UTILIZAÇÃO DO CARBONO-13 COMO MARCADOR NA … · nunca deixar que o sentimento de solidão...

I

UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA “JÚLIO DE MESQUITA FILHO”

FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRONÔMICAS

CAMPUS DE BOTUCATU

UTILIZAÇÃO DO CARBONO-13 COMO MARCADOR NA PARTIÇÃO DE

FOTOASSIMILADOS EM FIGUEIRA

ANDRÉA CARVALHO DA SILVA

Dissertação apresentada à Faculdade de Ciências Agronômicas da UNESP - Campus de Botucatu, para obtenção do título de Mestre em Agronomia - Área de Concentração em Horticultura.

BOTUCATU - SP

Fevereiro - 2009

II

UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA “JÚLIO DE MESQUITA FILHO”

FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRONÔMICAS

CAMPUS DE BOTUCATU


FOTOASSIMILADOS EM FIGUEIRA

ANDRÉA CARVALHO DA SILVA

Orientadora: Profª. Drª. Sarita Leonel

Co-orientador: Prof. Dr. Carlos Ducatti

Dissertação apresentada à Faculdade de Ciências Agronômicas da UNESP - Campus de Botucatu, para obtenção do título de Mestre em Agronomia - Área de Concentração em Horticultura.

BOTUCATU - SP

Fevereiro - 2009

I

A Alderico Carvalho da Silva, meu pai, Paulina Maria de Azevedo Silva, minha mãe,

A Wanderson Carvalho da Silva meu irmão e

Adilson Pacheco de Souza, meu amor

DEDICO.

II

AGRADECIMENTOS

À DEUS, por ser um pai tão amoroso e compassivo por me permitir

concluir mais esta etapa da vida profissional, o que me traz muita alegria e realização.

À Alderico Carvalho da Silva, meu pai, que soube incentivar, encorajar e

compreender as inúmeras vezes que nunca estive em casa.

Á Paulina Maria de Azevedo Silva, por suas orações e afeto mesmo a

quilômetros de distância.

Á Wanderson Carvalho da Silva, meu grande irmão pelo carinho e por

nunca deixar que o sentimento de solidão reina-se em mim.

“...Manda dizer-te que foi porque teu exemplo convenceu.

Houve alguém que venceu... e manda dizer-te que foi porque

tuas lições permaneceram...” (autor desconhecido)

À Adilson Pacheco de Souza, meu amigo amante, pelo ombro, pelo afago

e por recolher minhas lágrimas nos momentos mais difíceis.

Ao grande amigo, Aldir Carlos Silva, pelo grande apoio e

companheirismo.

À Profª Drª Sarita Leonel, onde encontrei apoio, zelo, amizade e

orientação nos momentos de tomadas de decisão durante estes dois anos.

À Prof. Dr. Carlos Ducatti, pela dedicação e abertura com que me recebeu

e pela oportunidade de conhecer uma área de pesquisa tão fascinante como a dos isótopos estáveis

ambientais.

À Marco Antonio da Silva Vasconcellos, pela orientação, estímulo e

confiança durante a realização deste trabalho.

À Prof. Dr. João Domingos Rodrigues, pela paciência, ensinamento e

amizade durante a realização deste trabalho.

Ao técnico de laboratório do Centro de Isótopos Estáveis: Evandro Tadeu

da Silva, Silvia e Sibeli, pela amizade eficiência e competência.

Aos funcionários do Departamento de Horticultura e Pomar.

III

Aos amigos Emi Lorenzetti, Roselani Araldi, Adriana Tanaka, Thaise

Ribeiro, Francine Vercese, Edvar de Sousa e Manoel Euzébio de Souza pelos momentos de risadas

e descontrações durante estes dois anos que muito colaborou em todas as etapas desta pesquisa.

Às minhas eternas irmãs de república Danila Monte Conceição e Simone

Fernandes Ciavatta pelo apoio e amizade sempre.

“Se alguma coisa me consome e me envelhece é que a roda furiosa da vida não me permite ter sempre ao meu lado,

morando comigo, andando comigo, falando comigo, vivendo comigo, todos os meus amigos, e, principalmente os que só

desconfiam ou talvez nunca vão saber que são meus amigos!”(Vinicius de Moraes)

À Faculdade de Ciências Agronômicas de Botucatu pelo apoio em todas

as atividades desenvolvidas durante o período de experimentação.

Aos Colegas do Ministério Universidades Renovadas: Flavinha, João,

Capitu, Leonardo, Meire, Maila, Nadja, Nicolas pela força e continuidade da caminhada rumo ao

céu.

Aos amigos da pós-graduação, pela grande e sincera amizade,

companhia, pelos risos, abraços, pelas palavras de apoio! Cada um seguirá o seu caminho,

talvez em direções opostas... Em mim permanece a certeza de que a vida nos proporcionará

muitos reencontros!

A todos aqueles que anonimamente ajudaram para que este trabalho fosse

concluído, meus sinceros agradecimentos e que o Senhor Jesus recompense de maneira graciosa

todo o empenho disponibilizado.

“Aos que se tornaram familiares, aos que nasceram familiares

e aos que conheci antes de ontem; Aos que me deixaram louco e aos que enlouqueci;

Aos que me criticaram em tudo e a um ou outro que aturou minha “chatura”; Aos amigos que passaram e aos que se estagnaram em mim;

Aos que me consideram muito e aos que com razão fizeram pouco; Aos que conhecem o que penso e aos que só conhecem o que faço;

Aos que passam o dia todo comigo e aos que estão o tempo todo em mim. Este trabalho é a soma de todos vocês. E se não é melhor, é por falta de memória,

mas não por falta de amigos”. (Efraim Rodrigues)

Meus sinceros agradecimentos.....

IV

SUMÁRIO

Página RESUMO......................................................................................................................VII

SUMMARY....................................................................................................................IX

1. INTRODUÇÃO.......................................................................................................... ..1

2. REVISÃO DE LITERATURA ....................................................................................4

2.1. A fruticultura como atividade agrícola..........................................................4

2.2. Situação econômica da ficicultura.................................................................6

2.3. A figueira.......................................................................................................6

2.4. Caracterização Botânica ................................................................................8

2.5. Ecofisiologia da Figueira.............................................................................11

2.6. Fotossíntese e Reserva.................................................................................12

2.7. Translocação de fotoassimilados.................................................................19

2.8. Isótopos e sua Utilização .............................................................................23

3. MATERIAL E MÉTODOS........................................................................................27

3.1. Localização e descrição da área experimental.............................................27

3.2. Caracterização das Trocas Gasosas .............................................................29

3.3. Metodologia de enriquecimento em 13C......................................................30

3.4. Metodologia de coleta do material enriquecido ..........................................32

3.5. Secagem e moagem das amostras................................................................33

3.6. Analise do enriquecimento relativo.............................................................33

4. RESULTADOS E DISCUSSÃO ...............................................................................35

4.1. Caracterização fotossintética de figueiras ‘Roxo de Valinhos’...................35

4.2. Enriquecimento relativo natural da razão 13C/ 12C em figueiras..................39

4.3. Partição de Fotoassimilados em função dos drenos ....................................44

4.4. Partição de Fotoassimilados em função do tempo......................................58

5. CONSIDERAÇÕES FINAIS .....................................................................................72

6. CONCLUSÕES..........................................................................................................74

7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS........................................................................75

V

LISTA DE TABELAS

Página

Tabela 1. Médias mensais das temperaturas mínima, máxima e média (ºC), precipitação

pluviométrica (mm) e radiação solar global (W m-2) medidas no período de

janeiro de 2007 a agosto de 2008.. ...........................................................................28

Tabela 2. Dados de trocas gasosas de folhas de figueira ‘Roxo de Valinhos’ em

Botucatu, SP. ............................................................................................................36

Tabela 3. Distribuição natural dos valores de δ 13C nas partes vegetativas dos ramos da

figueira ‘Roxo de Valinhos’. ....................................................................................40

Tabela 4. Distribuição natural do valor δ13C nas partes lenhosas da figueira ‘Roxo de

Valinhos’.. ................................................................................................................40

Tabela 5. Distribuição natural de massa seca e carbono total em figueiras ‘Roxo de

Valinhos’. .................................................................................................................43

Tabela 6. Dados morfológicos médios das plantas alimentadas com Carbono-13, no

experimento fonte-dreno...........................................................................................44

Tabela 7. Valores de δ13C na partição de fotoassimilados em figueiras ‘Roxo de

Valinhos’ sem a presença de drenos.........................................................................47


Valinhos’ com apenas brotações como drenos.........................................................50


Valinhos’ com frutos como drenos...........................................................................53


Valinhos’ com frutos e brotações como drenos........................................................56

Tabela 11. Valores de δ‰ 13C nas diferentes partições vegetativas de ramos de figueira

‘Roxo de Valinhos’ em função do tempo após enriquecimento...............................64

Tabela 12. Valores de δ‰ 13C nas diferentes partições lenhosas e no sistema radicular

da figueira ‘Roxo de Valinhos’ em função do tempo após enriquecimento. ...........65

Tabela 13. Valores da equação exponencial experimental (turnover) e da meia-vida do

carbono, em diferentes partições vegetativas de Ficus carica . ...............................70

Tabela 14. Valores estimados e mensurados de δ‰ 13C e a porcentagem de carbono-13

trocado, para as diferentes partições vegetativas de Ficus carica.. ..........................71

VI

LISTA DE FIGURAS

Página

Figura 1. Câmara de enriquecimento de 13CO2 ..........................................................................31

Figura 2. Taxa de assimilação líquida de CO2 de folhas de Ficus carica L. em função da

área foliar (padrão de medida em 6,0 cm²)...............................................................38

Figura 3. Assimilação líquida de CO2 e taxa de transpiração de uma folha de Ficus

carica L. em função da sua posição ao longo do ramo ............................................38

Figura 4. Régua isotópica apresentando os sentidos de enriquecimento de δ 13C em

relação ao padrão Lm ...............................................................................................42

Figura 5. Relação existente entre massa seca de uma dada partição e o seu carbono total

existente....................................................................................................................43

Figura 6. Valores instantâneos de temperatura e radiação solar global coletados nos dias

16 e 17 de março de 2008.........................................................................................46

Figura 7. Valores de δ13C na partição de fotoassimilados em figueiras ‘Roxo de

Valinhos’ sem a presença de drenos, sendo a 4ª folha alimentada...........................48


Valinhos’ com apenas brotações como drenos, sendo a 4ª folha alimentada...........51


Valinhos’ com apenas frutos como drenos, sendo a 4ª folha alimentada.................54


Valinhos’ com frutos e brotações como drenos, sendo a 4ª folha alimentada..........57

Figura 11. Valores instantâneos de temperatura e radiação solar global coletados nos

dias 11, 12 e 13 de março de 2008. ..........................................................................58

Figura 12. Modelo exponencial para os isotopos estáveis do carbono na gema apical e

nos frutos de Ficus carica L., considerando apenas o ramo da folha marcada.. ......69

VII


FOTOASSIMILADOS EM FIGUEIRA. Botucatu, 2009. 94p. Dissertação (Mestrado em

Agronomia/Horticultura) – Faculdade de Ciências Agronômicas, Universidade estadual

Paulista.

Autor: ANDRÉA CARVALHO DA SILVA

Orientadora: SARITA LEONEL

Co-orientador: CARLOS DUCATTI

RESUMO

O trabalho teve como objetivo avaliar, a viabilidade da metodologia

para avaliação da translocação e alocação de fotoassimilados, utilizando o isótopo estável do

carbono-13 como marcador, assim como, avaliar a relação fonte-dreno nos diferentes órgãos

bem como, saber em que órgão se encontraria o carbono-13 após determinados intervalos de

tempo, em plantas em estádio reprodutivo da espécie Ficus carica L. Para tanto, uma folha da

figueira considerada adulta através da caracterização fotossintética com um medidor portátil

de fotossíntese IRGA-6400, foi colocada dentro de uma câmara de acrílico construída para

este fim, e submetida a um ambiente com enriquecimento de 13CO2 por 30 minutos. Após 24

horas, os diferentes órgãos presentes nas plantas foram coletados no experimento órgãos

drenos, nas demais plantas seguiu-se a experimentação tempo de alocação, onde as plantas de

Ficus carica L. foram arrancadas ao longo das horas: 6, 24, 48, 72, 120, 168, 360. Após o

tempo especificado as partes (meristema apical, folhas, ramos, caule e sistema radicular) das

plantas em estudo foram coletados e imediatamente imersos em nitrogênio líquido (-196

ºC), para evitar que os tecidos permanecessem vivos e conseqüentemente pudessem consumir

os fotoassimilados no processo da respiração. As amostras, previamente identificadas foram

secas em estufa de circulação forçada a 65º C por 72 horas, em seguida moídas em moinho

criogênico, para que houvesse uma perfeita homogeneização, sendo posteriormente analisadas

no espectrômetro de massas de razão isotópica, para a determinação do enriquecimento

VIII

relativo de 13C. Naturalmente a planta apresenta valores de enriquecimento relativo de δ 13C -

27,92‰, alocando acima de 90% da massa seca e do carbono total nas partes lenhosas. Os

resultados obtidos indicaram que figueira se caracteriza como uma planta do ciclo

fotossintético C3, tanto pelos valores da taxa assimilação líquida de CO2 quanto pelos valores

isotópicos, tendo a quarta folha como a mais fotossinteticamente ativa e principal exportadora

de fotoassimilados. A planta apresenta crescimento vegetativo e fase reprodutiva

concomitantes, existindo preferência na alocação de 13C nas partes meristemáticas, seguidas

pelos órgãos reprodutivos, com uma atividade fisiológica que possibilita a renovação do 13C

dentro de 24 horas, existindo novos ciclos de translocação entre 72 e 168 horas após o

enriquecimento.

___________________________________________

Palavras chaves: Isótopo estável, translocação de 13C, figo, reservas de carboidratos, fonte-

dreno.

IX

UTILIZATION OF THE CARBON-13 AS MARKER IN THE PARTITION OF

PHOTOSYNTHATES IN FIG TREE. Botucatu, 2009. 94p. Dissertation (Master in

Agronomy/Horticulture) – Faculty of Agronomic Sciences, state University native of São

Paulo.

Author: ANDRÉA CARVALHO DA SILVA

Adviser: SARITA LEONEL

Co-adviser: CARLOS DUCATTI

SUMMARY

The work have planned be quizzed, the feasability of the methodology

for evaluation of the fhotosynthates translocation and allocation, using the carbon 13 stable

isotope a marker, evaluate the source-sink relation in the different organs and, know in that

organ would be found the carbon-13 after determined time periods, in Ficus carica L. plants

in reproductive stadium. A fig tree leaf considered adult through the photosynthetic with a

portable meter of photosynthesis IRGA-6400 characterization. Was put inside a acrylic

chamber, and submitted to an environment with 13CO2 enrichment for 30 minutes. After 24

hours, the different organs present in the plants were collected in the drains organs experiment,

in the other plants followed the allocation time experimentation where the plants of Ficus

carica L. were lurches to the long one of the hours: 6, 24, 48, 72, 120, 168, 360. After the

time specified the studied plant parts (meristem, sheets, branches, stem and system roots) were

collected and immediately immersed in liquid nitrogen (-196 ºC), for avoid that the fabrics

remained alive and consequently could consume the fhotosynthates in the breath trial. The

samples, previously identified were droughts in of circulation forced to 65º C for 72 hours,

right away ground in cryogenic mill, for that had a perfect homogenization, being

subsequently analyzed in the mass spectrometry of isotopic reason, for the relative enrichment

X

13C determination. Naturally the plant presents values of 13C relative enrichment of -27,92 ‰,

allocating more than 90% of the dry mass and the total carbon in the woody part. The results

obtained indicated that fig tree is characterized like a plant of the C3 cycle photosynthetic,

because the values of the CO2 rate liquid assimilation and by the isotopes values, having the

four leaf as the most photosynthetic active and main exporter of 13C-photosynthates. The

plant presents vegetative growth and reproductive phase concomitant, existing preference in

the 13C allocation in meristems areas, succession by reproductive organs, with an physiologic

activity that enables the renewal of the 13C in 24 hours, existing new translocation cycles

between 72 and 168 hours after the enrichment.

___________________________________________

Keywords: stable isotope, 13C-translocation, fig tree, carbohydrate reserves, source-sink.

1

1. INTRODUÇÃO

A figueira (Ficus carica L.) é uma das mais antigas frutíferas

cultivadas no mundo, originária da Ásia menor e da Síria, na região mediterrânea,

apresentando excelente adaptação a diferentes climas, sendo cultivada tanto em regiões sub-

tropicais quentes, como em regiões de clima temperado, sendo introduzida no Brasil pela

primeira expedição colonizadora no ano de 1532 (ABRAHÃO et al., 1990).

O figo é cultivado em cerca de 40 países, tendo como principais países

produtores a Turquia, Portugal, Grécia, Itália, Espanha, Argélia e Marrocos. O Brasil é o

maior produtor e o segundo maior exportador de figo in natura no mundo, superado apenas

pela Turquia (VALLI, 2002; FAO, 2003; IBRAF, 2005).

No Brasil, a figueira é cultivada com o emprego de uma única

variedade, a ‘Roxo de Valinhos’, caracterizada por apresentar grande valor econômico,

rusticidade, elevado vigor e produtividade, além de boa adaptação a podas drásticas. Seus

frutos podem ser utilizados tanto para consumo in natura como para a indústria (MAIORANO

et al, 1997; PENTEADO, 1999).

A colheita brasileira do figo ocorre num período de entressafra da

produção da fruta fresca no Hemisfério Norte e nos demais países do Mercosul. Assim, são

amplas as possibilidades de exportação, pois o produto brasileiro entra no mercado

2

internacional a partir de dezembro, logo após a safra dos países mediterrâneos (FRANCISCO

et al., 2005).

Conforme dados do Ministério da Agricultura (2008), o Brasil

produziu 23.627 toneladas de figos em 2005, numa área de 2.911 ha, resultando numa média

de produtividade nacional de 8,14 t/ha. Apesar do cultivo ser bastante antigo, o Brasil não

apresenta boa produtividade e a área colhida diminuiu em mais da metade, passando de 5 mil

para pouco mais de 2 mil hectares, entre as décadas de 70 e 90 (IBGE, 1996).

Atualmente, os maiores estados produtores brasileiros são Rio Grande

do Sul, São Paulo e Minas Gerais. No Estado de São Paulo, são produzidas cerca de 7 mil

toneladas (IBRAF, 2005), respondendo por todas as exportações brasileiras de figo maduro, as

quais, na média dos últimos cinco anos, foram de 837 t/ano (MINISTÉRIO DA

AGRICULTURA, 2008). Na região de Campinas destaca-se, principalmente o município de

Valinhos, onde a cultura se desenvolveu inicialmente no estado, e concentra mais de 80% da

produção paulista de figo.

Apesar da figueira encontrar condições satisfatórias para o seu

desenvolvimento, seu cultivo vem sendo feito de maneira tradicional, sem muitas inovações

ou melhorias técnicas (GIACOBBO et al., 2007). Todavia, as perspectivas e possibilidades de

expansão do cultivo da figueira no Estado de São Paulo são promissoras, com um potencial

expansivo de produção no interior paulista, principalmente em função da boa adaptação da

cultura e da proximidade do mercado consumidor, além das significativas exportações de figo

ao natural.

Os estudos sobre a economia de carboidratos, para a produção de

espécies hortícolas são de grande importância para a agricultura, particularmente de frutas,

devido ao potencial de modificação na alocação de carbono na planta, com reflexos no

aumento ou diminuição da produção de frutos comerciais. Estas alterações são diretamente

influenciadas diretamente pelas práticas culturais de uma dada cultura que causam efeitos

significativos na translocação e alocação de carbono fixado durante o processo fotossintético.

Esses efeitos visam a obtenção de frutos em quantidade e qualidade, sem alternância de

produção.

O estudo de translocação e alocação de fotoassimilados em plantas

iniciaram-se na década de 60, com o uso do carbono radioativo 14 (XAVIER et al., 2007),

3

contudo, problemas relacionados a legislação e risco de contaminação humana limitaram o uso

dessa técnica. Nesse contexto, a utilização dos isótopos estáveis, por serem de ocorrência

natural no ambiente substituíram o uso do radioisótopo 14C e passaram a ser uma boas

ferramentas nos estudos como marcadores naturais para indicação de processos metabólicos.

Como os frutos da figueira são comercializados na forma in natura, a

sua qualidade interna e externa, assume grande importância. Dessa forma, maior

conhecimento sobre os parâmetros fisiológicos direta ou indiretamente relacionados com a

produção e qualidade dos frutos, como por exemplo, a atividade fotossintética, as relações

fonte-dreno e alocações de carbono da planta, são fundamentais.

Desse modo, este trabalho teve como objetivo caracterizar as trocas

gasosas da figueira cv. Roxo de Valinhos em condições de campo e determinar o tempo e o

direcionamento da translocação e a alocação dos fotoassimilados, usando o 13C isótopo estável

como traçador.

4

2. REVISÃO DE LITERATURA

2.1. A fruticultura como atividade agrícola

De acordo com Nachreiner e Santos (2002), Conhecer o mercado

internacional vem sendo um desafio para os produtores brasileiros de frutas frescas que, cada

vez mais, querem conquistar uma fatia desse atraente canal de comercialização. O Brasil, em

função de suas condições climáticas, apresenta um enorme potencial para se tornar um dos

maiores pólos produtivos de frutas frescas para o mercado mundial, aproveitando a “onda

naturalista” que o mundo atravessa. Os Estados Unidos, apesar de ser um importador em

potencial, não são um grande comprador da fruta brasileira, que, na maioria dos casos, não

consegue ultrapassar as barreiras – legislativas e sanitárias – definidas por aquele país

conforme demonstra a participação do Brasil nas importações norte-americanas (FAO, 2003).

Geradora de emprego, renda e de alimentos com elevada qualidade

nutricional, a fruticultura tem se consolidado como atividade lucrativa e de sustentabilidade

alimentar em todo o território nacional. No entanto, à medida que se incentiva a expansão da

fruticultura, principalmente visando o aumento da competitividade de seus produtos (in natura

ou processados), é necessário propiciar aos produtores, (grandes, médios ou pequenos)

5

informações tecnológicas e de mercado que os auxiliem no desenvolvimento e consolidação

desta atividade agrícola.

De acordo com o Ministério da Agricultura (2008) e o Instituto

Brasileiro de Geografia e Estatística (2004), a fruticultura é estratégica para o agronegócio

brasileiro. Com um superávit de US$ 267 milhões em 2003, o setor ocupa uma área de 3,4

milhões de hectares. A produção de frutas permite obter um faturamento bruto entre R$ 1 mil

e R$ 20 mil por hectare. Hoje, o mercado interno absorve 21 milhões de toneladas/ano e o

excedente exportável é de cerca de 17 milhões de toneladas. Com uma fruticultura

diversificada, o Brasil é um dos maiores pólos mundiais de produção de sucos de frutas. No

ano passado, as exportações do setor alcançaram US$ 1,25 bilhão. Do total, 95,5%

corresponde ao suco de laranja, do qual o país é o maior produtor e exportador. O setor gerou

receitas cambiais de US$ 1,2 bilhão em 2003, um resultado 14,6% acima do valor vendido ao

mercado externo em 2002. Os principais destinos foram Bélgica, Países Baixos, Estados

Unidos e Japão. O Brasil é o terceiro pólo mundial de fruticultura, com uma produção anual de

cerca de 38 milhões de toneladas. Em 2003, as vendas externas de frutas frescas alcançaram

US$ 335,3 milhões, com um aumento de 39% em comparação aos US$ 241 milhões obtidos

em 2002. Consciente do enorme potencial do país na área de fruticultura, com plenas

condições de ampliar sua participação do mercado internacional, o Ministério da Agricultura,

Pecuária e Abastecimento e os produtores no setor estão investindo em um sistema de cultivo

de frutas de alto padrão de qualidade e sanidade. É o programa de Produção Integrada de

Frutas (PIF), que prevê o emprego de normas de sustentabilidade ambiental, segurança

alimentar, viabilidade econômica e socialmente justa, mediante o uso de tecnologias não

agressivas ao meio ambiente e ao homem. As frutas cultivadas no sistema de produção

integrada vão para o mercado com um selo de conformidade, atestando a sua qualidade e

sanidade. Desde que foi implantada, a PIF permitiu uma redução de 63% no uso de

agrotóxicos nos pomares de manga; de 50% no mamão; de 32% na uva; e de 30% na maçã.

Para Buainain e Batalha (2007), o Brasil, apesar de ser considerado

grande produtor de frutas, ocupando a terceira posição na produção mundial, possui baixo

consumo per capita de frutas frescas. O consumo nacional encontra-se em torno de 57,0

Kg/ano, valor considerado baixo em relação a outros países como a Espanha (120,0 Kg/ano),

Alemanha (112,0 Kg/ano), Estados Unidos (67,0 Kg/ano) e Japão (61,8 Kg/ano). Cabe

6

ressaltar que a Organização Mundial de Saúde (OMS) recomenda um consumo de 146 kg de

frutas/ano.

2.2. Situação econômica da ficicultura

A produção de figo nos países localizados na Bacia Arábica do

Mediterrâneo representa a maior parte da produção mundial. Em 2004, a Turquia respondeu

por 26% do total; o Egito, por 18%; a Grécia e o Irã, por 7% cada um; Marrocos e Espanha,

por 6% e o Brasil, na 10a colocação, por 2% da produção mundial (FAO, 2004).

O figo está entre as vinte principais frutas exportadas pelo Brasil e vem

mantendo a terceira posição no ranking de volume comercializado, entre as frutas de clima

temperado, com 0,9 mil toneladas. Fica atrás da maçã com 153,0 mil toneladas e da uva com

28,8 mil toneladas, atingindo o patamar de US$ FOB 2,109 milhões (SECEX, 2004). Os

maiores importadores do figo brasileiro são Alemanha, França, Países Baixos, Reino Unido e

Suíça, dentre mais de dez países para onde, costumeiramente, são feitos embarques aéreos. No

Estado de São Paulo, os municípios produtores de maior importância são os de Valinhos,

Campinas, Louveira e Bragança Paulista, com a principal produção voltada para mesa,

destinada tanto ao mercado interno quanto ao externo. No ano de 2004, essa região exportou

40% da sua produção de figo.

Embora haja países com grandes produções, estas se destinam

principalmente ao mercado interno, ficando o Brasil (figo tipo comum: Roxo de Valinhos) e a

Turquia (tipo polinizado, Smirna) como importantes fornecedores de figo ao mercado

internacional.

2.3. A figueira

A figueira é chamada em espanhol de higuera, em francês de figuier;

em árabe, kerma; em inglês, common fig; fig em italiano. É uma das frutas mais antigas de

que se tem relato, foi encontrada em uma pintura egípcia de Beni-Hassan uma coleção de

figos, pintura esta datada de 4500 anos A.C, também é mencionado no Antigo Testamento da

Bíblia Sagrada como sendo um dos quesitos de abundancia da terra prometida

7

(DOMINGUEZ, 1990). Assim como o óleo de oliva, os pães ázimos, o figo constitui um dos

alimentos mais populares que sustentam a humanidade desde o começo de sua história. Os

figos foram provavelmente uma das primeiras frutas a serem secadas e armazenadas pelo

homem. O povo da cidade de Ática conhecida por seus figos considerava tal fruto como sendo

sagrado, fato este que se difundiu para todos os países do Sudoeste da Ásia, no Egito na

Grécia e na Itália.

A figueira cultivada possui o nome botânico de Ficus carica L., e

pertence a família botânica, das Moráceas. O gênero Ficus engloba cerca de mil espécies,

sendo muitas destas espécies largamente usadas como plantas ornamentais. A figueira possui

uma boa adaptabilidade climática por isso é encontrada tanto nos regiões subtropicais quentes

como nas regiões de clima bem temperado, contudo segundo Penteado (1999), as melhores

condições para a cultura são o inverno frio, chuvas bem distribuídas e umidade atmosférica

baixa.

A figueira é uma planta de folhas caducas, nativa da região

Mediterrânea, onde predomina o clima subtropical temperado.

No Brasil e provavelmente no estado de São Paulo, a figueira tenha

sido introduzido com o advento da primeira expedição colonizadora de Martin Afonso de

Souza, no ano de 1532 (RIGITANO, 1955). Somente a partir de 1910 passou a ser cultivada

comercialmente na região compreendida pelo antigo distrito de Valinhos, ainda pertencente na

época a cidade de Campinas. Hoje o município de Valinhos é famoso e conhecido como a

capital nacional do Figo Roxo.

Penteado (1999) traz relatos de que o introdutor do Figo Roxo em

Valinhos tenha sido o Sr. Lino Busatto, imigrante italiano, que chegou por volta de 1898, e

teve a iniciativa de mandar vir de uma região da Itália, próxima ao Mar Adriático, algumas

mudas de figueiras, que ao chegarem encontraram fácil adaptação; tratadas com cuidado

prosperaram, e seus figos, de coloração roxo-escura, tornaram-se desde então conhecidos

como “Roxo de Valinhos”.

8

2.4. Caracterização Botânica

A figueira comum, como citado anteriormente, Ficus carica L.,

pertence à família Moraceae e apresenta um número diplóide (2n) de cromossomas igual a 26.

A família Moraceae inclui 60 gêneros e mais de 2000 espécies de árvores, arbustos,

trepadeiras e pequenas ervas. A espécie Ficus carica L. pertence ao subgênero Eusyce, que é

caracterizado por apresentar flores unissexuais e por ginodioicismo.

Segundo Dominguez, (1990), por ser uma espécie muito difundida e

estar cultivada em distintas situações, pode existir uma ampla gama de variedades, com

morfologia e aspectos de árvores diferentes quanto ao comportamento natural. Podendo em

zonas favoráveis alcançar de 8 a 10 metros de altura, contrariamente não passa de formas

arbustivas em zonas consideradas desfavoráveis com invernos e secas prolongadas que

condicionam o mau crescimento.

Em São Paulo, no entanto, as técnicas culturais utilizadas,

especialmente as podas anuais de inverno, condicionam as plantas a um porte arbustivo, com

longevidade econômica de cerca de 30 anos, longevidade esta, considerando um pomar bem

manejado e sem a incidência de nematóides ou brocas.

Seus ramos, normalmente possuem um grande diâmetro nos países

europeus, contudo no Brasil são considerados finos, estão cobertos por uma casca fina e sem

rugosidades, que em principio são verdes, tornando-se de coloração cinza pálida, todas as

partes verdes da planta contém um látex leitoso de coloração esbranquiçada, que se espessa

quando em contato com o ar. Nesse látex existe uma enzima proteolítica denominada de

ficina, que causa irritação na pele, quando em contato com a mesma, principalmente durante a

desbrota e a colheita e embalagem dos frutos.

O sistema radicular da figueira caracteriza-se como fasciculado. Não

havendo predominância de uma raiz principal, tendo várias em torno do tronco, com

disposição radial e facilmente visível em exemplares adultos. As raízes são bastante

superficiais, fibrosas, abundantes e muito frágeis, por volta de 80% delas se encontram nas

profundidades entre 20 e 45 cm. Utilizando-se cobertura morta para a proteção do solo, podem

apresentar raízes com comprimento superior a 8 metros. O sistema radicular da figueira é

9

considerado um órgão de extrema importância, pois é ele quem armazena as reservas

(carboidratos), durante o inverno, período em que a planta permanece em repouso vegetativo

(MATSUURA et al., 2001).

O tronco possui formação muito variada e madeira pouco densa. A

inserção dos ramos primários, secundários e ramos produtivos são grossos, com tendência a

formar arcos, contudo são pouco visíveis no sistema de produção que exige podas drásticas.

As folhas da figueira são grandes, palmadas, alternas e com grandes

estípulas. Inserem-se em um pecíolo largo e grosso. Seu contorno esta marcado por um

numero de lóbulos interiores entre três e sete, profundamente marcados, que, segundo

Dominguez, (1990), servem de base para definir varietalmente um individuo. Apresentam

coloração verde intenso e brilhante, são ásperas ao tato por sua pilosidade rígida. Existem

variedades praticamente isentas de aspereza, recordando as outras espécies de figueiras, dando

por esse motivo bases para sua classificação varietal. As nervuras principais são também em

forma palmeadas, muito marcadas assim como as nervuras secundárias, a coloração é menos

intensa do que a coloração da folha, porém contém a mesma aspereza.

As gemas frutíferas e vegetativas são grandes e muito pontiagudas,

aparecem nos ramos, junto ás axilas das folhas, durante a fase vegetativa (crescimento), em

geral as figueiras apresentam duas séries de gemas frutíferas em cada nó, o que pode resultar

em duas colheitas distintas (principal e bredas).

As flores da figueira apresentam características particulares, sendo

unissexuadas. As flores femininas se encontram repartidas dentro de um receptáculo carnoso e

lobular, cuja única saída para o exterior é o ostíolo onde se inserem as flores masculinas

pomologicamente chamadas de sicônio, que nada mais é do que o próprio figo, havendo duas

distintas formas de plantas, o caprifigo, que é monóico, e o figo, que é pistilado. As flores do

figo são pequenas, pediceladas, hipóginas e com perianto simples pentapartido. Existem três

tipos de flores: as pistiladas (femininas) com estilo curto, as pistiladas femininas com estilo

longo e as estaminadas (masculinas).

De acordo com Pereira e Nachtigal, (1999), ambas as flores pistiladas

são simples, carpeladas e com um estigma bífido. As flores pistiladas (femininas) de estilo

curto apresentam um ovário, aproximadamente, globoso e um estilo em cerca de 0,7 mm de

comprimento, sendo adaptadas a ovoposição da vespinha-do-figo (Blastophaga psenes,

10

Cavalini). As flores de estilo longo apresentam um ovário mais ou menos ovóide ou elipsóide

e o estilo com 1,75 mm de comprimento, não adaptado a ovoposição da vespinha-do-figo.

O tipo de fruto é o sicônio, ou seja, um fruto carnoso agregado, no qual

os ovários são originados de um aumento na cavidade do receptáculo (a fruta, comumente

chamada de figo, não é, pois um fruto, mas uma infrutescência). Na parte terminal do fruto

existe um orifício, que liga a cavidade do receptáculo com o exterior (SIMÃO, 1971).

Os frutos verdadeiros da figueira são os aquênios, que se formam pelo

desenvolvimento dos ovários. Os aquênios normais apresentam um embrião envolvido pelo

endosperma e pelo tegumento. Os figos não polinizados podem apresentar aquênios com o

ovário esclerificado, porem ocos. A parte suculenta do figo comestível consiste,

principalmente, de tecido parenquimatoso dos órgãos florais, cujas células se tornam maiores e

armazenam substancias de reserva.

O cultivo desta importante fruteira, no Brasil baseia-se unicamente na

plantação de um único material, a variedade Roxo de Valinhos. De acordo com dados oficiais

é uma variedade muito cultivada e conhecida em outros países, com as seguintes

denominações: San Piero, Borwn Turkey, Negro Largo, Douro Blank, Negro d’Espagne,

Aubique Nooire, Portugal, Albicone, Rubicone e Brunswich.

A variedade Roxo de Valinhos é caracterizada como do tipo comum,

formada partenocarpicamente, dispensando o estimulo da caprificação (polinização) e da

formação de sementes. O figo é uma fruta de tamanho grande, quando destinada ao consumo

“in natura”, podendo pesar de 70 a 100 gramas, piriforme alongado, com pedúnculo curto. Na

parte basal do fruto fica o ostíolo, conhecido como “olho” do figo, muito aberto, podendo

apresentar o inconveniente de facilitar a entrada de fungos e insetos. A coloração externa é

roxo-escura e a polpa, rosada-violácea. Apresenta uma cavidade central ampla. Os figos

quando maduros são destinados ao mercado de mesa; o figo meio maduro, para a produção do

doce de figo, os figos verdes pesando por volta de 20 a 30 gramas são empregados para

produção de doces cristalizados ou compotas, para fins de industrialização, outros tipos como:

“inchado”, constituído por figos já bastante desenvolvidos, pesando 40 a 50 gramas e

apresentando inicio de coloração roxo-avermelhada.

Para Penteado (1999), a colheita deve ser realizada no estádio de

maturação designado de verde-arroxeado, porém fisiologicamente maduros, ou seja, quando se

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apresentam completamente inchados, com coloração verde-escura modificada para roxo-

bronzeado, estando na fase inicial de perda de consistência firme. O roxo de Valinhos quando

maduro, deteriora-se com facilidade, principalmente quando amadurece em épocas chuvosas e

quentes, por isso deve ser colhido logo que atinja o ponto de maturação, também designado

“de vez”.

2.5. Ecofisiologia da Figueira

Quanto à ecofisiologia da figueira pode-se dizer que é uma árvore

pouco exigente em solos, cresce bem em lugares pedregosos, áridos e até em solos pouco

profundos, no entanto prefere solos com boa permeabilidade, férteis e bem drenados Para

produzir frutos de qualidade requer solos ricos em cálcio, e que não sejam excessivamente

úmidos. Podendo ser solos arenosos de pH ligeiramente ácido a neutro (sendo o ideal para a

cultura em torno de 5,6 a 6,8.) A figueira adapta-se bem a diversos tipos de solos, porém de

maneira geral, os solos mais apropriados são os solos areno-argilosos, bem drenados e com

bom teor de matéria orgânica (BOLIANI e CORRÊA, 1999).

Dominguez, (1990), relata que a aeração dos solos é fundamental, pois

a figueira é uma planta muito sensível a podridões radiculares, não suportando solos

encharcados nem a umidade em excesso, porém é uma planta bastante resistente a salinidade,

podendo em situações limites de produção suportar águas que contenham até 2 g de cloreto de

sódio/litro de água.

O sucesso da cultura é limitado mais pela baixa temperatura de inverno

que pelas altas temperaturas de verão, as plantas estão sujeitas aos danos causados pelas

geadas, no estádio vegetativo, resistindo bem quando em dormência (SIMÃO, 1998).

Entre os fatores climáticos, merecem destaque a temperatura,

precipitação, vento, umidade relativa e luz. A figueira tolera temperaturas de 35 a 42 °C.

Temperaturas acima de 40º C antecipam a maturação dos frutos, alterando também a

consistência da casca, que fica dura e coriácea (SIMÃO, 1998).

Nos trópicos, as plantas se desenvolvem rapidamente, porém só

produzem bem em altitudes entre 900 e 1500 m. Figos do tipo comum crescem bem em

12

regiões subtropicais ou considerados semitemperadas. Simão, (1998), reporta que a figueira

adulta resiste bem a temperaturas até -1,5º C, entretanto os brotos são bastante sensíveis. A

exigência em frio hibernal para quebra de dormência das gemas varia de 100 a 300 horas de

frio (abaixo de 7,2º C). Apesar disso, há boa adaptação da figueira em regiões de clima quente,

com a vantagem adicional de poder-se produzir frutas durante o ano todo, visto que a irrigação

e a poda condicionam a frutificação. Nas regiões quentes, as safras são maiores e os figos,

mais doces.

A cultura exige, no período vegetativo, chuvas freqüentes e bem

distribuídas, sendo adequadas precipitações em torno de 1200 mm anuais. Antunes et al.

(1997) relata que o emprego da cobertura morta do solo do pomar permite preservar a

umidade do solo, fundamental para o bom desenvolvimento da figueira. Em locais com

precipitações irregulares, pequenas estiagens são sentidas pelas plantas, causando a queda das

folhas, com prejuízos à produção. Neste caso a cultura deve ser irrigada. Por outro lado, a alta

umidade pode predispor as frutas ao ataque de doenças bem como causar rachaduras nas frutas

quando elas se encontram no estádio de maturação (SIMÃO, 1998).

Com relação aos ventos os mesmos não costumam causar danos à

figueira, a não ser quando excessivamente fortes. Durante o desenvolvimento dos figos, até a

época de maturação, ventos fortes causam o contato das folhas com os frutos, produzindo

nestes grandes escoriações, que os depreciam (PEREIRA, 1981). Nos locais muito sujeitos a

ventos fortes, pode-se recomendar a instalação de quebra-ventos.

A figueira em ambiente altamente iluminado, apresenta um

crescimento vigoroso e produz frutas de excelente qualidade. A coloração e a forma das frutas

são afetadas pelo clima (luz, temperatura, umidade) e outros fatores (SIMÃO, 1998).

2.6. Fotossíntese e Reserva

Dos fatores envolvidos na produtividade agrícola, a fotossíntese é um

dos mais determinantes. A elevação das taxas de fotossíntese depende, dentre outros fatores,

do máximo aproveitamento da luz disponível, o qual pode ser obtido por tratos culturais e

manejos. As formas de manejo influem no número de plantas da população adequadas ao

13

objetivo da exploração, arranjos foliares mais erectófilos, disposição das linhas de plantio na

direção norte-sul e técnicas de manejo da copa, tais como podas, desfolhamento e modificação

da arquitetura da planta (JACKSON, 1980; BERNARDES, 1987).

A produtividade é influenciada por características morfológicas e

fisiológicas da fonte (órgãos fotossintetizantes) e do dreno (órgãos consumidores dos

metabólicos fotossintetizados e carboidratos principalmente). Toda produção de fitomassa

depende da atividade fotossintética da fonte, sendo a assimilação do CO2 um dos muitos

fatores que influenciam o crescimento e desenvolvimento vegetal (FOYER e GALTIER,

1996). Desta forma, buscar mais informações sobre a fisiologia da fonte torna-se de

fundamental importância, e uma forma muito utilizada para estudá-la é por meio de medidas

de trocas gasosas.

Os açúcares provenientes da fotossíntese agem como substrato para o

metabolismo energético e biossíntese de hidratos de carbono, fornecendo condições de

crescimento e desenvolvimento aos tecidos dreno. Além disso, os açúcares podem funcionar

como mensageiros secundários assegurando que a planta continue a se desenvolver, mesmo

após estresses bióticos ou abióticos (HAMMOND e WHITE, 2008).

O amido e a sacarose são fotossintatos de grande importância

acumulados pelas plantas. O amido é o carboidrato de reserva mais abundante nas plantas e, é

encontrado em folhas, diferentes tipos de hastes e raízes, assim como em flores frutos e

sementes, onde é utilizado como fonte de energia durante períodos de dormência, estresse ou

início de crescimento (LAPOINTE, 1998). Alguns autores descrevem o amido como sendo a

principal reserva de carbono utilizado na síntese de sacarose, um açúcar predominante em

frutas após o amadurecimento (BERNARDES-SILVA et al., 2003). As conversões de amido

para açúcar ocorrem em ocasiões de crescimento vegetativo intenso, quando as reservas são

usadas para suportar a atividade meristemática de ápices caulinares e também o crescimento

de frutos (PRIESTLEY, 1963). Em embriões de legumes a sacarose é o açúcar primário que é

capturado por sistemas saturados e insaturados (ZAMSKI, 1995), sendo a sacarose, o principal

fotossintato translocado (HARTT e KORTSHACK, 1964), em plantas superiores a partir dos

tecidos fonte para os tecidos drenos para promoção do desenvolvimento da planta

(ECKARDT, 2003).

14

Os solutos translocados no floema são principalmente carboidratos,

sendo a sacarose o açúcar mais comumente translocado. Nos drenos, os açúcares

transportados, são alocados para os processos de crescimento ou reserva (COLL et al., 2001;

KOZLOWSKI e PALLARDY, 1997). O transporte de fotoassimilados até os vasos

tranportadores é realizado em forma de sacarose, ou de compostos provenientes da rafinose,

dependendo da espécie da planta e do tipo de carga e descarga do floema (via simplasto e

apoplasto) (TOFIÑO et al., 2006).

A luz é importante para a produção de frutos, pois todos os aspectos do

crescimento da planta e dos frutos e o desenvolvimento de gemas floríferas requerem

carboidratos que são produzidos pela fotossíntese nas folhas (RAJAPAKSE et al., 1999;

MARINI, 2002). Na transição para o florescimento, ocorre aumento no suprimento de

carboidratos nas gemas vegetativas, pelo aumento da atividade fotossintética e hidrólise do

amido. A sacarose é acumulada no meristema para o fornecimento de energia para o processo

de ativação mitótica (BODSON e OUTLAW JUNIOR, 1985).

O sombreamento leva à redução da fotossíntese total da planta, pois,

folhas sombreadas apresentam menores taxas fotossintéticas e assim contribuem menos ou

negativamente para a produção da planta do que as folhas expostas ao sol. Folhas de sol

caracterizam-se, entre outras, pelo maior teor de clorofila e rubisco, maior densidade

estomática, menor área foliar e maior peso de folha por superfície (BERNARDES, 1987;

LARCHER, 2000).

Em experimento realizado por Caetano et al. (2005) a penetração da

radiação na copa das figueiras foi avaliada nas leituras do fluxo de fótons fotossintéticos

(µmol.m2.s-1), onde se observou redução linear no fluxo de fótons fotossintéticos (Y= -60.192

X + 2321, R2 = 0,94) no interior da copa das plantas com o aumento do número de ramos

produtivos conduzidos, o que indica a ocorrência de auto-sombreamento. O aumento do

número de ramos conduzidos não elevou a produtividade de figos verdes de forma crescente,

pois o auto-sombreamento proporcionado por uma estrutura de copa com mais ramos diminuiu

o número frutos formados. A maior produtividade observada de figos verdes foi obtida quando

as plantas foram conduzidas com 24 ramos, sendo que, neste tratamento, a área foliar média de

cada planta foi de 6,2 m2.

15

A produção fotossintética não aumenta indefinidamente com o IAF

(Índice de área foliar), sendo limitada pelo sombreamento que as folhas superiores exercem

sobre as inferiores. O auto-sombreamento no dossel provoca decréscimo na taxa fotossintética

média em função do aumento do IAF e reduz a formação de gemas reprodutivas (JACKSON,

1980; BERNARDES, 1987; LUCCHESI, 1987).

A poda insuficiente em fruteiras resulta em aumento da estrutura

vegetativa da planta. Este crescimento causa pesado sombreamento e as gemas frutíferas

param de se desenvolver. Desta forma, em poucos anos, as gemas frutíferas se desenvolverão

somente no topo e lados da planta onde há incidência da luz solar. Podando-se uma larga

porção das folhas e ramos dentro da copa, aumenta a penetração da luz solar, que promoverá o

desenvolvimento de gemas frutíferas no interior da área da planta (KADIR, 2003). A

utilização da poda permite, portanto, adequar a copa da planta para obtenção de máxima

produtividade e qualidade do produto colhido.

Os estômatos atuam como reguladores da perda de água pela

transpiração, respondendo ao déficit hídrico com a alteração da abertura do poro a uma faixa

crítica de valores do potencial hídrico foliar (LARCHER, 2000).

A condutância estomática varia com a espécie/cultivar, a idade da

folha e com o pré-condicionamento das plantas (DAÍ et al., 1992). Essas variações afetam o

uso da água, haja vista que a taxa de assimilação de CO2 e de transpiração respondem

diferentemente à abertura dos estômatos (MACHADO e LAGÔA, 1994).

A transpiração resulta da difusão de vapores de água através dos

estômatos abertos, mas quando estes estão fechados, se estabelece nas plantas certa resistência

à perda de água, com reflexos sobre as atividades metabólicas. Calbo e Moraes (1997)

observaram que a transpiração de folhas de plantas de buriti (Mauritia vinifera Mart.) foi

reduzida ao nível de 10%, após o sexto dia de suspensão da irrigação, e que a condutância

estomática atingiu valor próximo de zero, indicando haver certa correlação entre essas

variáveis biofísicas.

No caso das plantas frutíferas, o fruto é o dreno de importância

econômica, de forma que a relativa partição de matéria seca direcionada para o fruto irá

determinar, em parte, a sua qualidade final. Contudo, o potencial da quantidade de

16

fotoassimilados que podem ser transportados para os drenos está diretamente ligado à

atividade fotossintética de uma fonte produtora de fotoassimilados (ZAMSKI, 1996).

Segundo Larcher (2000), em espécies lenhosas, a formação das flores,

a freqüência do florescimento, a quantidade de frutos e o amadurecimento das sementes são

regulados por uma combinação de fatores nutricionais, alocação de assimilados e mecanismos

endógenos de controle.

Toda produção de biomassa depende da fotossíntese. Plantas

assimilam o CO2 da atmosfera e reduzem ao nível de triose-fosfato, a qual pode então ser

usada para produzir carboidratos, principalmente sacarose e amido. A assimilação

fotossintética do carbono é apenas um dos fatores que influenciam o crescimento e

desenvolvimento da planta. Outras etapas críticas são a síntese e transporte de sacarose, a

partir do mesófilo foliar, o carregamento do floema e a partição na planta (FOYER e

GALTIER, 1996).

Segundo Pimentel (1998), quando o carbono é fixado no cloroplasto,

por plantas do ciclo fotossintético C3 cerca de 70 a 80% da triose-P formada é reciclada para a

regeneração da enzima de carboxilação (ribulose-1,5 difosfato), sendo o restante utilizado para

a síntese de amido (transitório) no cloroplasto, e outros carboidratos solúveis, no citossol ou

vacúolo. Estes apresentam diferentes funções fisiológicas como armazenamento, translocação

e utilização do carbono, além de promover a proteção da planta a vários tipos de estresses,

como por exemplo, à salinidade, à seca e as altas e baixas temperaturas.

As fontes normalmente são órgãos que atingiram um grau de

desenvolvimento que lhes permite absorver quantidades adequadas de água e nutrientes pela

corrente transpiratória e ter uma fotossíntese líquida capaz de torná-los autotróficos, enviam

fotoassimilados para drenos com os quais mantêm relações vasculares diretas (PRESTON,

1998).

Na transição da folha de um órgão dreno para fonte, mudanças

ontogênicas ocorrem durante o desenvolvimento, como reflexo da interação da planta com as

condições ambientais. O inicio da fotossíntese, durante a ontogênese da folha, requer a

coordenação de numerosos eventos, que são modificados por controles endógenos e

ambientais. Dois eventos assumem importância primordial nas interações fonte-dreno: o

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primeiro está relacionado com desenvolvimento da capacidade fotossintética da folha e o

segundo com os comportamentos como importadores ou exportadores dos tecidos, associados

às mudanças no metabolismo dos carboidratos. O desenvolvimento da capacidade

fotossintética está associado com a emergência da folha. Na ausência de luz não ocorre à

síntese de pigmentos fotossintéticos, após a sua emergência, a folha intercepta a luz e muito

rapidamente os pigmentos são sintetizados. Embora exista considerável variação entre

espécies, o máximo da capacidade fotossintética ocorre antes ou no momento da plena

expansão da folha, freqüentemente antes do conteúdo máximo da clorofila ter sido atingido,

podendo ser citado o exemplo da beterraba onde suas folhas atingem o máximo de sua

capacidade fotossintética quando apresentam apenas 22% de seu comprimento final (FOYER

e GALTIER, 1996).

A maioria dos carboidratos acumulados nos sítios de estocagem é

translocada durante a estação de crescimento e este fenômeno está associado à presença de

drenos fortes. A sacarose é o carboidrato mais comumente translocado (pelo floema) entre as

fontes, órgãos exportadores de C, e os drenos, órgãos consumidores de C.

Em relação à fonte, de acordo com Pimentel (1998), as plantas que

apresentarão uma grande área foliar podem interceptar mais energia luminosa, porém também

apresentará uma grande superfície de transpiração, o que é indesejável principalmente para

plantas C3 que têm baixa eficiência no uso da água. Como a energia luminosa não é um fator

limitante para a agricultura em regiões tropicais, deve ser feita à seleção de plantas que

apresentem menor área especifica de folhas, ou seja, plantas com maior peso de folha por

unidade de área. Como a atividade fotossintética é função do número de cloroplastos, seja

disposta horizontalmente (maior área foliar) ou verticalmente (maior espessura e área

especifica), uma folha mais espessa e menos larga (permitiria o adensamento de plantio)

manterá com isso alta atividade fotossintética por unidade de área, com menor superfície de

transpiração.

Os fotoassimilados seguem pelo floema por fluxo de massa até a

região do dreno. Existe uma pressão entre a fonte e o dreno, gerada pelo carregamento de

sacarose na fonte e descarregamento no dreno (COLL et al., 2001; HOPKINS, 1995). O

carregamento de sacarose na fonte provoca um aumento no potencial osmótico, levando à

entrada de água, conseqüentemente aumento do potencial de pressão. No dreno, o

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descarregamento de sacarose leva a uma redução no potencial osmótico com a conseqüente

saída de água e redução do potencial de pressão. Deste modo forma-se um gradiente de

pressão entre a fonte e o dreno que determina o transporte da seiva por fluxo de massa (TAIZ

e ZEIGER, 2004). A importância relativa dos drenos muda ao longo do ciclo da planta de

acordo com a distribuição espacial dos tecidos em crescimento, durante a fase vegetativa os

meristemas: apical e radicular são mais importantes, mas durante a fase reprodutiva os frutos

se tornam os drenos preferenciais (HOPKINS, 1995).

Lai et al. (1988), relatam que não foi observada a translocação dos

fotoassimilados produzidos pela folha do nó 19 em plantas de kiwi, que apresentava 49% de

expansão da área foliar total, sugerindo que nesta fase de seu desenvolvimento esta folha não

estaria atuando como uma folha fonte, e sim ainda como um possível dreno. Folhas com 64%

de expansão total de sua área foliar já atuavam como exportadoras de fotoassimilados, ainda o

mesmo autor citando Watson e Bowers (1965), reportam que folhas da maioria das plantas

tornam-se exportadoras de fotoassimilados a partir de 1/3 a 50% de seu pleno

desenvolvimento final (tamanho). Contudo, em cerejeira (Prunus cerasus L.). Flore e Layne

(1999) relataram que as folhas das brotações terminais só começaram a exportar

fotoassimilados 17 dias após sua emergência, quando apresentavam 27% do total de peso de

matéria seca da folha.

Matsuura et al. (2001), trataram folhas de figueira com 13C em

diferentes alturas do ramo e fases de desenvolvimento dos frutos. A maior parte dos

fotoassimilados produzidos pelas folhas da base dos ramos foi armazenada nos frutos da axila

dessas folhas e na base dos ramos, enquanto os produzidos pelas folhas da parte mais apical do

ramo foram armazenados nas folhas e grande parte direcionados para os ápices dos brotos,

indicando forte concorrência entre o crescimento vegetativo e a formação de frutos.

Nos tecidos fotossinteticamente ativos, como folhas maduras, a

produção de carboidrato é maior do que a sua necessidade para manutenção do metabolismo e

crescimento, desta forma, exportam excedentes, na forma de sacarose, para tecidos que são

fotossinteticamente menos ativos ou inativos, como folhas jovens , raízes cachos ou ramos

(DANTAS et al., 2007).

Pigé et al. (2001), avaliaram os parâmetros de troca de carbono em

folha e frutos de ramos de figueira com 1 ano de idade durante a estação primavera-outono,

19

observando que a taxa de fotossíntese líquida variou de 15 a 20 mmol CO2 d-1 AGM-1 sendo

que também os frutos em sua fase inicial de desenvolvimento assimilaram uma pequena taxa

de CO2, evidenciando com isso sua contribuição na relação fonte-dreno, os mesmos autores

apontam valores de radiação fotossinteticamente ativa entre 750 e 800 µmol photons. m-2 s-1,

faixa na qual ocorreu a máxima assimilação líquida de CO2.

Em trabalho realizado por Silva, et al. (2008a) valores das trocas

gasosas e assimilação líquida de CO2 em Botucatu/SP, no mês de março de 2007, foram de

12 a 16 µmol m-2 s-1, corroborando com os dados apresentados por Pigé et al. (2001), sendo a

figueira uma planta temperada adaptou-se muito bem ao clima da região não apresentando

diferenças significativas de fotossíntese. A variação sazonal da taxa de fotossíntese e da

condutância dos estômatos em espécies arbóreas, como a figueira nas regiões tropicais, está

relacionada com as condições de déficit de pressão de vapor, temperatura do ar e

principalmente, umidade do solo, bem como a característica de cada estação do ano.

2.7. Translocação de fotoassimilados

As interações fisiológicas existentes entre os órgãos vegetais capazes

de exportar carboidratos (fontes) e os órgãos que demandam estes compostos (drenos) são

conhecidas como relações fonte-dreno. Tais relações são importantes no desenvolvimento das

plantas, pois influenciam na sua produção e no tamanho dos frutos (MINCHIN et al., 1997).

Os principais carboidratos acumulados são amido e açúcares solúveis redutores e não

redutores, sendo a sacarose o principal açúcar não redutor, mobilizado nos processos de

transporte na direção fonte-dreno, também observado por Zhang et al. (2005b), onde o

crescimento do fruto de pêra Japonesa foi dependente do fluxo de fotoassimilados produzidos

pelas fontes (folhas), bem como da área foliar e habilidade fotossintética das mesmas,

controlando ainda o número, tamanho, atividade e duração do crescimento do dreno.

A maioria dos carboidratos acumulados nos sítios de estocagem é

translocada durante a estação de crescimento e este fenômeno está associado à presença de

20

drenos fortes. A sacarose é o carboidrato mais comumente translocado (pelo floema) entre as

fontes, órgãos exportadores de C, e os drenos, órgãos consumidores de C (JACKSON, 2003).

Em outras espécies frutíferas como as Rosáceas, Buckhout e Tubbe

(1996), relatam que os carboidratos solúveis (frutose, glicose, sacarose e sorbitol) têm

importância na regulação osmótica. A dinâmica da água nos tecidos está muito relacionada

com a dinâmica dos carboidratos solúveis, embora a movimentação passiva destes também

ocorra a pequenas distâncias por meio da difusão simples ou difusão facilitada por proteínas

transportadoras da membrana. Eles podem ser estocados como a sacarose em quantidades

importantes dentro dos vacúolos (YAMAKI, 1982).

Nas frutíferas temperadas como a pêra, o sorbitol é o açúcar de

translocação mais importante (OLIVEIRA e PRIESTLEY, 1988). Este exerce o mesmo papel

que a sacarose em outras espécies, como forma de transporte dos produtos da fotossíntese

desde as folhas até outros órgãos através da seiva do floema (MOING et al., 1992) onde

podem estar em quantidades equivalentes ou superiores a sacarose (BIELESKI, 1982). A

temperatura exerce influência sobre o transporte no floema. A primeira resposta da planta em

relação à baixa temperatura é a inibição do transporte, porém, a retomada do fluxo pode

acontecer completamente mesmo sob a continuidade das baixas temperaturas. A ação da baixa

temperatura no transporte, possivelmente, está relacionada com a alteração da viscosidade da

solução de carboidratos. Da mesma forma, não somente a baixa temperatura atingida pode

alterar o fluxo, mas também a magnitude da redução ou mesmo a taxa de resfriamento. Após

vários tratamentos com baixas temperaturas, algumas plantas podem se tornar insensíveis às

variações térmicas impostas, tornando-se adaptadas às novas condições de crescimento. O

resfriamento lento parece induzir mudanças na natureza do fluxo, causando re-direcionamento

para vários drenos na planta (THORPE e MINCHIN, 1996).

De acordo com Rakngan (1995), as gemas de pereiras do cultivar

Nijisseiki, aumentam a concentração de açúcares quando as plantas entram em repouso e

diminuem antes ou durante a brotação. Em experimento realizado por Herter et al,. (2002),

observou-se que os níveis de carboidratos em gemas floríferas de pereira japonesa submetidas

à flutuação térmica durante o período de dormência não apresentaram diferenças, exceto

quanto ao sorbitol, que foi considerado o principal açúcar de translocação em pereiras cv.

Nijisseiki.

21

Assim como a figueira, o caquizeiro é uma espécie lenhosa que para

Mowat e George (1994), apresenta alternância entre períodos de crescimento e dormência, de

acordo com a sazonalidade climática nas diferentes regiões onde é cultivado. Na estação de

crescimento, ocorre o alongamento das brotações e a expansão foliar, cujo desenvolvimento se

completa pouco antes do florescimento. Durante o período de atividade fotossintética, o

eventual excedente em compostos fotoassimilados produzidos pela planta fica também

imobilizado na forma de carboidratos insolúveis em órgãos aéreos e subterrâneos da planta,

sendo, então, mobilizados gradativamente em carboidratos solúveis durante o período de

dormência (MOWAT e GEORGE, 1994).

Com o fim da dormência, essa mobilização é acelerada, sendo os

carboidratos solúveis conduzidos para as gemas em brotação que, por sua vez, formarão novos

ramos e folhas; posteriormente, as flores e os frutos são supridos, seguidos pelo câmbio, por

novas gemas em formação e, finalmente, pelos tecidos que servem como depósito de

carboidratos em órgãos subterrâneos e aéreos da planta (WARDLAW, 1990; LARCHER,

2000). O amido é o principal carboidrato de reserva do caquizeiro, sendo facilmente

mobilizado para formas solúveis durante o seu desenvolvimento (MOWAT e GEORGE,

1994). A época da mobilização dos carboidratos presentes nos órgão lenhosos da planta está

diretamente ligada aos eventos climáticos, sobretudo à temperatura, tendo grande importância

nos estudos de adaptação de frutíferas de clima temperado (HERTER et al., 2001). A

intensidade dessa mobilização influência, por sua vez, no desenvolvimento fenológico da

planta, como no crescimento de ramos, no florescimento e na produção de frutos (LIU et al.,

1999; LARCHER, 2000).

Em trabalho realizado por Matsuura et al. (2001), folhas de figueiras

(Ficus carica L.) 'Masui Daufine' com dois anos de idade foram expostas a 13CO2 no mês de

outubro, e as analises mostraram que 13C-fotossintatos foram armazenadas durante o período

de dormência e remobilizado na primavera seguinte. O excesso de % átomos 13C durante o

período de dormência foi elevado nas raízes que apresentavam o menor calibre decrescendo

em seguida, para raízes finas, raízes de tamanho intermediário (médio), raízes com maior

diâmetro, tronco, ramos de dois anos de idade e ramos de um ano de idade.

Embora, 25 dias depois do surgimento da brotação, novas brotações e

raízes exibissem relativamente nos órgãos velhos (maduros) um elevado excesso de % átomos

22

13C, as novas raízes retiveram altos níveis de 13C, após 45 dias da pausa da brotação, embora o

excesso de átomos (%) 13C, em ramos de 1 e 2 anos de idade e raízes de diâmetros maiores,

drasticamente decresceram durante os primeiros 25 dias depois do rompimento da brotação.

Além disso, o decréscimo significativo nos níveis de átomos 13C no

tronco e nas raízes de tamanho intermediário (médias) ocorreu entre 25º e 45º dia depois do

surgimento das brotações. O excesso de átomos (%) 13C em novas brotações foi menor nas

partes mais altas da planta do que em partes baixas, 45 dias depois da brotação. Neste caso,

observou-se que o crescimento de novas brotações e raízes na primavera, dependeu

principalmente das reservas de carboidratos dos ramos mais velhos e próximos a brotação e

raízes de tamanhos maiores no mínimo 25 dias depois do rompimento da brotação.

Subseqüentemente, para os próximos 20 dias, novos crescimentos contam com as reservas

armazenadas no tronco e nas raízes de médio tamanho (MATSUURA, et al., 2001).

Nota-se ainda que nos dados de Matsuura et al. (2001), o sistema

radicular é um dos principais órgãos de reserva da planta, sendo o mesmo quem fornece o

aporte de reservas necessárias para a brotação dos novos ramos e recuperação de todo o

dossel do próximo ciclo, pois no sistema de produção brasileiro continuamente a planta se

encontra em crescimento devido as podas anuais. Portanto, faz-se necessário dar condições de

aeração adequada de solo, adubação equilibrada e irrigação para que as reservas acumuladas

de sacarose, amido e outros garantam o surgimento de novos ramos, folhas e frutos.

Silva et al. (2008b), estudando a variação natural de carbono 13

constataram que as partes novas dos ramos do cultivar Roxo de Valinhos apresentaram valores

isotópicos médios de -28,41‰; -28,43‰ e -28,51‰, que indicaram maiores valores de δ 13C

nas folhas recém abertas, gema apical e frutos. O ramo 02 apresentou órgãos vegetais com

valores isotópicos maiores quando comparados ao ramo 01, mostrando que este ramo possui

uma idade fenológica maior entre a poda e época de coleta. Verificou-se que os frutos do ramo

2 apresentaram maiores valores de δ 13C que as brotações, evidenciando tendências da relação

fonte-dreno da planta. Considerando que a planta estudada possuía 07 anos de idade, ou seja,

uma planta ainda jovem visto a idade que as figueiras podem alcançar, foi observado um

pequeno gradiente da distribuição natural do valor δ 13C com pequeno aumento nos tecidos

novos (ramo – parte apical e radicelas), entretanto, nos tecidos mais velhos da planta

verificou-se predominância do 12C. Contudo, o valor isotópico médio -28,94 ± 0,361‰

23

observado nos resíduos de poda, diferiu destes valores, pelo fato do agrupamento equivaler a

resíduos de tecidos vegetais de podas sucessivas dos últimos 5 anos.

2.8. Isótopos e sua Utilização

Os isótopos são elementos naturais que apresentam em sua

constituição o mesmo número atômico, porém com números de massa diferentes, ou sejam,

apresentam o mesmo número de prótons e elétrons e diferentes números de nêutrons,

ocupando o mesmo lugar na tabela periódica. Dessa forma, os isótopos apresentam as mesmas

propriedades químicas, sendo classificados em radioativos ou estáveis.

Os elementos naturais que constituem os isótopos estáveis não

possuem as propriedades de emissão de radiações e são caracterizados pela sua abundancia

natural, expressa na unidade átomos %. Exemplos: 12C (98,89%) e 13C (1,11%); 14N (99,62) e 15N (0,38%); e 16O (99,796%) e 18O (0,204%) e o 1H (99,8844%) e 2H (0,1156%). A

terminologia comumente empregada na detecção das concentrações e naturais expressa-se pela

linguagem delta per mil e por átomos por cento para compostos enriquecidos (BARRIER e

PROSSER, 1996), citados por Vasconcellos (2001). De acordo com Schimel (1993) os

isótopos estáveis são usados para seguir movimentos e transformações químicas em sistemas

biológicos e ambientais, podendo ser introduzidos na planta, solo ou sistemas aquáticos e

monitorados com grande sensibilidade e precisão por espectrômetros de massa.

Segundo Xavier et al. (2007), os isótopos radioativos 14C, foram

descobertos em 1940, sendo inicialmente utilizados em estudos sobre datação em arqueologia.

A aplicação do 14C no estudo sobre a fisiologia de plantas ganhou impulso a partir das décadas

de 50 e 60, permitindo o conhecimento mais aprofundado sobre a fotossíntese, translocação e

alocação dos fotoassimilados e das relações fonte-dreno, em diversas espécies de plantas.

Esses isótopos radioativos ou radioisótopos emitem partículas e/ou radiações (α, β, γ e raios

x), os quais se desintegram, transformando-os em átomos de outro elemento ou do mesmo

elemento. Uma importante unidade dos elementos radioativos refere-se à meia-vida do átomo,

a qual se define como o tempo requerido para que a metade da população de um átomo se

desintegre.

24

A determinação dos valores isotópicos, ou sinal isotópico nas

diferentes espécies de plantas é conseguido a partir de amostras do material orgânico da

planta, que são analisadas pelo equipamento conhecido como espectrômetro de massas de

razão isotópica (IRMS). Neste sistema, de acordo com Ducatti (2007), a amostra e o padrão

são admitidos na forma de dióxido de carbono e após a passagem por uma fonte de ionização,

os feixes dos íons gerados são separados por um campo magnético de acordo com as suas

relações massa/carga. Basicamente, compara-se a razão do 13CO2 (massa 45)/ 12CO2 (massa

44) com uma amostra padrão. O resultado em termo de enriquecimento relativo (δ) da amostra

em relação ao padrão é expresso em partes por mil (‰), conforme equação 1.

3

PADRÃO

PADRÃOAMOSTRA13 10R

RRC ×

−=δ (eq. 01)

em que: R é a razão isotópica obtida entre o isótopo pesado sobre o isótopo leve (13C/12C) da

amostra e do padrão, respectivamente. Como os valores numéricos das diferenças são

pequenas, costuma-se multiplicar a expressão por 1000, obtendo-se a terminologia em delta

per mil [δ‰(amostra, padrão)].

Os isótopos estáveis do carbono (12C e 13C) tornaram-se uma

ferramenta muito útil na pesquisa sobre aspectos relacionados à fisiologia de plantas, uma vez

que as razões entre estes dois isótopos podem auxiliar diretamente no estudo da fotossíntese,

determinação dos ciclos fotossintéticos, translocação e alocação de carbono e estresse hídrico,

alem de indiretamente servirem de base no estudo sobre o melhoramento de plantas tolerantes

ao estresse hídrico e mesmo para trabalhos relacionados a desbaste ou poda de plantas,

notadamente de fruteiras (EHLERINGER et al., 1993).

De acordo com Ludlow et al (1976), aproximadamente 99% de todo

carbono na natureza está na forma do isótopo 12C e apenas 1% estaria na forma do isótopo 13C.

Estes dois isótopos estáveis do carbono se comportam de forma diferente nas reações físicas e

químicas, resultando em proporções variáveis destes isótopos nos diferentes materiais. Para

Schimel (1995), os isótopos estáveis são usados para seguir movimentos e transformações

químicas em sistemas biológicos e ambientais, podendo ser introduzidos na planta, solo ou

25

sistemas aquáticos e monitorados com grande sensibilidade e precisão por espectrômetros de

massa. Tornaram-se uma ferramenta muito útil nas pesquisas sobre aspectos relacionados à

fisiologia de plantas, uma vez que as razões entre estes dois isótopos podem auxiliar

diretamente no estudo da fotossíntese, determinação dos ciclos fotossintéticos, translocação e

alocação de carbono e estresse hídrico, além de indiretamente servir de base no estudo sobre o

melhoramento de plantas tolerantes ao estresse hídrico e mesmo para trabalhos relacionados a

desbaste ou poda de plantas, notadamente de fruteiras (EHLERINGER et al., 1993).

As plantas em sua maioria podem ser classificadas quanto ao ciclo

fotossintético em dois grupos principais: plantas do ciclo C3 e C4, existindo também espécies

chamadas de CAM, que não podem ser classificadas pelos critérios padrões nem como C3

nem como C4, por terem características de ambos os grupos. Ambos os grupos apresentam

diferenças na razão entre o 12C e 13C presentes em suas folhas, sendo estas diferenças reflexos

dos processos de fracionamento isotópico, que determinam uma discriminação, contra ou a

favor do 13C, ocorrido durante a fotossíntese. Basicamente, nas plantas C3 estas discriminações

ocorrem na difusão do CO2 pelos estômatos até os cloroplastos, pela ação da enzima de

carboxilação (rubisco) e pela diferença nas concentrações externas e internas de CO2. Nestas, a

discriminação isotópica ocorre em maior valor pela ação da enzima rubisco, sendo que nesta

fase a discriminação é contra o 13C.

Como resultado, espécies de plantas do ciclo fotossintético C3

apresentam valores na razão isotópica que variam de -22 a – 34 ‰, tendo como media, valores

na ordem de -27‰. As plantas do ciclo C4 apresentam além das etapas citadas para as plantas

C3, discriminação isotópica na formação do HCO-3 e sua incorporação pela PEP-carboxilase,

alem do fator φ que representa a taxa de CO2 que escapa das células da bainha e podem ser ou

não ser reincorporadas, ocorrendo nestas fases, discriminações a favor do 13C.

Dessa forma, o resultado do enriquecimento isotópico relativo (δ 13C)

nas espécies do ciclo C4 variam de –9 a –16 ‰, com valores médios de -14‰ e as plantas

CAM utilizam a via C4, porém de uma forma distinta das plantas C4. As plantas C4 fazem

uma separação espacial dos eventos, enquanto as plantas CAM fazem uma separação

temporal, dependendo da condição ambiental em que se encontram assumem comportamento

de plantas com ciclo CAM obrigatório que apresentam valores isotópicos comparáveis ao das

plantas do ciclo C4 (–9 a –16 ‰) ou facultativas que apresentam valores de -20 ‰ a -15‰.

26

(FARQUHAR et al., 1989; O’LEARY, 1993). Diz-se, portanto que plantas do ciclo

fotossintético C3 são mais pobres em 13C em relação às plantas do ciclo fotossintético C4. E

essa variação na quantidade de 13C nas diferentes espécies (C3 e C4), faz com as mesmas

possuam um valor isotópico próprio.

Segundo Vasconcellos (2001), assim como no uso de isótopos

radioativos, pode ser realizado o enriquecimento da fonte em termos de seus isótopos estáveis.

Por exemplo, plantas colocadas em ambiente controlado, enriquecido em 13CO2, produzirão

fotoassimilados enriquecidos em 13C, conseqüentemente alterando seu sinal isotópico e

possibilitando sua determinação (direção de translocação) onde quer que estejam alocados.

Dessa forma, podem-se usar os isótopos estáveis como “traçadores” ou “marcadores” à

semelhança dos isótopos radioativos.

Para uma determinação quantitativa da translocação e alocação dos

assimilados nas diferentes partes vegetais, utilizando isótopos radioativos ou estáveis, o

equilíbrio entre os assimilados marcados e os não marcados deve ser obtido, de forma que o

tempo necessário para que ocorra este equilíbrio varie conforme a metodologia utilizada

(DELÉENS et al., 1994).

O equilíbrio entre compostos enriquecidos naturais segue o fenômeno

de troca, que está baseado na aplicação da lei de diluição isotópica, utilizados nos estudos das

reações de troca isotópica. Uma reação de troca isotópica é uma reação segundo a qual dois

átomos com o mesmo número atômico, mas com número de massa diferente substituem-se

mutuamente. Deste modo, a quantidade de um elemento marcado fixado em um órgão ou

tecido, em um dado período de tempo, fornece uma estimativa de troca, ou do modelo de

partição do referido elemento. Porém, a medida desta estimativa requer condições específicas

para uma determinação precisa. Para tanto, uma analise das medidas do isótopo marcado nos

diferentes órgãos, durante o período de enriquecimento, acompanhado de uma analise

compartimental, permite a elaboração de um modelo a partir do qual o tamanho dos

compartimentos e os parâmetros de transferência possam ser avaliados. O tempo da diluição

isotópica também é importante, pois enriquecimento por longo tempo permite obter um

equilíbrio de troca entre a fonte enriquecida e os vários órgãos ou tecidos, de forma que o

fluxo do elemento marcado será proporcional ao do elemento não marcado (DELÉENS et al.,

1994).

27

3. MATERIAL E MÉTODOS

3.1. Localização e descrição da área experimental

Os experimentos foram conduzidos em condições de campo na área

experimental do pomar do Departamento de Produção Vegetal Horticultura da Faculdade de

Ciências Agronômicas, FCA/UNESP, câmpus de Botucatu-SP. As coordenadas geográficas

locais, de acordo com Tubelis e Salibe (1989) são: 22º 52’ 47” latitude S, 48º 25’ 12”

longitude W e altitude de 810 m.

O tipo climático predominante no local, segundo Tubelis et al. (1972)

e Curi (1972), baseados no sistema Internacional de Köppen, está incluído no tipo Cwa,

caracterizado como temperado quente (mesotérmico) com chuvas no verão e seca no inverno,

com precipitação e temperatura média anual de 1530 mm e 21°C, respectivamente (CUNHA

et al., 1999). Os dados de temperatura média, máxima e mínima mensais, precipitação

pluviométrica e radiação solar global mensal foram fornecidos pelo Posto Meteorológico do

Departamento de Recursos Naturais da Faculdade de Ciências Agronômicas – UNESP,

câmpus de Botucatu-SP e encontram-se na Tabela 01.

28

Tabela 1. Médias mensais das temperaturas mínima, máxima e média (ºC), precipitação

pluviométrica (mm) e radiação solar global (W m-2) medidas no período de janeiro de 2007 a

agosto de 2008. Fonte: Departamento de Recursos Naturais – FCA/ UNESP, Botucatu/SP.

Temperatura (º C) Mês e ano

Mínima Máxima Média

Precipitação pluviométrica

(mm)

Radiação solar global

(W m-2)

Janeiro / 2007 19,2 26,9 23,0 410,8 310,7 Fevereiro / 2007 19,0 29,3 24,1 108,9 416,4 Março / 2007 19,4 30,2 24,8 49,0 400,0 Abril / 2007 18,0 27,6 22,8 40,3 341,7 Maio / 2007 13,6 23,3 18,5 42,1 302,4 Junho / 2007 14,5 25,2 19,8 23,4 311,9 Julho / 2007 13,0 22,7 17,9 172,6 260,4 Agosto / 2007 15,1 25,6 20,4 0,0 360,6 Setembro / 2007 17,3 28,9 23,1 10,0 392,1 Outubro / 2007 17,5 30,3 23,9 77,7 380,1 Novembro / 2007 17,5 26,5 22,0 177,0 358,0 Dezembro / 2007 18,4 28,1 22,8 180,6 401,2 Janeiro / 2008 18,6 26,4 22,5 279,3 293,4 Fevereiro / 2008 19,0 28,0 23,5 94,6 356,1 Março / 2008 18,6 27,5 23,0 60,9 383,7 Abril / 2008 17,4 25,8 21,6 102,8 293,3 Maio / 2008 13,8 22,8 18,3 115,7 272,3 Junho / 2008 13,5 24,5 17,6 30,8 276,9 Julho / 2008 13,9 24,6 19,1 0,0 346,7 Agosto / 2008 15,1 25,5 20,3 104,1 302,2

O solo da área onde as plantas estavam instaladas foi classificado

como Nitossolo Vermelho, segundo os critérios da EMBRAPA (1999).

A área total do experimento continha 190 plantas de figueira do

cultivar Roxo de Valinhos. O pomar foi implantado em setembro de 2001, num espaçamento

de 3 m entre linhas e 2 m entre plantas, com uma área de 6 m²/planta. As plantas receberam

tratos culturais como poda de formação, frutificação e desbrotas com a finalidade de

adquirirem a conformação de 6 a 9 ramos produtivos (PENTEADO e FRANCO, 1997), que é

considerada a mais recomendada para a cultura, bem como adubações e correções de pH, com

base na analise do solo seguindo as recomendações técnicas de Campo Dall’Orto et al. (1996).

O controle fitossanitário seguiu a recomendação de Penteado e Franco (1997).

29

O manejo de plantas invasoras foi realizado através de roçada nas

linhas e entrelinhas de plantio. Ao redor da coroa das plantas foram realizadas capinas.

3.2. Caracterização das Trocas Gasosas

As determinações de trocas gasosas foram realizadas com um medidor:

sistema aberto portátil de fotossíntese, IRGA, modelo LI-6400 (LI-COR), sempre na região

mediana das folhas (folíolo central de folhas novas completamente desenvolvidas),

completamente expandidas, totalmente expostas à radiação solar, no período das 09h00min às

10h30min da manhã, com o intuito de determinar a folha fotossinteticamente ativa. Sendo

medidos os seguintes parâmetros: Assimilação líquida de CO2 (A) em µmol m-2 s-1,

(quantidade líquida de CO2 assimilado por unidade de área foliar por unidade de tempo); taxa

de transpiração (E) nas folhas mmol m-2 s-1 (quantidade de vapor d’água transpirado por

unidade de área foliar por unidade de tempo (µmol de H2O por segundo por metro quadrado));

condutância estomática nas folhas (gs) em mmol m-2 s-1 (fluxo de entrada e saída de CO2 e

vapores de H2O através dos estômatos); concentração de CO2 nos espaços intercelulares (Ci)

em mmol m-2 s-1; (quantidade de CO2 que fica armazenada na câmara subestomática);

eficiência do uso da água (EUA) (foi obtida através da relação entre a taxa de assimilação

líquida de CO2 e a taxa de transpiração das folhas (A/E)).

Em cinco plantas da espécie em estudo, com 4 ramos cada uma, foi

determinada a área foliar (cm2) individual das folhas, de acordo com a localização da folha no

ramo. A avaliação foi realizada através do aparelho de medição de área foliar, integrador

fotoelétrico modelo (LI-3000, LICOR).

O experimento foi instalado em delineamento estatístico inteiramente

casualizado, constando de cinco plantas com quatro ramos, sendo cada folha da planta

considerada um tratamento. Os dados foram submetidos à análise de variância, pelo teste F e

as diferenças entre médias, comparadas pelo teste de Tukey, a 5 % de significância

(PIMENTEL GOMES, 1990).

30

Dentre as funções analisadas na análise de regressão, o modelo

significativo foi conseguido com a função exponencial polinomial do 2º grau, tanto para a

posição da folha no ramo, quanto para a área foliar.

3.3. Metodologia de enriquecimento em 13C

Para a realização desta prática, foi construída uma câmara em material

acrílico e adquiridos equipamentos como seringa e mangueiras de látex que possibilitaram a

aplicação do 13CO2.

A câmara foi baseada no modelo descrito por Vasconcellos (2001), de

forma a possibilitar a retirada do ar ambiente e a injeção do gás enriquecido, imediatamente

após a inserção da folha no seu interior e seu completo fechamento, havendo para isso uma

saída lateral que foi fechada por um pedaço de mangueira (látex), para evitar que houvesse a

difusão do ar enriquecido da câmara para o ambiente. Contudo neste experimento não foi

retirado o ar ambiente da câmara, somente injetado o gás enriquecido, tendo a câmara, as

seguintes dimensões: 28,0 cm de comprimento x 35 cm de largura x 4,0 cm de altura x 0,5 cm

de espessura, perfazendo um volume de 4000 cm3.

Nos ramos das plantas adultas em estádio reprodutivo, previamente

foram selecionadas folhas adultas pela caracterização fotossintética sendo ela a quarta folha do

ramo a contar do ápice. Esta folha foi cuidadosamente colocada na câmara de acrílico, sendo

esta fechada e vedada com vaselina, assim como, a região do pecíolo que também foi envolta

em pomada vaselina, de forma a ocupar todo o espaço entre o pecíolo da folha e a câmara.

A injeção do gás na câmara foi feita por um dispositivo que regula o

direcionamento do fluxo do cilindro de 13CO2 para a seringa e posteriormente, da seringa para

a câmara, introduzindo-se 8,0 ml de 13CO2, a 99 átomos %, ou seja, de cada 100 átomos de

CO2 deste gás, 99 % dos átomos são formados por 13C e 1% de 12C, que propiciaram um δ13C

de 35.693,27 % de 13C (29,19 átomos % de 13C em excesso). O tempo de enriquecimento foi

de 30 minutos, e após este período foi retirada a câmara.

No campo, as folhas foram colocadas na câmara entre os horários de

09h 00min e 11h 00min, para uma maior eficiência fotossintética, de forma que a câmara não

31

recebesse as maiores taxas instantânea de radiação solar global diária, que provocaria a

inibição da fotossíntese com a elevação da temperatura. A temperatura interna foi medida com

a introdução de um termômetro dentro da câmara. O período de condução do experimento foi

de setembro de 2007 a março de 2008.

Figura 1. Câmara de enriquecimento de 13CO2. FCA/UNESP, Botucatu-SP.

32

3.4. Metodologia de coleta do material enriquecido

No primeiro experimento de alocação dos fotoassimilados, as amostras

foram coletadas 24 horas após o período de enriquecimento, por volta das 10h00min do dia

seguinte, em que foi realizado o enriquecimento. A experimentação constou na escolha de 04

plantas amostradas coletadas ao acaso, na área experimental para evidenciar os tratamentos:

T1- planta com ausência de drenos (frutos e brotação);

T2-planta com presença do dreno fruto;

T3- planta com presença do dreno broto;

T4- planta com a presença dos dois drenos.

No momento da coleta dos diferentes órgãos da planta trabalhada

(folha, ramo, tronco e raízes), estes foram devidamente, identificados quanto a sua localização

na planta, e imediatamente imersos em nitrogênio liquido (-196º C), para provocar a morte dos

tecidos, evitando as alterações do enriquecimento.

No experimento de determinação do tempo de alocação dos

fotoassimilados, os tratamentos foram os tempos de arranquio das plantas no momento da

coleta dos diferentes órgãos amostrados (folhas, ramos, tronco e raízes):

T1-6 horas após o enriquecimento com 13C;






T7-360 horas após o enriquecimento com 13C.

33

3.5. Secagem e moagem das amostras

No laboratório do Centro de Isótopos Estáveis Ambientais, do Instituto

de Biociências da Unesp, Campus de Botucatu-SP, as amostras previamente identificadas

foram colocadas em estufas com circulação de ar forçada à 65º C por 72 horas, para secagem e

moagem. Para isso foi utilizado o moinho criogênico à base de nitrogênio líquido (Spex –

Modelo 6700). No moinho as amostras foram colocadas em tubos individualizados, imersas

em nitrogênio líquido. O uso deste equipamento permitiu a obtenção de um material com

finíssima granulometria (com aspecto de talco), o qual permitiu uma perfeita homogeneização

da amostra. Devido à grande sensibilidade e precisão do espectrômetro de massas (±0,2‰),

isso para minimizar as diferenças entre repetições (em número de três), de cada amostra, nas

leituras dos resultados, devido ao seu tamanho e dureza, foram primeiramente moídas, no

moinho martelo (Culatti TYP MIC CZ13).

Após a moagem, foram retiradas, de cada amostra, uma alíquota que

variou entre 50 e 70 µg (tendo o devido valor de peso anotado) e acondicionadas em cápsulas

de estanho, com 6 mm de altura e 4 mm de diâmetro (Modelo D1106-Elemental Microanalysis

Limetd).

3.6. Analise do enriquecimento relativo

Na etapa seguinte, as amostras foram colocadas no analisador

elemental (Carlo Erba EA 1108 – Fisons, Milão – Itália), o qual está acoplado ao

espectrômetro de massas. Neste aparelho, através da combustão das amostras, são liberados o

CO2 e o N2, separados na coluna de cromatografia, não sendo realizada a analise do N2, o

produto de interesse CO2 em seguida é transferido para o ConFlo (Finnigan Mat – Alemanha),

onde ocorre o ajuste entre altura, em volts da amostra e do padrão. Após este ajuste a amostra

seguiu para o espectrômetro de massas para razões isotópicas (IRMS) (Modelo Delta S -

Finnigan Mat – Alemanha), onde a razão 13C/ 12C foi determinada e expressa em δ‰, notação

relativa ao padrão PDB, equação 1.

34

Das plantas em estádio reprodutivo, uma foi escolhida para a avaliação

do enriquecimento natural de 13C e 12C, em seus diversos órgãos e posição na planta visando à

determinação do valor limite do enriquecimento relativo natural (δ 13C), valor esse a ser usado

como comparação com os resultados obtidos nas amostras coletadas nos ramos, nos quais as

folhas foram submetidas ao ambiente de enriquecimento de 13CO2. Ao final seria possível a

caracterização e mapeamento do enriquecimento relativo natural de 13C de toda a planta. Em

seguida foram seccionadas as seguintes partes: gema apical, folha recém-aberta, folha

fotossinteticamente ativa de cada nó em todo o ramo, brotações laterais, frutos, sendo os

ramos divididos em três partes (apical, mediana e basal) objetivando a igualdade no número de

nós entre as partes. Os dois ramos partiram do mesmo resíduo de poda, que foi seccionado em

função do número de podas realizadas. Seqüencialmente foram seccionados: caule, epiderme

do caule, raiz primária (diâmetro maior que 40 mm até o caule), raízes secundárias (diâmetro

entre 40 e 15 mm) e terciárias (diâmetro compreendido entre 15 e 2 mm), sendo estas últimas

subdivididas em grossa, média e fina, e as radicelas (diâmetro menores que 2mm).

Agrupando todos os constituintes de cada parte da planta, foram

calculadas as médias do valor isotópico natural e o desvio padrão destas.

35

4. RESULTADOS E DISCUSSÃO

4.1. Caracterização fotossintética de figueiras ‘Roxo de Valinhos’

O metabolismo do carbono das plantas está vinculado à atmosfera

através das trocas gasosas. Durante o período em que foram realizadas as avaliações das trocas

gasosas, a temperatura do ar variou de 22,46 a 31,92 ºC, a umidade relativa do ar de 64,3 a

77,2% e a radiação fotossinteticamente ativa de 119 a 1.868 µmol fótons m-2 s-1. Em geral, os

valores da temperatura da folha estiveram 3,7% (1,1 ºC) acima da temperatura do ar para todos

os dias de avaliação, corroborando com Nogueira et al. (1999) que encontraram diferenças de

1,0 a 2,5 ºC em folhas de mangabeira expostas ao sol. Para Machado et al. (2002), a variação

sazonal das condições do ambiente ao longo do ano podem causar variações significativas nas

trocas gasosas em espécies arbóreas. Assim, para estudos com esse enfoque, as folhas

necessitam estar com as mesmas idades, ou então, procurar avaliar folhas em diferentes

estádios dentro das mesmas condições climáticas.

Os parâmetros avaliados nas trocas gasosas (taxa de assimilação

líquida de CO2, condutância estomática, concentração interna de CO2, taxa de transpiração e

36

eficiência do uso da água) em folhas de figueira ‘Roxo de valinhos’ em diferentes posições no

ramo da planta diferiram estaticamente entre si (Tabela 02), todavia, foram semelhantes entre

os ramos de uma mesma planta.

Pimentel (1998) relata que as plantas C3 apresentam atividade

fotossintética variando entre 12 a 25 µmol m-2 s-1, as plantas C4 entre 25 a 40 µmol m-2 s-1 e as

plantas CAM entre 2,5 a 7,6 µmol m-2 s-1, dependendo das condições ambientais. Pelos

valores de taxa de assimilação líquida de CO2 fica evidenciado que a figueira ‘Roxo de

Valinhos’ é uma planta C3. Contudo, os valores médios aqui apurados podem ser considerados

baixos para a espécie Ficus carica L., pois, Pigé et al. (2001), avaliando os parâmetros de

troca de carbono em folha e frutos de ramos da figueira com 1 ano de idade durante a estação

primavera-outono, observaram que a taxa de fotossíntese líquida variou de 15 a 20 mmol CO2

d-1 AGM-1, o mesmo autor aponta valores de radiação fotossinteticamente ativa entre 750 e

800 µmol photons m-2 s-1 faixa na qual ocorreu a máxima assimilação líquida de CO2, valores

estes diferentes dos encontrados para a radiação fotossinteticamente ativa em Botucatu,

ocasionando a saturação por luminosidade.

Tabela 2. Dados de trocas gasosas de folhas de figueira ‘Roxo de Valinhos’ em Botucatu, SP.

FCA / UNESP, 2007.

Folha

Taxa de assimilação líquida de CO2 (µmol m-2 s-1)

Condutância estomática

(mmol m-2 s-1)

Concentração interna de CO2

(mmol m-2 s-1)

Taxa de transpiração

(mmol m-2 s-1)

Eficiência do uso da água

1 -0,370 c 0,159 b 391,58 a 2,195 b -0,202 b 2 8,839 b 0,316 ab 308,42 b 3,787 ab 2,867 a 3 11,104 ab 0,389 ab 301,17 b 3,857 ab 3,344 a 4 14,378 a 0,415 ab 291,92 b 4,226 ab 3,873 a 5 12,832 a 0,383 ab 295,58 b 4,134 ab 3,778 a 6 14,117 a 0,427 a 299,67 b 4,413 a 3,659 a 7 13,147 a 0,407 ab 306,83 b 4,521 a 3,291 a 8 13,839 a 0,416 ab 308,5 b 4,786 a 3,250 a

CV 55,01 % 25,77 % 16,39 % 20,47 % 48,63 % *Médias seguidas da mesma letra na coluna, não diferem pelo Teste de Tukey a 5% de probabilidade. *Médias de 05 plantas, com quatro ramos cada uma.

As folhas jovens apresentaram as menores taxas de assimilação líquida

CO2, transpiração e condutância estomática, refletindo diretamente na momentânea

37

ineficiência do uso da água por esta folha, pois apresentaram elevada concentração de CO2 na

câmara subestomática, dada pela expansão dos mecanismos de absorção da energia radiante e

a baixa conversão fotoquímica. Segundo Larcher (2000) a deficiência de clorofila pode ser

reconhecida pela coloração pálida e ocasiona uma considerável redução na intensidade

fotossintética, sendo que a deficiência de clorofila ocorre principalmente no começo do

desenvolvimento da folha.

A condutância estomática apresentou padrões similares ao da taxa de

fotossíntese, sugerindo que a queda da assimilação líquida de CO2 esteja relacionada com o

fechamento parcial dos estômatos. Campostrine e Yamanishi (2001) citam que a correlação

entre a assimilação de CO2 e a condutância estomática podem ser explicadas, como uma

função da alta concentração de CO2 no sítio de carboxilação quando ocorre o aumento da

condutância estomática, ou que a fixação de CO2 pode estar restringida pelo metabolismo de

carboidrato no citossol da célula e pelos processos supracelulares de transporte de

carboidratos, quando existe baixa atividade nas regiões dos drenos de fotoassimilados (BEL,

1992).

Efetivamente foi observado que folhas com área foliar acima de 60

cm2 começaram a assimilar CO2 e produzir fotoassimilados, pois começam a apresentar taxas

de assimilação de CO2 positivas com absorção dos fótons pelos cloroplastos emitidos pela

radiação fotossinteticamente ativa (Figura 2). Por conseguinte, folhas da figueira ‘Roxo de

Valinhos’ apresentaram máxima taxa de assimilação líquida de CO2, quando atingiram 172,42

cm2, valor este 4,65% superior à área foliar média da 4ª folha (164,39 cm2). Em média, nas

condições ambientais do mês março em Botucatu, as folhas alcançaram esse valor de área

foliar após 26 dias da sua abertura, corroborando com as ponderações de Pimentel (1998) que

plantas C3 têm sua maior produção de fotoassimilados após 21 dias da antese foliar.

A partir da 4ª folha foi verificado praticamente o mesmo

comportamento quanto às trocas gasosas, permitindo caracterizá-las como folhas adultas

(Figura 3). Ao longo do ramo vegetativo, foi observado que as maiores taxas de assimilação

líquida de CO2 e transpiração são encontradas nas folhas 6 e 7. Por apresentar menor taxa de

transpiração e uma atividade fotossintética semelhante as demais folhas adultas, além de

apresentar menor possibilidade da incidência do inoculo de ferrugens, foi escolhida a folha 4,

como aquela com potencial para enriquecimento com carbono marcado.

38

0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 200 220 240 260-10

-5

0

5

10

15

20

TAL = - 0,0009596 AF2 + 0,3309 AF - 13,8178r2 = 0,7942

n = 78 folhas

Tax

a de

ass

imila

ção

líqui

da d

e C

O2 (

µm

ol m

-2 s

-1)

Área foliar (cm2)

Figura 2. Taxa de assimilação líquida de CO2 de folhas de Ficus carica L. em função da área

foliar (padrão de medida em 6,0 cm2). FCA, UNESP, Botucatu, SP, Março de 2007.

1 2 3 4 5 6 7 8

0

100

200

300

400

500

A = -14,547 PF2 + 186,232 PF - 175,568r2 = 0,9656

Assimilação líquida

Posição da folha no ramo

Ass

imil

ação

líqu

ida

tota

l da

folh

a (µ

mol

m-2 s

-1)

0

20

40

60

80

100

120

140

160

TT = -3,159 PF2 + 45,04173 PF - 23,173r2 = 0,9789

Taxa de transpiração

Taxa de transpiração (m

mol m

-2 s-1)

Figura 3. Assimilação líquida de CO2 e taxa de transpiração de uma folha de Ficus carica L.

em função da sua posição ao longo do ramo. FCA, UNESP, Botucatu, SP, Março de 2007.

39

4.2. Enriquecimento relativo natural da razão 13C/ 12C em figueiras

Um indicador do processo de assimilação de carbono como um todo é

a razão isotópica entre 13C e 12C na matéria seca das plantas, registrada em partes por mil

tendo por referência um padrão. Segundo Larcher (2000), atualmente o 13CO2 está sendo

encontrado em uma concentração de aproximadamente 1,1% em relação ao 12CO2 na

atmosfera. A ocorrência do 13C na massa vegetal é baixa, porque durante a carboxilação o 12C

é favorecido pelas enzimas. A Rubisco favorece mais fortemente o 12C, discriminando mais o 13C, quando comparada com a PEP-carboxilase (–28‰ e –9‰, respectivamente), comparando

enzimas de plantas C3 e C4.

Os ramos considerados neste estudo de variação natural foram

originados da mesma seção podada (com 5 resíduos de poda). O ramo 1 possuía 1,42 m de

comprimento e 35 nós, enquanto o ramo 2 tinha 1,52 m e 38 nós.

As partes novas dos ramos apresentaram valores isotópicos médios de

-28,18‰; -28,23‰ e -28,40‰, indicando valores superiores de δ13C nas folhas recém abertas,

gema apical e frutos (Tabela 3). As folhas dos nós em que haviam frutos formados

apresentaram menores valores isotópicos naturais, mostrando que existe uma discriminação do 13C destas folhas para a formação dos tecidos de reserva destes frutos.

A diferença dos valores isotópicos entre os ramos não foi significativa,

contudo o ramo 02 apresentou constituintes com valores isotópicos (-29,28 ‰), levemente

inferiores quando comparados com o ramo 01 (-28,98‰), sugerindo uma leve diluição

isotópica devido às diferentes idades fenológicas existente entre os ramos. Por conseguinte, no

ramo 02, os frutos apresentaram maiores valores de δ13C (-28,40‰) que as brotações (-29,98),

mostrando as tendências da diluição isotópica entre os drenos da planta.

Considerando que a planta estudada possuía 07 anos de idade, ou seja,

uma planta ainda jovem, visto que as figueiras podem chegar a 30 anos de idade com

produção satisfatória, foi observado um pequeno gradiente da distribuição natural do valor

δ13C, com tendência a aumento nos tecidos lenhosos novos, como a parte apical do ramo e as

radicelas, todavia, nos tecidos mais velhos da planta foi verificado a predominância do 12C.

(Tabela 4). Contudo, o valor isotópico médio -28,94 ± 0,35‰ verificado para os resíduos

40

poda, diferiu dessa tendência, pelo fato do agrupamento equivaler a resíduos de tecidos

vegetais de 5 anos de poda sucessivos.

Tabela 3. Distribuição natural dos valores de δ 13C nas partes vegetativas dos ramos da

figueira ‘Roxo de Valinhos’. FCA/UNESP, Botucatu-SP, 2008.

Ramo 1 Ramo 2 Partição da

planta

Posição no ramo

Número de

constituintes

δ13C

Médio Desvio Padrão

Número de

constituintes

δ13C


Meristema apical AP** 1 -28,62 - 1 -28,23 - FRA* AP 2 -28,18 0,08 2 -28,63 0,02 Folhas AP 8 -29,23 0,18 12 -29,15 0,17 Folhas MED** 12 -29,62 0,52 9 -29,92 0,39 Folhas MED/BA 8 -29,87 0,33 6 -30,41 0,15 Frutos MED 7 -28,40 0,14 4 -28,61 0,12 Brotações AP/MED - - - 3 -29,98 0,20 Média -28,98 ± 0,69 -29,28 ± 0,85

* FRA: folha recém aberta; ** Posição no ramo – AP: apical; MED: mediana; BA: basal.

Tabela 4. Distribuição natural do valor δ13C nas partes lenhosas da figueira ‘Roxo de

Valinhos’. FCA/UNESP, Botucatu-SP, 2008.

Parte da planta

Número de constituintes

δ13C


Ramo - parte apical 2 -29,08 0,35 Ramo – parte mediana 2 -29,14 0,13 Ramo – parte basal 2 -29,43 0,41 Resíduo de poda 5 -28,94 0,35 Caule 2 -29,45 0,05 Raiz Primária 1 -29,48 - Raiz Secundária 3 -29,29 0,15 Raiz Terciária 3 -29,12 0,08 Radicelas 1 -29,09 - Média total -29,22 0,19

41

Não foram verificadas diferenças entre, os valores de δ13C das partes

vegetativas (Tabela 03) e lenhosas (Tabela 04), apresentando uma média geral de -29,13 ±

0,46‰. Por esse motivo, o intervalo de confiança, calculado para determinar o valor limite

inferior, para o valor do enriquecimento relativo da razão 13C/12C, das distintas partes será o

mesmo.

O limite mínimo do δ13C foi determinado pela equação:

Lm = Média do δ13C – IC

em que: Lm – é o valor limite mínimo do δ13C; IC – é o valor do

intervalo de confiança, ao nível de 1% de probabilidade.

O valor de Lm obtido, foi:

Lm = -29,13‰ - (-0,88‰) = -28,25‰

Como a precisão do espectrômetro de massa 13CO2 utilizado, é de

±0,2‰, o limite mínimo determinado de δ13C seria de -28,25‰ - (0,2‰) = -28,05‰. Porém,

como o menor valor do enriquecimento natural de δ13C obtido, nas determinações das

amostras avaliadas no experimento, foi de -28,12‰ (não apresentado nas tabelas por ser valor

absoluto de uma amostra), portanto 0,13‰ inferior ao limite mínimo calculado, o limite

mínimo de δ‰13C, PDB considerado, para uma maior segurança na identificação do

enriquecimento em 13C, será: -28,05‰ – (- 0,13‰) = -27,92‰. Dessa forma, o valor do limite

mínimo será o novo padrão para a determinação do enriquecimento ou não das amostras em 13C, permitindo inferir que, amostras que apresentam valores maiores que -27,92‰, indicam

estarem mais ricas em 13C que o padrão, sendo este enriquecimento reflexo da translocação e

alocação dos fotoassimilados enriquecidos em 13C produzidos pelas folhas marcadas,

indicando que essas amostras são consideradas drenos para a folha fonte marcada (alimentada

com 13CO2).

Na régua isotópica (Figura 4), estes dados podem ser mais facilmente

visualizados, a partir de que valores de δ13C as amostras podem ser consideradas ricas em 13C.

42

Figura 4. Régua isotópica, apresentando os sentidos de enriquecimento em 13C, em relação ao

padrão numérico Lm, onde Xi representa as amostras comparadas ao padrão Lm.

Em uma caracterização geral das figueiras, verificou-se que as raízes

primárias apresentaram os maiores valores médios de massa seca 270,5 g, representando 38%

de toda a massa seca da planta e, por conseguinte, 36% do carbono total encontrado em uma

figueira de 7 anos de idade. Os órgãos em crescimento foram os que arraigaram os menores

valores médios de massa seca e carbono total, onde as partições seguem ordem crescente de

armazenamento de carbono total de: gema apical < frutos < radicelas < brotações < folhas

novas, quando verificadas suas quantidades na planta como um todo (Tabela 5).

O sistema radicular da figueira representa 55,68% da distribuição total

de carbono da planta, ou seja, praticamente, acima de 50% do CO2 assimilado pela planta

através das trocas gasosas, foi alocado para o crescimento e manutenção do sistema radicular,

enquanto que os órgãos de sustentação da planta (resíduos de podas, ramos e caule),

representam juntos 42,5 %.

Em contrapartida, a massa vegetativa representa apenas 3,21% e

2,67% de toda massa seca e carbono assimilado pela planta, sendo as folhas os órgãos

vegetativos onde ocorre a maior demanda de carbono. As folhas da figueira pelos dados de

massa seca apresentados convertem uma elevada quantidade de CO2 atmosférico em lenho

(esqueleto de carbono), visto que são pelas folhas que ocorre a entrada do CO2 substrato das

enzimas que atuam na fotossíntese.

43

Tabela 5. Distribuição natural de massa seca e carbono total em figueiras ‘Roxo de Valinhos’.

FCA/UNESP, Botucatu-SP, 2008.

Massa seca (g) Carbono total (g) Distribuição (%) Partição

Média* Desvio Média* Desvio Massa seca** Carbono total Gema apical 0,14 e 0,05 0,056 d 0,02 0,02 0,02 Folhas novas 2,08 e 0,15 0,83 d 0,09 0,29 0,23 Folhas adultas 17,63 d 0,28 7,39 c 0,12 2,49 2,08 Frutos 1,30 e 0,20 0,55 d 0,09 0,18 0,16 Brotações 1,65 e 1,07 0,65 d 0,40 0,23 0,18 Ramo 50,94 cd 5,18 25,44 bc 2,39 7,19 7,16 Resíduos de poda 41,84 cd 20,85 24,57 bc 2,09 5,91 6,91 Caule 208,45 b 100,59 98,05 ab 46,81 29,44 27,58 Raízes primárias 270,51 a 93,00 128,11 a 58,74 38,21 36,04 Raízes secundárias 94,73 c 40,71 42,83 b 18,11 13,38 12,05 Raízes terciárias 17,23 d 6,78 26,27 bc 2,04 2,43 7,39 Radicelas 1,48 e 0,82 0,73 d 0,40 0,21 0,20

Total 707,97 - 355,47 - 100 100 *Médias seguidas da mesma letra na coluna não diferem pelo Teste de Tukey a 5% de probabilidade. **Média de 4 plantas, com 4 ramos cada.

A relação existente entre a massa seca de qualquer partição da figueira

com o carbono total foi altamente significativa, visto que em média a cada 100g de massa

seca, são esperadas 46,8 g de carbono total da planta como um todo. Analisando cada partição

em particular, não foram encontradas relações diferentes da apresentada na Figura 5.

0 50 100 150 200 250 300 350 400 450 5000

50

100

150

200

250

CT = 0,4682 MS

r2 = 0,9989n = 225

Car

bono

tota

l (g)

Massa seca (g) Figura 5. Relação existente entre massa seca de uma dada partição e o carbono total existente.

FCA/UNESP, Botucatu-SP, 2008.

44

4.3. Partição de Fotoassimilados em função dos drenos

Os dados morfológicos das plantas, como comprimento dos ramos,

número de folhas, número de entrenós, número de brotações por ramos e número de frutos do

experimento fonte-dreno revelam a proximidade morfológica das plantas escolhidas para o

enriquecimento, não havendo diferenças estatísticas para os parâmetros de número de folhas

por ramo, comprimento do ramo e número de frutos por planta (Tabela 6), permitindo

evidenciar a resposta fisiológica das plantas, em função do dreno presente, ou seja, é a

proximidade destes parâmetros morfológicos nas diferentes plantas que nos garantem que a

resposta da translocação com o uso do 13C é devido ao dreno em questão e não a fatores

genéticos ou ambientais. Contudo, a diferença observada no número de brotações e ausência

de frutos em duas plantas caracteriza os tratamentos adotados.

Tabela 6. Dados morfológicos médios das plantas alimentadas com Carbono-13, no

experimento fonte-dreno. FCA/UNESP, Botucatu-SP, 2008.

Tratamento Nº

Folhas Comprimento do ramo (cm)

Número de entrenós

Número de brotações

Número de frutos

Planta com brotações e frutos 6,8 a 124,5 a 46,8 a 3,0 a 0,3 a Planta com frutos 6,3 a 99,4 a 45,0 ab 0,0 b 1,3 a Planta com brotações 7,0 a 99,0 a 37,3 b 1,8 ab 0,0 a Planta sem drenos 6,8 a 104,0 a 43,8 ab 0,0 b 0,0 a

CV (%) 8,9 14,7 9,8 33,6 10,8 *Médias seguidas da mesma letra na coluna não diferem pelo Teste de Tukey a 5% de probabilidade.

A temperatura é um dos fatores externos de maior importância

relacionada à fotossíntese, pois as enzimas participantes desse processo necessitam de faixas

de temperaturas específicas para o seu funcionamento, para Larcher (2000), essa faixa para as

plantas C3, onde ocorre a aumento da abertura estomática situa-se entre 15 e 35 ºC.

As plantas foram enriquecidas na transição entre o verão e o outono de

2008, sendo a planta com presença de frutos e brotos e a planta apenas com frutos

enriquecidas no dia 17/03, enquanto que a planta apenas com brotações e a planta sem drenos

45

foram enriquecidas no dia 16/03. Ambos os enriquecimentos ocorreram entre as 09:00 e 11:00

horas. Os dados de temperatura do ar e radiação solar global, medidas a cada 15 minutos, no

ambiente externo à câmara de enriquecimento são apresentados na Figura 6.

Foram observadas variações de temperatura dentro da câmara de

enriquecimento em relação ao ambiente externo, todavia, estas variações não impediram a

assimilação de CO2 e do carbono marcado. Para a planta apenas com brotações, houve um

incremento de 4,5 ºC, do momento inicial ao final do enriquecimento dentro da câmara, e em

relação à temperatura externa em média a temperatura dentro da câmara foi 3,5 ºC superior.

Para a planta sem drenos foi verificado um aumento de 6,5º C entre o inicio e fim do

enriquecimento dentro da câmara, sendo em média a temperatura dentro da câmara 6,9 ºC

superior a temperatura ambiente. Neste último caso, a média de temperatura dentro da câmara

foi de 26,8 ºC, corroborando com dados supracitados por Larcher (2000). Essa diferença no

incremento de temperatura dentro da câmara de 2,4 ºC entre os dois enriquecimentos são

justificados pelo aumento da radiação solar global na parte final do enriquecimento da planta

sem drenos, observado na Figura 6b.

No tratamento onde os drenos foram os frutos, ocorreu um aumento de

2,5 ºC entre o inicio e o final do enriquecimento dentro da câmara, sendo em média a

temperatura dentro da câmara 2,3 ºC superior a temperatura externa. Já para a planta com

brotações e frutos, houve um aumento de 3,0 ºC do inicio ao fim do enriquecimento dentro da

câmara. Em média a temperatura dentro da câmara foi 6,8 ºC superior a temperatura ambiente

(26,5 ºC), causada pelo aumento instantâneo da radiação solar global ao final do

enriquecimento (aproximadamente 0,4 W m-2).

A exposição de plantas jovens à luz solar plena pode levar ao aumento

significativo na temperatura foliar que, eventualmente, causa quedas drásticas no potencial

hídrico da folha e intensifica os efeitos da fotoinibição (VALLADARES e PEARCY, 1997).

As temperaturas consideradas moderadamente altas (35 a 42°C) podem causar danos diretos

ao aparato fotossintético (WISE et al., 2004), por provocar mudanças na membrana do

tilacóide e alterar as propriedades físico-químicas, e também a organização funcional dessas

estruturas celulares (BERRY e BJÖRKMAN, 1980). Em elevadas temperaturas, a taxa

máxima de assimilação de carbono pode ser inibida por diminuir a condutância estomática

46

(LAW e CRAFTS-BRANDNER, 1999). Além disso, altas temperaturas podem levar ao

aumento da respiração mitocondrial e da fotorrespiração.

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24

16

18

20

22

24 16/03/2008 17/03/2008

Tem

pera

tura

(ºC

)

Tempo (horas)

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0 16/03/2008 17/03/2008

Rad

iaçã

o so

lar

glob

al (W

m-2)

Tempo (horas) Figura 6. Valores instantâneos de temperatura (a) e radiação solar global (b) coletados nos

dias 16 e 17 de março de 2008. Fonte: Departamento de Recursos Naturais – FCA/ UNESP,

Botucatu/SP.

Os valores positivos encontrados no ramo em que a folha adulta foi

enriquecida com 13C (Tabela 7) indicam que o ápice meristemático da planta sem drenos é o

principal local de demanda de fotoassimilados da planta como um todo. Nesse sentido, pode-

Horário de enriquecimento


(A)

(B)

47

se dizer que mesmo durante a fase reprodutiva a planta não cessa o seu crescimento, pois os

carboidratos tornaram-se substratos universais para a respiração e o ponto de partida para

diferentes biossínteses.

Tabela 7. Valores de δ13C na partição de fotoassimilados em figueiras ‘Roxo de Valinhos’ sem

a presença de drenos. FCA/UNESP, Botucatu-SP, 2008.

Partição Ramo 1 Ramo 2 Ramo 3 Ramo 4 Parte vegetativa

Gema Apical 118,3 -28,84 -28,4 -28,31 FNP* 68,21 -28,95 -29,61 -28,89 FNM** -25,88 -30,11 -29,49 -30,43 F3 -28,76 -29,7 -29,24 -29,54 F4 132,16 -29,64 -28,61 -28,61 F5 -29,01 -29,57 -29,52 -28,55 F6 -28,56 -29,00 -28,88 -28,56 F7 -28,37 - -29,02 -28,09

Parte lenhosa Ramo - parte apical -21,83 -28,47 -28,50 -28,36 Ramo - parte mediana -24,63 -28,52 -28,66 -28,56 Ramo - parte basal -26,45 -28,75 -28,61 -28,47 Resíduo de poda -28,26 - -28,57 - Caule -28,42 - - - Raiz Primária -28,03 - - - Raiz Secundária -28,26 - - - Raiz Terciária -28,26 - - - Radicelas -16,5 - - - *FNP-Folha nova pequena; ** FNM- Folha nova média.

Outra consideração importante, é que houve variação do

enriquecimento relativo de δ13C apenas no ramo que continha a folha enriquecida e nas

radicelas, mostrando a tendência de translocação realizada pela planta dos fotoassimilados

produzidos por um ramo não serem alocados em outro ramo, independente de pertencerem ao

mesmo resíduo de poda ou não. Nos demais ramos (2, 3 e 4), em todas as partições estudadas,

de acordo com a régua isotópica (Figura 4) não houve enriquecimento relativo.

O maior enriquecimento da parte lenhosa foi encontrado no sistema

radicular, mais especificamente nas radicelas (Figura 7), que são órgãos de reserva da planta.

Conforme constatato por Matsuura et al. (2001) através da técnica isotópica, com a exposição

48

de folhas de Ficus carica L. 'Masui Daufine', expostas a 13CO2 em outubro, que mostraram 13C-fotossintatos armazenados durante o período de dormência e remobilizados na primavera

seguinte. O excesso de átomos % 13C durante o período de dormência foi elevado nas raízes

que apresentavam o menor diâmetro, decrescendo seguidamente por raízes finas, raízes de

tamanho intermediário (médio), raízes com maior diâmetro, tronco, ramos de dois anos de

idade e ramos de um ano de idade.

Figura 7. Valores de enriquecimento relativo de δ13C em figueiras ‘Roxo de Valinhos’ sem a

presença de drenos, sendo a 4ª folha alimentada. FCA/UNESP, Botucatu-SP, 2008.

AP: parte apical do ramo MD: parte mediana do ramo BA: parte basal do ramo RP1 e RP2: resíduos de poda RP: raiz primária RS: raiz secundária RT: raiz terciária Rd: radicelas

118,30 -28,84 -28,40 -28,31

68,21* -28,95* -29,61* -28,89*

-25,88** -30,11** -29,49** -30,43**

-28,76 -29,64 -28,61 -28,61

132,16 -29,70 -29,24 -29,54

-29,01 -29,57 -29,52 -28,55

-28,56 -29,00 -28,88 -28,56

-28,37 -29,02 -28,09

AP: -21,83 MD: -24,63 BA: -26,45

AP: -28,50 MD: -28,66 BA: -28,61

AP: -28,36 MD: -28,56 BA: -28,47

AP: -28,47 MD: -28,52 BA: -28,75

RP1: -28,26 RP2: -28,57 Caule -28,42

RP: -28,03 RS: -28,26 RT: -28,26 Rd: -16,50

49

Fica evidente que a alocação de fotoassimilados em plantas onde não

existem órgãos drenos acontece para todas as partes da planta, possibilitando a esta, o estoque

de reservas em órgãos lenhosos como ramos e raízes. Tendo o amido e a sacarose como

fotossintatos de grande importância acumulados pelas plantas, sendo o primeiro o carboidrato

de reserva mais abundante e, encontrado em folhas, diferentes tipos de hastes e raízes, flores,

frutos e sementes, utilizado como fonte de energia durante períodos de dormência, estresse ou

início de crescimento (LAPOINTE, 1998).

Observa-se que na planta onde os drenos são as brotações, que as

partições mantiveram o mesmo padrão de distribuição ao longo da planta, ou seja, o marcador

que entra na forma de CO2 é visto apenas no ramo que possuía a 4ª folha enriquecida (Tabela

8). A brotação presente neste ramo apresentou valores isotópicos que a caracterizou como

enriquecida, contudo nota-se que houve uma grande diluição isotópica na presença das demais

brotações da planta, pois a mesma quantia de carbono-13 foi aplicada nas quatro plantas

estudadas, e nesta planta em particular, menores valores isotópicos foram constatados.

Neste tratamento ocorreu uma mudança da relação fonte e dreno, visto

que na presença de um maior número de brotações, a alocação de fotoassimilados para o

sistema radicular ficou prejudicada, não sendo evidenciado em nenhuma parte lenhosa da

planta sinais de enriquecimento relativo com carbono-13. Segundo Foyer e Galtier (1996), este

fenômeno pode ser influenciado por características morfológicas e fisiológicas da fonte

(órgãos fotossintetizantes) e do dreno (órgãos consumidores dos metabólicos fotossintetizados,

principalmente carboidratos). Toda a produção de fitomassa depende da atividade

fotossintética da fonte, porém a assimilação do CO2 é apenas um dos muitos fatores que

influenciam o crescimento e desenvolvimento vegetal.

Apesar da grande demanda de fotoassimilados gerada pelas brotações

presentes na planta, o padrão de alocação de fotoassimilados para o ápice meristemático foi

mantido, contudo foram verificadas menores quantidades de 13C quando comparadas com a

planta sem drenos. Nos tecidos fotossinteticamente ativos, como folhas maduras, a produção

de carboidrato é maior do que a necessidade para manutenção do seu metabolismo e

crescimento, desta forma, exportam excedentes, na forma de sacarose, para tecidos que são

fotossinteticamente menos ativos ou inativos, como folhas jovens , raízes cachos ou ramos

(DANTAS et al., 2007).

50

Tabela 8. Valores de δ13C na partição de fotoassimilados em figueiras ‘Roxo de Valinhos’

com apenas brotações como drenos. FCA/UNESP, Botucatu-SP, 2008.


Gema Apical 9,17 -28,46 -27,86 -28,17 FNP* 52,57 -28,96 -27,63 -28,35 FNM** -6,41 -29,07 -29,11 -28,73 F3 -29,22 -29,71 -28,46 -29,23 F4 55,94 -28,89 -28,61 -28,51 F5 -28,83 -29,13 -28,55 -28,73 F6 -28,98 - -28,56 -28,76 F7 -28,68 - -28,09 - F8 -28,64 - - - Broto 1 -18,76 - -29,83 -29,84 Broto 2 - - -29,91 -29,69 Broto 3 - - -30,30 -29,32 Broto 4 - - -29,78 -29,07

Parte lenhosa Ramo - parte apical -19,00 -28,55 -28,38 -28,27 Ramo - parte mediana -25,37 -28,66 -28,57 -28,54 Ramo - parte basal -26,65 -28,57 -28,42 -28,82 Resíduo de poda -27,50 - -28,53 - Caule -28,26 - - - Raiz Primária -28,06 - - - Raiz Secundária -28,25 - - - Raiz Terciária -28,17 - - - Radicelas -26,92 - - -

*FNP-Folha nova pequena; ** FNM- Folha nova média.

Fazendo-se uma análise da localização do dreno (Figura 8), os valores

positivos podem ser vistos na parte apical do ramo (gema apical e folhas novas). A brotação

com uma massa seca de 0,33 gramas e 15 mm de comprimento, que se encontrava no nó 15 do

mesmo ramo, também apresentou valor isotópico caracterizado como enriquecido, entretanto

com intensidade menor quando comparada com o ápice meristemático do ramo.

Para Coll et al. (2001), entre os fatores que definem a força do dreno,

se destacam: a proximidade, normalmente as fontes translocam nutrientes para os drenos que

estão mais próximos delas. Uma conseqüência prática disso é que folhas que sombreiam

outras folhas mais próximas dos drenos de interesse devem ser eliminadas. Isso ocorre em

videira, onde as folhas próximas aos cachos são as responsáveis pela qualidade dos frutos.

51

Como critério geral, as folhas da porção superior da planta costumam translocar nutrientes

para as folhas novas e caules em crescimento e as folhas da porção basal tendem a exportar

para o sistema radicular; o desenvolvimento, durante a fase vegetativa os maiores drenos são

raízes e ápices caulinares e na fase reprodutiva os frutos se tornam dominantes; e a conexão

vascular, fontes translocam assimilados preferencialmente para drenos com os quais elas têm

conexão vascular direta. O carregamento do floema na região da fonte envolve o movimento

dos produtos dos cloroplastos nas células do mesofilo para as células do tubo crivado, esse

processo ocorre nas nervuras terminais das folhas (TAIZ e ZEIGER, 2004; ZHANG et al.

2005a).

Figura 8. Valores de enriquecimento relativo de δ13C em figueiras ‘Roxo de Valinhos’ com

apenas brotações como drenos, sendo a 4ª folha alimentada. FCA/UNESP, Botucatu-SP, 2008.

9,17 -28,46 -27,86 -28,17

52,57* -28,96* -29,63* -28,35*

-6,41** -29,07** -29,11** -28,73**

-29,22 -29,07 -28,46 -29,23

55,94 -29,71 -28,61 -28,51

-28,83 -28,89 -28,55 -28,73

-28,98 -29,13 -28,56 -28,76

-28,68 -28,09

Br1: -29,83

AP: -19,00 MD: -25,37 BA: -26,65

AP: -28,38 MD: -28,57 BA: -28,42

AP: -28,27 MD: -28,54 BA: -28,82

AP: -28,55 MD: -28,66 BA: -28,57

RP1: -27,50 RP2: -28,53 Caule -28,26

RP: -28,06 RS: -28,25 RT: -28,17 Rd: -26,92

-28,64

Br1: -18,76

Br2: -29,91 Br3: -30,30

Br4: -29,78

Br1: -29,84

Br2: -29,69

Br3: -29,32

Br4: -29,07

AP: parte apical do ramo MD: parte mediana do ramo BA: parte basal do ramo RP1 e RP2: resíduos de poda RP: raiz primária RS: raiz secundária RT: raiz terciária Rd: radicelas Br: brotações

52

Nota-se, ainda que apesar da grande diluição isotópica existente no

tratamento onde os drenos foram às brotações, as partes lenhosas do ramo (apical, mediana e

basal) ficaram levemente enriquecidos em relação ao padrão, bem como o resíduo de poda e

também as radicelas. Esse fato evidencia que apesar das brotações dos demais ramos (onde

não houve enriquecimento) contribuírem para a diluição, existe uma grande força dos órgãos

lenhosos, caracterizando claramente as partições de movimentação dos fotoassimilados e os

órgãos de reserva (radicelas). Em relação a essas brotações, provavelmente sejam suas

próprias folhas fontes que as sustentem, havendo um equilíbrio na rota de translocação da

planta, restringindo a mesma a curtas distâncias.

Os resultados do enriquecimento relativo de δ13C da planta que

apresentava frutos como dreno são apresentados na Tabela 9. Dadas as condições de estudo,

onde a mesma quantidade de 13C foi injetada na câmara de enriquecimento para as quatro

plantas e todas as plantas apresentavam o mesmo estádio fenológico, podemos considerar que,

na comparação entre os drenos frutos com os drenos brotações, os frutos se apresentaram

como drenos mais fortes do que as brotações, visto que foi observado o enriquecimento

relativo de todos os frutos presentes na planta (em dois ramos distintos, porém pertencentes ao

mesmo resíduo de poda), enquanto que apenas a brotação presente no ramo que continha a

folha enriquecida apresentou valor isotópico superior ao limite mínimo para enriquecimento

(Figura 8).

Valores isotópicos maiores podem ser vistos na parte apical, local este

que apresentava folhas jovens em desenvolvimento, portanto dreno preferencial em relação ao

fruto. Nas fontes, os mecanismos reguladores da alocação determinam as quantidades de

carbono fixado, que serão armazenadas, normalmente como amido, metabolizadas nas células

da fonte, ou imediatamente transportada para os tecidos-dreno (HOPKINS, 1995).

Houve um fracionamento isotópico do 13C nesta planta, pois foi

constatado o enriquecimento relativo dos demais ramos, principalmente nos tecidos novos

quando comparados ao valor padrão delimitado pela régua isotópica (Figura 4).

Provavelmente esse fenômeno foi causado pela renovação constante da relação 12C/13C através

da assimilação e incorporação do CO2 pelo ciclo de Calvin Benson.

Existe uma relativa competição entre os frutos drenos do ramo

marcado, pois os mesmos apresentavam o mesmo padrão de desenvolvimento, tendo o fruto 1

53

dimensões de 2,75 x 4,84 mm (diâmetros equatorial e longitudinal, respectivamente) e massa

seca de 1,22 g; o fruto 2, dimensões de 2,76 x 4,90 mm e massa seca de 1,36 g e o fruto 3,

dimensões de 2,86 x 5,37 mm e massa seca de 1,49 g). Permitindo evidenciar que a

localização do dreno interferiu na alocação do fotoassimilado, visto que o fruto 2 estava na

mesma filotaxia da 4ª folha alimentada (Figura 9).

A força de um dreno pode ser determinada através de seu tamanho

(massa total do tecido) e atividade (taxa de importação e assimilados), mas também depende

de outros fatores como, suprimento de carboidratos, presença de outros drenos e resistência ao

transporte ao longo do floema (TORPE e MINCHIM, 1996).


com frutos como drenos. FCA/UNESP, Botucatu-SP, 2008.


Gema Apical 119,51 -27,6 -28,23 -27,78 FNP* 371,19 -28,53 -28,41 -27,64 FNM** -28,85 -28,99 -29,7 -29,17 F3 -28,85 -29,78 -29,3 -28,69 F4 218,68 -29,28 -29,21 -28,97 F5 -27,79 -29,59 -28,14 -27,66 F6 -28,48 -28,38 -28,55 -28,59 F7 - -28,58 - - F8 - - - - Fruto 1 -27,00 -27,56 - - Fruto 2 -25,33 -27,74 - - Fruto 3 -27,87 - - -



54

A parte lenhosa, da planta que apresentava apenas frutos como drenos,

concentraram a maior quantidade de 13C, quando comparado com os demais tratamentos,

mantendo a tendência de armazenamento de fotoassimilados marcados nos ramos (apical e

basal), bem como no sistema radicular, tendo as radicelas como o principal órgão armazenador

de fotoassimilados da planta. Esses dados corroboram com os encontrados por Simkhada et al.

(2007) em raízes de Diopyros kaki, usando o 13C como marcador.


apenas frutos como drenos, sendo a 4ª folha alimentada. FCA/UNESP, Botucatu-SP, 2008.

119,51 -27,60 -28,23 -27,78

371,19* -28,53* -28,41* -27,64*

-28,85** -28,99** -29,70** -29,17**

-28,85 -29,78 -29,30 -28,69

218,68 -29,28 -29,21 -28,97

-27,79 -29,59 -28,14 -27,66

-28,48 -28,38 -28,55 -28,59

Fr1: -27,56

AP: -14,85 MD: -30,26 BA: -17,92

AP: -28,28 MD: -28,30 BA: -28,31

AP: -28,37 MD: -28,31 BA: -28,82

AP: -28,10 MD: -28,18 BA: -28,53

RP1: -27,57 RP2: -28,88 Caule

-28,63

RP: -27,58 RS: -28,15 RT: -28,84 Rd: -17,05

Fr1: -27,00

Fr2: -27,74 Fr2: -25,33 Fr3: -27,87

-28,58

AP: parte apical do ramo MD: parte mediana do ramo BA: parte basal do ramo RP1 e RP2: resíduos de poda RP: raiz primária RS: raiz secundária RT: raiz terciária Rd: radicelas Fr: frutos

55

Quando comparado as partes lenhosas dos tratamentos onde os drenos

foram separadamente o fruto e a brotação, constatou-se uma elevação na diluição isotópica das

plantas, pois nas partes lenhosas do tratamento brotação houve um menor acúmulo de 13C-

fotossintatos (Tabela 8), enquanto na presença de frutos houve um maior acumulo de

fotoassimilados nas partes lenhosas (Tabela 9), evidenciando que ocorreu uma maior taxa de

renovação de CO2, na massa vegetativa da planta onde existiam as brotações.

Durante o período de atividade fotossintética, o eventual excedente em

compostos fotoassimilados produzidos pela planta fica imobilizado na forma de carboidratos

insolúveis em órgãos aéreos e subterrâneos da planta, sendo, então, mobilizados

gradativamente em carboidratos solúveis durante o período de dormência. Com o fim da

dormência, essa mobilização é acelerada, sendo os carboidratos solúveis conduzidos para as

gemas em brotação que, por sua vez, formarão novos ramos e folhas; posteriormente, as flores

e os frutos são supridos, seguidos pelo câmbio, por novas gemas em formação e, finalmente,

pelos tecidos que servem como depósito de carboidratos em órgãos subterrâneos e aéreos da

planta (WARDLAW, 1990; LARCHER, 2000).

Para Herter et al. (2001), a época da mobilização dos carboidratos

presentes nos órgão lenhosos da planta está diretamente ligada aos eventos climáticos,

sobretudo à temperatura, tendo grande importância nos estudos de adaptação de frutíferas de

clima temperado. A intensidade dessa mobilização influencia, por sua vez, no

desenvolvimento fenológico da planta, como no crescimento de ramos, no florescimento e na

produção de frutos (LIU et al., 1999; LARCHER, 2000).

Na planta com a presença de brotações e frutos, o dreno preferencial

foi definido como o fruto, pelo maior valor isotópico (-23,75‰) quando comparado com os

demais valores isotópicos das brotações (Tabela 10e Figura 10). Essas informações

corroboram com os relatos de Rena e Carvalho (2003) em cafeeiro, que os frutos são drenos

preferenciais de fotoassimilados no período reprodutivo, existindo um elevado grau de

dependência do estado nutricional da planta e da relação folha e fruto.

Nos processos físicos, segundo Ducatti (2007) as pequenas diferenças

de comportamento podem conduzir ao fracionamento isotópico, uma variação nas

concentrações das várias espécies isotópicas 13C ou 12C em diferentes regiões de um sistema

físico sujeito a um determinado processo. Semelhantemente a esse fato, na planta onde os

56

drenos são os frutos e as brotações, ou seja, na presença de todos os órgãos da parte aérea da

planta, a quantidade de 13C aplicada diluiu-se com o 12C ao longo de toda a massa seca, sendo

isto evidenciado pelos baixos valores isotópicos de enriquecimento nas partes dos ramos, pois

órgãos como caule e o sistema radicular praticamente não receberam fotoassimilados

marcados com carbono-13, quando comparados com os demais tratamentos onde os valores

isotópicos no geral se mantiveram mais elevados.


com frutos e brotações como drenos. FCA/UNESP, Botucatu-SP, 2008.


Gema Apical 48,97 -28,01 -28,24 -28,92 FNP* 155,59 -28,58 -28,62 -29,14 FNM** 27,46 -26,24 -29,99 -29,42 F3 -29,69 -29,42 -29,21 -30,1 F4 111,42 -29,96 -29,4 -30,19 F5 -28,5 -29,06 -28,8 -30,31 F6 -29,33 -29,34 -29,03 -29,68 F7 -28,98 -28,98 - -29,99 F8 - - - - Fruto 1 -23,75 - - - Broto 1 -30,85 -30,4 -31,35 -30,21 Broto 2 -31,09 -30,87 -30,09 -30,29 Broto 3 - - -30,72 -30,32 Broto 4 - - -30,82 -30,82 Broto 5 - - - -29,88



57

Os diferentes ramos da planta são, provavelmente, supridos de sua

demanda de fotoassimilados pelas folhas existentes em cada ramo, ou seja, folhas de um

determinado ramo não são fontes de fotoassimilado para outro ramo onde a identificação de

um tecido como fonte ou dreno depende da direção do transporte dos assimilados. Do ponto de

vista bioquímico as plantas exibem diferentes características de fonte (ZAMSKI, 1995).


frutos e brotações como drenos, sendo a 4ª folha alimentada. FCA/UNESP, Botucatu-SP,

2008.

48.97 -28,01 -28,24 -28,92

155,59* -28,58* -28,62* -29,14*

27,46** -26,24** -29,99** -29,42**

-29,69 -29,42 -29,21 -30,10

111,42 -29,96 -29,40 -30,19

-28,50 -29,06 -28,80 -30,31

-29,33 -29,34 -29,03 -29,68

Br1: -30,40

AP: -23,54 MD: -27,26 BA: -27,18

AP: -28,83 MD: -29,11 BA: -29,09

AP: -29,00 MD: -28,59 BA: -28,69

AP: -28,76 MD: -28,71 BA: -29,15

RP1: -28,77 RP2: -27,78 Caule

-28,89

RP: -28,06 RS: -28,25 RT: -28,17 Rd: -28,71

Fr1: -23,75

Br2: -30,87 Br1: -30,85

Br2: -31,09

-28,98 -28,98

Br2: -30,09

Br1: -31,35

Br3: -30,72

Br4: -30,82

Br1: -30,21

-29,99

Br2: -30,29

Br3: -30,32

Br4: -30,82

Br5: -29,88

AP: parte apical do ramo MD: parte mediana do ramo BA: parte basal do ramo RP1 e RP2: resíduos de poda RP: raiz primária RS: raiz secundária RT: raiz terciária Rd: radicelas Fr: frutos Br: brotações

58

4.4. Partição de Fotoassimilados em função do tempo

As plantas empregadas neste estudo foram enriquecidas nos dias 11,

12 e 13 de março de 2008, sendo ambos os enriquecimentos efetuados no período matutino,

entre 08:30 e 11:00 horas. Os dados de temperatura do ar e radiação solar global, medidas a

cada 15 minutos, no ambiente externo à câmara de enriquecimento são apresentados na Figura

11.

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 2416

18

20

22

24

26

11/03/2008 12/03/2008 13/03/2008

Tem

pera

tura

do

ar (

ºC)

Tempo (horas)

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24-0,1

0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

0,8 11/03/2008 12/03/2008 13/03/2008

Rad

iaçã

o so

lar

glob

al (

W m

-2)

Tempo (horas)

Figura 11. Valores instantâneos de temperatura (a) e radiação solar global (b) coletados nos

dias 11, 12 e 13 de março de 2008. Fonte: Departamento de Recursos Naturais – FCA/

UNESP, Botucatu/SP.



(B)

(A)

59

Dentro da câmara de enriquecimento foram verificadas temperaturas

médias de 23,4; 23,4; 27,00; 27,0; 27,1; 25,1 e 22,1 ºC, durante o período em que as plantas

foram alimentadas com 13C, com uma variação de 5,0; 4,1; 3,5; 3,0; 6,0; 5,5 e 4,0 ºC entre o

início e o fim do enriquecimento, para o estudo dos tempos de translocação de 6, 24, 48, 72,

120, 168 e 360 horas após o enriquecimento, respectivamente. Em média a temperatura

dentro da câmara foi 2,9; 4,2; 4,8; 3,9; 3,7; 3,2 e 1,8 ºC superior à temperatura ambiente

externa, para os mesmos tempos de translocação acima. Já a radiação solar global variou entre

0,1 e 0,4 W m-2 durante os enriquecimentos, favorecendo essas variações de temperatura entre

as diferentes alimentações.

Plantas de clima temperado seguem padrões específicos de deposição e

uso de carboidratos por toda planta de acordo com a estação (KRAMER e KOZLOWSKI,

1979). Esses padrões são modificados segundo as espécies (LOESCHER et al.,1990).

Ás 6 horas após o enriquecimento, a partição gema apical do ramo 1,

continha o maior valor isotópico dentre todas as gemas vegetativas (Tabela 11). Como todas

as partições do mesmo ramo estavam enriquecidas, o sentido de translocação dos

fotossintatos-13 foi direcionado para as demais gemas (meristemas apicais) da planta. O

tempo de seis horas após o enriquecimento pode ser considerado como um pequeno intervalo

de tempo, porém foi suficiente para a observação da translocação na figueira cultivada com

quatro ramos nas condições brasileiras, corroborando com o encontrado por Simkhada et al.

(2007) para o caqui.

Entre 6 e 24 horas após a alimentação com o gás 13C, o sinal isotópico

decresceu 92,4% nas gemas vegetativas, evidenciando o compartilhamento dos

fotoassimilados com os demais tecidos e órgãos da figueira.

Às 48 horas depois do enriquecimento, apesar do brusco decréscimo

do sinal isotópico, ainda foi constatado que a gema apical do ramo 1 apresentava sinais de

enriquecimento.

No entanto, em 72 horas pode ser observado um novo fluxo de

demanda de fotoassimilados pela partição, havendo uma elevação do sinal em todos os ramos.

Em 120 horas o sinal ficou positivo novamente apenas no ramo 1 e caindo para -14,45 ‰ às

168 horas, com tendência a variação natural com 360 horas (-25,07 ‰). Por conseguinte, o

órgão ainda estava com um valor 10,2% mais rico em fotossintatos-13 que o limite de

60

confiança (Figura 4), exigindo para que houvesse a renovação de todos os fotoassimilados-13

uma exposição de mais 10,8 horas de assimilação do CO2 atmosférico.

As gemas apicais dos demais ramos estavam enriquecidas 6 horas após

a alimentação, no entanto, foram verificados valores próximos ao valor limite da variação

natural do restante dos intervalos de tempo estudados. Apenas a gema apical do ramo 4

recebeu novo fluxo de fotossintatos ricos em carbono-13 após 360 horas (-26,29 ‰).

Simkhada et al,. (2007), também encontraram diferenças nos padrões da partição do 13C em

direção aos órgãos de caqui com respeito ao tempo depois de alimentação.

As folhas jovens da planta foram as partições (tecidos vegetais) onde

se evidenciaram os maiores sinais isotópicos dentre todas as partições estudadas (excluindo-se

a folha alimentada), porém, após 24 horas restava apenas 28,14% do valor isotópico do

primeiro tempo estudado (6 horas). Não obstante, com 48 horas o sinal continuava em queda,

evidenciando a entrada de novas taxas de CO2 atmosférico.

Um novo fluxo de seiva foi observado após as 72 horas para as folhas

jovens, visto que estes órgãos apresentavam contínuo crescimento em detrimento a fase

reprodutiva da planta, alcançando a sinalização positiva dentro da régua isotópica com valor

de 24,25 ‰. Este sinal ainda decresceu após as 120 horas (Tabela 11), elevou-se novamente

para 7,55 ‰, às 168 horas e decaiu no tempo de 360 horas para valores negativos, contudo

ficando bem acima dos valores da variação natural da planta, permitindo identificar as folhas

jovens como órgãos ricos em fotossintatos-13 após 15 dias do enriquecimento.

As demais folhas jovens dos ramos 2, 3 e 4 se apresentaram

enriquecidas somente até 24 horas, não sendo mais evidenciado sinal de enriquecimento após

48 horas da alimentação. Com 72 horas a média do sinal isotópico destas partições era de

-27,70 ‰, valor este muito próximo do limite de confiança da variação natural do δ 13C.

Entretanto, com120 horas essas partições não estavam enriquecidas, enquanto que após 168

horas foram verificados sinas de enriquecimento próximos ao limite estabelecido pela régua

isotópica (Figura 4). Ou seja, no intervalo de 360 horas após a alimentação, as folhas jovens

em franco desenvolvimento nos ramos 2, 3 e 4 renovaram a razão 12C/13C de suas células,

voltando ao valor padrão natural.

Os valores isotópicos de δ13C em ‰ da folha fonte adulta, que estava

acima da folha fonte alimentada no ramo 1, encontraram-se levemente enriquecidas entre o

61

tempo de 6 às 48 horas após a alimentação (Tabela 11). Um novo fluxo de translocação de

fotoassimilados-13, no período entre as 72 e 360 horas após a alimentação também foi

verificado para essa partição. Contudo, o maior valor isotópico dentre os tempos após a

alimentação foi evidenciado ás 120 horas (-20,28‰), sendo que essas folhas adultas

permaneceram com presença de 13C em seus tecidos até 360 horas após a alimentação. As

demais folhas adultas dos ramos 2, 3 e 4 na mesma posição não mostraram sinais de

enriquecimento, estando seus valores sempre próximos do valor limite da variação natural em

média -27,83,-28,22 ,-29,41, -29, -29,44, -28,84, -28,67‰, respectivamente às 6, 24, 48, 72,

120, 168 e 360 horas após a alimentação da folha adulta fonte presente no nó 4.

Assim como nas demais partições o maior valor isotópico foi

observado no tempo de 6 horas na folha alimentada, sendo este o valor mais elevado

encontrado em todo o experimento e esta partição manteve-se com valores positivos ao longo

das 360 horas. Observou-se uma queda do sinal isotópico na ordem de 92,3%, no período de

24 horas após a alimentação, e o menor valor foi verificado as 72 horas (5,01 ‰) após o

enriquecimento.

Nas demais folhas fontes dos outros ramos (2, 3 e 4), não foram

verificados sinais de enriquecimento, exceto a quarta folha do ramo 2 que possivelmente pela

proximidade dos ramos, ficou enriquecida em relação ao padrão (-27,92 ‰) no tempo de 6

horas. Como são folhas fontes, houve uma elevada taxa de renovação do CO2 atmosférico.

Constatou-se que a quantidade injetada de 8,0 ml do gás contendo 13C

dentro da câmara foi suficiente para que o 13C fosse rastreado nas demais partes da planta, pois

as folhas fontes escolhidas apresentavam as maiores áreas foliares e aparatos fotossintéticos

em perfeitas condições fisiológicas. Apesar da alta especificidade da enzima Rubisco pela

forma isotópica do 12C, carbono este com menor de massa (44), a concentração de 2273, 97 ‰

de 13C não foi o suficiente para saturar a enzima.

A partição das folhas fontes posicionadas abaixo da folha alimentada

apresentaram enriquecimento relativo de fotoassimilados-13 no tempo de 6 horas, em média

-1‰ mais pobre em 13C que as folhas adultas e fontes posicionadas acima da folha alimentada,

exportando mais carboidratos que a folha do nó 3, por exemplo. Nas folhas que se

encontravam na mesma posição (quinto nó), nos demais ramos não foram observados sinais de

62

enriquecimento e as taxas de renovação de CO2 possivelmente foram altas, havendo a troca do 13C pelo 12C.

Mantendo a tendência de enriquecimento no tempo de 6 horas após a

alimentação, assim como as demais partições, a brotação apresentou valor isotópico de

-2,34‰, não sendo observado sinal de enriquecimento nos tempos compreendidos entre 24 e

72 horas. Contudo, essa partição apresentou-se rica em fotossintatos-13 ás 120 horas após

alimentação, com tendência da partição em igualar o seu valor isotópico ao da variação natural

no período das 168 às 360 horas.

O valor de enriquecimento do fruto às 6 horas foi menor do que o valor

isotópico da brotação para o mesmo tempo, entretanto os frutos ainda estavam ricos em

fotossintatos-13, nos tempos de 24, 48 e 72 horas após a alimentação, se mantendo estáveis

nos tempos de 120 e 168 horas e enriquecidos novamente após as 360 horas da alimentação.

Nas primeiras 6 horas o dreno foi considerado a brotação, pois a

mesma se encontrou 6,5 vezes mais rica em 13C que o fruto, todavia, na competição entre

drenos, os frutos foram caracterizados como drenos preferenciais, visto que ocorreram

demandas de fotoassimilados por estes órgãos ao longo das 360 horas. Teng et al. (1999),

alimentando pêra ‘Nijisseiki’ na primavera encontrou 13C em frutos, folhas e brotos novos e a

quantidade de 13C nos órgãos vegetativos das partes aéreas aumentou, enquanto a quantidade

de 13C no fruto decaiu drasticamente.

A parte superior do ramo, considerada como apical (onde se

localizava a folha alimentada – 4ª folha), mostrou elevado valor isotópico no tempo de 6

horas, valor este acima dos evidenciados para as folhas acima e abaixo da folha alimentada,

brotações e frutos. Isto se deve ao fato de que essa é uma partição de transporte dos

fotoassimilados marcados e também pela grande quantidade de partições em franco

desenvolvimento celular (gemas e folhas novas). Após 24 horas da alimentação com 13C o

valor isotópico alcançou a sinalização negativa, decrescendo até as 72 horas, com uma nova

demanda de 13C a partir das 120 horas em torno de -3,2 ‰. Todavia, permaneceu rico em 13C

em relação ao valor isotópico da variação natural após 360 horas. Não foram verificados sinais

de enriquecimento nas partes apicais dos ramos 2, 3 e 4, pois os valores de δ13C se mantiveram

próximos ou abaixo do limite de confiança caracterizado na régua isotópica.

63

A parte mediana do ramo 1 esteve 62% mais pobre em 13C, que a parte

apical do ramo 1, para o tempo de 6 horas. Foi observado um decréscimo do sinal no tempo de

24 horas, ficando estável em -26 ‰ das 48 ás 168 horas após a alimentação. Neste caso, o

fluxo de translocação foi retardado em relação a parte apical do ramo. A parte mediana dos

ramos 2, 3 e 4 não apresentaram sinal de enriquecimento em nenhum dos tempos estudados,

tendo seus valores oscilando em torno de -27,09 ‰ a -28,06 ‰, próximos do valor limite de

confiança da variação natural (-27,09 ‰).

O valor isotópico encontrado na parte basal do ramo 1 ás 6 horas

depois da alimentação com 13C, apesar de positivo (20,92 ‰), ficou 75,3% e 60,2% abaixo

dos valores encontrados na parte apical e mediana, respectivamente. Por conseguinte, a parte

basal do ramo estava mais rica em fotossintatos-13 do que a parte mediana no tempo 24 horas,

tendo sua taxa de CO2 renovada com praticamente 48 horas, pois os valores isotópicos foram

semelhantes ao da variação natural. As 72 horas, nenhum sinal de enriquecimento relativo foi

evidenciado, enquanto que às 360 horas após o enriquecimento valores que permitiam

caracterizá-lo como enriquecido, mostrando o mesmo comportamento de estabilidade

isotópica do 13C observado na parte mediana no período das 48 às 168 horas. Nos demais

ramos, essa partição apresentou a mesma tendência de não enriquecimento ao longo das 360

horas.

A quantidade de exportação de fotoassimilados depende da

composição do ramo e tipo do ápice. À distância de translocação entre ramos e conexão dos

feixes vasculares são mais simples em ramos mais jovens que em galhos mais velhos (TENG

et al., 2002), e os resultados encontrados confirmam estas declarações, como mostrado pela

alta quantidade de 13C na parte mediana e apical que são próximas ao local de exposição do 13C no ramo.

O relacionamento fonte – dreno depende do grau de exposição leve,

localização das folhas no dossel e da carga de colheita. Os novos órgãos com altas taxas de

crescimento são referidos como centros de crescimento que, governam a atividade relativa, ou

capacidade da fonte. Estes diferentes centros de crescimento podem influenciar o padrão de

assimilação e distribuição de fotoassimilados, corroborando com os maiores valores de

enriquecimento encontrados nas partições apicais no menor tempo estudado (QUINLAN e

PRESTON, 1971; QUINLAN e WEAVER, 1970).

64

Tabela 11. Valores de δ 13C nas diferentes partições vegetativas de ramos de figueira ‘Roxo de

Valinhos’ em função do tempo após enriquecimento. FCA/UNESP, Botucatu-SP, 2008.

Tempo (horas)

Partição Ramo 6 24 48 72 120 168 360 1 164,29 12,45 -16,37 -2,18 2,00 -14,45 -25,07 2 -25,93 -26,99 -28,31 -27,86 -28,27 -27,02 -27,85 3 -26,80 -28,18 -28,15 -27,85 -27,94 -27,45 -27,63

Gema apical

4 -24,21 -27,41 -28,47 -27,84 -28,25 -27,22 -26,29 1 300,65 84,64 -13,78 24,25 -8,64 7,55 -18,72 2 -26,51 -26,84 -28,90 -27,76 -29,32 -26,95 -27,53 3 -27,11 -26,76 -29,86 -27,67 -28,50 -27,90 -26,30

Folhas jovens

4 -26,51 -26,84 -28,90 -27,76 -29,32 -26,95 -27,53 1 -23,52 -27,78 -29,54 -21,64 -20,28 -23,55 -24,14 2 -27,40 -28,53 -29,25 -29,03 -29,41 -28,59 -29,19 3 -27,87 -27,55 -29,58 -28,86 -29,44 -29,16 -28,53

Folhas adultas acima da

folha marcada 4 -28,31 -28,60 -29,41 -29,15 -29,49 -28,78 -28,31 1 2273,97 175,92 33,02 5,01 15,05 18,05 21,05 2 -26,77 -28,84 -29,54 -28,99 -28,40 -28,07 -29,05 3 -28,41 -27,90 -28,64 -28,96 -29,32 -28,37 -29,11

Folha marcada

4 -28,14 -28,94 -29,29 -28,95 -29,23 -29,04 -27,88 1 -24,24 -28,29 -29,09 -28,70 -28,85 -27,44 -28,43 2 -27,60 -28,29 -29,32 -28,63 -29,32 -28,58 -28,93 3 -28,37 -27,33 -29,47 -29,31 -29,29 -28,67 -28,65

Folhas adultas abaixo da

folha marcada 4 -27,76 -28,87 -28,95 -28,95 -29,23 -28,44 -27,64

Brotações 1 -2,34 -29,21 -29,15 -28,49 -25,78 -28,15 -27,18 Frutos 1 -15,32 -24,21 -25,16 -26,80 -27,42 -27,78 -22,01

1 84,72 -13,63 -26,91 -26,92 -23,68 -23,32 -22,45 2 -27,09 -28,04 -28,62 -27,94 -28,09 -27,52 -28,13 3 -28,00 -27,78 -28,11 -28,64 -28,33 -27,97 -27,99

Parte apical

do ramo 4 -28,05 -28,09 -28,38 -28,51 -28,18 -28,01 -27,95 1 52,60 -22,56 -26,67 -26,99 -26,81 -26,90 -24,89 2 -27,63 -28,29 -28,60 -28,11 -28,16 -27,89 -28,38 3 -27,85 -27,96 -28,15 -28,51 -28,31 -28,07 -28,32

Parte mediana do ramo

4 -28,03 -28,10 -28,34 -28,37 -28,13 -27,98 -28,35 1 20,92 -18,91 -27,18 -29,60 -27,59 -27,23 -25,30 2 -27,62 -28,37 -28,72 -28,22 -28,79 -27,95 -28,38 3 -27,90 -28,50 -28,33 -28,56 -28,08 -28,44 -28,35

Parte basal

do ramo 4 -27,84 -28,73 -28,80 -28,52 -28,68 -28,24 -28,39

65

Os valores isotópicos encontrados nas partições, resíduos de poda,

caule e sistema radicular da figueira ‘Roxo de valinhos’, foram os menores evidenciados em

toda a planta para os tempos testados (Tabela 12).

Nenhuma partição apresentou valores positivos, entretanto houve sinal

de enriquecimento no resíduo de poda às 6 horas, dado pela translocação de fotoassimilados

entre os ramos, tendendo à variação natural em 24 horas, não sendo observado novo fluxo de

translocação de fotoassimilados nesta partição.

Os órgãos caule, raiz primária e secundária mantiveram seus valores

muito próximos ao da variação natural, nas primeiras 6 horas, neste mesmo tempo não sendo

observado sinal de enriquecimento nas raízes terciárias, contudo, havendo concentração de 13C

após 48 horas, estando esta partição -4 ‰ acima do valor limite da variação natural. As

radicelas foram consideradas drenos constantes ao longo das 360 horas.

Observou-se uma forte demanda de fotoassimilados pelas partes

vegetativas, pois o sinal isotópico das radicelas tornou-se mais negativo nos tempos das 72 às

168 horas (Tabela 12), voltando a concentrar 13C ás 360 horas após a alimentação. Informação

semelhante foi encontrada por Teng et al. (1999), onde de dezembro para a primavera ocorreu

uma diminuição de 13C foi nas raízes, especialmente as menores que 5 mm em comparação

com as partes aéreas. A redução da quantidade de 13C em raízes são provavelmente para os

processos de respiração e/ou para remobilização ascendente como substrato para novo

crescimento das partes aéreas.

Tabela 12. Valores de δ 13C nas diferentes partições lenhosas e no sistema radicular da figueira

‘Roxo de Valinhos’ em função do tempo após enriquecimento. FCA/UNESP, Botucatu-SP,

2008.

Tempo (horas) Partição 6 24 48 72 120 168 360

Resíduo de Poda -23,30 -27,67 -28,67 -28,75 -28,45 -28,02 -27,88 Caule -27,12 -25,27 - -29,03 -28,72 -28,70 -27,33 Raíz Primária -27,39 -26,29 - -28,05 -27,88 -28,02 -27,66 Raíz Secundária -27,95 -27,83 - -28,20 -28,02 -28,23 -27,31 Raíz Terciária -28,20 -27,66 -23,69 -28,27 -28,58 -28,22 -28,01 Radicelas -26,23 -27,80 -24,83 -27,82 -27,33 -27,07 -26,54

66

Como demonstrado acima, as partições vegetativas da figueira

enriquecida com carbono marcado apresentaram valores isotópicos distintos com o decorrer

do tempo (0 a 360 horas após o enriquecimento). A alternânica dos sítios de alocação entre

elas, após determinado intervalo de tempo, gerou resultados de enriquecimento isotópico

relativo, ou delta per mil (δ ‰) versus tempo, com perfil aproximado de uma onde quadrática,

específica para cada tecido (Jones et al., 1979). Esperou-se que a continuidade dos valores

isotópicos obtidos nas partições fossem descritos por uma função exponencial do tempo. Para

Ducatti et al. (2002), a exploração desta função exponencial abre perspectivas de novas

interpretações nestes experimentos, visando o estudo da reciclagem de carbono-13 em tecidos

vegetais.

Todos os fundamentos teóricos do desenvolvimento e aplicabilidade

do modelo exponencial delta per mil (δ ‰) versus tempo, foram apresentados por Ducatti et

al. (2002), permitindo extrair apenas as equações utilizadas nesse estudo, que relacionou a

concentração inicial e final de carbono-13 em uma partição com o tempo, conforme

apresentado na equação 02.

( ) ( )Kt

FINALINICIALFINALe ][t −δ−δ+δ=δ (eq. 02)

em que: δfinal, representa o valor de delta per mil esperado após um tempo t (em horas); δinicial,

indica o valor de delta per mil proveniente da caracterização natural da partição. A constante k

pode ser interpretada como a constante de troca isotópica com unidades de tempo-1.

Assim ocorrendo, à medida que o tempo aumenta, a concentração dos

isótopos no tecido começa a ser substituída exponencialmente, ocorrendo a troca do carbono-

13 (marcado) pelo carbono-12, dado pela discriminação natural das enzimas da planta pelo

carbono-12.

67

Na condição de metade do enriquecimento final (δf) e metade do

enriquecimento inicial (δi), pode-se obter, a partir da equação (2), o parâmetro de meia vida

(T), expressada em unidade de tempo (horas) dado pela equação (3).

( )K

2lnT = (eq. 03)

A qual será utilizada nas interpretações práticas, da diluição isotópica

nos diversos órgãos amostrados. Ducatti et al. (2002), expressa que quanto menor a meia vida

(T), maior será a taxa de renovação, ou o turnover do tecido.

Por outro lado, admitindo que o valor de δf seja maior do que o valor

de δi na equação 2, pode-se expressar o tempo necessário para a troca de 95% dos átomos (F),

como exemplo, expresso pela equação 4.

( )F1lnK

1t −−= (eq.04)

Parâmetro este, empregado nas interpretações do percentual de troca

(F) do carbono nos diversos órgãos estudados da planta em questão (Tabela 14).

De uma forma geral, a constante K fornece uma idéia da “velocidade”

do processo de eliminação ou troca do carbono-13 no tecido da partição. Como cada órgão da

planta apresenta uma demanda e uma saída de fotoassimilados peculiares, essa constante foi

diferente para cada partição estudada, assim como o valor de meia-vida também distinto para

partições diferentes na mesma planta (Figura 12 e Tabela 13).

Os autores Manetta e Benedito-Cecilio (2003), relatam que o método

de marcação isotópica, quando usado para a determinação da velocidade de processos

metabólitos em animais, fornece resultados com respeito à taxa de turnover. Um dos avanços

mais significativos realizados com este método foi a descoberta de que os componentes

macromoleculares das células e dos tecidos sofrem um processo constante de renovação

metabólica. Existe um estado de equilíbrio dinâmico no interior celular, no qual a biossíntese é

68

constante e exatamente contrabalançada por igual velocidade de degradação. Este processo de

troca metabólica, “renovação celular”, é também chamado de “lavagem celular”, ou turnover.

A função exponencial descrita pela equação 02 apresentou um ajuste

excelente para predizer a relação delta per mil de carbono-13 δ13C versus tempo nas diversas

partições vegetativas estudadas. A Figura 12 apresenta os ajustes para a gema apical e frutos

apenas do ramo que continha a folha enriquecida, permitindo inferir que a taxa de renovação

de fotoassimilados com o tempo é maior para a gema apical, comparativamente ao órgão fruto,

ou seja, a velocidade de troca dos fotoassimilados é maior na gema do que no fruto.

A expressão para a meia-vida sugere que partições que apresentam

meia-vida maior, apresentam uma “baixa velocidade” de metabolização ou incorporação de

carbono no tecido em questão, como o caso das folhas novas que apresentaram os maiores

valores de δ 13C em todo o período estudado (0 a 360 horas). As folhas enriquecidas (folha 4),

não atingiram valores negativos dentro das 360 horas estudadas, contudo pela grande

quantidade de carbono-13 assimilado pela folha e por ser a folha com maior atividade

fotossintética da figueira, apresentaram os menores tempo de meia-vida. Os drenos não se

diferenciaram quanto à taxa de turnover do carbono-13 (Tabela 13).

Por conseguinte, pode ser estabelecida a seguinte sequência de

metabolização do carbono-13 nas partições estudadas: Folhas novas > Frutos > Brotações >

Folhas Adultas > Gema Apical > Partes lenhosas do ramo > Folha marcada.

69

0 50 100 150 200 250 300 350 400

-25

0

25

50

75

100

125

150

175

200

δ 13C = -22,84 + 323,0848 e-0,09135 t

r2 = 0,99944T = 7,6h

(a)

δ 13

Car

bono

Tempo (horas)

0 50 100 150 200 250 300 350 400

-28

-26

-24

-22

-20

-18

-16

-14

δ 13C = -27,10 + 18,76447 e-0,07765 t

r2 = 0,99926T = 8,9h

(b)

δ 13

Car

bono

Tempo (horas)

Figura 12. Modelo exponencial para os isótopos estáveis do carbono em gema apical (a) e

frutos (b) de Ficus carica L., considerando apenas o ramo da folha marcada. FCA / UNESP,

Botucatu – SP, 2008.

70

Tabela 13. Valores da equação exponencial experimental (turnover) e da meia-vida do

carbono, em diferentes partições vegetativas de Ficus carica L. FCA/UNESP, Botucatu – SP,

2008.

Partição Equação experimental ajustada r² T (horas) Gema apical δ 13C = -22,48 + 323,0484 e-0,09135t 0,99944 7,6 Folhas jovens δ 13C = -18,72 + 465,1661 e-0,06267t 0,99991 11,1 Folha enriquecida δ 13C = 5336,7219 e-0,1422t 0,99986 4,9 Folhas adultas δ 13C = -28,94 + 7,5509 e-0,0826t 0,99991 8,4 Brotação δ 13C = -29,40 + 85,2482 e-0,07924t 0,99984 8,8 Frutos δ 13C = -27,10 + 18,7645 e-0,07765t 0,99926 8,9 Parte apical do ramo δ 13C = -23,07 + 242,7526 e-0,13523t 0,99991 5,1 Parte mediana do ramo δ 13C = -24,89 + 249,1967 e-0,1347t 0,99991 3,6 Parte basal do ramo δ 13C = -25,30 + 89,3867 e-0,10993t 0,99758 6,3

As equações ajustadas acima, apresentaram bom desempenho na

estimativa do carbono-13 trocado nas diferentes partições vegetativas estudadas no período de

tempo entre 6 e 360 horas, conforme apresentado na Tabela 14. Evidenciou-se que

praticamente em todas as partições, após 48 horas acima de 95% do carbono já havia sido

trocado, o que mostra a validade do experimento sobre drenos (citado no item 4.3).

Entretanto, mesmo após 360 horas, os principais drenos, como gema

apical, folhas novas e frutos apresentaram valores de δ13C que ainda caracterizavam o

enriquecimento relativo, quando comparados com o valor absoluto da caracterização natural

(-27,92 ‰) da régua isótopica (Figura 4).

71

Tabela 14. Valores estimados e mensurados de δ‰ 13C e a porcentagem de carbono-13

trocado, para as diferentes partições vegetativas de Ficus carica L. FCA/UNESP, Botucatu –

SP, 2008.

Gema apical Folhas jovens

Tempo δ

13C estimado

δ 13C

mensurado % de C trocado

δ 13C

estimado δ

13C mensurado

% de C trocado

6 163,92 164,29 42,2 300,60 300,65 31,4 T 138,52 - 50,1 213,21 - 50,1 24 13,23 12,45 88,8 84,58 84,64 77,8 48 -18,81 -16,37 98,8 4,22 -13,78 95,1 72 -22,39 -2,18 99,9 -13,63 24,25 98,9

120 -22,83 2,00 100 -18,47 -8,64 99,9 168 -22,84 -14,45 100 -18,71 7,55 100,00 360 -22,84 -25,07 100 -18,72 -18,72 100,00

Folha enriquecida Folhas adultas

Tempo δ

13C estimado

δ 13C


δ 13C

estimado δ

13C mensurado

% de C trocado

6 2273,71 2273,97 57,4 -24,34 -24,53 39,1 T 2658,68 - 50,2 -25,17 - 50,0 24 175,84 175,92 96,7 -27,90 -27,13 86,2 48 5,79 33,02 99,9 -28,80 -29,36 98,1 72 0,19 5,01 100,00 -28,92 -29,17 99,7

120 0,00 15,05 100,00 -28,94 -29,17 100,00 168 0,00 18,05 100,00 -28,94 -29,32 100,00 360 0,00 21,05 100,00 -28,94 -28,96 100,00

Frutos Brotações

Tempo δ

13C estimado

δ 13C


δ 13C

estimado δ

13C mensurado

% de C trocado

6 -15,32 -15,32 37,2 23,59 23,59 37,8 T -17,70 - 49,9 13,05 - 50,2 24 -24,19 -24,21 84,5 -16,67 -29,5 85,1 48 -26,65 -27,54 97,6 -27,50 -27,5 97,8 72 -27,03 -26,8 99,6 -29,12 -29,59 99,7

120 -27,10 -26,95 99,9 -29,39 -18,76 99,9 168 -27,10 -27,78 100,00 -29,40 -29,4 100,00 360 -27,10 -27,1 100,00 -29,40 -28,83 100,00

(T) tempo de meia-vida da respectiva partição vegetativa.

72

5. CONSIDERAÇÕES FINAIS

O uso da metodologia do carbono-13 como traçador nos estudos da

partição de fotoassimilados em plantas lenhosas apresentou resultados satisfatórios. Todavia,

como essa metodologia visa saber o comportamento ecofisiológico da planta no campo,

apresenta problemas de transpiração da folha dentro da câmara de enriquecimento, sendo

necessário, portanto, estudos posteriores que indiquem quanto tempo de exposição uma folha-

fonte resiste dentro da câmara sem prejudicar suas atividades fisiológicas e possa ser

considerada enriquecida, translocando fotoassimilados às demais partições da planta.

Quanto aos parâmetros avaliados, a continuidade de trabalhos

relacionadas ao tema, poderá mostrar a influência de práticas culturais específicas da cultura,

como as podas na figueira, no desenvolvimento dos ramos e dos órgãos reprodutivos,

indicando o direcionamento e a partição dos fotoassimilados produzidos remanescentes em um

determinado ramo podado ou que tenha sofrido desfolha. Além de evidenciar, quanto tempo

antes dessa prática, a planta começa a remobilizar carbono para os novos processos de

brotação e reconstrução do dossel, associados diretamente com a contribuição climática

durante esse processo.

Trabalhos envolvendo 13C devem ser bem objetivos, pois o uso de

apenas uma câmara de enriquecimento impede a repetibilidade instantânea na aplicação do 13C, que permitiria marcações nas mesmas condições climáticas. Uma alternativa seria a

73

utilização do carbonato de bário (Ba13CO3) como marcador aplicados em sacos plásticos,

permitindo a utilização de vários ao mesmo tempo, porém, ainda existe necessidade de estudos

quanto à densidade do plástico e o tempo de exposição da folha.

De forma geral, os elevados custos das análises podem tornar uma

dificuldade na viabilização do trabalho, principalmente quanto a repetições e delineamentos

estatísticos.

74

6. CONCLUSÕES

A figueira Roxo de Valinhos, em Botucatu/SP, foi caracterizada como

uma planta do ciclo fotossintético C3, tanto pelos valores de assimilação líquida de CO2

(14, 37 µmol m-2 s-1), quanto pelos valores isotópicos (-27,92 ‰), tendo a quarta folha como a

mais fotossinteticamente ativa e principal exportadora de fotoassimilados.

A planta por ter o seu hábito de crescimento modificado pelas podas

drásticas anuais apresenta crescimento vegetativo e fase reprodutiva concomitantes. Neste

contexto, existe uma preferência na alocação de 13C nas partes meristemáticas, seguidas pelos

órgãos reprodutivos. As folhas recém abertas, com aproximadamente 60 cm² de área foliar,

mostraram ser órgão dreno, não exportando fotoassimilados enriquecidos por elas produzidos,

independentemente da presença ou não de órgãos reprodutivos nos ramos.

A planta apresenta uma renovação do 13C dentro de 24 horas, existindo

novos ciclos de retranslocação entre 72 e 168 horas após o enriquecimento para a maioria dos

órgãos, onde estes apresentaram um tempo de meia-vida de duração do carbono-13 inferior a

11 horas.

75

7. REFERÊNCIAS ABRAHÃO, E.; CHALFUN, N. N. J.; REGINA, M. A.; ALVARENGA, A. A. Influência de diferentes tipos de poda no desenvolvimento e produção da figueira (Fícus carica L.) Roxo de Valinhos. Revista Brasileira de Fruticultura, Cruz das Almas, v. 12, n. 2, p. 27-31, 1990. ANTUNES, L. E. C.; ABRAHÃO, E.; SILVA, V. J. Caracterização da cultura da figueira no Estado de Minas Gerais. Informe Agropecuário, Belo Horizonte, v. 18, n. 188, p. 43-44, 1997. BARRIE, A.; PROSSER, S. J. Automated analysis of light-element stable isotopes by isotope ratio mass spectrometry. In: BOUTTON, T.; YAMASAKI, S. Mass spectrometry of soils. New York: Marcel Dekker, 1996. p. 01-46. BEL, V. A. J. E. Mechanism of sugar transfer. In: BAKER, N. R.; THOMAS, H. (Ed.) Crop Photosynthesis. Amsterdan: Elsevier Sciense, 1992, p. 177-211. BERNARDES, M. S. Fotossíntese no dossel das plantas cultivadas. In: CASTRO, P. R. C., FERREIRA, S. O.; YAMADA, T. (Eds). Ecofisiologia da produção agrícola. Piracicaba: Associação brasileira para pesquisa da potassa e do fosfato, 1987. p. 13-45. BERNARDES-SILVA, A. P. F.; LAJOLO, F. M.; CORDENUNZI, B. R. Evolução dos teores de amido e açúcares solúveis durante o desenvolvimento e amadurecimento de diferentes cultivares de manga. Cienc. Tecnol. Aliment., Campinas, v. 23 (supl), p. 16-20, 2003. BERRY, J.; BJÖRKMAN, O. Photosynthetic response and adaptation to temperature in higher plants. Annual Review of Plant Physiology, v. 31, p. 491-543, 1980. BIELESKI R. I. Sugars alcohols. In: LOEWUS F. A.; TANNER W. (Eds). Plant Carbohydrates, Intracellular carbohydrates. Encyclopedia of Plant Physiology, Berlim:

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UTILIZAÇÃO DO CARBONO-13 COMO MARCADOR NA … · nunca deixar que o sentimento de solidão...

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