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i UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO SUL FACULDADE DE VETERINÁRIA PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS VETERINÁRIAS EFEITOS DA LEUCORREDUÇÃO E DE QUATRO SOLUÇÕES ADITIVAS SOBRE A QUALIDADE DO CONCENTRADO DE ERITRÓCITOS CANINO DURANTE O ARMAZENAMENTO LUCIANA DE ALMEIDA LACERDA PORTO ALEGRE 2011
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UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO SUL
FACULDADE DE VETERINÁRIA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS VETERINÁRIAS
EFEITOS DA LEUCORREDUÇÃO E DE QUATRO SOLUÇÕES ADITIVAS SOBRE A
QUALIDADE DO CONCENTRADO DE ERITRÓCITOS CANINO DURANTE O
ARMAZENAMENTO
LUCIANA DE ALMEIDA LACERDA
PORTO ALEGRE
2011
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UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO SUL
FACULDADE DE VETERINÁRIA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS VETERINÁRIAS
EFEITOS DA LEUCORREDUÇÃO E DE QUATRO SOLUÇÕES ADITIVAS SOBRE A
QUALIDADE DO CONCENTRADO DE ERITRÓCITOS CANINO DURANTE O
ARMAZENAMENTO
Autora: Luciana de Almeida Lacerda
Tese apresentada como requisito parcial para
obtenção do grau de Doutor em Ciências
Veterinárias na área de Morfologia, Cirurgia e
Patologia Animal
Orientador: Félix Hilario Diaz González
PORTO ALEGRE
2011
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EFEITOS DA LEUCORREDUÇÃO E DE QUATRO SOLUÇÕES ADITIVAS SOBRE A
QUALIDADE DO CONCENTRADO DE ERITRÓCITOS CANINO DURANTE O
ARMAZENAMENTO
Aprovada em 10 de março de 2011
APROVADO POR:
_______________________________________________________________
Félix Hilario Diaz González
Orientador e presidente da comissão
_______________________________________________________________
Ana Cristina Araujo (UFRGS)
Membro da comissão
_______________________________________________________________
Carlos Termignoni (UFRGS - Centro de Biotecnologia)
Membro da comissão
_______________________________________________________________
Regina Takahira (UNESP - Botucatu)
Membro da comissão
v
AGRADECIMENTOS
Agradeço aos meus pais por permitirem e me apoiarem na busca dos meus sonhos mais
loucos, em especial à minha mãe que sempre esteve presente e me apoiou em todos os momentos
de minha vida.
Agradeço ao meu orientador Prof. Félix H. D. González, o qual sempre confiou em mim
e me deu liberdade para tentar alcançar meus objetivos.
Agradeço às minhas irmãs de coração Sílvia R. Terra, Nicole R. C. Hlavac, Simone T. O.
Stedile, Camila S. Lasta, as quais mesmo conhecendo todos os meus defeitos foram capazes de
estar ao meu lado, cada uma a sua maneira, nos momentos mais difíceis, mas não menos
desafiadores e legais desta trajetória profissional.
Agradeço a toda equipe LACVet-UFRGS que sempre confiou no meu trabalho e me
apoiou quando precisei. Saibam que tenho orgulho deste lugar e espero que ele cresça ainda
mais.
Agradeço a todos os meus amigos pesquisadores que me auxiliaram nesta tese, em
especial à Dra. Jane Wardrop, à Dra. W Jean Dodds e ao Dr. Korte e sua equipe.
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EFEITOS DA LEUCORREDUÇÃO E DE QUATRO SOLUÇÕES ADITIVAS SOBRE A
QUALIDADE DO CONCENTRADO DE ERITRÓCITOS CANINO DURANTE O
ARMAZENAMENTO
Autora: Luciana de Almeida Lacerda
Orientador: Félix Hilario Diaz González
RESUMO
Histórico: As soluções aditivas (SA) e a leucorredução pré-armazenamento (LR) são
importantes ferramentas utilizadas para manter a viabilidade eritrocitária durante o
armazenamento e evitar algumas reações transfusionais nos receptores, respectivamente.
Objetivos: Comparar o efeito de quatro SA (SAGM, ADSOL, OPTISOL e PAGGG-M) e da
LR por filtração (IMMUGARD III-RC) sobre a qualidade do concentrado de eritrócitos (CE)
canino armazenado por 41 dias. Animais: Dezesseis cães de raças de grande porte de
proprietários particulars com consentimento escrito. Materiais e métodos: Unidades de sangue
total (500 mL) foram coletadas em 70 mL de solução de CPD; oito desta foram leucorreduzidas
(grupo LR). Cada unidade foi processada e separada em unidades de CE e plasma. O CE de cada
cão foi dividido igualmente em quatro bolsas menores contendo uma das diferentes SA. As
bolsas foram armazenadas por 41 dias a 4 oC e avaliadas a cada 10 dias. Os parâmetros
analisados foram: pH, hematócrito, grau de hemólise, lactato, glicose, K, Na, ATP e 2,3-DPG.
Resultados: O processo de LR por filtração se manteve dentro da padronização estabelecida
para humanos em relação à contagem de leucócitos residuais. Ambos os grupos LR e não-LR
apresentaram diminuição do pH, das concentrações de glucose, 2,3-DPG e ATP, e aumento do
grau de hemólise e das concentrações de lactato, Na e K, sendo que o grupo LR apresentou
menores alterações (p < 0.05). A solução PAGGG-M demonstrou uma melhor manutenção das
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concentrações de ATP e 2,3-DPG. Conclusões e importância clínica: Todas as SA utilizadas
em ambos os grupos apresentaram resultados satisfatórios durante 21 dias de armazenamento,
mas o uso da LR pré-armazenamento e da solução PAGGG-M parecem ter um maior efeito
benéfico sobre o armazenamento do CE canino. Estudos sobre a viabilidade pós-transfusional
são necessários para testar estas soluções em cães.
Palavras-chave: hemoterapia, transfusão, sangue, cão, leucodepleção.
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EFFECTS OF LEUKOREDUCTION AND FOUR ADDITIVE SOLUTIONS ON CANINE
RED CELL CONCENTRATE QUALITY DURING STORAGE
Author: Luciana de Almeida Lacerda
Advisor: Félix Hilario Diaz González
ABSTRACT
Background: Additive solutions (AS) and prestorage leukoreduction (LR) are important
transfusion tools used to maintain erythrocyte viability during storage and avoid some
transfusion reactions in recipients, respectively. Objectives: Compare the effect of four AS
(SAGM, ADSOL, OPTISOL and PAGGG-M) and leukocyte filtration (IMMUGARD III-
RC) on the quality of canine RBCs stored for 41 days. Animals: Sixteen large-breed dogs from
private owners with written consent. Methods: Whole blood units (500 mL) were collected in 70
mL of CPD solution; eight of those units were leukoreduced (LR group). Each unit was
processed and separated into RBC concentrate and plasma components. The RBCs of each dog
were spliced equally into four bags containing a different AS. Bags were stored for 41 days at
4oC and evaluated every ten days. Parameters analyzed included pH, PCV, % hemolysis, lactate,
glucose, K, Na, ATP and 2,3-DPG. Results: The LR filtration process met the human standards
for residual WBC count. Both LR and non LR groups showed decreases in pH, glucose, 2,3-
DPG and ATP concentrations, and increases in hemolysis, lactate, Na and K concentrations, with
less change seen in the LR group (p < 0.05). PAGGG-M provided the best maintenance of ATP
and 2,3-DPG concentrations. Conclusions and clinical importance: All AS used for both
groups had satisfactory results during the first 21 days of storage, but prestorage LR and the
solution PAGGG-M seem to have the most beneficial effect on canine RBC storage.
Posttransfusion viability studies are needed to further test these storage solutions in dogs.
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Key words: hemotherapy, transfusion, blood, dog, leukodepletion.
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LISTAS DE ILUSTRAÇÕES
FIGURE 1. CHANGES IN PH, HEMOLYSIS, LACTATE, GLUCOSE, ATP, 2,3 DPG, NA,
AND K IN LR CANINE PRBC STORED IN 4 DIFFERENT ADDITIVE SOLUTIONS.. ................54
FIGURE 2. CHANGES IN PH, HEMOLYSIS, LACTATE, GLUCOSE, ATP, 2,3 DPG, NA,
AND K IN NON-LR CANINE PRBC STORED IN 4 DIFFERENT ADDITIVE SOLUTIONS.. ......55
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LISTA DE TABELAS
TABLE 1. COMPOSITION OF SOLUTIONS .........................................................................51
TABLE 2. EVALUATION OF LR CANINE RBC VARIABLES ...........................................52
TABLE 3. EVALUATION OF NON-LR CANINE RBC VARIABLES .................................53
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LISTA DE ABREVIATURAS
2,3-DPG 2,3-Difosfoglicerato
ATP Adenosina trifosfato
CPD Citrato de sódio, fosfato, glicose (dextrose)
CPDA Citrato de sódio, fosfato, glicose (dextrose) e adenina
EDTA-K2 Ácido etilenodiamino-tetracético dipotássico
ICSH International Commitee for Standardization in Haematology
IPR Índice de Produção de Reticulócitos (do inglês, RPI)
K Potássio
LACVet Laboratório de Análises Clínicas Veterinárias
Na Sódio
NCCLS National Comittee for Clinical Laboratory Standards
SNO S-nitrosotiol
UEL Universidade Estadual de Londrina
UFRGS Universidade Federal do Rio Grande do Sul
UNESP Universidade Estadual Paulista
USP Universidade de São Paulo
vCJD Doença de Creutzfeldt-Jakob
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SUMÁRIO
1. INTRODUÇÃO ..........................................................................................................................14
2. OBJETIVOS ...............................................................................................................................16
2.1 OBJETIVO GERAL ..................................................................................................................................... 16
2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS ............................................................................................................................ 16
3. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ...................................................................................................17
3.1. HISTÓRICO DA MEDICINA TRANSFUSIONAL ................................................................................................... 17
3.2. ARMAZENAMENTO DO SANGUE E SOLUÇÕES DE PRESERVAÇÃO ........................................................................ 19
3.3. AVALIAÇÃO BIOQUÍMICA DA QUALIDADE DE PRESERVAÇÃO DO SANGUE ............................................................. 20
3.3.1. Adenosina trifosfato (ATP)......................................................................................................... 22
3.3.2. 2,3-difosfoglicerato (2,3-DPG) ................................................................................................... 23
3.4. SOLUÇÕES DE PRESERVAÇÃO SANGUÍNEA E SEUS EFEITOS SOBRE O METABOLISMO ERITROCITÁRIO .......................... 25
3.4.1. Soluções aditivas e o uso do concentrado de eritrócitos ........................................................... 25
3.4.2. Soluções de preservação sanguínea e o uso em Medicina Veterinária ..................................... 26
3.5. LEUCORREDUÇÃO ................................................................................................................................... 27
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO................................................................................................32
4.1. ARTIGO .............................................................................................................................................. 34
Title of the manuscript: Effects of leukoreduction and four additive solutions on canine red cell
concentrate quality during storage ................................................................................................................... 34
5. CONSIDERAÇÕES FINAIS .....................................................................................................56
6. REFERÊNCIAS ADICIONAIS .................................................................................................57
ANEXO 1 - APROVAÇÃO COMITÊ DE ÉTICA ........................................................................61
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1. INTRODUÇÃO
O interesse pela medicina transfusional tem crescido nestes últimos anos na medicina
veterinária e é constante na medicina humana. No Brasil, diversos serviços de hemoterapia
veterinária públicos (USP, Unesp, UEL, entre outros) e até privados (HEMOVET – SP,
HEMOPET – RJ, entre outros) estão se desenvolvendo, e por isso a pesquisa nesta área é
essencial para auxiliar e melhorar o atendimento nestes centros.
No Brasil e em outros países, como Estados Unidos e Austrália, já são realizados
rotineiramente procedimentos essenciais, como separação de hemocomponentes para melhor
atender cada caso em que exista a necessidade de transfusão sanguínea, mas ainda existem
dúvidas quanto à melhor solução de preservação de eritrócitos e outros produtos do sangue, pois
foram feitos poucos estudos em cães.
Este projeto teve como objetivo comparar os efeitos da leucorredução por filtração e de
quatro soluções aditivas sobre a qualidade do concentrado de eritrócitos canino durante o
armazenamento, promovendo melhorias nos bancos de sangue e realizando estudos que
contribuam para a hemoterapia veterinária, bem como para a medicina transfusional humana,
visto que o cão pode servir como um bom modelo experimental nesta área.
Assim como na medicina humana, na medicina veterinária, o curto tempo de
armazenagem é um dos fatores que dificulta e limita a quantidade de sangue que pode ser
efetivamente armazenada e é uma desvantagem na medicina veterinária, pois o acesso a cães
doadores é restrito e a demanda é contínua e cada vez maior na prática de clínicas e hospitais
veterinários. Durante o armazenamento de sangue canino a baixas temperaturas, assim como
ocorre com sangue humano, seja sob a forma de sangue total ou concentrado de eritrócitos, há
uma queda repentina e intensa de metabólitos importantes para a viabilidade e funcionalidade
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dos eritrócitos, como os níveis de 2,3-DPG e ATP, juntamente com o pH. A busca por melhores
formas e soluções para preservação dos eritrócitos, capazes de evitar ou diminuir estes efeitos
prejudiciais durante o seu armazenamento, é contínua para que, ao final, se obtenha uma melhor
qualidade do sangue transfundido.
A avaliação bioquímica durante o armazenamento do concentrado de eritrócitos canino
com diferentes soluções aditivas constitui uma informação prática para a medicina veterinária
brasileira, gerando assim maior conhecimento, motivando novos projetos de estudos in vitro e in
vivo, e criando um núcleo de pesquisa e extensão no auxílio à hemoterapia veterinária.
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2. OBJETIVOS
2.1 Objetivo geral
Comparar os efeitos da leucorredução por filtração e de quatro soluções aditivas sobre a
qualidade do concentrado de eritrócitos canino durante o 41 dias de armazenamento.
2.2 Objetivos específicos
� Determinar qual das soluções aditivas mantém a qualidade do concentrado de
eritrócitos canino por mais tempo.
� Avaliar o efeito da leucorredução por filtração sobre a qualidade do concentrado
de eritrócitos de cães.
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3. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
3.1. Histórico da medicina transfusional
Transfusão é a palavra que define a terapia intravenosa com sangue total ou seus
subprodutos (hemocomponentes e hemoderivados). Há anos, a hemoterapia tem se baseado no
uso de sangue total, e este ainda é o principal uso em medicina veterinária (ABRAMS-OGG,
2000).
A prática da transfusão sanguínea teve início no século passado na medicina humana, e
vem evoluindo desde então (AUBUCHON, 2003). Na medicina veterinária, o processo foi um
pouco mais lento, mas atualmente existem grandes bancos de sangue veterinários em vários
países do mundo que tornaram possíveis a prática da medicina transfusional veterinária de alta
qualidade. Entretanto, sabe-se que isto não depende somente da disponibilidade de componentes
sanguíneos e do uso adequado de cada um deles, mas também da qualidade destes componentes.
Respeitar normas adequadas para colheita, processamento e armazenamento é a melhor maneira
de alcançar os melhores resultados (SCHNEIDER, 2000; HOHENHAUS, 2007).
Os hemocomponentes sanguíneos podem ser obtidos através de centrifugação, ou, menos
comumente, através de aférese (técnica que utiliza equipamentos especializados que permitem a
separação de apenas um componente do sangue do doador, devolvendo-lhe o restante). Sabendo-
se que muitas vezes o paciente requer uma transfusão de apenas um componente sanguíneo
específico, a separação dos hemocomponentes permite que mais de um paciente possa se
beneficiar de apenas um doador e reduzir os riscos de uma reação transfusional contra os outros
componentes desnecessários (AUBUCHON, 2003).
Ambos, sangue total e seus componentes, podem ser utilizados logo após a colheita
(produtos frescos) ou após o armazenamento (produtos armazenados/ estocados). A
biopreservação é o processo de manutenção da integridade e funcionalidade das células mantidas
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fora do seu ambiente de origem por períodos extensos de tempo e o armazenamento hipotérmico
é a técnica mais antiga e mais estudada no mundo todo. A preservação dos eritrócitos sob baixas
temperaturas é baseada no princípio de que os eventos bioquímicos e as reações moleculares
podem ser suprimidos pela redução da temperatura (LLOHN et al., 2005; SCOTT et. al., 2005).
O maior impulso para o campo da biopreservação de eritrócitos é a enorme demanda
clínica. As transfusões de eritrócitos salvam vidas através do aumento da massa eritrocitária em
pacientes que possuem baixa capacidade de carreamento de oxigênio devido ao aumento da
perda de eritrócitos (trauma/ hemorragia cirúrgica), diminuição da produção pela medula óssea
(anemias aplásicas), defeitos na molécula de hemoglobina (hemoglobinopatias e talassemias), e
diminuição na sobrevivência dos eritrócitos (anemias hemolíticas) (SCOTT et. al., 2005).
Um dos componentes sanguíneos mais utilizados para transfusão é o concentrado de
eritrócitos (também conhecido como papa de hemácias) e o seu uso tem se tornado uma prática
terapêutica comum na medicina veterinária. O concentrado de eritrócitos é indicado no
tratamento de anemia normovolêmica (WARDROP et al., 1994) ou de anemia hemorrágica
aguda quando combinado com plasma, soluções colóides sintéticas ou soluções cristalóides
(ABRAMS-OGG, 2000; HOHENHAUS, 2007).
O armazenamento permite acesso imediato ao sangue total e seus subprodutos, mas a
colheita sanguínea e a preparação destes podem ser intensivamente trabalhosas e consomem
bastante tempo, o que justifica a existência de um banco de sangue em clínicas/ hospitais que
realizam transfusões rotineiramente. Durante a última década houve um aumento do interesse na
medicina veterinária transfusional, acompanhado pelos avanços na oncologia veterinária e pela
terapia intensiva, e atualmente os componentes sanguíneos são rotineiramente preparados por
certas instituições e empresas comerciais em alguns países da Europa, nos Estados Unidos e mais
recentemente no Brasil (ABRAMS-OGG, 2000; GONÇALVES, 2005; ULATA, 2005,
HOHENHAUS, 2007).
19
3.2. Armazenamento do sangue e soluções de preservação
Muitos trabalhos foram e ainda são realizados com sangue humano e de outras espécies
para desenvolver um meio que possa efetivamente estender o tempo de armazenamento de
sangue total e concentrado de eritrócitos (ALLEN, 2003, LLOHN et al., 2005; HÖGMAN et al.,
2006; WINSLOW e INTAGLIETTA, 2008).
O desenvolvimento de meios e soluções de preservação sanguínea possibilitou o
armazenamento dos eritrócitos e, consequentemente, facilitou o trabalho dos bancos de sangue.
As soluções utilizadas para o armazenamento de sangue, em geral, contem heparina ou citrato de
sódio, que tem função anticoagulante, a primeira por inibir a trombina e o segundo por quelar
íons de cálcio. O uso da heparina deve ser restrito ao sangue colhido para transfusão imediata.
As soluções que contem citrato de sódio podem também conter outros agentes que atuam na
preservação dos eritrócitos (ABRAMS-OGG, 2000; HOHENHAUS, 2007).
O citrato de sódio tem sido usado desde o início do século XX como um anticoagulante
estável, minimamente tóxico que também possui propriedades preservativas (ROUS e TURNER,
1916). O citrato de sódio em soluções de preservação também influência o pH intracelular,
promovendo o tamponamento. Este composto faz parte do ciclo de Krebs, sendo metabolizado
pelo músculo, fígado e córtex renal e armazenado nos ossos (CAMPBELL-LEE e NESS, 2003).
20
3.3. Avaliação bioquímica da qualidade de preservação do sangue
Durante a década de 60 até meados da de 80, houve um grande progresso no
melhoramento da qualidade do concentrado de eritrócitos humanos durante o seu
armazenamento. Além disso, nesta época, também houve a introdução de novos anticoagulantes,
bolsas plásticas, soluções aditivas, possibilidades da remoção da capa leucocitária e/ ou
leucorredução. As soluções de preservação de eritrócitos são essencialmente soluções de cultura
de tecido primitivas para lenta metabolização das células estocadas em um sistema fechado e
refrigerado (1 a 6ºC). Devido à preocupação de agências nacionais e internacionais, que
regulamentam e estabelecem padrões para estes produtos, o progresso nesta área se tornou mais
lento nos últimos anos. Cada etapa no processamento de um hemocomponente é extremamente
importante e necessita de pesquisas detalhadas para alcançar os melhores resultados sem colocar
em risco a vida dos pacientes (DE KORTE e VERHOEVEN, 2004).
A qualidade do concentrado de eritrócitos depende da qualidade de uma série de etapas:
colheita de sangue, temperatura de processamento e armazenamento, preparação do componente
(ex. velocidade de centrifugação adequada), remoção da capa leucocitárias e/ou leucodepleção
por filtração, escolha e adição da solução aditiva e tempo de armazenamento (SOWEMIMO-
COKER, 2002).
Existem diversos testes disponíveis para avaliação da qualidade dos eritrócitos durante o
armazenamento. Apenas alguns foram padronizados suficientemente para serem considerados
testes de qualidade padrão para bancos de sangue e estes foram e ainda são muito utilizados na
pesquisa para avaliação dos eritrócitos. Em geral, o conhecimento dos fatores determinantes da
qualidade dos eritrócitos em relação com a qualidade e/ ou função in vivo são em sua maior parte
baseados em estudos sobre o armazenamento de eritrócitos normais em diferentes soluções
aditivas sob condições padronizadas (temperatura, tempo e etc.). Os parâmetros mais utilizados
para a avaliação da qualidade in vitro dos eritrócitos são: inspeção visual, grau de hemólise e os
21
parâmetros hematológicos, permeabilidade aos cátions, nível de 2,3 difosfoglicerato, nível de
nucleotídeos intracelulares, morfologia eritrocitária, entre outros (DE KORTE e VERHOEVEN,
2004).
Durante o armazenamento do sangue, ocorrem alterações celulares que podem afetar a
viabilidade e a função dos eritrócitos e que contribuem para a diminuição da viabilidade e
funcionalidade celular após a transfusão. Tais alterações são conhecidas coletivamente como
“lesão de armazenamento” do sangue. As soluções aditivas tem sido formuladas para minimizar
este efeito prejudicial, resultando num tempo maior de armazenamento (WARDROP et al., 1994;
DE KORTE e VERHOEVEN, 2004).
Uma das maiores preocupações ao desenvolver soluções de preservação sanguínea é a
manutenção in vitro dos níveis de glicose, adenosina trifosfato (ATP) e 2,3-difosfoglicerato (2,3-
DPG), ou seja, do metabolismo energético celular até o momento da transfusão (ABRAMS-
OGG, 2000; CAMPBELL-LEE e NESS, 2003; DE KORTE e VERHOEVEN, 2004; HÖGMAN
et al., 2006).
Estudos recentes discutem a importância dos níveis óxido nítrico sob a forma de S-
nitrosotiol (SNO) nos eritrócitos, o qual age no relaxamento do endotélio endógeno e facilita o
fluxo de sangue para áreas isquêmicas modulando a oferta de oxigênio tecidual. Pesquisadores
tem demonstrado uma queda nos níveis de SNO durante o armazenamento e sugerem que isto
pode estar associado à menor eficácia da transfusão de concentrado de eritrócitos armazenados,
quando comparado com concentrado de eritrócitos frescos em pacientes em estado crítico
(BENNET-GUERRERO et al., 2007; WINSLOW e INTAGLIETTA, 2008).
22
3.3.1. Adenosina trifosfato (ATP)
Os eritrócitos possuem funções vitais no organismo, como o tamponamento dos íons
hidrogênio e o transporte de oxigênio e de dióxido de carbono, e para a manutenção destas
atividades é necessário energia sob a forma de ATP (HARVEY, 2000). Ao completarem a
maturação, os eritrócitos imaturos (reticulócitos) perdem diversas organelas, entre elas a
mitocôndria, o que resulta na perda do ciclo de Krebs (glicólise aeróbica), tornando-o
dependente da glicólise anaeróbia, responsável pela formação de 90% do ATP necessário a esta
célula. Nesta via, são formadas duas moléculas de ATP para cada molécula de glicose
metabolizada em duas moléculas de lactato. A demanda metabólica do eritrócito é menor do que
a de outras células sanguíneas, mas ainda assim, o eritrócito precisa de ATP para a manutenção
da forma e deformabilidade celular, para a fosforilação de fosfolpídeos e proteínas da membrana,
para o transporte ativo de diversas moléculas pela membrana e para a síntese de glutationa
reduzida (GSH) (HARVEY, 1997).
Sendo a glicose o principal combustível dos processos que requerem energia para a
preservação da função da membrana celular, no início do processo de desenvolvimento destas
soluções de preservação sanguínea, a glicose foi adicionada ao citrato de sódio como uma fonte
energética, mas durante o processo de esterilização por calor, ocorreu a caramelização devido ao
pH alcalino (BORAL e HENRY, 1996). O citrato de sódio e a glicose passaram a ser
esterilizados separadamente, e só misturados antes da colheita de sangue. Em 1943,
pesquisadores adicionaram ácido cítrico, criando a solução de ácido cítrico e glicose, conhecida
por ACD. Esta formulação diminui o pH, permitindo a esterilização sem o efeito de
caramelização e possibilitando armazenamento de sangue total humano por até 21 dias. Estes
autores observaram também, que devido à diminuição do pH, o sangue e a solução de
preservação deveriam estar completamente homogeneizados para evitar a formação de coágulos
(LOUTIT e MOLLISON, 1943).
23
O ATP (adenosina trifosfato) contido em concentrados de eritrócitos humanos diminui
durante o armazenamento em CPDA-1 (solução de citrato de sódio, fosfato, glicose e adenina)
(MOORE et al., 1981). Em 1947, Rapoport observou alterações na morfologia eritrocitária e
aumento da fragilidade celular durante o armazenamento de eritrócitos (RAPOPORT, 1947).
Somente em 1962, foi determinada uma correlação direta entre os níveis de ATP e a morfologia
eritrocitária (NAKAO et al., 1962). A diminuição dos níveis de ATP durante o armazenamento é
associada com a mudança da forma de disco bicôncavo eritrocitário para esferócito, bem como a
diminuição dos lipídeos de membrana e aumento da rigidez celular. Além disso, os níveis de
ATP devem ser mantidos para garantir a viabilidade pós-transfusional dos eritrócitos. A adição
de adenina supre as perdas dos grupos adenina, fornecendo ATP suficiente à sobrevivência das
células.
A influência da adenina sobre os níveis de ATP foi investigada primariamente utilizando-
se ACD como solução de preservação para sangue total humano. A inclusão deste nucleotídeo
nas soluções de preservação prolonga o tempo de armazenagem de eritrócitos satisfatoriamente a
1-6ºC. Soluções suplementadas com adenina são usadas na Alemanha e Suécia desde a década
de 1960 e a formulação designada CPDA-1 contendo 0,25 mM de adenina (concentração final) e
25% mais glicose que o CPD (citrato de sódio, fosfato e glicose) foi licenciada para uso em
humanos nos Estados Unidos em 1978. Segundo estes autores, o sangue total e o concentrado de
eritrócitos humanos podem ser armazenados com CPDA-1 por um período de até 35 dias,
enquanto o uso de CPD permite a armazenagem de concentrado de eritrócitos humanos por 21
dias (MOROFF e DENDE, 1983).
3.3.2. 2,3-difosfoglicerato (2,3-DPG)
O 2,3-DPG é um produto do metabolismo energético do eritrócito. Os eritrócitos de
caninos, equinos, suínos, e humanos normalmente contem altas concentrações de 2,3-DPG,
24
enquanto os de felinos e ruminantes domésticos possuem baixas concentrações (HARVEY,
2000).
A principal função do 2,3-DPG eritrocitário é regular a afinidade da hemoglobina pelo
oxigênio. Quando ocorre esta ligação, a molécula de deoxihemoglobina é estabilizada e diminui
a afinidade da hemoglobina pelo oxigênio e permitindo sua liberação para os tecidos. Assim,
uma diminuição de 2,3-DPG interfere neste mecanismo, reduzindo a liberação de oxigênio aos
tecidos (HARKEN, 1977).
A concentração de 2,3-DPG em concentrados de eritrócitos caninos diminui durante o
armazenamento, assim como ocorre em humanos (ABRAMS-OGG, 2000). Após a transfusão,
até 50% do nível normal de 2,3-DPG é sintetizado dentro de 3 a 8 horas, e a maior parte dentro
de 24 horas (ABRAMS-OGG, 2000), podendo ser necessário um período de até 48 horas para
que os níveis normais sejam alcançados, o que pode ser prejudicial em determinados casos
clínicos (SCOTT et. al., 2005).
A diminuição de 2,3-DPG é dependente do pH. Em sangue total humano armazenado por
35 dias em CPDA-1, o pH diminui devido à formação de ácido láctico e a concentração de 2,3-
DPG também (MOORE et al., 1981). O 2,3-DPG é produzido durante a glicólise eritrocitária
através da via Luebering-Rapoport, pela ação da enzima 2,3-DPG mutase sobre o 1,3-DPG
(HÖGMAN, 1991). O 2,3-DPG é então ativado pela 2,3-DPG fosfatase formando 3-PG, que é
utilizado pela via glicolítica. A diminuição do pH dos eritrócitos durante o período de
armazenamento contribui para a diminuição do 2,3-DPG, pois a 2,3-DPG fosfatase é ativada em
pH abaixo de 7,2 (HÖGMAN, 1998).
25
3.4. Soluções de preservação sanguínea e seus efeitos sobre o metabolismo
eritrocitário
A solução de CPD (ácido cítrico, citrato de sódio, fosfato e glicose) foi desenvolvida para
manter melhores níveis de 2,3-DPG no sangue humano armazenado, entretanto, os níveis
continuavam decaindo de alguma forma durante o armazenamento nestas soluções. Em um cão
apresentando anemia aguda severa, deseja-se que o sangue a ser transfundido contenha níveis
adequados de 2,3-DPG para oxigenação tissular imediata. Para estes casos, pode-se utilizar
concentrado de eritrócitos ou sangue total, desde que armazenados por um período menor que
duas e quatro semanas, respectivamente (supondo que a estocagem seja realizada com as
seguintes soluções: CPD, CPDA-1, ADSOL®, Nutricel® ou OPTISOL®). Este fato não é tão
importante em gatos, visto que esta espécie possui normalmente baixos níveis de 2,3-DPG. As
soluções mais frequentemente utilizadas atualmente para o armazenamento de sangue canino e
felino são o CPD, CP2D e o CPDA-1 (ABRAMS-OGG, 2000).
3.4.1. Soluções aditivas e o uso do concentrado de eritrócitos
Em bancos de sangue humanos, soluções salinas, glicosadas e com adenina, também
conhecidas como soluções aditivas, são adicionadas diretamente ao concentrado de eritrócitos,
após a centrifugação e remoção do plasma, e o objetivo de seu uso é prolongar o tempo de
estocagem destas células por até 42 dias (HEATON et a., 1984 e HÖGMAN et al., 1986).
Em 1983, a solução aditiva, ADSOL® (Fenwal Laboratories, Baxter Healthcare
Corporation, Deerfield, EUA), também conhecida como AS-1, foi aprovada para o uso em
humanos. A solução consiste em adenina (auxilia na manutenção dos níveis de ATP), glicose,
cloreto de sódio, sorbitol e manitol. O ADSOL® possui 60% mais adenina e aproximadamente
2,5 vezes mais glicose que o CPDA-1 (MOLLISON et al., 1997). A adição de manitol previne a
hemólise excessiva durante o período de armazenamento (HÖGMAN, 1986). O aumento da
26
glicose permite um fornecimento energético adequado às células durante 35 dias, e o sangue
humano pode ser estocado em ADSOL® por até 42 dias (KLEIN, 2000). Um dos benefícios
adicionais desta solução é que a quantidade de plasma removido de uma unidade de sangue total
pode ser maximizada. O hematócrito do concentrado de eritrócitos pode ser de até 85%, que ao
adicionar 100 mL de ADSOL® resulta em 60% a 70%, ou seja, menos viscoso e mais fluído,
facilitando a transfusão em situações de emergência (HEATON et al., 1984). Uma segunda
solução aditiva comumente utilizada é a AS-3, também conhecida como Nutricel® (Cutter
Biological, Miles Laboratories, Emeryville, CA, EUA), mas esta não contém manitol e contém
ácido cítrico e citrato de sódio em sua composição (ABRAMS-OGG, 2000).
Outras soluções aditivas com formulações diversas foram criadas e estão disponíveis no
mercado, como a AS-5 ou OPTISOL® (Terumo Medical Corporation, Summerset, NJ, EUA) e a
SAGM-1, ambas compostas por diferentes quantidades de glicose, adenina, manitol e cloreto de
sódio (ABRAMS-OGG, 2000).
A busca de uma melhor forma de preservação das células para o oferecimento de um
melhor produto para o paciente que necessita de transfusão é constante, e um número grande de
pesquisadores tenta desenvolver soluções de armazenamento que possam garantir a qualidade da
transfusão (KURUP et al., 2003; LLOHN et al., 2005; HÖGMAN et al., 2006; BENNET-
GUERRERO et al., 2007; WINSLOW e INTAGLIETTA, 2008).
3.4.2. Soluções de preservação sanguínea e o uso em Medicina Veterinária
O tempo de armazenamento depende da solução anticoagulante utilizada deve ser
determinado para cada espécie (de acordo com a meia-vida eritrocitária de cada uma) ao invés de
utilizar os tempos preconizados para a espécie humana (exemplo: o tempo de armazenamento
para eritrócitos humanos em CPDA-1 é de 35 dias). De acordo com pesquisadores que avaliaram
27
o uso do CPDA-1 para preservação de eritrócitos caninos, o tempo máximo de armazenamento
sugerido é de 20 dias (PRICE et al., 1988). Este curto tempo de armazenagem dificulta e limita a
quantidade de sangue canino que pode ser efetivamente armazenada e é uma desvantagem em
particular para hospitais de pequenos animais onde o acesso a cães doadores pode ser difícil.
As soluções aditivas conhecidas por AS-1 ou ADSOL® e a AS-3 ou Nutricel® já foram
testadas para a preservação do concentrado de eritrócitos canino e tem capacidade de prolongar o
tempo de estocagem, mantendo a viabilidade celular aceitável, por até 37 e 35 dias
respectivamente (WARDROP et al., 1994; WARDROP et al., 1997).
A procura por novas formas ou soluções anticoagulantes de preservação é uma
preocupação para a medicina humana, e hoje também preocupa a medicina veterinária. A
existência de diferentes soluções comercialmente disponíveis (ex. SAGM-1 e OPTISOL®), ou
recentemente reformuladas, que ainda não foram avaliadas para o uso em cães torna esta área da
medicina veterinária transfusional um campo interessante que precisa ser ainda mais explorado.
3.5. Leucorredução
A leucorredução (LR) ou leucodepleção se tornou uma tecnologia bem difundida e
estabelecida para a prevenção de muitas complicações resultantes da transfusão de sangue. Em
muitos países desenvolvidos (ex. Canadá e países da Europa) a LR é realizada em todos os
hemocomponentes (LR universal), em alguns países como os Estados Unidos esta prática é
reservada para determinados pacientes, visto que o custo para o sistema de saúde é bastante alto.
(DZIK e SZCZEPIORKOWSKI, 2003; SPINELLA et al., 2010)
A técnica de LR se refere a métodos para a diminuição do número de leucócitos residuais
do doador no hemocomponente. A LR, quando descrita inicialmente, poderia ser realizada de
diferentes formas, e em três diferentes momentos do processamento: pré-estocagem, antes da
28
liberação do componente para a transfusão e à beira do leito do paciente. Atualmente, estudos
demonstraram que a LR pré-estocagem apresenta melhores resultados (ex. menores efeitos
colaterais nos recepptores) em relação aos outros momentos (DZIK e SZCZEPIORKOWSKI,
2003; Phelan et al., 2010; BARROS e BORDIN, 2007.; CARDIGAN e WILLIAMSON, 2009)
A maior parte da LR é realizada através de filtros que consistem uma rede de microfibras
sintéticas com poros de tamanho conhecido. Estes filtros removem leucócitos, e podem remover
plaquetas, por diferentes mecanismos: tamanho dos poros, adesão celular à matriz do filtro e
interação biológica entre células e a matriz do filtro. A eficácia do filtro pode sofrer interferência
de diversos fatores: tipo de filtro, hemocomponente a ser filtrado (composição, temperatura,
velocidade de filtração), período (pré ou pós-estoque). Existem vários tipos de filtros, no final da
década de 80 surgiram os filtros de 3ª geração compostos por uma malha de fibras de poliéstes,
celulose ou microporos de poliuretano, estes filtros podem remover 3 ou mais log de leucócitos
dos hemocomponentes, quando utilizados da forma correta (DZIK e SZCZEPIORKOWSKI,
2003; BARROS e BORDIN, 2007; CARDIGAN e WILLIAMSON, 2009).
A temperatura pode influenciar na filtração, uma vez que as membranas dos leucócitos
tornam-se mais rígidas a 4ºC e, portanto, estes são retidos com mais facilidade pelos filtros. A
velocidade também é um fator importante, um fluxo mais lento resulta em decréscimo na
eficácia da filtração (DZIK e SZCZEPIORKOWSKI, 2003; BARROS e BORDIN, 2007;
CARDIGAN e WILLIAMSON, 2009).
A produção de hemocomponentes humanos leucorreduzidos atualmente é realizada
dentro de 48 horas após a coleta do doador. No sangue total, geralmente, este procedimento é
realizado através de filtração, mas durante a aférese, a centrifugação e elutriação fazem parte do
equipamento utilizado. Os mecanismos de remoção de leucócitos estão relacionados com
ativação plaquetária, causando adesão secundária de granulócitos e monócitos, adesão direta e
captação de células linfóides mais rígidas. A maior parte dos filtros de LR para sangue total
29
removem mais de 2 logs de plaquetas e mais de 4 logs de leucócitos, sendo assim, do sangue
total leucorreduzido só é possível produzir plasma fresco congelado e concentrado de eritrócitos,
o qual pode ter uma solução aditiva adicionada. Outros hemocomponentes, como o concentrado
de plaquetas, podem ser preparados e em seguida leucorreduzidos, antes da estocagem. Um
volume de 10 a 15% do sangue total é perdido na passagem pelo filtro, mas isso resulta em
efeitos adversos mínimos para a qualidade dos hemocomponentes (DZIK e
SZCZEPIORKOWSKI, 2003; BARROS e BORDIN, 2007; CARDIGAN e WILLIAMSON,
2009).
A padronização dos hemocomponentes leucorreduzidos em humanos reflete a capacidade
atual dos sistemas de LR. Apenas uma pequena fração dos componentes é testada para o número
de leucócitos residuais e o limite de sensibilidade dos métodos de contagem é 0,3 x 106/ unidade.
O limite para concentrados de eritrócitos é de 5 x 106 leucócitos por unidade nos Estados Unidos,
e de 1 x 106 leucócitos por unidade de concentrado de eritrócitos ou plaquetas na Europa (DZIK
e SZCZEPIORKOWSKI, 2003; CARDIGAN e WILLIAMSON, 2009)..
O número de leucócitos residuais pode ser contado por citometria de fluxo ou método
manual através de microscopia utilizando câmara de Nageotte para contagem de volumes
maiores. O monitoramento da qualidade dos sistemas de LR é realizado em 1-5% da produção
total de cada hemocomponente do serviço de hemoterapia, entretanto podem existir falhas que
dependem se muitos fatores: a capacidade do sistema de LR, defeitos na produção do sistema
(filtros), a proporção de hemocomponentes que são testados e fatores relacionados com o doador.
Um exemplo em serem humanos são pessoas com traço falciforme, e nestes casos os filtros são
parcialmente ou totalmente bloqueados (DZIK, 1997; KRAILADSIRI et al., 2001; SCHUETZ et
al., 2004).
Muitos estudos demonstram que a leucorredução pré-estocagem pode prevenir ou
diminuir o risco de transmissão de vírus, príons, protozoários e outros organismos intracelulares.
30
No Reino Unido e Irlanda, o risco de que uma variante da doença de Creutzfeldt-Jakob (vCJD)
pudesse ser transmitida pelo sangue, particularmente pelos leucócitos, foi um fator decisivo em
1998 para a implementação da leucorredução universal (CARDIGAN e WILLIAMSON, 2009;
TURNER e LUDLAM, 2009; WILTSHIRE et al., 2010).
Em outros países, benefícios adicionais, como a redução de complicações relacionadas ao
sistema imune e a remoção de vírus associados a células foram igualmente importantes. Efeitos
imunológicos adversos atribuídos aos leucócitos incluem a exposição a antígenos leucocitários
(HLA), doença do enxerto versus hospedeiro associada à transfusão e imunossupressão, a qual
pode levar ao aumento da incidência de sepse pós-operatória e tumores. Entretanto, a depleção
universal de leucócitos pode remover alguns efeitos benéficos da imunomodulação induzida pela
transfusão, como o aumento da sobrevivência de pacientes com rins transplantados e supressão
da doença de Crohn (DZIK e SZCZEPIORKOWSKI, 2003; BARROS e BORDIN, 2007;
CARDIGAN e WILLIAMSON, 2009).
31
Tabela 2. Especificação para concentrado de eritrócitos (ANVISA, 2004)
HEMOCOMPONENTE ANÁLISE VALORES PADRÃO
Concentrado
de Eritrócitos (CE)
Volume de uma unidade 270 ± 50 mL
Concentração de
Hemoglobina > 45 g/unidade de CE
Hematócrito 50 a 80 %
Grau de Hemólise < 0,2% (dia 1) e < 0,8% (dia 35)
Microbiológica negativa
Concentrado
de Eritrócitos
Leucorreduzido (CE LR)
Concentração de
Hemoglobina > 40 g/ unidade CEL
Grau de Hemólise < 0,8 % da massa eritrocitária
Leucorredução > 99,9%
Leucócitos residuais
(Nageotte) < 5 x 106/unidade de CEL
Microbiológica negativa
32
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO
Os resultados e discussão deste trabalho são apresentados na forma de um artigo
científico. O artigo foi formatado de acordo com as orientações da revista científica ao qual foi
submetido.
ARTIGO
Effects of leukoreduction and four additive solutions on canine red cell concentrate quality
during storage
33
34
4.1. ARTIGO
Title of the manuscript: Effects of leukoreduction and four additive solutions on canine red
cell concentrate quality during storage
Lacerda LA1, Hlavac NRC1, Terra SR2, Guerra TA1, Guyoti V1, Back FP1, da Silva MOD1,
Wardrop KJ3, González FHD1
1Department of Veterinary Clinical Pathology, Universidade Federal do Rio Grande do Sul,
Porto Alegre, RS, Brazil
2Department of Biochemistry, Universidade Federal do Rio Grande do Sul, Porto Alegre, RS,
Brazil
3Department of Veterinary Clinical Sciences, College of Veterinary Medicine, Washington State
University, Pullman, WA, United States of America
Short title: Leukoreduction and Additive Solutions in Dogs
Keywords: blood, dog, transfusion
List of abbreviations used in the manuscript
2,3-DPG = 2,3-diphosphoglycerate
AABB = American Association of Blood Banks
ANOVA = analysis of variance
AS = additive solution
ATP = adenosine triphosphate
CPD = citrate-phosphate-dextrose
GLM = general linear model
35
Hb = hemoglobin
K = potassium
LR = leukoreduction
Na = sodium
PAGGG-M = phosphate-adenine-glucose-guanosine-gluconate-mannitol
PS = phosphatidylserine
RBC = red blood cell
SAGM = saline-adenine-glucose-mannitol
Corresponding author: Luciana de Almeida Lacerda. Mailing address: Av. Bento Gonçalves,
9090, B. Agronomia. LACVet, UFRGS, CEP 91540-000 Porto Alegre, RS, Brazil. Phone:
55(51)3308-8033 Fax: 55(51) 3308-7305. E-mail: [email protected]
The study was done at the Veterinary Clinical Pathology Laboratory (LACVet) - Faculty of
Veterinary and at the Department of Biochemistry, Universidade Federal do Rio Grande do Sul
(UFRGS), Porto Alegre, RS, Brazil
The study was supported by the Brazilian Funding Agency CNPq
The present study will be present at SIC 2011 (UFRGS’ scientific encounter of students) and
HEMO 2011 (Brazilian Congress of Hematology and Hemotherapy).
36
Acknowledgments: The authors would like to thank the UFRGS’ Department of Biochemistry
(Dr. Fatima Guma), Dr. Korte and his colleagues from Sanquin Blood Supply Foundation
(Amsterdam, NL), Dr. W Jean Dodds and her staff from Hemopet Blood Bank (California, US),
Terumo Medical do Brasil LTDA for supplying equipment and solutions to the project, and
Daniela Benzano for her help in statistics.
37
Abstract
Background: Additive solutions (AS) and prestorage leukoreduction (LR) are important
transfusion tools used to maintain erythrocyte viability during storage and avoid some
transfusion reactions in recipients, respectively.
Objectives: Compare the effect of four AS (SAGM, ADSOL, OPTISOL and PAGGG-
M) and leukocyte filtration (IMMUGARD III-RC) on the quality of canine RBCs stored for 41
days.
Animals: Sixteen large-breed dogs from private owners with written consent.
Methods: Whole blood units (500 mL) were collected in 70 mL of CPD solution; eight
of those units were leukoreduced (LR group). Each unit was processed and separated into RBC
concentrate and plasma components. The RBCs of each dog were spliced equally into four bags
containing a different AS. Bags were stored for 41 days at 4oC and evaluated every ten days.
Parameters analyzed included pH, PCV, % hemolysis, lactate, glucose, K+, Na+, ATP and 2,3-
DPG.
Results: The LR filtration process met the human standards for residual WBC count.
Both LR and non LR groups showed decreases in pH, glucose, 2,3-DPG and ATP
concentrations, and increases in hemolysis, lactate, sodium and potassium concentrations, with
less change seen in the LR group (p < 0.05). PAGGG-M provided the best maintenance of ATP
and 2,3-DPG concentrations.
Conclusions and clinical importance: All AS used for both groups had satisfactory
results during the first 21 days of storage, but prestorage LR and the solution PAGGG-M seem to
have the most beneficial effect on canine RBC storage. Posttransfusion viability studies are
needed to further test these storage solutions in dogs.
38
When blood is stored for transfusion purposes, biochemical and morphologic changes,
also known as the “storage lesion”, occur and can contribute to morbidity and mortality of
critical patients.1-5 Over the last four decades, researchers have tried to find blood storage
solutions and techniques that improve the quality of the stored blood and that minimize the
storage lesion in humans and animals.6-16 Additive solutions (AS) were developed to prolong the
life of the red blood cell (RBC) during storage and these solutions continue to be improved to
achieve better results.6-16 Leukoreduction (LR) has become an important technique to improve
blood quality and to avoid adverse effects, such as inflammation, febrile and allergic responses,
infectious diseases and alloimmunization reactions in the recipient.17-20
The storage lesion of canine stored blood units is similar to that seen in human blood
products.11 Red cell ATP, 2,3-diphosphoglycerate (2,3-DPG), and glucose concentrations
decrease over time. Lactic and pyruvic acids accumulate and pH decreases. The change in ATP
and 2,3-DPG concentrations is extremely important, as without them the RBC cannot complete
its in vivo functions properly.11-14
Recent human studies reported the maintenance of in vitro ATP and 2,3-DPG levels with
a new AS, phosphate-adenine-glucose-guanosine-gluconate-mannitol1 (PAGGG-M). Compared
to commercial solutions such as saline-adenine-glucose-mannitol2 (SAGM) and others, PAGGG-
M is more alkaline, and contains no chloride.15-16 LR and other prestorage techniques also can
influence the RBC viability during storage and may cause an impact on the transfused patient. 21-
23 Studies comparing hematologic and biochemical parameters in stored LR vs non LR canine
RBC are lacking in the veterinary literature.
1 Sanquin Blood Supply Foundation, Amsterdam, NL
2 Terumo Penpol Limited, Jawaharnagar, Gujarat, IN
39
In Brazil, SAGM is the AS that is commercially available, and its effects on canine RBC
concentrates have not been previously reported. Effects of the new solution PAGGG-M and the
AS-5 solution Optisol3 have also not been documented in dogs. The purpose of our study was
therefore to evaluate the effect of a prestorage LR filter and four AS on hematological and
biochemical parameters of canine RBCs stored for 41 days. The formulation of all solutions used
in this study is given in Table 1.
Materials and Methods
Animal Selection
Sixteen large-breed dogs (bodyweight 35-45 kg) with docile and calm temperament;
including 10 sexually intact females and 6 sexually intact males, were selected with written
consent from private owners. Results of a CBC, chemistry profile, infectious disease screen and
physical examination were normal for each dog. This study was developed in compliance with
the Standards of Animal Ethics and Welfare recommended by the National Council on the
Control of Animal Experiments and was further approved by the UFRGS’ Research Ethics
Committee (n. 12482).
Blood Collection
All dogs were physically restrained and not sedated for blood collection. One unit of
500 mL of whole blood was collected from each dog into a primary bag (triple bag system),
containing 70 mL of citrate-phosphate-dextrose (CPD) as anticoagulant and weighed before any
other procedure.
A group of eight whole blood bags were selected for LR filtration (group LR). A small
aliquot (approximately 5 mL) of blood was removed from the collection bag tubing for
3 Terumo Corporation, Tokyo, JP
40
prefiltration leukocyte and platelet counts, and PCV measurements. The other eight bags were
prepared without filtration (group non-LR). The groups were collected in different days.
Filtration
Whole blood bags were cooled to 20-24oC using a closed system containing a buta-1,4-
diol cooling plate4, eight of those were attached to the filter system using a sterile connection
deviceb and filtered within 6 hours of collection through the LR filter into a secondary bag by
gravity after breakage of an integral canula above the filter.
The LR filter used in this study was a 3rd-generation polyurethane filter with neutral
charge, manufactured to remove both leukocytes and platelets (Imugard-III RC)c. The time of
filtration was determined from the time blood started to flow through the tubing until the
cessation of blood flow. The blood lost in the filter and tubing was determined by weighing the
full secondary bag. The pre and postfiltration weights were converted to milliliters by dividing
the gram weight by 1.06.17 A 2nd aliquot of the LR whole blood was taken via sample tubing
attached to the bag for postfiltration leukocyte and platelet counts and for PCV measurements.
Leukocyte and Platelet Counts
Before filtration, leukocytes and platelets were counted using an automated hematology
analyzer5. The residual leukocyte and platelet counts were obtained with a Nageotte
hemocytometer6 using Türk's solution7 and with a Neubauer Bright line hemocytometer8 using 1
% ammonium oxalate, respectively. The following formula was then used:
4 Compocool WB, Fresenius HemoCare, Bad Homburg, DE
5 ABX Micros Abc Vet, Horiba Medical, ABX Diagnostics, Montpellier, FR
6 LO-Laboroptik GmbH, Bad Homburg, DE
7 Newprov, Pinhais, PR, BR
41
% platelet and leukocyte depletion = (Pre-filtration counts - Post-filtration counts) X 100
Pre-filtration WBC counts
Component Preparation
Blood components for storage were prepared in the same manner for both groups within
6 hours of collection. Blood from the secondary bag was processed into packed RBCs and
plasma by centrifugation at 4,050 g for 6 minutes at 4oC.13-14 After centrifugation, plasma was
expressed from the unit into another transfer bag, separated and stored at -30 oC for one year.
The RBC concentrate was split equally into four smaller pediatric transfer bags (capacity of 100
ml) and a different additive solution was added to the RBC concentrate, respecting the
proportion of the standard method for a normal unit. The solutions used were: SAGMb,
ADSOL9, OPTISOL, and PAGGG-M. Each smaller RBC concentrate was stored at 4 oC for
41 days in a standard blood bank refrigerator in a horizontal position.24-25
In vitro analyses
Blood samples were drawn with a syringe (11 mL) from each unopened bag using a
sterile technique through a sample site coupler and a 16 G needle on days 1, 11, 21, 31 and 41
after collection. Each bag was manually mixed for 60 s before taking the sample. Samples were
divided into three parts: one (2 mL) for pH determination right after sampling by a pH benchtop
meter10; another (3 mL) for packed cell volume (PCV) and total hemoglobin (total Hb); and a
third one (6 mL) for the determination of % hemolysis, supernatant lactate, glucose, potassium,
and sodium concentrations and red cell ATP and 2,3-DPG concentrations.
8 Boeco Germany, Hamburg, DE
9 Fenwal, Inc., Lake Zurich, Illinois, US
10 Thermo Scientific, Beverly, US
42
The PCV was done manually by centrifugation for 5 min at 10,000 g11. The total Hb
concentration was measured by a cyanmethemoglobin method12. The sample was then
centrifuged at 2000 g for 10 min at 4oC13. The supernatant was used for plasma Hb determination
as described for total Hb. Hemolysis was expressed as a percentage of total Hb present in RBC
after correction for the PCV, as follows:26-27
% hemolysis = (100 - PCV) x supernatant hemoglobin (g/dL)
total hemoglobin (g/dL)
The third sample was centrifuged as described for Hb and the supernatant was used to
determine glucose, potassium and sodium concentrations by a blood gas analyzer14, and lactate
concentrations by an enzymatic methodp. The RBCs were used to determine ATP and 2,3-DPG
concentrations. Briefly, 1 mL of the packed red cells of the sample was transferred to tubes
containing 3 mL of ice cold 8 % trichloric acid15 and mixed thoroughly. The tubes were
centrifuged as described previously, and supernatants were stored at -80 oC until analysis. The
ATP concentration of the acid-extracted red cells was determined by a luminescence ATP
detection assay system16 and the 2,3-DPG concentration was determined by an enzymatic assay
(Cat. No. 10 148 334 001)17 both using a microplate reader18.28 Both supernatant samples had to
11 SIGMA Laborzentrifugen GmbH, Osterode am Harz, DE
12 Labtest Diagnóstica S.A., Lagoa Santa, MG, BR
13 Legend-RT plus, Sorvall, Thermo Scientific, Asheville, NC, US
14 I-Stat 1 and CG8+ cartridges, Abbott Point of Care Inc., Princeton, NJ, US
15 T6399, Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, US
16 ATPLite, Perkin Elmer Inc., Waltham, MA, US
17 Roche Diagnostics GmbH, Mannheim, DE
43
be neutralized before the tests due to the low pH of trichloric acid that could interfere in the 2,3-
DPG and ATP analysis. Briefly, approximately 60 uL of 1 M sodium carbonate solution was
added to 500 uL of supernatant of each sample to reach a neutral pH.
Statistics
Statistical analysis was performed using a statistical package software system19. One
way ANOVA, followed by Bonferroni correction, and Tukey post hoc test were used to compare
the solutions on each day of storage. A T-test was used to compare LR and non-LR groups on
each day and to compare day one with the other days of each variable. The results were
considered to be significant when p values were less than 0.05.
Results
Efficacy of the leukocyte filter
Mean reductions of 99.8 % and 95.9 % were obtained for leukocytes and platelets,
respectively, with the filter used. The duration of filtration was approximately 20 ± 6 minutes
and the volume of blood lost to the filter was 46 mL. The residual WBC count mean was 0.48 ±
0.09 x 106 per unit of canine whole blood.
Differences between LR and non-LR groups
Biochemical changes that occurred with storage are shown in Tables 1 and 2 for each
group. The PCV of all units complied with the human American Association of Blood Banks
standard for RBC concentrates (≤ 80.0 %).18 WBC and PLT counts (data not shown), lactate and
potassium concentrations and the % hemolysis were statistically different between the LR and
non-LR groups, especially on days 21, 31 and 41. The ATP concentrations were statistically
18 Spectramax M5, Molecular Devices Inc., Sunnyvale, CA, US
19 PASW Statistics 18, IBM Corporation, Somers, NY, US
44
higher on day 1, 11, 31 and 41 in the LR group. The 2,3-DPG concentrations were statistically
higher on days 1 and 41 in the LR group for 3 of 4 AS. Sodium concentrations were statistically
higher in the ADSOL and OPTISOL non-LR groups. The pH didn’t differ between the two
groups. Cultures from the units for bacteria were negative.
Differences for each additive solution over time
Changes over time for blood stored in the various additive solutions are shown in Fig 1
and 2. A statistically significant decrease (p < 0.05) in pH was observed in all solutions of both
groups; the pH was better maintained by PAGGG-M in the LR group. A statistically significant
increase (p < 0.05) in % hemolysis and in lactate concentration was observed in all solutions of
both groups, especially in the non-LR group. Glucose concentration presented a statistically
significant decrease (p < 0.05) in all solutions for both groups over time, with the exception of
ADSOL showing a statistically significant increase (p < 0.05) by day 11 in the LR group.
The ATP concentration presented a statistically significant decrease (p < 0.05) in all
solutions over time, with the LR group presenting higher ATP values (p < 0.05) when compared
to the non-LR group. PAGGG-M and ADSOL appeared to maintain the ATP concentration for
21 days in the LR group. The concentration of 2,3-DPG had a statistically significant decrease (p
< 0.05) over time in all solutions, with PAGGG-M showing the highest 2,3-DPG concentration
at 21 days in the LR and non LR groups.
Sodium concentrations presented a statistically significant increase (p < 0.05) over time
in all solutions of both groups, except for PAGGG-M in the LR group. Potassium concentrations
had a statistically significant increase (p <0.05) over time in all solutions of both groups.
45
Discussion
Biochemical changes occurring during storage of non-LR canine RBCs in specific AS or
anticoagulant-preservatives have been previously reported, and RBC stored in the AS ADSOL
and Nutricel20 have shown superior in vitro and in vivo results when compared to the
anticoagulant-preservative CPDA-1.12-14 However, some countries, such as Brazil, lack
commercial access to the above AS, prompting the current study using other, more available
solutions.
Limited biochemical changes occurring following the storage of LR canine RBC have
been reported, further motivating the need for this study. The LR filter used in this study showed
a lower efficacy for WBC removal than that presented for human RBC concentrates in other
studies.29 The time of filtration was longer and volume of blood lost to the filter was lower when
compared with other filters used in dogs.17 The filtration procedure, however, still met the
AABB threshold of less than 5 x 106 residual WBCs per unit and the European requirements for
WBC counts of less than 1 x 106 WBCs per unit.18
The LR units when compared to non-LR units demonstrated several advantages, such as
less hemolysis, which could be attributed to possible removal of damaged or fragile erythrocytes
before they entered the patient30; lower potassium and lactate concentrations due to the removal
of leukocytes and platelets which contribute to the leakage of intracellular potassium and lactate
production by glycolysis31; and higher ATP and 2,3-DPG concentrations. Previous
noncomparison studies in dogs using LR or non LR blood stored in ADSOL also appeared to
show a difference in the ATP concentrations obtained.14,17 It should be noted that, although a
lower degree of hemolysis could be attributed to the filter in the LR group, the hemolysis
20 Pall Corporation, East Hills, NY, US
46
observed in the non-LR group was higher than that seen in other studies.11-14, 17 Further studies
noting the degree of hemolysis between LR and non LR blood should be performed.
Recent studies have shown the influence of blood storage and concentrations of 2,3-DPG
and ATP on the clinical outcome of patients that need transfusion procedures.1-5 Maintenance of
ATP and 2,3-DPG concentrations is a desirable characteristic, since ATP is needed to maintain
erythrocyte function and integrity; and 2,3-DPG to improve the oxygen release to tissues.3-5
In the present study, ATP and 2,3-DPG concentrations were better maintained by
PAGGG-M in both groups during the first 21 days of storage, which could be attributed to the
formulation; PAGGG-M has shown similar results on human blood and is associated with a
higher activity of phosphofructokinase in the first weeks.16 Despite the maintenance of initial
ATP concentrations by PAGGG-M and ADSOL, and 2,3-DPG concentrations by PAGGG-M, it
is important to note that there was only a statistically significant difference between solutions at
days 21 and 41 in the non-LR group for 2,3-DPG concentrations.
The ATP concentrations found in the present study, especially in the LR group, were
higher than those reported by previous researchers.11-14,17 Low concentrations of ATP can lead to
deformability and exposure of the aminophospholipids phosphatidylserine (PS) and
phosphatidylethanolamine, which are concentrated on the inner surface of membrane of RBCs
and are one of the signals for their removal from the circulation. In humans, ATP levels below 4
µmol per g Hb results in a higher risk for PS exposure.15
The main differences between ADSOL and PAGGGM from the other AS were the higher
glucose concentrations seen in ADSOL stored RBC and the lower sodium concentrations seen in
PAGGGM stored RBC. High glucose levels can lead to an increase in insulin32, which could be
dangerous if a large volume is needed and if the recipient has some metabolic defect. A high
glucose concentration could be beneficial, however, if the patient needs glucose infusion.33 It is
47
unlikely that the low sodium concentration in PAGGG-M would have any deleterious effect to
the recipient.
In conclusion, satisfactory results were obtained with all solutions during the first 21 days
of storage, except for the high degree of hemolysis in the non-LR group. The concentration of
2,3-DPG was maintained between 12 and 24 µmol per g Hb, but PAGGG-M solution was able to
maintain the concentration for a longer period, which were close to the values found in the blood
of healthy dogs.34 The use of prestorage LR and the new solution PAGGG-M seem to therefore
have the most beneficial effect on canine red cell storage. Posttransfusion viability studies are
needed to further test these solutions in dogs.
Acknowledgment
The authors would like to thank the Brazilian Funding Agency CNPq (EDITAL
MCT/CNPQ Nº 014/2008 – UNIVERSAL), the UFRGS’ department of Biochemistry (Dr.
Fatima Guma), Dr. Korte and his colleagues from Sanquin Blood Supply Foundation
(Amsterdam, NL), Dr. W Jean Dodds and her staff from Hemopet Blood Bank (California, US),
Terumo Medical do Brasil LTDA for supplying equipment and solutions to the project, and
Daniela Benzano for her help in statistics.
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51
Tables
Table 1. Composition of solutions
CPD AS-1 (Adsol) AS-5 (Optisol) SAGM PAGGG-M
Molecular Concentration Concentration Concentration Concentration Concentration
Weight (mmol/L)
mg/100 mL (mmol/L)
mg/100 mL (mmol/L)
mg/100 mL (mmol/L)
mg/100 mL (mmol/L)
mg/100 mL
Dextrose 180.2 141.82 2555.56 122.09 2200 49.94 900.0 49.94 900 47.5 855
Adenine 135.1 0 0 2 27 2.22 30.00 1.25 16.9 1.44 19.4
Guanosine 283.2 0 0 0 0 0 0 0 0 1.44 40.9 Monobasic Sodium phosphate (NaH2PO4·2H2O) 120 18.52 222.22 0 0 0 0 0 0 8 125 Sodium phosphate dibasic (Na2HPO4·2H2O) 141.95 0 0 0 0 0 0 0 0 8 143
Mannitol 182.2 0 0 41.16 750 28.81 525.00 28.81 525 55 1000
Sodium Chloride 58.45 0 0 153.98 900 150.04 877.00 150.04 877 0 0
Sodium Gluconate 218.1 0 0 0 0 0 0 0 0 40 872
Sodium Citrate 294.1 89.59 2634.92 0 0 0 0 0 0 0 0
Citric Acid 192.1 15.53 298.41 0 0 0 0 0 0 0 0
Total Mass (grams)
5.71
3.88
2.33
2.32
3.06
52
Table 2. Evaluation of LR canine RBC variables
Variable Day 1 Day 11 Day 21 Day 31 Day 41
pH Mean SD Mean SD Mean SD Mean SD Mean SD
SAGM 7.27 0.09 7.33 0.05 7.08ª 0.06 7.02 0.07 7.03ª.b 0.07
ADSOL 7.28 0.04 7.31 0.09 7.10ª 0.07 6.99 0.09 7.00a 0.09
OPTISOL 7.30 0.04 7.34 0.08 7.15ª.b 0.06 7.05 0.05 7.05ª.b 0.08
PAGGG-M 7.22 0.06 7.39 0.06 7.19b 0.06 7.07 0.08 7.13b 0.08
Hemolysis (%) SAGM 0.30 0.09 0.64 0.21 0.67� 0.24 1.13� 0.51 1.31� 0.56
ADSOL 0.31� 0.08 0.59� 0.18 0.74� 0.35 0.91� 0.36 1.19� 0.46
OPTISOL 0.25 0.04 0.63 0.23 0.69� 0.23 1.01� 0.38 1.42� 0.67
PAGGG-M 0.27� 0.05 0.66� 0.19 0.65� 0.27 0.97� 0.39 1.23� 0.61
Lactate (mmol/L) SAGM 6.06 1.69 13.71� 2.22 22.49� 3.39 26.09� 3.55 26.98� 2.14
ADSOL 6.22 2.03 13.63� 1.28 20.47� 2.20 27.21� 4.12 29.45� 5.08
OPTISOL 6.26 1.25 12.75� 1.66 20.74� 1.75 23.80� 2.85 25.70� 1.68
PAGGG-M 6.50 1.63 13.57� 2.48 20.60� 2.35 26.27� 3.67 28.43� 6.57
Glucose (mg/dL)
SAGM 520.25ª � 43.93 371.13ª 111.14 441.75a � 61.39 401.75ª � 42.90 372.50ª � 43.61
ADSOL 1176.22b � 293.16 1454.67b � 89.36 1304.75b � 109.26 1264.92b � 103.86 1224.62b � 92.23
OPTISOL 532.38ª 72.73 397.00a � 129.57 449.50ª � 33.20 416.38ª � 30.87 389.25ª � 32.41
PAGGG-M 491.29ª 115.86 350.86a 143.21 397.71ª � 26.74 331.86ª � 40.03 309.71ª � 36.53
ATP (umol/g Hb)
SAGM 3,08 � 0,84 3,03 � 1,30 2,00 0,57 1,02 � 0,65 0,50 � 0,41
ADSOL 3,26 0,84 3,62 � 2,07 1,93 0,51 1,19 � 0,62 0,53 0,50
OPTISOL 2,45 � 1,06 2,77 � 1,45 1,96 0,45 0,73 � 0,50 0,29 0,35
PAGGG-M 3,31 � 1,55 4,06 � 2,28 2,42 0,93 0,92 � 0,76 0,35 0,30
2,3-DPG (umol/g Hb)
SAGM 19,83 � 2,38 16,99 4,96 13,74 � 4,19 8,43 1,52 4,25 � 2,21
ADSOL 20,00 � 4,20 19,01 � 2,94 13,67 � 4,66 10,27 � 3,06 6,21 � 2,83
OPTISOL 16,84 4,46 16,72 4,26 13,33 3,49 6,99 2,36 3,66 � 1,66
PAGGG-M 18,00 � 4,06 17,04 4,67 15,97 4,66 10,11 3,93 7,77 4,05
Na (mmol/L)
SAGM 144.63ª 2.20 148.88ª 1.55 145.88ª 10.87 150.00b 0.53 150.50ª 0.76
ADSOL 143.13ª 2.80 152.38b � 1.92 153.00a 1.07 153.38ª � 1.19 153.63b � 0.74
OPTISOL 145.38ª � 1.85 150.38ª.b � 1.92 147.25ª 12.98 150.50b � 0.53 151.13b � 0.83
PAGGG-M 115.00b 9.02 114.57c 4.31 121.71b 12.11 118.00c 1.15 119.29c 1.80
K (mmol/L) SAGM 3.13 1.01 4.45 0.73 3.96� 0.37 4.09� 0.35 4.15� 0.36
ADSOL 3.04 0.83 4.23 0.61 4.00� 0.39 4.09� 0.38 4.13� 0.42
OPTISOL 3.16� 0.94 4.26 0.68 4.05� 0.50 4.16� 0.47 4.20� 0.48
PAGGG-M 2.79 0.96 3.74 0.48 3.80� 0.33 3.81� 0.35 3.90� 0.37
Superscript letters in the same column represent statistically significant differences (p<0.05)
between solutions at the same time. The symbol (�) represents statistically significant
differences (p<0.05) between groups (LR and non-LR).
53
Table 3. Evaluation of Non-LR canine RBC variables
Variable Day 1 Day 11 Day 21 Day 31 Day 41
pH Mean SD Mean SD Mean SD Mean SD Mean SD
SAGM 7.30 0.07 6.90 0.13 6.72 0.30 6.63 0.26 6.32ª.b 0.04
ADSOL 7.27 0.10 6.90 0.12 6.82 0.28 6.65 0.33 6.14ª 0.26
OPTISOL 7.28 0.04 6.88 0.15 6.84 0.21 6.77 0.22 6.37ª.b 0.13
PAGGG-M 7.24 0.07 7.00 0.15 6.88 0.27 6.77 0.27 6.47b 0.12
Hemolysis (%) SAGM 0.67 0.39 1.19 0.81 1.86 1.05 5.52 2.15 7.20 1.70
ADSOL 1.13 0.71 1.06 0.61 2.10 1.00 6.30 2.35 6.97 1.84
OPTISOL 0.89 0.93 0.95 0.63 1.96 1.09 5.74 1.83 7.47 2.02
PAGGG-M 1.00 0.54 1.42 0.63 1.54 0.74 3.62 1.39 5.81 1.42
Lactate (mmol/L)
SAGM 7.27 1.75 29.95 5.92 47.95 6.90 55.26 4.71 54.33ª.b 4.30
ADSOL 7.17 3.05 28.41 7.71 48.51 9.89 58.69 11.04 61.85ª 8.81
OPTISOL 6.81 1.89 30.87 8.73 48.94 8.46 51.55 5.89 51.34b 3.94
PAGGG-M 6.20 2.07 29.71 8.41 45.86 9.47 52.59 7.85 53.93ª.b 5.51
Glucose (mg/dL) SAGM 575.67ª 21.11 461.17ª 69.03 82.08ª 95.45 34.08ª 26.45 41.36ª 17.27
ADSOL 1591.94b 192.58 1221.29b 88.31 884.03b 200.12 679.59b 248.79 584.11b 213.06
OPTISOL 591.60ª 27.56 517.40ª 28.63 104.13ª 117.07 57.99ª 90.32 65.66ª 57.73
PAGGG-M 595.67ª 62.83 446.50ª 82.57 129.90ª 112.52 68.90ª 73.01 40.11ª 47.02
ATP (umol/g Hb)
SAGM 1,07 0,63 1,17 0,59 1,73 0,56 0,23 0,24 0,07 0,02
ADSOL 1,89 2,27 0,91 0,90 2,14 1,22 0,19 0,33 0,20 0,26
OPTISOL 1,12 0,70 0,83 0,48 1,67 0,45 0,12 0,13 0,05 0,04
PAGGG-M 0,76 0,73 0,98 0,46 2,19 0,83 0,39 0,35 0,37 0,40
2,3-DPG (umol/g Hb)
SAGM 13,56 1,60 15,44 3,55 8,90ª,b 3,00 4,74 4,60 1,14a 1,21
ADSOL 13,57 1,93 14,31 2,73 7,20a 3,37 5,01 1,58 3,64ª,b 1,48
OPTISOL 13,41 2,77 15,65 5,33 8,04a 5,26 4,11 2,81 1,37a 1,14
PAGGG-M 12,50 3,25 21,79 6,26 16,79b 7,22 9,83 6,93 7,44b 6,94
Na (mmol/L)
SAGM 146.83ª 2.32 141.00a 13.49 150.33b 1.03 147.00a 13.31 152.00b 1.67
ADSOL 144.33ª 4.93 150.17ª 1.33 153.83ª 1.72 155.00a 1.41 156.33ª 1.21
OPTISOL 149.33ª 3.01 148.33ª 0.82 153.00a.b 1.26 155.00a 2.76 153.67b.c 1.21
PAGGG-M 106.00b 7.10 119.67b 14.21 117.00c 2.45 123.67b 13.17 119.83c 2.48
K (mmol/L)
SAGM 2.32 0.56 3.78 0.52 5.30ª 0.47 5.67ª.b 0.34 5.80ª 0.46
ADSOL 2.17 0.61 3.92 0.46 4.82ª.b 0.50 5.30ª.b 0.71 5.42ª.b 0.71
OPTISOL 2.22 0.44 3.97 0.56 5.37ª 0.66 6.05ª 0.90 5.78ª.b 0.73
PAGGG-M 2.16 0.43 3.50 0.40 4.40b 0.32 4.96b 0.81 4.86b 0.51
Superscript letters in the same column represent statistically significant differences (p<0.05)
between solutions at the same time.
54
Figure 1. Changes in pH, % hemolysis, lactate, glucose, ATP, 2,3 DPG, Na, and K in LR canine
pRBC stored in 4 different additive solutions. ���� SAGM, � ADSOL, � OPTISOL, �
PAGGG-M. � Significantly different from the mean ± SD of the day 1 value. � p < 0.05. �� p
< 0.001.
55
Figure 2. Changes in pH, % hemolysis, lactate, glucose, ATP, 2,3 DPG, Na, and K in non-LR
canine pRBC stored in 4 different additive solutions. ���� SAGM, � ADSOL, � OPTISOL, �
PAGGG-M. � Significantly different from the mean ± SD of the day 1 value. � p < 0.05. �� p
< 0.001.
56
5. CONSIDERAÇÕES FINAIS
As informações obtidas neste trabalho mostram a importância do uso de soluções aditivas
para prevenir a chamada “lesão de estoque” e manter a viabilidade dos eritrócitos durante o seu
armazenamento. Além disso, o uso de filtros para leucorredução permite manter a qualidade do
hemocomponente e evitar muitas outras reações adversas resultantes da transfusão.
De acordo com este trabalho, todas as soluções aditivas utilizadas em ambos os grupos
apresentaram resultados satisfatórios durante 21 dias de armazenamento, mas o uso da
leucorredução pré-armazenamento e da solução PAGGG-M parecem ter um maior efeito
benéfico sobre o armazenamento do concentrado de eritrócitos canino.
Em relação ao grupo não leucorreduzido, a hemólise foi extremamente alta e isso
provavelmente se deve a algum fator pré-analítico, outros estudos devem ser realizados para
avaliar tais soluções sem a leucorredução.
Para determinar se estas soluções são adequadas para o uso in vivo e o tempo de
armazenamento de cada uma delas, estudos sobre a viabilidade pós-transfusional são necessários
para estas soluções ainda não testadas em cães.
No Brasil, apenas a solução SAGM está disponível no mercado, portanto mais estudos in
vitro e ensaios clínicos devem ser realizados para que se possa utilizá-la de forma correta em
animais, visto que o acesso a animais doadores pode ser difícil.
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6. REFERÊNCIAS ADICIONAIS
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ANEXO 1 - APROVAÇÃO COMITÊ DE ÉTICA
