UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO NORTE PROGRAMA DE ... · funcionais, como aditivos naturais...
87
UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO NORTE CENTRO DE CIÊNCIAS DA SAÚDE PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM NUTRIÇÃO IGOR UCELLA DANTAS DE MEDEIROS CARACTERIZAÇÃO NUTRICIONAL, TECNOLÓGICA E FUNCIONAL DE RESÍDUOS LIOFILIZADOS DE FRUTAS TROPICAIS NATAL/RN 2016
Transcript of UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO NORTE PROGRAMA DE ... · funcionais, como aditivos naturais...
0
UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO NORTE
CENTRO DE CIÊNCIAS DA SAÚDE
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM NUTRIÇÃO
IGOR UCELLA DANTAS DE MEDEIROS
CARACTERIZAÇÃO NUTRICIONAL, TECNOLÓGICA E FUNCIONAL DE
RESÍDUOS LIOFILIZADOS DE FRUTAS TROPICAIS
NATAL/RN
2016
1
IGOR UCELLA DANTAS DE MEDEIROS
CARACTERIZAÇÃO NUTRICIONAL, TECNOLÓGICA E FUNCIONAL DE
RESÍDUOS LIOFILIZADOS DE FRUTAS TROPICAIS.
Dissertação de Mestrado apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Nutrição, da Universidade Federal do Rio Grande do Norte, como requisito parcial à obtenção do títluo de Mestre em Nutrição. Orientadora: Prof.ª Dr.ª Roberta Targino Pinto Correia Co-orientadora: Prof.ª Dr.ª Karla Suzanne Florentino da Silva Chaves Damasceno
NATAL/RN
2016
2
Universidade Federal do Rio Grande do Norte - UFRN
Sistema de Bibliotecas - SISBI
Catalogação de Publicação na Fonte. UFRN - Biblioteca Setorial do Centro Ciências da Saúde - CCS
M488c Medeiros, Igor Ucella Dantas de.
Caracterização nutricional, tecnológica e funcional de resíduos liofilizados de frutas tropicais / Igor Ucella Dantas de Medeiros. – Natal, 2016.
85f.: il. Orientadora: Prof.ª Dr.ª Roberta Targino Pinto Correia.
Coorientadora: Prof.ª Dr.ª Karla Suzanne Florentino da Silva Chaves Damasceno Dissertação (Mestrado) – Programa de Pós-Graduação em Nutrição. Centro de Ciências da Saúde. Universidade Federal do Rio Grande do Norte.
1. Frutas tropicais – Dissertação. 2. Fitoquímicos – Dissertação. 3. Resíduos industriais – Dissertação. I. Correia, Roberta Targino Pinto. II. Título.
RN-UF/BS-CCS CDU: 634.6
3
AGRADECIMENTOS
O primeiro e principal agradecimento que faço é à minha família. Ao meu pai,
que como exemplo de educador, sempre apoiou e reforçou o poder que o
conhecimento tem para mudar as pessoas e o mundo. Agradeço também a minha
mãe e meus irmãos, que junto ao meu pai, sempre torceram pelo meu sucesso e me
motivaram para que eu sempre colocasse muito empenho no que faço. Que esse
passo que dou seja símbolo do amor, gratidão e adimiração que tenho por vocês.
Ao Programa de Pós-Graduação em Nutrição, em especial à professora Lúcia
Pedrosa, que com muito afinco, realizou esse sonho da tão esperada pós-graduação
no nosso curso, possibilitando assim que o sonho de outras gerações sejam
realizados.
Agradeço aos amigos! Aos “Mestrandos Nota 100” do centésimo curso de
pós-graduação da UFRN! Amigos com quem compartilhei parte desse caminho
acadêmico, com risadas, conversas, estatísticas, análises, etc. Nossa inspiração
mutúa fez e fará parte da história do PPGNUT.
Um agradecimento muito especial vai aos “LABTAmigos”! À Tássia, Dândara,
Thaís e Aline, as ICs mais especiais que existem, e que junto a Fran, Ana Luiza e
Kátia formaram mais que uma equipe, e sim uma FAMÍLIA, deixando o trabalho no
laboratório sempre muito leve. Foram tantas trocas, de conhecimentos,
aprendizados, músicas, gargalhadas, comida, enfim... Foram momentos
inesquecíveis compartilhados por pessoas lindas e especiais que vou levar dentro
do meu coração para SEMPRE!
Agradeço à parceria com a professora Jailane Aquino, UFPB, que forneceu o
material para análise além das demais contribuições para maior aprofundamento e
refino da nossa pesquisa.
Finalmente, agradeço muito à Roberta Targino, orientadora e pesquisadora
espetacular, que topou me orientar mesmo nem sabendo quem eu era! Agradeço e
admiro Roberta pela sua inteligência, respeito, sagacidade, carinho, praticidade e
exigência, tudo muito bem balanceado e que, junto à minha co-orientadora Karla
Suzanne, possibilitaram meu aperfeiçoamento acadêmico, acreditando no meu
potencial e lapidando-o.
4
“O homem é livre, enquanto pode pensar...”
Ralph W. Emerson.
5
RESUMO
O consumo de frutas está associado ao seu efeito benéfico à saúde pela presença
de fibras, vitaminas e compostos bioativos, sobretudo compostos fenólicos (CF) e
vitaminas com atividade antioxidante. O Brasil possui produção diversificada de
frutas tropicais, como a acerola, goiaba e caju, normalmente processadas formando
grandes volumes de resíduos agroindustriais. Assim, o presente trabalho objetivou
caracterizar resíduos liofilizados de acerola (RLA), goiaba (RLG) e caju (RLC)
quanto aos aspectos nutricionais, tecnológicos e funcionais associados ao estudo do
conteúdo bioativo após tratamento térmico. Os resíduos apresentaram elevado teor
de fibras dietéticas, com destaque para as insolúveis no RLG (40,6%) e solúveis no
RLA (14,2%). O RLG apresentou maior valor protéico (13,8%) e de lipídios (9,2%),
porém de forma geral, todos os resíduos apresentaram valor calórico reduzido. Os
minerais em destaque foram potássio, cálcio e magnésio, especialmente no RLC (K:
83,5 mg/g) e o RLA (Ca:31,9 mg/g e Mg: 2,8 mg/g). Quanto aos aspectos
tecnológicos, todos os resíduos apresentaram baixa higroscopicidade e valores
promissores de retenção de água (4,4 – 12,0 g/g) e óleo (3,0 – 5,4 g/g). O RLA foi o
mais rico em CF totais (5331,7 mg eqAG/100g), flavonoides totais (760,9 mg
eqC/100g) e atividade antioxidante (688,1 μmol eqTrolox/g no ORAC) e o RLG
apresentou mais proantocianidinas (217,8 mgEqPAC2/100g). O RLA obteve melhor
perfil fenólico com ácido salicílico (3503,4 mg/100g), miricetina (929,4 mg/100g) e
catequina (498,2 mg/100g). Nenhum resíduo apresentou atividade antibacteriana
frente aos micro-organismos Salmonella typhimurium, Shigella sonneie,
Staphylococcus aureus, Bacillus cereus e Listeria monocytogenes. O RLA
apresentou-se mais sensível ao tratamento térmico, com baixa retenção de CF totais
atingindo 29% aos 150°C. Porém a atividade antioxidante apresentou melhor
retenção em todos os resíduos e temperaturas (superiores a 70%). No caso do RLC,
um aumento de até 133% aos 150°C foi detectado, relacionando-se com a formação
de melanoidinas em todos os resíduos (com variações de até 582%). Com os dados
obtidos, conclui-se que o RLA, RLG e RLC apresentam alto potencial nutricional,
tecnológico e biotivo, inclusive para fortificação de outras matrizes alimentares.
Palavras-Chave: Frutas tropicais, resíduos industriais, fitoquímicos, tratamento
térmico.
6
ABSTRACT
The dietary consumption of fruit is linked to beneficial health effects due the presence
of fiber, vitamins and bioactive compounds, especially antioxidant phenolic
compounds (PC) and vitamins. Brazil has a diversified of tropical fruits production
such as acerola, guava and cashew, which are usually processed and transformed
into large amounts of agro-industrial pomaces. Thus, this study aimed to characterize
freeze-dried acerola pomace (ACE), guava (GUA) and cashew (CAS) in regard to
their nutritional, technological and functional aspects, in addition to evaluate the
impact of the thermal-treatment. These residues are high in dietary fiber, especially
insoluble for GUA (40.6%) and soluble for ACE (14.2%). The GUA residue has
higher protein (13.8%) and lipids (9.2%), but overall, all pomaces have reduced
caloric content. Minerals such as potassium, calcium and magnesium were found in
CAS (K: 83.5 mg/g) and ACE (Ca: 31.9 mg/ g and Mg: 2.8 mg/g). Moreover, all dried
residues had low hygroscopicity and satisfactory water (4,4 – 12,0 g/g) and oil
holding capacity (3,0 – 5,4 g/g). ACE presented the highest phenolic content (5331.7
mg AGE/ 100g), total flavonoid (760.9 mg CE/ 100g) and antioxidant activity (688.1
μmol TE/g in ORAC) and GUA presented higher proanthocyanidins (217.8 mg PA2/
100g). ACE also presented outstanding phenolic profile, and salicylic acid (3503.4
mg/ 100g), myricetin (929.4mg / 100g) and catechin (498.2 mg/ 100g) were
identified. No antibacterial activity against Salmonella typhimurium, Shigella sonneie,
Staphylococcus aureus, Bacillus cereus e Listeria monocytogenes was detected.
Severe reduction of total phenolic content was observed for ACE sample, reaching
29% at 150 °C. However, higher antioxidant activity retention (above 70 %) was
observed to all pomaces and temperatures. Interestingly, an increased TPC of up to
133% at 150 °C was detected, which may be related to the formation of melanoidins
in all pomaces (with variations up to 582%). Based on these results, we conclude
that freeze dried pomaces have high nutritional, technological and bioactive potential,
and might be used as phytochemical-rich ingredients to different food matrices.
Key words: Tropical fruit, industrial waste, phytochemicals, thermal treatment.
.
7
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO................................................................................................ 9
2 CARACTERIZAÇÃO DO PROBLEMA........................................................... 11
3 OBJETIVOS.................................................................................................... 13
3.1 OBJETIVO GERAL....................................................................................... 13
3.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS........................................................................ 13
4 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA........................................................................... 14
4.1 PRODUÇÃO NACIONAL DE FRUTAS TROPICAIS.................................... 14
4.2 PROCESSAMENTO DE FRUTAS TROPICAIS........................................... 15
4.3 COMPOSTOS BIOATIVOS PRESENTES EM FRUTAS TROPICAIS......... 17
4.4 APLICAÇÃO DOS RESÍDUOS DE FRUTAS NA INDÚSTRIA
ALIMENTÍCIA.............................................................................................. 19
4.5 ATIVIDADE ANTIOXIDANTE E ANTIMICROBIANA EM FRUTAS
TROPICAIS.................................................................................................. 20
4.6 EFEITO DO PROCESSAMENTO DE FRUTOS TROPICAIS E SEUS
RESÍDUOS................................................................................................... 22
5 METODOLOGIA.............................................................................................. 25
5.1 MATERIAL…………………………….………………………..………………… 25
5.2 COMPOSIÇÃO CENTESIMAL E DETERMINAÇÃO DE MINERAIS........... 25
5.3 ASPECTOS TECNOLÓGICOS E MICROSESTRUTURA.………………… 26
5.4 ASPECTOS FUNCIONAIS........................................................................... 27
5.4.1 OBTENÇÃO DE EXTRATOS.................................................................... 27
5.4.2 DETERMINAÇÃO DE COMPOSTOS FENÓLICOS TOTAIS,
FLAVONOIDES TOTAIS E PROANTOCIANIDINAS TOTAIS........................... 28
5.4.3 PERFIL DE COMPOSTOS FENÓLICOS.................................................. 29
5.4.4 DETERMINAÇÃO DE ÁCIDO ASCÓRBICO............................................. 30
8
5.4.5 DETERMINAÇÃO DE CAROTENOIDES TOTAIS.................................... 31
5.4.6 ATIVIDADE ANTIOXIDANTE PELO RADICAL 2,2-DIFENIL-1-
PICRILHIDRAZIL (DPPH•)................................................................................. 31
5.4.7 TESTE DA ATIVIDADE ANTIOXIDANTE PELA CAPACIDADE DE
ABSORÇÃO DE RADICAL OXIGÊNIO (ORAC)................................................ 32
5.4.8 ATIVIDADE ANTIBACTERIANA................................................................ 32
5.5 DETERMINAÇÃO DE FENÓLICOS E ATIVIDADE ANTIOXIDANTE
APÓS TRATAMENTO TÉRMICO DOS RESÍDUOS.......................................... 33
5.5 DETERMINAÇÃO DE MELANOIDINAS APÓS PROCESSAMENTO
TÉRMICO........................................................................................................... 34
5.7 ANÁLISE ESTATÍSTICA.............................................................................. 35
6 ARTIGO CIENTÍFICO..................................................................................... 36
6.1 ARTIGO 1.................................................................................................... 36
7 CONSIDERAÇÕES FINAIS............................................................................ 65
REFERÊNCIAS.................................................................................................. 66
APÊNDICES....................................................................................................... 81
9
1 INTRODUÇÃO
Dentre os diversos tipos de frutas existentes no mundo, as frutas tropicais
merecem destaque, devido ao seu crescente comércio e consumo, seus aspectos
sensoriais e pelo reconhecimento cada vez maior de seu valor nutricional e
terapêutico1. É notável a importância da fruticultura tropical, seja pela produção
econômica quanto pelo valor nutricional de seus insumos. O Brasil tem grande
importância nesse mercado, visto possuir condição geográfica favorável ao plantio e
colheita2–4.
A acerola (Malpighia emarginata DC.), goiaba (Psidium gajava) e caju
(Anacardium occidentale) são frutas amplamente distribuídas na América do Sul.
Tais frutas (ou o pseudofruto, no caso do caju) são adaptadas ao clima tropical e são
consumidas no país com destaque para sucos concentrados, doces ou compotas.
Nesse cenário a incorporação de tecnologias como a desidratação de frutas tropicais
é uma alternativa excelente para melhoria da comercialização desses insumos,
viabilizando seu uso integral e diminuindo perdas pós-colheita5.
Além de serem frutas ricas em açúcares e ácidos orgânicos, minerais, fibras e
vitaminas, como a pro-vitamina A e a vitamina C, estudos já provaram que a acerola,
goiaba e caju apresentam variados compostos bioativos além dessas vitaminas, tais
como os polifenóis, flavonoides e antocianinas, todos esses com atividade
antioxidante atestada3,6–8.
Assim, tais frutas entram em consonância com estudos epidemiológicos que
sugerem o consumo frequente de frutas, vegetais e chás devido ao efeito protetor de
suas moléculas bioativas contra doenças cardiovasculares, neurogenerativas,
câncer e processos inflamatórios8,9. Dessa forma, o consumo de frutas como a
acerola, goiaba e caju podem auxiliar na proteção do corpo humano contra danos
causados por espécies reativas de oxigênio (EROs)3,10.
Dentro desse contexto, vale ressaltar que, além da polpa comestível, estudos
comprovam que a concentração dos compostos bioativos nos resíduos das frutas,
com destaque às tropicais, são maiores ou similares às polpas das frutas
originárias11. No caso das frutas tropicais o processamento gera resíduos em peso
equivalente ou superior ao produto principal12.
Os resíduos ou bagaços originados do processo produtivo são
particularmente ricos em fibras dietéticas, assim como compostos fenólicos e
10
carotenoides13–15. O variado grau de solubilidade, viscosidade e retenção de água
das fibras dietéticas desempenham papel importante na qualidade dos alimentos
nos quais são inseridas, o que, por sua vez influencia nas suas propriedades
biológicas, como a fermentação colônica e regulação do trânsito intestinal,
repercuntido positivamente no tratamento de doenças crônicas16. Essas e outras
frações dos resíduos são passíveis de extração para produção de ingredientes
funcionais, como aditivos naturais em produtos alimentícios, diminuindo a
quantidade de resíduos gerados, além de agregar valor econômico para toda a
cadeia agroindustrial4,8,17.
Avaliando o contexto geral da produção agroindustrial de frutas tropicais, é
evidente que a associação de demandas cada vez mais fortes por produtos mais
saudáveis, mais econômicos e mais sustentáveis direcionam estudos de novas
oportunidades de aproveitamento de seus resíduos. A comprovação da viabilidade
desse aproveitamento na elaboração de novos produtos pode representar um
benefício para quem o faz, para quem irá fazer uso, e principalmente, para o meio
ambiente.
Assim a possibilidade de identificação e quantificação de aspectos
nutricionais, tecnológicos e funcionais dos resíduos de acerola, goiaba e caju motiva
o estudo de tecnologias para sua utilização como ingredientes de maior valor
agregado.
11
2 CARACTERIZAÇÃO DO PROBLEMA
O Brasil produz uma larga variedade de frutos frescos. De acordo com dados
de 2012, 38,4 milhões de toneladas de frutas foram produzidas nacionalmente, e
dessas, 777 mil toneladas foram de frutas tropicais18.
O segmento da fruticultura no Brasil representa um forte gerador de renda, de
empregos e de desenvolvimento. Nesse cenário, o Nordeste brasileiro possui
condições climáticas que proporcionam o cultivo de diversas frutas tropicais,
reconhecidas pelos seus sabores exóticos e elevado poder de comercialização.
Estas são destinadas a grande variedade de métodos de processamento -
formulação de sucos, óleos essenciais, aromas, sorvetes, geleias, polpas para suco
- que tem em comum a geração de resíduos agroindustriais19.
No que diz respeito especificamente à produção de polpas de frutas, durante
esse processo são gerados subprodutos constituídos por sementes, cascas e polpa
residual. Esses resíduos são produzido sem volumes consideráveis que variam de
acordo com a fruta, mas que giram em torno de 50% do peso original20,21. Além de
serem abundantes, esses resíduos não possuem estratégias definidas de utilização,
sendo comumente descartados, frequentemente de maneira inadequada, pelas
unidades produtoras8,22.
Além da questão ambiental, a falta de aproveitamento racional desses
resíduos gera perdas econômicas no processo agroindustrial, já que o
aproveitamento integral da fruta proporcionaria maiores ganhos para cadeia
produtiva e para o consumidor. Do ponto de vista nutricional e funcional, uma das
grandes motivações para a pesquisa do valor bioativo de resíduos de frutas é a
constatação de que esses materiais podem ter quantidades superiores de
compostos fenólicos quando comparados à polpa23.
Esse achado é explicado pelo fato de que os compostos fenólicos são
metabólitos secundarios com múltiplos efeitos biológicos, incluindo reprodução e
proteção das plantas24. Logo, interesse crescente em tecnologias ambientalmente
corretas é justificado pela oportunidade de aproveitamento dos resíduos frutícolas
para a produção de ingredientes ricos em compostos fenólicos bioativos22.
O argumento para melhor aproveitamento de resíduos de fontes
agroindústrias, como as próprias frutas tropicais, demanda a utilização alternativas
de processamento, como a desidratação, para melhor preservação e utilização de
12
tais matrizes. A desidratação, por sua vez, é amplamente utilizada para produção de
pós, originando novos ingredientes, destinados ao processamento de novos
produtos 25,26. Os pós desidratados são preferíveis pela indústria de processamento
devido a sua facilidade de mistura em outras matrizes25.
Vale salientar que a demanda por novos alimentos é baseada em uma rede
complexa de fatores que se associam. Indo desde atributos físico-químicos,
organolépticos, nutricionais, mas também com preocupações mais atuais, como no
caso da temática da sustentabilidade24. Tais associações ocasionam mudanças no
consumo alimentar, repercutindo na incorporação ou valorização de tendências
relacionadas à praticidade, sensorialidade, sustentabilidade, confiabilidade e
saudabilidade, gerando uma demanda maior por alimentos específicos27,28.
A produção e consumo de alimentos se ampara também em conceitos chaves
da Segurança Alimentar e Nutricional. Assim a soberania e sustentabilidade
alimentar entram em foco, uma vez que alimentos atendem critérios de soberania ao
valorizarem a autonomia de produção e abastecimento de alimentos de cada região,
unindo-se com a ideia da responsabilidade do consumo e uso das fontes naturais,
na qual a sustentabilidade defende uma produção consciente, cujas necessidades
presentes não põem em risco as das futuras gerações29.
Dentro desse contexto, pesquisas como aqui executada possibilitam trazer
novas informações e preencher lacunas quanto aos dados de composição de
macronutrientes, minerais, vitaminas, compostos bioativos ou mesmo aspectos
tecnológicos e funcionais de resíduos, o que está em consonância com estudos
recentes que focam nas potencialidades de resíduos agroindustriais, englobando a
caracterização e desenvolvimento de novos alimentos30,31.
Assim, considerando a acerola, caju e goiaba, como frutas tropicais de
expressão econômica para o país e para o mundo, um estudo aprofundado dos
resíduos agroindustriais dessas frutas, repercute em futuras possibilidades de
estratégias para promover uma utilização mais consciente e rentável destes, com
maiores benefícios ao meio ambiente e a saúde do organismo humano.
13
3 OBJETIVOS
3.1 OBJETIVO GERAL
Caracterizar resíduos liofilizados de frutas tropicais (acerola, goiaba e caju) no
que diz respeito aos aspectos nutricionais, físicos e químicos.
3.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Determinar a composição centesimal e composição de minerais dos resíduos
liofilizados;
Analisar a estrutura microscópica dos resíduos liofilizados;
Investigar os aspectos tecnológicos de higroscopicidade, solubilidade e teor
de retenção de água e óleo dos resíduos;
Determinar o teor dos compostos fenólicos totais, flavonoides totais,
proantocianinas, vitamina C e carotenoides totais dos resíduos liofilizados;
Caracterizar o perfil de compostos fenólicos dos resíduos liofilizados;
Determinar a atividade antioxidante dos resíduos liofilizados;
Verificar a atividade antibacteriana dos resíduos liofilizados;
Determinar o teor dos compostos fenólicos totais e a atividade antioxidante
dos resíduos liofilizados após tratamento térmico;
Avaliar a formação de melanoidinas dos resíduos liofilizados antes e após
tratamento térmico.
14
4 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
4.1 PRODUÇÃO NACIONAL DE FRUTAS TROPICAIS
O Brasil possui uma grande faixa territorial com condições climáticas
favoráveis e diversificadas, propiciando plantações de frutas tropicais nativas de
qualidade superior, ricas em compostos bioativos com capacidade
antioxidante17,32,33. Muitas dessas frutas são produzidas e consumidas em mercados
locais, seja por causa de sua perecibilidade ou pela pouca difusão de informações
acerca de suas propriedades sensoriais e nutricionais23.
Dados recentes demonstram que a produção de frutas tropicais frescas no
Brasil atingiu uma soma de aproximadamente 1,6 milhão de toneladas dentro dos
anos de 2012-1334. Pesquisas descreveram que que o Brasil detém 389 espécies e
438 cultivares estabelecidos de frutas tropicais, das quais algumas apresentam
variado potencial agroindustrial, tais como as cítricas, o maracujá, goiaba, caju,
acerola3,35.
A acerola (Malpighia emarginata DC.) é uma planta originária da América
Central, mas que também se dispersou para América do Sul, sendo introduzida no
Brasil em meados do século XX36. Estima-se que, no Brasil, a cultura da aceroleira
ocupe cerca de 4.000 hectares, com plantas produzindo flores e frutos em diferentes
estágios, possibilitando constantes períodos de frutificação durante o ano37.
A goiaba (Psidium guajava L.), baseada em evidências arqueológicas, existe
desde o tempo das civilizações pré-colombianas38. O fruto é de formato globoso ou
ovóide com cerca de 5 cm de diâmetro, possuindo cor amarela externa e mesocarpo
comestível rosa ou branco com numerosas sementes duras39.
O cajueiro (Anacardium occidentale L.) é nativo da América tropical e
originário do Brasil, sendo formado pela castanha e o pedúnculo (pseudofruto)6. O
cultivo desse fruto é de grande importância socioeconômica para a região nordeste
do país40,41. O Brasil produziu 3,61 milhões de toneladas somente do pseudofruto
em 2012-1342.
Associado a diversidade frutícola tropical brasileira, é cada vez mais evidente
que o consumo de frutas não é mais um mero resultado de preferência pessoal. A
15
preocupação com a saúde tem estimulado seu consumo e produção, motivado pelo
seu conteúdo de nutrientes naturalmente presentes43.
4.2 PROCESSAMENTO DE FRUTAS TROPICAIS
Com boa aceitação em mercado nacional e internacional, frutos como a
goiaba e a acerola e o pseudofruto de caju possuem diferentes possibilidades de
mercado, como a comercialização de frutos in natura, ou, principalmente, na forma
de polpas congeladas ou sucos engarrafados36,44,45. No Brasil, dados de 2013
demonstraram uma produção de mais de 216 mil toneladas de polpas de frutas
esterilizadas, atingindo vendas de mais de 360 milhões de reais46.
Infelizmente, apesar da grande variedade de frutas na flora brasileira, fatores
como a perecibilidade e menor porção comestível dos frutos tropicais são
responsáveis pela grande quantidade de resíduos formados47–49. Por mais que o
processamento desses frutos seja uma alternativa promissora de utilização, a
geração de resíduos sem destinação específica ainda é uma realidade4. No caso
especifico do pedúnculo de caju, após a prensa, são formados resíduos constituídos
por uma mistura heterogênea da casca e fibra (bagaço), enquanto que no caso da
goiaba e acerola, o bagaço também é composto por sementes48,50,51.
Estima-se que do total de frutas processadas, 30 a 40% de resíduos
agroindustriais sejam gerados na produção de sucos e polpas52. No Brasil, as
indústrias de processamento de frutos foram responsáveis pela geração de
aproximadamente 810 mil toneladas de resíduos e subprodutos no ano de 2013, o
que resultou num custo de mais de 180 milhões de reais46.
As cascas e sementes são os dois maiores resíduos formados em diferentes
etapas do processamento das frutas8. Por outro lado, pesquisas demonstram que
nos extratos dessas partes normalmente desprezadas quantidades consideráveis de
antioxidantes estão presentes, o que por sua vez abre possibilidades para a
conversão desses resíduos em ingredientes alimentícios ou de outros produtos de
maior valor agregado4,53–55. O quadro 1 traz uma breve levantamente de como
estudos tem se debruçado para compreender esse potencial bioativo de resíduos de
frutas, incluindo as tropicais.
16
Quadro 1 – Estudos de caracterização do potencial bioativo e funcional de diversos
resíduos de frutas subtropicais e tropicais.
Resíduo avaliado Parâmetros avaliados Autoria
Arônia (Aronia melanocarpa) Perfil de comp. fenólicos 56
Bayberry (Myrica rubra) Comp. fenólicos totais
Atv. antioxidante (DPPH∙) 57
Jabuticaba
Comp. fenólicos totais
Flavonoides totais
Taninos condensados
Antocianinas totais
23
Jabuticaba
Perfil de comp. fenólicos
Perfil de antocininas
Perfil de tocoferóis
Atv. antioxidante (DPPH∙)
58
Maçã, laranja e banana
Ácido ascórbico
Comp. fenólicos totais
Flavonoides totais
Atv. antioxidante (DPPH∙)
59
Ameixa seca, pêra e maçã
Comp. fenólicos totais
Perfil de comp. fenólicos
Atv. antioxidante (FRAP)
60
Caju Perfil de carotenoides 61
Abacaxi, acerola, caju, goiaba,
graviola, manga, mamão,
maracujá, pitanga, tamarindo.
Comp. fenólicos totais
Antocianinas totais
β-Caroteno
Licopeno
8
Abacaxi e goiaba Comp. fenólicos totais
Atv. antioxidante 62
Manga, goiaba, abacaxi e
maracujá
Comp. fenólicos totais
Atv. antioxidante (ABTS, DPPH∙ e
FRAP)
4
Maçã, pêra, pêssego, laranja,
tangerina e limão Perfil de comp. fenólicos 63
Cupuaçu, macadâmia, entre
outras
Ácido ascórbico
Comp. fenólicos totais
Atv. antioxidante (FRAP e ABTS)
64
DPPH∙ (2,2-Diphenyl-1-picrylhydrazyl radical scavenging assay); FRAP (ferric
reducing antioxidant power) e ABTS (2,2’-azinobis-3-ethylbenzothiazolina-6-
sulphonic acid trolox equivalent antioxidant capacity).
17
Pode-se constatar que compreender o conteúdo bioativo dos resíduos de
frutas, incluindo as tropicais, é uma forma de impulsionar sua utilização de forma
mais diversificada, com aumento de lucratividade para a indústria além de satisfazer
uma demanda por tecnologias de baixa emissão de resíduos no agronegócio12.
Dessa forma, esforço tem sido feito para utilizar resíduos naturais em produtos de
utilidade comercial, visto sua riqueza em vitaminas, minerais, aminoácidos e
polifenóis. Dentre estes contituintes, alguns minerais apresentam ação vital como
co-fatores em muitos processos enzimáticos65.
Tudo leva a acreditar que o uso eficiente de resíduos da indústria agro-
alimentar é tecnologicamente apropriado, minimiza o impacto ambiental, além de
trazer benefício econômico para toda a cadeia produtiva. Somado a isso,
alternativas vantajosas para a exploração do conteúdo de antioxidantes de resíduos
de frutas tropicais oriundos do processamento de suco podem fornecer suplementos
nutricionais de baixo custo para população e para as indústrias de alimentos locais66.
4.3 COMPOSTOS BIOATIVOS PRESENTES EM FRUTAS TROPICAIS
A associação de estudos clínicos e observacionais com pesquisas sobre
ingredientes bioativos para o consumo humano tem comprovado os efeitos
antioxidantes das frutas na diminuição e ou inibição da oxidação de biomoléculas
como DNA, proteínas e lipídios, através da atuação de compostos fenólicos,
carotenoides e vitaminas12,33,67. Assim estudos relacionam a acerola, goiaba e caju,
como ricos em fitoquímicos atunado na redução do risco de doenças crônicas e
agudas37,68,69.
Dentre os fitoquímicos presentes nessas frutas, um dos mais conhecidos é o
ácido ascórbico, ou vitamina C, presente em quantidades entre 156 a 387 mg/100mL
de suco de caju, 6600mg/100g de acerola fresca e de 50 a 300 mg/100g de
goiaba70,71. Os carotenoides, precursores da vitamina A, podem ser encontrados no
suco de caju (8,2 a 197,98μg/100mL)72. Enquanto isso, a acerola e a goiaba se
destacam como fontes de fenólicos antioxidantes, como resveratrol, cumarina,
quercetina, triterpenóides e outros metabólitos secundários39,73.
Considerando a riqueza desses frutos, o uso de seus extratos bioativos
também pode ser considerado na preservação de alimentos como uma alternativa
aos aditivos químicos, atendendo demandas por produtos nutritivos, seguros e livres
18
de substâncias sintéticas8. Assim, uma grande variedade de métodos analíticos tem
sido usada para avaliar o perfil de bioativos e a atividade antioxidante de frutas, e os
mesmos vem sendo utilizados na investigação do potencial bioativo de resíduos de
frutas tropicais, visando comparar e utilizar seus extratos como fontes de
antioxidantes naturais adicionados em alimentos e fármacos39,74.
Os compostos fenólicos, ou polifenóis, se destacam como os maiores
constituintes bioativos de interesse nas frutas. São metabólitos secundários das
plantas, presentes tanto nas porções tradicionalmente comestíveis, quanto nas não
cosmetíveis24. Normalmente, são moléculas formadas por pelo menos um grupo de
anel aromático e um ou mais grupos hidroxila, assim como em formas conjugadas
ligados a açúcares, ácidos orgânicos e aminas, ou mesmo a outro polifenol9,75,76.
Apresentam propriedades de prevenção ou inibição da oxidação pela captura de
radicais livres, doação de hidrogênio e supressão de oxigênio-singlete, o que por
sua vez são ações associadas com atividades antiinflamatórias e
antitrombóticas9,54,77.
Dentre os compostos fenólicos, os ácidos fenólicos e flavonoides representam
os grupos mais estudados e suas propriedades biológicas têm sido descritas na
literatura9. Os flavonoides se apresentam na forma de moléculas com 15 carbonos e
dois anéis aromáticos conectados por uma ponte de carbono. As principais
subclasses desses compostos são os flavonóis, flavonas, isoflavonas, flavanona e
antocianidinas78. Os flavonoides possuem forte atividade antioxidante, amplamente
demonstrada em ensaios in vitro e podendo apresentar eficiência superior ao das
vitaminas E e C79,80.
Os flavonoides podem ser divididos em diversas classes, de acordo com o
grau de oxidação e substituição do anel benzopirano. Destaque pode ser dado aos
taninos condensados, ou proantocianidinas, que são precursores incolores das
antocianidinas e responsáveis pelo sabor adstringente de algumas frutas81,82.
Estudos comprovam seus efeitos contra a peroxidação lipídica e na inibição do
crescimento bacteriano por diferentes mecanismos12,83,84.
Os compostos fenólicos, diferentemente das vitaminas tradicionais, não são
essenciais para o bem estar em curto prazo, mas são crescentes as evidências que
associam o seu consumo de longo prazo com efeitos favoráveis na menor incidência
de câncer ou doenças crônicas78.
19
Como dito anteriormente, a acerola, goiaba e caju são fontes de carotenoides
e ácido ascórbico, compostos bioativos naturais de importância nutricional e
funcional. Os carotenoides são pigmentos naturais responsáveis pelas cores
amarela, laranja e vermelha em muitos vegetais e frutas85. Já o ácido ascórbico
(ácido L-treo-2-hexonona-1,4-lactona, ácido L-ascórbico ou “vitamina C”) diz respeito
a todos os compostos que apresentam uma atividade biológica equivalente ou
semelhante ao ácido L-ascórbico, tais como seus produtos da oxidação, isômeros,
ésteres do ácido ascórbico e as formas sintéticas86.
O interesse nos carotenoides e na vitamina C das frutas tropicais tem
aumentado consideravelmente dentro do âmbito nutricional por participarem de uma
série de processos metabólicos importantes87–89. A vitamina C possui efeito
anticarcinogênico, agindo conjuntamente na regeneração da forma ativa do tocoferol
nas membranas celulares90. A propriedade antioxidante dos carotenoides é
considerada como seu principal efeito benéfico à saúde humana, associando-se à
prevenção de doenças cardiovasculares e câncer87,89.
Essa associação desses compostos com atividade antioxidante constatada,
tornam as frutas tropicais (e consequentemente seus resíduos) como potenciais
ingredientes bioativos aliados da indústria de alimentos para o desenvolvimento de
produtos funcionais enriquecidos, e com menor utilização de aditivos artificiais.
4.4 APLICAÇÃO DOS RESÍDUOS DE FRUTAS NA INDÚSTRIA ALIMENTÍCIA
As indústrias de processamento de frutas são responsáveis pela emissão de
uma grande quantidade de resíduos, que apresentam-se como fontes de fibras
alimentares e outros macronutrientes91. Essas frações são originárias de diferentes
frutas processadas e podem conter quantidades interessantes de corantes,
antioxidantes ou outras substâncias com efeitos positivos à saúde, auxiliando na
adequada resposta insulínica ou mesmo na manutenção de peso4,12. Assim uma
estratégia para incrementar a economia do processamento de frutas tropicais seria
na incorporação e agregação de valor de seus resíduos seja para a produção de
outros alimentos ou pela extração de seus compostos bioativos para formuação de
aditivos naturais ou nutraceuticos12.
Estudos tem observado a possível aplicação de resíduos de frutas como
ingredientes diferenciados na produção de alimentos, focando principalmente em
20
seu maior conteúdo de fibras, tanto das frações solúveis e insolúveis, sua
capacidade de aumentar a vida de prateleira de produtos, seu preço baixo e sua
capacidade de expressar efeitos fisiológicos positivos aos consumidores92.
Assim a incorporação de resíduos em produtos alimentícios como substitutos
baratos e parciais aos farináceos podem melhorar a retenção de água e óleo,
estabilidade oxidativa das emulsões, além de serem menos calóricos92. Associado a
isso, outra forma de aproveitamento desses resíduos está no refino de seus
macronutrientes de maior valor agregado, como no caso das proteases extraídas de
resíduos de abacaxi e mamão, pectina da maçã e goiaba, ou mesmo nos óleos
essenciais de sementes de maracujá, manga e uva93–95
A exemplo disso, estudos têm demostrado a aplicabilidade real de frutas e
seus resíduos no desenvolvimento de alimentos ou ingredientes, como por exemplo
na aplicação de farinha de casca de manga na produção de biscoitos ricos em
antioxidantes e fibras96, produção de farinha de casca de maçã com características
apropriadas para armazenamento e uso97, utilização de pós de frutas na produção e
aceitação de “snacks” infantis98 e na produção e estudo da estabilidade dos
compostos bioativos de pães enriquecidos com farinha e goiaba31.
4.5 ATIVIDADE ANTIOXIDANTE E ANTIMICROBIANA EM FRUTAS TROPICAIS
É reconhecido atualmente, que o ambiente natural que rodeia o homem está
cada vez mais degradado e poluído99. Isso, associado a fatores, como alcoolismo,
tabagismo, baixo consumo de frutas e vegetais, envelhecimento e estresse
emocional podem levar a processos biológicos que desencadeiam a formação
exacerbada de Espécies Reativas de Oxigênio (EROs), afetando o corpo humano de
forma sistêmica com enfraquecimento do sistema imune e aceleração do
envelhecimento celular100–102.
Em termos biológicos, EROs são formadas continuamente durante os
processos metabólicos (normais ou patogênicos) ou são provenientes de fontes
exógenas físicas e químicas, podendo incluir os radicais livres como o superóxido,
hidroxil, peroxil, alcooxil e os não-radicais, como o peróxido de hidrogênio e ácido
hipocloroso65,80,103.
Vale ressaltar também, que os radicais livres agem de maneira deletéria
sobre plantas e alimentos. A peroxidação lipídica é a principal causa da deterioração
21
dos ácidos graxos em alimentos104. É amplamente aceito que as reações oxidativas
que acontecem nos alimentos causam perdas nutricionais, assim como alterações
de aroma, sabor e textura, que repercutem em depreciação e deterioração, com
perda de qualidade e rejeição por parte dos consumidores24
Para combater os radicais livres os organismos vivos produzem substâncias
antioxidantes que previnem ou atrasam a oxidação pela captura de radicais livres,
na supressão de radicais por ligação a íons metálicos, na redução do peróxido de
hidrogênio e extinção de superóxidos e oxigênio singlete80,105. Porém, para
restabelecer o equilíbrio oxidativo, certas quantidades de antioxidantes exógenos
podem ser requeridas através da dieta habitual103,104.
Assim, mais estudos devem existir, com a finalidade de quantificar e
identificar metabólitos ou compostos químicos com ação antioxidante em frutas,
visando sua utilização com impactos positivos na saúde humana, combate a
doenças e preservação de alimentos3. Fontes naturais e seguras de alimentos
antioxidantes, principalmente de origem vegetal, despertam interesse específico
como na sua aplicação como aditivos naturais em alimentos, agindo como
ingredientes funcionais ou antioxidantes na diminuição de patógenos33,80,101.
A aplicação de extratos antioxidantes em produtos pode aumentar a
estabilidade dos alimentos ao armazenamento por meio da ação de componentes
como fenóis, alcoóis, aldeídos, cetonas e outros hidrocarbonetos, sendo potenciais
antimicrobianos naturais, evitando ou retardando a degradação pela oxidação de
lipídios, assim como na melhora da qualidade e do valor nutricional dos alimentos84.
A atividade antimicrobiana de uma variedade de compostos fenólicos de
fontes naturais tem sido estudada em detalhe. Compostos fenólicos de especiarias
como o gingerol, zingerona e capsaicina são alguns exemplos, com uso na inibição
de germinação de esporos bacterianos atestados105,106. Isso, por sua vez, demonstra
a importância e o potencial da capacidade antimicrobiana das frutas (ou de seus
extratos), pois independentemente do grande número de técnicas de preservação
existentes hoje em dia, a deterioração de produtos alimentícios por micro-
organismos ainda é um problema que não foi completamente controlado33.
22
4.6 EFEITO DO PROCESSAMENTO DE FRUTOS TROPICAIS E SEUS
RESÍDUOS.
O processamento pode ser considerado uma forma essencial de preservação
dos alimentos para o consumo em massa, visto que melhora a conveniência de
utilização (um fator desejável dentro das tendências de consumo). Devido à natural
perecibilidade das frutas, o processamento das mesmas torna-se a única maneira
viável de comercializção e consumo em mercados distantes da zona produtora.
Porém, um dos principais aspectos limitantes do processamento é a perda de
qualidade nutricional quando comparada ao produto fresco47.
A correta escolha por métodos de processamento e preservação é muito
importante, principalmente para alimentos fonte de compostos bioativos. Isso porque
podem causar alterações físicas, químicas e ou biológicas, repercutindo em perda
de nutrientes e ou da cor pela degradação de pigmentos como carotenoides e
antocianinas107.
A vitamina C, por exemplo, considerada a principal vitamina antioxidante
natural na nossa dieta habitual, apresenta alta instabilidade e reatividade, com
degradação contínua após colheita e durante processamento e armazenamento90.
Fatores como pH alcalino, temperaturas altas, luz, contato com oxigênio, presença
de íons metálicos e enzimas podem provocar danos à composição da matriz
alimentar, com perdas irreversíveis na quantidade dessa vitamina86,108.
Considerando que o processo de reutilização dos resíduos vegetais é
suportado principalmente pela maior concentração de polifenóis nas suas cascas e
sementes, investigações científicas e tecnológicas têm desenvolvido métodos de
processamento mais sustentáveis e econômicos, visando uma melhor compreensão
e preservação da matriz residual na qual os polifenóis se encontram109,110,97.
Dentre os diversos métodos empregados na preservação de alimentos, a
desidratação, amplamente usada na história do homem, se caracteriza pela
remoção da água através de vaporização ou sublimação, reduzindo a atividade de
água do alimento. Assim minimizam-se reações de decomposição, além da redução
de peso e volume dos produtos gerados111,112.
Existem diversas técnicas de secagem, sendo a liofilização considerada o
melhor método de desidratação para a obtenção de produtos de maior qualidade
nutricional32. Tal método é conhecido pela sua eficiência em gerar melhores
23
produtos desidratados devido à ausência de água líquida pelas baixas temperaturas
requeridas no processo36.
Mesmo assim, alimentos secos normalmente necessitam de uma preparação
antes do consumo, como aquecimento e cocção. Muitos produtos desidratados são
utilizados como ingredientes, incorporados diretamente ou após reidratação, em
uma nova matriz alimentar, o que por sua vez, exige atributos específicos de
solubilidade, teor de retenção de água e higroscopicidade26. No que se refere aos
produtos liofilizados, apesar de alcançarem parâmetros de maior qualidade
nutricional, tecnológica e funcional, informações mais detalhadas sobre esses
aspectos ainda não existem na literatura, especialmente para as frutas tropicais36.
Estudos afirmam que mesmo tratamentos considerados moderados, como a
liofilização, podem gerar modificações nos níveis de compostos bioativos107,113.
Em frutas e vegetais, fitoquímicos podem estar ligados às membranas
celulares vegetais ou existirem como compostos livres, o que torna variável o efeito
do processamento na estabilidade dos compostos bioativos107. Assim,
processamentos térmicos como congelamento ou aquecimento, podem levar ao
aumento ou perda de compostos bioativos. Esses tipos de tratamentos podem
causar a ruptura da matriz alimentar ocasionando tanto maior liberação de seus
bioativos, como na depleção pela decomposição de compostos lábeis114–116.
O mesmo pode ser dito sobre a atividade antioxidante das frutas e seus
produtos, que pode não sofrer nenhum efeito, ser aumentada, ou diminuída como
consequência do processamento. Assim, apesar de que o mais comumente
observado seja a perda de antioxidantes presentes na matriz do alimento, o
aumento de atividade antioxidante também já foi relatado117.
O desenvolvimento de dímeros é a forma mais comum de degradação das
substâncias naturalmente antioxidantes presentes nos alimentos durante o
processamento118. Mas, por outro lado, a oxidação dos polifenóis pode formar
subprodutos com estado oxidante intermediários com maior eficiência de abstração
de radicais livres do que naqueles inicialmente não-oxidados119. Isso se deve porque
a maioria dos produtos de oxidação dos fenólicos antioxidantes ainda retém
atividade antioxidante e isso pode estar associado a efeitos sinérgicos como os
observados com ácido cítrico, ascórbico, fosfolipídios, aminas, aminoácidos e
hidrolisados protéicos118.
24
O processamento dos alimentos pelo calor pode ainda contribuir para que
reações entre as substâncias já presentes na matriz do alimento possam ocorrer.
Uma dessas reações amplamente conhecida é a reação de Maillard, em que a
condensação de aminoácidos e açúcares redutores ou produtos da oxidação lipídica
podem formar os Produtos da Reação de Maillard (PRM)120,121. Dentro dos PRM,
pigmentos heterogêneos, nitrogenados e acastanhados chamados de melanoidinas
são formados e destacam-se por apresentarem atividade antioxidante, antialérgica,
antimicrobiana ou citotóxica117,122,123.
As melanoidinas podem ser formadas na reação de Maillard durante o
processamento indutrial e doméstico, sendo amplamente distribuídas na nossa dieta
(nos cafés, chocolate, pão e mel)124. Elas estão relacionadas a estudos que
comprovam tanto sua potencialidade antioxidante quanto a sua incapacidade de
abstração de radicais livres124,125. Esses dados conflitantes se devem principalmente
à complexidade dos componentes existentes nas frações desses compostos, que
por sua vez, está relacionado tanto ao tipo de análise feita, processamento
submetido, e principalmente, a diferença estrutural e química de distintos tipos de
matrizes alimentares 122.
Considerando todos esses fatores que incidem direta e indiretamente sobre
os alimentos processados, é imperativo entender os mecanismos de degradação em
frutos exóticos como um pré-requisito para maximizar a retenção de seus compostos
bioativos109. A aplicação de modelos experimentais de tratamento térmico é uma das
formas para avaliar e prever a influência dessas operações nos parâmetros críticos
de qualidade, visando minimizar as alterações indesejáveis e aperfeiçoar a
qualidade de alimentos123.
25
5 METODOLOGIA
O presente trabalho desenvolveu uma pesquisa do tipo experimental, analítica
e transversal, com o levantamento e descrição de dados dentro de ambiente
laboratorial e avaliação e planejamento cíclicos. Também trata-se de uma pesquisa-
ação, já que houve teste de hipóteses, associações e inferências em um momento
seccionado do estudo.
5.1 MATERIAL
Resíduos liofilizados de acerola (RLA), goiaba (RLG) e caju (RLC),
constituídos de casca, polpa residual e ou sementes foram doadas por empresas de
processamento de polpas de frutas congeladas, situadas em João Pessoa – PB.
Diversos lotes foram recebidos, totalizando 20Kg de cada resíduo, sendo
homogeneizados e armazenados à -18°C. No período de dezembro de 2014 a
dezembro de 2015, porções de cada lote foram retiradas e submetidas à liofilização
(modelo L-101, Liotop, São Carlos-SP, Brasil) por aproximadamente 36 horas a -
40°C, vácuo inferior a 150µmHg e velocidade de liofilização de 1 mm/h. Após
desidratação, os resíduos foram triturados (modelo RI7761, Philips Walita, China) e
peneirados (16 mesh) para se obter um pó com tamanho médio de partícula inferior
a 1,0 mm. Os resíduos em pó foram acondicionados em embalagens de vidro ao
abrigo da luz e sob congelamento (- 18°C) para futuras análises.
5.2 COMPOSIÇÃO CENTESIMAL E DETERMINAÇÃO DE MINERAIS
Todas as análises de composição centesimal foram realizadas de acordo com
a AOAC126. Foram realizadas análises de umidade por secagem em estufa a 105°C
até peso constante (925.09), resíduo mineral fixo por incineração em mufla a 550°C
(930.30), lipídios pelo método de extração direta em Soxleht (920.39,C), proteínas
pelo método de Kjeldahl (990.03) e fibra dietética total (FDT) (985.29) e fibra
dietética insolúvel (FDI) (991,42) pelo método enzimático gravimétrico. A Fibra
Dietética Solúvel (FDS) foi determinada pela diferença da FDT pela FDI (993.19)126.
O teor de carboidratos disponíveis foi calculado pela diferença do total de proteínas,
lipídios, cinzas e umidades e fibra total dietética127. O valor energético total (VET) foi
26
estimado pelo uso dos fatores de conversão de 4 Kcal/g para proteína e carboidratos
disponíveis e 9 Kcal/g de lipídios, com a soma expressa para 100g de resíduo128.
A análise da composição mineral dos resíduos foi realizada utilizando
espectrometria de fluorescência de raios X de energia dispersiva, utilizando aparelho
Energy Dispersive X-raySpectrometer – EDX (EDX-720, Japão)129. As amostras
foram colocadas em portas-amostra próprios do aparelho lacradas em ambas as
extremidades com filmes finos de polipropileno e abertas em uma das extremidades
para evitar extrusão de amostras ao acionar o vácuo, para então serem analisadas
em aparelho EDX. Os resultados finais foram expressos em mg/g ou µg/g.
5.3 ASPECTOS TECNOLÓGICOS E MICROESTRUTURA
Os pós de RLA, RLG e RLC foram avaliados quanto aos seguintes aspectos
tecnológicos: higroscopicidadee solubilidade e grau de retenção de água e óleo.
Para a higroscopicidade, 1g dos resíduos liofilizados, foram dispostos em placas de
Petri (9 cm) previamente taradas e mantidas em célula de higroscopicidade
(dissecador) com uma placa de Petri com solução saturada de NaCl (0,4g/mL, UR
76%)130. As amostras foram mantidas dentro do sistema por 5 dias seguidos, sendo,
ao fim, registradas as diferenças de massa. O percentual de higroscopicidade dos
resíduos foi encontrado segundo a equação I, e a categorização de tal parâmetro foi
realizada conforme Quadro 2131.
% 𝐻𝑖𝑔𝑟𝑜𝑠𝑐𝑜𝑝𝑖𝑐𝑖𝑑𝑎𝑑𝑒 =𝑃𝑒𝑠𝑜 𝑎𝑚𝑜𝑠𝑡𝑟𝑎 𝑓𝑖𝑛𝑎𝑙−𝑃𝑒𝑠𝑜 𝑎𝑚𝑜𝑠𝑡𝑟𝑎 𝑖𝑛𝑖𝑐𝑖𝑎𝑙
𝑃𝑒𝑠𝑜 𝑎𝑚𝑜𝑠𝑡𝑟𝑎 𝑖𝑛𝑖𝑐𝑖𝑎𝑙× 100( I )
Quadro 2 – Classificação da higroscopicidade de pós.
Higroscopicidade
Não Higroscópico <10%
Ligeiramente Higroscópico 10,1 – 15%
Higroscópico 15,1 – 20%
Muito Higroscópico 20,1 – 25%
Extremamente higroscópico > 25%
Fonte: GEA Niro Research Laboratory (2010).
27
Para a análise de solubilidade, amostras de 1 g dos resíduos foram pesadas e
dispersas em 100 mL de água destilada em agitação a 380 x g por 5 minutos. Após
homogeneização, as amostras foram dispostas em tubos rosqueados e
centrifugadas por 5 minutos a 850 x g. Alíquotas de 25 mL foram retiradas de cada
sobrenadante dispostas em placas de Petri dessecadas, com seus pesos
registrados. Após, foram encaminhadas para secagem em estufa a 105°C por 5
horas. O percentual de solubilidade foi calculado através da diferença de peso da
alíquota seca, conforme equação II.
% 𝑆𝑜𝑙𝑢𝑏𝑖𝑙𝑖𝑑𝑎𝑑𝑒 = (𝑃𝑒𝑠𝑜 𝑠ó𝑙𝑖𝑑𝑜 𝑓𝑖𝑛𝑎𝑙 𝑠𝑒𝑐𝑜 ×4 )
𝑃𝑒𝑠𝑜 𝑎𝑚𝑜𝑠𝑡𝑟𝑎 𝑒𝑚 𝑏𝑎𝑠𝑒 𝑠𝑒𝑐𝑎 × 100 ( II )
Para a quantificação do teor de retenção de água (TRA) e óleo (TRO), 250mg
dos resíduos liofilizados foram homogeinizados em 25 mL de solução tampão fosfato
(1M, pH6,3) para o TRA e 25 mL de azeite de oliva para o TRO e mantidos à
temperatura ambiente por 1h4. Seguiu-se então de centrifugação (970 x g por 10
minutos), remoção completa do sobrenadante e pesagem do resíduo. O teor de
retenção foi calculado e expresso como grama de água ou óleo retido por grama de
amostra (g H2O ou Óleo/g amostra).
O estudo morfológico das partículas foi realizado no Laboratório de
Microscopia Eletrônica de Varredura (LABMEV) da UFRN por meio da microscopia
eletrônica de varredura (MEV). Os resíduos foram fixados em porta-espécime
metálicos com fita adesiva de dupla face e observados por MEV (modelo TM3000,
Hitachi, EUA), operando com tensão de aceleração de 5,0 kV e 15 kV e com zoom
entre 40 e 1500 x.
5.4 ASPECTOS FUNCIONAIS
5.4.1 OBTENÇÃO DOS EXTRATOS
Os resíduos liofilizados de acerola, goiaba e caju que constituem os grupos
experimentais RLA, RLG e RLC, respectivamente, foram utilizados para a
preparação de extratos aquosos. Para isso, 500mg de RLG e RLC e 250 mg de RLA
foram misturados a 50mL de água destilada e submetidos a homogeinização em
28
agitador magnético (TE-0353, Tecnal, Brasil) por 60 minutos. Os extratos foram
então filtrados com auxílio de bomba à vácuo (NOF 650, New Pump, Brasil) e
centrifugados à 1230 x g por 10 minutos à 4°C (Universal 320 R, Hettich, Alemanha)
em tubos de centrífuga para separação do sobrenadante, ou extrato aquoso.
Os extratos aquosos foram utilizados nas análises de compostos fenólicos
totais, flavonoides totais, e atividade antioxidante. Os demais métodos foram
conduzidos mediante pesagem direta da amostra ou preparação de extrato
específico.
5.4.2 DETERMINAÇÃO DE COMPOSTOS FENÓLICOS TOTAIS, FLAVONOIDES
TOTAIS E PROANTOCIANIDINAS TOTAIS
Para a quantificação de compostos fenólicos totais (CFT) foi utilizado o
método colorimétrico do reagente Folin Ciocalteu132. Triplicatas de 250 μL dos
extratos aquosos dos RLA, RLG e RLC foram adicionados a 2 mL de água destilada
e 250 μL do reagente Folin Ciocalteu (1,0 N). Após agitação rápida e descanso por
3 minutos, foram adicionados 250 μL de solução saturada de carbonato de sódio
(0,286 mg/mL) e as amostras foram transferidas para banho-maria a 37°C por 30
minutos. As soluções foram submetidas à leitura de absorbâncias em
espectrofotômetro (Genesys 10SVIS, Thermo Scientific, Estados Unidos) a 750 nm.
Utilizou-se curva padrão de ácido gálico para expressar os resultados em miligramas
de equilaventes por 100 g de amostra em matéria seca (mg Eq. ag/100 g ms).
Para a quantificação de flavonoides totais (CT), foi utilizado o ensaio de
reação com cloreto de alumínio133. Alíquotas de 500 μL dos extratos aquosos foram
misturadas com 2 mL de água destilada e 150 μL de nitrito de sódio (50 g/L). Após 6
minutos, adicionou-se 150 μL de cloreto de alumínio (100 g/L) seguido de mais 6
minutos de descanso. Finalmente, 2 mL de hidróxido de sódio (1 M) foram
acrescidos e o volume foi completado para 5 mL com água destilada. Seguiu-se 15
minutos de descanso sob proteção da luz e as soluções foram submetidas à leitura
de absorbâncias a 510 nm em espectrofotômetro (Genesys 10SVIS, Thermo
Scientific, Estados Unidos). Utilizou-se curva padrão de catequina para expressar os
resultados em miligramas de equilaventes por 100 g de amostra em materia seca
(mg Eq. C/100 g ms).
29
O teor de Proantocinidinas (PAC) totais foi aferido pelo método colorimétrico
do reagente 4-Dimetilaminocinamaldeído134. Inicialmente, 0,5 g de cada amostra foi
extraída com 8 mL de ácido acético (1%) em solução hidrometanólica (80%). As
amostras foram sonicadas por 5 minutos e centrifugadas a 1520 x g. Os
sobrenadantes foram alocados em balões volumétricos de 25 mL e o processo de
extração foi repetido mais duas vezes. Os sobrenadantes foram combinados e o
volume completado para 25 mL com solução extratora. Alíquotas dos extratos (63
μL) foram adicionadas a 189 μL de reagente 4-Dimetilaminocinamaldeído (DMAC) e
a absorbância foi medida em espectrofotômetro a 640 nm (Synergy HT Multi-
Detection Microplate Reader, BioTek, Vermont, USA). Os resultados foram
expressos em miligramas de equivalentes de PAC tipo-A2 por 100 g de amostra em
matéria seca (mg Eq. PAC2/ 100g ms).
5.4.3 PERFIL DE COMPOSTOS FENÓLICOS
A extração dos ácidos fenólicos contidos nos resíduos liofilizados foi realizada
através da hidrólise ácida135,136. O resíduo liofilizado (1 g) foi pesado em um tubo de
polietileno (25 mL) e adicionado de 10 mL de metanol com HCl 6 mol/L, a hidrólise
ácida (pH = 1,0) foi realizada por um período de 30 minutos em estufa a 85°C. Após
a hidrólise a solução foi ajustada a pH 2 com NaOH 6 mol/L. Adicionou-se 5 mL de
éter etílico ao extrato e centrifugou a 4000 x g por 10 min para decantar qualquer
material floculado. O sobrenadante foi cuidadosamente retirado e o procedimento
anterior foi repetido mais duas vezes. Depois da retirada total dos três
sobrenadantes, os mesmos foram combinados e submetidos à secagem em rota-
evaporador. Por fim, o extrato foi ressuspenso em 500 µL de metanol e armazenado
a -5°C até análise.
A identificação dos compostos fenólicos dos extratos foi realizada através da
Cromatografia Líquida de Alta Eficiência de fase reversa, usando o módulo de
separação (LC-20 AT, Shimadzu Corporation, Japão) equipado com uma coluna
C18 (SUPELCOSIL™ LC-PAH HPLC Column, 250 x 4,6 mm, tamanho de partícula
5μm, Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, EUA) e um detector UV-VISÍVEL (Rheodyne,
EUA). As amostras foram eluídas em um sistema gradiente que consiste nas
seguintes fases móveis: solvente A (2% de ácido acético, v/v) e solvente B
(acetonitrila: metanol, 2:1, v/v), em fluxo constante de 1 mL / min137. A temperatura
30
da coluna foi mantida a 40 °C, volume de injeção foi de 20 μL e a leitura realizada
em 280 nm com utilização dos respectivos padrões (Sigma-Aldrich, St. Louis,EUA).
5.4.4 DETERMINAÇÃO DE ÁCIDO ASCÓRBICO
Para a quantificação do ácido ascórbico foi utilizado o método titulométrico
com 2,6-diclorofenolindofenol (DCFI) (967.21)126. Foi pesado 1 g de resíduos de
cada amostra em béqueres, que receberam 50 mL de solução de ácido
metafosfórico 1% (HPO3). A solução foi homogeneizada em agidator maginético
(Blender Waring, 51BL30, Estados Unidos) por 3 minutos, sendo então o extrato
filtrado a vácuo em papel qualitativo. Do filtrado, uma alíquota de 10 mL foi titulada
com solução de DCFI. O cálculo foi realizado de acordo com as equações III e IV e o
resultado foi expresso em miligramas por 100g de materia seca (mg/100g ms).
Para o resíduo de acerola, o método titulométrico com DCFI adaptado para
frutos de colocaração avermelhada foi utilizado138. Foi pesado 1g da amostra que foi
extraída sob as mesmas condições anteriores. Para a titulação, 2mL de DCFI
(0,5g/L) foi misturado com 18mL de água destilada, e essa solução titulada com o
extrato de acerola, anotando-se o valor do volume utilizado para a mudança de cor
do DCFI no ponto de viragem (cor igual ao líquido titulado). O cálculo foi realizado de
acordo com a equação V e o resultado foi expresso em miligramas por 100g de
materia seca (mg/100g MS).
𝑉𝑖𝑡𝑎𝑚𝑖𝑛𝑎 𝐶 (𝑚𝑔 100𝑔⁄ ) =𝑉 ×𝐹 ×100
𝑚 ( III )
𝐹 =10 ×𝑐
𝑝 ( IV )
V: Volume (mL) de DCFI usado na titulação;
m: Massa (g) de amostra analisada;
p: Volume (mL) de DCFI usado para titulação de 10 mL de uma solução padrão de ácido ascórbico de
concentração c (0,01 mg/mL)
𝑉𝑖𝑡𝑎𝑚𝑖𝑛𝑎 𝐶 (𝑚𝑔 100𝑔) = (𝑝 ×𝐶 ×50) ×100
𝑉 ×𝑚⁄ ( V )
V: Volume (mL) de extrato usado para titular solução de DCFI;
m: Massa (g) de amostra analisada;
p: Volume (mL) de solução de ácido ascórbico de concentração c (0,01 mg/mL) usada para titular
solução de DCFI.
31
5.4.5 DETERMINAÇÃO DE CAROTENOIDES TOTAIS
Para a análise de carotenoides totais (CT), extratos foram feitos de acordo
com a metodologia colorimétrica a partir de extratos acetônicos139. Foram pesados
500 mg dos resíduos que foram acondicionados em tubos protegidos da luz visível.
Foram adicionados 18 mL de acetona P.A. e os tubos foram agitados vigorosamente
por 30 segundos (AP56, Phoenix, Brasil). O extrato acetônico foi separado com uso
de papel de filtro qualitativo e as leituras realizadas em espectrofotômetro (Genesys
10SVIS, Thermo Scientific, Estados Unidos)nos comprimentos de onda de 662, 665
e 470nm, utilizando-se acetona P.A. como branco. Os valores foram expressos na
concentração de carotenoides totais em µg/mL dos extratos, de acordo com as
equações VI,VII e VIII139. Os resultados finais de concentração foram convertidos em
miligramas de carotenoides totais por 100g de matéria seca (mg/100g ms) do
respectivo resíduo liofilizado.
𝐶𝑎 (𝜇𝑔 𝑚𝐿) = 11,24 × 𝐴𝑏𝑠662 − 2,04 × 𝐴𝑏𝑠665⁄ ( VI )
𝐶𝑏 (𝜇𝑔 𝑚𝐿) = 20,13 × 𝐴𝑏𝑠665 − 4,19 × 𝐴𝑏𝑠662⁄ ( VII )
𝐶 (𝑥 + 𝑐) (𝜇𝑔 𝑚𝐿) =[1000×𝐴𝑏𝑠470−(1,90×𝐶𝑎−63,14×𝐶𝑏)]
214⁄ ( VIII )
5.4.6 ATIVIDADE ANTIOXIDANTE PELO RADICAL 2,2-DIFENIL-1-
PICRILHIDRAZIL (DPPH•)
Foi utilizada a metodologia da inativação do DPPH• em microplaca de 96
orifícios140. Alíquotas de 40μL dos extratos (metanol P.A para o branco) foram
adicionadas em microplacas de 96 poços.Em seguida 200μL de solução metanólica
do radical DPPH• (0,04g/L) foram adicionados. O sistema foi mantido em descanso
em câmara escurapor 25min. Asleituras das absorbâncias foram realizadas a 517nm
emleitor de microplacas (ASYS UVM 340, Biochrom, Estados Unidos).
Para expressar os dados finais da atividade antioxidante dos extratos, os
mesmos foram comparados com curva padrão de soluções metanólicas do
32
antioxidante Trolox (ácido 6-Hidroxi-2,5,7,8-tetrametilcromano-2-carboxílico) em
concentrações de 200, 120, 100, 50 e 30 μM. Os resultados da atividade
antioxidante ao DPPH• (AADPPH•)foram expressosem μmol de equivalentes de
Trolox por grama de amostra em matéria seca (μmol Eq.Trolox/g ms).
A concentração de inibição 50 (IC50) também foi identificada53. Tal dado
corresponde a concentração no qual os extratos aquosos dos resíduos estudados
inibem 50% da solução de DPPH• (0,04 g/L) existente em reação. Assim, extratos
aquosos em diferentes concentrações foram usados para cada um dos resíduos:
RLA (0,05 a 1,5mg/mL), RLG (2 a 20 mg/mL) e RLC (4 a 20 mg/mL). Essas
diferentes concentrações foram submetidas ao ensaio de inativação do DPPH• e o
IC50 foi determinado com o gráfico elaborado a partir do percentual de inibição ao
DPPH• versus a concentração de cada uma das diluições. O resultado final do IC50
foi expresso em concentração do extrato aquoso em μg/mL.
5.4.7 TESTE DA ATIVIDADE ANTIOXIDANTE PELA CAPACIDADE DE
ABSORÇÃO DE RADICAL OXIGÊNIO (ORAC).
Foi utilizada a metodologia fluorimétrica contra a capacidade de absorção de
radicais oxigênico141. Em placas de 96 poços, 20 μL de branco (tampão PBS),
padrão (Trolox 0.25 g/L em tampão PBS) ou extratos aquosos dos resíduos foram
pipetados, e a seguir pipetados 120 μL de fluoresceína (0,01 µmol/L) . As placas
foram incubadas a 37 ° C durante 10 min em leitor de microplacas (FLOUstar
OPTIMA, BMG LABTECH’S, Alemanha). Em seguida, 60μL do radical l2,2′-azobis(2-
amidinopropano)dihidrocloridrato (AAPH) recém preparado (10,85 mg/mL) foi
adicionado a todos os poços designados. A fluorescência foi monitorada usando 485
nm de excitação e 528 nm de emissão em intervalos de 3 minutos durante 180
minutos. O valor final de ORAC foi expresso em µmol de equivalentes de Trolox por
grama de matéria seca (µmol Eq.T/g ms).
5.4.8 ATIVIDADE ANTIBACTERIANA
Primeiramente, foram feitos extratos hidrometanólicos específicos para tal
ensaio132. Foi pesado 1,8g de cada um dos grupos experimentais (RLA, RLG e
RLC), adicionados a 30 mL de metanol gelado (70%) e submetidos à agitação
33
vigorosa em homogeneizador a 14000 rpm por 1 minuto em banho de gelo. A
mistura foi filtrada à vácuo em papel de filtro qualitativo, sendo o filtrado obtido
reservado e o resíduo retido submetido a mais duas extrações consecutivas, com
15mL de metanol 70% cada. Ao final, com a junção dos três extratos, um volume de
35,7mL foram divididos em tubos de centrifuga com 1,7mL e submetidos à
concentração por 4 hà 30°C (Concentrator 5301, Eppendorf, Alemanha).
A partir dosextratos concentrados de RLA, RLG e RLC, seguiram-se as
análises de atividade antibacteriana. Utilizou-se a técnica de perfuração em ágar
com modificações132,142. Foram utilizadas as culturas Gram negativas de Salmonella
typhimurium e Shigella sonneie e Gram positivas de Staphylococcus aureus,Bacillus
cereus e Listeria monocytogenes.
Os micro-organismos foram repicados em ágar Muller-Hinton por 18-24horas
a 35°C e as colônias foram suspendidas em solução salina esterilizada (0,85%) até
atingirem turbidade equivalente a 0,5 da escala McFarland (108 UFC/mL). Com
auxílio de swab estéril umedecido, uma vez para cada placa, a suspensão foi
espalhada na superfície de ágar Muller-Hinton estéril. Poços de 6mm foram
perfurados com tubos de Durhan estéreis e 90μL dos extratos concentrados foram
adicionados. As placas foram incubadas à 35°C por 24 horas, e as leituras do
diâmetro dos halos de inibição foram realizadas com auxílio de régua milimetrada.
Os ensaios foram realizados em triplicata. Para o controle positivo de inibição foi
utilizado discos degentamicina e vancomicina, e para controle negativo foi utilizada a
solução hidrometanólica (70%).
5.5 DETERMINAÇÃO DE FENÓLICOS E ATIVIDADE ANTIOXIDANTE APÓS
TRATAMENTO TÉRMICO DOS RESÍDUOS
Tal ensaio foi realizado com a finalidade de obter mais informações sobre a
estabilidade e ou transformações que podem ocorrer nos compostos fenólicos totais
e atividade antioxidande após 4 diferentes tratamentos térmicos dos resíduos
liofilizados143. Triplicatas de 0,35 g dos resíduos foram pesados e dispostos em
camada fina e espalhada nas placas de Petri de 5,5 cm de diâmetro (previamente
dessecadas). Foram elaboradas triplicatas para cada um dos 4 tratamentos
térmicos. As placas contendo as amostras foram colocadas em estufa (Modelo 404-
3DE, Nova Ética, Brasil), previamente estabilizada para 85°C, 100°C, 120°C e
34
150°C, onde ficaram 30 minutos após estabilização da temperetura escolhida. A
seguir, as amostras foram resfriadas em dessecador e seus pesos foram aferidos
para checar o percentual de perda de peso.
As triplicatas dos resíduos submetidos ao processamento térmico foram
misturadas totalizando cerca de 1050mg e armazenadas em frascos opacos a -18°C
para posterior obtenção do extrato. De cada tratamento, triplicatas de 300mg foram
submetidas a extração com 30mL de água destilada (vide item 5.4.1). A partir
desses extratos foram determinados os teores de CFT e a atividade antioxidante
com DPPH• (vide itens 5.4.2 e 5.4.6). Os resultados finais foram expressos em
equivalentes (ácido gálico e Trolox, respectivamente) e comparados entre os
resíduos liofilizados sem tratamento térmico para determinação do percentual de
retenção140.
5.6 DETERMINAÇÃO DE MELANOIDINAS APÓS PROCESSAMENTO TÉRMICO
Com a finalidade de compreender melhor a formação de melanoidinas pelo
tratamento térmico, extratos aquosos foram feitos de acordo com metodologias
combinadas e adaptadas120,144. Os resíduos liofilizados sem e com tratamento
térmico a 85, 100, 120 e 150°C foram misturadas à água destilada quente (75°C) em
concentrações de 10 mg/mL e homogeinizados em agitador magnético (TE-0353,
Tecnal, Brasil) por 10 minutos. Os extratos foram filtrados a vácuo e a turbidez
destes removidas com filtros de seringa com membrana PES de 0,45μm
(purificação).
Alíquotas de 200 μL foram pipetadas em placas de 96 poços. As
absorbâncias foram lidas a 420 nm (ASYS UVM 340, Biochrom, Estados Unidos) e
os resultados expressos nas absorbâncias (nm) diretamente aferidas. Os resultados
finais foram comparados entre si, entre os resíduos com e sem tratamento térmico,
para determinação do percentual de formação de melanoidinas (equação IX).
𝑉𝑎𝑟. 𝑓𝑜𝑟𝑚𝑎çã𝑜 𝑑𝑒 𝑚𝑒𝑙𝑎𝑛𝑜𝑖𝑑𝑖𝑛𝑎𝑠 (%) =𝐴𝑏𝑠𝑜𝑟𝑏â𝑛𝑐𝑖𝑎 𝑚é𝑑𝑖𝑎 𝑑𝑜𝑠 𝑟𝑒𝑠í𝑑𝑢𝑜𝑠
𝑛𝑎𝑠 𝑑𝑖𝑓𝑒𝑟𝑒𝑛𝑡𝑒𝑠 𝑡𝑒𝑚𝑝𝑒𝑟𝑎𝑡𝑢𝑟𝑎𝑠𝐴𝑏𝑠𝑜𝑟𝑏â𝑛𝑐𝑖𝑎 𝑚é𝑑𝑖𝑎 𝑑𝑜 𝑟𝑒𝑠í𝑑𝑢𝑜
𝑠𝑒𝑚 𝑡𝑟𝑎𝑡𝑎𝑚𝑒𝑛𝑡𝑜 𝑡é𝑟𝑚𝑖𝑐𝑜
× 100 ( IX )
35
5.7 ANÁLISE ESTATÍSTICA
Todas as análises foram executadas em triplicata (n = 3) e os respectivos
resultados submetidos à estatística descritiva, expressando suas médias e desvio
padrão (DP). Análise estatística foi realizada entre os diversos parâmetros para os
diferentes resíduos e entre as diferentes temperaturas de tratamento térmico para
cada resíduo. Para tal, foi realizado estatística por ANOVA e teste de Tukey post hoc
(p<0,05) como o software Statistica 7.0 (Statsoft, Tulsa, EUA).
36
6 ARTIGO PRODUZIDO
6.1 ARTIGO I
O artigo intitulado “Functional, technological and nutritional characterization of
freeze dried tropical fruit pomaces” foi submetido para publicação no periódico “LWT
– Food Science and Technology”, que possui fator de impacto 2,711 e Qualis A2
para a área de Nutrição.
37
38
.
39
Functional, technological and nutritional characterization of freeze dried tropical fruit 1
pomaces 2
Author’s name: Igor Ucella Dantas de Medeiros1, Jailane de Souza Aquino
2, Natália Sufiatti 3
de Holanda Cavalcanti2, Ana Regina Nascimento Campos
3, 4
Angela Maria Tribuzy de Magalhães Cordeiro4, Karla Suzanne Florentino da Silva Chaves 5
Damasceno1 e Roberta Targino Pinto Correia
1,5* 6
1. Department of Nutrition, Federal University of Rio Grande do Norte, Rio Grande do 7
Norte, Brazil; 8
2. Department of Nutrition, Federal University of Paraíba, Paraíba, Brazil; 9
3. Chemistry Department, Federal University of Campina Grande, Paraíba, Brazil; 10
4. Food Technology Department, Federal University of Paraíba, Paraíba, Brazil; 11
5. Department of Chemical Engineering, Federal University of Rio Grande do Norte, Rio 12
Grande do Norte, Brazil 13
14
15
16
17
18
19
20
* Corresponding author: 21
Department of Chemical Engineering, Laboratory of Food Bioactive Compounds, Federal 22
University of Rio Grande do Norte, 59078-970, Natal, Rio Grande do Norte, Brazil 23
Phone: +55 084 988393289 24
E-mail: [email protected] 25
40
Highlights: 26
1. All pomaces are rich in dietary fibers, lipids, proteins, potassium and calcium; 27
2. Dried fruit pomaces have low hygroscopicity and high water and oil retention; 28
3. Dried acerola pomace is rich in salicylic acid and 2,5-dihydroxybeenzoic acid; 29
4. Increased antioxidant activity after thermal treatment was found in cashew pomace; 30
5. Melanoidins play a role on antioxidant activity of freeze dried pomaces. 31
32
33
34
35
36
37
38
39
40
41
42
43
44
45
41
Abstract 46
This study investigates freeze-dried acerola, guava and cashew in regard to their nutritional, 47
technological and functional aspects, as well as the effect of heat treatment on their bioactive 48
value and antioxidant activity. Guava pomace is rich in fibers, proteins and lipids, while 49
acerola pomace has the best relationship between soluble and insoluble fiber. Several minerals 50
were identified (potassium, calcium, among others) and all freeze dried pomaces have low 51
solubility (21.1-45.4%) and hygroscopicity (6.2-11.2%). Acerola pomace has outstanding 52
antioxidant activity (ORAC, 688.1 µmol TE/g DW) and high total phenolic content (5331.7 53
mg AGE/100g DW), salicylic acid (3503.4 mg/100g DW), catechin (498.2 mg/100g DW), 54
and myricetin (929.4 mg/100g DW). Higher phenolic losses were found after heat treatment 55
(29% retention at 150 °C). On the other hand high antioxidant activity retention was observed 56
(> 70% at all temperatures to all pomaces). 57
58
59
60
61
62
63
Keywords: Tropical fruit, industrial waste, phytochemicals, thermal treatment. 64
Chemical compounds studied in this article 65
Gallic acid (PubChem CID: 370), Catechin (PubCHem CID 9064), Myricetin (PubChem 66
CID: 5281672), Salicylic Acid (PubChem CID 338), 2,5-Dihydroxybeenzoic acid (PubChem 67
CID: 3469), Proanthocyanidin A2 (PubChem CID: 124025), Trolox (PubChem CID: 40634). 68
42
1. Introduction 69
Brazil is a great tropical fruit producer, including fruits with well-established market and 70
others still unexploited (Paz et al., 2015). Recent statistical data show that 1.6 million tons of 71
fresh fruits were produced during 2012-2013 (FAO, 2016) and fruits such as acerola 72
(Malpighia emarginata DC.), guava (Psidium guajava L.) and cashew (Anacardium 73
occidentale L.) together represent a great portion of this production. 74
These fruits are traditionally used for extraction of fruit pulp by juice industry segments 75
(IBGE, 2016). Sadly, the tropical fruits generally have less edible portions than temperate 76
fruits, generating 30-40% more pomace after processing (Schieber, Stintzing & Carle, 2002). 77
As a consequence, large amounts of fruit pomaces are discarded along the year, despite the 78
evidences about their bioactive compounds richness with antioxidant and functional attributes 79
(Correia, Borges, Medeiros & Genovese, 2012). Finding environmental-friendly applications 80
for these residues is crucial to generate higher profits to the entire productive chain, besides 81
preventing the loss of high-value residual compounds with it. 82
Despite their bioactive value, fruits and fruit pomaces easily decay. Technological solutions 83
such as drying can overcome this scenario, besides providing the expansion of the fruit market 84
to places away from the producing sites. Freeze drying is among the most popular and widely 85
used drying techniques and it uses low temperatures associated to vacuum, which provides 86
higher retention of sensitive compounds (Azevêdo, Fujita, Oliveira, Genovese & Correia, 87
2014; Nóbrega et al., 2014). Unfortunately, drying can also negatively impact the 88
concentration and bioavailability of phytochemicals. It is known that several bioactive 89
compounds are linked to cell membranes and tissues, and processing can disrupt these 90
chemical bonds and affect their functionality in the food (Chen & Martynenko, 2016). 91
Therefore, this study investigates relevant technological, bioactive and nutritional parameters 92
of freeze dried acerola, guava and cashew pomaces. In addition, the stability of phenolic 93
43
compound and antioxidant capacity, as well as the formation of melanoidins after thermal 94
processing, were addressed in this research. This is an effort of learning more about the 95
industrial and nutritional potential of fruit pomaces that can be used to added value 96
applications in several parts of the tropical world. 97
98
2. Material and methods 99
2.1 Preparation of freeze dried fruit pomaces 100
Acerola (ACE, Malpighia emarginata DC.), guava (GUA, Psidium guajava L.) and cashew 101
(CAS, Anacardium occidentale L.) pomaces used in this study were obtained as wastes of the 102
fruit pulp industry. Several batches of each pomace were homogenized in order to constitute a 103
single batch of each fruit that was used for all experiments. The pomace was kept frozen at -104
18 oC. The pomace was freeze-dried (Model L101, Liobras, Campinas, Brazil) for 36 hours at 105
-40 °C with a constant speed of 1mm/h, vacuum of 0.5 mmHg and final pressure of 0.05 106
mmHg. The freeze dried pomaces (ACE, GUA and CAS) were grounded using a mill TE-107
631/2 (Tecnal, Piracicaba, SP, Brazil) and passed through sieves (final average size <1.0mm) 108
and kept frozen (-18°C) until further analysis. 109
2.2 Centesimal and mineral composition 110
All fruit pomaces were analyzed according to AOAC (2002) methods: moisture (925.09), ash 111
(930.30), lipids by Soxhlet (920.39A), protein by Kjeldah (990.03), total dietary fiber 112
(985.29), insoluble (991.42) and soluble (993.19) fibers. The carbohydrates were calculated 113
according to Albuquerque et al. (2016) and the total energetic value (TEV) was estimated by 114
Merrill & Watt (1973). The mineral composition was determined according to Tavares, Silva, 115
Campos, Schuler, & Aquino (2015) using an Energy Dispersive X-ray Spectrometer (EDX-116
720, Japan). Results were expressed as mg/g of pomace for K, Ca, Mg, P, Fe and Zn and µg/g 117
for Cu. 118
44
2.3 Technological and morphological characterization 119
The pomaces solubility and hygroscopicity were determined according to Castro-Muñoz, 120
Barragán-Huerta & Yáñez-Fernández (2014) and results were expressed as percentage of 121
soluble pomace and of absorbed moisture. The water holding capacity (WHC) and oil holding 122
capacity (OHC) were determined according to Martínez et al. (2012) and results were 123
expressed as grams of oil or water per grams of dry weight (DW). For the morphological 124
characterization, the powders were evaluated by scanning electron microscopy using a 125
TM3000 (Hitachi, Japan), operating at an acceleration voltage of 5 kV and 15 kV. Images 126
were taken at a magnification of 40 × to 1500 ×. 127
2.4 Preparation of powder extracts 128
Aqueous extracts were made by mixing 0.25 g of ACE and 0.5 g of GUA and CAS with 50 129
mL of distilled water and homogenized for 60 min. followed by vacuum filtration (NOF 650, 130
New Pump, Brazil) using filter paper nº1 (Whatman Intl Ltd., Maidstone, UK). The extracts 131
were centrifuged at 1230 g at 4° C for 10 min (Universal 320 R, Hettich, Germany) and the 132
supernatant was separated for determination of some bioactive compounds and antioxidant 133
activity. 134
2.5 Bioactive compounds. 135
2.5.1 Non-nutritional bioactive compounds 136
Total phenolic content (TPC) was measured according to Fujita, Borges, Correia, Franco & 137
Genovese (2013) and total flavonoid content (TFC) by Saravanan & Parimelazhagan (2014) 138
in aqueous extracts. TPC was expressed as mg gallic acid equivalents (GAE)/ 100g of dry 139
weight (DW) and TFC as mg of cathequin equivalents (CE)/ 100g of dry weight (DW). The 140
proanthocyanidins content (PAC) was determined as proposed by Prior et al. (2010) and 141
expressed as mg of proanthocyanidin A2 equivalents (PA2E)/ 100g powder in dry weight 142
(DW) 143
45
2.5.2 Nutritional bioactive compounds 144
Ascorbic acid (AA) was determined by AOAC (2012, method 967.21). ACE samples were 145
analyzed as described by Oliveira, Godoy & Prado (2010) due to its intense red color. The 146
TCC was measured by Linchtenthaler & Buschmann (2001) method with acetonic extractions 147
follow by readings at 470, 645 and 662 nm (Genesys 10S VIS, Thermo Scientific, USA). The 148
results to AA and TCC were expressed in mg/100g of dry weight (DW). 149
2.6 Characterization of phenolic compounds profile by high performance liquid 150
chromatography (HPLC) 151
Acid hydrolysis extractions were made according to Ross, Beta & Arntfield (2009) and 152
Krygier, Sosulski & Hogge (1982) with modifications. Aliquots of the freeze-dried pomaces 153
(1 g) were extracted with 10 mL of acidified methanol (6 mol/L HCl) for 30 minutes at 85° C 154
in laboratory oven. The pH was adjusted to 2 with 6 mol/L NaOH solution and three 155
sequential extractions were made with 5 mL of ethyl-ether following by centrifugation (4000g 156
for 10 min). The supernatants were mixed and brought to dryness under rotary vacuum. The 157
extraction residue was re-dissolved with 500 µL with methanol and stored at -5°C until use. 158
The analytical reverse phase HPLC system employed consisted of a separation module (LC-159
20 AT, Shimadzu Corporation, Japan) equipped with a C18 column (Supelcosil™ LC-PAH, 160
250 x 4.6 mm, particle size 5 µm, Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA) and a diode array 161
detector (Rheodyne, USA). Samples were eluted in a gradient system as told by Prasad et al. 162
(2009). The column temperature was maintained at 40 °C and an injection of 20 µL was read 163
at 280 nm. The concentration of each phenolic compound was calculated based on its standard 164
solutions (Sigma-Aldrich, St. Louis, USA). 165
2.7 Antioxidant activity 166
The aqueous extracts were evaluated by their radical scavenging activity of DPPH• (2,2-167
diphenyl-1-picrilhydrazil) proposed by Nóbrega, Oliveira, Genovese & Correia (2014) and 168
46
the oxygen radical absorbance capacity (ORAC) by Ganske & Dell (2006) with 169
modifications. The ORAC assay was performed by adding 20 μL of pomaces extracts, PBS 170
buffer or Trolox solution (0.25 g/L of PBS buffer) to 96-well polystyrene microplates, 171
followed by 120 μL of fluorescein (0.01 μmol/L of PBS buffer), incubation for 10 min at 37 172
°C and a finally addition of 60 μL of AAPH (10.85 g/L in PBS buffer) with subsequent 173
evaluation of the fluorescence intensity (485 nm excitation and 528 nm emission, FLOUstar 174
OPTIMA BMG Labtech’s, Germany). Both DPPH as the ORAC were expressed in µmol of 175
Trolox equivalents (TE) /g of pomace dry weight (DW). 176
2.8 Stability of total phenolic compounds, antioxidant activity and formation of 177
melanoidins after thermal treatment 178
The thermal treatment was based on Sharma et al. (2015) with the difference that was used 179
0.35 g of pomaces in 5.5 cm diameter Petri plates and subjected to thermal treatment for 30 180
min at 85 ° C, 100 ° C, 120 ° C and 150 °C. The samples were extracted (item 2.5) and 181
analyzed for TPC (item 2.6) and DPPH• (item 2.12). Also, the percentage retention (%) of 182
TPC and antioxidant activity was evaluated according to Nóbrega et al. (2014) by comparing 183
results before and after heat treatment. The melanoidins pigments were measured according to 184
Del Castillo, Ames & Gordon (2002) using the thermal treated samples and aliquots of freeze-185
dried pomace. Samples were extracted in hot water (75°C) at concentrations of 10 mg/mL 186
during homogenization (TE-0353, Tecnal, Brazil) for 10 minutes, follow by vacuum filtration 187
and PES membrane filtering (0.45μm). Aliquots of 200 µL were placed in 96-well plates and 188
absorbances were read at 420 nm (ASYS UVM 340, Biochrom, Cambridge, England). 189
Results are expressed in absorbance units and the percentage variation (%) was calculated by 190
comparing results before and after heat treatment. 191
192
193
47
2.9 Statistical analysis 194
All the data were expressed as means and standard deviation (SD) of three replications (n = 195
3). Statistical significance was evaluated by ANOVA and Tukey's post hoc test (p<0.05) with 196
the software Statistica 7.0 (StatSoft, Tulsa, USA). 197
3. Results and discussion 198
3.1 Composition of dried pomaces 199
Table 1 shows significant differences among the pomaces for all parameters tested (p<0.05). 200
Despite that, all pomaces have high carbohydrate (19.3 - 44.5%), protein (7.2 - 13.8%) and 201
fiber content (35.0 – 48.6%), which is comparable to cereal flours and brans (Kamal-Edin, 202
2016; Saldivar, 2016). The high fiber content found here is due to their richness in structural 203
carbohydrates such as cellulose, hemicellulose, lignans and pectins (O’Shea, Arendt, & 204
Gallagher, 2012). ACE has the highest soluble fiber content when compared to GUA and 205
CAS, which is higher than açaí (Rufino et al., 2011). On the other hand, GUA had the highest 206
insoluble fiber content (p<0.05). While soluble fiber content leads to greater water retention 207
and provides greater satiety, the consumption of insoluble fiber-rich products can promote 208
beneficial regulatory intestinal effects and higher stool volume (O’Shea et al., 2012). 209
Interestingly, the pomaces have relatively low caloric value (192.4 kcal to 236.8 kcal), which 210
is lower than jabuticaba flour (Gurak, Bona, Tessaro & Marczak, 2014) or fresh Annona 211
cherimoya fruits (Albuquerque et al., 2016). Despite that, all dried pomaces have higher 212
caloric value when compared to their fresh fruits (Lima et al., 2011) which is explained by the 213
concentration of caloric nutrients due the water removal during freeze drying. 214
ACE, GUA and CAS have moisture levels within the range determined for flours by the 215
Codex Alimentarius (FAO, 2007). Several values are reported in the literature, since moisture 216
levels vary according with the drying method and procedure applied to each food material 217
(Azevêdo et al., 2014). 218
48
Table 1. Composition of freeze dried acerola. guava and cashew pomaces. 219
Parameter evaluated ACE GUA CAS
Moisture. % 3.3 + 0.1a 9.8 + 0.2
a 6.3 ± 0.3
b
Total carbohydrates. % 35.4 + 0.2b 19.3 + 0.3
c 44.5 ± 0.4
a
Total dietary fiber. % 48.6 ± 0.1a 44.3 ± 0.4
b 35.0 ± 0.1
c
Insoluble fiber. % 34.3 ± 0.1a 40.6 ± 0.1
c 27.0 ± 0.1
b
Soluble fiber. % 14.2 ± 0.1a 3.7 ± 0.4
c 8.0 ± 0.4
b
Protein. % 7.2 ± 0.1c 13.8 ± 0.2
a 9.9 ± 0.1
b
Lipids. % 2.5 ± 0.1b 9.3 ± 0.1
a 2.2 ± 0.1
c
TEV. % 192.4 ± 0.5c 215.6 ± 2.8
b 236.8 ± 0.8
a
Ash. % 3.1 + 0.2b 3.6 + 0.2
a 2.2 ± 0.1
c
Potassium. mg/g 58.3 ± 0.22c 74.9 ± 0.15
b 83.5 ± 0.13
a
Calcium. mg/g 31.9 ± 0.11a 12.3 ± 0.10
b 7.4 ± 0.12
c
Magnesium. mg/g 2.8 ± 0.05 a 1.7 ± 0.08
c 2.5 ± 0.05
b
Phosphorus. mg/g 2.3 ± 0.08 c 3.4 ± 0.17
a 2.7 ± 0.12
b
Iron. mg/g 0.3 ± 0.02 c 0.4 ± 0.01
b 0.7 ± 0.02
a
Zinc. mg/g 0.1 ± 0.01b 0.2 ± 0.04
a 0.1 ± 0.02
b
Copper. µg/g 0.05 ± 0.01c 0.09 ± 0.01
b 0.26 ± 0.04
a
Results are presented as means ± standard deviation. a.b.c: Means in the same line followed 220
by different letters are significantly different by HSD Tukey's test (p < 0.05). ACE: freeze 221
dried acerola pomace; GUA: freeze dried guava pomace; CAS: freeze dried cashew pomace. 222
223
All pomaces tested have higher protein and lipids contents when compared to pomaces 224
obtained from traditional cultures such as orange and apple (O’Shea et al., 2015). GUA 225
presented the highest lipid, protein and ash contents among pomaces, which is in accordance 226
49
to Costa, Felipe, Maia, Hernandez & Brasil (2009) and might be explained by the major 227
presence of seeds in guava pomace. 228
In general, all pomaces have high ash contents, which explain the finding of several health 229
relevant minerals (Table 1). Potassium was the most abundant mineral detected, and it was 230
found in superior amounts in CAS (p<0.05). Potassium is a mineral with multiple 231
physiological functions that plays a role in protein synthesis and hydric and osmotic balance 232
in cells and tissues (Soetan, Olaiya & Oyewole, 2010). 233
ACE has higher calcium and magnesium concentrations (p<0.05) when compared to CAS and 234
GUA. Interestingly, Barea-Álvarez et al. (2016) have shown low levels of these minerals in 235
several fruit pulps (mango, papaya, kiwi). Therefore, it is inferred that freeze drying can be a 236
rational strategy to concentrate minerals found in fruit and pomaces. Calcium plays an 237
important role in cell permeability and stability and magnesium works on several enzymes 238
activation (Soetan et al., 2010). The cashew pomace, on the other hand, has higher iron levels, 239
while GUA has superior concentration of copper and zinc (p<0.05). These minerals are 240
involved in several physiological mechanisms related to endogenous antioxidant processes 241
(Dasgupta & Klein, 2014). Overall, the incorporation of dried pomace flours to food products 242
may add nutritional value and lead to relevant functional improvement. 243
3.2 Technological and microstructural characteristics of dried pomaces 244
The scanning electron micrographs of dried pomaces indicate irregular shapes and sizes, with 245
predominance of porous structures, but only GUA and CAS have visible starch granules 246
(Figure 1). Similar findings are shown by O’Shea et al. (2015) when imaging agroindustrial 247
pomaces of apple and orange. 248
50
249 Figure 1. Scanning electronic microscopy of freeze-dried acerola (ACE), guava (GUA) and 250
cashew (CAS) pomaces. Magnification of ACE1 (40×), ACE2 (500×), ACE3 (1200×), GUA1 251
(40×), GUA2 (500×), GUA3 (1200×), CAS1 (40×), CAS2 (500×) and CAS3 (1500×). Starch 252
granules are highlighted ( ). 253
254
The CAS hygroscopicity was higher than ACE and GUA (p<0.05), which means that special 255
packaging would be necessary to minimize CAS contact with water or water vapor. Higher 256
hygroscopicity was found for hot air dried camu-camu (90.4%) (Azevêdo et al., 2014). In 257
regard to solubility, low percentages were detected for all samples (21.1 - 45.4 %), most likely 258
by the presence of insoluble fiber in the dried pomaces (Table 2). Previously, higher solubility 259
was demonstrated for jabuticaba pomace (Gurak e al., 2014). The higher hygroscopicity and 260
51
solubility showed CAS could be explained by his higher carbohydrate content and smaller 261
particle size. 262
263
Table 2. Technological aspects of freeze dried acerola. guava and cashew pomaces. 264
Parameter evaluated ACE GUA CAS
Hygroscopicity, % 9.4 ± 0.24b 6.2 ± 0.41
c 11.2 ± 0.76
a
Solubility, % 26.2 ± 0.57c 21.1 ± 0.69
b 45.4 ± 1.00
a
Water holding capacity, g/g 12.0 ± 0.58a 5.0 ± 0.80
b 4.4 ± 0.15
b
Oil holding capacity, g/g 5.4 ± 0.23a 3.0 ± 0.24
c 3.7 ± 0.15
b
Results are presented as means ± standard deviation. a-c: Means in the same line followed by 265
different letters are significantly different by HSD Tukey's test (p < 0.05). ACE: freeze dried 266
acerola pomace; GUA: freeze dried guava pomace; CAS: freeze dried cashew pomaces; 267
268
While the WHC is an index of hydration properties of food powders, the OHC can be 269
important in food applications, such as food extrusion. Table 2 shows that ACE has higher 270
WHC and OHC when compared to GUA and CAS. The higher total and soluble fiber content 271
of dried acerola pomace might partially explain this tendency. 272
3.3 Bioactive compounds 273
ACE has higher concentration of TPC, TFC and AA (p<0.05), but all pomaces have similar 274
TCP (p>0.05) (Table 3). Indeed, acerola fruits are known as one of the best AA sources in 275
nature (Duzzioni, Lenton, Silva & Barrozo, 2013). Although the AA is considered as an 276
antioxidant vitamin, it is also recognized by its high susceptibility and instability, being 277
sensitive to light and oxygen among other factors. For example Marques, Ferreira & Freire 278
(2007) showed degradation of 51% of freeze dried acerola fruits and Azevêdo et al. (2014) a 279
decrease of 97% in camu-camu pomace dried by the same process. 280
52
Table 3. Bioactive composition and antioxidant activity of freeze dried acerola. guava 281
and cashew pomaces. 282
Parameter evaluated ACE GUA CAS
TPC, mg AGE/100g DW 5331.7 ± 215.6a
1137.6 ± 34.8b
1037.6 ± 22.5b
TFC, mg CE/100g DW 760.9 ±19.1a
190.6 ± 3.5b
46.9 ± 1.6c
PAC, mg PA2E/100g DW 95.1 ± 5.6b
217.8 ± 10.9a
62.2 ± 3.5c
AA, mg/100g DW 160.7 ± 7.5a
1.8 ± 0.1b
2.0 ± 0.3b
TCC, mg/100g DW 4.4 ± 0.1a
4.7 ± 0.2a
4.5 ± 0.3a
DPPH•, μmol TE/g DW 63.3 ± 2.2a
29.9 ± 5.9b
20.3 ± 0.7c
ORAC, μmol TE/g DW 688.1 ± 66.6a 142.4 ± 12.0
b 119.2 ±10.8
b
Results are presented as means ± standard deviation. a-c: Means in the same line followed by 283
different letters are significantly different by HSD Tukey's test (p < 0.05). ACE: freeze dried 284
acerola pomace; GUA: freeze dried guava pomace; CAS: freeze dried cashew pomaces; TPC: 285
total phenolic content; TFC: total flavonoid content; PAC: proanthocyanidin content; AA: 286
ascorbic acid; TCC: total carotenoid content. 287
288
The TPC of ACE was higher than hot air dried (Nóbrega et al., 2014) and spouted bed dried 289
(Duzzioni et al., 2013) acerola pomace previously reported. In addition, the TFC of GUA and 290
ACE are higher than several other tropical fruit pulps (Paz et al., 2015), which indicates that 291
the non-edible parts of some fruits concentrate important levels of bioactive compounds. 292
The GUA has higher PAC, also called condensed tannins, which is related to its prominent 293
amount of seeds in this pomace. Abe, Lajolo, & Genovese (2012) affirmed that the levels of 294
tannins in jabuticaba are higher than other Myrtaceae fruits, such as guava and camu-camu, 295
but here we show that the PAC of guava pomace is higher than jabuticaba peel and pomace 296
(Gurak et al., 2014). 297
53
3.4 Phenolic compounds profile 298
Several phenolic compounds were found in ACE, GUA and CAS (Table 4). In particular, the 299
ACE have remarkable concentrations of myricetin, catequin, salicylic and 2,5-300
dihydroxibenzoic acids. It was previously demonstrated that catechins and myricetin have 301
anti-carcinogenic potential in vitro (Araújo, Gonçalves & Martel, 2011). These phenolics are 302
potent antioxidant in plants and the salicylic acid is recognized by its analgesic, anti-303
inflammatory properties which are applied in cosmetic applications (Madan & Levitt; 2014). 304
Kampferol was found only in ACE, but GUA and CAS pomaces are rich in 3,4-305
dihydroxibenzoic acid and sinapic acid, respectively. Overall, ACE is definitely an 306
outstanding natural source of important phenolic compounds (Table 4). 307
All pomaces are rich sources of catechin and also better sources of myricetin than dried camu-308
camu (Azevêdo et al., 2014). Contrary to this study, ellagic acid and myricetin were not 309
detected previously in dried acerola pomace by Correia et al. (2012). 310
311
312
313
314
315
316
317
318
319
320
321
322
54
323
324
Table 4 – Phenolic profile of freeze dried acerola. guava and cashew pomaces. 325
Parameter evaluated ACE GUA CAS
Salicylic acid, mg/100g 3503.4 310.6 251.6
2.5 dihydroxibenzoic acid, mg/100g 737.2 89.4 nd
3.4 dihydroxibenzoic acid, mg/100g 97.8 143.4 104.8
Syringic acid, mg/100g 50.6 5.0 49.8
4 hydroxibenzoic acid, mg/100g 49.6 21.4 nd
Caffeic acid, mg/100g 49.4 16.2 20.6
Ellagic acid, mg/100g 49.0 1.0 10.4
Gallic acid, mg/100g 36.4 nd 3.8
Ferulic acid, mg/100g 28.0 nd 10.0
Myricetin, mg/100g. 929.4 44.6 92.4
Catechin, mg/100g. 498.2 4.4 67.0
Rutin, mg/100g. 68.6 14.4 67.4
Quercetin, mg/100g. 50.8 33.8 19.8
Kaempferol, mg/100g. 42.2 nd nd
Naringenin, mg/100g. 23.6 18.4 40.6
Hesperitin, mg/100g. 9.0 9.6 12.4
Chrysin. mg/100g. 8.8 2.2 2.0
ACE: freeze dried acerola pomace; GUA: freeze dried guava pomace; CAS: freeze dried 326
cashew pomaces; nd: no detection. 327
328
329
55
3.5 Antioxidant activity 330
The antioxidant capabilities of foods have become of particular interest, which is explained by 331
the relationship of reactive oxygen/nitrogen species (ROS) with aging and pathological 332
conditions. The DPPH· and ORAC assays were used as complementary methods, since the 333
first is based on electron-transfer and it widely used to measure the antioxidant activity of 334
foods, and the second evaluates the free radical damage by measuring the inhibition of 335
peroxyl radicals, common in food and biological systems. 336
The antioxidant activity of ACE samples was superior (p<0.05) by both methods – DPPH and 337
ORAC (Table 3). This potent antioxidant activity demonstrated is a consequence ascorbic 338
acid and phenolic compounds in acerola pomace (Table 3). When compared to other fruit 339
pomaces, ACE, GUA and CAS were superior to other tropical pomaces (Azevêdo et al., 2014; 340
Correia et al., 2012). The ORAC results of all pomaces were higher than 20 other fruits and 341
vegetables previously investigated (Pérez-Jiménez & Saura-Calixto, 2015). 342
3.6 The effect of thermal treatment in the stability of total phenolic compounds, 343
antioxidant activity and melanoidins formation. 344
Thermal treatments are widely applied in the food industry. Therefore, understanding its 345
impact on bioactive compounds brings important answers to the processing industry. Overall, 346
different tendencies were observed for each pomace (Table 5), but the thermal treatment 347
impacted the TPC of ACE more severely when compared to the other pomaces (p<0.05), 348
leading to only 29% retention at 150°C treatment (Figure 2I). It might be explained by heat 349
induced modifications of phenolic compounds (Bennett et al. 2011), but also with the 350
decomposition of ascorbic acid caused by drying. On the other hand, retentions greater than 351
70% were observed for GUA and CAS at the same temperature. 352
Interestingly, an increase of antioxidant activity of CAS samples was observed for all 353
temperatures (Figure 2II, 122 - 133%). In fact, the antioxidant activity of food samples is a 354
56
complex matter and several aspects should be taken into consideration. During the processing, 355
release of antioxidant aminoacids or reactions such as the deglycosilation of flavonoids can 356
enhance the antioxidant activity (Nayak, Liu & Tang, 2013). In addition, the formation of 357
Maillard reaction compounds, such as potent antioxidant melanoidins (Shibao & Bastos, 358
2011) may also play a role. In fact, a relevant formation of melanoidins was detected for all 359
pomaces after thermal treatment (Table 5 and Figure 2III). 360
The lowest concentration of melanoidins was observed at 85 °C for GUA (p<0.05). Severe 361
browning was detected in ACE, with values two times higher than GUA when submitted to 362
150 °C. Positive correlations between melanoidins formation and radical scavenging activity 363
were previously reported in toasted soy (Iida, Yoshiki, Akiyama & Okubo, 2002) and tomato 364
purees (Anese, Manzocco, Nicoli & Lerici, 1999). 365
366
367
368
369
370
371
372
373
374
375
376
377
378
379
57
Tabela 5. Total phenolic content. antioxidant capacity and melanoidin formation of the freeze 380
dried acerola, guava and cashew pomaces in the thermal treatment. 381
Parameter
evaluated FDP
Thermal treatment
85°C 100°C 120°C 150°C
ACE
TPC 5331.7±215.6aA
2732.8±81.6bA
2329.4±91.2cA
2123.5±95.7dA
1560.9±68.4eA
Retention 100% 51% 44% 40% 29%
DPPH· 63.3±2.2aA
57.5±0.4bA
57.6±0.4bA
55.6±0.2cA
44.7±1.2dA
Retention 100% 91% 91% 88% 71%
MEL 0.256±0.003eA
0.269±0.009dA
0.533±0.009cA
1.139±0.009aA
1.113±0.006bA
Variation 100% 105% 208% 446% 443%
GUA
TPC 1137.3± 34.7aB
949.8± 34.1cB
1004.5± 31.7bB
1104.7± 35.1aB
936.2± 21.1cB
Retention 100% 84% 88% 97% 82%
DPPH· 29.9±0.8aB
29.4±0.2abB
28.1±0.5bB
26.1±1.6cB
21.3±0.5dC
Retention 100% 98% 94% 87 71%
MEL 0.095±0.007eC
0.111±0.005dC
0.128±0.007cC
0.187±0.004bC
0.537±0.013aC
Variation 100% 116% 134% 197% 566%
CAS
TPC 1037.6±22.5aC
663.1±33.7dC
750.3±23.0cC
873.6±25.6bC
727.7±49.2cC
Retention 100% 64% 72% 84% 70%
DPPH· 20.3± 0.7dC
25.1±1.4bcC
24.8±0.9cC
26.3±0.2abB
27±0.4aB
Retention 100% 123% 122% 129% 133%
MEL 0.163±0.007eB
0.208±0.007dB
0.283±0.008bB
0.260±0.007cB
0.950±0.008aB
Variation 100% 127% 173% 160% 582%
Results are presented as means ± standard deviation. a-e: Means in the same line followed by 382
different minor letters are significantly different by HSD Tukey's test (p < 0.05). A-C: Means in the 383
same column for the same parameter followed by different capital letters are significantly different 384
by HSD Tukey's test (p < 0.05). FDP: freeze-dried pomace without thermal treatment; ACE: freeze 385
dried acerola pomace; GUA: freeze dried guava pomace; CAS: freeze dried cashew pomace; TPC: 386
total phenolic content (mg EA/100g DW); DPPH·: antioxidant capacity by DPPH· assay (µmol 387
TE/g DW); MEL: melanoidin formation (nm). 388
389
58
AC
E
GU
A
CA
S
0
2 0 0 0
4 0 0 0
6 0 0 0
To
tal
ph
en
oli
c c
on
ten
t
(mg
AG
E/1
00
g D
W)
a A
b A
c A
d A
e A
a B
c B b Ba B
c Ba C
d C c Cb C
c C
390
AC
E
GU
A
CA
S
0
2 0
4 0
6 0
8 0
DP
PH
sc
av
an
gin
g c
ap
ac
ity
(m
ol
TE
/g D
W)
a A
b A b Ac A
d A
a B a b Bb B c B
d C d C
b c C c Ca b B a B
391
AC
E
GU
A
CA
S
0 .0
0 .5
1 .0
1 .5
Ab
so
rba
nc
e (
nm
)
e A d A
c A
a A b A
e C d Cc C
b C
a C
e Bd B
b B c B
a B
392
Figure 5. Total phenolic content (I). DPPH· scavenging capacity (II) and melanoidin 393
formation (III) of freeze-dried acerola (ACE), guava (GUA) and cashew (CAS) pomaces 394
before thermal treatment (RL. ) and after 30 min at 85°C ( ), 100°C ( ), 120°C ( ) 395
and 150°C ( ). a-e: Means for the same pomace and different temperatures followed by 396
different minor letters are significantly different by HSD Tukey's test (p < 0.05). A-C: Means 397
for different pomaces and same temperatures followed by different capital letters are 398
significantly different by HSD Tukey's test (p < 0.05). 399
I
II
III
59
4. Conclusion 400
This study shows that freeze-dried acerola, guava and cashew agroindustrial pomaces are rich 401
sources of residual antioxidant compounds. During the heat treatment, the residue of acerola 402
had the highest loss of TFC, however, all pomaces retained high levels of antioxidant activity 403
which may be related to the formation of melanoidins. The nutritional, technological and 404
bioactive results of fruit pomaces encourage their use in food products. 405
Acknowledgment 406
The authors would like to thank the Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e 407
Tecnológico (CNPq) for financial support (number 476302/2013-7) and pulp processing 408
industries IDEAL® and Pé de Fruta® for providing the by-products used in this work. 409
References 410
Abe, L., Lajolo, F., & Genovese, M. (2012). Potential dietary sources of ellagic acid and other 411
antioxidants among fruits consumed in Brazil: Jabuticaba (Myrciaria jaboticaba (Vell.) 412
Berg). Journal of the Science of Food and Agriculture, 92(8), 1679–1687 413
Albuquerque, T., Santos, F., Sanches-Silva, A., Beatriz M., Bento, A., & Costa, H. (2016). 414
Nutritional and phytochemical composition of Annona cherimola Mill. fruits and by-415
products: Potential health benefits. Food Chemistry, 193, 187–195. 416
Anese, M., Manzocco, L., Nicoli, M., & Lerici, C.(1999). Antioxidant properties of tomato 417
juice as affected by heating. Journal of the Science of Food and Agriculture, 79(5), 750–418
754. 419
Association of Official Analytical Chemists (AOAC). (2012). Official methods of analysis. 420
(23th ed). Washington, USA. 421
Araújo, J., Gonçalves, P., & Martel, F. (2011). Chemopreventive effect of dietary polyphenols 422
in colorectal cancer cell lines. Nutrition Research, 31(2), 77–87. 423
Azevêdo, J., Fujita, A., Oliveira, E., Genovese, M., & Correia, R. (2014). Dried camu-camu 424
60
(Myrciaria dubia H.B.K. McVaugh) industrial residue: A bioactive-rich amazonian 425
powder with functional attributes. Food Research International, 62, 934–940. 426
Barea-Álvarez, M., Delgado-Andrade, C., Haro, A., Olalla, M., Seiquer, I., & Rufián-427
Henares, J. (2016). Subtropical fruits grown in Spain and elsewhere: A comparison of 428
mineral profiles. Journal of Food Composition and Analysis, 48, 34-40. 429
Bennett, L., Jegasothy, H., Konczak, I., Frank, D., Sudharmarajan, S., & Clingeleffer, P. R. 430
(2011). Total polyphenolics and antioxidant properties of selected dried fruits and 431
relationships to drying conditions. Journal of Functional Foods, 3(2), 115–124 432
Castro-Muñoz, R., Barragán-Huerta, B., & Yáñez-Fernández, J. (2014). Use of gelatin-433
maltodextrin composite as an encapsulation support for clarified juice from purple cactus 434
pear (Opuntia stricta). LWT - Food Science and Technology, 62(1), 1-7. 435
Chen, Y., & Martynenko, A. (2016). Effect of hydrothermodynamic (HTD) processing on 436
physical and chemical qualities of American cranberry puree using response surface 437
methodology (RSM). LWT - Food Science and Technology, 70, 322–332. 438
Correia, R., Borges, K., Medeiros, M., & Genovese, M. (2012). Bioactive compounds and 439
phenolic-linked functionality of powdered tropical fruit residues. Food Science and 440
Technology International, 18(6), 539–547. 441
Costa, J., Felipe, E., Maia, |G., Hernandez, F., & Brasil, I. (2009). Production and 442
Characterization of the cashew apple (Anacardium Occidentale L.) and guava (Psidium 443
Guajava L.) fruit powders. Journal of Food Processing and Preservation, 33(Supplement 444
s1), 299–312. 445
Dasgupta, A., & Klein, K. (2014). Antioxidant vitamins and minerals. In Antioxidants in 446
Food, Vitamins and Supplements: Prevention and Treatment of Disease (pp. 277–294). 447
San Diego: Elsevier. 448
Del Castillo, M., Ames, J., & Gordon, M. (2002). Effect of roasting on the antioxidant activity 449
61
of coffee brews. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 50(13), 3698–3703. 450
Duzzioni, A., Lenton, V., Silva, D., & Barrozo, M. (2013). Effect of drying kinetics on main 451
bioactive compounds and antioxidant activity of acerola (Malpighia emarginata D.C.) 452
residue. International Journal of Food Science and Technology, 48(5), 1041–1047. 453
FAO. (2007). CODEX ALIMENTARIUS - Cereals, Pulses, Legumes and Vegetable Proteins 454
(1st ed.). Rome, Italy. Retrieved from http://www.fao.org/3/a-a1392e.pdf 455
FAO - Food and Agriculture Organization. (2016). FAOSTAT Domains, Crops. 456
http://faostat3.fao.org/faostat-gateway/go/to/browse/Q/QC/E Accessed 15.03.16. 457
Fujita, A., Borges, K., Correia, R., Franco, B., & Genovese, M. (2013). Impact of spouted bed 458
drying on bioactive compounds, antimicrobial and antioxidant activities of commercial 459
frozen pulp of camu-camu (Myrciaria dubia Mc. Vaugh). Food Research International, 460
54(1), 495–500. 461
Ganske, F., & Dell, E. J. (2006). ORAC Assay on the FLUOstar OPTIMA to Determine 462
Antioxidant Capacity. Offenburg, Germany. Retrieved from 463
http://www.bmglabtech.com/application-notes/fluorescence-intensity/orac-148.cfm 464
Gurak, P., Bona, G., Tessaro, I., & Marczak, L. (2014). Jaboticaba pomace powder obtained 465
as a co-product of juice extraction: A comparative study of powder obtained from peel 466
and whole fruit. Food Research International, 62, 786–792. 467
Iida, T., Yoshiki, Y., Akiyama, Y., & Okubo, K. (2002). Photon emission properties of 468
roasted soybean as related to reactive oxygen scavenging activities. Food Chemistry, 469
77(4), 471–477. 470
IBGE - Brazilian Institute of Geographical Statistics. (2016). Production and selling of 471
industrial services and/or products by activity classes and products description. 472
ftp://ftp.ibge.gov.br/Industrias_Extrativas_e_de_Transformacao/Pesquisa_Industrial_An473
ual/Produto2013/tabelas_xls/tab2013_01.zip Accessed 10.04.16. 474
62
Kamal-Eldin, A. (2016). Dietary Fiber: Bran. In B. Caballero, P. M. Finglas, & F. Toldrá 475
(Eds.), Encyclopedia of Food and Health (pp. 378–382). Oxford: Elsevier. 476
Krygier, K., Sosulski, F., & Hogge, L. (1982). Free, esterified, and insoluble-bound phenolic 477
acids. 1. Extraction and purification procedure. Journal of Agricultural and Food 478
Chemistry, 30(2), 330–334. 479
Lima, D., Padovani, R., Rodríguez-Amaya, D., Farfán, J., Nonato, C., Lima, M., Galeazzi, M. 480
(2011). Tabela Brasileira de Composição de Alimentos – TACO (4th ed.). Retrieved 481
from http://www.unicamp.br/nepa/taco/contar/taco_4_edicao_ampliada_e_revisada 482
Madan, R., & Levitt, J. (2014). A review of toxicity from topical salicylic acid preparations. 483
Journal of the American Academy of Dermatology, 70(4), 788–792. 484
Marques, L., Ferreira, M., & Freire, J. (2007). Freeze-drying of acerola (Malpighia glabra 485
L.). Chemical Engineering and Processing: Process Intensification, 46(5), 451–457. 486
Martínez, R., Torres, P., Meneses, M. a., Figueroa, J. G., Pérez-Álvarez, J. a., & Viuda-487
Martos, M. (2012). Chemical, technological and in vitro antioxidant properties of mango, 488
guava, pineapple and passion fruit dietary fibre concentrate. Food Chemistry, 135(3), 489
1520–1526. 490
Merrill, A. L., & Watt, B. K. (1973). Energy Values of Food: Basis and Derivation.(1st ed.). 491
Washington : Agricultural Research Service - USDA. 492
Prasad, K., Yang, B., Yang, S., Chen, Y., Zhao, M., Ashraf, M., & Jiang, Y. (2009). 493
Identification of phenolic compounds and appraisal of antioxidant and antityrosinase 494
activities from litchi (Litchi sinensis Sonn.) seeds. Food Chemistry, 116(1), 1–7. 495
Nóbrega, E. M., Oliveira, E. L., Genovese, M. I., & Correia, R. T. P. P. (2014). The Impact of 496
Hot Air Drying on the Physical-Chemical Characteristics, Bioactive Compounds and 497
Antioxidant Activity of Acerola (Malphigia emarginata) Residue. Journal of Food 498
Processing and Preservation, 39(2), 131–141. 499
63
O’Shea, N., Arendt, E. K., & Gallagher, E. (2012). Effects of fat replacers and stabilizers on 500
rheological, physicochemical and sensory properties of reduced-fat ice cream. Journal of 501
Agricultural Science and Technology, 15(6), 1163–1174. 502
O’Shea, N., Ktenioudaki, A., Smyth, T. P., McLoughlin, P., Doran, L., Auty, M. Gallagher, E. 503
(2015). Physicochemical assessment of two fruit by-products as functional ingredients: 504
Apple and orange pomace. Journal of Food Engineering, 153, 89–95. 505
Oliveira, R. G. De, Godoy, H. T., & Prado, M. A. (2010). Optimization of a colorimetric 506
method to determine ascorbic acids in fruit jelly. Ciência e Tecnologia de Alimentos, 507
30(1), 244–249. 508
Paz, M., Gúllon, P., Barroso, M. F., Carvalho, A. P., Domingues, V. F., Gomes, A. M., … 509
Delerue-Matos, C. (2015). Brazilian fruit pulps as functional foods and additives: 510
Evaluation of bioactive compounds. Food Chemistry, 172, 462–468. 511
Pérez-Jiménez, J., & Saura-Calixto, F. (2015). Macromolecular antioxidants or non-512
extractable polyphenols in fruit and vegetables: Intake in four European countries. Food 513
Research International, 74, 315–323. 514
Prior, R. L., Fan, E., Ji, H., Howell, A., Nio, C., Paynef, M. J., & Reed, J. (2010). Multi-515
laboratory validation of a standard method for quantifying proanthocyanidins in 516
cranberry powders. Journal of the Science of Food and Agriculture, 90(9), 1473–1478. 517
Ross, K. a., Beta, T., & Arntfield, S. D. (2009). A comparative study on the phenolic acids 518
identified and quantified in dry beans using HPLC as affected by different extraction and 519
hydrolysis methods. Food Chemistry, 113(1), 336–344. 520
Rufino, M. D. S. M., Pérez-Jiménez, J., Arranz, S., Alves, R. E., de Brito, E. S., Oliveira, M. 521
S. P., & Saura-Calixto, F. (2011). Açaí (Euterpe oleraceae) “BRS Pará”: A tropical fruit 522
source of antioxidant dietary fiber and high antioxidant capacity oil. Food Research 523
International, 44(7), 2100–2106. 524
64
Saravanan, S., & Parimelazhagan, T. (2014). In vitro antioxidant, antimicrobial and anti-525
diabetic properties of polyphenols of Passiflora ligularis Juss. fruit pulp. Food Science 526
and Human Wellness, 3(2), 56–64. 527
Schieber, A., Stintzing, F., & Carle, R. (2002). By-products of plant food processing as a 528
source of functional compounds—recent developments. Trends in Food Science & 529
Technology, 12(2001), 401–413. 530
Saldivar, S. (2016). Cereals: Dietary Importance. In B. Caballero, P. Finglas, & F. Toldrá 531
(Eds.), Encyclopedia of Food and Health (pp. 703–711). Oxford: Elsevier. 532
Sharma, K., Ko, E., Assefa, A., Ha, S., Nile, S. H., Lee, E., & Park, S. (2015). Temperature-533
dependent studies on the total phenolics, flavonoids, antioxidant activities, and sugar 534
content in six onion varieties. Journal of Food and Drug Analysis, 23(2), 243–252. 535
Shibao, J., & Bastos, D. (2011). Maillard reaction products in foods: Implications for human 536
health. Revista de Nutricao, 24(6), 895–904. 537
Singh, J., Kaur, A., Singh, N., Nim, L., Shevkani, K., Kaur, H., & Arora, D. (2016). In vitro 538
antioxidant and antimicrobial properties of jambolan (Syzygium cumini) fruit 539
polyphenols. LWT - Food Science and Technology, 65, 1025–1030. 540
Soetan, K., Olaiya, C., & Oyewole, O. (2010). The importance of mineral elements for 541
humans , domestic animals and plants : A review. African Journal of Food Science, 4 542
(May), 200–222. 543
Spínola, V., Llorent-Martínez, E., & Castilho, P. (2014). Determination of vitamin C in foods: 544
Current state of method validation. Journal of Chromatography A, 1369, 2–17. 545
Tavares, R., Silva, A., Campos, A., Schuler, A., & Aquino, J. (2015). Nutritional 546
composition, phytochemicals and microbiological quality of the legume, Mucuna 547
pruriens. African Journal of Biotechnology, 14(8), 676–682. 548
65
7 CONSIDERAÇÕES FINAIS
A possibilidade de analisar os resíduos agroidustriais das frutas tropicais foi
positiva para meu aprofundamento teórico-prático dentro da linha de pesquisa com
compostos bioativos e atividade antioxidante. Considerando todos os objetivos
propostos para para a dissertação, apenas as ánalises de atividade antioxidante,
com os resultados de IC50 do DPPH· e a atividade antibacteriana não foram
incluídas no artigo. O primeiro não foi necessário pois os dados associados de
DPPH e ORAC já foram suficientes para caracterização in vitro da atividade
antioxiante. Quanto à atividade antibacteriana, não houve resultado positivo para
nenhuma cepa estudada (Apêndice A - E), o que, associado à necessidade de
formatação do artigo para submissão, inviabilizou a inclusão dos resultados.
Dentro de outras experiências tidas no período do mestrado, posso citar a
possibilidade de 1 co-orientação de TCC da graduação de Nutrição (em andamento)
e a docência assistida na disciplina de Análise Sensorial de Alimentos (Engenharia
de Alimentos). Projetos paralelos aconteceram dentro das displinas da pós-
graduação, como da análise da qualidade de peixe dentão comercializado em
mercado local, análise de compostos bioativos e atividade antioxidante de polpas de
frutas mistas e desenvolvimento de leite de castanha de caju com o teste-piloto para
a produção de sorvete. Esses projetos somados à parcerias com as alunas de
doutorado e iniciação ciêntifica (engenharia de alimentos), possibilitaram a produção
de 7 trabalhos apresentados em 2 congressos: 1 resumo no Simpósio Latino
Americano de Ciências de Alimentos (2015) e os 6 demais aresentadados no
Congresso Latino Americano de Analistas e Alimentos (2015).
Dentro da pesquisa com os resíduos de frutas pude contribuir com
implantação da metodologia de 2 análises de caracterização bioativa e tecnologica:
de flavonóides totais pelo cloreto de alumínio e a capacidade de retenção de água e
óleo dos resíduos desidratados. São metodologias que podem ser inseridas em
pesquisas futuras, tanto para o PPGNUT quanto para a Engenharia de Alimentos.
Como perspectivas futuras para o estudo com os resíduos pode-se citar a
aplicação deles ou seus extratos em produtos alimentícios, com análise da
estabilidade combinada à analise sensorial. Também caberiam estudos in vivo com
modelos animais ou com células para verificar a resposta metabólica em animais
sadios ou não.
66
REFERÊNCIAS
1. Bicas JL, Molina G, Dionísio AP, Barros FFC, Wagner R, Maróstica MR, et al.
Volatile constituents of exotic fruits from Brazil. Food Res Int [Internet].
2011;44(7):1843–55. Available from:
http://dx.doi.org/10.1016/j.foodres.2011.01.012
2. Almeida MMB, de Sousa PHM, Arriaga ÂMC, do Prado GM, Magalhães CEDC,
Maia GA, et al. Bioactive compounds and antioxidant activity of fresh exotic
fruits from northeastern Brazil. Food Res Int. 2011;44(7):2155–9.
3. Dembitsky VM, Poovarodom S, Leontowicz H, Leontowicz M, Vearasilp S,
Trakhtenberg S, et al. The multiple nutrition properties of some exotic fruits:
Biological activity and active metabolites. Food Res Int [Internet].
2011;44(7):1671–701. Available from:
http://dx.doi.org/10.1016/j.foodres.2011.03.003
4. Martínez R, Torres P, Meneses M a., Figueroa JG, Pérez-Álvarez J a., Viuda-
Martos M. Chemical, technological and in vitro antioxidant properties of mango,
guava, pineapple and passion fruit dietary fibre concentrate. Food Chem
[Internet]. 2012;135(3):1520–6. Available from:
http://dx.doi.org/10.1016/j.foodchem.2012.05.057
5. Marques LG, Prado MM, Freire JT. Rehydration characteristics of freeze-dried
tropical fruits. LWT - Food Sci Technol. 2009;42(7):1232–7.
6. Rufino MDSM, Pérez-Jiménez J, Tabernero M, Alves RE, De Brito ES, Saura-
Calixto F. Acerola and cashew apple as sources of antioxidants and dietary
fibre. Int J Food Sci Technol. 2010;45(11):2227–33.
7. Oliveira VB, Yamada LT, Fagg CW, Brandão MGL. Native foods from Brazilian
biodiversity as a source of bioactive compounds. Food Res Int [Internet]. 2012
Aug;48(1):170–9. Available from:
http://dx.doi.org/10.1016/j.foodres.2012.03.011
8. Da Silva LMR, De Figueiredo EAT, Ricardo NMPS, Vieira IGP, De Figueiredo
RW, Brasil IM, et al. Quantification of bioactive compounds in pulps and by-
products of tropical fruits from Brazil. Food Chem [Internet]. 2014;143:398–
404. Available from: http://dx.doi.org/10.1016/j.foodchem.2013.08.001
9. Abdennacer B, Karim M, Yassine M, Nesrine R, Mouna D, Mohamed B.
Determination of phytochemicals and antioxidant activity of methanol extracts
67
obtained from the fruit and leaves of Tunisian Lycium intricatum Boiss. Food
Chem [Internet]. 2015;174:577–84. Available from:
http://dx.doi.org/10.1016/j.foodchem.2014.11.114
10. Oboh G, Ademosun AO, Akinleye M, Omojokun OS, Boligon A a., Athayde ML.
Starch composition, glycemic indices, phenolic constituents, and antioxidative
and antidiabetic properties of some common tropical fruits. J Ethn Foods
[Internet]. 2015;2(2):64–73. Available from:
http://dx.doi.org/10.1016/j.jef.2015.05.003
11. Balasundram N, Sundram K, Samman S. Phenolic compounds in plants and
agri-industrial by-products: Antioxidant activity, occurrence, and potential uses.
Food Chem. 2006;99(1):191–203.
12. Ayala-Zavala JF, Vega-Vega V, Rosas-Domínguez C, Palafox-Carlos H, Villa-
Rodriguez J a., Siddiqui MW, et al. Agro-industrial potential of exotic fruit
byproducts as a source of food additives. Food Res Int [Internet].
2011;44(7):1866–74. Available from:
http://dx.doi.org/10.1016/j.foodres.2011.02.021
13. Moure a., Cruz JM, Franco D, Manuel Domínguez J, Sineiro J, Domínguez H,
et al. Natural antioxidants from residual sources. Food Chem. 2001;72(2):145–
71.
14. Galanakis CM. Recovery of high added-value components from food wastes:
Conventional, emerging technologies and commercialized applications. Trends
Food Sci Technol. 2012;26(2):68–87.
15. Bonarius GA, Vieira JB, van der Goot AJ, Bodnár I. Rheological behaviour of
fibre-rich plant materials in fat-based food systems. Food Hydrocoll [Internet].
2014 Oct;40:254–61. Available from:
http://linkinghub.elsevier.com/retrieve/pii/S0268005X14000897
16. Macagnan FT, Santos LR Dos, Roberto BS, De Moura FA, Bizzani M, Da Silva
LP. Biological properties of apple pomace, orange bagasse and passion fruit
peel as alternative sources of dietary fibre. Bioact Carbohydrates Diet Fibre.
2015;6(1):1–6.
17. Gorinstein S, Poovarodom S, Leontowicz H, Leontowicz M, Namiesnik J,
Vearasilp S, et al. Antioxidant properties and bioactive constituents of some
rare exotic Thai fruits and comparison with conventional fruits. In vitro and in
vivo studies. Food Res Int [Internet]. 2011;44(7):2222–32. Available from:
68
http://dx.doi.org/10.1016/j.foodres.2010.10.009
18. FAOSTAT. Food and Agriculture Organization. FAOSTAT Domains, Crops.
[Internet]. [cited 2016 Mar 15]. Available from: http://faostat3.fao.org/faostat-
gateway/go/to/browse/Q/QC/E
19. Uchoa AMA, Costa JMC da, Maia GA, Silva EMC, Carvalho AFFU, Meira TR.
Parâmetros físico-químicos, teor de fibra bruta e alimentar de pós alimentícios
obtidos de resíduos de frutas tropicais. SEGURANÇA Aliment e Nutr [Internet].
2008;15(2):58–65. Available from:
http://ainfo.cnptia.embrapa.br/digital/bitstream/item/62796/1/5-09-artigo-1418-
Parametros-Fisico-Quimicos.pdf
20. de Araújo Sousa BA, Correia RTP. Biotechnological reuse of fruit residues as a
rational strategy for agro-industrial resources. J Technol Manag Innov.
2010;5(2):104–12.
21. Celli GB, Pereira-Netto AB, Beta T. Comparative analysis of total phenolic
content, antioxidant activity, and flavonoids profile of fruits from two varieties of
Brazilian cherry (Eugenia uniflora L.) throughout the fruit developmental
stages. Food Res Int [Internet]. 2011;44(8):2442–51. Available from:
http://dx.doi.org/10.1016/j.foodres.2010.12.036
22. Correia RTP, Borges KC, Medeiros MF, Genovese MI. Bioactive compounds
and phenolic-linked functionality of powdered tropical fruit residues. Food Sci
Technol Int [Internet]. 2012;18:539–47. Available from:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23014856
23. Gurak PD, De Bona GS, Tessaro IC, Marczak LDF. Jaboticaba pomace
powder obtained as a co-product of juice extraction: A comparative study of
powder obtained from peel and whole fruit. Food Res Int [Internet].
2014;62:786–92. Available from:
http://dx.doi.org/10.1016/j.foodres.2014.04.042
24. Babbar N, Oberoi HS, Uppal DS, Patil RT. Total phenolic content and
antioxidant capacity of extracts obtained from six important fruit residues. Food
Res Int [Internet]. 2011;44(1):391–6. Available from:
http://dx.doi.org/10.1016/j.foodres.2010.10.001
25. Aguilera JM, Chiralt A, Fito P. Food dehydration and product structure. Trends
Food Sci Technol. 2003;14(10):432–7.
26. Lewicki PP. Design of hot air drying for better foods. Trends Food Sci Technol.
69
2006;17(4):153–63.
27. Skaf P, Ferreira B da S, Cutait MS, SIlva CR da, Turra F, Herszkowicz N, et al.
Brasil food trends 2020. [Internet]. Instituto de Tecnologia de Alimentos. São
Paulo, Brasil: FIESP; 2010. 171 p. Available from:
http://www.brasilfoodtrends.com.br/Brasil_Food_Trends/files/publication.pdf
28. Moratoya EE, Carvalhaes GC, Wander AE, Almeida LMCDM. Mudanças no
padrão de consumo alimentar no Brasil. Rev Política Agrícola [Internet].
2013;1:72–84. Available from:
http://www.alice.cnptia.embrapa.br/alice/bitstream/doc/958212/1/mudancas.pdf
29. Belik W. Perspectivas para segurança alimentar e nutricional no Brasil. Saúde
e Soc. 2003;12(1):12–20.
30. Mirabella N, Castellani V, Sala S. Current options for the valorization of food
manufacturing waste: A review. J Clean Prod [Internet]. 2014;65:28–41.
Available from: http://dx.doi.org/10.1016/j.jclepro.2013.10.051
31. Alves G, Perrone D. Breads enriched with guava flour as a tool for studying the
incorporation of phenolic compounds in bread melanoidins. Food Chem.
2015;185:65–74.
32. Megías-Pérez R, Gamboa-Santos J, Soria AC, Villamiel M, Montilla A. Survey
of quality indicators in commercial dehydrated fruits. Food Chem.
2014;150:41–8.
33. Paz M, Gúllon P, Barroso MF, Carvalho AP, Domingues VF, Gomes AM, et al.
Brazilian fruit pulps as functional foods and additives: Evaluation of bioactive
compounds. Food Chem [Internet]. 2015;172:462–8. Available from:
http://dx.doi.org/10.1016/j.foodchem.2014.09.102
34. FAOSTAT. Food and Agriculture Organization. FAOSTAT Domains, Crops
[Internet]. [cited 2016 Apr 15]. Available from: http://faostat3.fao.org/faostat-
gateway/go/to/browse/Q/QC/E
35. da Silva AC, Jorge N. Bioactive compounds of the lipid fractions of agro-
industrial waste. Food Res Int [Internet]. 2014;66:493–500. Available from:
http://linkinghub.elsevier.com/retrieve/pii/S0963996914006814
36. Marques LG, Ferreira MC, Freire JT. Freeze-drying of acerola (Malpighia
glabra L.). Chem Eng Process Process Intensif. 2007;46(5):451–7.
37. Vendramini AL, Trugo LC. Chemical composition of acerola fruit (Malpighia
punicifolia L.) at three stages of maturity. Food Chem [Internet]. 2000
70
Nov;71(2):195–8. Available from:
http://linkinghub.elsevier.com/retrieve/pii/S0308814600001527
38. Gutiérrez RMP, Mitchell S, Solis RV. Psidium guajava: A review of its
traditional uses, phytochemistry and pharmacology. J Ethnopharmacol.
2008;117(1):1–27.
39. Flores G, Wu S-B, Negrin A, Kennelly EJ. Chemical composition and
antioxidant activity of seven cultivars of guava (Psidium guajava) fruits. Food
Chem [Internet]. 2015;170:327–35. Available from:
http://dx.doi.org/10.1016/j.foodchem.2014.08.076
40. Queiroz C, Lopes MLM, Fialho E, Valente-Mesquita VL. Changes in bioactive
compounds and antioxidant capacity of fresh-cut cashew apple. Food Res Int
[Internet]. 2011;44(5):1459–62. Available from:
http://dx.doi.org/10.1016/j.foodres.2011.03.021
41. Filhoal M. CONVECTIVE DRYING OF ACEROLA ( Malphigia emarginata DC
.): APPLICATION OF SEMITHEORETICAL MODELS. Holos. 2014;1:86–95.
42. FAOSTAT. Food and Agriculture Organization. FAOSTAT Domains, Crops
[Internet]. [cited 2014 Sep 30]. Available from: http://faostat3.fao.org/faostat-
gateway/go/to/browse/Q/QC/E
43. Lutaladio N, Burlingame B, Crews J. Horticulture, biodiversity and nutrition. J
Food Compos Anal. 2010;23(6):481–5.
44. Lima JR, Modesto ALG, Costa AN da, Garruti D dos S, Pinto GAS, Magalhães
HCR, et al. Desidratação da fibra do caju para utilização em produtos
alimentícios [Internet]. 1st ed. Boletim de Pesquisa Número 91 - Embrapa.
Fortaleza, Brasil; 2014. 25 p. Available from:
http://ainfo.cnptia.embrapa.br/digital/bitstream/CNPAT-2010/4779/1/Bp-023.pdf
45. Yamashita F, Benassi MDT, Tonzar AC, Moriya S, Fernandes JG. Produtos de
acerola: estudo da estabilidade de vitamina C. Ciência e Tecnol Aliment
[Internet]. 2003 Apr;23(1):92–4. Available from:
http://www.scielo.br/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0101-
20612003000100019&nrm=iso
46. IBGE. Produção e vendas dos produtos e/ou serviços industriais, segundo as
classes de atividades e a descrição dos produtos [Internet]. 2013 [cited 2016
Apr 10]. Available from:
ftp://ftp.ibge.gov.br/Industrias_Extrativas_e_de_Transformacao/Pesquisa_Indu
71
strial_Anual/Produto2013/tabelas_xls/tab2013_01.zip
47. HLPE. Food losses and waste in the context of sustainable food systems.
Rome; 2014.
48. Schieber a, Stintzing F, Carle R. By-products of plant food processing as a
source of functional compounds—recent developments. Trends Food Sci
Technol [Internet]. 2002;12(2001):401–13. Available from:
http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0924224402000122
49. Vieira LM, Sousa MS, Mancini-Filho J, Lima A de. Total phenolics and
antioxidant capacity “in vitro” of tropical fruit pulps. Rev Bras Frutic.
2011;33(3):888–97.
50. Oliveira AC de, Valentim IB, Goulart MOF, Silva CA, Bechara EJH, Trevisan
MTS. Fontes Vegetais Naturais de Antioxidantes. Quim Nova. 2009;32(3):689–
702.
51. Siqueira AM de A, Brito ES de. Aproveitamento do bagaço do caju para
alimentação humana e utilização em outras indústrias de alimentos. In: Araújo
JPP de, editor. Agronegócio caju: práticas e inovações. Embrapa; 2003. p.
351–76.
52. Martins C, Farias R. Produção De Alimentos X Desperdício: Tipos, Causas E
Como Reduzir Perdas Na Produção Agrícola. Rev da FZVA. 2002;9:20–32.
53. Morais DR, Rotta EM, Sargi SC, Schmidt EM, Bonafe EG, Eberlin MN, et al.
Antioxidant activity, phenolics and UPLC-ESI(-)-MS of extracts from different
tropical fruits parts and processed peels. Food Res Int [Internet]. 2015;77:392–
9. Available from: http://dx.doi.org/10.1016/j.foodres.2015.08.036
54. Bataglion G a., da Silva FM a. a, Eberlin MN, Koolen HHFF. Determination of
the phenolic composition from Brazilian tropical fruits by UHPLC–MS/MS. Food
Chem [Internet]. 2015;180:280–7. Available from:
http://linkinghub.elsevier.com/retrieve/pii/S0308814615002393
55. Van Der Goot AJ, Pelgrom PJM, Berghout J a M, Geerts MEJ, Jankowiak L,
Hardt N a., et al. Concepts for further sustainable production of foods. J Food
Eng [Internet]. 2016;168:42–51. Available from:
http://dx.doi.org/10.1016/j.jfoodeng.2015.07.010
56. Sójka M, Kołodziejczyk K, Milala J. Polyphenolic and basic chemical
composition of black chokeberry industrial by-products. Ind Crops Prod.
2013;51:77–86.
72
57. Zhang Y lao, Kong L chun, Yin C ping, Jiang D hua, Jiang J quan, He J, et al.
Extraction optimization by response surface methodology, purification and
principal antioxidant metabolites of red pigments extracted from bayberry
(Myrica rubra) pomace. LWT - Food Sci Technol [Internet]. 2013;51(1):343–7.
Available from: http://dx.doi.org/10.1016/j.lwt.2012.09.029
58. Morales P, Barros L, Dias MI, Santos-Buelga C, Ferreira ICFR, Ramirez
Asquieri E, et al. Non-fermented and fermented jabuticaba (Myrciaria cauliflora
Mart.) pomaces as valuable sources of functional ingredients. Food Chem.
2016;208:220–7.
59. Hernández-Carranza P, Ávila-Sosa R, Guerrero-Beltrán J a., Navarro-Cruz a.
R, Corona-Jiménez E, Ochoa-Velasco CE. Optimization of Antioxidant
Compounds Extraction from Fruit By-Products: Apple Pomace, Orange and
Banana Peel. J Food Process Preserv. 2016;40(1):103–15.
60. Aguedo M, Kohnen S, Rabetafika N, Vanden Bossche S, Sterckx J, Blecker C,
et al. Composition of by-products from cooked fruit processing and potential
use in food products. J Food Compos Anal. 2012;27(1):61–9.
61. De Abreu FP, Dornier M, Dionisio AP, Carail M, Caris-Veyrat C, Dhuique-
Mayer C. Cashew apple (Anacardium occidentale L.) extract from by-product of
juice processing: A focus on carotenoids. Food Chem [Internet].
2013;138(1):25–31. Available from:
http://dx.doi.org/10.1016/j.foodchem.2012.10.028
62. Sousa B a., Correia RTP. Phenolic content, antioxidant activity and
antiamylolytic activity of extracts obtained from bioprocessed pineapple and
guava wastes. Brazilian J Chem Eng. 2012;29(1):25–30.
63. Delpino-Rius A, Eras J, Vilaró F, Cubero MÁ, Balcells M, Canela-Garayoa R.
Characterisation of phenolic compounds in processed fibres from the juice
industry. Food Chem. 2015;172:575–84.
64. Contreras-Calderón J, Calderón-Jaimes L, Guerra-Hernández E, García-
Villanova B. Antioxidant capacity, phenolic content and vitamin C in pulp, peel
and seed from 24 exotic fruits from Colombia. Food Res Int [Internet].
2011;44(7):2047–53. Available from:
http://dx.doi.org/10.1016/j.foodres.2010.11.003
65. Kuppusamy S, Thavamani P, Megharaj M, Naidu R. Bioremediation potential of
natural polyphenol rich green wastes: A review of current research and
73
recommendations for future directions. Environ Technol Innov [Internet]. 2015
Oct;4:17–28. Available from: http://dx.doi.org/10.1016/j.eti.2015.04.001
66. de Oliveira AC, Valentim IB, Silva CA, Bechara EJH, Barros MP De, Mano CM,
et al. Total phenolic content and free radical scavenging activities of methanolic
extract powders of tropical fruit residues. Food Chem. 2009;115(2):469–75.
67. Pérez-Jiménez J, Saura-Calixto F. Macromolecular antioxidants or non-
extractable polyphenols in fruit and vegetables: Intake in four European
countries. Food Res Int [Internet]. 2015;74:315–23. Available from:
http://digital.csic.es/handle/10261/117024
68. Espín JC, Garcíaa-Conesa MT, Tomás-Barberán F a. Nutraceuticals: Facts
and fiction. Phytochemistry. 2007;68(22–24):2986–3008.
69. Tomas-Barberán F a., Cienfuegos-Jovellanos E, Marín A, Muguerza B, Gil-
Izquierdo A, Cerdá B, et al. A new process to develop a cocoa powder with
higher flavonoid monomer content and enhanced bioavailability in healthy
humans. J Agric Food Chem. 2007;55(10):3926–35.
70. Thaipong K, Boonprakob U, Crosby K, Cisneros-Zevallos L, Hawkins Byrne D.
Comparison of ABTS, DPPH, FRAP, and ORAC assays for estimating
antioxidant activity from guava fruit extracts. J Food Compos Anal. 2006;19(6–
7):669–75.
71. Zepka LQ, Garruti DS, Sampaio KL, Mercadante AZ, Da Silva MA a P. Aroma
compounds derived from the thermal degradation of carotenoids in a cashew
apple juice model. Food Res Int. 2014;56:108–14.
72. Assunção RB, Mercadante AZ. Carotenoids and ascorbic acid composition
from commercial products of cashew apple (Anacardium occidentale L.). J
Food Compos Anal. 2003;16(6):647–57.
73. Vasco C, Ruales J, Kamal-Eldin A. Total phenolic compounds and antioxidant
capacities of major fruits from Ecuador. Food Chem. 2008;111(4):816–23.
74. Righetto a. M. Chemical Composition and Antioxidant Activity of Juices from
Mature and Immature Acerola (Malpighia emarginata DC). Food Sci Technol
Int [Internet]. 2005;11(4):315–21. Available from:
http://fst.sagepub.com/cgi/doi/10.1177/1082013205056785
75. Rice-Evans C a., Miller NJ, Paganga G. Structure-antioxidant activity
relationships of flavonoids and phenolic acids. Free Radic Biol Med.
1996;20(7):933–56.
74
76. Shahidi F, Ambigaipalan P. Phenolics and polyphenolics in foods, beverages
and spices: Antioxidant activity and health effects - A review. J Funct Foods
[Internet]. 2015;18:820–97. Available from:
http://dx.doi.org/10.1016/j.jff.2015.06.018
77. Bataglion G a., da Silva FM a., Eberlin MN, Koolen HHF. Simultaneous
quantification of phenolic compounds in buriti fruit (Mauritia flexuosa L.f.) by
ultra-high performance liquid chromatography coupled to tandem mass
spectrometry. Food Res Int [Internet]. 2014;66:396–400. Available from:
http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0963996914006395
78. Del Rio D, Rodriguez-Mateos A, Spencer JPE, Tognolini M, Borges G, Crozier
A. Dietary (Poly)phenolics in Human Health: Structures, Bioavailability, and
Evidence of Protective Effects Against Chronic Diseases. Antioxid Redox
Signal [Internet]. 2013;18(14):1818–92. Available from:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/22794138%5Cnhttp://www.pubmedcentral
.nih.gov/articlerender.fcgi?artid=3619154&tool=pmcentrez&rendertype=abstrac
t
79. Blokhina O, Virolainen E, Fagerstedt K V. Antioxidants, oxidative damage and
oxygen deprivation stress: A review. Ann Bot. 2003;91:179–94.
80. Plaza M, Pozzo T, Liu J, Gulshan Ara KZ, Turner C, Nordberg Karlsson E.
Substituent effects on in vitro antioxidizing properties, stability, and solubility in
flavonoids. J Agric Food Chem. 2014;62(15):3321–33.
81. Belitz H-D, Grosch W, Schieberle P. Food Chemistry. 4th ed. Berlin, Germany:
Springer; 2009. 1114 p.
82. Damodaran S, Parkin KL, Fennema OR. Fennema’s Food Chemistry. 4th ed.
Boca Raton, EUA: CRC Press; 2007. 1158 p.
83. Scalbert A. Antimicrobial properties of tannins. Phytochemistry.
1991;30(12):3875–83.
84. Tajkarimi MM, Ibrahim S a., Cliver DO. Antimicrobial herb and spice
compounds in food. Food Control [Internet]. 2010;21(9):1199–218. Available
from: http://dx.doi.org/10.1016/j.foodcont.2010.02.003
85. Saini RK, Nile SH, Park SW. Carotenoids from fruits and vegetables:
Chemistry, analysis, occurrence, bioavailability and biological activities. Food
Res Int. 2015;76:735–50.
86. Spínola V, Llorent-Martínez EJ, Castilho PC. Determination of vitamin C in
75
foods: Current state of method validation. J Chromatogr A [Internet].
2014;1369:2–17. Available from:
http://dx.doi.org/10.1016/j.chroma.2014.09.087
87. Gammone MA, Riccioni G, D’Orazio N. Carotenoids: potential allies of
cardiovascular health? Food Nutr Res. 2011;1(7):1–774.
88. Kim DO, Lee KW, Lee HJ, Lee CY. Vitamin C equivalent antioxidant capacity
(VCEAC) of phenolic phytochemicals. J Agric Food Chem. 2002;50(13):3713–
7.
89. Murillo E, Giuffrida D, Menchaca D, Dugo P, Torre G, Meléndez-Martinez AJ,
et al. Native carotenoids composition of some tropical fruits. Food Chem
[Internet]. 2013;140(4):825–36. Available from:
http://dx.doi.org/10.1016/j.foodchem.2012.11.014
90. Klimczak I, Małecka M, Szlachta M, Gliszczyńska-Świgło A. Effect of storage
on the content of polyphenols, vitamin C and the antioxidant activity of orange
juices. J Food Compos Anal. 2007;20(3–4):313–22.
91. Elleuch M, Bedigian D, Roiseux O, Besbes S, Blecker C, Attia H. Dietary fibre
and fibre-rich by-products of food processing: Characterisation, technological
functionality and commercial applications: A review. Food Chem [Internet].
2011;124(2):411–21. Available from:
http://dx.doi.org/10.1016/j.foodchem.2010.06.077
92. O’Shea N, Arendt EK, Gallagher E. Dietary fibre and phytochemical
characteristics of fruit and vegetable by-products and their recent applications
as novel ingredients in food products. Innov Food Sci Emerg Technol [Internet].
2012 Oct;16(6):1–10. Available from:
http://dx.doi.org/10.1016/j.ifset.2012.06.002
93. Ketnawa S, Chaiwut P, Rawdkuen S. Pineapple wastes: A potential source for
bromelain extraction. Food Bioprod Process [Internet]. 2012;90(3):385–91.
Available from: http://dx.doi.org/10.1016/j.fbp.2011.12.006
94. Atolani O, Omere J, Otuechere C a., Adewuyi a. Antioxidant and cytotoxicity
effects of seed oils from edible fruits. J Acute Dis [Internet]. 2012;1(2):130–4.
Available from:
http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S222161891360030X
95. Arvanitoyannis IS, Varzakas TH. Fruit / Fruit Juice Waste Management :
Treatment Methods nd Potential Uses of Treated Waste. In: Arvanitoyannis IS,
76
editor. Waste Management for the Food Industries [Internet]. Elsevier Inc.;
2008. p. 569–628. Available from:
http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/B9780123736543500225
96. Ajila CM, Aalami M, Leelavathi K, Rao UJSP. Mango peel powder: A potential
source of antioxidant and dietary fiber in macaroni preparations. Innov Food
Sci Emerg Technol [Internet]. 2010;11(1):219–24. Available from:
http://dx.doi.org/10.1016/j.ifset.2009.10.004
97. Wolfe KL, Liu RH. Apple peels as a value-added food ingredient. J Agric Food
Chem. 2003;51(6):1676–83.
98. Potter R, Stojceska V, Plunkett A. The use of fruit powders in extruded snacks
suitable for Children’s diets. LWT - Food Sci Technol [Internet].
2013;51(2):537–44. Available from: http://dx.doi.org/10.1016/j.lwt.2012.11.015
99. Lazzari E, Schena T, Primaz CT, da Silva Maciel GP, Machado ME, Cardoso
CAL, et al. Production and chromatographic characterization of bio-oil from the
pyrolysis of mango seed waste. Ind Crops Prod. 2016;83:529–36.
100. Harasym J, Oledzki R. Effect of fruit and vegetable antioxidants on total
antioxidant capacity of blood plasma. Nutrition. 2014;30(5):511–7.
101. Pandey KB, Rizvi SI. Plant polyphenols as dietary antioxidants in human health
and disease. Oxid Med Cell Longev [Internet]. 2009;2(5):270–8. Available from:
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/20716914%5Cnhttp://www.pubmedcentral
.nih.gov/articlerender.fcgi?artid=PMC2835915
102. Gülçin I, Bursal E, Şehitoĝlu MH, Bilsel M, Gören AC. Polyphenol contents and
antioxidant activity of lyophilized aqueous extract of propolis from Erzurum,
Turkey. Food Chem Toxicol. 2010;48(8–9):2227–38.
103. Moo-Huchin, V. M., Moo-Huchin, M. L., Estrada-Leon, R. J., Cuevas-Glory, L.,
Estrada-Mota, I. A., Ortiz-Vázquez, E., Betancur-Ancona, D. and Sauri-Duch E.
Antioxidant compounds, antioxidant activity and phenolic compounds in peel
from three tropical fruit from Yucatan, Mexico. Food Chem. 2015;166:17–22.
104. Alves CQ, David JM, David JP, Bahia M V, Aguiar RM. Métodos para
determinação de atividade antioxidante in vitro em substratos orgânicos. Quim
Nova. 2010;33(10):2202–10.
105. Lim YY, Lim TT, Tee JJ. Antioxidant properties of several tropical fruits: A
comparative study. Food Chem. 2007;103(3):1003–8.
106. Burt S. Essential oils: their antibacterial properties and potential applications in
77
foods—a review. Int J Food Microbiol [Internet]. 2004 Aug;94(3):223–53.
Available from: http://linkinghub.elsevier.com/retrieve/pii/S0168160504001680
107. Nora CD, Müller CDR, de Bona GS, Rios ADO, Hertz PF, Jablonski A, et al.
Effect of processing on the stability of bioactive compounds from red guava
(Psidium cattleyanum Sabine) and guabiju (Myrcianthes pungens). J Food
Compos Anal. 2014;34(1):18–25.
108. Spínola V, Mendes B, Câmara JS, Castilho PC. Effect of time and temperature
on vitamin C stability in horticultural extracts. UHPLC-PDA vs iodometric
titration as analytical methods. LWT - Food Sci Technol [Internet].
2013;50(2):489–95. Available from: http://dx.doi.org/10.1016/j.lwt.2012.08.020
109. Rawson a., Patras a., Tiwari BK, Noci F, Koutchma T, Brunton N. Effect of
thermal and non thermal processing technologies on the bioactive content of
exotic fruits and their products: Review of recent advances. Food Res Int
[Internet]. 2011;44(7):1875–87. Available from:
http://dx.doi.org/10.1016/j.foodres.2011.02.053
110. Sousa MSB, Vieira LM, Silva M de JM da, Lima A de. Caracterização
nutricional de compostos antioxidantes em resíduos de polpas de frutas
tropicais. Ciência e agrotecnologia. 2011 Jul 22;35(3):554–9.
111. Kurozawa LE, Terng I, Hubinger MD, Park KJ. Ascorbic acid degradation of
papaya during drying: Effect of process conditions and glass transition
phenomenon. J Food Eng [Internet]. 2014;123:157–64. Available from:
http://dx.doi.org/10.1016/j.jfoodeng.2013.08.039
112. Vega-Gálvez A, Ah-Hen K, Chacana M, Vergara J, Martínez-Monzó J, García-
Segovia P, et al. Effect of temperature and air velocity on drying kinetics,
antioxidant capacity, total phenolic content, colour, texture and microstructure
of apple (var. Granny Smith) slices. Food Chem [Internet]. 2012
May;132(1):51–9. Available from:
http://linkinghub.elsevier.com/retrieve/pii/S0308814611014622
113. Wu R, Frei B, Kennedy J a., Zhao Y. Effects of refrigerated storage and
processing technologies on the bioactive compounds and antioxidant
capacities of “Marion” and “Evergreen” blackberries. LWT - Food Sci Technol
[Internet]. 2010;43(8):1253–64. Available from:
http://dx.doi.org/10.1016/j.lwt.2010.04.002
114. Frias J, Elena Peñas, Mónica Ullate, Vidal-Valverde C. Influence of drying by
78
convective air dryer or power ultrasound on the vitamin C and β-carotene
content of carrots. J Agric Food Chem. 2010;58(19):10539–44.
115. Pellegrini N, Chiavaro E, Gardana C, Mazzeo T, Contino D, Gallo M, et al.
Effect of different cooking methods on color, phytochemical concentration, and
antioxidant capacity of raw and frozen brassica vegetables. J Agric Food
Chem. 2010;58(7):4310–21.
116. De Ancos B, Ibañez E, Reglero G, Cano MP. Frozen storage effects on
anthocyanins and volatile compounds of raspberry fruit. J Agric Food Chem.
2000;48(3):873–9.
117. Nicoli MC, Anese M, Parpinel M. Influence of processing on the antioxidant
properties of fruit and vegetables. Trends Food Sci Technol. 1999;10:94–100.
118. Kikugawa K, Kunugi A, Kurechi T. Chemistry and implications of degradation of
phenolic antioxidants. In: Hudson BJF, editor. Food Antioxidants. 1st ed.
Essex; 1990. p. 65–98.
119. Nicoli MC, Anese M, Parpinel M. Influence of processing on the antioxidant
properties of fruit and vegetables. Trends Food Sci Technol. 1999;10:94–100.
120. Yilmaz Y, Toledo R. Antioxidant activity of water-soluble Maillard reaction
products. Food Chem. 2005;93(2):273–8.
121. Małgorzata W, Konrad PM, Zieliński H. Effect of roasting time of buckwheat
groats on the formation of Maillard reaction products and antioxidant capacity.
Food Chem. 2016;196:355–8.
122. Wang HY, Qian H, Yao WR. Melanoidins produced by the Maillard reaction:
Structure and biological activity. Food Chem. 2011;128(3):573–84.
123. Anese M, Manzocco L, Nicoli MC, Lerici CR. Antioxidant properties of tomato
juice as affected by heating. J Sci Food Agric. 1999;79(5):750–4.
124. Morales FJ, Jiménez-Pérez S. Peroxyl radical scavenging activity of
melanoidins in aqueous systems. Eur Food Res Technol. 2004;218(6):515–20.
125. Sacchetti G, Di Mattia C, Pittia P, Mastrocola D. Effect of roasting degree,
equivalent thermal effect and coffee type on the radical scavenging activity of
coffee brews and their phenolic fraction. J Food Eng. 2009;90(1):74–80.
126. AOAC. Official methods of analysis of AOAC. 19th ed. Association of Official
Analytical Chemists Internacional. Whashington, EUA; 2012. 173 p.
127. Albuquerque TG, Santos F, Sanches-Silva A, Beatriz Oliveira M, Bento AC,
Costa HS. Nutritional and phytochemical composition of Annona cherimola Mill.
79
fruits and by-products: Potential health benefits. Food Chem. 2016;193:187–
95.
128. Merrill AL, Watt BK. Energy Values of Food: Basis and Derivation. Agricultural
Handboook No. 74. 1973. p. 1–105.
129. Tavares RL, Silva ASS, Campos ARN, Schuler ARP, Aquino J de S. Nutritional
composition, phytochemicals and microbiological quality of the legume,
Mucuna pruriens. African J Biotechnol [Internet]. 2015;14(8):676–82. Available
from: http://academicjournals.org/journal/AJB/article-abstract/94273CE50689
130. Castro-Muñoz R, Barragán-Huerta BE, Yáñez-Fernández J. Use of gelatin-
maltodextrin composite as an encapsulation support for clarified juice from
purple cactus pear (Opuntia stricta). LWT - Food Sci Technol [Internet].
2014;62(1):1–7. Available from:
http://linkinghub.elsevier.com/retrieve/pii/S0023643814005982
131. Laboratory GNR. Hygroscopicity - Method N°14a [Internet]. Düsseldorf; 2010.
Available from: http://www.gea.com/en/binaries/A 14 a - Hygroscopicity_tcm11-
30922.pdf
132. Fujita A, Borges K, Correia R, Franco BDGDM, Genovese MI. Impact of
spouted bed drying on bioactive compounds, antimicrobial and antioxidant
activities of commercial frozen pulp of camu-camu (Myrciaria dubia Mc.
Vaugh). Food Res Int [Internet]. 2013;54(1):495–500. Available from:
http://dx.doi.org/10.1016/j.foodres.2013.07.025
133. Saravanan S, Parimelazhagan T. In vitro antioxidant, antimicrobial and anti-
diabetic properties of polyphenols of Passiflora ligularis Juss. fruit pulp. Food
Sci Hum Wellness [Internet]. 2014;3(2):56–64. Available from:
http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S2213453014000160
134. Prior RL, Fan E, Ji H, Howell A, Nio C, Paynef MJ, et al. Multi-laboratory
validation of a standard method for quantifying proanthocyanidins in cranberry
powders. J Sci Food Agric. 2010;90(9):1473–8.
135. Ross K a., Beta T, Arntfield SD. A comparative study on the phenolic acids
identified and quantified in dry beans using HPLC as affected by different
extraction and hydrolysis methods. Food Chem [Internet]. 2009;113(1):336–44.
Available from: http://dx.doi.org/10.1016/j.foodchem.2008.07.064
136. Krygier K, Sosulski F, Hogge L. Free, esterified, and insoluble-bound phenolic
acids. 1. Extraction and purification procedure. J Agric Food Chem [Internet].
80
1982;30:330–4. Available from:
http://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/jf00110a028
137. Nagendra Prasad K, Yang B, Yang S, Chen Y, Zhao M, Ashraf M, et al.
Identification of phenolic compounds and appraisal of antioxidant and
antityrosinase activities from litchi (Litchi sinensis Sonn.) seeds. Food Chem
[Internet]. 2009;116(1):1–7. Available from:
http://dx.doi.org/10.1016/j.foodchem.2009.01.079
138. Oliveira RG De, Godoy HT, Prado MA. Optimization of a colorimetric method to
determine ascorbic acids in fruit jelly. Cienc e Tecnol Aliment. 2010;30(1):244–
9.
139. Lichtenthaler HK, Buschmann C. Chlorophylls and Carotenoids : Measurement
and Characterization by UV-VIS. Curr Protoc Food Anal Chem [Internet].
2001;F4.3.1-F4.(Supplement 1):1–8. Available from:
http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1002/0471142913.faf0403s01/abstract
140. Nóbrega EM, Oliveira EL, Genovese MI, Correia RTPP. The Impact of Hot Air
Drying on the Physical-Chemical Characteristics, Bioactive Compounds and
Antioxidant Activity of Acerola ( M alphigia emarginata ) Residue. J Food
Process Preserv [Internet]. 2014;39(October):131–41. Available from:
http://doi.wiley.com/10.1111/jfpp.12213
141. Ganske F, Dell EJ. ORAC Assay on the FLUOstar OPTIMA to Determine
Antioxidant Capacity [Internet]. Offenburg, Germany; 2006. Available from:
http://www.bmglabtech.com/application-notes/fluorescence-intensity/orac-
148.cfm
142. CLSI. Normas de Desempenho para Testes de Sensibilidade Antimicrobiana.
15th Suple. Vol. 25. Pennsylvania, USA: ANVISA; 2005. 177 p.
143. Sharma K, Ko EY, Assefa AD, Ha S, Nile SH, Lee ET, et al. Temperature-
dependent studies on the total phenolics, flavonoids, antioxidant activities, and
sugar content in six onion varieties. J Food Drug Anal [Internet].
2015;23(2):243–52. Available from: http://dx.doi.org/10.1016/j.jfda.2014.10.005
144. Del Castillo MD, Ames JM, Gordon MH. Effect of roasting on the antioxidant
activity of coffee brews. J Agric Food Chem. 2002;50(13):3698–703.
81
APÊNDICES
82
APÊNDICE A
Imagem 1 – Atividade antimicrobiana para Bacillo cereus. EA1, EA2, EA3 (Extratos
da acerola em triplicatas); EC1, EC2, EC3 (Extratos do caju em triplicatas); EG1,
EG2, EG3 (Extratos da goiaba em triplicatas); C- (Controle negativo); C+ (Controle
positivo, vancomicina).
EA1
EA2
EA3
EC1
EC2
EC3
EG1
EG3
EG2
C+
C-
C+
C-
C+
C-
83
APÊNDICE B
Imagem 2– Atividade antimicrobiana para Listeria monocytogenes. EA1, EA2, EA3
(Extratos da acerola em triplicatas); EC1, EC2, EC3 (Extratos do caju em triplicatas);
EG1, EG2, EG3 (Extratos da goiaba em triplicatas); C- (Controle negativo); C+
(Controle positivo, vancomicina).
EA1
EA2
EA3
EC1
EC2
EC3
EG1
EG3
EG2
C+
C-
C+
C-
C+
C-
84
APÊNDICE C
Imagem 3 – Atividade antimicrobiana para Staphylococcus aureus,. EA1, EA2, EA3
(Extratos da acerola em triplicatas); EC1, EC2, EC3 (Extratos do caju em triplicatas);
EG1, EG2, EG3 (Extratos da goiaba em triplicatas); C- (Controle negativo); C+
(Controle positivo, vancomicina).
EA1
EA2
EA3
EC1
EC2
EC3
EG1
EG3
EG2
C+
C-
C+
C-
C+
C-
85
APÊNDICE D
Imagem 4– Atividade antimicrobiana para Salmonella typhimurium,. EA1, EA2, EA3
(Extratos da acerola em triplicatas); EC1, EC2, EC3 (Extratos do caju em triplicatas);
EG1, EG2, EG3 (Extratos da goiaba em triplicatas); C- (Controle negativo); C+
(Controle positivo, gentamicina).
EA1
EA2
EA3
EC1
EC2
EC3
EG1
EG3
EG2
C+
C-
C+
C-
C+ C-
86
APÊNDICE E
Imagem 5– Atividade antimicrobiana para Shigella sonnei, EA1, EA2, EA3 (Extratos
da acerola em triplicatas); EC1, EC2, EC3 (Extratos do caju em triplicatas); EG1,
EG2, EG3 (Extratos da goiaba em triplicatas); C- (Controle negativo); C+ (Controle
positivo, gentamicina).
EA1
EA2
EA3
EC1
EC2
EC3
EG1
EG3
EG2
C+
C-
C+
C-
C+
C-
