DESENVOLVIMENTO DE MÉTODOS BASEADOS NA DLLME COM ... · 5.7 Comparação da SD-DLLME proposta com...

i

FURG

Tese de Doutorado

DESENVOLVIMENTO DE MÉTODOS BASEADOS NA

DLLME COM DEMULSIFICANTE ÁGUA PARA

DETERMINAÇÃO MULTIRESÍDUO DE AGROTÓXICOS E

FÁRMACOS E PRODUTOS DE CUIDADO PESSOAL EM

AMOSTRAS DE ÁGUA

___________________________________

Sergiane Caldas Barbosa

PPGQTA

Rio Grande, RS - Brasil

2015

ii





AMOSTRAS DE ÁGUA

por

SERGIANE CALDAS BARBOSA

Tese apresentada ao Programa de Pós-Graduação em

Química Tecnológica e Ambiental da Universidade

Federal do Rio Grande (RS), como requisito parcial

para obtenção do título de DOUTOR EM QUÍMICA.

PPGQTA

Rio Grande, RS - Brasil

2015

iii

Universidade Federal do Rio Grande - FURG Escola de Química e Alimentos

Programa de Pós-Graduação em Química Tecnológica e Ambiental

A Comissão Examinadora abaixo assinada aprova a Tese de Doutorado





AMOSTRAS DE ÁGUA

elaborada por

SERGIANE CALDAS BARBOSA

Como requisito parcial para a obtenção do título de

Doutor em Química

COMISSÃO EXAMINADORA

Prof. Dr. Ednei Gilberto Primel (Universidade Federal do Rio Grande - RS)

Prof. Dr. Mary Rosa Rodrigues de Marchi (Universidade Estadual Paulista - SP)

Prof. Dr. Eduardo Carasek da Rocha (Universidade Federal de Santa Catarina - SC)

Prof. Dr. Daiane Dias (Universidade Federal do Rio Grande - RS)

Prof. Dr. Manoel Leonardo Martins (Universidade Federal do Rio Grande - RS)

Prof. Dr. Fábio Ferreira Gonçalves (Universidade Federal do Rio Grande - RS)

Rio Grande, 27 de abril de 2015.

iv

“Pra viver e pra ver Não é preciso muito não

Atenção, a lição Está em cada gesto..

...Eu não quero tudo de uma vez não Eu só tenho um simples desejo

Hoje eu só quero que o dia termine bem”

( Daniel Carlomagno e Jair Oliveira)

v

AGRADECIMENTOS

Ao Prof. Dr. Ednei Gilberto Primel por mais esta oportunidade, pela

orientação, pelo seu apoio, incentivo e compreensão em todos os momentos.

Grande incentivador de toda a minha jornada na pós-graduação, com sua amizade e

orientação me incentivou a passar por todas estas etapas, tornando cada desafio

mais fácil. Obrigada por tudo!

Aos professores Dr. Eduardo Carasek da Rocha, Dra. Mary Rosa

Rodrigues de Marchi e Dr. Manoel Leonardo Martins pela disposição em

participar na defesa da tese e pelas valiosas sugestões na finalização deste estudo.

A Prof. Dra. Daiane Dias pela participação e sugestões no exame de

qualificação e na defesa da tese, além de toda compreensão e carinho durante a

execução da parte final deste trabalho.

Ao Prof. Dr. Fábio Ferreira Gonçalves pela disposição em participar e pela

contribuição na qualificação e no exame de defesa da tese. Além disso, pela

amizade compartilhada durante estes anos.

Aos meus pais, Sérgio e Vânia, exemplos de vida, pelo amor, pelo apoio,

pela minha educação, por acreditarem em mim. Sem o apoio de vocês eu nunca

teria concluído mais esta etapa. Obrigada por tudo.

Aos meus irmãos, Aiessa e Fred, que torceram por mim durante toda essa

jornada, me dando apoio e amor sempre.

Ao meu marido, Márcio, pela parceria e companheirismo de todas as horas.

O maior incentivador para que eu concluísse mais essa etapa, me dando apoio e

força, me mostrando que tudo sempre acontece na hora certa.

A minha princesa, Rafaela, que se comportou muito bem, e na barriga da

mamãe, participou dos experimentos finais e da redação e defesa desta tese.

A todos os meus amigos, que sempre me proporcionam momentos de

descontração e torcem por mim. Em especial, a Sheron e a pequena Lara, as quais

tornaram todos os momentos mais alegres e agradáveis.

vi

Aos colegas do LACOM com os quais convivi, e que contribuíram de diversas

formas, tenho um carinho muito grande por todos. Ana Laura, Lizi, Maristela,

Karina, Carol, Gabi, Jean, Gabriel, Marcos, Antunielle, Débora, Renata, Bruno

Meira, Augusto, Elisane, Bruno Guimarães e Ednei. Agradeco também a alguns

colegas que já não estão no LACOM mas fizeram parte desta caminhada. Liziara e

Edinho, obrigada pela amizade.

Ao meu amigo Meira, pelo incentivo, amizade e discussões que me ajudaram

a concluir esta etapa.

Agradeço aos meus companheiros de DLLME, Carol, Jean, Karina, Gabriel

e Lizi, pela disposição em ajudar de sempre. Principalmente ao Jean e Carol que

foram incansáveis em muitos e muitos dias de DLLME.

A Ana Laura, Augusto, Lizi, Karina, Gabi e Maris por tantos momentos de

descontração e amizade.

A Maris, por todos os momentos (pessoais, profissionais e acadêmicos) e

amizade compartilhados no laboratório e todo apoio durante esta jornada. Obrigada!

A Lizi, minha colega de doutorado, minha parceira de DLLME, pelos seus

muitos préstimos e sua boa vontade sempre.

A Rosane, secretária do PPGQTA por todos os esclarecimentos e atenção

dispensada quando necessário.

À FURG pela oportunidade, principalmente pelo ensino gratuito e de

qualidade.

Aos professores do Programa de Pós-Graduação em Química

Tecnológica e Ambiental, os quais auxiliaram na minha formação acadêmica.

Agradeço à Deus, pela proteção e por me conceder mais esta vitória.

vii

SUMÁRIO

LISTA DE FIGURAS.................................................................................................... x

LISTA DE TABELAS ................................................................................................. xii

LISTA DE ABREVIATURAS E SÍMBOLOS .............................................................. xiv

RESUMO .................................................................................................................. xix

ABSTRACT ............................................................................................................... xx

1 INTRODUÇÃO .............................................................................................. 21

2 OBJETIVOS.................................................................................................. 26

3 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ......................................................................... 28

3.1 O processo analítico e o preparo de amostras ............................................. 28

3.2 Microextração Líquido-Líquido Dispersiva .................................................... 29

3.2.1 Princípios da DLLME .................................................................................... 30

3.2.2 DLLME aplicada a extração de agrotóxicos e PPCPs em amostras

ambientais ................................................................................................................. 33

3.2.2.1 Solventes extratores ..................................................................................... 51

3.2.2.2 Solventes dispersores .................................................................................. 52

3.2.2.3 Modificações ................................................................................................. 52

3.2.2.4 DLLME com auxílio de solvente demulsificante............................................ 58

3.2.2.5 Comparação com outras técnicas de extração ............................................. 61

3.2.2.6 Acoplamento com outras técnicas de extração ............................................ 63

3.2.2.7 DLLME acoplada com as técnicas de determinação .................................... 63

4 MATERIAIS E MÉTODOS ............................................................................ 65

4.1 Instrumentação ............................................................................................. 65

4.2 Reagentes, solventes e materiais ................................................................. 66

4.3 Preparo das soluções analíticas ................................................................... 67

4.4 Seleção dos analitos para o estudo .............................................................. 67

4.5 Amostras de água ......................................................................................... 70

4.6 Otimização do sistema cromatográfico LC-MS/MS para determinação de

agrotóxicos e PPCPs em amostras de água ............................................................. 72

4.6.1 Preparo da fase móvel .................................................................................. 73

4.6.2 Escolha da composição e vazão da fase móvel e modo de eluição ............. 73

viii

4.6.3 Condições do espectrômetro de massas ...................................................... 73

4.7 Avaliação do uso de padrão interno ............................................................. 74

4.8 Otimização da técnica de SD-DLLME para extração de agrotóxicos e PPCPs

em amostras de água ................................................................................................ 74

4.8.1 Seleção do solvente extrator e dispersor ...................................................... 75

4.8.2 Escolha do volume de solvente extrator ....................................................... 77

4.8.3 Escolha do volume de solvente dispersor..................................................... 77

4.8.4 Efeito do pH .................................................................................................. 77

4.8.5 Adição de sal ................................................................................................ 78

4.8.6 Tipo de solvente demulsificante .................................................................... 78

4.9 Validação dos métodos ................................................................................ 78

4.9.1 Limite de Detecção e Quantificação ............................................................. 79

4.9.2 Curva analítica, curva trabalho e linearidade ................................................ 79

4.9.3 Exatidão ........................................................................................................ 81

4.9.4 Precisão ........................................................................................................ 81

4.9.5 Efeito Matriz .................................................................................................. 82

4.10 Controle de qualidade nas determinações.................................................... 83

5 APRESENTAÇÃO E DISCUSSÃO DOS RESULTADOS ............................. 84

5.1 Otimização das melhores condições de detecção no espectrômetro de

massas 84


agrotóxicos e PPCPs em amostras de água ............................................................. 87

5.3 Avaliação do uso de padrão interno ............................................................. 91

5.4 SD-DLLME.................................................................................................... 92

5.4.1 Escolha dos solventes extratores e dispersores ........................................... 92

5.4.2 Escolha do volume de solvente extrator ..................................................... 101

5.4.3 Escolha do volume de solvente dispersor................................................... 106

5.4.4 Efeito do pH ................................................................................................ 109

5.4.5 Adição de sal .............................................................................................. 117

5.4.6 Volume e tipo de solvente demulsificante ................................................... 122

5.5 Condições da SD-DLLME otimizada .......................................................... 124

5.6 Validação do método empregando SD-DLLME e LC-MS/MS..................... 125

5.6.1 Limite de detecção e quantificação ............................................................. 125

ix

5.6.2 Curva analítica e linearidade ...................................................................... 128

5.6.3 Exatidão e precisão .................................................................................... 132

5.6.4 Efeito Matriz ................................................................................................ 139

5.6.5 Aplicabilidade .............................................................................................. 141

5.7 Comparação da SD-DLLME proposta com outros métodos empregados para

extração de agrotóxicos e PPCPs de amostras de água com determinação por LC-

MS/MS 149

5.8 Comparação da técnica proposta com o método de referência para extração

de analitos orgânicos de amostra de água .............................................................. 151

6 CONCLUSÕES ........................................................................................... 154

7 TRATAMENTO DOS RESÍDUOS GERADOS ............................................ 155

8 SUGESTÃO PARA TRABALHOS FUTUROS ............................................ 156

9 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ........................................................... 157

10 PRODUÇÃO CIENTÍFICA NO PERÍODO DE DOUTORADO .................... 179

x

LISTA DE FIGURAS

Figura 1. Etapas envolvidas na DLLME (MARTINS et al., 2012) .............................. 30

Figura 2. Etapas envolvidas na extração por SD-DLLME (adaptado de Chen et al.,

2010) ......................................................................................................................... 58

Figura 3. Mapa para os pontos de coleta das amostras de água utilizadas na

aplicabilidade ............................................................................................................. 70

Figura 4. Imagem do google earth para os pontos de coleta das amostras de água

utilizadas na aplicabilidade (marcados com uma estrela) ......................................... 71

Figura 5. Principais etapas envolvidas na SD-DLLME .............................................. 75

Figura 6. Separação das fases após adição do solvente demulsificante, (a) solução

turva - separação não ideal (b) boa separação das fases ......................................... 76

Figura 7. Área do pico para os analitos ionizados no modo negativo empregando

ácido acético e ácido fórmico como modificadores da fase móvel. Barras de erro

representam o desvio padrão (n=3, 3 injeções) ........................................................ 88

Figura 8. Sobreposição dos cromatogramas de íons no modo total (TIC) das seis

funções monitoradas para eluição no modo isocrático empregando metanol:água

0,1% ácido acético (60:40, v/v) (a), e no modo gradiente (b) conforme condições

descritas na Tabela 7. Concentração da mistura de 1000 µg L-1. ............................. 90

Figura 9. Curvas analíticas para a atrazina, atrazina corrigida pelo padrão interno

(atrazina-d5) e para o ibuprofeno, e ibuprofeno corrigido pelo padrão interno

(ibuprofeno-d3) .......................................................................................................... 92

Figura 10. Número de analitos que apresentaram valores de recuperação <20%,

entre 20 e 50 % e >50%, após extração por SD-DLLME com diferente combinações

de solvente extratores e dispersores (10 mL de amostra fortificada com 1,25 µg L -1,

pH da amostra: 6,6, volume de dispersor: 500 µL, volume extrator, 100 µL;

evaporado e redissolvido em 100 µL de metanol) ..................................................... 93


entre 20 e 50% e >50%, após extração por SD-DLLME com diferentes volumes de

solvente extrator (10 mL de amostra fortificada com 1,25 µg L-1; pH da amostra, 6,6;

volume de dispersor, 500 µL; volume de demulsificante, 500 µL) (n=3) ................. 101

xi


entre 20 e 50 % e >50%, após extração por SD-DLLME com diferentes volumes de

solvente dispersor (10 mL de amostra fortificada com 1,25 µg L-1, 10 mL; pH da

amostra, 6; volume de extrator, 120 µL) .................................................................. 106

Figura 13. Área dos picos para os PPCPs extraídos em diferentes valores de pH (10

mL de amostra fortificada com 1,25 µg L-1, 10 mL; volume de extrator, 120 µL;

volume de dispersor e demulsificante, 750 µL) (n=9 – 3 extrações e 3 injeções) ... 114

Figura 14. Área dos picos para os agrotóxicos extraídos em diferentes valoresi de

pH (10 mL de amostra fortificada com 1,25 µg L-1, 10 mL; volume de extrator, 120

µL; volume de dispersor e demulsificante, 750 µL) (n=9 – 3 extrações e 3 injeções)115

Figura 15. Etapas empregadas na SD-DLLME otimizada ....................................... 125

Figura 16. Exemplo do gráfico de linearidade para o cloridrato de ditialzem .......... 129

Figura 17. Exemplo do gráfico de linearidade para o fipronil................................... 129

Figura 18. Cromatograma no modo TIC para as seis funções monitoradas da matriz

(água potável) extraida em pH 2 (esquerda) e da matriz fortificada na concentração

de 2,5 µg L-1 (direita) ............................................................................................... 137

Figura 19. Cromatograma no modo TIC para as seis funções monitoradas da matriz

(água potável) extraida em pH 8 (esquerda) e da matriz fortificada na concentração

de 2,5 µg L-1 (direita) ............................................................................................... 138

Figura 20. Efeito matriz (água potável) para os analitos em estudo , calculado pela

inclinação das curvas analíticas preparadas no solvente e no extrato da matriz .... 140

Figura 21. Efeito Matriz (EM) para os analitos em estudo para as três diferentes

amostras estudadas, avaliado na concentração de 1,25 µg L-1 ............................. 148

xii

LISTA DE TABELAS

Tabela 1. Trabalhos empregando DLLME e modificações para a extração de

agrotóxicos e PPCPs de amostras ambientais .......................................................... 35

Tabela 2. Trabalhos empregando a técnica de SD-DLLME para diferentes analitos 60

Tabela 3. Valores de coeficiente de partição octanol-água (Kow), solubilidade em

água, pka, número CAS e uso dos PPCPs e agrotóxicos em estudo (DRUGBANK;

TOMLIN, 2003) .......................................................................................................... 68

Tabela 4. Propriedades físico-químicas para os solventes estudados (CETESB;

SIGMA)...................................................................................................................... 76

Tabela 5. Agrotóxicos e PPCPs quantificados por LC-MS/MS, modo de ionização,

transições monitoradas, energia do cone e voltagem de colisão .............................. 85

Tabela 6. Condições empregadas no sistema cromatográfico LC-MS/MS ............... 89

Tabela 7. Condições de eluição empregadas no modo gradiente ............................. 91

Tabela 8. Resultados em área após extração por SD-DLLME com diferente

combinações de solvente extratores e dispersores ................................................... 98

Tabela 9. Resultados em área após extração por SD-DLLME com diferentes

volumes de solvente extrator ................................................................................... 103


volumes de solvente dispersor ................................................................................ 107

Tabela 11. Resultados em área após extração por SD-DLLME em diferentes valores

de pH ....................................................................................................................... 110

Tabela 12. Área dos picos empregando diferente tipos de sais na SD-DLLME ...... 119

Tabela 13. Área dos analitos empregando acetona e água como solvente

demulsificante ......................................................................................................... 122

Tabela 14. Limite de detecção instrumental (LODi), Limite de Quantificação

instrumental (LOQi), limite de detecção do método (LODm) e limite de quantificação

do método (LOQm) .................................................................................................. 126

Tabela 15. Coeficiente angular (a), intercepto (b) e coeficiente de correlação (r) para

as curvas analíticas no solvente e no extrato .......................................................... 130

Tabela 16. Recuperações e desvio padrão relativo (RSD) para as amostras de água

fortificadas em diferentes níveis .............................................................................. 133

xiii

Tabela 17. Dados de pH e turbidez para as amostras coletadas para verificar a

aplicabilidade do método ......................................................................................... 141

Tabela 18. Concentrações dos analitos detectados nas amostras coletadas (μg L−1)

(n=3) ........................................................................................................................ 143

Tabela 19. Recuperação (R), desvio padrão relativo (RSD) e efeito matriz (EM) para

as amostras de água de superfície coletadas durante a aplicabilidade do método

(n=3) ........................................................................................................................ 145

Tabela 20. Comparação da SD-DLLME proposta com outros métodos empregados

para extração de agrotóxicos e PPCPs de amostras de água com determinação por

LC-MS/MS ............................................................................................................... 150

Tabela 21. Comparação entre os métodos de referência sugeridos pela EPA para

extração de agrotóxicos e PPCPs com a técnica proposta neste estudo................ 153

xiv

LISTA DE ABREVIATURAS E SÍMBOLOS

1. [BBIM][PF6] hexafluorfosfato de 1,3-dibutilimidazólio

2. [BMIM][PF6] bis(trifluorometanosulfonil)imida de 1-butil-2,3-dimetilimidazólio

3. [C4MIM][PF6], hexafluorofosfato de 1-butil-3-metilimidazólio

4. [C6MIM][PF6], hexafluorofosfato de 1-hexil-3-metilimidazólio

5. [C8MIM][PF6], hexafluorofosfato de 3-metil-1-octil-imidazólio

6. [HMIM][NTF2] bis(trifluorometilsulfonil)imida de 1-hexil-3-metilimidazólio

7. [HMIM][PF6] hexafluorfosfato de 1-metil-3-hexilimidazólio

8. [OMIM][PF6] hexafluorfosfato de 1-metil-3-octilimidazólio

9. [PPIM][PF6], hexafluorfosfato de 1,3-dipentilimidazólio

10. AA, assistida por ar, do inglês air assited

11. C18, Sílica modificada com hidrocarboneto linear C18, octadecilsilano

12. CTAB, brometo de cetiltrimetilamônio, do inglês cethyltrimethyl ammonium

bromide

13. DLLME, microextração líquido-líquido dispersiva, do inglês dispersive liquid-

liquid microextraction

14. DLLME-SFO, DLLME com solidificação da gota orgânica flutuante, do inglês

dispersive liquid-liquid microextraction based on solidification of floating organic

drop

15. DSPE, extração em fase sólida dispersiva, do inglês dispersive solid phase

extraction

16. EM, efeito matriz

17. EPA, agência de proteção ambiental, do inglês environmental protection agency

18. ESI, ionização por eletrospray, do inglês electrospray ionization

19. ETAAS, espectrometria de absorção atômica com atomização eletrotérmica, do

inglês electrothermal atomic absorption spectrometry

20. eV – elétron-Volt

21. FAAS, espectroscopia de absorção atômica de chama, do inglês flame atomic

absorption spectrometry

22. FLD, detector por fluorescência, do inglês fluorescence detector

23. GC, cromatografia gasosa, do inglês gas chromatography

xv

24. GCB, carbono grafitizado, do inglês graphitized carbon black

25. GC-ECD, GC acoplada ao detector de captura de elétrons, do inglês gas

chromatogrpahy with electron capture detector

26. GC-FID, cromatografia gasosa com detector por ionização em chama, do inglês

gas chromatography with flame ionization detector

27. GC-FPD, cromatografia gasosa acoplada ao detector fotométrico de chama, do

inglês gas chromatography with flame photometric detector

28. GC-MS, cromatografia gasosa acoplada a espectrometria de massas, do inglês

gas chromatography with mass spectrometry detector

29. GC-MS/MS, GC acoplada a espectrometria de massas sequencial, do inglês GC

tandem mass spectrometry

30. HF-LPME, microextração de fase líquida com fibras ocas, do inglês hollow fiber

liquid phase microextraction

31. HPAS, hidrocarbonetos policíclicos aromáticos

32. HPLC-DAD, cromatografia líquida de alta eficiência acoplada ao detector de

arranjo de diodos, do inglês high pressure liquid chromtography with diode array

detector

33. HPLC-UV, cromatografia líquida de alta eficiência acoplada ao detector

ultravioleta, do inglês high perfomance liquid chromatography with ultraviolet

detector

34. IL – liquido iônico, do inglês ionic liquid

35. INMETRO, Instituto Nacional de Metrologia, Normalização e Qualidade Industrial

36. ISCS, sistema de coleta de solvente, do inglês improved solvent collection

system

37. ISD, demulsificação na seringa, do inglês in-syringe demulsified

38. KOW, coeficiente de partição octanol-água

39. LC, cromatografia líquida, do inglês liquid chromatography

40. LC-MS/MS, cromatografia líquida acoplada a espectrometria de massas em

série, do inglês liquid chromatography tandem mass spectrometry

41. LDS, solvente de baixa densidade, do inglês low density solvent

42. LDS-VSLLME, microextração líquido-líquido com auxílio de surfactante

empregando solvente de baixa densidade e assistida por vortex, do inglês Low-

https://www.google.com.br/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=9&cad=rja&uact=8&ved=0CEIQFjAI&url=http%3A%2F%2Fwww.perkinelmer.com%2Fcatalog%2Fcategory%2Fid%2Fflame%2520photometric%2520detector%2520fpd%2520for%2520clarus%2520500%2520gc&ei=jAksVbTJM8OYgwT_loHQCA&usg=AFQjCNEzT-o7zk-iNcye4zOVyrMNJHu_pQ&sig2=2P_4iMCJCTr9YqglkXtdng&bvm=bv.90491159,d.cWc

xvi

density solvent-based vortex-assisted surfactant-enhanced-emulsification

liquid–liquid microextraction

43. LIC, limite de confiança inferior

44. LLE, extração líquido-líquido, do inglês liquid-liquid extraction

45. LMF, fluido magnético de baixa densidade, do inglês low-density magnetofluid

46. LMR, limite máximo de resíduo

47. LOD, limite de detecção, do inglês limit of detection

48. LOQ, limite de quantificação, do inglês limit of quantification

49. LPME, microextração em fase líquida, do inglês liquid phase microextraction

50. LSC, limite de confiança superior

51. m/z, razão massa-por-carga

52. SRM, monitoramento de reações selecionadas, do inglês selected reaction

monitoring

53. MS, espectrometria de massas, do inglês mass spectrometry

54. MSPME, microextração em fase sólida magnética, do inglês magnetic solid-

phase microextraction

55. NACE, eletroforese capilar não aquosa, do inglês nonaqueous capillary

electrophoresis

56. NaCl, cloreto de sódio

57. NaHPO4, fosfato de sódio

58. NHS, solventes não halogenados, do inglês nonhalogenated solvents

59. OMS, organização mundial da saúde

60. PDLLME, microextração líquido-líquido dispersiva particionada, do inglês

partitioned dispersive liquid–liquid microextraction;

61. PFPD, detector fotométrico de chama pulsada, do inglês pulsed flame

photometric detector

62. pH, potencial hidrogeniônico

63. pKa, potencial de dissociação ácida

64. PLE, extração com líquido pressurizado, do inglês pressurized liquid extraction

65. PPCPs, Fármacos e Produtos de Cuidado Pessoal, do inglês Pharmaceuticals

and Personal Care Produtcs

66. PSA, Amina primária secundária, do inglês Primary Secondary Amine

67. r, coeficiente de correlação linear

xvii

68. RSD, Desvio Padrão Relativo, do inglês Relative Standard Deviation

69. RSDpi, Desvio Padrão Relativo para Precisão Intermediária

70. RSDr, Desvio Padrão Relativo para Repetitividade

71. RTIL, líquidos iônicos a temperatura ambiente, do inglês room temperature

ionic liquids; i

72. s, estimativa do desvio padrão absoluto

73. SA-DLLME, microextração líquido-líquido dispersiva assistida por surfactante,

do inglês Surfactant-assisted dispersive liquid–liquid microextraction

74. s/n, relação sinal-ruído

75. SBSE, extração sortiva em barra de agitação, do inglês stir-bar sorptive

extraction

76. SD-DLLME, DLLME com auxílio de solvente demulsificante, do inglês solvent-

based de-emulsification dispersive liquid-liquid microextraction

77. SDME, microextração em gota suspensa, do inglês single drop microextraction

78. SEV, recipiente de extração silanizado, do inglês silylated extraction vessel

79. SPE, extração em fase sólida, do inglês solid phase extraction

80. SPME, microextração em fase sólida, do inglês solid-phase microextraction

81. TIC, Cromatograma de Íon Total, do inglês Total Ion Cromatogram

82. tR, tempo de retenção

83. TTAB, brometo de tetradeciltrimetilamônio

84. UA, assistida por ultrasom, do inglês ultrasound-assisted

85. UASO, partição com sal assistida por ultrasom, do inglês ultrasound assisted

salting-out

86. UDSA, assistida por agitador vertical, do inglês up-and-down shaker-assisted

87. UHPFSC, cromatografia liquida de ultra eficiência com fluido supercrítico, do

inglês ultra-high performance supercritical fluid chromatography

88. UHPLC, Cromatografia Líquida de Ultra Eficiência, do inglês Ultra High

Performance Liquid Chromatography

89. UHPLC-TUV, cromatografia líquida de alta eficiência com detecção por detector

de ultravioleta ajustável, do inglês ultra-high-pressure liquid chromatography

with tunable ultraviolet detection

xviii

90. USAEME, microextração assistida por ultrasom com emulsificação auxiliada por

surfactante, do inglês ultrasound-assisted surfactant-enhanced emulsification

microextraction

91. VALLME, microextração líquido-líquido dispersiva assistida por vórtex, do inglês

vortex assisted liquid-liquid microextraction

92. VWD, detector com comprimento de onda variável, do inglês variable wavelength

detector

93. WLSEME, DLLME com emulsificação assistida por solvente dispersor com água

com baixa concentração de surfactante, do inglês water with low concentration

of surfactant in dispersed solvent-assisted emulsion DLLME

xix

RESUMO

Título: DESENVOLVIMENTO DE MÉTODOS BASEADOS NA DLLME COM DEMULSIFICANTE ÁGUA PARA DETERMINAÇÃO MULTIRESÍDUO DE AGROTÓXICOS E FÁRMACOS E PRODUTOS DE CUIDA PESSOAL EM AMOSTRAS DE ÁGUA

Autor: Sergiane Caldas Barbosa

Orientador: Prof. Dr. Ednei Gilberto Primel

O uso de técnicas de microextração para o preparo de amostra tem recebido

atenção, uma vez que técnicas miniaturizadas reduzem o número de etapas, o

custo, e diminuem o impacto negativo no ambiente e na saúde dos químicos

analíticos. Além disso, a técnica de preparo de amostra ideal deve possibilitar a

extração de diferentes contaminantes, uma vez que compostos de propriedades

físico-químicas diferentes tem sido encontrados em amostras ambientais. Dessa

forma, o desafio deste trabalho foi estudar a técnica de microextração líquido-líquido

dispersiva (DLLME, do inglês dispersive liquid-liquid microextraction) na busca de

um método miniaturizado, rápido, menos agressivo ao ambiente e que possibilitasse

a extração de 26 fármacos e produtos de cuidado pessoal (PPCPs, do inglês

pharmaceuticals and personal care products) e 32 agrotóxicos de amostras de água.

As determinações foram realizadas por cromatografia líquida acoplada a

espectrometria de massas sequencial. Nas condições otimizadas (solvente extrator,

120 µL de 1-octanol; solvente dispersor, 750 µL de acetona; solvente demulsificante,

750 µL de água) os valores de recuperação (níveis 0,0125; 0,025; 0,125; 0,25; 1,25;

2,5 e 12,5 μg L-1) ficaram entre 70 e 120% com desvio padrão relativo inferior a 20%

para 96% das fortificações realizadas. Os limites de quantificação do método

variaram entre 0,0125 e 1,25 µg L-1 para todos os analitos. As curvas analíticas

apresentaram valores de coeficiente de correlação superiores a 0,98. O efeito matriz

(EM) foi avaliado e foi encontrada grande variação entre as amostras. O método foi

aplicado em amostras de águas de superfície e o EM foi compensado pela

quantificação por adição padrão. Resíduos de agrotóxicos e PPCPs foram

detectados nas amostras. Quando comparado com os métodos de referência e com

outros trabalhos publicados na literatura, o método proposto apresentou as

vantagens de ser rápido, simples e de baixo custo. Com a otimização, o método

permitiu a utilização de um pequeno volume de um álcool como solvente extrator e a

utilização de água para separação das fases ao invés de uso de um solvente

halogenado como proposto pelos trabalhos anteriormente publicados.

Palavras-chaves: agrotóxicos; PPCPs; DLLME; solventes de baixa densidade;

miniaturização

xx

ABSTRACT

Title: DEVELOPMENT OF METHODS BASED ON DLLME USING WATER AS

DEMULSIFIER FOR THE MULTIRESIDUE DETERMINATION OF PESTICIDES,

PHARMACEUTICALS AND PERSONAL CARE PRODUCTS IN WATER SAMPLES

Author: Sergiane Caldas Barbosa, M.Sc.

Advisor: Ednei Gilberto Primel, Ph.D.

Microextraction techniques have received attention because miniaturized

techniques decrease the number of steps, the cost and negative effects on the

environment and on analytical chemists’ health. Besides, the ideal sample

preparation technique should enable the extraction of a wide range of compounds

since different ones have been detected in the environment. Thus, the aim of this

research was to study the dispersive liquid-liquid microextraction (DLLME) technique

in the search for a miniaturized, fast and environmentally friendly method, capable of

extracting 26 pharmaceuticals and personal care products (PPCPs) and 32

pesticides from water samples. The determination was carried out by liquid

chromatography tandem mass spectrometry. In the optimized conditions (extractor

solvent, 120 µL 1-octanol; disperser solvent, 750 µL acetone; demulsifier solvent,

750 µL water), recovery values (levels 0.0125; 0.025; 0.125; 0.25; 1.25; 2.5 and 12.5

μg L-1) were between 70 and 120% with relative standard deviation lower than 20%

for 96% of the fortifications. The limits of quantification of the methods were between

0.0125 and 1.25 µg L-1 for all compounds. Analytical curves showed correlation

coefficients higher than 0.98. The matrix effect (ME) was evaluated and the samples

were differently affected. The method was applied to the determination of the

analytes in surface waters and the ME was compensated by the standard addition

method. Residues of pesticides and PPCPs were detected. By comparison with the

reference methods and other previously published studies, the proposed method

showed the advantages of being fast, simple and inexpensive. Moreover, the method

used a little amount of an alcohol as its extraction solvent and water for the

demulsification step instead of a halogenated solvent, as traditionally used in other

studies.

Keywords: pesticides; PPCPs; DLLME; low-density solvents; miniaturization

21

1 INTRODUÇÃO

O acesso a água potável e de qualidade é um direito do ser humano e um dos

componentes de uma política efetiva para a proteção da saúde. A Organização

Mundial de Saúde (OMS) estima que milhões de pessoas morram no mundo por ano

em virtude de doenças transmitidas pela água e indica que 700 milhões de pessoas

ainda não dispõem de abastecimento adequado de água potável (WHO, 2011).

Dentre as diferentes classes de contaminantes que têm sido investigadas em

águas estão fármacos e produtos de higiene pessoal (PPCPs, do inglês

Pharmaceutical and Personal Care Products) e agrotóxicos.

Os agrotóxicos, produtos utilizados para o controle de pragas, doenças e

ervas daninhas, são um dos principais insumos para garantia da produção agrícola.

Praticamente, desde a sua introdução na produção agrícola, os agrotóxicos são

conhecidos pela seu impacto na saúde humana (BAIRD e CANN, 2011). O uso

intensivo dos agrotóxicos está associado a problemas à saúde dos consumidores

dos alimentos, dos trabalhadores que lidam diretamente com os produtos, à

contaminação de alimentos e à degradação do meio ambiente. O Brasil destaca-se

no cenário mundial como o maior consumidor de agrotóxicos desde o ano de 2008,

respondendo, na América Latina, por 86% dos produtos (IBGE, 2012).

Os agrotóxicos são sintetizados para afetar determinadas reações

bioquímicas de insetos, microrganismos, animais e plantas que se deseja controlar

ou eliminar, mas determinados processos bioquímicos são comuns a todos os seres

vivos e, assim, o efeito pode então atingir não só o organismo que se espera

controlar, como também outros seres do ambiente (BAIRD, 2002). Um dos efeitos

que algumas classes de agrotóxicos possuem está baseado na inibição da enzima

acetilcolinesterase (AChE), interferindo na neurotransmissão colinérgica em

humanos e em peixes (LAETZ et al., 2009).

Além dos agrotóxicos, nos últimos anos, uma nova classe de contaminantes

tem alertado a comunidade científica. Conhecidos como “compostos orgânicos

emergentes” os PPCPs referem-se, em geral, a qualquer produto utilizado pelos

humanos para saúde pessoal, razões estéticas, ou usados para reforçar o

crescimento ou a saúde dos animais. PPCPs compreendem um conjunto

22

diversificado de milhares de substâncias químicas, incluindo drogas terapêuticas,

medicamentos veterinários, fragrâncias e cosméticos (EPA, 2015). Por serem

utilizados em nosso dia a dia, grande quantidade destes analitos acabam atingindo o

meio ambiente e chegando as plantas de tratamento de água e efluentes, onde

muitas vezes não são completamente removidos (RICHARDSON, 2009;

PEDROUZO et al., 2011; WHO, 2012).

A detecção de PPCPs em água é mais recente que a de agrotóxicos. Em

1970, um dos primeiros estudos foi publicado, e a presença de fármacos foi

detectada em águas residuais nos Estados Unidos (TABAK e BUNCH, 1970). Nos

últimos anos a detecção tem aumentado, principalmente devido aos avanços nas

instrumentações analíticas. Estudos indicam a presença de PPCPs em efluentes

(FERNÁNDEZ et al., 2014), lodo de estações de tratamento de efluentes (WICK et

al., 2010), lodos de estações de tratamento de água (CERQUEIRA et al., 2014),

solos e sedimentos (KUMIRSKA et al., 2015), águas de superfície (CALDAS et al.,

2013) e matrizes biológicas, como músculo de peixes (ESCARRONE et al., 2014;

REZK et al., 2015).

Determinar a qualidade da água é uma prioridade para a saúde humana; e

para isso, devido aos baixos níveis e a natureza da matriz onde os agrotóxicos e

PPCPs se encontram, são necessárias técnicas de preparo de amostra eficientes,

que atinjam detecções em concentrações de ng L-1, empregando menor quantidade

de solvente, que sejam rápidas e fáceis de executar (PICÓ et al., 2007;

TANKIEWICZ et al., 2011).

Uma das técnicas mais usadas no preparo de amostras para o isolamento e

pré-concentração de agrotóxicos e PPCPs é a Extração em Fase Sólida (SPE, do

inglês Solid-Phase Extraction), na qual a amostra aquosa é percolada por um

cartucho contendo um adsorvente, onde os analitos são retidos e depois eluídos

com uma pequena quantidade de solvente orgânico (PRIMEL et al., 2012).

A técnica de SPE substituiu em grande maioria a utilização da técnica de

Extração Líquido-Líquido (LLE, do inglês Liquid-Liquid Extraction), a qual utiliza

grande volume de solvente orgânico e é trabalhosa. Entretanto, os métodos

convencionais vêm sendo aprimorados na busca de métodos mais baratos, mais

rápidos e que consumam menor quantidade de solvente. Nesse aspecto, novas

técnicas têm sido desenvolvidas, como a Microextração Líquido-Líquido Dispersiva

23

(DLLME, do inglês Dispersive Liquid-Liquid Microextraction). O princípio básico da

técnica DLLME é a dispersão de um solvente extrator (imiscível em água) e um

solvente dispersor (miscível em água e no solvente extrator) em uma solução

aquosa o que proporciona uma grande área de contato entre a fase aquosa e o

solvente extrator (REZZAE et al., 2006). Do ponto de vista comercial, econômico e

ambiental, as vantagens da DLLME em relação aos métodos convencionais de

extração com solvente são a simplicidade de operação, rapidez, baixo custo, fácil

manipulação, baixo consumo de solventes orgânicos, e alto fator de enriquecimento

(CALDAS et al., 2011b). A técnica tem sido aplicado na extração de compostos

orgânicos como plastificantes (FARAHANI et al., 2007), fármacos (YAZDI et al.,

2008), agrotóxicos (CALDAS et al., 2010) e compostos inorgânicos (SOARES et al.,

2013) de amostras de alimentos, águas, fluidos biológicos, entre outros.

Com o avanço da técnica foram surgindo modificações, na tentativa de tornar

a técnica mais robusta e menos poluente. Surgiram então modificações que

empregam solventes menos densos que a água, o que favoreceu o uso de outros

solventes extratores, aumentando assim, a faixa de trabalho da DLLME.

Uma das modificações desenvolvidas é a DLLME com auxílio de solvente

demulsificante (SD-DLLME, do inglês Solvent-Based De-Emulsification Dispersive

Liquid-Liquid Microextraction) (CHEN et al., 2010). O princípio da extração é o

mesmo da DLLME, mas a técnica permite o uso de solventes menos densos que a

água. Com isso, para facilitar a retirada da gota orgânica, a extração é realizada em

um balão volumétrico. Após formação da solução turva, a etapa de centrifugação é

substituída pela adição de um solvente demulsificante, o qual quebra a emulsão e

proporciona a separação de fases rapidamente. Após isso, a gota flutua na

superfície da amostra e é retirada facilmente com o auxílio de uma seringa.

Estas técnicas de DLLME tem compatibilidade com as técnicas de

Cromatografia Gasosa (GC, do inglês Gas Chromatography) e de Cromatografia

Líquida (LC, do inglês Liquid Chromatography). Para a detecção e quantificação

simultânea de PPCPs e agrotóxicos, GC e LC têm sido as técnicas mais utilizadas,

ambas acopladas com detectores por espectrometria de massas (MS, do inglês

Mass Spectrometry).

Os mananciais de água são fontes de água potável, por isso muitas agências

ambientais têm imposto legislação rigorosa a respeito da qualidade dessas águas. A

24

legislação mais rígida foi estabelecida pela Comunidade Econômica Européia, onde,

para água potável, a concentração máxima permitida é 0,1 µg L-1 para agrotóxicos

individuais e 0,5 µg L-1 para a soma de agrotóxicos, incluindo produtos de

transformação (EU, 1998).

No Brasil, a Portaria nº 2.914/2011 estabelece os procedimentos e

responsabilidades relativas ao controle e vigilância da qualidade da água para

consumo humano e o seu padrão de potabilidade, inclui as concentrações máximas

de alguns agrotóxicos em águas para abastecimento público (BRASIL, 2011a). Para

águas doces, salobras e salinas, a resolução nº 430/2011, a qual dispõe sobre a

classificação dos corpos de água e diretrizes ambientais para o seu enquadramento,

estabelece alguns valores máximos para agrotóxicos (BRASIL, 2011b). No entanto,

estas legislações não contemplam a maioria dos agrotóxicos em uso atualmente.

Para fármacos ainda não existem valores preconizados na legislação

brasileira e internacional. Embora a detecção destes analitos seja uma realidade,

pouco se sabe sobre a toxicidade deles nas concentrações nas quais eles vem

sendo detectados. Já existe discussões por parte dos órgãos ambientais. Estas

discussões estão baseadas em dados de projetos e publicações científicas, o que

ressalta a necessidade da geração de dados, para dar subsídio a tomada de

decisão.

Métodos multirresíduos são mais trabalhosos de serem desenvolvidos, uma

vez que analitos que apresentam diferente polaridades, solubilidades, volatilidades,

valores de pKa devem ser extraídos simultaneamente. A extração simultânea de

diferentes classes de analitos por DLLME, diferentemente da SPE, tem recebido

pouca atenção, devido algumas limitações que a técnica apresenta como é o caso

dos solventes extratores empregados. Dessa forma, o desafio deste trabalho foi

aprimorar e estudar a técnica de SD-DLLME na busca de um método miniaturizado,

rápido, menos agressivo ao ambiente e que possibilite a extração de agrotóxicos e

PPCPs, atingindo exatidão e precisão aceitáveis para poder ser empregada na

rotina de um laboratório, colaborando assim com o desenvolvimento da Química

Analítica, e proporcionando uma alternativa para as técnicas oficiais, amplamente

empregadas.

Para estudo do método foi levado em consideração que os analitos em estudo

pertencem a diferentes classes químicas, e apresentam solubilidade e polaridade

25

bastante diferenciadas entre si. Com a otimização, a técnica proposta permitiu a

utilização de um pequeno volume de um álcool como solvente extrator, a utilização

de água para separação das fases ao invés de uso de um solvente orgânico como

proposto pelos trabalhos anteriormente publicados, e pela primeira vez, a rápida

extração de 58 analitos de amostras de água, apenas com uso de balões

volumétricos e seringas, uma vez que a etapa de centrifugação não é necessária na

SD-DLLME.

26

2 OBJETIVOS

Este trabalho teve como objetivo geral desenvolver e validar um método de

pré-concentração e extração por DLLME para a determinação de agrotóxicos,

fármacos e produtos de higiene pessoal por Cromatografia Líquida acoplada a

Espectrometria de Massas sequencial (LC-MS/MS) em água de abastecimento

público e de superfície, visando um método com poucas etapas, que empregasse

solventes menos tóxicos e que gerasse menor exposição do analista.

Para desenvolver e validar o método foram propostos os seguintes objetivos

específicos:

Selecionar os analitos para estudo, considerando a diversidade de

propriedades físico-químicas, as diferentes aplicações e a ocorrência em amostras

ambientais;

Estudar o desempenho da DLLME quando aplicada a extração de analitos

pertencentes a diferentes classes;

Propor modificações na técnica de extração para aplicar a extração

multiclasses de analitos de amostras de água;

Estudar as condições de extração da DLLME com enfoque no efeito de

alguns parâmetros como o solvente extrator, solvente dispersor, solvente

demulsificante, pH e adição de sal;

Avaliar o uso de diferentes solventes demulsificantes a fim de tornar a

técnica mais barata e gerar resíduos menos tóxicos;

Avaliar os dados através de um tratamento estatístico para verificar

diferenças significativas entre os resultados obtidos durante a otimização dos

parâmetros de extração;

Otimizar os parâmetros instrumentais para LC-MS/MS;

Validar o método, avaliando: curva analítica, linearidade, limites de

quantificação e detecção, precisão, exatidão e efeito matriz;

Traçar um comparativo do método proposto com os disponíveis para

extração de agrotóxicos e PPCPs de amostras de água, assim como comparar com

os métodos oficiais;

27

Disponibilizar dados para subsidiar a tomada de decisão e a criação de

legislação no Brasil;

Demonstrar a aplicabilidade do método validado na investigação da

ocorrência de 58 analitos em amostras de águas de superfície.

28

3 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

3.1 O processo analítico e o preparo de amostras

O processo analítico consiste tipicamente de um número de etapas,

igualmente importantes, como a amostragem, preparo de amostra, isolamento dos

analitos, identificação, quantificação e tratamento dos dados (WARDENCKI et al.,

2007; RAMOS, 2012).

Considerando a natureza da amostra e o objetivo do preparo de amostras,

fica evidente a grande influência desta etapa no tempo total do processo analítico e

na qualidade dos resultados obtidos, sendo um dos passos críticos do processo e

um dos principais obstáculos para a obtenção de resultados adequados em termos

de precisão e detectabilidade (MARTINS et al., 2012; RAMOS, 2012).

Com o aprimoramento de técnicas analíticas para determinação de

compostos em níveis traço em amostras ambientais, as técnicas de preparo de

amostra vem ganhando estímulo. O incentivo é por métodos exatos e rápidos para a

determinação de um número crescente de diferentes analitos em concentrações

cada vez menores em matrizes complexas (RAMOS, 2012).

Os processos clássicos de preparo de amostra como a LLE embora

consistam de várias etapas, ainda são amplamente empregados. As primeiras

etapas geralmente consistem em extrações exaustivas dos analitos da matriz, e,

devido a natureza não seletiva desses passos iniciais, a purificação dos extratos

obtidos geralmente é realizada. As etapas da purificação geralmente são

demoradas, o que torna a análise mais cara em termos de tempo e consumo de

reagentes, torna o procedimento mais suscetível a contaminação e degradação dos

analitos, e geralmente resulta em uma quantidade maior de resíduos (RAMOS,

2012; SPIETELUN et al., 2014).

Essas questões explicam porque estima-se que o prepara de amostra é

responsável por dois terços do tempo total de análise e, mais importante, ser

considerada a primeira fonte de erros e discrepâncias entre laboratórios. Em outras

palavras, a seleção e otimização do preparo de amostra dão aspectos fundamentais

29

no processo analítico que podem afetar a exatidão dos resultados finais (RAMOS,

2012).

Para minimizar estes problemas, diferentes métodos têm sido propostos a fim

de otimizar e propor alternativas as extrações convencionais. Atualmente, atenção

especial é dispensada para métodos que sejam rápidos, eficientes e ambientalmente

corretos. Desta forma, métodos baseados em microextração vêm sendo

desenvolvidos como alternativas aos métodos clássicos de extração (MARTINS et

al., 2012)

O uso de técnicas de microextração alternativas para o preparo de amostra

reduz o número de erros comumente encontrados em técnicas multi-estágios, e

limita o impacto negativo no ambiente e na saúde dos químicos analíticos. A

redução na quantidade de solvente orgânico empregado durante a extração se

transforma em diminuição de custos no tratamento dos resíduos e no gasto com a

compra dos solventes. Além disso, estas modificações nas técnicas descritas na

literatura estão dentro dos conceitos dos 3 R's, ou seja, substituir, reduzir e reciclar

(replace, reduce and recycle); substituir o uso de solventes tóxicos por solventes

verdes, reduzir o consumo de solventes e geração de resíduos, e reciclar os

solventes (WELCH et al., 2010; SPIETELUN et al., 2014).

As microextrações em fase líquida (LPME, do inglês Liquid Phase

Microextracton) incluem técnicas como a microextração em gota suspensa (SDME,

do inglês Single Drop Microextraction). Essa técnica é simples e utiliza baixo volume

de solventes, mas possui a desvantagem do tempo, uma vez que a área superficial

de contato com a amostra é pequena, o que necessita um longo tempo de extração

(KOKOSA, 2013). Na busca de técnicas de microextração mais rápidas, diferentes

técnicas tem sido propostas, e dentre elas, a técnica de DLLME vem sendo

estudada e empregada para extração de agrotóxicos e PPCPs de amostras de

águas.

3.2 Microextração Líquido-Líquido Dispersiva

A técnica de DLLME foi introduzida por Assadi e colaboradores no ano de

2006 (REZAEE et al., 2006).

30

Amostra

Injeção

da mistura de

Solventes extrator

e dispersor

na amostra Retirada

da fase

sedimentada

Microvial

com

amostra

Transferência

da fase

sedimentada

para o microvial

Centrifugação

Assim como outras técnicas de extração, a DLLME tem chamado a atenção

de pesquisadores e tem se tornado bastante popular entre os químicos analíticos.

Diversos trabalhos de revisão tem sido publicado sobre a técnica, envolvendo

aspectos gerais (REZAEE et al., 2010; ZGOŁA-GRZEŚKOWIAK e GRZEŚKOWIAK,

2011; LEONG et al., 2014), determinação de analitos orgânicos (HERRERA-

HERRERA et al., 2010; MA et al., 2012), discussões mais específicas como o uso de

solventes menos densos que a água (KOCÚROVÁ et al., 2012), entre outros.

3.2.1 Princípios da DLLME

A técnica esta baseada na injeção rápida de uma mistura apropriada de dois

solventes, um extrator e um dispersor, na amostra com o auxílio de uma seringa.

Após leve agitação, uma solução turva com microgotas é formada. As microgotas

consistem do solvente extrator mais o analito já extraído. Devido a alta área

superficial entre o solvente extrator e a amostra aquosa, e equilíbrio é atingido

rapidamente e a extração independe do tempo. Após centrifugação ocorre a

sedimentação das microgotas, formando uma fase sedimentada, a qual é retirada

com o auxílio de uma seringa e após, é efetuada a quantificação dos analitos pelo

método mais apropriado (Figura 1) (REZAEE et al., 2010).

Figura 1. Etapas envolvidas na DLLME (MARTINS et al., 2012)

31

Na DLLME, os principais fatores que afetam a eficiência de extração são a

seleção do solvente extrator e dispersor adequados e os volumes de solvente

extrator e dispersor. A seleção do solvente extrator é o principal parâmetro no

processo de DLLME. Solventes orgânicos são escolhidos baseados na sua maior

densidade que a água, capacidade de extração dos analitos e um bom

comportamento cromatográfico (REZAEE et al., 2010). Hidrocarbonetos

halogenados como clorobenzeno, clorofórmio, tetracloreto de carbono e

tetracloroetileno são usualmente empregadas como solventes extratores devido a

sua alta densidade. O solvente dispersor é escolhido baseado na sua miscibilidade

no solvente extrator e na fase aquosa. Acetona, metanol e acetonitrila são

usualmente empregados como solvente dispersor.

O volume de solvente extrator tem um efeito importante no fator de

concentração. Aumentado o volume de solvente extrator, o volume de fase

sedimentada obtida no processo de centrifugação aumenta, resultando em um

menor fator de concentração (HERRERA-HERRERA et al., 2010; REZAEE et al.,

2010). Entretanto, um volume de solvente extrator ótimo deve garantir a eficiência de

extração, um alto fator de concentração e volume suficiente de fase sedimentada

para a posterior análise.

O volume de solvente dispersor afeta diretamente na formação da solução

turva (água, solvente dispersor, solvente extrator), no fator de dispersão do solvente

extrator na fase aquosa e, subsequentemente, na eficiência de extração. Variações

no volume de solvente dispersor afetam o volume de fase sedimentada. Na DLLME,

os parâmetros importantes que afetam o volume de fase sedimentada são: (1)

solubilidade do solvente extrator na água, (2) volume de amostra, (3) volume de

solvente dispersor e (4) volume de solvente extrator (REZAEE et al., 2010).

Na DLLME, o tempo de extração é definido como o intervalo entre a injeção

da mistura dos solventes dispersor e extrator, e a centrifugação. A área superficial

entre o solvente extrator e a fase aquosa é infinitamente grande, então, a

transferência dos analitos para a fase aquosa é rápida. Subsequentemente, o

estágio de equilíbrio é atingido rapidamente (REZAEE et al., 2010).

32

Na DLLME, o fator de pré concentração (PF) é definido como a razão entre a

concentração do analito na fase sedimentada (Csed) e a concentração inicial (Co)

do analito na amostra (equação 1).

(1)

A recuperação (R) é definida como (equação 2):

(2)

Onde no é a quantidade total de analito e nsed é a quantidade de analito

extraído na fase sedimentada; e, Vsed e Vaq são os volumes de fase sedimentada e

amostra, respectivamente (REZAEE et al., 2010).

A DLLME é uma técnica simples e rápida, e seus maiores benefícios são os

baixos volumes (µL), a alta área superficial entre o solvente extrator e a amostra

aquosa, e o alto fator de enriquecimento geralmente obtido (KOCÚROVÁ et al.,

2012).

As desvantagens da DLLME estão relacionadas em sua maioria com os pré-

requisitos do solvente extrator e do dispersor. O solvente extrator deve ter habilidade

em extrair os analitos, baixa solubilidade em água e ser compatível com a

instrumentação analítica a ser utilizada. Além disso, deve formar uma solução turva

quando na presença do solvente dispersor. Entretanto, o número de solventes

disponíveis para serem empregados no método são limitados, e a escolha do

solvente extrator se torna a primeira desvantagem do método; fato este que se

agrava quando há a necessidade de que este solvente possua maior densidade que

a água, uma vez que o número de solventes que atendem este pré requisito é

relativamente pequeno e geralmente são solventes clorados. Com relação ao

solvente dispersor, este deve ser miscível tanto na fase aquosa quanto na fase

orgânica com o objetivo de garantir a formação de uma solução turva que aumenta a

área de contato entre as duas fases, facilitando a extração (KOCÚROVÁ et al.,

2012).

Para eliminar estas desvantagens, alternativas como automatização, uso de

extratores menos tóxicos e mais seguros (e.g. líquidos iônicos, líquidos supercríticos,

soluções surfactantes), solventes com menor densidade que a água, extrações sem

33

o uso do solvente dispersor; e extrações sem a necessidade de centrifugação tem

se tornado um tópico de interesse na química analítica nos últimos anos

(KOCÚROVÁ et al., 2012; SPIETELUN et al., 2014).

Um dado importante sobre a técnica, que mostra a sua consolidação na área

da química analítica, é a sua utilização para monitoramento ambiental, o que já pode

ser observado. Recentemente a técnica foi aplicada para verificar a ocorrência e a

distribuição espacial de alquilfenóis em cinco estuários na costa noroeste da

Espanha. Foram adicionados 100 µL de 1-octanol (solvente extrator) em 30 mL de

amostra de água do mar. A mistura foi agitada por 5 min a 1200 rpm e depois

centrifugada. A fase de 1-octanol foi coletada e aferida a 1 mL com metanol. Um

total de 98 amostras de água do mar foram coletadas e extraídas por DLLME e a

determinação foi realizada por LC-MS/MS. Os resultados indicaram a presença de

alguns alquilfenóis, e com mais frequência o composto nonilfenol foi detectado em

concentração máxima de 0,337 µg L-1 (SALGUEIRO-GONZÁLEZ et al., 2015).

3.2.2 DLLME aplicada a extração de agrotóxicos e PPCPs em amostras

ambientais

Os agrotóxicos tem o potencial de controlar e prevenir organismos que

atacam os alimentos, sendo uma ferramenta para a garantia da produção de

alimentos. Embora sejam extremamente importantes na agricultura, alguns

agrotóxicos já são conhecidos por seus efeitos tóxicos a humanos e animais, e o uso

contínuo desses compostos pode causar sérios problemas de contaminação

ambiental e dos alimentos (PINTO et al., 2010).

Os PPCPs compreendem milhares de substâncias químicas utilizadas pelos

indivíduos para a saúde, para fins de higiene e cosméticos, ou usado no

agronegócio para aumentar a produção e/ou melhorar a saúde dos animais (EPA,

2015). Estudos tem demonstrado a presença destes compostos em corpos hídricos

(CALDAS et al., 2013), e alguns estudos tem sugerido que alguns PPCPs podem

causar danos ao ambiente (NASSEF et al., 2010).

Embora a detecção destes compostos seja recente, os PPCPs devem estar

presente nas águas e no ambiente desde o tempo em que começaram a serem

34

utilizados. A detecção deles se tornou possível devido aos avanços na tecnologia os

quais melhoraram a habilidade em detectar e quantificar estes compostos.

Por estarem presente em baixas concentrações, tanto agrotóxicos como

PPCPs, técnicas de preparo de amostra que além de extrair possibilitem a pré-

concentração dos analitos tem sido estudadas e empregadas para o monitoramento

destes compostos em amostras ambientais. Nos próximos itens é feita um revisão

sobre os tipos e os volumes de solventes extratores e dispersores empregados na

DLLME para extração de agrotóxicos e PPCPs, assim como as modificações que

vem sendo realizadas na técnica, a comparação da DLLME com outras técnicas de

extração e as diferentes técnicas de determinação utilizadas. Uma descrição mais

detalhada dos trabalhos publicados é apresentada na Tabela 1.

35

Tabela 1. Trabalhos empregando DLLME e modificações para a extração de agrotóxicos e PPCPs de amostras ambientais

Sigla Analitos

Matriz

Volume

de

amostra

Solvente

Dispersor

Solvente

Extrator Centrifugação

Etapa de

evaporação

Técnica de

determinação OBS Referência

DLLME 13

organofosforados

Água

5 mL

Acetona

1000 µL

Clorobenzeno

12 µL

2 min

5000 rpm não GC-FPD

a

(BERIJANI et

al., 2006)

DLLME 11

clorobenzenos

Água

5 mL

Acetona

500 µL

Clorobenzeno

9,5 µL

2 min

5000 rpm não GC-ECD

b

(KOZANI et al.,

2007)

DLLME 4 triazinas Água

5 mL

Acetona

1000 µL

Clorobenzeno

12 µL

5 min

6000 rpm não GC-MS

c

(NAGARAJU e

HUANG, 2007)

DLLME 1 carbamato Água

5 mL

Metanol

500 µL

Tetracloroetano

20 µL

2 min

4000 rpm não HPLC-DAD

d

(WEI et al.,

2007)

DLLME piretróides Água

5 mL

Acetona

1000 µL

Clorobenzeno

10 µL

5 min


(ZANG et al.,

2008)

DLLME 2 antidepressivos

tricíclicos

Água

5 mL

pH 12

Metanol

1000 µL

Tetracloreto de

Carbono

18 µL

10 min

1000 rpm não GC-FID

e

(YAZDI et al.,

2008)

DLLME 6

organosulfurados

Água

5 mL

Metanol

800 µL

Tetracloreto de

carbono

10 µL

15 min

3000 rpm não GC-FPD

Comparação

com a HF-

LPME

(XIONG e HU,

2008)

PDLLMEg

4

clorofenóxiacéticos

Água

5 mL

0,2 M HCl

3% NaCl

Tetrahidrofurano

1920

µL

Tetracloroetileno

80 µL

10 min

4000 rpm sim HPLC-UV

f

(MELWANKI e

FUH, 2008)

a GC-FPD, cromatografia gasosa acoplada ao detector fotométrico de chama, do inglês gas chromatography with flame photometric detector;

b GC-ECD, GC acoplada

ao detector de captura de elétrons, do inglês gas chromatogrpahy with electron capture detector; c

GC-MS, cromatografia gasosa acoplada a espectrometria de

massas, do inglês gas chromatography with mass spectrometry detector; d

HPLC-DAD, cromatografia líquida de alta eficiência acoplada ao detector de arranjo de

diodos, do inglês high pressure liquid chromtography with diode array detector; e

GC-FID, cromatografia gasosa com detector por ionização em chama, do inglês gas

chromatography with flame ionization detecor; f HPLC-UV, cromatografia líquida de alta eficiência acoplada ao detector ultravioleta, do inglês high perfomance liquid

chromatography with ultraviolet detector; g

PDLLME, microextração líquido-líquido dispersiva particionada, do inglês partitioned dispersive liquid–liquid microextraction

https://www.google.com.br/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=9&cad=rja&uact=8&ved=0CEIQFjAI&url=http%3A%2F%2Fwww.perkinelmer.com%2Fcatalog%2Fcategory%2Fid%2Fflame%2520photometric%2520detector%2520fpd%2520for%2520clarus%2520500%2520gc&ei=jAksVbTJM8OYgwT_loHQCA&usg=AFQjCNEzT-o7zk-iNcye4zOVyrMNJHu_pQ&sig2=2P_4iMCJCTr9YqglkXtdng&bvm=bv.90491159,d.cWc

36

Sigla Analitos

Matriz

Volume

de

amostra

Solvente

Dispersor

Solvente


Etapa de

evaporação

Técnica de


RTILh

DLLME

4

organofosforados

Água

10 mL

O tubo com

água e o

extrator foi

colocado em

banho maria (80

ºC) e depois

banho de gelo

(30 min)

[C6MIM][PF6]i

50 µL 20 min não HPLC-UV

(ZHOU et al.,

2008)

DLLME Metacrato

(agrotóxico)

Água

6 mL

Metanol

565 µL

Diclorometano

116 µL

10 min

4000 rpm não LC-UV

(XIA et al.,

2008)

DLLME-

SFOj

6

organoclorados

Água

5 mL

Acetonitrila

200 µL

Hexadecano

10 uL

3 min


(LEONG e

HUANG, 2009)

DLLME 18

Organoclorados

Água

10 mL

Acetona

1000 µL

Tetracloroetileno

10 µL

3 min

2 300 rpm não GC-MS

(CORTADA et

al., 2009)

DLLME 5 fragrâncias Água

5 mL

Metanol

620 µL

Tetracloreto de

Carbono

250 µL

7,5 min

4000 rpm sim GC-MS

(PANAGIOTOU

et al., 2009)

DLLME-

TSC

5

organoclorados

Água

10 mL

300 mg de

NaCl

Ter-butil-metil-

ester

7,8 µL

Tetracloroetileno

5,2 µL

5 min

4500 rpm não GC-MS

(TSAI e

HUANG, 2009)

DLLME 2

antimicrobianos

Água

5 mL

Metanol

1000 µL

1,1,1-

tricloroetano

40 µL

3 min

3500 rpm não GC-MS/MS

l

(MONTES et

al., 2009)

h RTIL – líquidos iônicos a temperatura ambiente, do inglês room temperature ionic liquids;

i [C6MIM][PF6], hexafluorofosfato de 1-hexil-3-metilimidazólio,

j DLLME-SFO,

DLLME com solidificação da gota orgânica flutuante, do inglês dispersive liquid-liquid microextraction based on solidification of floating organic drop; l GC-MS/MS, GC

acoplada a espectrometria de massas sequencial, do inglês GC tandem mass spectrometry;

37

Sigla Analitos

Matriz Volume

de amostra

Solvente Dispersor

Solvente Extrator

Centrifugação Etapa de

evaporação Técnica de


USAEME 7

conservantes

Água 10 mL 0,1 g

Na2HPO4m

200 µL anidrido acético

Não utiliza 1,1,1-

tricloroetano 100 µL

Ultrasom 5 min

Centrifugação 3 min

5000 rpm

não GC-MS/MS (REGUEIRO et

al., 2009)

DLLME 3

carbamatos Água 5 mL

Acetonitrila 1000 µL

Clorobenzeno 35 µL

5 min 4000 rpm

não HPLC (HE et al.,

2009b)

DLLME 2

clorofenóxiacéticos

Água 5 mL

pH 1,5 10%

NaCln

Acetona 1000 µL

Clorobenzeno 25 µL

5 min 5000 rpm

não HPLC-DAD (FARHADI et al., 2009b)

DLLME pentaclorofenol

Água 5 mL pH 3

1% NaCl

Acetona 1000 µL

tetracloroetileno 15 µL

5 min 5 000 rpm

não HPLC-DAD (FARHADI et al., 2009a)

ILo

DLLME 4 inseticidas

heterocíclicos Água 5 mL

Metanol 500 µL

[C6MIM][PF6] 0,052 g

10 min 4000 rpm

não HPLC-DAD (LIU et al.,

2009a)

DLLME 5

carbamatos Água 5 mL


Triclorometano 40µL

4000 rpm 5 min

não HPLC-DAD (LIU et al.,

2009b)

DSPE-DLLME

4 sulfoniluréias

Solo 10 g

Acetona (extrato do solo)

1000 µL

Clorobenzeno 60 µ L

Vortex 5 s

centrifugação 5 min

3500 rpm

sim HPLC-FLDp

(WU et al., 2009b)

mNaHPO4, fosfato de sódio;

nNaCl, cloreto de sódio,

o IL – liquido iônico, do inglês ionic liquid;

p FLD, detector por fluorescência, do inglês fluorescence detector

38

Sigla Analitos

Matriz Volume

de amostra

Solvente Dispersor

Solvente Extrator




DLLME 2 agrotóxicos

(carbendazim e tiabendazol)

Água 5 mL

0,5 g NaCl Solos 20 g

(5 mL do extrato pH

7)

tetrahidrofurano 750 µL

Clorofórmio 80 µL

5 min 3500 rpm

sim HPLC-FLD (WU et al.,

2009a)

PDLLME 8 herbicidas feniluréias

Água 0,5% NaCl

5 mL


diclorometano 60 µL

5 min 4000 rpm

sim HPLC-UV (CHOU et al.,

2009)

IL-DLLME 4

organofosforados Água 5 mL

Metanol 1000 µL

[C8MIM][PF6]r

35 µL 5 min

4000 rpm HPLC-UV

(HE et al., 2009a)

DLLME Bisfenol-A Água 10 mL

Acetona 2000 µL

Clorofórmio 142 µL

5 min 6000 rpm

sim HPLC-UV (REZAEE et al.,

2009)

DLLME 4

organoclorados Água 10 mL


CCl4 50 µL

6 min 5000 rpm

sim HPLC-UV (ZHOU et al.,

2009)

DLLME 3

antimicrobianos Água 5 mL


1,3-diclorobenzeno

15 µL

5 min 3000 rpm

sim UHPLC-TUVs

(GUO et al., 2009)

VALLMEq

5 piretróides 1 organofosforado

Água 20 mL

Não utiliza Tolueno 30 µL

Vortex 2 min

2800 rpm não GC- µECD

(JIA et al., 2010)

DLLME 14

organoclorados Água

Acetona 500 µL

Dissulfeto de carbono 13,5 µL

GC-ECD (FARAJI e

HELALIZADEH, 2010)

q VALLME, microextração líquido-líquido dispersiva assistida por vórtex, do inglês vortex assisted liquid-liquid microextraction;

r [C8MIM][PF6], hexafluorofosfato de 3-

metil-1-octil-imidazólio; s UHPLC-TUV, cromatografia líquida de alta eficiência com detecção por detector de ultravioleta ajustável, do inglês ultra-high-pressure liquid

chromatography with tunable ultraviolet detection;

39

Sigla Analitos

Matriz

Volume

de

amostra

Solvente

Dispersor

Solvente


Etapa de

evaporação

Técnica de


DLLME-

SFO

4

piretróides

Água

5 mL

NaCl

0,16 g

mL-1

Metanol

1000 µL

1-dodecanol

8 µL

2 min

3500 rpm não

GC-ECD

(LIU et al.,

2010)

SBSEt

DLLME 6 triazóis

Água 100 mL

extraídos com SBSE

e desorvidos

com metanol

Metanol 1000 µL

1,1,2,2-Tetracloroetano

25 µL

5 min 3000 rpm

não GC-FID GC-MS

(FARAJZADEH et al., 2010b)

DLLME 4 filtros UV

Água 5 mL pH 4

0,5 g NaCl

Acetona 1000 µL

Clorofórmio 60 µL

3 min 3500 rpm

sim GC-MS (TARAZONA et

al., 2010)

SD-DLLME

15 organoclorados

Água Acetonitrila

450 µL m-xileno

40 µL

desumilficante acetonitrila

750 µL não GC-MS

(ZACHARIS et al., 2010)

ST-DLLME

4 carbamatos Água pH 7

acetonitrila 500 µL

Tolueno 15 µL

demulsificante acetonitrila

500 µL não GC-MS/MS

(CHEN et al., 2010)

DLLME-SFO

5 organofosforados

Água 20 mL

1 g NaCl

Metanol 200 µL

1-dodecanol 15 µL

3 min 3500 rpm

Banho de gelo por 5 min

não HPLC-DAD (WU et al.,

2010a)

t SBSE, extração sortiva em barra de agitação, do inglês stir-bar sorptive extraction

40

Sigla Analitos

Matriz Volume

de amostra

Solvente Dispersor

Solvente Extrator




UASEMEu

7 organofosforados

Água 5 mL

Não utiliza

Clorobenzeno 150 µL

Triton-X 100 1x10

-2 mol L

-1

100 µL

Ultrassom 3 min

centrifugação 5 min

3500 rpm

sim HPLC-DAD

(WU et al., 2010b)

VALLME 3 alquilfenóis Água 20 mL

Não utiliza Octanol 50 µL

vórtex 2 min

2500 rpm Centrifugação

2 min 3500 rpm

não HPLC-FLD (YIANTZI et al.,

2010)

DLLME 5 disruptores endócrinos

Água 5 mL

acetonitrila:decanol 15:7, v/v 150 µL

Vortex 4 min


3600 rpm

não HPLC-UV Comparou

com a SDME

(LÓPEZ-DARIAS et al.,

2010)

UAv-IL-

DLLME 4

benzoiluréais 10 mL

água pH 7 Não utiliza

[C6MIM][PF6] 50 µL

Ultrassom 15 min, banho

de gelo Centrifugação

10 min 4000 rpm

não HPLC-UV (ZHOU e

ZHANG, 2010)

IL-DLLME 4 filtros UV

Água pH 2,63 NaCl 60 mg mL

-1

Metanol 15 µL

[C4MIM][PF6]w

30 µL 10 min

8000 rpm não HPLC-UV-Vis

(YE et al., 2011)

IL-DLLME Bisfenol-A Água pH 4

Metanol 400 µL

[C6MIM][PF6] 60 µL

n.e. n.e. HPLC-VWDx (LI e LIU, 2010)

u UASEME, microextração assistida por ultrasom com emulsificação auxiliada por surfactante, do inglês ultrasound-assisted surfactant-enhanced emulsification

microextraction; v

UA, assistida por ultrasom, do inglês ultrasound-assisted; w

[C4MIM][PF6], hexafluorofosfato de 1-butil-3-metilimidazólio; x

VWD, detector com comprimento de onda variável, do inglês variable wavelength detector;

41

Sigla Analitos

Matriz Volume

de amostra

Solvente Dispersor

Solvente Extrator





(dietofencarbe e Pirimetanil)

Água 5 mL


Tetracloreto de carbono 50 µL

5 min 3000 rpm

não HPLC-VWD (CHENG et al.,

2010)

DLLME 3 agrotóxicos multiclasses

Água 5 mL


Tetracloreto de carbono

60 µL

5 min 2 000 rpm

sim LC-MS/MS (CALDAS et al.,

2010)

DLLME 4 anti inflamatórios

não esteroidais

Água 6 mL pH 1

Acetona 1000 µL

Clorofórmio 80 µL

Ultrassom 1 min


5000 rpm

sim LC-MS/MSy

A amostra foi extraída duas vezes

(ZGOŁA-GRZEŚKOWIA

K, 2010)

IL-DLLME 4


Metanol 600 µL

[BBIM][PF6]z

50 µL 5 min

4000 rpm não LC-UV

(HE et al., 2010)

DLLME carbamazepina Água 5 mL

Etanol 1000 µL

Clorofórmio 78 µL

5 min 4000 rpm

sim LC-UV-Vis (MASHAYEKHI

et al., 2010)

DLLME 2 estrogênios Água 5 mL

Metanol 500 µL

Tetracloroetano 25 µL

2 min 4000 rpm

LC-VWD (DU et al.,

2010)

DLLME 8 antibióticos

(fluoroquinolonas)

Água 5 mL

pH 7,6



10 min 4000 rpm

sim NACEab

-UV (HERRERA‐HERRERA et al.,

2010)

USAEME 9

organofosforados

Água 5 mL pH 8

Não utiliza Tolueno 20 µL

3 min 3200 rpm

não GC-µECD (SU e JEN,

2010)

DLLME-SFO

4 hormônios esteroidais

Água 5 mL

0,3 g NaCl

Metanol 200 µL

1-undecanol 10 µL

3 min 4500 rpm

não UPLC-DAD (CHANG e

HUANG, 2010)

y LC-MS/MS, cromatografia líquida acoplada a espectrometria de massas em série, do inglês liquid chromatography tandem mass spectrometry;

z [BBIM][PF6]

hexafluorfosfato de 1,3-dibutil-imidazólio; ab

NACE, eletroforese capilar não aquosa, do inglês nonaqueous capillary electrophoresis;

42

Sigla Analitos

Matriz Volume

de amostra

Solvente Dispersor

Solvente Extrator




DLLME 5

sulfonamidas Água 5 mL

DMSO 800 µL

Clorobenzeno 400 µL

ultrassom 20 min


2500 rpm

sim eletroforese

capilar

(WEN et al.,

2011)

DLLME 20

organoclorados Água 5 mL

Acetona 1500 µL


5 min 4000 rpm

não GC-µECD (ZHAO et al.,

2011c)

DLLME-ISCS

ac

8 organoclorados

Água 10 mL

Metanol 400 µL

1-nonanol 11 µL

3 min 5500 rpm

Não GC-ECD (CHANG et al.,

2011)

SEVad

DLLME

6 triazóis

Água 100 mL

30 g NaCl

Metanol 1500 µL

Clorofórmio 20 µL

5 min 6000 rpm

não GC-FID (FARAJZADEH

et al., 2011)

SPE-DLLME

6 organofosforados

Água 500 mL

Acetona (eluato SPE)

2000 µL


6 min 4000 rpm

não GC-MS

A mistura foi injetada em

8 mL de água

(ALVES et al., 2011a)

DLLME 18


2-propanol 1000 µL

Clorofórmio 50 µL

6 min 4000 rpm

Injetou 1 µL da alíquota

GC-MS (ALVES et al.,

2011b)

DLLME 5

fragrâncias Água 5 mL

Acetona 1000 µL

Clorofórmio 50 µL

5 min 6000 rpm

Retirou 10 µL da fase

sedimentada GC-MS

(LÓPEZ-NOGUEROLES

et al., 2011)

TIL-DLLME

3 antimicrobianos

Água 5 mL

Não utiliza

[OMIM]PF6ae

0,058 g

*o tubo foi aquecido a 90

ºC banho de gelo

40 min.

5 min 3000 rpm

não UHPLC-UV (GUO et al.,

2010)

ac ISCS, sistema de coleta de solvente, do inglês improved solvent collection system;

ad SEV, recipiente de extração silanizado, do inglês silylated extraction vessel;

ae

[OMIM][PF6] hexafluorfosfato de 1-metil-3-octilimidazólio

43

Sigla Analitos

Matriz Volume

de amostra

Solvente Dispersor

Solvente Extrator




DLLME Levonogestrel Água 6 mL

Metanol 50 µL

Clorofórmio 50 µL

5 min 4000 rpm

não HPLC-DAD (HUANG et al.,

2011)

DLLME (vidraria especial)

4 filtros UV Água 20 mL

Não utilizou 1-octanol

40 µL

Agitação magnética

20 min não HPLC-DAD

(ZHANG et al., 2011)

IL-DLLME 7 antibióticos (tetraciclinas)

Água 5 mL La(III)

0,4 mmol L

-1

5 µL

triton-x 114 1% 0,5 mL

Não utiliza

[BMIM][PF6] 0,150 g

*banho maria a 30 ºC

10 min 11 800 g

não HPLC-TUV (HOU et al.,

2011)

DLLME 3 estrógenos Água 5 mL

Acetona 1250 µL


10 min 4000 rpm

sim HPLC-UV

(HADJMOHAMMADI e

GHOREISHI, 2011)

DLLME 3 carbamatos Água

4,7% NaCl Acetonitrila

1500 µL Clorofórmio

126 µL 10 min

4000 rpm sim HPLC-UV

(KHODADOUST e

HADJMOHAMMADI, 2011)

IL-IL-DLLME

2 piretróides

Água 5 mL pH 6

[C4MIM][BF4] 300 µL

[C8MIM][PF6] 750 µL

6 min 5000 rpm

não HPLC-UV (ZHAO et al.,

2011a)

DLLME-SFO

2 PPCPs (triclosan e 2,4-

diclorofenol)

Água 5 mL pH 6


1-dodecanol 12 µL

4 min 3000 rpm

não HPLC-UV (ZHENG et al.,

2011)

af [HMIM][PF6] hexafluorfosfato de 1-metil-3-hexilimidazólio

44

Sigla Analitos

Matriz Volume

de amostra

Solvente Dispersor

Solvente Extrator




DLLME-SFO

2 agrotóxicos (dietofencarbe e

pirimetanil)

Água 5 mL

Metanol 500 µL

1-decanol 20 µL

4000 rpm 2 min

5 µL HPLC-WLD (CHENG et al.,

2011)

IL/IL-DLLME

2 antimicrobianos Água 5 mL

[C4MIM][BF4] 300 μL

[C6MIM][PF6] 50 μL

6 min 5000 rpm

não LC-MS/MS (ZHAO et al.,

2011b)

UA-DLLME

4 antibióticos (fluoroquinolonas)

Água 8 mL

Metanol 500 µL

Tetracloroetano 110 µL

Sonificados por 2 min

5 min 4000 rpm

sim LC-UV (YAN et al.,

2011)

DLLME-SFO

8 PBDEs 2 organoclorados

5 piretróides

Água 10 mL

metanol 600 µL

1-dodecanol 5 µL

3 min 4000 rpm

não GC-ECD (ZUO et al.,

2012)

DLLME (vidraria especial)

5 triazóis Água 22 mL

10% NaCl


n-hexano:n-hexanol (75:25) 20 µL

Não utiliza não GC-FID (FARAJZADEH

et al., 2012)

SPE- DLLME

30 organofosforados

Água 100 mL

Acetona (eluato da SPE)

1000 µL

Clorobenzeno 12 µL

2 min 5000 rpm

não GC-FPD

Os solventes

foram injetados em

5 mL de água

ultrapura

(SAMADI et al., 2012)

DLLME clorpirifós Água 25 mL

0,5 g NaCl

Metanol 1500 µL

1-dodecanol 40 µL da

mistura dos dois

3 min 3400 rpm

não GC-FPD (XIONG et al.,

2012)

NHSag

-DLLME


1-propanol 300 µL

Ciclohexano 50 µL

5 min 4000 rpm

não GC-MS (ALVES et al.,

2012) ag

NHS, solventes não halogenados, do inglês nonhalogenated solvents

45

Sigla Analitos

Matriz Volume

de amostra

Solvente Dispersor

Solvente Extrator




DLLME 17 agrotóxicos Água 10 mL


Tricloroetano 178 µL

5 min 3600 rpm

não GC-MS/MS (CARRO et al.,

2012)

IL-DLLME 7 agrotóxicos

Solo 3 g

pH 5,2 2,5 g NaCl

Metanol 418 µL

[PPMIM][PF6]ah

117,5 mg

10 min 4400 rpm

não HPLC-FD

Primeiro o solo é

extraído com

ultrassom e metanol

(ASENSIO‐RA

MOS et al., 2012)

UA-IL-DLLME

8 antibióticos Água 10 mL pH 9

Metanol 400 µL

[C8MIM][PF6] 65 mg

Vortex 1min Ultrassom

5 min Banho de gelo

3 min Centrifugação

10 min 4000 rpm

não HPLC-FD (VÁZQUEZ et

al., 2012)

SPE-DLLME

Carbamazepina *passou pela SPE

antes

Água 10 mL

Acetonitrila (eluato da SPE)

1500 µL

Clorofórmio 60 µL

3 min 5000 rpm

sim HPLC-UV (REZAEE e

MASHAYEKHI, 2012)

RTIL-DLLME

diclorvós

Água 8 mL pH 5

25% NaCl

Tetrahidrofurano 260 µL

[BMIM][PF6] 65 µL

10 min 4000 rpm

não HPLC-UV (WANG et al.,

2012)

ah [PPIM][PF6], hexafluorfosfato de 1,3-dipentilimidazólio

46

Sigla Analitos

Matriz Volume

de amostra

Solvente Dispersor

Solvente Extrator




IL-DLLME sequencial

4 agrotóxicos ariloxi-fenoxi

propionato

Agua pH 6,4

4,6% NaCl

[C8MIM][Cl] 10 mg

Clorobenzeno 30 µL

ultrassom por 2 min. LiNTf2 415 µL

10 min 4000 rpm

não HPLC-VWD LI et al., 2012)

MR-IL-DLLME

4 inseticidas benzoiluréias

Água 10 mL


[C4MIM][PF6] 70 µL

Sonificou por 1 minuto para aumentar a

taxa de transferencia

50 uL de acetonitrila

HPLC-VWD (ZHANG et al.,

2012)

VALLME Alquilfenóis e

Bisfenol-A Água 30 mL

Não utiliza 1-octanol 100 µL

Vortex 5 min 1200 rpm


3500 rpm*

não LC-ESI-MS/MS

agitou no vórtex antes

(SALGUEIRO-GONZÁLEZ et

al., 2012)

DLLME 3 alquilfenóis Água 5 mL

Metanol 300 µL

1-Octanol 30 µL

5 min 2900 g

não LC-FLD (RYU et al.,

2012)

ISDai-


Água 5 mL

Metanol 500 µL

Tolueno 20 µL

Demulsificante Metanol 500 L

não LC-MS (XIA et al.,

2012)

UA-DLLME

6 fragâncias Água

0,5 g NaCl

Álcool isopropílico

1000 µL


Ultrassom 1 min


5000 rpm

não GC-MS (YANG e DING,

2012)

WLSEMEaj 5 organoclorados

Água 8 mL

Água com tween 80

(1 ppm) 120 µL

Dodecil acetato e 2-dodecanol

10 - 12 µL

3 min 5000 rpm

não GC-ECD (LI et al., 2013)

ai ISD, demulsificação na seringa, do inglês in-syringe demulsified;

47

Sigla Analitos

Matriz Volume

de amostra

Solvente Dispersor

Solvente Extrator




LMFal-

DLLME 10 organoclorados

Água 30 mL

Não utiliza

Fluido magnético

(acido oleico com partículas

de Fe3O4 disperso em n-

octano) 50 µL

Ultrassom 5 min

não GC-ECD (SHEN et al.,

2013)

UA-DLLME

6 agrotóxicos Água 5 mL


Tetracloreto de carbono

15 µL

5 min 3000 rpm

não GC-FID (CUI et al.,

2013)

AAam

DLLME

5 triazóis

Água 5 mL

AA-DLLME Não utiliza

DLLME Metanol 500 µL

AA-DLLME 1,2-

dibromoetano 25 µL

DLLME 1,2-

dibromoetano 34 µL

5 min 4000 rpm

não GC-FID

Injeta e aspira 7 vezes a amostra

para melhor dispersão

(FARAJZADEH et al., 2013)

DLLME 4 parabenos Água 2 mL

Etanol 200 µL

Clorofórmio 50 µL

3 min 4000 rpm

não GC-FID (JAIN et al.,

2013)


(carbofurano e clorfenvifós)

Água 10 mL

Metanol 500 µL

Clorobenzeno 80 µL

5 min 3000 rpm

não GC-MS (SOUSA et al.,

2013)

DLLME estatinas Água 9 mL

Acetona 500 µL

Clorobenzeno 50 µL

5 min 4000 rpm

sim HPLC-MS (MARTÍN et al.,

2011)

ST-DLLME

4 triazinas Água 5 mL

pH 6 10% NaCl

Acetona 600 µL

tolueno 55 µL

Demulsificante Acetona 500 µL

sim HPLC-DAD (TOLCHA et al.,

2013)

aj WLSEME, DLLME com emulsificação assistida por solvente dispersor com água com baixa concentração de surfactante, do inglês water with low concentration of

surfactant in dispersed solvent-assisted emulsion DLLME; al

LMF, fluido magnético de baixa densidade, do inglês low-density magnetofluid; am

AA, assistida por ar, do inglês air assited

48

Sigla Analitos

Matriz Volume

de amostra

Solvente Dispersor

Solvente Extrator




VALLME 3 agrotóxicos Água

6,5 mL Não utiliza

1 –octanol 30 µL

Vortex 90 s

3000 rpm 5 µL HPLC-DAD

(WANG et al., 2013)

IL-USA- DLLME

3 fitocidas

Solos (1 mL

solução de solo)

Metanol 300 µL

[BMIM][TFSI]ao

70 μL

5 min 400 rpm

não HPLC-UV (DONG et al.,

2013)

IL-DLLME- µ-SPE

5 antidepressivos

Água 5 mL

Metanol 200 µL

[HMIM][FAP] 20 µL

Depois da DLLME

passa por uma micro-

SPE

HPLC-UV (GE e LEE,

2013)

US-IL-DLLME

9 fármacos

Água 10 mL pH 4


[C8MIM][PF6] 85 mg

8 min 4000 rpm

não LC-MS

(VÁZQUEZ et al., 2013)

DLLME 25 antibióticos

(sulfonamidas e quinolonas)

Água 5 mL

pH 7,6 20% NaCl



10 min 4000 rpm

sim UPLC-DAD (HERRERA-HERRERA et

al., 2013)

UDSAan

IL-DLLME

3 filtros UV Água 5 mL pH 7

Metanol 200 µL

[C8MIM][PF6] 40 µL

3 min 5000 rpm

não UPLC-PDA (KU et al.,

2013)

SPE- DLLME-

SFO

9 organoclorados

Água 5 mL

4% NaCl

Acetona (eluato da SPE)

2000 µL

Dodecanol 10 µL

5 min 6000 rpm

não GC-ECD (MIRZAEI e

RAKH, 2014)

DLLME 8

filtros UV

Água 5 mL

pH 2,5

Acetona 250 µL

Clorofórmio 50 µL

5 min 3500 rpm

não GC-MS (BENEDÉ et

al., 2014)

an UDSA, assistido por agitador vertical;

ao[BMIM][PF6] bis(trifluorometanosulfonil)imida de 1-butil-2,3-dimetil-imidazólio;

49

Sigla Analitos

Matriz Volume

de amostra

Solvente Dispersor

Solvente Extrator




DLLME 22

agrotóxicos Água 5 mL

Acetona 2000 µL


Separado em banho de gelo

10 min não GC-MS/MS

(MARTINS et al., 2014)

UA-DSPE-LDS

ap

DLLME

6 organofosforados

Solo 5 g

Acetona (extrato do solo)

1000 µL

2-etil-hexanol 100 µL

Ultrasom 5 min


4000 rpm

não GC-PFPDaq

(WANG et al.,

2014)

VLDS-SD-DLLME

4 organofosforados

Água 8 mL

1 g NaCl


1-dodecanol 100 µL

acetonitrila 500 L

demulsificante

não HPLC-DAD (SEEBUNRUENG et al., 2014)

TCIL-DLLME US-IL-DLLME

6 benzoiluréias

TCIL-DLLME 10 mL 50 ºC 9

min US-IL-DLLME

TCIL-DLLME Metanol 400 µL

US-IL-DLLME Metanol 350 µL

TCIL-DLLME [C8MIM][PF6]

35 mg US-IL-DLLME [C8MIM][PF6]

45 mg

6 min 4000 rpm

não LC-MS/MS (VÁZQUEZ et

al., 2014)

US-IL-DLLME

4 anti-inflamatórios não esteroidais

Água 10 mL

Metanol 165 µL

[C8MIM][PF6] 74 µL

10 min 8000 rpm

não UHPSFC

as

PDA (JI et al., 2014)

SPE-DLLME

22 PPCPs

Água 500 mL

efluentes 250 mL

pH 2

Metanol: acetonitrila: Diclorometano

3:3:4 (eluato SPE)

2000 µL

5 min 6000 rpm

sim

injetados em 10 mL de água 5%

NaCl

(CELANO et al., 2014)

ap LDS, solvente de baixa densidade, do inglês low density solvent;

aq PFPD, detector fotométrico de chama pulsada, do inglês

pulsed flame photometric. detector;

ar

UASO, partição com sal assistida por ultrasom, do inglês ultrasound assisted salting-out; as

UHPFSC, cromatografia liquida de ultra eficiência com fluido supercrítico, do inglês ultra-high performance supercritical fluid chromatography;

50

Sigla Analitos

Matriz Volume

de amostra

Solvente Dispersor

Solvente Extrator




IL-DLLME 2

parabenos Água 10 mL

Etanol 680 µL

[HMIM][PF6] 70 mg

3 min 5000 rpm

não UV-Vis (KHANI et al.,

2014)

UASOar

HLLME 4

triazóis

Água 3 mL

1,3 g de NaCl


Ultrasom 30 s Injetou uma

solução saturada para

separar as fases

não GC-MS (XU et al.,

2015)

DLLME 7

triazinas Água 25 mL

não utiliza octanol 300 µL


3500 rpm não

HPLC-DAD e LC-MS/MS

Agitou em placa

agitadora por 10 min

(RODRÍGUEZ-GONZÁLEZ et

al., 2015)

IL-DLLME atMSPME

4 fungicidas

Água 8 mL

acetonitrila 300 µL

[HMIM]NTF2au

30 µL

Sem centrifugação

não HPLC-UV (YANG et al.,

2015)

ar UASO, partição com sal assistida por ultrasom, do inglês ultrasound assisted salting-out;

at MSPME, microextração em fase sólida magnética, do inglês magnetic

solid-phase microextraction; au

[HMIM][NTF2] bis(trifluorometilsulfonil)imida de 1-hexil-3-metilimidazólio

51

3.2.2.1 Solventes extratores

Originalmente solventes extratores clorados foram amplamente empregados

na DLLME devido a sua maior densidade que a água. Entre os solventes clorados

mais empregados podemos citar tetracloreto de carbono (YAZDI et al., 2008),

clorofórmio (WU et al., 2009a), clorobenzeno (BERIJANI et al., 2006), diclorometano

(CHOU et al., 2009) e tetracloroetileno (MELWANKI e FUH, 2008). Com o objetivo

de diminuir a toxicidade do resíduo gerado na técnica, assim como diminuir a

exposição do analista a solventes extremamente tóxicos, outros solventes

começaram a ser empregados na técnica, como os líquidos iônicos (IL, do inglês

ionic liquid) (AGUILERA-HERRADOR et al., 2010).

A técnica de DLLME empregando ILs recebeu a nomenclatura de IL-DLLME.

Os ILs podem ser definidos como sais orgânicos que são líquidos a temperatura

ambiente. Algumas características peculiares destes compostos, como vapor de

pressão negligenciável e boa estabilidade térmica e química levaram a exploração

do uso deles na química analítica. Além disso, eles possuem características

importantes, como não inflamabilidade e não volatilidade, o que torna o uso deles

mais seguro (AGUILERA-HERRADOR et al., 2010). Dentre os mais usados

podemos citar o hexafluorfosfato de 1-hexil-3-metilimidazólio [C6MIM][PF6] (LIU et

al., 2009a) e o hexafluorfosfato de 1-octil-3-metil-imidazólio [C8MIM][PF6] (VÁZQUEZ

et al., 2012).

Modificações na técnica permitiram também o uso de solventes com menor

densidade que a água, como os alcoóis 1-undecanol, 1-dodecanol, 1-hexanol, 1-

octanol, 1-decanol (LIU et al., 2010; LÓPEZ-DARIAS et al., 2010), e os solventes

hexadecano, m-xileno, ciclohexano e hexano (LEONG e HUANG, 2009; ZACHARIS

et al., 2010).

Estes solventes tem sido utilizados para a extração de agrotóxicos e PPCPs

em volumes que variam de 5,2 a 685 µL (TSAI e HUANG, 2009; HERRERA-

HERRERA et al., 2013).

52

3.2.2.2 Solventes dispersores

Os solventes dispersores empregados não apresentam tantas variações

quanto os extratores, uma vez que devem ter miscibilidade tanto na fase extratora

quanto na fase aquosa.

Os solventes mais empregados como dispersores na extração de agrotóxicos

e PPCPs de amostras ambientais são acetonitrila, metanol e acetona.

Outros solventes que tem sido empregados, com menor frequência são 1-

propanol, álcool isopropílico, etanol, tetrahidrofurano, líquidos iônicos e surfactantes.

Os volumes utilizados variam de 7,8 a 2000 µL (Tabela 1) (TSAI e HUANG,

2009; ALVES et al., 2011a).

3.2.2.3 Modificações

Modificações na técnica tem sido efetuadas com o objetivo de torná-la mais

rápida, mais eficiente para determinadas classe de compostos, gerar resíduos

menos tóxicos, gerar menos exposição do analista, diminuir o consumo de solvente,

entre outros.

Uma das modificações é a microextração líquido-líquido dispersiva

particionada (PDLLME, do inglês partitioned dispersive liquid–liquid microextraction).

Esta técnica foi empregada para a extração de herbicidas da classe das feniluréias

de amostras aquosas. O objetivo dos autores foi empregar um solvente dispersor

com habilidade de particionar na fase extratora e extrair com efetividade os

compostos orgânicos polares. Para isso, os autores empregaram tetrahidrofurano

como solvente dispersor e diclorometano como solvente extrator. Recuperações

entre 97,4 e 101,7% foram obtidas com valores de desvio padrão relativo (RSD, do

inglês relative standard deviation) inferiores 5,9% (CHOU et al., 2009).

Algumas modificações têm sido empregadas com o objetivo de aumentar a

dispersão do solvente extrator na amostra. Uma delas, emprega o ultrassom (UA, do

inglês ultrasound) para favorecer a formação da solução turva. Esta modificação foi

chamada de UA-DLLME (YAN et al., 2011; JI et al., 2014). Esta técnica foi avaliada

para a extração de agrotóxicos da classe das triazinas, organofosforados, acaricidas

e piretróides com determinação por cromatografia gasosa com detecção por

ionização em chama (GC-FID, do inglês gas chromatography with flame ionization

53

detector). Uma mistura empregando acetonitrila e tetracloreto de carbono foi

utilizada na extração. A diferença nesta modificação, é que após a injeção dos

solventes, a amostra é colocada no banho de ultrassom por 5 min para favorecer a

dispersão. Depois, a amostra é centrifugada e a gota é retirada. O método proposto

foi avaliado, e recuperações entre 90,5 e 107,7% foram obtidas com RSDs inferiores

a 8% (CUI et al., 2013).

Na DLLME empregando líquidos iônicos e assistida por agitador vertical

(UDSA, do inglês up-and-down shaker-assisted), intitulada de UDSA-IL-DLLME, a

dispersão também foi facilitada. A técnica foi empregada para extração de filtros UV

de amostras de água combinada com determinação por cromatografia líquida de

ultra eficiência acoplada com detector de arranjo de diodos (UPLC-DAD, do inglês

ultra performance liquid chromatography with diode array detector). O solvente

extrator empregado foi o [C8MIM][PF6] e metanol como dispersor. Após injeção dos

solventes o tubo foi colocado em um agitador vertical por 3 min para favorecer a

dispersão. O método apresentou recuperação entre 92 e 120% com valores de RSD

entre 2,3 e 7,1%. Os autores concluíram que a técnica de UDSA-IL-DLLME é

simples, tem um tempo de extração menor que 4 min, e usa um líquido iônico ao

invés de um solvente com alta toxicidade como os usados tradicionalmente na

técnica de DLLME. Além disso os volumes empregados foram baixos (KU et al.,

2013).

Outras modificações na técnica surgiram com o objetivo de eliminar o uso do

solvente dispersor como a técnica de microextração líquido-líquido assistida por ar

(AALLME, do inglês air assited liquid-liquid microextraction). Esta técnica foi

comparada com a DLLME tradicional para extração de 5 triazóis de amostras de

água com determinação por GC-FID. Na técnica de AALLME, nenhum solvente

dispersor é utilizado, e a dispersão ocorre pela aspersão e dispersão da amostra

várias vezes. No estudo, foram utilizados 5 mL de amostra e o 1,2-dibromoetano

como solvente extrator. Depois, esta solução foi aspirada e dispersada por várias

vezes até obtenção de uma solução bastante turva. Após, a centrifugação, as fases

foram separadas e injetadas no sistema cromatográfico. A DLLME tradicional,

empregou o mesmo solvente extrator que a AALLME e como dispersor o metanol.

Os autores concluíram que ambas as técnicas são simples, rápidas e eficientes.

54

Para as duas técnicas recuperações entre 92 e 105% foram obtidas com RSDs

inferiores 5% (FARAJZADEH et al., 2013).

Outra modificação que eliminou o uso do solvente dispersor é a microextração

assistida por ultrasom com emulsificação auxiliada por surfactante (USAEME, do

inglês ultrasound-assisted surfactant-enhanced emulsification microextraction). A

técnica foi empregada para extração de organofosforados de amostras de água.

Para a extração foi injetado tolueno na amostra aquosa, e esta mistura foi colocada

em banho de ultrassom por 30 s. Após centrifugação, as fases são separadas e a

fase orgânica é injetada no sistema cromatográfico. Nesse trabalho, além desta

modificação, a extração foi realizada dentro de um seringa e não em um tubo de

vidro de fundo cônico como tradicionalmente. A exatidão e precisão do método

foram avaliadas e recuperações entre 90,1% e 104,7% foram obtidas com RSDs

inferiores a 6,3%. Os autores concluíram que o método proposto é simples, rápido,

barato e limpo (environmentally friendly) (SU e JEN, 2010).

A ausência do solvente dispersor também foi possível na microextração

dispersiva em fase líquida empregando líquido iônico a temperatura controlada (TIL-

DLME, do inglês temperature-controlled ionic liquid dispersive liquid phase

microextraction). A técnica foi empregada para extração de triclosan, triclocarban, e

metil-triclosan em amostras de água com determinação por cromatografia líquida de

alta eficiência com detecção por detector de ultravioleta ajustável (UHPLC-TUV, do

inglês ultra-high-pressure liquid chromatography with tunable ultraviolet detection). O

método consiste na adição do IL [OMIM][PF6] na amostra. Depois o tubo é colocado

em um banho maria a 90 °C. Nessa temperatura o IL se dissolve completamente e

uma fase é formada. Após agitação em vórtex, o tubo é resfriado a 0 °C em banho

de gelo por 40 min. Uma solução turva se forma e é separada na etapa de

centrifugação. Ocorre a formação de duas fases e a gota é retirada para injeção no

sistema cromatográfico. O método apresentou recuperação entre 58,9 e 92,4% com

RSDs inferiores a 20%. Comparado com a DLLME tradicional, os autores concluíram

que o método proposto apresentou menores limites de detecção, menor custo e

menor consumo de solventes orgânicos tóxicos (GUO et al., 2010).

Com o uso de solvente menos densos que a água, modificações no sentido

de facilitar a retirada da fase orgânica foram surgindo. A DLLME com sistema de

coleta de solvente (ISCS, do inglês improved solvent collection system) foi

55

empregada para extração de organoclorados de amostras de água. Um pequeno

volume de 1-nonanol foi empregado como extrator em combinação com metanol.

Após centrifugação, a fase orgânica com um pouco de fase aquosa foi removida e

transferida para um microtubo, onde era separada rapidamente e retirada para

injeção no GC acoplada ao detector de captura de elétrons (ECD, do inglês electron

capture detector). Recuperações entre 73 e 119% foram obtidas, com valores de

RSD inferiores a 10,8% (CHANG et al., 2011).

Na técnica de microextração líquido-líquido dispersiva assistida por vórtex

(VALLME, do inglês vortex assisted liquid-liquid microextraction) são empregados

solventes menos densos que a água e a dispersão é realizada por auxílio do vórtex

e não há necessidade do uso do solvente dispersor. Esta técnica foi aplicada para

extração de 3 fungicidas com determinação por HPLC-DAD. O procedimento

consistiu da injeção do solvente extrator (1-octanol) na amostra aquosa. A mistura

foi agitada em vórtex por 90 s e após alguns minutos em repouso, as fases foram

facilmente separadas e a gota de octanol flutuou na superfície da amostra. Além da

agitação em vórtex, neste trabalho a extração foi realizada dentro de uma seringa

(in-syringe). O método apresentou recuperações entre 81,3 e 116,8% com RSDs

menores que 11,8% (WANG et al., 2013).

Mais recentemente a técnica foi modificada para utilização de nanopartículas

magnéticas. A modificação foi intitulada de DLLME assistida por fluido magnético de

baixa densidade (LMF-DLLME, do inglês low-density magnetofluid DLLME). Esta

modificação permitiu que uma gama maior de solventes pudessem ser combinados.

As nanopartículas magnéticas utilizadas neste estudo foram compostas por ácido

oléico dopado com óxido de ferro. Para o preparo do fluido magnético, 0,1 g das

nanopartículas foram misturadas com 2 mL dos solventes testados. Para a extração,

30 mL de amostra foi misturada com 15 µL do fluido magnético. A mistura foi agitada

em vórtex por 4 min para formação da emulsão e após foi colocado um ima na

lateral do tubo para atrair e isolar o solvente extrator. Esse solvente é movido para

próximo da superfície do tubo com ajuda do imã e é coletado com auxílio de uma

pipeta e colocado em um tubo eppendorf onde é misturado com um reagente

precipitante (metanol:etanol, 1:1, v/v). O agente precipitante serve para remover as

partículas magnéticas. No final, o ima é aproximado do fundo do eppendorf, atraindo

as partículas magnéticas, e o sobrenadante é pipetado para determinação. Os

56

autores realizaram uma comparação com outros métodos que empregam solventes

menos densos que a água e ressaltam as vantagens de não necessitar de vidrarias

especiais, não possuir nenhuma operação complicada e o fato da dispersão ocorrer

com o auxílio de um vórtex, não necessitando o uso de um solvente dispersor. Nas

condições otimizadas, o método foi validado para extração de organoclorados de

amostras de águas e apresentou eficiência de extração entre 76,7 a 107,2% e

precisão (RSD) na faixa de 1,3 a 9,6% (SHEN et al., 2013).

Novos dispositivos com vidrarias especialmente pensadas para facilitar a

extração também tem sido desenvolvidas (ZHANG et al., 2011; FARAJZADEH et al.,

2012).

Outra modificação que foi desenvolvida foi a microextração em fase sólida

magnética (MSPME, do inglês magnetic solid-phase microextractio) combinada com

a IL-DLLME para extrair quatro fungicidas. A extração consistiu da adição de 30 mg

de β-ciclodextrina/atapulgita a 8 mL de amostra, e agitação em vórtex por 15 s. Logo

após, na etapa de IL-DLLME, 30 µL do IL [HMIM][NTF2] juntamente com 300 µL de

acetonitrila foram injetados na amostra. Essa solução foi agitada em vórtex por 60 s.

Com auxílio de um imã, as nanopartículas foram sedimentadas no fundo do frasco, e

o sobrenadante foi retirado. Após, 50 µL de acetonitrila foram adicionados no tubo

para dissolver o líquido iônico e os analitos das nanopartículas magnéticas, e esta

mistura foi agitada no ultrassom por 1 min. Finalmente, o solvente orgânico foi

injetado no sistema cromatográfico. Nas condições otimizadas, recuperações entre

98 e 115% com RSDs menores que 4,2% foram obtidos. Os autores concluíram que

o método é rápido e verde (YANG et al., 2015).

Outra modificação proposta recentemente foi a microextração líquido-líquido

homogênea com adição de sal assistida por ultrasom (UASO-HLLME, do inglês

ultrasound assisted salting-out homogeneous liquid–liquid microextraction). A técnica

foi empregada para extração de agrotóxicos da classe dos triazóis de amostras de

água com determinação por GC-MS. Em uma pipeta de Pasteur foi adicionado 1,3 g

de NaCl, 3 mL da amostra e 650 µL de acetonitrila. Essa mistura foi agitada

cuidadosamente para dissolução total do sal, e depois colocado em banho de

ultrassom por 30 s. Após, para a separação das fases foi adicionado uma solução

saturada com o mesmo sal. A fase de acetonitrila ficou na parte superior do tubo e

foi retirada para determinação cromatográfica. A modificação proposta diminui o uso

57

de um segundo solvente, e apenas a acetonitrila e um sal foram necessários para a

extração. Recuperações na faixa de 89,6 a 119% foram obtidas com valores de RSD

inferiores a 8,1% (XU et al., 2015).

Em alguns trabalhos, volumes maiores de amostra também têm sido

utilizados, o que permite um fator maior de concentração. Para extração de

alquilfenóis e bisfenol-A de amostras de água do mar por DLLME, os autores

utilizaram alíquotas de 30 mL de amostra e 100 µL de solvente extrator (1-octanol).

Essa mistura foi agitada em vórtex por 5 min, e depois centrifugada a 3500 rpm por

3 min. O método proposto com determinação por LC-MS/MS, apresentou

recuperações entre 84 e 104%, com valores de RSD inferiores a 10% (SALGUEIRO-

GONZÁLEZ et al., 2012).

Para a extração de amostras ambientais sólidas, geralmente a técnica é

combinada com outras técnicas de extração. Como exemplo podemos citar a

extração de organofosforados de amostras de solo, empregando extração em fase

sólida dispersiva (DSPE, do inglês dispersive solid-phase extraction) combinada com

a DLLME, seguida da determinação por GC com detector fotométrico de chama

pulsada (PFPD, do inglês pulsed flame photometric detector). Os analitos foram

primeiramente extraídos em acetona da amostra sólida. O extrato passou por uma

etapa de limpeza com amina primária secundária (PSA, do inglês primary secondary

amine) e carbono grafitizado (GCB, do inglês graphitized carbon black), e somente

após estas etapas a DLLME foi aplicada. O extrato em acetona juntamente com o

solvente extrator 2-etil hexanol foram injetados em uma pipeta de Pasteur a qual

continha 5 mL de água. Esta mistura foi colocada no ultrassom por 5 min e, após,

centrifugada para separação das fases. Com isso foi possível a pré-concentração

dos analitos. As vantagens deste trabalho foram o uso de um solvente menos tóxico

do que os usualmente empregados e o uso de pipetas de Pasteur como recipiente

da extração. A combinação da DSPE com a DLLME, não apenas concentrou os

analitos, mas também reduziu os interferentes. Recuperações entre 79,6% e 106,8%

com RSDs menores que 8% foram obtidos (WANG et al., 2014).

58

3.2.2.4 DLLME com auxílio de solvente demulsificante

Entre todas as modificações discutidas no item anterior, foi proposta também

a DLLME com auxílio de solvente demulsificante. Esta modificação foi primeiramente

proposta por Chen e colaboradores em 2010 (CHEN et al., 2010) para extração de

carbamatos de amostras de água com determinação por GC-MS. O principio da

extração é o mesmo da DLLME, mas a extração é realizada em um balão

volumétrico e o solvente extrator possui densidade menor que a da água. Após a

dispersão, a etapa de centrifugação é substituída pela adição de um solvente que

atua na quebra da emulsão formada e favorece a separação das fases. A fase

orgânica flutua na superfície do balão e é retirada com o auxílio de uma seringa

(Figura 2).

Esta modificação permitiu o uso de solventes com densidade menor que a

água e a diminuição do tempo de extração, uma vez que a etapa de centrifugação

foi eliminada.

Figura 2. Etapas envolvidas na extração por SD-DLLME (adaptado de Chen

et al., 2010)

59

Desde a primeira publicação a técnica tem sido aplicada para determinação

de agrotóxicos (CHEN et al., 2010; ZACHARIS et al., 2010; BEHBAHANI et al.,

2013; TOLCHA et al., 2013; SEEBUNRUENG et al., 2014), hidrocarbonetos

policíclicos aromáticos (HPAs) (GUO e LEE, 2011; ZHU et al., 2012), ésteres ftálicos

(GUO e LEE, 2014) e metais (MAJIDI e SHEMIRANI, 2012; BEHBAHANI et al.,

2014) (Tabela 2).

60

Tabela 2. Trabalhos empregando a técnica de SD-DLLME para diferentes analitos

analitos orgânicos

matriz (volume)

dispersor (volume)

extrator (volume)

solvente demulsificante

(volume) determinação sigla Referência

carbamatos água pH 7 5 mL

acetonitrila (500 µL)

tolueno (15 µL)


GC-MS/MS ST-DLLME (CHEN et al., 2010)

organoclorados água

10 mL acetonitrila (750 µL)

m-xileno (40 µL)


GC-MS SD-DLLME (ZACHARIS et al., 2010)

HPAsa

água 5 mL

acetona (500 µL)

hexano (50 µL)

acetona (500 µL)

GC-MS LDS-SD-DLLME (GUO e LEE, 2011)

HPAs água acetona tolueno acetonitrila GC-FID SD-DLLME (ZHU et al., 2012)

triazinas água 5 mL

10% NaCl

acetona (600 µL)

tolueno (15 µL)

acetona (600 µL)

HPLC-DAD ST-DLLME (TOLCHA et al., 2013)

2,4-D

água 7 mL

0,1 N HCl 5% NaCl


1-octanol (75 µL)


HPLC-DAD SD-DLLME (BEHBAHANI et al., 2013)

organofosforados água

8 mL 1 g NaCl


1-dodecanol (100 µL)


HPLC-DAD VLDS-SD-

DLLME (SEEBUNRUENG et al.,

2014)

ésteres ftálicos água

12,6 mL acetonitrila (1300 µL)

tolueno (60 µL)


GC-MS SD-DLLME (GUO e LEE, 2014)

inorgânicos

Cádmio água


1-octanol (50 µL)


FAASb SPE-SD-DLLME (BEHBAHANI et al., 2014)

paládio água


1-octanol (75 µL)


ETAASc SD-DLLME (MAJIDI e SHEMIRANI, 2012)

a HPAS, hidrocarbonetos policíclicos aromáticos;

bFAAS, Espectroscopia de absorção atômica de chama, do inglês lame atomic absor tion s ectrometr ;

c

ETAAS, Espectrometria de absorção atômica com atomização eletrotérmica, do inglês electrothermal atomic absorption spectrometry

61

Além da aplicação na forma original como foi proposta, a SD-DLLME já foi

aplicada com o auxílio de vórtex na VLDS–SD–DLLME, do inglês vortex-assisted low

densit solvent based solvent demulsified dispersive liquid–liquid microextraction

com determinação por HPLC-DAD. A técnica foi aplicada para a extração de quatro

organfosforados de amostras de água, utilizando como solvente extrator o 1-

dodecanol, como dispersor a acetonitrila, tempo de agitação em vórtex de 20 s e

demulsificação com acetonitrila. Recuperações entre 83 e 103,7% com RSDs

inferiores a 5,4% foram obtidas (SEEBUNRUENG et al., 2014).

A técnica já foi empregada também utilizando como frasco uma pipeta tipo

Pasteur, ao invés do balão volumétrico. Dezesseis HPAs foram extraídos utilizando

como técnica de determinação GC-MS. Foram utilizados 5 mL de amostra, hexano

como solvente extrator e acetona como solvente dispersor. O solvente

demulsificante utilizado foi a acetona. O método apresentou recuperações entre 67,5

e 94,6%, com RSDs inferiores a 10,2% (GUO e LEE, 2011).

Uma grande inovação para a técnica de DLLME, baseada na SD-DLLME foi

publicada recentemente. Um procedimento automatizado foi descrito para a extração

de ésteres ftálicos de amostra de água com determinação por GC-MS. O frasco da

amostra foi preenchido com 12,6 mL da amostra o qual foi colocado no amostrador

do equipamento. Após, automaticamente, 80 μL da mistura de tolueno:acetonitrila

(6:130, v/v) foram injetados na amostra a uma velocidade de 200 μL s-1. Este ciclo

foi repetido 17 vezes, totalizando 1,3 mL de acetonitrila e 60 μL de tolueno. A

emulsão foi formada e após 2 min, 70 μL de acetonitrila (demulsificante) foram

injetados 20 vezes, totalizando 1,4 mL. Após 3 min, a separação das fases ocorreu e

a fase superior (∼35 μL) foi retirada. O método proporcionou fatores de

enriquecimento entre 178 e 272 vezes. Amostras fortificadas apresentaram

recuperações entre 84,1 e 112,8% com RSDs inferiores a 6,2% (GUO e LEE, 2014).

3.2.2.5 Comparação com outras técnicas de extração

Desde sua primeira publicação, a DLLME vem sendo comparada com outras

técnicas de extração para avaliar as vantagens e desvantagens

A técnica foi comparada com a microextração de fase líquida com fibras ocas

(HF-LPME, do inglês hollow fiber liquid hase microextraction) para a extração de

62

agrotóxicos organosulfurados de amostras ambientais e bebidas com determinação

por GC-FPD. As técnicas de HF-LPME e DLLME foram otimizadas e comparadas.

Recuperações entre 81,7 e 114,4% com RSDs inferiores a 9,6% foram obtidos para

a HF-LPME, e entre 78,5 e 117,2% com RSDs menores que 11,9% para a DLLME.

Os autores concluíram que ambos os métodos são simples, rápidos, eficientes e

baratos. A DLLME apresentou algumas vantagens, uma vez que é mais rápida e

permite várias extrações quase que simultâneas. Para amostras menos complexas

como a água a DLLME apresentou alta capacidade de extração, enquanto que para

amostras mais complexas como solos, a HF-LPME mostrou ser mais robusta

(XIONG e HU, 2008).

Em outro trabalho, a técnica de DLLME foi comparada com a SDME para

extração de 5 disruptores endócrinos de amostras de água do mar com

determinação por HPLC-UV. A SDME empregada, utilizou 2,5 µL de decanol para

extração em 5 mL de amostra com um tempo de extração de 60 min. Na DLLME 150

µL de uma mistura de acetonitrila:decanol (15:7, v/v) foram empregados na extração

de 5 mL de amostra. Foi realizada agitação em vórtex por 4 min e centrifugação,

resultando num tempo total de DLLME de 10 min. A SDME apresentou

recuperações médias de 102% com valores de RSD inferiores a 9,4%. Na DLLME,

recuperações médias de 98,7% com RSD menores que 7,2% foram obtidos. O

método de DLLME mostrou ser mais eficiente e rápido para extração destes

compostos em amostras de água do mar (LÓPEZ-DARIAS et al., 2010).

Para a extração de estatinas de amostras aquosas, a DLLME foi comparada

com a SPE (cartucho chromabond® tetraciclina) e a extração sortiva em barra de

agitação (SBSE, do inglês stir-bar sorptive extraction) (fase extratora -

polidimetilsiloxano). A técnica de determinação utilizada foi LC-MS. Para a SPE,

recuperações entre 46 e 97% foram obtidas. Na DLLME, pravastatina e

rosuvastatina foram extraídas com recuperações menores que 17%. Compostos

menos polares como a lovastatina e a simvastatina atingiram as maiores

recuperações (acima de 82%). Na SBSE, apenas lovastatina e simvastatina foram

extraídos, com recuperações entre 19 e 38%. A precisão foi menor que 20% para

todos os métodos avaliados. Embora recuperações menores tenham sido obtidas

empregando a DLLME e a SBSE do que com a SPE, estas duas técnicas oferecem

algumas vantagens, uma vez que são simples, utilizam um baixo volume de solvente

63

e apresentaram um baixo efeito de matriz. A DLLME ainda requer um menor tempo

de análise. A faixa de LOQ obtida para as três técnicas foi na ordem de ng L -1

(MARTÍN et al., 2011).

3.2.2.6 Acoplamento com outras técnicas de extração

A técnica possui também a versatilidade de poder ser combinada com outros

métodos de extração, o que permite um maior fator de concentração da amostra e a

redução de interferentes.

A técnica foi aplicada em conjunto com a SPE (SPE-DLLME) em diversos

trabalhos (CELANO et al., 2014). Em um dos trabalhos, a técnica foi aplicada para a

extração de organoclorados de amostras de água. O procedimento empregou 500

mL de amostra para a SPE, e a extração em cartuchos com fase C18. Os analitos

foram eluídos com 2 mL de acetona em um tubo no qual foi realizado a DLLME pela

adição de tetracloreto de carbono e a água para formação da fase ternária. Após

extração e centrifugação, a fase orgânica foi injetada no GC-MS. Recuperações na

faixa de 30,2 a 97,1% foram obtidas, com RSDs entre 8,6 e 10,4% (ALVES et al.,

2011a).

Outra combinação da DLLME foi em conjunto com a SBSE para extração de

triazóis de amostras aquosas. Na SBSE, 100 mL de amostra foi agitada com uma

barra revestida com octadecilsilano por 30 min a 300 rpm. Para a dessorção líquida,

foi utilizado 1 mL de metanol. Após esta etapa, foi adicionado ao metanol, o solvente

extrator 1,1,2,2-tetracloroetano. A mistura do metanol e do extrator foi injetada em 5

mL de água com 30% de NaCl. Depois da centrifugação, o extrato foi injetado no

GC-FID. Recuperações entre 72 e 116% foram obtidas com RSDs inferiores a 5,2%.

Os autores concluíram que a combinação permitiu a determinação seletiva e com

boa detectabilidade dos analitos. Em comparação com outros métodos, foi concluído

que a técnica oferece as vantagens de alto fator de enriquecimento, baixo tempo de

extração e baixo consumo de solventes orgânicos (FARAJZADEH et al., 2010b).

3.2.2.7 DLLME acoplada com as técnicas de determinação

Para a determinação de agrotóxicos e PPCPs após a extração por DLLME,

tanto a GC quanto LC tem sido empregados.

64

Os primeiros trabalhos publicados, em sua maioria, empregavam GC para

determinação, devido aos solventes clorados utilizados, os quais proporcionavam a

possibilidade de injeção direta da gota no equipamento e também devido as classes

de analitos extraídas como organofosforados (BERIJANI et al., 2006),

organosulfurados (XIONG e HU, 2008) e organoclorados (CORTADA et al., 2009).

A cromatografia liquida passou a ser empregada com mais frequência a partir

de 2009 e geralmente para a determinação de analitos mais polares, como os

clorofenoxiacéticos (FARHADI et al., 2009b), carbamatos (HE et al., 2009b), entre

outros. Nas determinações por LC a etapa de evaporação é geralmente empregada

para troca do solvente antes da injeção (MELWANKI e FUH, 2008; REZAEE et al.,

2009; WU et al., 2010b; YAN et al., 2011).

Com relação as determinações por LC, pode-se perceber que o uso do LC-

MS/MS é pouco relatado. Isso pode estar relacionado a alguns fatores, como o alto

fator de concentração que a técnica permite, o que possibilita atingir valores de LOQ

na faixa de µg L-1 e ng L-1 mesmo empregando equipamentos de menor custo e com

menor detectabilidade como o HPLC-UV.

65

4 MATERIAIS E MÉTODOS

O desenvolvimento experimental consistiu na otimização e validação do

método para determinação de agrotóxicos e PPCPs multiclasses em amostras de

água. Para a extração e a pré-concentração foi utilizada a técnica de preparo de

amostra SD-DLLME e para determinação a técnica de LC-MS/MS. O estudo foi

desenvolvido no Laboratório de Análise de Compostos Orgânicos e Metais

(LACOM), da Escola de Química e Alimentos (EQA), na Universidade Federal do Rio

Grande - FURG.

4.1 Instrumentação

Balança Analítica de precisão modelo FA 2104N, Bioprecisa (Curitiba, PR,

Brasil);

Bomba à vácuo Tecnal TE-058 (Piracicaba, SP, Brasil);

Micropipetadores automáticos com capacidade variável (100 – 1000 µL)

(Labmate, Polônia; Digipet);

pHmetro Hanna pH20 pH21 – eletrodo de vidro combinado (São Paulo, SP,

Brasil);

Sistema de filtração em membrana Phenomenex (Torrance, CA, EUA);

Sistema de Purificação de água Milli-Q Direct-Q UV3® Millipore (Millipore,

Bedford, MA, USA);

Ultrasom Quimis modelo Q335D (Diadema, SP, Brasil);

Centrífuga de tubos microprocessada modelo Quimis® Q222T (QUIMIS

aparelhos científicos);

Cromatógrafo a líquido Alliance Separations modelo 2695 Waters (Milford,

MA, USA) equipado com amostrador automático, bomba quaternária, sistema de

desgaseificação, Detector MS, Micromass® Quatro Micro™ API Waters, com fonte

API, utilizando o modo de ionização por Eletrospray (ESI), sistema de aquisição de

dados através do software Masslynx 4.0 Waters;

Coluna analítica Kinetex C8 (3,0 mm × 50 mm i.d., 2,6 μm) Phenomenex

(Torrance, CA, EUA);

Sistema gerador de nitrogênio Peak Scientifics (Instruments Ltda., Escócia).

66

4.2 Reagentes, solventes e materiais

Ácido clorídrico ACS (Merck, RJ, Brasil);

Ácido fórmico p.a. (Merck, RJ, Brasil);

Água destilada;

Água Ultrapura, purificada em sistema Direct-Q UV3® Millipore (resistividade

18,2 MΩ cm);

Acetona, acetonitrila, 1-butanol, hexano e metanol grau HPLC (J.T Baker,

Mallinckrodt, NJ, USA);

Acetato de hexila, dodecanol, hexadecano, 1-octanol e 1-undecanol (Sigma

Aldrich, Brasil);

Iso-octano e tolueno (Merck, RJ, Brasil)

Padrões analíticos: ácido salicílico, amitriptilina, avobenzona, diclofenaco

sódico, eusolex 6300, furosemida, medendazol e sulfametoxazol foram comprados

da farmacopéia americana (United States Pharmacopeia, EUA). Albendazol,

carbamazepina, claritromicina, cloridrato de diltiazem, cloridrato de flurazepam,

clorpropamida, gemfibrozil, glibenclamida, haloperidol, metilparabeno, nimesulida,

nitrato de miconazol, propranolol e propilparabeno foram adquiridos da Fiocruz

(Fundação Oswaldo Cruz, Brasil). Bisfenol-A, 2,4-D, atrazina, atrazina-d5,

azoxistrobina, bentazona, carbofurano, carboxina, ciproconazol, clomazona,

diclorana, diuron, difenoconazol, fenoxaprope-p-etílico, fipronil, ibuprofeno-d3,

irgarol, malationa, metalaxil-M, metsulfurom-metil, piraclostrobina, pirazossulfurom-

etílico, pirimifós-metílico, propanil, propiconazol, quincloraque, simazina, tau-

fluvalinato, tebuconazol e trifloxistrobina foram provenientes da Sigma Aldrich

(Brasil). Ibuprofeno, triclocarban, triclosan, bispiribaque-sódico, cialofope-butílico,

clorantraniliprole, epoxiconazol e penoxsulam foram adquiridos da empresa Dr.

Ehrenstofer GmbH (Ausgsbug, Alemanha);

A pureza dos padrões analíticos foi superior a 96% para todos os analitos, e,

se necessário, foi feita a correção de pureza durante o preparo;

Gás argônio analítico 5.0 usado como gás de colisão no sistema LC-MS/MS

(White Martins, Brasil);

Detergente Extran® neutro (Merck, Brasil);

67

Membrana filtrante de nylon 0,45 µm de diâmetro de poro e 47 mm de

diâmetro (Millipore, SP, Brasil);

Frascos de vidro (vial), capacidade de 2,0 mL;

Vidraria comum de rotina (balões volumétricos, pipetas volumétricas, béquer,

etc).

4.3 Preparo das soluções analíticas

As soluções analíticas estoque, contendo 1000 mg L-1 de cada composto

foram preparadas pela dissolução dos padrões sólidos em metanol, considerando o

grau de pureza. As soluções foram armazenadas em frascos âmbar e estocadas a -

18 ºC.

A partir das soluções estoques de 1000 mg L-1 foram preparadas soluções

trabalho na concentração de 100 mg L-1 de cada substância em metanol.

Uma solução trabalho contendo a mistura dos cinquenta e oito analitos na

concentração de 10 mg L-1 foi preparada a partir da solução de 1000 mg L-1..

Diluições desta solução trabalho na fase móvel foram preparadas diariamente para o

estudo e validação do método.

4.4 Seleção dos analitos para o estudo

Diante do objetivo deste trabalho de verificar a viabilidade do uso da técnica

de SD-DLLME para a extração de analitos multiclasses, foi escolhido um número

grande de analitos com diferentes propriedades físico-químicas, os quais variam em

polaridade, solubilidade em água e acidez (Tabela 3).

Herbicidas, fungicidas, inseticidas, anti-incrustantes, anti-hipertensivos,

antimicrobianos, anti-helmínticos, plastificantes, anti-diabéticos, anti-inflamatórios,

diuréticos, hipolipêmicos, antipsicóticos e filtros solares fazem parte dos analitos em

estudo.

Os agrotóxicos selecionados são empregados em sua maioria na cultura do

arroz irrigado, a qual é predominante no sul do estado do RS. Herbicidas como o

clomazone tem sido amplamente detectado em águas de superfície nesta região

(CALDAS et al., 2011a). Os PPCPs selecionados tem sido detectados em amostras

ambientais ao redor do mundo e no Brasil. Detecção em amostras de solo e

68

sedimentos (LIU e WONG, 2013), peixes (ESCARRONE et al., 2014), sedimento, e

águas e esgotos sanitários (BENOTTI et al., 2008; QUEIROZ et al., 2014) tem sido

reportados.

Tabela 3. Valores de coeficiente de partição octanol-água (Kow), solubilidade em

água, pka, número CAS e uso dos PPCPs e agrotóxicos em estudo (DRUGBANK;

TOMLIN, 2003)

PPCPs pKa Log Kow solubilidade

em água (mg L

-1)

Uso Número

CAS

ácido salicílico 2,97 2,26 2240 Antimicrobiano 69-72-7

albendazol 4,27 (básico) - 9,51 (ácido)

2,7 2,28 Anti-helmíntico 54965-21-8

amitriptilina 9,4 4,92 9,71 Antidepressivo 50-48-6

avobenzona (PUBCHEM)

n.e* 4,51 2,2 Protetor solar 70356-09-1

bisfenol-A (PUBCHEM)

n.e 3,32 300 Plastificante 80-05-7

carbamazepina -3,8 (básico) - 15,96 (ácido)

2,45 17,7 Anticonvulsivo 298-46-4

claritromicina 8,99 3,16 0,33 Antimicrobiano 81103-11-9

cloridrato de ditialzem

8,18 (básico) - 12,86 (ácido)

2,8 465 Anti-hipertensivo 42399-41-7

cloridrato de flurazepam

8,71 (básico) 3,8 0,5 (HCl sal) Anti-ansiedade 17617-23-1

clorpropamida 5,13 2,27 258 Antidiabético 94-20-2

diclofenaco sódico

4,15 4,51 2,37 Anti-inflamatório 15307-86-5

eusolex 6300 n.e 4,95 1,3 Filtro solar * 36861-47-9

furosemida -1,5 (básico) - 4,25 (ácido)

2,03 73,1 Diurético 54-31-9

genfibrozila -4,8 (básico) - 4,42 (ácido)

3,4 0,01 (meio alcalino)

Hipolipêmico 25812-30-0

glibenclamida -1,2 (básico) - 4,32 (ácido)

4,7 4 Antidiabético 10238-21-8

haloperidol 8,66 4,3 14 Antipsicótico 52-86-8

ibuprofeno 4,91 3,97 21 Anti-inflamatório 15687-27-1

mebendazol 3,93 (básico) - 8,44 (ácido)

2,83 71,3 Antiparasitário 31431-39-7

metilparabeno (PUBCHEM)

n.e 1,96 2500 Conservante 99-76-3

nimesulida 6,86 (ácido) - 8,9 (básico)

2,6 0,182 Anti-inflamatório 51803-78-2

nitrato de miconazol

6,77 (básico) 6,1 10000 Antifúngico 22916-47-8

propanolol 9,42 3,48 61,7 Anti-hipertensivo 525-66-6

propilparabeno (PUBCHEM)

n.e 3,04 500 Conservante 94-13-3

sulfametoxazol 1,97 (básico) - 0,89 610 Antibacteriano 723-46-6

69


em água (mg L

-1)

Uso Número

CAS

6,16 (ácido)

triclocarban (PUBCHEM)

n.e 4,90 0,00237 Antibacteriano,

Antifúngico 101-20-2

triclosan -6,7 (básico) - 7,68 (ácido)

5,53 6,05 Antisséptico 3380-34-5

agrotóxicos

2,4 - D 2,73 2,58 - 2,83 (pH 1), 0,04 - 0,33 (pH 5)

23180 Herbicida 94-75-7

atrazina 1,7 3,05 480 Herbicida 1912-24-9

azoxistrobina

2,5 6 Fungicida 131860-33-8

bentazona 3,3 -0,46 570 Herbicida 25057-89-0

bispiribaque-sódico 3,05 -1,03 73300 Herbicida 125401-75-4

carbofurano n.e 1,52 320 Inseticida 1563-66-2

carboxina <0,5 2,3 147 Fungicida 5234-68-4

cialofope-butílico n.e 3,31 0,44 Herbicida 122008-85-9

ciproconazol n.e 3,1 93 Fungicida 94361-06-5

clomazona n.e 2,5 1100 Herbicida 81777-89-1

clorantraniliprole n.e 2,9 1,023 Inseticida 500008-45-7

diclorana n.e 2,8 6,3 Fungicida 99-30-9

difenoconazol 1,1 4,4 15 Fungicida 119446-68-3

diurom n.e 2,85 36,4 Herbicida 330-54-1

epoxiconazol n.e 3,44 6630 Fungicida 106325-08-0

fenoxaprope-p-etilico

n.e 4,58 0,7 Herbicida 113158-40-0

fipronil n.e 4,0 1,9 (pH 5) inseticida 120068-37-3

iprodiona n.e 3 13 Fungicida 36734-19-7

irgarol n.e 3,95 7 Anti-incrustante 28159-98-0

malationa n.e 2,75 145 Inseticida 121-75-5

metalaxil-M n.e 1,71 26000 Fungicida 70630-17-0

metsulfurom-metílico

3,8 0,018 548 Herbicida 74223-64-6

penoxsulam 5,1 -0,354 4,9 Herbicida 219714-96-2

piraclostrobina n.e 3,99 1,9 Fungicida 175013-18-0

pirazossulfurom-etílico

3,7 3,16 9,76 Herbicida 93697-74-6

pirimifós- metílico

4,3 4,2 11 Inseticida, Acaricida

29232-93-7

propanil n.e 3,3 130 Herbicida 709-98-8

propiconazol 1,09 3,72 100 Fungicida 60207-90-1

quincloraque 4,34 -1,15 0,065 Herbicida 84087-01-4

simazina 1,62 2,1 6,2 Herbicida 122-34-9

tau-fluvalinato n.e 4,26 0,00103 Inseticida, Acaricida

102851-06-9

70


em água (mg L

-1)

Uso Número

CAS

tebuconazol n.e 3,7 36 Fungicida 107534-96-3

trifloxistrobina n.e 4,5 0,61 Fungicida 141517-21-7

* n.e - dado não encontrado

4.5 Amostras de água

As amostras de água empregadas na validação do método foram coletadas

diretamente da rede municipal de abastecimento de água (na torneira do

laboratório).

Para a aplicabilidade do método foram coletadas amostras de águas de

superfície provenientes de diferentes locais do município de Rio Grande – RS

(Figuras 3 e 4).

Figura 3. Mapa para os pontos de coleta das amostras de água utilizadas na

aplicabilidade

71

Figura 4. Imagem do google earth para os pontos de coleta das amostras de

água utilizadas na aplicabilidade (marcados com uma estrela)

O primeiro local onde foi coletada amostra, chamado de Canalete, fica

localizado no centro da cidade de Rio Grande. Trata-se de um canal onde é coletada

água do escoamento pluvial, mas onde existe também a presença de descarte de

esgotos sanitários sem tratamento.

O segundo local onde foi coletada amostra, chamado de Riacho do Gelo, fica

localizado no bairro Cassino, e também trata-se de um local de escoamento pluvial

onde esgotos sanitários são descartados sem tratamento. A água deste local é

descartada diretamente na praia do Cassino.

O terceiro local, trata-se da água do São Gonçalo. A amostra foi coletada na

entrada da estação de tratamento de água, antes do tratamento. O Canal São

Gonçalo faz a ligação entre a Lagoa dos Patos e a Lagoa Mirim. Ao redor deste

canal há intensa atividade agrícola, principalmente a cultura do arroz irrigado. Esta

água é captada para tratamento para posterior abastecimento da cidade de Rio

Grande.

As amostras foram coletadas de acordo com o Guia Nacional de coleta e

preservação de amostras. Um litro (1 L) de amostra foi coletado com auxílio de um

72

balde de aço inox e transferido para um frasco de vidro âmbar, armazenadas em

isopor com gelo e levada ao laboratório para extração e análise (CETESB, 2011).

Nas amostras foram medidos o pH e a turbidez. Nenhuma etapa prévia a

extração, como por exemplo, filtração, foi necessária.

Para controle da eficiência da extração, atrazina-d5 e ibuprofeno-d3 foram

adicionados nas amostras como padrões de recuperação. A fortificação foi realizada

no nível de 0,25 µg L-1. Estes compostos foram escolhidos pois são análogos

deuterados de dois compostos em estudo. A escolha do nível de fortificação (0,25 µg

L-1) foi baseada em uma concentração intermediária da curva analítica para estes

dois compostos.

As amostragens foram realizadas em dois meses, maio e agosto de 2014, em

três pontos de amostragem.

A quantificação das amostras foi realizada pelo método de adição padrão.

Este modo de padronização permite uma quantificação mais correta da amostra uma

vez que os efeitos causados pela matriz e as perdas na extração são considerados

na construção da curva analítica (SANCO, 2013).

Para a quantificação pelo método de adição padrão, concentrações conhecidas

da mistura dos padrões foram adicionadas nas amostras em pelo menos 5 níveis e a

amostra sem adição foi analisada em triplicata. As amostras e a curva foram

extraídas e a determinação realizada no LC-MS/MS.


agrotóxicos e PPCPs em amostras de água

As determinações foram realizadas empregando LC-MS/MS, uma vez que

este sistema apresenta maior detectabilidade e seletividade em relação aos

sistemas acoplados a detectores convencionais. Além disso, empregando o sistema

LC-MS/MS no modo de monitoramento de reações selecionadas (SRM, do inglês

selected reaction monitoring), problemas de co-eluição são minimizados, e devido a

apenas o sinal de interesse estar sendo registrado, o ruído instrumental é baixo,

aumentando então a razão sinal/ruído (s/n), melhorando a detectabilidade, o que é

essencial para determinação e confirmação dos analitos em níveis traços. A seguir,

73

estão descritos os principais parâmetros do sistema cromatográfico LC-MS/MS que

foram otimizados para a determinação dos analitos em estudo.

4.6.1 Preparo da fase móvel

Os solventes utilizados foram preparados individualmente, filtrados a vácuo

através de membranas de nylon 0,45 µm. A água ultrapura e os solventes foram

desgaseificados em ultrassom durante 30 min, à temperatura ambiente (21 ºC). A

fase móvel foi armazenada em frascos próprios para solventes e rotulada.

4.6.2 Escolha da composição e vazão da fase móvel e modo de eluição

Na cromatografia líquida, a fase móvel desempenha um papel muito

importante, pois sua composição atua no processo de separação cromatográfica. A

fase móvel ideal deve solubilizar todos os componentes da amostra, apresentar

baixa ou nenhuma reatividade, possuir baixa viscosidade e toxicidade e estar

disponível em elevado grau de pureza (COLLINS et al., 2006; LANÇAS, 2009).

Devido à diferença de polaridade dos analitos, a determinação da composição da

fase móvel envolveu a comparação entre diferentes proporções de metanol e água

ultrapura e o uso de ácido acético e fórmico como modificadores orgânicos. A

escolha da fase móvel adequada foi realizada comparando a resposta do

instrumento e a resolução cromatográfica dos picos entre os eluentes.

Modos de eluição isocrático e gradiente foram avaliados durante o

desenvolvimento da separação cromatográfica.

A escolha da vazão da fase móvel foi baseada na separação cromatográfica

das soluções padrões, testando-se vazões entre 0,2 e 0,4 mL min-1.

4.6.3 Condições do espectrômetro de massas

A sensibilidade dos analitos no LC-MS/MS depende das propriedades do

analito além de outros parâmetros. A melhoria na sensibilidade pode ser alcançada

com o uso de detectores mais modernos, ou maximizando o estudo dos parâmetros

de fragmentação (CECH e ENKE, 2001; KOSTIĆ et al., 2013).

74

Com a finalidade de obter as condições ótimas dos parâmetros de

fragmentação, foram realizadas infusões diretas da solução analítica padrão

individual, na concentração de 1,0 mg L-1, no espectrômetro de massas. Nesta etapa

foi selecionado o modo de ionização (eletrospray positiva e/ou negativa), voltagem

do capilar, a voltagem do cone para selecionar o íon precursor, a energia de colisão

para fragmentar o íon precursor e gerar íons produtos; temperatura da fonte de

ionização; temperatura e a vazão do gás de dessolvatação para secagem do

solvente.

4.7 Avaliação do uso de padrão interno

Para correção de possíveis variações instrumentais foi avaliado o uso de

padrões internos (PI). Para isso os compostos atrazina-d5 e ibuprofeno-d3 foram

utilizados.

A atrazina-d5 foi avaliada para correções no modo positivo e o ibuprofeno-d3

para o modo negativo. Para essa avaliação foram construídas curvas analíticas na

faixa linear de cada analito, e os padrões internos foram adicionados em uma

concentração intermediária destas curvas (50 µg L-1).

Duas curvas para cada analito foram construídas. A primeira curva foi

avaliada plotando-se a área dos padrões versus a concentração. A segunda curva

plotou-se a razão da área do padrões pela área do PI versus a razão da

concentração do padrão pela concentração do PI.

Através destas curvas, o coeficiente de correlação foi avaliado para verificar

se o uso do PI proporcionaria uma correção de possíveis variações, resultando em

valores maiores de coeficiente de correlação.

4.8 Otimização da técnica de SD-DLLME para extração de agrotóxicos e

PPCPs em amostras de água

Os experimentos realizados durante a escolha das melhores condições para a

extração de agrotóxicos e PPCPs empregando SD-DLLME seguiram as etapas

descritas na Figura 5, onde são ilustradas as principais etapas do procedimento de

extração. Todas as etapas da otimização foram realizadas em triplicata e cada

replicata foi injetada 3 vezes no LC-MS/MS.

75

Figura 5. Principais etapas envolvidas na SD-DLLME

4.8.1 Seleção do solvente extrator e dispersor

Na Tabela 4 são apresentadas a densidade, ponto de ebulição, constante

dielétrica, coeficiente de partição octanol e água (Log Kow) e solubilidade em água

dos solventes extratores e dispersores avaliados. Para a escolha do solvente

extrator foram selecionados dez solventes. Os solventes escolhidos apresentam

diferentes polaridades e solubilidades em água: acetato de hexila, dodecanol,

hexadecano, hexano, iso-octano, 1-octanol, 1-undecanol, ciclo-hexano, tolueno e 1-

butanol.

76

Tabela 4. Propriedades físico-químicas para os solventes estudados (CETESB;

SIGMA)

Solvente Solubilidade

em água (g L

-1)

Densidade (g mL

-1)

Ponto de ebulição (ºC)

Constante dielétrica

Log Kow

Extratores

acetato de hexila 0,4 0,87 168 n.e* 2,8

dodecanol 0,004 0,831 259 n.e 5,13

hexadecano n.e 0,77 287 2,1 8,2

hexano 0,0095 0,659 69 1,89 3,9

iso-octano 0,014 0,692 99 1,94 4,08-5,18

1-octanol 0,42 0,824 196 10-8 2,8-3,15

1-undecanol Insolúvel 0,8298 243 2,0 4,38

ciclo-hexano 0,015 0,779 80 2,02 3,44

tolueno 0,47 0,87 110,6 2,4 2,11-2,8

1-butanol 0,810 0,810 117,7 17,8 0,88

Dispersores e/ou demulsificante

acetona Solúvel 0,791 56 20,7 -0,24

metanol Solúvel 0,79 64,5 32,6 -0,77

acetonitrila Solúvel 0,786 82 37,5 -0,34

água 1,0 1,0 100 78,54

*n.e - dado não encontrado

Os primeiros experimentos foram realizados para verificar com quais destes

solventes haveria uma boa separação das fases após a injeção do solvente

demulsificante (Figura 6).

Figura 6. Separação das fases após adição do solvente demulsificante, (a)

solução turva - separação não ideal (b) boa separação das fases

(b) (a)

77

Dentre os solventes que apresentaram melhor separação das fases foram

realizados experimentos com amostras fortificadas, empregando 10 mL de água de

abastecimento público fortificada com 1,25 µg L-1, 100 µL do solvente extrator

combinado individualmente com 500 µL de cada um dos seguintes solventes

dispersores: acetonitrila, acetona ou metanol. A concentração de 1,25 µg L-1 foi

escolhida para os testes de otimização da SD-DLLME em função da detectabilidade

dos analitos. Como somente acima dessa concentração seria possível a

quantificação dos analitos com menor detectabilidade (eusolex 6300,

sulfametoxazol, cialofope-butílico e diclorana), esta foi escolhida para todos os

testes.

4.8.2 Escolha do volume de solvente extrator

Para a escolha do volume de solvente extrator, foram estudados os volumes

de 50, 80, 100, 120, 140 e 200 µL de 1-octanol. Nesta avaliação, foi utilizado 10 mL

de amostra (água da torneira) fortificada com 1,25 µg L-1, acetona (500 µL) como

solvente dispersor e demulsificante.

4.8.3 Escolha do volume de solvente dispersor

Durante a otimização do volume de solvente dispersor, foram avaliados os

volumes de 250, 500, 750 e 1000 µL de acetona. Nesta avaliação, foi utilizado 10 mL

de amostra (água da torneira) fortificada com 1,25 µg L-1, 1-octanol como solvente

extrator (120 µL), e como demulsificante foi utilizado o mesmo solvente dispersor,

variando o volume de acordo com a otimização, ou seja, quando 250 µL de solvente

dispersor foi avaliado, na etapa de de-emulsificação, também foi empregado 250 µL.

4.8.4 Efeito do pH

O efeito do pH na extração foi avaliado na faixa de pH entre 1 e 12. O pH das

amostras foi ajustado com ácido clorídrico 25% (v/v) quando necessária acidificação,

ou com hidróxido de sódio 1 mol L-1 quando necessário aumento no valor de pH.

Nesta avaliação, foi utilizado 10 mL de amostra (água da torneira) fortificada com

78

1,25 µg L-1, 1-octanol como solvente extrator (120 µL), acetona como solvente

dispersor e demulsificante (750 µL).

4.8.5 Adição de sal

Para avaliar a influência do sal na eficiência de extração, foram avaliados o

sulfato de magnésio, cloreto de cálcio, sulfato de amônio e cloreto de sódio. Estes

foram adicionadas em 10 mL de amostra na proporção de 1 % (m/v). Nesta

avaliação, foi utilizado 10 mL de amostra (água da torneira) fortificada com 1,25 µg

L-1, pH ajustado em 2 e 8, conforme otimizado anteriormente, 1-octanol como

solvente extrator (120 µL), acetona como solvente dispersor e demulsificante (750

µL).

4.8.6 Tipo de solvente demulsificante

Neste trabalho, a razão (1:1, v/v) de solvente dispersor e solvente

demulsificante foi fixada baseado em revisão bibliográfica (CHEN et al., 2010;

SEEBUNRUENG et al., 2014).

O tipo de solvente empregado para quebra da emulsão foi avaliado. Além do

solvente dispersor (acetona), o uso da água como solvente demulsificante foi

estudado. Nesta avaliação, foi utilizado 10 mL de amostra (água da torneira)

fortificada com 1,25 µg L-1, pH ajustado em 2 e 8, conforme otimizado anteriormente,

1% (m/v) de sal, 1-octanol como solvente extrator (120 µL), e 750 µL de solvente

dispersor e demulsificante.

4.9 Validação dos métodos

O objetivo de uma medida analítica é obter dados exatos e precisos. Essas

propriedades podem ser verificadas pela validação do método, processo que deve

ser parte de qualquer boa prática analítica (RUIZ-ANGEL et al., 2014). A validação é

um conjunto de ensaios que se destinam a verificar se um deterLminado método

analítico é apto a produzir resultados confiáveis e adequados aos objetivos a que se

propõe, pois dados analíticos não confiáveis podem conduzir a decisões erradas

(RIBANI et al., 2004).

79

Neste trabalho os parâmetros utilizados para a validação dos métodos

analíticos foram: o limite de detecção (LOD, do inglês Limit of Detection), limite de

quantificação (LOQ, do inglês Limit of Quantification), as curvas analíticas

(calibração externa no solvente, superposição na matriz e curva trabalho) e

linearidade, exatidão (recuperação), precisão (repetitividade e precisão

intermediária) e efeito matriz (EM). Estes parâmetros são sugeridos para validação

de métodos analíticos pelo Instituto Nacional de Metrologia, Normalização e

Qualidade Industrial – INMETRO (INMETRO, 2011) e pela ANVISA (ANVISA, 2003).

4.9.1 Limite de Detecção e Quantificação

O LOD e LOQ do instrumento (LODi e LOQi) para cada composto foi estimado

a partir da relação sinal/ruído (s/n) calculada pelo software do equipamento,

considerando no mínimo 3 e 10 vezes a razão do sinal pela linha de base (ruído),

respectivamente. Os limites instrumentais foram obtidos através de padronização por

sobreposição na matriz, pelo preparo de soluções analíticas de diferentes

concentrações no extrato branco da matriz.

Como a técnica apresenta um fator de concentração de 40 vezes, o LOQ do

método (LOQm) foi calculado dividindo o LOQi pelo fator de concentração do método.

Os valores obtidos foram confirmados experimentalmente, e foram considerados

como verdadeiros, quando a amostra ao ser fortificada nestas concentrações

apresentou recuperações entre 70 e 120% com RSD menor ou igual a 20%

(SANCO, 2013).

4.9.2 Curva analítica, curva trabalho e linearidade

A linearidade do instrumento foi avaliada pela construção de curvas analíticas

através de padronização externa no solvente e por padronização externa no extrato

branco da matriz. A linearidade do método foi avaliada pela curva trabalho, na qual

as amostras de água foram fortificadas em cada nível com a solução padrão dos

analitos, passando então pela etapa de preparo de amostra otimizada e em seguida

analisada por LC-MS/MS. Esta curva é aplicada na validação dos métodos e nos

cálculos de recuperação.

80

Para a construção das curvas analíticas e trabalho, foram preparados três

conjuntos de soluções:

Conjunto 1 - Soluções preparadas através de diluições da solução padrão de

trabalho no solvente (metanol:octanol 1:1, v/v);

Conjunto 2 - Soluções preparadas a partir de diluições da solução padrão de

trabalho no extrato branco da matriz (água de abastecimento público), extraído por

SD-DLLME (pós fortificação);

Conjunto 3 - Soluções obtidas a partir da extração das amostras de água

fortificadas com a solução padrão de trabalho (pré fortificação).

Os conjuntos das soluções 1 e 2 foram utilizados para calcular o EM. E o

conjunto de soluções 3 foi utilizado para calcular as recuperações.

Cada solução foi injetada três vezes, e cada curva teve no mínimo 5 níveis de

concentração. Os dados de regressão linear foram obtidos com auxílio do software

(Masslynx 4.0 Waters) do equipamento. A partir destes dados foi avaliado o

coeficiente de correlação linear (r).

A linearidade do método foi verificada a partir da equação da regressão linear,

mas antes, foi verificada a ausência de valores discrepantes para cada nível de

concentração, antes de fazer a regressão linear.

Esses valores anômalos podem ser identificados estatisticamente através de

procedimentos adequados de tratamento de dados. A verificação da ausência de

valores discrepantes (anômalos) foi realizada pelo teste de Huber (VALENTE et al.,

2006).

O teste é realizado dividindo as áreas dos analitos pelas correspondentes

concentrações, para plotar a curva de linearidade; depois calcula-se a mediana das

razões A/C e as diferenças absolutas entre as A/C e a mediana; obtendo-se a

mediana dessas diferenças absolutas (Med).

Através destes dados, são estabelecidos os limites de confiança superior

(LSC) e inferior (LIC) utilizando a fórmula LIC = LSC = Mediana ± K*Med, onde K é

um fator que pode variar de 2 a 8, este fator determina a rigidez com que os dados

são desprezados. Os valores discrepantes (fora do LIC e LSC) foram removidos

para garantir a confiabilidade dos resultados obtidos. Os pontos que estavam

incluidos na região linear foram utilizados para a construção da curva analítica.

81

4.9.3 Exatidão

Para o estudo da exatidão do método, foram utilizados ensaios de

recuperação, de acordo com as determinações do INMETRO e do SANCO

(INMETRO, 2011; SANCO, 2013). Foram realizadas fortificações das amostras

“branco” em diferentes níveis de concentração. As recuperações foram avaliadas em

no mínimo três níveis para cada analito. As concentrações avaliadas foram 0,0125;

0,025; 0,125; 0,25; 1,25; 2,5 e 12,5 µg L-1. As amostras foram fortificadas e

submetidas ao processo de extração por SD-DLLME otimizado como descrito no

item 5.5. As extrações referentes a cada nível de concentração foram realizadas em

triplicata e cada extrato foi injetado três vezes no LC-MS/MS.

Para determinar as concentrações, substituiu-se os valores de área

encontrados em cada nível na equação da curva trabalho. Para calcular as

recuperações, substitui-se os valores na equação 3:

(3)

sendo:

C1= concentração do analito na amostra fortificada;

C2= concentração do analito na amostra não fortificada;

C3= concentração do analito adicionada à amostra fortificada.

4.9.4 Precisão

A precisão do método foi avaliada em função da repetibilidade e da precisão

intermediária. Para a repetibilidade, as amostras foram fortificadas em diferentes

níveis em triplicata, seguindo todo o procedimento de extração, e injetadas em

triplicata no mesmo dia, pelo mesmo analista e nas mesmas condições

cromatográficas. A partir das nove determinações foi calculado o RSDr (%). A

precisão intermediária RSDpi (%) foi realizada da mesma forma que a repetibilidade,

porém as amostras foram fortificadas em dois níveis de concentração e o

procedimento foi avaliado em diferentes dias. Para os cálculos dos RSD utilizou-se a

equação 4, apresentada a seguir:

(4)

1003

21(%)

C

CCoRecuperaçã

100(%) Xm

sRSD

82

100)2(

)2()1((%)

Xinclinação

XinclinaçãoXinclinaçãoEM

Onde:

s = estimativa do desvio padrão absoluto;

Xm = média das medidas em replicatas (n=9, 3 replicatas injetadas em triplicata).

4.9.5 Efeito Matriz

A avaliação do efeito matriz pode ser realizada por meio de comparações das

inclinações das curvas analíticas por padronização externa no solvente com a curva

por sobreposição, ou pela comparação de áreas de padrões em uma concentração

específica preparadas no solvente e no extrato branco da matriz (MATUSZEWSKI et

al., 2003; KRUVE et al., 2008).

O efeito matriz foi calculado de duas maneiras diferentes.

Durante a validação do método, utilizando a água da torneira como matriz, o

EM foi calculado pela comparação entre as inclinações das curvas analíticas obtidas

das soluções analíticas em solvente e daquela obtidas com soluções analíticas

preparadas no extrato da matriz. O cálculo foi efetuado através da equação 5.

(5)

onde:

X1= inclinação da curva obtida pela injeção das soluções analíticas de cada

analito, preparada no extrato da matriz (água da torneira);

X2 = inclinação da curva obtida pela injeção das soluções analíticas de cada

analito, preparada no solvente (metanol:octanol 1:1, v/v);

Durante a aplicabilidade a diferentes amostras de água de superfície, o EM foi

avaliado comparando as áreas obtidas das soluções analíticas no solvente e

aquelas obtidas com soluções analíticas preparadas no extrato da matriz em uma

concentração de 50 µg L-1 (equação 6). A avaliação foi feita no nível de 50 µg L-1

devido a essa concentração ser intermediária as curvas da maioria dos analitos.

(6)

onde:

83

C1 = Média das áreas das soluções preparadas através de diluições da

solução padrão no solvente (octanol:metanol, 1:1, v/v);

C2 = Média das áreas obtidas pela injeção das soluções analíticas de cada

analito, preparada no extrato da matriz.

Quando os valores encontrados para o efeito matriz estiverem entre -20 e

+20%, considera-se que o efeito matriz é baixo; se estiverem entre -50 e -20% ou

entre +20 e +50% é considerado médio; e se os valores encontrados forem abaixo

de -50% ou acima de +50%, o efeito matriz é considerado alto (ECONOMOU et al.,

2009).

4.10 Controle de qualidade nas determinações

Para assegurar a qualidade dos resultados, alguns procedimentos foram

aplicados durante a realização das análises. Foram realizadas, diariamente, análises

“branco” da matriz e da vidraria, antes das análises, para verificar e eliminar falsos

positivos por contaminação no processo de extração, instrumento, materiais ou

reagentes utilizados durante todo o processo. Também foram preparadas curvas

analíticas para verificar a sensibilidade e linearidade na faixa de trabalho das

concentrações.

Além disso, durante a extração de amostras, padrões de recuperação foram

adicionados nas amostras, para acompanhar a eficiência da extração. Assim, os

erros de quantificação causados por efeitos matriz, além de possíveis flutuações

instrumentais puderam ser monitorados (CITAC, 2002).

Se detectada diminuição na eficiência de extração, contaminação dos

brancos, ou diminuição na resposta dos equipamentos, alguns procedimentos foram

realizados como a repetição da extração da amostra, limpeza das vidrarias de

maneira mais drástica para eliminação da contaminação, manutenções no

equipamento para limpeza e melhoria na detectabilidade.

84

5 APRESENTAÇÃO E DISCUSSÃO DOS RESULTADOS

5.1 Otimização das melhores condições de detecção no espectrômetro de

massas

A partir da infusão de soluções individuais de cada um dos analitos foram

determinadas quais as melhores condições de fragmentação dos íons monitorados

utilizando a fonte de ionização na temperatura de 120 ºC, a temperatura do gás de

dessolvatação (N2) de 400 ºC, a vazão do gás de dessolvatação de 500 L h-1 e a

vazão do gás do cone de 50 L h-1.

A fonte de ionização a pressão atmosférica utilizada foi a ESI devido a

moderada polaridade da maioria dos analitos. A ESI é a interface mais indicada para

compostos neutros e polares, que podem ser protonados ou desprotonados em

condições apropriadas de pH. A ESI é geralmente a fonte preferida para agrotóxicos

e PPCPs, uma vez que é uma técnica mais branda que a ionização química a

pressão atmosférica, é menos suscetível a degradações térmicas uma vez que a

ionização ocorre direto na fase líquida a temperaturas quase ambiente

(FERNÁNDEZ-ALBA, 2005; LANÇAS, 2009).

A Tabela 5 apresenta os agrotóxicos e PPCPs monitorados por LC-MS/MS, o

modo de ionização utilizado (ESI+ ou ESI-), modo de aquisição SRM, íons

precursores e íons produtos, energia de colisão, as transições monitoradas e tempo

de retenção (tR) dos analitos estudados.

Para cada analito, quando possível, foram selecionadas duas transições

características, como apresentado na Tabela 5. A transição mais intensa foi utilizada

para quantificação dos analitos e a segunda transição mais intensa para

confirmação dos mesmos.

85

Tabela 5. Agrotóxicos e PPCPs quantificados por LC-MS/MS, modo de

ionização, transições monitoradas, energia do cone e voltagem de colisão

PPCPs / agrotóxicos Modo ESI Transição

(m/z) Cone

(V) Colisão

(eV)

ácido salicílico - 136,9>92,8

a

136,9>64,8 20 20

20 25

albendazol + 266>234

a

266>191 30 33

20 32

amitriptilina + 278,3>233,3

a

278,3>116,9 35 35

15 15

avobenzona + 310,4>135

a

310,4>161 20 20

30 30

bisfenol A - 227>212,2

a

227>133 43 43

19 25

carbamazepina + 237>194,1

a

237>167,4 26 35

12 40

claritromicina + 749>82,8

7489>158,3a

35 35

59 29

cloridrato de ditialzem + 415>310 415>178

a

35 35

20 20

cloridrato de flurazepam + 388,4>315,2

a

388,4>288,2 30 30

25 25

clorpropamida + 277>175

277>110,9a

27 27

22 29

diclofenaco de sódio - 294>250,2

a

294>214 20 20

10 25

eusolex – 6300 + 255,4>157,2 255,4>105

a

25 25

20 30

furosemida - 328,8>284,9

a

328,8>205 30 30

15 20

genfibrozila - 249>121a 20 30

glibenclamida + 494>369 494>169

a

30 30

18 38

haloperidol + 376>165

a

376>123 30 35

21 25

ibuprofeno - 205>161

a

205>125,8 20 15

10 7

ibuprofeno-d3 - 208>164,1 19 9

mebendazol + 296,2>264,2 296,2>104,9

a

35 35

30 30

metilparabeno + 151>135,9 151>91,6

a

35 35

15 20

nimesulida - 307>229

a

307>198,1 33 30

20 25

nitrato de miconazol + 417,1>161

a

417,1>159 45 45

25 30

propanolol + 260>116

a

260>183 30 30

18 20

propilparabeno - 179,1>137,1 179,1>91,8

a

30 30

15 20

86


(m/z) Cone

(V) Colisão

(eV)

sulfametoxazol + 254,3>156.1

a

254,3>92 22 27

17 29

triclocarban - 313>160,1

a

315>125,7 30 30

25 15

triclosan - 289>35 287>35

a

18 18

7 9

Agrotóxicos

2,4-D - 219>161

a

219>89 15 15

20 30

atrazina + 216>174

a

216>146 33 35

20 22

atrazina-d5 + 220.9>179

a

220.9>101 33 33

17 21

azoxistrobina + 404>372

a

404>329 20 15

20 30

bentazona - 239>132

a

239>197 35 35

25 20

bispiribaque-sódico + 453>297

a

453>275 35 35

25 22

carbofurano + 222>165 222>123

a

20 20

25 25

carboxina + 236>143

a

236>87 35 14

15 33

cialofope-butílico + 358>256,17

a

358>158 30 23

20 57

ciproconazol + 292>125 292>70

a

35 35

20 20

clomazona + 240>125

a

240>219 30 26

20 20

clorantraniliprole + 484>453,06 484>285,84

a

30 30

19 30

diclorana - 205>175,2

a

205>138,9 40 40

15 20

difenoconazol + 406>251

a

406>337 31 32

32 20

diurom + 233>72

a

233>160 28 28

20 25

epoxiconazol + 330>123 330>121

a

27 27

30 30

fenoxaprope-p-etílico + 362,1>288,1

a

362,1>121 22 22

23 37

fipronil - 435>330

a

435>250 30 25

15 26

irgarol + 254>108 254>198

a

30 30

30 19

malationa + 331>199 331>127

a

24 24

30 10

metalaxil-M + 280>220 280>192

a

16 16

17 17

87


(m/z) Cone

(V) Colisão

(eV)

metsulfurom-metílico - 380>139

a

380>214 30 30

15 10

penoxsulam - 482>109 482>179

a

35 35

40 25

piraclostrobina + 388,1>194 388,1>163

a

20 20

19 19

pirazossulfurom-etílico - 413>232

a

413>154 35 35

15 26

pirimifós-metílico + 306>136 306>108

a

40 40

33 20

propanil + 218>127

a

218>162 25 30

28 14

propiconazol + 342>159

a

342>69 32 30

22 20

quincloraque - 240>196a 15 6

simazina + 202>132 202>124

a

35 35

18 18

tau-fluvalinato + 503,4>208,1

a

503,4>180,9 20 20

11 11

tebuconazol + 308>70

a

308>125 40 28

20 22

trifloxistrobina + 409>206 409>145

a

35 25

15 40

atransições empregadas para a quantificação


agrotóxicos e PPCPs em amostras de água

Os solventes empregados como fase móvel foram água e metanol. Metanol

foi escolhido por ser o solvente mais utilizado em fase reversa, possuir um menor

custo que a acetonitrila e ser 9menos tóxico (LANÇAS, 2009). Como modificadores

da fase móvel, o ácido acético e o ácido fórmico foram avaliados. Para os 38

analitos analisados no modo positivo o uso do ácido fórmico (pKa 3,77) apresentou

um aumento na área de 24 analitos.

Para os 20 analitos analisados no modo negativo, o uso do ácido acético (pKa

4,75) proporcionou um incremento na área para todos os analitos (Figura 7).

Considerando que a maioria dos analitos ionizados no modo negativo apresentam

menor intensidade, e buscou-se favorecer estes analitos, o ácido acético foi

escolhido como modificador da fase móvel.

88

0

50000

100000

150000

200000

250000

áre

a d

os p

ico

s

ácido acético ácido fórmico

Figura 7. Área do pico para os analitos ionizados no modo negativo

empregando ácido acético e ácido fórmico como modificadores da fase móvel.

Barras de erro representam o desvio padrão (n=3, 3 injeções)

Os compostos ionizados no modo negativo possuem em suas estruturas

grupos químicos que tem a tendência de perder um próton quando ionizados. Dentre

os compostos em estudo, podemos exemplificar isto com o diclofenaco-sódico,

bispiribaque-sódico, 2,4-D, quincloraque, ácido salicílico, os quais possuem em sua

estrutura o grupo carboxila, e com bisfenol-A, metilparabeno e propilparabeno, os

quais possuem o grupo hidroxila em suas estruturas. Por isso, quanto mais forte o

ácido utilizado como modificador orgânico da fase móvel, a perda do próton é

desfavorecida, diminuindo a ionização e consequentemente a resposta.

Em outro estudo, o uso de diferentes ácidos foi avaliado para analitos com

ionização no modo negativo empregando a ESI. O acido acético apresentou

favorecimento da ionização dos analitos no modo negativo, enquanto que o ácido

fórmico diminuiu a resposta, provavelmente pelo fato de ser um ácido forte,

desfavorecendo a desprotonação do analito no modo negativo (WU et al., 2004).

A Tabela 6 apresenta as condições cromatográficas empregadas para

determinação dos agrotóxicos e PPCPs avaliados neste estudo.

89

Tabela 6. Condições empregadas no sistema cromatográfico LC-MS/MS

Parâmetros LC-MS/MS

Coluna analítica Kinetex C8 (50 x 3,0 mm, 2,6 µm)

Fase móvel Água 0,1% (v/v) ácido acético (A) e metanol (B)

Volume de injeção 10 µL

Fonte de ionização ESI

Detector Espectrômetro de massas do tipo triplo quadrupolo

Devido ao grande número de analitos a eluição no modo isocrático se torna

inviável, pois, mesmo trabalhando sem a necessidade de total separação dos

analitos, devido a seletividade do instrumento, uma melhor separação acarreta em

melhor perfil cromatográfico, maior detectabilidade e ajuda na diminuição do EM

(PETROVIĆ et al., 2005).

Como podemos observar na Figura 8a, a eluição no modo isocrático

(metanol:água 0,1% ácido acético; 60:40, v/v) não favoreceu a interação dos analitos

com a fase estacionária, fazendo com que a maioria dos analitos eluissem em um

tempo menor que 10 minutos, e outros analitos mais retidos apresentassem baixa

resolução. Além disso, alguns trabalhos já observaram que o EM geralmente diminui

com o aumento do tempo de retenção (QUINTANA e REEMTSMA, 2004;

PETROVIĆ et al., 2005). Geralmente as áreas cromatográficas que são mais

afetadas pelos interferentes, são o início da eluição, onde compostos altamente

polares e os não retidos eluem, e no final do gradiente onde compostos fortemente

retidos eluem. Consequentemente, é recomendado ajustar a eluição para que os

analitos eluam entre essas regiões. Ou seja, para diminuição da possibilidade de

EM, o ideal é que os analitos fiquem retidos por um tempo maior e que se faça o uso

de um gradiente para ajustar a eluição (TRUFELLI et al., 2011).

90

Empregando o modo de eluição por gradiente (Figura 8b), foi possível

observar a maior interação dos analitos com a fase estacionária, uma melhor

distribuição dos analitos no cromatograma,a e melhor resolução entre o picos.

Figura 8. Sobreposição dos cromatogramas de íons no modo total (TIC) das

seis funções monitoradas para eluição no modo isocrático empregando

metanol:água 0,1% ácido acético (60:40, v/v) (a), e no modo gradiente (b) conforme

condições descritas na Tabela 7. Concentração da mistura de 1000 µg L-1.

Sendo assim, foram otimizados diferentes condições de eluição no modo

gradiente, alterando também, além da força de eluição, a vazão da fase móvel. As

melhores condições de separação cromatográfica podem ser observadas na Tabela

7.

91

Tabela 7. Condições de eluição empregadas no modo gradiente

5.3 Avaliação do uso de padrão interno

Foram avaliados como PIs a atrazina-d5 e o ibuprofeno-d3, para corrigir

possíveis flutuações instrumentais no modo de ionização positivo e negativo,

respectivamente.

A avaliação foi feita preparando-se uma curva analítica apenas com a área

dos padrões e outra corrigindo a área de cada analito dividido pela área do PI.

Como pode ser observado na Figura 9, através da comparação entre as

curvas analíticas usando apenas a área versus a concentração e na outra construída

plotando-se a área corrigida versus a concentração, estes analitos não

apresentaram melhoria quando empregados como padrões internos.

Um dos métodos conhecidos para compensar flutuações instrumentais, assim

como controlar o EM durante experimentos é o uso de um padrão interno. É indicado

principalmente o uso de padrões isotopicamente marcados, devido a identidade

química e a semelhança das propriedade físico-químicas com o analito. Em teoria,

uma vez que o padrão interno é quase idêntico ao analito, o grau de supressão e/ou

enriquecimento seria o mesmo para o PI e o analito. Entretanto, assim como

observado nesse trabalho, outros trabalhos tem verificado que a utilização de PI

deuterados não garante a correta correção (WIELING, 2002). Ainda não há uma

explicação bem definida, mas foi sugerido que o resultado diferente pode ser devido

a diferente resolução do analito e do PI na coluna de fase reversa. A presença do

deutério pode alterar moderamente a lipofilicidade da molécula, podendo alterar a

retenção do composto (WANG et al., 2007).

De acordo com os resultados obtidos, não foi empregado o uso de padrão

interno.

Tempo (min)

Água com 0,1% ácido acético (%)

Metanol (%)

Vazão (mL min-1)

0 80 20 0,2 20 10 90 0,4 23 10 90 0,4

23,5 80 20 0,2 30 80 20 0,2

92

Figura 9. Curvas analíticas para a atrazina, atrazina corrigida pelo padrão

interno (atrazina-d5) e para o ibuprofeno, e ibuprofeno corrigido pelo padrão interno

(ibuprofeno-d3)

5.4 SD-DLLME

5.4.1 Escolha dos solventes extratores e dispersores

O primeiro teste foi verificar se havia a formação de uma fase superior

formada pelo solvente extrator, pois uma vez que o método não utiliza a etapa de

centrifugação, uma boa separação é essencial para conseguir retirar todo o solvente

extrator que foi utilizado.

O teste foi realizado utilizando um volume de 100 µL de cada solvente extrator

(acetato de hexila, dodecanol, hexadecano, hexano, iso-octano, 1-octanol, 1-

undecanol, ciclo-hexano, tolueno e 1-butanol) e 1 mL (0,5 + 0,5 mL) de acetonitrila

como solvente dispersor e demulsificante.

Os solventes acetato de hexila, 1-octanol, hexadecano e tolueno

apresentaram uma boa separação após a injeção do solvente para separação da

emulsão.

93

0

5

10

15

20

25

30

35

40

<20% 20-50% >50%

Nú

me

ro d

e a

na

lito

s

Faixa de recuperação

tolueno/metanol tolueno/acetona tolueno/acetonitrila

octanol/metanol octanol/acetona octanol/acetonitrila

acetato de hexila/metanol acetato de hexila/acetona acetato de hexila/acetonitrila

Hexano, iso-octano e undecanol não apresentaram uma boa separação, e por

isso não foram avaliados durante a otimização.

O solvente 1-butanol não ficou separado da amostra, não formando a gota na

fase superior.

Os solventes que apresentaram uma boa separação entre as fases (tolueno,

acetato de hexila e 1-octanol) foram testados simultaneamente como solventes

extratores com os solventes dispersores metanol, acetona e acetonitrila. Estes 3

solventes dispersores são os mais empregados, por serem miscíveis tanto no

solvente extrator como no dispersor (Figura 10).

Figura 10. Número de analitos que apresentaram valores de recuperação

<20%, entre 20 e 50 % e >50%, após extração por SD-DLLME com diferente

combinações de solvente extratores e dispersores (10 mL de amostra fortificada com

1,25 µg L-1, pH da amostra: 6,6, volume de dispersor: 500 µL, volume extrator, 100

µL; evaporado e redissolvido em 100 µL de metanol)

O solvente hexadecano, embora tenha apresentado uma boa separação das

fases, não foi avaliado com os solventes dispersores devido ao seu alto valor de Log

Kow (8,2). Os outros solventes que apresentaram uma boa separação das fases

possuem valores de Log Kow inferiores a 3,15, sendo mais polares e mais próximo a

faixa de polaridade dos analitos em estudo.

94

O solvente tolueno apresentou apenas 7 e 8 analitos com recuperações

acima de 50% quando combinado com metanol e acetonitrila, respectivamente; e

recuperações acima de 50% para 12 analitos quando combinado com acetona.

Tolueno tem sido empregado em diversos trabalhos envolvendo microextrações. Na

extração de seis ésteres ftálicos em água engarrafada empregando a Microextração

líquido-líquido com auxílio de surfactante empregando solvente de baixa densidade

e assistida por vortex (LDS–VSLLME, do inglês Low-density solvent-based vortex-

assisted surfactant-enhanced-emulsification liquid–liquid microextraction) foram

obtidas R (%) entre 73,5 e 106,6% utilizando tolueno como solvente extrator e um

surfactante (brometo de cetiltrimetilamônio) (ZHANG e LEE, 2013).

Tolueno também foi empregado com sucesso para extração de canabinóides

em amostras de urina. A técnica de Microextração Líquido-Líquido Dispersiva

assistida por surfactante (SA-DLLME, do inglês Surfactant-assisted dispersive

liquid–liquid microextraction) foi empregada utilizando tolueno (85 µL) e brometo de

tetradeciltrimetilamônio (TTAB) como agente dispersor. Recuperações entre 83,2 e

117,1% foram obtidas (MORADI et al., 2011).

Empregando a USAEME na seringa para extração de agrotóxicos

organofosforados em amostras de água, o tolueno (20 µL) também apresentou boas

taxas de extração, com recuperações entre 90,1 e 104,7% para amostras de água

de irrigação (farm-field water), e entre 90,1 e 101,8% para águas residuais da

indústria (SU e JEN, 2010). Dos analitos em estudo neste trabalho, estão incluídos 2

organofosforados, malationa e pirimifós-metílico. O composto malationa apresentou

recuperações entre 36 e 38% usando tolueno e o pirimifós-metílico recuperações

entre 32 e 42%.

Na extração de clorpirifós, lambda-cialotrina, ciflutrina, cipermetrina,

fenvalerato e deltametrina de amostras de água, o tolueno apresentou também ser

um bom solvente extrator. A técnica de VALLME foi empregada utilizando 30 µL de

tolueno e R (%) entre 72 e 106,3% foram obtidas (JIA et al., 2010).

Carbamatos apresentaram melhores recuperações com tolueno no trabalho

desenvolvido por Chen e colaboradores (CHEN et al., 2010). Quatro carbamatos

foram extraídos de amostras de água empregando a SD-DLLME utilizando como

solvente extrator o tolueno. Recuperações entre 94,5 e 104% foram obtidas.

95

Neste trabalho, o composto da classe dos carbamatos (carbofurano)

apresentou recuperações semelhantes para os três solventes testados, com os três

dispersores testados, ficando entre 19 e 31% para tolueno, 30 e 32% para o 1-

octanol e 21 e 35% para o acetato de hexila.

De maneira geral, o solvente 1-octanol foi o que apresentou os melhores

resultados. Recuperações acima de 50% foram obtidas para 28 analitos quando

utilizado acetonitrila como solvente dispersor, 33 analitos quando utilizado acetona e

34 analitos quando utilizado metanol.

O 1-octanol apresenta uma constante dielétrica maior que o tolueno e o

acetato de hexila. Provavelmente, devido à polaridade dos analitos variar de média a

alta, o solvente com polaridade mais semelhante obteve melhor eficiência de

extração. A constante dielétrica é um parâmetro chave para modelar o

comportamento de um solvente, sendo considerada importante para medir a

polaridade de um solvente (WAKAI et al., 2005).

1-Octanol tem sido empregado em diversos trabalhos como solvente extrator.

Na SA-DLLME, para a extração de clorofenóis em amostras ambientais, foram

utilizados o surfactante brometo de cetiltrimetilamônio (CTAB, do inglês

cethyltrimethyl ammonium bromide) como dispersor, e 35 µL de 1-octanol como

extrator, e erros entre -2 e 10% foram encontrados entre os valores adicionados e os

encontrados (MORADI et al., 2010).

Bisfenol-A e alquilfenóis também têm sido extraídos com sucesso

empregando 1-octanol. Quatro disruptores endócrinos, incluindo bisfenol-A foram

extraídos empregando a DLLME com 30 µL de octanol e 300 µL de metanol;

atingindo recuperações entre 89 e 114% (RYU et al., 2012). Na extração de

alquilfenóis e bisfenol-A de amostras de água do mar, a DLLME empregando 100 µL

de 1-octanol, sem a adição de nenhum solvente dispersor, e com agitação em

vórtex, apresentou recuperações entre 84 e 104% para todos os analitos

(SALGUEIRO-GONZÁLEZ et al., 2012). Também, na extração por VALLME com 50

µL de 1-octanol e 2 min de agitação no vórtex, bisfenol-A, octilfenol e nonilfenol

foram extraídos com R (%) entre 63 e 111% (YIANTZI et al., 2010).

Neste trabalho, o composto bisfenol-A apresentou recuperações acima de

50% quando empregado as combinações de tolueno/acetona, octanol/metanol,

96

octanol/acetona, octanol/acetonitrila e acetato de hexila/acetona, sendo a maior

recuperação (102%) atingida quando empregado octanol/acetona.

1-Octanol também foi empregado para extração de benzofenonas usando um

frasco especialmente desenhado para a extração, o qual teve como objetivo facilitar

a retirada de solventes menos densos que a água. A amostra (água) e o octanol (50

µL) sem o uso de solvente dispersor foram empregados. Recuperações entre 91,3 e

97,1% foram obtidas para as benzofenonas em estudo (ZHANG et al., 2011).

Entre os solventes testados, o acetato de hexila combinado com metanol

apresentou os piores resultados; e R (%) acima de 50% não foram atingidas para

nenhum dos analitos em estudo.

Acetato de hexila tem sido pouco relatado nas técnicas de microextração

dispersiva, mas tem sido utilizado com sucesso nas técnicas de HF-LPME para

extração de ácidos fenólicos em frutas (SARAJI e MOUSAVI, 2010), em SDME para

extração de herbicidas ácidos em amostras de águas (SARAJI e FARAJMAND,

2008), parabenos em águas e cosméticos (SARAJI e MIRMAHDIEH, 2009;

ABBASGHORBANI et al., 2013) e fenóis em amostras de água (SARAJI e

BAKHSHI, 2005).

Para os parabenos em estudo, metilparabeno e propilparabeno, recuperações

maiores foram obtidas com 1-octanol e acetato de hexila.

Além da avaliação da recuperação dos analitos, foi realizado também um

teste de Tukey comparando-se as áreas dos picos obtidas em cada condição

testada (Tabela 8). Como podemos observar, foi obtido um maior número de analitos

com áreas significativamente maiores quando empregado 1-octanol como extrator.

Com relação ao solvente dispersor, o uso da acetona com o octanol foi o solvente

que propiciou um maior número de analitos com maior resposta significativa

(p<0,05).

Alguns compostos como o ácido salicílico, furosemida, 2,4-D, bentazona,

bispiribaque-sódico, metsulfurom-metílico, penoxsulam, pirazossulfurom-etílico e

quincloraque não recuperaram em nenhum condição. Isso ocorreu porque estes

testes foram realizados no pH da amostra (6,6) e nessa faixa de pH esses

compostos não são extraídos devido aos seus valores de pKa.

Diante dos resultados obtidos, octanol e acetona foram definidos como

solvente extrator e dispersor, respectivamente.

97

O uso de um álcool como solvente extrator é uma vantagem do método, uma

vez que os alcoóis apresentam, em sua maioria, menor toxicidade que os solventes

usualmente empregado na DLLME (CAPELLO et al., 2007; FATEMI et al., 2012).

98

Tabela 8. Resultados em área após extração por SD-DLLME com diferente combinações de solvente extratores e

dispersores

PPCPs / agrotóxicos

acetato de hexila/

acetona

acetato de hexila/

acetonitrila

acetato de hexila/

metanol

octanol/ acetona

octanol/ acetonitrila

octanol/ metanol

tolueno/ acetona

tolueno/ acetonitrila

tolueno/ metanol

ácido salicílico n.e.*

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

albendazol 90.908 b 147.994

b 85.743

b 914.986

b 697.604

b 1009.280

b 4073.889

a 4737.850

a 3029.145

a

amitriptilina 1661.907 d,e,f

1370.789 e,f

1005.633 f 3773.206

a,b 3345.549

b,c 4558.716

a 2213.391

c,d,e 2481.469

c,d,e 2713.344

b,c,d

avobenzona 598.3306 a,b

308.2279 b,c

298.9493 c 716.6778

a 347.4088

b,c 181.2468

c 700.0430

a 684.8230

a 606.5752

a,c

bisfenol-A 663.478 b,c

314.434 e,f

175.895 f 1107.070

a 675.397

b,c 877.498

b 626.644

c 437.619

d,e 162.282

f

carbamazepina 784.859 d,e

1322.602 c,d

728.738 d,e

2538.946 b 2947.551

a,b 3395.027

a 664.578

e 1491.675

c 441.485

e

claritromicina 2040.62 b,c

2261.36 b,c

878.35 c 11738.37

a 11480.78

a,b 12165.51

a 2305.96

b,c 4074.48

c 2609.10

b,c


182.04 b 276.49

b 557.99

b 32898.47

a 33725.11

a 34131.29

a 35856.62

a 37373.16

a 40484.94

a


1887.288 c 1186.532

c 938.400

c 6920.065

a 6060.871

a,b 7058.347

a 4873.805

a,b 5201.704

a,b 4250.236

b

clorpropamida 418.7647 a,b,c

382.2142 b,c

339.7824 b,c

601.2343 a,b

522.1993 a,b,c

680.0022 a 258.0448

c,d 366.9348

b,c 55.2797

d

diclofenaco sódico 287.809 d,e

273.194 d,e

308.819 d,e

967.897 a,b

764.835 b,c

1192.645 a 520.456

c,d 442.862

d,e 163.819

e

eusolex 6300 2936.518 a,b

3479.870 a 2727.386

a,b 2594.648

a,b 2415.619

a,b 2381.319

a,b 2209.916

a,b 1920.610

a,b 1445.091

b

genfibrozila 647.560 b 670.230

b 740.409

b 3217.869

a 3090.694

a 3317.732

a 1027.228

c 747.215

c 591.692

c

furosemida n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e. n.e.

glibenclamida 3109.940 a,b

2819.376 a,b

2405.512 b,c

4143.619 a 3265.862

a,b 4437.267

a 2069.235

b,c 1898.062

b,c 1021.621

c

haloperidol 5686.56 c,d,e

3629.66 d,e

2893.47 e 21727.20

a 17570.44

b 22898.94

a 7370.53

c 8244.00

c 6469.84

c,d

ibuprofeno 292.9170 a,b

184.5282 a,b,c

189.5443 a,b,c

346.6920 a 270.8460

a,b 302.8300

a,b 230.1743

a,b,c 136.5770

b,c 73.6638

c

mebendazol 3317.587 c 3154.282

c 3074.889

c 6802.897

a,b 5522.469

b 7952.610

a 2359.876

c 2905.724

c 1352.056

c

metilparabeno 710.9208 a 394.0594

b,c, 406.5267

b,c 611.3203

a,b 524.6237

a,b 598.4458

a,b 171.4578

c,d 231.6297

c,d 141.1432

d

nimesulida 4420.388 a 5306.892

a 4763.104

a 7257.622

a 5750.346

a 7311.340

a 6565.861

a 6187.187

a 5503.543

a


9571.97 a 10359.57

a 6962.59

a 10430.81

a 7250.47

a 8252.81

a 8725.66

a 8455.46

a 6050.62

a

propanolol 5575.668 a 5504.774

a 4129.387

a 3662.138

a 3804.074

a 4700.335

a 377.198

b 513.091

b 288.994

b

propilparabeno 803.042 c,d,e

409.514 e,f

292.217 f 1450.231

a,b 1150.870

b,c 1744.075

a 783.399

c,d,e 879.037

c,d 467.286

d,e,f

sulfametoxazol n.e. n.e. n.e. 29354.08 c 32208.76

c 32798.63

c 38209.26

b,c 57005.93

a,b 68242.43

a

99


acetato de hexila/ acetona

acetato de hexila/

acetonitrila

acetato de hexila/

metanol

octanol/ acetona


octanol/ metanol

tolueno/ acetona

tolueno/

acetonitrila

tolueno/ metanol

triclocarban 4272.510 a 4346.053

a 4954.863

a 5067.931

a 5096.800

a 5783.715

a 5854.435

a 6322.616

a 6459.541

a

triclosan 58.57822 a,b

29.02733 d 30.85167

d 74.80000

a 55.63633

a,b,c 47.88450

c,d,e 44.53917

c,d,e 37.34717

c,d,e 32.95172

c,d

Agrotóxicos

2,4-D n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e. n.e. n.e

atrazina 4054.233 c,d

4727.797 b,c,d

4408.966 b,c,d

6535.829 a,b

5779.782 a,b,c

7323.386 a 3740.336

c,d 4087.403

c,d 3120.933

d

azoxistrobina 6032.819 a 8770.489

a 7406.056

a 9254.376

a 8667.140

a 9870.777

a 8006.434

a 7800.554

a 7782.936

a

bentazona n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e. n.e. n.e

bispiribaque-sódico n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

carbofurano 4660.085 a,b

5763.479 a 3512.147

a,b,c 3799.051

a,b,c 3857.590

a,b,c 3658.430

a,b,c 2866.286

a,b 3697.571

a,b,c 2233.273

c

carboxina n.e.

n.e.

n.e.

2847.838 a 2547.853

a 3055.167

a 2398.609

a 2346.013

a 2364.852

a

ciproconazole 11219.23 a 9471.67

a,b 7519.44

a,b 9795.95

a,b 8565.88

a,b 10511.55

a,b 6552.55

a,b 5837.40

b 5881.44

b

cialofope-butílico 1699.809 a,b,c

1688.616 a,b,c

977.787 b,c,d

2651.080 a 1745.664

a,b 2327.130

a 770.000

b,c,d 673.955

c,d 395.792

d

clomazona 16206.61 a,b,c

12077.37 b,c

11551.03 b,c

25524.30 a 21785.12

a,b 22680.98

a 9538.73

c 7891.88

c 7370.84

c

clorantraniliprole 1361.136 b,c,d

1349.751 b,c,d

1146.802 c,d

2207.387 a 1785.681

a,b,c 1898.392

a,b 1219.641

b,c,d 1202.322

b,c,d 986.190

d

diclorana 61.37567 a,b

51.47506 a,b

40.47583 a,b

73.59933 a,b

71.72750 a,b

86.34050 a 50.77383

a,b 57.11700

a,b 25.71000

b

difenoconazol 11643.63 b,c

15132.31 a,b,c

11810.99 b,c

17904.65 a 14669.80

a,b,c 16390.31

b,c 12279.22

a,b,c 11661.79

b,c 10234.39

c

diurom 1837.611 a 1645.087

a,b 1336.743

a,b 1718.231

a,b 1224.256

a,b 1701.148

a,b 1073.185

b 1132.298

b 1055.720

b

epoxiconazole 14816.67 a,b

10413.52 b,c

8348.37 c 17187.14

a 13903.80

a,b,c 15009.73

a,b 8438.35

c 9213.93

b,c 8309.50

c

fenoxaprope-p-etílico

4880.269 a 3780.091

a,b,c 2634.411

b,c 3847.798

a,b 3321.085

a,b,c 3832.828

a,b 3061.401

a,b,c 2935.308

b,c 1921.386

c

fipronil 8549007 a 6491185

b 4721746

c 12871

d 10673

d 12569

d 9426

d 8542

d,e 8026

d

irgarol 2565.59 d 1544.75

d 1316.97

d 53448.08

a,b 39468.61

b,c 68241.41

a 32200.68

c 32748.13

b,c 29342.87

c

malationa 2136.63 d 2416.44

d 2003.28

d 13554.24

a 10962.78

a,b 7623.29

b,c 5341.79

c,d 5338.04

c,d 4683.59

c,d

metalaxil-m 1364.107 b 2293.313

a 1311.410

b 2131.816

a,b 2387.453

a 2314.052

a 2065.725

a,b 2320.897

a 1724.347

a,b

metsulfurom-metílico n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

penoxsulam n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

piraclostrobina 3653.047 d 5461.725

a,b,c,d 4699.987

b,c,d 7236.961

a 6057.133

a,b,c 6441.666

a,b 4570.194

b,c,d 4052.453

c,d 4252.943

c,d

100

Médias seguidas por letras iguais, na mesma linha, não apresentam diferença estatística significativa (p≥0,05) pelo teste de Tukey com significância de 95%. *n.e. – não extraído


acetato de hexila/ acetona

acetato de hexila/

acetonitrila

acetato de hexila/

metanol

octanol/ acetona


octanol/ metanol

tolueno/ acetona

tolueno/

acetonitrila

tolueno/ metanol


n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

pirimifós-metílico 159.659 d 158.490

d n.e.

4716.765

a 3918.297

a,b 4255.601

a 2380.305

c 2841.917

b,c 2111.445

c

propanil 2339.455 c,d

2745.676 b,c

2614.779 b,c

3674.927 a,b

2920.842 a,b,c

3979.282 a 2455.003

c,d 2317.116

c,d 1423.938

d

propiconazol 5671.802 b 6528.356

a,b 5646.876

b 8768.458

a 6394.051

b 7885.591

a,b 5871.098

b 5953.755

b 6185.344

b

quincloraque n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

simazina 3477.820 a 2552.609

a,b,c 2445.128

a,b,c 3466.578

a 2814.542

a,b 3486.182

a 1519.241

b,c 1982.419

a,b,c 1098.621

c

tau-flavulinato 2187.742 a 2341.380

a 1225.301

b 1676.578

a,b 1577.489

a,b 1269.620

b 1643.648

a,b 1868.713

a,b 1546.543

a,b

tebuconazole 12942.82 a 10552.72

a 9789.76

a 12167.34

a 10481.10

a 13296.71

a 7599.40

a 6825.88

a 7940.27

a

trifloxistrobina 8774.50 c 12445.93

b,c 7801.06

c 20702.37

a 17076.30

a,b 20814.01

a 9107.05

c 9045.46

c 7083.26

c

101

5.4.2 Escolha do volume de solvente extrator

Nas microextrações com solventes menos densos que a água, volumes de

solventes extratores entre 8 e 145 µL tem sido usados (LIU et al., 2010; FATEMI et

al., 2012).

Neste estudo foram estudados os volumes de 50, 80, 100, 120, 140 e 200 µL.

Como solvente extrator foi utilizado o 1-octanol, como dispersor e demulsificante a

acetona com um volume de 500 µL.

Volumes maiores de solvente extrator, diminuem a polaridade da amostra

aquosa devido a dissolução do solvente na fase aquosa o que leva a uma

diminuição do coeficiente de partição podendo levar a decréscimos na eficiência de

extração dos analitos (TOLCHA et al., 2013).

Os volumes de 100 e 120 µL de 1-octanol apresentaram as melhores

respostas em termos de recuperação para os analitos. Entre estes dois volumes, o

valor de 120 µL apresentou um maior número de analitos com R% acima de 50%

(Figura 11).


<20%, entre 20 e 50% e >50%, após extração por SD-DLLME com diferentes

volumes de solvente extrator (10 mL de amostra fortificada com 1,25 µg L-1; pH da

amostra, 6,6; volume de dispersor, 500 µL; volume de demulsificante, 500 µL) (n=3)

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

<20% 20-50% >50%

Nú

me

ro d

e a

na

lito

s


50 µL 80 µL 100 µL 120 µL 140 µL 200 µL

102

Além disso, foi realizado um teste de Tukey para todos os resultados obtidos

(Tabela 9). Para os valores entre 100 e 120 µL, foi encontrada diferença significativa

(p<0,05) para 7 analitos. Estes analitos apresentaram maiores valores de área com

120 µL. Baseado nestes resultados, o valor de 120 µL foi escolhido.

103

Tabela 9. Resultados em área após extração por SD-DLLME com diferentes volumes de solvente extrator

Analitos volume de solvente extrator

50 µL

80 µL

100 µL

120 µL

140 µL

200 µL

PPCPs

ácido salicílico n.e* n.e n.e n.e n.e n.e

albendazole 4585.396 b 7359.460 a 7027.703 a 7579.768 a 7310.142 a 3294.161 c

amitriptilina 369.671 c,d 644.935 b,c,d 800.494 b,c 941.685 a,b 1335.398 a 306.205 d

avobenzona 768.3823 a,b 663.4937 b,c 510.2183 c 617.7081 b,c 657.6022 b,c 825.6121 a

bisfenol-A 236.2588 c

570.2057 a,b

544.8961 b

629.1111 a,b

648.1741 a

279.3233 c

carbamazepina 460.454 c

693.720 b,c

784.965 b

813.074 b,c

1118.394 a

616.234 b,c

claritromicina 636.707 d

1937.182 b,c

1799.785 c

2221.140 a,b

2489.833 a

658.567 d

cloridrato de ditialzem 3195.23 c

8057.39 a,b

7383.68 b

7733.54 b,c

10028.67 a

4351.37 c

cloridrato de flurazepam 764.781 c

1438.604 a

1165.551 b

1535.323 a

1624.553 a

809.009 c

clorpropamida 28.0128 a

50.5360 a

75.1018 a

60.7688 a

41.5353 a

128.2166 a

diclofenaco sódico 130.4790 b

200.8303 a,b

196.7074 a,b

181.1259 a,b

283.8234 a

218.4176 a,b

eusolex 6300 951.610 a

920.943 a

1154.599 a

1163.557 a

1037.645 a

868.083 a

genfibrozila 499.149 c

916.903 b

1154.618 a,b

1438.715 a

1440.528 a

489.866 c

furosemida n.e n.e n.e n.e n.e n.e

glibenclamida 379.3874 b

425.0705 a,b

423.3491 a,b

503.8640 a

479.1067 a

358.5890 b

haloperidol 5359.696 c,d

7016.590 b,c

6932.516 b,c

8146.929 a,b

9424.822 a

3977.788 d

ibuprofeno 36.44517 b

48.80700 b,c

77.80772 a,b

67.84683 a,b

94.06533 a

53.64083 a,b

mebendazol 1260.889 b

2102.331 a

2131.558 a

2339.102 a

2226.393 a

794.542 c

metilparabeno 80.7349 c

124.4356 b

169.5406 a

154.2906 a,b

142.0626 a,b

60.9301 c

nimesulida 816.057 b

1689.991 a

1631.205 a

1646.332 a

1762.477 a

647.159 b

nitrato de miconazol 2426.667 b 3727.582 a 3506.557 a 3831.213 a 4135.788 a 1752.649 b

104


50 µL

80 µL

100 µL

120 µL

140 µL

200 µL

propanolol 370.7983 d 752.1346 b,c 661.3886 c 850.7480 a,b 981.2420 a 362.1261 d

propilparabeno 536.8957 b 704.3281 a,b 840.7133 a 871.9943 a 809.4659 a 287.3980 c

sulfametoxazol 9714.26 c,d 10023.62 c,d 13375.46 b,c 15464.13 a,b 19405.57 a 6111.38 d

triclocarban 1765.888 b 2559.970 a 2824.384 a 2643.558 a 2743.024 a 1328.895 b

triclosan 35.32233 b,c 31.66100 b,c 34.90067 b,c 40.27217 b 60.53400 a 24.36300 c

Agrotóxicos

2,4-D n.e n.e n.e n.e n.e n.e

atrazina 924.109 c

1441.095 b

1783.529 a,b

2037.401 a

1729.279 a,b

642.986 c

azoxistrobina 1817.676 a,b

2004.231 a

1993.857 a

2075.274 a

2068.742 a

1525.159 b

bentazone n.e n.e n.e n.e n.e n.e

bispiribaque-sódico n.e n.e n.e n.e n.e n.e

carbofurano 311.1281 b

759.4194 a

882.1056 a

984.1803 a

779.2271 a

279.8129 b

carboxina 235.2957 c

505.9257 a,b

648.5561 a

592.6837 a

481.4089 a,b

335.5428 b,c

ciproconazol 1651.037 d

2674.986 a,b

2285.145 b

3038.315 a

3071.623 a

1076.364 c

cialofope-butílico 306.0641 c,d

367.8233 b,c

471.4301 a,b

548.3483 a

461.4013 a,b

189.5828 d

clomazona 3312.835 c

4354.996 a,b

4865.065 a

5328.757 a

4670.099 a,b

3729.185 b,c

clorantraniliprole 231.2024 b 401.3753 a 316.6950 a,b 313.7848 a,b 333.4382 a,b 306.2851 a,b

diclorana 19.51783 c 36.25583 a 35.54333 a,b 36.39372 a 30.96461 a,b,c 21.80967 b,c

difenoconazol 4819.385 a 4834.430 a 4819.333 a 5020.510 a 5727.685 a 2926.667 b

diurom 291.9489 b

526.0662 a

540.4228 a

657.0300 a

527.1949 a

226.7688 b

epoxiconazole 3484.856 a,b

2930.127 a,b

3492.568 a,b

4385.712 a

3486.975 a,b

1942.762 b

fenoxaprope-p-etílico 1126.104 a 878.090 a 1186.825 a 1147.757 a 1204.022 a 730.481 a

fipronil 2234.013 b 3410.884 a 3621.910 a 3888.999 a 3865.487 a 1388.364 b

105


50 µL

80 µL

100 µL

120 µL

140 µL

200 µL

irgarol 9669.05 c,d 10023.62 c,d 13375.46 b,c 15464.13 a,b 19405.57 a 6066.17 d

malationa 693.024 b,c

859.238 a,b

1010.854 a

950.626 a,b

752.435 a,b,c

557.288 c

metalaxil-m 265.6790 c

466.6394 a,b

417.8617 a,b,c

331.9689 a,b,c

501.5938 a

291.7737 b,c

metsulfurom-metílico n.e n.e n.e n.e n.e n.e

penoxsulam n.e n.e n.e n.e n.e n.e

piraclostrobina 2153.942 a

1761.211 a

2088.996 a

1979.481 a

2128.559 a

1725.183 a

pirazossulfurom-etílico n.e n.e n.e n.e n.e n.e

pirimifós-metílico n.e 2286.930 a

2281.861 a

2329.368 a

2282.703 a

n.e

propanil 3048.769 a

954.664 b

1003.321 b

967.756 b

1014.993 b

1660.766 b

propiconazol 863.390 b

2685.720 a

2366.034 a

2849.561 a

2713.520 a

666.651 b

quincloraque n.e n.e n.e n.e n.e n.e

simazina 2333.402 a

696.636 c

733.879 c

667.203 c

543.258 c

1770.018 b

tau-flavulinato 217.8422 b

570.9590 a

571.4998 a

578.2898 a

611.6363 a

208.0950 b

tebuconazole 613.693 b 1889.795 a 2149.273 a 2120.259 a 2147.167 a 462.545 b

trifloxistrobina 1202.555 c

3168.400 b

3489.309 a,b

4419.370 a

4270.186 a

669.939 c

Médias seguidas por letras iguais, na mesma linha, não apresentam diferença estatística significativa (p≥0,05) pelo teste de Tukey com significância de 95%. *n.e. – não extraído

106

5.4.3 Escolha do volume de solvente dispersor

Durante a otimização do volume de solvente dispersor, foram otimizados os

volumes de 250, 500, 750 e 1000 µL (Figura 12).


<20%, entre 20 e 50 % e >50%, após extração por SD-DLLME com diferentes

volumes de solvente dispersor (10 mL de amostra fortificada com 1,25 µg L-1, 10 mL;

pH da amostra, 6; volume de extrator, 120 µL)

Os volumes mais empregados tem sido entre 500 e 750 µL (Tabela 1) (CHEN

et al., 2010; SEEBUNRUENG et al., 2014).

Com 250 µL as recuperações foram mais baixas do que empregando os

outros volumes.

Com um volume de 500 µL as recuperações começaram a aumentar e com

750 e 1000 µL foram atingidos os maiores valores de recuperações.

Com 1000 µL as recuperações para alguns analitos, como por exemplo:

avobenzona, malationa, tiobencarbe, fipronil e glibenclamida apresentaram um

decréscimo expressivo e por isso, o volume de 750 µL foi escolhido.

0

5

10

15

20

25

30

35

<20% 20-50% >50%

Nú

me

ro d

e a

na

lito

s


250 µL 500 µL 750 µL 1000 µL

107

Além disso, foi realizado um teste de Tukey para todos os resultados obtidos

(Tabela 10). Para os valores de 750 e 1000 µL, foi encontrada diferença significativa

(p<0,05) para 5 analitos. Estes analitos apresentaram maiores valores de área com

750 µL. Baseado nestes resultados, o valor de 750 µL foi escolhido.

Baixos volumes de solvente dispersor proporcionam uma pequena área de

contato entre o solvente extrator e a amostra, desfavorecendo a formação da

solução turva, e volumes muito altos, podem acarretar no aumento da solubilidade

de alguns analitos, diminuindo a distribuição deles no solvente extrator, e

consequentemente acarretando em uma menor eficiência de extração (TOLCHA et

al., 2013; SEEBUNRUENG et al., 2014).


volumes de solvente dispersor

Analitos Volume de solvente dispersor (µL)

250 500 750 1000

PPCPs

ácido salicílico n.e* n.e n.e n.e

albendazol 5193.028 a 7579.768

a 9976.885

a 8401.089

a

amitriptilina 530.0189 b 941.6853

a 740.6617

a,b 573.4184

b

avobenzona 547.519 b 617.708

b 1120.850

a 577.560

b

bisfenol-A 220.5026 b 629.1111

a 545.8260

a 497.8169

a

carbamazepina 1063.313 a 813.074

a 1330.030

a 1146.763

a

claritromicina 1078.070 b 2221.140

a 1551.133

a,b 1877.829

a

cloridrato de ditialzem 7237.35 a 7733.54

a 10147.05

a 7842.47

a


1344.596 a 1535.323

a 2181.885

a 1868.502

a

clorpropamida 60.7688 a 81.4768

a 94.0797

a 112.6221

a

diclofenaco sódico 204.1737 a,b

181.1259 b 319.9688

a 241.4118

a,b

eusolex 6300 614.196 b 1163.557

a 1044.324

a,b 827.367

a,b

furosemida n.e n.e n.e n.e

genfibrozila 555.681 b 1438.715

a 885.251

a,b 924.258

a,b

glibenclamida 353.1861 b 503.8640

a,b 651.7500

a 329.0155

b

haloperidol 8115.96 a 8146.93

a 13516.27

a 12011.44

a

ibuprofeno n.e

67.84683

n.e.

n.e.

mebendazol 1284.195 a 2339.102

a 2509.465

a 2423.187

a

metilparabeno 93.5872 b 154.2906

a 129.7870

a,b 125.4740

a,b

nimesulida 1111.370 a 1646.332

a 2129.176

a 1652.681

a

108


250 500 750 1000

nitrato de miconazol 1342.931 c 3831.213

a 3088.426

a,b 2167.918

b,c

propanolol 864.232 a 850.748

a 1059.525

a 1012.904

a

propilparabeno 513.4243 a 871.9943

a 783.9242

a 701.2853

a

sulfametoxazol 4675.57 b 15464.13

a 15253.93

a 14080.09

a

triclocarban 1613.141 a 2643.558

a 2665.774

a 1817.608

a

triclosan n.e

40.27217 a n.e

n.e

Agrotóxicos

2,4-D n.e n.e n.e n.e

atrazina 842.683 c 2037.401

a 1174.620

b,c 1269.995

b

azoxistrobina 1534.620 a 2075.274

a 2548.822

a 2841.783

a

bentazone n.e n.e n.e n.e

bispiribaque-sódico n.e n.e n.e n.e

carbofurano 386.6027 a 984.1803

b 456.5864

a 425.70762

a

carboxina 143.9151 c 592.6837

a 433.4709

a,b 285.4662

b,c

ciproconazol 1076.152 c 3038.315

a 2127.154

b 1642.034

b,c

cialofope-butílico 149.0947 b 548.3483

a 113.9174

b 143.9372

b

clomazona 3032.348 c 5328.757

a 3637.922

b,c 4037.361

b

clorantraniliprole 133.2923 c 313.7848

a 247.7093

a,b 177.2419

b,c

diclorana n.e. 36.39372

a n.e

n.e

difenoconazol 2914.770

b 5020.510

a 5520.909

a 5279.697

a

diurom 196.7821 b 657.0300

a 276.2342

b 314.7104

b

epoxiconazole 2169.193 b 4385.712

a 4739.262

a 3348.292

a,b

fenoxaprope-p-etílico 525.501 b 1147.757

a 1125.474

a 1108.615

a

fipronil 1840.342 b 3888.999

a 3579.900

a,b 2921.956

a,b

irgarol 4887.05 b 15464.13

a 14657.04

a 14054.34

a

malationa 296.760 b 5174.870

a 739.275

a 476.070

a

metalaxil-M 304.4057 a 331.9689

a 487.2560

b 540.9498

b

metsulfurom-metílico n.e n.e n.e n.e

penoxsulam n.e n.e n.e n.e

piraclostrobina 1535.905 a 1979.481

a 2220.138

a 2394.529

a

pirazossulfurom-etílico n.e n.e n.e n.e

pirimifós-metílico 1593.933 c 2329.368

b 2710.694

a,b 3126.689

a

propanil 416.914 b 967.756

a,b 1119.339

a 1216.307

a

propiconazol 1225.382 a 2849.561

a 2386.988

a 2045.889

a

quincloraque n.e n.e n.e n.e

simazina 210.1332 c 667.2032

a 383.0186

b,c 456.2698

a,b

tau-flavulinato 504.0497 a 578.2898

a 764.0288

a 740.9459

a

109


250 500 750 1000

tebuconazol 943.546 c 2120.259

a 1649.146

a,b 1244.216

b,c

trifloxistrobina 2345.135 b 3877.753

a 4419.370

a 5013.477

a

Médias seguidas por letras iguais, na mesma linha, não apresentam diferença estatística significativa (p≥0,05) pelo teste de Tukey com significância de 95%. *n.e – não extraído

5.4.4 Efeito do pH

O pH mostrou ser um parâmetro com influência significativa nos valores de

recuperação (Tabela 11). Como muitos analitos orgânicos contém mais de um grupo

ionizável, o pH da fase aquosa influencia na eficiência das extrações, uma vez que

espécies carregadas são mais polares, não sendo extraídas com tanta eficiência

pelo solvente orgânico (HENDRIKS et al., 2007).

110

Tabela 11. Resultados em área após extração por SD-DLLME em diferentes valores de pH

Analitos pH

1 2 4 6 8 10 12

PPCPs

ácido salicílico 283.1582 b 625.9361 a

121.9199 c n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

albendazol n.e.

2841.343 c 5769.862 b

8117.084 a,b 9128.824 a

n.e.

n.e.

amitriptilina n.e.

n.e.

n.e.

858.397 b 1145.505 b

843.537 b 1841.249 a

avobenzona n.e.

1270.337 a 723.212 b,c

605.594 c 1005.458 a,b

n.e.

n.e.

bisfenol-A 736.352 c 1417.552 a

714.165 c 838.851 c

879.355 c 384.390 b

348.263 b

carbamazepina 711.1030 a,b 727.5726 a,b

443.3551 b 555.5208 a,b

461.9248 a,b 709.4776 a,b

766.4449 a

claritromicina 443.975 c,d 217.409 d

846.049 c,d 2002.542 c,d

2575.604 c 5294.734 b

8515.383 a

cloridrato de ditialzem 375.68 c 594.99 c

757.58 c 4793.65 b,c

12680.57 a 13873.00 a

6374.18 b

cloridrato de flurazepam 213.010 d 161.167 d

168.505 d 1435.518 c

3160.220 b 3213.893 b

5488.164 a

clorpropamida 2364.241 a 2088.929 a

1527.253 a 323.401 b

159.617 b n.e.

n.e.

diclofenaco sódico 499.913 b,c 1380.639 a

1114.981 a 615.981 b

207.819 c,d

51.877 d

eusolex 6300 492.716 b 1447.455 a

1334.024 a 1454.049 a

1715.725 a 520.812 b

731.054 b

genfibrozila 208.325 d 1517.372 a,b

1079.041 b,c 1244.961 a,b

1904.345 a 341.320 c,d

22.069 d

furosemida 239.7517 c 651.1473 a

522.0803 b n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

glibenclamida 1681.912 b 3018.063 a

1452.448 b 1906.316 b

1295.628 b n.e.

n.e.

haloperidol 2802.04 c 2017.45 c

3241.15 c 7208.72 b

8943.02 b 6771.65 b

13576.45 a

ibuprofeno 145.7787 b,c 285.2604 a

228.5121 a,b 153.9947 b,c

53.2143 c,d n.e.

n.e.

mebendazol 1434.228 a,b 1056.067 b,c

1462.596 a,b 1791.783 a

1879.228 a n.e.

670.746 c

metilparabeno 99.4028 b 271.9107 a

246.7714 a 238.1490 a

272.7711 a 48.0608 b

n.e.

nimesulida 3324.612 a,b 5524.703 a

4432.268 a 4667.187 a

3548.843 a,b 1362.781 b,c

141.790 c

nitrato de miconazol 3838.223 a 4094.093 a

4592.195 a 3614.748 a

3670.433 a 3755.977 a

5400.101 a

111

Analitos pH

1 2 4 6 8 10 12

propanolol 183.143 c,d 151.505 d

299.617 c,d 750.722 b,c

918.942 b 2553.827 a

n.e.

propilparabeno 381.0898 c,d 832.8130 a,b

615.7794 b,c 803.6407 a,b

911.9049 a 75.3676 d,e

n.e.

sulfametoxazol 1179.39 c 10379.54 b,c

13187.88 a,b,c 12808.75 a,b,c

19966.64 a,b 12403.04 a,b,c

25935.89 a

triclocarban 3155.172 a,b 4958.147 a

3625.660 a,b 3911.247 a,b

4557.666 a 1872.076 b

2973.892 a,b

triclosan 26.25750 b 50.09967 a,b

37.22578 a,b 43.86089 a,b

56.76083 a n.e.

n.e.

agrotóxicos

2,4 - D 279.9206 b 547.0820 a

151.4931 b n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

atrazina 508.204 c 1782.521 a

1227.533 a,b,c 1491.697 a,b

1648.188 a 502.307 c

753.957 b,c

azoxistrobina 2212.409 a 3004.797 a

2412.343 a 3394.397 a

2934.726 a 2146.049 a

2854.984 a

bentazona 1210.586 b 3007.136 a

533.965 b,c n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

bispiribaque-sódico 485.3384 a 531.1812 a

583.7741 a n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

carbofurano 840.4546 a 720.1526 a

782.9521 a 561.1916 a,b

476.9141 a,b 757.4372 a

n.e.

carboxina 1050.208 a,b

960.801 b 1035.425 a,b

1325.852 a n.e.

n.e.

ciproconazol 3795.392 a 4656.618 a

4441.475 a 5022.999 a

5189.669 a 3494.577 a

5033.157 a

cialofope-butílico 553.1002 a 555.9846 a

520.9360 a 429.5646 a,b

628.1957 a 279.5835 a,b

0.0000

clomazona 2913.333 b 5183.811 a,b

5474.780 a,b 5207.026 a,b

6468.489 a 5648.080 a,b

5893.103 a,b

clorantraniliprole 630.6590 a,b 684.5991 a,b

558.0152 a,b 744.5011 a

658.6023 a,b 381.8690 a,b

336.0393 b

diclorana 21.80783 b 44.39344 b

42.19617 b 44.69939 b

75.96917 a 24.28800 b

30.45667 b

difenoconazol 5793.946 a 5211.645 a

4409.353 a 4528.440 a

4919.469 a 4082.299 a

5693.249 a

diurom 970.5886 a 975.4034 a

498.1403 a 475.4299 a

472.5857 a 455.3887 a

701.9864 a

epoxiconazol 4606.527 a,b 4951.509 a

2387.445 b 3449.423 a,b

5412.155 a 3734.756 a,b

4217.558 a,b

fenoxaprope-p-etílico 772.490 b 1187.252 a,b

1107.435 a,b 1112.328 a,b

1472.769 a 1060.074 a,b

n.e.

fipronil 7680.137 a 9581.422 a

7040.369 a,b 8334.247 a

9396.354 a 832.093 c

3127.146 b,c

112

Analitos pH

1 2 4 6 8 10 12

irgarol 182.98 d 10282.68 c

13204.47 b,c 13176.64 b,c

20040.82 a,b 18468.41 a,b

25934.92 a

malationa n.e.

2846.991 b 4831.156 a

2220.211 b,c 2571.822 b

1162.955 c n.e.

metalaxil-M 374.5602 a 465.3091 a

379.2436 a 389.7886 a

418.7020 a 323.2410 a

407.6111 a

metsulfurom-metilico 130.9404 a 120.8761 a

72.2532 b n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

penoxsulam 185.7122 b 200.6253 b

276.0446 a n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

piraclostrobina 1973.541 a 2957.904 a

2282.196 a 2200.999 a

2666.645 a 2026.457 a

2421.319 a

pirazossulfurom-etílico 1871.693 b 3182.997 a

2297.176 a,b 161.643 c

49.578 c n.e.

n.e.

pirimifós-metílico n.e.

878.867 b 1296.981 a,b

1344.397 a,b 1632.853 a

1351.890 a,b 1620.728 a

propanil 1200.133 a 1239.309 a,b

722.767 b 943.243 b

1088.601 b 1078.153 b

1882.526 a

propiconazol 2763.845 a 3156.138 a

1978.524 a 2202.827 a

2661.992 a 1977.812 a

2905.401 a

quincloraque 32.40183 b 88.55689 a

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

n.e.

simazina 929.0636 a 952.7290 a

423.8611 c 431.0782 b,c

515.6462 a,b,c 915.1975 a,b

823.5462 a,b,c

tau-fluvalinato 403.2430 a,b 548.6657 a

448.7192 a,b 263.5674 b,c

531.2724 a 388.4668 a,b

104.2063 c

tebuconazol 6526.921 a 5374.332 a,b

3230.580 b 4487.140 a,b

3636.590 b 3730.036 a,b

4858.936 a,b

trifloxistrobina 4187.62 b 6663.45 b

5742.05 b 7043.03 b

10610.08 a 3275.06 b,c

614.29 c

Médias seguidas por letras iguais, na mesma linha, não apresentam diferença estatística significativa (p≥0,05) pelo teste de Tukey com significância de 95%. * n.e – não extraído

113

Os analitos apresentaram comportamentos diferentes (Figura 13 e Figura 14).

Alguns analitos foram extraídos apenas em valores de pH menor ou igual a 4, como

o quincloraque (pKa 4,34), metsulfurom-metilico (pKa 3,8), pirazossulfurom-etílico

(pKa 3,7), penoxsulam (pKa 5,1), bispiribaque (pKa 3,05), bentazona (pKa 3,3),

ácido salicílico (pKa 2,975), furosemida (pKa -1,05) e o 2,4-D (pKa 2,73).

Em outro estudo, 2,4-D também mostrou melhores recuperações em baixos

valores de pH. Os autores estudaram uma faixa de pH entre 1 e 7, e definiram como

ótimo o uso de pH igual a 1,5 (FARHADI et al., 2009b).

A amitriptilina (pKa 9,4), cloridrato de ditialzem (pKa 8,18), cloridrato de

flurazepam (pKa 8,71), recuperaram apenas em valores de pH acima de 6.

Amitriptilina recuperou em valores de pH acima de 6 até o pH 12. Uma vez

que é um composto básico deve-se trabalhar em valores de pH acima do seu pKa

para garantir que a forma neutra seja predominante favorecendo a extração.

Amitriptilina foi extraída usando DLLME em outro estudo, e o pH foi avaliado na faixa

entre 10 e 13. Os autores definiram o valor de pH 12 como o ótimo para a extração

(YAZDI et al., 2008).

Carbofurano apresentou recuperações semelhantes na faixa de pH de 1 a 10.

Carbamatos foram extraídos usando a SD-DLLME em outro trabalho, e o pH foi um

dos parâmetros otimizados. Os autores avaliaram valores de pH entre 3 e 7, e

observaram que a mudança de pH não acarretou em perdas de recuperação, e por

isso escolheu o pH 7 como ótimo (CHEN et al., 2010).

Outros analitos não apresentaram grande diferença no percentual de

recuperação, e foram extraídos em todos os valores de pH, como o tebuconazol,

carbofurano, azoxistrobina, nimesulida, eusolex 6300, nitrato de miconazol, etc.

114

Figura 13. Área dos picos para os PPCPs extraídos em diferentes valores de pH (10 mL de amostra fortificada com 1,25 µg

L-1, 10 mL; volume de extrator, 120 µL; volume de dispersor e demulsificante, 750 µL) (n=9 – 3 extrações e 3 injeções)

0

2000

4000

6000

8000

10000

12000

14000

Áre

a d

os p

ico

s

1 2 4 6 8 8 10 12

115

Figura 14. Área dos picos para os agrotóxicos extraídos em diferentes valoresi de pH (10 mL de amostra fortificada com

1,25 µg L-1, 10 mL; volume de extrator, 120 µL; volume de dispersor e demulsificante, 750 µL) (n=9 – 3 extrações e 3 injeções)

0

1000

2000

3000

4000

5000

6000

7000

8000

9000

10000 Á

rea

do

s p

ico

s

1 2 4 6 8 8 10 12

116

Os analitos da classe dos parabenos, metilparabeno e propilparabeno

apresentaram recuperações semelhantes na faixa de pH 1 até 8 reduzindo em pH

10 e não sendo extraídos em pH 12. Estes resultados estão de acordo com o que

vem sendo encontrado. Em outro estudo, para a extração de parabenos em

diferentes matrizes usando acetona como solvente dispersor e octanol como extrator

o pH foi avaliado entre 2 e 12. Os autores constataram extrações semelhantes do

pH 2 até o pH 6 e com decréscimo a partir de pHs mais básicos (FARAJZADEH et

al., 2010a). Os autores sugerem que devido aos valores de pKa, (metilparabeno,

pKa = 8,2 e propilparabeno pKa = 8,4), em valores de pH altos, os analitos

apresentam-se na forma iônica, não sendo extraídos pelo solvente orgânico. Além

disso, em altos valores de pH pode ocorrer a hidrólise dos parabenos (SONI et al.,

2002).

Diclofenaco apresentou o maior valor de recuperação em pH 2. No trabalho

de Zhang et al. (2013), que trabalhou com HF-LPME, valores de pH entre 1,5 e 3,5

foram avaliados e o pH 1,5 foi escolhido. Os autores justificam a escolha, devido ao

fato, que quanto menor o valor de pH, mais inibida é a ionização. Em pHs baixos, os

analitos ficam na forma neutra facilitando a extração (ZHANG et al., 2013).

Triclosan e triclocarban mostraram certa estabilidade quando avaliados em

diferentes pHs. Como mostrado em outros estudos, estes analitos são bem estáveis

em condições ácidas e básicas, diminuindo as recuperações quando valores de pH

maiores que 11 são usados (GUO et al., 2009; GUO et al., 2010).

Carbamazepina apresentou recuperações semelhantes em toda faixa de pH

testada. Isto ocorreu em outro estudo onde os autores avaliaram faixas de pH entre

4 e 10 (MASHAYEKHI et al., 2010).

Fipronil apresentou recuperações semelhantes entre o pH 1 e o 8, diminuindo

as recuperações nos valores de pH de 10 e 12. Em outro estudo onde o fipronil foi

extraído por DLLME, pequenas variações foram observadas entre os valores de pH

entre 1 e 7 (LIU et al., 2009a).

Devido a diferença nas extrações em diferentes valores de pH, foram

definidos dois valores de pH para serem utilizados.

Ácido salicílico, avobenzona, bisfenol A, clorpropamida, diclofenaco sódico,

furosemida, ibuprofeno, metilparabeno, nimesulida, nitrato de miconazol, 2,4-D,

atrazina, bentazona, bispiribaque, ciproconazol, difenoconazol, diurom,

117

epoxiconazol, metalaxil-M, metsulfurom-metílico, penoxsulam, piraclostrobina,

pirazossulfurom-etílico, propanil, propiconazol, quincloraque, simazina e tebuconazol

foram extraídos em pH 2 e albendazol, amitriptilina, carbamazepina, claritromicina,

cloridrato de ditialzem, cloridrato de flurazepam, eusolex 6300, genfibrozila,

glibenclamida, haloperidol, mebendazol, propanolol, propilparabeno, sulfametoxazol,

triclocarban, triclosan, azoxistrobina, carbofurano, carboxina, cialofope-butílico,

clomazona, clorantraniliprole, diclorana, fenoxaprope-P-etílico, fipronil, irgarol,

malationa, pirimifós-metílico, tau-fluvalinato e trifloxistrobina foram extraídos em pH

8.

5.4.5 Adição de sal

Na técnica de DLLME em geral, usualmente a adição de sal é avaliada

empregando-se NaCl em concentrações que variam 0,5 a 30%. O uso de outros sais

é pouco explorado, como por exemplo o bicarbonato de sódio, que foi empregado

em uma concentração de 3% (m/v) na extração de aminas alifáticas primárias e

secundárias de amostras de água (KAMAREI et al., 2011). Com relação específica a

SD-DLLME, alguns trabalhos avaliaram o efeito do NaCl na eficiência de extração, e

em alguns outros trabalhos a utilização de sal não foi avaliada (CHEN et al., 2010;

GUO e LEE, 2011).

Para a extração de organoclorados de amostras de água empregando SD-

DLLME, a utilização de NaCl em uma faixa de concentração entre 0 e 10% (m/v) foi

avaliada. Os autores concluíram que o aumento na concentração do sal diminuiu o

fator de enriquecimento, o que foi atribuído a diluição observada devido ao aumento

do volume da fase orgânica quando o sal foi adicionado. Além disso, quando o sal é

adicionado, a fase aquosa apresenta alta viscosidade o que resulta em uma menor

transferência de massa entre as fases (ZACHARIS et al., 2010).

Na determinação de triclosan e metil-triclosan em amostras de água, o efeito

da adição de sal foi avaliada em 4 concentrações de sal. As recuperações

diminuíram com o aumento do sal. Os autores justificam a diminuição em função do

aumento da viscosidade da amostra causada pela adição de sal, o que diminui a

taxa de transferência para analitos de baixa polaridade (MONTES et al., 2009).

118

A adição de sal em solução aquosa geralmente leva a uma diminuição da

solubilidade dos analitos em água, e por isso, tem sido estudada para um aumento

na recuperação. Quando o sal é adicionado à solução, as moléculas de água

formam uma esfera de hidratação ao redor da molécula iônica de sal. As esferas de

hidratação reduzem a quantidade de água disponível para dissolver os analitos

favorecendo a extração do analito para a fase orgânica. Esse efeito é principalmente

observado para analitos com alta polaridade (BEHBAHANI et al., 2014). Geralmente,

na maioria dos estudos, o NaCl é empregado na investigação da força iônica na SD-

DLLME. Para verificar a influência da adição de sal na eficiência de extração sulfato

de magnésio, sulfato de amônio, cloreto de cálcio e cloreto de sódio foram avaliados

em uma concentração de 1% (m/v) (Tabela 12).

119

Tabela 12. Área dos picos empregando diferente tipos de sais na SD-DLLME

Analitos Tipo de sal

MgSO4* CaCl2

** (NH4)2SO4

*** NaCl

**** sem sal

PPCPs

acido salicílico 1239 b,c

1615 a 1013

c 1474

a,b 1703

a

albendazole 32508 a 25451

a,b 28032

a,b 23176

b 31532

a

amitriptilina 12196 a 7763

b,c 10161

a,b 6430

c 7669

b,c

avobenzona 2278 a 2644

a 2254

a 2246

a 2735

a

bisfenol-A 248 b,c

321 a 215

c 294

a,b 250

b,c

carbamazepina 4718 a 4135

a 5494

a 4483

a 4797

a

claritromicina 15667 a 9381

b,c 11864

a,b 6186

c 10650

b,c

cloridrato de ditialzem 147782 a,b

143470 a,b

170244 a 107743

b 120476

b

cloridrato de flurazepam 16333 a,b

18655 a 18696

a 12425

b 14466

a,b

clorpropamida 1648 b 2324

a 1588

b 1561

b 2026

a,b

diclofenaco sódico 10019 a,b,c

11838 a 7854

c 8964

b,c 10910

a,b

eusolex 6300 1207 a 980

a 1296

a 961

a 1216

a

furosemida 1780 a,b

2091 a 1417

b 1765

a,b 2049

a

genfibrozila 1283 a 582

b 1071

a,b 1011

a,b 1377

a

glibenclamida 1579 a 712

b 1588

a 1338

a 1683

a

haloperidol 47382 a 41119

a 47093

a 33937

a 47228

a

ibuprofeno 3735 a,b

4283 a 2907

b 3321

b 3988

a,b

mebendazol 15718 a 11991

a 12855

a 12369

a 15035

a

metilparabeno 978 b,c

1301 a 793

c 1124

a,b 1233

a

nimesulida 8823 a 7959

a,b,c 6628

c 7022

b,c 8295

a,b

nitrato de miconazol 14749 b,c

20597 a 11765

c 16592

a,b 13803

b,c

propanolol 3506 a,b

4862 a 3675

a,b 2174

b 4794

a

propilparabeno 1550 a 1613

a 1701

a 1652

a 1846

a

sulfametoxazol 1625 a,b

1597 a,b

1985 a 1380

b 2125

a

triclocarban 8932 a 6461

b 9539

a 7346

a,b 8578

a,b

triclosan 123 a 74

b 109

a,b 92

a,b 126

a

agrotóxicos

2,4-D 993 a 1063

a 786

a 921

a 1045

a

atrazina 7137 a,b

8030 a 5515

b 6525

a,b 7394

a

azoxistrobina 19083 a 12957

b 16257

a,b 13849

b 17599

a,b

bentazone 5103 a,b

6084 a 4116

b 5219

a 5798

a

bispiribaque-sódico 3168 a 2350

b 1673

b 2092

b 2240

b

carbofurano 6698 a 5182

a 7063

a 4968

a 5312

a

carboxina 4343 a 3448

a 4152

a 3200

a 3150

a

cialofope-butílico 492 a 345

a 488

a 348

a 354

a

120

Analitos Tipo de sal

MgSO4* CaCl2

** (NH4)2SO4

*** NaCl

**** sem sal

ciproconazol 6704 a,b

7342 a 5277

b 7283

a 6897

a

clomazona 18089 a 15744

a 18668

a 15064

a 16916

a

clorantraniliprole 1429 a,b

1276 a,b,c

1553 a 1053

c 1255

b,c

diclorana 143 a 125

a 155

a 138

a 151

a

difenoconazol 18785 a,b

21780 a 15067

b 17992

a,b 20896

a

diurom 2203 a 2428

a 1881

a 2408

a 2485

a

epoxiconazol 17256 a,b

20298 a 14126

b 17274

a,b 19864

a

fenoxaprope-p-etílico 6209 a 4443

b 6784

a 5126

a,b 6017

a,b

fipronil 16017 a 12360

a 16797

a 12915

a 14477

a

irgarol 77894 a,b

68068 a,b

80815 a 57516

b 80209

a

malationa 43927 a 31858

a,b 42441

a,b 32986

a,b 36958

b

metalaxil-M 3253 b 5338

a 2880

b 4330

a 4705

a

metsulfurom-metílico 1050 b,c

1416 a 967

c 1123

b,c 1396

a,b

penoxsulam 158 b 232

a 207

a,b 162

a,b 202

a,b

piraclostrobina 6798 a,b,c

7840 a 5528

c 6214

b,c 7316

a,b

pirazossulfurom-etílico 9412 a,b

10927 a 7553

b 9230

a,b 10756

a,b

pirimifós-metílico 30878 a,b

25383 b 33333

a 27830

a,b 32891

a

propanil 3671 a 3815

a 2731

b 3859

a 4066

a

propiconazol 10015 a,b

12097 a 8646

b 10356

a,b 11290

a,b

quincloraque 260 a,b

301 a 178

c 233

b 295

a

simazina 2575 a 2570

a 2167

a 2218

a 2444

a

tau-flavulinato 724 a 317

b 708

a 532

a,b 629

a

tebuconazole 7662 a,b

8489 a 6184

b 7070

a,b 7783

a,b

trifloxistrobina 10423 a 7668

b 10823

a 8413

a,b 9904

a,b

Médias seguidas por letras iguais, na mesma linha, não apresentam diferença estatística significativa (p≥0,05) pelo teste de Tukey com significância de 95%. * força iônica: 12,0 ** força iônica: 33,3 *** força iônica: 39,6 **** força iônica: 5,8

Os resultados apresentaram valores em área próximos. Comparando com o

experimento sem a adição de sal, o uso do sulfato de magnésio e do cloreto de

cálcio apresentaram resultados estatisticamente semelhantes (p>0,05) ao

experimento sem sal. Os experimentos com cloreto de cálcio, embora tenham

apresentado resultados de área na mesma ordem que os outros sais, durante a

execução da parte prática, quando adicionado o sal, a amostra ficou bastante turva,

dificultando a visualização da gota, e por este motivo, este não foi escolhido. Para o

experimento empregando NaCl, os resultados foram significativamente semelhantes

121

aos empregando outros sais para 69% dos analitos, mas os valores em área foram

sempre menores quando utilizado o NaCl. Considerando o grande número de

analitos em estudo, mesmo com muita semelhança entre os resultados, optou-se por

verificar os valores de área, uma vez que, mesmo sem diferença estatística

significativa, valores maiores de área estão diretamente relacionados com a maior

detectabilidade no LC-MS/MS. Sendo assim, os melhores resultados apontam para

o uso do sulfato de magnésio e do sulfato de amônio. Para o sulfato de amônio, a

alta solubilidade em água pode ter influenciado nos resultados obtidos, uma vez que

a solubilidade do sal em água deve ser alta para garantir a máxima interação com as

moléculas de água (MATKOVICH e CHRISTIAN, 1973).

Essa informação também pode ser explicada pelos conceitos da série

liotrópica. Essa série é uma ordem empírica dos íons, baseada na habilidade dos

íons em precipitar substâncias com alta solubilidade em água. Dobry-Duclaux

reporta a seguinte ordem para os cátions: Mg2+ > Sr2+ > Ca2+ > Ba2+ > K+ > Na+ >

NH4+ > Li+ e para os ânions: SO4

2- > C2H3O2- > Cl- > NO3

- > Br- > I- > CNS

(MATKOVICH e CHRISTIAN, 1973). Como podemos observar os íons que compõem

os sais que apresentaram melhores resultados, estão entre os que possuem maior

habilidade em precipitar substâncias com alta afinidade pela água.

O sulfato de amônio tem sido empregado em algumas outras técnicas de

microextração. Na microextração líquido-líquido assistida por sal (SALLME, do inglês

salt-assisted liquid–liquid microextraction) os autores desenvolveram um métodos

rápido e simples para extração de analitos carbonílicos, no qual o sulfato de amônio

foi utilizado para separar a água da fase orgânica (GUPTA et al., 2009).

Na extração de seis fluoroquinolinonas de diferentes amostras, o sulfato de

magnésio foi utilizado na técnica de Microextração Líquido-Líquido induzida pela

adição de sal (SILLME, do inglês salting-out induced liquid–liquid microextraction).

Os autores investigaram diferentes combinações de solventes extratores e sais, e o

sistema contendo acetonitrila e sulfato de magnésio mostrou melhor eficiência de

extração (DU et al., 2014).

Devido a diferença significativa estatística (p<0,05) entre o sulfato de amônio

e o sulfato de magnésio; este último na concentração de 1% (m/v) foi escolhido.

122

5.4.6 Volume e tipo de solvente demulsificante

Neste trabalho, a razão (1:1, v/v) de solvente dispersor e solvente

demulsificante foi utilizada, ou seja, quando 500 µL de acetona foi utilizado como

dispersor, 500 µL de acetona foi usado como demulsificante. Essa razão tem sido

empregada na SD-DLLME por outros autores (CHEN et al., 2010; ZACHARIS et al.,

2010; GUO e LEE, 2011; MAJIDI e SHEMIRANI, 2012).

Na técnica de SD-DLLME, um volume do solvente dispersor é injetado para

separar a emulsão em duas fases. No primeiro trabalho publicado empregando esta

técnica, metanol e acetonitrila foram introduzidos como demulsificante para quebrar

a emulsão devido as suas características de baixa tensão superficial. Os autores

observaram que a emulsão se divide em duas fases rapidamente. Nesse sentido, a

separação das fases é obtida sem a necessidade da etapa de centrifugação.

Nos outros trabalhos publicados empregando a técnica, o solvente

demulsificante empregado foi sempre o mesmo que foi selecionado como solvente

dispersor, geralmente acetonitrila ou acetona. Buscando-se reduzir o uso de

solventes orgânicos, tornando assim a técnica proposta menos agressiva ao meio

ambiente, e causando menor exposição do analista, foi avaliado neste trabalho,

além do solvente dispersor (acetona), o uso da água como solvente demulsificante.

Utilizando a água, não foi encontrada diferença significativa para 53 analitos

(p<0,05). Para 4 analitos (clorpropamida, haloperidol, propanolol e atrazina) valores

maiores de área foram obtidos empregando a água, e apenas para o bisfenol-A

maiores valores de área foram encontrados usando a acetona como solvente

demulsificante (Tabela 13).

Tabela 13. Área dos analitos empregando acetona e água como solvente

demulsificante

Analitos acetona água

PPCPs

ácido salicílico 1749 a 1875

a

albendazol 34245 a 34771

a

amitriptilina 18937 a 18637

a

avobenzona 4035 a 4260

a

bisfenol A 706 a 391

b

123


carbamazepina 7707 a 9884

a

claritromicina 21455 a 28780

a

cloridrato de ditialzem 243183 a 254855

a

cloridrato de flurazepam 28797 a 30967

a

clorpropamida 3140 b 3553

a

diclofenaco sódico 11641 a 12654

a

eusolex 6300 1431 a 1455

a

furosemida 2430 a 2605

a

genfibrozila 1621 a 1663

a

glibenclamida 1849 a 1669

b

haloperidol 69330 b 73213

a

ibuprofeno 3713 a 3818

a

mebendazol 17706 a 17288

a

metilparabeno 1496 a 1583

a

nimesulida 10916 a 9665

a

nitrato de miconazol 21217 a 23398

a

propanolol 4489 b 6303

a

propilparabeno 2289 a 2439

a

sulfametoxazol 1887 a 1439

a

triclocarban 12868 a 13310

a

triclosan 237 a 277

a

agrotóxicos

2,4-D 1727 a 1720

a

atrazina 10423 b 13788

a

azoxistrobina 23641 a 24020

a

bentazona 8966 a 9286

a

bispiribaque-sódico 3282 a 3384

a

carbofurano 8583 a 9343

a

carboxina 7985 a 8229

a

cialofope-butílico 631 a 631

a

ciproconazol 10125 a 10253

a

clomazona 26571 a 29511

a

clorantraniliprole 2215 a 2418

a

diclorana 193 a 165

a

difenoconazol 33932 a 37396

a

diurom 4187 a 2934

a

epoxiconazol 29511 a 32242

a

fenoxaprope-p-etílico 7460 a 8075

a

124


fipronil 17809 a 18804

a

irgarol 96524 a 112942

a

malationa 55044 a 59757

a

metalaxil-M 4913 a 4845

a

metsulfurom-metilico 792 a 940

a

penoxsulam 383 a 485

a

piraclostrobina 8801 a 9583

a

pirazossulfurom-etílico 13627 a 15140

a

pirimifós-metílico 31318 a 33188

a

propanil 7957 a 7716

a

propiconazol 19070 a 19710

a

quincloraque 232 a 241

a

simazina 4635 a 5308

a

tau-fluvalinato 1560 a 1480

a

tebuconazol 11440 a 11429

a

trifloxistrobina 13489 a 14713

a

Médias seguidas por letras iguais, na mesma linha, não apresentam diferença estatística significativa (p≥0,05) pelo teste de Tukey com significância de 95%.

A pequena diferença entre as recuperações pode ser atribuída devido a

diferença de solubilidade do 1-octanol em água e em acetona. Quando a acetona é

injetada na solução, a emulsão é quebrada, mas uma pequena solubilização do

extrator pode ocorrer, levando a pequenas perdas na recuperação. Uma vez que

uma das características desejáveis do solvente extrator é ser insolúvel em água,

quando a água é adicionada como demulsificante, as perdas pela redissolução do

analito são minimizadas, alcançando maiores recuperações. Então, a água foi

escolhida como solvente demulsificante.

A adição de água ao invés da acetona torna o método menos agressivo ao

meio ambiente e mais barato que os previamente publicados.

5.5 Condições da SD-DLLME otimizada

A partir dos testes realizados e conforme os resultados apresentados, o

procedimento de extração mais adequado para a extração e determinação de

agrotóxicos, e PPCPs de amostras de água, está representado na Figura 15.

125

Figura 15. Etapas empregadas na SD-DLLME otimizada

O procedimento otimizado empregou duas alíquotas de 10 mL de amostra

contendo 1% (m/v) de MgSO4. Uma das alíquotas foi acidificada a pH 2 com HCl

25% (v/v) e a segunda alcalinizada a pH 8 com NaOH 0,1 M. Após, em cada

alíquota foram adicionados 120 µL de 1-octanol como solvente extrator e 0,75 mL de

acetona como solvente dispersor. Após formação da solução turva, 0,75 mL de água

foram adicionados para quebra da emulsão e separação das fases. Após, a gota

contendo 1-octanol (~120±10 µL) ficou na região superior do balão e foi retirada com

o auxílio de uma seringa. A gota foi colocada em um tubo eppendorf de 2 mL e o

volume foi ajustado a 250 µL com metanol. Logo após, o extrato foi tranferido para

inserts de vidro, e os extratos das duas alíquotas extraídas (pH 2 e pH 8) foram

injetados separadamente no LC-MS/MS.

5.6 Validação do método empregando SD-DLLME e LC-MS/MS

5.6.1 Limite de detecção e quantificação

A partir das injeções de padrões preparados no extrato da matriz foram

avaliadas as razões sinal/ruído, sendo considerado o valor de s/n 10 como LOQ e

s/n 3 de LOD.

126

Os valores de LOQi para todos os analitos variaram entre 0,5 e 50 µg L−1

(Tabela 14). Uma vez definidos os LOQs instrumentais, amostras de água foram

fortificadas em concentração equivalente para verificar a eficiência de extração

nestes níveis. Uma vez alcançados valores de R (%) entre 70 e 120% com RSDs

inferiores a 20%, os valores de LOQm ficaram entre 0,0125 e 1,25 µg L−1.

Com relação aos agrotóxicos, os valores de LOQ são inferiores aos limites

máximos de resíduos (LMR) permitidos pela legislação europeia que é de 0,1 µg L−1

para cada composto individualmente e 0,5 µg L−1 para a soma total (EU, 1998),

exceto para o 2,4-D, clorantraniliprole, diurom, penoxsulam, pirimifós-metílico,

quincloraque e simazina para os quais foram 0,25 µg L−1 e para o cialofope-butílico e

diclorana que foi de 1,25 µg L−1. Com relação aos fármacos e PPCPs, não existem

LMRs descritos na literatura.

Os valores reportados na Tabela 14, são similares, ou menores que aqueles

que tem sido obtidos em outras aplicações da DLLME (CALDAS et al., 2010;

ZGOŁA-GRZEŚKOWIAK, 2010; ZHAO et al., 2011b).

Além disso, os valores de LOQ estão na mesma faixa de concentração que os

agrotóxicos e PPCPs tem sido detectados em amostras ambientais (CALDAS et al.,

2013; SILVEIRA et al., 2013; CARMONA et al., 2014)

Tabela 14. Limite de detecção instrumental (LODi), Limite de Quantificação

instrumental (LOQi), limite de detecção do método (LODm) e limite de quantificação

do método (LOQm)

Analitos LODi LOQi LODm LOQm

(µg L-1

) (µg L-1

) (µg L-1

) (µg L-1

)

PPCPs

ácido salicílico

3,0

10,0

0,08

0,25

albendazol

0,3

1,0

0,01

0,025

amitriptilina

1,5

5,0

0,04

0,125

avobenzona

3,0

10,0

0,08

0,25

bisfenol-A

3,0

10,0

0,08

0,25

carbamazepina

0,3

1,0

0,01

0,025

claritromicina

1,5

5,0

0,04

0,125


0,15

0,5

0,004

0,0125


0,3

1,0

0,008

0,025

clorpropamida

1,5

5,0

0,04

0,125

127


(µg L-1

) (µg L-1

) (µg L-1

) (µg L-1

)

diclofenaco sódico

0,15

0,5

0,004

0,0125

eusolex 6300

15,2

50,0

0,4

1,25

furosemida

1,5

5,0

0,04

0,125

gemfibrozil

3,0

10,0

0,08

0,25

glibenclamida

3,0

10,0

0,08

0,25

haloperidol

0,15

0,5

0,004

0,0125

ibuprofeno

1,5

5,0

0,04

0,125

mebendazol

0,3

1,0

0,008

0,025

metilparabeno

3,0

10,0

0,08

0,25

nimesulida

1,5

5,0

0,04

0,125


1,5

5,0

0,04

0,125

propilparabeno

1,5

5,0

0,04

0,125

propranolol

0,3

1,0

0,008

0,025

sulfametoxazol

15,2

50,0

0,4

1,25

triclocarban

0,3

1,0

0,008

0,025

triclosan

15,2

50,0

0,4

1,25

agrotóxicos

2,4-D

3,0

10,0

0,08

0,25

atrazina

1,5

5,0

0,04

0,125

azoxistrobina

0,15

0,5

0,004

0,0125

bentazona

1,5

5,0

0,04

0,125

bispiribaque-sódico

1,5

5,0

0,04

0,125

carbofurano

1,5

5,0

0,04

0,125

carboxin

1,5

5,0

0,04

0,125

cialofope-butílico

15,2

50,0

0,4

1,25

ciproconazol

1,5

5,0

0,04

0,125

clomazona

1,5

5,0

0,04

0,125

clorantraniliprole

3,0

10,0

0,08

0,25

diclorana

15,2

50,0

0,4

1,25

difenoconazol

1,5

5,0

0,04

0,125

diuron

3,0

10,0

0,08

0,25

epoxiconazol

1,5

5,0

0,04

0,125

fenoxaprope-p-etílico

1,5

5,0

0,04

0,125

fipronil

0,3

1,0

0,008

0,025

irgarol

0,15

0,5

0,004

0,0125

malationa

0,3

1,0

0,008

0,025

metalaxil-m

1,5

5,0

0,04

0,125

128


(µg L-1

) (µg L-1

) (µg L-1

) (µg L-1

)

metsulfurom-metílico

1,5

5,0

0,04

0,125

penoxsulam

3,0

10,0

0,08

0,25

piraclostrobina

1,5

5,0

0,04

0,125


0,3

1,0

0,008

0,025

pirimifós-metílico

3,0

10,0

0,08

0,25

propanil

1,5

5,0

0,04

0,125

propiconazol

1,5

5,0

0,04

0,125

quincloraque

3,0

10,0

0,08

0,25

simazina

3,0

10,0

0,08

0,25

tau-fluvalinato

1,5

5,0

0,04

0,125

tebuconazol

1,5

5,0

0,04

0,125

trifloxistrobina 1,5

5,0

0,04

0,125

5.6.2 Curva analítica e linearidade

De acordo com as características de cada analito, as curvas analíticas

responderam em diferentes faixas de concentração. Por isso, as curvas analíticas no

solvente e por sobreposição na matriz tiveram como primeiro ponto o valor

equivalente ao LOQ e como último ponto a concentração de 1000 µg L -1, sempre

garantindo que todas as curvas tivessem no mínimo 5 níveis de concentração. Já a

curva trabalho, devido ao fato de passar por todo processo de extração e levando

em consideração o fator de concentração de 40 vezes, teve como primeiro ponto a

concentração equivalente ao LOQ de cada analito até 25 µg L-1.

A Figura 16 e a Figura 17 apresentam exemplos das curvas de linearidade

obtidas através das médias das áreas sobre a concentração (eixo y), pela

concentração (eixo x) para um fármaco (cloridrato de ditialzem) e um agrotóxico

(fipronil) em estudo. Através da aplicação do teste de Huber, foram consideradas as

médias dos fatores de resposta estabelecendo-se um limite inferior e um superior

(retas destacadas em vermelho nos gráficos).

129

Figura 16. Exemplo do gráfico de linearidade para o cloridrato de ditialzem

Figura 17. Exemplo do gráfico de linearidade para o fipronil

Os pontos situados entre estes limites pertencem ao intervalo linear dinâmico

e foram utilizados para a construção da curva analítica. As curvas analíticas para os

analitos foram construídas utilizando os pontos que efetivamente encontravam-se no

intervalo de linearidade.

600000

700000

800000

900000

1000000

1100000

1200000

0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000

Áre

a/C

on

ce

ntr

aç

ão

Concentração (µg L-1)

5000000

5500000

6000000

6500000

7000000

7500000

8000000

8500000

9000000

0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000

Áre

a/C

on

ce

ntr

aç

ão

Concentração (µg L-1)

130

Os resultados para as curvas analíticas preparadas no solvente e no extrato

podem ser observadas na Tabela 15. Os coeficientes de correlação (r) variaram

entre 0,9787 e 0,9996, estando dentro da faixa recomendada pelo INMETRO

(r>0,90) para todos os analitos na faixa entre o LOQi e 1000 µg L-1. A linearidade do

método empregando a SD-DLLME e LC-MS/MS também foi avaliada (curva

trabalho).

Tabela 15. Coeficiente angular (a), intercepto (b) e coeficiente de correlação (r) para

as curvas analíticas no solvente e no extrato

Analitos Solvente

matriz

a b r

a b r

PPCPs

ácido salicílico 43117,5 40,287 0,9993

41825,5 70,2582 0,9969

albendazol 747058 100,609 0,9980

773305 17,3543 0,9987

amitriptilina 322008 47,1326 0,9986

315898 224,169 0,9980

avobenzona 44407 334,097 0,9963

40756,7 243,639 0,9951

bisfenol 7689,5 43,357 0,9961

6928,84 46,7468 0,9952

carbamazepina 274312 83,7142 0,9987

246943 64,8114 0,9988

claritromicina 966043 298,769 0,9976

721695 106,628 0,9973

cloridrato de ditialzem 6,24E+06 1678,79 0,9991

5,96E+06 1990,2 0,9996


550517 106,138 0,9990

555024 120,88 0,9996

clorpropamida 76940,2 157,967 0,9987

67006,3 135,091 0,9963

diclofenaco sódico 308471 11,7871 0,9996

258880 177,866 0,9941

eusolex 6300 30419,5 11,9771 0,9985

28298,9 12,5305 0,9981

furosemida 95029,5 22,1068 0,9995

83852,8 53,8767 0,9960

gemfibrozil 46567,2 36,1276 0,9992

41746,4 31,7285 0,9988

glibenclamida 154988 329,358 0,9971

119081 119,333 0,9974

haloperidol 1.34E+06 895,453 0,9981

1,21E+06 727,162 0,9983

ibuprofeno 85902,8 40,9775 0,9992

68003,8 87,9626 0,9934

mebendazol 413003 4,10616 0,9985

433436 136,741 0,9979

metilparabeno 48962,9 41,1516 0,9993

45813 45,7173 0,9968

nimesulida 264175 293,049 0,9857

223382 317,672 0,9900

nitrato de miconazol 498723 222,322 0,9995

449900 405,97 0,9970

propilparabeno 48392,2 28,2522 0,9992

44168,1 43,7894 0,9978

propranolol 376092 92,732 0,9988

343914 181,102 0,9991

sulfametoxazol 17136,7 17,1644 0,9937

15893 37,8028 0,9974

triclocarban 407710 403,656 0,9967

376532 365,503 0,9962

131

Analitos Solvente

matriz

a b r

a b r

triclosan 2502,06 51,8209 0,9787

1503,81 39,0416 0,9887

Agrotóxicos

2,4-D 34732,8 12,8854 0,9988

31070,1 25,1036 0,9938

atrazina 238123 68,384 0,9988

223412 82,8531 0,9963

azoxistrobina 441764 261,847 0,9985

365991 244,91 0,9942

bentazona 128984 134,585 0,9925

119260 139,932 0,9876

bispiribaque-sódico 328437 241,925 0,9937

239207 268,642 0,9900

carbofurano 290235 129,828 0,9986

281794 150,584 0,9994

carboxin 228738 177,475 0,9984

201920 62,6734 0,9987

clorantraniliprole 65114,3 43,2554 0,9983

56305 98,5393 0,9977

clomazona 419062 50,6414 0,9990

395844 360,108 0,9967

cialofope-butílico 19902,5 136,779 0,9917

15122,6 110,789 0,9852

ciproconazol 271399 34,648 0,9967

240635 130,12 0,9931

diclorana 2011,53 12,934 0,9932

1785,32 12,5396 0,9945

difenoconazol 363418 89,8542 0,9994

327668 360,017 0,9966

diuron 53326,7 171,346 0,9976

50703,9 183,738 0,9946

epoxiconazol 314658 253,753 0,9977

284021 693,557 0,9952

fenoxaprope-p-etílico 94622,2 58,1125 0,9981

90913,9 106,641 0,9967

fipronil 847267 100,531 0,9993

757628 80,941 0,9951

irgarol 1.67E+06 281,37 0,9973

1,61E+06 289,739 0,9974

malationa 4.92E+06 2977,79 0,9924

3,77E+06 2895,49 0,9926

metalaxil-M 228358 91,7955 0,9996

200740 145,691 0,9963

metsulfurom-metílico 84251,9 18,6323 0,9994

68595,7 30,2914 0,9942

penoxsulam 20288 17,7606 0,9972

17932 18,4362 0,9950

pirimifós-metílico 441296 1245,77 0,9975

432204 1435,89 0,9969

propanil 60590 38,5425 0,9958

57993,7 11,3197 0,9942

propiconazol 272270 110,132 0,9978

236467 318,317 0,9958

piraclostrobina 140355 190,218 0,9969

119155 202,441 0,9917

pirazossulfurom-etílico 286414 4,61584 0,9972

244858 30,026 0,9923

quincloraque 7750,8 0,912524 0,9993

5983,81 13,7731 0,9910

simazina 45953,6 31,3609 0,9951

46522,1 1,01533 0,9950

tau-fluvalinato 29021,4 16,5584 0,9993

23819,4 15,5418 0,9977

tebuconazol 84895,2 1,14719 0,9947

78189,7 58,1691 0,9924

trifloxistrobina 263615 310,779 0,9974

240404 391,59 0,9970

As amostras fortificadas (curva trabalho) apresentaram valores de r variando

entre 0,9846 e 0,9979 na faixa entre o LOQm e 25 µg L-1. Através destas, pode-se

132

verificar que a linearidade do instrumento e do método são adequadas, uma vez que

valores de coeficiente de correlação próximo de um foram obtidos, o que, segundo o

INMETRO, ANVISA e SANCO são considerados adequados.

5.6.3 Exatidão e precisão

A avaliação da eficiência de extração pela SD-DLLME foi acompanhada pela

recuperação (R%). Recuperações na faixa de 70 a 120% para a repetibilidade foram

obtidos para a maioria dos analitos (Tabela 16). Apenas cloridrato de ditialzem e

azoxistrobina (nível 0,025 µg L-1), nimesulida, carbofurano, epoxiconazol e metalaxil-

M (nível 0,125 µg L-1), avobenzona e propiconazol (nível 0,25 µg L-1), malationa

(nível 1,25 µg L-1) nimesulida e penoxsulam (nível 2,5 µg L-1) e albendazol,

propilparabeno e sulfametoxazol (nível 12,5 µg L-1) apresentaram valores abaixo fora

da faixa entre 70 e 120%. Para a precisão intermediária, a maioria dos compostos

apresentou valores dentro da faixa aceitável, ficando fora da faixa entre 70 e 120%

apenas furosemida (nível 0,125 µg L-1), nitrato de miconazol, penoxsulam, propanil e

tebuconazol (nível 0,25 µg L-1), gemfibrozil, ácido salicílico, bentazona e pirimifós-

metílico (nível 1,25 µg L-1) e gemfibrozil (nível 2,5 µg L-1).

Os padrões de recuperação também foram avaliados, em uma concentração

de 0,25 µg L-1. Recuperações entre 70 e 120% com RSD (%) inferiores a 20% foram

obtidos.

Cromatogramas no modo TIC do branco e da amostra fortificada em uma

concentração de 2,5 µg L-1 em pH 2 e em pH 8 podem ser observados nas Figuras

18 e 19.

133

Tabela 16. Recuperações e desvio padrão relativo (RSD) para as amostras de água fortificadas em diferentes níveis

PPCPs

Repetibilidade Precisão intermediária

0.0125 0.025 0.125 0.25 1.25 2.5 12.5 0.125 0.25 1.25 2.5 12.5

R (%)

RSD R

(%) RSD

R (%)

RSD R

(%) RSD

R (%)

RSD R

(%) RSD

R (%)

RSD R

(%) RSD

R (%)

RSD R

(%) RSD

R (%)

RSD R

(%) RSD

Albendazol <LOQ 94 16 96 17 87 14 90 8 81 9 68 5 80 12 72 10 72 18 78 9 87 7

amitriptilina <LOQ <LOQ 110 13 96 10 105 5 94 11 70 15 115 10 86 14 94 17 89 9 96 9

Avobenzona <LOQ <LOQ <LOQ 121 9 117 13 108 19 74 13 <LOQ 117 12 102 16 105 19 93 13

bisfenol-A <LOQ <LOQ <LOQ 79 18 115 13 117 14 90 16 <LOQ 92 21 97 20 88 13 81 12

Carbamazepina <LOQ 117 22 104 20 96 22 118 7 116 21 84 13 75 19 100 19 99 11 99 10 94 12

clorpropamida <LOQ <LOQ 112 12 91 22 99 12 108 12 86 17 <LOQ 98 17 91 20 75 17 85 8

claritromicina <LOQ <LOQ 94 11 83 11 118 5 119 14 91 13 108 12 108 18 119 14 113 6 118 6

Cloridrato de ditialzem 88 17 68 7 99 9 91 9 118 3 110 15 75 14 96 11 97 13 103 15 99 8 99 10

eusolex 6300 <LOQ <LOQ <LOQ <LOQ 105 19 79 20 73 3 <LOQ <LOQ 81 19 72 9 72 11

Cloridrato de flurazepam

<LOQ 77 8 89 17 86 11 113 7 107 13 76 5 93 17 93 16 94 16 94 8 99 9

Furosemida <LOQ <LOQ 80 12 72 15 98 6 111 9 91 19 125 2 89 12 119 13 96 14 91 10

Gemfibrozil <LOQ <LOQ <LOQ 84 12 89 10 89 18 70 9 <LOQ 72 10 68 14 69 6 64 4

Glibenclamida <LOQ <LOQ <LOQ 99 13 88 12 86 13 73 19 <LOQ 106 15 80 18 75 14 90 9

Haloperidol 108 21 73 8 101 18 88 9 109 7 104 15 71 15 97 14 92 15 105 16 95 7 95 12

Ibuprofeno <LOQ <LOQ 106 14 83 13 118 5 116 2 99 19 106 19 93 12 120 13 111 20 95 8

Mebendazol <LOQ 120 8 80 11 81 14 92 8 84 4 67 3 74 17 70 14 78 15 75 7 85 6

134

PPCPs


0.0125 0.025 0.125 0.25 1.25 2.5 12.5 0.125 0.25 1.25 2.5 12.5

R (%)

RSD R

(%) RSD

R (%)

RSD R

(%) RSD

R (%)

RSD R

(%) RSD

R (%)

RSD R

(%) RSD

R (%)

RSD R

(%) RSD

R (%)

RSD R

(%) RSD

metilparabeno <LOQ <LOQ <LOQ 84 15 100 7 112 7 100 19 <LOQ 119 10 106 15 107 8 117 7

nitrato de miconazol <LOQ <LOQ 94 11 75 18 97 11 104 11 84 21 84 20 69 16 87 19 74 16 84 12

nimesulida <LOQ <LOQ 125 5 100 21 115 11 126 3 105 11 106 12 95 12 125 4 111 5 97 5

propranolol <LOQ 85 8 102 22 97 25 114 7 114 16 82 15 118 20 108 13 116 16 119 10 117 9

propilparabeno <LOQ <LOQ 73 23 77 25 88 13 82 8 65 9 86 19 71 15 76 18 75 8 81 8

ácido salicílico <LOQ <LOQ <LOQ 110 14 112 8 116 11 103 18 <LOQ <LOQ 147 12 120 4 107 13

diclofenaco sódico 116 19 80 11 118 10 93 19 116 3 119 10 92 20 99 9 82 16 101 12 99 19 89 11

sulfametoxazol <LOQ <LOQ <LOQ <LOQ 120 10 100 13 69 18 <LOQ <LOQ 118 12 98 18 96 13

triclocarban <LOQ 120 12 113 12 111 13 118 13 98 12 74 6 99 11 100 12 104 6 106 5 79 9

triclosan <LOQ <LOQ <LOQ <LOQ 85 26 106 14 87 3 <LOQ <LOQ 108 16 117 18 88 9

Agrotóxicos

2,4-D <LOQ <LOQ <LOQ 73 19 97 10 104 10 102 17 <LOQ 118 12 118 19 99 19 96 11

atrazina <LOQ <LOQ 92 17 84 18 97 10 103 8 88 18 <LOQ 99 19 109 20 87 15 90 7

azoxistrobina 80 25 126 14 114 19 89 11 118 8 109 10 78 15 99 20 97 19 103 18 98 9 102 11

bentazona <LOQ <LOQ 120 11 108 20 111 4 120 6 101 16 119 5 108 17 126 3 120 12 101 5

bispiribaque-sódico <LOQ <LOQ 108 19 99 16 120 15 107 7 99 19 118 9 79 12 77 7 72 22 70 17

carbofurano <LOQ <LOQ 121 13 100 19 103 13 104 20 86 7 112 25 85 23 86 16 94 8 96 10

carboxina <LOQ <LOQ 114 16 94 19 106 10 99 14 78 5 89 20 105 19 94 15 89 11 91 8

135

PPCPs


0.0125 0.025 0.125 0.25 1.25 2.5 12.5 0.125 0.25 1.25 2.5 12.5

R (%)

RSD R

(%) RSD

R (%)

RSD R

(%) RSD

R (%)

RSD R

(%) RSD

R (%)

RSD R

(%) RSD

R (%)

RSD R

(%) RSD

R (%)

RSD R

(%) RSD

bentazona <LOQ <LOQ 120 11 108 20 111 4 120 6 101 16 119 5 108 17 126 3 120 12 101 5

bispiribaque-sódico <LOQ <LOQ 108 19 99 16 120 15 107 7 99 19 118 9 79 12 77 7 72 22 70 17

carbofurano <LOQ <LOQ 121 13 100 19 103 13 104 20 86 7 112 25 85 23 86 16 94 8 96 10

carboxina <LOQ <LOQ 114 16 94 19 106 10 99 14 78 5 89 20 105 19 94 15 89 11 91 8

clorantraniliprole <LOQ <LOQ <LOQ 115 7 115 15 99 15 73 8 <LOQ 107 18 88 14 91 9 100 7

clomazona <LOQ <LOQ 89 15 73 25 94 7 102 10 90 19 98 19 79 20 100 15 97 20 95 7

cialofope-butílico <LOQ <LOQ <LOQ <LOQ 92 25 106 22 77 3 <LOQ <LOQ 75 21 85 13 84 13

ciproconazol <LOQ <LOQ 86 9 70 11 70 7 81 9 71 16 <LOQ 119 3 83 18 74 17 70 11

diclorana <LOQ <LOQ <LOQ <LOQ 106 21 109 19 72 13 <LOQ <LOQ 107 17 97 16 84 14

difenoconazol <LOQ <LOQ 93 14 74 19 96 3 104 11 89 19 116 21 84 11 119 10 104 16 102 8

diuron <LOQ <LOQ <LOQ 78 29 97 16 110 18 85 19 <LOQ 103 20 79 9 91 20 72 11

epoxiconazol <LOQ <LOQ 124 11 106 10 94 16 90 22 72 17 <LOQ 93 15 71 16 72 18 96 9

fenoxaprope-p-etílico <LOQ <LOQ 100 26 97 18 108 8 93 20 70 2 83 17 85 17 95 9 92 7 81 10

fipronil <LOQ 90 17 118 7 87 16 105 5 112 10 87 18 82 13 70 12 90 17 73 16 70 10

irgarol 114 13 102 18 87 15 77 7 90 8 80 7 71 1 77 14 72 5 76 15 78 10 90 5

malationa <LOQ 107 11 105 11 92 7 123 4 119 5 87 6 94 18 107 11 116 15 111 9 112 14

metalaxil-m <LOQ <LOQ 61 14 73 20 89 12 91 10 83 19 <LOQ 116 13 120 9 104 14 97 9

metsulfurom-metílico <LOQ <LOQ 111 10 88 20 105 5 113 10 93 18 108 15 82 17 117 14 99 16 88 10

136

<LOQ – menor que o limite de quantificação

PPCPs


0.0125 0.025 0.125 0.25 1.25 2.5 12.5 0.125 0.25 1.25 2.5 12.5

R (%)

RSD R

(%) RSD

R (%)

RSD R

(%) RSD

R (%)

RSD R

(%) RSD

R (%)

RSD R

(%) RSD

R (%)

RSD R

(%) RSD

R (%)

RSD R

(%) RSD

penoxsulam <LOQ <LOQ <LOQ 95 20 108 9 130 7 104 20 <LOQ 121 6 105 17 108 13 102 9

pirimifós-metílico <LOQ <LOQ <LOQ 117 10 84 11 75 16 74 4 <LOQ 84 10 56 7 72 7 79 11

propanil <LOQ <LOQ 89 21 82 13 109 15 113 7 90 16 <LOQ 135 3 95 20 97 12 99 11

propiconazol <LOQ <LOQ 104 9 66 13 112 12 118 8 100 19 120 18 93 13 89 8 118 10 94 4

piraclostrobina <LOQ <LOQ 114 2 70 12 88 6 90 15 74 15 108 19 73 12 109 12 91 10 94 4

pirazossulfurom-etílico <LOQ 106 19 119 10 92 17 109 5 119 9 88 14 94 12 71 14 87 8 76 16 73 15

quincloraque <LOQ <LOQ <LOQ 106 11 99 7 101 10 84 16 <LOQ n.a 117 11 116 13 87 15

simazina <LOQ <LOQ <LOQ 76 25 90 16 102 19 89 19 <LOQ 119 16 98 20 83 18 114 11

tau-fluvalinato <LOQ <LOQ 105 13 112 16 119 4 114 6 86 18 78 23 118 8 115 4 118 5 93 5

tebuconazol <LOQ <LOQ 85 14 87 14 85 11 107 14 93 20 <LOQ 155 2 86 9 71 16 101 12

trifloxistrobina <LOQ <LOQ 108 10 107 17 112 11 103 17 73 3 100 18 97 10 96 8 97 5 86 9

137

Figura 18. Cromatograma no modo TIC para as seis funções monitoradas da matriz (água potável) extraida em pH 2

(esquerda) e da matriz fortificada na concentração de 2,5 µg L-1 (direita)

138

Figura 19. Cromatograma no modo TIC para as seis funções monitoradas da matriz (água potável) extraida em pH 8

(esquerda) e da matriz fortificada na concentração de 2,5 µg L-1 (direita)

139

A precisão do método foi expressa em RSD. O método demonstrou boa

precisão uma vez que os valores de RSD ficaram entre 1 e 29% para a

repetibilidade e entre 2 e 23% para a precisão intermediaria.

Seguindo-se a orientação para validação de métodos cromatográficos, no

qual os valores de recuperação devem estar entre 70 e 120% com valores de RSD ≤

20% (RIBANI et al., 2004), os resultados foram considerados satisfatórios. Apenas

4% das fortificações realizadas apresentaram recuperações fora dessa faixa. Com

relação a precisão, valores acima de 20% foram encontrados para 18 analitos e em

alguns níveis de fortificação, mas estes valores nunca foram superiores a 29%.

Cabe salientar, que de acordo com o guia SANCO de validação, uma faixa de

recuperações entre 60 e 140 % pode ser aceita para recuperações individuais em

analises multirresíduo de rotina (SANCO, 2013).

5.6.4 Efeito Matriz

O efeito matriz, avaliado pela comparação da inclinação das curvas analíticas

preparadas no solvente e no extrato, demonstrou ser médio para apenas 8 analitos

(Figura 20). Claritromicina, glibenclamida, ibuprofeno, triclosan, bispiribaque-sódico,

cialofope-butílico, malationa e quincloraque foram influenciados negativamente pela

matriz (supressão do sinal durante a ionização). Resultados da avaliação do EM por

DLLME em outro estudo também encontrou supressão para os analitos

(SALGUEIRO-GONZÁLEZ et al., 2012). Em comum com os analitos em estudo,

apenas o bisfenol-A, o qual também apresentou supressão de sinal.

140

Figura 20. Efeito matriz (água potável) para os analitos em estudo , calculado pela inclinação das curvas analíticas

preparadas no solvente e no extrato da matriz

-45

-40

-35

-30

-25

-20

-15

-10

-5

0

5

10

AC

IDO

SA

LIC

ILIC

O

ALB

EN

DA

ZO

L

AM

ITR

IPT

ILIN

A

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EN

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RID

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TO

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RA

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PA

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PA

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A

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ZO

L

TR

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XIS

TR

OB

INA

Efe

ito

Ma

triz

(%

)

141

5.6.5 Aplicabilidade

O método proposto foi aplicado na análise de amostras de água de superfície

para verificação da ocorrência dos 58 PPCPs e agrotóxicos em três locais da cidade

de Rio Grande, RS, Brasil. A quantificação foi realizada empregando a quantificação

por adição de padrão, com mínimo 5 níveis de concentração, para compensar

qualquer efeito de matriz. Atrazina-d5 e ibuprofeno-d3 foram adicionados nas

amostras como padrões de recuperação para avaliar a eficiência de extração

durante o preparo das amostras. Na Tabela 17 são apresentados os dados de pH e

turbidez de cada amostra coletada.

Tabela 17. Dados de pH e turbidez para as amostras coletadas para verificar

a aplicabilidade do método

Uma amostra de cada ponto foi coletada em maio e agosto de 2014. Os

resultados estão apresentados na Tabela 18.

O ponto de coleta (Canal São Gonçalo) é próximo a uma área agrícola e sua

água é captada para abastecimento público após tratamento. Os resultados

demonstram uma forte influência da agricultura nesta região, e pouca influência por

esgotos sanitários, uma vez que a maioria dos contaminantes detectados foram

agrotóxicos. Azoxistrobina, bentazona, clomazona, ciproconazol, difenoconazol,

irgarol, malationa, propiconazol e tebuconazol foram detectados, em concentrações

de <LOQ a 0,81 µg L-1. Os agrotóxicos são indicados para a cultura do arroz, a qual

Local da coleta Mês da coleta pH Turbidez

(NTU)

Canalete Maio 2014 8,1 7,0

Agosto 2014 7,3 8,1

Riacho do gelo Maio 2014 7,8 24,0

Agosto 2014 7,4 3,7

São Gonçalo Maio 2014 6,5 117,0

Agosto 2014 6,3 34,3

142

é a atividade agrícola predominante na região. Amostras coletadas entre os anos de

2008 e 2009 , neste mesmo local, indicaram a presença de diuron, irgarol,

imazetapir, imazapique, fipronil, clomazona, tebuconazol, atrazina, pirazossulfurom-

etílico, simazina e dos metabólitos 3-hidróxi –carbofurano e 3,4-DCA (DEMOLINER

et al., 2010). Em outro estudo, também realizado neste mesmo local, em novembro

de 2011 e janeiro de 2012, alguns PPCPs foram investigados, e haloperidol,

metilparabeno e nimesulida foram detectados (SILVEIRA et al., 2013).

O ponto de coleta Canalete, esta localizado no centro da cidade de Rio

Grande. A água coletada é resultante do escoamento superficial e efluentes

sanitários são descartados ilegalmente junto deste canal.

Nesse ponto de coleta, foram detectados bisfenol-A, claritromicina,

diclofenaco sódico, haloperidol, metilparabeno, nitrato de miconazol e triclocarban,

demonstrando a influência de descartes sanitários na água.

O ponto de coleta Riacho do Gelo, é um canal de drenagem onde é escoada

a água da chuva e também recebe o descarte de efluentes sanitários. Ácido

salicílico, avobenzona, bisfenol-A, diclofenaco sódico, nitrato de miconazol e

triclocarban foram detectados.

Nesses canais, a influência da presença de descartes sanitários é confirmada

pela detecção de alguns PPCPs.

Bisfenol-A foi detectado nos pontos de coleta que tem influência de descartes

sanitários. Este composto é uma das matérias primas chave usado na produção de

plásticos do tipo policarbonato e resinas epóxi. Sua detecção no meio ambiente

pode ter como fonte os efluentes sanitários, lixiviação de aterros, devido a hidrólise

de plásticos e/ou a degradação natural de policarbonatos (CRAIN et al., 2007). Este

composto vem sendo detectado em amostras de águas de superfície em diferentes

países (AZEVEDO et al., 2001; RODRIGUEZ-MOZAZ et al., 2004).

Outro analito detectado, que merece destaque, é o metilparabeno. Este

composto é um antimicrobiano usado como conservante em cosméticos e alimentos.

Este composto tem sido detectado em amostras de água, inclusive no Brasil, em

diferentes trabalhos e em concentrações que variam de ng L-1 a µg L-1 (GONZÁLEZ-

MARIÑO et al., 2011; GRACIA-LOR et al., 2012; CALDAS et al., 2013).

.

143

Tabela 18. Concentrações dos analitos detectados nas amostras coletadas (μg L−1) (n=3)

*n.d. – não detectado

AGROTÓXICOS E PPCPs LOQm

RIACHO DO GELO SÃO GONÇALO CANALETE

maio agosto maio agosto maio agosto

(µg L-1

) Conc

(µg L-1

) RSD (%)

Conc (µg L

-1)

RSD (%) Conc

(µg L-1

) RSD (%)

Conc (µg L

-1)

RSD (%) Conc

(µg L-1

) RSD (%)

Conc (µg L

-1)

RSD (%)

ácido salicílico 0,25 1,67 9 n.d.*

n.d.

n.d.

n.d.

n.d.

avobenzona 0,25 5,93 18 n.d.

n.d.

n.d.

n.d.

n.d.

bisfenol-A 0,25 n.d.

0,42 22 n.d.

n.d.

n.d.

4,42 34

claritromicina 0,125 n.d.

n.d.

n.d.

n.d.

0,07 9 n.d.

cloridrato de ditialzem 0,0125 n.d.

n.d.

0,07 29 n.d.

n.d.

n.d.

diclofenaco sódico 0,0125 0,94 9 0,04 17 n.d.

n.d.

n.d.

0,02 11

haloperidol 0,0125 n.d.

n.d.

n.d.

n.d.

n.d.

0,04 12

metilparabeno 0,25 n.d.

n.d.

n.d.

0,81 17 n.d.

0,32 24

nimesulida 0,125 n.d.

n.d.

n.d.

<LOQ

n.d.

n.d.

nitrato de miconazol 0,125 0,27 21 n.d.

n.d.

n.d.

0,21 12 n.d.

triclocarban 0,025 0,58 21 <LOQ

n.d.

n.d.

<LOQ

n.d.

azoxistrobina 0,0125 n.d.

n.d.

0,07 20 n.d.

n.d.

n.d.

bentazona 0,125 n.d.

<LOQ

n.d.

<LOQ

6,7 9 <LOQ

ciproconazol 0,125 n.d.

n.d.

n.d.

<LOQ

n.d.

n.d.

clomazona 0,125 n.d.

n.d.

n.d.

<LOQ

n.d.

n.d.

difenoconazol 0,125 n.d.

n.d.

n.d.

<LOQ

n.d.

n.d.

fipronil 0,025 0,03 35 n.d.

n.d.

n.d.

n.d.

n.d.

irgarol 0,0125 n.d.

n.d.

n.d.

0,25 20 n.d.

n.d.

malationa 0,025 n.d.

n.d.

n.d.

<LOQ

n.d.

n.d.

propiconazol 0,125 n.d.

n.d.

n.d.

<LOQ

n.d.

n.d.

tebuconazol 0,125 n.d.

n.d.

n.d.

<LOQ

n.d.

n.d.

144

Para demonstrar que o método proposto é apropriado para o monitoramento

ambiental da presença de PPCPs e agrotóxicos em águas de superfície, as

amostras foram fortificadas em um nível de concentração de 1,25 µg L-1, e após os

valores de recuperação e RSD (%) foram calculados. Também foi calculado o EM

para cada amostra, empregando-se a equação 6. Os resultados são apresentados

na Tabela 19.

Para as amostras do Canalete, R (%) entre 70 e 120% foram obtidas para

95% dos analitos, com valores de RSD (%) entre 1 e 22%. Com relação ao efeito

matriz, 19 analitos apresentaram valores superiores a ± 20%.

Para o Riacho de Gelo, as recuperações ficaram entre 68 e 120% para todos

os analitos, com valores de RSD (%) entre 9 e 20%. Já para o EM, 34 dos 58

analitos apresentaram valores de EM superiores a ± 20%.

Os valores de R (%) para as amostras do Canal São Gonçalo foram entre 70

e 120% para 88% dos analitos, com valores de RSD (%) ente 1 e 28%. Os valores

de EM foram superiores a ± 20% para 12 analitos.

O EM variou bastante entre as amostras, fato que pode ser observado na

Figura 21, uma vez que alguns analitos apresentaram efeito de supressão para

algumas amostras e de enriquecimento para outras. Trabalhos na literatura

demonstram a necessidade de se estudar o EM para cada tipo de matriz, uma vez

que este efeito é dependente da amostra e do analito (MARÍN et al., 2009). Como

pode ser obervado, analitos da mesma classe, como a atrazina, apresentaram

comportamento diferente. A simazina apresentou enriquecimento para todas as

amostras enquanto que a atrazina apresentou enriquecimento para duas amostras e

supressão para outra. Esse comportamento heterogêneo ressalta a necessidade de

avaliação do efeito matriz e a correção de forma correta quando se esta trabalhando

com determinação multiclasse em diferentes matrizes ambientais.

Mesmo quando o LC–MS/MS é utilizado, o qual é altamente seletivo no modo

SRM, o EM deve ser levado em consideração, uma vez que a

supressão/enriquecimento ocorrem na fonte de ionização (KRUVE et al., 2008). Uma

vez observado o EM, procedimentos para compensar este efeito devem ser

realizados, uma vez que a quantificação baseada em um padrão preparado com

solvente puro não vai ser apropriada.

145

Tabela 19. Recuperação (R), desvio padrão relativo (RSD) e efeito matriz (EM) para

as amostras de água de superfície coletadas durante a aplicabilidade do método

(n=3)

Analitos Canalete

Riacho do Gelo

São Gonçalo

R (%)

RSD (%)

EM (%)

R (%)

RSD (%)

EM (%)

R (%)

RSD (%)

EM (%)

PPCPs

acido salicílico 81 11 22

107 13 -15

68 2 17

albendazol 104 12 -25

108 13 -57

109 10 23

amitriptilina 99 11 -26

108 17 33

117 20 -7

avobenzona 89 20 74

100 13 -20

105 15 50

bisfenol-A 93 16 60

116 15 35

81 8 3

carbamazepina 109 11 19

103 15 32

130 3 42

claritromicina 118 7 -6

86 14 -32

103 9 15

cloridrato de ditialzem 118 9 1

104 13 -25

99 7 -15 cloridrato de flurazepam 118 11 8

114 14 -31

125 2 106

clorpropamida 114 22 6

105 17 20

117 9 27

diclofenaco sódico 90 14 1

104 14 -24

82 9 -3

eusolex 6300 110 12 -13

68 12 -38

87 16 -19

furosemida 94 9 -1

104 17 -25

71 8 8

genfibrozila 104 14 -62

97 15 -52

104 15 -15

glibenclamida 103 10 4

97 19 -37

108 15 21

haloperidol 120 3 0

117 14 -36

122 12 10

ibuprofeno 146 4 -7

102 16 -20

81 8 -11

mebendazol 101 12 40

97 14 42

90 16 -27

metilparabeno 84 7 -1

106 14 -29

85 2 11

nimesulida 108 20 -11

120 10 -11

74 15 8

nitrato de miconazol 74 10 -13

104 9 -23

90 20 -17

propanolol 109 8 -1

114 11 -39

92 18 -25

propilparabeno 108 10 47

107 15 25

121 5 35

sulfametoxazol 118 20 9

117 9 -3

116 13 16

triclocarban 119 13 -7

107 15 -40

109 10 -10

triclosan 116 15 -13

105 19 -31

142 21 -17

agrotóxicos

2,4-D 99 17 21

112 16 -18

71 6 2

atrazina 94 16 11

117 20 -15

99 20 10

azoxistrobina 116 12 11

98 13 6

112 7 -8

bentazona 73 24 27

118 14 -10

82 28 7

bispiribaque-sódico 113 8 -21

86 18 -55

105 11 0

146

Analitos Canalete

Riacho do Gelo

São Gonçalo

R (%)

RSD (%)

EM (%)

R (%)

RSD (%)

EM (%)

R (%)

RSD (%)

EM (%)

carbofurano 114 11 18

104 18 -25

100 13 5

carboxina 119 15 46

95 19 35

108 11 17

cialofope-butílico 107 20 -37

116 16 -46

93 17 -11

ciproconazol 117 17 -16

86 19 -9

71 17 2

clomazona 115 7 -4

108 17 -33

67 5 6

clorantraniliprole 93 15 -17

91 16 -15

107 13 10

diclorana 94 20 -21

115 20 -23

128 9 -13

difenoconazol 99 9 8

108 16 -13

71 3 -10

diurom 68 8 25

89 16 -23

75 19 9

epoxiconazol 91 16 11

101 16 2

95 18 19

fenoxaprope-p-etílico 115 10 -9

116 15 -21

103 6 -5

fipronil 104 12 -25

105 17 5

74 1 10

irgarol 106 11 6

106 15 -36

93 17 9

malationa 100 10 -34

98 17 -25

117 4 -14

metalaxil-m 106 16 114

103 0 8

88 22 -19

metsulfurom-metilico 107 13 4

106 17 -11

81 19 13

penoxsulam 103 21 -37

107 14 -39

70 13 54

piraclostrobina 96 14 10

114 13 -24

82 20 5

pirazossulfurom-etílico 94 9 20

95 18 -5

92 12 15

pirimifós-metílico 117 9 9

107 9 6

93 10 -7

propanil 120 13 14

92 15 -14

101 9 8

propiconazol 84 21 19

105 12 -6

70 2 21

quincloraque 103 1 20

101 12 -21

83 19 7

simazina 113 20 49

116 13 22

80 18 5

tau-fluvalinato 110 14 -12

92 12 0

115 18 -35

tebuconazol 61 19 22

108 13 -1

70 1 18

trifloxistrobina 113 10 -2

107 17 -3

104 15 2

Os resultados demonstram que o método proposto é adequado para

aplicação em amostras de água de superfície, uma vez que valores de exatidão e

precisão dentro da faixa aceitável foram obtidos. Com relação ao EM, ficou claro a

diferença de comportamento de cada analito em cada amostra, demonstrando a

necessidade de realizar a quantificação empregando-se o método de adição padrão,

para correção do efeito matriz nos valores de concentração.

Poucos analitos apresentaram EM superior a 20% em todas as três amostras.

Entre estes, podemos citar o albendazol, mebendazol, propilparabeno e o

147

penoxsulam. Em outros estudos, valores de EM acima de 20% também foram

encontrados para analitos anti-helmínticos da classe dos benzimidazóis em água de

superfície (ZRNČIĆ et al., 2014).

Quando comparado com outros trabalhos, nos quais a técnica de extração

empregada foi a SPE, os valores baixos de EM encontrados apresentam o mesmo

perfil, ou seja, existe uma grande variação entre as amostras. Na extração de 31

fármacos de amostras de água de abastecimento público, de superfície e

subterrânea empregando SPE e UPLC-MS/MS, o EM foi estudado para todas as

matrizes e valores acima de ±20% foram encontrados para 23 compostos em água

de abastecimento público, 27 compostos em água superficial e 7 compostos em

água subterrânea (GAFFNEY et al., 2014). Em outro estudo, 400 compostos

emergentes, entre eles, agrotóxicos e PPCPs foram extraídos de amostras de água

e efluentes empregando SPE, e o efeito matriz para as amostras foi acima de ±20%

para 20,7% dos analitos e acima de ±50% para 21,9% (ROBLES-MOLINA et al.,

2014).

148

Figura 21. Efeito Matriz (EM) para os analitos em estudo para as três diferentes amostras estudadas, avaliado na

concentração de 1,25 µg L-1

-80

-60

-40

-20

0

20

40

60

80

100

120

140

AC

IDO

SA

LIC

ILIC

O

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L

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300

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OB

INA

Efe

ito

Matr

iz (

%)

CANALETE RIACHO DO GELO SÃO GONÇALO

149

5.7 Comparação da SD-DLLME proposta com outros métodos empregados

para extração de agrotóxicos e PPCPs de amostras de água com

determinação por LC-MS/MS

Na Tabela 20, o método proposto neste trabalho é comparado com outras

técnicas que vem sendo empregadas para extração multiclasses de agrotóxicos e/ou

PPCPs de amostras de águas com determinação por LC-MS/MS.

Pode-se observar que a técnica proposta apresenta as vantagens de ser mais

rápida e utilizar menor volume de solvente, apresentando exatidão, precisão e efeito

matriz semelhante ao que vem sendo encontrado quando se utiliza outras técnicas.

Além disso, muitas destas outras técnicas tem no final da extração um etapa de

evaporação (não é apresentado na tabela) o que aumenta em mais uma etapa a

extração e introduz fontes de erros, enquanto que a técnica proposta tem no final de

sua extração apenas a solubilização do volume de octanol da gota a 250 µL com

metanol.

150

Tabela 20. Comparação da SD-DLLME proposta com outros métodos empregados para extração de agrotóxicos e PPCPs de

amostras de água com determinação por LC-MS/MS

Técnica de extração

Analitos Volume de

amostra

Solvente extrator (volume)

Tempo de extração

Exatidão (%)

Precisão (%)

Faixa de LOQ

(ng L-1

)

EM (%)

Referências

SBSE 15

agrotóxicos 20 mL água filtrada

10 % NaCl

acetonitrila:metanol

(50:50, v/v) 200 µL

3 h – 800 rpm 15 min - ultrasom

93 - 101 <17 20 -1000 ≤13 (MARGOUM et al., 2013)

SPE

24 PPCPs, EDCs, e

adoçantes artificiais

250 mL efluente 500 mL água

subterrânea e de superfície

pH 2

metanol 10 mL

55 – 80 min 94,5 - 116 1 – 12 0,1 – 50 -46 a

85 (TRAN et al.,

2013)

Ultrasom

48 agrotóxicos

e 19 metabólitos

10 mL água de

abastecimento, de esgoto e de escoamento superficial 2 g NaCl

acetonitrila 10 mL

15 min – ultrasom 10 min -

centrifugação 74,6 – 107,5 <8,9 50 – 5000

-11,6 a 95

(FENOLL et al., 2011)

SD-DLLME 58

agrotóxicos e PPCPs

10 mL pH 2 e pH 8 1% MgSO4

1-octanol 120 µL

10 min 70 – 120* ≤20* 12,5 – 1250

-40 a 5

Método proposto

* faixa de recuperação para 96% das fortificações realizadas

151

5.8 Comparação da técnica proposta com o método de referência para

extração de analitos orgânicos de amostra de água

A técnica de SPE é a técnica de referência sugerida pela agência de proteção

ambiental dos Estados Unidos (US-EPA) para extração de agrotóxicos e PPCPs de

amostras de água. Esta técnica têm sido a mais empregada para extração de

analitos orgânicos de amostras de água com determinação por LC-MS, uma vez que

ela oferece menor custo e maior rapidez que a LLE, a qual foi a técnica mais

empregada no passado. Outra vantagem da SPE, é que além de extrair o analito, a

técnica permite a pré-concentração e limpeza da amostra (PRIMEL et al., 2012).

O método proposto neste estudo, empregando a técnica de SD-DLLME e LC-

MS/MS, permitiu a pré-concentração e extração de agrotóxicos e PPCPs

simultaneamente, e atingiu eficiência de extração e precisão semelhantes ao que

vem sendo publicado na literatura utilizando SPE.

No trabalho de Wick et al. (2010) 26 biocidas, 5 filtros UV e 5 benzotiazóis

foram extraídos simultaneamente empregando SPE de águas subterrâneas, de

superfície, tratadas e não tratadas. O método proposto empregando SPE e LC-

MS/MS atingiu R (%) entre 70 e 130%. Analitos semelhantes aos estudados neste

trabalho também foram extraídos (diuron, propiconazol, tebuconazol, carbendazim,

irgarol, triclosan e triclocarban) e os resultados obtidos ficaram entre 82 e 102%;

valores estes semelhantes ao obtidos empregando a SD-DLLME (WICK et al.,

2010).

Em outro estudo, os autores propuseram o uso da técnica de SPE em

conjunto com a determinação por LC-MS/MS, e agrotóxicos de 14 diferentes grupos

químicos foram extraídos em um único procedimento (CARVALHO et al., 2008).

Atrazina, bentazona, carbofuran, 2,4-D, diuron, metalaxil, propanil, simazina e

tebuconazol foram extraídos com R(%) entre 56 e 82%. No estudo proposto neste

trabalho, estes mesmos analitos apresentaram R (%) entre 71 e 119 (%).

O método oficial (método 1694) para extração de PPCPs proposto pela US-

EPA indica a separação da amostra em duas alíquotas, uma básica e outra ácida. A

fração ácida é acidificada com HCl a pH 2 e a fração básica a pH 10 com NH4OH.

Os cartuchos empregados na SPE contém fase estacionária polimérica (Oasis HLB)

152

e o condicionamento deles é realizado com 20 mL de metanol e 6 mL de água.

Depois, 1 L de amostra é percolado a 5-10 mL min-1 resultando num tempo de

percolação da amostra de 100-200 min. Para a fração ácida a eluição é realizada

com 12 mL de metanol, e se os analitos triclosan e triclocarban fizerem parte do

estudo, 6 mL de acetona:metanol (1:1, v/v) também são percolados no cartucho para

eluição. Para a eluição da fração básica, 6 mL de metanol seguidos de 9 mL de uma

solução 2% de ácido fórmico em metanol:água (75:25, v/v). Depois, as frações são

secas separadamente com auxílio de nitrogênio e redissolvidas com 4 mL utilizando

metanol 0,1% ácido fórmico. Uma alíquota de 1 mL de cada extrato é colocada em

um frasco do LC-MS/MS e estas são injetadas separadamente (ENGLERT, 2007a).

Para a extração de agrotóxicos a técnica indicada no método de referência da

EPA (método 1699) é a SPE em discos ou a LLE em funil de separação. Para a

SPE, os discos são condicionados com 20 mL de metanol e 20 mL de água. A

eluição é realizada com 4-5 mL de acetona, seguido de 2 replicatas com 20 mL de

diclorometano. Para a LLE, são empregadas 3 replicatas de 100 mL de

diclorometano. Para ambas as técnicas é indicado, se necessária, mais uma etapa

de “back extraction” e depois a etapa de concentração do extrato (ENGLERT,

2007b).

Traçando uma comparação entre os métodos de referência e o proposto

neste trabalho (Tabela 21), verifica-se que é possível com a SD-DLLME a extração

de classes semelhantes de analitos aos propostos pelos métodos de referência com

as vantagens de utilizar um menor volume de solvente, menor tempo de extração,

menor custo e menor número de etapas, mantendo a eficiência de extração dentro

dos valores aceitáveis.

153

Tabela 21. Comparação entre os métodos de referência sugeridos pela EPA para extração de agrotóxicos e PPCPs com a técnica

proposta neste estudo

Volume de

amostra (mL)

pH da amostra Volume de solvente na

extração

Tempo de extração

Etapa de evaporação

Técnica Recuperação

(%) RSD (%) Método

1000 Duas alíquotas – pH 2 e pH 10

Condicionamento – 20 mL de

metanol eluição fração ácida – 12 mL

metanol eluição fração

básica - 6 mL de metanol e 9 mL metanol:água (75:25, v/v).

100 - 200 min

sim

SPE 21 - 171 0.9 – 37.8 1694

1000 Sem

modificações

Condicionamento – 20 mL de

metanol Eluição - 5 mL

acetona 2 x 20 mL

diclorometano.

10- 60 min sim SPE em discos

21 - 651 0.7 - 260 1699

1000 Sem

modificações 3 x 100 mL

diclorometano 60 min sim LLE

10 Duas alíquotas – pH 2 e pH 8

Dispersor – 0,75 mL acetona

Extrator - 0,12 mL 1-octanol

10 min não SD-

DLLME 61 - 155 1 - 29

Método proposto

154

6 CONCLUSÕES

O método proposto, empregando 10 mL de amostra, 120 µL de 1-octanol e

750 µL de acetona para a extração de 58 PPCPs e agrotóxicos de 10 mL de

amostra, usando 750 µL de água como solvente demulsificante apresentou valores

dentro dos sugeridos pelos guias de validação para todas as figuras de mérito

avaliadas, demonstrando exatidão (70-120%) e precisão (RSD<20%) aceitáveis e

LOQs na faixa de µg L-1, adequada aos LMRs estipulados nas legislações vigentes.

O estudo do efeito matriz indicou a necessidade da correção do mesmo, que neste

caso foi realizado pelo método de adição padrão.

O trabalho desenvolvido apresenta caráter inovador, uma vez que não foram

relatados na literatura trabalhos que estudassem a técnica de SD-DLLME para

extração de agrotóxicos e PPCPs em nenhum tipo de matriz.

Uma vez que um dos objetivos deste trabalho estava em propor uma técnica

alternativa a SPE (método de referência), alguns aspectos do método merecem

destaque, como o baixo volume de solvente orgânico empregado na extração, a

pouca instrumentação necessária e a rapidez do processo.

Pela comparação com os métodos que empregam a técnica de DLLME, a SD-

DLLME tem demonstrado algumas vantagens, como facilidade, rapidez e baixo

custo. A modificação de adicionar água para separar as fases, trouxe vantagens

com relação aos trabalhos empregando SD-DLLME que têm sido publicados, uma

vez que diminui o volume de solvente orgânico utilizado.

Além disso, o método proposto não possui nenhuma etapa de evaporação do

extrato final, nem troca de solvente, o que diminui mais uma etapa geralmente

empregada na SPE.

Enfim, o estudo demonstrou que a técnica de SD-DLLME em conjunto com a

determinação por LC-MS/MS pode ser considerada uma técnica importante e

inovadora para a extração de PPCPs e agrotóxicos de amostras de água. Além

disso, o método foi aplicado com sucesso na determinação dos analitos em estudo

em amostras de água de superfície.

155

7 TRATAMENTO DOS RESÍDUOS GERADOS

As atividades laboratoriais normalmente geram consideráveis quantidades de

resíduos líquidos e sólidos proveniente dos ensaios analíticos, que devem ser

tratados e descartados de forma adequada.

Neste trabalho, os resíduos líquidos foram recolhidos, colocados em

recipientes de vidro ambar, rotulados de acordo com as normas definidas pela

comissão de resíduos da Escola de Química e Alimentos, e armazenados para

posterior recolhimento e tratamento por empresa contratada pela Universidade.

156

8 SUGESTÃO PARA TRABALHOS FUTUROS

Avaliar a possibilidade de aplicação da técnica de SD-DLLME a outras

matrizes ambientais, como sedimentos e matrizes biológicas;

157

9 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

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CALDAS, S. S.; BOLZAN, C. M.; MENEZES, E. J.; ESCARRONE, A. L. V.; MARTINS, C. M. G.; BIANCHINI, A.; PRIMEL, E.G. A vortex-assisted MSPD method for the extraction of pesticide residues from fish liver and crab hepatopancreas with determination by GC MS. Talanta (Oxford), v. 112, p. 63-68, 2013.

SOARES, B. M.; VIEIRA, A. A.; PEREIRA, E. R.; MACIEL, J. V.; CALDAS, S. S.; PRIMEL, E.G.; DUARTE, F. A. Assessment of Modified Matrix Solid-Phase

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COSTA, F. P.; CALDAS, S. S.; GUILHERME, J. R.; SILVEIRA, M. A. K.; GUIMARAES, B. S.; FURLONG, E. B.; PRIMEL, E. G. Evaluation of the modified QuEChERS method for the extraction of insecticide and fungicide residues in processed peaches. Brazilian Journal of Analytical Chemistry - BrJAC (Print), v. 09, p. 398-404, 2013.






















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SILVEIRA, M. A. K.; CALDAS, S. S.; GUILHERME, J. R.; COSTA, F. P.;

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GUIMARAES, B. S.; KLEEMANN, N.; CALDAS, S. S.; COSTA, F. P.; SILVEIRA, M. A. K.; DUARTE, F. A.; PRIMEL, E. G. Environmentally friendly system for the degradation of multipesticide residues in aqueous media by the Fenton s reaction. Environmental Science and Pollution Research International, p. 584-592, 2013.

Pardo, V. L.; Fagundes, C. A. M.; CALDAS, S. S.; Kurz, M. H.; Clementin, R. M.; D Oca, M. G. M.; Primel, E. G. Development and Validation of a Method for the Determination of Fatty Acid Methyl Ester Contents in Tung Biodiesel and Blends. Journal of the American Oil Chemists' Society, v. 89, p. 631-637, 2012.

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Rodrigues, S. A.; CALDAS, S. S.; Kurz, M. H. S.; da Costa Cabrera, L.; Duarte, F.

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MARTINS, M. L.; PRIMEL, E. G.; CALDAS, S. S.; PRESTES, O. D.; ADAIME,

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MARTINI, L. F. D.; CALDAS, S. S.; BOLZAN, C. M.; BUNDT, A. C.; AVILA, L. A.; PRIMEL, E. G. Risco de contaminação das águas de superfície e subterrâneas por agrotóxicos recomendados para a cultura do arroz irrigado. Ciência Rural (UFSM. Impresso), v. 42, p. 1715-1721, 2012.

TOMASINI, D.; SAMPAIO, M. R. F.; CALDAS, S. S.; BUFFON, J. G.; DUARTE, F. A.; PRIMEL, E. G. Simultaneous determination of pesticides and 5-hydroxymethylfurfural in honey by the modified QuEChERS method and liquid chromatography coupled to tandem mass spectrometry. Talanta (Oxford), v. 99, p. 380-386, 2012.

KUTTER, M. T.; MONSERRAT, J. M.; CALDAS, S. S.; Primel, E.G.; TESSER, M. B.

Effects of dietary α-lipoic acid on growth, body composition and antioxidant status in the Plata pompano Trachinotus marginatus (Pisces, Carangidae). Aquaculture (Amsterdam), v. 368-369, p. 29-35, 2012.



























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Participação em eventos

2014 - 1ª Escola Brasileira de Espectrometria de Massas. Sociedade Brasileira de Espectrometria de Massas, Natal, Brasil.

2014 – 3er Congreso Uruguayo de Química Analitica, Montevidéu, Uruguai.

2014 - Simpósio Brasileiro de Cromatografia e técnicas afins, Campos do Jordão,

Brasil.

2013 - 15th International Symposium on Advances in Extraction Technologies -

ExTech 2013. João Pessoa, Brasil.

2013 - XII Mostra da Produção Universitária. Universidade Federal do Rio Grande-

FURG, Rio Grande, Brasil.

2012 - Congresso Latino-Americano de Cromatografia e Técnicas Relacionadas

(COLACRO XIV). Florianópolis, Brasil.

Trabalhos publicados em anais de eventos

SOARES, K. L., CERQUEIRA, M. B. R., MARTINS, A. F., CALDAS, S. S., PRIMEL, E. G. Desenvolvimento de método para determinação de agrotóxicos em lodo de ETA empregando GC-MS In: Simpósio Brasileiro de Cromatografia e Técnicas Afins, 2014, Campos do Jordão.

SOARES, K. L., ROMBALDI, C., HERTZOG, G. I., CALDAS, S. S., PRIMEL, E. G. Emprego da MSPD para extração de fármacos de peixes empregando diferentes suportes sólidos In: Simpósio Brasileiro de Cromatografia e Técnicas Afins, 2014, Campos do Jordão.

CALDAS, S. S., ARIAS, J. L. O., ROMBALDI, C., FURLONG, E. B., Primel, E.G. HPAs em grãos de arroz beneficiados com diferentes processos e secos com diferentes combustíveis In: Simpósio Brasileiro de Cromatografia e Técnicas Afins, 2014, Campos do Jordão.

SANTOS, E. O., MARUBE, L. C., CALDAS, S. S., SOARES, K. L., PRIMEL, E. G. Otimização da DLLME para determinação simultânea de agrotóxicos e PPCPs em amostras de água In: Simpósio Brasileiro de Cromatografia e Técnicas Afins, 2014, Campos do Jordão.

ROMBALDI, C., PRIMEL, E.G., ARIAS, J. L. O., CALDAS, S. S., CASTRO, I. B., FILLMANN, G. A vortex-assisted MSPD method for the extraction of biocides residues from sediment with determination by LC-ESI-MS/MS In: 15th International Symposium on Advances in Extraction Technologies - ExTech 2013, 2013, João Pessoa.

HERTZOG, G. I., ESCARRONE, A. L. V., CALDAS, S. S., NERY, L. E. M.,

MARTINS, S. E. G., PRIMEL, E.G. Determination of triclosan in fish muscle tissue using matrix solid-phase dispersion and liquid chromatography tandem mass spectrometry In: 15th International Symposium on Advances in Extraction Technologies - ExTech 2013, 2013, João Pessoa.

MARUBE, L. C., ESCARRONE, A. L. V., BOLZAN, C. M., CABRERA, L. C.,

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CERQUEIRA, M. B. R., CALDAS, S. S., PRIMEL, E.G. DEVELOPMENT OF A

METHOD EMPLOYING SPE AND LC-ESI-MS/MS FOR SIMULTANEOUS DETERMINATION OF ANTIMICROBIAL PRODUCTS IN DRINKING WATER In: 15th International Symposium on Advances in Extraction Technologies - ExTech 2013, 2013, João Pessoa.

CERQUEIRA, M. B. R., SALCEDO, G. M., MARUBE, L. C., CALDAS, S. S., PRIMEL, E. G. Optimization of the QuEChERS method for the determination of pesticides, pharmaceuticals and personal care products in drinking water treatment sludge by LC-ESI-MS/MS In: 15th International Symposium on Advances in Extraction Technologies - ExTech 2013, 2013, João Pessoa.

CALDAS, S. S., ROMBALDI, C., ARIAS, J. L. O., MARUBE, L. C., PRIMEL, E.G.

Solvent de-emulsification dispersive liquid-liquid microextraction for the determination of pharmaceutical, personal care products and pesticides in water samples In: 15th International Symposium on Advances in Extraction Technologies - ExTech 2013, 2013, João Pessoa.

CERQUEIRA, M. B., CALDAS, S. S., DUARTE, F. A., PRIMEL, E. G. Aplicação do método QuEChERS modificado para a extração de contaminantes emergentes em lodo de estação de tratamento de água In: 35ª Reunião Anual da Sociedade Brasileira de Química, 2012, Águas de Lindóia.

PEREIRA, E. R., SOARES, B. M., VIEIRA, A. A., MACIEL, J. V., SCARIOT, F., CALDAS, S. S., PRIMEL, E.G., DUARTE, F. A. Avaliação da microextração líquido-

líquido dispersiva para a extração e pré-concentração de espécies de mercúrio em amostras de água In: 3º Encontro Brasileiro sobre Especiação Química - EspeQBrasil, 2012, Bento Gonçalves.

ARAUJO, G. A., CALDAS, S. S., COSTA, P. G., PRIMEL, E.G., FILLMANN, G.

AVALICÃO DA OCORRÊNCIA DE POLUENTES ORGÂNICOS PERSISTENTES (POPs) EM ELEFANTE-MARINHO DO SUL, Mirounga leonina, EM AMOSTRAS DO BANCO DE AMOSTRAS DE MAMÍFEROS, AVES EQUELÔNIOS MARINHOS (BAMM) In: Congresso Latino-Americano de Cromatografia e Técnicas Relacionadas (COLACRO XIV), 2012, Florianópolis.

MARUBE, L. C., ESCARRONE, A. L. V., BOLZAN, C. M., GUILHERME, J. R., CERQUEIRA, M. B. R., CALDAS, S. S., GONCALVES, F. F., PRIMEL, E.G. DESENVOLVIMENTO DE UM MÉTODO EMPREGANDO SPE E LC-ESI-MS/MS PARA DETERMINAÇÃO SIMULTÂNEA DE DIFERENTES CLASSES DE ANTIBIÓTICOS EM ÁGUA POTÁVEL In: Congresso Latino-Americano de Cromatografia e Técnicas Relacionadas (COLACRO XIV), 2012, Florianópolis.

CALDAS, S. S., BOLZAN, C. M., GUILHERME, J. R., ARIAS, J. L. O.,

ESCARRONE, A. L. V., SCHEER, G. G., PRIMEL, E.G. DETERMINAÇÃO DE AGROTÓXICOS EM AMOSTRAS DE ÁGUA DE IRRIGAÇÃO DE ARROZ In: Congresso Latino-Americano de Cromatografia e Técnicas Relacionadas (COLACRO XIV), 2012, Florianópolis.

CERQUEIRA, M. B. R., GUILHERME, J. R., BOLZAN, C. M., ARIAS, J. L. O., CALDAS, S. S., MUNARETTO, J. S., MARTINS, M. L., ZANELLA, R., PRIMEL, E.G.

DETERMINAÇÃO DE PPCPS EM LODO DE ETA EMPREGANDO QUECHERS E UPLC-MS/MS In: Congresso Latino-Americano de Cromatografia e Técnicas

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Relacionadas (COLACRO XIV), 2012, Florianópolis.

MELLO, L. L., ARIAS, J. L. O., GUILHERME, J. R., KLEEMANN, N., CALDAS, Sergiane Souza, PRIMEL, E. G. DETERMINAÇÃO DE PRODUTOS

FARMACÊUTICOS, COSMÉTICOS E DE HIGIENE PESSOAL (PPCPS) E AGROTÓXICOS EM ÁGUA In: XI Mostra de Produção Universitária - XXI Congresso de Iniciação Científica, 2012, Rio Grande.

MELLO, L. L., ESCARRONE, A. L. V., ARIAS, J. L. O., GUILHERME, J. R., KLEEMANN, N., CALDAS, S. S., Primel, E.G. Determinação de Produtos Farmacêuticos, Cosméticos e de Higiene Pessoal (PPCPs) e agrotóxicos em água In: XIX Encontro de Química da Região Sul, 2012, Tubarão.

SOARES, B. M., VIEIRA, A. A., PEREIRA, E. R., MACIEL, J. V., CALDAS, S. S.,

PRIMEL, E.G., DUARTE, F. A. Emprego da dispersão da matriz em fase sólida para a extração de espécies de mercúrio e determinação por GC-MS In: 3º Encontro Brasileiro sobre Especiação Química, 2012, Bento Gonçalves.

ARIAS, J. L. O., CERQUEIRA, M. B. R., GUILHERME, J. R., CALDAS, S. S.,

PRIMEL, E.G. Estudo de diferentes sorventes na etapa de DSPE durante a extração de agrotóxicos, fármacos e PCPs em lodo de ETA empregando QuEChERS In: XIX Encontro de Química da Região Sul, 2012, Tubarão.

Bolzan, Cátia M., CALDAS, S. S., SOARES, B. M., DUARTE, F. A., PRIMEL, E.G.

ESTUDO DE MÉTODO EMPREGANDO A MICRO EXTRAÇÃOLÍQUIDO-LÍQUIDO DISPERSIVA (DLLME) PARA A DETERMINAÇÃO DE AGROTÓXICOS MULTICLASSES EM AMOSTRAS DE ÁGUA In: Congresso Latino-Americano de Cromatografia e Técnicas Relacionadas (COLACRO XIV), 2012, Florianópolis.

ARIAS, J. L. O., GUILHERME, J. R., CERQUEIRA, M. B. R., CALDAS, S. S., SCHEER, G. G., KALSING, A., PRIMEL, E. G. ESTUDO DE MÉTODO MULTIRESÍDUO PARA EXTRAÇÃO DE AGROTÓXICOS EM AMOSTRAS DE SOLO EMPREGANDO QUECHERS E DETERMINAÇÃO POR LC-MS/MS In: Congresso Latino-Americano de Cromatografia e Técnicas Relacionadas (COLACRO XIV), 2012, Florianópolis.

ARIAS, J. L. O., CARDOSO, L. V., ESCARRONE, A. L. V., CALDAS, S. S., BOLZAN, C. M., GUILHERME, J. R., PRIMEL, E.G. ESTUDO DE MÉTODO MULTIRRESÍDUO PARA EXTRAÇÃO DE AGROTÓXICOS EM AMOSTRAS DE SOLO EMPREGANDO QUECHERS E DETERMINAÇÃO POR LC-MS/MS In: XI Mostra da Produção Universitária - XXI Congresso de Iniciação Científica, 2012, Rio Grande.

Escarrone, Ana L. V., CALDAS, S. S., GUILHERME, J. R., ARIAS, J. L. O., COSTA, P. G., MENEGHETTI, V. L., AMARAL, J. S., FAGUNDES, C. A. A., PRIMEL, E.G. ESTUDO DE MÉTODO PARA DETERMINAÇÃO DE HIDROCARBONETOS POLICÍCLICOS AROMÁTICOS EM GRÃOS DE ARROZ POR QUECHERS E GC-MS In: Congresso Latino-Americano de Cromatografia e Técnicas Relacionadas (COLACRO XIV), 2012, Florianópolis.

CERQUEIRA, M. B. R., GUILHERME, J. R., CALDAS, S. S., CARDOSO, L. V., PRIMEL, E.G. ESTUDO DO MÉTODO QUECHERS E LC-ESI-MS/MS NA EXTRAÇÃO DE AGROTÓXICOS, FÁRMACOS E PCPS EM LODO DE ESTAÇÃO DE TRATAMENTO DE ÁGUA In: XI Mostra de Produção Universitária - XIV

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Encontro de Pós Graduação, 2012, Rio Grande.

CERQUEIRA, M. B. R., GUILHERME, J. R., ARIAS, J. L. O., MELLO, L. L., CARDOSO, L. V., CALDAS, S. S., PRIMEL, E.G. ESTUDO DO MÉTODO

QUECHERS E LC-ESI-MS/MS NA EXTRAÇÃO DE AGROTÓXICOS, FÁRMACOS E PCPS EM LODO DE ESTAÇÃO DE TRATAMENTO DE ÁGUA In: Congresso Latino-Americano de Cromatografia e Técnicas Relacionadas (COLACRO XIV), 2012, Florianópolis.

COSTA, F. P., GUILHERME, J. R., SILVEIRA, M. A. K., GUIMARAES, B. S., CALDAS, S. S., PRIMEL, E. G. ESTUDO DO MÉTODO QUECHERS PARA

DETERMINAÇÃO MULTIRRESÍDUO DE AGROTÓXICOS EM PÊSSEGO EM CALDA In: Congresso Latino-Americano de Cromatografia e Técnicas Relacionadas (COLACRO XIV), 2012, Florianópolis.

ARIAS, J. L. O., BOLZAN, C. M., GUILHERME, J. R., CARDOSO, L. V., ESCARRONE, A. L. V., CALDAS, S. S., PRIMEL, E.G. Extração de agrotóxicos em amostras de solo empregando QuEChERS e determinação por LC-MS/MS In: XIX Encontro de Química da Região Sul, 2012, Tubarão

ARIAS, J. L. O., BOLZAN, C. M., GUILHERME, J. R., CARDOSO, L. V., ESCARRONE, A. L. V., CALDAS, S. S., PRIMEL, E.G. Extração de agrotóxicos em amostras de solo empregando QuEChERS e determinação por LC-MS/MS In: XIX Encontro de Química da Região Sul, 2012, Tubarão.

ARAUJO, G. A., CALDAS, S. S., COSTA, P. G., PRIMEL, E.G., FILLMANN, G.

MONITORAMENTO ATMOSFÉRICO DE POLUENTES ORGÂNICOS PERSISTENTES (POPS) ATRAVÉS DE AMOSTRADORES ATMOSFÉRCIOS PASSIVOS (PAS) In: Congresso Latino-Americano de Cromatografia e Técnicas Relacionadas (COLACRO XIV), 2012, Florianópolis.

GUILHERME, J. R., SILVEIRA, M. A. K., COSTA, F. P., GUIMARAES, B. S., SOARES, B. M., CERQUEIRA, M. B. R., CALDAS, S. S., PRIMEL, E.G.

OTIMIZAÇÃO DE MÉTODO PARA DETERMINAÇÃO DE PPCPS EM ÁGUA EMPREGANDO SPE E LC-ESI-MS/MS In: Congresso Latino-Americano de Cromatografia e Técnicas Relacionadas (COLACRO XIV), 2012, Florianópolis.

DESENVOLVIMENTO DE MÉTODOS BASEADOS NA DLLME COM ... · 5.7 Comparação da SD-DLLME proposta com...

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