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UNIVERSIDADE TECNOLÓGICA FEDERAL DO PARANÁ DEPARTAMENTO DE QUÍMICA E BIOLOGIA
CURSO DE BACHARELADO EM QUÍMICA TECNOLÓGICA
CAMILA FERNANDA PADILHA FILIPE LEONARDO DOS SANTOS LEITZKE
DETERMINAÇÃO DE HORMÔNIOS SEXUAIS FEMININOS NA BACIA DO ALTO RIO IGUAÇU NA REGIÃO DE CURITIBA-PR
TRABALHO DE CONCLUSÃO DE CURSO
Curitiba 2013
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CAMILA FERNANDA PADILHA FILIPE LEONARDO DOS SANTOS LEITZKE
DETERMINAÇÃO DE HORMÔNIOS SEXUAIS FEMININOS NA BACIA DO ALTO RIO IGUAÇU NA REGIÃO DE CURITIBA-PR
Curitiba 2013
Projeto de trabalho de conclusão de curso apresentado à disciplina de TCC 2, do curso de Bacharelado em Química Tecnológica com ênfase ambiental do departamento acadêmico de Química e Biologia – DAQBI – da Universidade Tecnológica Federal do Paraná – UTFPR. Orientador: Prof. Dr. Júlio César Rodrigues de Azevedo
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TERMO DE APROVAÇÃO
CAMILA FERNANDA PADILHA
FILIPE LEONARDO DOS SANTOS LEITZE
DETERMINAÇÃO DE HORMÔNIOS SEXUAIS FEMININOS NA BACIA
DO ALTO RIO IGUAÇU NA REGIÃO DE CURITIBA-PR
Trabalho de Conclusão de Curso apresentado como requisito parcial à obtenção do
grau de BACHAREL EM QUÍMICA do Departamento Acadêmico de Química e
Biologia (DAQBi) do Câmpus Curitiba da Universidade Tecnológica Federal do
Paraná – UTFPR e APROVADO pela seguinte banca:
Membro 1 – Me. Rafael Duarte Kramer
Departamento Acadêmico de Química e Biologia (UTFPR)
Membro 2 – Profa. Dra. Erika Pereira Felix
Departamento Acadêmico de Química e Biologia (UTFPR)
Orientador - Prof. Dr. Júlio César R. de Azevedo
Departamento Acadêmico de Química e Biologia (UTFPR)
Coordenadora de Curso - Profa. Dra. Danielle Caroline Schnitzler (UTFPR)
Curitiba, 2 de outubro de 2013.
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RESUMO
PADILHA, Camila F.; LEITZKE, Filipe L. S.. Determinação de Hormônios sexuais femininos na bacia do Alto Rio Iguaçu na região de Curitiba – Pr. Trabalho de Conclusão de Curso (Bacharelado em Química Tecnológica com ênfase Ambiental) – Departamento Acadêmico de Química e Biologia – Universidade Tecnológica Federal do Paraná, Curitiba, 2013.
Devido a um aumento na quantidade de anticoncepcionais usados nas últimas décadas pelas mulheres, foi possível observar um aumento de hormônios sexuais femininos nos despejos domésticos. Esses compostos são classificados em uma nova classe de poluentes, os chamados poluentes emergentes. Esses poluentes possuem carência de dados em relação à avaliação dos seus efeitos, assim como conhecimento de suas fontes, o comportamento no ambiente e níveis tóxicos de concentração. Nesse trabalho foi determinada a concentração de hormônios sexuais femininos nas águas superficiais e sedimentos da bacia do Alto Iguaçu, assim como foi feita a análise de fósforo e nitrogênio nos locais analisados. Com o trabalho foi possível perceber a influência antrópica na região, principalmente nos rios Atuba e Belém, que apresentaram resultados significativos para os três hormônios analisados, chegando a uma concentração de 6,80 μg/L de Estradiol na coleta de junho de 2011 realizada no primeiro ponto do rio Atuba. Já no rio Belém a coleta de abril de 2011 foi a que apresentou maiores valores de hormônios, chegando a uma concentração de 5,83 μg/L de Etinilestradiol no primeiro ponto coletado, que recebe alta carga de esgotos domésticos da região. Essa influência da atividade antrópica pode ainda ser evidenciada com os resultados das análises de fósforo e nitrogênio, que apresentam altas concentrações nesses rios.
Palavras-chave: Hormônios Sexuais Femininos. Bacia do Alto Iguaçu.
Contaminantes Emergentes. Cromatografia Líquida de Alta Eficiência.
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ABSTRACT
PADILHA, Camila F.; LEITZKE, Filipe L. S.. Determination of female sex hormones in the Alto Iguaçu River Basin in the region of Curitiba- Pr. Trabalho de Conclusão de Curso (Bacharelado em Química Tecnológica com ênfase Ambiental) – Departamento Acadêmico de Química e Biologia – Universidade Tecnológica Federal do Paraná, Curitiba, 2013.
Because of an increase in the amount of contraceptives used by women in recent decades, was possible to observe an increase of female sex hormones in domestic effluents. These compounds are classified into a new class of pollutants, called emerging pollutants. These pollutants have a failure of data regarding the evaluation of its effects, as well as knowledge of their sources, environmental behavior and toxic levels of concentration. In this work was determined the concentration of female sex hormones in surface waters and sediments in the basin of Alto Iguaçu, as well as the analysis was made of phosphorus and nitrogen in the locations analyzed. With the work we could perceive the anthropogenic influence in the region, mainly in the rivers Atuba and Belém, which showed significant results for the three hormones analyzed, reaching a concentration of 6,80 μg/L of estradiol in collecting made in June 2011 in the first point at Atuba river. In Belém river, the collection at April 2011 showed the highest values of hormones, reaching a concentration of 5,83 μg/L of ethinylestradiol in the first point collected, which receives high load of domestic sewage from the region. This influence of anthropogenic activity can be further evidenced by the results of the analysis of phosphorus and nitrogen, which have high concentrations in these rivers. Keywords: Female Sex Hormones. Basin of Alto Iguaçu. Emerging Contaminants. High Performance Liquid Chromatography.
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LISTA DE FIGURAS
Figura 1: Estruturas químicas dos principais esteróides sexuais e fitoesteróides ....17
Figura 2: Representação esquemática da principal via de entrada de disruptores
endócrinos hormonais em sistemas aquáticos...........................................................20
Figura 3: Bacia do Alto Iguaçu e pontos de análise...................................................25
Figura 4: Fluxograma para preparação de amostras de água na determinação de
hormônios sexuais femininos.....................................................................................28
Figura 5: Fluxograma para preparação de amostras de sedimentos na determinação
de hormônios sexuais femininos................................................................................30
Figura 6: Cromatograma que contém a sequência de retenção dos analitos pela
coluna cromatográfica utilizada. Os três últimos picos caracterizam o E2, o EE2 e o
E1, respectivamente...................................................................................................34
Figura 7: Curva analítica utilizada para determinação dos hormônios sexuais
femininos....................................................................................................................35
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LISTA DE GRÁFICOS
Gráfico 1: Variação na concentração dos estrogênios nas sete coletas realizadas
durante o estudo nos dois pontos coletados do rio Atuba..........................................41
Gráfico 2: Variação na concentração dos estrogênios nas sete coletas realizadas
durante o estudo nos três pontos coletados do rio Barigui........................................42
Gráfico 3: Variação na concentração dos estrogênios nas sete coletas realizadas
durante o estudo nos dois pontos coletados do rio Belém.........................................43
Gráfico 4: Variação na concentração dos estrogênios nas sete coletas realizadas
durante o estudo nos dois pontos coletados do rio Iguaçu........................................44
Gráfico 5: Variação na concentração dos estrogênios nas sete coletas realizadas
durante o estudo nos três pontos coletados do rio Palmital.......................................45
Gráfico 6: Concentração dos hormônios sexuais femininos em sedimento na coleta
de abril de 2012..........................................................................................................46
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LISTA DE QUADROS
Quadro 1: Substâncias emergentes que têm sido reportadas como desreguladores
endócrinos ou com potencial de ação desreguladora................................................15
Quadro 2: Pontos monitorados no estudo..................................................................26
Quadro 3: Condições cromatográficas na determinação dos HSFs..........................31
Quadro 4: Análises físico-químicas e suas metodologias..........................................31
Quadro 5: Concentrações dos estrogênios E1, E2, e EE2 no afluente e no efluente
de ETEs, em água superficial e potável de vários países..........................................39
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LISTA DE TABELAS
Tabela 1: Características dos principais estrógenos..................................................18
Tabela 2: Quantidade média de estrógenos diariamente excretada na urina de
humano.......................................................................................................................19
Tabela 3: Limites de detecção e quantificação de HSFs do equipamento (HPLC) e
dos métodos analíticos de cada matriz......................................................................35
Tabela 4: Concentração de estradiol encontrada nos pontos analisados..................36
Tabela 5: Concentração de etinilestradiol encontrada nos pontos analisados..........37
Tabela 6: Concentração de estrona encontrada nos pontos analisados.................. 38
Tabela 7: Concentração dos hormônios sexuais femininos em sedimento na coleta
de abril de 2012..........................................................................................................46
Tabela 8: Concentração de fósforo total encontrado nas águas superficiais.............48
Tabela 9: Concentração de ortofosfato encontrado nas águas
superficiais..................................................................................................................48
Tabela 10: Concentração de nitrito encontrado nas águas superficiais.....................49
Tabela 11: Concentração nitrogênio amoniacal encontrado nas águas
superficiais..................................................................................................................50
Tabela 12: Concentração de nitrato encontrado nas águas superficiais....................50
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SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO ....................................................................................................... 11 2 JUSTIFICATIVA .................................................................................................... 13
3 OBJETIVOS .......................................................................................................... 13
3.1 OBJETIVOS ESPECÍFICOS .................................................................................. 13 4 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ................................................................................. 14
4.1 POLUENTES EMERGENTES ............................................................................... 14
4.1.1 Interferentes endócrinos ........................................................................................ 14 4.2 HORMÔNIOS ........................................................................................................ 16
4.2.1 Aporte e interações com o meio ambiente ............................................................. 18 4.2.2 Efeitos aos seres humanos e ao meio ambiente ................................................... 21
4.3 ANÁLISES CROMATOGRÁFICAS ........................................................................ 22 5 METODOLOGIA .................................................................................................... 25
5.1 CARACTERIZAÇÃO DA ÁREA DE ESTUDO ....................................................... 25 5.2 COLETA................................................................................................................. 26
5.3 ANÁLISES ............................................................................................................. 27 5.3.1 Hormônios sexuais femininos em água ................................................................. 27
5.3.2 Hormônios sexuais femininos em sedimento ......................................................... 29 5.3.3 Quantificação cromatográfica dos Hormônios sexuais femininos .......................... 30
5.3.4 Parâmetros físicos e químicos ............................................................................... 31 5.3.4.1 Nitrogênio Amoniacal ...................................................................... 31
5.3.4.2 Nitrito............................................................................................... 32 5.3.4.3 Nitrato ............................................................................................. 32
5.3.4.4 Ortofosfato ...................................................................................... 32 5.3.4.5 Fósforo total .................................................................................... 33 6 RESULTADOS E DISCUSSÃO ............................................................................. 34
6.1 HORMÔNIOS SEXUAIS FEMININOS EM ÁGUA .................................................. 34
6.2 HORMÔNIOS SEXUAIS FEMININOS EM SEDIMENTOS .................................... 46 6.3 ANÁLISES FÍSICO-QUÍMICAS .............................................................................. 47 7 CONCLUSÃO ........................................................................................................ 52 8 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ..................................................................... 53
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1 INTRODUÇÃO
Segundo a Lei Federal Nº 6938, de 31 de agosto de 1981, poluição é a
degradação da qualidade ambiental resultante de atividades que prejudiquem a
saúde, a segurança e o bem-estar da população; que criem condições adversas às
atividades sociais e econômicas; que afetem desfavoravelmente a biota, as
condições estéticas ou sanitárias do meio ambiente ou lancem matérias ou energia
em desacordo com os padrões ambientais estabelecidos.
A poluição ambiental antropogênica pode ter origem por “numerosas fontes
de produção, aplicação e resíduos, envolvendo uma multiplicidade de produtos
químicos que afetam a biosfera”. (BLASCO; PICÓ, 2009). Por isso a preocupação
com os problemas ambientais tem sido lugar comum em vários setores da sociedade
mundial. Dentre os setores afetados pela poluição, talvez o que gere maior
preocupação é o ambiente aquático, pois o aumento desordenado dos processos de
urbanização, industrialização e expansão agrícola acarretou em um crescimento
exagerado das demandas localizadas e na degradação da qualidade das águas
(RAIMUNDO, C., 2007).
A contaminação e poluição da água podem ocorrer através de fontes
pontuais ou difusas, sendo que as primeiras são mais encontradas próximas a
centros urbanos e constituem-se principalmente do despejo de esgoto doméstico e
industrial não tratado, além de serem identificadas no meio rural pelo descarte de
dejetos de animais, especialmente em áreas com confinamento (BERWANGER,
2006). Como fonte difusa cita-se basicamente a agricultura, que contribui com
nutrientes e agrotóxicos e é responsável por grande parte do impacto ambiental
incutido sobre a água (WICKHAM et al., 2008).
Os principais constituintes dos efluentes domésticos são os contaminantes
orgânicos, nutrientes e microrganismos, que podem ser patogênicos. Já a
contaminação por efluentes industriais ocorre pelas matérias-primas e processos
industriais utilizados, podendo ser uma forma complexa de poluição, devido à
natureza, concentração e volume dos resíduos produzidos (MERTEN; MINELLA,
2002).
Nos últimos anos, com o aprimoramento de técnicas analíticas que
permitiram a detecção e a quantificação de substâncias em nível traço, mais
substâncias passaram a ser detectadas nos ambientes aquáticos, bem como foram
12
descobertos diversos micropoluentes nesses ambientes, os chamados
contaminantes emergentes (GAMA, 2010). Esses contaminantes, aportados aos
compartimentos aquáticos, geralmente são oriundos de processos industriais,
agricultura e decorrentes do crescimento populacional (BLASTO; PICÓ, 2009).
Mesmo estando presentes em pequenas concentrações, os contaminantes
podem desencadear diversos efeitos sobre os sistemas em que são introduzidos.
Dentro deste grupo de compostos, os interferentes endócrinos têm sido
considerados de grande importância (REIS FILHO et al., 2006).
A legislação CONAMA vigente não estabelece limites da concentração
destes contaminantes no ambiente, já que passaram a ser detectados há poucos
anos. Atualmente, existem estudos na ocorrência, efeitos produzidos em organismos
expostos a estes contaminantes e alternativas na remoção dos mesmos do ambiente
(BOLONG et al., 2009).
Dentre os interferentes endócrinos que mais vêm recebendo atenção estão
os hormônios sexuais femininos (HSFs), devido à maior demanda de
anticoncepcionais. No Brasil este aumento está relacionado com o crescimento no
poder aquisitivo, com a maior participação da mulher no mercado de trabalho e o
controle da fertilidade (PERSHE, 2000).
Dentre os HSFs, os estrógenos são os mais preocupantes, sendo
considerados os responsáveis pela maioria dos efeitos disruptores desencadeados
pela disposição de efluentes contaminados, são extremamente ativos
biologicamente e estão relacionados à etiologia de vários tipos de cânceres. Os
estrógenos introduzidos no ambiente podem ser naturais, como 17β-estradiol (E2),
estriol (E3), estrona (E1) ou o sintético 17α-etinilestradiol (EE2), desenvolvido para
uso em terapias de reposição hormonal e métodos contraceptivos (REIS FILHO et al
2006).
13
2 JUSTIFICATIVA
O monitoramento de interferentes endócrinos como os hormônios em águas
superficiais deve ser realizado pela potencialidade desses poluentes emergentes em
afetar os humanos e o ecossistema.
O ambiente monitorado sofre influência antrópica direta, principalmente de
efluentes domésticos, que podem conter e vir a ser um aporte de hormônios sexuais
femininos constante e considerável, conforme já comentado anteriormente, sobre as
águas superficiais em ambientes urbanos. Portanto, o presente trabalho visa avaliar
se existe a presença HSFs nesses corpos hídricos em concentrações relevantes e
com potencial de interferir na saúde dos seres vivos.
3 OBJETIVOS
Determinar a concentração de 17β-estradiol, estrona e 17α-etinilestradiol,
em alguns ambientes da bacia Hidrográfica do Alto Rio Iguaçu.
3.1 OBJETIVOS ESPECÍFICOS
– Determinar alguns parâmetros físicos e químicos na água superficial da
bacia do Alto Rio Iguaçu;
– Monitorar e determinar a concentração dos HSFs nas águas superficiais e
sedimento da bacia do Alto Iguaçu, observando a variação da concentração com o
passar do tempo;
– Avaliar a qualidade das águas com base nos dados obtidos a partir das
análises realizadas.
14
4 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
4.1 POLUENTES EMERGENTES
Contaminantes naturais e sintéticos presentes em concentrações na faixa de
pgL-1 a ngL-1 apresentam um risco à saúde dos ecossistemas, pois existe uma
carência na avaliação dos seus efeitos, conhecimento de suas fontes,
comportamento no ambiente e níveis tóxicos de concentração. Tais contaminantes
vêm chamando a atenção, sendo denominados contaminantes emergentes
(FERNANDES et al., 2011).
Contaminantes emergentes referem-se a compostos químicos ou
microrganismos, encontrados em matrizes ambientais e biológicas, que não são
normalmente monitorados ou que ainda não possuem legislação regulatória
correspondente, mas que podem apresentar risco à saúde humana e ao meio
ambiente (SILVA; COLLINS, 2011). Alguns contaminantes emergentes, mesmo em
baixas concentrações, podem interferir no sistema endócrino de humanos e animais
(FERNANDES et al., 2011).
Ao contrário dos poluentes orgânicos persistentes, os poluentes emergentes
podem ter potencial para causar efeitos negativos, sem ser persistentes, devido à
entrada contínua desses compostos no meio ambiente, seja por processos
industriais, descarte de produtos comerciais ou ainda por sua excreção, sendo
lançados diretamente nos corpos hídricos, redes de esgoto, solos ou sedimentos
(SILVA; COLLINS, 2011).
4.1.1 Interferentes endócrinos
O sistema endócrino tem a função de coordenar e regular a comunicação
entre as células, através de um mecanismo complexo. Ele é constituído pela
combinação de glândulas e hormônios, responsáveis por funções biológicas como
reprodução, desenvolvimento embrionário, crescimento e metabolismo (REIS FILHO
et al, 2006).
Algumas substâncias, quando presentes no meio ambiente, podem vir a
interferir no sistema endócrino de seres humanos e animais, sendo por imitar ou
antagonizar os efeitos de hormônios endógenos, perturbar a síntese e metabolismo
15
desses hormônios e perturbar a síntese de receptores hormonais específicos. Esses
compostos são os chamados "compostos de desregulação endócrina" (CDE), e a
preocupação associada a essas substâncias está relacionada aos riscos de
magnitudes imprevisíveis que as mesmas podem causar (CAMPBELL et al, 2006).
Entre os sinônimos para os compostos de desregulação endócrinos pode-se
citar: “xenoestrógenos, xeno-hormônios, perturbadores endócrinos, estrógenos
ambientais, moduladores endócrinos, hormônios ambientais, agentes
hormonalmente ativos e desreguladores” (REIS FILHO et al, 2007).
Os CDEs podem incluir uma grande variedade de produtos químicos, entre
os quais se encontram os hormônios esteróides, que são sintetizados a partir do
colesterol e possuem propriedades biologicamente ativas (CAMPBELL et al, 2006).
Os principais grupos de CDEs estão discriminados no Quadro 1.
Quadro 1: Substâncias emergentes que têm sido reportadas como desreguladores endócrinos ou com potencial de ação desreguladora
Grupo Exemplos de substâncias
Pesticidas Atrazina, lindano, triclosan, DBCP (dibromocloropropano), PCP
(pentaclorofenol), rifuralin
Esteróides naturais Androgênios, estrogênios, fitoestrogênios
Fármacos Fluoxetina, tamoxifan, fluvastatina, medetomidina, propranolol,
hormônios sintéticos
Produtos químicos industriais
Alquifenóis, ftalatos, bisfenol-A, estireno, retardantes de chama
bromados (PBDEs), surfactantes (incluindo
perfluoroctanosulfonatos)
Fonte: REIS FILHO et al 2007
Os CDEs “permanecerão por muito tempo na natureza devido a sua alta
estabilidade e, mesmo em pequenas quantidades, seu efeito poderá ser
biomagnificado através da ascensão na cadeia alimentar” (ALVES et al, 2007).
Devido às distintas classes dos interferentes existe uma variedade de mecanismos
para explicar a sua ação nos organismos, sendo que essas interferências são
influenciadas por fatores como dose, duração do contato e via de exposição (ALVES
et al, 2007).
16
4.2 HORMÔNIOS
Os hormônios têm a função de mensageiros químicos e são responsáveis
pela comunicação entre células de diferentes tipos. As células possuem receptores
que são capazes de identificar os hormônios. As respostas biológicas vêm através
de reações bioquímicas oriundas da interação hormônio-receptor (REIS FILHO et al,
2006).
Esteróides são encontrados em materiais biológicos como sangue e urina, e
compreendem substâncias como os hormônios e seus precursores. O grupo dos
esteróides compreende três classes principais, de acordo com suas funções:
esteróides hormonais, como os androgênios, corticóides, estrogênios e
progestagênios; colesterol e derivados e os fitoesteróides (GHISELLI; JARDIM,
2007).
Os estrogênios mais comumente encontrados em águas residuárias são os
naturais, estrona (E1), 17β-estradiol (E2) e estriol (E3), e o sintético, 17α-
etinilestradiol (EE2). “E1, E2 e E3 são hormônios predominantemente femininos,
importantes para a manutenção da saúde dos tecidos reprodutivos, seios, pele e do
cérebro, enquanto EE2 é um esteróide sintético, usado como contraceptivo”
(CAMPBELL et al, 2006). As estruturas dos principais hormônios estão apresentadas
na Figura 1.
17
Figura 1: Estruturas químicas dos principais esteróides sexuais e fitoesteróides Fonte: GHISELLI; JARDIM (2007)
“Os estrogênios apresentam em sua estrutura um grupo fenólico e em
alguns casos um grupo hidroxila alifático, enquanto que nos progestagênios este
grupo fenólico é substituído por um grupo cetona” (GHISELLI; JARDIM, 2007).
Algumas propriedades dos hormônios estudados são apresentadas na Tabela 1.
18
Tabela 1: Características dos principais estrógenos
Nome comum Número
CAS Fórmula
γsat
(μg L-1
25ºC)
log
Kow
Pressão
de Vapor
(mm Hg)
Koc
Meia-
vida
pKa
17 β-Estradiol 50-28-2 C18H24O2 12960 4,01 2,3 10-10
3300 2 – 3;
0,2 – 9
10,4
6
Estrona 53-16-7 C18H22O2 12420 3,13 2,3 10-10
4882 2 – 3 10,5
Estriol 50-27-1 C18H24O3 13250 2,45 6,7 10-15
1944 NR NR
17 α-Etinilestradiol 57-63-6 C20H24O2 483 3,67 4,5 10-11
4770 4 – 6 10,4
γsat: solubilidade em água; Kow: coeficiente de partição octanol/água; Koc: constante de sorção; pKa: constante de dissociação ácida; NR: não relatado. Fonte: Adaptado de REIS FILHO et al., 2006.
O destino e comportamento dos hormônios no ambiente são influenciados
por suas propriedades físico-químicas. Compostos com baixa solubilidade e alto
coeficiente de partição octanol/água (Kow), geralmente tendem a bioacumular na
cadeia alimentar. O Kow também pode determinar a afinidade dessas substâncias
pela matéria orgânica. Podem ocorrer dois mecanismos de sorção: a absorção, que
está relacionada com as interações hidrofóbicas caracterizadas pelo valor de Kow; e
a adsorção que trata de interações eletrostáticas e a tendência da substância de se
dissociar no meio aquoso, a qual é caracterizada pela sua constante de dissociação,
pKa. Para que ocorra uma facilidade no transporte desses hormônios pelos corpos
d’água os mesmos devem apresentar alta solubilidade em água (γsat) (RAIMUNDO,
2007).
Conforme observado através das características da tabela 1 e da figura 1,
pode-se ver que as estruturas comuns dos hormônios, tais como os grupos fenólicos
e as hidroxilas alifáticas, são responsáveis para suas principais propriedades, que
podem explicar alguns comportamentos desses no ambiente aquático. Por exemplo,
a pressão de vapor dessas substâncias auxiliam a observar que a volatilidade não é
tão significante; também nota-se a lipofilidade através do logKow a saturação dos
compostos na água; a biodegrabilidade dos compostos pela meia-vida e a ionização
conforme o pKa.
4.2.1 Aporte e interações com o meio ambiente
Os hormônios esteróides são excretados por humanos e animais, em
diferentes quantidades, dependendo do estado de saúde, idade, alimentação ou
19
gravidez. Esses hormônios acabam sendo carreados para o ambiente e
consequentemente para as águas superficiais através de eliminação de resíduos
animais e descarga de águas residuárias (CAMPBELL et al, 2006). A Tabela 2
apresenta a média dos valores excretados diariamente na urina de humanos.
Tabela 2: Quantidade média de estrógenos diariamente excretada na urina de humano
Estrógeno
Excreção
Masculina
(μg/24 h)
Excreção Feminina
Menstruação
(μg/24 h)
Gravidez
(μg/24 h)
Menopausa
(μg/24 h)
17 β-Estradiol 1,6 3,5 259 2,3
Estrona 3,9 8,0 600 4,0
Estriol 1,5 4,8 6000 1,0
Fonte: REIS FILHO et al., 2006
Embora os estrogênios possam ser biologicamente degradados, eles
acabam não sendo totalmente removidos em estações de tratamento de esgoto
(ETEs), sendo descarregados em águas superficiais, e quantificados em
concentrações de ng L-1 (CHEN; KOU; DING, 2009).
A Figura 2 apresenta a via de entrada dos estrogênios em corpos hídricos.
20
Figura 2: Representação esquemática da principal via de entrada de disruptores endócrinos hormonais em sistemas aquáticos Fonte: Adaptado de REIS FILHO et al. (2006)
Conforme observado através da figura 2, a principal via de entrada dos
HSFs nos sistemas aquáticos é através da excreção humana, as quais os valores
eliminados podem variar nos humanos, e tais valores foram explicados na tabela 2.
Conforme ilustrado independe se o despejo passar por um tratamento ou não, ele
acaba chegando aos corpos hídricos, já que os mesmo não são totalmente
removidos nas ETEs, conforme já comentado anteriormente. Também é possível
que através do processo de lixiviação, dissipação e escorrimento pode haver a
entrada desses poluentes nas águas, quando o lodo é reutilizado em uso agrícola;
isso porque quando o material é depositado em forma de lodo ele arrasta HSFs
presente na água que está sendo tratada.
21
4.2.2 Efeitos aos seres humanos e ao meio ambiente
Estrogênios e progestagênios já foram administrados como opção à terapia
de substituição hormonal visando o tratamento de distúrbios hormonais durante a
menopausa (SÁNCHEZ et al, 2008). Os estrogênios podem ser administrados no
controle de distúrbios fisiológicos e no tratamento do câncer de próstata e de mama,
os derivados sintéticos dos estrogênios também são empregados como
contraceptivos (GHISELLI; JARDIM, 2007). Em alguns casos os estrogênios têm
sido aplicados no tratamento ou prevenção de doenças como Alzheimer, que afetam
as mulheres em uma grande extensão, já os progestagênios são utilizados em
tratamentos de infertilidade e descontrole do ciclo menstrual (SÁNCHEZ et al, 2008).
Um dos efeitos mais negativos da administração desses hormônios
exógenos é sua contribuição para o desenvolvimento e evolução do câncer de
mama e câncer do endométrio (SÁNCHEZ et al, 2008).
Um meio ideal para se estudar os efeitos das substâncias endócrinas em
animais é o ambiente aquático, pois tal ambiente contém os peixes, que são um dos
grupos mais estudados em relação aos efeitos dos produtos químicos nos processos
de desenvolvimento e reprodução (JOBLING et al, 1998). “A interação entre um
composto estrogênico e seu receptor provoca uma série de reações que podem
eventualmente levar a efeitos sobre a reprodução e desenvolvimento” (VETHAAK et
al., 2005).
Os estrogênios exercem efeitos nos peixes em baixos níveis de
concentração e estão cada vez mais se tornando um tema de grande preocupação
mundial por seu risco potencial para os seres humanos e para a vida selvagem.
(CHEN; KUO; DING, 2009). Já foram observados problemas ambientais decorrentes
desses compostos no ambiente aquático, como a feminização de peixes do sexo
masculino (VETHAAK et al., 2005) pela indução de síntese e secreção de
vitelogenina (VTG), uma proteína específica de peixes do sexo feminino, por peixes
do sexo oposto (JOBLING et al, 1998). Além da feminização, podem ocorrer casos
de hermafroditismo, inibição no desenvolvimento das gônadas e declínio na
reprodução (BILA; DEZOTTI, 2007).
A indução da síntese de VTG não ocorre só em espécies de peixes. Estudos
mostraram alterações nos sistemas reprodutivos de espécies como tartarugas,
22
mexilhões, espécies de jacarés jovens, alguns moluscos como caramujos e lesmas,
pássaros e alguns mamíferos (BILA; DEZOTTI, 2007).
As evidências observadas nessas espécies sugerem que possíveis
alterações na saúde humana envolvendo o sistema reprodutivo, como os cânceres
de mama e de testículo podem estar relacionadas à exposição aos estrogênios
(GHISELLI; JARDINS, 2006). Alguns esteróides podem estar envolvidos com a
indução de tumores e sua progressão maligna, devido à exposição inadequada ou
prolongada. A indução de estrogênios aumenta a proliferação celular, o que leva ao
aumento da probabilidade de ocorrerem mutações durante a síntese de DNA (BILA;
DEZOTTI, 2007).
Um dos possíveis efeitos destas substâncias em seres humanos pode ser
evidenciado a partir da administração do estrogênio sintético dietilestilbestrol, no
período entre 1948 a 1971, por mulheres grávidas, prescrito para evitar o aborto
espontâneo e promover o crescimento do feto. Muitas das filhas dessas mulheres
são hoje estéreis e algumas têm desenvolvido um tipo raro de câncer vaginal. Os
homens mostraram uma grande incidência de anomalias em seus órgãos sexuais,
apresentaram contagem de espermatozóides diminuída e um risco maior de
desenvolver câncer de testículos (GHISELLI; JARDIM, 2007).
4.3 ANÁLISES CROMATOGRÁFICAS
A cromatografia líquida de alta eficiência e a cromatografia gasosa são
bastante utilizadas quando se trata de separações em química ambiental. A técnica
de separação é escolhida pelas propriedades físico-químicas, volatilidade e
polaridade do analito (SILVA; COLLINS, 2011).
Um dos parâmetros que deve ser levado em conta é o pH da amostra, pois
no caso de poluentes orgânicos emergentes, o pH determina a forma química do
analito, ou sua degradação, interferindo assim na eficiência de extração (SILVA;
COLLINS, 2011).
Para a análise de compostos orgânicos em água, como na análise de
carbono na forma não volátil, percebem-se vantagens ao se utilizar a cromatografia
líquida, pois o material pode ser diretamente analisado (REIS FILHO et al., 2006).
As etapas de extração, limpeza e concentração dos analitos são de grande
importância para a determinação de poluentes emergentes, pois esses são
23
encontrados em baixas concentrações em matrizes ambientais (SILVA; COLLINS,
2011). A extração de estrógenos em água é usualmente realizada utilizando-se
extração em fase sólida em cartuchos, sendo que o octadecilsilano (C18)
quimicamente ligado à sílica é o adsorvente normalmente empregado (REIS FILHO
et al., 2006).
A extração em fase sólida é normalmente usada por requerer pequenos
volumes de solvente orgânico, quando comparado com extração líquido-líquido; os
cartuchos são pequenos e práticos para amostragem em campo; raramente ocorre
formação de emulsão; os cartuchos são descartáveis, que juntamente com o fato de
usar menos solventes, diminui os custos e evita contaminações por material que não
foi devidamente limpo (SLACK; SNOW, 2007).
Para a extração o cartucho deve ser condicionado, o que consiste na
passagem de solventes com polaridade crescente, para promover o arranjo das
cadeias de carbono e assim possibilitar a recuperação do analito de forma eficiente.
Após o condicionamento, a amostra é passada pelo cartucho contendo o
adsorvente, e ocorre a retenção dos HSFs; depois é feita a lavagem, para eliminar
substâncias indesejáveis que ficaram retidas, e por fim é feita a eluição do analito
com solvente adequado (MACHADO, 2010).
No caso de matrizes sólidas, a extração pode ser por dissolução da amostra
no solvente apropriado ou passando o solvente pela amostra para a remoção do
analito. Pode ocorrer perda de amostra durante a amostragem, moagem,
transferência, dissolução, filtração ou ainda na injeção da amostra, o que afeta a
precisão do método (SLACK; SNOW, 2007).
Após a preparação da amostra, quando for injetada ao cromatógrafo ela
deve ser representativa da amostra original; o analito deve estar em um solvente
compatível com a fase móvel; o analito deve ser estável nesse solvente; a amostra
deve estar livre de partículas que possam danificar o cromatógrafo; o analito deve
estar em concentração adequada para o método de detecção utilizado e a forma
química do mesmo também deve ser compatível com o modo de detecção (SLACK;
SNOW, 2007).
As fases estacionárias mais comumente usadas em cromatografia líquida
para esse caso são do tipo fase reversa com base de sílica com grupos C18, com
fases móveis de metanol:água ou acetonitrila:água. Utilizam-se normalmente
24
detectores ultravioleta e por fluorescência, porém espectrômetros de massa
conseguem atingir limites de detecção bem mais baixos (SILVA; COLLINS, 2011).
25
5 METODOLOGIA
5.1 CARACTERIZAÇÃO DA ÁREA DE ESTUDO
O estudo foi realizado em alguns rios da bacia do Alto Iguaçu, que
compreende a cidade de Curitiba e alguns municípios da Região Metropolitana de
Curitiba (RMC), no estado do Paraná. A bacia do Alto Iguaçu possui uma área de
3130,22 km2 e está localizada entre a Serra do Mar e a Escarpa Devoniana, sendo
constituída por 30 sub-bacias, conforme apresentado na Figura 3.
Figura 3: Bacia do Alto Iguaçu e pontos de análise Fonte: Adaptado de KRAMER, 2012.
A bacia do Alto Iguaçu compreende total ou parcialmente 15 municípios,
sendo que população média dessa região é de três milhões de habitantes, ou seja,
representa aproximadamente 25% da população total e 30% da população urbana
do estado do Paraná, e apresenta baixos índices de atendimento e tratamento de
esgoto (PORTO et al., 2007). Segundo as informações da SANEPAR, nessa área
existem 79 estações de tratamento de esgotos em funcionamento (SUDERHSA,
2004).
26
Essa região possui um alto potencial para abastecimento humano, assim
como uma crescente ocupação antrópica (ANDREOLI et al., 2000). No presente
trabalho, foram monitorados cinco rios dessa região, em 12 locais diferentes, que
são apresentados no Quadro 2.
Quadro 2: Pontos monitorados no estudo.
SIGLA NOME LATITUDE LONGITUDE
AT1 Rio Atuba 1 (Ponte) 25°26'33,2'' S 49°12'00,3'' W
AT2 Rio Atuba 2 (Saída da ETE) 25º28'17,0" S 49º11'06,0" W
BA1 Rio Barigui 1 25°25'36,9" S 49°18'38.4" W
BA2 Rio Barigui 2 (Próximo ETE Sta.
Quitéria) 25°27'47,0" S 49°19'11.4" W
BA3 Rio Barigui 3 (Ponte
CTBA/Araucária) 25°33'20,9" S 49°20'32.7" W
BL1 Rio Belém 1 (PUC) 25°27'01,1" S 49°14'55.7" W
BL2 Rio Belém 2 25°30'37,8" S 49°12'44.4" W
IG1 Rio Iguaçu 1 25º27'14,0" S 49º10'17" W
IG2 Rio Iguaçu 2 25º29'01,0" S 49º11'22" W
PA1 Rio Palmital 1 (Embrapa) 25º23'36,1" S 49º10'23,5" W
PA2 Rio Palmital 2 (Alphaville) 25º24'54,2" S 49º10'12,4" W
PA3 Rio Palmital 3 (Vargem Grande) 25º26'35,8" S 49º10'02,5" W
Fonte: autoria própria
O principal critério para a escolha da localização dos pontos avaliados no
trabalho foi a intensa atividade poluidora próximo à eles.
5.2 COLETA
As coletas foram realizadas nos dias 03 de agosto e 16 de novembro de
2010; 11 de abril, 13 de junho e 13 de setembro de 2011 e 09 de abril e 25 de junho
de 2012.
As amostras líquidas foram coletadas superficialmente com uma garrafa Van
Dorn e então preservadas em garrafas do tipo âmbar descontaminadas previamente
com ácido clorídrico 5%, e mantidas a uma temperatura de 4 ºC, para evitar a
degradação dos compostos de interesse. Já as amostras de sedimento foram
coletadas com draga do tipo Petersen modificada, e conservadas em sacos
plásticos, a 0°C até o momento da análise. Além disso, em campo foram
27
determinadas as temperaturas do ar e da água e oxigênio dissolvido (OD), através
de uma sonda multiparâmetros.
5.3 ANÁLISES
Para a análise dos HSFs, a metodologia usada foi baseada na descrita por
MACHADO (2010) e os parâmetros físico-químicos foram baseados segundo APHA
(1998). Os materiais utilizados nas análises foram primeiramente lavados com água
corrente e detergente Extran 8% (v/v), utilizando ultrassom para potencializar o efeito
do detergente, e depois enxaguados com água destilada. Para a diminuição de
interferentes orgânicos, as vidrarias não-volumétricas foram submetidas à secagem
em estufa, por um período de 4 horas.
Para as análises cromatográficas, foram usados padrões analíticos de
17α-etinilestradiol, 17β-estradiol e estrona, com graus de pureza maiores que 98% e
gás nitrogênio comercial 4.5. Os solventes orgânicos usados (acetona, acetonitrila,
diclorometano, etanol, metanol e hexano) possuíam grau HPLC de pureza.
5.3.1 Hormônios sexuais femininos em água
Para concentrar os hormônios 17β-estradiol (E2), estrona (E1) e 17α-
etinilestradiol (EE2), presentes nas amostras de água, foi utilizado o método de
extração por fase sólida (SPE), conforme descrito por Machado (2010), baseado em
Falone (2007). Primeiramente as amostras foram filtradas em uma membrana de
acetato de celulose (0,45 μm de porosidade), para reter o material particulado
presente. Em seguida, ajustou-se o pH das amostras para 3,0, para dessa forma
obter um aumento da afinidade dos compostos pelo cartucho de extração em fase
sólida (MACHADO, 2010). O condicionamento do cartucho de extração em fase
sólida de volume 6 mL, contendo 1 g de octadecilsilano, C18, foi realizado com a
passagem seguida de solventes com polaridade em ordem crescente, no caso,
metanol e água ultra pura, em uma vazão de 8 a 10 mL por minuto. “Dessa forma, os
HSFs não polares ficaram retidos na fase sólida não polar, enquanto as impurezas
que são polares foram eluídas” (MACHADO, 2010). Após o condicionamento dos
cartuchos, extraiu-se um litro de amostra com o pH ajustado para 3,0 e após a
28
extração os cartuchos foram secos em atmosfera de nitrogênio para garantir que os
cartuchos ficassem livres de umidade.
Os HSFs retidos no cartucho foram eluídos com 4 porções de 3 mL de
acetonitrila. O solvente foi evaporado em um rotaevaporador, a 40 ºC e o conteúdo
redissolvido em 1 mL de metanol. Para solubilização eficiente utilizou-se o
ultrassom. O extrato obtido ficou então concentrado 1000 vezes. A Figura 4
apresenta o processo simplificado.
Figura 4: Fluxograma para preparação de amostras de água na determinação de hormônios sexuais femininos Fonte: autoria própria
29
5.3.2 Hormônios sexuais femininos em sedimento
A metodologia para extração de estrogênios da amostra sólida foi baseada
em Machado (2010) e em Alda e Barceló (2002). Para o preparo das amostras, as
mesmas foram secas em liofilizador, seguido da desagregação em almofariz e
peneiramento, até obter-se uma alíquota de 20 g. Para a extração, a amostra foi
ultrassonificada por 5 minutos com 30 mL da mistura de solventes hexano e acetona
(1:1). Esse processo foi repetido mais uma vez, totalizando 60 mL de solventes. Os
extratos foram então filtrados em papel filtro, transferidos para um balão de fundo
redondo e rotaevaporados até a completa secagem dos solventes presentes no
balão. Em seguida, redissolveu-se os HSFs em 2 mL de mistura de metanol e
acetona (1:1) e 18mL de água ultrapura, com o auxílio de um ultrassom. A extração
da amostra foi realizada em cartucho de octadecilsilano, previamente condicionado
(conforme descrito na seção 5.3.1) e após a extração os cartuchos foram secos em
atmosfera de nitrogênio para garantir que os cartuchos ficassem livres de umidade.
Os HSFs retidos no cartucho foram eluídos com 4 porções de 3 mL de
acetonitrila. O solvente foi evaporado em um rotaevaporador, a 40 ºC e o analito foi
redissolvido em 0,5mL de metanol. A Figura 5 apresenta uma esquematização do
processo.
30
Figura 5: Fluxograma para preparação de amostras de sedimentos na determinação de hormônios sexuais femininos Fonte: autoria própria
5.3.3 Quantificação cromatográfica dos Hormônios sexuais femininos
Fez-se a quantificação dos HSFs utilizando um cromatógrafo de fase líquida
da Shimadzu, equipado com bomba modelo LC 20AT, desgaseificador modelo DGU-
20A e detector de ultravioleta com arranjo de diodos modelo SPD M20A, que se
encontra no Laboratório de Engenharia Ambiental (LABEAM), da Universidade
Federal do Paraná (UFPR). As especificações para o funcionamento do
cromatógrafo, na determinação dos HSFs, são apontadas no Quadro 3.
31
Quadro 3: Condições cromatográficas na determinação dos HSFs
Variável Condição
Volume de injeção 20 μL
Coluna cromatográfica ODS C18 (octadecilsilano)
Dimensões da coluna 4,6 mm x 15 cm
Fluxo 1,4 mL/min
Comprimento de onda (UV) 200 nm
Fase móvel Isocrática – acetonitrila:água (1:1)
Fonte: autoria própria
5.3.4 Parâmetros físicos e químicos
Os parâmetros físicos e químicos da água foram avaliados no Laboratório de
Estudos Avançados em Química Ambiental (LEAQUA) da UTFPR. As análises das
espécies menos estáveis nas amostras de água, como amônia, foram realizadas no
dia. Enquanto as demais análises foram realizadas no máximo nas primeiras 48
horas, para que o resultado não fosse comprometido.
O Quadro 4, apresenta a metodologia utilizada para cada parâmetro
analisado, e a referência segundo o Standard Methods from the Examination of
Water and Wastwater.
Quadro 4: Análises físico-químicas e suas metodologias.
Análise Método Referência
Fósforo total Método com digestão com persulfato APHA, 1998
Nitrito Método colorimétrico APHA, 1998
Nitrato Método de redução por Cd APHA, 1998
Nitrogênio amoniacal Método do fenato APHA, 1998
Ortofosfato Método do ácido ascórbico APHA, 1998
Fonte: autoria própria
5.3.4.1 Nitrogênio Amoniacal
O nitrogênio amoniacal foi determinada pelo método do fenol, pela reação da
amônia com hipoclorito e fenol, catalisada por nitroprussiato de sódio. Para cada 10
mL de amostra, adicionou-se 0,4 mL da solução de fenol (11,1 mL de fenol líquido
diluídos em 100 mL de álcool etílico 95%), 0,4 mL da solução de nitroprussiato (0,5 g
de nitroprussiato de sódio dissolvido em 100 mL de água deionizada) e 1 mL da
32
solução oxidante (100 mL de solução de citrato alcalino com 25 mL de solução de
hipoclorito de sódio comercial). Deixou-se em ambiente escuro por 30 minutos e
realizou-se a leitura em espectrofotômetro em 640 nm.
5.3.4.2 Nitrito
O nitrito foi determinado pelo método colorimétrico, no qual há formação de
uma cor vermelho púrpura produzida entre pH 2 e 2,5 depois da adição de
sulfanilamida e N-(1-naftil) etilenodiamino a amostra. Para cada 10 mL de amostra,
adicionou-se 0,4 mL de reativo colorido (adição de 100 mL de ácido fosfórico, a 800
mL de água deionizada, seguido da adição de 10 g de sulfanilamida; após a
dissolução completa adiciona-se 1 g de N-(1-naftil) etilenodiamino e avolumou-se a
solução para 1 L e realizou-se a leitura em espectrofotômetro em 543 nm.
5.3.4.3 Nitrato
O nitrato foi determinado utilizando-se o método de redução por cádmio, no
qual o nitrato é reduzido a nitrito na presença do metal cádmio, numa coluna,
previamente tratado com CuSO4. Posteriormente, o nitrito foi quantificado pela
reação com sulfanilamida e N-(1-naftil) etilenodiamino. Passou-se a amostra filtrada
por uma coluna de cádmio e para cada 10 mL de amostra, adicionou-se 0,4 mL de
reativo colorido e realizou-se a leitura em espectrofotômetro em 543 nm.
5.3.4.4 Ortofosfato
Para a determinação de ortofosfato utilizou-se o método do ácido ascórbico.
Para cada 10 mL de amostra, adicionou-se 1,6 mL do reagente combinado (50 mL
de H2SO4 5N, 5 mL da solução de tartarato de antimônio e potássio, 15 mL da
solução de molibdato de amônio e 30 mL da solução de ácido ascórbico), aguardou-
se 20 minutos e realizou-se a leitura em espectrofotômetro em 880 nm.
33
5.3.4.5 Fósforo total
Para a determinação de fósforo total, realizou-se a digestão fechada em
autoclave de 5 mL de amostra com 2,5 mL da solução de persulfato de potássio a
120 ºC por 30 minutos. Tranferiu-se a solução para balão volumétrico de 25 mL,
adicionou-se 2 gotas de fenolftaleína e gotas da solução de NaOH até o pH tornar-
se básico e avolumou-se o balão, para uma alíquota de 10 mL, utilizou-se 1,6 mL de
reagente combinado, aguardou-se 20 minutos e realizou-se leitura em
espectrofotômetro em 880 nm.
34
6 RESULTADOS E DISCUSSÃO
6.1 HORMÔNIOS SEXUAIS FEMININOS EM ÁGUA
A Figura 6 representa um cromatograma nos quais são mostrados os picos
cromatográficos referentes aos HSF’s analisados durante a pesquisa. Estes são
evidenciados entre os tempos de 5,5 à 8,5 minutos, e representam, respectivamente,
17β-estradiol (E2), o 17α-etinilestradiol (EE2) e a estrona (E1). Os picos de maior
intensidade, que ocorrem nos tempos de 1,5 a 5,0 minutos representam os solventes
utilizados nas análises.
Figura 6: Cromatograma que contém a sequência de retenção dos analitos pela coluna cromatográfica utilizada. Os três últimos picos caracterizam o E2, o EE2 e o E1, respectivamente. Fonte: CARDOSO, 2011.
A Figura 7 representa um modelo realizado de curva analítica para os HSFs,
na qual as concentrações dos hormônios variaram de 0,5 até 5 μg L-1. Para o
preparo da curva utilizou-se o método de calibração utilizando padrão externo.
35
Figura 7: Curva analítica utilizada para determinação dos hormônios sexuais femininos Fonte: Autoria própria.
A Tabela 3 apresenta os resultados das condições cromatográficas dos
parâmetros analíticos do método. O limite de detecção é a menor concentração que
se pode distinguir com certo nível de confiança um composto, para determiná-lo
usou-se a formula LD = 3.3 (SD/S). Já o limite de quantificação é determinado pela
equação LQ=10(SD/S), e é definido como a mais baixa concentração que pode ser
quantificada dentro dos limites de precisão e exatidão do método durante as
operações de rotina do laboratório. Sendo que o SD é o desvio padrão da resposta e
S equivale ao declive da curva.
Tabela 3: Limites de detecção e quantificação de HSFs do equipamento (HPLC) e dos métodos analíticos de cada matriz
Composto Limites do Equipamento Limites dos Métodos
LDHPLC (ng.L-1
) LQHPLC (µg.L-1
) LDÁGUA (µg.L-1
) LDSED. (µg.L-1
)
E2 27 98 0,09 2,6
EE2 43 122 0,12 3,0
E1 29 100 0,11 2,2
Fonte: Autoria própria.
36
Os valores referentes à cada analito são dispostos à seguir separadamente,
inicialmente através das tabelas 4, 5 e 6, conforme o ponto analisados, durante o
período do estudo. A Tabela 4 apresenta a concentração de Estradiol.
Tabela 4: Concentração de estradiol encontrada nos pontos analisados
Estradiol (µg/L)
Ponto Ago/10 Nov/10 Abr/11 Jun/11 Set/11 Abr/12 Jun/12
AT1 <LD <LD <LD 6,80 <LD NA 0,90
AT2 <LD 0,36 <LD 1,02 <LD NA 1,06
BA1 NA NA <LD <LD NA <LD <LD
BA2 NA NA <LD 2,24 NA <LD 1,30
BA3 NA NA <LD 7,35 NA NA <LD
BL1 NA NA 2,53 1,71 0,84 1,46 <LD
BL2 NA NA 4,72 1,17 0,42 1,20 1,83
IG1 <LD 3,57 0,26 2,10 4,69 <LD <LD
IG2 NA NA <LD 4,47 1,66 <LD 1,20
PA1 <LD <LD 0,67 NA 1,43 <LD <LD
PA2 <LD 2,42 1,40 <LD 1,28 NA <LD
PA3 <LD 1,92 <LD 2,43 <LD <LD <LD
<LD – Valor abaixo do limite de detecção NA – Não analisado
Fonte: autoria própria
Dentre os hormônios pesquisados, o 17β-Estradiol (E2) foi o que apareceu
com maior frequência, sendo encontrado 31 vezes. Sua concentração variou de 0,26
a 7,35 µg/L, respectivamente nos pontos IG1, na coleta de abril de 2011 e BA3 na
coleta de julho de 2011. Por exercer um importante papel no controle do ciclo
menstrual, esse é um dos principais estrogênios produzidos pelo corpo humano,
além de ser também utilizado na formulação de anticoncepcionais (RAIMUNDO,
2007). Sendo assim, o E2 pode ser de origem natural ou sintética, então a presença
desse hormônio nas águas superficiais analisadas pode ser devido principalmente a
possíveis contaminações provenientes do aporte de esgotos domésticos na região
estudada.
A Tabela 5 apresenta a concentração de 17 α-Etinilestradiol encontrada nos
pontos de coleta analisados.
37
Tabela 5: Concentração de etinilestradiol encontrada nos pontos analisados.
Etinilestradiol (µg/L)
Ponto Ago/10 Nov/10 Abr/11 Jun/11 Set/11 Abr/12 Jun/12
AT1 <LD 0,58 <LD <LD 0,95 NA 1,12
AT2 <LD 0,05 <LD <LD 1,23 NA 1,17
BA1 NA NA <LD <LD NA <LD <LD
BA2 NA NA <LD <LD NA <LD 1,18
BA3 NA NA <LD <LD NA NA <LD
BL1 NA NA 5,83 1,71 0,30 1,94 <LD
BL2 NA NA 3,54 0,67 <LD 1,68 1,7
IG1 <LD 2,92 <LD <LD <LD <LD <LD
IG2 NA NA <LD <LD <LD <LD 1,16
PA1 <LD 0,34 3,85 NA <LD <LD <LD
PA2 <LD 1,92 7,76 <LD <LD NA <LD
PA3 <LD 0,89 9,52 <LD <LD <LD <LD
<LD – Valor abaixo do limite de detecção NA – Não analisado Fonte: autoria própria
O 17 α-Etinilestradiol (EE2) foi o segundo hormônio encontrado em maior
quantidade e frequência, aparecendo 23 vezes durante o período de análises.
Conforme a literatura, outros autores obtiveram resultados semelhantes, no qual o
EE2 foi encontrado em valores menores que o E2 (BARONTI et al., 2000;
DESBROW at al., 1998; KUCH & BALLSCHMITER, 2001; GHISELLI, 2006;
PICCIONI, 2010; MACHADO, 2010; CARDOSO, 2011). Os valores de concentração
desse estrogênio variaram de 0,05 até 9,52 µg/L, referentes, respectivamente, aos
meses de novembro de 2010 e abril de 2011 nos pontos AT2 e PA3. O 17 α-
etilnilestradiol é um estrogênio sintético utilizado principalmente na formulação de
anticoncepcionais, nos quais aproximadamente 15% são absorvidos pelo organismo
humano (JOHNSON; WILLIAMS, 2004), enquanto o restante é eliminado na urina,
caracterizando também uma possível contaminação por esgotos nesses rios.
A Tabela 6 apresenta a concentração de estrona encontrada nos pontos de
coleta analisados.
38
Tabela 6: Concentração de estrona encontrada nos pontos analisados
Estrona (µg/L)
Ponto Ago/10 Nov/10 Abr/11 Jun/11 Set/11 Abr/12 Jun/12
AT1 <LD <LD <LD <LD <LD NA 0,98
AT2 <LD 0,05 <LD 0,54 <LD NA 1,14
BA1 NA NA <LD <LD NA <LD <LD
BA2 NA NA 0,72 <LD NA <LD 1,17
BA3 NA NA <LD <LD NA NA 0,58
BL1 NA NA 0,74 <LD <LD 0,66 <LD
BL2 NA NA 2,42 1,31 <LD 1,03 0,98
IG1 <LD 1,94 <LD <LD <LD <LD <LD
IG2 NA NA <LD <LD <LD <LD 1,07
PA1 <LD <LD <LD NA <LD <LD <LD
PA2 <LD 0,13 <LD <LD <LD NA 0,67
PA3 <LD 0,02 <LD <LD <LD <LD <LD
<LD – Valor abaixo do limite de detecção NA – Não analisado
Fonte: autoria própria
A Estrona (E1), tem fonte exclusivamente natural e se apresenta 12 vezes
menos ativo que o E2 (RAIMUNDO, 2007), portanto apresentou as menores
concentrações entre os estrogênios analisados. Seus valores variaram de 0,02 até
2,42 µg/L. Assim como o EE2 esses valores são referentes aos meses de novembro
de 2010 e abril de 2010, contudo referem-se aos pontos PA3 e BL3,
respectivamente.
Os estrogênios tem sido alvo de estudo de vários pesquisadores em
diferentes partes do mundo. Há estudo, em águas superficiais, afluentes e efluentes
de estações de tratamento. Alguns desses estudos em corpos aquáticos são
mostrados no Quadro 5.
39
Quadro 5: Concentrações dos estrogênios E1, E2, e EE2 no afluente e no efluente de ETEs, em água superficial e potável de vários países.
Origem Estrogênio (ng.L
-1)
Fonte E2 EE2 E1
Afluente ETE
Canadá 15 NC 41 Lee & Peart (1998)
Brasil (RJ, ETE Penha) 21 NC 40 Ternes et al. (1999)
Alemanha 15 NC 27 Ternes et al. (1999)
Itália 12 3,0 52 Baronti et al. (2000)
Brasil (Campinas) 6.700 NC 4.800 Ghiselli (2006)
Brasil (Araraquara) 31 NC NC Araújo (2006) Efluente ETE
Canadá < 5 NC 14 Lee & Peart (1998)
Inglaterra 10 4,3 76 Desbrow et al. (1998)
Canadá 6 9 3 Ternes et al. (1999)
Brasil (RJ, ETE Penha) < 1 NC 7 Ternes et al. (1999)
Holanda 0,9 < LD* 4,5 Belfroid et al. (1999)
Alemanha < 1 1 9 Ternes et al. (1999)
Itália 1,0 0,45 9,3 Baronti et al. (2000)
Brasil (Campinas) 5.600 NC 4.100 Ghiselli (2006) Água Superficial
Inglaterra NC 2 a 15 NC Aherne & Briggs (1989)
Holanda NC NC 0,3 Belfroid et al. (1999)
Alemanha 3,6 5,1 4,1 Kuch & Ballschmiter (2001)
EUA < 0,1 NC < 0,3 Boyd et al. (2003)
Espanha < 2,5 < 2,5 22 Rodriguez-Mozaz et al.(2004)
Israel NC 6,1 NC Barel-Cohen et al.(2006)
Brasil (Campinas) 5.000 NC 5.000 Ghiselli (2006)
Brasil (Jaboticabal) 30,6 NC 600 Lopes (2007)
Brasil (São Carlos) 1,5 NC NC Guimarães (2008) Água Potável
Inglaterra NC < 1 a 4 NC Aherne & Briggs (1989)
Alemanha 2,1 0,50 0,6 Kuch & Ballschmiter (2001)
EUA < 0,1 NC < 0,3 Boyd et al. (2003)
Espanha < 2,5 < 2,5 < 2,5 Rodriguez-Mozaz et al.(2004)
Brasil (Campinas) 2.600 NC < 1,059 Ghiselli (2006)
Brasil (Jaboticabal) 6,9 NC NC Lopes (2007)
Brasil (São Carlos) 1,5 NC NC Guimarães (2008)
* LD: 0,3 a 1,8 ng.L-1
NC – Não citado na literatura Fonte: LOPES et al., 2008.
Através de comparação entre as quatro últimas tabelas é possível observar
que as concentrações de estrogênios são superiores no Brasil, em comparação com
os países desenvolvidos. Provavelmente esse resultado se deve às melhores
condições de saneamento encontradas e aos sistemas utilizados no tratamento de
efluentes mais eficientes. Contudo, deve-se levar em conta as diferenças de datas
desses trabalhos, além de diferenças populacionais e demográficas, acarretando em
diferenças das concentrações dos HSF’s encontrados.
As concentrações de estrogênios se apresentaram com valores bem
distintos nas sete coletas realizadas, o que pode estar relacionado com diversos
40
fatores, pois as amostras ambientais se mostram matrizes muito complexas. Podem
interferir nos resultados fatores como temperatura, pH, sais dissolvidos, materiais
suspensos, substâncias húmicas, dentre outros (SANTOS, 2011). Além disso, outro
interferente que pode ser citado são as condições climáticas. Por exemplo, “Sob
condições aeróbias, o EE2 tem meia vida entre 20 e 40 dias, enquanto que o E2 tem
meia vida de um dia. Em dias ensolarados a degradação do EE2 pode aumentar
devido à fotólise, reduzindo a meia vida de 20 dias para 1,5 dia” (SANTOS, 2011).
Em Curitiba e na região metropolitana, localidade em que se realizou o
estudo, o período de maior chuva ocorre nos meses de janeiro e fevereiro e vai
diminuindo até o mês de abril; os meses entre abril e agosto apresentam as menores
precipitações do ano, e tornam a aumentar entre o mês de setembro até o mês de
dezembro (BEZERRA; AKSHINO; FARAHBAKHSH, 2010). Pode-se constatar então
uma influência dessa sazonalidade nos resultados encontrados.
Não foi realizada nenhuma coleta no período de maior chuva, somente no
período de transição entre os meses mais secos e o período chuvoso, no caso as
coletas de novembro de 2010 e setembro de 2011. Nesses casos observou-se que a
variação da concentração do E2 foi de 0,36 à 4,69 µg/L, enquanto o EE2 variou de
0,05 à 2,92 µg/L e o E1 oscilou de 0,02 à 1,94 µg/L. Enquanto que no período de
menor chuva, nas demais coletas, as concentrações de E2 variaram de 0,26 à
7,35 µg/L, o EE2 0,67 à 9,52 µg/L e o E1 0,54 à 2,42 µg/L. Portanto, nesse caso
nota-se uma influência marcante da sazonalidade pluviométrica nas variações das
concentrações, ou seja, ocorre uma menor concentração de estrogênios no final do
período chuvoso, devido ao aumento no volume de água nos rios, o que acarreta em
uma diluição dos analitos (SANTANA, 2013). Esse período em que há um aumento
dos índices pluviométricos também coincide com o período da primavera e verão,
nos quais há maior incidência de luz solar, que auxilia na degradação dos
compostos, resultando em uma menor concentração desses nas águas superficiais
(SANTOS, 2011; LOPES et al., 2010).
Observa-se através dos dados que na primeira coleta realizada, em agosto
de 2010, não foi observada a quantificação dos HSF’s em nenhum dos pontos
analisados, por se encontrarem em uma concentração abaixo dos limites de
detecção e quantificação. Na coleta seguinte, no caso em novembro de 2010,
metade dos pontos amostrados já apresentaram respostas para os HSFs.
41
Separando os resultados por rios pode-se observar o comportamento da
região sobre a concentração dos analitos encontrados. O Gráfico 1 apresenta os
valores de concentração encontrados no rio Atuba.
Gráfico 1: Variação na concentração dos estrogênios nas sete coletas realizadas durante o estudo nos dois pontos coletados do rio Atuba. Fonte: Autoria própria.
Constatou-se que as concentrações encontradas no rio do Atuba são uma
das mais altas, quando comparados com os demais pontos analisados. Segundo
Machado (2010), essa região é um canal de lançamento de efluente doméstico sem
tratamento, proveniente de ocupações irregulares ao longo do rio Atuba.
O ponto AT2 localiza-se a jusante da Estação de Tratamento de Esgoto
(ETE) Atuba Sul, e esperava-se que houvesse a remoção dos compostos orgânicos,
tais como os estrogênios, dos efluentes nas ETE’s através da “(1) adsorção em
sólidos suspensos, (2) a associação dos compostos com ácidos graxos e óleos, (3) a
biodegradação aeróbica ou anaeróbica, (4) a degradação química por processos de
hidrolise ou nitrificação e (5) a volatilização” (RAIMUNDO, 2007). Com exceção da
amostragem de novembro de 2010 para o EE2, todos os resultados apresentaram
um aumento na quantidade dos estrogênios do ponto AT1 para o AT2.
Cardoso (2011) e Rodrigues (2013) mostraram uma certa ineficiência da
remoção desse hormônio do efluente pela ETE, e o mesmo acaba sendo lançado no
rio, pois devido as características físico-químicas dos HSF’s, há um favorecimento
na sua permanência no efluente final, podendo não haver remoção significativa
42
destes compostos nas ETEs. (RAIMUNDO, 2007; ARNON et al., 2008; MACHADO,
2010; CARDOSO, 2011; RODRIGUES, 2013).
O Gráfico 2 apresenta os valores de concentração encontrados no rio
Barigui.
Gráfico 2: Variação na concentração dos estrogênios nas sete coletas realizadas durante o estudo nos três pontos coletados do rio Barigui. Fonte: Autoria própria.
No primeiro ponto analisado no percurso do rio Barigui, BA1, não foi
observado traço de nenhum estrogênio em nenhuma das coletas realizadas, devido
à proximidade com a nascente do rio, não apresentando ainda interferência
antrópica significativa.
Contudo o segundo ponto do percurso, devido à proximidade com a ETE
Santa Quitéria, foi o ponto que apresentou a maior frequência dos analitos e nas
maiores concentrações. Mesmo assim, esses resultados só foram encontrados nos
períodos de estiagem, no qual, conforme já foi discutido, tendem a apresentar as
maiores concentrações. Esse ponto mostra satisfatoriamente a influência da
sazonalidade pluviométrica no estudo em questão.
No terceiro ponto do rio Barigui, as concentrações dos poluentes tenderam a
diminuir, devido à autodepuração dos analitos no decorrer do rio, chegando no
terceiro ponto em valores significativamente menores, em alguns casos, inclusive
abaixo do limite de detecção. O Gráfico 3 apresenta os valores de concentração
encontrados no rio Belém.
43
Gráfico 3: Variação na concentração dos estrogênios nas sete coletas realizadas durante o estudo nos dois pontos coletados do rio Belém. Fonte: Autoria própria.
A região do rio Belém é outra na qual se observa altos valores para os
poluentes analisados, já que a área está contaminada e poluída, primordialmente,
por esgotos domésticos clandestinos e resíduos sólidos dispostos
inadequadamente. A carga poluidora é resultante de uma poluição difusa, cerca de
90% da poluição das águas do rio Belém é originária de esgotos domésticos, e 10%
se origina a partir de efluentes industriais (BOLLMANN, 2008). Além disso, devido à
intensa atividade urbana, caracterizada por uma ocupação ilegal no ponto BL1, não
há controle dos despejos lançados no rio (BOLLMANN, 2008). O ponto BL2,
segundo Bollmann, também apresenta uma intensa atividade antrópica na região,
contudo com valores menores quando comparando ao ponto BL1, resultando em um
índice de qualidade da água melhor, mas ainda inaceitável.
Todos os estrógenos foram encontrados nos dois pontos estudados no rio
Belém. No caso, de maneira geral o E2 e EE2 apresentaram uma diminuição dos
valores de concentração do ponto BL1 para o ponto BL2, devido à biodegradação
dos compostos no curso do rio; com exceção da coleta de junho de 2012, para
ambos os compostos e na coleta de abril de 2011 para o E2. Contudo, o E1 se
apresentou em todas as campanhas com valores maiores para o ponto BL2 do que
BL1, isso pode ser devido à biodegradação do 17β-Estradiol ser acompanhada do
aumento da concentração de Estrona (CARBALLA et al., 2008), a degradação do E2
em E1 pode ocorrer por microrganismos e por fotocatálise com óxido de titânio
(MACHADO, 2010).
44
O Gráfico 4 apresenta os valores de concentração encontrados no rio
Iguaçu.
Gráfico 4: Variação na concentração dos estrogênios nas sete coletas realizadas durante o estudo nos dois pontos coletados do rio Iguaçu. Fonte: Autoria própria.
No rio Iguaçu, o ponto IG1 está localizado na nascente do rio Iguaçu, na
confluência dos rios Atuba e Iraí (AKISHINO, TAKAHASHI, 2010; MACHADO, 2010).
Portanto as características desse ponto estão intrinsicamente relacionadas com a
confluência dos seus rios oriundos. No ponto IG2, além da carga oriunda do ponto
IG1, e de despejos de esgoto doméstico, ocorre ainda a confluência entre os rios
Belém e Iguaçu, sendo que esse ponto acaba recebendo a influencia de toda a
bacia do Alto Iguaçu, incluindo além de Curitiba, os municípios de Pinhais, Piraquara
e São José dos Pinhais (MACHADO, 2010).
Nesses pontos não é possível estabelecer uma relação clara com o percurso
do rio, ou seja, os valores das concentrações não obedecem a um padrão no
percurso do rio. Os valores de maneira geral obedecem à diluição das
concentrações dos valores encontrados nos rios de origem, quando se afastam
desses valores pode ser explicado pelos despejos inadequados realizados no
decorrer do rio.
O Gráfico 5 apresenta os valores de concentração encontrados no rio
Palmital.
45
Gráfico 5: Variação na concentração dos estrogênios nas sete coletas realizadas durante o estudo nos três pontos coletados do rio Palmital. Fonte: Autoria própria.
O rio Palmital nasce no município de Curitiba, resultante da junção dos
afluentes vindos de Colombo e Almirante Tamandaré e percorre o município de
Pinhais de norte a sul, desaguando no Rio Iraí (CHEPAK, 2008; AKISHINO,
TAKAHASHI, 2010). O ponto PA1 localiza-se próximo a nascente, no município de
Colombo, em uma região rural com pouca influência antrópica; o segundo ponto
encontra-se degradado principalmente por receber “diversas contribuições de
esgotos de áreas densamente povoadas, tais como a Vila Zumbi” (AKISHINO,
TAKAHASHI, 2010, p. 13); e o ponto 3 foi considerado o mais poluído por estar
localizado numa região de alta densidade populacional, sendo muito afetado por
despejos domésticos sem tratamento (OSAWA et al., 2012).
O primeiro ponto do rio Palmital, de maneira geral, apresenta os menores
valores de concentração e frequência na ocorrência dos estrogênios, sendo que seu
aporte é resultante principalmente dos dejetos de animais da área rural.
A presença dos hormônios em diferentes épocas nos pontos PA2 e PA3
sugere a influência da atividade antrópica na região, com a inserção de despejos de
esgoto doméstico. Além disso, conforme Andreoli et al. (2000), o Rio Palmital é
susceptível a inundações no período de chuvas, ocorrendo um carreamento da
carga poluidora, resultando em um grande aporte dos estrogênios ao rio. Essa
situação torna-se evidente principalmente ao passar pelo município de Pinhais, onde
localizam-se o segundo e o terceiro pontos de amostragem deste rio.
46
6.2 HORMÔNIOS SEXUAIS FEMININOS EM SEDIMENTOS
A Tabela 7 apresenta os valores de concentração dos hormônios analisados
em sedimento na coleta de abril de 2012, e o Gráfico 6 foi construído a partir desses
dados.
Tabela 7: Concentração dos hormônios sexuais femininos em sedimento na coleta de abril de 2012
Concentração (µg/kg)
Estradiol Etinilestradiol Estrona
AT1 87,95 42,98 284,47
AT2 < LD < LD 25,14
BA1 NA NA NA
BA2 NA NA NA
BA3 NA NA NA
BL1 16,69 33,89 128,08
BL2 12,71 31,65 58,08
IG1 187,43 < LD 309,89
IG2 < LD 49,98 191,16
PA1 11,17 57,08 232,79
PA2 18,47 17,72 28,46
PA3 < LD 17,64 30,56 Fonte: Autoria própria
Gráfico 6: Concentração dos hormônios sexuais femininos em sedimento na coleta de abril de 2012 Fonte: Autoria própria
O coeficiente de partição octanol/água (logKow) é maior que 3 para todos os
compostos estudados. Substâncias com logKow > 3 são consideradas hidrofóbicas,
47
tendo maior capacidade de sorção nos sedimentos e, consequentemente, maior
tendência a bioacumular (MACHADO, 2010).
Observa-se que o estrógeno presente em maiores concentrações no
sedimento é a estrona, com concentrações chegando a 309,9 μg/kg de sedimento no
ponto IG1. Além da inserção direta desse hormônio no ambiente, essas altas
concentrações desse hormônio, acompanhada dos baixos valores de 17β-Estradiol
pode estar relacionada com a biodegradação de E2 em E1.
6.3 ANÁLISES FÍSICO-QUÍMICAS
Um curso de água não poluído tem concentração de OD variando na faixa
de 8 a 11 mg L-1 a 25 ºC. (SODRÉ, 2005), sendo que as perdas ocorrem por
consumo pela decomposição de matéria orgânica, perdas para a atmosfera,
respiração de organismos aquáticos e oxidação de íons metálicos (ESTEVES,
1998). Devido a isso, baixos valores encontrados podem significar influência
antrópica, principalmente por aporte de esgotos domésticos, como a principal
responsável por essas baixas concentrações de OD (SODRÉ, 2005; KRAMER,
2012). O rio Atuba, conhecido por ser altamente poluído, apresentou valores de 3,1
± 1,2 e 3,4 ± 1,4 mg.L-1, para os pontos AT1 e AT2, respectivamente. Já o Palmital,
no PA1 apresentou 7,5 ± 0,6 mg.L-1, no PA2 5,7 ± 0,8 mg.L-1 e 5,4 ± 1,0 mg.L-1 para
o PA3. Portanto foi possível perceber que os padrões de poluições encontrados
pelos pontos no que se refere aos estrogênios foram mantidos.
As distintas formas de fósforo oriundas de origem antrópicas aparecem em
águas naturais devido principalmente às descargas de esgotos sanitários; os
detergentes empregados em larga escala domesticamente constituem a principal
fonte, além disso a própria matéria fecal é rica em proteínas, que constituem um
fonte de fósforo (SOUZA et al., 2009). A Tabela 8 apresenta os valores de fósforo
total na água.
48
Tabela 8: Concentração de fósforo total encontrado nas águas superficiais.
P - Total
Ponto Ago/10 Nov/10 Abr/11 Jun/11 Set/11 Abr/12 Jun/12
AT1 0,626 ± 0,019 2,090 ± 0,496 2,932 ± 0,256 1,257 ± 0,123 1,872 ± 0,039 0,390 ± 0,010 NA
AT2 2,634 ± 0,039 3,943 ± 0,475 2,806 ± 0,073 6,441 ± 1,372 9,385 ± 0,006 1,760 ± 0,060 NA
BA1 NA NA 5,069 ± 1,435 0,621 ± 0,122 0,413 ± 0,007 0,220 ± 0,040 NA
BA2 NA NA 1,809 ± 1,332 0,412 ± 0,216 0,210 ± 0,021 1,180 ± 0,130 NA
BA3 NA NA 1,874 ± 0,420 1,808 ± 0,038 2,026 ± 0,120 0,830 ± 0,030 NA
BL1 NA NA 1,631 ± 0,098 5,974 ± 0,354 6,461 ± 0,146 0,760 ± 0,020 NA
BL2 NA NA 11,88 ± 0,164 3,864 ± 0,185 4,313 ± 0,248 2,280 ± 0,02 NA
IG1 2,113 ± 0,196 NA 3,541 ± 0,359 1,272 ± 0,017 NA 0,620 ± 0,010 NA
IG2 NA NA 1,104 ± 0,484 0,984 ± 0,229 NA 0,670 ± 0,010 NA
PA1 NA NA 0,637 ± 0,448 0,247 ± 0,076 0,132 ± 0,020 0,100 ± 0,000 NA
PA2 0,580 ± 0,409 NA 0,361 ± 0,035 0,973 ± 0,112 0,659 ± 0,051 0,130 ± 0,010 NA
PA3 0,421 ± 0,589 NA 0,632 ± 0,004 1,264 ± 0,232 1,054 ± 0,053 0,790 ± 0,020 NA
Fonte: Autoria própria.
A tabela 9 apresenta os valores de concentração de ortofosfato nas águas
superficiais, a forma mais assimilável pelos organismos presentes no meio.
Tabela 9: Concentração de ortofosfato encontrado nas águas superficiais
P-PO4-3
Ponto Ago/10 Nov/10 Abr/11 Jun/11 Set/11 Abr/12 Jun/12
AT1 0,045 ± 0,119 0,547 ± 0,059 0,837 ± 0,274 0,329 ± 0,016 1,123 ± 0,091 0,240 ± 0,010 0,270 ± 0,030
AT2 2,504 ± 0,066 5,279 ± 0,244 0,604 ± 0,071 2,151 ± 0,022 4,909 ± 0,373 0,330 ± 0,010 3,420 ± 0,030
BA1 NA NA 0,034 ± 0,002 0,079 ± 0,002 0,255 ± 0,004 0,170 ± 0,010 0,267 ± 0,005
BA2 NA NA 0,031 ± 0,014 0,083 ± 0,003 0,176 ± 0,005 1,000 ± 0,020 3,761 ± 0,103
BA3 NA NA 0,234 ± 0,014 0,564 ± 0,140 1,969 ± 0,071 0,390 ± 0,010 1,892 ± 0,011
BL1 NA NA 0,519 ± 0,015 1,927 ± 0,074 4,474 ± 0,049 0,610 ± 0,000 0,288 ± 0,005
BL2 NA NA 0,722 ± 0,040 1,359 ± 0,046 2,530 ± 0,033 0,060 ± 0,000 0,053 ± 0,001
IG1 2,202 ± 0,241 1,452 ± 0,034 0,475 ± 0,019 0,497 ± 0,001 0,781 ± 0,032 0,410 ± 0,010 0,220 ± 0,000
IG2 NA NA 0,454 ± 0,011 0,257 ± 0,002 1,117 ± 0,088 0,550 ± 0,000 3,180 ± 0,110
PA1 0,028 ± 0,002 0,011 ± 0,002 NA 0,015 ± 0,001 0,102 ± 0,005 0,020 ± 0,000 NA
PA2 1,902 ± 0,262 0,981 ± 0,014 0,937 ± 0,035 0,208 ± 0,020 0,643 ± 0,026 0,110 ± 0,00 NA
PA3 1,724 ± 0,043 1,540 ± 0,066 0,777 ± 0,061 0,194 ± 0,002 0,694 ± 0,017 0,770 ± 0,020 NA
Fonte: Autoria própria.
Comparando correlação de fósforo total com o ortofosfato, tem-se o
indicativo de rios com uma relação baixa entre essas concentrações, tais como os
pontos BA1 e PA1, não sofreram grande influência humana, estabelecendo valores
próximos aos naturais do ambiente. Em alguns casos com o BL1, com relações
próxima à 100%, indica “uma recente descarga de esgoto ainda não degradada e
transformada na forma mais assimilável” (KRAMER, 2012, p. 28).
49
A relação dos valores de fósforo e nitrogênio, principalmente o NNH3, quando
em altas concentrações indicam contaminação recente, provavelmente por esgotos
(BUHVESTOVA, 2011). Kramer (2012), em seu trabalho também na bacia do Alto
Iguaçu, obteve a correlação entre esses dois nutrientes r=0,96; p<0,0001; n=21.
Nesse caso, pontos que apresentaram altas concentrações de NNH3, também
apresentaram altas concentrações de PTotal; por exemplo o AT2, nos quais as
médias dessas concentrações são respectivamente iguais à 58,04 ± 31,57 mg.L-1 e
1,84 ± 0,09 mg.L-1.
“O nitrogênio pode ser encontrado nas águas nas formas de nitrogênio
orgânico, amoniacal, nitrito e nitrato [...] pode-se associar as etapas de degradação
da poluição por meio da relação entre as formas de nitrogênio” (CETESB, 2009, p.
25). Nesse caso a forma do nitrogênio, indica a zona de autodepuração natural do
rio em que se encontra: nitrogênio orgânico representa a zona de degradação, ou
seja, tem início logo após o lançamento de águas residuárias; nitrogênio amoniacal
na zona de decomposição ativa; nitrito na zona de recuperação e o nitrato na zona
de águas limpas (CETESB, 2009, p. 25). Pela forma do nitrogênio pode-se afirmar a
distância entre a região em que a fonte de poluição se encontra do ponto analisado.
A Tabela 10 apresenta as concentrações de nitrito.
Tabela 10: Concentração de nitrito encontrado nas águas superficiais
N-NO2-
Ponto Ago/10 Nov/10 Abr/11 Jun/11 Set/11 Abr/12 Jun/12
AT1 0,417 ± 0,001 0,130 ± 0,005 0,226 ± 0,002 0,134 ± 0,011 0,222 ± 0,005 0,423 ± 0,008 0,272 ± 0,002
AT2 2,101 ± 0,152 0,074 ± 0,001 0,031 ± 0,000 0,075 ± 0,002 0,072 ± 0,001 0,057 ± 0,001 0,086 ± 0,002
BA1 NA NA 0,212 ± 0,003 0,140 ± 0,001 0,138 ± 0,002 0,266 ± 0,001 0,208 ± 0,001
BA2 NA NA 0,207 ± 0,001 0,135 ± 0,000 0,148 ± 0,005 0,277 ± 0,001 0,198 ± 0,001
BA3 NA NA 0,197 ± 0,005 0,123 ± 0,000 0,152 ± 0,001 0,157 ± 0,000 0,214 ± 0,000
BL1 NA NA 0,081 ± 0,005 0,087 ± 0,002 0,048 ± 0,000 0,131 ± 0,000 0,288 ± 0,005
BL2 NA NA 0,077 ± 0,001 0,056 ± 0,001 0,067 ± 0,005 0,61 ± 0,001 0,053 ± 0,001
IG1 0,063 ± 0,001 0,053 ± 0,002 0,094 ± 0,002 0,100 ± 0,001 0,117 ± 0,002 0,188 ± 0,001 0,152 ± 0,001
IG2 NA NA 0,089 ± 0,001 0,0414 ± 0,000 0,027 ± 0,000 0,039 ± 0,001 0,131 ± 0,001
PA1 0,004 ± 0,001 0,007 ± 0,001 0,011 ± 0,001 0,009 ± 0,000 0,060 ± 0,000 0,025 ± 0,003 0,013 ± 0,001
PA2 0,552 ± 0,087 0,041 ± 0,001 0,013 ± 0,001 0,116 ± 0,007 0,194 ± 0,009 0,235 ± 0,004 0,139 ± 0,001
PA3 0,042 ± 0,001 0,082 ± 0,007 0,237 ± 0,022 0,117 ± 0,003 0,198 ± 0,003 0,253 ± 0,007 0,150 ± 0,000
Fonte: Autoria própria.
A tabela 11 apresenta a quantidade de nitrogênio amoniacal nos pontos
analisados.
50
Tabela 11: Concentração nitrogênio amoniacal encontrado nas águas superficiais
N-NH3
Ponto Ago/10 Nov/10 Abr/11 Jun/11 Set/11 Abr/12 Jun/12
AT1 1,759 ± 0,023 9,795 ± 1,033 12,96 ± 1,908 4,641 ± 0,422 6,138 ± 0,487 3,364 ± 0,068 11,07 ± 2,095
AT2 5,979 ± 0,211 50,80 ± 2,941 56,42 ± 2,844 26,68 ± 2,836 27,92 ± 0,150 95,53 ± 5,748 55,52 ± 1,045
BA1 NA NA 0,309 ± 0,011 1,595 ± 0,028 1,041 ± 0,041 2,825 ± 0,334 1,008 ± 0,085
BA2 NA NA 1,226 ± 0,116 9,022 ± 0,772 10,54 ± 0,575 19,99 ± 1,965 16,12 ± 0,935
BA3 NA NA 1,169 ± 0,213 9,492 ± 0,638 9,708 ± 0,416 12,10 ± 0,594 10,87 ± 0,705
BL1 NA NA 3,886 ± 0,156 19,83 ± 1,162 25,45 ± 0,529 17,55 ± 2,380 21,63 ± 0,215
BL2 NA NA 2,571 ± 0,414 20,93 ± 0,243 50,29 ± 0,942 26,13 ± 1,591 24,96 ± 1,597
IG1 3,844 ± 0,107 19,97 ± 0,472 20,36 ± 0,007 5,033 ± 0,558 5,924 ± 1,189 16,76 ± 0,225 4,907 ± 0,615
IG2 NA NA 25,57 ± 1,181 5,755 ± 0,582 8,009 ± 0,436 18,28 ± 1,567 14,03 ± 0,921
PA1 0,093 ± 0,028 0,013 ± 0,005 NA 0,027 ± 0,001 0,691 ± 0,112 0,131 ± 0,004 NA
PA2 1,123 ± 0,099 16,32 ± 0,252 16,08 ± 1,142 4,917 ± 0,227 3,500 ± 0,301 3,963 ± 0,235 1,860 ± 0,276
PA3 11,51 ± 0,215 22,38 ± 1,718 26,67 ± 2,438 6,293 ± 0,649 3,437 ± 0,399 3,653 ± 0,129 2,310 ± 0,288
Fonte: Autoria própria.
A tabela 12 apresenta os valores de nitrato
Tabela 12: Concentração de nitrato encontrado nas águas superficiais
N-NO3-
Ponto Ago/10 Nov/10 Abr/11 Jun/11 Set/11 Abr/12 Jun/12
AT1 1,678 ± 0,323 0,677 ± 0,061 1,881 ± 0,424 1,260 ± 0,007 1,325 ± 0,101 7,652 ± 0,092 12,834 ± 0,284
AT2 0,506 ± 0,159 0,201 ± 0,024 0,422 ± 0,134 0,219 ± 0,005 0,301 ± 0,035 0,516 ± 0,021 2,931 ± 0,089
BA1 NA NA 1,053 ± 0,249 1,382 ± 0,091 2,197 ± 0,179 4,040 ± 0,030 16,251 ± 0,722
BA2 NA NA 1,145 ± 0,029 1,195 ± 0,144 1,794 ± 0,009 4,740 ± 0,210 17,047 ± 0,005
BA3 NA NA NA 1,049 ± 0,020 1,526 ± 0,132 2,397 ± 0,049 15,308 ± 0,549
BL1 NA NA 0,130 ± 0,033 0,128 ± 0,003 0,199 ± 0,004 2,117 ± 0,085 4,654 ± 0,044
BL2 NA NA 0,146 ± 0,029 0,037 ± 0,027 0,206 ± 0,002 0,574 ± 0,023 1,232 ± 0,077
IG1 0,314 ± 0,039 0,113 ± 0,010 0,555 ± 0,040 0,389 ± 0,007 0,974 ± 0,028 3,150 ± 0,120 6,071 ± 0,083
IG2 NA NA 0,366 ± 0,031 0,325 ± 0,008 0,166 ± 0,003 0,364 ± 0,008 4,684 ± 0,296
PA1 1,165 ± 0,039 0,398 ± 0,012 0,682 ± 0,154 0,866 ± 0,048 0,679 ± 0,053 1,183 ± 0,045 5,450 ± 0,156
PA2 1,961 ± 0,024 0,171 ± 0,010 0,547 ± 0,093 1,347 ± 0,045 1,751 ± 0,068 3,930 ± 0,475 9,407 ± 0,218
PA3 0,862 ± 0,078 0,203 ± 0,011 3,305 ± 0,056 0,989 ± 0,024 1,389 ± 0,096 6,009 ± 0,014 8,368 ± 0,126
Fonte: Autoria própria.
Pode-se determinar a quantidade de fontes poluidoras antes dos pontos
analisados pela concentração das distintas formas de nitrogênio encontrados no rio,
conforme seu estado de oxidação.
Quando a concentração do nitrogênio amoniacal se mostrou relativamente
maior que as demais, agrupando nessas características os pontos BA2, BA3 e IG2,
nos quais não há influência antrópica no ponto propriamente, e sim na proximidade.
Nesses pontos o nitrogênio orgânico já começou o processo de degradação. Por
51
exemplo, o BA2, que se encontra próximo à ETE Santa Quitéria, apresenta uma
concentração de até 19,996 ± 1,965 mg.L-1 de NNH3.
O ponto PA2 apresenta concentrações semelhantes para as diferentes
formas de nitrogênio, mostrando concentrações semelhantes para esses três casos,
indicando que a carga poluidora é lançada no rio em uma grande extensão anterior
ao ponto analisado. O mesmo acontece para o PA3. Por exemplo na coleta de abril
de 2012, as concentrações de NNH3 e NNO3- no ponto PA2 são respectivamente,
3,930 ± 0,475 e 3,963 ± 0,235 mg.L-1.
Pelas concentrações das espécies de nitrogênio, pode-se afirmar que os
pontos PA1 e BA1 não apresentam influência antrópica. Pela concentração pode-se
afirmar que as concentrações dos compostos de nitrogênio reduzidos, são oriundas
de substâncias autóctones naturais, por exemplo, fezes de animais.
52
7 CONCLUSÃO
Foi possível observar a presença significativa dos hormônios sexuais
femininos nos pontos analisados, demonstrando uma atividade antrópica intensa nas
regiões onde foram realizadas as coletas, nas quais efluentes domésticos acabam
chegando aos rios sem nenhum sistema de tratamento.
Foi possível observar que os hormônios estudados são compostos
complexos, e as suas concentrações encontradas nos locais estão relacionadas com
diversos fatores, tais como biodegradação, interferência, ou mascaramento por
outras substâncias.
A sazonalidade pluviométrica, bem como as diferentes estações do ano são
fatores muito importantes na região de estudo, na qual é possível observar
claramente as variações que ocorrem em diferentes períodos.
Nos rios Atuba e Belém foi possível observar picos com altas concentrações
tanto de hormônios quanto das formas de fósforo e nitrogênio estudadas, devido à
forte influência antrópica na região e a presença da ETE Atuba Sul. Foi possível
também observar um aumento da concentração de contaminantes à medida que se
afasta da nascente do rio, bem como a degradação de 17β-Estradiol em Estrona
também pode ser evidenciada.
53
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