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Ciência Veterinária nos Trópicos, Recife-PE, v. 18, n. 1 p. 32-38 - janeiro/abril, 2015

Efeito da suplementação de três concentrações de taurina ao sêmen caprino criopreservadoRafael LIMONGI de Souza¹, Robespierre Augusto Joaquim ARAÚJO SILVA², André Mariano BATISTA², Maria Madalena Pessoa GUERRA², Sildivane Valcácia SILVA¹

RESUMO

Objetivou-se avaliar o efeito da adição de diferentes concentrações de taurina ao sêmen ca-prino pós-descongelação. Utilizou-se sêmen criopreservado de caprinos Boer (n=3), onde foram descongeladas duas palhetas de cada reprodutor (37 ºC/30 s) e as amostras foram homogenei-zadas. Quatro grupos experimentais foram formados: GC= grupo controle (sêmen com adição de meio essencial mínimo); G1= sêmen + 5 mM de taurina; G2= sêmen + 25 mM de taurina; G3= sêmen + 50 mM de taurina; submetidos à avaliação de cinética espermática e integridade de membrana plasmática, acrossoma e função mitocondrial nos momentos após formação dos grupos amostrais (T0), uma (T1) e três (T3) horas pós-descongelação. Foram realizadas seis repetições. Os dados foram submetidos à análise de variância (ANOVA, One way) e teste de Tukey, com nível de significância de 5%. O GC apresentou redução (p<0,05) para os valores de motilidade total, motilidade progressiva, percentual de espermatozoides rápidos e frequência de batimento cruzado no T3, resultado não observado para os grupos tratados com taurina. Não foram observadas diferenças (p>0,05) para os demais parâmetros cinéticos e de integridade das membranas espermáticas entre os grupos tratados e o grupo controle. Mediante o exposto, conclui-se que a taurina, nas concentrações de 5, 25 e 50 mM mantem a motilidade total, moti-lidade progressiva, percentual de espermatozoides rápidos e frequência de batimento cruzado de espermatozoide caprino após três horas pós-descongelação.

P A L A V R A S - C H A V E Aminoácido; espermatozoide; motilidade

Effect on supplementation of three taurine´s concentration in cryopreserved goat sperm

ABSTRACT

This study aimed to evaluate the effect of different concentrations of taurine to post-thaw goat semen. It was used goat cryopreserved semen Boer (n=3); two pallets of each breeding animal were thawed (37 °C/30 s) and samples were homogenized. Four experimental groups were formed: CG= control group (semen with minimal essential medium); G1= semen + 5 mM taurine; G2= semen + 25 mM taurine; G3= semen + 50 mM taurine; assessed for sperm kinetics, plasma membrane and acrosome integrity, and mitochondrial function after the sam-ple groups formation: at thawing moment (T0), one (T1) and three (T3) hours post-thaw. Six replicates were performed. Data were subjected to variance analysis (ANOVA, One way) and Tukey’s test at 5% significance level. The CG decreased (p<0.05) values for total motility, pro-gressive motility, rapid sperm and beat cross frequency after T3, which was not observed in the groups treated with taurine. No observed differences (p>0.05) to other kinematic parameters and integrity of sperm membranes among the treated groups and the CG. Thus, in conclusion, the taurine at concentrations 5, 25 and 50 mM preserves total motility, progressive motility, rapid sperm and beat cross frequency of goat sperm after three hours post-thaw.

K E Y W O R D S amino acid; sperm; motility

1 Laboratório de Biotecnologia em Reprodução Animal (LABRA), Centro de Biotecnologia (CBiotec), UFPB, João Pessoa/PB.

² Laboratório de Andrologia (ANDROLAB), Departamento de Medicina Veterinária, UFRPE, Recife/PE. *E-mail: [email protected].

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Efeito da suplementação de três concentrações de taurina ao sêmen caprino criopreservado

INTRODUÇÃO

A criopreservação é uma biotécnica que permite preservar tecidos biológicos ou células, como os espermatozoides, por tempo indeterminado através da congelação a temperatura de -196 ºC. Esta biotécnica pode induzir danos letais ou subletais à célula espermática devido à mudança de temperatura (WAT-SON, 2000) e ao estresse osmótico provocado durante a conge-lação e descongelação do sêmen (PARKS e GRAHAM, 1992).

As lesões causadas pelo processo de criopreservação às estruturas que conferem motilidade e viabilidade espermá-tica também podem ser induzidas pela formação de radicais livres, entre eles estão as espécies reativas de oxigênio (ROS). O aumento de ROS no meio celular pode exceder a capacidade protetora do sistema antioxidante, provocar lesões nas estru-turas celulares e desencadear o processo de estresse oxidativo (SIKKA et al., 1995).

O sistema antioxidante participa no bloqueio da ação dos radicais livres antes que causem a lesão, ou como reparador da lesão ocorrida. Estes agentes estão presentes no plasma seminal e nos espermatozoides (BILODEAU et al., 2002), entretanto, os espermatozoides criopreservados de caprino são desprovidos de antioxidantes extracelulares, devido à retirada do plasma se-minal (NUNES, 1982), o que justifica a necessidade da adição de antioxidantes antes da congelação ou pós-descongelação.

A taurina é um aminoácido que não participa da sínte-se proteica, mas tem função na excreção de colesterol, atuan-do como neurotransmissor, osmorregulador e como potente antioxidante (HUXTABLE, 1992; BOUCKENOOGHE et al., 2006). O uso da taurina como forma de melhorar a qualidade do sêmen tem o objetivo de minimizar danos causados pela geração excessiva de radicais livres, diminuindo o ataque de ROS à membrana da célula.

Em estudos com búfalos da raça Murrah e de gado da raça Karan Fries, Kumar et al. (2013) notaram que a incorporação de taurina (50 mM) ao diluente preservou significativamente a motilidade, viabilidade e integridade das membranas espermá-ticas. Perumal et al. (2013) observaram em seus estudos, com bovinos da raça Mithun, que a inclusão de taurina (25, 50 e 100 mM) ao diluente reduziu os percentuais de espermato-zoides mortos, com alterações de cauda e anormalidades acros-sômicas, atribuindo essas melhorias à atividade antioxidante da taurina que impediu a geração excessiva de ROS. Alvarez e Storey (1983) utilizaram à taurina (0,5 mM) na criopreserva-ção de sêmen de coelhos e observaram a redução dos índices de peroxidação lipídica com melhora na taxa de motilidade espermática, e Bucak et al. (2007) observaram que a adição de taurina (25 e 50 mM) ao sêmen ovino promoveu o aumento dos níveis de vitamina E, antioxidante responsável pela preser-vação da membrana plasmática.

Diante do exposto, o objetivo deste estudo foi avaliar o efeito da adição de taurina ao sêmen caprino pós-desconge-lação.

2. MATERIAL E MÉTODOS

Exceto os especificados, todos os químicos utilizados nes-te estudo foram adquiridos da Sigma-Aldrich®, St Louis, MO, USA.

Neste trabalho foram utilizadas amostras congeladas de sêmen de reprodutores caprinos da raça Boer (n=3), obtidas em central de reprodução. Foram descongeladas duas palhetas de cada reprodutor (37 ºC/30 s) e as amostras foram homoge-neizadas para evitar variabilidade individual (BUCAK et al., 2008). Após avaliação inicial da motilidade total e progressiva por análise computadorizada de espermatozoides (CASA), o pool foi destinado à formação dos quatro grupos experimen-tais: GC= grupo controle, adição de solução salina fisiológica, sem adição de taurina [90 µL de sêmen + 100 µL de meio essen-cial mínimo (DMEM)]; G1= sêmen com 5 mM de taurina (900 µL de sêmen + 10 µL de taurina 500 mM + 90 µL de DMEM); G2= sêmen com 25 mM de taurina (900 µL de sêmen + 50 µL de taurina 500 mM + 50 µL de DMEM); G3= sêmen + 50 mM de taurina (900 µL de sêmen + 100 µL de taurina 500 mM). A solução mãe de taurina (500 mM) foi preparada em DMEM.

2.1 ANÁLISES ESPERMÁTICAS

As análises foram realizadas em três momentos: após a for-mação dos grupos amostrais (T0), uma (T1) e três (T3) horas pós-descongelação. Durante esse período as amostras ficaram incubadas na bancada com temperatura aproximada de 28 °C. Em cada momento, previamente à realização das análises, para cada um dos grupos foi realizada uma diluição (1:10 v/v) em DMEM de forma a se obter uma concentração de 20-30x106 es-permatozoides/mL. Cada avaliação foi realizada em triplicata e este experimento foi realizado seis vezes.

2.1.1 CINÉTICA ESPERMÁTICA

A cinética espermática foi analisada através do sistema computadorizado de análise espermática (CASA; Sperm Class Analyzer - SCATM software, Microptics, v. 5.1, S.L., Barcelona, Espanha). Uma alíquota (5 µL) de cada amostra foi deposita-da sobre lâmina previamente aquecida (37 ºC), coberta com lamínula e analisada por microscópio de contraste de fase (au-mento de 100x; NikonTM H5505, Eclipse 50i, Tóquio, Japão) e as imagens foram capturadas utilizando uma câmera de vídeo (Basler Vision TechnologiesTM A312FC, Ahrensburg, Alema-nha). Para cada amostra foram analisados cinco campos não consecutivos, selecionados aleatoriamente, com registro de, no mínimo, 2000 espermatozoides. Foram avaliados os seguintes parâmetros: motilidade total (MT), motilidade progressiva (MP), linearidade (LIN), retilinearidade (STR), índice de osci-lação (WOB) e percentual de espermatozoides rápidos (RAP), sendo estes expressos em porcentagem; velocidade curvilinear (VCL), velocidade em linha reta (VSL), velocidade média do percurso (VAP), expressos em micrômetros por segundos; am-plitude do deslocamento lateral da cabeça espermática (ALH), expresso em micrômetros e a frequência do batimento flagelar cruzado (BCF), expressa em Hertz. Os pontos finais da cinética

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Rafael Limongi de Souza et al.

foram mensurados com as seguintes configurações: tempera-tura de 37 ºC, taxa de frame de 25 s, contraste mínimo de 75, 25 frames adquiridos por campo, velocidade analisada entre 0 a 180 µm/s e limiar de 75% de STR.

2.1.2 INTEGRIDADE DE MEMBRANA PLASMÁTICA

Para avaliação da integridade de membrana plasmática (iMP) utilizou-se o método de coloração dupla com Diaceta-to de Carboxifluoresceína (DCF) e Iodeto de Propídeo (IP), segundo Silva et al. (2011). Alíquotas de 5,0 µL de DCF (0,46 mg/mL em DMSO) e 5,0 µL de IP (0,5 mg/mL em PBS) foram adicionadas a 30 µL de cada amostra e incubados por 10 mi-nutos a 37 ºC. Um total de 200 espermatozoides foi avaliado em microscópio de epifluorescência (Carl Zeiss, Gottingen, Alemanha), com aumento de 400x, usando filtro de emissão DBP 580-640 nm e excitação DBP 485-520 nm. Os espermato-zoides foram classificados com a membrana plasmática intacta quando fluoresceram em verde, e com membrana danificada quando fluorescidos em vermelho.

2.1.3 INTEGRIDADE DO ACROSSOMA

Para determinar a integridade acrossomal (iAC), foram confeccionados estiraços os quais foram posteriormente co-rados com Isotiocíanato de Fluoresceína conjugado a Peanut agglutinin (FITC-PNA), de acordo com a técnica descrita por Câmara et al. (2011). Uma alíquota de 20 µL da solução es-toque FITC-PNA (1 mg/mL) foi descongelada e adicionada a 480 µL de PBS para obter concentração final de 100 µg/mL. Alíquotas (20 µL) desta solução foram colocadas sobre lâminas estiradas, as quais foram incubadas por 20 minutos em câmara úmida (4 ºC), na ausência de luz. Após a incubação, as lâminas foram enxaguadas duas vezes em água miliQ refrigerada (4 ºC) e colocadas para secagem na ausência de luz. Imediatamente antes da avaliação, 5 µL de meio de montagem (4,5 mL de glicerol, 0,5 mL de PBS e 5 mg de p-phenylediamine) foi colo-cado sobre a lâmina e coberto com lamínula.

Foram avaliados 200 espermatozoides por lâmina, em microscopia de epifluorescência, com aumento de 1000x sob imersão, usando filtro de emissão LP 515 nm e BP 450-490 nm para excitação. Os gametas foram classificados como por-tadores de acrossomas intactos, quando apresentavam a região acrossomal com fluorescência verde, ou acrossomas reagidos, quando apresentavam faixa verde fluorescente na região equa-torial da cabeça espermática ou não apresentavam fluorescên-cia verde na região acrossomal.

2.1.4 FUNÇÃO MITOCONDRIAL

A função mitocondrial dos espermatozoides foi determi-nada pela utilização do fluorocromo catiônico lipofílico JC-1 (SILVA et al., 2012). Alíquotas de 5,0 µL de JC-1 (0,15 mM em DMSO) foram adicionadas a 30 µL de cada grupo experimen-tal e incubadas por 10 minutos a 37 ºC. Duzentos esperma-tozoides foram avaliados em microscopia de epifluorescência, com aumento de 400x, usando filtro de emissão LP 515 nm e

BP 450-490 nm para excitação. As células que apresentavam a peça intermediária fluorescentes em laranja foram classifica-das com alto potencial de membrana mitocondrial, enquanto aquelas fluorescentes em verde foram classificadas com baixo potencial de membrana.

2.2 ANÁLISE ESTATÍSTICA

Os dados foram avaliados pelo teste de Kolmogorov-Smir-nov para testar a normalidade da variância. Para comparações entre os tempos do mesmo tratamento e comparações entre os tratamentos em um mesmo tempo foi utilizado o teste de comparação de médias ANOVA, seguida do pós-teste de Tu-key (p≤0,05) pelo software da IBM, SPSS Statistics (versão 18.0 para Windows).

3. RESULTADOS

Os resultados dos parâmetros cinéticos foram expressos na forma de média e desvio padrão e estão apresentados em grá-ficos na figura 1, e nas tabelas 1 e 2. A motilidade espermática total (MT) e a motilidade progressiva (MP) foram superiores a 30% em todos os grupos estudados (Figura 1) sendo estas amostras aprovadas segundo o Ministério da Agricultura, Pe-cuária e Abastecimento (MAPA) para comercialização em pro-gramas de inseminação artificial (CBRA, 2013).

A análise dos parâmetros cinéticos de espermatozoides caprinos pós-descongelação constatou que a MT, MP e RAP (Figura 1) foram inferiores (p<0,05) para o grupo controle após 3h de descongelação/incubação, fato não observado para os grupos tratados com a taurina. Apesar dos grupos GC e G3 apresentarem redução (p<0,05) para o BCF (Figura 1) no T3 em relação ao T0, o G3 não diferiu dos demais grupos tratados neste momento.

O tratamento com taurina não influenciou (p>0,05) os re-sultados de VCL, VSL, VAP (Tabela 1), WOB (Tabela 2) e ALH (Figura 1). Entretanto, para a LIN e STR (Tabela 2), foi observa-do que no T1 houve redução destes valores para o G3, e ao ava-liar o T3 foi visto que esses valores foram restabelecidos. Não houve efeito (p>0,05) do tempo de descongelação/incubação ou tratamento para as variáveis iMP, iAC e aPMM (Tabela 3).

4. DISCUSSÃO

A cinética espermática obtida pela análise computadori-zada dos espermatozoides descongelados demonstrou que os parâmetros de velocidade deste experimento encontram-se na média, ou são superiores a alguns estudos com utilização de sêmen caprino criopreservado (DORADO et al., 2007; SOA-RES et al., 2011).

O comportamento pós-descongelação do sêmen sem a adição do aminoácido mostrou-se como o esperado, uma vez que espermatozoides expostos à redução de temperatura so-frem o efeito do choque térmico, causado pelo desequilíbrio iônico, com aumento dos íons cálcio, sódio e zinco e dimi-



Figura 01: Parâmetros (média ± desvio padrão) de motilidade to-tal (A), motilidade progressiva (B), percentual de espermatozoides rápidos (C), batimento flagelar cruzado (D) e amplitude lateral da cabeça (E) de espermatozoides caprinos da raça Boer pós-des-congelação, suplementados ou não com taurina, sob períodos de incubação.

GC=Grupo Controle, sem adição de antioxidante; G1=Grupo 1 (5 mM de Taurina); G2=Grupo 2 (25 mM de Taurina); G3=Grupo 3 (50 mM de Taurina). T0=Momento de avaliação após descongelação; T1=Momento de avaliação 1 hora após descongelação; T3=Momento de avaliação 3 horas após descongelação. Diferentes letras minúsculas representam diferença (p<0,05) entre os tempos em um mesmo grupo. Diferentes letras maiúsculas representam diferença (p<0,05) entre os grupos em um mesmo tempo.

VCL (µm/s) VSL (µm/s) VAP (µm/s)T0 120,57±19,04 89,95±22,84 107,13±21,66

GC T1 124,80±8,76 84,43±15,86 108,43±12,23T3 134,83±12,76 92,37±20,22 118,78±17,61

T0 126,75±10,21 92,08±15,76 112,05±12,78G1 T1 127,23±6,43 82,38±5,91 108,23±7,56

T3 132,10±7,03 87,63±19,93 114,30±13,63

T0 133,88±16,85 99,62±21,43 119,60±19,67G2 T1 128,13±16,78 87,50±27,36 110,36±24,13

T3 125,60±17,96 86,63±23,22 108,61±22,15

T0 121,92±12,60 89,75±15,76 107,36±15,71G3 T1 112,03±17,81 69,65±19,68 90,56±20,99

T3 133,50±16,68 92,40±17,92 117,95±19,30GC=Grupo Controle, sem adição de antioxidante; G1=Grupo 1 (5 mM de Taurina); G2=Grupo 2 (25 mM de Taurina); G3=Grupo 3 (50 mM de Taurina).

T0=Momento de avaliação após descongelação; T1=Momento de avaliação 1 hora após descongelação; T3=Momento de avaliação 3 horas após descongelação.

Tabela 1 - Valores médios (± desvio padrão) para velocidade curvilínea (VCL), velocidade linear progressiva (VSL) e velocidade média da trajetória (VAP) de espermatozoides de caprino Boer pós-descongelação e suplementados ou não com taurina, sob períodos de incubação



nuição dos íons potássio e magnésio, resultando na redução da motilidade do espermatozoide caprino (BEZERRA, 2010). Além do desequilíbrio iônico, o espermatozoide ainda pode sofrer alterações da osmolaridade, levando a célula espermá-tica ao processo de choque osmótico (HOLT, 2000), que pode levar a diminuição de sua motilidade. Os grupos tratados com taurina, independente das concentrações utilizadas, não apre-sentaram esta diminuição, possivelmente pela sua capacidade osmorreguladora, onde a taurina é transportada por um trans-portador específico dependente de Na+, ou seja, seu transporte corresponde a alterações iônicas além de ser sensível a outras

substâncias orgânicas, como a glicose (HUXTABLE, 1992). Ainda, Tappaz (2004) define a taurina como um osmólito or-gânico utilizado pelas células para regulação do volume celu-lar, se readequando ao desbalanceamento osmótico, evitando o desequilíbrio e suas lesões.

Verstegen et al. (2002) relataram que o aumento dos va-lores de VSL, VCL e VAP estão associados a fertilidade, onde observaram que os espermatozoides com valores elevados para estes parâmetros fertilizaram mais de 50% dos oócitos insemi-nados. O aumento do BCF e ALH, associados ao aumento do padrão do vigor, são indicadores de hiperativação espermática

LIN (%) STR (%) WOB (%)T0 73,86±7,95a 83,43±4,98a 88,38±4,37

GC T1 67,35±9,04a 77,43±6,72a 86,58±4,44T3 67,88±9,17a 77,11±6,91a 87,71±5,11

T0 72,25±7,20a 81,76±5,44a 88,22±3,30G1 T1 64,75±3,15a 76,15±1,85a 85,01±2,86

T3 65,88±10,76a 75,95±7,77a 86,25±6,42

T0 73,70±8,10a 82,66±5,53a 88,96±4,14G2 T1 66,95±12,12a 78,13±7,71a 85,15±7,53

T3 66,55±8,77a 77,16±5,78a 85,93±5,30

T0 73,30±6,44a 83,35±3,00a 87,83±5,00G3 T1 61,35±9,11b 76,25±4,37b 80,37±8,07

T3 69,70±5,66ab 79,08±3,7ab 88,03±3,60GC= Grupo Controle, sem adição de antioxidante; G1=Grupo 1 (5 mM de Taurina); G2=Grupo 2 (25 mM de Taurina); G3=Grupo 3 (50 mM de Taurina). T0=Momento de avaliação após descongelação; T1=Momento de avaliação 1 hora após descongelação; T3=Momento de avaliação 3 horas após descongelação.

Diferentes letras representam diferença (p<0,05) entre os tempos em um mesmo grupo.

iAC (%) iMP (%) aPMM (%)T0 65,58±7,27 44,00±7,11 62,32±6,21

GC T1 62,25±6,46 34,67±8,70 54,84±6,62T3 55,00±11,40 48,33±11,26 53,17±11,39

T0 52,58±14,79 38,67±5,35 60,67±10,08G1 T1 55,92±9,76 31,83±6,31 58,75±11,00

T3 49,33±7,63 38,42±10,42 51,25±12,31

T0 58,91±8,17 40,92±4,42 58,35±5,52G2 T1 56,00±7,35 34,08±8,22 58,58±6,88

T3 51,25±12,55 38,58±8,56 49,92±11,73

T0 56,58±8,15 38,92±6,41 51,58±16,44G3 T1 60,25±10,10 35,73±8,80 58,83±6,18

T3 48,42±14,62 42,90±6,90 54,18±13,09

GC= Grupo Controle, sem adição de antioxidante; G1=Grupo 1 (5 mM de Taurina); G2=Grupo 2 (25 mM de Taurina); G3=Grupo 3 (50 mM de Taurina). T0=Momento de avaliação após descongelação; T1=Momento de avaliação 1 hora após descongelação; T3=Momento de avaliação 3 horas após descongelação.

Tabela 2: Percentual (média ± desvio padrão) de linearidade (LIN), retilinearidade (STR) e índice de oscilação (WOB) de espermatozoide de caprinos Boer pós-descongelação e suplementados ou não com taurina, sob períodos de incubação

Tabela 3: Percentual (média ± desvio padrão) de integridade do acrossoma (iAC), integridade da membrana plasmática (iMP) e alto potencial de membrana mitocondrial (aPMM) de espermatozoides caprinos Boer pós-descongelação, suplementados ou não com taurina, sob períodos de incubação



(MORTIMER e MORTIMER, 1990) e aumento dos índices de fertilidade. Valores elevados de BCF e LIN implicam na melhor migração e penetração do espermatozoide no muco cervical (MORTIMER, 2000). Entretanto, o GC no momento três horas pós-descongelação, apresentou diminuição dos seus valores para o BCF, fator este que implicaria na sua menor efi-ciência de migração no muco cervical. O G3, mesmo sofrendo redução do BCF no T3 em relação aos demais tratamentos, ainda preservou este parâmetro quando comparado ao GC. As amostras descongeladas apresentam bons níveis de capaci-dade de penetração cervical quando analisado os valores da LIN, com percentuais superiores a 50% em todos os grupos, entretanto, a ALH que é uma variável importante para deter-minação da boa capacidade penetrante do espermatozoide, teve seus valores menores que os descritos por Cox et al. (2006) para espécie caprina.

Os efeitos protetores da taurina, evidenciados pela pre-servação da MT, MP, RAP e BCF, também podem estar rela-cionados ao mecanismo antioxidante deste aminoácido, uma vez que a taurina reage com o ânion superóxido, tendo função scavenger1, protegendo a célula espermática dos efeitos deleté-rios de algumas espécies reativas de oxigênio, além de evitar a perda da atividade enzimática da superóxido dismutase (OLI-VEIRA et al., 2010).

Os dados de preservação da motilidade espermática com o uso da taurina obtidos neste estudo corroboram com os resul-tados positivos para motilidade espermática nos experimentos de Bucak et al. (2007) e Kumar et al. (2013), que testaram a taurina na concentração de 50 mM em sêmen de carneiro e sêmen de búfalo, respectivamente. Ainda, Perumal et al. (2013) e Atessahin et al. (2008), utilizando sêmen bovino com 25 e 50 mM, e sêmen caprino com 25 mM de taurina, respectivamente, atribuíram a boa qualidade dos parâmetros cinéticos do sêmen devido ao aumento da atividade de enzimas antioxidantes nas células espermáticas, como a glutationa peroxidase (GSH-PX) e Vitamina A, impedindo a geração excessiva dos radicais li-vres e minimizando injúrias provocadas por estes, concordan-do com o descrito por Bucak et al. (2007), onde relatam que a taurina mantém a integridade e normalidade do acrossoma, estabilizando a membrana plasmática e melhora a motilidade espermática devido a atividade antioxidante da taurina.

Além do seu potencial osmorregulador e função antioxi-dante, a taurina pode ter preservado as características móveis do espermatozoide neste experimento devido a sua função es-timuladora da glicólise e moduladora da atividade Na+/K+-A-TPase (HUXTABLE, 1992; IJAZ e DUCHARME, 1995), onde a combinação desses efeitos faz com que a célula espermática preserve a sua motilidade modulando seu aporte energético. Entretanto, não foi observado aumento do aPMM dos esper-matozoides.

Neste experimento, foi observado que todos os grupos preservaram seus padrões de integridade da membrana plas-mática e acrossomal, entretanto, por mais que a integridade

1 Uma molécula scavenger é toda substância química capaz de atenuar ou dissipar os efeitos tóxicos de outra molécula. Referida como uma substância capaz de eliminar as impurezas de uma mistura.

dessas membranas sejam atributos essenciais para fertilidade do espermatozoide, a motilidade espermática, que é um pa-râmetro relacionado à capacidade fertilizante, pode diminuir mesmo que não ocorra lesões nessas estruturas (BAUMBER et al., 2000), como o observado no grupo controle deste estudo.

5. CONCLUSÃO

A adição da taurina ao sêmen caprino pós-descongelação, nas concentrações de 5, 25 e 50 mM preserva a motilidade total, motilidade progressiva, percentual de espermatozoides rápidos e o batimento flagelar cruzado de espermatozoide ca-prino após três horas de incubação.

AGRADECIMENTOS

À Pró-Reitoria de Pós-Graduação e Pesquisa (PRPG) da Universidade Federal da Paraíba (UFPB) pelo fornecimento de bolsa ao discente e por fomentar parte da pesquisa com o programa Pró-PIBIC; ao Laboratório de Andrologia (AN-DROLAB) da Universidade Federal Rural de Pernambuco (UFRPE), por fornecer o espaço e equipamentos necessários para o desenvolvimento deste trabalho.

REFERÊNCIAS

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v. 18, n. 1 p. 32-38 - janeiro/abril, 2015 - rcvt.org.br · Ciênc. vet. tróp., Recife-PE, v. 18,...

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