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AS ATIVIDADES DAS ENZIMAS NA DECOMPOSIÇÃO DA MATÉRIA ORGÂNICA PARTICULADA EM AMBIENTES AQUÁTICOS CONTINENTAIS

Marcela Bianchessi da Cunha-Santino1*, Luciana Sciessere1 & Irineu Bianchini Júnior2 1Programa de Pós-Graduação em Ecologia e Recursos Naturais, Universidade Federal de São Carlos, Rodovia Washington Luis, km 235, CEP 13565-905, Caixa Postal 676. São Carlos, SP, Brasil. 2Universidade Federal de São Carlos, Departamento de Hidrobiologia, Rodovia Washington Luis, km 235, CEP 13565-905, Caixa Postal 676. São Carlos, SP, Brasil.*E-mail: pmbc@iris.ufscar.br

RESUMOEsta revisão teve por objetivo analisar a dinâmica da matéria orgânica particulada (MOP) refratária (prove-

niente da decomposição de macrófi tas aquáticas e de resíduos lignocelulósicos) e das enzimas associadas a esse processo. As transformações da MOP que ocorrem através do metabolismo osmotrófi co dos microrga-nismos heterotrófi cos, tanto de ambientes lóticos quanto lênticos, são fundamentais para a dinâmica dos ciclos de carbono, de nutrientes e para o fl uxo de energia dos ecossistemas aquáticos. A MOP é formada principal-mente por compostos lignocelulósicos, que se dividem em celulose, lignina e hemicelulose. Esses compostos são degradados por enzimas hidrolíticas específi cas que transformam a MOP em compostos menores para que possam ser incorporados pelos organismos heterotrófi cos (fungos e bactérias) responsáveis pela ciclagem da matéria em ambientes aquáticos.Palavras-chave: Enzimas, macrófi tas aquáticas, decomposição, matéria orgânica particulada.

ABSTRACTTHE ACTIVITIES OF ENZYMES ON DECOMPOSITION OF REFRACTORY ORGANIC

MATTER IN THE FRESHWATER SYSTEMS. The present review aimed at analyzing the dynamics of refractory particulate organic matter (POM) of the decomposition of aquatic macrophytes plants and lignocellulosic residues, and of enzymes associated with this process. The chemical changes to POM by the osmotrophic metabolism of heterotrophic microorganisms in lentic and lotic environments are paramount to carbon and nutrients cycles dynamics and also to general energy flow in aquatic ecosystems. POM is chiefly made of lignocellulosic compounds: cellulose, lignin, and hemicellulose. These substances are degraded by specific hydrolytic enzymes that break POM into smaller molecules that can be incorporated by the heterotrophic organisms – fungi and bacteria – responsible for recycling matter in aquatic environments.Keywords: Enzymes, aquatic macrophytes, decomposition, particulate organic matter.

EVOLUÇÃO DOS ESTUDOS SOBRE ENZIMAS EM AMBIENTES AQUÁTICOS

A descoberta das enzimas reporta-se ao início do século XIX; a partir desse período, estudos sobre os mecanismos e as cinéticas das catálises enzimáticas foram elaborados por vários pesquisadores (Tabela I), sendo objetos de várias investigações até os dias atuais. De acordo com revisão realizada por Insam (2001), em relação aos mecanismos de hidrólise enzimática da matéria orgânica do solo, a presença e atuação de enzimas estão muito bem estabelecidas; porém, os

papéis destes catalisadores em ambientes aquáticos têm sido pouco explorados, à exceção da fosfatase, cujos estudos datam das décadas de 60 e 70 (ex. Reichardt et al. 1967). Dentre os trabalhos pioneiros sobre o papel das enzimas em ambientes aquáticos, destacam-se o de Hollibaugh & Azam (1983), que enfocaram a degradação microbiológica de proteínas dissolvidas em ambientes marinhos. Hoppe (1983) descreveu o signifi cado das atividades de ectoenzimas em águas salobras e Chróst et al. (1986) realizaram um estudo sobre a degradação enzimática da matéria orgânica em um lago eutrofi zado.

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Tabela I. Cronologia dos estudos sobre enzimas, com ênfase nos ecossistemas aquáticos.Table I. Chronological table of published studies about enzymes with emphasis on aquatic ecosystems.

Período / Ano Pesquisador Descrição do estudo Referência

Início do século XIX Reconhecimento de alguma forma de catálise em sistemas biológicos. a

1850 Pasteur Reconhecimento do processo de fermentação do açúcar em álcool. a

1878 Kühne Denominou o termo enzimas somente para células vivas. b

Entre 1892 e 1902 Brown Descobriu que as reações enzimáticas não seguiam uma cinética de segunda ordem. c

1897 Büchner Extraiu enzimas na forma ativa por prensagem de células de levedura. b

1903 Henri Teorizou que as enzimas catalisavam reações formando um complexo com o substrato. c

1906 Fermi Observou as enzimas proteolíticas em águas estagnadas. d

Início do século XX Fischer Primeiros estudos sistemáticos da especifi cidade enzimática. a

Década seguinte Michaelis e Menten Estudos sobre cinética enzimática. c

1925 Briggs e Haldane Utilizaram o conceito de steady-state e derivaram a mesma equação que Michaelis e Menten. c

1925 Harvey Presença de catalases e oxidases na água do mar. d

1927 Summer Descobrimento de que as enzimas cristalizadas eram proteínas. a

Década de 30 Northrop e colaboradores Reconhecimento de que enzimas eram proteínas. a

1934 KrepsAssumiu que as enzimas extracelulares originárias de bactérias e de plantas e animais marinhos estavam presentes na água do mar

d

1938 Steiner Mostrou que a fosfatase era excretada a partir do zooplâncton. d

1957 VallentyneReconhecimento de que as enzimas livres são importantes para as transformações químicas nos ambientes aquáticos.

e

Últimos anos da

década de 50

Conhecimento básico sobre tipos e mecanismos de reação enzimática para a realização de uma classifi cação das enzimas.

f

1959Overbeck

Durante o 14o Encontro da Societas Internationalis Limnologiae demonstrou interesse em estudar o metabolismo da fosfatase.

d

1961 International Union of Biochemistry (IUB) Sistema de nomenclatura para as enzimas. f

aLehninger (1993), bBobbio & Bobbio (1992), cBrezonik (1994), dOverbeck (1991), eVallentyne (1957) e fRodwell (1968)

A partir da década de 80 (século XX), devido ao desenvolvimento de inúmeros trabalhos sobre a degra-dação enzimática da matéria orgânica (coluna d’água e sedimentos lacustres; ecofi siologia de algas e bactérias; eutrofi zação; biogeoquímica; ciclagem de nutrientes de águas marinhas e continentais) foi realizado por Jürgen Overbeck, Uwe Münster e Ryszard J. Chróst, em julho de 1989, o Primeiro Workshop sobre Enzimas em Ambientes Aquáticos. Este encontro teve o intuito de discutir padronizações e aspectos (teóricos e práticos) relevantes ao estudo da degradação microbiana (em nível enzimático) em ambientes aquáticos. Foram discutidos

os métodos experimentais de avaliação da atividade enzimática, regulação da síntese de enzimas, padrões de distribuição de enzimas na coluna d’água e no sedi-mento, papel das enzimas no metabolismo microbiano e o signifi cado ecológico das enzimas em ambientes aquáticos. Após essa reunião, Chróst (1991) publicou um livro sobre as ectoenzimas e sua importância em ambientes aquáticos. Nesta mesma época, Overbeck (1991) realizou uma compilação dos primeiros estudos sobre a presença de enzimas ecto e extracelulares em ambientes aquáticos; neste trabalho o autor relata seu antigo interesse (desde 1961) sobre as fosfatases.

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Os avanços nas pesquisas durante a década de 90 sobre metabolismo enzimático deram origem a inúmeras contribuições científi cas. Atualmente, muitos trabalhos sobre a atuação das enzimas na regulação da ciclagem da matéria orgânica, tanto dissolvida, quanto particulada, vêem sendo desen-volvidos em ambientes aquáticos das regiões tempe-radas (Jackson et al. 1995, Sinsabaugh et al. 1997, Moorhead & Sinsabaugh 2000, Shackle et al. 2000, Siuda & Chróst 2002, Chróst & Siuda 2006), região ártica (Federle & Vestal 1980) e região mediterrânea (Alvarez & Guerrero 2000, Fioretto et al. 2000, Caruso et al. 2005) sendo escassas as informações para os ambientes aquáticos tropicais (Rejmánková & Sirová 2007) e subtropicais. No Brasil, os estudos com enzimas em ambientes aquáticos são raros: fosfatase (Rugani 1992, Panosso & Esteves 1999, Panosso & Esteves 2000, Panosso 2001), glicosidases (Colombo & Vieira et al. 2004), xilanase (Romeiro 2005) e celu-lase (Cunha-Santino & Bianchini Jr. 2007).

DECOMPOSIÇÃO DA MATÉRIA ORGÂNICA PARTICULADA REFRATÁRIA: ATIVIDADE ENZIMÁTICA

Nos ecossistemas continentais lênticos, dependendo das condições hidráulicas, da insolação, da ação do vento, da temperatura e das concentrações de nutrientes (da água e do sedimento), as zonas litorâneas podem ser colonizadas por diferentes espécies de macrófi tas aquá-ticas (ex. emersas, submersas, folha fl utuante). Nesse ambientes, a produtividade freqüentemente elevada das macrófi tas (Asaeda et al. 2000, Best et al. 2001) faz com que após a senectude, estas se tornem importantes fontes autóctones de matéria orgânica, mediando, dessa forma, a transferência de carbono e de nutrientes para a comunidade heterotrófi ca. Nos ambientes lóticos, em geral, a principal entrada de matéria orgânica é alóctone, sendo representada por folhas e galhos provenientes da vegetação adjacente.

Os detritos podem ser defi nidos como todo mate-rial orgânico não utilizado de forma predatória em qualquer nível trófi co, incluindo ingestão, excreção e secreção, ou como a entrada de carbono orgânico de fontes externas ao ecossistema (Wetzel 1990). Os detritos podem ser encontrados em duas formas distintas: (i) matéria orgânica dissolvida (MOD) e (ii) matéria orgânica particulada (MOP).

As transformações bioquímicas dos detritos (MOD e MOP) de origem vegetal que ocorrem através do metabolismo osmotrófi co dos microrganismos hete-rotrófi cos, tanto de ambientes lóticos quanto lênticos, são fundamentais para a dinâmica dos ciclos de carbono, de nutrientes e para o fl uxo de energia dos ecossistemas aquáticos (Wetzel 1995). Os metabo-lismos associados com a MOP e a MOD fornecem a energia necessária para a operação e a estabilidade metabólica de todo o ecossistema (Wetzel 1990). A decomposição da matéria orgânica pode ser tratada em vários níveis de resolução, isto é, como um processo sistêmico, como um evento da dinâmica da comuni-dade sapróbia, como conseqüência da fi siologia dos microrganismos ou como um processo bioquímico mediado por enzimas (Moorhead et al. 1996).

Sendo a decomposição microbiana da matéria orgânica um processo enzimático, os organismos capazes de degradá-la produzem um conjunto de enzimas envolvidas na hidrólise dos compostos orgâ-nicos. Estes complexos enzimáticos dependem, em termos quantitativos e qualitativos, da disponibilidade de nutrientes e das populações que crescem sob deter-minadas condições ambientais (Chróst et al. 1986) e de suas interações (Mille-Lindblom & Tranvik 2003, Mille-Lindblom 2005). O processo de decomposição envolve a hidrólise enzimática dos compostos de alto peso molecular. Este processo interfere diretamente nas taxas totais de perda de massa (Meyer-Reil 1987), pois produz um fl uxo de substratos assimiláveis para os diferentes tipos de organismos heterotrófi cos (Billen 1982). As taxas de decomposição de detritos orgânicos podem ser incrementadas pela produtivi-dade algal, nesse contexto, os processos fotossinté-ticos podem interferir nas condições de oxi-redução e acidez do meio, criando condições favoráveis e incrementando as atividades das enzimas oxidativas e hidrolíticas. Conseqüentemente, as atividades dos fotoautotrófi cos podem estimular os fl uxos de carbono orgânico em córregos pela criação de condições favo-ráveis para a decomposição de detritos tanto particu-lados quanto dissolvidos (Rier et al. 2007).

A partir de uma revisão sobre a atuação das enzimas em ambientes aquáticos, Chróst (1990) propôs a deno-minação de ectoenzimas, para qualquer enzima que é secretada e atravessa ativamente a membrana cito-plasmática e permanece associada ao seu produtor. Também sugeriu este termo para se referir às enzimas

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aderidas à superfície celular que irão reagir com subs-tratos poliméricos externos à célula. Segundo Chróst & Siuda (2002) as enzimas extracelulares são encon-tradas dissolvidas na água ou adsorvidas a superfí-cies (ex. partículas de detritos orgânicos, minerais em suspensão e complexos húmicos) e são liberadas depois da lise celular viral, da pastagem dos proto-zoários sobre as bactérias e do zooplâncton sobre o fi toplâncton ou mesmo por injúria celular.

A etapa de hidrólise das substâncias de alto peso molecular é realizada principalmente através da ação de enzimas que operam externamente às células microbianas, já que os compostos de alto peso molecular não são, normalmente, absorvidos pelos microrganismos (Billen 1982). Desta forma, parte da decomposição da matéria orgânica pode ser enten-dida como a conversão de compostos de alto peso em substâncias mais simples, com baixo peso mole-cular. Este processo ocorre, principalmente, através de mecanismos enzimáticos; fi nalizando as transfor-mações dos substratos orgânicos em biomassa micro-biana, compostos orgânicos intermediários, elementos minerais e energia. As atividades das ectoenzimas se constituem em um fator limitante para a aquisição de carbono pelos organismos heterotrófi cos. As sínteses destas enzimas são controladas, em nível de trans-crição, por mecanismos de indução ou depressão, que por sua vez, estão ligados à disponibilidade de nutrientes do ambiente aquático (Chróst 1991). Uma extensa revisão sobre enzimas microbianas em águas lacustres (Chróst & Siuda 2002) pode ser encontrada no livro “Enzymes in the Environment - Activity, Ecology and Application”, editado por Burns & Dick em 2002.

As enzimas mais atuantes na decomposição de plantas aquáticas são as diretamente envolvidas na degradação dos compostos lignocelulósicos (Sinsa-baugh et al. 1997, Sinsabaugh et al. 2002). Do ponto de vista químico, os compostos lignocelulósicos resultam da combinação de dois polímeros lineares, a celulose e a hemicelulose e um polímero não-linear, a lignina, que são unidos por forças não covalentes e ligação cruzada covalente (Pérez et al. 2002). Detritos ricos em tais compostos representam uma fonte signi-fi cativa de carbono orgânico particulado refratário em ecossistemas aquáticos (Hodson et al. 1984, Benner et al. 1986). Os polímeros orgânicos (ex. compostos lignocelulósicos) são hidrolisados e os oligômeros ou

os monômeros produzidos são metabolizados, tanto na presença quanto na ausência de oxigênio (Chróst 1991). A disponibilidade dos aceptores de elétrons irá determinar, por sua vez, as rotas metabólicas pelas quais os compostos serão processados (Schlegel 1975) e conseqüentemente, os tipos de produtos fi nais (ex. produtos inorgânicos). Na Tabela II apresenta-se a composição química de diferentes tipos de resíduos lignocelulósicos.

Tabela II. Percentagens da composição química de diferentes resíduos ligno-celulósicos: LG = lignina, CL = celulose (%) e HC = hemicelulose (%).Table II. Relative chemical composition (%) of different lignocellulosic residues. LG = lignin, CL = cellulose, HC = hemicellulose.

Recurso LG CL HC ReferênciaMOP fi na 10-15 45 - Ward (1986)Folhosas 18-25 45-55 24-40 Ahmed et al. (2001)Coníferas 25-35 45-50 25-35 Ahmed et al. (2001)Gramíneas 10-30 25-40 25-50 Ahmed et al. (2001)

Cerca de 50 a 80% da biomassa de plantas aquá-ticas são compostas por fi bras que apresentam uma proporção de polissacarídeos/lignina variando de 1,75:1 a 7:1 (Maccubbin & Hodson 1980, Bianchini Jr. & Toledo 1996). A proporção dos compostos ligno-celulósicos na biomassa vegetal varia com a espécie, idade, posição geográfi ca, condições de crescimento e também irá variar durante o processo de degradação pelo ataque diferencial de um conjunto de enzimas hidrolíticas, geradas por fungos e bactérias (Mans-fi eld 2005). Na Tabela III mostra-se a composição química de tecidos de sustentação de várias espécies de macrófi tas aquáticas.

A celulose é o principal composto dos resíduos lignocelulósicos, é um polímero estrutural linear formado por unidades de D-glicose. Estas moléculas são unidas por ligações glicosídicas β-(1,4); estas cadeias lineares estão unidas por pontes de hidro-gênio (Grant-Reid 1997) e por ligações de Van der Waals. É o maior constituinte da parede celular dos vegetais superiores, conferindo a rigidez aos tecidos (Beguin & Aubert 1994).

O mecanismo da degradação da celulose por fungos foi proposto por Reese et al. (1950). Nas décadas seguintes, outros estudos demonstraram a sinergia dos diversos tipos de enzima na degradação da celu-lose (Mandels & Reese 1964, Li et al. 1965, Selby & Maitland 1967, Wood & McCrae 1972). A celu-lose é hidrolisada por ectoenzimas (despolimerases) e

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Tabela III. Percentagens da composição química dos tecidos de sustentação de macrófi tas aquáticas: LC = compostos lignocelulósicos (%), CL = celu-lose (%), LG = lignina, HC = hemicelulose (%).Table III. Relative chemical composition (%) of sustaining tissues of aquatic macrophyte plants. LC = lignocellulosic compounds, CL = cellulose, HC = hemicellulose.

Táxon LC CL LG HC ReferênciaAnacharis canadenis - 22,3 - 0,8 cArundo donax - 10,1-58,0 9,4-24,4 - bBrasenia schreiberi 22,4 33,4 11,3 fCabomba caroliniana - 26,8 - - dCalla palustris - 18,3 - 0,4 cCarex lacustris - 34,2 - 17,8 cCarex stricta - 34,7 - 16,8 cCarex walteriana 84,3 - 14,5 - aCeratophyllum demersum - 27,3 - 6,7 cCeratophyllum demersum - 27,9 - - dChara vulgaris - 12,6 - 1,4 cEleocharis acicularis - 27,9 - - dEleocharis smalli - 37,4 - 16,9 cElodea densa - 29,2 - - dEichhornia crassipes 73,4 - - - gEichhornia crassipes - 42,4 12,8 42,1 hHydrotrida caroliniana - 29,5 - - dJuncus effusus 88,2 - 3,4 - eJusticia americana 25,9 - - - bLemna minor - 14,2 - 17,0 cMyriophyllum brasiliense - 20,6 - - dMyriophyllum exalbescens - 26,5 - 11,4 cMyriophyllum heterophyllum - 32,7 - - dMyriophyllum spicatum - 18,8 - - dNajas guadalupensis - 35,6 - - dNuphar variegatum - 22,3 - 3,9 cNymphaea odorata 25,8 32,3 9,3 fNymphaea tuberosa - 15,7 - 3,1 cPanicum hemitomon 75,3 - 6,4 - ePistia stratiotes 56,9 - - - gPhalaris arundinacea - 25-32 3,0-4,0 - bPotamogeton amplifolius - 27,1 - 0,6 cPotamogeton crispus - 37,2 - - dPotamogeton diversifolius - 30,9 - - dPotamogeton nodosus - 21,7 - - dPotamogeton pectinatus - 25,4 - 15,8 cPotamogeton richardsonii - 25,5 - 6,7 cRhizophora mangle 82,6 - 19,6 - aSagittaria cuneata - 26,4 - 3,9 cSagittaria rigida - 27,5 - 0,1 cSalvinia cucullata - 33,6 11,8 34,5 hSalvinia molesta 68,2 - - gSparganium eurycarpum - 37,4 - 18,9 cSparganium fl uctuans - 16,7 - 24,1 cSpartina alternifl ora 75,6 - 20,0 - aTypha angustifolia - 30,9 - 19,2 cTypha latifolia (broto) - 33,2 - - bTypha latifolia 65,5 - 5,8 - eVallisneria americana - 25,5 - 12,2 cZizania aquatica - 41,7 - 8,3 c

aBenner et al. (1985), bCompilação de Kresovich et al. (1982), cCompilação de Linn et al. (1975), dBoyd (1968), eMoran & Hodson (1989), fKozlovsky (1968), gHenry-Silva & Camargo (2002) como fração de parede celular e hBarik et al. (2000).aBenner et al. (1985), bextracted from Kresovich et al. (1982), cextracted from Linn et al. (1975), dBoyd (1968), eMoran & Hodson (1989), fKozlovsky (1968), gHenry-Silva & Camargo (2002) as a part of the cellular wall, and hBarik et al. (2000)

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durante sua degradação, algumas espécies de micror-ganismos são capazes de quebrá-la em dissacarídeos (celobiose) ou em moléculas de glicose (Tomme et al. 1995). A hidrólise enzimática da celulose depende de um complexo de três enzimas (endocelulase, exocelu-lase e β-glicosidase) que agem sinergicamente sobre o polissacarídeo (Béguin & Aubert 1994), gerando açúcares redutores de baixo peso molecular (Saddler & Khan 1980). Numa primeira etapa da degradação, a endocelulase hidrolisa ao acaso as ligações β-1,4-glicosídicas do polímero. A segunda etapa decorre da ação da exocelulase que atua sobre o fi nal da cadeia polimérica, liberando unidades de celobiose do fi nal da cadeia e por último (terceira etapa), a β-glicosidase hidrolisa a celobiose em glicose. Em comparação com a celulose, a lignina é degradada mais vagarosa-mente e, portanto, tende ao acúmulo nos sedimentos dos lagos (Colberg 1988).

Para a produção de enzimas, diferentes estratégias podem ser adotadas pelas bactérias aeróbias e anaeró-bias; de maneira geral, as aeróbias produzem enzimas individuais com diferentes módulos de aderências para diferentes confi gurações do substrato celulolítico. Estas enzimas são, geralmente, produzidas em concentrações elevadas e agem em conjunto para a hidrólise efi caz da celulose (Schwarz 2001). Por outro lado, as bactérias anaeróbias utilizam um complexo multi-enzimático (celulosoma) que opera na interface celular (Lamed & Bayer 1988). Os celulosomas são considerados efi cientes complexos enzimáticos nos quais ocorrem endo e exocelulases; ambas cooperam sinergicamente para a hidrólise da celulose (Béguin & Lemaire 1996). Ainda, em relação à degradação anaeróbia, as associa-ções simbióticas ou os consórcios também aumentam a efi ciência da degradação (Ljungdahl & Eriksson 1985). Em relação à aderência dos microrganismos ao substrato, o contato físico (por material capsular, por componentes enzimáticos aderidos às células ou por hifas penetrantes) entre os microrganismos e a celulose tem sido apontado como necessário para a indução das enzimas celulolíticas (Coughlan & Kjungdahl 1988, Coughlan & Mayer 1992).

De acordo com Sala & Güde (1999), durante a decomposição de Potamogeton pectinatus a sucessão de enzimas envolvidas na hidrólise dos carboidratos iniciou-se com a hidrólise dos compostos com baixos pesos moleculares. Com o desaparecimento dos carboidratos solúveis, iniciaram-se as hidrólises dos

polissacarídeos estruturais (celulose e hemicelulose). Verifi cou-se que as utilizações dos compostos simples são energeticamente mais favoráveis que o consumo de polímeros de alto peso molecular (Moorhead & Sinsabaugh 2000).

As atividades da celulase são normalmente avaliadas in situ, onde a técnica dos litter bags é geral-mente empregada (Jackson et al. 1995, Fioretto et al. 2000). Experimentos de decomposição realizados in situ com folhas de Carex sp em um lago ártico mostraram que a produção da celulase pelos micro-organismos foi menor que a fosfatase. As atividades de ambas as enzimas apresentaram correlação direta com a perda de massa do detrito (Federle & Vestal 1980). Experimentos realizados in vitro para avaliar a atividade da exocelulase durante a decomposição de diferentes fontes de carbono (lixiviado, matriz lignocelulósica e fragmentos integrais) provenientes de Utricularia breviscapa em diferentes temperaturas (15, 20, 25 e 30ºC) mostraram que a atividade da celulase tendeu a ocorrer mais cedo nas temperaturas mais elevadas nas incubações com matriz lignocelu-lósica e fragmentos integrais. Porém, foram menos intensas, que nas temperaturas mais baixas e nenhuma atividade foi observada nas incubações com lixiviado (Cunha-Santino & Bianchini Jr. 2007).

As celulases também podem ser isoladas de sedi-mentos anaeróbios, essas enzimas estão associadas aos microorganismos que degradam a MOP. Dife-rentes cepas (n=8) de Clostridia foram isoladas de sedimentos de ecossistemas aquáticos continentais, sendo observada nessas cepas elevada capacidade de produção de celulase (Leschine & Canale-Parola 1983).

A hemicelulose é o segundo polissacarídeo mais encontrado na natureza, representando de 20 a 35% da biomassa de lignocelulose (Saha 2003). É um polímero com peso molecular menor que a celulose, composto por D-xilose, D-manose, D-galactose, D-glucose, L-arabinose, ácidos 4-O-metil-glucou-rônico, D-galactourôrico e D-glucourônico que são ligados por ligações β-1,4 e, ocasionalmente por liga-ções glicosídicas β-1,3 (Pérez et al. 2002). Diferente-mente da celulose, a hemicelulose não é quimicamente homogênea, apresentando cadeias laterais curtas de diferentes açúcares. Quando comparados à celulose são polímeros facilmente hidrolizáveis e não formam agregados, mesmo quando estão co-cristalizados com

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cadeias de celulose. As hemiceluloses mais comuns são as xilanas, essas são encontradas principalmente em folhosas, enquanto nas coníferas são encontradas, geralmente, glucomanoses.

As xilanas de grande parte das plantas são hete-ropolissacarídeos com cadeias principais homopo-liméricas com cadeias laterais de b-D-xilopiranose. A freqüência e a composição desses compostos dependem da fonte da xilana (Saha 2003). As hemi-celuloses são degradadas em monômeros de açúcar e ácido acético e sua completa degradação requer a ação conjunta de uma variedade de enzimas hidrolí-ticas (Pérez et al. 2002). As hemicelulases são classi-fi cadas de acordo com sua ação nos diferentes subs-tratos. Uma importante distinção deve ser feita entre a 1,4-β-endoxilanase e a 1,4-β-xilano-xilosidase: a primeira gera oligossacarídeos da quebra da xilana e a segunda atua nos xilano-oligossacarídeos, produzindo xilose (Saha 2003). Além disso, a biodegradação da hemicelulose necessita de enzimas acessórias (ex. xilano esterases, esterases ferúlicas e p-cumáricas, a-l-arabinofuranosidades e a-4-O-metil glucuronosi-dases) atuando em sinergia para a hidrólise efi ciente das xilanas e manoses (Pérez et al. 2002). Uma revisão realizada por Subramaniyan & Prema (2002) registrou faixas ótimas de pH para a produção de xila-nase em fungos (de 4,0 a 7,5) e em bactérias (de 4,5 a 9,0) e alguns autores já haviam relatado atividades de xilanases de Bacillus spp. e Streptomyces viridos-porus em meios alcalinos (Blanco et al. 1999).

Dentre os organismos capazes de degradar os resíduos lignocelulósicos, os fungos ascomicetos são importantes agentes decompositores nos ambientes aquáticos, principalmente onde são acumulados detritos vegetais, como macrófi tas aquáticas e madeiras (Abdel-Raheem & Shearer 2002). Esses fungos são os principais responsáveis pela decom-posição de resíduos lignocelulósicos de origem alóctone, sobretudo em ambientes lóticos; sua ativi-dade aumenta a palatabilidade do detrito para os organismos detritívoros (Bärlocher 1992). Além dos fungos, as bactérias também atuam na degradação de hemicelulose, foram reportadas xilanases bacte-rianas em diversas espécies aeróbias e algumas bacté-rias do rúmem (Blanco et al. 1999, Kulkarni et al. 1999). Fungos aquáticos isolados por Abdel-Raheem & Shearer (2002) mostraram que grande parte das espécies apresenta a capacidade de produzir enzimas

envolvidas com a degradação da lignina. Das 30 espécies isoladas, 21 produziram polifenol-oxidase, enquanto 16 produziram tirosinases. A peroxidase e a lacase mostraram diferenças em relação ao número de espécies produtoras, de acordo com o método analí-tico utilizado na determinação dessas enzimas.

Estudos que trataram das atividades enzimáticas de Cellulomonas sp. indicaram que a formação da xilose (produto fi nal da degradação da hemicelu-lose) pode afetar as atividades celulolíticas destes organismos, sugerindo, dessa maneira, interdepen-dências entre os sistemas reguladores da celulase e da xilanase (Rodríguez et al. 1996). Experimentos de decomposição com três espécies de macrófi tas aquá-ticas (Scirpus cubensis, Cabomba furcata e Ludwigia inclinata) realizados in vitro sob condições aeróbias e anaeróbias apontaram que as atividades da xilanase foram mais elevadas durante a decomposição aeróbia que a anaeróbia. A exceção da incubação durante a degradação aeróbia de C. furcata onde não foi regis-trada nenhuma atividade da xilanase (Romeiro 2005); supôs-se que a presença de carboidratos solúveis provenientes do processo inicial de lixiviação das frações protoplasmáticas dos detritos de C. furcata tenha inibido as atividades da xilanase.

A comparação na produção de β-xilosidase durante as decomposições de MOP fi na (0.063-0.5mm) e grossa (>1mm) em duas lagoas de clima mediterrâneo mostrou que a atividade da β-xilanase foi sempre maior na degradação da MOP grossa (Alvarez & Guerreiro 2000). Fungos ascomicetos (n= 30 espécies) isolados de ambientes aquáticos conti-nentais produziram enzimas hidrolíticas em meio sólido; todas as espécies produziram enzimas celulo-líticas assim como xilanase e β-xilosidase mostrando a importância desses fungos na degradação de matéria orgânica refratária e conseqüentemente, no ciclo do carbono (Abdel-Raheem & Shearer 2002).

Estudos que avaliaram a atividade hemicelulolí-tica em hifomicetos extraídos de plantas superiores submersas no delta do Nilo (Abdel-Raheem & Ali 2004) concluíram que a grande maioria desses fungos apresentou atividade para endoxilanase e β-xilosidase. Analisando a atividade de xilanases em fungos aquá-ticos, Bucher et al. (2004) observou atividade hemi-celulolítica em 88% dos fungos avaliados, sendo que os que não apresentaram essa atividade também não apresentaram atividade celulolítica.

37AS ATIVIDADES DAS ENZIMAS NA DECOMPOSIÇÃO DA MATÉRIA ORGÂNICA PARTICULADA

Oecol. Bras., 12 (1): 30-41, 2008

As ligninas são substâncias poliméricas naturais formadas por sub-unidades aromáticas de fenil-pro-pano (ex. p-hidroxifenil-propano, guaiacilpropano e siringilpropano); juntamente com a celulose clas-sifi cam-se entre as substâncias naturais mais abun-dantes, representando cerca de 30% do carbono total da biosfera (Fengel & Wegener 1984). No catabolismo aeróbio da lignina, o oxigênio molecular é necessário como aceptor terminal de elétrons, para a hidroxilação e na reação de fi ssão do anel aromático. Os papéis das peroxidases (ex. lignina peroxidase, manganês pero-xidase) e das fenoloxidases na degradação da lignina foram postulados na década de 30 (século XX) para fungos de degradação branca (Eriksson et al. 1990). Os mecanismos bioquímicos propostos para a degradação da lignina basearam-se em estudos que envolveram enzimas extracelulares de Basiodiomicetos (Gold & Alic 1993). Trabalhos realizados na década de 70 (século XX) demonstraram que as hidrólises da lignina eram reações catalisadas por oxidoredutases, do tipo lacases e peroxidases (Kirk 1971, Ander & Eriksson 1976). A peroxidase é constituída por glicoproteínas que contêm ferroprotoporfi rina IX (heme) como grupo prostético; requer peróxido de hidrogênio (H2O2) para a atividade catalítica e atua em diversos tipos de reações: (a) clivagem de ligações C-C resultando na despolime-rização da lignina em fenóis metoxilados e substituindo compostos benzóicos; (b) hidroxilação e oxidação e (c) clivagem do anel aromático (Lynch & Hobbie 1988). Observa-se a produção de peroxidase por várias espé-cies de fungos (Tien & Kirk 1988, Collins & Dobson 1995, Shimada et al. 1997, Tuomela et al. 2000, Zacchi et al. 2000) e bactérias (Bon et al. 1999). Do ponto de vista ecológico, a degradação das ligninas é funda-mental na transferência de matéria e energia nos ecos-sistemas aquáticos, uma vez que estes compostos, por apresentarem sub-unidades aromáticas são usualmente de difícil degradação, cabendo a poucos organismos a habilidade de produzir enzimas lignolíticas.

Até a década de 30, supunha-se que o catabolismo dos compostos aromáticos somente se processava através do metabolismo aeróbio. A primeira evidência da degradação anaeróbia da lignina foi reportada em 1934 por Boruff & Buswell; neste estudo os autores concluíram que 54% das ligninas contidas em talos de milho foram convertidas em CO2 e CH4, após 600 dias de incubação. Neste mesmo ano, Tarvin & Buswell registraram que compostos aromáticos (ácido

benzóico, fenolacético, fenilpropiônico e cinâmico) foram completamente mineralizados ao serem adicio-nados em lodo de esgoto. Dessa forma, com a ausência de oxigênio molecular, uma nova proposta de fi ssão do anel aromático foi apresentada por Dutton & Evans em 1969, pela qual se postulou que os mecanismos de redução do anel seriam realizados por reação de hidrogenação do núcleo aromático, resultando num derivado de ciclohexano e posterior abertura do anel aromático (Colberg 1988). Dessa forma, verifi ca-se a importância das enzimas lignocelulolíticas na degra-dação anaeróbia da MOP em ecossistemas aquáticos (ex. sedimentos limnícos profundos, áreas alagáveis com plantio de arroz, sedimentos orgânicos de zonas litorâneas de ecossistemas tropicais rasos intensa-mente colonizados por macrófi tas aquáticas). Expe-rimentos de degradação anaeróbia realizados in vitro com U. breviscapa (uma macrófi ta submersa) mostrou relação direta entre o aparecimento do metano e da produção de celulase pela microbiota decomposi-tora (Cunha-Santino 2003). Pesquisas realizadas por Benner & Hodson (1985) sobre a mineralização anae-róbia de compostos lignocelulósicos em sedimentos concluíram que a lignina é mineralizada a CO2 e CH4

sob baixas velocidades; porém, quantitativamente, este processo é bastante signifi cativo para o ambiente aquático. Estudos de laboratório indicaram, também, a importância dos detritos fi brosos para a produção de metano durante a degradação de algumas espécies de macrófi tas aquáticas (Bianchini Jr. et al. 1998). Ainda nesse contexto, a degradação anaeróbia de detritos lignocelulósicos de madeira em ambientes aquáticos mostrou a importância das bactérias no processo de decomposição (Holt & Jones 1983). As diferenças nas composições teciduais (celulose, lignina ou hemice-lulose) tanto de madeiras quanto de macrófi tas aquá-ticas) irão direcionar os coefi cientes de degradação desses compostos nos ecossistemas aquáticos. Outros fatores como temperatura, disponibilidade de oxigênio, concentração de nutrientes, composição de microorga-nismos também irão infl uenciar na decomposição dos resíduos lignocelulósicos (Cunha-Santino 2003).

REFERÊNCIAS

ABDEL-RAHEEM, A. & SHEARER, C.A. 2002. Extracellular

enzyme production by freshwater ascomycetes. Fungal

Diversity, 11: 1-19.

38 CUNHA-SANTINO, M.B. et al.

Oecol. Bras., 12 (1): 30-41, 2008

ABDEL-RAHEEM, A.M. & ALI, E.H. 2004. Lignocellulolytic

enzyme production by aquatic hyphomycetes species isolated

from the Nile’s delta region. Mycophatologia, 157(3):

277-286.

AHMED, Z.; BANU, H.; RAHMAN, M.M.; AKHTER, F. &

HAQUE, M.S. 2001. Microbial activity on the degradation

of lignocellulosic polysaccharides. Journal of Biological

Sciences, 1(10): 993-997.

ALVAREZ, S. & GUERRERO, M.C. 2000. Enzymatic activities

associated with decomposition of particulate organic matter

in two shallow ponds. Soil Biology and Biochemistry, 32(13):

1941-1951.

ANDER, P. & ERIKSSON, K.E. 1976. The importance of

phenol oxidase activity in lignin degradation by the

white-rot fungus Sporotrichum pulverulentum. Archives of

Microbiology, 109: 1-8.

ASAEDA, T.; TRUNG, V.K. & MANATUNGE, J. 2000. Modeling

the effects of macrophyte growth and decomposition on

the nutrient budget in shallow lakes. Aquatic Botany, 68:

217-237.

BÄRLOCHER, F. 1992. The ecology of aquatic hyphomycetes.

Springer-Verlag, New York. 225p.

BARIK, S.K.; MISHRA, S. & AYYAPPAN, S. 2000.

Decomposition patterns of unprocessed and processed

lignocellulosics in a freshwater fi sh pond. Aquatic Ecology,

34(2): 185-204.

BÉGUIN, P. & AUBERT, J.P. 1994. The biological degradation of

cellulose. Federation of European Microbiological Societies

of Microbiology Reviews, 13: 25-58.

BÉGUIN, P. & LEMAIRE, M. 1996. The cellulosome: an

exocellular, multiprotein complex specialized in cellulose

degradation. Critical Reviews in Biochemistry and Molecular

Biology, 31: 201-236.

BENNER, R. B.; MORAN, M.A. & HODSON, R.E. 1985. Effects

of pH and plant source on lignocellulose biodegradation rates

in two wetland ecosystems, the Okefenokee Swamp and a

Georgia Salt Marsh. Limnology and Oceanography, 30(3):

489-499.

BENNER, R.B. & HODSON, R.E. 1985. Thermophilic

anaerobic biodegradation of [14C] lignin, [14C]cellulose,

and [14C]lignocellulose preparations. Applied Environment

Microbiology, 50: 971-976.

BENNER, R.B.; MORAN, M.A. & HODSON, R.E. 1986.

Biogeochemical cycling of lignocellulosic carbon in marine and

freshwater ecosystems: Relative contributions of prokaryotes

and eukaryotes. Limnology and Oceanography, 31: 89-100.

BEST, E.P.H.; BUZZELLI, C.P.; BARTELL, S.M.; WETZEL,

R.L.; BOYD, W.A.; DOYLE, R.D. & CAMPBELL,

K.Y.M.R. 2001. Modeling submersed macrophyte growth

in relation to underwater light climate: modeling approaches

and application potential. Hydrobiologia, 444: 43-70.

BIANCHINI Jr., I. & TOLEDO, A.P.P. 1996. Estudo da

mineralização de Eleocharis mutata. Pp. 57-72. In: Anais do

Seminário Regional de Ecologia. São Carlos, SP.

BIANCHINI Jr., I.; GIANOTTI, E.P.; CUNHA, M.B. &

SILVA, E.L. 1998. Degradação anaeróbia de macrófi tas

aquáticas: metanogênese. In: Anais do Simpósio Nacional de

Fermentações. Uberlândia, MG.

BILLEN, G. 1982. Modeling processes of organic matter

degradation and nutrient recycling in sedimentary systems.

Pp 15-52. In: D.B. Nedwell & C.M. Brown (eds.), Sediment

Microbiology. New York: Academic Press. 234p.

BLANCO, A.; DÍAZ, P.; ZUECO, J.; PARASCANDOLA, P. &

PASTOR, J.F. 1999. A multidomain xylanase from a Bacillus

sp. with a region homologous to thermostabilizing domains

of thermophilic enzymes. Microbiology, 145: 2163-2170.

BOBBIO, F.O. & BOBBIO, P.A. 1992. Introdução à química de

alimentos. Varela, São Paulo. 223p.

BON, P.S.E.; NASCIMENTO, H.J.; MACEDO, J.M.B. & SILVA

Jr., J.G. 1999. Lignin peroxidase isoforms from Streptomyces

viridosporus T7A: are they a monomer based structure?

Biotechnology Techniques, 13: 289-293.

BORUFFC, S. & BUSWELL, A.M. 1934. The anaerobic

fermentation of lignin. Journal of the American Chemical

Society, 56: 886-888.

BOYD, C.E. 1968. Freshwater plants: a potential source of

protein. Economic Botany, 22: 359-68.

BREZONIK, P.L. 1994. Chemical kinetics and process dynamics

in aquatic systems. Boca Raton, Lewis. 754 p.

BUCHER, V.V.C.; POINTING, S.B.; HYDE, K.D. & REDDY,

C.A. 2004. Production of wood decay enzymes, loss of

mass, and lignin solubilization in wood by diverse tropical

freshwater fungi. Microbial Ecology, 48: 331-337.

CARUSO G.; MONTICELLI, L.; AZZARO, F.; AZZARO, M.;

DECEMBRINI, F.; LA FERLA, R.; LEONARDI, M. &

ZACCONE, R. 2005. Dynamics of extracellular enzymatic

activities in a shallow Mediterranean ecosystem (Tindari ponds,

Sicily). Marine and Freshwater Research, 56(2): 173-188.

CHRÓST, R.J. 1990. Microbial ectoenzymes in aquatic

environments. Pp 47-78. In: J. Overbeck. & R.J. Chróst.

(eds.), Aquatic microbial ecology: biochemical and molecular

approaches. Springer-Verlag, New York. p. 190.

CHRÓST, R.J. 1991. Environmental control of microbial

ectoenzymes. Pp 29-59. In: R.J. CHRÓST, (ed.), Microbial

Enzymes in Aquatic Environments. Springer-Verlag, New

York. 317p.

39AS ATIVIDADES DAS ENZIMAS NA DECOMPOSIÇÃO DA MATÉRIA ORGÂNICA PARTICULADA

Oecol. Bras., 12 (1): 30-41, 2008

CHRÓST, R. J.; SIUDA, W.; ALBRECHT, D. & OVERBECK, J.

1986. A method for determining enzymatically hydrolyzable

phosphate (EHP) in natural waters. Limnology and

Oceanography, 31: 662-667.

CHRÓST, R.J. & SIUDA, W. 2002. Ecology of microbial enzymes

in lake ecosystems. Pp 35-72. In: R.G. Burns, & R.P. Dick,

(eds.), Enzymes in the environment: activity, ecology, and

applications. - Mercel Dekker, Inc., New York. 640p.

CHRÓST, R.J. & SIUDA, W. 2006. Microbial production,

utilization, and enzymatic degradation of organic matter in

the upper trophogenic layer in the pelagial zone of lakes along

an eutrophication gradient. Limnology and Oceanography,

51(2): 749-762.

COLBERG, P.J. 1988. Anaerobic microbial degradation of cellulose,

lignin, oligolignols, and monoaromatic lignin derivates. Pp

333-372. In: A.J.B. ZEHNDER (ed.), Biology of Anaerobic

Microorganisms. John Wiley & Sons, New York. 872p.

COLLINS, P.J. & DOBSON, A.D.W. 1995. Extracellular lignin

and manganese peroxidase production by the white-rot

fungus coriolus versicolor 290. Biotechnology Letters, 17(9):

989-992.

COLOMBO, V.; VIEIRA, A.A.H. & MORAES, G. 2004. Activity

of glycosidases from freshwater heterotrophic microorganisms

on the degradation of extracellular polysaccharide produced

by Anabaena spiroides (Cyanobacteria). Brazilian Journal of

Microbiology, 35: 110-116.

COUGHLAN, M.P. & KJUNGDAHL, L.G. 1988. Comparative

biochemistry of fungal and bacterial cellulolytic enzyme

systems. Pp 11-30. In: J.P. Aubert,; P. Béguin & J. Millet

(eds.), Biochemistry and genetic of cellulose degradation.

Academic Press, London. 428p.

COUGHLAN, M.P. & MAYER, F. 1992. The cellulose-

decomposing bacteria and their enzyme systems. Pp 460-516.

In: A. Balows; H.G. Trüper; M. Dworkin; W. Harder & K.-H.

Schleifer (eds.), The prokaryotes. Springer-Verlag, New

York. 1000p.

CUNHA-SANTINO, M.B. 2003. Atividade enzimática, cinética

e modelagem matemática da decomposição de Utricularia

breviscapa da lagoa do Óleo (Estação Ecológica de Jataí,

Luiz Antônio - SP), Tese de Doutorado. UFSCar, São Carlos,

Brasil.140p.

CUNHA-SANTINO, M.B. & BIANCHINI Jr, I. 2007. Cellulase

activities during decomposition of a submerged aquatic

macrophyte (Utricularia breviscapa): a microcosm assay.

Brazilian Journal of Microbiology, 38: 230-236.

DUTTON, P.L. & EVANS, W.C. 1969. The metabolism of

aromatic compounds by Rhodopseudomonas palustris.

Biochemical Journal, 113: 525-535.

ERIKSSON, K.E.; BLANCHETTE, R.A. & ANDER. P. 1990.

Biodegradation of lignin. Pp 225-333. In: K. E. Eriksson,;

R.A. Blanchette & P. Ander (eds.), Microbial and enzymatic

degradation of wood and wood components. Springer-Verlag,

Berlin. 416p.

FEDERLE, T.W. & VESTAL, J.R. 1980. Microbial Colonization

and Decomposition of Carex Litter in an Arctic Lake. Applied

Environmental Microbiology, 39(4): 888-893.

FENGEL, D. & WEGENER, G., 1984. Wood: chemistry,

ultrastructure, reactions. Walter de Gruyter, Berlin. 613p.

FIORETTO, A.; PAPA, E.; CURCIO, E.; SORRENTINO, G. &

FUGGI, A. 2000. Enzyme dynamics on decomposing leaf

litter of Cistus incanus and Myrtus communis in Mediterranean

ecosystem. Soil Biology and Biochemistry, 32: 1847-1855.

GOLD, M.H. & ALIC, M. 1993. Molecular biology of the lignin-

degrading Basideomycete Phanerochaete chrysporium.

Federation of European Microbiological Societies of

Microbiological Reviews, 57(3): 605-622.

GRANT-REID, J.S. 1997. Carbohydrate Metabolism: Structural

Carbohydrates. Pp. 205-236. In: P.M. Dey & J.B. Harborne

(eds.), Plant Biochemistry. Academic Press, San Diego. 554p.

HENRY-SILVA, G.G. & CAMARGO, A.F.M. 2002. Valor nutri-

tivo de macrófi tas aquáticas fl utuantes (Eichhornia crassipes,

Pistia stratiotes e Salvinia molesta) utilizadas no tratamento de

efl uentes de aqüicultura. Acta Scientiarum, 24(2): 519-526.

HODSON, R. E.; CHRISTIAN, R.R. & MACCUBBIN, A.E.

1984. Lignocellulose and lignin in the salt marsh grass,

Spartina alternifl ora: initial concentrations and short-

term post-depositional changes in detrital material. Marine

Biology, 81: 1-7.

HOLLIBAUGH, J.T. & AZAM, F. 1983. Microbial degradation

of dissolved proteins in sea-water. Limnology and

Oceanography, 28: 1104-1116.

HOLT, D.M. & JONES, E.B. 1983. Bacterial degradation of

lignifi ed wood cell walls in anaerobic aquatic habitats.

Applied Environmental Microbiology, 46(3): 722-727.

HOPPE, H.G. 1983. Signifi cance of exoenzymatic activities in

the ecology of brackish water: measurements by means of

methylumbelliferyl substances. Marine Ecology Progress

Series, 11: 299-308.

INSAM, H. 2001. Developments in soil microbiology since the

mid 1960s. Geoderma, 100: 389-402.

JACKSON, C. R.; FOREMAN, C.M. & SINSABAUGH, R.L.

1995. Microbial enzyme activities as indicators of organic

matter processing rates in a Lake Erie coastal wetland.

Freshwater Biology, 34: 329-342.

KIRK, T.K. 1971. Effects of microorganisms on lignin. Annual

Review of Phytopathology, 9: 185-210.

40 CUNHA-SANTINO, M.B. et al.

Oecol. Bras., 12 (1): 30-41, 2008

KOZLOVSKY, D.G. 1968. Weight loss of cellulose and aquatic

macrophytes in a Carolina Bay. Limnology and Oceanography,

13: 522-526.

KRESOVICH, S.; WAGNER, C.K.; SCANTLAND, D.A.;

GROET, S.S. & LAWHON, W.T. 1982. The utilization

of emergent aquatic plants for biomass energy systems

development. Relatório Técnico. U.S. Department of Energy,

Ohio, EG-77-C-01-4042.

KULKARNI, N.; SHENDYE, A. & RAO, M. 1999. Molecular

and biotechnological aspect of xylanases. Federation of

European Microbiological Societies of Microbiological

Reviews, 23: 411-456.

LAMED, R. & BAYER, E.A. 1988. The cellulosome concept:

exocellular/extracellular enzyme reactor counters for effi cient

binding and cellulosys. Pp 102-116. In: J.P. Aubert; P. Béguin

& J. Millet (eds.), Biochemistry and genetic of cellulose

degradation. Academic Press, London. 428p.

LEHNINGER, A. L. 1993. Princípios de Bioquímica. Sarvier,

São Paulo. 725p.

LESCHINE S.B. & CANALE-PAROLA, E. 1983. Mesophilic

cellulolytic Clostridia from freshwater Environments. Applied

and Environmental Microbiology, 46(3): 728-737.

LI, L.; FLORA, R. & KING, K. 1965. Individual roles of cellulase

components derived from Trichoderma viride. Archives of

Biochemistry and Biophysics, 111: 439-447.

LINN, J.G.; STABA E. J.; GOODRICH, R.D.; MEISKE, J.C. &

OTTERBY, D.E. 1975. Nutritive value of dried or ensiled

aquatic plants. I. Chemical composition. Journal of Animal

Science, 41: 601-609.

LJUNGDAHL, L.G. & ERIKSSON, K.-E. 1985. Ecology

of microbial cellulose degradation. Pp 237-299. In: K.C.

Marshall (ed.), Advances in Microbial Ecology. Plenum

Press, New York. 307p.

LYNCH, J.M. & HOBBIE, J.E. 1988. Microorganisms in action:

concepts and applications in microbial ecology. Blackwell

Scientifi c Publishers, Oxford. 363p.

MACCUBBIN, A.E. & HODSON, R.E. 1980. Mineralization

of detrital lignocellulose by salt marsh sediment microfl ora.

Applied Environment Microbiology, 40: 735-740.

MANDELS, M. & REESE, E.T., 1964. Fungal cellulases and the

microbial decomposition of cellulosic fabric. Developments in

Industrial Microbiology. Society for Industrial Microbiology,

5: 5-20.

MANSFIELD, S.D. 2005. Extracellular fungal hydrolytic enzyme

activity. Pp 239-248. In: M.A.S. Graça; F. Bärlocher, & M.O.

Gessner (eds.), Methods to study litter decomposition: A

practical guide. Springer Publishers. 329p.

MEYER-REIL, L.A. 1987. Seasonal and spatial distribution of

extracellular enzymatic activities and microbial incorporation

of dissolved organic substrates in marine sediments. Applied

Environment Microbiology, 53(8): 1748-1755.

MILLE-LINDBLOM, C. & TRANVIK L.J. 2003. Antagonism

between bacteria and fungi on decomposing aquatic plant

litter. Microbial Ecology, 45: 173-182.

MILLE-LINDBLOM. C. 2005. Interactions between Bacteria and

Fungi on Aquatic Detritus - Causes and Consequences. Tese

de Doutorado. Uppsala University, Uppsala - Suécia 42p.

MOORHEAD, D.L. & SINSABAUGH, R.L. 2000. Simulated

patterns of litter decay predict patterns of extracellular

enzyme activities. Applied Soil Ecology, 14: 71-79.

MOORHEAD, D.L.; SINSABAUGH, R.L.; LIKINS, A.E. &

REYNOLDS, J.F. 1996. Decomposition processes: modeling

approaches and applications. The Science of the Total

Environment, 183: 137-149,

MORAN, M.A. & HODSON, R.E. 1989. Bacterial secondary

production on vascular plant detritus: relationships to detritus

composition and degradation rate. Applied Environment

Microbiology, 55(9): 2178-2189.

OVERBECK, J. 1991. Early studies on ecto- and extracellular

enzymes in aquatic environments. Pp 1-5. In: R.J. CHRÓST

(ed.), Microbial enzymes in aquatic environments. Springer-

Verlag, New York. 317p.

PANOSSO, R. 2001. The role of extracellular phosphatases in

aquatic environments. Pp 33-56. In: B.M. Faria; V.F. Farjalla

& F.A. Esteves (eds.), Aquatic Microbial Ecology in Brazil.

PPGE, UFRJ, Rio de Janeiro. 216p.

PANOSSO, R. & ESTEVES, F.A. 1999. Phosphatase activity and

plankton dynamics in two tropical coastal lagoons. Archiv fur

Hydrobiologie, 146(3): 341-354.

PANOSSO, R. & ESTEVES, F. A. 2000. Regeneração do fósforo

através da fosfatase extracelular em duas lagoas costeiras subme-

tidas a diferentes graus de impactos antrópicos. Pp 277-295.

In: F.A. Esteves; L.D. Lacerda (eds.), Ecologia de Restingas e

Lagoas Costeiras. Rio de Janeiro: NUPEM-UFRJ. 446p.

PÉREZ, J.; MUÑOZ-DORADO, J.; LA RUBIA, T. &

MARTINEZ, J. 2002. Biodegradation and biological

treatments of cellulose, hemicellulose and lignin: an overview.

International Microbiology, 5: 53-63.

REESE, E.T.; SIU, R.G.H. & LEVINSON, H. S. 1950. The

biological degradation of soluble cellulose derivatives and

its relationship to the mechanism of cellulose hydrolysis.

Journal of Bacteriology, 59: 485-497.

REICHARDT W.; OVERBECK, J. & STEUBING, L. 1967. Free

dissolved enzymes in lake waters. Nature, 216: 1345-1347.

REJMÁNKOVÁ, E. & SIROVÁ, D. 2007. Wetland macrophyte

decomposition under different nutrient conditions:

41AS ATIVIDADES DAS ENZIMAS NA DECOMPOSIÇÃO DA MATÉRIA ORGÂNICA PARTICULADA

Oecol. Bras., 12 (1): 30-41, 2008

Relationships between decomposition rate, enzyme activities

and microbial biomass. Soil Biology & Biochemistry, 39:

526-538.

RIER, S. T.; KUEHN, K.A. & FRANCOEUR, S.N. 2007. Algal

regulation of extracellular enzyme activity in stream microbial

communities associated with inert substrata and detritus.

Journal of the North American Benthological Society, 26:

439-449

RODRÍGUEZ, H.; ALEA, F. & KYSLÍKOVA, E. 1996.

Regulation of cellulolytic activation in Cellulomonas sp.

IIBC. Bioresource Technology, 55: 79-82.

RODWELL, V. 1968. Enzimas. Pp 125-164. In: HARPER, H. A.

(Ed.), Manual de química fi siológica. Atheneu Editora, São

Paulo. 533p.

ROMEIRO, F. 2005. Bioensaios de decomposição anaeróbia

macrófi tas aquáticas da lagoa do Óleo (Estação Ecológica de

Jataí, Luiz Antônio SP). Dissertação de Mestrado. UFSCar,

São Carlos, Brasil. 90p.

RUGANI, C.A. 1992. Dinâmica da fosfatase e o metabolismo

do fósforo numa lagoa marginal do rio Moji-guaçu (Lagoa

Infernão, Luis Antonio - SP). Tese de Doutorado. UFSCar,

São Carlos, Brasil. 183p.

SADDLER, J.N. & KHAN, A.W. 1980. Cellulase production by

Acetivibrio cellulolyticus. Canadian Journal of Microbiology,

26: 760-765.

SAHA, B.C. 2003. Hemicellulose bioconversion. Journal of

Industrial Microbiology and Biotechnology, 30: 279-291.

SALA, M.M. & GÜDE, H. 1999. Role of protozoans on the

microbial ectoenzymatic activity during the degradation of

macrophytes. Aquatic Microbial Ecology, 20: 75-82.

SCHLEGEL, H. G. 1975. Microbiologia General. Omega,

Barcelona. 448p.

SCHWARZ, W.H. 2001. The cellulosome and cellulose

degradation by anaerobic bacteria. Applied Microbiology and

Biotechnology, 56: 634-649.

SELBY, K. & MAITLAND, C. 1967. The cellulase of Trichoderma

viride. Biochemistry Journal, 104: 716-724.

SHACKLE, V.; FREEMAN, C. & REYNOLDS, B. 2000. Carbon

supply and the regulation of enzyme activity in constructed

wetlands. Soil Biology and Biochemistry, 32: 1935-1940.

SHIMADA, M.; AKAMTSU, Y.; TOKIMATSU, T.; MII, K. &

HATTORI, T. 1997. Possible biochemical roles of oxalic acid

as a low molecular weight compound involved in brown-rot and

white-rot wood decays. Journal of Biotechnology, 53: 103-113.

SINSABAUGH, R.L.; FINDLAY, S.; FRANCHINI, P. &

FISCHER, D. 1997. Enzymatic analysis of riverine

bacterioplankton production. Limnology and Oceanography,

42(1): 29-38.

SINSABAUGH, R.L.; CARREIRO M.M. & ALVAREZ, S. 2002.

Enzyme and microbial dynamics of litter decomposition. Pp

249-266. In: R.G. Burns and R.P. Dick 2002. (eds.), Enzymes

in the environment: activity, ecology, and applications. Mercel

Dekker, Inc., New York. 640p.

SIUDA, W. & CHRÓST, R.J. 2002. Decomposition and utilization

of particulate organic matter by bacteria in lakes of different

trophic status. Polish Journal of Environmental Studies, 11:

53-65.

SUBRAMANIYAN, S. & PREMA, P. 2002. Biotechnology of

microbial xylanases: enzymology, molecular biology, and

application. Critical Review of Biotechnology, 22: 33-64.

TAKVIN, D. & BUSWELL, A.M. 1934. The methane

fermentation of organic acids and carbohydrates. Journal of

the American Chemical Society, 56: 1751-1755.

TIEN, M. & KIRK, T.K. 1988. Lignin peroxidase of Phanerochaete

chrysosporium. Methods in Enzymology, 161: 238-249.

TOMME, P.; WARREN, R.A.J. & GILKES, N.R. 1995. Cellulose

hydrolysis by bacteria and fungi. Advances in Microbial

Physiology, 37: 1-81.

TUOMELA, M.; VIKMAN, M.; HATAKKA, A. & ITAVAARA,

M. 2000. Biodegradation of lignin in a compost environment:

a review. Bioresource Technology, 72: 169-183.

VALLENTYNE, J.R. 1957. The molecular nature of organic

matter in lakes and oceans, with lesser reference to sewage

and terrestrial soils. Journal of the Fisheries Research Board

of Canada, 14: 33-82.

WARD, G.M. 1986. Lignin and cellulose content of benthic

fi ne particulate organic matter (FPOM) in Oregon Cascade

Mountain Streams. Journal of the North American

Benthological Society, 5(2): 127-139.

WETZEL, R.G. 1995. Death, detritus and energy fl ow in aquatic

ecosystems. Freshwater Biology, 33: 83-89.

WETZEL, R.G. 1990. Detritus, macrophytes and nutrient cycling

in lakes. Memorie dell Instituto Italiano di Idrobiologia Dott

Marco de Marchi, 47: 233-249.

WOOD, T. & McCRAE, S. 1972. The purifi cation and properties

of the C1 component of Trichoderma koningii cellulase.

Journal of Biochemistry, 128: 1183-1192.

ZACCHI, L.; BURLA, G.; ZUOLONG, D. & HARVEY, P.J. 2000.

Metabolism of cellulose by Phanerochaete chrysosporium in

continuously agitated culture is associated with enhanced

production of lignin peroxidase. Journal of Biotechnology,

78: 185-192.

Submetido em 21/04/2008.Aceito em 18/07/2008.