Diagnóstico Parasitológico de Fezes

Prof. Magno Augusto Zaza Borges

Esta apostila é a compilação de várias fontes, mas a maior parte está disponível nos sites do CDC (Centro de Controle de Doenças dos EUA) e da OMS (Organização Mundial da Saúde).

Exame parasitológico de fezes

A maioria dos parasitos intestinais é diagnosticada pelo exame de fezes. Os estágios

usuais de diagnóstico são ovos e larvas de helmintos e os cistos, trofozoítos e oocistos

dos protozoários.

A identificação segura e correta de um parasito depende de bons critérios morfológicos,

que dependem de uma colheita bem feita e de uma boa preservação dos espécimes

fecais.

O bolo fecal normal é composto quase exclusivamente de fezes, mas em certas

situações pode conter sangue e muco, ou ter uma considerável quantidade de tecido

morto. Estas características evidenciam uma infecção parasitária, que pode ou não ser

confirmada pelo exame de fezes. Por isso o exame macroscópico deve sempre proceder

ao microscópico.

Colheita

Cada amostra deve conter no mínimo as seguintes informações: nome do paciente,

idade, sexo, número de identificação, nome do médico, data e horário de coleta.

O recipiente deve ser limpo e seco, com a boca larga, de capacidade aproximada de

250ml para que possa conter uma amostra significativa e que tenha vedação hermética.

As fezes devem ser colhidas diretamente no frasco, ou em urinol, ou ainda em jornal ou

papel limpo e transferidas diretamente para o recipiente.

20 a 40 gramas de fezes bem formadas ou 5 a 6 colheres de sopa de fezes líquidas são

suficientes para exames de rotina

Fezes obtidas de vaso sanitário não podem ser aproveitadas, porque a água e a urina

poderiam destruir as formas trofozoíticas.

Fezes excretadas no solo não podem ser aproveitadas, porque larvas de vida livre e

outros contaminantes do solo poderiam confundir o diagnóstico (principalmente

veterinário).

Fezes pastosas e mucosas são indicadas para a preparação de esfregaços corados e as

formadas são empregadas em técnicas de concentração.

Os recipientes com amostras fecais de pacientes com AIDS devem ser protegidos por

um invólucro de plástico e identificados com etiqueta vermelha ou HIV positivo.

Estabilidade das amostras fecais

Os trofozoítos de protozoários não se multiplicam nem encistam fora do corpo humano,

eles morrem e se degeneram após a passagem.

O tempo recomendado para amostras líquidas é 30 minutos, enquanto das amostras

pastosas é o de uma hora após a evacuação. Fezes formadas podem (quando não se

procurar trofozoítas) podem ser examinadas após um dia. Neste caso, uma parte da

amostra deve ser refrigerada e a outra parte deve ser preservada.

Preservação

Para preservar a morfologia dos protozoários e prevenir um contínuo desenvolvimento

de alguns ovos e larvas de helmintos, as amostras fecais que não forem entregues no

laboratório imediatamente após a passagem deverão ser fixadas.

A preservação temporária poderá ser feita através da refrigeração (3-5oC) em recipiente

herméticamente fechado para evitar a dessecação. Nesta temperatura os ovos, as

larvas e cistos mantêm-se viáveis por vários dias.

A preservação permanente de trofozoítos, cistos, ovos e larvas é realizada através de

fixadores:

a) Formol 5% e 10%

Utilizado para protozoários e helmintos, embora não seja recomendada para fixação de

trofozoítos.

A concentração de 5% é indicada para protozoários e a de 10% para helmintos.

Preparo da solução:

Solução de Formol a 5 e 10% (v/v)

Formaldeído 37-40%* 5 ml 10 ml

Água destilada 95 ml 90 ml

* O formaldeído comercial apresenta uma concentração de 37-40% de HCHO, embora para

a diluição se considere 100%.

Preservação da amostra:

o Misturar uma porção de fezes em três volumes de solução de formaldeído.

o A solução aquosa de formol só permite o exame a fresco.

a) Fixador de Schaudinn

Usado na preservação de fezes frescas ou amostras da superfície da mucosa intestinal.

Esta solução fixadora é usada para a preparação de esfregaços permanentes corados

para demonstração de protozoários intestinais.

Preparo da solução:2

1. Solução aquosa saturada de cloreto de mercúrio II

Cloreto de mercúrio II 110g

Água destilada 1.000 ml

2. Solução estoque

Solução aquosa saturada de cloreto de

mercúrio II

600 ml

Álcool etílico a 95% 300 ml

Glicerina 15 ml

3. Solução fixadora*

Solução estoque 100 ml

Ácido acético glacial 5 ml

* adicionar o ácido acético glacial imediatamente antes do uso.

Esfregaços devem ser preparados com amostras fecais frescas. Após a preparação,

mergulhar as lâminas durante 30 minutos no fixador. Terminada a fixação, os

esfregaços podem ser corados, montados e examinados.

Os esfregaços fixados pelo Schaudinn apresentam excelentes resultados de coloração

quando corados pela hematoxilina-férrica ou pelo tricrômico.

c) Solução mertiolato-iodo-formaldeído (MIF)

Este método permite obter ao mesmo tempo a preservação e a coloração de quase

todos os estágios dos protozoários, de ovos e larvas de helmintos que se encontram nas

fezes.

Este procedimento também permite o exame direto a fresco do material fecal ou depois

de várias semanas, sem a necessidade de outra coloração.

O corante-fixador MIF é composto por duas soluções estoques mantidas separadamente

em frascos de âmbar e misturadas imediatamente antes do uso.

Este método é indicado para trabalhos de campo.

Blagg et al. (1995) mostraram que o exame do sedimento resultante da centrifugação

do material fecal preservado pelo MIF apresenta melhores resultados do que o exame

direto a fresco na pesquisa de protozoários e ovos de helmintos intestinais.

Preparo da solução

1. Solução I (Solução estoque MF, estável)

Glicerina 2 ml

Formaldeído 37-40% 10 ml

Tintura de mertiolato 1:1.000 (pode ser

substituído por igual volume de

80 ml

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mercurocromo a 0,2%)

Água destilada 100 ml

2. Solução II (solução de iodo de lugol)*

Iodo, forma cristalina (I2) 5g

Iodeto de Potássio (forma cristalina) (KI) 10g

Água destilada 100 ml

* O iodeto de potássio é dissolvido em água e o iodo é adicionado lentamente com agitação

até a sua completa dissolução. Filtrar e manter a solução em frasco âmbar.

Preservação da amostra:

o Misturar 9,4 ml da solução I com 0,6 ml da solução II, imediatamente antes do

uso, pois o iodo causa uma densa precipitação, impedindo uma boa coloração

dos protozoários. Misturar, vigorosamente, uma parte de fezes frescas, para

duas a três partes da solução de MIF.

Segurança

Profissionais de saúde que trabalham com exames de fezes, enfrentam muitos riscos

potenciais, como a ingestão de ovos e cistos, penetração de larvas infectantes na pele e

infecção por patógenos encontrados nas fezes e fluídos biológicos. Estes riscos podem ser

minimizados com a adoção de cuidados comuns, bem como práticas padrões em

laboratórios microbiológicos (Biosegurança nível 2). Estas incluem:

Utilizar avental, luvas e óculos protetores quando processando as amostras;

Não comer, beber, fumar, aplicar cosméticos ou manipular lentes de contato no

laboratório;

Descontaminar a bancada de trabalho pelo menos uma vez por dia, ou depois de

manipular qualquer material potencialmente infectante;

Se estiver com cortes ou abrasões na pele das mãos, cobri-los com bandagem

adesiva;

Remova as luvas e lave as mãos sempre que completar uma tarefa envolvendo

material fecal

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QUADRO COMPARATIVO DOS FIXADORES PARA EXAMES DE FEZES

Fixador Vantagens Desvantagens

Formol 10% Fácil de preparar;

Boa preservação da morfologia

de ovos de helmintos, larvas e

cistos de protozoários;

Apropriado para procedimentos

de concentração;

Compatível com kits de

imunoensaio (Elisa).

Inadequado para preservação

de trofozoítos;

Pode interferir como PCR,

especialmente depois de muito

tempo de fixação.

Schaudinn Boa preservação de cistos e

trofozoítos de protozoários;

Fácil preparação para lâminas

permanentes.

Inadequado para métodos de

concentração;

Contém mercúrio, que é tóxico;

Inadequado para a preservação

de ovos e larvas de helmintos.

MIF Além de fixador, é corante;

Fácil preparo;

Útil em trabalhos de campo;

Adequado para os métodos de

concentração.

Inadequado para a preservação

da morfologia de trofozoítos de

protozoários.

O iodeto interfere com outros

métodos de coloração;

O iodeto pode causar distorção

em protozoários.

Métodos e técnicas

As fezes devem ser distribuídas

no laboratório quanto a sua

consistência. O material fecal

líquido ou pastoso deve ser

observado primeiro, sendo

seguido dos espécimes semi-

formados e formados.

Observação macroscópica:

Examinar e revolver como bastão

de vidro todo o material fecal

evacuado.

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Anotar as características observadas e coletar vermes adultos e proglotes de tênias.

Exame microscópico

Exame direto á fresco

A lâmina é montada diretamente do material fecal. Utilizado para pesquisa de cistos de

protozoários e ovos de helmintos. método pouco sensível e só apresenta resultados

positivos em infecções massivas. Procedimento: Misturar um pouco das fezes

(menos que a cabeça de um palito de fósforo), adicionar uma gota de solução salina

e de lugol se necessário. Colocar a lamínula e observar direto ao microscópio em

aumento de 100X e 400X.

Métodos de concentração

Método de Hoffmann, Pons e Janer - HPJ. (Sedimentação espontânea)

Utilizado na pesquisa de cistos de protozoários e ovos de helmintos.

1. Dissolver cerca de 10g de fezes em 10 ml de H2O em frasco pequeno (béquer)

2. Filtrar em gaze dobrada em quatro, utilizando um cálice de sedimentação

3. Lavar o frasco 2X despejando a água na gaze

4. Completar o cálice com água e homogenizar com bastão de vidro.

5. Deixar em repouso de 2 a 24 horas.

6. Com uma pipeta tampada, retirar uma amostra do fundo do vértice do cálice,

destampando a pipeta após emergí-la, para não revolver o sedimento. Na ausência de

pipetas pode se usar canudos plásticos.

7. Examinar ao microscópio, adicionando uma gota da solução de lugol se

necessário.

Método de Kato

1. Colocar 60 a 70 mg de fezes em uma lâmina de microscopia.

2. Cobrir as fezes com celofane embebido em solução aquosa de verde de malaquita a

3%, após a remoção do excesso do corante.

3. Comprimir a lamínula, com uma folha de papel absorvente, e espalhar o material com

uniformidade até as margens da cobertura de celofane. Examinar ao microscópio.

Método de Willis

1. Diluir 5g de fezes num béquer com solução saturada de açúcar ou sal (NaCl).

2. Filtrar em gaze dobrada em quatro em um frasco (vidro tipo “Snap-cap”) e completar

com a solução saturada de NaCl até formar um menisco convexo na boca do frasco.

Colocar na boca do frasco uma lâmina, que deverá estar em contato com o líquido.

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3. Deixar em repouso por 5 minutos.

4. Retirar rapidamente a lâmina voltando para cima a parte molhada.

5. Cobrir com lamínula, levar ao microscópio e examinar com a objetiva de 10x e/ou de

40x (pode-se ou não corar pelo lugol).

Método de Blagg ou sedimentação por centrifugação

1. Coletar as fezes recém-emitidas em liquido conservador MIF.

2. Homogenizar bem.

3. Filtrar a suspensão em gaze cirúrgica dobrada em quatro, num copo plástico

descartável

4. Transferir 1 a 2 ml do filtrado para um tubo cônico de centrifugação, com capacidade

de 15 ml.

5. Acrescentar 4 a 5 ml de éter sulfúrico e agitar vigorosamente (importante para

desengordurar o material)

6. Centrifugar por 1 minuto a 1500 rpm.

7. Com auxílio de um bastão, descolar a camada de detritos da parede do tubo.

8. Inverter o tubo para desprezar o líquido, mantendo-o com a boca voltada para baixo,

até limpar as paredes do mesmo, utilizando um bastão de vidro com um algodão na

extremidade.

9. Acrescentar ao sedimento gotas de salina ou lugol.

10.Inverter o tubo em uma lâmina, deixando escoar todo o sedimento. Se a quantidade

de sedimento for excessiva, utilizar uma pipeta para coleta-lo e preparar as lâminas.

11.Cobrir com lamínula e examinar ao microscópio.

12.Obs: existe no mercado o “Coprotest”, um processo simplificado e seguro e

sedimentação por centrifugação. Consiste no seguinte:

13.O paciente compra em farmácia o recipiente do Coprotest, o qual já vem com

conservador (formol 10%); coloca as fezes no recipiente, fecha o frasco e agita por

dois minutos para homogeneizar, enviando em seguida o frasco para o laboratório.

O laboratorista recolhe a amostra em um tubo de centrífuga, acrescenta 3ml de

acetato de etila ou éter, agita e centrifuga por três minutos; despreza os detritos e o

líquido sobrenadante e examina ao microscópio.

Método de Faust – (Centrífugo-flutuação)

Utilizado na pesquisa de cistos de protozoários e ovos de helmintos.

1. Dissolver cerca de 5g de fezes em 10ml de água e filtrar em gaze dobrada em

quatro.

2. Depositar o material em tubo cônico de centrífuga e centrifugar a 1500 rpm por 2

minutos.

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3. Desprezar o sobrenadante e ressuspender novamente em 10 ml de água.

4. Repetir os passos 2 e 3 até que o sobrenadante apresente-se claro.

5. Adicionar 10 ml de sulfato de zinco (ZnSO2) 33 %, densidade 1.180, homogenizar e

centrifugar a 1500 rpm por 2’.

6. Recolher com alça de platina a película superficial, adicionar uma gota da solução de

lugol e observar ao microscópio.

Métodos de recuperação de larvas

Coprocultura:

Misturar partes iguais de fezes e vermiculita ou carvão triturado em grãos pequeno

(tamanho de arroz) em uma placa de Petri ou copo plástico;

Umedecer ligeiramente (mantendo úmido nos dias seguintes);

Deixar a mistura descansando á uma temperatura de 25oC;

Dois a 5 dias após, recolher as larvas pelo método de Baermann-Moraes.

Método de Baermann-Moraes

Tomar 8 a 10g de fezes ou material de coprocultura.

Colocar numa gaze dobrada em quatro ou tela de náilon, formando uma pequena

“trouxa”.

Colocar o material assim preparado sobre um funil de vidro, contendo um tubo de

borracha com um tubo de vidro, conectado em sua extremidade inferior;

Adicionar ao funil água aquecida (45oC) em quantidade suficiente para entrar em

contato com as fezes;

Deixar uma hora em repouso;

As larvas vivas presentes vão migrar para o tubo na parte inferior do tubo de

borracha.

Derramar o líquido presente neste tubo em uma placa de petri e observar as larvas

presentes ao microscópio, coradas com lugol.

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Quadro comparativo com as principais características dos parasitos mais comuns

encontrados em exames de fezes humanas

Parasito Foto Características

Protistas

Trofozoíto de Entamoeba histolytica

12-60 µ, assimétrico, um núcleo esférico e

com cariossoma central.

Trofozoíto de

Entamoeba

histolytica

Esférico, 10-20 µ, 4 núcleos com cariossoma

central e delicada cromatina periférica.

Alguns cistos podem apresentar cromátides.

Trofozoíto de

Giardia lamblia

9-21x5-15 µ, com formato de pêra, movies,

com inúmeros flagelos, com dois núcleos

centrais característicos.

Cisto de

Giardia lambliaOval, 8-12 µ de comprimento e 7-10 µ de largura. Dois núcleos, que tendem a se posicionar fora do centro da célula. Um espaço claro entre a parede celular e o citoplasma.

Cistos de

Entamoeba coli10-35 µ, normalmente esférico, contém 8 ou mais cistos (nem sempre todos são vistos). Cariossoma excêntrico, cromatina periférica grosseira e irregular. Raramente apresentam cromátides.

Helmintos - Nematoda

Ovos férteis de

Ascaris

(Família Ascarididae)

60x45 µ, Arredondado ou ovóide, com uma casca espessa. Coberto com uma camada espessa e irregular chamada camada mamilonada. Normalmente de cor marrom.

Ovo decorticado de

Ascaris

Perdeu a camada mamilonada. As outras

características são as mesmas do ovo fértil.

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Ovos férteis de

Ascaris

(Família Ascarididae)

60x45 µ, Arredondado ou ovóide, com uma casca espessa. Coberto com uma camada espessa e irregular chamada camada mamilonada. Normalmente de cor marrom.

Ovo decorticado de

Ascaris

Perdeu a camada mamilonada. As outras

características são as mesmas do ovo fértil.

Ovo infértil de

Ascaris90x40 µ, alongado, casca mais fina e material interno formado por uma massa de glóbulos.

Ovos de

Ancilostomídeos

(Família

Ancilostomidae)

Oval, elipsóide, 60x40 µ. Casca muito fina e transparente. Podem apresentar uma mórula (esq) ou podem estar larvados (dir).

Ovos de Enterobius

(Família Oxyuridae)55x26 µ, Alongado, no formato de um “D” ao contrário. Casca fina e regular. São normalmente encontrados larvados.

Ovos de

Trichuris trichiura54-22 µ, alongado, em forma de barril, com opérculo polar.

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Helmintos - Plathyhelminthes

Ovos de Taenia Ovos redondos ou sub-esféricos, com diâmetro de 31 to 43 µm, com uma espessa casca radialmente estriada, normalmente de cor marrom. Dentro de cada ovo há um embrião (oncosfera) com 6 ganchos.

Ovos de

Hymenolepis

Ovos arredondados ou um pouco ovais,

medindo 60 to 80 µm, com uma membrana

interna estriada e uma membrane externa

fina, com um grande espaço entre elas.

Possui uma oncosfera com 6 ganchos.

Ovos de

Schistosoma

mansoni

Ovos grandes (114 a 180 µm) com um

espinho lateral proeminente na sua porção

final. Sua extremidade inicial é suavemente

encurvada. Quando maduro contém um

miracídio em seu interior.

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