Ministério da Educação Secretaria de Educação Profissional e Tecnológica

Instituto Federal de Educação Ciência e Tecnologia Goiano Curso Tecnólogo em Gestão Ambiental e Agronomia

Equipe: CINTHIA LUZIA TEIXEIRA SILVA

FLÁVIA MARIA DOS SANTOS

JEAN CRAMENAK DE SOUZA

LUCAS ALEXANDRE CARVALHO MIZIARA

RODOLPHO FERNANDES DOS SANTOS LIMA

RODRIGO DE FREITAS

Relatório de Aula Prática:

DIVERSIDADE MICROBIANA E DE MACRORGANISMOS EM

DIFERENTES USOS DO SOLO NA FAZENDA PEDRA BRANCA E

PALMITAL

Urutaí, 18 de Junho de 2013.

1. INTRODUÇÃO

O termo solo refere-se aqui à camada externa e agricultável da superfície

terrestre (REICHARDT, et al. 2004). Nele vivem muitos organismos, incluindo insetos,

minhocas e pequenos invertebrados, que são visíveis a olho nu, mas a grande maioria,

em termos de peso e capacidade metabólica, são microrganismos, e a maioria é formada

por bactérias (INGRAHAM, et al. 2010). Para a compreensão e o estudo da relação

entre estes organismos e o solo há a microbiologia agrícola. Entre suas inúmeras

ferramentas de estudo há técnicas como o uso de armadilhas “PIT FALL”, diluição em

série e extração de nematóides, com intuito de analisar a diversidade de organismos em

diversos ambientes.

A ciência da microbiologia iniciou-se há apenas 200 anos. Com os trabalhos de

Pasteur, houve uma explosão de descobertas na microbiologia. O período de 1857 a

1914 foi propriamente chamado de Idade de Ouro da Microbiologia. Durante esse

período, avanços rápidos, liderados principalmente por Pasteur e Robert Koch, levaram

ao estabelecimento da microbiologia como uma ciência (TORTORA, et al. 2012).

Quase ninguém se dá conta de que bilhões de animaizinhos populam cada metro

quadrado do solo. Em parte são tão pequenos que somente podem ser vistos ao

microscópio (microfauna). Em parte são visíveis a olho nu, mas ainda de tamanho tão

reduzido que somente podem ser vistos com observação muito atenta (mesofauna). E

em parte, são de tamanho maior, como as minhocas, centopéias e inúmeros insetos

(macrofauna), de modo que já são conhecidos por todos (PRIMAVESI, 1990).

Os organismos desempenham papel importante na gênese do habitat onde

vivem. Em ecossistemas em climax, a biota e o solo encontram-se em equilíbrio

dinâmico, para garantir sua sustentabilidade e a biodiversidade, esse equilíbrio, porém,

pode ser facilmente perturbado pelo homem ou mesmo por fenômenos naturais

(SIQUEIRA, et al.1994). Essa interação entre organismos e o solo pode trazer grandes

benefícios, como a ciclagem de elementos do solo controle de pragas, a biorremediação

(utilização de micróbios para limpar poluentes) e biofertilizantes. Também há casos em

que muitos micro-organismos do solo vivem com outros organismos. Algumas dessas

relações são mutualísticas (beneficiando ambos os parceiros), e a maioria deles está nas

plantas. Duas importantes simbioses mutualísticas entre micro-organismos e plantas são

as micorriza e a rizosfera (INGRAHAM, et al. 2010).

A diversificação de espécies favorece a cobertura eficiente do solo, a exploração

de volume do solo e reduz o “estreitamento genético”, contribuindo para maior

diversidade e atividade de microrganismos. (SIQUEIRA, et al. 1994). No entanto,

segundo Allen (1992, apud SIQUEIRA, et al. 1994) estresses naturais ou causados pelo

homem em processos edáficos ou fisiológicos podem causar mudanças na composição

de espécies microbianas, na sucessão de espécies simbiontes e nos atributos

morfológicos e fisiológicos das associações simbióticas. A lavração, a queimada, a

exposição do solo ao sol e o uso de adubos amoniacais fazem com que a maioria da

mesofauna desapareça (PRIMAVESI, et al. 1990).

Nos ambientes naturais os microrganismos se encontram, quase sempre, sob

forma de populações mistas (VERMELHO, et al. 2011). Portanto, para estudarmos a

diversidade desses microrganismos em diferentes ambientes, primeiramente é preciso

coletá-los. São inúmeras as técnicas de coleta e extração, entre elas as armadilhas “PIT

FALL” que consiste em algum equipamento (geralmente garrafas pet) que capturam

principalmente organismos que habitam o solo. Também a extração por Flotação

Centrífuga em solução de sacarose que é utilizada na captura de nematóides. E por fim,

há também o método de diluição em série que consiste no isolamento e na contagem de

microrganismos.

Enfim, os seres vivos no solo fazem parte dele, modificando-o e influenciando-

se mutuamente. O solo é formado através de sua vida, e a vida é típica às características

específicas do solo (PRIMAVESI, 1990). Além disso, esses organismos do solo nos

fornece uma enorme lista de importâncias, como a ciclagem, biofertilização,

biorremediação, engenharia genética, na formação do solo e outros. Portanto, é de

grande importância estudar a interação solo-organismo e analisar sua biodiversidade.

Este Trabalho tem como objetivo avaliar a densidade microbiana dos diferentes

tipos solo, por meio do método de diluição em série. Bem como o uso de armadilhas

"PIT FALL" para estudo e análise (por meios estatísticos) da diversidade de organismos

nos diferentes usos do solo.

2. MATERIAIS E MÉTODOS

O experimento foi desenvolvido no dia 26 de março de 2013 na Fazenda Pedra

Branca e Fazenda Palmital pertencentes à área do Instituto Federal Goiano Campus

Urutaí. A prática consiste em fazer uma análise da biodiversidade das comunidades

presente no local, a partir desta, foi realizada uma sequência de atividades para

determinar a diversidade microbiana e de macrorganismos nas áreas. A prática foi

realizada em cinco áreas diferentes onde a equipe 1 ficou com a área de pastagem da

fazenda Pedra Branca, a equipe 2 com a área de Floresta, a equipe 3 com a pastagem da

Fazenda Palmital e por fim, a equipe 4 com a área de cultura (Pivô).

Para a realização da prática primeiramente foi confeccionado a armadilha “PIT

FALL” (Fig. 1). As armadilhas desse tipo consistem, em geral, de um recipiente plástico

enterrado ao nível do solo com líquido para matar e conservar os animais capturados

(AQUINO, 2006). Cada equipe utilizou em suas respectivas áreas 5 garrafas pet de 600

mL sem o fundo, 5 estacas, 10 espetos de madeira, 5 bandejas de isopor, 5 sacos

plástico, e solução preservante composta por álcool, água e detergente. Foram

escolhidos 5 pontos aleatórios onde se retirou o solo com o auxilio de um enxadão e

nestes mesmos locais foram colhidas e colocadas em um saco plástico amostras do solo.

Então, colocou-se uma garrafa pet contendo solução preservante a modo que os

organismos caiam dentro dela. Após isso, fincou-se a estaca para marcar a numeração

da armadilha, e com auxílio de 2 espetos, uma bandeja de isopor foi posta como

cobertura para evitar a entrada de água da chuva.

Figura 1: Esquema representativo da armadilha “PIT FALL”. Fonte: SILVA, C. 2013.

No dia posterior, 27 de março de 2013 no laboratório de microbiologia foi

realizada a prática de diluição em série:

Primeiramente todas as 5 amostras de solo foram misturadas em um balde, e

logo pesou-se na balança de precisão 1 g da amostra do solo. Foram etiquetados 5 tubos

de ensaio com as diluições de 10-1

até 10-5

todos contendo 9 mL de solução salina

esterilizada. Assim a 1 g de solo foi colocada no tubo de diluição 10-1

, onde este foi

agitado por 1 minuto no agitador. Depois, com o auxílio de uma pipeta graduada foi

transferido 1 mL da solução para o tubo de ensaio 10-2

(Fig. 2), onde este também foi

agitado por 1 minuto. O mesmo procedimento foi realizado até a diluição 10-5

.

Terminado o procedimento as diluições 10-1

e 10-2

foram descartadas.

Figura 2: Método da diluição em série. Fonte: SILVA, C. 2013.

Na câmara de fluxo laminar com o auxilio da micropipeta foi adicionado100 μL

da diluição 10-3

no meio BDA onde a solução foi espalhada com movimentos circulares

utilizando a alça de Drigalski já flambada (Fig. 2). Então, foram etiquetadas 6 placas de

Petri, sendo utilizadas 2 placas de cada meio por diluição (10-3

, 10-4

e 10-5

). As placas

foram vedadas e levadas à 35º C na estufa de crescimento por 48 horas.

Então, passado 48 horas, foi contado as unidades de colônias formadoras (ufc),

onde considera-se o número de colônias observadas visualmente. Assim, foi realizado o

cálculo da densidade microbiana em que se utiliza a regra de três, em que o número de

colônias contadas refere-se a 100 μL, onde este é o mesmo que 1 mL, portanto, o

número de colônias formadoras é multiplicado por 10 e depois novamente multiplicado

pelo fator de diluição, encontrando a unidade de colônias formadoras por mL, como

mostra o seguinte exemplo:

Posteriormente, os valores encontrados de ufc passaram pela análise estatística

no programa SAS.

Neste mesmo dia foi realizada também a extração de nematóides do solo pelo

método de Flotação centrífuga em solução de sacarose:

Primeiramente foram pesados 110 g do solo coletado, depois a amostra foi

colocada em uma bacia onde foi adicionadas 10 medidas de água em uma proveta de

1000 mL, totalizando 10 litros. Assim, a solução foi agitada e depois peneirada em uma

armação de 3 peneiras acopladas. O material retido na última peneira foi recolhido com

o auxílio de uma pisseta com água destilada e colocado em uma placa de Petri. Assim

com o auxílio da lupa foi visualizado se havia nematóides na suspensão. Então a

suspensão foi transferida para dois tubos de ensaio contendo água destilada. As

amostras foram centrifugadas na velocidade 2 por 3 minutos. Com o auxilio de uma

pipeta graduada o sobrenadante foi retirado dos tubos e descartado. Ao precipitado foi

adicionado sacarose, logo as amostras foram levadas novamente a centrífuga por 3

minutos. Assim, o sobrenadante foi vertido na peneira e foi lavado cuidadosamente

com água destilada, e a amostra foi recolhida em um pequeno frasco de vidro que foi

etiquetado e levado à geladeira.

Ao passar 7 dias após a instalação das armadilhas “PIT FALL”, no dia 02 de

abril de 2013 as equipes voltaram aos locais e recolheram as amostras que foram

levadas ao laboratório de microbiologia do Instituto Federal Goiano Campus Urutaí.

Todas as garrafas pet contendo organismos capturados foram peneiradas e passadas em

água corrente separadamente, assim com o auxilio de uma pinça os indivíduos foram

contados conforme sua espécie, todos os dados foram anotados e os organismos de cada

amostra foram colocados em pequenos frascos de vidro contendo álcool 50% que foram

etiquetados e guardados.

Com os dados anotados foi feita uma análise estatística no software SPADE,

onde obteve-se os índices de Riqueza de Espécies, índice de Shannon, Simpson e

Fisher. Os valores encontrados de cada equipe foram organizados em tabela e levados

novamente a outra análise estatística no software SAS. Obtendo então, a análise de

significância (ANOVA) e o teste de Tukey.

3. RESULTADOS E DISCUSSÃO

Nas armadilhas “PIT FALL”, foram capturados 12 ordens de insetos (Tabela 1),

totalizando 1614 indivíduos, em sua maioria de importância agrícola. Entre os insetos

capturados a maioria foi formigas (ordem Hymenoptera) totalizando 995 indivíduos.

Pode-se notar que a maioria dos indivíduos capturados pelas armadilhas é de

importância agrícola, principalmente os organismos que quando estão em grande

número causam danos à agricultura. Muitos dos organismos encontrados foram

besouros de armazenamento-caruncho que afetam os grãos, alguns percevejos, grilos,

gafanhotos e muitas formigas que atingem principalmente as folhas da vegetação. Mas,

também houve a incidência de indivíduos benéficos à vegetação como polinizadores

representados pelas abelhas, aranhas que são predadoras de outros insetos, porém estes

foram encontrados em menor número.

Tabela 1: Distribuição das ordens taxonômicas e seus respectivos números de

indivíduos encontrados em Urutaí-Goiás, 2013.

ORDEM Eqp. 1 Eqp. 2 Eqp. 3 Eqp. 4 TOTAL

Coleoptera (besouros). - 35 125 70 230

Hemiptera (percevejos,

cigarrinhas, cochonilhas). - - 13 12 25

Hymenoptera (vespa, formiga

e abelhas). 44 142 716 93 995

Diptera (moscas). - 8 10 32 50

Orthoptera (grilo, gafanhoto). 2 3 81 186 272

Lepidóptera (mariposa e

borboletas). - 3 2 - 5

Anura (perereca). 1 - - 1 2

Blattaria (baratas). - 2 - 5 7

Aranea (aranhas). - 3 5 6 14

Isoptera (cupins). - 2 - - 2

Spirostreptida – miriápode

(piolho de cobra). - - 2 6 8

Dermaptera (tesourinha). 2 - - 2 4

TOTAL 49 198 954 413 1614

Eqp. 1) Equipe da área de Pastagem 1-Fazenda Pedra Branca. Eqp. 2) Equipe da área

de Floresta. Eqp. 3) Equipe da área de Pastagem 2- Fazenda Palmital. Eqp. 4) Equipe

da área de Culturas(Pivô).

Observando os dados da tabela 1, pode-se notar que houve a ocorrência de

besouros, principalmente de armazenamentos (Coleóptera), cigarrinhas e percevejos da

ordem hemíptera, vespas e muitas formigas (Hymenoptera), moscas (díptera), grilos e

gafanhotos de ordem Orthoptera, mariposas (Lepidóptera), pererecas (Anura). Também

foram encontradas baratas da ordem Blattaria, aranhas, cupins e piolho de cobra (ordem

Spirostreptida e subfilo miriápode).

A área de pastagem 1 (Fazenda Pedra Branca) apresentou os menores índices,

isso ocorreu por ser uma área com pouca vegetação, e matéria orgânica. Além disso,

uma das armadilhas desta área foi danificada pelo fato do local estar ocupado por um

rebanho bovino, assim diminuindo as chances de ter capturado mais indivíduos.

Era esperado que a área de Floresta apresentasse maior número de indivíduos,

por causa da diversidade de vegetais, maior área rizosférica e maior quantidade de

matéria orgânica facilitando a sobrevivência dos organismos. Porém, foi a área de

Pastagem 2 (Fazenda Palmital) que apresentou um maior número de indivíduos em um

total de 954. Mas, nesta área houve a predominância de um tipo de indivíduos que foi as

formigas e vespas (ordem Hymenoptera), devido à proximidade com os formigueiros

que havia na área.

Nos meios de cultura que foram preparados, no geral apresentaram crescimento

microbiológico, com exceção de um dos meio contendo solução 10-5

da equipe 3-

Pastagem 2 (Fazenda Palmital). E comparando o número de colônias entre as equipes, a

área de Pastagem 2 foi a que apresentou uma média bem menor.

Em relação às médias de ufc por mL da solução do solo, a área de culturas

(Pivô) foi a que apresentou maior densidade microbiana, como podemos notar na tabela

2.

Tabela 2: Média do número de Unidade Formadora de Colônias por mL de solução do

solo (ufc/mL) em relação às diluições:

ÁREA/DILUIÇÃO 10-3

10-4

10-5

Pastagem 1 1,78x105 2,95x10

6 1,2x10

7

Floresta 9,1x105 2,1x10

6 5x10

6

Pastagem 2 1,23x106 2,2x10

6 1x10

6

Culturas 3,6x106 6,75x10

6 1,2x10

7

Era esperado que a área de floresta apresentasse maior número de vida

microbiana, por causa da grande área rizosférica e grande quantidade de matéria

orgânica fornecida. Porém, a área de culturas apresentou maior número (Fig.3). Uma

possível explicação é que o solo provavelmente forneça uma grande quantidade de

matéria orgânica e uma rica rizosfera, pois a área era de cultivo de milho e feijão e

apresentava palhada sobre o solo. Também há a possibilidade de ter ocorrido um erro

experimental na realização da diluição em série na homogeneização do solo com a

solução, ademais, talvez haja um fator de desequilíbrio onde tal espécie possa estar

predominando no momento, por falta de competição ou agentes que controlam a

população do local. Segundo Siqueira et. al. (1994), as alterações nas condições do solo,

provocadas pelo seu uso e manejo, promovem modificações qualitativas e quantitativas,

levando a comunidade a novo equilíbrio. Portanto, em vez da população de indivíduos

do local diminuísse desta vez ocorreu o aumento devido o uso e o tipo de manejo do

solo.

Figura 3: Gráfico das médias extraídas pela soma dos números de colônias contadas

nos meio de cultura das duas repetições de cada diluição 10-3

, 10-4

e 10-5

que

posteriormente foram divididas por 6 (número total de meios de cultura realizados).

Figura4: Médias dos valores do índice de Tukey para o número de ufc.

Pelo teste de Tukey (Fig. 4) percebeu-se que as áreas (tratamentos) de pastagem

1 e pastagem 2 apresentaram estatisticamente médias de ufc que não se diferem entre

estas, assim sendo classificadas como tratamentos “b”. Enquanto a área de cultura se

diferiu das demais sendo denominada como tratamento “a”. Já a área de floresta foi

classificada “ab”, ou seja, ela possui média próxima tanto a área de cultura quanto as

demais.

Já em relação à contagem de organismos coletados pela armadilha “PIT FALL”,

estatisticamente, pelo teste F (ANOVA), hipótese da nulidade (H0) foi rejeitada tanto a

1% quando a 5 % (0,05), sendo o valor F calculado maior que o valor F tabelado

(Tabela 3), ou seja, as médias se diferem entre elas, portanto os tratamentos são

diferentes.

Tabela 3: Resumo ANOVA- Valor F calculado pela análise de variância da contagem

de organismos coletados pela armadilha “PIT FALL”:

FATORES DE VARIAÇÃO VALOR F

Riqueza de Espécies 14,77** Índice de Shanon 11,73** Índice de Simpson 9,97**

Índice de Fisher 12,05**

** Significativo a 1%.

Assim, rejeitando H0 prevalece H1, ou seja, permanece uma hipótese alternativa.

A provável explicação sobre a diferença entre os tratamentos é que nos tratamentos

a

ab b b

0

500

1000

1500

2000

2500

3000

Cultura Floresta Pastagem1 Pastagem2

perdidos houve uma reposição de dados aleatoriamente com os dados já existentes.

Também há a questão das áreas analisadas, em que os locais se diferem. Entre a floresta,

pastagem 1, pastagem 2 e culturas é de se esperar que a floresta apresente dados bem

superiores aos outros, pois é uma área que possui uma rica diversidade em vegetação,

fornecendo condições para a sobrevivência dos indivíduos. Para isso temos os testes de

Tukey para os fatores de variação e seus respectivos gráficos:

Figura 5: Médias dos valores do índice de Tukey para Riqueza de Espécies.

Sobre o teste de Riqueza de Espécies (Fig. 5), espécies raras e diversificadas tem

maior peso, portanto, a área de Floresta apresentou maior índice de 25.3, enquanto a

pastagem 2 (fazenda Palmital), culturas e pastagem 1 (Pedra Branca) apresentaram

valores 22.5; 10.2 e 4.1 respectivamente. Floresta e Pastagem 2 foram classificados

como tratamentos “a”, apresentando os maiores índices por terem um maior número e

diversidade de organismos capturados. Sendo assim, estas duas áreas são

estatisticamente classificadas como iguais e diferentes das demais.

Figura 6: Médias dos valores do índice de Tukey para Índice de Shanon.

No índice de Shannon (Fig. 6) é avaliada a heterogeneidade, onde se leva em

consideração a riqueza, a quantidade de espécies diferentes. Por sua vez a floresta,

pastagem 2, cultura e pastagem 1 apresentaram os valores 1.1; 1.6; 1.5 e 0.6

respectivamente. Nesse caso, o tratamento que se diferenciou dos demais foi a pastagem

1, apresentando menor índice, pois seus tratamentos apresentou menor número de

diversidade, sendo uma área mais homogênia em relação as outras.

Figura 7: Médias dos valores do índice de Tukey para o Índice de Simpson.

Este teste de Simpson (Fig. 7) também leva em consideração a riqueza, mas

propriamente analisa a dominância, onde há probabilidade de dois indivíduos serem

sorteados de uma mesma comunidade pertencer à mesma espécie (MARTINI, et al.

2010). Neste índice, a pastagem 1 obteve maior índice, pois possui um número menor

de indivíduos, sendo as chances de estes organismos serem da mesma espécie, portanto,

está área se diferenciou das outras com média de 0.7, enquanto pastagem 2, floresta e

cultura apresenta médias 0.35; 0.33 e 0.33 respectivamente.

Figura 8: Médias dos valores do índice de Tukey para Índice de Fisher.

Já no teste de Fisher (Fig. 8) é analisada a relação do número de espécies

representadas por apenas 1 indivíduo na comunidade. Assim, a área de floresta

apresentou maior média de 8.1 diferindo dos demais tratamentos que apresentaram

médias 3.8 para a pastagem 2, 2.4 para a área de cultura e 1.2 para a pastagem 1. Apesar

de que as duas pastagens e a cultura tenham apresentadas médias numericamente

diferentes pelo teste de Tukey elas não diferem entre si. Isso, mais uma vez pode ser

explicado pela grande diversidade que a área de floresta apresenta, pois ela apresenta

uma vegetação mais diversificada, fornecendo maior quantidade de material orgânico e

consequentemente um maior número de organismos interagindo no ambiente.

a

b

b

b

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

Floresta Pastagem 2 Cultura Pastagem 1

Índ

ice

de

Fis

he

r

4. CONCLUSÕES

Com a realização das armadilhas “PIT FALL” foi possível capturar e analisar a

diversidade microbiana e de macrorganismos das diferentes áreas nas fazendas Palmital

e Pedra Branca no município de Urutai- Goiás.

Era esperado que a área de Floresta apresentasse maior número de

macrorganismos, pelo fato de fornecer maior diversidade na flora, maior área rizosférica

e maior quantidade de matéria orgânica, facilitando a sobrevivência dos organismos.

Porém, a área de Pastagem 2 (Fazenda Palmital) apresentou um maior número, mas,

porque houve a predominância de formigas devido à proximidade com os formigueiros

que havia na área. Tal quantidade de formigas na área pode ter ocorrido pela quantidade

de alimento disponível na área, que apresentava grande quantidade de braquiária e

outras plantas, além disso, possivelmente não há uma taxa de predação considerável,

favorecendo a sobrevivência de tantas formigas.

Em relação ao número de unidades formadoras de colônias (ufc), mais uma vez

era esperado que a área de floresta apresentasse maior número de vida microbiana, mas,

a área de culturas apresentou maior número o que foi possível por causa da grande

quantidade de matéria orgânica originada do cultivo de milho e feijão e a palhada sobre

o solo. Porém, com as análises estatísticas a área de floresta se destacou, pois a maioria

dos testes analisava a diversidade de espécies.

Em grande parte os resultados obtidos podem ser relacionados à disponibilidade

de alimento nos solos analisados, quanto maior a quantidade de matéria orgânica e

vegetação presentes, maior é a atividade microbiana e dos macrorganismos. É um ciclo

onde o meio-solo e os organismos se beneficiam em que o solo fornece condições para a

sobrevivência e os seres que nele vivem transformam os materiais, reciclando e

“devolvendo-os”. Além disso, outros fatores também podem influenciar o tipo e a

quantidade de organismos vivos no solo, tais como fatores antropogênicos, clima e

temperatura.

Enfim, o solo não é um conjunto residencial onde os seres vivos coexistem sem

se conhecerem uns aos outros. Não existem espécies isoladas, habilmente classificadas,

existe sim, uma sociedade intimamente inter-relacionada. O meio ambiente são todos os

fatores físicos, químicos e biológicos de um lugar. Portanto, os seres vivos que existem

num determinado lugar são sempre uma comunidade determinada pelas condições

reinantes e nunca são espécimes isolados, que por acaso, ali existem, segundo Castri

(1968, apud PRIMAVESI, 1990).

5. LITERATURA CITADA

AQUINO, A. M.; MENEZES, E. L. A.; QUEIROZ, J. M. Recomendações para coleta

de artrópodes terrestres por armadilhas de queda (“Pitfall- Traps”). Disponível em:

<http://www.cnpat.embrapa.br/system/files/cite018.pdf> acessado em 02 de maio de

2013.

INGRAHAM, J. L.; INGRAHAM, C. A. Introdução à microbiologia. 3ª. Ed. Editora

CENGAGE Learning. São Paulo-SP. 2010.

MARTINI, A. M. Z.; PRADO, P. J. K. L. Índices de diversidade de espécies.

Disponível em: <http://seb-ecologia.org.br/viiiceb/pdf/916.pdf> acessado em 02 de

maio de 2013.

PRIMAVESI, A. Manejo Ecológico do Solo. 9ª. Ed. Editora Nobel. São Paulo-SP.

1990.

REICHARDT, K. ; TIMM, L. C. Solo, Planta e Atmosfera – Conceitos, Processos e

Aplicações. 1ª. Ed. Editora Manole Ltda. Barueri-SP. 2004.

SIQUEIRA, J. O. ; MOREIRA, F. M. S.; GRISI, B. M.; HUNGRIA, M.; ARAUJO R.

S. Microrganismos e processos biológicos do solo: Perspectiva ambiental. Empresa

Brasileira de Pesquisa Agropecuária, Centro Nacional de Pesquisa de Arroz e Feijão,

Centro Nacional de Pesquisa de Soja. EMBRAPA, Brasília, 1994.

TORTORA, G. J.; FUNKE, B. R.; CASE, C. L. Microbiologia. 10ª. Ed. Editora

Artmed. Porto Alegre-RS. 2012.

VERMELHO, A. B.; PEREIRA, A. F.; COELHO R. R. R.; PADRÓN, T. S. Práticas de

Microbiologia. Volume Único, Editora Guanabara Koogan. Rio de Janeiro-RJ. 2011.