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Ministério da EducaçãoSecretaria de Educação Profissional e Tecnológica
Instituto Federal de Educação Ciência e Tecnologia GoianoCurso de Tecnologia em Gestão Ambiental
SARA GONÇALVES CARNEIRO
DIVERSIDADE MICROBIANA EM DIFERENTES SISTEMAS DE USO DO SOLO
URUTAÍ - GO2010
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Ministério da EducaçãoSecretaria de Educação Profissional e Tecnológica
Instituto Federal de Educação Ciência e Tecnologia GoianoCurso de Tecnologia em Gestão Ambiental
SARA GONÇALVES CARNEIRO
DIVERSIDADE MICROBIANA EM DIFERENTES SISTEMAS DE USO DO SOLO
Monografia apresentada para obtenção do grau de Tecnólogo em Gestão Ambiental ao Instituto Federal Goiano – Campus Urutaí. Orientador: Dr. Milton Luiz da Paz Lima.
URUTAÍ - GO2010
ii
SARA GONÇALVES CARNEIRO
DIVERSIDADE MICROBIANA EM DIFERENTES SISTEMAS DE USO DO SOLO
BANCA EXAMINADORA
_______________________________________Dr. Lucas Carvalho B. de Azevedo (Revisor)
_______________________________________Dr. Marcus Vinícius Vieitas Ramos (Revisor)
_______________________________________Dr. Milton Luiz da Paz Lima (Orientador)
Data da Defesa: Urutaí, 16 de dezembro de 2010
iii
Dedico a meus pais e irmãos, que sempre me apoiaram com todo seu amor e carinho e me estimularam a nunca desistir dos meus objetivos. E ao meu orientador pelo esforço e dedicação.
iv
AGRADECIMENTOS
Agradeço primeiramente a Deus, aos meus pais e irmãos pelo amor, carinho e compreensão
que sempre me apoiaram e me incentivaram a não desistir dos meus ideais. Ao Rafael pelo amor e
compreensão, que mesmo longe sempre ajudou.
Agradeço também aos meus amigos que sempre estiveram perto, me ajudando e me apoiando
de uma forma incondicional, em especial as minha amigas Ana Cristina, Josyane, Jordana, Joceline,
Luciele e Michelh e aos meus amigos Jonemarcio e Deydyan e são pessoas que jamais esquecerei.
Agradeço aos professores do curso, em especial ao Lucas Azevedo pelo apoio e paciência e
ao professor Marcus Mendes.
A Priscila que me ajudou nas atividades do Laboratório de Microbiologia, sempre com muita
paciência.
Um agradecimento em especial ao professor Milton que com sua dedicação e sabedoria
tornou esse trabalho realidade.
E por último a todos que ajudaram de forma direta ou indiretamente para conclusão deste, e
aos moradores da república onde morei durante a graduação que sempre estiveram presente e me
apoiando.
v
“Somente quando for cortada a última árvore, pescado o último peixe e poluído o último rio é que as pessoas vão perceber que não se pode comer dinheiro.”Provérbio indígena.
vi
RESUMO
CARNEIRO, S.G. Diversidade microbiana em diferentes sistemas de uso do solo. Trabalho de Conclusão de Curso. 56 p. 2010.
Estudos a respeito da diversidade de microrganismos em solos dos Cerrados ainda são incipientes e
pouco frequentes, até mesmo porque as concepções de conhecimento para preservação nos projetos
de pesquisa veem sido debatidos nestes tempos de aquecimento global. O objetivo neste trabalho foi
caracterizar microrganismos bacterianos e fúngicos, estudar a distribuição da diversidade destes em
três usos da terra no Cerrado. Amostras de solo foram coletadas em três locais pertencentes ao
Instituto Federal Goiano, localizado na cidade de Urutaí. Os três usos do solo são pastagem (P), mata
(M) e área de cultivo em pivô (C). Foram coletados amostras de solos nas profundidades de 0-20 cm
e 20-40 cm. Em cada uso da terra foram coletadas cinco amostras simples que foram misturadas
compondo respectivamente três amostras compostas. O número de UFC (Unidades Formadoras de
Colônias) na mata foi superior a de pastagem e agricultura tanto no meio seletivo com fungicida
como com antibiótico. A profundidade do solo a que apresentou maior número de UFC foi de 0-20
cm em todas as áreas analisadas. O gênero Penicillium apresentou maior frequência. Este trabalho
permitiu identificar, descrever e depositar uma coleção de microrganismos bacterianos e fúngicos,
bem como estudar a distribuição da diversidade em ambiente de Cerrado com uso agrícola, pastagem
e com presença de cobertura florística.
Palavras-chave: comunidade, população, microbiota.
vii
ABSTRACT
CARNEIRO, S.G. Microbial diversity in different land use systems in Cerrado . Monograph Course. 56 p. 2010.
Studies on the diversity of microorganisms in soils of Cerrado’s are still incipient and infrequent,
even as the concepts of knowledge for the preservation research projects see been discussed in these
times of global warming. The objective of this study was to characterize bacterial and fungal
microorganisms, studying the distribution of diversity in these three land uses in the Cerrado. Soil
samples were collected at three sites belonging to the Instituto Federal Goiano campus Urutaí,
located in the city of Urutaí, GO. The three land uses are pasture (P), forest (M) and cultivation in
pivot system (C). We collected soil samples at 0-20 cm and 20-40 cm. In each land use were
collected from five single samples were mixed respectively composing three composite samples. The
number of CFU (Colony Forming Units) in the forest was over pasture and agriculture both in
selective medium with antibiotics as a fungicide. The depth of soil had the greatest number of CFU
was 0-20 cm in all areas surveyed. The genus Penicillium presented more frequently. This work
allowed us to identify, describe and put a collection of bacterial and fungal microorganisms, and
study the distribution of diversity in Cerrado agricultural use, grazing and the presence of floristic
coverage.
Key words: community, population, soil microorganisms.
viii
SUMÁRIO
AGRADECIMENTOS ........................................................................................................................ V
RESUMO ...................................................................................................................................... VII
ABSTRACT .................................................................................................................................. VIII
1 INTRODUÇÃO .............................................................................................................................. 1
2 OBJETIVO .................................................................................................................................... 2
2.1. OBJETIVOS GERAIS ................................................................................................................................. 2
2.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS ............................................................................................................................ 2
3 REVISÃO DE LITERATURA ........................................................................................................... 2
3.1. CARACTERIZAÇÃO DO CERRADO ................................................................................................................... 2
3.2. INTERAÇÕES E DIVERSIDADE MICROBIOLÓGICA DO SOLO ........................................................................................ 3
3.3. RIZOSFERA .......................................................................................................................................... 4
3.4. BACTÉRIAS DO SOLO ............................................................................................................................... 4
3.5. FUNGOS DO SOLO .................................................................................................................................. 6
3.6. MICORRIZAS ........................................................................................................................................ 6
3.7. FUNGOS FITOPATOGÊNICOS RADICULARES ....................................................................................................... 7
4. MATERIAL E MÉTODOS ............................................................................................................. 8
............................................................................................................................................................ 9
4.1. COLETA DO SOLO ................................................................................................................................. 10
4.2. ANÁLISE MICROBIOLÓGICA UTILIZANDO TÉCNICA DE DILUIÇÃO EM SÉRIE ..................................................................... 11
4.3. ANÁLISE QUÍMICA DO SOLO ..................................................................................................................... 12
4.4. ANÁLISE ESTATÍSTICA ............................................................................................................................ 12
5. RESULTADOS E DISCUSSÃO ..................................................................................................... 13
5.1 ANÁLISE DE PROPRIEDADES QUÍMICAS E FÍSICAS DO SOLO .................................................... 13
5.2 EFEITO INIBITÓRIO DE INDICADORES DE CRESCIMENTO ......................................................................................... 14
5.3 QUANTIFICAÇÃO DE PROPÁGULOS MICROBIANOS EM DIFERENTES PROFUNDIDADES E USOS DO SOLO ...................................... 15
5.4. CARACTERIZAÇÃO DAS POPULAÇÕES BACTERIANAS EM DIFERENTES USOS DO SOLO ......................................................... 21
5.5 CARACTERIZAÇÃO DAS POPULAÇÕES FÚNGICAS EM DIFERENTES USOS DO SOLO. ............................................................. 27
6. CONCLUSÕES ........................................................................................................................... 41
7. REFERÊNCIA BIBLIOGRÁFIA ...................................................................................................... 42
SANO, S.M.; ALMEIDA, S.P.; RIBEIRO, J.F.; CERRADO: ECOLOGIA E FLORA. EMBRAPA CERRADOS. BRASÍLIA, DF: EMBRAPA
INFORMAÇÃO TECNOLÓGIA, 2008. .................................................................................................................. 43
ix
x
LISTAGEM DE TABELAS
TABELA 1. ANÁLISE FÍSICA DO SOLO EM TRÊS ÁREAS DIFERENTES, ENTRE ELAS PASTAGEM (P),
MATA (M) E CULTIVO (C) EM DUAS PROFUNDIDADES DIFERENTES (0-20 E 20-40 CM). ................. 13
TABELA 2. PARÂMETROS DA ANÁLISE QUÍMICA DO SOLO NA PASTAGEM (P), MATA (M) E
CULTIVO (C) EM NAS PROFUNDIDADES DE 0-20 E 20-40 CM. ........................................................ 14
TABELA 3. CONTINUAÇÃO DA LISTAGEM DOS PARÂMETROS DA ANÁLISE QUÍMICA DO SOLO NA
PASTAGEM (P), MATA (M) E CULTIVO (C) EM NAS PROFUNDIDADES DE 0-20 E 20-40 CM. ........... 14
TABELA 4. TESTE PRELIMINAR PARA VERIFICAÇÃO DO EFEITO INIBITÓRIO DE FUNGICIDA E
ANTIBIÓTICOS DILUÍDOS NAS CONCENTRAÇÕES DE 10-2, 10-3 E 10-4 E CONTROLE SEM
APLICAÇÃO DE FUNGICIDA E ANTIBIÓTICO. ................................................................................. 15
TABELA 5. NÚMERO DE UNIDADES FORMADORAS DE COLÔNIA (UFC) POR GRAMA DE SOLO
DESENVOLVIDAS EM MEIO DE CULTURA CONTENDO FUNGICIDA, PLAQUEADOS EM DIFERENTES
DILUIÇÕES DA AMOSTRA DE SOLO, EM DIFERENTES PROFUNDIDADES (PROF.) DE COLETA EM
DIFERENTES ÁREAS DE DE USO NA CIDADE DE URUTAÍ, GO. ........................................................ 15
TABELA 6. NÚMERO DE UNIDADES FORMADORAS DE COLÔNIA (UFC) POR GRAMA DE SOLO
DESENVOLVIDAS EM MEIO DE CULTURA CONTENDO ANTIBIÓTICOS, PLAQUEADOS EM
DIFERENTES DILUIÇÕES DA AMOSTRA DE SOLO, EM DIFERENTES PROFUNDIDADES (PROF.) DE
COLETA EM DIFERENTES ÁREAS DE DE USO NA CIDADE DE URUTAÍ, GO. ...................................... 16
TABELA 7. VALOR F RESULTANTE DA ANALISE DE VARIÂNCIA (ANOVA) DAS UNIDADES
FORMADORAS DE COLÔNIAS TRANSFORMADAS (UFC) DEMONSTRANDO EFEITO DOS FATORES E
DE SUAS INTERAÇÕES. ................................................................................................................ 17
TABELA 8. CARACTERIZAÇÃO DAS BACTÉRIAS ISOLADAS DO SOLO EM TRÊS ÁREAS DIFERENTES
CULTIVO, PASTAGEM E MATA. ISOLADO (I), (CULTIVO=C, PASTAGEM= P, MATA=M), COLÔNIA
INDIVIDUALIZADA (CI), TESTE GRAM (TG), CATALASE ( C), TESTE DE PECTINASE (TP). .................. 23
TABELA 9. CLASSIFICAÇÃO DOS ISOLADOS BACTERIANOS COLETADOS EM DIFERENTES USOS DO
SOLO EM TRÊS GRUPOS UTILIZANDO MEDIDA DE SIMILARIDADE UPGMA. ................................. 25
TABELA 10. CARACTERIZAÇÃO DOS ISOLADOS FÚNGICOS DE TRÊS ÁREAS (MATA, PASTAGEM E
CULTIVO). ISOLADO (I), (MATA=M, PASTAGEM=P, CULTIVO=C), COLORAÇÃO FRENTE (CF),
COLORAÇÃO VERSO (CV), PRESENÇA DE MUCOR (PM), MICÉLIO (M), (INTERMEDIÁRIO= I,
ELEVADO= E), CIRCUNSCRIÇÃO (C), BORDA (B), ( LISA= L, ONDULADA=O, IRREGULAR= I),
xi
COMPLETOU A PLACA (CP),ESPOROS (E), MUDANÇA NA COLORAÇÃO DO MEIO (MCM), PRESENÇA
DE ESCLERÓDIO (PE). .................................................................................................................. 29
TABELA 11. CLASSIFICAÇÃO DOS ISOLADOS FÚNGICOS COLETADOS EM DIFERENTES USOS DO
SOLO EM TRÊS GRUPOS UTILIZANDO MEDIDA DE SIMILARIDADE UPGMA. ................................. 31
TABELA 12. ÍNDICES DE DIVERSIDADE EM TRÊS ÁREAS DIFERENTES DE USO DO SOLO, DENTRE
ELAS (MATA, PASTAGEM E CULTIVO). .......................................................................................... 39
xii
LISTAGEM DE FIGURAS
FIGURA 1. ÁREAS DE ESTUDO COM DIFERENTES SISTEMAS DE USO DO SOLO. A. VISÃO AÉREA DA
ÁREA DE ESTUDO. B. MATA COM INTERVENÇÃO ANTRÓPICA (17O29’37” S E 48O12’32” O), C.
ÁREA DE AGRICULTURA IRRIGADA-PIVÔ (17O29’38” S E 48O12’54” O) E D. PASTAGEM (17O29’31”
S E 48O12’31” O). .......................................................................................................................... 9
FIGURA 2. MAPA AÉREO DA ÁREA DE ESTUDO ONDE FORAM REALIZADAS AS COLETAS DAS
AMOSTRAS DE SOLO DA ÁREA DE MATA (M) NOS SEGUINTES PONTOS M01 (17°29’36’’S E
48°12’32’’O), M02 (17°29’35’’S E 48°12’35’’O), M03 (17°29’37’’S E 48°12’35’’O), M04 (17°29’38’’S
E 48°12’35’’O), M05 (17°29’40’’S E 48°12’35’’O), NA ÁREA DE PASTAGEM (P) NOS PONTOS
P01(17°29’32’’S E 48°12’37’’O), P02 (17°29’33’’S E 48°12’40’’O), P03 (17°29’32’’S E 48°12’46’’O),
P04 (17°29’35’’S E 48°12’50’’O) E P05 (17°29’42’’S E 48°12’46’’O) E POR ÚLTIMO NA ÁREA DE
CULTIVO IRRIGADO (C) C01 (17°29’41’’S E 48°12’56’’O), C02 (17°29’44’’S E 48°12’59’’O), C03
(17°29’44’’S E 48°13’01’’O), C04 (17°29’35’’S E 48°13’02’’O) E C05 (17°29’35’’S E 48°12’56’’O). .... 10
FIGURA 3. MÉDIAS DAS UNIDADES FORMADORAS DE COLÔNIAS (UFC) TRANSFORMADAS
[LOG2(X+10)] NAS ÁREAS DE USO DE SOLOS DE CULTIVOS, PASTAGENS E MATA. ........................ 18
FIGURA 4. MÉDIAS DAS UNIDADES FORMADORAS DE COLÔNIAS (UFC) TRANSFORMADAS
[LOG2(X+10)] EM MEIO DE CULTIVO CONTENDO FUNGICIDA E ANTIBIÓTICO. .............................. 19
FIGURA 5. MEDIAS DAS UNIDADES FORMADORAS DE COLÔNIAS (UFC) TRANSFORMADAS
[LOG2(X+10)] EM DIFERENTES DILUIÇÕES DAS FRAÇÕES DO SOLO. .............................................. 20
FIGURA 6. MÉDIAS DAS UNIDADES FORMADORAS DE COLÔNIAS (UFC) TRANSFORMADAS
[LOG2(X+10)] EM DIFERENTES PROFUNDIDADES DE COLETAS DO SOLO. ...................................... 21
FIGURA 7. AGRUPAMENTO DOS ISOLADOS BACTERIANOS COLETADOS EM DIFERENTES USO DO
SOLO COM BASE EM CARACTERIZAÇÃO POR PARÂMETROS BIOQUÍMICOS UTILIZANDO
APLICADOS A ANÁLISE DE AGRUPAMENTO (“CLUSTER”) COM MEDIDA DE SIMILARIDADE UPGMA.
.................................................................................................................................................... 24
FIGURA 8. UNIDADES FORMADORAS DE COLÔNIAS (UFC) DE BACTÉRIAS DAS ÁREAS DE MATA,
PASTAGEM E CULTIVO. A. VISÃO GERAL DO EXPERIMENTO, B. MATA 0-20 CM, C. MATA 20-40
CM, D. PASTAGEM 0-20 CM, E. 20-40 CM, F. CULTIVO: 0-20 CM, G. CULTIVO 20-40 CM. ............... 26
FIGURA 9. AGRUPAMENTO DOS ISOLADOS BACTERIANOS COLETADOS EM DIFERENTES USO DO
SOLO COM BASE EM CARACTERIZAÇÃO POR PARÂMETROS BIOQUÍMICOS UTILIZANDO
xiii
APLICADOS A ANÁLISE DE AGRUPAMENTO (“CLUSTER”) COM MEDIDA DE SIMILARIDADE UPGMA.
.................................................................................................................................................... 30
FIGURA 10. PLACAS CONTENDO ANTIBIÓTICO, UNIDADES FORMADORAS DE COLÔNIAS (UFC). A.
EXPERIMENTO ÁREA DE CULTIVO, B. CULTIVO 0-20 CM, C. CULTIVO 20-40 CM, D. EXPERIMENTO
MATA, E. MATA 0-20 CM, F. MATA 20-40 CM, G. EXPERIMENTO PASTAGEM, H. PASTAGEM 0-20
CM. I. PASTAGEM 20-40 CM. ........................................................................................................ 32
FIGURA 11. ASPECTOS MORFOCULTURAIS DAS COLÔNIAS FÚNGICAS DE SOLOS DA MATA. A.
DIFERENTES COLÔNIAS FÚNGICAS AOS SETE DIAS DE CRESCIMENTO. B. HIFOMICETO
ALARANJADO DESCONHECIDO, C. HIFOMICETO DE COLORAÇÃO ESBRANQUIÇADA, D.
HIFOMICETO DESCONHECIDO COM CRESCIMENTO MICELIAL ABUNDANTE, E. HIFOMICETO
DESCONHECIDO DE MICÉLIO BRANCO E POUCO ABUNDANTE, F. ALTERNARIA SP., G. HIFOMICETO
DESCONHECIDO SECRETANDO SUBSTÂNCIAS NO MEIO DE CULTURA, H. HIFOMICETO
DESCONHECIDO DE COLORAÇÃO CREME, I. TRICHODERMA SP., J. HIFOMICETO DESCONHECIDO
DE COLORAÇÃO PÁLEA, K. MUCOR SP., L. PENICILLIUM SP. .......................................................... 33
FIGURA 12. ASPECTOS MORFOCULTURAIS DAS COLÔNIAS FÚNGICAS DE SOLOS DA MATA. A.
DIFERENTES COLÔNIAS FÚNGICAS AOS SETE DIAS DE CRESCIMENTO. B. FUSARIUM SP., C.
HIFOMICETO DESCONHECIDO DE COLORAÇÃO AMARELADA, D. HIFOMICETO DESCONHECIDO
COM CRESCIMENTO MICELIAL LENTO, E. MUCOR SP., F. HIFOMICETO DESCONHECIDO COM A
PRODUÇÃO DE ESCLERÓDIOS, G. HIFOMICETO DESCONHECIDO DE CENTRO MARROM E BORDAS E
COLORAÇÃO BRANCA, H. HIFOMICETO DESCONHECIDO DE COLORAÇÃO BRANCA ALARANJADA, I.
HIFOMICETO DESCONHECIDO DE COLORAÇÃO BRANCA ALARANJADA, J. HIFOMICETO
DESCONHECIDO DE COLORAÇÃO BRANCA ALARANJADA, K. TRICHODERMA SP., M. HIFOMICETO
DESCONHECIDO. .......................................................................................................................... 34
FIGURA 13. ASPECTOS MORFOCULTURAIS DAS COLÔNIAS FÚNGICAS DE SOLOS DE ÁREA DE
CULTIVO IRRIGADO MATA. A. DIFERENTES COLÔNIAS FÚNGICAS AOS SETE DIAS DE
CRESCIMENTO. B. HIFOMICETO DESCONHECIDO, C. TRICHODERMA SP., D. HIFOMICETO
DESCONHECIDO, E. HIFOMICETO DESCONHECIDO, F. FUSARIUM SP., G. HIFOMICETO
DESCONHECIDO DE COLORAÇÃO BRANCO ACINZENTADA, H. HIFOMICETO DESCONHECIDO DE
COLORAÇÃO NEGRA COM HALOS LARANJAS, I. HIFOMICETO DESCONHECIDO DE MICÉLIO
ABUNDANTE, J. TRICHODERMA SP., K. HIFOMICETO DESCONHECIDO, L. HIFOMICETO
DESCONHECIDO. .......................................................................................................................... 35
xiv
FIGURA 14. FREQUÊNCIAS OBSERVADAS NOS FUNGOS NAS ÁREAS DE MATA (A), CULTIVO (B) E
PASTAGEM (C). ............................................................................................................................ 36
5.6. DIVERSIDADE DE DIFERENTES SISTEMAS DE USO DO SOLO ................................................... 37
FIGURA 15. TRIPLOT DO NÚMERO DE UNIDADES FORMADORAS DE COLÔNIA, AMOSTRAS DE
SOLO E VARIÁVEIS QUÍMICAS DO SOLO, DA ANÁLISE DE COMPONENTES PRINCIPAIS (ACP). UFC
FUNGICIDA – UFC EM MEIO COM FUNGICIDA COMO AGENTE SELETIVO. UFC ANTIBIÓTICO – UFC
EM MEIO COM ANTIBIÓTICO COMO AGENTE SELETIVO. MO – TEOR DE MATÉRIA ORGÂNICA DO
SOLO; P – TEOR DE FÓSFORO; HAL – TEOR DE H++AL3+; CTC – CAPACIDADE DE TROCA CATIÔNICA;
%CA – SATURAÇÃO DA CTC POR CÁLCIO; %K – SATURAÇÃO DA CTC POR POTÁSSIO; CP1 –
COMPONENTE PRINCIPAL 1; CP2 – COMPONENTE PRINCIPAL 2. .................................................. 38
................................................................................................................................................... 40
FIGURA 16. PARÂMETROS DE DIVERSIDADE NOS DIFERENTES USOS DE SOLO. A. NÚMERO DE
INDIVÍDUOS OBSERVADOS. B. ABUNDÂNCIA DE ESPÉCIES. C. ESTIMATIVA DA RIQUEZA. D.
EQUITABILIDADE. ........................................................................................................................ 40
xv
1 INTRODUÇÃO
A maioria das pessoas possui um escasso e superficial conceito do que representa e
significa o solo. E este que é fruto da intemperização de rochas num olhar fenológico propicia
uma visão de um mundo complexo, dinâmico, pleno de formas vivas que desempenham
diversas funções e se relacionam entre si e com o meio (TRABULSI & ALTERTHUM,
2008).
O solo é um ecossistema representado por muitos microrganismos e, dentre estes, não
menos importante os fungos possuem essencial papel na ciclagem dos elementos na natureza.
Sua diversidade no solo é grande e muitas vezes inexplorada, e as pesquisas são fundamentais
para a otimização da produção vegetal, controle de doenças, pragas e estudos das interações
ecológicas pouco investigadas em linhas de pesquisa. Grande parte dos fungos patogênicos
em plantas ou animais sobrevive no solo e este substrato serve de fonte para uma diversidade
aerobionte. Este inóculo pode ocasionar inúmeras micoses que acometem o homem e outros
animais, além da maior representatividade parasitária em plantas. Contudo, não somente
malefícios assolam este grupo de microrganismos, além da degradação de partículas
orgânicas, os fungos podem ter uma associação mutualística com raízes de vegetais
ocasionando uma relação ecológica parasitária e harmônica, e bastante eficiente para o
desenvolvimento de plantas e fungos (TRABULSI & ALTERTHUM, 2008).
Muito pouco se sabe a respeito da diversidade de fungos e taxonomia dos mesmos no
planeta e estima-se que 5 % da diversidade existente foi estudada e identificada nos diferentes
biomas do planeta. O enfoque principal das pesquisas cujo foco são fungos patogênicos,
resume-se a estudos taxonômicos de fungos fitopatogênicos e causadores de doenças (animais
e plantas), epidemiologia, etiologia, patologia de sementes, controle, e estas e muitas outras
linhas de pesquisas são estudadas devido a existência de especialistas e interesse de
financiamento. A maior diversidade e número de fungos do solo é representada por fungos
filamentosos e que se reproduzem assexualmente, sendo representada pelos fungos
mitospóricos - hifomicetos. Contudo no planeta, o maior número de espécies presentes
pertencem a divisão ascomicota, que representa a fase teleomófica desta fase mais encontrada
(BRADY, 1983).
A diversidade das bactérias quando a espécie ainda não é bem compreendida ou
calculada, as avaliações feitas por vários pesquisadores sugerem que a soma das espécies já
identificadas em vários ambientes da Terra é de, aproximadamente, quatro mil. Pode-se
determinar como residentes legítimas do solo aquelas espécies que são, com maior frequência,
1
encontradas nos solos em números relativamente grandes, que prevalecem dentro das
populações bacterianas e cuja ocorrência, número e atividades são controladas pelas
condições do solo. Essas bactérias vivem no solo utilizando como nutrientes as matérias
encontradas e cumprem, aí, seus ciclos vitais completos (VARGAS & HUNGRIA, 1997).
Considerando que poucos estudos sobre a diversidade de fungos e bactérias dos solos
são realizados, e que propriedades edafoclimáticas influenciam no comportamento dos seres
no planeta, este trabalho procura relacionar parâmetros do solo com parâmetros biológicos
procurando explicar a relação ecológica de microrganismos (fungos e bactérias) nas diferentes
condições de uso do solo. Assim será possível avaliar o efeito de diferentes usos da terra na
atividade microbiológica sobre a comunidade de fungos e bactérias do solo, além de verificar
a identidade de muitos fungos de interesse humano, ambiental e na agricultura.
2 OBJETIVO
2.1. Objetivos gerais
Avaliar o relacionamento de propriedades químicas e físicas e microbiológicas do solo
em função de três diferentes usos da terra: mata com intervenção antrópica, pastagem com
exploração agropecuária e agricultura irrigada.
2.2. Objetivos específicos
• Avaliar a diversidade de fungos e bactérias em cada uso do solo.
• Identificar e analisar a frequência e parâmetros de diversidade das populações
observadas e identificadas.
• Correlacionar propriedades químicas e físicas com propriedades microbiológicas.
• Adicionar a coleção micológica de referência fungos isolados e identificados.
3 REVISÃO DE LITERATURA
3.1. Caracterização do cerrado
O cerrado representa um dos principais biomas brasileiros, não só devido à sua
extensão, que é a segunda maior área, com 207 milhões de hectares, distribuídos nos Estados
de GO, MG, TO, BA, MA, PI, MT, MS, PA, CE, RO e DF, como também por sua enorme
riqueza em espécies vegetais. As fitofisionomias do Cerrado são: Cerradão, Cerrado Rupestre
de Altitude, Cerrado “stricto sensu” Campo Limpo, Mata Galeria, Mata Ciliar e Veredas,
apresentando em cada uma delas a diversidade de espécies nativas conhecidas e suas 2
possibilidades de uso. Nos últimos trinta anos, vem ocorrendo exploração intensiva desse
bioma seja por extensão agropecuária, seja por plantios florestais (SANO et al., 2008).
A ocupação humana transformou sua área contínua orginalmente com biota natural em
uma paisagem cada vez mais fragmentada. A vegetação dominante é caracterizada por árvores
de pequeno porte, retorcidas, distribuídas irregularmente em um tapete graminoso, ocorrendo
em algumas regiões formações rasteiras de gramíneas. O clima da região possui
características próprias, podendo ser definido como tropical estacional. A fauna é constituída
basicamente por insetos, aves, roedores, répteis, caninos e felinos (SANO et al., 2008).
Quando a colonização agronômica dos Cerrados foi iniciada, os pioneiros estavam
cientes de que os solos eram pobres e ácidos, mas correspondiam bem aos tratamentos
agronômicos, entretanto pouco sabe sobre as atividades microbiológicas que ocorriam neles.
As atividades agrícolas em áreas de Cerrado tem se caracterizado pelos sistemas intensivos de
produção, com aplicação de elevadas doses de fertilizantes e pesticidas, além da mecanização
intensa e inadequada, buscando obter altas produtividades de monoculturas. O excessivo uso
de implementos agrícolas para preparo do solo, como a grade, tem acelerado a degradação do
solo provocando erosão, compactação, destruição de agregados e perdas de matéria orgânica e
diversidade microbiológica (VARGAS & HUNGRIA, 1997).
3.2. Interações e diversidade microbiológica do solo
A grande heterogeneidade física e química dos solos explica a peculiar e diferencial
relação ecológica entre indivíduos habitantes essencialmente na rizosfera. A presença de um
microrganismo em determinado solo é função das condições ambientais dominantes e dos
limites da sua bagagem genética. O sucesso de um organismo em qualquer habitat é função da
extensão e rapidez de suas respostas fisiológicas às condições ambientais predominantes
(MOREIRA & SIQUEIRA, 2002).
As principais atividades dos microrganismos no solo são a decomposição da matéria
orgânica, produção de húmus, ciclagem de nutrientes e energia, fixação de nitrogênio
atmosférico, produção de compostos complexos que causam agregação do solo,
decomposição de material mineral e formação dos solos, equilíbrio ecológico entre habitantes,
decomposição de xenobióticos e controle biológico de pragas e doenças. Em um ambiente
natural as funções da comunidade microbiana dependem, obviamente, da diversidade dessa
comunidade. A diversidade biológica é definida como a variabilidade entre os organismos
vivos. Geralmente esta é atribuída à diversidade de espécies. No entanto, ela pode ser medida
em vários níveis taxonômicos (família, gênero, interespécies, entre outros) ou ainda em 3
termos de determinadas características genéticas ou fenotípicas (morfológica, bioquímica,
fisiológicas, simbióticas, entre outros). A biota do solo inclui representantes de todos os
grupos de microrganismos (bactérias, fungos, algas, etc.) Um ponto importante a ser
destacado é que se maior a biodiversidade, mais espécies diferentes podem desempenhar a
mesma função, resultando no que se denomina como redundância funcional. Essa redundância
garante maior resiliência, que é a capacidade do meio retornar ao seu estado inicial após
alguma alteração imposta (MOREIRA & SIQUEIRA, 2002).
3.3. Rizosfera
Os vegetais superiores são os produtores básicos da matéria orgânica e os
armazenadores da energia solar. Suas raízes crescem e morrem no solo e neste processo,
suprem a fauna e a microflora do solo com alimento e energia. O número de organismos nas
proximidades das raízes, isto é, na rizosfera, poderá ser 100 vezes maior do que em outras
áreas do solo, embora um valor 10 vezes maior seja o provável (BRADY, 1983).
Rizosfera significa área de influência ou localização física em volta da raíz, que vai
desde sua superfície até uma distância de 1 a 3 mm desta. As raízes têm efeitos significativos
sobre o solo que contribuem para alterar tanto as características físicas, químicas ou
biológicas a seu redor. As propriedades físico-químicas da rizosfera têm elevada estabilidade,
que, associadas ao fornecimento constante de substratos orgânicos e fatores de crescimento,
favorecem intensa atividade metabólica das populações, influenciando diretamente e
positivamente o tempo de geração microbiano (MOREIRA & SIQUEIRA, 2002).
3.4. Bactérias do solo
Uma espécie bacteriana é um agrupamento dos organismos fenotipicamente parecidos
entre si e claramente diferentes dos membros de outras espécies. As bactérias de origem
vegetal (fitopatogênica) ou animal (patogênica) são, frequentemente, isolados do solo e
constituem uma parcela quantitativamente significativa da sua população bacteriana, são
classificadas ecologicamente como residentes facultativas, são dependentes de substrato
específicos, presentes no solo (VARGAS & HUNGRIA, 1997).
O equilíbrio dinâmico das populações na comunidade microbiana dos solos também
pode sofrer modificações influenciadas pelas interações benéficas ou antagônicas dos
microrganismos, determinando a composição qualitativa e quantitativa da comunidade
(RAVERKAR & KONDE, 1988).
4
As bactérias, embora sejam considerados os microrganismos mais numerosos no solo
e estejam invariavelmente associadas com doenças radiculares, relativamente poucas são
patógenos radiculares primários. Bactérias que causam doenças radiculares, em sua maioria,
sobrevivem em restos culturais, mas em alguns casos são capazes de sobreviver livres no solo.
Esses organismos penetram por ferimentos nas raízes causados por nematoides, insetos,
implementos agrícolas ou rachaduras naturais na superfície da raiz. Os sintomas causados por
bactérias fitopatogênicas incluem podridões moles, murchas vasculares, proliferação radicular
e crescimento celular anormal (MICHEREFF et al., 2005).
As bactérias fitopatogênicas possuem seus próprios mecanismos de sobrevivência, seja
em associação com o hospedeiro ou não. Com exceção de Streptomyces, que forma
endósporo, os demais gêneros causadores de importantes doenças radiculares, tais como
Agrobacterium, Pectobacterium e Ralstonia, não formam quaisquer estruturas de repouso ou
resistência, embora possuam comprovada capacidade de sobrevivência no solo. As formas de
sobrevivência dessas bactérias fitopatogênicas incluem: em órgãos vegetais infectados, locais
onde as bactérias mais eficientemente sobrevivem como também a principal fonte de inoculo,
no entanto, a sobrevivência em órgãos vegetais infectados parece ter grande dependência das
condições climáticas; nos solos, como exemplo R. solanacearum, agente etiológico da murcha
bacteriana das solanáceas e de mais de uma centena de espécies botânicas, sendo mais
eficiente a sobrevivência em solos úmidos, mas não encharcados; em sementes, local ideal
para sobrevivência de bactérias fitopatogênicas, e que constituem importantes meios de
disseminação desses patógenos; como populações residentes, ou seja, as bactérias
fitopatogênicas são capazes de uma fase residente ou epifítica de crescimento sobre o
hospedeiro saudável, podendo se multiplicar na superfície de plantas sadias sem infectá-las,
constituindo-se em potencial fonte de inóculo na ausência da doença; em hipobiose, fase em
que, por seus próprios mecanismos, as bactérias conseguem sobreviver por longos períodos,
sendo as células bacterianas em hipobiose bastante diferentes em estrutura e metabolismo de
células normais (MICHEREFF et al., 2005).
O conhecimento dos efeitos dos cultivos agrícolas na dinâmica das populações na
comunidade bacteriana nos solos é importante, por causa das transformações que esses
microrganismos promovem, influenciando a qualidade dos produtos e a produtividade
agrícola.
5
3.5. Fungos do solo
Os fungos desempenham um papel muito importante nas transformações dos
constituintes dos solos. Eles são heterotróficos e dependem da matéria orgânica do solo para
atendimento as suas necessidades de energia e de carbono. A característica básica que
distingue preliminarmente a maioria dos fungos é a natureza filamentosa das suas formas
vegetativas, que pode ser amebóide para alguns gêneros. Os seus filamentos miceliais podem
ser simples e limitados ou profundamente ramificados. Os formadores de esporos espaciais ou
corpos de frutificações podem atingir tamanhos macroscópicos como os cogumelos –
ascocarpos e basidiocarpos (BRADY, 1983).
Em literaturas não tradicionais os fungos podem ser divididos nos três grupos a seguir:
leveduras, bolores e macromicetes, apenas os dois últimos são considerados importantes, no
que diz respeito aos solos. KIRK et al., (2001) em “Dictionary of fungi” agrupa os fungos em
4 divisões e um grupo incerto representado pelas Divisões Ascomycota, Basidiomycota,
Chytridiomycota, Zigomicota e o grupo do fungos mitospóricos.
Os quatro gêneros de fungos mais comuns encontrados no solo por crescimento em
meio de cultivo são: Penicilium sp., Trichoderma sp., Aspergillus sp. e Mucor sp., sua
abundância é variável nas amostras. No que se relacionam com os processos de formação de
húmus, estabilização de agregados, os bolores são talvez mais importantes do que as
bactérias, especialmente em solos ácidos de florestas. A fertilidade do solo depende, em grau
acentuado, dos bolores (representados por Aspergillus sp. e Penicillium sp.), pois eles
asseguram a continuidade dos processos de decomposição, quando as bactérias e os
actinomicetos não são suficientes (BRADY, 1983).
3.6. Micorrizas
Uma contribuição muito importante para o crescimento das plantas é feita por
micorrizas. Elas são classificadas em dois grupos: as endomicorrizas, também conhecidas
como micorrizas vesicular-arbusculares; e as ectomicorrizas que são superficiais sendo seus
apressórios inseridos na superfície epidérmica e cortical da raiz. Ambos os tipos funcionam
como raízes secundárias, pois elas estendem a área de absorção radicular para absorção de
nutrientes, especialmente o fósforo (TORTORA et al., 2005).
Os fungos micorrízicos, desempenham importantes funções nutricionais e físicas
(agregação do solo), pois colonizam o tecido cortical das raízes e crescem suas hifas no solo,
aumentando o volume de solo explorado para além da zona de abrangência das raízes. Assim,
6
nutrientes como o P e o N são absorvidos e passados para a planta (SMITH & READ, 1997).
Além do mais, as hifas enovelam partículas de solo e produzem a proteína denominada de
glomalina (gênero Glomus sp.), importante para a estabilização de agregados (WRIGHT &
UPADHYAYA, 1998).
3.7. Fungos fitopatogênicos radiculares
Patógenos radiculares, também denominados fitopatógenos, dentre inúmeras
características as principais podem ser resumidas por: são organismos que desenvolvem a
maior parte de seu ciclo de vida na rizosfera, infectam órgãos subterrâneos ou caules das
plantas em condições especiais, têm capacidade de sobreviver por um longo período na
ausência de seus hospedeiros, possuem capacidade de competição saprofítica e seus estádios
de disseminação e sobrevivência são confinados ao solo, ar ou água (HILLOCKS &
WALLER, 1997).
Dentre os organismos causadores de doenças radiculares destacam-se os fungos, as
bactérias e os nematóides. Os fungos constituem o maior grupo de patógenos radiculares,
ocorrendo em todos os tipos de sistemas agrícolas e causando doenças nas principais espécies
cultivadas, com uma variada gama de sintomas. Muitos destes possuem elevada capacidade
de competição saprofítica e podem sobreviver em resíduos de plantas, mantendo-se em
elevadas densidades populacionais mesmo durante longos períodos de rotação de culturas.
Outros fungos que vivem nesse ambiente produzem estruturas como agregados miceliais
(Fusarium spp.), esclerócios (Sclerotium rolfsii e Sclerotinia sclerotiorum), oósporos
(Pythium spp. e Phytophthora spp.), clamidósporos (Fusarium spp.) ou outros tipos de
esporos, que resistem às condições ambientais adversas e permanecem viáveis quando as
plantas hospedeiras não estão presentes (WHEELER & RUSH, 2001).
As doenças radiculares são geralmente, resultantes de um solo desequilibrado. Na
maioria das vezes, a origem desse desequilíbrio está nos sistemas agrícolas adotados, que
transformam os campos de cultivo em locais de elevada simplificação ecológica, tornando-os
mais sujeitos às perturbações, dentre os quais se enquadram os fitopatógenos. As
consequências adversas destas práticas equivocadas em sistemas agrícolas têm levado a
mudanças de postura em relação a exploração do recurso natural - solo, que não é mais visto
como um substrato inerte de pouca representatividade ecológica, mas como um componente
importante do equilíbrio ambiental (MICHEREFF et al., 2005).
7
4. MATERIAL E MÉTODOS
A diversidade de bactérias e fungos do solo foi avaliada em três áreas com diferentes
sistemas de uso do solo: mata com intervenção antrópica (código M) que possui
aproximadamente quatro hectares caracterizados pela presença de vegetação formando dossel
denso e presença de animais como cavalos e gados pastejando ao interior (17o29’37” S e
48o12’32” O); pastagem (código P) com plantio predominante de capim braquiária havendo a
presença de animais (cavalo e gado) e, em alguns pontos, a pastagem encontrou-se com focos
de pontos erosivos e trilhas de caminhamento animal com uma área de aproximadamente 18
hectares (17o29’31” S e 48o12’31” O); agricultura irrigada (código C) com aproximadamente
20 hectares com cultivo de milho, feijão, trigo e tigueras de soja e em algumas locais
apresentou grande incidência de plantas daninhas (17o29’38” S e 48o12’54” O). As três áreas
pertencem ao campo experimental e didático do Instituto Federal Goiano campus Urutaí-GO
(Figura 1).
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A B
C D
Figura 1. Áreas de estudo com diferentes sistemas de uso do solo. A. visão aérea da área de estudo. B. mata com intervenção antrópica (17o29’37” S e 48o12’32” O), C. área de agricultura irrigada-pivô (17o29’38” S e 48o12’54” O) e D. pastagem (17o29’31” S e 48o12’31” O).
Nestas três áreas caracterizadas foram coletadas amostras de solo em duas
profundidades (0-20 e 20-40 cm), sendo coletadas aleatoriamente cinco amostras simples por
área totalizando 6 unidades experimentais. As coletas foram realizadas no período da manhã e
o material foi levado ao Laboratório de Microbiologia, para processamento e análise
microbiológica.
As cinco amostras simples deram origem a uma amostra composta por área e por
profundidade, desta forma em meio de cultura a atividade microbiana foi avaliada em seis
amostras [fator 1 profundidade - duas, fator 2 – tipo de uso do solo - três].
9
4.1. Coleta do solo
Utilizou-se um trado tipo caneco para coletar o solo, um balde onde as amostras foram
homogeneizadas, peneira de malha de 2 mm para separar o solo dos matérias indesejáveis
como, por exemplo, folhas e pedaços de galhos das árvores e um saco plástico identificando
as amostras.
Em cada área foram marcados cinco pontos aleatórios com o auxilio do GPS onde
foram realizadas as coletas dos solos, constituindo uma amostra composta, colocadas em
sacos plásticos identificados, conforme representado na (Figura 2). As coletas dos solos foram
na profundidade de 0-20 e 20-40 cm, nas três áreas consideradas anteriormente.
No processamento microbiológico foi utilizada a técnica de diluição em série e
riscagem em placas de Petri e posterior quantificação da atividade microbiológica em cada
amostra.
Figura 2. Mapa aéreo da área de estudo onde foram realizadas as coletas das amostras de solo da área de mata (M) nos seguintes pontos M01 (17°29’36’’S e 48°12’32’’O), M02 (17°29’35’’S e 48°12’35’’O), M03 (17°29’37’’S e 48°12’35’’O), M04 (17°29’38’’S e 48°12’35’’O), M05 (17°29’40’’S e 48°12’35’’O), na área de pastagem (P) nos pontos P01(17°29’32’’S e 48°12’37’’O), P02 (17°29’33’’S e 48°12’40’’O), P03 (17°29’32’’S e 48°12’46’’O), P04 (17°29’35’’S e 48°12’50’’O) e P05 (17°29’42’’S e 48°12’46’’O) e por último na área de cultivo irrigado (C) C01 (17°29’41’’S e 48°12’56’’O), C02 (17°29’44’’S e 48°12’59’’O), C03 (17°29’44’’S e 48°13’01’’O), C04 (17°29’35’’S e 48°13’02’’O) e C05 (17°29’35’’S e 48°12’56’’O).
10
4.2. Análise microbiológica utilizando técnica de diluição em série
As amostras de solo de cada área foram homogeneizadas, retirando-se de cada uma
delas 1 g de material. As subamostras foram acrescidas a um volume de solução salina de
NaCl [0,85 %] esterilizada na proporção de 1:10 (solo: solução salina). Após a agitação,
foram feitas diluições sucessivas até 10-5, resultando nas concentrações de 10-2 até 10-5 para
cada uma dos seis tratamentos (M 0-20 cm, M 20-40 cm, P 0-20 cm, P 20-40 cm, C 0-20 cm,
C 20-40 cm).
Os seis tratamentos foram inoculados em meio de cultura batata-dextrose-ágar (BDA)
em três placas contendo BDA com antibiótico e três placas contendo BDA com fungicida,
em quatro diluições [10-2, 10-3, 10-4 e 10-5] totalizando 144 unidades experimentais.
Foi feito um ensaio adicionando fungicida Opera e o antibiótico Tetraci ao meio de
cultura (BDA). Foram realizadas diluições sucessivas do antibiótico e do fungicida, foram
analisadas as diluições de 10-2 até 10-4, logo após foi adicionado 0,1 mL de cada diluição ao
meio de cultura (BDA). Em seguida foi retirado 1 g de solo e diluída em 9 ml de solução
salina, desta diluição retirou-se 0,1 ml do solo diluído na concentração de 10-2 e foi transferido
para as placas de Petri com meio de cultura (BDA) contendo as respectivas diluições do
antibiótico e do fungicida, foram feitas três repetições para cada diluição. Assim, foi
acrescentado 0,25 mL fungicida Opera® (epoxiconazol + piraclostrobina) em 250 mL de meio
para inibição do crescimento de fungos e 0,025 mL do antibiótico tetraciclina (cloridrato de
tetraciclina) para inibição do crescimento de bactérias.
Durante o semeio foi depositado a alíquota de 0,1 mL das diluições de 10-2 a 10-5 do
solo no centro do meio BDA em placas de Petri e espalhadas com a alça de Drigalski. As
placas contendo antibiótico foram incubadas em por um período de seis dias a uma
temperatura de 25°C (indução ao crescimento de fungos) e as placas contendo fungicida
foram encubada por dois dias a temperatura de 35°C (indução ao crescimento de bactérias),
logo após foi avaliado o número de Unidades Formadoras de colônias (cfc ou ufc). O cálculo
da UFC foi realizado da seguinte maneira: número de colônias na placa vezes o índice de
diluição da amostra = número de bactérias/mL (Por exemplo, considerando-se que a placa que
recebeu a diluição de 1/10.000 contém 32 colônias, pode-se estimar que existem 32 X 10.000
= 320.000 bactérias/mL da amostra ou 3,2 X 105.
Das placas de Petri foram coletados com auxilio da alça de platina 24 isolados
bacterianos e utilizando o recorte de discos de micélio 24 isolados fúngicos de cada áreas
11
analisada foram coletados, totalizando 72 colônias microbianas. Os isolados inicialmente
foram conservados em microtubos contendo água destilada e esterilizada.
Após a coleção montada e devidamente depositada na coleção micológica de
referência os isolados foram repicados em meio BDA (sem inibidor) para realização dos
seguintes testes de caracterização: a) isolados bacterianos - testes de gram (KOH), catalase
(H2O2 [3%]), crescimento aeróbio a 10°C, 35°C e 50°C, e produção de pectinase; isolados
fúngicos – identificação em lâminas semipermanentes.
4.3. Análise química do solo
As amostras de solo das camadas de 0-20 e 20-40 cm foram obtidas a partir de 5
amostras simples por área de uso, resultando em seis amostras compostas que foram enviadas
para laboratório particular de análise de solo ( 2 profundidades e 3 tipos de uso do solo).
4.4. Análise estatística
Sobre os valores de unidades formadoras de colônias (UFC) utilizando procedimentos
estatísticos do programa SAS for windows versão 9.0, foi realizado análise de variância
ANOVA utilizando procedimento fatorial, sendo verificado a rejeição ou não rejeição da
hipótese de nulidade dos seguintes fatores: Tipos de uso do solo (TUS); Tipo de inibição (TI);
Tipos de diluições (TD); Profundidade de coleta (PC); TD * PC; TI*TD; TUS*TD; TI*PC;
TUS*PC; TUS*TI; TI*TD*PC; TUS*TD*PC; TUS*TI*TD; TUS*TI*PC; TUS*TI*TD*PC.
Foi utilizado o teste Tukey para comparação das médias (P~0,05).
Os índices de diversidade de Shannon, dominância de Simpson, riqueza de espécies e
a cobertura de amostra estimada foram calculadas utilizando o programa SPADE (CHAO &
SHEN, 2003). Equitabilidade de Pielou foi obtida de acordo com metodologia de
MAGURRAN (1988). Sob os índices de diversidade foi realizada análise de variância
(ANOVA) e as médias foram comparadas por meio do teste de Tukey.
A relação entre os atributos químicos e biológicos foi feita por meio de Análise de
Componentes Principais (ACP), utilizando o programa estatístico “CANOCO for Windows”.
Os dados de UFC das amostras de solo das duas profundidades foram ordenados em
uma Análise de Componentes Principais (ACP) utilizando-se os atributos químicos do solo
para associação.
12
5. RESULTADOS E DISCUSSÃO
5.1 Análise de propriedades químicas e físicas do solo
Nos três tipos de uso de solo a área de solo da pastagem apresentou maior teor de
argila do que nos usos de solo de mata e cultivo, contudo nas três áreas analisadas apresentam
textura argilosa (Tabela 1). Os solos argilosos devido maiores atividade de cargas elétricas,
maior capacidade de reter nutrientes, poderá suportar uma maior atividade microbiológica. A
fonte de carbono para alimentação de microrganismos advém da decomposição e deposição
da matéria orgânica.
Tabela 1. Análise física do solo em três áreas diferentes, entre elas pastagem (P), mata (M) e cultivo (C) em duas profundidades diferentes (0-20 e 20-40 cm).
Argila Silte Areia Argila Silte AreiaP 0-20 cm 510,0 160,0 330,0 51,0 16,0 33,0P 20-40 cm 520,0 170,0 310,0 52,0 17,0 31,0M 0-20 cm 450,0 170,0 380,0 45,0 17,0 38,0M 20-40 cm 470,0 190,0 340,0 47,0 19,0 34,0C 0-20 cm 440,0 190,0 370,0 44,0 19,0 37,0C 20-40 cm 460,0 170,0 370,0 46,0 17,0 37,0
ArgilosaArgilosaArgilosaArgilosaArgilosa
Análise texturalg/kg %
ClassificaçãoÁreas de
coleta do solo
Argilosa
A quantidade de potássio (K+) na profundidade de 0-20 cm nos solos cultivados
apresentou supremacia perante as demais amostras coletadas (Tab. 2), provavelmente devido
adição de adubo e decomposição de material vegetal. Evento semelhante ocorreu também na
profundidade de 0-20 cm em área de mata de exploração antrópica (Tab. 2), possivelmente
devido ao depósito de matéria orgânica proveniente da serapilheira e/ou decomposição de
folhetos, gravetos na superfície do solo.
O alumínio não ocorreu nas duas profundidades dos solos cultivados em pivô central
(Tab. 2), este se trata de elemento químico tóxico para a planta e que prejudica a absorção de
outros elementos minerais essenciais para a atividade microbiana nos perfis de solo.
Provavelmente a correção do solo com calcário está tendo atividade no solo analisado.
Considerando que a matéria orgânica (Tab. 2) é um ativador indispensável para
manutenção da vida e atividade microbiana, em todas as profundidades e tipos de uso do solo
as quantidades variaram de (1,6-2,8%).
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Tabela 2. Parâmetros da análise química do solo na pastagem (P), mata (M) e cultivo (C) em nas profundidades de 0-20 e 20-40 cm.
% g/dm³Ca+Mg Ca Mg Al H+Al K K P Mehlich M O M O
P 0-20 cm 4,70 2,00 1,40 0,60 0,20 4,20 0,13 50,00 1,20 2,50 24,90P 20-40 cm 4,60 1,50 1,20 0,30 0,30 3,90 0,07 26,00 0,70 2,00 20,20M 0-20 cm 4,40 1,70 1,20 0,50 0,40 5,30 0,21 83,00 0,90 2,80 27,80M 20-40 cm 4,30 1,10 0,80 0,30 0,60 5,10 0,14 54,00 0,40 2,10 21,20C 0-20 cm 5,20 3,20 2,50 0,70 0,00 3,30 0,24 92,00 0,60 2,00 20,30C 20-40 cm 5,10 2,60 2,10 0,50 0,00 3,00 0,12 48,00 0,40 1,60 15,60
Áreas de coleta do solo
pH CaCl2
cmol c /dm³ (meq/100mL) mg/dm³ (ppm)
Provavelmente a adubação realizada para implantação dos sistemas de cultivo no solo
C estão repercutindo na elevação da saturação de bases nos solos analisados nas duas
profundidades (Tab. 3).
Tabela 3. Continuação da listagem dos parâmetros da análise química do solo na pastagem (P), mata (M) e cultivo (C) em nas profundidades de 0-20 e 20-40 cm.
CTC Sat. Bases Sat. Al Ca/Mg Ca/k Mg/K Ca/CTC Mg/CTC K/CTC H+Al/CTCP 0-20 cm 6,30 33,60 8,60 2,3/1 10,9/1 4,7/1 22,10 9,50 2,00 66,40P 20-40 cm 5,50 28,70 16,10 4,/1 18,/1 4,5/1 22,00 5,50 1,20 71,30M 0-20 cm 7,20 26,50 17,30 2,4/1 5,7/1 2,4/1 16,60 6,90 2,90 73,50M 20-40 cm 6,30 19,50 32,60 2,7/1 5,8/1 2,2/1 12,60 4,70 2,20 80,50C 0-20 cm 6,70 51,00 0,00 3,6/1 10,6/1 3,/1 37,10 10,40 3,50 49,00C 20-40 cm 5,70 47,60 0,00 4,2/1 17,1/1 4,1/1 36,70 8,70 2,10 52,40
Áreas de coleta do solo
Dados complementares
Nas profundidades de 0-20 cm os solos analisados tendem a serem mais básicos. Estes
solos analisados são preliminarmente ácidos, favorecendo assim um ecossistema favorável ao
desenvolvimento de fungos conforme apontado por (Cardoso et al., 1992).
5.2 Efeito inibitório de indicadores de crescimento
As placas contendo fungicida foram incubadas a uma temperatura de 35 °C e as
contendo antibiótico foram incubadas a uma temperatura de 25°C, por um período de 48
horas. Passado às 48 horas foi feito a contagem do número de unidades formadoras de
colônias (UFC) de fungos e bactérias avaliando em qual das concentrações de antibiótico e
fungicida foi obtido melhores resultados, constatando que para o fungicida a melhor
concentração foi de 10-4 e para o antibiótico foi de 10-3, conforme a Tabela 4.
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Tabela 4. Teste preliminar para verificação do efeito inibitório de fungicida e antibióticos diluídos nas concentrações de 10-2, 10-3 e 10-4 e controle sem aplicação de fungicida e antibiótico.
fungos bactérias fungos bactérias
10-2 0,00 19,32 70,00 0,00
10-3 0,00 60,23 30,00 13,64
10-4 10,00 68,18 0,00 57,95controle 100% 100% 100% 100%
antibióticofungicidaDiluições do solo
5.3 Quantificação de propágulos microbianos em diferentes profundidades e usos do solo
Nos isolamentos contendo inibidores de crescimento fúngico, a área que apresentou o
maior número de UFC foi a área de mata, logo após a área de pastagem e em seguida a de
cultivo (Tab. 5). Analisando os valores brutos, foi observado que em ambas as áreas nas
profundidades de 0-20 cm apresentaram um maior número de UFC em relação à profundidade
de 20-40 cm (Tab. 5).
Tabela 5. Número de unidades formadoras de colônia (UFC) por grama de solo desenvolvidas em meio de cultura contendo fungicida, plaqueados em diferentes diluições da amostra de solo, em diferentes profundidades (Prof.) de coleta em diferentes áreas de de uso na cidade de Urutaí, GO.
I II III I II III I II III0-20 2.105 1.105 2. 105 1. 105 1.105 1.105 1. 105 1. 105 1.105
20-40 7.104 8.104 5. 104 5. 104 1. 103 4.104 3. 104 1. 103 3. 104
0-20 3.10-5 2. 105 4. 105 1. 105 1. 105 2. 105 1. 105 1. 10-5 1. 105
20-40 3.105 7.104 1. 10-5 8. 104 7. 104 1. 105 9. 104 0 00-20 8. 104 5. 104 6. 104 3. 104 3. 104 1. 104 0 3. 104 2. 104
20-40 4. 105 3. 105 2. 10-5 1. 105 0 0 1. 105 0 00-20 1.106 1. 106 1. 106 0 0 0 0 0 020-40 0 0 0 1. 106 0 0 0 0 0
Prof.Diluições
do solo
10-2
10-3
10-4
10-5
Unidades Formadora de Colônias (UFC)Área de Mata Área de Pastagem Área de Cultivo
Nos isolamentos contendo inibidores de crescimento bacteriano e fúngico foram
eficazes para isolamento diferenciado de fungos e bactérias. E ainda, nos tratamentos
contendo inibidores de crescimento bacteriano a área que obteve maior número de UFC foi a
de mata, logo após a de pastagem e cultivo. Pode-se observar também que nas profundidades
de 0-20 cm o número de UFC foi maior do que nas profundidades de 20-40 cm em todas as
diluições (Tab. 6).
15
Tabela 6. Número de unidades formadoras de colônia (UFC) por grama de solo desenvolvidas em meio de cultura contendo antibióticos, plaqueados em diferentes diluições da amostra de solo, em diferentes profundidades (Prof.) de coleta em diferentes áreas de de uso na cidade de Urutaí, GO.
I II III I II III I II III0-20 8.104 6. 104 5. 104 5. 104 5. 104 4. 104 5. 104 5. 104 4. 104
20-40 3. 104 7. 104 5. 104 5. 104 4. 104 3. 104 1. 104 2. 104 4. 104
0-20 2.105 1. 105 3. 105 3. 105 4. 105 5. 105 2. 105 3. 105 4. 105
20-40 2. 105 1. 105 1.105 1. 105 1. 105 1. 105 3. 105 1. 105 1. 105
0-20 2. 105 3. 105 8. 105 2. 105 1. 105 2. 105 1. 106 7. 105 1. 106
20-40 0 5. 105 4. 105 0 1. 105 3. 105 3. 105 3. 105 3. 105
0-20 1. 106 5. 106 1. 106 0 1. 106 0 1. 106 1. 106 4. 106
20-40 1. 106 1. 106 1. 106 0 1. 106 1. 106 1. 106 1. 106 2. 106
Prof.
10-3
10-4
10-5
Diluições do solo Área de Mata Área de Pastagem Área de Cultivo
10-2
Unidades Formadora de Colônias (UFC)
A partir dos resultados brutos apresentados nas tabelas 5 e 6 efetuou-se o teste de
hipótese para verificar a rejeição ou não da hipótese de nulidade (Tab.7). Os valores F
resultantes da ANOVA auxiliam na determinação da rejeição ou não da hipótese de nulidade.
A hipótese de nulidade foi rejeitada (P~0,01) para os fatores tipos de uso do solo, tipos
de inibição, tipos de diluições, profundidade de coleta, interações entre tipo de inibição versus
tipo de diluição, interações do tipo de uso do solo versus tipo de inibição para variável
dependente UFC (g solo/mL) (Tab. 7). Ou seja existe diferença significativa entre os
tratamentos pertencentes a esses fatores havendo a necessidade de realização do teste de
comparação de médias presente nas Figs. 3, 4, 5, 6.
16
Tabela 7. Valor F resultante da analise de variância (ANOVA) das unidades formadoras de colônias transformadas (UFC) demonstrando efeito dos fatores e de suas interações.
Fatores analisados Valor F*Tipos de uso do solo (TUS) 7,97**Tipo de inibição (TI) 45,43**Tipos de diluições (TD) 9,13**Profundidade de coleta (PC) 9,65**TD * PC 0,65ns
TI*TD 14,55**TUS*TD 1,99ns
TI*PC 2,30ns
TUS*PC 0,94ns
TUS*TI 9,65**TI*TD*PC 0,86ns
TUS*TD*PC 3,53 ns
TUS*TI*TD 1,95ns
TUS*TI*PC 0,21ns
TUS*TI*TD*PC 1,96ns
CV 25,6 Variável dependente transformada por log2 (x+10).
17
Foi verificada diferença significativa do número de UFC por grama de solo de
amostras coletadas em área de mata, diferindo estatisticamente das áreas de pastagem e
cultivo em pivô que foram estatisticamente iguais.
Segundo Fonseca (1984) em solos sob mata, as perdas de nutrientes do ecossistema
são menores em relação àquelas sob campo, em consequência da maior diversidade florística,
da melhor cobertura do solo, a vegetação do ecossistema mata induz maiores modificações no
solo aumento do teor de teor de matéria orgânica e consequente aumento do número de
microrganismos. O maior número de UFC ocorreu em áreas de mata (Fig. 3).
Figura 3. Médias das unidades formadoras de colônias (UFC) transformadas [log2(x+10)] nas áreas de uso de solos de cultivos, pastagens e mata.
18
O uso de inibidores nas diluições dos solos permite uma seleção de propágulos de
fungos e bactérias de forma diferencial, permitindo que durante o processo de isolamento
reduza os efeitos de competição entre os tipos de populações.
Preconizado por Silva (1997), a utilização de fungicida para inibir o crescimento de
fungos e antibiótico para inibir o crescimento de bactérias em meio de cultura BDA é uma
técnica utilizada para se obter colônias puras.
O uso de antibióticos promoveu menor efeito inibitório no surgimento de UFC,
diferindo estatisticamente nos tratamentos em que se aplicou uma diluição de fungicida (Fig.
4).
Figura 4. Médias das unidades formadoras de colônias (UFC) transformadas [log2(x+10)] em meio de cultivo contendo fungicida e antibiótico.
19
Na coleta de dados em fatorial, as diluições do solo não apresentaram diferenças
significativas quanto ao número de UFC nas diluições do solo de 10 -2, 10-3 e 10-4, diferindo
estatisticamente na diluição 10-5 do número de UFC das outras diluições (Fig. 5).
Figura 5. Medias das unidades formadoras de colônias (UFC) transformadas [log2(x+10)] em diferentes diluições das frações do solo.
20
Na profundidade de 0-20 cm do perfil do solo apresentou maior UFC, diferindo
estatisticamente da profundidade de 20-40 cm (Fig. 6), levando a considerar que a atividade
microbiana decresce com o aumento em profundidade do solo. De acordo com Miranda et al.
(1997) a profundidade do solo intervêm no número de microrganismos encontrados; na
superfície do solo é onde se encontra o maior número de microrganismos em atividade.
Figura 6. Médias das unidades formadoras de colônias (UFC) transformadas [log2(x+10)] em diferentes profundidades de coletas do solo.
5.4. Caracterização das populações bacterianas em diferentes usos do solo
A maioria das bactérias apresentou coloração creme, com exceção de uma da área de
cultivo (Tab. 8).
Em relação ao tamanho das colônias 41 % apresentaram colônias maiores que 5 mm e
59 % apresentaram colônias menores que 5 mm (Tab. 8).
Maias de 90 % das colônias tiveram a formação isolada, apenas 9 % não tiveram a
formação de colônia isolada (Tab. 8).
Setenta e oito % das bactérias foram identificadas como sendo gram positivas e 22 %
como sendo gram negativas (Tab. 8).
No teste de catalase 75 % são positivas e 25 % negativas. Foi realizado o teste de
crescimento aeróbio nas temperaturas de 10 °C, 35 °C e 50 °C, na temperatura de 35 °C foi
que as baterias tiveram melhor crescimento, nas temperaturas de 10 °C e 50 °C algumas
21
bactérias apresentaram um crescimento mas não significativo. No teste de pectinase 39% das
bactérias deram positivas e 61 % negativas (Tab. 8).
A identificação de bactérias é baseada na submissão de testes bioquímicos para
identificação dos táxons, através destes testes apresentados podemos caracterizar os isolados
bacterianos nas diferentes formas de uso do solo e verificar sua similaridade quanto ao
critérios apresentados. Com base nestas informações não é possível identificar a nível de
gênero os táxons bacterianos isolados (Tab. 8).
Uma visão geral dos isolamentos bacterianos pode ser observada na figura 7, tal como,
o maior número de UFC foi observado nas menores diluições e nos diferentes ambientes
analisados (Fig. 8 ).
Os isolados considerados discrepantes (maiores dissimilaridades perante a população)
utilizando as características bioquímicas (Tab. 8) transformados em matriz binária tiveram
como representantes isolados oriundos do campo de cultivo em pivô (C16, C17, C7, C4 e M3)
e mata (M3) (Fig. 7).
Também com base na similaridade de características bioquímicas dos isolados
bacterianos coletados nas diferentes áreas de uso do solo, transformados em matriz binária,
agruparam-se em 72 % no grupo 1 (36:50), seguidas de 16 % no grupo 2 (8:50) e 12 % no
grupo 3 (12:50) (Tab. 9).
22
Cód. Isolado
Coloração Colônia > que 5 mm
CI TG C 10°C 35°C 50°C TP
M02 creme > + - + +- ++ -- -M03 creme > - + + -- ++ +- -M04 creme > + + + -- ++ -- +M05 creme > + - + +- ++ -- -M07 creme < + - + -- ++ -- +M08 creme < + + + +- ++ -- -M10 creme < + + + -- ++ -- +M13 creme < + + - -- -- -- -M14 creme > + - - -- ++ -- +M17 creme > + + + -+ ++ -- +M18 creme < + + + -- ++ -+ +M20 creme < + + + -- ++ -- +M21 creme < + - + -- ++ -- -M22 creme > + + + -- ++ -- -M23 creme < + + + -- ++ -- +M24 creme < + + - -- +- -+ -P 01 creme < + - + - - + + - - -P 02 creme < + + + - - + + - - -P 03 creme < + + + + - + + - - +P 04 creme < + + - - - + + - - -P 05 creme < + + + - - + + - - -P 06 creme > + + + + - + + - - -P 07 creme < + + + + - + + - - +P 08 creme < + - + - - + + - - +P 09 creme < + + - - - + + - - +P 10 creme > + + + - - + + - - +P 11 creme > + + + - - + + - - +P 13 creme < + - - - - + + - - -P 15 creme < + + + + - + + - - -P 16 creme > + + - -- -- -- -P 17 creme < + + - -- -+ -- + P 18 creme < + + - -- -+ -- -P 20 creme < + - + -- ++ -+ -P 22 creme < + - + -+ ++ -- -P 23 creme > + + + -- ++ -- +C 01 creme > + + + + - + + - - -C 02 creme > + + + + - + + - - -C 04 creme > - + + + - + + - - -C 07 creme > - + + - - + + + - -C 11 creme > + + + + - + + - - -C 12 creme < + + + - - + + + - +C 14 creme < + - + + - + + - - +C 15 creme > + + + - - + + - - -C 16 translucida < + + + + - + + - - +C 17 creme > - + + - - + + + - -C 18 creme > + + + + - + + - - -C 19 creme < + + - - - + + + - -C 23 creme < + + - - - + + - - -C 24 creme < + + - - - + + + - -
Crescimento aeróbio
Tabela 8. Caracterização das bactérias isoladas do solo em três áreas diferentes cultivo, pastagem e mata. Isolado (I), (Cultivo=C, Pastagem= P, Mata=M), Colônia individualizada (CI), Teste Gram (TG), Catalase ( C), Teste de Pectinase (TP).
23
Figura 7. Agrupamento dos isolados bacterianos coletados em diferentes uso do solo com base em caracterização por parâmetros bioquímicos utilizando aplicados a análise de agrupamento (“Cluster”) com medida de similaridade UPGMA.
24
Tabela 9. Classificação dos isolados bacterianos coletados em diferentes usos do solo em três grupos utilizando medida de similaridade UPGMA.
Legenda: v1=coloração, v2= colônia > que 5 mm, v3=colônia individualizada, v4=teste gram, v5=catalase, v6=crescimento aeróbio a 10°C, v7=crescimento aeróbio a 35°C, v8=crescimento aeróbio a 50°C, v9=teste de pectinase.
25
Código dos isolados
v1 v2 v3 v4 v5 v6 v7 v8 v9 Agrupame nto Distância de Similaridade
C 01 0 0 1 1 1 1 2 0 0 1 0,9437C 02 0 0 1 1 1 1 2 0 0 1 0,9437C 04 0 0 0 1 1 1 2 0 0 1 1,3557C 11 0 0 1 1 1 1 2 0 0 1 0,9437C 14 0 1 1 0 1 1 2 0 1 1 1,1903C 15 0 0 1 1 1 0 2 0 0 1 0,8560C 16 1 1 1 1 1 1 2 0 1 1 1,3940C 18 0 0 1 1 1 1 2 0 0 1 0,9437C 23 0 1 1 1 0 0 2 0 0 1 1,2122P 01 0 1 1 0 1 0 2 0 0 1 1,0741P 02 0 1 1 1 1 0 2 0 0 1 0,8560P 03 0 1 1 1 1 1 2 0 1 1 0,9979P 04 0 1 1 1 0 0 2 0 0 1 1,2122P 05 0 1 1 1 1 0 2 0 0 1 0,8560P 06 0 0 1 1 1 1 2 0 0 1 0,9437P 07 0 1 1 1 1 1 2 0 1 1 0,9979P 08 0 1 1 0 1 0 2 0 1 1 1,1221P 09 0 1 1 1 0 0 2 0 1 1 1,2549P 10 0 0 1 1 1 0 2 0 1 1 0,9154P 11 0 0 1 1 1 0 2 0 1 1 0,9154P 13 0 1 1 0 0 0 2 0 0 1 1,3750P 15 0 0 1 1 1 1 2 0 0 1 0,9437P 22 0 0 1 0 1 1 2 0 0 1 1,1453P 23 0 1 1 1 1 0 2 0 1 1 0,9154M02 0 1 1 0 1 1 2 0 0 1 1,1453M04 0 1 1 1 1 0 2 0 1 1 0,9154M05 0 1 1 0 1 1 2 0 0 1 1,1453M07 0 0 1 0 1 0 2 0 1 1 1,1221M08 0 0 1 1 1 1 2 0 0 1 0,9437M10 0 0 1 1 1 0 2 0 1 1 0,9154M14 0 1 1 0 0 0 2 0 1 1 1,4127M17 0 1 1 1 1 1 2 0 1 1 0,9979M20 0 0 1 1 1 0 2 0 1 1 0,9154M21 0 0 1 0 1 0 2 0 0 1 1,0741M22 0 1 1 1 1 0 2 0 0 1 0,8560M23 0 0 1 1 1 0 2 0 1 1 0,9154C 03 0 0 1 1 1 0 0 0 0 2 1,0138P 16 0 1 1 1 0 0 0 0 0 2 1,0138P 17 0 0 1 1 0 0 1 0 1 2 1,0138P 18 0 0 1 1 0 0 1 0 0 2 0,6009M13 0 0 1 1 0 0 0 0 0 2 0,6009M24 0 0 1 1 0 0 1 1 0 2 1,0138C 07 0 0 0 1 1 0 2 1 0 3 0,9280C 12 0 1 1 1 1 0 2 1 1 3 1,0929C 17 0 0 0 1 1 0 2 1 0 3 0,9280C 19 0 1 1 1 0 0 2 1 0 3 0,9280C 24 0 1 1 1 0 0 2 1 0 3 0,9280P 20 0 0 1 0 1 0 2 1 0 3 1,3642M03 0 1 0 1 1 0 2 2 0 3 1,0929M18 0 0 1 1 1 0 2 1 1 3 1,2360
A B
C D
E F
G
Figura 8. Unidades Formadoras de Colônias (UFC) de bactérias das áreas de mata, pastagem e cultivo. A. visão geral do experimento, B. Mata 0-20 cm, C. Mata 20-40 cm, D. Pastagem 0-20 cm, E. 20-40 cm, F. Cultivo: 0-20 cm, G. Cultivo 20-40 cm.
26
5.5 Caracterização das populações fúngicas em diferentes usos do solo.
Houve uma variação na coloração micelial dos isolados fúngicos, tendo sido
observado a coloração branca, cinza, verde, violeta, rosa, creme entre outras cores na frente e
verso da placa (Tab. 9).
Alguns isolados fúngicos podem ser identificados seguindo aspectos visuais da cultura
como: isolados pertencente ao gênero Trichoderma sp. apresentavam colorações brancas e
verde flocosas típicas (Fig. 11I, 13C, 13J); isolados de Penicillium sp. apresentavam
colorações verdes musgo intenso e de coloração homogênea e nao abundante (Fig. 12L, 12D);
isolados de Mucor sp. apresentaram micélio abundante, creme a acinzentado (Fig. 11K, 11E).
O gênero Fusarium sp. apresenta coloração vermelho arroxeado me meio de cultura BDA
(Fig. 10B).
Onze % das colônias apresentaram presença de muco e 89 % ausência (Tab. 9).
Em relação ao micélio do fungo 20 % apresentou micélio elevado (característica de
fungos pertencentes ao gênero Mucor sp. e Rhizopus sp.) e 80 % intermediário (Tab. 9).
Trinta e sete % das colônias fúngicas apresentaram a borda lisa, 30 % borda ondulada
e 33 % borda intermediária (Tab. 9).
Apenas 24% dos fungos completou a placa, 7 % tiveram a presença de esporos e 6 %
teve mudança na coloração do meio (Tab. 9).
Uma visão geral dos isolamentos fúngicos pode ser observada na figura 7, tal como, o
maior número de ufc foi observado nas menores diluições e nos diferentes ambientes
analisados (Fig. 10 e Tab.9).
Dentre os táxons identificados preliminarmente o gênero Penicillium sp. foi o fungo
mais frequente em todos os tipos de uso do solo (Fig. 14). Maiores estudos são necessários
para identificação dos demais isolados, pois em sua grande maioria são pouco conhecidos ou
não produziram durante as avaliações estruturas sexuais de reprodução. Para os casos em que
o isolado possuía as estruturas morfológicas há necessidade há necessidade de estudos mais
profundos de morfometria e morfologia associados a chaves dicotômicas de classificação para
verificação da identidade do gênero e de espécies.
Os isolados coletados na área de mata M5, M1, M23, M18, M15, apresentaram
discrepância de similaridade perante os demais (“outgroups”), utilizando medidas de
caracterização morfocultural (Fig. 9).
Também com base na similaridade de características morfoculturais dos isolados
fúngicos coletados nas diferentes áreas de uso do solo, transformados em matriz binária,
27
agruparam-se em 58 % no grupo 1 (40:69), seguidas de 27 % no grupo 2 (19:69) e 15 % no
grupo 3 (10:50) (Tab. 10).
28
Cód. Isolado
Coloração frente Coloração verso PM M C B CP E MCM PE
M01 creme caramelo - I + I - - + -M02 cinza creme - I - L - - - -M03 cinza/branco creme + I - O - - - +M04 cinza / branco creme + I - I - - - +M05 verde claro/escuro creme + E - O - + - -M06 branca creme - E - I - - - -M07 creme creme - I - I - - - -M08 cinza cinza - I - L - - - -M09 laranja brilhante amarela + I + L - - - +M10 verde musgo creme - I - L - + - -M11 cinza cinza - E - I + - - -M12 cinza branco/cinza - E - O + - - -M13 cinza cinza - E - L + - - -M14 branco/verde branco - I - L - + - -M15 branco/creme castanho - I - O - - + -M16 branco/cinza negro - I - L - - - -M17 cinza branco/cinza - E - L + - - -M18 creme laranja - I - I - - + -M19 cinza claro cinza escuro - I - I - - - -M20 branca creme - I + L - - - -M21 branca creme - I - L - - - -M22 verde oliva negro - I - L - + - -M23 maron claro negro - I + L - - + -M24 amarelo claro creme - I + L - + - +P 01 rosa claro rosa escuro - I - O - - - -P 02 rosa claro rosa escuro + I + I - - - +P 03 bege amarelo - I + I - - - +P 04 bege bege escuro + I + I - - - +P 05 rosa claro rosa escuro + I + I - - - +P 06 cinza creme - E - I + - - -P 07 cinza creme - E - I + - - -P 08 marrom claro marrom escuro - I - L - - - -P 09 amarelo claro amarelo escuro - I - O - - - -P 10 creme branco - E - O - - - -P 11 branco creme - I - O - - - +P 12 branco creme - I - I + - - -P 13 branco creme - I + I - - - -P 14 rosa claro rosa escuro - I + I - - - -P 15 bege creme - I + I - - - -P 16 rosa rosa escuro - I - I - - - +P 17 bege creme - I - L + - - -P 18 marrom claro marrom escuro - I + O - - - -P 19 branco creme - I - I - - - -P 20 branco creme - I - O - - - -P 21 cinza creme - I - I - - - -P 22 cinza creme - I + I - - - +P 23 rosa claro creme - I - I - - - -P 24 branco creme + I + I - - - +C 01 creme creme - E - O + - - -C 02 branco creme - I - O + - - -C 03 verde claro creme - E - O + - - -C 04 branco/rosa creme/rosa - I - O + - - -C 05 verde claro/escuro cinza - I + L + - - -C 06 cinza/branco creme - E - L + - - -C 07 verde claro/escuro cinza claro - I + L + - - -C 08 creme amarelo - I - L - - - -C 09 branco/amarelo creme - I - L + - - -C 10 cinza verde escuro - I - L - - - -C 11 cinza escuro negro - I - O - - - -C 12 amarelo creme - I - O - - - -C 13 preto/laranja creme - I - L - - - -C 14 verde escuro cinza amarelo - I + L + - - -C 16 creme amarelo - I - I - - - -C 17 cinza/branco creme - I - O - - - +C 18 cinza claro creme - E - O - - - -C 19 salmão/branco marrom claro - E - L - - - +C 20 verde escuro negro - I - O - - - -C 21 cinza/branco creme - I - O - - - -C 22 cinza cinza escuro - I - O - - - -C 23 branco/cinza cinza - I - L - - - -C 24 creme creme - I - L - - - -
Tabela 10. Caracterização dos isolados fúngicos de três áreas (mata, pastagem e cultivo). Isolado (I), (Mata=M, Pastagem=P, Cultivo=C), Coloração Frente (CF), Coloração Verso (CV), Presença de Mucor (PM), Micélio (M), (Intermediário= I, Elevado= E), Circunscrição (C), Borda (B), ( Lisa= L, Ondulada=O, Irregular= I), completou a Placa (CP),Esporos (E), Mudança na coloração do Meio (MCM), presença de escleródio (PE).
29
Figura 9. Agrupamento dos isolados bacterianos coletados em diferentes uso do solo com base em caracterização por parâmetros bioquímicos utilizando aplicados a análise de agrupamento (“Cluster”) com medida de similaridade UPGMA.
30
Tabela 11. Classificação dos isolados fúngicos coletados em diferentes usos do solo em três grupos utilizando medida de similaridade UPGMA.
Legenda: v1= Coloração frente, v2=coloração verso, v3= presença de mucor, v4=micélio, v5=circunscrição, v6=borda, v7=completou a placa, v8=esporos, v9=mudança na coloração do meio, v10=presença de esporos.
31
Isolados Fúngicos v1 v2 v3 v4 v5 v6 v7 v8 v9 v10Agrupam
e ntoDistância de s imilaridade
M1-Trichoderma sp. 0 1 0 0 1 0 0 0 1 0 1 2,0155M02-Penicillium lanulosum 1 1 0 0 0 1 0 0 0 0 1 0,4982M03 2 1 1 0 0 2 0 0 0 1 1 1,6115M04-Trichoderma sp. 2 1 1 0 0 0 0 1 0 1 1 1,8215M05-Cladosporium sp. 3 1 1 1 0 2 0 1 0 0 1 2,6000M07-Nigrospora sp. 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 1 1,6472M08 1 0 0 0 0 1 0 0 0 0 1 1,2358M10-Penicillium sp. 3 1 0 0 0 1 0 1 0 0 1 2,0097M11-Mucor microsporus 1 0 0 1 0 0 1 0 0 0 1 1,9450M13-Mucor sp. 1 0 0 1 0 1 1 0 0 0 1 1,6822M15-Trichoderma sp. 0 1 0 0 0 2 0 0 1 0 1 1,9027M16-Penicillium sp. 2 2 0 0 0 1 0 0 0 0 1 1,2073M18 0 3 0 0 0 0 0 0 1 0 1 2,6399M19 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 1,5751M22-Trichoderma sp. 3 2 0 0 0 1 0 1 0 0 1 2,1817M23-Cladosporium sp. 0 2 0 0 1 1 0 0 1 0 1 1,9569P 03 0 3 0 0 1 0 0 0 0 1 1 2,5865P 04 0 1 1 0 1 0 0 0 0 1 1 2,0155P 06 1 1 0 0 0 0 1 0 0 0 1 1,2820P 07 1 1 0 0 0 0 1 0 0 0 1 1,2820P 08 0 2 0 0 0 1 0 0 0 0 1 1,5751P 15 0 1 0 0 1 0 0 0 0 0 1 1,8023P 17 0 1 0 0 0 1 1 0 0 0 1 1,4838P 18 0 2 0 0 1 2 0 0 0 0 1 2,0155P 21 1 1 0 0 0 0 0 0 0 0 1 1,0962P 22 1 1 0 0 1 0 0 0 0 1 1 1,3178C 01 0 1 0 0 0 2 1 0 0 0 1 1,8023C 03-Trichoderma sp. 3 1 0 0 0 2 1 0 0 0 1 2,1710C 05-Trichoderma sp. 3 0 0 0 1 1 1 0 0 0 1 2,3411C 06-Trichoderma sp. 2 1 0 0 0 1 1 0 0 0 1 1,0856C 07-Trichoderma sp. 3 0 0 0 1 1 1 0 0 0 1 2,3411C 08 0 3 0 0 0 1 0 0 0 0 1 2,2807C 11 1 2 0 0 0 2 0 0 0 0 1 1,4197C 14-Trichoderma sp. 3 0 0 0 1 1 1 0 0 0 1 2,3411C 16 0 3 0 0 0 0 0 0 0 0 1 2,4810C 17 2 1 0 0 0 2 0 0 0 1 1 1,3353C 18-Penicillium sp. 1 1 0 0 0 2 0 0 0 0 1 1,1379C 20-Cladosporium sp. 3 2 0 0 0 2 0 0 0 0 1 2,2344C 21-Trichoderma sp. 2 1 0 0 0 2 0 0 0 0 1 1,3353C 22 1 0 0 0 0 2 0 0 0 0 1 1,6043C 23 2 0 0 0 0 1 0 0 0 0 1 1,4197C 24 0 1 0 0 0 1 0 0 0 0 1 1,3266M06 5 1 0 1 0 0 0 0 0 0 2 1,6906M09 6 3 1 0 1 1 0 0 0 1 2 1,7784M20-Penicillium sp. 5 1 0 0 1 1 0 0 0 0 2 1,2639M21 5 1 0 0 0 1 0 0 0 0 2 1,1371M24-Penicillium sp. 6 1 0 0 1 1 0 1 0 1 2 1,8967P 09 6 3 0 0 0 2 0 0 0 0 2 1,8852P 11 5 1 0 0 0 2 0 0 0 1 2 1,6251P 12 5 1 0 0 0 0 1 0 0 0 2 1,6384P 13 5 1 0 0 1 0 0 0 0 0 2 1,4998P 19 5 1 0 0 0 0 0 0 0 0 2 1,3947P 20 5 1 0 0 0 2 0 0 0 0 2 1,6251P 23 4 1 0 0 0 0 0 0 0 0 2 1,6906P 24-Penicillium sp. 5 1 1 0 1 0 0 0 0 1 2 1,7034C 02-Trichoderma sp. 5 1 0 0 0 2 1 0 0 0 2 1,8385C 04 4 1 0 0 0 2 1 0 0 0 2 2,0720C 09 6 1 0 0 0 1 1 0 0 0 2 1,7661C 12-Trichoderma sp. 6 1 0 0 0 2 0 0 0 0 2 1,9307C 13-Penicillium sp. 6 1 0 0 0 1 0 0 0 0 2 1,5427C 19 4 1 0 0 0 1 0 0 0 1 2 1,4853M12-Trichoderma sp. 1 6 0 1 0 2 1 0 0 0 3 1,3565M14-Trichoderma sp. 3 6 0 0 0 1 0 1 0 0 3 1,8547M17-Humicola sp. 1 6 0 0 0 1 1 1 0 0 3 1,1136P 01 4 5 0 0 0 2 0 0 0 0 3 2,8000P 02 4 5 1 0 1 0 0 0 0 1 3 3,3823P 05 4 5 1 0 1 0 0 0 0 1 3 3,3823P 10-Mucor sp. 1 6 0 0 0 2 0 0 0 0 3 1,0198P 14 4 5 0 0 1 0 0 0 0 0 3 3,2311P 16 4 5 0 0 0 0 0 0 0 1 3 3,0725C 10 1 4 0 0 0 1 0 0 0 0 3 1,8000
A B
C
D E
F
G H
I
Figura 10. Placas contendo antibiótico, Unidades Formadoras de Colônias (UFC). A. Experimento área de cultivo, B. Cultivo 0-20 cm, C. Cultivo 20-40 cm, D. Experimento mata, E. Mata 0-20 cm, F. Mata 20-40 cm, G. Experimento pastagem, H. Pastagem 0-20 cm. I. Pastagem 20-40 cm.
32
A B
C
D EF
G HI
J K L
Figura 11. Aspectos morfoculturais das colônias fúngicas de solos da mata. A. diferentes colônias fúngicas aos sete dias de crescimento. B. hifomiceto alaranjado desconhecido, C. hifomiceto de coloração esbranquiçada, D. hifomiceto desconhecido com crescimento micelial abundante, E. hifomiceto desconhecido de micélio branco e pouco abundante, F. Alternaria sp., G. hifomiceto desconhecido secretando substâncias no meio de cultura, H. hifomiceto desconhecido de coloração creme, I. Trichoderma sp., J. hifomiceto desconhecido de coloração pálea, K. Mucor sp., L. Penicillium sp.
33
A B
C
D E F
G H I
J K M
Figura 12. Aspectos morfoculturais das colônias fúngicas de solos da mata. A. diferentes colônias fúngicas aos sete dias de crescimento. B. Fusarium sp., C. hifomiceto desconhecido de coloração amarelada, D. hifomiceto desconhecido com crescimento micelial lento, E. Mucor sp., F. hifomiceto desconhecido com a produção de escleródios, G. hifomiceto desconhecido de centro marrom e bordas e coloração branca, H. hifomiceto desconhecido de coloração branca alaranjada, I. hifomiceto desconhecido de coloração branca alaranjada, J. hifomiceto desconhecido de coloração branca alaranjada, K. Trichoderma sp., M. hifomiceto desconhecido.
34
A B
C
D E F
G H I
J K L
Figura 13. Aspectos morfoculturais das colônias fúngicas de solos de área de cultivo irrigado mata. A. diferentes colônias fúngicas aos sete dias de crescimento. B. hifomiceto desconhecido, C. Trichoderma sp., D. hifomiceto desconhecido, E. hifomiceto desconhecido, F. Fusarium sp., G. hifomiceto desconhecido de coloração branco acinzentada, H. hifomiceto desconhecido de coloração negra com halos laranjas, I. hifomiceto desconhecido de micélio abundante, J. Trichoderma sp., K. hifomiceto desconhecido, L. hifomiceto desconhecido.
35
Figura 14. Frequências observadas nos fungos nas áreas de mata (A), cultivo (B) e pastagem (C).
36
A
B
C
Freq
uênc
ia o
bser
vada
Freq
uênc
ia o
bser
vada
Freq
uênc
ia o
bser
vada
5.6. Diversidade de diferentes sistemas de uso do solo
A ACP explicou 98,4 % da variabilidade dos dados no eixo 1 e 1,6 % no eixo 2 (Fig.
15). De acordo com tal análise, nota-se que a amostra sob Mata da profundidade 0-10 cm
posicionou-se na parte positivo do eixo 1 e apresentou os maiores valores de UFC, tanto no
meio seletivo com Fungicida como com Antibiótico. Os atributos químicos do solo associado
a essa amostra foram teores de matéria orgânica (MO), CTC, H++Al+3, P e saturação da CTC
por K. As outras amostras, independente da profundidade, posicionaram-se no parte negativa
do eixo 2, associando-se ao pH e saturação da CTC por Ca.
Portanto, apesar de menor fertilidade, e de maiores valores de acidez total (H++Al3+) e
menores de pH, a amostra de solo superficial sob a mata mantém maior densidade de fungos e
bactérias. Provavelmente a ausência de cultivo, de revolvimento do solo, de aplicação de
defensivos químicos e o maior teor de MO propiciam maior número desses grupos de micro-
organismos no solo sob mata.
Dessa forma, o cultivo do solo com agricultura, mesmo com manutenção de fertilidade
aumentada para desenvolvimento vegetal, e a implantação de pastagem diminuem o número
de fungos e bactérias no solo. Considerando-se as diversas funções desses organismos no
ambiente (Moreira e Siqueira, 2006), isso tem impacto sobre a funcionalidade do ecossistema
e na sua capacidade de se recuperar de alterações periódicas ou casuais.
37
Figura 15. Triplot do número de Unidades Formadoras de Colônia, amostras de solo e variáveis químicas do solo, da Análise de Componentes Principais (ACP). UFC Fungicida – UFC em meio com fungicida como agente seletivo. UFC Antibiótico – UFC em meio com antibiótico como agente seletivo. MO – teor de matéria orgânica do solo; P – Teor de fósforo; HAL – teor de H++Al3+; CTC – Capacidade de Troca Catiônica; %Ca – saturação da CTC por cálcio; %K – saturação da CTC por potássio; CP1 – Componente Principal 1; CP2 – Componente Principal 2.
A estimativa da riqueza de espécies de fungos foi mais elevada em solos de área de
mata de antropisada, havendo uma estimativa de espécies no solo variando de 69-899
espécies, muito superiores às áreas de cultivo em pivô (20-57 espécies) e pastagem (32-340)
(Tab. 11 e Fig. 16C).
Os maiores valores de abundância observados (24 espécies) e a estimativa de riqueza
fúngica (222 espécies) com amplitude estimada de 69-899 espécies foram verificados na área
de mata. Observou-se um decréscimo da riqueza em área de pastagem (86 spp.) e agricultura
(29 sp.) (Tab. 11, Fig. 16B).
38
Através do índice de Shannon e Fisher foi observado maior diversidade de espécimes
de fungos também na área de mata. Merece destaque apontar o índice de Fisher pela diferença
de seus valores em área de pastagem e cultivo (Tab. 11, Fig. 16).
O número de indivíduos observados, a abundância e a estimativa de riqueza tiveram
maior incidência na área de mata e respectivamente nas áreas de pastagem e cultivo (Tab. 11,
Fig. 16).
A equitabilidade foi maior na área de cultivo, depois na área de mata e pastagem
demonstrando a predominância de espécies e redução da diversidade, resultado característico
de ambientes antropizados (Fig. 16D).
Tabela 12. Índices de diversidade em três áreas diferentes de uso do solo, dentre elas (mata, pastagem e cultivo).
Critérios de Diversidade Mata Pastagem AgriculturaNúmero de Indivíduos observados 29,00 24,00 22,00Abundância 24,00 17,00 16,00Estimativa da riqueza 222 (69-899) 86 (32-340) 29 (20-57)Índice de Shannon (Chao e Shen) 4,40 3,50 3,40Índice de Simpson 0,05 0,08 0,07Índice de Fisher (alfa) 65,30 26,00 26,40Equitabilidade 0,81441102 0,785749239 1,009712295
39
A B
C D
Número de indivíduos observados
Abundância
Estimativa da riqueza
Equitabilidade
Figura 16. Parâmetros de diversidade nos diferentes usos de solo. A. número de indivíduos observados. B. Abundância de espécies. C. Estimativa da riqueza. D. Equitabilidade.
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6. CONCLUSÕES
Por meio desse trabalho podemos observar o efeito de parâmetros do solo na
população microbiana. A concentração de microrganismos diminui a medida que se
aprofunda no perfil do solo.
Existe uma variabilidade de fungos que necessitam de maiores estudos para
identificação dos táxons.
O uso do solo influencia na comunidade e diversidade de microrganismos, sendo
verificado e que a medida que realiza-se praticas que visem a manutenção da biodiversidade
maior a atividade biológica desses microrganismos.
O solo sob vegetação de mata apesar de apresentar menor fertilidades e maior de
acidez foi a que apresentou maior densidade e microrganismos, devido provavelmente ao
maior teor de M.O.
Os índices de diversidade que apresentaram maior número foram na área de mata e
posteriormente nas áreas de pastagem e cultivo. O número de UFC na área de mata foi maior
em relação as áreas de pastagem e cultivo.
De acordo com a análise estatística de Tukey, o número de UFC foi maior na área de
mata e nas áreas de pastagem e cultivo foram estatisticamente iguais. Em relação às duas
profundidades analisadas foram observados o maior número de UFC nas profundidades de 0-
20 cm, devido a incidência de maior número de microrganismos nas camadas superficiais do
solo.
Com base na similaridade de características morfoculturais dos isolados fúngicos e
bacterianos, alguns apresentaram características semelhantes.
O número de indivíduos a abundância e a estimativa de riqueza tiveram maior
incidência na área de mata e respectivamente nas áreas de pastagem e cultivo. A
equitabilidade foi maior na área e cultivo, resultado de ambientes antropizados.
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