9_-_Nitrogenio

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SBCS, Viçosa, 2006. Nutrição Mineral de Plantas, 432p. (ed. FERNANDES, M.S.).

IX - NITROGÊNIO

Sonia Regina Souza 1/ & Manlio Silvestre Fernandes 2/

1/ Departamento de Química-Bioquímica, Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro – UFRRJ.BR 465, km 7, CEP 23890-000 Seropédica (RJ).

soniabq@ufrrj2/ Departamento de Solos, UFRRJ.

[email protected]

Conteúdo

O NITROGÊNIO NA NATUREZA ........................................................................................................ 216

ABSORÇÃO DE NITROGÊNIO PELAS PLANTAS ............................................................................ 217A Absorção de Amônio .................................................................................................................... 219

Transportadores de Amônio ..................................................................................................... 221

Absorção de Nitrato ................................................................................... ....................................... 222Transportadores de Nitrato ...................................................................................................... 225Absorção de Formas Orgânicas de Nitrogênio por Plantas ................................................... 226

REDUÇÃO DO NITRATO ....................................................................................... ................................ 227Nitrato Redutase .............................................................................................................. .................. 227Nitrito Redutase ................................................................................................................ ................. 229

ACÚMULO E REMOBILIZAÇÃO DO NITRATO .............................................................................. 229

ASSIMILAÇÃO DO AMÔNIO .............................................................................................. .................. 232Glutamina Sintetase .......................................................................................................................... 234Glutamato Sintase ................................................................................................................. ............. 234Glutamato Desidrogenase ............................................................................................................... 235

VISÃO GERAL DO METABOLISMO DE NITROGÊNIO .................................................................. 237

TOXIDEZ DE AMÔNIO EM PLANTAS ................................................................................................ 238

REMOBILIZAÇÃO DE NITROGÊNIO ................................................................................................. 241Senescência .................................................................................................. ......................................... 241Enchimento dos Grãos ...................................................................................................................... 243

LITERATURA CITADA ........................................................................................................................... . 245



NUTRIÇÃO M INERAL DE PLANTAS

216 SONIA REGINA SOUZA & MANLIO SILVESTRE FERNANDES

O NITROGÊNIO NA NATUREZA

O N é um dos elementos minerais requeridos em maior quantidade pelas plantas e oque mais limita o crescimento. Ele faz parte de proteínas, ácidos nucléicos e muitosoutros importantes constituintes celulares, incluindo membranas e diversos hormôniosvegetais. Sua deficiência resulta em clorose gradual das folhas mais velhas e redução docrescimento da planta; inicialmente, em detrimento das reservas da parte aérea, a plantapromove alongamento do sistema radicular, como uma tentativa de “buscar” o nutriente(Figura 1).

O N2 representa 78% dos gases da atmosfera; entretanto, a despeito dessaabundância, há escassez desse nutriente em formas disponíveis para as plantas, o que

pode ser explicado pela extraordinária estabilidade do N2, que, ao contrário de outrasmoléculas diatômicas, como O2, NO ou CO, praticamente não é passível de reaçõesquímicas em condições naturais.

A ligação entre os átomos da molécula de N2 é curta (0,1098 nm), o potencial deionização é de 15,6 eV e a energia de dissociação é de 224,5 kcal. Os elétrons do N2 estãoem orbitais de baixa energia, e o mais elevado orbital molecular efetivamente preenchidoé um orbital σ, no centro da molécula. Nessas condições, a reatividade química da moléculaé extremamente baixa. Chatt & Leigh (1968) observaram: “Não existe nenhum agenteoxidante que seja suficientemente forte para oxidar N2 em condições ambientais, nemmesmo fluoreto. Nenhum agente redutor que seja suficientemente forte para reduzir o N2

pode existir em meio aquoso, porque a água seria preferencialmente reduzida, produzindo

hidrogênio”.

Figura 1. Folhas e raízes de plantas de arroz cultivadas em solução nutritiva com 0,0, 0,1 e0,5 mmol L-1 de N-NO3

-.

Teores de N-NO3-, mmol L-1




IX - NITROGÊNIO 217

Existe um aporte de N aos solos por meio do arraste, pela chuva, dos óxidos de N

produzidos na atmosfera por descargas elétricas. Entretanto, a maior parte do Ndisponível nos solos para a nutrição de plantas é obtida por meio de fixação biológica –

um processo complexo que envolve a enzima nitrogenase presente em bactérias. A

mineralização dessas plantas fixadoras contribui para a disponibilidade de N mineral

para as outras culturas. Embora a simbiose bactéria-leguminosa seja o principal sistema

responsável pela fixação de N2, observou-se que a fixação biológica de N2 (FBN) também

pode ocorrer na rizosfera de gramíneas. A fixação de N2, tanto simbiótica quanto

associativa, foi abordada no capítulo VI, neste volume.

Os estudos do N em plantas indicam uma tendência para o máximo de economia,

via complexo sistema de absorção, assimilação e remobilização desse nutriente nos

tecidos das plantas, de modo a evitar desperdícios. O desenvolvimento desses

mecanismos, por meio de processos de seleção, indica progressiva adaptação das plantasa condições ambientais caracteristicamente deficientes em N.

ABSORÇÃO DE NITROGÊNIO PELAS PLANTAS

O N está disponível no solo em diversas formas, incluindo amônio, nitrato,

aminoácidos, peptídios e formas complexas insolúveis. As espécies vegetais diferem na

sua preferência por fontes de N, mas o absorvem principalmente sob formas inorgânicas,

como nitrato (NO3

-) ou amônio (NH4

+) (Williams & Miller, 2001).

O NO3

-

absorvido pode ser reduzido a NH4

+

, por meio da ação seqüencial das enzimasnitrato redutase e nitrito redutase. O NO3

-também pode ser acumulado no vacúolo ou

exportado para outras partes da planta. O transporte para as folhas ocorre via xilema,

embora a redistribuição a partir das folhas para outros órgãos ocorra predominantemente

na forma de aminoácidos, via floema. Essa redistribuição é essencial para suprir os

tecidos que não participam na assimilação de N.

O NH4

+absorvido ou o proveniente da redução do NO3

-é imediatamente incorporado

em esqueletos de C preferencialmente por meio das enzimas da via glutamina sintetase-

glutamato sintase (GS-GOGAT). Tanto a redução do NO3

-quanto a assimilação do NH4

+

requerem energia na forma de ATP e poder redutor, como o NADH, o NADPH e a

ferredoxina reduzida, bem como esqueletos de C derivados do ciclo de Krebs, como o

α-cetoglutarato. Esses processos drenam tanto esqueletos de C quanto energia e doadoresde elétrons, competindo com o metabolismo do C.

Quando ocorre a assimilação do N nas raízes, aminoácidos são transportados para

as folhas via fluxo transpiratório, pelo xilema (Marschner et al., 1995). O N também pode

ser transportado através da membrana plasmática de certas células, em outras formas,

como peptídios menores e as bases purinas e pirimidinas e seus derivados (Gillissen et

al., 2000).

Na natureza, as concentrações de NH4

+e de NO3

-podem variar grandemente em

função de inúmeros fatores inerentes a características físicas, químicas e biológicas do





solo. As plantas desenvolveram ao longo de sua história evolutiva, em suas membranas

celulares, proteínas transportadoras que permitem a aquisição desses nutrientes a partirde concentrações bastante variáveis.

As plantas absorvem o NO3- e o NH4

+ em processos dependentes de energia. Há uma

bomba de prótons na plasmalema, P-H+ATPase, que hidrolisa ATP, bombeando H+ para

fora da célula, o que cria um gradiente de potencial eletroquímico, que é composto do

potencial elétrico através da membrana (ΔΨ) e da diferença de potencial químico para o

íon NH4+ ou NO3

- (ΔμNH4+ ou ΔμNO3

-) entre o interior e o exterior da célula (ver item

Assimilação do Amônio deste volume). O gradiente de prótons gera uma força próton

motriz, direcionando os H+ do exterior da célula para o citossol. O gradiente de potencial

eletroquímico contribui favoravelmente para a entrada de cátions na célula, ao passo

que os ânions são absorvidos acompanhando o fluxo de prótons. Desse modo, a absorção

do NH4+ é passiva e acontece através de um transportador do tipo uniporte, enquanto aabsorção do NO3

- é um processo ativo secundário, em simporte com 2 H+ (Figura 2).

As proteínas transportadoras de NO3- ou NH4

+ podem ter maior ou menor afinidade

pelo íon transportado; desse modo, eles formam nas plantas os sistemas de absorção,

Figura 2. Absorção de nitrato (NO3

-) e amônio (NH4

+) através da membrana plasmática. (1)bomba de prótons (P-H+ATPase); (2) transportador de NO

3- (simporte) ; (3) transportador

de NH4

+ (uniporte). ΔΨ (potencial elétrico através da membrana); ΔμNH4

+ ou ΔμNO3

-

(respectivamente, diferença de potencial químico para o íon NH4

+ ou NO3

-, entre o interiore o exterior da célula).

CitossolMembrana

Plasmática

H+

H+

H+

H+

H+

H+

H+

NO3

-

NO3

-

NO3

-

NO3

-

NO3

-

NO3

-

NH4

+

NH4

+

NH4

+

NH4

+

NH4

+

NH4

+

ATP

ADP + Pi

ΔμΔμΔμΔμΔμNO

3

-

ΔμΔμΔμΔμΔμNH

4

+

Δ ψ Δ ψ Δ ψ Δ ψ Δ ψ

2H

+

1

2

3





que são denominados de: sistema de transporte de alta afinidade (HATS – high affinity

transport system) ou sistema de transporte de baixa afinidade (LATS – low affinitytransport system).

A concentração de 1 mmol L-1 de NH4+ ou NO3

- pode, de modo geral, ser tomadacomo um limite de concentração abaixo do qual opera o sistema de alta afinidade (HATS),e acima do qual opera o sistema de baixa afinidade (LATS):

Os transportadores de NO3- do sistema de alta afinidade são passíveis de indução

(iHATS), embora exista também um sistema de alta afinidade constitutivo (cHATS). Ossistemas de transporte de NO3

- de baixa afinidade (LATS) são todos constitutivos.

Os sistemas de transporte de NH4+ também são de alta (passíveis de indução) e de

baixa afinidade (constitutivos).

A indução dos genes que codificam para as proteínas transportadoras de NO3- do

sistema iHATS é estimulada pela presença de NO3- no meio, ao passo que os sistemas

transportadores de NH4+ são induzidos pela ausência de NH4

+ no meio externo.

As proteínas transportadoras de NH4+ são codificadas por uma família multigênica

e apresentam ampla variação de padrões de cinética de absorção; esse fato demonstra aplasticidade das plantas para a aquisição de formas reduzidas de N, que devem ter sidoabundantes durante certo período na evolução das plantas superiores.

Por sua vez, a existência de transportadores constitutivos na faixa do LATS epassíveis de indução na faixa do HATS pode sugerir uma gradual, porém contínua,adaptação a condições ambientais caracterizadas pela passagem da predominância deformas reduzidas para formas oxidadas de N e uma progressiva redução nadisponibilidade de N mineral em ambientes de terra firme. Dentro dessa linha deraciocínio, é de se esperar que plantas adaptadas a ambientes de baixa disponibilidadenatural de nutrientes, especialmente N, acionem com maior facilidade sistemas detransporte de alta afinidade.

A Absorção de Amônio

Evidências indicam que o íon amônio (NH4+) é a forma absorvida pelas plantas e

não o gás amônia (Ludewig et al., 2002). A amônia (NH3) é uma base fraca (pK = 9,25);desse modo, como o citossol tem em média pH 7,2, aproximadamente todo o N-amoniacalnesse compartimento está na forma protonada de NH4

+.

A absorção de NH4+ é feita por um sistema bifásico. Quando os níveis de NH4

+ nomeio externo (solução nutritiva ou solução do solo) são baixos, opera um sistema de

< [ 1 mmol L-1 ] >

(NH4+ ou NO3

-)





absorção de alta afinidade (HATS), mediado por uma proteína transportadora do tipo

uniporte e que mostra cinética de saturação. Já em concentrações elevadas de NH4+ nomeio externo entra em funcionamento o sistema de baixa afinidade (LATS), sendo aconcentração de 1 mmol L-1 de NH4

+ o limite abaixo do qual opera o sistema de altaafinidade (HATS), e acima do qual opera o sistema de baixa afinidade (LATS).

HATS e LATS são proteínas integrais, com 12 hélices que atravessam a membrana,separadas por uma região hidrofílica em dois domínios de seis hélices.

Na faixa de absorção do sistema de alta afinidade (HATS) os valores da velocidademáxima (Vmáx) diminuem, enquanto os da constante de Michaelis-Menten (Km)aumentam, acompanhando o aumento dos teores de N-NH4

+ na solução externa, o quelevou Wang et al. (1993) a concluir que esses parâmetros cinéticos resultam da combinaçãodos dois mecanismos de absorção (sistema de alta afinidade + baixa afinidade).

Em milho, milheto e cevada o sistema de alta afinidade mostrou cinética de saturaçãoem plantas que foram cultivadas sob concentrações externas de NH4

+ entre 0,1 e1,0 mmol L-1. Em arroz, foi observada velocidade de absorção de NH4

+ (Vmáx) em tornode 5,2 e 5,4 μmol g-1 h-1 (peso de raízes frescas) (Kronzucker et al., 1998). Baptista et al.(2000) observaram, em duas variedades de arroz, valores de Km de 0,51 e 0,58 mmol L-1,quando se utilizaram 20 mg L-1 de N-NH4

+ na solução nutritiva. Quando as plantasforam submetidas a 80 mg L-1 de N-NH4

+, o Km aumentou para 3,5 e 4,5 mmol L-1,respectivamente.

Wang et al. (1993) estimaram o influxo líquido de NH4+ em arroz (influxo-efluxo) em

1,32, 6,08 e 10,16 μmol g-1 h-1 (peso de matéria fresca, quando sob concentrações externas

de NH4+ de 2, 100 e 1.000 μmol L-1, respectivamente).Em tomate, Ludewig et al. (2002) observaram que o Km do transportador HATS para

NH4+ variou em função do potencial de membrana, sendo muito menor (4 vezes) a

-140 mV do que a -40 mV.

À semelhança do que ocorre com a absorção de outros cátions, como o K+, váriosfatores afetam a absorção de NH4

+. Há então um sistema de transporte que é positivamenteinfluenciado pela ação da luz (ocorre duplicação no total absorvido, em relação a plantasno escuro) e negativamente influenciado por inibidores metabólicos e hipoxia. Alémdisso, é preciso levar em consideração que a absorção de NH4

+ é passível de inibição por“feedback”.

Com o aumento dos teores de NH4

+

na solução externa (0,002 a 1 mmol L-1

), aumentao efluxo de NH4+ das raízes, de modo que o influxo líquido pode cair de 89 % em plantas

sob 0,002 mmol L-1 de NH4+ para 80 % em plantas sob 1 mmol L-1 de NH4

+.

Um processo de efluxo contínuo de NH4+ é sugerido como uma característica do

processo de absorção de N-NH4+ por plantas.

O NH4+ absorvido por raízes de arroz pode também ser compartimentalizado,

acumulando no vacúolo. Wang et al. (1993) observaram que, em 30 min, cerca de 20% doNH4

+ absorvido acumulou no vacúolo, enquanto 41 % do total permaneceu no citoplasma,19 % foi assimilado e 20 % saiu das raízes para o meio externo por efluxo.





Transportadores de Amônio

Estudos moleculares identificaram uma família de genes que codificam para os

transportadores de amônio (AMT, ammonium transporter) e que operam na membrana

plasmática das plantas (Figura 3). Esse grande número de transportadores de uma mesma

família permite ao organismo adequar-se às múltiplas condições de concentração de

NH4+ no meio externo e aumenta a eficiência da planta como um todo.

O sistema AMT de transporte de NH4+ em plantas é específico. Por exemplo, os íons

K+, Rb+ e Cs+ não interferem na absorção do NH4+. O sistema AMT é do tipo uniporte, e o

transporte de NH4+ é passivo (a favor do gradiente de potencial eletroquímico gerado

pelas P-H+-ATPases da membrana) (Figura 2).

Os membros da família de transportadores AMT1 são responsáveis pelo transporte de

alta afinidade em plantas (HATS), e os AMT2, pelo transporte de baixa afinidade (Figura 3).

Em Arabidopsis, um dos transportadores codificados por essa família de multigenes,

o AtAMT1;1, parece ser responsável pela absorção de NH4+ quando o N está em baixas

concentrações no meio externo. Foi observado em Arabidopsis que a deficiência de NH4+

no meio resulta em rápido incremento da transcrição do gene AtAMT1. Essa transcrição

diminui rapidamente com o aumento de NH4+ no meio. A queda nos níveis do RNA

mensageiro do gene que codifica para o transportador AtAMT1 parece ser causada

principalmente pelo acúmulo de glutamina nos tecidos. O número de transportadores

da família AMT em arroz é muito maior do que em Arabidopsis e em tomate, o que indica

que cada planta forma o seu sistema de transporte de acordo com as pressões seletivas a

que foi submetida (Loqué & von Wíren, 2004).

O sistema de transporte de NH4

+ de alta afinidade (HATS) mostra cinética de

saturação, com Km tipicamente abaixo de 100 μmol L-1. Como mencionado anteriormente,

a atividade desses transportadores depende do gradiente de potencial eletroquímico

gerado através da membrana plasmática.

Figura 3. Famílias de transportadores de NH4

+ (AMT, ammonium transporter), de alta (AMT1)e baixa afinidade (AMT2).

AMT1.1

AMT1.2

AMT1.3

AMT1.4

AMT1.5

AMT2.1

AMT1

HATS

< 1 mmol L-1

AMT2

LATS

> 1 mmol L-1

AMT

AMT1.1

AMT1.2

AMT1.3

AMT1.4

AMT1.5

AMT2.1

AMT1

HATS

< 1 mmol L-1

AMT2

LATS

> 1 mmol L-1

AMT





Quando plantas são submetidas à deficiência de NH4+, o AtAMT1;1 é o transportador

que mais aumenta de atividade, enquanto AtAMT1;2 e AtAMT1;3 mantêm-se constantes,o que mostra que, sob deficiência, é o transportador de maior afinidade que é transcrito.

O sistema de transporte de baixa afinidade (LATS) aparentemente não é saturável e

não indica ser passível de regulação por produtos do metabolismo de N.

O gene do primeiro transportador de NH4+ a ser isolado foi o AtAMT1;1, em Arabidopsis

thaliana. Depois foram isolados em Arabidopsis os genes de outros membros da família

AMT1: AtAMT1;2, AtAMT1;3, AtAMT1;4 e AtAMT1;5.

Um outro gene, o AtAMT2;1, também já foi identificado. Genes homólogos ao AMT

foram localizados em arroz: OsAMT1;1, e em tomate: LeAMT1;1/ LeAMT1;2/ e LeAMT1;3.

Ludewig et al. (2002) demonstraram que o gene LeAMT1;1 de tomate codifica para

uma proteína transportadora do tipo uniporte (AMT1;1).A existência desses diversos sistemas de transporte de NH4

+, controlados por vários

genes, é uma indicação da importância da nutrição amoniacal para as plantas.

Embora os genes AMT1 sejam normalmente expressos nas raízes das plantas, os

genes que codificam para os transportadores AMT1;1 e AMT1;2 também são expressos

na parte aérea, o que mostra a importância desses transportadores no processo de

reassimilação do NH4+ produzido na parte aérea das plantas, principalmente como

conseqüência da fotorrespiração.

O influxo de NH4+ em plantas mostra uma variação circadiana. O máximo de

absorção ocorre ao fim do período luminoso, e uma queda acentuada no ritmo de absorção

ocorre após o início do período escuro (von Wirén et al., 2000).

Absorção de Nitrato

A absorção de NO3- é ativa, ou seja, ocorre contra um gradiente de potencial

eletroquímico, e uma ampla variação de Km aparente foi observada para espécies vegetais

distintas, indicando diferenças de pressão seletiva nos diversos ambientes em que essas

espécies vivem. Epstein (1972) cita a alga marinha Skeletonemas notatum, cujo Km aparente

para NO3- é de 0,4 μmol L-1, enquanto em arroz (O. sativa), uma planta de terra firme, o Km

aparente é de 0,6 mmol L-1.

Experiências feitas com diferentes concentrações externas de NO3- demonstraram

que a absorção de NO3- é mediada por dois sistemas de transporte através da membrana

plasmática, ambos co-transportadores (Glass et al., 1992; Siddiqi et al., 1990), ou seja, a

absorção de NO3- é bifásica. O primeiro seria um sistema de transporte de NO3

- de baixa

afinidade (LATS), que se torna funcional sob condições de elevadas concentrações externas

de NO3- (> 1 mmol L-1). O outro é um sistema de absorção de alta afinidade (HATS), que

é funcional em concentrações menores que 1 mmol L-1. Esses sistemas são aditivos.

O sistema de baixa afinidade (que opera a elevadas concentrações de NO3-) é

constitutivo (cLATS), enquanto o de alta afinidade (que opera a baixas concentrações de

NO3-) é passível de indução pelo substrato NO3

- (iHATS).





Em baixas concentrações externas, o sistema de absorção de alta afinidade é

saturável. Em cevada, esse sistema de alta afinidade mostra Km aparente na faixa de 10a 100 μmol L-1. Em milho, foi observado Km aparente de 50 μmol L-1 para o sistema dealta afinidade.

Estudos feitos em cevada por Siddiqi et al. (1990) mostraram que na faixa deconcentração externa que vai de 5 μmol L-1 a 0,5 mmol L-1 o transporte de NO3

- obedece àcinética de Michaelis-Menten, mostrando saturação com o aumento na concentraçãoexterna de NO3

-. No sistema de baixa afinidade ([NO3-] > 1 mmol L -1) a velocidade de

absorção de NO3- aumenta linearmente com o aumento da concentração externa. A soma

dos dois sistemas mostra claramente a existência de um sistema bifásico para a absorçãode NO3

-.

Embora o sistema LATS não mostre cinética de saturação, é muito pouco provávelque se trate de um sistema passivo de transporte. Cálculos feitos por Crawford (1995)mostram que, com potencial de membrana de -110 mV e concentração externa de 2 mmol L-1,para que houvesse transporte passivo de NO3

-, a concentração citossólica desse íondeveria estar em torno de 28 μmol L-1. Na prática, as concentrações citossólicas obtidasexperimentalmente são milhares de vezes maiores.

Em Arabidopsis, LATS transporta NO3- a velocidades que variam de 4 a 700 μmol g-1 h-1

(peso de raízes frescas). O sistema LATS foi caracterizado como constitutivo e insensívela inibidores metabólicos.

A absorção de NO3- é controlada por feedback. Teores elevados de NO2

-, NH4+ e

aminoácidos livres no citossol inibem a absorção de NO3-.

Em citros, a absorção de NO3- foi fortemente afetada pelo pH do meio externo.

Aumentos do pH externo de 4,0 para 7,0 reduziram drasticamente a absorção de NO 3-.

Por outro lado, quando as raízes de citros foram submetidas a inibidores de P-H+-ATPases(DCCD ou DES), também observaram-se reduções significativas na absorção de NO3

-

(Cerezo et al., 2000).

Fried et al. (1965), usando NH4+ e NO3

- marcados (15N), observaram que o arrozabsorve NH4

+ mais rapidamente à medida que o pH da solução nutritiva aumenta,situando-se o pH ótimo em torno de 8,5. Para NO3

-, entretanto, foi observada absorçãomais rápida à medida que o pH diminuía, situando-se o pH ótimo em torno de 4,0. Paraqualquer dos níveis intermediários entre esses dois valores, no entanto, a absorção de

NH4

+

pelas plantas era sempre maior que a de NO3

-

. Por exemplo, a um pH de 5,5, asraízes de arroz absorvem 300 μg g-1 de N do tecido seco, quando NH4+ foi usado, ao passo

que, quando se usou NO3-, as raízes absorveram apenas 68 μg g-1 de N do tecido seco. O

pH da solução externa (de 4,5 a 9,0) teve pouco efeito sobre a absorção de NH4+ via

sistema de alta afinidade (0,1 mmol L-1 de NH4+), mas teve efeito acentuado sobre a

absorção de NH4+ pelo sistema de baixa afinidade (pH acima de 6,0). Por sua vez, a

redução do pH para 3,0 resultou numa redução drástica da absorção de NH4+ tanto pelo

sistema de alta como de baixa afinidade. Nielsen & Schoerring (1998) observaram queno espaço livre aparente da parte aérea de colza ocorria queda de 30 % nos teores deNH4

+ com a variação de cada unidade de pH entre 5,0 e 8,0.





Mesmo em pH 4,0, quando a absorção de NO3- atinge o seu máximo, se NH4

+ e NO3-

estiverem em concentrações equimolares, as plantas ainda absorvem de 5 a 10 vezesmais N como NH4

+ do que como NO3-.

Syrett (1956) observou que células de clorela, quando expostas a altas concentraçõesde N, tanto na forma de NH4

+ como na de NO3-, absorveram 4 a 5 vezes mais N no

primeiro caso. A absorção de NH4+ por plantas é, portanto, mais rápida do que a de NO3

-

sob amplas condições de variação ambiental.

Em cevada, foi observada a absorção de NO3- de 1,8 a 2,1 μmol g-1 h-1 de N no tecido

fresco sob condições normais de nutrição. Entretanto, plantas submetidas previamenteà deficiência de N mostraram velocidades de absorção de NO 3

- (Vmáx) de 9,6 a10,1 μmol g-1 h-1 no tecido fresco (Sidiqqi et al., 1990).

Em algodão, Aslam et al. (1997) observaram que, à medida que a concentração deNO3

- na solução externa era aumentada de 0,05 até 1,00 mmol L-1, as velocidades deabsorção de NO3

- variavam desde 2,0 até 7,0 μmol g-1 h-1 no tecido fresco. Em trigo, foramobservadas velocidades de absorção de 2,0 a 2,6 μmol g-1 h-1 no tecido fresco, dependendode haver ou não pré-indução do sistema de transporte pela presença de NO3

- no meio.

A velocidade de absorção de NO3- varia não apenas com a espécie estudada, mas

também depende da concentração externa de NO3-, da pré-incubação (com NO3

-) dossistemas transportadores e de controles (inibição) por feedback exercidos não apenaspela concentração interna de NO3

-, mas também por substâncias resultantes dometabolismo de N-NO3

- nas plantas.

A absorção de NO3- causa inicialmente uma despolarização no potencial da

membrana (ΔΨ). Essa despolarização inicial é seguida de repolarização e, em algunscasos, até de uma hiperpolarização. Esse último efeito deve-se ao estímulo que adespolarização inicial causa sobre os mecanismos de extrusão de prótons através dasP-H+-ATPases. A despolarização inicial deve-se ao fato de que a absorção de NO3

- é umprocesso termodinamicamente ativo. É um simporte, com uma relação 2H+/NO3

-

(Figura 2).

Em algumas plantas essa despolarização inicial pode ser pequena (da ordem de10 mV ou menos), mas em cevada foram observadas despolarizações da ordem de 40 mVpoucos minutos após a exposição das plantas ao NO3

- externo e antes de se observar o

estímulo à atividade das H+

-ATPases e a conseqüente extrusão de H+

.Os efeitos de NO3

- sobre o potencial da membrana (ΔΨ) podem ser observados nafaixa de pH que vai de 4,4 a 7,0. Em pH = 8,0 as plantas não mais responderam à presença deNO3

- no meio externo. Quando o pH da solução foi reajustado para 6,0, a atividadeelétrica das membranas reapareceu após 30 min (McClure et al., 1990). Esses pesquisa-dores mostraram que o transporte de NO3

- em raízes de milho foi sendo inibido à medidaque o pH da solução externa aumentava de 4,4 até 8,0. Acima de pH = 8,0 o transportede NO3

- cessou completamente. Além disso, em pH = 8,0 as raízes não apresentaramvariação no potencial da membrana em resposta à concentração externa de NO3

-.





Esses resultados contribuem para demonstrar que a força próton motriz (Δp) é

realmente responsável pelo transporte de NO3- através das membranas. Isso explica emparte por que a velocidade de absorção de NO3

- aumenta à medida que o pH da soluçãoexterna diminui.

É preciso considerar que, do ponto de vista energético, o primeiro passo para aabsorção de NO3

- será a extrusão ativa de H+ pelas bombas de prótons da membranaplasmática (P-H+-ATPases), de modo que seja criado um gradiente de H+ (ΔμH+) entre oapoplasma e o interior da célula. Considerando como válida a relação 1 H+: 1 ATP,serão necessários 2 mol de ATP para cada mol de NO3

- absorvido (Figura 2). É precisolevar em conta, entretanto, que nesses cálculos de custos energéticos de absorção deânions a concentração relativa dos ânions dentro e fora da célula tem papel fundamental(ver capítulo V neste volume).

Mudanças no pH do meio devidas à absorção de íons por raízes de cevada foramconstatadas por Hoagland & Broyer (1940). As observações de vários pesquisadoresindicam que a absorção diferencial de ânions ou cátions resulta em aumento ou reduçãodo pH do meio, respectivamente (Moore, 1974). Na absorção de excesso de ânions (NO3

-

no caso), o sistema de co-transporte 2H+/NO3- resulta no aumento do pH da solução externa.

No caso específico do N, variações drásticas no pH foram observadas quando arrozfoi cultivado em solução nutritiva em que N estava presente na forma amoniacal (Karim& Vlamis, 1962); esses autores só conseguiram obter crescimento das plantas quando umexcesso de CaCO3 foi incluído na solução nutritiva. A mesma técnica foi empregada porFernandes (1974), usando concentrações elevadas de N-NH4

+ (150 mg L-1) em soluçãonutritiva. Variações de pH de 6,1 a 4,3 foram observadas em laboratório (resultados nãopublicados), quando arroz (4 plantas por 2 L de solução nutritiva) foi mantido por 90 hem uma solução nutritiva com 5 mg L-1 de N-NH4

+. As variações de pH (aumento) obtidasquando NH4

+ foi substituído por NO3- não foram tão elevadas.

Transportadores de Nitrato

A absorção de NO3- é feita por meio de sistemas de absorção de alta (HATS) e baixa

afinidade (LATS). Os transportadores do tipo LATS são constitutivos, enquanto o sistemade absorção de NO3

- de alta afinidade (HATS) tem um componente constitutivo (cHATS)e um outro passível de indução (iHATS). Cada um dos três sistemas propostos para aabsorção de NO3

- (cHATS, iHATS, LATS) pode consistir, ou não, de diversos

transportadores, geneticamente diferentes. Transportadores do tipo cHATS e iHATSpodem ser expressos simultaneamente e responder ao aumento das concentraçõesexternas de NO3

- com aumento de atividade (upregulation).

A indução do sistema iHATS pode ser feita tanto por NO2- como por NO3

-. Foiobservado em cevada que o sistema iHATS pode aumentar sua atividade em até 30 vezesem relação ao cHATS, como resposta ao aumento da concentração externa de NO3

-.

Estudos moleculares em Arabidopsis localizaram uma família de transportadores deNO3

- codificada pelos genes NRT (Nitrate transporter). Nessa família, os genes NRT1

codificam para os transportadores do sistema de baixa afinidade e os genes NRT2 para





os sistemas de alta afinidade. Em Arabidopsis, dois membros da família NRT2, AtNRT2.1

e AtNRT2.2, corresponderiam ao sistema iHATS, enquanto AtNRT2.3, AtNRT2.4,AtNRT2.5, AtNRT2.6 e AtNRT2.7 corresponderiam ao sistema cHATS (Figura 4).

A expressão dos genes para NRT2 é estimulada pela presença externa de NO3- e

reprimida pela presença interna de glutamina. Entretanto, há um gene, AtNRT2;5, que,ao contrário dos outros, é inibido pela adição de NO3

- (Okamoto & Okada, 2004).

Absorção de Formas Orgânicas de Nitrogênio por Plantas

Em plantas superiores, a capacidade de absorver formas orgânicas de N (N-orgânico)foi estudada por Virtanen & Linkola (1946). No entanto, esses estudos foram limitadosa certos grupos de plantas, leguminosas entre elas. Foi observado que alguns aminoácidos,

quando usados como única fonte externa de N, causavam crescimento anormal em plantas.Em geral, as formas orgânicas de N não são consideradas como fonte direta

importante de N para as plantas, em condições de cultivos de campo. A absorção deaminoácidos é feita via simporte, com próton, e depende, portanto, da formação degradientes de H+ e geração de força próton motriz pelas P-H+-ATPases. Também existe asugestão de que plantas como o arroz possam absorver diretamente proteínas (Yamagata& Ae, 1999).

Näsholm et al. (1998) observaram a absorção de N-orgânico por árvores e arbustosde florestas boreais. Esse mecanismo seria importante nessas regiões, onde a baixatemperatura impede a mineralização do N-orgânico. Glicinas marcadas no C e no Nforam absorvidas pelas plantas e usadas como fonte de N para o crescimento.

Aparentemente, esse processo é mediado pela micorrização.

Figura 4. Sistemas de absorção de NO3- (NRT: Nitrate transporter) de alta (NRT2) e baixa

afinidade (NRT1). cHATS (constitutivos); e iHATS (induzíveis).

NRT2.3

NRT2.4NRT2.5

NRT2.6

NRT2.7NRT2HATS

[NO3-] < 1 mmol L-1

NRT2iHATS

NRT1LATS

[NO3-] > 1 mmol L-1

NRT1.1

NRT1.2

NRT

NRT2cHATS

NRT2.1

NRT2.2

NRT2.3

NRT2.4NRT2.5

NRT2.6

NRT2.7NRT2HATS

[NO3-] < 1 mmol L-1

NRT2iHATS

NRT1LATS

[NO3-] > 1 mmol L-1

NRT1.1

NRT1.2

NRT

NRT2cHATS

NRT2.1

NRT2.2





Okamoto & Okada (2004) observaram o efeito positivo de fontes de N-orgânico (farelo

e palha de arroz) no crescimento de sorgo e arroz, enquanto milho e milheto são menosafetados e respondem melhor ao N-mineral. Esses autores sugerem que as necessidadesde N do sorgo podem ser supridas com a absorção de proteína da solução do solo e queo arroz também poderia recorrer a essa fonte complementar, quando há deficiência deN-mineral no solo.

REDUÇÃO DO NITRATO

O nitrato é a principal fonte de N para a maioria das plantas, especialmente paracereais e culturas graníferas.

As plantas não assimilam N em alto estado de oxidação; desse modo, quando NO3-

é absorvido, ele só será assimilado se for primeiro reduzido a NH4+.

A conversão de NO3- em NH4

+ ocorre em duas etapas, por meio de uma redução querequer oito elétrons. O N passa do estado de oxidação (+5) para (-3).

Inicialmente ocorre no citossol a redução do NO3- a NO3

- com o uso de dois elétrons,transferidos das coenzimas NADH ou NADPH, catalisadas pela enzima nitrato redutase(NR). Em seguida, o NO2

- é transportado para os cloroplastos nos tecidosfotossintetizantes ou para os plastídios nas raízes, sendo então reduzido a NH4

+, pormeio da enzima nitrito redutase (NiR), com transferência de seis elétrons doados pelaferredoxina reduzida (Figura 5).

Nitrato Redutase

A nitrato redutase (EC. 1.6.6.1) é a primeira enzima na via de redução de NO3- pelas

plantas e representa a etapa limitante e reguladora desse processo (Beevers & Hageman,1969; Campbell, 1988, 1999).

Figura 5. Redução do nitrato (NO3-) a nitrito (NO2

-) no citossol pela enzima nitrato redutase edo NO2

- a amônio (NH4+) por meio da nitrito redutase no cloroplasto (plastídeo).

Citossol

Cloroplasto

(plastídeo)





Nas plantas superiores, algas e fungos, as NRs são consideradas enzimas solúveis

localizadas no citoplasma (Hageman & Bellow, 1990; Kleinhofs & Warner, 1990), emboratenha sido identificada em raízes de milho e cevada uma forma de NR ligada à membrana

plasmática. Essa isoforma da NR ancorada na face externa da membrana plasmática é

referida como um possível sensor para o NO3- (Forde & Clarkson, 1999).

A NR é encontrada em muitas plantas e órgãos, principalmente quando NO3

-é a

fonte de N. A atividade da NR pode ocorrer no citoplasma tanto de raízes como de folhas

(Hageman & Bellow, 1990); normalmente, a atividade da enzima NR é alta nas folhas.

No entanto, segundo Campbell (1999), algumas plantas têm pouca ou nenhuma atividade

da NR nas folhas, havendo maior atividade nas raízes. A NR pode também ser encontrada

em um tipo de célula particular, como ocorre em folhas de plantas C4, onde a enzima está

localizada somente nas células da bainha vascular.

A NR é um homotetrâmero formado por dois dímeros simétricos. Cada tetrâmero

ativo, em baixas concentrações da enzima, dissocia-se em dímeros ativos, sem que ocorra

perda significativa de atividade, sugerindo que a associação/dissociação não exerce

papel na regulação da atividade da enzima.

Dois elétrons são necessários para a redução do NO3

-a NO2

-pela NR; esses elétrons

podem ser fornecidos pelo NADH ou NADPH. O NADH é o principal doador de elétrons

para a NR na maior parte das plantas superiores e algas eucarióticas, enquanto somente

os fungos utilizam NADPH. Entretanto, algumas plantas superiores (arroz, milho,

cevada, soja) e algumas espécies de algas podem utilizar tanto o NADH quanto o NADPH

como doador de elétrons para a NR, sendo chamadas de plantas NAD(P)H-NRs

biespecíficas (Kleinhofs & Warner, 1990).

Todas as NRs eucarióticas contêm três grupos prostéticos na proporção

estequiométrica de 1:1:1, por subunidade: flavina adenina dinucleotídeo (FAD), citocromo

b557 e co-fator Mo (molibdênio associado com a pterina, formando complexo

molibdopterina). Segundo Kleinhofs & Warner (1990), o fluxo de elétrons na NR ocorre

da coenzima NAD(P)H através do FAD, citocromo b557 e co-fator Mo, chegando finalmente

ao NO3-, que é reduzido a NO2

- (Figura 6).

Figura 6. Esquema da transferência de elétrons na enzima nitrato redutase. Os elétrons doadospelo NAD(P)H são transferidos pelo FAD, citocromo b557 e co-fator molibdênio-pterinaaté chegarem ao NO

3-,que então é reduzido a NO

2-.





Como a NR está localizada no citoplasma, a fonte primária de poder redutor para a

formação de NADH (forma reduzida) seria proveniente da degradação de açúcares(Beevers & Hageman, 1969), provavelmente por meio da via glicolítica durante a oxidação

do gliceraldeído 3-fosfato a 1,3 bisfosfoglicerato, que é catalisada pela enzima

gliceraldeído 3-fosfato desidrogenase citossólica (Klepper et al., 1971). Em tecidos

fotossintetizantes, o poder redutor requerido para a atividade da NR parece ser derivado do

NADPH produzido nos cloroplastos pela etapa luminosa da fotossíntese. Através de sistemas

especiais de transporte de elétrons entre o cloroplasto e o citossol, os elétrons do NADPH

reduzem o NAD+ citoplasmático a NADH, que, dessa maneira, poderá ser usado pela NR e

outras reações de redução do citossol (Hageman & Bellow, 1990; Oaks & Yamaya, 1990).

Nitrito Redutase

O NO3

-produzido pela reação da nitrato redutase é tóxico, devendo, portanto, ser

prontamente metabolizado. A redução do NO2- a amônio ocorre pela ação da enzima

nitrito redutase (NiR), que transfere seis elétrons de seis moléculas de ferredoxina

reduzida (Fdred) para o NO2

-, produzindo NH4

+(Figura 5).

A NiR está localizada nos cloroplastos da parte aérea ou nos plastídios das células

radiculares. Nos cloroplastos (presença de luz) a ferredoxina reduzida é produzida por

meio da cadeia de transporte de elétrons da fotossíntese, enquanto nas células radiculares

NO2- é reduzido a NH4

+pela NiR localizada nos plastídios, de maneira análoga à que

acontece no tecido foliar. Entretanto, como não pode ser produzida diretamente, por

meio da fotossíntese, a ferredoxina que será utilizada pela NiR presente nas raízes (ou

na parte aérea no escuro) é reduzida pelos elétrons doados pelos NADPH, gerados pormeio da Via das Pentoses-fosfato.

Stöhr et al. (2001) descreveram a atividade catalítica de uma enzima ancorada na

membrana plasmática, que reduz NO2

-a óxido nítrico (NO) nas raízes de fumo. Esses

estudos sugerem que a enzima nitrito:NO redutase deve atuar concomitantemente com a

NR da plasmalema, para converter NO3

-externo em NO; este, por sua vez, atravessa a

membrana plasmática e atua como intermediário na sinalização por NO3

-. Em mamíferos,

o papel do NO está estabelecido como uma molécula sinalizadora importante (ver capítulo

VIII neste volume). Na verdade, o NO, por si só, é capaz de induzir genes que respondem

a NO3-.

ACÚMULO E REMOBILIZAÇÃO DO NITRATO

De maneira geral, o NO3

-absorvido pela célula pode ser:

• Reduzido e assimilado no local de absorção.

• Acumulado no vacúolo da célula que o absorveu, atravessando o tonoplasto por

um canal de NO3

-.

• Absorvido nas raízes e enviado para a parte aérea, onde pode ser reduzido e

assimilado, ou acumulado no vacúolo celular.





Quando o NO3

-é absorvido no citossol, ele induz a atividade da enzima NR. Desse

modo, o nitrato pode ser reduzido a NO2- pela NR; a seguir, o NO2- é reduzido pela NiRa NH4

+, que precisa então ser assimilado em moléculas orgânicas por meio das enzimas

Glutamina Sintetase (GS) e Glutamato Sintase (GOGAT). Todo esse processo de redução

e assimilação necessita de energia, poder redutor e esqueletos de C, que, em algumas

situações, estão em concentrações limitantes na célula (escuro, senescência, baixa taxa

fotossintética, estresse, etc.). Nessas condições, o NO3

-absorvido pode ser enviado para

outras células ou acumulado no vacúolo, passando pelo tonoplasto através de um canal

de NO3- (Figura 7).

A remobilização do NO3

-acumulado no vacúolo, com seu retorno ao citossol, envolve

a participação de um transportador de NO3

-, do tipo simporte, com um próton e depende

de um gradiente eletroquímico que é gerado pelas bombas de prótons presentes no

tonoplasto: a V-H+ATPase e a pirofosfatase (H+PPase). No citossol, o NO3- atua como umdesacoplador das unidades Vo e V1 das V-H+ATPase (ver capítulo V neste volume); assim,

esta enzima só atua bombeando prótons para o interior do vacúolo, na ausência de NO3

-

no citossol, quando então a sua atividade permite a saída do nitrato que esteja acumulado

no vacúolo (Figura 8).

Na célula, pode se considerar que há dois reservatórios ( pools) de nitrato separados

espacialmente: o “reservatório metabólico ou pool indutor” (de curta duração - ligado à

regulação do nível da NR) e o “reservatório de reserva ou pool substrato” (de existência

mais longa - ligado ao suprimento de substrato) (Heimer & Filner, 1971; Ferrari et al., 1973).

O pool indutor refere-se ao NO3- presente no citossol, enquanto o pool substrato é o

NO3

-

acumulado nos vacúolos.

Figura 7 . Visão geral da absorção de nitrato e amônio; redução, exportação e acúmulo de nitrato;assimilação de amônio. T (tonoplasto) e MP (membrana plasmática). (1) P-H+-ATPase; (2)transportador de NO

3

-(simporte); (3) transportador de NH

4+ (uniporte); e (4) canal de NO

3

-.





Ferrari et al. (1973) verificaram em células de tabaco que o NO3- acumulado no pool

substrato podia ser utilizado pela planta, porém era incapaz de substituir o NO3- do pool

indutor em sua capacidade de induzir síntese de novo de NR, ou aumentar a atividade da

NR já existente. O excesso de NO3

-no citossol ( pool indutor) passa rapidamente para o

vacúolo ( pool de reserva), através de um canal iônico no tonoplasto (Satter & Moran,

1988; Hedrich & Schroeder, 1989). Segundo Siddiqi et al. (1989), o fornecimento de Nexógeno pode restaurar o fluxo de NO3

-no citoplasma e, assim, aumentar a atividade da

NR.

A NR é uma enzima passível de indução pelo substrato (NO3-). Numerosos estudos

comprovaram aumento da atividade dessa enzima após suprimento de NO3

-às plantas.

O NO3

-tanto induz os genes para a NR (NIA) como os genes para a NiR(NII ).

Sommers et al. (1983), utilizando imunoeletroforese com anticorpos específicos para

NR, encontraram em plantas aumento da atividade da NR induzida por NO3

-, que

corresponde a um aumento da proteína-NR. Esses resultados indicam que o NO3

-induz

a expressão gênica que culmina com a síntese de novo da proteína-NR. Posteriormente,

quando o NO3

-

foi removido das plantas, a atividade da NR e a proteína-NR diminuíram,demonstrando que a NR não permanece quando o sinal-nitrato para a indução é removido.

Evidências indicam que a luz não tem papel direto na atividade da NR (Campbell,

1999). A influência da luz poderia ser devido a um efeito geral na síntese de proteína e

não diretamente na NR.

De acordo com Campbell (1988), a luz não influencia a expressão gênica para a NR,

uma vez que o RNA mensageiro (RNAm) para a NR não está presente em altos teores em

plantas crescidas à luz, a menos que NO3

-seja fornecido. Desse modo, a luz não é capaz

de exercer influência nos níveis de RNAm para a NR, a menos que o nitrato já tenha

Figura 8. Visão geral da remobilização de nitrato do vacúolo. (5) V-H+-ATPase; (6) H+-PPase; e(7) transportador de NO

3

-(simporte: H+/NO

3

-).





ativado o gene que codifica a NR. Há evidências de que o NO3- desencadeia a expressão

gênica para a NR (e provavelmente para genes relacionados, como o da NiR), enquantoa luz influencia o nível de expressão desses genes, além de fornecer energia para a

reação. Em milho, foi verificado que a indução da proteína-NR inativa ocorreu em resposta

à luz, na presença de baixos teores de NO3-; no entanto, a expressão total da atividade

enzimática requereu altas concentrações de NO3- (Oaks et al., 1982).

Quando plantas de milho fertilizadas com NO3- foram transferidas da luz para o

escuro, a atividade da NR atingiu níveis baixos, em um período de 12 h. No escuro, o

NO3- é direcionado para o pool de reserva, nos vacúolos, devido à deficiência de poder

redutor produzido na fotossíntese. Em um curto período após a transferência das plantas

da luz para o escuro, a proteína-NR não diminuiu, embora a atividade da NR tenha

diminuído em 30 %. A atividade da NR foi restabelecida com o retorno das plantas à luz.

Esses resultados indicam a existência de um mecanismo de inativação reversível para aregulação da NR.

Em condições de baixa energia, a NR ativa pode ser fosforilada e ligada a uma

proteína regulatória denominada 14–3–3, formando um complexo inativo que pode ser

direcionado à destruição da NR. Entretanto, se for restabelecido o nível energético, a

proteína 14–3–3 se desligaria da NR e a enzima posteriormente defosforilada voltaria à

sua atividade normal. A NR fosforilada também é ativa.

ASSIMILAÇÃO DO AMÔNIO

Embora o NO3- e o NH4

+ possam ser absorvidos pelas plantas, a assimilação do N

somente ocorre sob a forma reduzida (NH4+). Esse NH4

+ pode ser diretamente absorvido

pela célula através de um transportador do tipo uniporte na membrana plasmática ou

ser formado pelas reações do metabolismo, como a fotorrespiração e a redução do NO3-

(Figura 7).

Até os anos 70 acreditava-se que em plantas o NH4+ era incorporado em moléculas

orgânicas, por meio da enzima glutamato desidrogenase (GDH-EC.1.4.1.3), via aminação

redutiva direta do α-cetoglutarato. Embora a glutamina sintetase (GS-EC.6.3.1.2) fosse

conhecida, ela não era considerada importante, porque o N era assimilado na posição

amida, formando glutamina. Entretanto, em 1971, Tempest et al. (1971) detectaram umanova enzima em bactéria, que catalisava a transferência redutiva do grupo amida da

glutamina para o α-cetoglutarato, resultando na produção de duas moléculas de

glutamato. Esta enzima foi denominada glutamato sintase (GOGAT), (NADH-GOGAT-

EC.1.4.1.13).

Finalmente, Lea & Miflin (1974) demonstraram em cloroplastos a existência de uma

GOGAT diferente da encontrada em bactéria, que era dependente de ferredoxina reduzida,

que foi denominada Fd-GOGAT e que catalisava reação similar à da NADH-GOGAT

bacteriana.





O significado da descoberta da GOGAT é que, em cooperação com a GS, ela fornece

uma rota alternativa para a síntese de glutamato a partir de NH4+ e α-cetoglutarato. Essesistema foi chamado via GS-GOGAT (Miflin & Lea, 1977). Amônio é inicialmente

incorporado em glutamato, por meio da GS, formando glutamina (o N incorporado está

na posição amida da glutamina), e então transferido, pela ação da GOGAT, para o C-alfa

do α-cetoglutarato, formando duas moléculas de glutamato.

Uma característica típica da via GS-GOGAT de assimilação de NH4+ é sua natureza

cíclica, em que o glutamato é ao mesmo tempo substrato e produto da assimilação

(Figura 9).

Após a descoberta da via GS-GOGAT, verificou-se que a enzima GDH não tinha o

papel principal na assimilação de NH4+ em plantas superiores (Miflin & Lea, 1977; Kumar

& Abrol, 1990; Lancien et al., 2000).Diversas evidências apontam para a glutamina sintetase como a principal enzima

na assimilação de NH4+ pelas plantas:

• A glutamina sintetase tem menor Km para o NH4+ (Km de 50 μmol L-1) do que a

GDH (Km de 5 a 70 mmol L -1); portanto, mesmo em baixas concentrações de NH4+

a GS é ativa (Lea & Miflin, 1974).

• A glutamina é o primeiro produto formado quando se usa N marcado (NH4+ ou

NO3

-) (Magalhães et al., 1990).

• Inibidores de GS bloqueiam a assimilação de NH4+.

Figura 9. Esquema representativo da via glutamina sintetase-glutamato sintase (GS-GOGAT)para a assimilação de amônio. (Fd

ox= ferredoxina oxidada; e Fd

red= ferredoxina reduzida).

Fdred

ou

NADH

Fdox

ou

NAD+





Glutamina Sintetase

A enzima Glutamina Sintetase (GS) incorpora NH4+

, formando glutamina, por meio

da ligação do NH4+ ao grupo carboxílico do glutamato, usando energia fornecida pelo ATP:

NH4

+ + L-glutamato + ATP→ L-glutamina + ADP +Pi

A glutamina sintetase de plantas superiores apresenta-se como uma proteína

octomérica (constituída de oito subunidades) (Stewart et al., 1980) ou tetramérica (quatro

subunidades) (Mack, 1998) ativa.

Há duas isoformas de GS: a GS1, localizada no citossol, e a GS2, localizada nos

cloroplastos e outros plastídios.

Estudos moleculares indicam que a GS1 é codificada por uma pequena família

formada por dois a cinco genes, enquanto há um único gene que codifica a GS2 (Ireland& Lea, 1999).

Hirel & Gadal (1980) demonstraram a existência de três isoformas de GS em arroz:

duas isoformas foram identificadas nas folhas: GS1 citossólica e GS2 cloroplástica; e nas

raízes foi encontrada uma isoforma citossólica denominada GSr. As enzimas GS1 e GSr

são codificadas por dois genes GS1: OsGS1 e OsGSr . Entretanto, após o seqüenciamento

do genoma do arroz, um terceiro gene para GS1 foi descoberto (OsGS1;3), o que levou à

substituição da nomenclatura OsGS1, OsGSr para, respectivamente, OsGS1;1, OsGS1;2

(Ishiyama et al., 2004).

A proporção relativa das isoformas cloroplásticas e citossólicas é influenciada por

vários fatores, inclusive o estádio de desenvolvimento e as condições ambientais, como a

luz. Hirel & Gadal (1980) observaram atividade da GS2 baixa ou ausente em folhasestioladas. Contudo, quando o tecido foi se tornando verde, a GS2 aumentou rapidamente,

via síntese de novo, enquanto a GS1 diminuiu. Esses resultados sugerem que a GS2

estaria restrita aos tecidos verdes e que a GS1 estaria presente de forma mais generalizada

em folhas, raízes e sementes.

Foi demonstrado que o NH4

+produzido durante a fotorrespiração é reassimilado

nos cloroplastos pela GS2. Wallsgrove et al. (1979) isolaram mutantes de cevada

deficientes em GS2 cloroplástica e observaram que eles acumularam concentrações tóxicas

de amônio devido à fotorrespiração, o que enfatiza o papel da GS2 na assimilação do

NH4

+liberado na fotorrespiração. Entretanto, algumas plantas, como o espinafre e o

fumo, não contêm a GS citossólica (GS1) (McNally et al., 1983), o que sugere que todo o

NH4

+

produzido na célula vegetal pode ser assimilado pela GS2.

Glutamato Sintase

Em plantas existem enzimas glutamato sintase (GOGAT) que podem utilizar NADH

(NADH-GOGAT) ou ferredoxina (Fd-GOGAT) como doadores de elétrons. Ambas as

isoformas promovem a transferência redutiva do grupo amida da glutamina para o

α−cetoglutarato, formando duas moléculas de glutamato:

L-glutamina + α-cetoglutarato + NADH ou Fdred

→ 2 L-glutamato + NAD+ ou Fdox





Uma das duas moléculas de glutamato formado pode retornar à via GS-GOGAT,

enquanto a outra pode ser usada nas reações biossintéticas (Miflin & Lea, 1976) (Figura 9).

Os anticorpos contra NADH-GOGAT não reconhecem Fd-GOGAT e vice-versa,

indicando que as duas GOGAT são proteínas imunologicamente distintas (Suzuki et al.,

1982).

A glutamato sintase (GOGAT) foi detectada em plastídios tanto em raízes como em

folhas (Wallsgrove et al., 1979; Suzuki & Gadal, 1982).

Nas folhas, Fd-GOGAT é a forma predominante da enzima, encontrada no estroma

dos cloroplastos. Ela é específica para ferredoxina reduzida, sendo inativa com NADH

como doador de elétrons (Lea & Miflin, 1974; Suzuki & Gadal, 1982). A Fd-GOGAT

presente em raízes é similar, mas não idêntica, à foliar.

A isoforma NADH-GOGAT está localizada principalmente em tecidos não-verdes,como raízes, nódulos e cotilédones em desenvolvimento (Chen et al., 1990). Em tecidos

verdes, NADH-GOGAT é muito menos ativa que a Fd-GOGAT (Matoh et al., 1980).

A Fd-GOGAT foi a principal forma de glutamato sintase encontrada nas folhas

verdes de arroz (Suzuki & Godal, 1982; Yamaya et al., 1992), ao passo que alta atividade

de NADH-GOGAT foi detectada em folhas que ainda não tinham emergido e, portanto,

não estavam verdes e expandidas (Yamaya et al., 1992). No entanto, parece que, uma vez

atingida a expansão total da folha, a atividade e o conteúdo de proteína NADH-GOGAT

diminuem, sugerindo que a expressão do gene para NADH-GOGAT em folhas de arroz

é reduzida com a idade da folha e que ocorre degradação da proteína NADH-GOGAT

(Yamaya et al., 1992).

Nos cloroplastos, a ferredoxina utilizada pela Fd-GOGAT é produzida por meio da

fotossíntese. Na raiz, a ferredoxina não pode ser reduzida pelas reações luminosas da

fotossíntese, mas sim por NADH ou NADPH proveniente da oxidação de açúcares, que

por sua vez é a mesma fonte de poder redutor para o NADH-GOGAT (Hageman & Bellow,

1990).

Glutamato Desidrogenase

A enzima glutamato desidrogenase (GDH) promove a aminação redutiva reversível

do α-cetoglutarato, formando glutamato. Foram detectadas duas isoenzimas da GDH:

uma localizada na mitocôndria e dependente de NADH (E.C.1.4.1.2 - NADH-GDH) como

doador de elétrons e outra nos cloroplastos que utilizam a coenzima NADPH (E.C.1.4.1.4- NADPH-GDH). A enzima mitocondrial está associada à membrana da mitocôndria. A

GDH está presente tanto nas raízes quanto nas folhas, utilizando como doador de elétrons

NADH ou NADPH:

NH4

+ + α-cetoglutarato + NAD(P)H + H+ ↔ L-Glutamato + H2O + NAD(P) +

A afinidade da GDH pelo NH4+

é baixa, com Km variando de 5 a 70 mmol L-1, de

acordo com a localização da enzima no tecido vegetal (Miflin & Lea, 1977). O Km pelo

α-cetoglutarato é de 3,3 mmol L-1 e, pelo glutamato, de 7,3 mmol L-1, na rota de desaminação.





O maior Km apresentado pela GDH para o NH4

+em relação a GS (Km = 50 μmol L-1)

demonstra que a GDH não estaria atuando no sentido da aminação, pois a GS seria aenzima mais apropriada, devido à sua maior afinidade pelo NH4

+(menor Km).

Lewis et al. (1983) verificaram que nas raízes de cevada os íons NH4+

absorvidos do

solo eram assimilados, exclusivamente, por meio da via GS/GOGAT e que a GDH teria

somente papel limitado nesse processo. Esses resultados indicam que a GDH das plantas

superiores seria importante na reação de desanimação oxidativa do glutamato e não na

aminação do α-cetoglutarato a glutamato. Foi observada maior atividade da GS nas

regiões de crescimento radicular, enquanto a atividade da GDH foi consideravelmente

maior nas partes mais velhas da raiz (Luxová, 1988).

Simpson & Dalling (1981) observaram que, durante o período de enchimento dos

grãos, a atividade da GS e da GOGAT na folha bandeira de arroz diminui. A atividade

da GDH permaneceu constante durante o mesmo período. No entanto, a enzima atingiu

um pico de atividade aos 25 dias após a antese. Esse pico coincidiu com o período do

rápido declínio na atividade da GS.

Boggie et al. (2000) observaram em tomate que GS estava presente quase que

exclusivamente nos frutos verdes, ao passo que a GDH se encontrava apenas nos frutos

mais maduros, sugerindo um modelo recíproco de atividade entre GS e GDH durante o

amadurecimento e a senescência do fruto de tomate.

Aumentos na GDH, no período tardio da senescência, foram observados em pétalas

de tulipa senescentes e em folhas destacadas e senescentes de Lolium (Thomas, 1978).

Tem sido observado que GDH é a enzima do metabolismo de N que freqüentemente

atinge mais alta atividade durante a senescência (Frith et al., 1978; Ragster & Chrispeels,1981; Laurière & Daussand, 1983).

De acordo com Robinson et al. (1992), as mudanças na atividade da GDH, observadas

em folhas senescentes, poderiam estar relacionadas com a diminuição da fotossíntese

desses tecidos e, portanto, ligadas à disponibilidade de C.

Desse modo, a enzima glutamato desidrogenase pode atuar no sentido de (Figura 10):

a) Desaminação: catalisando a oxidação do glutamato a α-cetoglutarato e

fornecendo, assim, esqueleto de C para o ciclo de Krebs.

b) Aminação: incorporando NH4

+e formando glutamato.

Em cultura de células de cenoura, foi observado que a GDH era ativa na oxidação do

glutamato, mas não na aminação redutiva do α-cetoglutarato, que ocorreria somente via

GS/GOGAT (Robinson et al., 1990). Em outro experimento, esses autores observaram

relação inversa entre a atividade da GDH e o suprimento de carboidrato (sacarose) ao

meio de cultura. Sahulka & Lisá (1980) também constataram aumento da atividade da

GDH em resposta à limitação de sacarose em raízes de ervilha.

Esses resultados evidenciam o papel primário da GDH na desaminação do

glutamato, fornecendo, assim, esqueletos de C para que o ciclo de Krebs funcione, sob

condições de limitação de C (Srivastava & Singh, 1987; Yamaya & Oaks, 1987; Oaks &

Yamaya, 1990; Robinson et al., 1990, 1992).





Sob esse ponto de vista, poderia se supor que a chamada “indução da atividade da

GDH” por NH4+, observada por diversos autores (Kar & Feierabend, 1984; Jain & Shargool,1987; Shargool & Jain, 1987; Srivastava & Singh, 1987), estaria na verdade acontecendodevido à diminuição de esqueletos de C e não pelo aumento de NH4

+ no tecido da planta.A GDH está, portanto, envolvida em uma importante função anaplerótica, unindo ometabolismo do C e do N nas plantas superiores.

VISÃO GERAL DO METABOLISMO DE NITROGÊNIO

O fornecimento de energia ou poder redutor para o funcionamento das enzimas do

metabolismo de N acopla o metabolismo de N ao de C em três vias (Quadro 1):• Utilização de esqueletos de C: como a GDH ou GOGAT.

• Utilização de doadores de elétrons: como para a NR, NiR, GOGAT e GDH.

• Utilização direta de energia: como a GS.

Nas folhas, essas interações ocorrem às expensas dos produtos primários dafotossíntese [ATP, NAD(P)H, Ferredoxina] e competem com a redução de C. Por sua vez,nas raízes, os carboidratos armazenados ou translocados servem como substrato para aprodução de energia e fonte de C para a assimilação de N.

Figura 10. Atividade da enzima glutamato desidrogenase (GDH). Aminação: incorporandoamônio e formando glutamato; e desaminação: catalisando a oxidação do glutamato aα-cetoglutarato, liberando amônio.





TOXIDEZ DE AMÔNIO EM PLANTAS

Vários estudos demonstram que o NH4

+pode ser tóxico para as plantas. Algumas

delas são muito sensíveis à toxidez por NH4

+, mesmo em pequenas concentrações

(2 mmol L-1), pois ela afeta tanto a fisiologia como a morfologia das plantas.

Embora as plantas às vezes consigam metabolizar grandes quantidades do NH4

+,

liberadas pela fotorrespiração, sem mostrar sinais da toxidez, a nutrição de plantas com

NH4

+via sistema radicular pode afetar negativamente o metabolismo vegetal, quando

comparada às plantas sob nutrição nítrica ou sob combinação de NH4

+e NO3

-.

A absorção de excesso de NH4+ interfere no balanço de água nas plantas, reduzindo

o fluxo de água das raízes para a parte aérea, de modo que plantas não tolerantes acabammurchando. Alguns sintomas de toxidez de NH4

+

, como folhas secas enroladas, podem

ser reflexo do aumento da resistência ao movimento radial da água em plantas sob

nutrição amoniacal. Os níveis de exsudação em plantas de tomate tratadas com NH4

+

sofrem rapidamente redução de até 60 %, quando comparadas com plantas sob nutrição

nítrica. Alguns dos efeitos da toxidez por NH4+ podem ser revertidos por NO3

-.

Sintomas de deficiência de K foram observados em plantas sob nutrição amoniacal,

mas a conclusão foi de que esse efeito foi devido à redução na exsudação e não à perda de

K nas raízes. O K tem ação importante na ativação das enzimas de assimilação de N

quando o NH4

+está em concentrações tóxicas nos tecidos das plantas. Plantas de tomate

que tinham apresentado lesões devido à absorção de excesso de NH 4+ tiveram essas

lesões inibidas pelo K. A produtividade de milho sob nutrição amoniacal aumentou coma aplicação de doses crescentes de K.

Outros sintomas de toxidez de NH4

+podem incluir a clorose, a necrose e até a morte

das plantas. O aparecimento desses sintomas depende da concentração de NH4

+nos

tecidos, da relação NH4+/ NO3

-e da concentração de outros nutrientes. Em experimento

com mistura de NH4+: NO3

-o feijão foi a planta mais severamente afetada pelo aumento

da concentração de NH4+, em relação ao NO3

-, ao passo que repolho, melão e milho

tiveram o peso das folhas secas reduzido pelo NH4

+. Todas essas plantas apresentam

redução no teor de Ca com o aumento nos teores de NH4

+.

Quadro 1. Principais enzimas do metabolismo do nitrogênio e seus doadores de elétrons ou

energia

Enzima Reação Doador de elétrons ou energia

Nitrato redutase (NR) NO3-→ NO2- NADH; NAD(P)H

Nitrito redutase (NiR) NO2- → NH4+ Ferredoxina

Glutamina sintetase (GS) Glutamato + NH4+ → Glutamina ATP

Glutamato sintase (GOGAT) α-cetoglutarato + Glutamina → 2 Glutamato Ferredoxina; NADH

Glutamato desidrogenase (GDH) α-cetoglutarato + NH4+→ Glutamato NADH; NAD(P)H





Para seu funcionamento, as enzimas de assimilação de NH 4+ requerem energia,

doadores de elétrons e esqueleto de C, para incorporação do íon. Quando se adicionouα-cetoglutarato a plantas de tomates cultivadas sob nutrição amoniacal, foi constatadoaumento no crescimento e nos teores de aminoácidos livres e redução nos sintomas detoxidez. A assimilação de NH4

+ formando glutamina pela ação da GS (relação C/N 5:2)ou glutamato pela ação da GDH (relação C/N 5:1) representa um dreno de esqueletos deC.

Britto et al. (2001), trabalhando com uma planta mais tolerante ao NH4+ (arroz) e

outra mais sensível (cevada), identificaram na cevada um mecanismo de exsudação ativade NH4

+ como uma das causas prováveis da toxidez de N-NH4+. De acordo com esses

autores, a cevada, ao contrário do arroz, não mostra alta capacidade de regulação dopotencial da membrana (Δψ ) com a absorção de NH4

+ (principalmente por mecanismo de

alta afinidade – HATS). Como resultado, a cevada acumula concentraçõesexcepcionalmente elevadas de N-NH4

+ no citossol. Parte deste NH4+ sofreria então efluxo,

contra a tendência termodinâmica dominante, que seria de fora para dentro. O resultadodesse processo seria um gasto excessivo de energia (aumento de 41 % nas taxas derespiração) com efeitos negativos sobre o metabolismo das plantas e conseqüente reduçãodo peso. O arroz, entretanto, mostra um eficiente sistema de controle do potencial damembrana (potencial menos negativo) e, conseqüentemente, acumula concentraçõesmenores de NH4

+ no citossol (Wang et al., 1994; Britto et al., 2001), bem como concentraçõesmínimas de exsudação de NH4

+. Esse mecanismo poderia ser uma das razões da tolerânciado arroz ao NH4

+.

Devido ao fato de a assimilação de NH4+ ocorrer basicamente nas raízes e requerer

grandes quantidades de carboidratos, plantas sob nutrição amoniacal mostram reduçãona taxa de crescimento das raízes. Quando houve redução do suprimento de N às raízesde milheto em solução nutritiva, por sete dias, as raízes mostraram aumento de peso de24 %, enquanto, simultaneamente, as folhas tiveram redução no peso de 24 %. Essaredução no peso da parte aérea das plantas foi atribuída a um redirecionamento doscarboidratos que seriam usados na assimilação do N, uma vez que são necessários 5 molde glicose para a fixação de 8 mol de N.

O acúmulo de N-amino e N-amida é uma das características de plantas sob excessode N amoniacal. Na presença de elevadas concentrações de NH4

+, asparagina e glutaminapodem responder por mais de 80 % do total de N-amino/N-amida livre. O teor de N-amino/N-amida livre pode aumentar de 10 a 20 vezes como resposta à toxidez do NH4

+.

Situações de estresse devido ao excesso de absorção de N em plantas submetidas acondições desfavoráveis de crescimento, como baixa luz e alta temperatura, mudam arelação de N-amino/N-amida em plantas, conforme pode ser observado em experimentocom arroz (Quadro 2).

A acumulação de NH4+ em plantas pode ocorrer tanto devido ao aumento absoluto

na disponibilidade de NH4+ quanto devido ao aumento relativo do NH4

+ comoconseqüência de um déficit de esqueleto de C, ou seja, a uma deficiência dos cetoácidospara síntese de N-amino e N-amida. É esta síntese de N-amino/N-amina que reduz oexcesso de NH4

+ livre nos tecidos.





Um déficit de carboidratos pode ocorrer como resultado direto da redução da

fotossíntese devido à queda de radiação fotossinteticamente ativa na superfície do dossel(como acontece em dias nublados ou devido ao auto-sombreamento em dosséis formadospor plantas com excesso de folhas decumbentes), ou pode ser um efeito indireto em razãodo consumo excessivo de C na respiração (como, por exemplo, sob condições de altatemperatura – Britto et al., 2001). Pode ocorrer, entretanto, uma combinação negativa devários fatores, como concentrações elevadas de NH4

+, redução da radiação incidente etemperatura elevada (Figura 11).

Quadro 2 . Efeitos de baixa luz (17,3 Klux) e alta temperatura (35 °C) na composição deaminoácidos e razão N-amino e N-amida em plantas de arroz submetidas a duas doses denitrato e amônio (20 e 150 mg L-1)

N-NO3- N-NH4+

Aminoácido20 mg L-1 N 150 mg L-1 N 20 mg L -1 N 150 mg L-1 N

__________________________________________________________________ % do total __________________________________________________________________

Aspartato 10,6 5,1 1,4 2,3

Glutamato 25,1 16,3 5,5 5,0

Asparagina 3,9 11,2 26,7 12,5

Glutamina 12,3 21,5 54,7 70,5

Relação N-amino/N-amida 5,17 2,06 0,23 0,20

Total de aminoácidos (mmol kg-1 matéria fresca) 12,80 17,93 124,50 173,00

Fonte: Adaptado de Fernandes (1974).

100806040200

2

1

0

5004003002001000 120

3

2

0

5004003002001000

1

100806040200

2

1

0

5004003002001000 120

3

2

0

5004003002001000

1

3

2

0

5004003002001000

1

Figura 11. Relações entre os teores de N-amino e matéria seca (a); N-amônio e matéria fresca(b); e N-amino e açúcares solúveis (c) em arroz cultivado com alta dose de N-NH4

+

(150 mg L-1).

N-amino, mmol kg-1

N-amônio, g kg-1N-amino, mmol kg-1

M a t é r i a f r e s c a , g

A ç ú c a r , %

Y = 1,6729x-0,2437 R2 = 0,67Y = 3,7798x-0,3468 R2 = 0,89

Y = 2,838x-0,1688 R2 = 0,65

(a) (b)

(c )

y

y y





Em comunidades vegetais formando dosséis densos, às vezes apenas a parte superior

do dossel recebe a radiação incidente total e é capaz de realizar o seu potencialfotossintético. Em situações como essas, o dossel como um todo pode apresentar níveiselevados de respiração à medida que a temperatura do ar aumenta. O resultado é umasituação de estresse devido à combinação de baixa fotossíntese e alta respiração, queresulta na queima de quantidades elevadas de carboidratos, na absorção de nutrientesdevido à energia disponível por meio da respiração, ao mesmo tempo em que diversasrotas do metabolismo de N são bloqueadas em decorrência da redução no suprimento deesqueletos de C. Isso mostra que na aplicação de fertilizantes nitrogenados devem serlevados em consideração todos os fatores que afetam a fisiologia das plantas. Sem essetipo de consideração pode acontecer que, aplicando N na agricultura em doses queaparentemente seriam consideradas adequadas, pode-se na verdade levar rapidamente

a condições de toxidez de NH4

+

ou ao acúmulo de excesso de NO3

-

nos tecidos.

REMOBILIZAÇÃO DE NITROGÊNIO

Senescência

Grande parte dos nutrientes nas folhas durante o seu crescimento e desenvolvimentosão transferidos, durante a senescência desse tecido, para os órgãos reprodutivos ou emcrescimento. A senescência culmina com a morte foliar; no entanto, esse estágio só éatingido após os processos da senescência remobilizarem os nutrientes para outras partesda planta.

Na fase inicial da senescência principia a hidrólise das proteínas cloroplásticas eos aminoácidos liberados podem ser exportados para as regiões reprodutivas, como osgrãos em crescimento. Os cloroplastos são desmontados no início da senescência,enquanto as mitocôndrias permanecem funcionais.

A perda da atividade fotossintética acontece paralelamente à degradação de proteínase RNA mensageiros, enquanto N, P e outros nutrientes são transferidos das folhas(Buchanan-Wollaston et al., 2003). A remobilização de N, P e K em folhas de Arabidopsis

foi de 80 % durante a senescência (Himmelblau & Amasino, 2001). Em plantas C3, mais de75 % do N celular total está localizado nos cloroplastos foliares (Peoples & Dalling, 1988).

As principais substâncias cloroplásticas que contribuem para a perda total deproteínas foliares durante a senescência são a Rubisco e o complexo coletor de luzpertencente ao fotossistema II (Matile et al., 1997). O complexo coletor de luz faz partedas membranas tilacóides e é formado de proteínas e pigmentos, principalmente clorofilas.

A degradação, nos cloroplastos, das proteínas das membranas tilacóides associadasàs clorofilas requer o simultâneo catabolismo das clorofilas. A desmontagem doscomplexos pigmentos-proteínas causa a liberação de clorofilas que são potencialmenteperigosas, pois podem causar danos foto-oxidativos. As clorofilas devem então serdegradadas até formas não-reativas por meio de pelo menos cinco reações enzimáticas(Höstensteiner & Feller, 2002).





Os produtos finais do catabolismo das clorofilas, denominados “catabólitos de

clorofila não-fluorescentes”, são depositados nos vacúolos, sem que ocorra aremobilização do N dessas moléculas (Hinder et al., 1996; Tommasini et al., 1998).

Portanto, o N das clorofilas não é exportado das folhas senescentes, permanecendonas células na forma de catabólitos tetrapirrólicos lineares, que são produzidos pelaabertura do anel porfirínico decorrente da introdução de O por uma oxigenase. Essesderivados tetrapirrólicos são então transportados ativamente através de carreadores dotonoplasto e se acumulam no vacúolo (Tommasini et al., 1998). Desse modo, a degradaçãodas clorofilas não tem por objetivo mobilizar nutrientes, mas sim detoxificar os compostosde clorofila altamente reativos que são liberados dos complexos proteínas-pigmentosconstituintes das membranas tilacóides dos cloroplastos.

Durante a senescência, as enzimas envolvidas na assimilação de N e C sãodegradadas e os aminoácidos derivados de seu catabolismo são exportados via floemacom ou sem modificações.

A atividade das enzimas envolvidas no metabolismo do N diminui durante asenescência da planta. Em geral, a atividade da nitrato redutase (NR) é perdida primeiro,enquanto a glutamina sintetase (GS), a glutamato sintase (GOGAT) e a glutamatodesidrogenase (GDH) permanecem ativas por um período mais longo (Storey & Beevers,1978).

A degradação da Rubisco é rápida e serve como fonte de N para o desenvolvimentodos grãos (Mae et al., 1983, 1985; Makino et al., 1984). Em plantas C3, como o arroz, aRubisco contribui com cerca de 50 % do total de proteína solúvel das folhas (Feller,

1990).No processo de remobilização de N, durante a senescência, quando as proteínas

foliares são degradadas, o N liberado na forma de NH 4+ é reassimilado e convertido

principalmente nas amidas glutamina e asparagina, que são translocadas para os órgãosem crescimento e desenvolvimento (Ghosh et al., 1995; Nakasathien et al., 2000).

Apesar de o glutamato ser o aminoácido em maior proporção nas folhas de arroz,durante a senescência o teor de glutamato diminui acentuadamente e as concentraçõesde sua amida, a glutamina, aumentam (Kamachi et al., 1991).

Segundo Hayashi & Chino (1990), a glutamina contribui com 42 % do total deaminoácidos na seiva do floema de arroz, tornando-se o principal aminoácido de

transporte durante o desenvolvimento dos grãos.A glutamina sintetase (GS) é a mais provável enzima para a formação de glutamina,

nos tecidos senescentes (Miflin & Lea, 1977; Oaks & Hirel, 1985). No entanto, comoacontece com a Rubisco, a atividade da GS também diminui durante o período reprodutivo(Simpson & Dalling, 1985; Hayashi & Chino, 1990; Kamachi et al., 1991, 1992; Souza etal., 1999).

Entretanto, como a GS no tecido vegetal está presente em pelo menos duas isoformas:a GS1, localizada no citossol, e a GS2, localizada no cloroplasto (Oaks & Hirel, 1985), aqueda na atividade da GS observada durante a senescência pode ser atribuída à





diminuição da isoforma GS2, que, como outras proteínas cloroplásticas, sofre hidrólise

preferencial durante esse período. Em cloroplastos isolados observou-se que a GS2 émais suscetível à hidrólise e degrada mais rapidamente do que a Rubisco e outras enzimasde assimilação de C (Mitsuhashi & Feller, 1992; Thoenen & Feller, 1998). A GS1 citossólica,por sua vez, se mantém constante e pode até aumentar ligeiramente durante a senescência(Makino et al., 1983; Kamachi et al., 1991, 1992).

A GS1 converte glutamato em glutamina, aumentando assim a eficiência de transportede N, pois a glutamina carreia dois N por cinco C.

Yamaya et al. (2002) detectaram imunocitologicamente proteína GS1 citossólica emfolhas senescentes de arroz, especificamente em células companheiras importantes parao carregamento do floema. Esses resultados contribuem para caracterizar a importânciada GS1 para a formação de compostos de N a serem exportados das folhas senescentes.Ela pode ser também a responsável pela conversão de glutamato e NH4

+ em glutamina.Segundo Buchanan-Wollaston & Ainsworth (1997), a GS1 citossólica está envolvida naremobilização de compostos nitrogenados, pois a expressão de genes que codificam paraa GS1 aumenta durante a senescência. Entretanto, pode haver controle pós-traducionalda GS1 por fosforilação, o que protege a enzima da degradação, e também podem ocorrerinterações com proteínas 14–3–3, que aumentam a atividade da GS1 (Finnemann &Schoerring, 2000).

Enquanto a GS1 citossólica permanece ativa por mais tempo, a GS2 plastidial éperdida nas folhas de cereais na fase inicial da senescência, juntamente com outrasproteínas cloroplásticas.

Dessa maneira, durante o período reprodutivo, apesar de a atividade da GS total(GS1 + GS2) diminuir, a atividade da GS1 remanescente é transferida para os tecidos emcrescimento.

Enchimento dos Grãos

Durante o enchimento dos grãos, há duas fontes de N para a planta: o N absorvidodo solo e o N remobilizado dos tecidos vegetativos (Ta & Weiland, 1992).

Inicialmente, o N é mobilizado das folhas e caules como parte do processo deenvelhecimento (senescência), mas o N disponível no solo também é absorvido. Noentanto, se esses dois processos são incapazes de sustentar a demanda de N dos grãos,então ocorre aceleração no processo de senescência, com aumento da remobilização doN das folhas e, em menor extensão, do caule (Borrel & Hammer, 2000).

Durante a fase de enchimento dos grãos, os fotossintetatos produzidos são canalizadosprimariamente para as sementes em enchimento, sendo o suprimento via raízes limitado.

Ta & Weiland (1992), usando 15N para medir a taxa de remobilização de N sobcondições de campo, em milho, observaram que as folhas e os caules forneceram cerca de45 % do N remobilizado durante o enchimento dos grãos, enquanto as raízes contribuíramcom cerca de 10 %.





Portanto, os nutrientes absorvidos pelas raízes não são suficientes para suprir as

necessidades de enchimento dos grãos; os nutrientes são então translocados das folhaspara os órgãos em crescimento, ocorrendo a senescência rápida das folhas.

Dessa forma, a reposição de nutrientes poderia manter a taxa de fotossíntese por umtempo maior e se refletir em aumento da produção de grãos. A manutenção dometabolismo das folhas parece importante para garantir o melhor enchimento dos grãos.Del Molino (1992) observou em trigo que, após a antese, os grãos são o principal drenopara o N das folhas; portanto, a senescência foliar que ocorre durante o enchimento dosgrãos tem grande importância para a produção de grãos e conteúdo de proteína.

Yang et al. (2000) observaram que fertilização nitrogenada pesada atrasou asenescência em trigo e resultou em lento enchimento dos grãos e baixo índice de colheita.

Esse atraso na senescência pode ser revertido se as plantas forem submetidas, durante oestágio tardio de enchimento dos grãos, a uma retirada controlada da umidade do solo,que promove, assim, a remobilização de assimilados pré-armazenados para o enchimentodos grãos e aumento da produção.

Em condições de estresse abiótico, como seca e deficiência de N, a remobilização dostecidos vegetativos torna-se particularmente importante para o crescimento dos grãos(Ta & Weiland, 1992).

Uma vez que as folhas contribuem com a maior parte dos substratos nitrogenadospara o enchimento dos grãos, o aumento na concentração total de aminoácidos foliares,particularmente glutamato, aspartato e suas amidas glutamina e asparagina, pode tersido responsável pelo aumento no conteúdo de proteína nos grãos de dois genótipos desoja que receberam 30 mmol L-1 de N (Nakasathien et al., 2000).

Barneix & Guitman (1993) também observaram que a biossíntese de proteína emgrãos de trigo é dependente da quantidade de aminoácidos nas folhas e que o aumentonos teores de aminoácidos foliares poderia intensificar a exportação de aminoácidospara os grãos.

Segundo Masclaux et al. (2000), a taxa de senescência e remobilização foliar estárelacionada ao status de N e à relação fonte-dreno. Em trabalho com arroz, Souza et al.(1998) observaram que a taxa diária de perda de N entre a antese e a coleta final da parteaérea de uma variedade tradicional – Piauí (9,94 mg dia-1 de N) foi cerca de duas vezesmaior do que a de uma variedade melhorada – IAC-47 (4,66 mg dia -1 de N). Para a

variedade Piauí, o N perdido da parte aérea correspondeu a 75 % do N-acumulado nosgrãos, e na IAC-47, a 42 %. De acordo com esses resultados, a variedade tradicionalPiauí apresenta maior eficiência de remobilização do N acumulado na planta, o quepode indicar um processo de adaptação a condições de disponibilidade sazonal de N,como acontece nos trópicos. As plantas de ambas as variedades, quando receberam Nsuplementar durante o enchimento dos grãos, apresentaram uma taxa diária de perda deN da parte aérea menor do que a das plantas sem suplementação nitrogenada, indicandoque, quando há uma fonte externa de N, a planta utiliza menos de suas reservas vegetativaspara o enchimento dos grãos.





LITERATURA CITADA

ASLAM, M.; NIELSON, K.; TRAVIS, R.L. & RAINS, D.W. Nitrate uptake, efflux, and in vivoreduction by Pima and Acala cotton cultivars. Crop Sci., 37:1795-1801, 1997.

BAPTISTA, J.A.; FERNANDES, M.S. & SOUZA, S.R. Cinética de absorção de amônio e crescimentoradicular das cultivares de arroz Agulha e Bico Ganga. Pesq. Agropec. Bras., 35:1325-1330,2000.

BARNEIX, A.J. & GUITMAN, M.R. Leaf regulation of the nitrogen concentration in the grain ofwheat plants. J. Exper. Bot., 44:1607-1612, 1993.

BEEVERS, L. & HAGEMAN, R.H. Nitrate reductase in higher plants. Ann. Rev. Plant Physiol.,20:495-511, 1969.

BOGGIE, S.B.; PALATINIK, J.F.; HELDT, H.W. & VALLE, E.M. Changes in amino acid compositionand nitrogen metabolism enzymes in ripening fruits of Lycopersicum esculentum Mill.Plant Sci., 159:125-133, 2000.

BORREL, A.K. & HAMMER, G.L. Nitrogen dynamics and the physiological basis of stay-greenin sorghum. Crop Sci., 40:1295-1307, 2000.

BRITTO, D.T.; GLASS, A.D.M.; KRONZUCKER, H.J. & SIDDIQI, M.Y. Cytosolic concentrationand transmembrane fluxes of NH4

+/NH3- An evaluation of recent proposals. Plant Physiol.,

125:523-526, 2001.

BUCHANAN-WOLLASTON, V. & AINSWORTH, C. Leaf senescence in Brassica napus: cloningof senescence related genes by substractive hybridization. Plant Molec. Biol., 33:821-834,1997.

BUCHANAN-WOLLASTON, V.; EARL, S., HARRISON, E.; MATHAS, E.; NAVABPOUR, S.; PAGE,T. & PINK, D. The molecular analysis of leaf senescence: A genomics approach. PlantBiotech. J., 1:3-22, 2003.

CAMPBELL, W.H. Nitrate reductase and its role in nitrate assimilation in plants. Physiol.Plant., 74:214-219, 1988.

CAMPBELL, W.H. Nitrate reductase structure, function and regulation: bridging the gapbetween biochemistry and physiology. Ann. Rev. Plant Physiol. Plant Molec. Biol., 50:277-303, 1999.

CEREZO, M.; FLORS, V.; LEGAZ, F. & GARCÍA-AGUSTÍN, P. Characterization of the lowaffinity transport system for NO3

- uptake by Citrus roots. Plant Sci., 160:95-104, 2000.

CHATT, J. & LEIGH, G.J. The inactivity and activation of nitrogen. In: HEWITT, E.J. & CUTTING,C.V., eds. Recent aspects of nitrogen metabolism in plants. New York, Academic Press,1968. p.3-12.

CHEN, F.L.; BENNETT, M.J. & CULLIMORE, J.V. Effect of the nitrogen supply on the activitiesof isoenzymes of NADH-dependent Glutamate synthase and Glutamine synthetase inroot nodules of Phaseolus vulgaris L. J. Exper. Bot., 41:1215-1221, 1990.

CRAWFORD, N.M. Nitrate: nutrient and signal for plant growth. Plant Cell, 7:858-868, 1995.





DEL MOLINO, M. Relationship between wheat grain protein percentage and grain yield plant

growth and nutrition at authesis. J. Plant Nutr., 15:169-178, 1992.

EPSTEIN, E. Mineral nutrition of plants: Principles and perspectives. New York, John Wiley &Sons, 1972. 407p.

FELLER, U. Nitrogen remobilization and protein degradation during senescence. In: ABROL,Y.P., ed. Nitrogen in higher plants. New York, Research Studies Press, 1990. p.195-222.

FERNANDES, M.S. Effects of light and temperature on the nitrogen metabolism of tropicalrice. Michigan, Michigan State University 1974. 80p. (Tese de Doutorado)

FERRARI, T.E.; YODER, O.C. & FILNER, P. Anaerobic nitrite production by plant cells andtissues: evidence for two nitrate pools. Plant Physiol., 51:423-31, 1973.

FINNEMANN, J. & SCHJOERRING, J.K. Post-translational regulation of cytosolic glutaminesynthetase by reversible phosphorylation and 14-3-3 protein interaction. Plant J., 24:171-181, 2000.

FORDE, B.G. & CLARKSON, D.T. Nitrate and ammonium nutrition of plants: physiologicaland molecular perspectives. Adv. Bot. Res., 30:1-90, 1999.

FRIED, M.; ZSOLDOS, F.; VOSE, P.B. & SHATOKLIN, L.L. Characterising the N03 and NH4

uptake process of rice roots by use of ‘5N Iabeled NH4NO3. Physiol. Plant., 18:313-20, 1965.

FRITH, G.J.T.; GORDON, K.H.J. & DALLING, M.J. Proteolytic enzymes in green wheat leaves.I. Isolation on DEAE-cellulose of several proteinases with acid pH optima. Plant CellPhysiol., 19:491-500, 1978.

GHOSH, S.; PALIYATH, G.; PEIRSON, D. & FLETCHER, R.A. Nitrogen mobilization duringsenescence. In: SRIVASTAVA, H.S & SINGH, R.P., eds. Nitrogen in higher plants. NewDelhi, Associated Publishing Company, 1995. p.337-365.

GILLISEN, B.; BÜRKLE, L.; KÜHN, C.; RENTSCH, D.; BRANDI, B. & FROMMER, W.B. A newfamily of high-affinity transporters for adenine, cytosine and purine derivatives in Arabidopsis. Plant Cell., 12:291-300, 2000.

GLASS, A.D.M.; SHAFF, J.E. & KOCHIAN, L.V. Studies of nitrate uptake in barley. IVElectrophysiology. Plant Physiol., 99:456-463, 1992.

HAGEMAN, R.H. & BELOW, F.E. Role of nitrogen metabolism in crop productivity. In: ABROL,P.Y., ed. Nitrogen in higher plants. Champaign, Research Studies Press, 1990. p.492.

HAYASHI, H. & CHINO, M. Chemical composition of phloem sap from the uppermostinternode of the rice plant. Plant Cell Physiol., 31:247-251, 1990.

HEDRICH, P. & SCHRODER, J. The physiology of íon channels and electrogenic pumps inhigher plants. Ann. Rev. Plant Physiol., 40:539-555, 1989.

HEIMER, Y.M. & FILNER, P. Regulation of nitrate assimilation pathway in cultured tobaccocells. III - The nitrate uptake system. Biochim. Biophys. Acta, 230:362-372, 1971.

HIMELBLAU, E. & AMASINO, R.M. Nutrients mobilized from leaves of Arabidopsis thalianaduring leaf senescence. J. Plant Physiol., 158:1317-1323, 2001.





HINDER, B.; SCHELLENBERG, M.; RODONI, S.; GINSBURG, S.; VOGT, E.; MARTINOLA, E.;

MATILE, P. & HÖRTNENSTEINER, S. How plants dispose of chlorophyll catabolites.Directly energized uptake of tetrapyrrolic breakdown products into isolated vacuoles. J.Biol. Chem., 271:27233-27236, 1996.

HIREL, B. & GADAL, P. Glutamine synthetase in rice. A comparative study of the enzimes fronroots and leaves. Plant Physiol., 66:619-623, 1980.

HOAGLAND, D.R. & BROYER, T.C. Hydrogen íon effects and the accumuíation of satt bybarley roots as influenced by metabolism. Am. J. Bot., 27:173-85, 1940.

HÖSTENSTEINER, S. & FELLER, U. Nitrogen metabolism and remobilization during senescence. J. Exper. Bot., 53:927-937, 2002.

IRELAND, R.J. & LEA, P.J. The enzymes of glutamine, glutamate, asparagines and aspartate

metabolism. In: SINGH, B.K., ed. Plant amino acid. biochemistry and biotecnology. NewYork, Marcel Deckker, 1999. p.49-109.

ISHIYAMA, K.; INOUE, E.; TABUCHI, M.; YAMAYA, T. & TAKAHASHI, H. Biochemicalbackgrounds of compartmentalized functions of cytosolic glutamine synthetase for activeammonium assimilation in rice roots. Plant Cell Physiol., 45:1640-1647, 2004.

JAIN, J.C. & SHARGOOL, P.D. Use of an aneuploid cell culture to examine the relativeimportance of the GS-GOGAT system and GDH in ammonia assimilation. J. Plant Physiol.,130:137-146, 1987.

KAMACHI, K.; YAMAYA, T.; HAYAKAWA, T.; MAE. T. & OJIMA, K. Vascular bundle-specificlocalization of cytosolic glutamine synthetase in rice leaves. Plant Physiol., 99:1481-1486,1992.

KAMACHI, K.; YAMAYA, T.; MAE, T. & OJIMA, K. A role for glutamine synthetase in theremobilization of leaf nitrogen during natural senescence in rice leaves. Plant Physiol.,96:411-417, 1991.

KAR, M. & FEIERABEND, J. Changes in the activities of enzymes involved in amino acidmetabolism during the senescence of detached wheat leaves. Physiol. Plant., 62:39-44,1984.

KARIM, A.Q.M.B. & VLAMIS, L. Comparative study of the effects O{ ammonium and nitratenitrogen in the nutrition of rice. Plant Soil, 16:3241, 1962.

KLEINHOFS, A. & WARNER, R.L. Nitrate assimilation. In: MIFLIN, B.J. & LEA, P.J., eds. Thebiochemistry of plants, 1990. v.16, p.89-120.

KLEPPER, J.; FLESHER, D. & HAGEMAN, R.H. Generation of nicotinamide adenine dinucleotidefor nitrate reduction in green leaves. Plant Physiol., 48:580-590, 1971.

KRONZUCKER, H.J.; SCHJOERING, J.K.; ERNER, Y.; KIRK, G..J.D.; SIDDIQI, M.Y. & GLASS,A.D.M. Dynamic and interactions between root NH4

+ influx and long-distance Ntranslocation in rice: Insghts into feedback processes. Plant Cell Physiol., 39:1287-1293,1998.

KUMAR, P.A. & ABROL, Y.P. Ammonia assimilation in higher plants. In: ABROL, Y.P., ed.Nitrogen in higher plans. Champaign, Research Studies Press, 1990. p.159-180.





LANCIEN, M.; DAFAL, P. & HODGES, M. Enzyme redundancy and the importance of 2-

oxoglutarate in higher plant ammonium assimilation. Plant Physiol., 123:817-824, 2000.

LAURIERE, C. & DAUSSANT, J. Identification of the ammonium dependent isoenzyme ofglutamate dehidrogenase as the form induced by senescence or darkness stress in the firstleaf of wheat. Physiol. Plant., 58:89-92, 1983.

LEA, P.J. & MIFLIN, B.J. An alternative route for nitrogen assimilation in higher plants.Nature, 251:614-616, 1974.

LEA, P.J.; ROBINSON, S.A. & STEWART, G.R. The enzymology and metabolism of glutamine,glutamate, and asparagine.. In: MIFLIN, B.J. & LEA, P.J., eds. The biochemistry of plants.New York, Academic Press, 1990. v.16. p.121-159.

LEWIS, O.A.M.; CHADWICK, S. & WITHERS, J. The assimilation of ammonium by barleyroots. Planta, 159:483-486, 1983.

LOQUE, D. & von WIRÉN, N. Regulatory levels for the transport of ammonium in plant roots. J. Exper. Bot., 55:1293-1305, 2004.

LUDEWIG, U.; von WIRÉM, N. & FROMMER, W.B. Uniport of NH4+ by the root hair plasma

membrane ammonium transporter LeAMT1;1. J. Biol. Chem., 277:13548-13555, 2002.

LUXOVÁ, M. The participation of the primary maize root on the assimilation of NH4+ íons.

Plant Soil, 111:187-189, 1988.

MACK, G. Glutamine synthetase isienzymes, oligomers and subunits from hairy roots of Betavulgaris L. va. Lutea. Planta, 205:113-120, 1998.

MAE, T.; HOSHINO, T. & OHIRA, K. Protease activities and loss of nitrogen in the senescingleaves of field-grown rice (Oryza sativa L.). Soil Sci. Plant Nutr., 31:589-600, 1985.

MAE, T.; MAKINO, A. & OHIRA, K. Changes in the amounts of ribulose bisphosphatecarboxylase synthesized and degraded during the life span of rice leaf (Oryza sativa L.).Plant Cell Physiol., 24:1079- 1084, 1983.

MAGALHÃES, J.R.; PATRICK, G.C.J. & RHODES, D. Kinetics of 15NH4+ assimilation in Zea

mays. Preliminary studies with a glutamate dehydrogenase (GDH1) null mutant. PlantPhysiol., 94:646-656, 1990.

MAKINO, A.; MAE, T. & OHIRA, K. Changes in photosynthetic capacity in rice leaves fromemergence through senescence. Analysis from ribulose-1,5-bisphosphate carboxylase andleaf conductance. Plant Cell Physiol., 25:511-521, 1984.

MAKINO, A.; MAE, T. & OHIRA, K. Changes in the amounts of ribulose bisphosphatecarboxylase syntesized and degraded during the life span of rice leaf ( Oryza sativa L.).Plant Cell Physiol., 24:1079-1084, 1983.

MARSCHNER, H. Mineral nutrition of higher plants. London, Academic Press, 1995. 889p.

MASCLAUX, C.; VALADIER, M.H.; BRUGIÈRE, N.; MOROT-GAUDRY, J.F. & HIREL, B.Characterization of the sink/source transition in tabaco (Nicotiana tabacum L.) shoots inrelation to nitrogen management in leaf senescence. Planta, 211:510-518, 2000.





MATILE, P.; SCHELLENBERG, M. & VICENTINI, F. Localization of chlorophyllase in the

chloroplast envelope. Planta, 201:96-99, 1997.

MATOH, T.; IDA, S. & TAKAHASHI, E. Isolation and characterization of NADH-Glutamatesyntetase from pea (Pisum sativum L.). Plant Cell Physiol., 21:1461-1474, 1980.

McCLURE, P.R.; KOCHIAN, L.U.; SPANSWICK, R.M. & SHAFF, J.E. Evidence for cotransportof nitrate and protons in maize roots. Plant Physiol., 93:281-290, 1990.

McNALLY, S.F.; HIREL, B.; GADAL, P.; MANN, A.F. & STEWART, G.R. Glutamine syntetase ofhigher plants. Plant Physiol., 72:22-25, 1983.

MIFLIN, B.J. & LEA, P.J. Amino acid metabolism. Ann. Rev. Plant Physiol., 28:299-329, 1977.

MIFLIN, B.J. & LEA, P.L. The path of ammonia assimilation in the plant kingdom. TrendsBiochem. Sci., 1:103-106, 1976

MITSUHASHI, W. & FELLER, U. Effects of light and external solutes on the catabolism ofnuclear-encoded stromal proteins in intact chloroplasts isolated from pea leaves. PlantPhysiol., 100:2100-2105, 1992.

MOORE, D.P. Physiological effects of pH on roots. In: CARSON, E.W., ed. The plant root andits environment. Charlottesviííe, University Press of Virginia, 1974. p.13-51.

NAKASATHIEN, S.; ISRAEL, D.W.; WILSON, R.F. & KWANYUEN, P. Regulation of seed proteinconcentration in soybean by supra-optimal nitrogen supply. Crop Sci., 40:1277-1284, 2000.

NÄSHOLM, T.; EKBLAT, A.; NODIN, A.; GIESLER, R.; HOGBERG, M.. & HOGBERG, P. Boreal

forest plants take up organic nitrogen. Nature, 392:914, 1998.

NIELSEN, K.H. & SCHJOERRING, J.K. Regulation of apoplastic NH4+ concentration in leavesof oilseed rape. Plant Physiol., 118:1361-1368, 1998.

OAKS, A. & HIREL, B. Nitrogen metabolism in roots. Ann. Rev. Plant Physiol., 36:345-365, 1985.

OAKS, A. & YAMAYA, T. Nitrogen assimilation in leaves and roots. A role for glutamatedehidrogenase. In: ABROL, Y.P., ed. Nitrogen in higher plants. Somerset, Research StudiesPress, 1990. p.181-195.

OAKS, A.; POULLE, M.; GOODFELLOW, V.J.; CASS, L.A. & DEISING, H. The role of nitrate andammonium ions and light on the induction of Nitrate reductase in maize leaves. PlantPhysiol., 88:1067-1072, 1982.

OKAMOTO, M. & OKADA. K. Differential responses of growyh and nitrogen uptake to organicnitrogen in four graminaceous crops. J. Exper. Bot., 55:1577-1585, 2004.

PEOPLES, M.B. & DALLING, M.J. The interplay between proteolysis and amino acid metabolismduring senescence and nitrogen reallocation. In: NOODEN, L.D. & LEOPOLD, A.C., eds.Senescence and aging in plants. San Diego, Academic Press, 1988. p.181-217.

RAGSTER, L. & CHRISPEELS, M.J. Hemoglobin-digesting acid proteinases in soybean leaves:Characteristics and changes during leaf maturation and senescence. Plant Physiol., 67:110-114, 1981.





ROBINSON, S.A.; SLADE, A.P.; FOX, G.G.; PHILLIPS, R.; RATCLIFFE, R.G. & STEWART, G.R.

The role of glutamate dehydrogenase in plant nitrogen metabolism. Plant Physiol., 95:509-516, 1990.

ROBINSON, S.A.; STEWART, G.R. & PHILLIPS, R. Regulation of glutamate dehidrogenaseactivity in relation to carbon limitation and protein. Catabolism in carrot cell suspensioncultures. Plant Physiol., 98:1190-1195, 1992.

SAHULKA, J. & LISA, L. Effects of some disaccharides, hexoses, and pentoses on nitrate redutase,glutamine synthetase, and glutamate dihidrogenase in exised pea roots. Physiol. Plant.,50:32-36, 1980.

SATTER, R. & MORAN, N. Ionic channels in plant cell membranes. Physiol. Plant., 72:816-820,1988.

SHARGOOL, P.D. & JAIN, J.C. The responses of different soybean cell cultures to growth inmedia containing high levels of ammonia. J. Plant Physiol., 129:443-451, 1987.

SIDDIQI, M.Y.; GLASS, A.D.M.; RUTH, T.J. & FERNANDO, M. Studies of the regulation ofnitrate influx by barley seedlings using 13NO3. Plant Physiol., 90:806-826, 1989.

SIDDIQI, M.Y.; GLASS, A.D.M.; RUTH, T.J. & RUFTY, T. Studies of the uptake of nitrate inbarley: I. Kinetics of 13NO3

- influx. Plant Physiol., 93:1426-1432, 1990.

SIMPSON, R. & DALLING, M.J. Nitrogen redistribution during grain growth in wheat (Triticumaestivum L.) III-Enzymology and transport of amino acids from senescing flag leaves.Planta, 151:447-456, 1985.

SIMPSON, R.J. & DALLING, M.J. Nitrogen redistribution during grain growth in wheat (Triticumaestivum L.). Planta, 151:447-456, 1981.

SOMMERS, D.A.; KUO, T.M.; KLEINHOFS, A.; WARNER, R.L. & OAKS, A. Synthesis anddegradation of Barley nitrate reductase. Plant Physiol., 72:949-952, 1983.

SOUZA, S.R.; STARK, E.M.L.M. & FERNANDES, M.S. Nitrogen remobilization during thereproductive period in two Brazilian rice varieties. J. Plant Nutr., 21:2049-2063, 1998.

SOUZA, S.R.; STARK, E.M.L.M.; FERNANDES, M.S. & MAGALHÃES, J.R. Effects of supplementalnitrogen on nitrogen-assimilation enzymes, free amino nitrogen, soluble sugars andcrude protein of rice. Comm. Soil Sci. Plant Anal., 30:711-724, 1999.

SRIVASTAVA, H.S. & SINGH, R.P. The role and regulation of L-glutamate dehidrogenaseactivity in higher plants. Phytochemistry, 26:597-610, 1987.

STEWART, G.R.; MANN, A.F. & FENTEN, P.A. Enzymes of glutamate formation: glutamatedehydrogenase, glutamine synthase, glutamate synthase. In: MIFLIN, B.J., ed. Thebiochemistry of plants: amino acids and derivatives. New York, Academic Press, 1980.p.271-327.

STÖHR, C.; STRUBE, F.; MARX, G.; ULLRICH, W.R. & ROCKEL, P. A plasma membrane-boundenzyme of tobacco roots catalyses the formation of nitric oxide from nitrite. Planta, 212:835-841, 2001.





STOREY, R. & BEEVERS, L. Enzymology of glutamine metabolism related to senescence and

seed development in pea (Pisum sativum L). Plant Physiol., 61:494-500, 1978.

SUZUKI, A. & GADAL, P. Glutamate synthase from rice leaves. Plant Physiol., 69:848-852,1982.

SYRETT, P.J. The assimilation of ammonia and nitrate by nitrogen starved cells of chloreliavulgaris. II. The assimilation of large quantities of nitrogen, Physiol. Plant., 9:19-27, 1956.

TA, C.T. & WEILAND, R.T. Nitrogen partitioning in maize during ear development. Crop Sci.,32:443-451, 1992.

TEMPEST, D.W.; MEERS, J.L. & BROWN, C.M. Synthesis of glutamate in Aerobacter aerogenesby a hitherto unknown route. Biochem. J., 117:405-407, 1971.

THOENEN, M. & FELLER, U. Degradation of glutamine synthetase in intact chloroplastsisolated from pea (Pisum sativum) leaves. Aust. J. Plant Physiol., 25:279-286, 1998.

THOMAS, H. Enzymes of nitrogen mobilization in detached leaves of Lolium temulentumduring senescence. Planta, 142:161-169, 1978.

TOMMASINI, R.; FROMENTEAU, M.; HÖRTNENSTEINER, S.; MATILE, P.; AMRHEIN, N. &MARTINOLA, E. An ABC transporter of Arabdopsis thaliana has both glutathione-conjugateand chorophtll catabolite transport activity. Plant J., 13:773-780, 1998.

VIRTANEN, A.J. & LINKOLA, M. Organic nitrogen compounds as nitrogen for higher plants.Nutum, 158:515, 1946.

von WIRÉN, N.; GAZZARRINI, S.; GOJON, A. & FROMMER, W.B. The molecular physiologyof ammonium uptake and retrieval. Plant Biol., 3:254-261, 2000.

WALLSGROVE, R.M.; LEA, P.J. & MIFLIN, B.J. Distribution of enzymes of nitrogen assimilationwithin the pea leaf cell. Plant Physiol., 63:232-236, 1979.

WANG, M.Y.; GLASS, A.D.M.; SHAFF, J.E. & KOCHIAN, L.V. Ammonium uptake by riceroots. III. Electrophysiology. Plant Physiol., 104:899-906, 1994.

WANG, M.Y.; SIDDIQI, M.Y.; RUTH, T.J. & GLASS, A.D.M. Ammonium uptake by rice roots. II.Kinetics of 13NH4

+ influx across the plasmalema. Plant Physiol., 103:1259-1267, 1993.

WILLIAMS, L.E. & MILLER, A.J. Transporters responsible for the uptake and partitioning ofnitrogenous solutes. Ann. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 52:659-688, 2001.

YAMAGATA, M. & AE, N. Direct acquisition of organic nitrogen by crops. JARQ, 33:15-21,1999.

YAMAYA, T. & OAKS, A. Synthesis of glutamate by mitochondria - An anaplerotic functionfor glutamate dehidrogenase. Physiol. Plant., 70:749-756, 1987.

YAMAYA, T.; HAYAKAWA, T.; TANASAWA, K.; KAMACHI, K.; MAE, T. & OJIMA, K. Tissuedistribution of Glutamate syntase and Glutamine synthetase in rice leaves. Ocorrence ofNADH - dependent Glutamate synthase protein and activity in the unexpanded, nongreenleaf blades. Plant Physiol., 100:1427-1432, 1992.





YAMAYA, T.; OBARA, M.; NAKAJIMA, H.; SASAKI, S.; HAYAKAWA, T. & SATO, T. Genetic

manipulation and quantitative-trait loci mapping for nitrogen racycling in rice. J. Exp.Bot., 53:917-925, 2002.

YANG, J.; ZHANG, J.; HUANG, Z.; ZHU, Q. & WANG, L. Remobilization of carbon reserves isimproved by controlled soil-drying during grain filling of wheat. Crop Sci., 40:1645-1655, 2000.

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