APRESENTAÇÃO - fisiologia.icb.usp.br fileno sentido de selecionar, uniformizar e depurar os...

2

APRESENTAÇÃO

Esta coletânea de protocolos experimentais didáticos em Fisiologia é oresultado de um empreendimento coletivo do Departamento de Fisiologia eBiofísica do ICB-USP. Colaboraram em sua confecção alunos de pós-graduação denosso departamento, bem como alguns docentes que participaram na supervisãode alunos vinculados ao Programa de Apoio ao Ensino (PAE), na redação de algunsprotocolos aqui contidos, ou na coordenação do projeto.

Na etapa conclusiva desse empreendimento, um especial esforço foi dirigidono sentido de selecionar, uniformizar e depurar os protocolos a serem incluídos naprimeira edição desta coletânea. No entanto, o resultado final não é aindasatisfatoriamente homogêneo e isento de incorreções. Além disso, concebido comoum projeto aberto e em constante aperfeiçoamento, é esperada a contribuição detodos que queiram sugerir a adição de novos protocolos, a ampliação dos jáexistentes, ou a indicação de erros conceituais, metodológicos, gramaticais etipográficos.

O objetivo essencial deste projeto não se constituiu, meramente, emproduzir mais uma compilação de aulas práticas em Fisiologia. É nosso intuito,principalmente, colocar à disposição de todos um conjunto de protocolosexperimentais, em sua maioria de baixo custo e de fácil execução, que nos motivea empregar, com interesse e regularidade crescentes, esse importante recursodidático no ensino da Fisiologia. Tal esforço poderia beneficiar não só os alunos degraduação que cursam nossas disciplinas, mas também os nossos pós-graduandos,os quais poderiam se envolver com maior profundidade nesse tipo de atividadedidática, não só auxiliando e participando das aulas práticas, mas tambémcontribuindo para o enriquecimento e a criação de novos protocolos didáticos. Tãoimportante quanto aprender Fisiologia, nossos alunos precisam também aprendera ensiná-la.

A lista de Colaboradores, aos quais agradecemos, inclui os nomes daquelesque mais diretamente contribuíram para os protocolos experimentais selecionadospara esta primeira edição. Desculpando-se pela eventual omissão de nomes quedeveriam tomar parte nessa lista, sempre aberta, esperamos contar com aparticipação de todos aqueles que queiram colaborar com a continuidade e oaprimoramento deste projeto.

Marcus Vinícius C. BaldoJaneiro de 2002

3

COLABORADORES

Alessandra Crescenzi

Alexandre H. Kihara

Eliane Comoli

Francisco Lacaz Vieira

Gerhard Malnic

Kellen Brunaldi

Lisete C. Michelini

Luiz Eduardo Ribeiro do Valle

Luiz Renato Rodrigues Carreiro

Marcus Vinícius C. Baldo

Maria Teresa Carthery

Maria Tereza Nunes

Raif Musa Aziz

Renata Hydee Hasue

Rosângela A. Santos

Silvia Cristina Figueira

Sônia M. L. Sanioto

4

SUMÁRIO

BIOFÍSICA _____________________________________________________________ 5

Modelo Hidráulico do Potencial de Membrana _________________________________ 6

Hemólise em Glóbulos Vermelhos __________________________________________ 11

NEUROFISIOLOGIA ____________________________________________________ 15

Percepção Visual _______________________________________________________ 16

Sensibilidade Proprioceptiva______________________________________________ 23

Sensibilidade Somestésica ________________________________________________ 26

Percepção Auditiva _____________________________________________________ 29

Movimentos Oculares ___________________________________________________ 33

Eletromiografia da Atividade Mastigatória___________________________________ 40

FISIOLOGIA DIGESTÓRIA ______________________________________________ 46

Regulação Neural da Atividade Motora do Trato Gastrointestinal e da Salivação _____ 47

FISIOLOGIA RENAL ___________________________________________________ 51

Estudo da Função Renal Humana __________________________________________ 52

Estudo da Função Renal em Ratos _________________________________________ 57

FISIOLOGIA CARDIOVASCULAR ________________________________________ 63

Registro Não Invasivo da Pressão Arterial Humana ____________________________ 64

Esfigmomanometria em Humanos__________________________________________ 66

Eletrocardiografia (ECG) em Humanos _____________________________________ 69

FISIOLOGIA RESPIRATÓRIA____________________________________________ 71

Controle da Respiração __________________________________________________ 72

FISIOLOGIA ENDÓCRINA ______________________________________________ 74

Hipo e Hipertireoidismo Induzidos em Ratos _________________________________ 75

Hormônios Sexuais e Castração em Ratos ____________________________________ 77

ÍNDICE REMISSIVO ____________________________________________________ 79

ANEXOS ______________________________________________________________ 84

Termo de Consentimento Livre e Esclarecido _________________________________ 86

Parecer da Comissão de Ética em Pesquisa com Seres Humanos – ICB-USP _________ 88

5

BIOFÍSICA

Cronômetro eletromagnéticoCronômetro eletromagnético

6

MODELO HIDRÁULICO DO POTENCIAL DE MEMBRANA

I OBJETIVOS

Compreensão de algunsaspectos do comportamento elétricodas células, particularmente oconceito de potencial de membrana,sua gênese e sua importância namodulação de certas funções dacélula viva.

II FUNDAMENTOS

A diferença de concentração deum íon através de uma membrana,associada à seletividade iônica doscanais, pode dar origem a umadiferença de potencial elétrico. AFigura 1A representa o modelobiológico de uma célula hipotética quecontém um único canal de Na+ (célulade Na+) ou apenas um canal de K+

(célula de K+).Na célula de Na+ o íon Na+

está em equilíbrio no interior docanal, pois está sendo submetido aduas forças iguais e opostas: umaforça difusional dada pelo gradientequímico de Na+ e uma força elétrica,dada pelo gradiente elétrico,direcionada para o interior da célula.

A força difusional pode ser expressacomo:

que é conhecida como equação deNernst, onde R é a constanteuniversal dos gases, T a temperaurana escala Kelvin, z a valência do íon,F a constante de Faraday, ossubíndices ic e ec referem-se aintracelular e extracelularrespectivamente e I refere-se ao íonque está sendo considerado. A forçaelétrica, por sua vez, é dada por:

onde ∆Ψ é a diferença de potencialelétrico entre o interior e o exterior dacélula, z é a valencia do íon e F é onúmero de Faraday (F= 96500C/mol.a).

F z Fel = ∆Ψ

[ ][ ]F

R T

zF

I

Idiffic

ec

= ln

7

(A) (B) (C)

Figura 1 – Modelo biológico, elétrico e hidráulico que descreve a gênese do potencial de repouso.

Quando um dado tipo de íon(Na+, K+ ou Cl-) atinge o equilíbrioatravés da membrana ou de seu canalespecífico, a força difusional sobre eleiguala-se à força elétrica, sendo nulaa força resultante sobre o íon.

Na Figura 1B temos o modeloelétrico correspondente ao modelobiológico. A célula de Na+ érepresentada por uma bateria comFEM (força eletromotriz) igual a ENa

em série com uma resistência RNa . Acélula de K+ é representada por umabateria com FEM = EK. Observe que abateria ENa é voltada para dentro dacélula enquanto que a bateria EK évoltada para fora. Como indica omodelo elétrico, não há correntepassando pelos elementos do circuito,estando os mesmos em “aberto”, ouseja, desconectados de outroselementos.

Podemos também fazer umarepresentação hidráulica comreservatórios de área muito grande ea altura da coluna d’águanumericamente igual ao potenciais deequilíbrio, como mostra a Figura 1C.Observe que estamos tratando dopotencial de equilíbrio da célula, eportanto não há correntes elétricasnos modelos elétricos, e nem fluxosde água nos modelos hidráulicos.

O modelo descrito acimadescreve razoavelmente bem obalanço de forças através damembrana quando uma célulacontém na membrana canais iônicosde apenas um tipo. Numa célula real,no entanto, a membrana possuicanais com diferentes seletividadesiônicas. Neste caso, como tais canaiscombinam-se para gerar uma

8

diferença de potencial através damembrana?

A associação de canaisinseridos numa mesma célula comdiferentes seletividades iônicas podedar origem a uma diferença depotencial estacionária através damembrana (Vm). Na Figura 2, temosos três modelos (o biológico, oelétrico e o hidráulico) para umacélula com dois canais inseridos nasua membrana, um canal de Na+ eum de K+.

Neste caso, o equilíbrio entreas forças elétrica e difusional érompido, dando lugar a um regimeestacionário, onde as forçasdifusionais agentes nos íons Na+ e K+

vencem as respectivas forçaselétricas. Isto faz com que os íonsNa+ entrem continuamente na célulae os íons K+ saiam da célula, por seusrespectivos canais. A tendência agoraé um aumento da concentraçãointracelular de Na+ e uma diminuiçãoda concentração de K+. No entanto,isto não acontece porque a

manutenção de uma baixaconcentração de Na+ (8 mM) e altaconcentração de K+ (140 mM) nointerior da célula é feita por umabomba iônica, que retira,continuamente, íons Na+ e recolocaíons K+ no citoplasma.

No modelo biológico da Figura2 vemos que, sobre o íon Na+, atuamduas forças, uma difusional e outraelétrica, que o movem para dentro dacélula, enquanto o íon K+ está sendomovido por uma força difusional parafora e uma força elétrica dirigida paradentro da célula.

No modelo hidráulicoequivalente, também mostrado naFigura 2, as baterias são substituídaspor dois reservatórios de grande áreade base, cujas alturas correspondemaos potenciais de equilíbrio de Na+ ede K+, respectivamente. Essesreservatórios são interligados portubos que oferecem resistência àpassagem de água, sendo que,quanto maior o diâmetro da seçãoreta e quanto menor o comprimento

Figura 2 – Modelo biológico, elétrico e hidráulico para uma célula com 2 canais na membrana.

9

do tubo, menor é a resistência dosmesmos à passagem de água. Ocapacitor é representado peloreservatório central cujo diâmetro émuito menor que os diâmetros dosreservatórios que representampotenciais de equilíbrio. Vamos verentão o funcionamento dos canaisiônicos utilizando para tal o modelohidráulico.

No modelo hidráulicocorrespondente temos 3 reservatórioscomo mostra a Figura 2: noreservatório da esquerdarepresentamos a bateria ENa por meiode um nível de água fixo, maior quezero e, neste caso, igual a +74,4metros (+74,4 mV). O reservatório dolado direito representa a bateria EK

do modelo elétrico, com nível de 86,6metros abaixo de zero (-86,6 mV).Cada reservatório lateral tem umdispositivo que fixa seus níveis nosvalores indicados na figura. Ossistemas de manutenção de nível sãoindicados na Figura 2 por círculoscom setas e correspondem a bombasiônicas Na/K da célula viva.

Vamos supor que, inicialmente,os reservatórios não estãointerconectados e o reservatóriocentral está vazio. Ao refazermos asligações, um fluxo de águadependente do tempo é estabelecidoatravés dos tubos resistivos. O níveldo reservatório central (capacitor)aumenta até atingir uma altura deequilíbrio correspondente ao potencialda membranam, e um fluxo de águaestacionário entre os doisreservatórios laterais é estabelecido.

III MATERIAL

- 2 baldes (10, 50 ou 100litros);- 1 garrafa plástica de

refrigerante (1 ou 2 litros);- 2 mangueiras de borracha de

igual comprimento.- 2 presílias (prendedor de

roupa, “jacarés”);- água

IV PROCEDIMENTO

A. Montagem do modelo hidraúlico:Fazer um oríficio na borda inferior decada balde, e na garrafa 2 orifíciosem lados opostos. Conectar asmangueiras (seguir Figura 2). Umbalde será a bateria de Na (ENa) e ooutro a bateria de K (EK). A garrafaserá o potencial de membrana (Vm).Inicialmente fazer as conexões entreos baldes e a garrafa, coloncando aspresílias nas mangueiras. Preencheros baldes com água, sendo o nível dobalde ENa maior que o nível do baldeEK. Como os níveis dos baldes podemdiminuir, um aluno será encarregadoda reposição de água. Este aluno serádenominado de ‘bomba iônica’.

B. Retirar as presílias, permitindodesta forma o fluxo de água dosbaldes para a garrafa Vm. Verificarqual o nível de água na garrafa, seeste está mais próximo do nível daENa ou EK.

C. Colocar a presília na mangueiraproveniente do balde EK, eliminando-se totalmente o fluxo de água deste

10

compartimento para a garrafa.Verificar o nível do Vm.

D. Colocar a presília na mangueiraproveniente do balde ENa, eliminando-se totalmente o fluxo de água destecompartimento para a garrafa.Verificar o nível do Vm.

E. Repetir B e C, porém sem eliminartotalmente os fluxos dos baldes paraVm.

V QUESTÕES PARAAPROFUNDAMENTO

1- Baseando-se no resultado obtidoem B, podemos afirmar que para 2especíes iônicas, cujos valores decondutância são similares, aquela queapresentar uma maior diferença entrea concentração intra e extracelularcontribuirá mais para o Vm?Justifique.

2- No procedimento C, aoeliminarmos totalmente a contribuiçãodo balde EK para o nível da garrafa,simulamos uma célula apenaspermeável a Na+. Como podemoscalcular o Vm, e a qual estado deativação celular esta condição mais seaproxima?

3- No procedimento D, aoeliminarmos totalmente a contribuiçãodo balde ENa para o nível da garrafa,

simulamos uma célula apenaspermeável a K+. Como podemoscalcular o Vm, e a qual estado deativação celular esta condição mais seaproxima?

4- No procedimento E, um novo nívelde Vm era obtido quando o fluxo dobalde ENa ou EK para a garrafa eraparcialmente eliminado. Remetendo-se ao modelo elétrico, qual parâmetroelétrico foi alterado?

5- Baseando-se no modelo hidraúlico,como você despolarizaria amembrana celular?

6- Baseando-se no modelo hidraúlico,como você hiperpolarizaria amembrana celular?

VI REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

Koester, J. Membrane Potential. In:Essentials of Neural Scienceand Behavior. Eds E. R. Kandel &J. H. Schwartz. Norwalk, Appleton& Lange, 1995.

Procópio-Araújo, J. Gênese doPotencial de Membrana. In:Fisiologia. Ed. M. M. Aires. 2a ed.,Rio de Janeiro, Guanabara Koogan,1999.

11

HEMÓLISE EM GLÓBULOS VERMELHOS

I OBJETIVOS

Analisar a osmose e oequilíbrio osmótico através damembrana plasmática de hemácias.Analisar o fenômeno de osmose.Discutir os conceitos de osmolaridadee tonicidade de soluções.

II FUNDAMENTOS

As hemácias, ou glóbulosvermelhos, são células anucleadas,metabolicamente ativas, capazes desintetizar ATP por via anaeróbica. OATP é utilizado, dentre outrossistemas, pela ATPase-Na-K damembrana plasmática como fonte deenergia para o bombeamento de Na+

do interior celular para o meioexterno e de K+ em sentido contrário.Esse transporte é responsável,primariamente, pela manutenção deuma composição iônica celulardistinta daquela do meio banhanteextracelular. As hemácias encontram-se em equilíbrio osmótico com essemeio extracelular. Assim, alteraçõesda pressão osmótica do fluidoextracelular com solutosimpermeantes levam a rápidosajustes de volume celular decorrentesda entrada ou saída de água dointerior da célula.

Observados ao microscópio, osglóbulos vermelhos banhados peloplasma sanguíneo, ou por soluçãoisotônica artificial (p. ex. uma soluçãode NaCl a 150 mM), apresentam-secomo discos bicôncavos. Essa formadepende de dois fatores principais: (i)

da natureza da membranaplasmática, em particular de seusconstituintes e das relações destescom o citoesqueleto, e (ii) do volumede líquido presente nocompartimento celular.

A hemácia se comporta,portanto, como um micro-osmômetro,devido ao fato de sua membrana serpermeável à água e muito poucopermeável aos solutos,principalmente cátions. Solutos não-iônicos hidrossolúveis atravessam amembrana mais ou menos facilmente,dependendo do tamanho molecular.Variações na pressão osmótica dasolução externa, induzidas pelaadição de um soluto impermeante,levam a alterações do volume celulardevido ao movimento de água entreos compartimentos intra eextracelular, até que uma novacondição de equilíbrio osmótico sejaestabelecida. A forma bicôncavapermite às hemácias variarem devolume, principalmente aumentaremde volume, dentro de uma certafaixa, sem que haja danos àmembrana plasmática.Ultrapassando-se um volume crítico,quando a hemácia atinge a formaesférica, um aumento subsequente devolume acarreta alterações drásticasda membrana, com aumento dapermeabilidade e vazamento doconteúdo celular. Esse fenômeno édenominado de hemólise.

A pressão osmótica intracelularpode ser expressa pela relação devan’t Hoff: π = RTC, onde C é aconcentração do soluto, R é aconstante dos gases, e T é a

12

temperatura absoluta. Lembrandoque a concentração de umasubstância é dada pelo número demoles (n) dividido pelo volume dasolução, a relação de van’t Hoff podeser reescrita da seguinte forma:

)()1( aVRTn i

i −=

ρπ

π = pressão osmóticaρ = coeficiente osmóticoni = número de moles do soluto i.V = volume celulara = volume celular não ocupado poráguaR = constante dos gasesT= temperatura absoluta

Os índices (1) e (2) indicam,respectivamente, os compartimentosintracelular e extracelular. O índice ise refere a solutos impermeantes.

No equilíbrio osmótico, aspressões osmóticas intra eextracelulares são iguais.Consideranco-se, em uma primeiraaproximação, que todos os solutossão impermeantes, podemos escrevera condição de equilíbrio:

)2()1( ii ππ =

A partir das Eq. I e II podemosobter:

)2(i

iRTnaV

πρ

+=

Da Eq. III concluímos que ovolume celular é função linear de1/π i(2). Isso significa que quantomaior o valor de 1/π i(2), maior será ovolume celular. Mas para se aumentaro valor de 1/π i(2), tem-se quediminuir o valor de π i(2), ou seja,diminuir a pressão osmóticaextracelular tornando-a, portanto,hipotônica em relação à célula (Figura1).

III MATERIAL

- seringa estéril de 3 ou 5 ml- garrote- algodão- álcool- 20 tubos de ensaio de 15 ml

com estante para tubos- água destilada- NaCl- sacarose- uréia- pipetas de 10 ml- heparina- centrífuga

(Equação I)

(Equação II)

(Equação III)

13

Figura 1 – Regressão linear para valores hipotéticos do volume celular (V) obtidos emfunção do inverso da pressão osmótica extracelular (πi(2)). A extrapolação da reta permiteobter o intercepto com o eixo das ordenadas, o qual fornece o valor do volume celular nãoocupado por água (a).

IV PROCEDIMENTO

As hemácias serão expostas asoluções de sacarose, uréia e NaClem diferentes concentrações, sendoobservado o grau de turbidez dassuspensões. Em seguida, as soluçõesserão centrifugadas, sendo suascolorações comparadas antes e apósa centrifugação.

Coletar sangue humano (2 ml)e adicionar um anticoagulante(heparina, 25 unidades por ml desangue, ou 0,2 mg de oxalato de Na+

por ml de sangue). Preparar umabateria de 11 tubos de ensaiocontendo soluções de NaCl emconcentrações crescentes, obtidaspela mistura de água e NaCl 150 mMnas seguintes proporçõesvolumétricas: 0:10, 1:9, 2:8, 3:7, 4:6,5:5, 6:4, 7:3, 8:2, 9:1 e 10:0.Homogeneizar as misturas.

Em outros tubos de ensaiocolocar 10 ml de cada uma dasseguintes soluções: NaCl 0,5 e 1,0 M;

uréia 0,3 e 0,6 M; sacarose 0,3 e 0,6M. A cada um dos tubos de ensaioadicionar 100 µl de sangue e agitarsuavemente.

Examinar os tubos, logo após aadição de sangue, contra um fundobranco contendo letras impressas.Anotar a transparência das soluções.Centrifugar os tubos e compará-losnovamente quando à transparência,anotando as diferenças.


1- Como os vários tubos seapresentam em relação à turbidez dasolução?

2- Como a turbidez da soluçãose relaciona com a concentração dosoluto?

3- Como a turbidez da soluçãose relaciona com a natureza do soluto(NaCl, uréia ou sacarose)?

V

a 1/ππ i(2)

14

4- Como se explica a influênciada natureza do soluto sobre oresultado observado?

5- O que muda na aparênciadas soluções depois de realizada acentrifugação?

6- Quais soluções mudam apósa centrifugação e por quê?


Procópio-Araújo, J. Transporte deÁgua e Osmose. In: Fisiologia.Ed. M. M. Aires. Rio de Janeiro,Guanabara Koogan, 1999.

Lacaz-Vieira, F. & Malnic, G.Biofísica. Rio de Janeiro,Guanabara-Koogan, 1981.

15

NEUROFISIOLOGIA

Miógrafo de Helmholtz

16

PERCEPÇÃO VISUAL

I OBJETIVOS

1- Demonstrar a ocorrênciade reflexos pupilares;

2- Demonstrar a existência doponto cego e da trama vascular,evidenciando o mecanismo depreenchimento;

3- Evidenciar as diferençasentre o processamento realizado pelavisão central e periférica.

II FUNDAMENTOS

O processo evolutivo forneceucomplexidade suficiente à estruturasvisuais de certas espécies animais aponto de várias característicaspoderem ser extraídas da informaçãoluminosa, tais como a discriminaçãode forma, detecção da polarização daluz, percepção de profundidade, evisão cromática (discriminação decores). Essas características não sãoextraídas individualmente, e em série,da radiação luminosa incidente, massão processadas simultaneamente eem paralelo por subsistemas visuais,analogamente ao que ocorre nosdemais sistemas sensoriais.

As principais estruturasoculares são mostradas na Figura 1. Aesclera, camada externa que protegeo globo ocular, torna-se transparenteem sua porção anterior, formando acórnea. Internamente à escleralocaliza-se a coróide, camada que

contém vasos sangüíneos e éresponsável pela nutrição dasestruturas oculares. Sobre os doisterços posteriores da coróide repousaa retina, camada complexa quecontém os receptores sensoriaissensíveis à luz (fotoceptores) ecircuitos neurais envolvidos noprocessamento inicial da informaçãovisual.

A saída do nervo óptico e aentrada dos vasos sangüíneos no olhoocorrem um pouco medial esuperiormente ao seu polo posterior,em uma região denominada discoóptico. Como não existemfotoceptores nessa região, a porçãode imagem projetada sobre ela não édetectada e processada, e por isso édenominada de ponto cego. A máculalútea, localizada no polo posterior doglobo ocular, delimita a fóvea central,caracterizada pela presença exclusivade cones, um dos dois tipos defotoceptores existentes na retina. A

Figura 1 – Esquema de um cortesagital do olho humano.

17

fóvea é a região de maior acuidadevisual, sendo que movimentosoculares são organizados de maneiracomplexa com o objetivo de projetaras imagens de interesse sobre essaregião da retina.

Além da retina, que codifica ainformação visual em um padrão dedescarga neuronal, o olho necessitade um componente óptico quepermita a projeção adequada de umaimagem sobre aquela camadafotoceptora. Essa imagem éfocalizada pela córnea e pelocristalino, ambos exemplos de lentesconvexas e convergentes. A superfícieanterior da córnea apresenta o maiorpoder refrator do sistema óptico doolho, situado em torno de +48dioptrias. O cristalino, no entanto, é oresponsável pelo processo deacomodação, por meio do qual umobjeto pode ter sua imagemfocalizada sobre a retinaindependentemente de sua distânciaao olho. Como a distância entre apupila e a retina é constante, aacomodação é obtida por meio dealterações da distância focal dessesistema óptico. A distância focal podeser alterada por intermédio de ajustesna espessura do cristalino efetuadospela contração ou relaxamento dosmúsculos ciliares. Esses músculosencontram-se sob controleautonômico originado no núcleo deEdinger-Westphal, no mesencéfalo,cujos neurônios pré-ganglionaresfazem parte do nervo oculomotor, IIIpar craniano. Para objetos localizadosmuito próximos ao olho, mesmo umaintensa contração dos músculosciliares não é suficiente para permitiruma acomodação adequada. Essa

distância mínima é denominada pontopróximo, e situa-se, em adultosjovens, em torno de 10 cm. A perdagradual da elasticidade do cristalino,ao longo dos anos, conduz a umaumento da distância que define oponto próximo, e constitui-se em umacondição denominada presbiopia.Pequenas alterações no diâmetroântero-posterior do globo ocular ouno raio de curvatura da córnea sãosuficientes para produzir vários tiposde erros de refração (miopia,hipermetropia, astigmatismo), onde oprocesso de acomodação não serealiza de maneira satisfatória.

A intensidade da luz que incidesobre os olhos varia numa faixaextremamente grande, desde, porexemplo, a luminosidade apresentadapor uma estrela distante, atéintensidades 10 bilhões de vezesmaiores observadas em um dia claro.O sistema visual utiliza um conjuntode mecanismos capazes de lidar comessa ampla faixa de intensidades, oqual inclui recursos puramenteópticos além de processos neuronaise fotoquímicos. A quantidade de luzque atinge a retina é controlada pelaíris que, devido à quantidade depigmento que possui, é impermeávelà luz. O diâmetro da pupila humana,variando, aproximadamente, entre 2e 8 mm, permite uma variação de 16vezes na intensidade luminosa queatinge a retina, já que essaintensidade é proporcional à áreaatravessada pela luz. O controle dodiâmetro pupilar é exercido pelainervação simpática e parassimpática,essa última responsável pela alçaeferente dos reflexos pupilares direto(constrição da pupila em resposta à

18

iluminação do mesmo olho) econsensual (constrição da pupila emresposta à iluminação do olhocontralateral).

O sistema visual pode sercaracterizado por sua capacidade emdiscriminar estímulos separadosespacialmente, ou seja, sua resoluçãoespacial. Para uma imagem projetadana região da fóvea, a menor distânciaentre dois estímulos necessária paraque eles possam ser vistos comodistintos é da ordem de 1 minuto dearco (a uma distância de 1 metro, porexemplo, duas linhas precisam estarseparados por 0,29 mm para quepossam ser percebidos como objetosdistintos).

A resolução espacial dosistema visual depende de inúmerosfatores relacionados tanto àscaracterísticas do estímulo, como, porexemplo, sua intensidade, quanto àscaracterísticas do próprio sistemavisual. A organização morfo-funcionalda retina possui um papelfundamental no que se refere àacuidade visual, principalmente emfunção da distribuição espacial decones e bastonetes, de suasdiferenças fisiológicas e dasinterações neurais ao longo dacircuitaria retiniana.

Os axônios das célulasganglionares correm ao longo dasuperfície interna da retina e juntam-se para formar o nervo óptico, II parde nervos cranianos. Em mamíferos,o nervo óptico projeta-seprimariamente ao núcleo geniculadolateral (NGL), no tálamo, e daí para ocórtex visual primário, no lobooccipital. Como resultado de umaprojeção ordenada das aferências

retinianas e talâmicas, o córtexestriado possui um mapa completo daretina, preservando aquilo que sedenomina de organizaçãoretinotópica. A fóvea, região retinianade maior acuidade visual, ocupa umagrande parte desse maparetinotópico, de maneira semelhanteà organização de outras modalidadessensoriais em que as regiões demaior acuidade possuem umarepresentação cortical majoritária(por exemplo, a representação daface e das mãos no córtexsomestésico).

III MATERIAL

- lanterna- régua- lápis- cartões 1 e 2 (Anexo 1)

IV PROCEDIMENTO

Reflexo pupilar direto

Um voluntário deverá estarposicionado em um ambiente nãomuito iluminado, preferencialmentesentado, com os olhos abertos. Oexperimentador, munido de umalanterna pequena, deverá iluminarpor alguns segundos um dos olhos dovoluntário. Uma forma adequada deproceder é, mantendo a lanternaacesa a uns 15 cm da face dovoluntário, aplicar o foco de luz sobreseu olho por alguns segundos,afastando em seguida também poralguns segundos, repetindo então oprocedimento (Figura 2). Durante aaplicação do foco de luz sobre o olho

19

do voluntário, o experimentador edemais observadores deverão notar oque acontece com o diâmetro pupilardo respectivo olho (olhos clarosfacilitam a observação do fenômeno).Também deverá ser observado o queacontece com o diâmetro pupilarquando o foco de luz é retiradodaquele olho.

Figura 2 – Procedimento utilizado napesquisa dos reflexos pupilares direto econsensual.

Reflexo pupilar consensual

Aproveitando a boa vontade domesmo voluntário, o experimentadordeverá impedir, com a própria mão,que a luz da lanterna, ao iluminar umdos olhos, atinja o outro olho dovoluntário (Figura 2). O procedimento

a ser executado é exatamente omesmo que o descrito acima, excetoque desta vez deverá ser observado odiâmetro pupilar do olho nãoiluminado.

Mecanismo de preenchimento

Fixe seu olho esquerdo sobre osímbolo +, na Figura 3, mantendo oolho direito fechado (se preferir usaro olho direito, gire a figura em 180o,posicionando o símbolo + à esquerdado círculo). Sem desviar a fixação doolhar do símbolo +, afaste e aproximea figura de seu rosto, prestando aatenção no círculo preto. Existe umaposição específica da figura, a umacerta distância de seu rosto, em quealgo acontece com o círculo.Determine essa distância, inclusivemedindo-a com uma régua.

Figura 3 – Estímulo visual utilizado napesquisa do ponto cego.

Repita o mesmo procedimentoanterior, utilizando agora a Figura 4:fixando o olho esquerdo no símbolo +(ou girando a figura em 180o casoqueira utilizar o olho direito), afaste eaproxime a figura de seu rosto atéque algo aconteça com a gradeperfurada, desenhada à esquerda dafigura. O que acontece com a gradeperfurada? Por quê?

20

Figura 4 – Estímulo visual utilizado paraevidenciar o fenômeno de preenchimento.

Dirija-se a um ambiente poucoiluminado, e coloque-sepreferencialmente à frente de umaparede branca. Ilumine um dos olhoscom a lanterna posicionadaobliquamente próxima à órbita, emsua região temporal (Figura 5).Enquanto olha em frente para parede,faça movimentos delicados com alanterna até que possa observar umaimagem semelhante à apresentada naFigura 6. Essa é uma imagem datrama vascular de seu próprio olho.Mais rigorosamente, é uma imagemda sombra, projetada em sua retina,da trama vascular que a recobre.

Figura 5 – Manobra empregada navisualização da sombra retiniana de suaprópria trama vascular. A lanterna deve sercolocada em movimento fazendo o foco deluz oscilar sobre o olho.

Figura 6 – Fundoscopia evidenciando, alémdo disco óptico e da fóvea, a trama vascular,cuja sombra pode ser vista por meio damanobra aqui descrita.

Visão central e periférica

Peça a um voluntário para sesentar em uma cadeira, mantendoseu olhar fixado em algum ponto àsua frente. Permanecendo de pé atrásda cadeira (Figura 7), segurando namão algum objeto ignorado pelovoluntário, o experimentador deveráir lentamente conduzindo o objeto aolongo de um círculo imaginário aoredor da cabeça do voluntário, apartir da região posterior do campovisual do voluntário (maiorexcentricidade visual), para posiçõesmais anteriores desse campo visual(menores excentricidades visuais). Oponto de partida deverá ser umaposição na qual o voluntário aindanão pode ver o objeto. Previamenteinstruído, o voluntário deverá indicar,ao longo da realização do movimento

21

pelo experimentador, o instante emque detecta a presença do objeto emseu campo visual. Nesse instante, oexperimentador deve interromper omovimento do objeto, mantendo-onaquela posição, e perguntar aovoluntário se, além de detectar apresença do objeto, é também capazde identificar sua natureza (borracha,apontador, relógio, etc...). Caso ovoluntário ainda não possa identificá-lo, continue o movimento ao longo docírculo imaginário até que ovoluntário reporte a corretaidentificação do objeto.

Figura 7 – Procedimento utilizado naexploração do campo visual. Pode serempregado para evidenciar diferenças, emregiões centrais e periféricas do campo,quanto ao poder de resolução espacial eresolução cromática. Ilustra também adiferença perceptiva entre os processos dedetecção e identificação de um estímulo.

Repita o mesmo procedimentoanterior, mas tenha à sua disposiçãoum conjunto de pequenos objetosidênticos (por exemplo, canetas) mascom cores diferentes. Escolha umobjeto de uma determinada cor,ignorada pelo voluntário, e conduza-olentamente de maiores para menoresexcentricidade visuais (Figura 7), atéque o voluntário indique ter detectadoa presença do objeto em seu campovisual. Interrompendo o movimento,pergunte ao voluntário qual a cor doobjeto detectado, mesmo que nãotenha certeza de sua identificação.Continue então o movimento até queo voluntário reporte uma identificaçãomais segura da cor do objeto. Repitaesse procedimento diversas vezes,aleatorizando a cor do objeto, eanotando as respostas dadas, poisacertos casuais podem ocorrermesmo que não correspondam a umapercepção correta.

Um outro procedimento quepoderíamos realizar no laboratório,mas que se tornaria mais interessanteem uma noite estrelada (dependendoda companhia, é claro) é o seguinte:olhando para o céu estrelado, procureencontrar uma estrela bem poucobrilhante (em termos mais técnicos,com baixa luminância). Compare oque acontece ao olhar diretamentepara ela (visão central), e ao fixar oolhar em um outro ponto no céu, masainda mantendo a mesma estrela emseu campo visual (visão periférica).Com persistência e um pouco desorte, você poderá localizar umaestrelinha que, surpreendentemente,só enxergará se não olhardiretamente para ela! Ou seja, verá aestrelinha somente em seu campo

22

visual periférico. O que acontece como brilho aparente da estrela nas duascondições de observação (visãocentral e periférica)? Como vocêexplicaria essa diferença?


1- Como são chamados osreflexos pupilares que ocorrem noolho que recebe um estímuloluminoso e no olho contralateral?Quando apenas um dos olhos foiestimulado, o que ocorreu com ooutro olho? Por quê ?

2- Como se chamam osefetores responsáveis pela alteraçãodo diâmetro pupilar? Identifique oselementos desse arco reflexo. Paraque serve o reflexo pupilar?

3- Em relação à pesquisa doponto cego, o que acontece com ocírculo preto quando a figura seencontra naquela posição específica?Qual é a causa fisiológica dessefenômeno? Por que não notamos essefenômeno em nosso dia-a-dia já que,na maior parte do tempo, algumobjeto em nosso campo visualencontra-se nessa posição?

4- Em relação à observação datrama vascular, por que essamanipulação nos permite ver umaimagem que normalmente nãovemos? Ainda mais intrigante, porque não percebemos rotineiramenteessa sombra da trama vascular, jáque ela recobre boa parte de nossaretina? Quais mecanismos fisiológicos

de percepção visual podem explicaresses achados?

5- Com relação à sondagem davisão central e periférica, qual adiferença, em sua opinião, entre osprocessos perceptivos de detecção eidentificação? Por que o voluntário éinicialmente capaz de detectar apresença do objeto, embora tenhadificuldade em identificá-lo? Em quaisexcentricidades visuais (maiores oumenores) é mais provável a corretaidentificação do objeto pelovoluntário? Qual a razão fisiológicadessa diferença entre maiores emenores excentricidades visuaisquanto à capacidade de identificaçãode um objeto?

6- Ainda com relação àsdiferenças entre visão central eperiférica, a detecção da presença doobjeto no campo visual éacompanhada da correta identificaçãode sua cor? Por quê? Qual a razãofisiológica das possíveis diferençasentre maiores e menoresexcentricidades visuais?


Baldo, M. V. C. & Hamassaki-Britto, D.Visão. In: Fisiologia. Ed. M. M.Aires. 2a ed., Rio de Janeiro,Guanabara Koogan, 1999. p. 255-276.

Kandel, E. R., Schwartz, J. H, Jessel,T. M. Perception (Section VI). In:Essentials of Neural Scienceand Behavior. Norwalk, Appleton& Lange, 1995. p. 365-484.

23

SENSIBILIDADE PROPRIOCEPTIVA

I OBJETIVOS

1- Demonstrar os mecanismosenvolvidos na transmissão nervosa doestímulo proprioceptivo;

2- Demonstrar os diferentes níveis deintegração do estímulo proprioceptivono SNC;

3- Demonstrar a influência do sistemaproprioceptivo no controle damotricidade.

II FUNDAMENTOS

A propriocepção, ou percepçãoda posição e do movimento dopróprio corpo, é uma modalidadesensorial importante para que oindivíduo possa se locomoverespacialmente e interagir com o meioambiente de forma eficaz. Porexemplo, os receptores sensoriaisarticulares e musculares levaminformações até o sistema nervosocentral sobre a posição dos membros,os receptores dos tendões informamsobre a tensão da contração musculare os receptores dos fusosneuromusculares informam sobrecomprimento muscular a todoinstante.

O reflexo de estiramento éassim chamado pois tem início com oestiramento das fibras musculares eresulta na contração do músculoestirado. Quando o músculo é

estirado, ocorre um aumento nocomprimento das fibras muscularesextrafusais, e paralelamente ocorre otracionamento da região equatorial dofuso neuromuscular, onde estãolocalizados os receptores deestiramento. Os receptores deestiramento podem ser de dois tipos:em cadeia nuclear e em saco nuclear.A deformação mecânica dessesreceptores é captada por terminaçõesnervosas aferentes. As terminaçõesnervosas aferentes podem tambémser de dois tipos: as primárias (ouânulo-espirais) e as secundárias (ouem inflorescência). A informaçãoproprioceptiva captada pelasterminações nervosas aferentesprimárias e secundárias serãoconduzidas até o sistema nervosocentral pelas fibras aferentes Ia e II,respectivamente.

Na substância cinzenta damedula espinhal, as fibras aferentesIa fazem sinapse com osmotoreurônios alfa, que inervam asfibras extrafusais do músculoestirado, responsáveis pela contraçãomuscular. As fibras aferentesproprioceptivas também emitemramos colaterais que ascendem pelofunículo posterior da medula espinhalem direção ao córtex cerebralsomestésico, onde poderá se tornarconsciente. Indivíduos com sífilis emestágio adiantado podem apresentaruma síndrome chamada tabesdorsalis, caractericzada por lesão nofunículo posterior e conseqüente

24

perda da propriocepção dos membroscuja inervação foi acometida.

III MATERIAL

- vibrador- venda para os olhos- corda (ou barbante) de 60 cm decomprimento

IV PROCEDIMENTO

O voluntário deve permanecerde olhos vendados sentado em umacadeira. Os cotovelos devempermanecer semifletidos e apoiadossobre uma mesa. O experimentadordeve passar a corda ou barbante pelapalma da mão esquerda do voluntárioe prender as extremidades da cordana perna da mesa. A corda deve serajustada de modo a manter-selevemente tracionada na posição sesemiflexão do cotovelo esquerdo. Umauxiliar deve segurar a corda perto daextremidade presa à mesa.

Orientações ao voluntário:

1) Acompanhar precisamente com obraço direito qualquer movimento queo braço esquerdo fizer.

2) Estar ciente de que será aplicadoum estímulo vibratório na região dotendão muscular.

3) Estar atento e relatar qualquersensação obtida durante todo oexperimento.

Orientações ao auxiliar:

1) Tracionar a corda levando a umaextensão do cotovelo esquerdo dovoluntário para que seja observadasua capacidade de acompanhar osmovimentos com o lado direito. Voltarà posição inicial.

2) Segurar com certa firmeza a cordadurante a aplicação do estímulovibratório.

3) Observar as alterações na tensãoda corda.

Orientações ao experimentador:

1) Localizar a região do tendão dobíceps braquial e aplicar o estímulovibratório.

O experimentador deve entãopedir ao voluntário que acompanheprecisamente com o braço direitoqualquer movimento que o braçoesquerdo fizer nas seguinte situações:

a) O auxiliar deve tracionar acorda de modo a estender ocotovelo do voluntário e emseguida voltar à posiçãoinicial.

b) O experimentador deveaplicar o estímulo viratóriosobre a região do tendãodo bíceps braquial esquerdodo voluntário poraproximadamente 30segundos. O auxiliar devemanter a corda sob levetensão.

c) O voluntário e o auxiliardevem relatar suassensações durante oexperimento.

25


1- Na situação 1, como épossível que o voluntário saiba, sem oauxílio da visão, os movimentosexecutados pelo braço tracionado? Ecomo é possível que ele acompanhecom precisão os movimentos com obraço direito?

2- O que foi observado nasituação 2 do experimento? Como istose explica, levando em consideraçãoo relato das sensações do voluntário?

3- Como se explicam assensações relatadas pelo auxiliardurante a execução da situação 2?

4- O que aconteceria se estemesmo experimento fosse feitousando-se um voluntário com tabesdorsalis?


Baldo, M. V. C. Propriocepção. In:Fisiologia. Ed. M. M. Aires.Guanabara Koogan, 1999. p. 231-238.

Pearson, K. & Gordon, J. Spinalreflexes. In: Principles of NeuralScience. Ed. E. R. Kandel, J. HSchwartz, T. M. Jessel. McGraw-Hill, 2000. pp 713-736.

26

SENSIBILIDADE SOMESTÉSICA

I OBJETIVOS

1- Caracterizar a distribuiçãodos receptores sensoriais cutâneos.

2- Demonstrar as diferentesdensidades de inervação sensorialcutânea.

3- Demonstrar as diferentesdensidades de inervação sensorialcutânea.

4- Demonstrar o fenômeno deadaptação sensorial.

II FUNDAMENTOS

A percepção sensorial começaquando um determinado estímuloativa uma estrutura especializada: oreceptor sensorial. De forma geral, oestímulo é codificado pelo receptorsensorial e transmitido pela viasensorial para o sistema nervosocentral, onde é interpretado, podendoparticipar da emissão de umaresposta do organismo. Estímulos dediferentes naturezas (químico,mecânico, térmico, luminoso, sonoro,entre outros) são captados pelosreceptores sensoriais específicos,evocando sensações distintas namaior parte das vezes.

Tal especificidade é umapropriedade de toda a via sensorial,desde o receptor até a área dainterpretação do estímulo, no córtexcerebral. Os cones e bastonetes daretina, por exemplo, sãoespecializados em responder a umestímulo luminoso. Quando o globoocular é pressionado com um dedo

(estímulo mecânico), a via sensorialda visão é ativada e o estímulo épercebido no córtex visual como umborrão de luz.

Porém, um estímulo deintensidade constante sobre umreceptor faz com que haja diminuiçãodo potencial gerador. Por isso, afreqüência de disparo do neurôniosensorial pode também diminuir como tempo, conseqüentementediminuindo a percepção desteestímulo. Este mecanismo édenominado adaptação sensorial.

Outra propriedade importantedo sistema sensorial é permitir alocalização do estímulo. Cadaneurônio é responsável pelainervação sensorial de umadeterminada área somática periférica,e a esta área chamamos camporeceptivo. Essa determinada áreasomática possui um conjunto deneurônios que a representam nocórtex cerebral. Assim, podemoslocalizar, com maior ou menor graude precisão, e sem o auxílio da visão,uma pontada de agulha em qualquerparte do nosso corpo. As fibrassensoriais mantém uma correlaçãotopográfica entre a região periféricainervada e a área de representaçãodesta região no córtex cerebral.Assim, a estimulação de umdeterminado ponto na pele ativa aregião correspondente no córtexcerebral, permitindo sua localização.

27

III MATERIAL

- caneta esferográfica.- lápis apontado.- régua .- papel em branco.- clipes metálicos abertos, comdistâncias variadas entre suasextremidades: 0,5 cm, 1,0 cm, 2,0cm, 5,0 cm e 10 cm.- três recipientes com água, comdiâmetro igual ou maior que 20 cm.

IV PROCEDIMENTO

Mapeamento dos receptoressensoriais cutâneos

Com a caneta esferográfica e arégua deverá ser demarcada, na faceventral do antebraço de um colega,uma área quadrangular de 3,0 cm X3,0 cm dividida em quadrados de 0,5cm X 0,5 cm. Em um papel embranco você irá fazer o mesmodesenho. Peça para que o colegapermaneça de olhos fechados. Com aponta do lápis, você irá tocar osvários pontos do antebraço do colega,sempre com a mesma pressão, e estedeve relatar o que sente: frio, calor,pressão ou dor. Anote as sensaçõesdo colega no mapa reproduzido nafolha de papel.

Distância entre dois pontosdiscrimináveis

O voluntário para esteexperimento deve permanecer deolhos fechados e deve relatar, a cadaestímulo, se sente o toque em um ou

dois pontos da pele. Você deve tocarcom os clipes metálicos (um por vez,não importa a ordem), as seguintesregiões da pele:

- polpa digital do polegar,

- lateral do braço,

- região interescapular.

Tome cuidado para tocar a pele comambas as extremidades do clipesimultaneamente. Anote os resultadospara cada região.

Adaptação sensorial

Você deverá encher umrecipiente com água à temperaturaambiente, outro com água quente(40o aproximadamente) e o terceirocom água fria (10o

aproximadamente). Um voluntário irámergulhar a mão esquerda norecipiente com água quente e a mãodireita no recipiente com água fria aomesmo tempo, permanecendo porum minuto. Em seguida deverámergulhar ambas as mãos norecipiente com água à temperaturaambiente e descrever a sensação.


1- Com relação aomapeamento dos receptoressensoriais cutâneos, o que se podeconcluir acerca da distribuição dosdiferentes receptores sensoriais napele humana? Explique. Considerandoque a temperatura da ponta do lápisé constante, como se explica o fato

28

do voluntário relatar algumas vezesque sente frio e outras não durante oexperimento?

2- Em relação à medida dadistância mínima entre dois pontospercebidos como distintos, expliqueos resultados observados nasdiferentes regiões do corpopesquisadas. Que importânciafuncional possuem esses achados?

3- Qual o mecanismo neuralresponsável pela sensação térmicarelatada pelo voluntário na últimamanipulação sensorial realizada?


Baldo, M. V. C. Somestesia. In:Fisiologia. Ed. M. M. Aires. 2a ed.,Rio de Janeiro, Guanabara Koogan,1999. p. 217-230.

29

PERCEPÇÃO AUDITIVA

I OBJETIVOS

1- Evidenciar os mecanismosenvolvidos na localização de umestímulo acústico.

2- Demonstrar a ocorrência dereflexos auditivos.

3- Demonstrar as vias decondução de estímulos auditivos (viaóssea e via aérea).

4- Demonstrar o limiarabsoluto auditivo em diferentesfaixas de freqüências e intensidades.

II FUNDAMENTOS

O som é uma modificação depressão que ocorre em meioselásticos, propagando-se em formade ondas mecânicas longitudinais etridimensionais. Resulta de ummovimento ordenado e vibratório departículas materiais, gerandocompressões e rarefações sucessivasnos meios sólido, líquido e gasoso.Esse movimento pode ser percebidocomo som desde que apresentedeterminadas características físicas,às quais o ouvido humano é sensível.

Freqüência e intensidade sãodois parâmetros que caracterizam osom. A mudança da intensidade deum som nos faz considerá-lo comomais "forte" ou "fraco". A freqüênciadas ondas sonoras nos faz reconheceralguns sons como graves e outroscomo agudos. A freqüência de umsom é expressa em hertz (Hz)(número de oscilações completas daonda sonora em um segundo). O

ouvido humano percebe sons cuja afreqüência varia de 16 à 20000 Hz. Aintensidade de um som é a energiaresultante do movimento vibratório eé medida em decibel (dB). Indivíduoscom audição normal precisam de umaintensidade de 0 a 25 dB para ouvirum tom puro apresentado em umambiente com isolamento acústico.

O ouvido humano apresentatrês compartimentos:

Ouvido Externo: constituídopelo pavilhão auricular da orelha, peloconduto auditivo externo e pelamembrana timpânica.

Ouvido Médio: compartimentoque contém a cavidade timpânica, acadeia ossicular, composta por trêsossículos (martelo, bigorna e estribo)que estão mantidos em posição poruma série de ligamentos muitodelgados e por dois músculos: otensor do tímpano e o estapédio.Quando um estímulo sonoroapresenta intensidade superior a 70-90 dB acima do limiar de audição deum indivíduo, um circuito nervosodenominado arco reflexo estapédio-coclear entra em ação. Nesse circuito,o nervo facial provoca a contraçãoreflexa dos músculos do ouvidomédio, impedindo a propagação deum estímulo que poderia lesar asestruturas do ouvido interno. Como onervo facial também inerva osmúsculos da face, pode também serdeflagrada a oclusão ocular,caracterizando o que se denomina dereflexo cócleo-palpebral.

Ouvido Interno: é constituídopelo labirinto ósseo (vestíbulo, cóclea,

30

canais semicirculares) e pelo labirintomembranoso (ducto e sacoendolinfático, sáculo, utrículo, ductossemicirculares e ducto coclear). Nestaúltima estrutura, encontra-se o órgãode Corti, que contém as célulasciliadas internas e externas, as quaisse constituem nos receptoresauditivos.

As perdas auditivas podem terdiferentes características,dependendo das localizações daslesões no ouvido. Se estas lesõesocorrerem no ouvido médio, teremosperdas chamadas de condutivas; seocorrerem na cóclea ou VIII nervocraniano, serão denominadas perdasneurosensoriais; e se ocorrerem noSNC, serão chamadas perdascentrais. Os testes de diapasãopodem ser utilizados clinicamentepara se detectar qual a origem deuma perda auditiva, ou seja, se ela sedá por lesões no ouvido externo emédio, ou no interno.

O audiômetro é um aparelhoque permite estimular o ouvidohumano com sons cujas freqüência eintensidade são controladas. Alémdisso, essa estimulação envolve tonspuros, ou seja, constituídos por umaúnica freqüência (sons essesraramente encontrados na natureza).O principal objetivo dos testesaudiométricos é obter o limiar mínimoauditivo do indivíduo (limiarabsoluto), ou seja, o som mais fraco,de uma determinada freqüência, queele pode detectar em 50% das vezesem que os estímulos foramapresentados. O campo dinâmico daaudição inicia-se no limiar doindivíduo e termina na zona dedesconforto (intensidades muito

fortes nas quais o indivíduo referedesconforto).

III MATERIAL

- FUNDAMENTAL (para realização dosprocedimentos A, B e C):

- diapasão (de preferência deuma freqüência grave entre 70 e 100Hz)

- qualquer objeto que possaser utilizado para a produção de sonsde alta intensidade.

- OPCIONAL (para a realização dosprocedimentos D e E):

- audiômetro- aparelho de som e fones de

ouvido

IV PROCEDIMENTO

A) Localização do Som

Um voluntário devepermanecer sentado em uma cadeiracom os olhos fechados e sem mover acabeça. Outro aluno fará vibrar odiapasão em diferentes distâncias elocais em relação ao plano sagital dovoluntário. (Em todos osexperimentos em que o diapasão forutilizado, os alunos devem tentarutilizar aproximadamente a mesmaforça para fazê-lo vibrar, a fim de quea intensidade do som seja semelhantenas diversas manipulações). Anotar os resultados, registrando aposição dos estímulos em relação àcabeça, e observar se o voluntário foicapaz de identificar com precisão olocal de origem do estímulo sonoro.

31

B) Limiares de Condução Aérea eÓssea

B1) Teste de SchwabachUm voluntário deve

permanecer sentado em uma cadeiracom os olhos fechados e sem mover acabeça. Outro aluno deve fazer vibraro diapasão e colocar seu cabo emcontato com o processo mastóideo dovoluntário. O tempo de audição deveser medido e registrado emsegundos. A seguir, o aluno devefazer o diapasão vibrar novamente edeve colocá-lo próximo ao pavilhãoauditivo. Novamente o tempo deaudição deve ser medido e registradoem segundos. Comparar o tempo deaudição nas duas manipulações.

B2) Teste de RinneUm voluntário deve

permanecer sentado em uma cadeiracom os olhos fechados sem mover acabeça. Outro aluno deve fazer vibraro diapasão e colocar seu cabo emcontato com o processo mastóideo dovoluntário. Assim que o voluntárioreferir não mais estar ouvindo odiapasão, aproxime-o do seu pavilhãoauditivo. Descreva o fenômenoobservado .

B3) Teste de WeberUm voluntário deve

permanecer sentado em uma cadeiracom os olhos fechados sem mover acabeça. Outro aluno deve fazer vibraro diapasão e colocar seu cabo emcontato com o alto da cabeça. Deve-se registrar em que ouvido o som émelhor ouvido. Posteriormente, ovoluntário deverá tapar um dos

ouvidos e repetir o experimento.Repetir o procedimento alternando-seo ouvido tapado.

C) Reflexo Cócleo-Palpebral

Um voluntário devepermanecer sentado em uma cadeiraolhando para frente. Subitamenteoutro aluno deverá realizar um ruídoalto com o auxílio de alguminstrumento ou ferramenta (umacolher e uma panela, por exemplo)próximo ao pavilhão auditivo domesmo. Observar e descrever o queocorre ao ouvir subitamente um somde alta intensidade.

D) Audiometria

O audiomêtro deverá ser ligadoe um voluntário colocará os fones deouvido enquanto outro apresentarásons de diferentes freqüências,primeiramente no ouvido direito eposteriormente no esquerdo. Ao ouviros estímulos, o indivíduo deverálevantar a mão do ladocorrespondente. Para cada freqüênciaapresentada deverá ser registrada aintensidade mínima que o voluntário écapaz de ouvir 50% dos estímulosapresentados. Essa intensidade seráobtida iniciando-se a apresentaçãocom intensidades elevadas ereduzindo-se até que o indivíduorefira não ouvir mais o estímulo. Apartir dessa intensidade apresentar 4tons puros dessa freqüência eregistrar a intensidade na qual oindivíduo indicar ter ouvido doisdesses estímulos. Sugere-se quesejam testadas freqüências entre 100e 15000 hz. Cada grupo deverá

32

construir um gráfico com asfreqüências testadas apresentadas noeixo X e as intensidades no eixo Y.

E) Retroalimentação auditiva

Um voluntário deverá colocarfones de ouvido ligados a umaparelho de som, que deve estarreproduzindo uma música em baixaintensidade, enquanto inicia a leiturade um texto em voz alta. Sem que ovoluntário perceba, outro alunodeverá ir aumentandogradativamente a intensidade damúsica. Descrever o que ocorre coma leitura do indivíduo.


1- No experimento A, qual adiferença entre os estímulos quetornou possível a discriminação entreas fontes de estímulos sonoros?

2- Que informações podem serobtidas com base nos resultados dostestes de diapasão dos experimentosdo item B?

3- No experimento B3verificou-se alguma diferença entre arealização do experimento com umdos ouvidos tapados ou não? Comoesta diferença poderia ser explicada?

4- Em que tipo de condução(óssea ou aérea) o limiar auditivo émenor?

5- Discuta a integraçãosensório-motora a partir do reflexocócleo-palpebral. Quais as viasaferentes e eferentes deste reflexo?Qual a importância dessa resposta?

6- Em que faixa defreqüências a sensibilidade do ouvidohumano é maior?

7- Que interpretações podemser cogitadas acerca da seleção deuma maior sensibilidade nessa faixade freqüências intensidades?

8- Que fenômeno foiobservado no experimento E? Qual aimportância desse mecanismo na vidacotidiana?


Baldo, M. V. C. Audição. In:Fisiologia. Ed. M. M. Aires.Guanabara Koogan, 1999. p. 239-246.

Kelly, J.P. Auditory System. In:Principles of Neural Science.Ed. E. R. Kandel, J. H Schwartz, T.M. Jessel. McGraw-Hill, 2000.

33

MOVIMENTOS OCULARES

I OBJETIVOS

Estudar a origem, organizaçãoe função dos diversos movimentosrealizados pelos olhos.

II FUNDAMENTOS

Os movimentos do globo ocularsão executados por um conjunto de 6músculos. O músculo oblíquo superioré inervado pelo nervo troclear, IV parcraniano, enquanto o reto lateral éinervado pelo abducente, VI par. Os

demais músculos oculares extrínsecossão inervados pelo oculomotor, IIIpar de nervos cranianos, responsáveltambém pela inervação do músculolevantador da pálpebra superior. Hácinco classes básicas de movimentosoculares, servindo a diferentespropósitos, e organizados pordiferentes sistemas neurais quecompartilham os mesmosmotoneurônios que inervam osmúsculos extrínsecos do olho. ATabela 1 resume as principais funçõesdessas classes de movimentosoculares.

MOVIMENTO OCULAR FUNÇÃOSacádico Posiciona o olho de tal forma a projetar uma imagem de

interesse sobre a fóvea.

Perseguição contínua Mantém a imagem de um objeto em movimento sobre a fóvea.

Vergência Ajusta o ângulo entre os eixos ântero-posteriores de ambos osolhos em função da distância de uma imagem.

Optocinético Utiliza informações visuais também para estabilizar a imagemsobre a retina durante movimentos da cabeça.

Vestíbulo-ocular Utiliza informações vestibulares para compensar movimentos dacabeça com movimentos opostos dos olhos.

Tabela 1 - Classificação dos movimentos oculares.

Movimentos oculares podemser iniciados e controlados pordiferentes subsistemas neurais,dependendo de sua natureza,voluntária ou reflexa. Por exemplo, osmovimentos denominados sacádicossão desencadeados por projeçõesdescendentes aos motoneurôniosoculomotores, originadas no campoocular frontal do córtex cerebral. Noentanto, o processamento adequadoda informação visual exige umaestabilidade mínima da imagem que éprojetada sobre a retina. Dentre os

reflexos que se destinam a manteressa estabilidade destacam-se osreflexos optocinético e vestíbulo-ocular.

O labirinto ósseo é umconjunto de cavidades localizadas naporção petrosa do osso temporal, queabriga as estruturas auditivas evestibulares. No interior do labirintoósseo encontra-se o labirintomembranoso, constituído de umamonocamada epitelial, e preenchidocom endolinfa. O labirinto vestibularmembranoso é composto por dois

34

conjuntos de estruturas: os órgãosotolíticos (sáculo e utrículo) e oscanais semicirculares (anterior,posterior e horizontal), sendo queesses três canais formam,aproximadamente, ângulos retosentre si (Figura 1). Enquanto o sáculoe o utrículo são responsáveis peladetecção da posição estática e demovimentos lineares, os canaissemicirculares possuem umaestrutura destinada à detecção demovimentos angulares da cabeça.

Figura 1 – Vista posterior do crânio de umpombo após dissecção do osso temporal,expondo o labirinto ósseo. Podem ser vistos,bilateralmente, os canais semicircularesanterior, posterior e horizontal.

O reflexo vestíbulo-ocular édesencadeado por movimentos dacabeça que tenderiam a deslocar aimagem projetada na retina.Movimentos oculares compensatóriossão assim deflagrados a partir dainformação vestibular, sendo que osolhos tendem a se mover de tal formaa anular o deslocamento da imagemque seria provocado pelo movimentoda cabeça. Por exemplo, ummovimento de rotação da cabeçapara a direita provoca um movimento

reflexo dos olhos para a esquerda,com a mesma velocidade angular, detal forma que, idealmente, a imagemprojetada sobre a retina permaneceimóvel. Assim, rotações da cabeçadetectadas pelos canaissemicirculares darão origem areflexos vestíbulo-oculares, cujafunção é organizar os movimentoscompensatórios dos olhos, mantendoa estabilidade das imagens retinianas.

III MATERIAL

- Régua (30 ou 40 cm)- Cadeira giratória- Cartolina (branca e preta)- Toca-discos (“vitrola”)

IV PROCEDIMENTO

Movimentos sacádicos

Simplesmente peça a umvoluntário para executar movimentosoculares voluntários. Por exemplo,peça que ele explore visualmente oambiente ao redor dele(movimentando apenas os olhos enão a cabeça). Durante a execuçãodesses movimentos, observe comoeles ocorrem (principalmente emcomparação com os movimentos queserão observados no procedimento aseguir).

Movimento de perseguiçãocontínua

Com uma caneta na mão,movimente-a à frente do voluntário

35

pedindo que ele acompanhe com osolhos a ponta da caneta. Observe opadrão do movimento ocular que éexecutado e compare-o com o padrãoobservado no procedimento anterior.

Movimento de vergência

Com uma caneta na mão,mantenha-a a uma distância deaproximadamente 50 cm à frente dovoluntário e na altura de seus olhos.Peça então para que fixe o olhar naponta da caneta, e vá então aaproximando lentamente dos olhos dovoluntário. Peça também para que ovoluntário informe o momento emque não consegue mais focalizar aponta da caneta, ou seja, o momentoem que não mais consegue umaimagem nítida da mesma. Nesseprocedimento, várias coisas deverãoser observadas. Primeiramente,observe que tipo de movimentoocular é executado pelo voluntárioenquanto a caneta é aproximada deseus olhos. Observe também odiâmetro pupilar dos olhos enquantoa caneta é aproximada dos olhos dovoluntário. Quais são as semelhançase diferenças entre esse movimentoocular e os observados nos doisprocedimentos anteriores?

Quando o voluntário informarque não é mais capaz de manter umaimagem focalizada, meça a distânciaentre a caneta e os olhos dovoluntário. Essa distância é chamadade ponto próximo, sendo a menordistância em que ainda somoscapazes de manter um objeto emfoco. Procure entre os colegas algumque seja míope e outro que seja

hipermétrope, e execute esseprocedimento determinando o pontopróximo de cada um em duascondições diferentes: usando osrespectivos óculos ou lentes decontato, e sem usá-los. Compare osvalores do ponto próximo de cada umdeles, nas duas condições, não sóentre ambos mas também com osvalores de um voluntário que comcerteza não apresente erros derefração e não necessite de lentescorretivas. Sem óculos ou lentes decontato, quem apresenta um pontopróximo maior, o míope ou ohipermétrope? Por quê?

Nistagmo optocinético

Utilizando um toca-discos ecartolinas branca e preta, monte umaparato semelhante ao apresentadona Figura 2, onde faixas de cartolinapreta, com aproximadamente 2 cm delargura, são coladas sobre um cilindrode cartolina branca, a intervalosregulares de também 2 cm,aproximadamente (esse padrão visualpode também ser facilmenteconfeccionado em papel sulfite se ummicrocomputador e uma impressoraestiverem disponíveis). Coloque ocilindro de cartolina sobre o prato deum toca-discos, e posicione umvoluntário sentado à frente doaparato. Ligue o toca-discos,colocando o cilindro para girar,pedindo a um voluntário que procurefixar o olhar sobre o cilindro, semexecutar movimentos com a cabeça.Observe o que acontece com os olhosdo voluntário.

36

Figura 2 – Procedimento empregado nageração do nistagmo optocinético, ondepodemos notar o padrão visual utilizadocomo estímulo (a ser colocado emmovimento giratório) e o posicionamento dovoluntário.

Nistagmo vestíbulo-ocular

Posicione um voluntáriosentado em uma cadeira giratória,preferencialmente sem rodas ou comos pés bem fixados, e com seu eixode rotação lubrificado. Garanta que aspernas do voluntário não toquem ochão (peça ao voluntário que se sentesobre as pernas cruzadas). Comece agirar a cadeira, gentilmente, com umavelocidade angular de,aproximadamente, 1 rotação porsegundo (1 segundo éaproximadamente o tempo quedemoramos para falar, em voz alta, apalavra “Pindamonhangaba”). Ovoluntário deverá permanecer deolhos abertos, olhando para frente, esem mover a cabeça, mantida naposição vertical. Enquanto oexperimentador (ou seu auxiliar) giraa cadeira (Figura 3), os observadoresdevem se posicionar ao seu redor,atentos aos movimentos ocularesapresentados pelo voluntário. Devemser observados o sentido e a

velocidade dos movimentos ocularesexecutados pelo voluntário enquantoé girado na cadeira com umavelocidade angular aproximadamenteconstante (a rotação do voluntário nacadeira não deve se prolongar alémde uns 20 ou 30 segundos).

Figura 3 – Procedimento utilizado nageração do nistagmo vestíbulo-ocular.

37

Repita a mesma manobradescrita anteriormente, mas agoracom o voluntário mantendo os olhosfechados. Embora seja umaobservação mais difícil, procureidentificar, sob as pálpebras dovoluntário, a ocorrência demovimentos oculares enquanto égirado na cadeira.

Repita ainda a mesmamanobra (preferencialmente com umoutro voluntário). Gire o voluntárioum pouco mais rapidamente,solicitando a ele que segurefirmemente nos braços da cadeira.Depois de manter a rotação por uns20 a 30 segundos, pare bruscamentea cadeira em uma posição na qual ovoluntário esteja com seu rostovoltado aos observadores. Peça aesses que observem o movimentoocular que o voluntário apresentadepois de interrompida a rotação dacadeira, identificando o sentido doscomponentes desse movimentoocular.

Repita uma vez mais amanobra de rotação, com o voluntáriomantendo os olhos fechados. Gire acadeira por alguns segundos até queadquira uma certa velocidade, eentão deixe-a girar sem qualquerinterferência, permitindo que vádesacelerando lenta eespontaneamente. Solicitepreviamente ao voluntário que, noinstante em que notar a paradaespontânea da cadeira, levante amão, mas ainda mantendo os olhosfechados. Para que essa manobraseja bem sucedida, o eixo de rotaçãoda cadeira deve estar bem lubrificado,não só para que possa desacelerarlentamente, mas também para que

não produza nenhum ruído que possasinalizar a presença ou ausência demovimento. Os ruídos da sala (e dosobservadores) também deverão serabolidos ou minimizados, pois servemcomo pistas auditivas, utilizadas pelovoluntário, para a sua localizaçãoespacial, e portanto como indicadoresde seu estado de movimento.

Uma última manobra constitui-se na rotação do voluntário por uns30 segundos, solicitando a ele que selevante e ande após a parada bruscada cadeira pelo experimentador. Essamanobra deve ser feita com cuidado,contando com a ajuda dosobservadores que deverão fornecer,se necessário, a devida sustentaçãoao voluntário durante a tentativa demarcha.


1- Qual é a principal diferençaentre os padrões dos movimentosobservados nos procedimentos demovimento sacádico e de perseguiçãocontínua? Quais são as regiões dosistema nervoso central responsáveispela organização desses dois tipos demovimentos oculares?

2- Durante a observação dosmovimentos de vergência, o queacontecia com o diâmetro pupilar?Qual a finalidade desse reflexo? Quaisestruturas neurais são responsáveispela organização desse reflexo?

3- Que tipo de lentes(convergentes ou divergentes) são

38

utilizadas por pessoas míopes ehipermétropes? Por quê?

4- Na pesquisa do nistagmooptocinético, qual fenômeno vocêobserva em relação aos olhos dovoluntário? Seria possível caracterizaresse fenômeno em fases lenta erápida? Como? Qual será a funçãofisiológica desse reflexo? O que vocêacha que aconteceria se estivessesentado ao lado da janela de umônibus ou trem em movimento, eprocurasse fixar seu olhar nos postes,árvores, ou outros objetos queestivessem à beira da estrada?

5- Em relação às manobras depesquisa do nistagmo vestíbulo-ocular, responda as seguintesquestões:

5.1- Em qual direção(vertical ou horizontal) ocorre omovimento ocular apresentadopelo voluntário?

5.2- Como secaracterizam os componentesdesse movimento quanto à suavelocidade (rápido ou lento)?

5.3- Em que sentido(para a direita ou para aesquerda) ocorrem essescomponentes rápido e lento?

5.4- Como o sentidodesses componentes secorrelaciona com o sentido derotação da cadeira?

5.5- Qual é ocomponente (lento ou rápido)associado ao movimento ocularcompensatório de origemvestibular?

5.6- Qual é aimportância fisiológica dessereflexo vestíbulo-ocular?

5.7- É possível que oreflexo optocinético estejatambém participando daorganização dessesmovimentos oculares? Porquê? Como você faria parademonstrar que há “algo mais”além do reflexo optocinéticopresente nesses movimentosoculares?

5.8- Como o sentido doscomponentes do movimentoocular, observado após aparada brusca da cadeira, secorrelaciona com o sentido doscomponentes do movimentoocular observado durante arotação do voluntário? Porquê?

5.9- Qual é a razãofisiológica para essemovimento ocular ocorrermesmo após a interrupção domovimento?

5.10- Quando sepermite que a rotação dacadeira termine gradual eespontaneamente, o voluntárioreporta que a cadeira parou degirar antes ou depois darotação ter realmenteterminado? Qual é a razãofisiológica de uma eventual“ilusão” apresentada pelovoluntário?

5.11- Quando ovoluntário é solicitado a selevantar e andar após ainterrupção brusca da rotaçãoda cadeira, como se caracterizaa marcha do voluntário? Qual a

39

relação entre o estímulorotatório e os respectivosefeitos sobre a marcha dovoluntário? O que se observamesmo que ao voluntário,depois de levantar-se dacadeira, seja solicitado que nãoande, mas permaneça naposição ereta? Por quê?


Baldo, M. V. C. & Hamassaki-Britto, D.Visão. In: Fisiologia. Ed. M. M.Aires. 2a ed., Rio de Janeiro,Guanabara Koogan, 1999. p. 255-276.

Baldo, M. V. C. Propriocepção. In:Fisiologia. Ed. M. M. Aires. 2a ed.,Rio de Janeiro, Guanabara Koogan,1999. p. 231-238.

Kandel, E. R., Schwartz, J. H, Jessel,T. M. Perception (Section VI). In:Essentials of Neural Scienceand Behavior. Appleton & Lange,1995. p. 365-484.

Willis, W. D. The visual system. In:Physiology. Eds. R. M. Berne, M.N. Levy. Mosby, 1998. p. 129-153.

Willis, W. D. The auditory andvestibular systems. In:Physiology. Eds. R. M. Berne, M.N. Levy. Mosby, 1998. p. 154-177.

40

ELETROMIOGRAFIA DA ATIVIDADE MASTIGATÓRIA

I OBJETIVOS

Observar a atividadeeletromiográfica (EMG) damusculatura mastigatória durantediversos movimentos mandibulares.

II FUNDAMENTOS

O processo de contração emum músculo estriado esqueléticoenvolve diversas etapas que incluemmecanismos físicos e bioquímicos. Emtermos gerais, a contração se inicia apartir de um sinal elétrico que,percorrendo o neurônio motor, passapor intermédio de uma sinapsequímica às fibras musculares, dandoorigem novamente a um impulsoelétrico que percorre o músculo. Éesse conjunto de impulsos elétricosgerados em um músculo que irá darinício aos mecanismos físico-químicosque caracterizam a contraçãomuscular.

Embora o evento elétricorelativo a uma única fibra seja depequena intensidade, o efeitocumulativo gerado pela atividade decentenas ou milhares de fibras produzum sinal suficientemente intenso paraser captado por elétrodos desuperfície aplicados à pele. Esse sinal,adequadamente amplificado efiltrado, possui um perfil temporal quese correlaciona de maneira bastantefidedigna a várias características da

atividade elétrica muscular durante acontração. Pode, assim, ser utilizadona interpretação tanto de eventosfisiológicos inerentes ao processo decontração, quanto de manifestaçõespatológicas que possam estarassociadas ao processo contrátil.

III MATERIAL

- Eletromiógrafo ou polígrafo(opcionalmente, o Biopac StudentLab, da BIOPAC Systems, Inc.,contendo o módulo de EMG).

- Elétrodos de superfície.- Martelo neurológico.- Alimentos de diferentes

consistência tais como: pé-de-moleque, maçã, e goma de mascar.

- Líquidos: água ourefrigerante.

IV PROCEDIMENTO

Registro unilateral dosmúsculos masséter e digástrico

Nesse procedimento, o par deelétrodos de superfície de um doscanais é colocado sobre o músculomasséter, enquanto o outro par éaplicado sobre o músculo digástricode um voluntário (Fig. 1). O elétrodode referência pode ser colocado sobreo processo mastóide.

41

Movimentos mandibularesisolados:

A atividade dos dois músculosdeve ser observada nas seguintesmanobras mandibulares solicitadas aovoluntário:

- abaixamento máximo damandíbula (abertura máxima daboca);

- elevação máxima damandíbula (apertar os dentes comuma força moderada);

- realizar movimentosalternados de protrusão e retrusão damandíbula;

- realizar movimentosalternados de lateralização damandíbula.

Durante a realização dessasséries de movimentos mandibulares,o perfil temporal e a amplitude dosdois traçados eletromiográficosdeverão ser registrados, sendo que asdiversas fases desses traçadosdeverão ser relacionadas aosrespectivos movimentos mandibularesexecutados (Fig. 2A e 2B).

Figura 1 – Músculos mastigatórios a seremregistrados.

Masséter

Digástrico

42

Figura 2 – Exemplos de traçados de EMG obtidos dos músculos masséter e digástricodurante movimentos de depressão ou elevação (A) e protrusão (B) da mandíbula (registrosrealizados por meio do Biopac Student Lab, BIOPAC Systems, Inc.).

Masséter

Digástrico

Depressão Elevação

Masséter

Digástrico

Protrusão Protrusão

(A)

(B)

43

Sequência mastigatória:Ao voluntário deverá ser então

solicitado que que se prepare paramastigar e engolir, por exemplo, umpedaço de pé-de-moleque. O registrodo EMG deverá ser iniciando antesque o voluntário leve o alimento àboca, sendo que, após mastigá-lo,deverá comunicar o instante em queinicia a deglutição levantando umasdas mãos. O registro do EMG poderá,assim, flagar as diferentes fases deuma sequência mastigatória:preparação, redução, e pré-deglutição.

Durante a fase de redução,deverão também ser observados osciclos mastigatórios expressos pelasatividades dos dois músculosregistrados, sendo comparadas asseguintes características dos sinais:amplitude, duração, perfil temporal efase relativa entre os traçados. Essascaracterísticas deverão serobservadas, comparadas e discutidasquanto à origem fisiológica de suasdiferenças.

Registro bilateral dosmúsculos masséteres

Nesse procedimento, o par deelétrodos de superfície de um doscanais é colocado sobre o músculomasséter de um lado, enquanto ooutro par é aplicado sobre o músculomasséter contralateral. O elétrodo dereferência pode ser colocado sobre oprocesso mastóide.

A amplitude, o perfil a duraçãoe a fase relativa do EMG obtido a

partir da atividade dos doismasséteres deverão ser comparadosnas seguintes condições:

- O voluntário deverá realizaros movimentos mastigatórios sobre agoma de mascar, alternando o ladode trabalho e o de balanceio quandosolicitado pelo experimentador;

- O voluntário deverá realizaruma sequência mastigatória completautilizando um alimento de menorconsistência (p. ex., um pedaço demaçã); o regitro dessa sequênciamastigatória deverá ser comparadaàquela obtida a partir de um alimentode maior consistência (p. ex., umpedaço de pé-de-moleque).

Registro eletromiográficodo reflexo mentoniano

Utilizando o marteloneurológico, o experimentador deverápesquisar corretamente o reflexomentoniano durante o registro doEMG produzido pelo masséter. Aevidência de que o registro obtidodeve-se à atividade reflexa domúsculo, e não a algum artefato napesquisa do mesmo, deve ser obtidapor meio da delicada percussão domento, com o martelo neurológico,em algumas outras direções que nãodeflagrem o reflexo miotático nomúsculo masséter. A atividadeobservada no registro do EMG deveráser discutida quanto ao seu perfiltemporal, duração e amplitude.

44


1- Nas Figuras 3A e 3B identifiquequal dos registros se refere ao par demúsculos masséter direito e masséteresquerdo, e qual se refere ao par

masséter e digástrico. Naqueleregistro identificado como masséterdireito e esquerdo, identifique o ladode trabalho e o lado de balanceio.Justifique suas respostas. Calcule afreqüência e duração média dos ciclosmastigatórios.

9.0000 10.000 11.000 12.000 13.000 14.000 15.000 16.000 17.000 18.000seconds

-0.20000-0.15000

-0.10000-0.05000

0.000000.05000

0.100000.150000.20000

mV

EM

G C

H1

-0.20000-0.15000-0.10000

-0.050000.00000

0.05000

0.100000.150000.20000

mV

EM

G C

H2

0.00000

0.02000

0.04000

0.06000

0.08000

0.10000

mV

Int.

CH

1

0.00000

0.02000

0.04000

0.06000

0.08000

0.10000

mV

Int.

CH

2

15.000 20.000 25.000 30.000seconds

-0.40000

-0.20000

0.00000

0.20000

0.40000

mV

EM

G C

H1

-0.40000

-0.20000

0.00000

0.20000

0.400000.60000

mV

EM

G C

H2

-0.05000

0.00000

0.05000

0.10000

0.15000

mV

Int.

CH

1

-0.05000

0.00000

0.05000

0.10000

0.15000

mV

Int.

CH

2

Figura 3 – EMG dos músculos masséter ou digástrico durante atividade mastigatória(os dois traçados inferiores de cada parte expressam a atividade integrada dos doisregistros superiores, refletindo, portanto, o mesmo processo.

(A)

(B)

45

2- Quais são os fatores, fisiológicos emetodológicos, que podem influenciara amplitude do sinal eletromiográfico?

3- Qual é a origem fisiológica dosmovimentos mastigatórios rítmicos?

4- Quais são os fatores sensoriais quemodulam a atividade rítmicamastigatória?


Wester, M. & McMullen W. BiopacStudent Lab - CompleteReference Manual, v. 2.1,Biopac Systems Inc., SantaBarbara, 1997.

Bradley, R. M. Fisiologia oralbásica. Editora MédicaPanamericana, 1986.

Junge, D. Oral sensorimotorfunction. Pacific, Missouri, MDMI,Inc., 1998.

46

FISIOLOGIA DIGESTÓRIA

Quimógrafo de Ludwig-Baltzar

47

REGULAÇÃO NEURAL DA ATIVIDADE MOTORA DO TRATO

GASTROINTESTINAL E DA SALIVAÇÃO

I OBJETIVOS

1- Visualizar as estruturas quecontituem o aparelho gastrointestinal;

2- Visualizar a atividade motorado trato gastrointestinal;

3- Demonstrar o efeito daestimulação simpática eparassimpática sobre a atividademotora do trato gastrointestinal e asecreção salivar.

II FUNDAMENTOS

A parede do tratogastrointestinal (TGI) consiste demucosa, submucosa, muscularexterna e serosa. Contrações damuscular externa que,caracteristicamente, consiste de duascamadas de células de musculo liso(camada circular interna elongitudinal externa), misturam osconteúdos no lúmen e osimpulsionam de maneira controladaem direção ao ânus.

A parede do TGI contémmuitos neurônios que estãointerconectados. Uma densa rede decélulas neurais na submucosa échamada de plexo submucoso (plexode Meissner). Entre as camadascircular e longitudinal de músculo lisoencontra-se o plexo mioentérico(plexo de Auerbach). Os plexossubmucoso e mioentérico (plexosintramurais) em associação a osoutros neurônios e outros plexos doTGI, constituem o Sistema NervosoEntérico.

O sistema nervoso influencia asatividades motoras e secretoras doaparelho gastrointestinal e regulam ocalibre dos vasos sangüíneos no TGI.A inervação simpática eferente para oTGI é efetuada, primariamente, porfibras noradrenérgicas pós-ganglionares. A estimulação daeferência simpática para o TGI inibe aatividade motora da muscularexterna, mas estimula a contração damuscular da mucosa e de certosesfíncteres. Esta estimulação inibesecundariamente as secreções do TGIem resposta à uma vasoconstricção.

A inervação parassimpáticaeferente para o TGI até o nível docólon tranverso é efetuada porramificações do nervo vago. Orestante do cólon recebe fibrasparassimpáticas dos nervos pélvicospor meio do plexo hipogástrico. Asfibras parassimpáticas eferentes parao TGI são predominantementecolinérgicas. A eferênciaparassimpática estimula a atividademotora e secretora do TGI.

Se as inervações simpática eparassimpática para o TGI foremeliminadas, muitas das atividadesmotoras e secretoras continuam aocorrer, devido ao controle peloSistema Nervoso Entérico. O SistemaNervoso Autônomo tem papelimportante na modulação dasatividades motoras e secretoras doTGI.

48

III MATERIAL

- Ratos machos Wistar albinoscom 200 a 250 g;

- Cânulas de polietileno (ref. n0

10);- Éter;- Pentobarbital sódico 3%

(Hypnol), dose de 0,15 mg/Kg porpeso corpóreo;

- Pilocarpina, 0,8 mg/ml(parassimpatomimético);

- Noradrenalina, 0,5 µg/ml(simpatomimético);

- Solução de KCl 3 M;- Heparina;- Tesoura cirúrgica;- Pinça dente de rato;- 1 seringa marcada para o

anestésico;- 1 seringa marcada para o KCl

marcada;- 1 seringa com polietileno na

agulha para aspiração da saliva;- 2 seringas para injeção de

Pilocarpina e de Noradrenalinamarcadas;

- Papel para forrar a mesa;- Sacos de lixo;- Cotonetes.

IV PROCEDIMENTO

A - Cirúrgico

A1) Os animais são operadosno dia anterior ao da aula.Inicialmente anestesiar o animal, jápré-anestesiado com éter, injentandona veia peniana o PentobarbitalSódico 3% na dose de 0,15 mg/Kg.Após a anestesia, colocar o rato em

uma mesa cirúrgica. Em seguida,fazer uma incisão no plano sagitalmediano, desde a mandíbula até oexterno. Proceder a dissecção dasestruturas superficiais do pescoçopara identificação da veia jugular.Colocar a cânula de polietileno naveia jugular. A cânula é dirigida pelosubcutâneo até a região dorsal doanimal, onde é exteriorizada,heparinizada e vedada. O animalrecebe água e alimento “ad libitum”até o dia seguinte quando sãonovamente anestesiados e entreguesaos alunos.

A2) Colocar uma folha de papelsobre a bancada. Colocar o animal emdecúbuito dorsal sobre o mesmo.Verificar se o animal está bemanestesiado, testando o reflexopalpebral com uma pinça oupressionando a sua cauda. Com atesoura cirúrgica e segurando a pelecom uma pinça dente-de-rato, fazeruma incisão no plano sagital medianoda parede ventral do abdômen.Rebater lateralmente a pele e amusculatura nas porções inferior esuperior do abdômen de modo aexpor ao máximo as vísceras.

B - Observação e manipulaçãodas vísceras

Observar: salivação, cor dasvísceras em geral, circulaçãomesentérica, motilidade (movimentosde segmentação e peristálticos).Manusear as vísceras com cotonete.

Observar e identificar: esôfagodistal, estômago (fundo, corpo eantro), esfíncter pilórico, duodenoproximal, pâncreas, fígado, intestino

49

delgado, válvula íleo-cecal, céco,cólon.

C - Efeito da Pilocarpina sobrea atividade motora e secretora do TGI

Injetar pela cânula na veiajugular 1 ml da solução dePilocarpina. Observar de imediato oefeito sobre: motilidade gástrica,motilidade do delgado e do cólon,salivação, circulação mesentérica e acor dos vasos.

D - Efeito da Noradrenalinasobre a atividade motora e secretorado TGI

Injetar pela cânula na veiajugular 0,5 ml de noradrenalina eobservar os mesmos aspectos do ítemanterior.

E - Dissecção do tratogastrointestinal

Sacrificar o animal, injetando 1ml de KCl concentrado pela cânula naveia jugular. Dissecar todo o TGIdesde o esôfago proximal até o cólondistal. Esticar o TGI sobre o papel dejornal e medi-lo com uma régua.Calcular as dimensões percentuais dodelgado e do cólon em relação a dotrato total. Retirar o fígado eidentificar o número de lóbuloshepáticos.


1- Como é a estrutura daparede do TGI? Descreva-a nosentido luz-interstício. Como éconstituída a mucosa? Como éconstituída a muscular externa? Oque ocorre quando a musculaturacircular se contrai, e a longitudinal? Aque serve a motilidade do TGI?

2- O que é, e como éconstituída, a inervação extrínsecapara o TGI? Qual é o seu papel naregulação da motilidade e dassecreções do TGI?

3- Quais são as diferençasentre o Sistema NervosoParassimpático e Simpático do TGIcom relação: a) à localização doscorpos celulares dos neurônioseferentes; b) ao comprimento dasfibras eferentes pós-ganglionares eaos neurotransmissores nos gângliossinaptícos; c) as ações gerais sobre amusculatura e as secreções?

4- Quais são os nervosparassimpáticos que inervam o TGIaté o nível do cólon transverso,inclusive, e o restante do cólon?Quais são os principaisneurotransmissores excitatórios einibitórios?

5- O que é Sistema NervosoEntérico ou Intrínseco? O que são ecomo são constituídos os plexosmioentérico e o submucoso?

50

6- Como é regulada a secreçãosalivar? Descreva os efeitos daestimulação parassimpática esimpática sbre a secreção?

VI REFERÊNCIASBIBLIOGRÁFICAS

Kutchai, H. C. The GastrointestinalSystem. In: Physiology. Eds. R.M. Berne & M. N. Levy. 3rd ed., St.Louis, Mosby-Year Book, 1993.

Cassola, A. C. Motilidade do TratoGastrointestinal. In: Fisiologia.Ed. M. M. Aires. 2a ed., Rio deJaneiro, Guanabara Koogan, 1999.

51

FISIOLOGIA RENAL

Colorímetro de Duboscq

52

ESTUDO DA FUNÇÃO RENAL HUMANA

I OBJETIVOS

Avaliar alguns parâmetros dafunção renal na situação controle eem diversas situações experimentaiscomo restrição hidríca, sobrecargaaquosa e uso de dois diferentesdiuréticos: Furosemide (Lasix) eAcetazolamida (Diamox).

Deverão ser avaliados osseguintes parâmetros:-Fluxo Urinário-pH, PCO2, [Na+], [K+], [HCO-

3]-Osmolaridade urinária-Ritmo de Filtração Glomerular (RFG)-Clearance de Na+, K+ e HCO-

3

-Clearance Osmolar-Clearance de água livre (CH2O)-Carga Excretada e ExcreçãoFracional de Na+, K+ e HCO-

3

-Excreção Fracional de Água

II FUNDAMENTOS

Utilizando a técnica deavaliação do Clearance de umasubstância, podemos obterinformações sobre a função renal,através de um procedimentoextremamente simples e não invasivo.Para a obtenção dessas informaçõessão necessárias apenas a medida dovolume urinário e da concentrçãoplasmática e urinária da substânciaem questão. Por meio desse métodotemos informação não apenas sobre oevento inicial do processo excretório,o ritmo de filtração glomerular, mastambém sobre a extensão dareabsorção e excreção de substâncias

pelos túbulos renais, estas últimasavaliadas pelo seu “clearance”fracional. Essas informações sãomuito úteis na clínica e, em algumassituações, imprenscindíveis para odiagnóstico e definição da terapêuticaa ser instituída.

Por outro lado, a utilização dedrogas diuréticas nos permiteobservar como o néfron manipula asvárias substâncias que chegam atéele e como o transporte das mesmasem sítios específicos contribui para amanutenção de homeostase. Comessa finalidade vamos utilizardiuréticos com sítios e mecanisamosde ação distintos e observar a funçãorenal após a sua aplicação.

III MATERIAL

- Furosemide 40 mg (Lasix);- Acetazolamida 250 mg (Diamox);- Água destilada;- Coletores de urina (1000 ml);- Frascos de vidro (1, 5, 10 e 50 ml)para colocar as amostras de urina;- Papel para forrar a mesa;- Sacos de lixo.

IV PROCEDIMENTO

Cada grupo de 10 a 15 alunosdeverá escolher duas condiçõesexperimentais para realizarem oestudo da função renal.

53

Condições Experimentais

Restrição Hídrica: O voluntáriodeverá suspender a ingestão de águadesde às 18:00 horas do dia anterior,e a partir desde momento deveráingerir apenas alimento com baixoteor de água.

Sobrecarga Aquosa: Após acoleta de urina para um períodocontrole, um dos voluntários deveráingerir 1,5 a 2 litros de água ou suco,durante aproximadamente 30minutos. As coletas de urina doprimeiro período experimentaldeverão ser feitas 1 hora após aingestão completa do liqüído.

Diuréticos:- No primeiro caso, causaremos umainibição do transporte de NaCl noramo ascendente espesso da alça deHenle, com Furosemide (40mg). Ovoluntário deverá ingerir 2comprimidos. O Furosemide é umdiurético que atua preferencialmente,inibindo o cotransporte 1Na+:2Cl-:1K+

localizado na membrana luminal dosegmento ascendente espesso da alçade Henle. Este cotransportador utilizao gradiente eletroquímico do Na+

estabelecido pela Na+/K+ ATPasebasolateral.- No segundo caso, iremos inibir areabsorção de HCO-

3 comAcetazolamida 250mg. O voluntáriodeverá ingerir 2 comprimidos. AAcetazolamida inibe a ação da enzimaanidrase carbônica (enzima críticapara a hidratação do CO2 e formaçãode ácido carbônico, e, emconseqüência, para a reabsorção de

bicarbonato, principalmente no túbuloproximal).

Observações:Todos os voluntários deverão

marcar o horário da última micção emcasa. Este momento será o início doperíodo controle.

O tempo efetivo (não precisaser exatamente 60 min) de coleta deurina deve ser rigorosamenteobservado e o volume urináriocriteriosamente medido antes deseparar aliquotas para dosagens desubstâncias, para que não haja errona avaliação do fluxo urinário.

Não serão feitas as medidasdos valores plasmáticos, para osquais serão considerados os valoresnormais:

[Na+]plasma = 145mM;[K+]plasma = 4,0mM;[HCO-

3]plasma = 25 mM;[Creatinina]plasma=1mg/100ml;Osmolaridade plasma = 280mOsm/l.

Técnicas de Medida:Todo material deve ser

colocado nos frasquinhos apropriadose devidamente identificados para quese saiba exatamente sua origem e operíodo experimental correspondente.Anote sempre os resultados obtidosbem como as diluições realizadas.- pH e PCO2 e [HCO-

3] – Uma amostrade urina coletada deve ser separadapara a medida imediata de pH, PCO2

e [HCO-3] no analisador de pH

(pHgâmetro), sem diluíção prévia.Não retarde a medida, caso contráriohaverá perda de CO2 da amostra.Volume necessário: 0,5 ml.

54

- Osmolalidade – A osmolalidade(mOsm/ Kg de H2O) da urina (semdiluíção prévia) é lida no Osmomêtro,um aparelho que mede a depressãodo ponto de congelamento de fluídosbiológicos e soluções aquosas. Aamostra urinária apresenta um pontode congelamento mais baixo que o daágua, devido a presença de solutosem maior concentração na urina.Volume necessário: 0,3 ml.- [Na+] e [K+] – Leitura no Fotômetrode Chama, com diluição prévia. Emgeral, este instrumento aspira aamostra que contém os íons Na+ e K+

e, o volume aspirado é pulverizado eexposto a uma chama. A diluiçãonecessária irá depender do estado dehidratação e do uso ou não dediurético. Na situação controle adiluição de 1:200 poderá sersuficiente. Diluições maiores oumenores poderão ser necessáriasdependendo do fluxo urinário (tomenota das diluições). O volumenecessário é de 3 a 10 ml de urinadiluída.- Creatinina – Leitura noEspectrofotômetro.Técnica de dosagem da creatininaPrincípio: A técnica consiste,essencialmente, fazer-se reagir acreatinina com o ácido pícrico, dandopicrato de creatinina que é umcomplexo de cor laranja (reação deJaffé). A intensidade da cordesenvolvida é proporcional àconcentração de creatinina e pode seravaliada com auxílio de umespectrofotômetro. Em geral, esteinstrumento faz incidir um raio de luzde comprimento de onda de 520 nmsobre uma amostra de urina e medea quantidade de luz absorvida. Para

relacionar a absorbância com aconcentração de creatinina urinária,deve-se multiplicar a leitura obtidaem absorbância por um Fator deCorreção.

Determinação da creatinina naurina:

Rotular um tubo de ensaio eadicionar 2 ml de água destilada.

Pipetar a seguir 20 µl de urina(diluíção 1:100).

Acrescentar ao tubo 0,5 ml dereagente pícrico saturado (1,2%) eduas gotas (0,1 ml) de soluçãoalcalina (NaOH 10%).

Homogeneizar e aguardar 7minutos para a leitura noespectrofotômetro.

O branco é representado por 2ml de água destilada; 0,5 ml dereagente pícrico e 2 gotas de soluçãoalcalina.

Observação:Outras diluições maiores ou

menores poderão ser necessáriasdependendo do fluxo urinário. Quantomaior o fluxo urinário menosconcentrada estará a creatinina naurina e portanto menor deverá ser adiluição feita. Se a diluição fordiferente de 1:100, que é a diluiçãodo padrão, o cálculo da concentraçãourinária de creatinina deverá incluir adiluição em relação ao padrão. Oresultado obtido será em mg/100ml(lembrar de considerar a diluição emrelação ao padrão).

[Creatinina]urina== Absorbância520nm x Fator

55

Determinação do Fator:Rotular 3 tubos e adicionar em

cada um deles 2 ml de águadestilada.

Pipetar em cada tubo, 20 µl dasolução padrão de creatinina, com 50mg/100ml.

Acrescentar 0,5 ml de ácidopícrico e 2 gotas de solução alcalina(2 gotas).

Homogeneizar e aguardar 7minutos para a leitura noespectrofotômetro.

Ler os tubos em 520 nm,acertando o zero com o branco.

O resultado será a média das 3leituras obtidas.

*50

aAbsorbânciFator =

*: Absorbância do padrão (média das3 leituras)

Análise do material coletadoFluxo urinário (V): para isso

você precisará saber o volumeformado (ml) num determinadoespaço detempo (min). Portantobasta calcular o período de coletaurinária e medir o volume. O volumecolhido dividido pelo espaço de tempodará o fluxo (V) em ml/min.

Concentrações de Na+, K+,HCO-

3 e Creatinina na urina e noplasma: através das concentraçõesdessas substâncias, pode-se calcularo seu “clearance”. O “clearance” decreatinina reflete o ritmo de filtraçãoglomerular.

C

C

PVU

RFG×

=

Onde:UC = concentração de

creatinina na urinaV = fluxo urinárioPC = concentração de

creatinina no plasma

Conhecendo-se o RFG e asconcentrações de Na+, K+ no plasma(PNa+ e PK+) e na urina (UNa+ e UK+)pode-se calcular a Excreção Fracionaldesses íons, ou seja:

f

e

QQ

EF =

Onde:Qe = carga excretada = U x VQf = carga filtrada = RFG x P

Sendo que:U = concentração urinária da

substância em questãoP = concentração plasmática

da substância em questão

Osmolaridade plasmática eurinária (Uosm e Posm): com isso épossível calcular o “Clearance”Osmolar (Cosm) e o “Clearance” deágua livre (CH2O) ou Transporte deágua pelo coletor (TC

H2O).

osm

osmCosm P

VUC

×=

56


1- Considerando ascaracterísticas de permeabilidade etransporte de solutos e água, nosramos descendente e ascendente,explique o sistema contracorrentemultiplicador, responsável pelaformação da hipertonicidade medular.Discuta seu papel no mecanismo deconcentração e diluição da urina.

2- O que deverá acontecer coma osmolaridade do interstício medularcom o uso do diurético Furosemide(Lasix)? E com a reabsorção de água?E por que, no ducto coletor, mesmoque haja secreção de ADH, a águanão é reabsorvida?

3- Por que o diuréticoAcetazoalmida (Diamox), inibindo aanidrase carbônica, leva a umaumento da excreção de Na+ e,consequentemente, no fluxo urinário?

Como estará o pH e a PCO2 da urinae por quê? Por que a ação diuréticado Diamox não é tão potente quantoa ação do Lasix?

4- O que vem a ser “clearance”de uma substância? O “clearance” decreatinina mede o Ritmo de FiltraçãoGlomerular (RFG). Quais asvantagens e desvantagens do uso do“clearance” de creatinina endógenapara medir o RFG?

5- Discuta como o fluxourinário e o pH da urina interferem notransporte tubular de solutos.


Aires, M. M. Fisiologia Renal (Seção9). In: Fisiologia. Ed. M. M. Aires.2a ed., Rio de Janeiro, GuanabaraKoogan, 1999.

57

ESTUDO DA FUNÇÃO RENAL EM RATOS

I OBJETIVO

Avaliar alguns aspectos dafunção renal, na situação controle eapós a ingestão de dois diferentesdiuréticos com sítios de açãodistintos: Furosemide (Lasix) eAcetazolamida (Diamox). Deverão sercalculados:

- Fluxo urinário- pH- Densidade urinária- Excreção de Na+ e K+ (opcional)

II FUNDAMENTOS

A utilização de drogas(diuréticos) nos permite observarcomo o néfron manipula as váriassubstâncias que chegam até ele ecomo o transporte das mesmas emsítios específicos contribui para amanutenção da homeostase.

Os diuréticos são substânciasque aumentam o fluxo urinário, assimcomo a excreção urinária de solutos,especialmente NaCl. A maioria dosdiuréticos usados clinicamente atuamdiminuindo a taxa de reabsorção nostúbulos o que, por sua vez, causanatriurese (excreção aumentada desódio), o qual é acompanhado porcloreto, e isto leva à diurese(excreção aumentada de água).Assim, o alto fluxo urinárioapresentado com o uso de diuréticos,na maioria dos casos, ocorresecundariamente à inibição dareabsorção tubular de sódio. O sódioremanescente nos túbulos age

osmoticamente diminuindo areabsorção de água. O NaCl presenteno organismo é o principaldeterminante do volume do fluidoextracelular e muitas aplicaçõesclínicas dos diuréticos estádirecionado para reduzir o volume dofluido extracelular por diminuição doconteúdo de NaCl corporal.

Um grande número dediuréticos disponíveis para o usoclínico tem diferentes mecanismos deação e, portanto, inibe a reabsorçãotubular em diferentes sítios ao longodo néfron. O Furosemide (Lasix), porexemplo, é um diurético que atua,preferencialmente, inibindo ocotransporte 1Na+:2Cl-:1K+ localizadona membrana luminal do segmentoascendente espesso da alça de Henle.Este cotransportador utiliza ogradiente eletroquímico do Na+

estabelecido pela Na+/K+ ATPasebasolateral. A Acetozalamida(Diamox) inibe a anidrase carbônica,que é crítica para a reabsorção debicarbonato, principalmente no túbuloproximal.

III MATERIAL

- Ratos machos Wistar albinos com200 a 300g;- Cânulas de polietileno (ref. no. 10para jugular e ref. no. 200 paratraquéia e bexiga urinária);- Nembutal, na dose de 40mg/kg depeso corporal ou Inactin na dose de100mg/Kg de peso corporal;- Furosemide 40 mg (Lasix);- Acetazolamida 250 mg (Diamox);

58

- Heparina;- Solçução fisiológica (0,9%);- Água destilada;- Tesoura cirúrgica;- Tesoura de ponta romba;- Tesoura com ponta fina;- Pinça de relojoeiro;- Pinça dente-de-rato;- Linha (para amarrar a traquéia e aveia às rspectivas cânulas);- 1 seringa de 1ml para o anestésicomarcada;- 1 seringa de 1 ml para o Lasixmarcada;- 1 seringa de 1ml para o Diamoxmarcada;- 1 seringa de 20 ml (para aspirar asecreção que fica retida na traquéia);- Coletores de urina (1000ml);- Frascos de vidro (1, 5, 10 e 50 ml)para colocar as amostras de urina;- Papel para forrar a mesa;- Sacos de lixo.

IV PROCEDIMENTO

Contenção do animal- Pese o rato e anote o seu peso.- Anestesie o animal por injeçãoendovenosa de Nembutal, na dose de40mg/kg de peso corporal (dilua umacápsula de nembutal de 100mg em2,5 ml de solução fisiológica. Issofornece uma solução de Nembutal auma concentração final de 40mg/ml.Injete 1ml/Kg de peso) ou Inactin, nadose de 100mg/Kg de peso corporal(dilua o conteúdo de 1g em 10 ml deágua miliQ (deionizada). Isso forneceuma solução de Inactin a umaconcentração final de 10mg/Kg.Injete 1ml/1Kg de peso).

Preparação Cirúrgica- Coloque o animal em uma mesaapropriada, fixando sua patas.- Faça uma incisão no plano sagitalmediano, desde a mandíbula até oexterno. Proceda-se à dissecção dasestruturas superficiais do pescoçopara identificação da veia jugularexterna direita ou esquerda e datraquéia.- Isole e canule a traquéia com umacânula de polietileno ref. no. 200 (afim de permitir melhor ventilação aoanimal)- Isole e canule uma veia jugularexterna, conectando-as a uma cânulade polietileno (ref. no. 10). A cânulautilizada deve ser previamentepreenchida com soro fisiológico eheparina. A cânula da veia jugularserá utilizada para infusão de solução.A seguir, faça uma nova incisão noplano sagital mediano da paredeventral do abdômen, restrito a regiãopélvica, para o rápido acesso à bexigaurinária. A bexiga deve serexteriorizada e canulada com umacânula de polietileno (ref. no. 200)para coleta de amostras de urina.Neste caso, não é necessáriopreencher a cânula com soro.- Após a canulação da bexiga urináriaponha a extremidade da cânula depolietileno em frascos adequados, demodo que se possa coletar e medir ovolume de urina expelida durantecerto tempo. O fluxo será calculadopela diferença de peso dos frascos,onde a urina será coletada. Para tal,pesa-se o frasco antes e depois dacoleta de urina; a diferença do pesorepresenta o volume de urina em µl.

59

Observação:A colocação de uma cânula de

polietileno na bexiga urinária, emtermos cirúrgicos, tem a vantagem deser menos traumatizante do que acanulação do ureter. Mas nesse tipode preparação, deve-se usar depreferência animais machos e tem-sevárias desvantagens: a bexiga deveser muito bem esvaziada antes decada período experimental pois, casocontrário, poderá ocorrer erros poracúmulo de urina que não foidrenada. Pode-se tentar minimizareste incoveniente fazendo-se injeçãode ar na bexiga. Para tal é necessáriouma cânula apropriada. Pode ocorrer,ainda, lesão da parede da bexiga,com conseqüente hematúria, ou umprocesso de contração espástica.

Protocolo Experimental

Grupo 1 – Acetazolamida 250mg (Diamox)- Após a preparação do animal,despreze toda a urina coletada até omomento.- Marcar o tempo inicial e a partir daí,coletar a urina durante 30 minutos.Este é o período controle.- Injetar através da cânula da veiajugular 0,1 ml de Acetazolamida(Diamox). Um comprimido de Diamox(250mg) deve ser disssolvido em 10ml de água destilada, ficando numaconcentração de 25 mg/ml.

Grupo 2 – Furosemide 40 mg(Lasix)- Após a preparação do animal,despreze toda a urina coletada até omomento.

- Marcar o tempo inicial e a partir daí,coletar a urina durante 30 minutos.Este é o período controle.- Injetar através da cânula da veiajugular 0,1 ml Furosemide (Lasix).Um comprimido de Lasix (40 mg)deve ser dissolvido em 10 ml de águadestilada, ficando numa concentraçãode esta droga contém 4 mg/ml.

Análise do material coletado

Todo material deve sercolocado nos frasquinhos apropriadose devidamente identificados para quese saiba exatamente sua origem e operíodo experimental correspondente.Anote sempre os resultados obtidosbem como as diluições realizadas.

a. Fluxo urinário (Fur): o fluxo urinárioé calculado a partir da relação entreo volume urinário coletado (V), em µl,e o intervalo de tempo entre ascoletas (t), em minutos.

Fur= V/t (µl/min) b. pH - uma amostra de urinacoletada deve ser separada para amedida imediata de pH através defitas de papel sensíveis a pH. Estasfitas indicam apenas se o pH estámais ácido ou básico, não fornecendocom precisão a medida do pH.Volume necessário: 10 ml.

Outra opção: para uma medidaprecisa do pH pode-se utilizar umanalisador de pH (pHgâmetro) (Fig.1). Este instrumento fornece amedida do pH, bem como da PCO2,PO2 e [HCO-

3]. Não retarde a medida,caso contrário haverá perda de CO2

60

da amostra. Volume necessário: 0,5ml. Neste caso, o pH é medido apartir da diferença de potencial entreum elétrodo de Ag/AgCl e umelétrodo de referência (contémsolução de KCl). O elétrodo deAg/AgCl esta mergulhado numasolução de HCl que se encontradentro de um capilar de vidroespecial, cuja membrana é permeávela H+. O tubo de vidro, contendo oelétrodo de Ag/AgCl, e o elétrodo dereferência são colocados em contatocom a amostra urinária. Como amembrana de vidro é permeável aoíon H+, se a concentração de H+ formaior no capilar de vidro do que naamostra, há um efluxo desse íon paraa amostra, porém se a concentraçãofor menor, há um influxo para ocapilar. Isso cria uma diferença depotencial (E), na membrana docapilar, que é proporcional a[H+]amostra/[H+]capilar. A voltagemmedida (E) corresponde ao potencialde Nerst para o H+:

E = RT x log ([H+]amostra/[H+]capilar)

Dessa forma, é medida a [H+]capilar e opH é calculado: pH = - log [H+]capilar

c. densidade da urina – umdensímetro é colocado em contatocom a amostra de urina. Esteaparelho é calibrado para a densidadeda água (1,000). Quando a densidadeda urina for maior do que densidadeda água, o aparelho tende a se sofreruma força de flutuação e uma partemaior estará fora da urina. O

aparelho é calibrado em unidades dedensidade. A densidade do plasma é1,012 e a da urina chega a 1,040,quando esta é hipertônica.Observação: a densidade da urina éproporcional a quantidade de solutospresentes na urina. Volumenecessário: 25ml.

Figura 1 – Esquema de um pHâmetro.

Outra opção: Leitura daOsmolalidade. A osmolalidade(mOsm/ Kg de H2O) é lida noosmomêtro, um aparelho que mede adepressão do ponto de congelamentode fluídos biológicos e soluçõesaquosas. A amostra urináriaapresenta um ponto de congelamentomenor que o da água, devido àpresença de solutos em maiorconcentração na urina.

Ao redor do tubo contendo aamostra urinária esta um banho deágua mais etilenoglicol. A amostra(alíquota de 0,3 ml) é resfriadalentamente, sem agitação, até umatemperatura abaixo do seu ponto decongelamento. Em seguida remove-seo banho e a amostra continua sendoresfriada porque a parede do frascoainda esta com temperatura baixa. Aamostra é violentamente agitada eformam-se cristais. A temperatura dasolução aumenta rapidamente e a

Amostra

Ag/AgCl Referência KCl

HCl

61

leitura da osmolaridade da amostra érealizada. A osmolalidade é dadadiretamente em mOsm/kg de H2O.

d. [Na+] e [K+] – Opcional - Leiturano Fotômetro de Chama. É necessáriofazer uma diluição prévia da amostraurinária. Em geral, este instrumentoaspira a amostra que contém os íonsNa+ e K+ e, o volume aspirado épulverizado e exposto a uma chama.A diluição necessária irá depender doestado de hidratação e do uso ou nãode diurético. Na situação controle adiluição de 1:200 poderá sersuficiente. O volume necessário é de3 a 10 ml de urina diluída.

A concentração de Na+ e K+

urinário é lida no fotômetro dechama. Neste aparelho, a amostra deurina previamente diluída naproporção 1:200 é aspirada atravésde um tubo e atinge um sistema dear comprimido, formando umanuvem. Esse sistema realiza adispersão da amostra em pequenasgotículas, que entram em contatodireto com a chama. Nesse momento,a água da amostra evapora e oselétrons dos elementos quepermanecem são excitados,ocorrendo uma mudança dos elétronsde um orbital para outro, devido aosganhos energéticos. Ao retornarempara a camada original, esseselétrons emitem, sob a forma de luzem um comprimento de ondaespecífico para cada elemento, aenergia adquirida. A luz emitida écolimada e selecionada através defiltros específicos antes de atingir afotocélula. O filtro selecionacomprimento de onda emitido peloNa+ e pelo K+. Posteriormente, as

fotocélulas captam a luz,transformando-a em corrente. Amagnitude da corrente é proporcionala concentração do íon.Diagrama de funcionamento:

Figura 2 – Esquema de um fotômetro dechama.


1- Considerando ascaracterísticas de permeabilidade etransporte de solutos e água, nosramos descendente e ascendente,explique o sistema contracorrentemultiplicador, responsável pelaformação da hipertonicidade medular.Discuta seu papel no mecanismo deconcentração e diluição da urina.

2- O que deverá acontecer coma osmolaridade do interstício medularcom o uso do diurético Furosemide(Lasix)? E com a reabsorção de águaque ocorre neste segmento? E porque ao nível do coletor, mesmo quehaja secreção de ADH, a água não éreabsorvida com o uso do Lasix?

3- Por que o diuréticoAmiloride (Diamox), inibindo aanidrase carbônica, leva a um

Nebulização

Chama(Excitação de átomos)

FiltroInterferencial

Detector

Amplificador Registro

Solução

Ar

Luzemitidapela

amostra

62

aumento da excreção de Na+ e,consequentemente, no fluxo urinário?Como estará o pH na urina e porquê? Por que a ação diurética doDiamox não é tão potente quanto aação do Lasix?

4- Discuta como o fluxourinário e o pH da urina interferem notransporte tubular de solutos.


Aires, M. M. Fisiologia Renal (Seção9). In: Fisiologia. Ed. M. M. Aires.2a ed., Rio de Janeiro, GuanabaraKoogan, 1999.

63

FISIOLOGIA CARDIOVASCULAR

Cardiógrafo

64

REGISTRO NÃO INVASIVO DA PRESSÃO ARTERIAL HUMANA

I OBJETIVOS

Recentes avanços tecnológicosnos permitem hoje registrarcontinuamente, e com fidedignidade,as ondas de pulso da pressão arterial(PA) por métodos não invasivos. Talprocedimento é de grande valia ebastante usado para se obterinformação sobre o controle reflexodo sistema cardiovascular emindivíduos sadios ou portadores dedeficiências autonômicas. São dois osobjetivos principais desta aula:- Promover uma análise crítica dasvantagens e desvantagens destaforma de medida da PA;- Propiciar a observação de respostascardiovasculares (pressão efreqüência cardíaca) frente adiferentes estímulos os quaisilustrarão e fornecerão substrato àdiscussão de mecanismos envolvidosna regulação da PA.

II FUNDAMENTOS

O Finger Arterial Pressure(FINAPRES) constitui-se em umsistema não invasivo para registrocontínuo da PA, que se baseia nométodo do "volume-clamp", descritopor Penaz em 1973. Consiste de umpletismógrafo de dedo de dimensõesreduzidas, acoplado a um sistema de"feed-back" para controle do volumesangüíneo no dedo e a um calibradorautomático.

III MATERIAL

- FINAPRES- Esfigmomanômetro- Estetoscópio- Coluna de mercúrio- Bacia plástica- Água e gelo

IV PROCEDIMENTO

1a. parte:1.1) Com o indivíduo sentado, instaleo manguito no dedo e adapte ocontrolador ao pulso. Conecte osistema ao registrador.1.2) Faça várias manobras (troca domanguito ou do dedo em que omanguito está ajustado; levantar eabaixar a mão + o manguito, levantare abaixar o corpo + mão + manguito,etc) que permitam discutir aimportância da escolha do manguitoapropriado e da posição da mãodurante o registro da PA.1.3) Adapte o esfigmomanômetro e oestetoscópio ao braço contralateral emeça a PA simultaneamente àdeterminação pelo Finapres. Compareas 2 medidas.

2a. parte:Durante monitorização contínua daPA (e da FC), determine os valoresbasais e explique as alteraçõesinduzidas pelos seguintesprocedimentos:

65

2.1) Manobra de Valsalva: O alunodeverá induzir uma pressãointratorácica de, aproximadamente,40 mmHg, da seguinte maneira:assoprando contra uma coluna demercúrio em U, fechar a glote,mantendo uma pressão de 40 mmHg.

2.2) Imersão em água gelada: Oaluno deverá permanecer, pelo tempoque for possível, com a mão e oantebraço, contralaterais ao braço aoqual se conecta o manguito,submersos em uma mistura de águae gelo.

2.3) Estresse mental (cálculosmatemáticos): O aluno deveráresolver, no papel, cálculosaritméticos em ordem crescente dedificuldade.

2.4) Manobras respiratórias:- respiração normal: inspirar e

expirar normalmente- apnéia: fazer uma expiração

forçada e prender a respiraçãodurante 20 s.

- hiperventilação: inspirar eexpirar rapidamente, com a bocaaberta, durante ~ 1 minuto(respiração “cachorrinho”).


1- Discuta as vantagens edesvantagens de cada métodoutilizado na medida da PA: FINAPRESe esfigmomanometria.

2- Quais os mecanismos queproduzem elevação e queda da PAdurante a manobra de Valsalva? Querespostas reflexas determinam estasalterações da PA e por quê? Quaissão os receptores sensoriaisenvolvidos?

3- O que aconteceu com a PAdurante o procedimento de imersãoem água gelada? Por quê?

4- Por que o estresse mentalinduzido pelos cálculos aritméticosaltera a PA? Quais são as viasenvolvidas nessa modulação?

5- Durante as manobras respiratórias,quais foram os efeitos da apnéia ehiperventilação sobre a PA? Quais osreceptores sensoriais estimulados?Explique as respostas obtidas.


Michelini, L. C. (coordenadora).Fisiologia Cardiovascular (Seção7). In: Fisiologia. Ed. M. M. Aires.2a ed., Rio de Janeiro, GuanabaraKoogan, 1999.

66

ESFIGMOMANOMETRIA EM HUMANOS

I OBJETIVOS

1- Discutir o mecanismo fisiológico noqual se baseia a medida indireta dapressão arterial (PA);

2- Fornecer ao estudante subsídiospara uma análise crítica do método(cuidados a serem observadosdurante a medida, vantagens elimitações);

3- Fornecer elementos sobremecanismos envolvidos na regulaçãoda PA durante exercício físico ecomparar indivíduos com certo graude condicionamento físico com outroscompletamente sedentários.

II FUNDAMENTOS

Rever as bases fisiológicas dométodo auscultatório para medida depressão arterial, visando:- fundamentar o conceito do método;- analisar criticamente o método;- discutir os valores obtidos (máximoe mínimo) no indivíduo normal;- compreender a gênese dos sons deKorotkov;- compreender o mecanismofisiológico em que se baseia a medidaindireta de PA (dinâmica da alteraçãodo regime de fluxo);- descrever a seqüência correta paraobtenção da medida indireta da PApelo método auscultatório; compararos métodos auscultatório epalpatório;

- definir as etapas e os cuidados aserem observados para se medircorretamente a PA;- discutir a importância da largura domanguito na determinação dosvalores corretos da PA.

III MATERIAL

- Esfigmomanômetro- Cicloergômetro (opcional)

IV PROCEDIMENTO

1) Em grupos de 4 a 6 pessoas, medire anotar os valores de pressãoarterial (PA) e a freqüência cardíaca(FC) dos colegas nas diferentessituações: deitado (D), sentado (S),em pé (P) (Tabela I).

2) Escolha um indivíduo do grupo.Utilizando o manguito padrão (13 x24 cm) medir novamente a PA com omanguito perfeitamente adaptado aoantebraço e repetir a medida após seaumentar artificialmente suacircunferência (enrolar tecido aoantebraço para torná-lo maisespesso).

3) Repetir a medida da PA e FC comos indivíduos sentados,imediatamente após exercício físicodinâmico em cicloergômetro: carga =1 kg, 60 rotações por minuto, durante3-5 minutos e compará-los aosvalores de repouso (sentado). (Nafalta do cicloergômetro, o exercíciopoderá ser substituído por 60

67

segundos de “step” ou polichinelo).Classificar os voluntários emsedentários ou treinados, de acordo

com o respectivo condicionamentoprévio, e anotar os resultados (TabelaII).

PA(mmHg)

FC(bpm)

NOME D S P D S P

médiaerro padrão

Tabela I

CONDIÇÃO REPOUSO APÓS EXERCÍCIOPA (mmHg) FC (bpm) PA (mmHg) FC (bpm)

SEDENTÁRIOS

médiaepm

TREINADOS

médiaepm

Tabela II


1- Em relação ao procedimento 1,compare as medidas obtidas nasvárias posições utilizadas. Você seriacapaz de explicar o porque dasdiferenças detectadas?

2- Em relação ao procedimento 2,compare as medidas obtidas. A que

você atribui a diferença detectada?Por quê? Por que a largura domanguito afeta a medida indireta daPA? Qual a relação ótima entrelargura do manguito/circunferência doantebraço?

3- Utilizando-se um manguito padrão(13 x 24 cm) qual seria (e por quê) oerro observado se o paciente fosse

68

obeso? E se ele fosse excessivamentemagro? E se fosse uma criança?

4- No procedimento 3, qual aalteração média observada na PA ena FC após exercício físico dinâmico?Estas alterações foram semelhantespara os indivíduos sedentários etreinados? Explique por quê.


Michelini, L. C. (coordenadora).Fisiologia Cardiovascular (Seção7). In: Fisiologia. Ed. M. M. Aires.2a ed., Rio de Janeiro, GuanabaraKoogan, 1999.

69

ELETROCARDIOGRAFIA (ECG) EM HUMANOS

I OBJETIVOS

- entender a gênese doeletrocardiograma (ECG) a partir dadespolarização seqüencial domiocárdio, identificando a quecorresponde cada uma das ondas doECG;

- correlacionar temporalmenteo ECG com as bulhas cardíacas e como aparecimento do pulso na artériaradial, visando o estudo da função docoração como bomba;

- determinar o eixo elétricomédio instantâneo do coração.

II FUNDAMENTOS

O eletrocardiograma (ECG)consta de 3 principais deflexões, ondaP, complexo QRS e onda T, além dointervalo P-R (distância entre o inícioda onda P e o início do complexoQRS) e do intervalo S-T (distânciaentre o final do complexo QRS e ondaT).

Considera-se que, a cadainstante, as forças eletromotrizes docoração podem ser representadaspela sua resultante, isto é, um vetorcom determinada grandeza, sentido edireção, o eixo elétrico instantâneo docoração. Os eixos elétricos vão variarde um momento para outro emgrandeza e direção, mas terãosempre um ponto de origem comum.Quando se unem as extremidades doseixos elétricos instantâneos duranteas ativações dos átrios (onda P), dosventrículos (complexo QRS) e darepolarização dos ventrículos (onda

T), obtêm-se as alçascorrespondentes. Podemos registrar aprojeção das alças em um semnúmero de derivações bipolares. Afim de padronizar os estudos doseixos elétricos através de suasprojeções existem os sistemas dederivações. O mais usado é o dasderivações clássicas descritas porEinthoven e que formam o “Triângulode Einthoven”. As três derivaçõesclássicas são obtidas registrando asseguintes diferenças de potencial (oelétrodo terra é sempre colocado naPerna D):

DI = Braço D (-) e Braço E (+)DII = Braço D (-) e Perna E (+)DIII = Braço E (-) e Perna E (+)

A união das linhas de derivaçãoforma um triângulo equilátero(Triângulo de Einthoven) em cujocentro é representada a origem doseixos elétricos instantâneos.

III MATERIAL

- Eletrocardiógrado ou polígrafo- Estetoscópio- FINAPRES

IV PROCEDIMENTO

1) Registro do ECGConectar os eletrodos de ECG

(utilizar as derivações clássicas deEinthoven). Registrar em polígrafo oueletrocardiógrafo o ECG nasderivações I, II e III simultaneamente

70

ao pulso arterial com o indivíduo emrepouso durante vários cicloscardíacos (veja o capítulo intituladoREGISTRO CONTÍNUO NÃO INVASIVO DAPRESSÃO ARTERIAL HUMANA: MECANISMOSDE REGULAÇÃO DA PRESSÃO ARTERIAL).

- Identificar todas as ondas eintervalos, medindo a duração decada uma delas.

- Determinar a freqüência cardíacabasal.

2) Comparação dos traçados doECG obtidos nas 3 derivações e doECG com os traçados de pulso dapressão arterial.

- Registre simultaneamente o ECGnas derivações I, II e III e compare aamplitude relativa das ondas.

- Com um estetoscópio, ausculte osruídos cardíacos, identificando emque momentos do ECG eles ocorrem(compare o traçado do ECG com oregistro das bulhas cardíacas).

- Compare os traçados do ECG(derivação II, por exemplo) e dopulso arterial.


1- Em relação ao traçado do ECG (porexemplo, derivação II):

- O que significam os intervalos ousegmentos isoelétricos que separamas várias ondas?

- O espaço entre os vários cicloscardíacos é regular? Há algumacorrespondência com a respiração?Com a inspiração ou com aexpiração? Por quê?

2- Comparando-se os traçados deECG obtidos nas 3 diferentesderivações utilizadas, a que se devemas diferenças de amplitude das ondasP, QRS e T? Por que?

3- Em relação à ausculta cardíaca,quantos são os ruídos audíveis? Comque freqüência ocorrem? Qual agênese destas bulhas?

4- Há correlação temporal entre otraçado do ECG e as bulhascardíacas? Identifique no traçado doECG o momento preciso em que elasocorrem. A que fases do ciclocardíaco correspondem estes tempos?

5- Identifique as características daonda de pulso e correlacione-atemporalmente com o traçado doECG. Há alguma correspondência dopulso arterial com ondas do ECG?Qual? Explique o porquê.

6- Utilizando o registro do ECG obtidonas 3 derivações, meça a amplitudedas ondas (em mV ou em unidadesarbitrárias – mm, por exemplo) erepresente no triângulo de Einthovencomo apareceriam as projeções daonda P, do complexo QRS e da ondaT. Trace para cada uma das alças oeixo elétrico médio.


Rocha-e-Silva, M. As basesfisiológicas do eletrocardiograma.In: Fisiologia. Ed. M. M. Aires. 2a

ed., Rio de Janeiro, GuanabaraKoogan, 1999.

71

FISIOLOGIA RESPIRATÓRIA

Pneumógrafo de Marey

72

CONTROLE DA RESPIRAÇÃO

I OBJETIVOS

- Demonstrar ao aluno conceitosbásicos de mecânica respiratória e decontrole da ventilação.- Definir espaço morto anatômico efuncional.- Discutir os fatores determinantes daventilação alveolar.- Demonstrar as ações dosquimiorreceptores periféricos nocontrole da ventilação. - Demonstrar o reflexo de Hering-Breuer.

II FUNDAMENTOS

O aluno deverá terconhecimento prévio, fazendo umrevisão geral, da fisiologia respiratóriaincluindo as bases da mecânicarespiratória e da regulação darespiração.

III MATERIAL

-Ratos Wistar-Drogas: ketamina e xilasina-Mesa cirúrgica para pequenosanimais-Material cirúrgico básico-Tubo de polietileno (PE 200)

IV PROCEDIMENTO

Os alunos poderão serdivididos em grupos de quatro, ecada grupo será responsável pela

preparação cirúrgica e coleta dedados experimentais.

Preparação cirúrgica:Inicialmente, um rato Wistar

adulto será anestesiado (ketamina 40mg/Kg associado à xilasina 20mg/Kg,ip). Após anestesiado, o rato seráposicionado em decúbito dorsal emuma mesa cirúrgica e serãocuidadosamente separados eidentificados por meio de fioscirúrgicos as seguintes estruturas: 1)artérias carótidas comuns (direita eesquerda); 2) nervos vagos (direito eesquerdo); 3) traquéia. Será entãorealizada traqueostomia e um tubo depolietileno (PE 200 comaproximadamente 4,5 cm deextensão) será cuidadosamenteintroduzido na traquéia. Sempre quenecessário deverá ser administradodoses adicionais de anestésico.

Procedimento Experimental:- Determinar a freqüência

respiratória basal por minuto (FR) doanimal utilizando um cronômetro.

- Aumentar o espaço mortoanatômico adicionando-se ao tubotraqueal uma extensão deaproximadamente 4,5 cm. Após 30segundos na condição de espaçoaumentado, determinar novamente aFR.

- Após recuperação do eventoanterior, determinar novamente a FRbasal, procedendo-se então à oclusãobilateral das artérias carótidascomuns. Após 30 segundos deoclusão, determinar novamente a FR.

73

- Após recuperação damanipulação anterior, determinar aFR basal antes e 30 segundos após arealização de vagotomia unilateral.Explicar a resposta obtida.

- Após nova estabilização dasvariáveis fisiológicas, determinarnovamente a FR antes e 30 apóssecção do vago remanescente.


1- O que acontece com a FR, e porque, quando se aumenta o espaçomorto anatômico?

2- O que se observa após a oclusãobilateral das carótidas?

3- Qual o efeito da vagotomiaunilateral sobre a FR?

4- Qual o efeito da vagotomiabilateral sobre a FR? Por quê?


Zin, W. A. & Rocco, P. R. M. Controleda respiração. In: Fisiologia. Ed.M. M. Aires. 2a ed., Rio de Janeiro,Guanabara Koogan, 1999.

74

FISIOLOGIA ENDÓCRINA

Maleta de viagem paraadministração rápida de insulina

75

HIPO E HIPERTIREOIDISMO INDUZIDOS EM RATOS

I OBJETIVOS

Identificar e descrever asalterações morfológicas da glândulatireóide, em ratos, frente aohipotireoidismo e hipertireoidismoinduzidos.

II FUNDAMENTOS

A glândula tireóide é compostapor dois lobos laterais à traquéia,unidos por um istmo de parênquimaglandular. É formada por folículos, osquais são constituídos por célulasfoliculares que são responsáveis pelasíntese e secreção dos hormôniostireoidianos. Essas células estãodispostas de forma a englobar umaquantidade de colóide rico emtireoglobulina.

Os hormônios tireoidianosmetabolicamente ativos são atriiodotironina (T3) e atetraiodotironina (T4). Alguns fatoressão cruciais para a síntese e secreçãodesses hormônios:- iodo: proveniente da dieta, esseelemento faz parte das moléculas deT3 e T4;- tireoglobulina: principal proteínasintetizada pela tireóide, contém emsua estrutura átomos de tirosina, osquais são a matéria prima para aformação de T3 e T4;- peroxidase: enzima responsável pelaorganificação do iodo, ou seja, aoxidação simultânea do iodeto com oradical tirosil da molécula detireoglobulina. Os fármacospropiltiouracial e metimazol, da

família das tiouréias, inibem a açãoda peroxidase, por competirem com oiodo.

Após ingestão, o iodo éreduzido a iodeto e absorvido pelotrato digestivo. Captado da circulaçãosangüínea pelas células foliculares datireóide, é então organificado,tornando-se parte da molécula detireoglobulina.

III MATERIAL

- Ratas Wistar- Metimazol- Hormônio tireoidiano (T3)- Hidrato de cloral- Balança - Material cirúrgico

IV PROCEDIMENTO

Dividir os animais em 3 grupos:- Grupo controle (sem qualquertratamento).- Grupo tratado com metimazol(0,03%, adicionado à água de beber).- Grupo tratado com hormôniotireoidiano (100 µg/100 g de peso).

Após tratamento com asrespectivas drogas por 10 dias, osanimais devem ser submetidos àanestesia (hidrato de cloral na dosede 0,4 ml/100 g de peso). Emseguida, são submetidos acervicotomia de forma a expor aglândula tireóide, a qual deve serobservada e ter sua morfologia

76

descrita em detalhes. A glândula deveentão ser removida e pesada, sendoque todas as característicasobservadas nos 3 diferentes gruposdevem ser comparadas entre si ediscutidas.


1- Quais são as característicasmorfológicas da glândula tireóideobservadas nos 3 gruposestudados, e qual a razão dasdiferenças encontradas?

2- Qual o papel desempenhado pelohormônios tireoidiano nasalterações observadas?

3- Qual o papel desempenhado pelometimazol nas alteraçõesobservadas?

4- Qual o papel representado peloeixo hipotálamo-hipofisário nosefeitos induzidos pelas drogasutilizadas?

5- Quais as possíveis consequênciasfisiológicas sobre outros órgãos esistemas causadas pelaadministração das drogasutilizadas?


Bianco, A. C. & Kimura, E. T.Fisiologia da glândula tireóide. In:Fisiologia. Ed. M. M. Aires. 2a ed.,Rio de Janeiro, Guanabara Koogan,1999.

77

HORMÔNIOS SEXUAIS E CASTRAÇÃO EM RATOS

I OBJETIVOS

Identificar e descrever, emdiversos órgãos, as alteraçõesmorfológicas induzidas pela castraçãoou pela administração de hormôniossexuais.

II FUNDAMENTOS

O aluno deverá rever osdetalhes fisiológicos da fisiologiareprodutiva de ratos, machos efêmeas. É também importante umconhecimento adequado da atividadehipofisária relacionada à esfera sexual(secreção de FSH/LH e sua regulação)como também da atividade endócrinaobservada nos ovários e testículos erepresentada por hormônios taiscomo os andrógenos, estrógenos eprogesterona.

III MATERIAL

- Ratas e ratos Wistar- Droga com atividade androgênica(p. ex. “Durateston”)- Hidrato de cloral- Balança- Material cirúrgico

IV PROCEDIMENTO

Dividir os animais em 7 grupos:- Grupo controle de ratas (semqualquer tratamento).- Grupo controle de ratos (semqualquer tratamento).

- Grupo de ratas castradas.- Grupo de ratos castrados.- Grupo de ratas pseudo-operadas.- Grupo de ratos pseudo-operados.- Grupo de ratos tratados com adroga androgênica.

Tratamento com a drogaandrogênica Durateston 250:- administrar 25 mg por viasubcutânea, em dias alternados,durante 2 semanas.

Cirurgia dos grupos castrados:- Anestesiar os animais com soluçãode hidrato de cloral na dose de 0,4ml/100 g de peso).- Machos: proceder à incisãolongitudinal de cerca de 2 cm naaltura da linha média do escroto,removendo-se então os testículos doanimal.- Fêmeas: proceder à laparotomiamediana, removendo-se então osovários do animal.

Cirurgia dos grupos pseudo-operados:- Proceder às mesmas etapasdescritas na cirurgia dos gruposcastrados, com exceção da remoçãodos respectivos órgãos.

Observação dos resultados:- Duas semanas após a realização dosprocedimentos cirúrgicos (prazo quecoincide com a administração dadroga ao grupo tratado comadrógenos), os animais de todos os 7grupos deverão ser pesados,anestesiados e submetidos aprocedimento cirúrgico adequado

78

para remoção, quando pertinente,dos seguintes órgãos: testículos,epidídimos, vesículas seminais,próstata e útero. Durante oprocedimento cirúrgico, o grau deadiposidade dos ratos pertencentes adiferentes grupos deverá serobservado para posteriorcomparação.

- Os diversos órgão deverãoser pesados, e ter suas característicasmorfológicas cuidadosamentedescritas. As observações realizadasnas ratas castradas, pseudo-castradase controles deverão ser comparadasentre si, discutindo-se o eventualefeito do tratamento aplicado a cadagrupo. A mesma comparação erespectiva discussão deverá seraplicada às observações realizadasnos ratos pertencentes aos gruposcontrole, castrado, pseudo-castrado esubmetido à droga androgênica.


1- Quais são as característicasmorfológicas dos diversos órgãosobservados nos 7 grupos

estudados, e qual a razão dasdiferenças encontradas?

2- Qual o papel desempenhado pelacastração nas alteraçõesobservadas tanto nos machosquanto nas fêmeas?

3- Qual o papel desempenhado peladroga androgênica nas alteraçõesobservadas no grupo tratadoquando comparadas aos demaisgrupos experimentais?

4- Qual o papel representado peloeixo hipotálamo-hipofisário nosefeitos induzidos pelosprocedimentos realizados?

5- Quais as possíveis conseqüênciasfisiológicas sobre outros órgãos esistemas causadas pelosprocedimentos realizados?


Antunes-Rodrigues, J. & Favaretto,A. L. Sistema reprodutor. In:Fisiologia. Ed. M. M. Aires. 2a ed.,Rio de Janeiro, Guanabara Koogan,1999.

79

ÍNDICE REMISSIVO

80

A

ABDUCENTE, 33ABSORBÂNCIA , 54ACETAZOLAMIDA, 52, 53, 57, 59ÁCIDO PÍCRICO, 54, 55ACOMODAÇÃO, 17ACUIDADE VISUAL, 17, 18ADAPTAÇÃO SENSORIAL, 26ALÇA DE HENLE, 53, 57ANDRÓGENOS, 77ANIDRASE CARBÔNICA, 53, 56, 57, 61APARELHO GASTROINTESTINAL, 47ATIVIDADE ELÉTRICA MUSCULAR, 40ATIVIDADE ELETROMIOGRÁFICA, 40ATIVIDADE MOTORA DO TRATO GASTROINTESTINAL,

47AUDIOMETRIA, 31AUDIÔMETRO, 30

B

BULHAS CARDÍACAS, 69, 70

C

CAMPO RECEPTIVO, 26CAMPO VISUAL, 20, 21, 22CANAIS SEMICIRCULARES, 30, 34CARGA EXCRETADA, 55CARGA FILTRADA, 55CASTRAÇÃO, 77, 78CÉLULA DE NA+, 6, 7CÉLULAS CILIADAS INTERNAS E EXTERNAS, 30CÉLULAS FOLICULARES DA TIREÓIDE, 75CÉLULAS GANGLIONARES, 18CICLO REPRODUTIVO, 77CICLOERGÔMETRO, 66CICLOS MASTIGATÓRIOS, 43, 44CIRCULAÇÃO MESENTÉRICA, 48, 49CLEARANCE, 52, 55CLEARANCE DE ÁGUA LIVRE (CH2O), 52CLEARANCE DE NA+, K+ E HCO-

3, 52CLEARANCE OSMOLAR, 52CÓLON, 47, 49COMPLEXO QRS, 69, 70CONDUTO AUDITIVO EXTERNO, 29CONES, 16, 18, 26CONSTANTE DE FARADAY, 6CONSTANTE UNIVERSAL DOS GASES, 6CONTRAÇÃO MUSCULAR, 23, 40CONTROLE DA VENTILAÇÃO, 72

CÓRNEA , 16, 17CORÓIDE, 16CÓRTEX CEREBRAL SOMESTÉSICO, 23CÓRTEX ESTRIADO , 18CÓRTEX VISUAL PRIMÁRIO, 18COTRANSPORTE 1NA+:2CL-:1K+, 57CREATININA, 54, 55, 56CRISTALINO, 17

D

DECIBEL, 29DENSIDADE DA URINA, 60DERIVAÇÕES CLÁSSICAS, 69DERIVAÇÕES I, II E III, 69, 70DIAMOX, 52, 56, 57, 58, 59, 61DIFERENÇA DE POTENCIAL ELÉTRICO, 6DIFERENÇA DE POTENCIAL ESTACIONÁRIA ATRAVÉS DA

MEMBRANA, 8DISCO ÓPTICO, 16, 20DISTÂNCIA FOCAL, 17DIURESE, 57DIURÉTICOS, 52, 57DOSAGEM DA CREATININA, 54DROGAS DIURÉTICAS, 52DUCTO COCLEAR, 30DUCTOS SEMICIRCULARES, 30

E

ECG, 69, 70EIXO ELÉTRICO INSTANTÂNEO DO CORAÇÃO, 69EIXO HIPOTÁLAMO-HIPOFISÁRIO, 76, 78ELETROCARDIÓGRADO , 69ELETROCARDIOGRAMA, 69, 70ELÉTRODOS DE SUPERFÍCIE, 40, 43EMG, 40, 42, 43EPIDÍDIMOS, 78EQUAÇÃO DE NERNST, 6EQUILÍBRIO OSMÓTICO, 11, 12ERROS DE REFRAÇÃO, 17, 35ESCLERA, 16ESFIGMOMANOMETRIA , 65ESFIGMOMANÔMETRO, 64, 66ESPAÇO MORTO ANATÔMICO E FUNCIONAL, 72ESPECTROFOTÔMETRO, 54, 55ESPECTROFOTÔMETRO, 54ESTAPÉDIO, 29ESTETOSCÓPIO, 64, 69ESTRÓGENOS, 77EXCREÇÃO FRACIONAL, 52, 55EXCREÇÃO FRACIONAL DE ÁGUA, 52EXERCÍCIO FÍSICO, 66, 68

81

F

FIBRAS AFERENTES IA E II, 23FIBRAS EXTRAFUSAIS, 23FIBRAS MUSCULARES EXTRAFUSAIS, 23FIBRAS NORADRENÉRGICAS PÓS-GANGLIONARES, 47FINAPRES, 64, 65, 69FINGER ARTERIAL PRESSURE, 64FLUXO URINÁRIO, 52FORÇA DIFUSIONAL, 6, 7, 8FORÇA ELÉTRICA, 6, 7, 8FORÇA ELETROMOTRIZ, 7FORÇAS ATRAVÉS DA MEMBRANA, 7FOTOCEPTORES, 16FOTÔMETRO DE CHAMA, 54, 61FÓVEA, 16, 18, 20, 33FÓVEA CENTRAL, 16FREQÜÊNCIA CARDÍACA, 64, 66, 70FREQÜÊNCIA DE UM SOM, 29FUROSEMIDE, 52, 53, 56, 57, 59, 61FUSO NEUROMUSCULAR, 23

G

GLÂNDULA TIREÓIDE, 75, 76GLOBO OCULAR, 16, 17, 26, 33GLÓBULOS VERMELHOS, 11GRADIENTE ELÉTRICO, 6GRADIENTE QUÍMICO, 6

H

HCO-3, 52, 53, 55, 59

HEMÁCIAS, 11, 13HEMÓLISE, 11HEPARINA, 12, 13, 58HEPARINA, 48, 58HIDRATO DE CLORAL, 75, 77HIPERTIREOIDISMO, 75HIPERTONICIDADE MEDULAR, 56, 61HIPOTIREOIDISMO, 75HORMÔNIOS SEXUAIS, 77HORMÔNIOS TIREOIDIANOS, 75HYPNOL, 48

I

INACTIN, 57, 58INERVAÇÃO PARASSIMPÁTICA, 47INERVAÇÃO SIMPÁTICA, 17, 47INTERVALO P-R, 69INTERVALO S-T, 69

IODETO, 75IODO, 75ÍRIS, 17

K

KETAMINA, 72

L

LABIRINTO MEMBRANOSO, 30, 33LABIRINTO ÓSSEO, 29, 33, 34LASIX, 52, 56, 57, 58, 59, 61, 62LIMIAR ABSOLUTO, 29, 30LIMIAR ABSOLUTO AUDITIVO, 29LIMIAR DE AUDIÇÃO, 29

M

MÁCULA LÚTEA, 16MANOBRA DE VALSALVA, 65MANOBRAS RESPIRATÓRIAS, 65MECÂNICA RESPIRATÓRIA , 72MECANISMO DE PREENCHIMENTO, 16MEDULA ESPINHAL, 23MEMBRANA LUMINAL, 53, 57MEMBRANA TIMPÂNICA, 29MESENCÉFALO , 17METIMAZOL, 75, 76MÉTODO AUSCULTATÓRIO, 66MÉTODOS NÃO INVASIVOS, 64MODELO HIDRÁULICO EQUIVALENTE, 8MOTOREURÔNIOS ALFA, 23MOTRICIDADE, 23MOVIMENTO DE PERSEGUIÇÃO CONTÍNUA, 34MOVIMENTOS COMPENSATÓRIOS DOS OLHOS, 34MOVIMENTOS MANDIBULARES, 40, 41MOVIMENTOS OCULARES, 17, 33, 34, 36, 37, 38MOVIMENTOS SACÁDICOS, 34MUSCULAR DA MUCOSA, 47MUSCULATURA MASTIGATÓRIA , 40MÚSCULO DIGÁSTRICO, 40MÚSCULO LEVANTADOR DA PÁLPEBRA SUPERIOR, 33MÚSCULO MASSÉTER, 40, 43MÚSCULOS OCULARES EXTRÍNSECOS, 33

N

NACL, 11, 12, 13, 53, 57NATRIURESE, 57NÉFRON, 52, 57NEMBUTAL, 57, 58

82

NERVO FACIAL, 29NERVO OCULOMOTOR, 17NERVO ÓPTICO, 16, 18NERVO VAGO, 47NERVOS PÉLVICOS, 47NISTAGMO OPTOCINÉTICO, 35NISTAGMO VESTÍBULO-OCULAR, 36NORADRENALINA, 48, 49NÚCLEO DE EDINGER-WESTPHAL, 17NÚCLEO GENICULADO LATERAL, 18

O

OBLÍQUO SUPERIOR, 33OCLUSÃO BILATERAL DAS CARÓTIDAS, 73OCULOMOTOR, 33ONDA P, 69, 70ONDA T, 69, 70ONDAS DE PULSO, 64ONDAS MECÂNICAS, 29ORGANIZAÇÃO RETINOTÓPICA, 18ÓRGÃO DE CORTI, 30OSMOLALIDADE, 54, 60, 61OSMOLARIDADE, 11, 56, 61OSMOLARIDADE URINÁRIA, 52OSMOMÊTRO, 54OSMOSE, 11OSSÍCULOS (MARTELO, BIGORNA E ESTRIBO), 29OUVIDO HUMANO, 29, 30, 32OVÁRIOS, 77

P

PCO2, 52, 53, 56, 59PENTOBARBITAL SÓDICO, 48PERDAS AUDITIVAS, 30PEROXIDASE, 75PH, 52, 53, 56, 57, 59, 60, 62PHGÂMETRO, 53, 59PILOCARPINA, 48, 49PLETISMÓGRAFO DE DEDO, 64PLEXO DE AUERBACH, 47PLEXO DE MEISSNER, 47PLEXO HIPOGÁSTRICO, 47PLEXO MIOENTÉRICO, 47PLEXO SUBMUCOSO, 47PLEXOS INTRAMURAIS, 47PODER REFRATOR DO SISTEMA ÓPTICO DO OLHO,, 17POLÍGRAFO, 40, 69PONTO CEGO, 16, 19, 22PONTO PRÓXIMO, 17, 35POSIÇÃO DOS MEMBROS, 23POTENCIAL DE EQUILÍBRIO DA CÉLULA, 7

POTENCIAL DE MEMBRANA, 6, 9POTENCIAL GERADOR, 26PRESBIOPIA, 17PRESSÃO ARTERIAL, 64, 66, 70PRESSÃO OSMÓTICA, 11, 12PROCESSO MASTÓIDE, 40, 43PROGESTERONA , 77PROPILTIOURACIAL, 75PROPRIOCEPÇÃO, 23, 24PRÓSTATA , 78PUPILA, 17

Q

QUIMIORRECEPTORES PERIFÉRICOS, 72

R

RADICAL TIROSIL, 75REABSORÇÃO DE ÁGUA, 56, 57, 61REABSORÇÃO DE BICARBONATO, 53, 57REABSORÇÃO TUBULAR, 57REABSORÇÃO TUBULAR DE SÓDIO, 57REAÇÃO DE JAFFÉ, 54RECEPTOR SENSORIAL, 26RECEPTORES DOS FUSOS NEUROMUSCULARES, 23RECEPTORES DOS TENDÕES, 23RECEPTORES SENSORIAIS ARTICULARES E

MUSCULARES, 23RECEPTORES SENSORIAIS CUTÂNEOS, 26, 27REFLEXO CÓCLEO-PALPEBRAL, 29, 32REFLEXO DE ESTIRAMENTO, 23REFLEXO DE HERING-BREUER, 72REFLEXO MENTONIANO, 43REFLEXO PUPILAR CONSENSUAL, 19REFLEXO PUPILAR DIRETO, 18REFLEXO VESTÍBULO-OCULAR, 34, 38REFLEXOS OPTOCINÉTICO E VESTÍBULO-OCULAR, 33REFLEXOS PUPILARES, 16, 17, 19, 22REGISTRO CONTÍNUO DA PA, 64REGULAÇÃO DA PA, 64, 66RELAÇÃO DE VAN’T HOFF, 11REPRESENTAÇÃO HIDRÁULICA, 7RESOLUÇÃO ESPACIAL, 18, 21RESTRIÇÃO HIDRÍCA, 52RETINA, 16, 17, 18, 20, 22, 26, 33, 34RETO LATERAL, 33RITMO DE FILTRAÇÃO GLOMERULAR (RFG), 52

S

SACAROSE, 12, 13SÁCULO, 30, 34

83

SECREÇÃO SALIVAR, 47, 50SECREÇÕES DO TGI, 47, 49SENSAÇÃO TÉRMICA, 28SEQUÊNCIA MASTIGATÓRIA, 43SISTEMA CARDIOVASCULAR, 64SISTEMA CONTRACORRENTE MULTIPLICADOR, 56, 61SISTEMA NERVOSO ENTÉRICO, 47, 49SOBRECARGA AQUOSA, 52SOLUÇÃO DE KCL, 48SOLUÇÃO ISOTÔNICA, 11SOM, 29, 30, 31, 32SONS DE KOROTKOV, 66

T

TABES DORSALIS, 23, 25TÁLAMO, 18TENSOR DO TÍMPANO, 29TESTE DE RINNE, 31TESTE DE SCHWABACH, 31TESTE DE WEBER, 31TESTES DE DIAPASÃO, 30, 32TESTÍCULOS, 77, 78TETRAIODOTIRONINA (T4), 75TIOURÉIAS, 75TIREOGLOBULINA, 75TIROSINA, 75TONICIDADE, 11TONS PUROS, 30, 31

TRAMA VASCULAR, 16, 20, 22TRAQUEOSTOMIA, 72TRATO GASTROINTESTINAL (TGI), 47TRIÂNGULO DE EINTHOVEN, 69TRIIODOTIRONINA (T3), 75TROCLEAR, 33TÚBULO PROXIMAL, 53, 57

U

ÚTERO, 78UTRÍCULO, 30, 34

V

VAGOTOMIA BILATERAL, 73VAGOTOMIA UNILATERAL, 73VEIA JUGULAR, 48, 49, 58, 59VEIA PENIANA, 48VENTILAÇÃO ALVEOLAR, 72VESÍCULAS SEMINAIS, 78VISÃO CENTRAL E PERIFÉRICA, 16, 22VOLUME CELULAR, 11, 12

X

XILASINA, 72

84

ANEXOS

85

Procedimentos Experimentais Didáticos Em Fisiologia Humana

Em junho de 2001 foi realizada uma compilação preliminar de protocolos

experimentais didáticos em fisiologia, os quais requerem a participação de

voluntários humanos. Essa compilação, denominada Procedimentos Experimentais

Didáticos Em Fisiologia Humana, acrescida dos demais documentos necessários, foi

encaminhada à Comissão de Ética em Pesquisa com Seres Humanos do ICB-USP

para respectiva análise. De acordo com o parecer emitido em setembro de 2001, a

referida Comissão aprovou o projeto didático, condicionalmente à observação de

algumas restrições.

Portanto, durante a realização de aulas práticas que envolvam a

participação de seres humanos como voluntários aos procedimentos

experimentais, particularmente quando se tratarem de alunos de graduação ou

pós-graduação, o docente responsável pela aula prática em curso deverá fornecer

todos os esclarecimentos necessários à sua realização, observando também os

cuidados preconizados pela Comissão Nacional de Ética em Pesquisa (CONEP).

Além disso, os voluntários deverão ler e assinar, individual ou coletivamente, um

Termo de Consentimento Livre e Esclarecido, também identificado e assinado

pelo docente responsável. Um modelo do referido Termo de Consentimento e o

parecer da Comissão de Ética em Pesquisa com Seres Humanos do ICB-USP

sobre esse conjunto de protocolos didáticos encontram-se anexados a seguir.

86

TERMO DE CONSENTIMENTO LIVRE E ESCLARECIDO

87

Departamento de Fisiologia e BiofísicaInstituto de Ciências Biomédicas

Universidade de São Paulo

Procedimentos Experimentais DidáticosEm Fisiologia Humana

TERMO DE CONSENTIMENTO LIVRE E ESCLARECIDO

Você está sendo convidado a participar como voluntário de umprocedimento experimental, com finalidade didática, que será realizado nasdependências do Departamento de Fisiologia e Biofísica do ICB-USP.

Esses procedimentos têm por objetivo o estudo da Fisiologia Humana,visando uma melhor compreensão dos mecanismos e processos subjacentes àsfunções do organismo.

Tomando como corretas as informações contidas no questionário que vocêpreencheu previamente, os experimentos aos quais você será submetido sãodestituídos de qualquer risco à sua saúde física ou mental, não fazendo uso dequalquer procedimento invasivo. Caso você concorde em prosseguir comovoluntário nesses procedimentos, saiba que é livre para interromper suaparticipação no momento em que assim desejar, assim como tem o direito dedirimir quaisquer dúvidas que venham a lhe ocorrer no curso dos experimentos.

Eu li a proposta acima, fui informado sobre os procedimentos a seremrealizados, entendi os benefícios e eventuais riscos, e me proponho a participarespontaneamente como voluntário em sua realização.

São Paulo, ______de__________________de__________.

Nome do Participante:_________________________________________

Assinatura:__________________________________________________

O presente procedimento didático está sendo conduzido sob supervisão eresponsabilidade de:

________________________________________________Nome do Docente Responsável

________________________________________________Assinatura do Docente Responsável

88

PARECER DA COMISSÃO DE ÉTICA EM PESQUISA COM SERES

HUMANOS – ICB-USP

APRESENTAÇÃO - fisiologia.icb.usp.br fileno sentido de selecionar, uniformizar e depurar os...

Documents

Transcript of APRESENTAÇÃO - fisiologia.icb.usp.br fileno sentido de selecionar, uniformizar e depurar os...