
Figura 21 – Percentual de germinação de sementes osmocondicionadas de mamona sob
condições salinas (Ψs = -0,6 MPa)................................................................................. 75
Figura 22 – Percentual de sementes mortas (A), sementes não germinadas (B),
germinação na primeira contagem (PC, C) e plântulas normais (PN, D), índice de
velocidade de germinação (IVG, E) e tempo médio de germinação (TMG, F) de
sementes osmocondicionadas de mamona sob condições salinas (Ψs = -0,6 MPa)....... 77
Figura 23 – Massas secas da raiz (MSR, A) e do hipocótilo (MSH, B), relação massa
seca raiz/hipocótilo (MSR/MSH, C), comprimentos da raiz principal (CR, D) e do
hipocótilo (CH, E) e relação comprimento da raiz/hipocótilo (CR/CH, F) de plântulas
oriundas de sementes osmocondicionadas de mamona sob condições salinas (Ψs = -0,6
MPa)............................................................................................................................... 79
Figura 24 – Teores de Na+ na raiz (A) e no hipocótilo (B), teores de K+ na raiz (C) e no
hipocótilo (D), relação K+ / Na+ na raiz (E) e no hipocótilo (F) de plântulas de mamona
cv. BRS-Energia com ±7 dias, oriundas de sementes osmocondicionadas germinadas em
soluções salinas de NaCl (s de -0,6MPa).....................................................................81
16
1. INTRODUÇÃO
A utilização de óleos vegetais na produção de combustível renovável tem sido
uma importante iniciativa nos últimos tempos para a substituição do diesel. O biodiesel
produzido a partir de óleos vegetais foi introduzido na matriz energética brasileira
através da Lei N° 11.097 publicada no Diário Oficial da União em 13 de janeiro de
2005. De acordo com esta lei, foi fixado em 5% o percentual mínimo obrigatório de
adição do biodiesel ao óleo diesel comercializado ao consumidor final a partir de 2008.
Em setembro de 2011, o Brasil conquistou a posição de maior consumidor de
biodiesel do mundo e, atualmente, o país é o segundo maior produtor mundial, com uma
produção anual de 2,4 bilhões de metros cúbicos, estando na eminência de passar a
Alemanha, que é a maior produtora (TAGUCHI, 2012)
São muitas as espécies com potencial para fornecer óleo para a produção de
biodiesel como: algodão, amendoim, babaçu, dendê, girassol, macaúba, mamona e
pinhão-manso. Entretanto, 70% do biodiesel produzido no país ainda é proveniente do
óleo de soja, cultura de monocultivo, centralizadora de renda e sob fortes efeitos
mercadológicos, devido ao amplo uso para alimentação animal e humana (BRASIL,
2009b). No entanto, o governo brasileiro pretende tornar a mamona a principal matriz
para o programa de produção de biodiesel na região norte e nordeste, onde a cultura é
mais disseminada.
A cultura da mamona é uma promissora estratégia na inclusão social, com
fomento à participação da agricultura familiar e a formação de uma cadeia produtiva
participativa (MARCOVITCH, 2006). A inserção de culturas oleaginosas na agricultura
familiar pode representar a consolidação dessa atividade econômica, a manutenção da
segurança alimentar, a fixação do homem no campo e a autossuficiência bioenergética
do país (MORET, 2006).
17
A estabilidade do preço e a garantia dos contratos firmados com as indústrias têm
feito a cultura se expandir além de Irecê/BA (região produtora mais tradicional). O
número de agricultores cultivando essa oleaginosa passou de 5 mil, em 2005, para 41,5
mil, em 2010. No estado do Ceará, onde há um programa de incentivo, já são cerca de
20 mil produtores, a maioria agricultores familiares (EMBRAPA, 2012a). Entretanto, o
Brasil atualmente importa óleo de mamona e derivados, sendo que na safra 2010/2011,
5.120 toneladas de óleo de mamona chegaram aos portos brasileiros. Assim, o Brasil
precisa se organizar para que a mamona seja uma cultura competitiva, aumentando a
produtividade, a área plantada e a diversificação dos produtos (EMBRAPA, 2012a).
As principais cultivares recomendadas para a região Nordeste são a BRS-
Nordestina, a BRS-Paraguaçu e a BRS-Energia pois apresentam um produção média de
1500 Kg ha-1 nas condições da região (EMBRAPA, 2012b). A cultivar BRS-Energia é
diferente das outras duas por ser um cultivar de ciclo curto, o que contribui para redução
de risco de cultivo na condição semiárida. No entanto, além das condições climáticas
outros fatores podem prejudicar o desenvolvimento da cultura, sendo estes bióticos
(pragas, patógenos) ou abióticos (temperatura, umidade, radiação solar, salinidade).
A salinidade é uma grande ameaça ambiental para a agricultura, em razão de
provocar distúrbios metabólicos nos órgãos vegetais desde o plantio das sementes e
durante todo desenvolvimento vegetal. No Nordeste brasileiro relata-se que,
aproximadamente, 30% da área total dos Perímetros Irrigados implantados pelo
Departamento Nacional de Obras de Contra as Secas – DNOCS no estado de
Pernambuco estão afetados por altos teores de sódio solúvel e trocável (FAGERIA;
GHEYI, 1997). Segundo esses autores, o mesmo problema é verificado no Ceará e na
Paraíba, que apresentam, respectivamente, 25 e 40% das áreas irrigadas salinizadas e/ou
18
sodificadas. Assim, estratégias de manejo que visem aumentar a probabilidade de
sucesso no cultivo da mamona nessas regiões são de grande importância.
Técnicas de condicionamento fisiológico têm sido capazes de dar mais vigor às
sementes e podem ser potencialmente uma forma de reduzir custos com replantios, bem
como ser útil para uniformizar a plantação e preparar as plântulas para melhor enfrentar
estresses abióticos e bióticos (HARRIS et al., 2001). Segundo Conrath et al. (2002), um
melhor conhecimento dos mecanismos moleculares de condicionamento fisiológico será
fundamental para melhorar a capacidade das plantas de perceberem estímulos de
estresses bióticos e abióticos mais rapidamente, de modo a lidar com diferentes formas
de estresse de forma mais eficiente e de uma forma natural.
Diante do exposto, o objetivo geral da pesquisa foi caracterizar os efeitos
deletérios da salinidade na germinação das sementes e estabelecimento das plântulas de
mamona e avaliar o uso das técnicas de condicionamento fisiológico de sementes como
meio de minimizá-los.
Pretende-se especificamente nessa pesquisa:
Determinar a melhor metodologia de quebra de dormência para sementes de
mamona cv. BRS-Energia;
Caracterizar os efeitos da salinidade sobre a germinação de sementes de mamona
cv. BRS-Energia;
Determinar quais enzimas atuam no combate as espécies reativas de oxigênio
durante a germinação e quais enzimas respondem ao estresse salino;
Determinar os efeitos do condicionamento fisiológico sobre o vigor das sementes
de mamona, mesmo sob salinidade.
19
2. REVISÃO DE LITERATURA
2.1. A mamona
A mamoneira (Ricinus communis L.) pertence à classe das Dicotiledôneas, família
Euphorbiaceae (WEISS, 1983), é uma planta oleaginosa de relevante importância
econômica e social. É bastante tolerante à escassez de água, mas exigente em calor
e luminosidade. Está disseminada em quase todo o Nordeste brasileiro, local cujas
condições climáticas são propícias ao seu desenvolvimento e crescimento da mamoneira
(EMBRAPA, 2012b).
2.1.1. Cultivares de mamona
Existem várias cultivares de mamoneira disponíveis para o plantio em nosso
país, variando em porte, deiscência dos frutos, tipo dos cachos e outras
características. Conforme EMBRAPA (2004), a pesquisa com cultivares começou no
Estado de São Paulo, em 1937, com os trabalhos desenvolvidos pelo Instituto
Agronômico de Campinas (IAC). Com as seleções realizadas, o IAC lançou a cultivar
IAC 38, de porte anão, frutos deiscentes, ciclo de 200 dias (em média) nas condições
do Estado de São Paulo, e capacidade para produzir até mais de 2 t/ha de bagas (sistema
de sequeiro), com 41% de óleo nas sementes e de frutos deiscentes.
Em 1963, foi lançada pelo IAC a cultivar Campinas, fruto do cruzamento entre a
IAC 38 e a Cimarron, sendo precoce, ciclo de 140 a 150 dias nas condições de São
Paulo, frutos indeiscentes, produtividade semelhante à da IAC 38 e teor de óleo de 46%.
A partir do cruzamento da cultivar Campinas com o genótipo Preta foi lançada a
cultivar Guarani, em 1981, após vários ciclos de seleção individual. Essa cultivar
apresenta como características um porte médio, frutos indeiscentes, teor de óleo de
48%, e ciclo de 180 dias nas condições de São Paulo (EMBRAPA, 2011).
20
Em 1974, a Empresa Baiana de Desenvolvimento Agrícola (EBDA) lançou no
mercado várias cultivares para as condições do Nordeste, em que as principais foram:
Sipeal 1, Sipeal 9, Sipeal 28 e Sipeal 12. Dessas, a de maior destaque foi a Sipeal 28,
de porte médio, frutos deiscentes, teor de óleo nas sementes de 47,3% e produtividade
média em condições de sequeiro de 1300 kg/ha de bagas. Em 1998 e 1999, a
EMBRAPA lançou as cultivares BRS-149 Nordestina e BRS-188 Paraguaçu para as
condições edafoclimáticas do semi-árido nordestino. Tratavam-se de cultivares
adaptadas para a cultura familiar do Nordeste, pois apresentava frutos semideiscentes,
que não liberam totalmente as sementes após maduras, facilitando a colheita manual.
Em 2007, a Embrapa algodão apresentou a variedade BRS-Energia, caracterizada
por sua precocidade no cultivo, que permite ao agricultor uma colheita de cachos na
metade de tempo previsto para a colheita das outras cultivares disponíveis no mercado.
A BRS-Energia foi fruto de uma pesquisa iniciada em 2000, com experimentos feitos na
Paraíba, Ceará, Rio Grande do Norte e Rondônia (EMBRAPA, 2012c).
2.1.2. Aplicabilidade da Mamona
O óleo extraído das sementes de mamona é solúvel em álcool e possui inúmeras
aplicações na indústria, sendo usado na fabricação de plásticos, fibras sintéticas, tintas,
esmaltes, entre outros (FONSECA et al., 2004). Além disso, também tem seu uso na
biomedicina, na elaboração de próteses, com destaque em cirurgias ósseas de mama e
de próstata (BDMG, 2000).
Desde a invenção do motor a diesel, em 1893, cogita-se o uso de óleos vegetais
como combustíveis. Entre muitos combustíveis alternativos para motores a diesel que
são derivados de óleos vegetais puros, misturados com óleo diesel ou álcool, o biodiesel
é a alternativa mais aceita devido ao fato das suas propriedades serem similares à do
próprio óleo diesel (YUSTE; DORADO, 2006). As características do óleo de mamona
21
têm despertado interesse como uma alternativa promissora para a produção de biodiesel,
um combustível biodegradável, renovável e ecologicamente correto.
O óleo de mamona é rico em ácido ricinoléico (ácido 12-hidróxi-cis-octadeca-9-
enóico), o qual representa quase 90% do total de ácidos de graxos da semente. Essa
composição confere ao biodiesel de mamona uma excelente estabilidade à variação de
temperatura, não congelando em baixas temperaturas, e com boa estabilidade oxidativa,
já que a autoxidação depende do número e da localização de ligações duplas de
metilenos interrompidos (MOSER, 2009). Além disso, o óleo da mamona tem 30% a
mais de lubricidade que os outros óleos, podendo reduzir a emissão de diversos gases
causadores do efeito estufa, a exemplo do gás carbônico e enxofre. Conclui-se, portanto,
tratar-se de um óleo especial e com mercado garantido no mundo moderno (BELTRÃO,
2003). Em contrapartida, apresenta altos valores de massa específica e viscosidade
cinemática que limitam seu uso como biocombustível (SILVA et al., 2010).
2.2. Salinidade
2.2.1. Salinidade na agricultura
A salinidade é um problema que afeta muitas áreas irrigadas, e regiões áridas e
semiáridas, onde as chuvas são insuficientes para lixiviar o sal da zona da raiz. A
salinidade do solo reduz por definição a produtividade das culturas, já que a salinidade é
uma quantidade de sal na zona da raiz capaz de prejudicar o crescimento das plantas
(PONNAMPERUMA, 1984). De acordo com estimativas da FAO do ano de 2006,
19,5% das terras irrigadas (45 milhões de hectares) e 2,1% das não irrigadas (32
milhões de hectares) estavam afetadas pelos sais, sendo a salinização particularmente
evidente nas regiões áridas e semiáridas, atingindo cerca de 25% das áreas irrigadas
(FAO, 2006). Dados mais recentes estimam-se que 800 milhões de hectares, o que
corresponde a 6% da área terrestre do planeta, estão afetadas por sais, incluindo-se
22
nessa área o semiárido nordestino (FAO, 2010). Segundo Chinnusamy, Jagerndorf e
Zhu (2005), a maioria das culturas é afetada quando a condutividade elétrica do extrato
de saturação do solo (CEes) é superior a 3 dS m-1. Mas, para outros autores, isso ocorre
quando a condutividade elétrica do extrato de saturação é igual ou superior a 2 dS m-1
(HOLANDA et al., 2010).
Solos salinos são os que possuem pH inferior a 8,5, percentagem de sódio trocável
(PST) inferior a 15% e condutividade elétrica do extrato de saturação (CEes) entre a 4
dS m-1 e 7dS m-1, e solo com CEes acima de 7 dS m-1 é considerado sálico e, letalmente
tóxico, à maioria das plantas (RICHARDS, 1954; SCHNEIDER; SPERA, 2009). É
importante destacar, que o grau das injurias causadas pela salinidade do solo dependem
da espécie vegetal, variedade, estágio de crescimento, fatores ambientais e da natureza
do sal, o que significa em si, um problema para se definir solos salinos com precisão
(TAIZ; ZEIGER, 2013).
O sal provoca três ações estressantes sobre os tecidos e órgãos das plantas
superiores: déficit hídrico, como resultado da alta concentração de íons no ambiente
radicular; estresse iônico, o qual decorre, em grande parte, de alterações nas relações
Na+/K+ e de concentração excessiva de íons que são prejudiciais ao metabolismo celular
(HORIE; SCHROEDER, 2004); e desequilíbrio nutricional, causado pelos distúrbios na
absorção ou distribuição dos nutrientes (YAHYA, 1998).
2.2.2. Impacto do estresse salino sobre a cultura da mamona
Na produção vegetal, a obtenção de altas produtividades é alcançada com a
máxima exploração do ambiente pelas plantas cultivadas. Entretanto, para que isso
aconteça é preciso haver minimização dos efeitos prejudiciais dos estresses bióticos e
abióticos, da competição por recursos como água, luz e nutrientes, tendo assim como
ponto fundamental para isso, a uniformidade de desenvolvimento das plantas.
23
Como todas as outras espécies de planta, a mamona tem limites suportáveis de
salinidade. Conforme Cavalcanti et al. (2004) e Cavalcanti et al. (2005), a razão de área
foliar, a eficiência quântica do fotossistema II, a altura, o número de folhas e o diâmetro
de caule de plantas de mamona cv. BRS-149 Nordestina, com até trinta dias de
emergência, não são afetados pela salinidade da água de irrigação de até 4,7 dS m-1.
Contudo, ocorrem decréscimos na fitomassa da parte aérea (6,0%), na área foliar (6,6%)
e no consumo de água pelas plantas (6,3%) com o aumento unitário da condutividade
elétrica da água de irrigação (CEa). Similarmente, níveis de salinidade entre 0,8 e 4,8 dS
m-1 não afetaram o crescimento em altura das plantas de mamoneira cv. BRS-Energia
até os primeiros 50 dias após a emergência. Entretanto, níveis de salinidade iguais ou a
superiores a 4 dS m-1 após 50 dias de emergência, começaram a afetar o crescimento das
plantas, reduzindo assim suas alturas (SANTOS et al., 2010).
2.3. Estresse oxidativo
2.3.1. Indicadores de estresse oxidativo
O estresse oxidativo é definido como um aumento no nível das espécies reativas
de oxigênio (ROS, do inglês, Reactive Oxygen Species), que ocorre em função do
desequilíbrio na relação entre compostos antioxidantes e compostos oxidantes (ZHU,
2002). As ROS mais comumente encontradas são o oxigênio singleto (1O2), o peróxido
de hidrogênio (H2O2) e os radicais superóxido (•O2-) e hidroxil (HO•). Elas são
consideradas subprodutos inevitáveis do metabolismo celular aeróbico e dos processos
fotoxidativos (NOCTOR; FOYER, 1998) e sua produção ocorre principalmente nas
mitocôndrias (MØLLER, 2001), nos cloroplastos (FOYER; NOCTOR, 2000) e nos
peroxissomos (DEL RIO et al., 2002).
Os principais processos formadores de H2O2 em sementes são a β-oxidação de
lipídios (que ocorre nos glioxissomos), a atuação da enzima dismutase do superóxido,
24
reduzindo o superóxido a H2O2. O superóxido é produzido nas mitocôndrias quando a
taxa de entrada de elétrons na cadeia respiratória e sua taxa de transferência não são
coordenadas, sendo os elétrons transferidos ao oxigênio pela ubiquinona parcialmente
reduzida nos complexos I e III. O superóxido também pode ser produzido no apoplasto
pela ação da enzima NADPH oxidase localizada na plasmalema (NELSON; COX,
2011).
2.3.2. Atuação das ROS
O peróxido de hidrogênio e outras ROS eram vistas unicamente como metabólitos
tóxicos para a célula. Isto porque, quando em altas concentrações, essas moléculas são
tóxicas, capazes de ocasionar danos aos diversos componentes das células, como DNA,
lipídios e proteínas (APEL; HIRT, 2004). Sob condições ótimas de crescimento, sua
produção é mantida em baixos níveis. Entretanto, sob condições adversas, como nos
estresses hídrico e salino, sua taxa de produção pode ser drasticamente aumentada
(VAIDYANATHAN et al., 2003). Porém, estudos têm demonstrado que as ROS,
especialmente o H2O2, atuam como moléculas sinalizadoras e são produzidas e
controladas pelo metabolismo, sendo benéficas a baixas concentrações e prejudiciais
quando em excesso (UCHIDA et al., 2002; GECHEV; HILLE, 2005; QUAN et al.,
2008).
As ROS possivelmente participam na sinalização celular atuando como
mensageiros secundários para a ativação de respostas aos estresses e em mecanismos de
defesa (MITTLER, 2002; MITTLER, et al., 2004). Tendo em vista o papel das ROS
nesses processos e por serem tóxicas quando em elevadas concentrações, as células
vegetais possuem pelo menos dois mecanismos para regular suas concentrações
intracelulares: um, por modulação fina, para manter seus níveis baixos e outro, para
permitir a desintoxicação celular, especialmente em condições de estresse (MITTLER,
25
2002). Em função disso, as plantas desenvolveram mecanismos para manter a relação
produção/eliminação de ROS constante no interior das células (APEL; HIRT, 2004),
utilizando para isso sistemas de defesa enzimáticos e não enzimáticos (ASADA, 1999).
O peróxido de hidrogênio (H2O2) é um componente vital para o desenvolvimento,
metabolismo e homeostase de diferentes organismos (BIENERT et al., 2006). Nas
plantas, o H2O2 é uma das ROS mais estáveis, estando envolvida nos processos de
aclimatação, defesa e desenvolvimento (SLESAK et al., 2007). O H2O2 pode atuar
como um sinalizador por ter meia-vida longa quando comparada às de outras ROS, e
não ser, diferentemente, por exemplo do superóxido, um radical livre e não apresentar
carga (HALLIWELL, 2006). Dessa forma, o mesmo pode atuar como uma molécula
sinalizadora capaz de percorrer longas distâncias até o seu alvo (VRANOVÁ et al.,
2002). Além disso, canais transportadores de água na membrana plasmática, conhecidos
como aquaporinas, podem facilitar o movimento de H2O2 transmembranar (HENZLER;
STEUDEL, 2000).
De acordo com Bienert et al. (2006), o H2O2 atua nas células como um
mensageiro secundário, aumentando o fluxo de íons Ca2+ e modificando o padrão de
proteínas e de expressão gênica. Para Agarwal et al. (2005), o H2O2 produzido em
resposta à aplicação exógena de Ca2+ ou de moléculas sinalizadoras (ABA e ácido
salicílico) pode induzir a síntese ou ativação de fatores de transcrição que estão
associados à indução de várias enzimas antioxidativas.
Recentemente, Petrov e Van Breusegen (2012) afirmaram que o H2O2 interfere na
produção dos fatores de transcrição e que estes podem induzir uma reprogramação
massiva da produção de transcritos, que por sua vez podem desencadear respostas como
a defesa das plantas contra estresses ou a morte celular. Embora o H2O2 seja uma
molécula sinalizadora que afeta a transcrição, não está claro se ele atua diretamente
26
como sinalizador ou se a oxidação de outras moléculas pelo mesmo é necessária para
gerar o sinal intracelular (DESIKAN et al., 2003).
O H2O2 atua como regulador de vários processos fisiológicos, como o
fortalecimento da parede celular, a senescência, a produção de fitoalexinas, a
fotossíntese, a abertura estomática e o ciclo celular. Contudo, os efeitos biológicos do
H2O2 mostram-se dependentes não apenas de sua concentração, mas também do seu
sítio de produção, do estádio de desenvolvimento da planta e da prévia exposição da
planta a outros tipos de estresse (PETROV; VAN BREUSEGEM, 2012).
O radical hidroxila causa danos ao DNA, RNA, às proteínas, lipídios e
membranas celulares do núcleo e mitocondrial. No DNA ele ataca tanto as bases
nitrogenadas quanto a desoxirribose. O ataque ao açúcar pode ser realizado por
abstração de um dos átomos de hidrogênio e quase sempre leva à rupturada cadeia de
DNA (BARREIROS et al., 2006).
A forma mais deletéria do oxigênio ao organismo é o oxigênio singleto (1O2), pois
é a causa ou o intermediário da toxicidade fotoinduzida do O2 em organismos vivos. Os
compostos naturais mais reativos frente ao 1O2 são oscarotenóides, devido as múltiplas
insaturações conjugadas. Assim, o 1O2 reage mais lentamente com os ácidos graxos que
com o β-caroteno, e quanto maior o número de insaturações presentes nos ácidos
graxos, mais rapidamente eles irão reagir. Essa reação se dá por incorporação do
oxigênio à cadeia com consequente migração da ligação dupla, formando ácidos
hidroperóxidos (BARREIROS et al., 2006).
A atuação do radical ânion superóxido (O2•–) como oxidante direto é irrelevante.
Dentre os aminoácidos, o único que sofre oxidação com o radical O2•– é a cisteína. Em
alguns casos o radical ânion O2•– age como antioxidante, reduzindo semiquinonas para
que elas possam retomar suas atividades metabólicas na célula. Um exemplo é a
27
redução da ubiquinona para ubiquinol, no interior da mitocôndria. Por fim, o radical
ânion superóxido funciona como sinalizador molecular através da sua capacidade de
oxidar grupos –SH em ligações dissulfeto, podendo ativar e desativar enzimas que
contenham metionina (BARREIROS et al., 2006).
2.3.3. Mecanismos enzimáticos de eliminação das ROS
As plantas possuem mecanismos específicos para a eliminação das ROS, os quais
incluem a ativação de enzimas, como a catalase (CAT), as peroxidases e a dismutase do
superóxido (SOD), bem como aquelas que participam do ciclo ascorbato-glutationa
[peroxidase do ascorbato (APX), redutase da glutationa (GR), redutase do
monodesidroascorbato (MDHAR) e redutase do desidroascorbato (DHAR)] (FOYER;
NOCTOR, 2003).
A SOD é uma metaloproteína responsável pela dismutação do radical superóxido
em peróxido de hidrogênio e oxigênio molecular, sendo considerada a primeira linha de
defesa das plantas contra o estresse oxidativo (ALSCHER; ERTURK; HEATH, 2002).
Nas plantas superiores, a SOD apresenta-se na forma de três isoenzimas: Cu/Zn-SOD,
Mn-SOD e Fe-SOD que são classificadas de acordo com o íon metálico no grupo
prostético (ASADA, 1999; ARORA; SAIRAM; SRIVASTAVA, 2002). Além disso,
Scandalios (2002) e Ashraf (2009) afirmam que existe ainda um quarto tipo de SOD,
cujo íon metálico é o níquel (Ni).
Diversos estudos mostram que a SOD, além de participar da eliminação das ROS
geradas durante o metabolismo aeróbio, também atua na proteção contra danos
oxidativos ocasionados por estresses abióticos, em várias espécies vegetais. Em
Bruguiera parviflora, os aumentos significativos na atividade das isoenzimas da SOD,
associados com outros mecanismos de defesa, induziram a proteção oxidativa e se
28
correlacionaram com a subsequente tolerância dessa espécie à salinidade (PARIDA;
DAS; MOHANTY, 2004).
Meloni et al. (2003), trabalhando com duas cultivares de algodão com tolerância
diferencial à salinidade, mostraram que a cultivar mais tolerante apresentou maior
indução do sistema enzimático antioxidativo envolvendo a SOD, a GR e a G-POD
(peroxidase do guaiacol, também conhecida como GPX), que permitiu menor dano
oxidativo, como comprovado pela menor taxa de peroxidação de lipídios de membrana,
em comparação à cultivar sensível.
O H2O2 gerado a partir da atividade da SOD pode ser tóxico e precisa ser
removido da célula em reações subsequentes. Nas plantas, as enzimas APX, CAT e
GPX são os principais reguladores dos níveis intracelulares de H2O2 (FOYER;
NOCTOR, 2003). Azevedo Neto et al. (2005), trabalhando com plantas de milho sob
condições de estresse salino, mostraram que as atividades dessas enzimas aumentaram
substancialmente no genótipo tolerante, em relação ao genótipo sensível, indicando que
sob estresse, o mecanismo removedor de H2O2 é mais eficaz no genótipo tolerante.
Além disso, esses autores afirmaram que a CAT foi a enzima removedora de H2O2 mais
importante nas folhas, enquanto a GPX foi a mais importante nas raízes.
A CAT é uma enzima tetramérica, contendo um grupo heme em cada subunidade
(HORVÁTH et al., 2002), sendo responsável pela conversão do peróxido de hidrogênio
em água e oxigênio molecular (MØLLER, 2001). Ela está localizada
predominantemente nos peroxissomos e glioxissomos, atuando na remoção do peróxido
de hidrogênio gerado durante a fotorrespiração, e nas desordens causadas na respiração
celular e β-oxidação dos ácidos graxos (XIONG; ZHU, 2002), evitando assim o
acúmulo excessivo de H2O2 nessas organelas e impedindo seu vazamento para outros
compartimentos da célula (FOYER; NOCTOR, 2000).
29
Da mesma forma que a CAT, a APX desempenha um papel vital na defesa das
plantas contra o estresse oxidativo. A APX utiliza especificamente o ascorbato como
doador de elétrons na reação de eliminação do H2O2, protegendo as células contra os
efeitos nocivos dessa substância (ASADA, 1992; SHIGEOKA et al., 2002, FOYER;
NOCTOR, 2005). A APX está localizada em diversos compartimentos celulares, como
citosol, cloroplastos, glioxissomos, mitocôndrias e peroxissomos (SHIGEOKA et al.,
2002). Diferentes isoformas de APX são encontradas nas plantas, podendo ser solúveis,
como as encontradas no citosol e estroma, ou associadas às membranas, como aquelas
presentes nos microcorpos, tilacóides e mitocôndrias (ASADA, 1992).
2.4. Tecnologia de sementes
2.4.1. Qualidade de sementes
Sementes de qualidade são aquelas com capacidade de apresentarem bom
desempenho no campo, com altos níveis de germinação, sob as mais variadas
condições, originando plantas vigorosas e potencialmente produtivas no menor tempo
possível (CARVALHO; NAKAGAWA, 2000).
Segundo Oliveira et al. (2004), a germinação lenta e irregular, que pode chegar a
20 dias na cultura da mamona, representa uma desvantagem na competição inicial com
plantas invasoras e vulnerabilidade à estiagem durante a emergência em campo nas
principais regiões produtoras. Portanto, emergência rápida e uniforme é importante,
visto que permite a obtenção de estandes adequados, com plantas bem desenvolvidas, o
que facilitará, posteriormente, o manejo durante a colheita e processamento, com
reflexos positivos na produtividade da lavoura e no rendimento de óleo. Assim, a
utilização de sementes com alta germinação e vigor representa uma garantia aos
produtores de que terão maior probabilidade de êxito no estabelecimento do estande
adequado (DIAS et al., 2009).
30
2.4.2. Dormência, germinação e vigor de sementes
A dormência pode ser definida como uma falha de uma semente intacta e
viável em germinar sob condições aparentemente favoráveis à germinação (DE
CASTRO; HILHORST, 2000). Entretanto, o impedimento estabelecido pela dormência
também pode encarado como uma estratégia benéfica, pela distribuição da germinação
ao longo do tempo, aumentando a probabilidade de sobrevivência da espécie
(FOWLER; BLANCHETTI, 2000).
As sementes de mamona apresentam germinação lenta e desuniforme
(OLIVEIRA et al., 2004), ficando por mais tempo expostas aos patógenos do solo e às
intempéries, o que resulta em estande final irregular. A irregularidade na emergência
das plântulas de mamona em campo, e também em laboratório, tem sido atribuída à
dificuldade de absorção de água pelas sementes, devido à espessura e rigidez do
tegumento ou a uma possível dormência pós-colheita (LAGO et al., 1979). Lago et al.,
(1979) ao avaliarem a qualidade fisiológica de sementes de mamona, cultivares Guarani
e IAC-38, constataram variação de 9 a 66% de sementes não germinadas.
É importante ressaltar que outros fatores influenciam a emergência das plântulas
de mamona, tais como: temperatura, umidade, características físicas do solo,
profundidade de plantio e disponibilidade de oxigênio, salinidade, presença de insetos e
patógenos (VILELA et al., 1991). A salinidade também pode contribuir para uma queda
no percentual de emergência ou na velocidade de emergência, pelo efeito de redução do
potencial osmótico do solo e também pelo efeito tóxico de seus íons.
Um dos sintomas mais claros do declínio no potencial fisiológico das sementes é a
redução na velocidade de germinação, identificada pelo aumento do tempo entre a
semeadura e o início da germinação e também entre a primeira e a última germinação de
uma população de sementes. A uniformidade, a velocidade e a porcentagem de
31
emergência das plantas em campo apresentam significativos reflexos sobre a produção.
A uniformidade de desenvolvimento das plantas pode ser afetada por fatores como
compactação do solo, contato com herbicidas, profundidade e densidade de semeadura,
distribuição desuniforme de fertilizantes e pela desuniformidade de emergência de
plântulas, entre outros fatores.
2.4.3. Curva de embebição
O processo de embebição das sementes é físico, relacionado basicamente às
propriedades coloidais dos seus constituintes e às diferenças de potencial hídrico (Ѱw)
entre a semente e o meio externo. O potencial hídrico é composto pelo potencial de
pressão (Ѱp), potencial osmótico (Ѱs), potencial gravitacional (Ѱg) e o potencial
matricial (Ѱm) (BEWLEY; BLACK, 1978).
O potencial de pressão (Ѱp) numa célula ocorre porque a entrada de água aumenta
o conteúdo celular, manifestando uma pressão contraria ao fluxo de água devido a
resistência a expansão da parede celular (REICHARDT, 1985). O potencial osmótico
(Ѱs) representa à capacidade dos solutos, quando dissolvidos, de reduzir a energia livre
do sistema, enquanto o potencial matricial (Ѱm) representa a capacidade de sólidos ou
substâncias insolúveis, de reduzirem o Ѱw. O componente matricial é particularmente
importante em estágios iniciais de absorção de água pelas sementes secas, enquanto
ainda há pouca atuação do componente osmótico por não haver plena embebição da
semente (PIMENTA, 2004).
O processo de embebição de sementes foi padronizado por Bewley e Black
(1978), segundo o modelo trifásico de curva polinomial de terceiro grau onde f(x) = ax³
+ bx² + cx + d, sendo a > 0. A primeira fase é caracterizada por uma rápida embebição,
graças à diferença acentuada entre os potenciais hídricos. A segunda fase é o momento
de síntese de enzimas, DNA, mRNA, exauridos na fase I e de drásticas reduções da
32
velocidade de hidratação, sendo sua ocorrência dependente da espécie estudada. Na
terceira fase, torna-se visível a retomada de crescimento do embrião pela protrusão da
raiz principal (Figura 1).
Figura 1- Padrão trifásico de capitação de água pelas sementes durante a germinação, Fonte: Bewley e
Black (1978).
2.4.4. Condicionamento de sementes
Um dos principais problemas para o uso de sementes de várias espécies vegetais é
a falta de uniformidade na germinação, pois dentro de um mesmo lote de sementes, no
processo de hidratação encontram-se indivíduos de diferentes condições fisiológicas,
originando uma germinação heterogênea (GURGEL JUNIOR et al., 2009). A
desuniformidade da germinação também decorre de condições de campo inadequadas.
Assim, técnicas recomendadas para uniformizar a germinação e emergência em campo é
o condicionamento fisiológico. Esta técnica de hidratação controlada das sementes pode
ser obtida pela embebição direta em água ou em soluções osmóticas. Além disso, tem
sido relatado que o condicionamento pode melhorar o desenvolvimento das plântulas,
conforme estudos conduzidos com alface (WURR; FELLOWS, 1984).
33
O potencial fisiológico pode ser recuperado com a absorção de água pela semente
durante as fases I e II, sem permitir a protrusão radicular ou início da fase III, do
modelo trifásico de Bewley e Black (1978). A hidratação ativa a digestão das reservas e
sua translocação e assimilação, levando as sementes do lote a um estado metabólico
relativamente uniforme (BEWLEY; BLACK, 1982).
A expressão seed enhancement é utilizada no meio industrial para nomear um
conjunto de técnicas ou processos destinados a realçar a qualidade ou beneficiar o
desempenho de lotes de sementes e/ou plântulas produzidas (TAYLOR, 1998). Não há,
ainda, uma proposta concreta para a tradução da expressão seed enhancement Marcos
Filho (2005), sugere o uso da expressão condicionamento de sementes para nominar
este conjunto de técnicas. O condicionamento fisiológico (priming) é apenas uma
técnica do condicionamento de sementes, que visa elevar o potencial fisiológico da
semente através de um pré-umedecimento.
A eficiência da técnica foi comprovada em várias espécies como alface (EIRA;
MARCOS FILHO, 1990), milho-doce (PARERA; CANTLIFFE, 1994), brócolis (JETT
et al., 1996), berinjela (TRIGO; TRIGO, 1999), algodão (QUEIROGA et al., 2011),
girassol (BARROS; ROSSETTO, 2009), cenoura (CARNEIRO et al., 1999), pimentão
(ROVERI JOSÉ et al., 2000) e cebola (CASEIRO et al., 2004).
Segundo Marcos Filho (2005), sementes de ervilha, feijão comum, milho, soja,
alface, rabanete e amendoim podem ser classificadas como espécies que apresentam
relativa pausa na embebição, deixando claro o momento da segunda fase do modelo
trifásico de Bewley e Black (1978), enquanto outras espécies como trigo, mamona,
cevada, arroz e aveia não exibem esta segunda fase tão claramente.
34
A curva de embebição pode ser usada para referenciar a aplicação do
condicionamento fisiológico, indicando a quantidade de água e tempo de pré-
umedecimento a serem aplicados.
35
3. MATERIAL E MÉTODOS
3.1. Estratégia experimental
A pesquisa foi realizada no Laboratório de Fisiologia Vegetal, localizado no
Departamento de Bioquímica e Biologia Molecular da Universidade Federal do Ceará.
As sementes de mamona utilizadas foram da variedade BRS-Energia safra 2011
fornecidas pela EMBRAPA Agroenergia.
O estudo das sementes de mamona foi divido em cinco etapas: (1) Quebra de
dormência; (2) Caracterização do estresse salino sobre a semente e plântula de mamona;
(3) Caracterização do perfil de lipídios, de H2O2 e de peroxidação de lipídios de
membrana durante a germinação e sob condições salinas; (4) Ação das enzimas
antioxidativas; e a (5) Ação do condicionamento fisiológico de sementes sobre os
efeitos do estresse salino.
Em todas as etapas, as sementes foram postas para germinar em câmaras de
germinação tipo BOD, com temperatura a 25±1 °C e fotoperíodo de 12 h de luz e 12 h
de escuro, em delineamento experimental inteiramente casualizado (DIC).
Na primeira etapa, quebra de dormência, as sementes de mamona foram pré-
tratadas, e logo após submetidas a um teste de germinação e cálculo do índice de
velocidade de germinação (IVG) e do tempo médio de germinação (TMG) com o
objetivo de avaliar a eficiência do pré-tratamento.
Na segunda etapa, caracterização do estresse salino sobre a semente e plântula de
mamona, foram realizados teste de germinação e teste de comprimento de plântula,
cálculo do índice de velocidade de germinação (IVG) e do tempo médio de germinação
(TMG), determinação da curva de embebição, e da massa seca e da concentração de Na+
e K+ nas raízes e no hipocótilo, com o objetivo de avaliar os efeitos da salinidade sobre
a absorção de água para germinação e sobre a germinação e vigor das sementes. Para os
36
tratamentos salinos foram utilizadas soluções de NaCl com Ψs de 0; -0,2; -0,4; -0;6 e -
0,8 MPa, os quais foram calculados segundo a equação de potencial osmótico de Van't
Hoff (Tabela 1).
Equação de Van't Hoff:
Ψs = -RTCsI
I = 1 + α(q-1)
Onde:
Ψs = pressão osmótica da solução (0,987 ≈ 1 atm = 0,1 Mpa);
R = constante universal dos gases perfeitos (0,08205 L atm mol-1 K-1);
T = temperatura em Kelvin (TºK = TºC + 273);
Cs = concentração do soluto (M ou mol L-1);
I = fator de correção de Van't Hoff;
α = grau de ionização;
q = número total de íons liberados na ionização de um composto (q=2 para o NaCl).
Tabela 1– Tabela de conversão do Ψs com a concentração de NaCl e a condutividade elétrica (CE)
Ψs Cloreto de sódio (NaCl) CE*
MPa g/L mM dS m-1
-0,2 2,36 40,36 4,06
-0,4 4,72 80,72 8,12
-0,6 7,08 121,09 12,19
-0,8 9,44 161,45 16,25 *Condutividade elétrica calculada a partir de um curva padrão com NaCl.
Na terceira etapa, caracterização do perfil de lipídios, de H2O2 e de peroxidação
de lipídios de membrana, foram determinados, durante a germinação e nos Ψs de 0 a -
0,6 MPa, os teores de lipídios e de H2O2, e a peroxidação de lipídios de membrana
através do teor de malondialdeído (MDA) formado na reação de oxidação lipídica. O
objetivo dessas determinações foi estabelecer os instantes de maior peroxidação dos
37
lipídios de membrana e sua relação com a produção de H2O2, sendo esta consequente ou
não do processo de β-oxidação de ácidos graxos.
Na quarta etapa, ação das enzimas antioxidativas, foram feitas determinações da
atividade das enzimas catalase (CAT), peroxidase do ascorbato (APX), peroxidase do
guaiacol (GPX ou G-POD) e dismutase do superóxido (SOD), durante a germinação e
sob os Ψs de 0 a -0,6 MPa. O objetivo dessa etapa foi determinar que enzimas estão
envolvidas no combate às espécies reativas de oxigênio nas sementes de mamona e
quais delas respondem ao estresse salino.
Na quinta etapa, ação do condicionamento fisiológico de sementes sobre os
efeitos do estresse salino, as sementes de mamona foram condicionadas
fisiologicamente por 24 h com soluções de NaCl, CaCl2, KCl, NaNO2, NaNO3,
KH2PO4, NaSiO3 e PEG-6000 a Ψs de -0,2 MPa, com H2O2 a 10 mM e com H2O. Após
a aplicação dos condicionantes, as sementes foram secas em BOD com temperatura de
25±1 °C e 50% de umidade relativa até retornarem a umidade inicial.
Com essas sementes, foram realizados testes de vigor (teste de comprimento de
plântula e de condutividade elétrica (TCE)) e foram determinados o percentual de
plântulas normais e massa seca do hipocótilo e raiz, na ausência de salinidade, para se
selecionar os condicionantes que produzissem efeitos benéficos sobre as sementes de
mamona. As sementes com os condicionantes selecionados foram submetido ao Ψs de -
0,6 MPa da solução de NaCl para realização de um teste de germinação e de vigor,
sendo também realizado o cálculo do índice de velocidade de germinação (IVG) e o
tempo médio de germinação (TMG), além de se determinar os teores de Na+ e K+ com o
objetivo de se avaliar a atuação dos condicionantes selecionados em condições salinas e
selecionar o melhor dentre eles.
3.2. Aplicação dos tratamentos de quebra de dormência
38
Os pré-tratamentos para quebra de dormência foram com (1) remoção da
carúncula: a carúncula de cada semente foi removida com o auxílio de um estilete,
deixando-se a micrópila; (2) escarificação do tegumento com lixa: utilizando-se uma
lixa d’água n°1 efetuou-se a escarificação nos quatro lados do tegumento (BRASIL,
2009a); (3) escarificação do tegumento por choque mecânico: utilizando-se um
recipiente hermeticamente fechado, sementes e pedrisco foram agitados a fim de
provocar choque entre eles para causar escarificação do tegumento; e (4) escarificação
química: utilizou-se o H2SO4 concentrado por um tempo de exposição de 5 min
(suficiente para amolecer o tegumento), e depois as sementes foram lavadas com água
corrente pelo mesmo tempo a que ficaram expostas ao ácido (BRASIL, 2009a).
3.3. Teste de germinação
Foram preparados 8 repetições de 50 sementes postas para germina em papel tipo
germitest umedecido com água destilada ou solução de NaCl em quantidade equivalente
a 2,5 vezes ao seu peso. Os rolos formados foram acondicionados em câmaras de
germinação tipo BOD sob condições controladas, com temperatura a 25±1 °C e
fotoperíodo de 12 h de luz e 12 h de escuro simulando as condições fotoperiódicas
encontradas próximo à linha do Equador durante todo ano. A primeira contagem foi
realizada no sétimo dia de embebição e novas contagens diárias até o décimo quarto dia
(BRASIL, 2009a), com exceção da primeira contagem realizada na quinta etapa que foi
realizada no quarto dia prevendo-se que os condicionantes pudessem acelerar o início da
germinação. Foram consideradas mortas às sementes que, ao longo do teste,
apresentavam-se necrosadas. Por outro lado, as sementes foram consideradas dormentes
quando, ao final do teste, não foram capazes de germinar. As plântulas consideradas
normais não apresentavam falta de partes ou deformações na formação de seus órgãos.
3.4. Índice de velocidade de germinação (IVG)
39
O IVG foi calculado pelo somatório do número de sementes germinadas a cada
dia, dividido pelo número de dias decorridos entre a semeadura e a germinação, de
acordo com a fórmula definida por Maguire (1962).
IVG = ∑ (Gi
Ni)n
i=1 , onde
Gi = número de sementes germinadas a cada dia de contagem;
Ni = número de dias decorridos da semeadura;
n = n-ézimo tempo de contagem.
3.5. Cálculo do tempo médio de germinação (TMG)
O TMG foi calculado pelo somatório do produto do número de sementes
germinadas com o número de dias decorridos entre a semeadura e a germinação
dividido pelo somatório do número das sementes germinadas, a cada dia, através da
fórmula proposta por Labouriau (1983), sendo os resultados expressos em dias.
TMG = ∑ (Gi ∗ Ni)ni=1 ∑ Gn⁄ , onde
Gi = número de sementes germinadas a cada dia de contagem;
Ni = tempo decorrido entre o início da germinação e a n-ésima contagem;
n = n-ézimo tempo de contagem.
3.6. Testes de vigor
3.6.1. Teste de condutividade elétrica (TCE)
Cinco repetições de 10 sementes, para cada tratamento, foram pesadas e colocadas
para embeber em copos plásticos contendo 10 ml de água desionizada, sob condições
controladas à temperatura constante de 25±1 °C por 24 horas (VIEIRA;
KRZYZANOWSKI, 1999). As leituras da condutividade elétrica da solução foram
realizadas em condutivimetro AJMICRONAL, modelo AJX-515, sendo os resultados
expressos em µS cm-1 g-1 de sementes.
40
3.6.2. Teste de comprimento e massa seca de plântula
Foram semeadas 10 sementes, em rolo de papel, dispostas alternadamente, com a
carúncula voltada para baixo, seguindo o mesmo procedimento do teste de germinação,
mas com avaliação, para mamona, apenas no décimo quarto dia. O princípio deste teste
considera que sementes mais vigorosas apresentam plântulas também mais vigorosas
(VIEIRA; KRZYZANOWSKI, 1999). Assim, o vigor das plântulas é avaliado por meio
do comprimento e massa seca do hipocótilo e raiz.
As medidas de comprimento foram realizadas com auxílio de paquímetro digital.
Para determinar a massa seca, as plântulas normais foram colocadas em sacos de papel
devidamente identificadas e levadas para secar em estufa com circulação forçada de ar,
regulada à temperatura de 105±2°C por 24 h.
3.7. Determinação da umidade nos órgãos vegetais
Os órgãos vegetais (hipocótilo e raiz) foram postos para secar em estufa à
temperatura de 105±2°C por 24 h. Essa determinação foi usada para cálculos de
concentração e atividade enzimática com base em massa seca (MS).
3.8. Curva de embebição
As sementes foram postas para embeber em caixas tipo Gerbox (11 cm x 11 cm x
3 cm). Cada tratamento de solução de NaCl (0; -0,2; -0,4 e -0,6 MPa) continha dez
repetições com trinta sementes. As sementes, nas caixas Gerbox, foram postas em
câmaras de germinação tipo BOD, sob condições controladas, com temperatura de 25±1
°C e fotoperíodo de 12 h de luz e 12 h de escuro.
As determinações de massa fresca se deram no início da embebição (0 h) e nos
tempos de 1 h, 3 h, 6 h, 12 h e a cada 12 h até 252 h após o início da embebição. No
momento de cada avaliação foi aferido o peso úmido de cada repetição.
41
3.9. Determinação dos teores dos íons Na+ e K+
Para a determinação dos teores dos íons inorgânicos, 10 mg do pó seco de
hipocótilo e de raízes foram homogeneizados com 1,0 mL de água desionizada, em
tubos de Eppendorfs, os quais foram mantidos à temperatura ambiente de 25±3 °C,
durante 1 h, com agitações a cada 10 min. Após esse tempo, as amostras foram
centrifugadas a 3.000 x g por 15 min, à temperatura de 25°C. O sobrenadante foi
coletado e armazenado a -25°C até sua utilização, sendo o precipitado descartado. Os
teores de Na+ e K+ foram determinados segundo Malavolta, Vitti e Oliveira (1989), com
o auxílio de um fotômetro de chama [Micronal, modelo B462 (São Paulo/SP, Brasil)].
Os teores iônicos foram expressos em µmol g-1 MS.
3.10. Determinação de lipídios
Os lipídios foram extraídos quimicamente com hexano a frio. As amostras de 0,2
g de massa seca foram misturados com 10 mL de hexano por 24 h e depois por mais 20
min para remoção dos lipídios ainda junto ao macerado. A cada tempo de exposição, as
amostras foram centrifugados e os sobrenadantes colocados em um tubo de ensaio de
massa conhecida. Para determinação do teor de lipídios, deixou-se o hexano evaporar à
temperatura ambiente de 25°C, sendo os tubos novamente pesados até que o peso se
mantivesse constante. Por diferença com o peso conhecido do tubo de ensaio, estimou-
se a quantidade de lipídios extraído. O teor de lipídios foi expresso em mg g-1 de MS.
3.11. Extrato para determinação dos teores de H2O2, MDA e atividade
enzimática
Para obtenção do extrato, cinco sementes frescas, com massa aferida, foram
maceradas em almofariz de porcelana com 5 mL de tampão fosfato de potássio 0,1 M,
contendo EDTA a 0,1 mM (pH 7,0), por 10 min. Logo após, o macerado foi filtrado em
tecido de náilon de malha fina e centrifugado duas vezes a 12000 x g durante 15 min à
42
6oC para se obter um sobrenadante límpido (extrato). Todas as etapas do processo de
extração foram realizadas a uma temperatura de aproximadamente 6°C. O extrato foi
armazenado em ultrafreezer, à temperatura de -80°C, até sua utilização.
3.12. Determinação dos teores de H2O2
Os teores de H2O2 foram determinados conforme Sergiev, Alexieva e Karanov
(1997). O meio de reação foi constituído de 0,5 mL de extrato; 0,5 mL de tampão
fosfato de potássio a 10 mM, pH 7; e 1 mL de KI a 1 M. A mistura foi agitada e mantida
em repouso ao abrigo da luz, à temperatura de 25°C por 60 min. Em seguida, procedeu-
se a quantificação dos teores de H2O2 através das medidas de absorbância a 390 nm,
utilizando-se uma curva padrão feita com concentrações conhecidas de H2O2. Os
resultados foram expressos em µmol g-1 MS. A MS foi estimada a partir da relação de
massa fresca e massa seca das sementes.
3.13. Determinação de malondialdeído (MDA)
Os teores de MDA foram determinados segundo Janero (1990). O MDA é um
dialdeído formado como um produto secundário durante a oxidação de ácidos graxos
poli-insaturados que, sob condições apropriadas de incubação (meio ácido e
aquecimento), condensa com o ácido tiobarbitúrio (TBA) formando produtos que
podem ser determinados por absorção no visível (532 nm). Para a determinação de
MDA, 250 µl de extrato foram adicionados a 250 µl de água e 500 µl da solução TBA-
TCA [ácido tricloroacético (TCA) a 20% em ácido tiobarbitúrico a 0,5%]. A mistura foi
aquecida por 30 min a 95oC e centrifugada a 3000 x g, durante 10 min. A quantificação
de MDA se deu a partir da diferença da absorbância não-específica (600 nm) da
específica (532 nm), usando o coeficiente de extinção molar do MDA (155 mM-1 cm-1).
Os resultados foram expressos em nmol g-1 MS.
43
3.14. Determinação de enzimas antioxidantes
3.14.1. Atividade enzimática da catalase
A atividade total da CAT (CE 1.11.1.6) foi medida de acordo com Beers e Sizer
(1952), com pequenas modificações. Para o meio de reação, a 1290 L de tampão
fosfato de potássio a 0,1 M, contendo EDTA a 0,1 mM (pH 7,0) a 30°C, foram
adicionados 60 L de H2O2 a 0,5 M e 150 L do extrato enzimático. Após 1 min de
reação a atividade enzimática da CAT foi determinada por meio do desaparecimento do
H2O2, sendo mensurada a partir de leituras de absorbância em 240 nm e usando o
coeficiente de extinção molar do H2O2 (36 M-1 cm-1). Os resultados foram expressos em
mmol H2O2 g-1 MS min-1.
3.14.2. Atividade enzimática da peroxidase do ascorbato
A atividade total da APX (EC 1.11.1.1) foi determinada de acordo Nakano e
Asada (1981). Para o meio de reação, a 1100 L de tampão fosfato de potássio a 50
mM, contendo EDTA a 50 µM (pH 6,0) a 30°C, foram adicionados 300 L do extrato
enzimático, 50 L de H2O2 a 30 mM e 50 L de ácido ascórbico a 15 mM. Após 2 min
de reação, a oxidação do ácido ascórbico foi determinada medindo-se a absorbância a
290 nm e utilizando seu coeficiente de extinção molar (2,8 mM-1 cm-1). Os resultados
foram expressos em mmol H2O2 g-1 MS min-1, considerando a relação de 2 moles de
ascorbato para 1 mol de H2O2.
3.14.3. Atividade enzimática da peroxidase do guaiacol
A atividade total da GPX (EC 1.11.1.7) foi determinada tal como descrito por
Urbanek et al. (1991). Para o meio de reação, a 950 L de tampão fosfato de potássio a
0,1 M contendo EDTA a 0,1 mM (pH 7,0) a 30°C, foram adicionados 500 L de
guaiacol a 0,02 M, 500 L de H2O2 a 0,06 M e 50L do extrato enzimático. A oxidação
44
do guaiacol foi determinada medindo-se a absorbância a 470 nm e utilizando seu
coeficiente de extinção molar (26,6 mM-1 cm-1).
3.14.4. Atividade enzimática da dismutase do superóxido
A atividade total da SOD (EC 1.15.1.1) foi determinada medindo a sua
capacidade para inibir a redução fotoquímica do azul de nitrotetrazólio (NBT), como
descrito por Giannopolitis e Ries (1977). Para o meio de reação, a 1000 L de tampão
fosfato de potássio a 0,05 M (pH 7,8), contendo EDTA a 0,1 mM e metionina a 19,5
mM, foram adicionados 50 L do extrato enzimático, 150 L de NBT a 750 µM e 300
L de riboflavina a 10 µM. A reação foi conduzida a 25°C numa câmara iluminada
com duas lâmpadas fluorescentes de 20 W, por 15 min. Uma unidade de atividade da
SOD (U) foi definida como a quantidade de enzima necessária para causar uma inibição
de 50% da taxa de fotorredução do NBT, sendo as leituras espectrofotométricas
realizadas a 560 nm . Os resultados foram expressos em U g-1 MS.
3.15. Condicionamento fisiológico de sementes de mamona
O condicionamento foi realizado com água desionizada, soluções salinas de NaCl,
CaCl2, KCl, NaNO2, NaNO3, NaSiO3, KH2PO4 no Ψs de -0,2 MPa, calculado pela
equação de Van't Hoff, e conferido com o auxílio de um osmômetro (Wescor Vapor
Pressure 5500), solução de PEG-6000 a Ψs igual -0,2 MPa, conforme Villela et al.
(1991) e com peróxido de hidrogênio na concentração de 10 mM (GORDIM et al.,
2012).
Para o condicionamento, as sementes foram deixadas em papel germitest
embebido com soluções dos condicionantes por 24 h a 25±1 °C. Em seguida, as
sementes foram postas em sacos de papel para secar até a umidade inicial em câmera de
germinação tipo BOD a 25±1 °C.
45
3.16. Estatística
Os dados foram submetidos um teste de normalidade (teste de Shapiro-wilk) antes
serem submetidos à análise de variância (ANOVA). Os testes de médias usados
variaram de acordo com as cinco etapas descritas no item 3.1. Na primeira etapa foi
aplicado o teste de Tukey para as variáveis com teste F significativo a 5%. Nas etapas 2,
3 e 4 foi aplicado análise de regressão para as variáveis com teste F significativo a 5%,
assim como na quinta etapa para se fazer as curvas de secagem. Na quarta etapa também
foi realizado correlação linear de Pearson entre o H2O2 e o MDA. Na etapa 5, foi
aplicado o teste de Scott-Knott, teste F significativo a 5%, para a seleção realizada pelo
teste de comprimento da plântula e teste de condutância elétrica, em vista da abundância
de tratamentos. Para as demais variáveis da quinta etapa foram aplicados o teste de
Tukey para as variáveis com teste F significativo a 5%. O software utilizado para a
análise estatística foram o Sisvar (FERREIRA, 2011).
46
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1. Quebra de dormência
Os tratamentos pré-germinativos para quebra da dormência de sementes de
mamona diferiram quanto ao percentual de germinação, de sementes não germinadas,
ao índice de velocidade de germinação (IVG) e ao tempo médio de germinação (TMG)
(Tabela 2).
Tabela 2 – Resumo do quadro de ANOVA para as variáveis percentual de germinação (G), de sementes
mortas (SM), de sementes não germinadas (SNG); índice de velocidade de germinação (IVG) e tempo
médio de germinação (TMG) de sementes de mamona cv. BRS-Energia submetidas a tratamento para
quebra de dormência
Fonte de variação G.L.
Quadrado Médio
G SM SNG IVG TMG
Tratamento 3 320,06** 1,23ns 293,75** 11,96** 2,17**
Resíduo 12 21,43 1,47 21,38 0,46 0,91
CV (%) 6,07 92,66 20,66 7,16 7,42 * p < 0,05; ** p < 0,01; ns p> 0,05
Conforme os resultados obtidos não há dormência nas sementes de mamona cv.
BRS-Energia, as sementes de mamona cv. BRS-Energia apresentaram, em média, 78%
de germinação e 21% de sementes não germinadas (Figura 2A).
O tratamento pré-germinativo com a aplicação de choque mecânico foi prejudicial
à germinação, reduzindo-a em 16% (Figura 2A). Enquanto o ácido sulfúrico foi letal à
germinação das sementes (Figura 2A). Sousa et al. (2009) verificaram que a
escarificação com ácido sulfúrico apresentou tendência de reduzir o percentual de
germinação das sementes de mamona var. Al-Guarany, Mirante e Cafeista. Apesar de
outros autores relatarem eficácia do uso de imersão em ácido sulfúrico para superar a
impermeabilidade tegumentar em sementes de espécies florestais (LOPES et al., 1998;
SMIDERLE; SOUSA, 2003), nas sementes de mamona, o contato com o ácido sulfúrico
foi notadamente danoso.
47
Figura 2 – Percentual de germinação, sementes mortas e dormentes (A), índice de velocidade de
germinação (IVG) (B) e tempo médio de germinação (TMG) (C), de sementes de mamona cv. BRS-
Energia submetida a tratamentos pré-germinativos: ( ) sementes intactas, ( ) sementes sem
carúncula, ( ) sementes lixadas, ( ) sementes que sofreram choque mecânico e ( )
sementes com aplicação de ácido sulfúrico.
As sementes que sofreram pré-tratamento com choque mecânico foram as que
apresentaram maior percentual de sementes não germinadas e menor IVG (Figura 2A,
2B). Estes resultados podem ser resultado de microdanos que inviabilizaram o
desenvolvimento do embrião.
As sementes sem carúncula apresentaram melhor qualidade fisiológica. Apesar do
percentual de germinação dessas sementes não diferir das sementes intactas, as
sementes sem carúncula germinaram mais rapidamente, sendo o IVG 21% maior e o
TMG 14% menor que os das sementes intactas (Figura 2).
Segundo Sousa et al. (2009), a retirada da carúncula e a escarificação com ácido
sulfúrico em sementes de mamona não aumentou a percentagem de germinação das
Pré-tratamentos
%
0
20
40
60
80
100
aa
a
b
b b b b
bb b
a
Pré-tratamentos
IVG
0
3
6
9
12
15
Pré-tratamentos
TM
G (
dia
)
0
3
6
9
12
15
b
a
ab
c
ab
cb
a
A
B C
c c
Germinação Sementes mortas Sementes dormentesa
48
variedades Al-Guarany, Mirante e Cafeista. Já em sementes de mamona cv. Al-Guarany
os pré-tratamentos com lixa e com a remoção da carúncula foram capazes de reduzir o
percentual de dormência (MENDES et al., 2009). Entretanto como mostra a Figura 2A,
os pré-tratamentos germinativos não reduziram, estatisticamente, o percentual de
sementes de mamona cv. BRS-Energia não germinadas. Devido a tais resultados os
demais ensaios foram conduzidos com sementes intactas.
4.2. Efeitos da salinidade sobre a germinação
Conforme apresentado na tabela 3, a salinidade afetou a qualidade fisiológica das
sementes de mamona. Além da dormência, a germinação é afetada pelo ambiente de
germinação. A salinidade é uma fonte de estresse ambiental sobre as sementes de
diversas espécies, inclusive a mamona (SEVERINO et al., 2012). As sementes de
mamona cv. BRS-Energia tiveram uma redução no percentual de germinação em função
da redução do Ψs, através da adição de NaCl na solução de germinação (Figura 3). Essa
redução da germinação era esperada pois o estresse salino atua prejudicando a absorção
de água e favorecendo a entrada excessiva de íons nas células (BRACCINI et al., 1996).
Tabela 3– Resumo do quadro de ANOVA para as variáveis percentual de germinação (G), sementes
mortas (SM), sementes não germinadas (SNG), sementes germinadas na primeira contagem (PC) e
plântulas normais (PN); índice de velocidade de germinação (IVG) e tempo médio de germinação (TMG)
de sementes de mamona submetidas a solução salina com potenciais osmótico entre 0 e -0,8 MPa
Fonte de
variação G.L.
Quadrado Médio
G SM SNG PC PN IVG TMG
Tratamento 4 4012,7** 3* 3805,7** 5337,5** 4343,3** 90,77** 11,31**
Resíduo 15 49,73 0,73 49,93 32,93 62,53 0,90 1,36
CV (%) 13,16 171,27 15,40 14,00 15,75 13,42 13,53 * p < 0,05; ** p < 0,01; ns p > 0,05
49
Figura 3 – Percentual de germinação de sementes de mamona cv. BRS-Energia em soluções salinas de
NaCl com potenciais osmóticos (Ψs) decrescentes.
A mamona cv. BRS-Energia não sofreu nenhum efeito deletério sobre a
germinação até o Ψs de –0,4 MPa correspondente à concentração de 80 mM de NaCl.
Isso foi similar ao que ocorreu com Apuleia leiocarpa (HENICKA et al., 2006). Em
potencias não provocados por salinidade outras espécies apresentam menor tolerância
ao efeito osmótico como as leguminosas da savana africana Combretum apiculatum,
Colophospermum mopane, Acacia karroo e Acacia tortilis, que apresentam uma
redução da germinação a partir de Ψs de -0,3 MPa (CHOINSKY; TUOHY, 1993). Por
outro lado, outras plantas apresentam de maior tolerância ao efeito osmótico como
Prosopis juliflora, uma leguminosa da caatinga, que chega a tolerar Ψs de -1,6 MPa sem
quaisquer prejuízos à germinação (PEREZ; NASSIF, 1995).
As sementes germinadas em soluções de NaCl com Ψs entre 0 e -0,4 MPa não
apresentaram mortalidade ao final do teste de germinação (Figura 4A). O máximo
percentual de germinação e o mínimo percentual de sementes não germinadas foram
obtidos com uso de solução de NaCl a Ψs de -0,2 MPa (Figuras 3, 4B). Além disso,
quando as sementes foram postas para germinar sob Ψs até -0,4 MPa o percentual de
s (MPa)
-0,8 -0,6 -0,4 -0,2 0,0
Ger
min
açã
o
(%)
0
20
40
60
80
100
Y=-214,29X2**
-86,93X**
+70,26**
R2
=0,9681
^
50
germinação na 1° contagem, o percentual de plântulas normais e o IVG foram iguais ou
superiores, enquanto o TMG foi igual ou inferior ao de sementes postas para germinar a
Ψs de 0 MPa (Figura 4C, 4D, 4E, 4F). Entretanto, as sementes de mamona cv. BRS-
Energia se mostraram melhor qualidade fisiologica quando postas para germinar em
solução de NaCl a Ψs entre -0,1 e -0,2 MPa (Figura 4C, 4E).
Figura 4 – Percentual de sementes mortas (A), de sementes não germinadas (B), de germinação na
primeira contagem (C) e de plântulas normais (D), índice de velocidade de germinação (IVG, E) e tempo
médio de germinação (TMG, F) de sementes de mamona cv. BRS-Energia em soluções salinas de NaCl
com potenciais osmóticos (s) decrescentes.
Gordin et al., (2012) concluiu que a exposição ao NaCl reduz o poder germinativo
das sementes de niger desde uma mínima redução no Ψs de -0,1 MPa. No caso das
s (MPa)
-0,8 -0,6 -0,4 -0,2 0,0
TM
G
(Dia
s)
0
3
6
9
12
B
Sem
ente
s d
orm
ente
s
(%)
0
20
40
60
80
100
A
Sem
ente
s m
ort
as
(%)
-1
0
1
2
3
4
C
1°
con
tagem
(%)
0
20
40
60
80
D
Plâ
ntu
las
norm
ais
(%)
0
20
40
60
80
s (MPa)
-0,8 -0,6 -0,4 -0,2 0,0
IVG
0
3
6
9
12
E F
^Y=6,25X
2*+2,75X
ns+0,1
ns
R2
=0,9667
Y=208,04X2**
+84,18X**
+29,64**
R2
=0,9658
^Y=-191,96X
2**-63,32X
**+70,94
**
R2
=0,9402
Y=-755,21X3**
-1008,93X2**
-238,18X**
+67,04**
R2
=0,9494
^Y=-50,03X
3**-86,13X
2**-24,98X
**+9,74
**
R2
=0,9501
Y=71,59X3**
-80,48X2**
+17,37X*+7,27
**
R2
=0,7766
51
sementes de mamona cv. BRS-Energia o poder germinativo só passou a ser afetados a
partir de -0,4 MPa.
Deve-se destacar que o tratamento de salinidade de -0,8 MPa foi excluído dos
experimentos conseguintes em vista da baixa germinação (±10%) e número plântulas
normais (±1%) nessas condições (Figuras 3, 4D).
4.3. Efeitos da salinidade sobre crescimento de plântula
A salinidade alterou o crescimento e o acúmulo de matéria seca das partes
estudadas das plântulas de mamona (Tabela 4). A salinidade trouxe contribuição
positiva até o Ψs de -0,2 MPa, mas abaixo desse valor os níveis de salinidade passaram
a reduzir o acúmulo de matéria seca ou crescimento das plântulas de mamona (Figura
5). Essa tendência de redução do crescimento com o aumento da CE também foi
observada em plântulas de pinhão-manso submetidas à solução de NaCl (ANDRÉO-
SOUZA et al., 2010).
Tabela 4 – Resumo do quadro de ANOVA para as variáveis massas secas da raiz (MSR) e do hipocótilo
(MSH), relação MSR/MSH, comprimentos da raiz (CR) e do hipocótilo (CH), e relação CR/CH de
plântulas de mamona submetidas à soluções salinas com potenciais osmótico entre 0 e -0,6 MPa
Fonte de
variação G.L.
Quadrado Médio
MSR MSH MSR/MSH CR CH CR/CH
Tratamento 3 65,30** 392,99** 1,11** 625,21** 949,29** 417,02**
Resíduo 11 1,78 3,15 0,11 8,31 5,09 2,26
CV (%) 21,63 12,16 51,26 42,80 43,59 72,4 * p < 0,05; ** p < 0,01; ns p > 0,05
O estresse salino moderado limitam o crescimento e o desenvolvimento das
plantas e a produtividade das culturas, mas em casos extremos podem levar à planta à
morte (SOBHANIAN et al. 2011). De modo geral, as plântulas de mamona cv. BRS-
Energia passaram a sofrer efeitos de estresse salino moderado a partir de um Ψs de -
0,16 MPa.
52
O crescimento da raiz teve como ponto crítico (Ψs onde os efeitos da salinidade
passam a ser deletérios, levando em conta a condição controle, Ψs = 0 MPa) o Ψs de -
0,31 MPa tanto para o acúmulo de massa seca quanto para o crescimento longitudinal
da raiz principal (CR) (Figura 5A, 5D). Enquanto isso, o hipocótilo teve como ponto
crítico para o acúmulo de massa seca (MSH) e para o crescimento longitudinal (CH) os
Ψs de -0,23 e -0,16 MPa, respectivamente (Figura 5B, 5E). O órgão da plântula de
mamona cv. BRS-Energia mais sensível às reduções de Ψs com NaCl foi o hipocótilo.
Entre o Ψs -0,4 e -0,6 MPa a redução no CH foi 1,2 vezes maior que a redução no CR e
a redução da MSH foi 1,4 vezes maior que a da MSR (Figura 5C, 5F).
Figura 5 – Massa seca da raiz (MSR, A) e do hipocótilo (MSH, B), relação massa seca da raiz/hipocótilo
(MSR/MSH, C), comprimento da raiz principal (CR, D) e do hipocótilo (CH, E) e relação comprimento
MS
H
(mg
)
0
6
12
18
24
30
MS
R
(mg
)
0
3
6
9
12
15
MS
R /
MS
H
0,0
0,6
1,2
1,8
2,4C
R
(cm
)
0
3
6
9
12
s (MPa)
-0,6 -0,4 -0,2 0,0
CH
(cm
)
0
2
4
6
8
s (MPa)
-0,6 -0,4 -0,2 0,0
CR
/ C
H
0
2
4
6
8
BA
C D
E F
Y=-246,29X3**
-265,43X2**
-58,96X**
+7,58**
R2
=1
Y=-402,97X3**
-432,13X2**
-79,21X*+21,44
**
R2
=1
Y=6,46X2*
+2,02Xns
+0,42**
R2
=0,9224
^Y=-187,8X
3**-191,66X
2**-41,82X
**+7,05
**
R2
=1
Y=-85,75X3**
-91,23X2**
-12,63X**
+7,32**
R2
=1
^Y=-85,58X
3**-53,28X
2**-10,04X
**+0,99
**
R2
=1
53
da raiz/hipocótilo (CR/CH, F) de plântulas de mamona cv. BRS-Energia com 7 dias, oriundas de
sementes germinadas em soluções salinas de NaCl com potenciais osmóticos (s) decrescentes.
A relação MSR/MSH em condições controle (Ψs = 0 MPa) foi igual a 0,42
(Figura 5C). Com a redução do Ψs até -0,16 MPa houve uma redução nessa relação de
até 37,5% resultante de aumentos na MSH em maior proporção que os aumentos na
MSR. Entre os Ψs de -0,16 e -0,23 MPa, o maior acúmulo relativo de massa seca passou
a ser na raiz e após o Ψs de -0,23 MPa a MSH passou a ser inferior à condição controle
assim como a MSR a partir de -0,31 MPa. Portanto, admite-se como aceitável apenas as
variações de 0,26 a 0,42 na relação MSR / MSH entre os Ψs de 0 e -0,23 MPa por não
haver numa redução no acúmulo de matéria seca das plântulas (Figura 5C). A variação
de 0,99 a 1,58 na relação CR / CH é admissível entre o intervalo de 0 e -0,16 MPa, pois
tanto o CR quanto o CH foram iguais ou superiores aos da condição controle (Figura
5E).
Resultados similares foram obtidos por Azevedo Neto e Tabosa (2000) e Carvalho
et al. (2012), que verificaram maior sensibilidade à salinidade no crescimento da parte
aérea das plântulas de milho e soja, respectivamente, enquanto as raízes mantiveram seu
desenvolvimento. A preservação das raízes pode ser vantajosa, já que as plantas com
maior expansão do sistema radicular possuem tendência de serem mais resistentes aos
efeitos do estresse hídrico, ao proporcionar condições para o desenvolvimento da planta
e posterior recuperação da parte aérea, uma vez que a regulação da expansão foliar
durante o período de exposição ao estresse osmótico ocorre em função da quantidade de
água presente nas raízes (TOORCHI et al., 2009).
4.4. Efeitos da salinidade sobre a homeostase K+/Na+
A salinidade afetou o acúmulo dos íons Na+ e K+ nos órgãos estudados das
plântulas (Tabela 5). Conforme a Figura 6A, 6B, quanto menor o Ψs maior foi o
acúmulo de Na+ nos órgãos das plântulas de mamona. No entanto, as raízes das
54
plântulas atingiram sua máxima capacidade acumulativa de Na+ (947,1 µmol g-1 de MS)
a um Ψs de -0,46 MPa. No hipocótilo, o teor de Na+ aumentou linearmente à medida
que o Ψs diminuiu, atingindo no Ψs de -0,6 MPa um aumento de 40 vezes em relação ao
controle (Ψs = 0 MPa).
Tabela 5 – Resumo do quadro de ANOVA para o teor dos íons de sódio (Na+) e potássio (K+) nas raízes e
hipocótilo de plântulas de mamona submetidas a soluções salinas com potenciais osmótico entre 0 e -0,6
MPa
Fonte de
variação G.L.
Quadrado Médio
Raiz Hipocótilo
Na+ K+ K+/Na+ Na+ K+ K+/Na+
Tratamento 3 632054** 73447** 13,7** 174683** 3920,94** 65,28**
Resíduo 11 1394,11 9129,78 0,018 1512,97 597,60 0,89
CV (%) 6,06 21,97 7,4 15,45 13,50 33,52
* p < 0,05; ** p < 0,01; ns p > 0,05
Figura 6 – Teores de Na+ na raiz (A) e no hipocótilo (B), teores de K+ na raiz (C) e no hipocótilo (D),
relação K+ / Na+ na raiz (E) e no hipocótilo (F) de plântulas de mamona cv. BRS-Energia com ±7 dias,
oriundas de sementes germinadas em soluções salinas de NaCl com potenciais osmóticos (s)
decrescentes.
C
K+
(µm
ol
g-1
MS
)
0
400
500
600
700
B
Na+
(µm
ol
g-1
MS
)0
200
400
600
800
1000
A
Na+
(µm
ol
g-1
MS
)
0
300
600
900
1200
1500
s (MPa)
-0,6 -0,4 -0,2 0,0
K+
/ N
a+
0
2
4
6
8
s (MPa)
-0,6 -0,4 -0,2 0,0
K+
/ N
a+
0
2
4
6
8
E F
^Y=-4282,03X
2**-3902,59X
**+57,94
**
R2
=0,9748
^Y=-850,41X
**+12,76
ns
R2
=0,9860
^Y=145,99X
3**-180,21X
2**+69,5X
**+8,8
**
R2
=1
^Y=61,75X
3**+81,27X
2**+32,39X
**+4,32
**
R2
=1
^Y=1611,71X
2**+463X
ns+363,05
**
R2
=0,9884
^Y=421,8X
2*-152,27X
ns+170,60
**
R2
=0,9188
D
K+
(µm
ol
g-1
MS
)
0
100
200
300
400
^Y=421,8X
2*-152,27X
ns+170,60
**
R2
=0,9188
55
O teor do íon K+ foi reduzido em cerca de 9% nas raízes e 8% no hipocótilo nos
Ψs de -0,14 e -0,18 MPa, respectivamente (Figura 6C, 6D). Exposição a Ψs menores
provocaram acúmulo de K+ nas plântulas de mamona, sendo do teor de K+ tornou-se
maior que o da condição controle a Ψs de -0,29 nas raízes e -0,36 MPa no hipocótilo.
Essa reposta de compartimentalização de K+ no hipocótilo de mamona difere da redução
nos níveis de K+ na parte aérea de plântula de Suaeda salsa (SONG et al., 2008). O
aumento no teor de K+ pode ser resultado de uma tentativa tardia de ajuste osmótico nas
células desse órgão para manutenção da absorção de água, pois sob potencial osmótico
inferior a -0,4 MPa o influxo de água passa a ser mais desacelerado com mas
intensidade (Figuras 6C, 6D, 7). Entretanto, isso pode também ser efeito da
concentração iônica causada pela redução do crescimento das plântulas (Figura 5). Da
mesma maneira, isto também pode ter ocorrido com o Na+, ou seja, parte do aumento
em seu teor pode não ser apenas devido ao influxo de Na+, mas também ser
consequência da redução do crescimento das plântulas pela salinidade (Figuras 5, 6A,
6B).
A relação K+ / Na+ nas raízes e hipocótilo caiu, vertiginosamente, com a redução
do Ψs de 0 MPa para -0,2 MPa, em consequência da alta absorção de Na+ (Figura 6E,
6F). A Ψs inferiores a -0,2 MPa, houve pequenas variações em ambas as relações K+ /
Na+, não sobrepujando o valor de 2.
4.5. Efeitos da salinidade sobre a absorção de água pelas sementes
A análise de variância para as curvas de embebição das sementes de mamona
mostrou que a absorção de água variou com a salinidade (P < 0,01) e com o tempo de
embebição (P < 0,01) e houve interação significativa entre essas duas fontes de variação
(P < 0,01) (Tabela 6). As curvas de embebição não diferiram inicialmente, mas a partir
de 108 horas de embebição foram observadas divergências na massa de água absorvida
56
(Tabela 6, Figura 7). Em parte, isso se deve porque o Ψm é o maior responsável pela
absorção inicial de água pela semente e, com o passar do tempo, é que o potencial
osmótico assume a responsabilidade pelo fluxo de água do ambiente para a semente
(NONOGAKI; CHEN; BRAFORD, 2007). Segundo Hasegawa et al. (2000), plantas
cultivadas sob estresse salino, absorvem menos água devido terem menor capacidade de
ajustamento osmótico e, como consequência, têm seu crescimento e desenvolvimento
prejudicados.
Tabela 6 – Resumo do quadro de ANOVA para as curvas de embebição de sementes de mamona
submetidas à soluções salinas com potenciais osmótico entre 0 e -0,6 MPa
Fonte de
variação
G.L.
Quadrado
Médio
Massa fresca
Salinidade (S) 3 0,148448**
Tempo (T) 24 0,139922**
S x T 72 0,006417**
S / 0h 3 0ns
S / 1h 3 0,001304ns
S / 3h 3 0,001693ns
S / 6h 3 0,002958ns
S / 12h 3 0,001269ns
S / 24h 3 0,005056ns
S / 36h 3 0,004944ns
S / 48h 3 0,004792ns
S / 60h 3 0,003568ns
S / 72h 3 0,005436ns
S / 84h 3 0,006392ns
S / 96h 3 0,016550ns
S / 108h 3 0,031344ns
S / 120h 3 0,048145**
S / 132h 3 0,099109**
S / 144h 3 0,134580**
S / 156h 3 0,170922**
S / 168h 3 0,275835**
S / 180h 3 0,294480**
S / 192h 3 0,342410**
S / 204h 3 0,386110**
S / 216h 3 0,560261**
S / 228h 3 0,770868**
S / 240h 3 0,933924**
S / 252h 3 1,130545**
T/ 0 MPa 24 1,446836**
T/ -0,2 MPa 24 0,587753**
57
T/ -0,4 MPa 24 0,371084**
T/ -0,6 MPa 24 0,349136**
Resíduo 900 0,017887
CV (%) 2,65 * p < 0,05; ** p < 0,01; ns p> 0,05
A curva de embebição padrão (Ψs = 0 MPa) das sementes de mamona cv. BRS-
Energia não apresentou uma clara distinção entre as três fases do modelo de Bewley e
Black (1978), pois não houve retração na absorção de água como característico na fase
II do modelo (Figura 7A). As sementes apresentaram, na realidade, uma taxa de
absorção de água constante de 1,08 mg de água h-1 ao logo da germinação, o que já era
esperado para sementes dessa espécie de acordo com Marcos Filho (2005).
Figura 7 – Curvas de embebição de sementes de mamona cv. BRS-Energia semeadas em água
desionizada e soluções de NaCl com potenciais osmóticos (s) de 0 MPa (A), -0,2 MPa (B), -0,4 MPa
(C) e -0,6 MPa (D).
As curvas de embebição em função dos Ψs das soluções de NaCl não
apresentaram distinções absortivas entre as fases I e II e nenhuma aceleração na
Teo
r d
e á
gu
a (
%)
0
4
5
6
7
Teo
r d
e á
gu
a (
%)
0
4
5
6
7
Tempo (h)
0 50 100 150 200 250
Teo
r d
e á
gu
a (
%)
0
4
5
6
Tempo (h)
0 50 100 150 200 250
Teo
r d
e á
gu
a (
%)
0
4
5
6
BA
C D
Y= 0,004487X**
+4,6908**
R2
=0,9699
^Y= -1E
-5X
2**+0,0049X
**+4,665
**
R2
=0,9306
^
^Y= -1,3E
-5X
2**+4,961E
-3X
**+4,6697
**
R2
=0,9006
Y= -1,3E-5
X2**
+0,0050X**
+4,6651**
R2
=0,8831
^
58
absorção no início da fase III (Figuras 7B, 7C, 7D) como é característico à fase
(Bewley; Black, 1978). As sementes em condições salinas absorveram água de acordo
com uma função quadrática com o tempo de embebição. Isso resulta em uma absorção
com velocidade uniformemente desacelerada, em que as sementes embebidas no meio
com Ψs de -0,2 MPa apresentou aceleração de -4 mg h-² e aquelas com Ψs de -0,4 e -0,6
MPa uma aceleração de -6 mg h-² (Figura 7B, 7C, 7D).
Após o início da fase III, marcado pelo momento da protrusão radicular (168h no
Ψs de 0 MPa, 156h no Ψs de -0,2 MPa, 204h no Ψs de -0,4 MPa e 240h no Ψs de -0,6
MPa), as sementes embebidas sob as condições controle (Ψs = 0 MPa) apresentaram
massa fresca (MF) cada vez maiores com o tempo de embebição, enquanto as sementes
que foram expostas à salinidade apresentaram MF inferiores àquelas do controle e sem
tendência de crescimento com passar do tempo de germinação (Figura 7, 8).
Figura 8 – Ganho de massa fresca das sementes de mamona cv. BRS-Energia com 120 (A), 132 (B), 144
(C), 156 (D), 168 (E), 180 (F), 192 (G), 204 (H), 216 (I), 228 (J), 240 (L) e 252 (M) horas de embebição
em soluções salinas de NaCl com potenciais osmóticos (s) decrescentes.
s (MPa)
-0,6 -0,4 -0,2 0,0
Teo
r d
e á
gu
a (
%)
0
4
5
6
s (MPa)
-0,6 -0,4 -0,2 0,0
s (MPa)
-0,6 -0,4 -0,2 0,0
Teo
r d
e á
gu
a (
%)
0
4
5
6
Teo
r d
e á
gu
a (
%)
0
4
5
6
Teo
r d
e á
gu
a (
%)
0
4
5
6
Teo
r d
e á
gu
a (
%)
0
4
5
6
Teo
r d
e á
gu
a (
%)
0
4
5
6
Teo
r d
e á
gu
a (
%)
0
4
5
6
7
Teo
r d
e á
gu
a (
%)
0
4
5
6
7
A B C
D E F
G H I
J L M
Y= 0,2386X**
+5,1644**
R2
=0,7880
^ Y= 1,1248X2*
+1,0026X**
+5,2642**
R2
=0,9949
^Y= 1,3388X
2*+1,1828X
**+5,3072
**
R2
=0,9976
^
Y= 1,0711X2*
+1,1106X**
+5,3624**
R2
=0,9972
^Y= 1,8456X
2**+1,6592X
**+5,4221
**
R2
=0,9996
^Y= 1,2212X
2*+1,3872X
**+5,4601
**
R2
=1
^
Y= 1,4661X2**
+1,5464X**
+5,5085**
R2
=0,9995
^ Y= 1,6634X2**
+1,6484X**
+5,5544**
R2
=1
^Y= 2,0976X
2**+2,0943X
**+5,6464
**
R2
=0,9988
^
Y= 2,5476X2**
+2,5002X**
+5,7385**
R2
=0,9961
^Y= 2,8568X
2**+2,7790X
**+5,7981
**
R2
=0,9961
^Y= 3,2806X
2**+3,1283X
**+5,8582
**
R2
=0,9966
^
59
4.6. Efeitos da germinação e salinidade nos teores de lipídios, H2O2 e MDA
Alterações significativas nos teores de lipídios, de H2O2 e de MDA foram
observadas em função do tempo após a semeadura (Tabela 7). Por outro lado, a
salinidade alterou apenas os teores de H2O2 (Tabela 7).
Tabela 7 – Resumo do quadro de ANOVA para teor lipídico, concentração de H2O2,
peroxidação de lipídios (MDA) e atividade das enzimas catalase (CAT), peroxidase do
ascorbato (APX) e dismutase do superóxido (SOD) nas sementes de mamona semeadas
em papel germitest com água desionizada e soluções salinas com potenciais osmóticos
entre 0 e -0,6 MPa, durante a germinação
Fonte de
variação G.L.
Quadrado Médio
Lipídios H2O2 MDA CAT APX SOD
Salinidade (S) 3 1949,91ns 0,078* 0,213ns 2,988** 0,174** 3623,54ns
Tempo (T) 4 10942,04* 1,604** 31,263** 33,849** 1,539** 46200,71**
S x T 12 846,31ns 0,128** 2,135** 2,639** 0,119** 1720,08ns
S / 0h - 0ns 0ns 0ns 0ns -
S / 24h - 0,022ns 0,119ns 1,301* 0,018ns -
S / 60h - 0,040ns 1,752* 3,669** 0,024ns -
S / 120h - 0,161** 3,064** 7,841** 0,027ns -
S / 180h - 0,369** 3,818** 0,733ns 0,580** -
T/ 0 MPa - 0,128** 8,945** 5,165** 0,028ns -
T/ -0,2 MPa - 0,653** 8,537** 13,729** 0,777** -
T/ -0,4 MPa - 0,483** 10,640** 17,48** 0,495** -
T/ -0,6 MPa - 0,726** 9,546** 5,39** 0,594** -
Resíduo 80 3517,22 0,022 0,568 0,440 0,020 1372,45
CV (%) 14,98 26,69 31,79 24,99 16,65 15,13
* p < 0,05; ** p < 0,01; ns p > 0,05
Durante a germinação de sementes das mamona ocorreram alterações nos teores
lipídicos da semente (Figura 9). Nas primeiras 24 h de embebição houve um aumento
nos teores de lipídios das sementes de 17,8%, e entre 80 h e 160 h de embebição o
aumento estimado no teor lipídico foi de aproximadamente 30% nas sementes de
mamona, independentemente do nível de salinidade (Figura 9). O acúmulo de lipídios
antes da protrusão da radícula, como ocorrido entre 80 h e 160 h de embebição, foi
também relatado por Lopes et al. (2013) em embrião e endosperma de Jatropha curcas
L..
60
Figura 9 – Teores de lipídios em sementes de mamona cv. BRS-Energia germinando em
soluções salinas de NaCl com potenciais osmóticos (s) entre 0 e -0,6 MPa.
A redução dos teores de lipídios nas sementes de mamona nos períodos de
germinação entre 24 h e 80 h de embebição ocorreu concomitantemente com a
formação de H2O2 (Figura 9, 10). Tais resultados sugerem a participação da β-oxidação
de ácidos graxos com produção de H2O2 na promoção do estresse oxidativo.
Durante a germinação, houve acúmulo de H2O2 no intervalo entre 40 h e 160 h de
embebição em todas as condições de s estudadas (Figura 10). O peróxido de
hidrogênio pode provocar danos a macromoléculas como proteínas e lipídios, se estiver
em excesso.
Tempo (h)
0 20 40 60 80 100 120 140 160 180
Lip
ídeo
s
(mg
g-1
de
MS
)
0
350
400
450
500
Y= -5E-6
X4**
+1,8E-3
X3**
-0,19X2**
+6,43X**
+35976**
R2
=1
^
61
Figura 10 – Teores de H2O2 em sementes de mamona cv. BRS-Energia germinando em soluções salinas
de NaCl com potenciais osmóticos (s) de 0 MPa (A), de -0,2 MPa (B), de -0,4 MPa (C) e de -0,6 MPa
(D), em função do tempo de embebição.
A salinidade não alterou o teor de H2O2 até 120h de embebição (Tabela 7). O teor
de H2O2 em sementes com 120 h de embebição foi levemente aumentado no s de -0,2
MPa e é reduzido no s de -0,6 MPa. Com 180 h de embebição, os teores de H2O2 mais
altos foram nos s de 0 e -0,4 MPa (Figura 10, 11).
Figura 11 – Teores de H2O2 em sementes de mamona cv. BRS-Energia com 120 (A) e 180 (B) horas de
germinação, Fortaleza, 2013.
Tempo (h)
0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 200
H2O
2
(m
ol
g-1
MS
)
0,0
0,5
1,0
1,5
H2O
2
(m
ol
g-1
MS
)
0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
Tempo (h)
0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 200
H2O
2
(m
ol
g-1
MS
)
0,0
0,5
1,0
1,5
H2O
2
(m
ol
g-1
MS
)
0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
A B
C D
^Y= -2E
-6X
3**+3,92E
-4X
2**-0,0209X
**+0,5118
**
R2
=0,8492
Y=-1E-6
X3**
+2,44E-4
X2**
-0,0162X**
+0,4956**
R2
=0,9316
^
Y= -1E-6
X3**
+1,41E-4
X2**
-0,0083Xns
+0,4172**
R2
=0,9811
^Y= -1E
-6X
3**+2,28E
-4X
2**-0,0138X
**+0,452
**
R2
=0,9928
^
s (MPa)
-0,6 -0,4 -0,2 0,0
H2O
2
(m
ol
g-1
MS
)
0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
s (MPa)
-0,6 -0,4 -0,2 0,0
H2O
2
(m
ol
g-1
MS
)
0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
Y= -3,0896X2**
-1,3677X*+0,8756
**
R2
=0,8988
^Y= 44,29X
3**+40,25X
2**+9,06X
**+1,2
**
R2
=1
^A B
62
Os danos de membrana expressos pelos teores de MDA foram menores nas
primeiras 24 h de embebição nas sementes de mamona sob Ψs entre 0 e -0,6 MPa
(Figura 12). A redução no teor de MDA nas primeiras 24 h coincidiu com a redução no
teor de H2O2 nesse mesmo intervalo. Também observou-se aumento conjunto nos teores
de H2O2 e MDA entre 24 h até aproximadamente160 h de embebição para os Ψs de 0 a -
0,6 MPa (Figuras 9, 12). Em sementes de mamona cv. BRS-Energia, foi confirmado
uma intima relação entre peroxidação de lipídios de membrana e seu oxidante, sendo
observada correlação positiva de 70% (P < 0,01) entre H2O2 e MDA.
Figura 12 – Teores de malondialdeído (MDA) em sementes de mamona cv. BRS-Energia germinando em
soluções salinas de NaCl com potenciais osmóticos (s) de 0 MPa (A), de -0,2 MPa (B), de -0,4 MPa (C)
e de -0,6 MPa (D), em função do tempo de embebição.
Nos tempos de 60 h e 120 h de embebição, as sementes nos Ψs menores
apresentaram menores teores de MDA (Figuras 13A, 13B), mas com 180 h de
embebição houve uma inversão, sendo a maior peroxidação de lipídios observada nas
sementes nos mesmos Ψs, isto é, sob mais alta salinidade (Figura 13C).
Tempo (h)
0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 200
MD
A
(nm
ol
g-1
MS
)
0,0
1,5
3,0
4,5
Tempo (h)
0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 200
MD
A
(nm
ol
g-1
MS
)
0,0
1,5
3,0
4,5
MD
A
(
nm
ol
g-1
MS
)
0,0
1,5
3,0
4,5
6,0
MD
A
(
nm
ol
g-1
MS
)
0,0
1,5
3,0
4,5
6,0
A B
C DY= 1,26E-4
X2**
-72,68E-4
Xns
+1,51765**
R2
=0,9420
^Y= -2E
-6X
3*+6,94E
-4X
2**-0,0416X
*+1,7413
**
R2
=0,9977
^
Y= -3E-6
X3**
+8,703E-4
X2**
-0,043X*+1,6276
**
R2
=0,9543
^Y= -4E
-6X
3**+9,24E
-4X
2**-0,0297X
ns+1,5844
**
R2
=0,9278
^
63
Figura 13 – Teores de malondialdeído (MDA) em sementes de mamona cv. BRS-Energia germinando em
soluções de NaCl nos Ψs entre 0 e -0,6 MPa com 60 (A), 120 (B) e 180 (C) horas após semeadura.
A acumulação de MDA, um produto da peroxidação lipídica em plantas expostas
a condições ambientais adversas, é avaliado como um indicador de confiança da
formação de radicais livres nos tecidos. O MDA tem sido utilizado como um bom
indicador da gravidade da lesão causada às células durante o estresse oxidativo
(SAIRAM et al. 2002). Assim, por meio dos teores de MDA formados pode-se dizer
que o estresse oxidativo foi maior entre 60 h e 140 h de germinação das sementes de
MD
A
(nm
ol
g-1
MS
)
1,5
3,0
4,5
s (MPa)
-0,6 -0,4 -0,2 0,0
MD
A
(n
mol
g-1
MS
)
0,0
1,5
3,0
4,5
MD
A
(nm
ol
g-1
MS
)
0,0
1,5
3,0
4,5
6,0
A
B
C
Y= 7,961667X2*
+6,29475X**
+2,665267**
R2
=0,9893
^
Y=2,730775X**
+4,079245**
R2
=0,9736
^
Y= -2,911583X**
+2,779292**
R2
=0,8881
^
64
mamona (Figura 12A) e que a salinidade só induziu maior estresse oxidativo após a
germinação das sementes (180 h) (Figura 13C).
4.7. Efeitos da germinação e da salinidade na atividade das enzimas antioxidantes
Alterações significativas nas atividades das enzimas catalase (CAT), peroxidase
do ascorbato (APX) e dismutase do superóxido (SOD) foram observadas em função do
tempo após a semeadura (Tabela 7). Por outro lado, a salinidade alterou as atividades
das enzimas CAT e APX (Tabela 7). Não foi detectada atividade da enzima peroxidase
do guaiacol (GPX) nas sementes de mamona.
A atividade da enzima catalase (CAT) aumentou com o passar do tempo até 120 h
de embebição independentemente do Ψs, mas com intensidades que variaram segundo o
Ψs a que as sementes foram expostas (Figura 14).
Figura 14 – Atividade da catalase (CAT) em sementes de mamona cv. BRS-Energia durante a germinação
em soluções salinas de NaCl com potenciais osmóticos (s) de 0 MPa (A), de -0,2 MPa (B), de -0,4 MPa
(C) e de -0,6 MPa (D).
Tempo (h)
0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 200
CA
T
(mm
ol
H2O
2 g
-1 M
S m
in-1
)
0
2
4
6
CA
T
(mm
ol
H2O
2 g
-1 M
S m
in-1
)
0
2
4
6
8
Tempo (h)
0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 200
CA
T
(mm
ol
H2O
2 g
-1 M
S m
in-1
)
0
2
4
6
CA
T
(mm
ol
H2O
2 g
-1 M
S m
in-1
)
0
2
4
6
8
A B
C D
Y=-1,28E-4
X2**
+0,339X**
+1,155639**
R2
=0,9830
^Y= -4E
-6X
3**+7,7E
-4X
2**-0,0097X
ns+1,594
**
R2
=0,8335
^
Y= -4E-6
X3**
+8,1E-4
X2**
+0,0013Xns
+1,2084**
R2
=0,9996
^ Y= -2E-6
X3**
+5,44E-4
X2**
-0,0161Xns
+1,4464**
R2
=0,8496
^
65
Nos Ψs de 0 e -0,6 MPa este aumento foi de ±100%, assim a atividade da CAT,
passou a ser de 3,4 mmol H2O2 g-1 MS min-1. Nos Ψs intermediários de -0,2 e -0,4 MPa
a atividade da CAT chegou a atingir o valor de 5,4 mmol H2O2 g-1MS min-1. Assim o
aumento relativo na atividade no Ψs de -0,4 MPa chegou a ser de 350% enquanto no Ψs
de -0,2 MPa o aumento foi de apenas 200%.
No primeiro terço da germinação (60 h após a semeadura), a atividade da CAT foi
superior nas sementes na ausência de NaCl (Figura 15B). No tempo de 120 h, a
atividade da CAT foi mais ativa nos Ψs intermediários a 0 e -0,6 MPa (Figura 15C).
Após a protrusão (180h), a atividade da CAT, que vinha em queda, passou a ser igual
em todos os Ψs, com atividade de 2,75 mmol H2O2 g-1MS min-1 (Figura 14).
CA
T
(mm
ol
H2O
2 g
-1 M
S m
in-1
)
0
2
4
6
s (MPa)
-0,6 -0,4 -0,2 0,0
CA
T
(mm
ol
H2O
2 g
-1 M
S m
in-1
)
0
2
4
6
CA
T
(mm
ol
H2O
2 g
-1 M
S m
in-1
)
0
2
4
6
8
A
B
C
Y= 94,38X3**
+77,6246X2**
+14,88X**
+2,874**
R2
=1
^
Y= -67,697X3**
-64,954X2**
-14,838X**
+1,723**
R2
=1
^
Y= -24,6416X2**
-15,1715X**
+3,318602**
R2
=0,9989
^
66
Figura 15 – Atividade da enzima catalase (CAT) em sementes de mamona cv. BRS-Energia germinando
em soluções de NaCl nos Ψs entre 0 e -0,6 MPa com 24 (A), 60 (B) e 120 (C) horas de embebição.
A atividade da peroxidase do ascorbato (APX) não variou, significativamente,
durante a germinação das sementes em ausência de NaCl (Figura 16A). Nessas
sementes, a atividade ficou em torno de 0,75 mmol H2O2 g-1 MS min-1. Por outro lado,
nas sementes germinando sob condições salinas (Figuras 16B, 16C, 16D) e com até 120
h desde a semeadura, a atividade da APX aumentou cerca de 30% em relação ao
controle, mas não chegou a diferir significamente da atividade da APX nas sementes na
ausência de sal. No entanto, no intervalo entre 120h e 180 h houve um intenso aumento
na atividade da APX (cerca de 44%) nas sementes germinando sob condições salinas,
deferindo-as assim das sementes na ausência de sal quanto a atividade da APX (Figuras
16 e 17).
Figura 16 – Atividade da peroxidase do ascorbato (APX) em sementes de mamona cv. BRS-Energia
germinando em soluções salinas de NaCl com potenciais osmóticos (s) de 0 MPa (A), de -0,2 MPa (B),
de -0,4 MPa (C) e de -0,6 MPa (D).
Tempo (h)
0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 200
AP
X
(mm
ol
H2O
2 g
-1 M
S m
in-1
)
0,0
0,5
1,0
1,5
Tempo (h)
0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 200
AP
X
(mm
ol
H2O
2 g
-1 M
S m
in-1
)
0,0
0,5
1,0
1,5
AP
X
(mm
ol
H2O
2 g
-1 M
S m
in-1
)
0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
B
C D
Y= 37E-6
X2**
-0,0021Xns
+0,7106**
R2
=0,9807
Y= 0,0072X2**
-0,000349Xns
+0,68097**
R2
=0,9363
^Y= 28E
-6X
2**-0,001X
ns+0,65417
**
R2
=0,9987
^
AP
X
(mm
ol
H2O
2 g
-1 M
S m
in-1
)
0,0
0,5
1,0
1,5
A
Y= 0,75
67
As alterações na atividade da CAT e da APX se deram, possivelmente, em
resposta ao aumento de H2O2 provocado pela germinação e salinidade (Tabela 7,
Figuras 10, 14, 16).
Figura 17 – Atividade da peroxidase do ascorbato (APX) em sementes de mamona cv. BRS-Energia sob
Ψs entre 0 e -0,6 MPa com 180 horas de embebição.
A atividade da dismutase do superóxido (SOD) não foi alterada pela salinidade,
embora tenha variado com o tempo de germinação (Tabela 7). Nas primeiras 60 h após
a semeadura, houve uma redução em atividade da SOD, mas esta voltou ao patamar
inicial de atividade nas próximas 80 h (140h) (Figura 18).
Figura 18 – Atividade da dismutase do superóxido (SOD) em sementes de mamona cv. BRS-Energia
durante a germinação.
A SOD, enzima envolvida na eliminação do superóxido, esteve ativa durante a
germinação das sementes de mamona, diferentemente do observado em outras espécies
s (MPa)
-0,6 -0,4 -0,2 0,0
AP
X
(mm
ol
H2
O2
g-1
MS
min
-1)
0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
Y= -22,46X3**
-24,523X2**
-7,56X**
+0,827**
R2
=1
^
Tempo (h)
0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 200
SO
D
(
U g
-1 M
S)
0
100
200
300
400
Y= -2,4E-4
X3**
+0,069X2**
-4,949X**
+291,96**
R2
=0,9809
^
68
como espinafre e Picea omorika, onde a SOD não está ativamente envolvida na
germinação de suas sementes (CHEN; ARORA, 2011; PRODANOVIĆ et al., 2007)
O aumento na atividade da SOD entre 60 e 120 h após a semeadura foi
acompanhado por aumento na atividade da CAT entre 60 e 120 h e na atividade de APX
entre 60 e 140 h nas sementes sob condições salinas (Figuras 14, 16). Provavelmente,
isso se deve ao fato do H2O2 ser um subproduto da atividade da SOD na prevenção ao
dano celular, tendo que ser logo eliminado, dada a sua toxidade, por conversão a H2O
em reações subsequentes envolvendo APX, GPX, e CAT, que regulam os níveis de
H2O2 em plantas (WANG et al., 2009).
O acúmulo de H2O2 entre 24 h e 80 h (Figura 10) foi, provavelmente, induzido
pela β-oxidação de ácidos graxos, que pode ter ocorrido neste mesmo intervalo (Figura
9), por ser um subproduto da reação (NELSON; COX, 2011). A redução do superóxido
pela SOD pode também ter contribuído para o acúmulo de H2O2 a partir de 60 h de
embebição, bem como ter sido a razão do acúmulo dessa ROS entre 80 h e 160 h de
embebição (Figura 18). É interessante observar que este acúmulo em H2O2 foi
acompanhado por aumentos das atividades da CAT e APX. Com até 120 h de
embebição, a CAT teve sua atividade intensamente elevada, enquanto a APX se
apresentou mais ativa apenas em sementes sob salinidade, após 120 h de embebição
(Figuras 14,16). A catalase e a peroxidase são enzimas chaves para a eliminação do
H2O2 produzido nas células em resultado da alta atividade da SOD (APEL; HIRT
2004).
4.8. Monitoramento da secagem de sementes condicionadas
As condições de secagem foram apropriadas para causar alterações significativas
na massa fresca (MF) das sementes de mamona condicionadas ao longo do tempo de
secagem (Tabela 8).
69
Tabela 8 – Resumo do quadro de ANOVA para as medidas de massa fresca durante o processo de
secagem das sementes de mamona condicionadas com H2O, NaCl, CaCl2, KCl, NaNO2, NaNO3, KH2PO4,
NaSiO3, PEG-6000 e H2O2
Fonte de variação G.L. Quadrado Médio
H2O NaCl CaCl2 KCl NaNO2
Tempo 4 7120,5** 5924,86** 5491,7** 6604,9** 5801,66**
Resíduo 20 161,7 63,88 193,96 120,32 219,46
CV (%) 3,41 2,19 3,73 2,83 3,9
Fonte de variação G.L. Quadrado Médio
NaNO3 KH2PO4 NaSiO3 PEG H2O2
Tempo 4 6508,26** 5136,14** 5480,66** 4325,04** 7103,24**
Resíduo 20 83,24 449,62 88,02 111,12 98,12
CV (%) 2,45 5,58 2,46 2,87 2,6 * p < 0,05; ** p < 0,01; ns p > 0,05
Durante o processo de condicionamento fisiológico, a secagem das sementes por
24h após a aplicação dos condicionantes foi suficiente para que as sementes retornassem
a umidade das sementes não condicionadas (Figura 19). As sementes de mamona
secaram conforme o modelo quadrático, com exceção apenas das sementes
condicionadas com KH2PO4, que secaram a uma taxa constante de 3,24 mg de MF h-1
(Figura 19G).
70
Figura 19 – Curva de secagem das sementes de mamona após seu condicionamento com H2O (A), NaCl
(B), CaCl2 (C), KCl (D), NaNO2 (E), NaNO3 (F), KH2PO4 (G), NaSiO3 (H), PEG-6000 (I) e H2O2 (J).
Tempo de secagem (h)
0 6 12 18 24
Ma
ssa F
resc
a (
MF
)
(mg
)
0
300
350
400
Tempo de secagem (h)
0 6 12 18 24
Ma
ssa F
resc
a (
MF
)
(mg
)
0
300
350
400
Ma
ssa F
resc
a (
MF
)
(mg
)
0
300
350
400
Ma
ssa F
resc
a (
MF
)
(mg
)
0
300
350
400
Ma
ssa F
resc
a (
MF
)
(mg
)
0
300
350
400
Ma
ssa F
resc
a (
MF
)
(mg
)
0
300
350
400
Ma
ssa F
resc
a (
MF
)
(mg
)
0
300
350
400
Ma
ssa F
resc
a (
MF
)
(mg
)
0
350
400
450
Ma
ssa F
resc
a (
MF
)
(mg
)
0
300
350
400
450
Ma
ssa F
resc
a (
MF
)
(mg
)
0
300
350
400
450
A B
C D
E F
G H
I J
Y= 17,2E-2X2**
-7,9X**
+430,88**
R2
=0,9943
^Y= 15,5E-2X
2**-7,16X
**+418,22
**
R2
=0,9939
^
Y= 13,5E-2X2**
-6,591X**
+423,75**
R2
=0,9966
^ Y= 16,4E-2X2**
-7,57X**
+443,53**
R2
=0,9876
^
Y= 15,4E-2X2**
-7,1X**
+431,95**
R2
=0,9880
^Y= 14,7E-2X
2**-7,19X
**+427,54
**
R2
=0,9988
^
Y= -3,24X**
+418,84**
R2
=0,9127
^Y= 12,8E-2X
2**-6,439X
**+431,3
**
R2
=0,9968
^
Y= 11,9E-2X2**
-5,84X**
+411,56**
R2
=0,9967
^ Y= 13,9E-2X2**
-7,19X**
+437,29**
R2
=0,9965
^
71
4.9. Avaliação dos benefícios do condicionamento fisiológico
Após a aplicação dos condicionantes foram realizados testes de vigor que
revelaram que somente a massa seca das raízes de plântulas de sementes condicionadas
não diferiram entre si e nem das plântulas de sementes não condicionadas (Tabela 9).
Tabela 9 – Resumo do quadro de ANOVA para condutividade elétrica (CE), plântulas normais (PN),
comprimento do hipocótilo (CH), comprimento da raiz (CR), relação CR/CH, massa seca do hipocótilo
(MSH), massa seca da raiz (MSR) e relação MSR/MSH de sementes de mamona não condicionadas e
condicionadas com H2O, NaCl, CaCl2, KCl, NaNO2, NaNO3, KH2PO4, NaSiO3, PEG-6000 e H2O2
Fonte de variação G.L.
Quadrado Médio
CE PN CH CR
Tratamento 10 1055,42** 505,81* 49,11* 105,63**
Resíduo 44 49,49 201,81 20,80 33,51
CV (%) 11,11 29,71 52,46 48,88
Fonte de variação
G.L.
Quadrado Médio
CR / CH MSH MSR MSR / MSH
Tratamento 10 3,23** 1630,68** 143,66ns 0,026**
Resíduo 44 1,20 248,83 89,43 0,004
CV (%) 67,48 12,73 22,03 18,72 * P < 0,05; ** P < 0,01; ns P > 0,05
A CE do exsudato das sementes condicionadas diferiram das sementes não
condicionadas, sem diferença entre os tratamentos condicionantes (Figura 20A). Amaral
e Peske (1984) e Basavarajappa et al. (1991) destacaram a relação entre a qualidade
fisiológica das sementes com a estruturação de membranas e lixiviação de substâncias.
No entanto, não foi possível diferir a qualidade das sementes osmocondicionadas por
meio do teste de CE, pois todas as sementes apresentam valores similares (Figura 20A).
Isso pode implicar que a organização do sistema de membranas das sementes de
mamona não depende do tipo de sal ou do Ψs utilizado no condicionamento, mas apenas
da absorção de água, ou seja, do hidrocondicionamento. Resultado semelhante ocorreu
em sementes de alface condicionadas, e segundo os autores, o teste de condutividade
elétrica pode ser útil na avaliação de sementes condicionadas, porém apenas indica um
aumento de vigor dessas em relação a testemunha (RODRIGUES et al., 2012).
72
Figura 20 – Testes de vigor realizados com sementes de mamona condicionadas com
H2O, NaCl, CaCl2, KCl, NaNO2, NaNO3, KH2PO4, NaSiO3, PEG-6000 e H2O2. A,
condutividade elétrica (CE); B, plântulas normais (PN); C, comprimento do hipocótilo
(CH); D, comprimento da raiz (CR); E, relação CR/CH; F, massa seca do hipocótilo
(MSH); G, massa seca da raiz (MSR) e H, relação MSR/MSH.
Con
trol
e
H2O
NaC
l
CaC
l2K
Cl
NaN
O2
NaN
O3
KH
2PO
4
Na2
SiO3
PEG
-600
0
H2O
2
MS
R /
MS
H
0,00
0,25
0,50
0,75
Con
trol
e
H2O
NaC
l
CaC
l2K
Cl
NaN
O2
NaN
O3
KH
2PO
4
Na2
SiO3
PEG
-600
0
H2O
2
MS
R
(mg
)
0
25
50
75
MS
H
(mg
)
0
50
100
150
CR
/ C
H
0
1
2
3
CH
(cm
)
0
6
12
18
CR
(cm
)
0
6
12
18
a
b b
aa
a
b b ba
b
b
ab a a a
bb
a
b
a
b
aa
bb b
b aa
a
b
CE
(S
cm
-1 g
-1 M
S)
0
30
60
90
120a
b
bb b b b
b b b b
PN
(%)
0
25
50
75
100
aa
bb
b
b bb
bb
b
b
cc c
b b
a
a
b
cc
a
a a a
a a
a
a
aa
a
aa
cc
bb
b b b bb
A B
C D
E F
G H
73
O teste de condutividade elétrica não é adequado para se realizar uma comparação
entre sementes condicionadas e as não condicionadas visto que durante o
condicionamento há liberação de uma parcela do exsudato, sendo assim difícil
apresentar a parcela da redução da CE que é devido a uma organização do sistema de
membrana e a que se deve a perda de eletrólitos no período de condicionamento.
As sementes condicionadas com NaNO3 e PEG-6000 apresentaram maior
percentual de plântulas normais (Figura 20B). Excetuando-se os condicionantes CaCl2,
KCl, NaNO2 e PEG-6000 que mantiveram o comprimento do hipocótilo (CH) similar ao
das plântulas de sementes não condicionadas, os demais condicionadores tiveram
efeitos negativos sobre o CH (Figura 20C). O comprimento das raízes (CR) das
plântulas foi maior nas plântulas condicionadas com H2O, CaCl2, KCl, NaNO2, NaSiO3
e H2O2 (Figura 20D). Nenhum condicionante trouxe significativo prejuízo ao
comprimento das raízes (Figura 20D).
Trigo et al. (1999) e Srinivasan et al. (1999) obtiveram incrementos no
comprimento da raiz primária em cebola e em plântulas de mostarda com o
osmocondicionamento das sementes. Conforme observado em sementes condicionadas
de Cuminum syminum L. com PEG-6000, mesmo em baixo Ψs, assim como em
mamona este condicionador não traz prejuízos ao comprimento da raiz (RAHIMI,
2013).
A manutenção da relação CR/CH ocorreu em plântulas de sementes
condicionadas, com CaCl2, KCl e NaNO2, em que houve aumento tanto no CR como no
CH (Figura 20E). Também as condicionadas com NaNO3 e PEG-6000 mantiveram a
relação CR/CH apesar da pequena redução no CR e um pequeno aumento no CH,
respectivamente.
74
Apesar de nenhum condicionante ter alterado o acúmulo de massa seca da raiz
(MSR) em relação ao controle (Figura 20G), houve aumento no acúmulo de massa seca
do hipocótilo (MSH) pelos condicionantes NaNO3 e PEG-6000 (Figura 20F),
consequente redução na relação MSR/MSH com esse condicionantes (Figura 20H).
A partir dos resultados dos efeitos dos condicionantes no desenvolvimento das
plântulas de mamona cv. BRS-Energia foram selecionados quatro deles (CaCl2, NaNO2,
NaNO3 e PEG-6000) para serem testados sob condições de salinidade com Ψs de -0,6
MPa. Esses condicionantes podem ser divididos em dois grupos segundo seus modos de
ação. O grupo I, formado por CaCl2 e NaNO2, atua sobre o alongamento das raízes sem
trazer prejuízos ao desenvolvimento do hipocótilo (Figura 20C, 20D) e o grupo II,
formado por NaNO3 e PEG-6000, atua aumentando o acúmulo de massa seca do
hipocótilo e, consequentemente, reduzindo a relação MSR/MSH, além de favorecer um
maior número de plântulas normais (Figura 20B, 20F, 20H).
4.10. Efeitos da salinidade sobre germinação de sementes osmocondicionadas
Os condicionantes testados apresentaram diferenças significativas, sob salinidade,
quanto ao percentual de germinação, de sementes germinadas na primeira contagem
(1°C), de sementes mortas, de sementes não germinadas e de plântulas normais, e
quanto ao índice de velocidade de germinação (IVG) e o tempo médio de germinação
(TMG) (Tabela 10).
Tabela 10 – Resumo do quadro de ANOVA para as variáveis percentual de germinação (G), de sementes
mortas (SM), de sementes não germinadas (SNG), de sementes germinadas na primeira contagem (PC) e
de plântulas normais (PN); índice de velocidade de germinação (IVG) e tempo médio de germinação
(TMG) de sementes de mamona submetidas a osmocondicionamento germinando em condições salinas
(NaCl) com potenciais osmótico de -0,6 MPa
Fonte de
variação
G.L. Quadrado Médio
G SM SNG PC PN IVG TMG
Tratamento 4 1083,15** 31,4** 1160,35** 139,90** 781,85** 73,38** 19,07**
Resíduo 35 52,54 4,68 54,94 2,66 71,68 1,22 0,31
CV (%) 13,65 47,06 17,52 50,65 18,53 14,26 7
* P < 0,05; ** P < 0,01; ns P > 0,05
75
Os condicionantes aumentaram o percentual de germinação das sementes de
mamona sob salinidade (Ψs de -0,6MPa) em pelo menos 50% (Figura 21). Isso pode ser
resultado da ação osmótica dos condicionantes, favorecendo o influxo de água pela
redução do potencial osmótico celular. O condicionante NaNO3 apresentou o melhor
percentual de germinação contribuindo para o aumento de quase 90% na germinação.
Figura 21 – Percentual de germinação de sementes osmocondicionadas de mamona sob
condições salinas (Ψs = -0,6 MPa).
Atia et al. (2009), com o uso de KNO3 obteve acréscimos de 35% e 330% na
percentagem de germinação de sementes de Crithmum maritimum semeadas em meio
contendo NaCl a 100 mM e 200 mM, respectivamente. Efeitos positivos na germinação
com o uso de sais nitrogenados também foram documentados em halófitas, como
Atriplex griffithii (KHAN et al., 2000), Zygophyllum simplex L. (KHAN et al., 2002) e
Suaeda salsa (LI et al., 2005), assim como em espécies pouco tolerantes como Lactuca
sativa (HENDRICKS et al., 1974) e Avena fátua (MCINTYRE et al., 1996).
Segundo Atia et al. (2009), o aumento do percentual de germinação causado pelo
condicionamento com KNO3 ou NaNO3 se deve a ação do íon NO3-, o qual alivia a
dormência secundária, por decrescer os níveis de ABA na semente (ALI-RACHEDI et
Con
trole
CaC
l
NaN
O
NaN
O
PEG 6
000
Ger
min
açã
o
(%)
0
20
40
60
80
100
c
abb
aab
2 2 3
76
al., 2004). Além disso, o NO3- pode atuar como receptor de elétrons, reduzindo-se a
nitrito no interior das sementes, reoxidando o NADPH e aumentando a disponibilidade
de NADP+ para a redução pelas desidrogenases do ciclo da pentose fosfato. Esse
processo, segundo Copeland e Mc Donald (1995), está envolvido na superação de
dormência e o íon NO3- também tem capacidade de aliviar o efeito osmótico típico da
salinidade.
Na figura 22 são mostradas algumas variáveis relacionadas com a qualidade da
germinação das sementes condicionadas com CaCl2, NaNO2, NaNO3 e PEG-6000, e sob
condições salinas (Ψs=-0,6 MPa).Como pode ser observado, o percentual de sementes
mortas não foi significativamente diferente entre as sementes condicionadas e as não
condicionadas (Figura 22A). Entretanto os tratamentos com CaCl2 e NaNO3 foram
responsáveis por um redução de 47% no percentual de sementes não germinadas (Figura
22B). O alto percentual de sementes de mamona não germinadas sob salinidade,
possivelmente, está relacionada com a inibição da germinação, provocada pelo ABA,
pois segundo Zhang et al. (2006) os níveis de ABA são acrescidos em resposta ao
estresse hídrico e salino em um processo de sinalização celular, que abrange a
percepção e transdução do estresse, além de regular a expressão gênica de enzimas
chave para a biossíntese e catabolismo do ABA.
O percentual de plântulas normais aumentou 79% quando as sementes foram
tratadas com NaNO3. Entretanto, quando as sementes foram condicionados com CaCl2 e
PEG-6000 os percentuais de plântulas normais não diferiram significamente daquele
condicionado com o NaNO3 (Figura 22D).
Houve clara superioridade na velocidade de germinação e na primeira contagem
de germinação, realizada no quarto dia de embebição, das sementes de mamona
condicionadas com NaNO3. As sementes não condicionadas apresentaram apenas um
77
percentual de germinação correspondente a 3,5% do percentual de germinação obtido
com sementes condicionadas com NaNO3 (Figura 22C). Em resposta a ação do NaNO3
o IVG passou de 3,5 para 11,86 e houve uma redução de 3,6 dias no TMG (Figura 22E,
22F). Atia et al. (2009) observou que o íon NO3- , oriundo dos sais de NaNO3 e KNO3,
aumentou o IVG tanto das sementes sem estresse quanto nas com estresse salino (NaCl
a 100 mM).
Figura 22 – Percentual de sementes mortas (A), sementes não germinadas (B), germinação na primeira
contagem (PC, C) e plântulas normais (PN, D), índice de velocidade de germinação (IVG, E) e tempo
médio de germinação (TMG, F) de sementes osmocondicionadas de mamona sob condições salinas (Ψs =
-0,6 MPa).
PN
(%)
0
20
40
60
80
PC
(%)
0
4
8
12
16
Sem
ente
s m
ort
as
(%)
0
4
8
12
16
20
Sem
ente
s d
orm
ente
s
(%)
0
20
40
60
80
100
Con
trole
CaC
l
NaN
O
NaN
O
PEG 6
000
TM
G
(Dia
s)
0
3
6
9
12
Con
trole
CaC
l
NaN
O
NaN
O
PEG 6
000
IVG
0
3
6
9
12
ab
a
bab
b
a
c
b
c
bc
b
bcc
a
bc
c
abbc
aab
d
bc
a
b
c
a
bc b
dc
A B
C D
E F
2 2 3 2 2 3
78
De modo geral, os dois grupos de condicionantes diferiram entre si pelo fato do
grupo II (NaNO3 e PEG-6000) ter apresentado, em média, IVG 36% maior e TMG, em
média, de 1,8 dias menor em relação aos condicionantes do grupo I (CaCl2 e NaNO2)
(Figura 22E, 22F). No grupo I, os efeitos do CaCl2 diferenciaram-se dos do NaNO2 no
fato das sementes condicionadas com CaCl2 apresentarem menor percentual de
sementes não germinadas (Figura 22B) e, em contraponto, um maior percentual de
sementes mortas que as condicionadas com NaNO2 (Figura 22A). No grupo II, os
efeitos do NaNO3 diferenciaram-se dos do PEG-6000 pelo fato deste não ter aumentado
significamente o percentual de germinação na primeira contagem e consequentemente
possuir um IVG menor 3,4 e um TMG maior em 15 h (Figura 22C, 22E, 22F).
4.11. Efeitos da salinidade sobre o crescimento das plântula oriundas de
sementes osmocondicionadas
Os condicionantes testados causaram diferenças significativas no acúmulo de
massa seca e no crescimento longitudinal das plântulas de mamona sob salinidade
(Tabela 11).
Tabela 11 – Resumo do quadro de ANOVA para as variáveis de crescimento de plântulas oriundas de
sementes osmocondicionadas de mamona sob condições salinas (Ψs = -0,6 MPa) como: massa seca da
raiz (MSR) e do hipocótilo (MSH), relação massa seca da raiz/hipocótilo (MSR/MSH), comprimento da
raiz principal (CR) e do hipocótilo (CH) e relação comprimento da raiz/hipocótilo (CR/CH)
Fonte de
variação G.L.
Quadrado Médio
MSR MSH MSR/MSH CR CH CR/CH
Tratamento 4 108,62** 525,78** 0,000241** 148,46** 31,04** 54,66**
Resíduo 35 4,41 10,95 0,000011 5,58 0,76 8,02
CV (%) 11,46 12,44 10,49 39,32 45,93 69,77 * p < 0,05; ** p < 0,01; ns p > 0,05
Nas plântulas de mamona foram observadas reduções de 92,2% na MSR e de 97%
na MSH no Ψs igual a -0,6 MPa (Figura 5A, 5B). Sendo um possível motivo ação da
salinidade em afetar a germinação, diminuindo o teor de nitrogênio das sementes, o que
limita o crescimento do embrião (ATIA et al., 2009). As sementes condicionadas
79
apresentaram de modo geral plântulas com efeitos salinos minorados (Figura 23). O
acúmulo de massa seca foi maior, nas sementes condicionadas com NaNO3 e PEG-
6000. Estes condicionantes, em média, foram capazes de reduzir 40% dos efeitos da
salinidade sobre MSR e 23% dos efeitos sobre MSH (Figuras 5A, 5B, 23A, 23B). O íon
NO3- é assimilado após a sua redução a NH4
+ pelas enzimas redutase do nitrato e do
nitrito, sintetase da glutamina, sintase do glutamato e outras enzimas, o que leva à
produção de aminoácidos, compostos de nitrogênio e, consequentemente, promoção do
crescimento (ATIA et al., 2009). No entanto, o efeito benéfico sobre o crescimento deve
ser devido a outro motivo já que no condicionamento com PEG-6000 não houve
fornecimento do íon NO3-.
Figura 23 – Massas secas da raiz (MSR, A) e do hipocótilo (MSH, B), relação massa seca raiz/hipocótilo
(MSR/MSH, C), comprimentos da raiz principal (CR, D) e do hipocótilo (CH, E) e relação comprimento
MS
R /
MS
H
0,00
0,02
0,04
0,06
0,08
0,10
CR
(cm
)
0
2
4
6
8
MS
R
(mg)
0
20
40
60
80
100
MS
H
(mg)
0
20
40
60
80
100
Con
trole
CaC
l
NaN
O
NaN
O
PEG 6
000
CR
/ C
H
0
2
4
6
8
Con
trole
CaC
l
NaN
O
NaN
O
PEG 6
000
CH
(cm
)
0
1
2
3
4
cd bcd
a ab
aa
bb
c
a
bbc bc
c
bb
aa
a
c
dcd
b
a a
c
ab
bc bc
A B
C D
E F
2 2 3 2 2 3
80
da raiz/hipocótilo (CR/CH, F) de plântulas oriundas de sementes osmocondicionadas de mamona sob
condições salinas (Ψs = -0,6 MPa).
Os efeitos da salinidade sobre o comprimento da raiz foram reduzidos 38% pelos
condicionantes NaNO3, PEG-6000 e CaCl2, e os efeitos sobre o comprimento do
hipocótilo amenizados 29% pelo PEG-6000 e 25% pelo NaNO3 (Figuras 5D, 5E, 23D,
23E). Esses resultados foram concordantes com os encontrados por Abdelgabir et al.
(2012) om o condicionante KNO3 (fornecedor do íon NO3-), que promoveu o
crescimento longitudinal das raízes de plântulas de Jatropha curcas L..
4.12. Efeitos da salinidade sobre a homeostase K+/Na+ em plântulas oriundas de
sementes osmocondicionadas
O acúmulo de Na+ nas raízes não foi afetado pelos osmocondicionantes, enquanto
no hipocótilo o acúmulo de Na+ foi afetado (Tabela 12). Além disso, apesar de haver
diferença significativa entre as sementes osmocondicionadas, estas sementes não
diferiram das sementes não condicionadas (Tabela 12, Figura 24B). Pode-se assim
perceber que os efeitos do osmocondicionamento não estão ligados a um impedimento
de absorção ou exclusão de Na+ dos tecidos vegetais.
Tabela 12 – Resumo do quadro de ANOVA para os teores de Na+, K+ e relação de K+/ Na+ na raiz e no
hipocótilo de plântulas oriundas de sementes de mamona submetidas a osmocondicionamento sob
condições salinas de NaCl com Ψs igual a -0,6 MPa
Fonte de variação G.L.
Quadrado Médio
Raiz Hipocótilo
Na+ K+ K+/Na+ Na+ K+ K+/Na+
Tratamento 4 13723ns 49175** 0,045** 6880* 5432** 0,0091ns
Resíduo 35 17400 6375 0,002 1856 986 0,0034
CV (%) 11,22 12,12 8,05 10,62 11,79 8,89 * p < 0,05; ** p < 0,01; ns p > 0,05
Os teores de K+ na raiz e hipocótilo de plântulas de mamona foram maiores em
condições de estresse salino, independente do condicionamento, uma vez que os níveis
de K+ na raiz e no hipocótilo em plântulas oriundas de sementes germinadas em meio
isento de sal foram de 365,75 e 174,33 µmol g-1 de MS, respectivamente. (Figura 6C,
81
6D). Em relação às sementes não condicionadas, as sementes condicionadas com CaCl2,
NaNO3 e PEG-6000 apresentaram menor teor de K+, na raiz, enquanto apenas o
condicionante NaNO3 foi capaz de reduzir o teor de K+ no hipocótilo (Figura 24C,
24D). Isso só mostra que a translocação de K+ para as raízes e para o hipocótilo é uma
consequência negativa da salinidade sobre a condição celular das plântulas de sementes
não condicionadas.
Figura 24 – Teores de Na+ na raiz (A) e no hipocótilo (B), teores de K+ na raiz (C) e no hipocótilo (D),
relação K+ / Na+ na raiz (E) e no hipocótilo (F) de plântulas de mamona cv. BRS-Energia com ±7 dias,
oriundas de sementes osmocondicionadas germinadas em soluções salinas de NaCl (s de -0,6MPa).
4.13. Considerações finais
Apesar da ação benéfica apresentada por todos os osmocondicionamentos testados
sob condições salinas, foi valido destacar o condicionante NaNO3 com base nos
K+
(µm
ol
g-1
MS
)0
200
400
600
800
K+
(µm
ol
g-1
MS
)
0
200
400
600
800
Na+
(µm
ol
g-1
MS
)
0
300
600
900
1200
1500
Na+
(µm
ol
g-1
MS
)
0
300
600
900
1200
1500
Con
trole
CaC
l
NaN
O
NaN
O
PEG 6
000
K+
/ N
a+
0,0
0,4
0,8
1,2
1,6
Con
trole
CaC
l
NaN
O
NaN
O
PEG 6
000
K+
/ N
a+
0,0
0,4
0,8
1,2
1,6
a aa
a a
a a aa
a
ab
ab ab ab
ab
a
b b b
a aba
bab
a ab
b b
A B
C D
E F
2 2 3 2 2 3
82
resultados obtidos serem superiores aos demais condicionantes. Assim o NaNO3 é o
mais indicado para amenizar os efeitos do estresse salino, devendo ser alvo de estudo
com o objetivo de se esclarecer detalhes de seus modos de ação e com isso se traçar
estratégias para potencializar seus efeitos benéficos.
O aumento do acúmulo de massa seca no hipocótilo e o favorecimento do maior
número de plântulas normais em sementes germinadas a Ψs igual 0 MPa e a Ψs igual -
0,6 Mpa contribuição para aumento de quase 90% na germinação, redução de 47% no
percentual de sementes não germinadas, aumento de 79% de plântulas normais, quase
triplicação do IVG e reduz de 3,6 dias no TMG, além de reduzir os efeitos da salinidade
sobre CR (38%), MSR (40%), CH (25%) e MSH (23%), assim como os efeitos sobre a
translocação de K+ para o hipocótilo e raízes, foram os efeitos benéficos produzidos
pelo osmocondicionamento com NaNO3 a Ψs de -0,2 MPa por 24h sob temperatura de
25±1 °C, umidade de 99% e fotoperíodo de 12 h luz/ 12 h escuro.
83
5. CONCLUSÕES
A remoção da carúncula das sementes de mamona cv. BRS-Energia é indicada por
facilitar a entrada de água, reduzindo o TMG e elevando o IVG.
A salinidade afetou a germinação das sementes apenas a partir do potencial
osmótico de -0,4 MPa, no entanto o crescimento das plântulas foi afetado sob Ψs de -
0,16 MPa, sendo o hipocótilo o órgão da plântula de mamona cv. BRS-Energia mais
sensível à salinidade.
A curva de embebição de sementes de mamona cv. BRS-Energia não exibiu
claramente a segunda fase do modelo de Bewley e Black (1978), apresentando
embebição sob salinidade desacelerada com o tempo de exposição ao NaCl.
Houve um acúmulo de lipídios antes da protrusão da radícula, entre 80 h e 160 h
de embebição, capaz de elevar em 30% o teor de óleo na semente.
Em sementes de mamona cv. BRS-Energia foi observada correlação positiva de
70% entre H2O2 e MDA. Além disso, constatou-se que a atividade da SOD não foi
influenciada pela salinidade, enquanto atividade da CAT e da APX foram responsivas à
salinidade. Não foi detectada atividade da peroxidase do guaiacol (GPX) nas sementes
de mamona.
Dentre os osmocondicionadores testados sob condições salinas, o NaNO3 foi o
que apresentou melhores resultados para melhorar a qualidade fisiológica das sementes
de mamona cv. BRS-Energia.
84
6. REFERÊNCIAS
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