Dissertação Final da Mestranda Marina Sousa Rocha

UNIVERSIDADE FEDERAL DO PIAUÍ – UFPI

PRÓ-REITORIA DE PESQUISA E PÓS-GRADUAÇÃO – PRPPG

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ALIMENTOS E NUTRIÇÃO - MESTRADO

MARINA SOUZA ROCHA

COMPOSTOS BIOATIVOS E ATIVIDADE ANTIOXIDANTE (IN VITRO) DE

FRUTOS DO CERRADO PIAUIENSE

Teresina

2011

MARINA SOUZA ROCHA



Orientadora:

Profª. Dra. Regilda Saraiva dos Reis Moreira-Araújo (UFPI)

Colaboradores:

Profº. Dr. Raimundo Wilane de Figueiredo (UFC)

MSc. Marcos Antônio da Mota Araújo (Estatístico)

Dr. Valdomiro Aurélio Barbosa de Sousa “In memoriam” (EMBRAPA - MEIO

NORTE)

Teresina

2011

Dissertação apresentada ao Programa

de Pós-Graduação em Alimentos e

Nutrição da Universidade Federal do

Piauí-UFPI, como requisito para

obtenção do título de Mestre em

Alimentos e Nutrição.

MARINA SOUZA ROCHA



BANCA EXAMINDADORA

Dissertação apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Alimentos e Nutrição da Universidade Federal do Piauí-UFPI, como requisito para obtenção do título de Mestre. Data da aprovação: 11/03/2011

DEDICATÓRIA

Dedico esta vitória a Deus e Nossa Senhora, por serem meus guias na minha caminhada e renovarem minha fé a cada dia.

A minha Família (Mãe; Pai; Irmãos; sobrinhos e Allas), prova concreta, na minha vida, que sem amor não somos nada.

AGRADECIMENTOS

À Deus pela positividade infinita que irradia em minha vida, me iluminando e guiando no caminho do amor e da fé.

À Universidade Federal do Piauí – UFPI e ao Programa de Mestrado em

Alimentos e Nutrição – pela acolhida e por ter me proporcionado mais aprendizado e crescimento profissional, possibilitando assim, minha titulação.

Ao CNPq pelo financiamento concedido por meio do Edital Universal,

processo nº 481.333/2007- Edital MCT/CNPq 15/2007. À CAPES pela bolsa de mestrado concedida. À minha orientadora, Profª. Pós-Drª Regilda Saraiva dos Reis Moreira

Araújo, pela orientação, ensinamentos e confiança depositada por toda trajetória da minha vida acadêmica. “Professora, nunca me esqueci de quando me deixou “sozinha” pela primeira fez no laboratório, após vários momentos de acompanhamento, e disse para que eu terminasse as análises que havíamos iniciado juntas, que eu saberia fazer sozinha; então, questionei que não conseguiria fazer sozinha e que a senhora teria que me acompanhar... a senhora sorriu e fechou a porta... nunca me esqueço da confiança que me depositou. Com a senhora aprendi a ver as coisas de forma mais direta e sem rodeios, pois como a senhora mesmo diz “temos que tomar decisões que nem sempre são boas para todos, mas estas decisões têm que ser tomadas”. Em todo este período de formação acadêmica, ao seu lado, tenho aprendido muito, te agradeço, em especial, por tudo. E nunca se esqueça, me orgulho muito em ser sua eterna orientanda.

Aos Professores do Programa de Pós-Graduação Mestrado em

Alimentos pelo apoio, ensino e incentivo. Ao Professor Wilane, Leônia, Socorro Rufino, Denise, Suelane, David,

Alessandra, Dona Ilda e estagiários do Laboratório de Frutos Tropicais da Universidade Federal do Ceará (UFC), pela acolhida, apoio, ensinamentos passados e amizade.

Ao estatístico Marcos Antonio Mota Araújo, pela positividade, palavras de

incentivo e apoio. Aos professores integrantes da banca examinadora de qualificação,

pelas sugestões e considerações na qualificação deste trabalho. Aos funcionários e bolsistas do Departamento de Nutrição da UFPI, em

especial Sr. Osvaldo, Sr. Lima, D. Maisa, Jéssica, Laina, Solange e Francisco, pela disponibilidade em sempre nos ajudar com alegria e paciência.

A Seu Zé, pela disponibilidade, ajuda e amizade. Muito obrigado por tudo!

A minha tão amada família, pelo apoio e incentivo. Minha Mãe, por sempre acreditar em meu potencial; meu Pai, pela alegria de ter mais um mestre em casa; minha irmã Karina, pelo apoio pedagógico e companhia; minha irmã Detinha, pela torcida; meu irmão Lincoln, por ser meu exemplo e conselheiro para assuntos acadêmicos; meus sobrinhos, pelo carinho e amor; minha cunhada Polly, pelas palavras de incentivo e amizade; Allas pela paciência, amor e compreensão durante mais esta etapa na minha vida; e sua família, pelo carinho e apoio sempre.

Minhas amigas, de infância, de vida acadêmica e profissional, pela

compreensão e amizade incondicional nesta fase tão agoniada de minha vida. Aos meus “bracinhos”, Nívi e Natércia que tanto colaboraram para a

conclusão do projeto, como pelo apoio, incentivo, carinho e amizade construída.

Aos meus colegas da turma de Mestrado, pelos laços fortes e energia positiva construída e irradiada durante toda nossa trajetória. Em especial a Rosinha, Ana Lina e Celsa, pela paciência, carinho, companheirismo, palavras de incentivo e amizade.

E a todos que, por ventura, esqueci de citar.

Muito obrigada!!!

RESUMO

ROCHA, M. S.. Compostos bioativos e atividade antioxidante (in vitro) de frutos do cerrado piauiense. Dissertação (Mestrado) – Programa de Mestrado em Alimentos e Nutrição, Universidade Federal do Piauí, Teresina-PI, 2011. As fruteiras nativas ocupam lugar de destaque no ecossistema do Cerrado e seus frutos já são comercializados em feiras, com grande aceitação popular. Esses frutos apresentam sabores sui generis e seu consumo, há milênios, consagrado pelos índios, foi de suma importância para a sobrevivência dos primeiros desbravadores e colonizadores da região. Este trabalho teve por objetivo determinar o teor de compostos bioativos e atividade antioxidante dos frutos nativos do cerrado, em especial da região do Cerrado piauiense. Os frutos analisados foram colhidos na EMBRAPA – MEIO NORTE – PI, localizada no Município de Teresina-PI e na Cidade de Corrente-PI. A seleção dos frutos foi realizada mediante seu estado de conservação, obedecendo o período de safra dos mesmos. Os frutos analisados foram: bureré (Brosimum gaudichaudii), cagaita (Eugenia dysenterica Dc), cajuí (Anacardium humile St. Hil), chichá (Sterculia striata Naud.), jatobá-do-cerrado (Hymenaea stigonocarpa Mart.), macaúca (Acrocomia aculeata Mart.), mangaba (Hancornia spp.), maracujá-do-cerrado (Passiflora cincinnata Mart.), marmelada-de-cachorro (Alibertia sessilis Schum.), puçá-preto (Mouriri pusa) e tuturubá (Pouteria oblanceolata). Analisaram-se as características físicas (peso, comprimento e diâmetro), físico-químicas (pH, acidez total titulável e sólidos solúveis totais), químicas (umidade, cinzas, lipídeos, proteínas, carboidratos), valor energético total (VET), conteúdo de compostos fenólicos totais, flavonoides, antocianinas, β-caroteno, licopeno, vitamina C e atividade antioxidante dos frutos pelo método DPPH. Para análise dos dados foi elaborado um banco de dados utilizando-se o programa estatístico EPI INFO, versão 6.04b; e aplicado o teste de Tukey. Comparando os dados obtidos na literatura com os resultados verificados no presente estudo, observou-se que se utilizando toda a parte comestível do fruto (casca e polpa) para a análise, o teor de nutrientes foi mais elevado, oferecendo um aporte calórico maior, do que se analisando apenas a polpa da fruta. Os resultados demonstraram que os frutos apresentaram quantidades estatisticamente significativas de vitamina C quando comparados com a recomendação diária preconizada. Quanto aos compostos fenólicos, tanto totais como frações, flavonoides e antocianinas, apresentaram teores relevantes. Os frutos que mostraram maior capacidade antioxidante em meio alcoólico foram a cagaita (Eugenia dysenterica Dc.), mangaba (Hancornia spp.) e tuturubá (Pouteria oblanceolata) e em meio aquoso foram cagaita (Eugenia dysenterica Dc.), puçá-preto (Mouriri pusa) e tururubá (Pouteria oblanceolata), expressos na capacidade de reduzir em 50% a atividade do radical livre (EC50mg/L). Concluiu-se, portanto, que os frutos pesquisados apresentaram bom valor nutritivo, presença de compostos bioativos e demonstraram atividade antioxidante. Palavras-chave: cerrado; frutos nativos; fenólicos; antioxidantes.

ABSTRACT

ROCHA, M. S.. Bioactive compounds and antioxidant activity (in vitro) of fruits from Cerrado Piauiense. Thesis (Masters) - Masters Program in Food and Nutrition, Universidade Federal do Piauí, Teresina-PI, 2011.

The native fruits have a prominent place in the Cerrado ecosystem and its fruits are

now sold in fairs and with great popular acceptance. These fruit have sui generis

flavors and its consumption, for millennia, laid down by the Indians, was of

paramount importance for the survival of the early explorers and settlers in the

region. This study aimed to determine the content of bioactive compounds and

antioxidant activity of the native fruits of the Cerrado, especially in the Cerrado

Piauiense. The fruits were harvested at EMBRAPA - NORTH MIDDLE - PI, located in

Teresina-PI and Corrente-PI. The selection of fruits was carried through its state of

preservation obeying the same period of crops. The examined fruits were: bureré

(Brosimum gaudichaudii), cagaita (Eugenia dysenterica Dc), Cajuí (Anacardium

humile St. Hil), chichá (Sterculia striata Naud.), jatobá-do-cerrado (Hymenaea

stigonocarpa Mart.), Macaúca (Acrocomia aculeata Mart.), Mangaba (Hancornia

spp.), maracujá-do-cerrado (Passiflora cincinnata Mart.), marmelada-de-cachorro

(Alibertia sessilis Schum.), Puçá-preto (Mouriri pusa) e Tuturubá (Pouteria

oblanceolata). We analyzed the physical characteristics (weight, length and

diameter), physical chemistry (pH, total acidity and total soluble solids in ° Brix),

chemical (moisture, ash, lipids, proteins, carbohydrates), total energy value (TEV),

content of total phenolic compounds, flavonoids, anthocyanins, β-carotene, lycopene

and vitamin C and antioxidant activity of fruits by the DPPH method. For data

analysis, we designed a database, using the statistical program EPI INFO, version

6.04b, and applied the Tukey test. Comparing the data from the literature with the

results obtained in this study, we found that using all the edible portion of fruit for

analysis the nutrient content was higher, offering a higher caloric intake when we

analyzed only fruit pulp. The results showed that all the fruits showed statistically

significant amounts of vitamin C when compared with the recommended daily

recommendation. Phenolic compounds, both full, such as fractions, flavonoids and

anthocyanins, present relevant contents. The fruits showed higher antioxidant

capacity in alcoholic solution were cagaita (Eugenia dysenterica Dc.), mangaba

(Hancornia spp.) e tuturubá (Pouteria oblanceolata) and in aqueous solution was

cagaita (Eugenia dysenterica Dc.), puçá-preto (Mouriri pusa) e tururubá (Pouteria

oblanceolata), expressed in the ability to reduce by 50% to free radical activity

(EC50mg / L). It was concluded therefore that the fruits studied showed good

nutritional value, bioactive compounds and have demonstrated antioxidant activity.

Key words: cerrado; native fruits; phenolic; antioxidants.

LISTA DE TABELAS

1 - Frutos do cerrado e nomenclatura científica ........................................................ 20

2 - Classes dos compostos fenólicos de acordo com o esqueleto básico ................. 22

3 - Grupo de flavonoides, seus componentes bioativos e fontes alimentares ........... 24

4 - Teor de compostos bioativos pesquisados, obtidos por diferentes autores ......... 31

5 - Frutos pesquisados, Nomenclatura Científica e Família ...................................... 36

6 - Parte do fruto utilizada para realizar as análises .................................................. 37

7 - Caracterização física, físico-química, química, compostos bioativos e atividade

antioxidante pelo método DPPH (EC50 mg/L) do bureré (Brosimum gaudichaudii).

Teresina, Março/2011. .............................................................................................. 55


antioxidante pelo método DPPH (EC50 mg/L) da cagaita (Eugenia dysenterica Dc.).

Teresina, Março/2011. .............................................................................................. 57


antioxidante pelo método DPPH (EC50 mg/L) do chichá (Sterculia striata

Naud.).Teresina, Março/2011. ................................................................................... 58


antioxidante pelo método DPPH (EC50 mg/L) do cajuí (Anacardium humile St. Hil.).

Teresina, Março/2011. .............................................................................................. 60


antioxidante pelo método DPPH (EC50 mg/L) do jatobá (Hymenaea stigonocarpa

Mart.). Teresina, Março/2011. ................................................................................... 62


antioxidante pelo método DPPH (EC50 mg/L) da macaúba (Acrocomia aculeata

Mart.). Teresina, Março/2011. ................................................................................... 63


antioxidante pelo método DPPH (EC50 mg/L) do maracujá-do-cerrado (Passiflora

cincinnata Mart.). Teresina, Março/2011. .................................................................. 65


antioxidante pelo método DPPH (EC50 mg/L) da mangaba (Hancornia spp.).

Teresina, Março/2011. .............................................................................................. 67


antioxidante pelo método DPPH (EC50 mg/L) da marmelada-de-cachorro (Alibertia

sessillis Schum.). Teresina, Março/2011. .................................................................. 68


antioxidante pelo método DPPH (EC50 mg/L) da puçá-preto (Mouriri pusa). Teresina,

Março/2011. .............................................................................................................. 70


antioxidante pelo método DPPH (EC50 mg/L) do tuturubá (Pouteria oblanceolata).

Teresina, Março/2011. .............................................................................................. 71

18 - Compostos bioativos em frutos do cerrado Piauiense. Teresina, Março/2011... 72

LISTA DE FIGURAS

1 - Distribuição espacial de áreas com cobertura vegetal natural e antrópicas no

Estado do Piauí. ........ ............................................................................................... 17

2 - Estrutura básica dos Flavonoides. ....................................................................... 23

3 - Estrutura básica da Antocianina. .......................................................................... 25

4 - Estrutura do Licopeno. ......................................................................................... 27

5 - Estrutura do β-caroteno ....................................................................................... 28

6 - Fórmula estrutural do ácido L-ascórbico .............................................................. 29

7 - Fórmula estrutural do ácido L-desidroascórbico .................................................. 29

8 - Estrutura química da redução do DCFI pelo ácido ascórbico. ............................. 30

9 - Fluxograma de preparo e obtenção dos extratos ................................................. 43

10 - Curva padrão de ácido gálico. ............................................................................ 45

11 - Bureré (Brosimum gaudichaudii) ........................................................................ 55

13 - Chichá (Sterculia striata Naud.) ......................................................................... 58

14 - Cajuí (Anacardium humile St. Hil.) ..................................................................... 60

15 - Jatobá-do-cerrado (Hymenaea stigonocarpa Mart.) ........................................... 61

16 - Macaúba (Acrocomia aculeata Mart.) ................................................................ 63

17 - Maracujá-do-cerrado (Passiflora cincinnata Mart.) ............................................. 64

18 - Mangaba (Hancornia spp.) ................................................................................. 66

19 - Marmelada-de-cachorro (Alibertia sessillis Schum.) .......................................... 68

20 - Puçá-preto (Mouriri pusa) ................................................................................... 70

21 - Tuturubá (Pouteria oblanceolata) ...................................................................... 71

22 - Compostos fenólicos totais, do extrato alcoólico e aquoso, (mgGAE/100g) de

frutos do Cerrado piauiense. Teresina, Março/2011. ................................................ 73

23 - Atividade antioxidante expressos em EC50, do extrato alcoólico e aquoso, de

frutos do Cerrado piauiense. Teresina, Março/2011. ................................................ 74

SUMÁRIO

1 INTRODUÇÃO ....................................................................................................... 14

2 REVISÃO DE LITERATURA .................................................................................. 16

2.1 Cerrado piauiense ............................................................................................ 16

2.2 Frutos do cerrado ............................................................................................. 18

2.3 Compostos bioativos ........................................................................................ 20

2.3.1 Compostos Fenólicos Flavonoides Antocianinas .............................. 20

2.3.2 Carotenoides (β-Caroteno e Licopeno) ...................................................... 26

2.3.3 Vitamina C (Ácido Ascórbico) .................................................................... 28

2.4 Atividade antioxidante ...................................................................................... 31

Tabela 4 - Teor de compostos bioativos pesquisados, obtidos por diferentes

autores ................................................................................................................ 31

3 OBJETIVO .............................................................................................................. 35

3.1 Geral ................................................................................................................ 35

3.2 Específicos ....................................................................................................... 35

4 MATERIAL E MÉTODOS ....................................................................................... 36

4.1 Protocolo experimental .................................................................................... 36

Tabela 5 - Frutos pesquisados, Nomenclatura Científica e Família .................... 36

4.2 Análise das amostras ....................................................................................... 37

4.2.1 Preparo das amostras ................................................................................ 37

Tabela 6 - Parte do fruto utilizada para realizar as análises ............................... 37

4.3 Caracterização física dos frutos ....................................................................... 38

4.3.1 Peso médio (Instituto Adolfo Lutz - IAL, 2005) ........................................... 38

4.3.2 Comprimento (diâmetro maior) e largura (diâmetro menor), segundo IAL

(2005) ................................................................................................................. 38

4.4 Análises físico-químicas ................................................................................... 38

4.4.1 pH e acidez total titulável (IAL, 2005) ........................................................ 38

4.4.2 Sólidos Solúveis Totais (ºBrix) (IAL, 2005) ................................................ 39

4.5 Caracterização Química e Valor Energético Total (VET) ................................. 39

4.5.1 Umidade .................................................................................................... 39

4.5.2 Resíduo Mineral Fixo (Cinzas) ................................................................... 40

4.5.3 Lipídios ou extrato etéreo .......................................................................... 40

4.5.4 Proteínas (método de micro Kjeldahl), segundo AOAC, 1998 ................... 41

4.5.5 Carboidratos .............................................................................................. 42

4.5.6 Valor Energético Total (VET) ..................................................................... 42

4.6 Compostos bioativos ........................................................................................ 42

4.6.1 Obtenção e preparo dos extratos, segundo (Jardine e Mancini Filho (2007),

adaptado por Lima (2008) ................................................................................... 42

4.6.2 Quantificação de sólidos solúveis (peso seco) do extrato obtido ............... 44

4.6.3 Curva padrão de ácido gálico .................................................................... 45

4.6.4 Compostos Fenólicos Totais, segundo Swain (1959), adaptada por Lima

(2008) ................................................................................................................. 45

4.6.5 Flavonóides e antocianinas, segundo Francis (1982) ................................ 46

4.6.6 Carotenoides, segundo Nagata e Yamashita (1992) adaptado ................. 47

4.6.7 Vitamina C ................................................................................................. 48

4.7 Determinação da Atividade Antioxidante pelo método de captura de radicais

DPPH, segundo Lima (2008), desenvolvida por Blois (1958), adaptado por Brand-

Williams (1995) ...................................................................................................... 48

4.7.1 Atividade antioxidante ................................................................................ 49

5 Análise estatística ............................................................................................... 50

6 RESULTADOS E DISCUSSÃO .............................................................................. 51

7 CONCLUSÕES ...................................................................................................... 75

8 PESQUISAS FUTURAS ......................................................................................... 76

REFERÊNCIAS ......................................................................................................... 77

APÊNDICE A - % de Redução do DPPH, frente as diferentes Concentrações dos

Frutos dos Cerrado Piauiense Analisados ................................................................ 88

14

1 INTRODUÇÃO

Alguns dados relativos ao consumo de alimentos e estado nutricional

da população brasileira identificam situações complexas. Os dados da

Pesquisa de Orçamento Familiar (POF) 2002-2003 (IBGE, 2004), que analisa a

disponibilidade domiciliar de alimentos adquiridos pelas famílias brasileiras,

confirmam que as mudanças de padrão alimentar no país têm sido, de modo

geral, favoráveis do ponto de vista dos problemas associados à subnutrição

(aumento na disponibilidade de calorias per capita e aumento da participação

de alimentos de origem animal na alimentação) e desfavoráveis no que se

refere às doenças carenciais como anemia e hipovitaminose A, à obesidade e

às demais Doenças Crônicas Não Transmissíveis (DCNT); aumento da

participação na alimentação de gorduras em geral, gorduras de origem animal

e açúcar e diminuição com relação a cereais, leguminosas e frutas, verduras e

legumes (BRASIL, 2005).

Em relação ao grupo específico de frutas, legumes e verduras,

considerando um consumo calórico médio de 1800 calorias (IBGE, 2004), a

participação relativa deste grupo é de 3,37%, com uma participação absoluta

em torno de 60 calorias e 132 gramas. Considerando a recomendação da

Organização Mundial de Saúde (OMS) de consumir pelo menos 400 gramas de

frutas, legumes e verduras ao dia, para prevenir doenças crônicas não

transmissíveis, é necessário que, em uma dieta de 2000 calorias, 9% das

calorias totais (183 calorias) sejam provenientes de frutas, verduras e legumes

(5 porções – 2 de frutas e 3 de verduras e legumes). Nesta análise, os dados

indicam uma necessidade de triplicar o consumo de frutas, legumes e verduras

no Brasil (132 → 400 gramas/dia) (BRASIL, 2005).

O consumo de frutas e vegetais tem sido associado a uma menor

incidência e mortalidade por diversas doenças crônicas não transmissíveis. A

proteção que esses alimentos oferecem contra as enfermidades degenerativas,

como câncer, doenças cardiovasculares e cerebrovasculares está associada

ao seu alto conteúdo de constituintes químicos com propriedades importantes,

como as de antioxidantes (vitamina C, E, carotenoides e polifenóis)

(HINNEBURG et al., 2006).

15

Informações a respeito das características químicas e do valor

nutricional dos frutos do cerrado são ferramentas básicas para avaliação do

consumo e formulação de novos produtos. No entanto, poucos dados estão

disponíveis na literatura especializada com relação à composição química

destes frutos e sua aplicação tecnológica, ressaltando a necessidade de

pesquisas científicas sobre o assunto (SILVA et al., 2008). É importante

salientar que os frutos nativos do cerrado atualmente são utilizados apenas

pelas populações regionais e apresentam pouco ou nenhum valor comercial.

Em função da baixa valorização econômica desses recursos naturais o bioma

cerrado vem sendo rapidamente devastado para criação de áreas de

pastagens ou plantio de oleaginosas como a soja (ROESLER et al., 2007).

Nos últimos anos, o acelerado processo de desenvolvimento agrícola

da região tem prejudicado a sustentabilidade desse ecossistema, causando

desequilíbrio ecológico como erosão do solo, poluição ambiental e redução dos

mananciais de água. Ao longo do tempo, a ação direta e constante das

queimadas e do desmatamento vem exercendo uma enorme pressão sobre a

fauna e a flora, contribuindo de forma significativa para a extinção de muitas

espécies animais e vegetais, incluindo as fruteiras nativas, base de

sustentação da vida silvestre e fonte de alimentos de fundamental importância

na dieta alimentar dos índios e das populações rurais (SILVA et al., 2001).

Diante do exposto, este trabalho teve por objetivo determinar o teor de

compostos bioativos e atividade antioxidante de frutos nativos do cerrado, em

especial da região do Cerrado piauiense.

16

2 REVISÃO DE LITERATURA

2.1 Cerrado piauiense

O Brasil possui cerca de trinta por cento das espécies de plantas e de

animais conhecidas no mundo, que estão distribuídas em seus diferentes

ecossistemas. É o país detentor da maior diversidade biológica do planeta. A

região dos cerrados – segundo maior ecossistema Brasileiro, superado apenas

pela Amazônia – com seus 204 milhões de hectares – aproximadamente 25%

do território nacional – apresentam grande diversificação faunística e florística

em suas diferentes fisionomias vegetais, distribuídos principalmente por todo

planalto central do Brasil, nos estados de Goiás, Tocantins e no Distrito

Federal, parte dos Estados da Bahia, Ceará, Maranhão, Mato Grosso do Sul,

Minas Gerais, Piauí, Rondônia e São Paulo. Faz fronteira com a Floresta

Amazônica, a Mata Atlântica, o Planalto e a Caatinga. (SILVA et al., 2001;

AVIDOS e FERREIRA, 2005; AQUINO e AGUIAR, 2007; GOEDERT et al.,

2008).

Até três décadas atrás, a economia da região do cerrado era baseada

na pecuária extensiva (bovinos) e na agricultura de subsistência (arroz,

mandioca etc). Concomitantemente com a mudança da capital para o Distrito

Federal, políticas e programas de desenvolvimento foram estabelecidos e

implantados com o objetivo de viabilizar a incorporação desta região ao

processo produtivo intensivo (GOEDERT et al., 2008). Quanto aos impactos da

continuada expansão de frentes agropecuárias sobre parcelas ainda não

antropizadas do espaço potencial da fronteira agropecuária do Cerrado, estes

são bastante preocupantes. A conversão de sistemas naturais para uso

agrícola deve continuar, e em face dos surtos agrícolas, como os recentes,

pode-se esperar aceleração da abertura de áreas (MUELLER e JÚNIOR,

2008).

O Estado do Piauí, com uma área de 251.529,186 Km2 ocupa 16,20%

da região Nordeste e 2,95% do território nacional. É o terceiro maior estado do

Nordeste, sendo menor que a Bahia e o Maranhão (OLIMPIO e MONTEIRO,

2005; CEPRO, 2007).

17

O Estado do Piauí é um dos que apresenta maior cobertura vegetal

natural: 92%; porém, deve-se ressaltar sua extensão em área do Cerrado

relativamente baixa, pois ocupa apenas 37% de todo o território estadual

(Figura 1). Nessas áreas naturais predomina a fisionomia savânica, o que

corresponde a 66% de toda a cobertura vegetal do Estado coberto pelo

Cerrado. Essa tendência de elevada porcentagem de cobertura natural tende a

ser gradativamente modificada, a partir da porção sul do Estado, mais

especificamente no Vale do Gurguéia, onde já se notam produções extensas

de soja para exportação. A instalação de armazéns por parte de grandes

multinacionais e a construção da ferrovia transnordestina também são fatores

que devem acelerar o processo de ocupação no sul do Piauí (BRASIL, 2007).

Figura 1 - Distribuição espacial de áreas com cobertura vegetal natural e antrópicas no Estado do Piauí. Fonte: Brasil, 2007.

Legenda:

18

O Estado do Piauí tem vivenciado uma ocupação acelerada do

Cerrado. Entre as décadas de 1970 e 1980, a mesma ocorreu com a

implantação de megaprojetos agropecuários (pecuária e cajucultura)

incentivados por várias linhas de créditos. Já na década de 1990, nessa região,

considerada uma das últimas fronteiras agrícolas do Brasil, esse processo

intensificou-se por meio da implementação de grandes projetos para a

produção de grãos, tendo como carro chefe a soja, voltada para a exportação

(AQUIAR e MONTEIRO, 2005).

O Cerrado destaca-se pela riqueza de sua biodiversidade, que pode

ser interpretada pela vasta extensão territorial, pela posição geográfica

privilegiada, pela heterogeneidade vegetal, e por ser cortado pelas três maiores

bacias hidrográficas da América do Sul. Os frutos das espécies nativas do

cerrado oferecem um elevado valor nutricional, além de atrativos sensoriais

como cor, sabor e aroma peculiares e intensos, ainda pouco explorados

comercialmente (AGOSTINI-COSTA e VIEIRA, 2004).

Dentre as possibilidades atuais de utilização das fruteiras do cerrado

destacam-se: o plantio em áreas de proteção ambiental; o enriquecimento da

flora das áreas mais pobres; a recuperação de áreas desmatadas ou

degradadas; a formação de pomares domésticos e comerciais; e o plantio em

áreas de reflorestamento, parques e jardins, e em áreas acidentadas. Nesse

sentido, muitos agricultores e chacareiros já estão implantando pomares de

frutas nativas dos cerrados e os viveiristas estão intensificando a produção de

mudas (AVIDOS e FERREIRA, 2005).

2.2 Frutos do cerrado

As fruteiras nativas ocupam lugar de destaque no ecossistema do

cerrado e seus frutos já são comercializados em feiras, com grande aceitação

popular. Esses frutos apresentam sabores sui generis, elevados teores de

açúcares, proteínas, vitaminas e sais minerais, e podem ser consumidos in

natura ou na forma de sucos, licores, sorvetes, geleias etc. O consumo das

frutas nativas dos cerrados há milênios consagrado pelos índios foi de suma

19

importância para a sobrevivência dos primeiros desbravadores e colonizadores

da região (SILVA et al., 2001; AVIDOS e FERREIRA, 2005).

O interesse industrial pelas frutas nativas (Tabela 1) dos cerrados foi

intensificado após os anos 40. A mangaba (Hancornia speciosa), por exemplo,

foi intensivamente explorada durante a Segunda Guerra Mundial, para

exploração de látex. O babaçu (Orbygnia cf. phalerata) e a macaúba

(Acrocomia aculeata) foram bastante estudados na década de 70, em

decorrência da crise de petróleo, e mostraram grandes possibilidades para

utilização em motores de combustão, em substituição ao óleo diesel. O pequi

(Caryocar brasiliense) já foi industrializado, sendo o seu óleo enlatado e

comercializado. A polpa e o óleo da macaúba (Acrocomia aculeata) são

utilizados na fabricação de sabão de coco. O palmito da guariroba

(Compomanesia cambessedeana) de sabor amargo, começou a ser

comercializado em conserva recentemente, à semelhança do palmito doce. Os

sorvetes de cagaita (Eugenia dysenterica), araticum (Annona classiflora), pequi

(Caryocar brasiliense) e mangaba (Hancornia speciosa) continuam fazendo

sucesso nas sorveterias do Distrito Federal e de Belo Horizonte (SILVA et al.,

2001; SILVA et al., 2004; AVIDOS e FERREIRA, 2005).

Silva et al. (2001) listaram 58 espécies de fruteiras nativas do Cerrado,

com potencial de aproveitamento alimentar e agroindustrial, sendo que muitas

dessas frutas são altamente nutritivas, pois além do valor energético são

também ricas em vitaminas, sais minerais e apresentam propriedades

medicinais.

O extrativismo vegetal se constitui em importante alternativa de

emprego e renda na medida em que a demanda por frutas nativas expande-se

tanto em nível nacional como internacional. Trata-se de atividade que faz parte

dos hábitos do povo piauiense e que tem provocado, ao longo do tempo,

efeitos antrópicos à flora e à fauna. A inserção do Piauí como produtor de

frutas nativas, cujo potencial hídrico é a bacia do Rio Parnaíba, ainda não foi

capaz de desenvolver aspectos produtivos que inserissem parcela da

população na atividade (LEAL; SOUZA e GOMES, 2006).

20

A comercialização dos frutos vem sendo realizada em feiras livres,

mercados, frutarias e às margens das estradas da região do Cerrado, com

grande aceitação popular.

Tabela 1 - Frutos do cerrado e nomenclatura científica

FRUTOS NOMENCLATURA CIENTÍFICA

Ananás Ananas ananassoides Araçá Psidium firmum Araticum Annona classiflora Babaçu Orbygnia cf. phalerata Baru Dpyteryx alata

Bureré Brosimum gaudichaudii Buruti Mauritia vinifera Cagaita Eugenia dysenterica Cajazinho-do-Cerrado Spondia cf. lútea L. Cajuzinho-do-Cerrado Anacardium humile Chichá Sterculia striata Coquinho-do-Cerrado Syagrus flexuosa Gabiroba Compomanesia cambessedeana Ingá-do-Cerrado Inga laurina Jatobá-do-Cerrado Hymenaea stigonocarpa Jenipapo Genipa americana Lobeira Solanum lycocarpum Macaúba Acrocomia aculeata Mangaba Hancornia speciosa Maracujá-do-Cerrado Passiflora cincinnata Marmelada-de-Cachorro Alibertia sessilis Murici Byrsonima verbascifolia Pequi Caryocar brasiliense Pitomba-do-Cerrado Talisia esculenta Puçá Mouriri pusa

Tuturubá Pouteria oblanceolata Fonte: Silva et al., 2004.

2.3 Compostos bioativos

2.3.1 Compostos Fenólicos Flavonoides Antocianinas

Os compostos fenólicos são uma das maiores classes de metabólitos

secundários de plantas. Quimicamente podem ser definidos como substâncias

que possuem um anel aromático contendo um ou mais grupos hidroxila. Estão

amplamente distribuídos no reino vegetal e nos micro-organismos, fazendo

21

também parte do metabolismo animal. No entanto, os animais, em princípio,

são incapazes de sintetizar o anel aromático e os compostos fenólicos

produzidos em pequena quantidade pelos mesmos, utilizam o anel benzênico

de substâncias presentes na dieta alimentar. Por outro lado, os vegetais e a

maioria dos micro-organismos têm a capacidade de sintetizar o anel benzênico,

e, a partir dele, principalmente, compostos fenólicos (CARVALHO et al., 2001;

SOARES, 2002; PIMENTEL et al., 2005).

Estes compostos metabólitos secundários de plantas são geralmente

envolvidos na defesa contra a radiação ultravioleta ou agressão por patógenos.

Vários milhares de compostos fenólicos que têm sido descritos em plantas e

alimentos podem ser agrupados em diferentes classes, de acordo com a sua

estrutura química básica (tais como o tipo e o número de anéis fenóis), e em

diferentes subclasses, de acordo com substituições específicas na estrutura

básica, a associação com carboidratos e formas de polimerização (MANACH et

al., 2004).

Podem ser classificados segundo o tipo de esqueleto principal:

conforme representado na Tabela 2, em que C6 corresponde ao anel

benzênico e CX à cadeia substituinte com X átomos de carbono; e de acordo

com sua ocorrência no reino vegetal, podendo ser dividido em: compostos

fenólicos amplamente distribuídos na natureza; pouco distribuído e polímeros.

No grupo dos poucos distribuídos na natureza estão os fenóis simples, o

pirocatecol, a hidroquinona, resorcinol e os aldeídos derivados dos ácidos

benzoicos; no grupo dos amplamente distribuídos na natureza estão os

flavonoides e derivados, os ácidos fenólicos (ácidos benzoico, cinâmico e seus

derivados) e cumarinas; e como polímeros: formados por derivados de

polimerização, que são os taninos e ligninas (MARTÍNEZ-VALVERDE et al.,

2000; CARVALHO et al., 2001; SOARES, 2002; FARAH e DONANGELO,

2006).

Os ácidos fenólicos são algumas das substâncias que constituem o

grupo dos compostos fenólicos, caracterizam-se por terem um anel benzênico,

um grupamento carboxílico e um ou mais grupamentos de hidroxila e/ou

metoxila na molécula, conferindo propriedades antioxidantes tanto para os

alimentos como para o organismo sendo, por isso, indicados para o tratamento

22

e prevenção do câncer, doenças cardiovasculares e outras doenças (ABE et

al., 2007).

Os flavonoides representam um dos grupos mais importantes e

diversificados entre os produtos de origem vegetal e são amplamente distri-

buídos no reino vegetal. Em 1930, uma nova substância química foi isolada de

laranjas e acreditava tratar-se de mais um novo membro da família das

vitaminas e essa substância foi designada como vitamina P, verificando-se

mais tarde tratar-se de um flavonoide. A distribuição dos flavonoides nos

vegetais depende de diversos fatores, de acordo com o filo/ordem/família do

vegetal, bem como da variação das espécies. Geralmente, flavonoides

encontrados nas folhas podem ser diferentes daqueles presentes nas flores,

nos galhos, raízes e frutos. O mesmo composto ainda pode apresentar

diferentes concentrações, dependendo do órgão vegetal em que se encontra

(MACHADO et al, 2008).

Tabela 2 - Classes dos compostos fenólicos de acordo com o

esqueleto básico

Esqueleto

básico

Classe de Compostos Fenólicos

C6 C6-C1 C6-C2 C6-C3 C6-C4 C6-C1-C6 C6-C2-C6 C6-C3-C6 (C6-C3-C6)2

(C6-C3)2

(C6)N

(C6-C3)N

(C6-C1)N

(C6-C3-C6)N

Fenóis simples, benzoquinonas Ácidos fenólicos Acetofenonas e ácidos fenilacéticos

Fenilpropanoides, ácido cinâmicos e compostos análogos,

fenilpropenos, cumarinas, isocumarinas e cromonas

Naftoquinonas

Xantonas

Estilbenos, antraquinonas

Flavonóides e isoflavonoides

Lignanas

Diflavonoides

Melaninas vegetais

Ligninas

Taninos hidrolisáveis

Taninos condensados

Fonte: Carvalho et al., 2001

23

Flavonoides e isoflavonoides compreendem uma classe de fitoquímicos

que não podem ser sintetizados por humanos, ocorrendo somente através da

ingestão dietética. O preparo dos alimentos para consumo pode, algumas

vezes, resultar em perdas destes compostos, em maior ou menor grau,

variando de acordo com o tipo de alimento e o tipo de preparo empregado.

Todavia, os flavonoides são compostos relativamente estáveis, pois resistem à

oxidação, altas temperaturas e moderadas variações de acidez (ROSS e

KASUME, 2002; MACHADO et al., 2008).

Mais de 6000 diferentes flavonoides foram descritos (YANG et al.,

2001). A estrutura básica dos flavonoides consiste de 15 carbonos distribuídos

em dois anéis aromáticos, A e B (Figura 2) interligados via carbono

heterocíclico do pirano (MARTINEZ-FLÓREZ et al., 2002; VOLP et al., 2008).

Figura 2 - Estrutura básica dos flavonoides Fonte: Martinez-Flórez et al., 2002

Conforme o estado de oxidação da cadeia heterocíclica do pirano tem-

se diferentes classes dos Flavanoides: flavonóis, flavonas, flavanonas,

catequinas, antocianinas, isoflavonas, diidroflavonóis e chalconas (HARBORNE

e WILLIAMS, 2000; ROSS e KASUME, 2002). Os quatro maiores grupos e

seus componentes e fontes alimentares estão descritos na Tabela 3.

Quimicamente, os flavonoides e isoflavonoides são doadores de

elétrons. Eles apresentam estruturas químicas conjugadas em anel, ricas em

grupos hidroxilas, que têm potenciais ações antioxidantes por reagirem e

inativarem ânions superóxido, oxigênio singleto, radicais peróxido de lipídios

e/ou estabilizando radicais livres envolvidos no processo oxidativo através da

24

hidrogenação ou complexação com espécies oxidantes (MACHADO et al.,

2008; JIMÉNEZ et al., 2009).

A ação antioxidante dos flavonoides é desempenhada de acordo com

as equações abaixo (NIJVELDT et al., 2001; MACHADO et al., 2008):

Flavonoides (OH) + R• > flavonoides (O•) + RH

Flavonoides (OCH3) + R• > flavonoides (O•) + RCH3

Tabela 3 - Grupo de flavonoides, seus componentes bioativos e

fontes alimentares

GRUPOS COMPONENTES FONTE ALIMENTAR

Flavonas

Apigenina Chrisina

Kaempferol Luteolina Miricetina

Rufina Sibelina

Quercetina

Cascas de maçãs Cerejas Brócolis

Peles de frutas Cranberries

Uvas Alface Oliva Alho

Flavanonas

Fisetina Hesperetina

Narigina Naringenina Taxifolina

Frutas cítricas

Peles de frutas cítricas

Catequinas Catequina Epicatequina

Epigalocatequina galate

Vinho tinto Chá

Antocianinas

Cianidina Delfinidina Malvidina

Pelargonidina Peonidina Petunidina

Cerejas Uvas

Raspberries Uvas vermelhas

Morangos Chá

Peles de frutas com pigmentos escuros

Fonte: Nijveldt et al., 2001; Beecher, 2003.

Diversas funções são atribuídas aos flavonoides nas plantas. Entre

elas, pode-se citar a proteção contra a incidência de raios ultravioleta, proteção

contra micro-organismos patogênicos, ação antioxidante, ação alelopática e

inibição enzimática (HARBORNE e WILLIAMS, 2000). Os flavonoides têm sido

de interesse devido aos seus efeitos biológicos observados in vitro

tais como limpeza de radicais livres, modulação da atividade enzimática e

25

inibição de proliferação celular, bem como sua utilidade potencial como

antibióticos, antialérgicos, agentes antidiarreicos, antiúlcera e anti-inflamatória

(ROSS e KASUME, 2002).

Antocianinas (anthos, em grego, significa flor; e kyanos, meio azul) são

os pigmentos mais importantes nas plantas visíveis ao olho humano. Elas

pertencem à classe generalizada de compostos fenólicos em nomeado bloco

dos flavonoides. Elas são glicosídeos derivados de poliidróxi e polimetoxi de 2-

fenilbenzopirílium (cátion) ou sais de flavílium (Figura 3) e que apresentam em

sua estrutura química um resíduo de açúcar na posição 3, facilmente

hidrolizado por aquecimento com HCl 2N, como produtos desta hidrólise

obtém-se o componente glicídico e a aglicona, denominadas antocianidina. A

distribuição das seis antocianidinas mais comuns nas partes comestíveis das

plantas é cianidina (50%), pelargonidina (12%), peonidina (12%), delfinidina

(12%), petunidina (7%) e malvidina (7%) (KONG et al., 2003; DEGÁSPARI e

WASZCZYNSKYJ, 2004; CARVALHO et al., 2010).

Figura 3 - Estrutura básica da Antocianina Fonte: Bobbio & Bobbio, 1992.

As antocianinas são responsáveis pela cor de um grande número de

flores e frutas vermelhas, apresentando grande concentração nas cascas de

uvas escuras. Estes compostos são de interesse para a indústria de alimentos

porque eles podem ter algumas aplicações como corantes naturais em

alimentos (KONG et al., 2003; CARVALHO et al., 2010).

Vários efeitos benéficos à saúde têm sido atribuídos aos compostos

fenólicos presentes nas frutas, vegetais, chás e vinhos. Estudos

26

epidemiológicos, clínicos e in vitro mostram múltiplos efeitos biológicos

relacionados aos compostos fenólicos da dieta, tais como: atividades

antioxidante, anti-inflamatória, antimicrobiana e anticarcinogênica (ABE et al.,

2007).

A quantificação e identificação dos componentes fenólicos da dieta têm

atraído grande interesse devido à sua importância nutricional, cada dia mais

dados podem ser encontrados na literatura científica sobre o perfil fenólico de

alimentos. Além disso, a grande diversidade de compostos fenólicos dispersos

nos tecidos vegetais e suas diferentes estruturas químicas trouxe a

necessidade de desenvolver um grande número de técnicas analíticas para

identificação e quantificação. As primeiras técnicas desenvolvidas foram as

espectrofotométricas, que têm interesse do ponto de vista do controle de

qualidade, mas não fornecem informações suficientes a partir de um ponto de

vista nutricional; tem sido necessário recorrer a técnicas mais precisas, tais

como cromatográficas, para permitir a identificação de cada um dos polifenóis

de interesse (MARTÍNEZ- VALVERDE; PERIAGO e ROS, 2000)

2.3.2 Carotenoides (β-Caroteno e Licopeno)

Os carotenoides são os pigmentos responsáveis pela maior parte das

cores amarelo e laranja das frutas vermelhas e vegetais, devido à presença em

sua molécula de um cromóforo constituído exclusivamente ou principalmente

de uma cadeia de ligações duplas conjugadas. Eles estão presentes em todos

os tecidos fotossintéticos, juntamente com a clorofila, bem como tecidos

vegetais não fotossintéticos como componentes de cromoplastos, que podem

ser considerados como degenerados cloroplastos. São biossintetizados por

plantas, algas, fungos, leveduras e bactérias. Devido à capacidade das plantas

sintetizarem esses compostos de novo, os alimentos de origem vegetal

contém, além dos carotenoides principais, pequenas quantidades de

precursores e derivados, proporcionando uma composição complexa e

variável. Já os alimentos de origem animal não possuem a mesma riqueza, são

incapazes de biossintetizar carotenoides e, portanto, dependem da alimentação

para sua obtenção (RODRIGUES-AMAYA, 1999; MELÉNDEZ-MARTÍNEZ;

27

VICARIO e HEREDIA, 2004; RODRIGUES-AMAYA, KIMURA, AMAYA-

FARFAN, 2008).

Quimicamente, os carotenoides são tetraterpenoides C40 formados pela

união cauda-cabeça de oito unidades isoprenoides C5, exceto na posição

central, onde a junção ocorre no sentido cauda-cauda, invertendo assim a

ordem e resultado numa molécula simétrica. Ciclização, hidrogenação,

desidrogenação, migração de duplas ligações, encurtamento ou alongamento

da cadeia, rearranjo, isomerização, introdução de funções com oxigênio ou a

combinação destes processos resultam na diversidade de estruturas dos

carotenoides. A cadeia poliênica pode ter de 3 a 15 duplas ligações conjugadas

e o comprimento do cromóforo determina o espectro de absorção e a cor da

molécula. Todas são baseadas em 7 diferentes grupos terminais, dos quais

somente 4 (β, ε, κ e ψ) são encontradas em carotenoides de vegetais

superiores (MELÉNDEZ-MARTÍNEZ; VICARIO e HEREDIA et al., 2004;

UENOJO, JUNIOR e PASTORE, 2007; RODRIGUES-AMAYA, KIMURA e

AMAYA-FARFAN, 2008).

Em carotenoides naturais apresentam apenas três elementos: C, H e

O. O oxigênio pode estar presente como grupo hidroxila, metóxi, epóxi,

carboxila ou carbonila. Entre os carotenoides, podemos distinguir dois grupos:

os carotenos, que são hidrocarbonetos e xantofilas, que têm oxigênio em sua

molécula. Os carotenoides hidrocarbonetos, denominados simplesmente de

carotenos tem como exemplo o β-caroteno e licopeno, onde o licopeno possui

sua cadeia acíclica e o β-caroteno a cadeia bicíclica (Figuras 4 e 5).

(MELÉNDEZ-MARTÍNEZ; VICARIO e HEREDIA et al., 2004; RODRIGUES-

AMAIA, KIMURA e AMAYA-FARFAN, 2008).

Figura 4 - Estrutura do Licopeno

28

Figura 5 - Estrutura do β-caroteno

Testes in vitro e in vivo sugerem que os carotenoides são excelentes

antioxidantes, sequestrando e inativando os radicais livres. A ação

sequestrante de radicais é proporcional ao número de ligações duplas

conjugadas, presentes nas moléculas dos carotenoides. O mecanismo pelo

qual os carotenoides protegem os sistemas biológicos dos radicais depende da

transferência de energia do oxigênio excitado para a molécula do carotenoide,

em que a energia é dissipada por meio de rotações e vibrações do carotenoide

no meio solvente. Os carotenoides reagem com os radicais livres, notadamente

com os radicais peróxidos e com o oxigênio molecular, sendo a base de sua

ação antioxidante. Carotenoides como o beta-caroteno, licopeno, zeaxantina e

luteína exercem funções antioxidantes em fases lipídicas, bloqueando os

radicais livres que danificam as membranas lipoproteicas (SHAMI e MOREIRA,

2004; MELÉNDEZ-MARTÍNEZ; VICARIO e HEREDIA et al., 2004; UENOJO;

JUNIOR e PASTORE, 2007).

Os carotenoides têm alegação de possuírem um importante papel em

relação à prevenção do câncer e existem evidências de que sejam importantes

no tratamento dessa doença. Em vários tipos de cânceres seu poder

antiproliferativo é observado em estudos em cultura de células neoplásicas, em

modelos animais de carcinogênese induzida e em estudos clínicos (MAIO,

2010).

2.3.3 Vitamina C (Ácido Ascórbico)

O ácido Ascórbico ocorre naturalmente em alimentos sob duas formas:

a forma reduzida (geralmente designada como ácido ascórbico) e a forma

oxidada (ácido desidroascórbico) (Figuras 6 e 7). Ambos são fisiologicamente

29

ativos e encontrados nos tecidos orgânicos. Uma nova oxidação do ácido

desidroascórbico para o ácido dicetogulônico produz uma inativação

irreversível da vitamina. A vitamina C funciona no interior do corpo humano,

encaixando-se em ambos os lados da reação de óxido-redução, que

acrescenta ou retira átomos de hidrogênio de uma molécula. Quando se oxida

forma o ácido desidroascórbico pela retirada, por agentes oxidantes, de dois

átomos de hidrogênio. Reduz-se pelo acréscimo de dois átomos de hidrogênio,

formando novamente o ácido ascórbico, segundo Anderson et al. (1988);

Pauling (1988, apud ARANHA et al., 2000).

Figura 6 - Fórmula estrutural do ácido L-ascórbico Fonte: Bobbio & Bobbio, 1992.

Figura 7 - Fórmula estrutural do ácido L-desidroascórbico Fonte: Bobbio & Bobbio, 1992.

O termo vitamina C é uma denominação genérica para todos os

compostos que apresentam atividade biológica do ácido ascórbico. Dentre eles,

o ácido ascórbico é o mais largamente encontrado nos alimentos e possui

maior poder antioxidante. A vitamina C é um nutriente essencial que protege

contra o câncer por vários mecanismos, incluindo o seu papel na promoção da

30

formação de colágeno no corpo e em inibir a formação de compostos N-

nitrosos no estômago. Em plantas, também desempenha um papel protetor

contra espécies reativas de oxigênio que são formadas a partir da fase

fotossintética e processos respiratórios. O ácido ascórbico está ligado ao

crescimento celular, estando envolvido no ciclo celular e outros mecanismos de

crescimento da célula vegetal e divisão, bem como atuando como co-fator para

muitas enzimas. Talvez, a vitamina C seja o mais abundante antioxidante

solúvel em água no corpo (BYERS & PERRY, 1992; SILVA & NAVES, 2001;

BARATA-SOARES et al, 2004).

Devido ao uso difundido de vitamina C, muitos métodos foram

desenvolvidos para quantificá-la: titulométricos, eletroquímicos, luminescentes,

cinéticos, fluorométricos e cromatográficos. Algumas técnicas consistem na

adaptação de métodos volumétricos com detecção espectrofotométrica,

visando aumentar a velocidade de análise e baixar o consumo de reagentes. O

2,6-diclorofenol indofenol (DCFI), conhecido como reativo de Tillmans é o

reagente mais popular para titulação direta de vitamina C. O DCFI é um

indicador colorido que é reduzido pelo ácido ascórbico (Figura 8) (AA).

Figura 8 - Estrutura química da redução do DCFI pelo ácido

ascórbico

A aplicabilidade destes métodos é restrita a amostras de frutas cítricas

e tabletes de multivitamina que não contêm minerais. Materiais coloridos

dificultam a visualização do ponto final (LIMA et al., 2007).

31

2.4 Atividade antioxidante

Na atualidade os grupos de compostos fitoquímicos apresentam um

grande interesse nutricional por sua contribuição na manutenção da saúde

humana. Estudos científicos têm sido realizados por diferentes autores,

demonstrando o conteúdo de compostos bioativos existentes em frutos nativos

(Tabela 04).

Tabela 4 - Teor de compostos bioativos pesquisados, obtidos por

diferentes autores

FRUTOS PESQUISADOS

RESULTADOS VERIFICADOS REFERÊNCIA

Cagaita

(Eugenia dysenterica Dc.)

150mg/100g de fenólicos totais Genovese et al., 2010

18,38gGAE.kg-1ms de fenólicos totais (extrato etanólico) e

16,23gGAE.kg-1ms de fenólicos totais (extrato aguoso)

Roesler et al., 2007

9,8mg/100g de vitamina C Genovese et al., 2010

Cajuí

(Anacardium humile St. Hil)

81,76mg/100g de fenólicos totais (extrato alcoólico) e

39,40mg/100g de fenólicos totais (extrato aquoso)

Moreira-Araújo et al., 2010

Cajuí (Anacardium microcarpum

Ducke)

200mg/100g a 340mg/100g de vitamina C

Almeida, 2009

Mangaba (Hancornia spp.)

15mg/100g de flavonoides 0,4mg/100g de antocianinas

190mg/100 de vitamina C 0,3mg/100g de carotenoides totais

Rufino et al., 2010

Puçá

(Mouriri pusa)

28,9mg/100g de vitamina C Rufino et al., 2010

Pequi (Caryocar brasilliense,

Camb.)

209,0mg/100g na polpa de fenólicos totais

7,25mg/100g de carotenoides

Lima et al., 2007

Maracujá 20,0mg/100g de fenólicos totais Kuskoski et al., 2005

32

Muitas das propriedades benéficas descritas nos alimentos de origem

vegetal, associadas principalmente a atividade antioxidante e as propriedades

antinutricionais destes compostos estão relacionadas com a presença e

conteúdo de compostos (MARTINEZ-VALVERDE; PERIAGO e ROS, 2000).

Antioxidantes são compostos que atuam inibindo e/ou diminuindo os

efeitos desencadeados pelos radicais livres e compostos oxidantes. São

importantes no combate aos processos oxidativos, como menores danos ao

DNA e às macromoléculas, amenizando assim os danos cumulativos que

podem desencadear doenças como o câncer, cardiopatias e cataratas

(SANTOS et al., 2008).

Os radicais livres são produzidos em células normais e patológicas no

metabolismo, considerando que a oxidação é indispensável para o organismo

na produção de energia para alimentar os processos biológicos. As moléculas

orgânicas e inorgânicas e os átomos que contêm um ou mais elétrons não

pareados, com existência independente, podem ser classificados como radicais

livres. Algumas espécies de radicais livres: 1O2 oxigênio singlete; O2-

radical superóxido; OH. radical hidroxila; NO· óxido nítrico; ONOO-

peroxinitrito; Q· radical semiquinona. Oxigênio central, radicais livres e

outras espécies reativas de oxigênio e nitrogênio (ROS/RNS) têm sido

associados com o início de muitas doenças e processos degenerativos do

envelhecimento. Quase todos os organismos são bem protegidos contra os

danos causados pelos radicais livres por enzimas oxidativas como a

superóxido dismutase e catalase ou compostos químicos como o α-tocoferol,

ácido ascórbico, carotenoides, compostos polifenóis e glutationa (BIANCHI e

ANTUNES, 1999; CERQUEIRA, MEDEIROS e AUGUSTO, 2007; OKTAVA et

al., 2003; SOARES et al., 2009).

Contudo, estes sistemas são frequentemente insuficientes para impedir

totalmente os danos, resultando em doenças e envelhecimento acelerado.

Produtos Naturais com atividade antioxidante podem ser usados para ajudar o

corpo humano a reduzir o dano oxidativo. Muitas frutas, legumes, ervas,

cereais, brotos, sementes e cogumelos comestíveis têm sido investigados

por suas atividades antioxidantes (SOARES et al., 2009).

33

Auto-oxidação é um processo lento, produz radicais por meio de uma

reação em cadeia, incluindo a indução, propagação e as etapas de terminação.

Durante o período de indução os radicais alquila são formados e sofrem reação

com moléculas de oxigênio para formar hidroperóxidos e radicais peróxidos

durante a fase de propagação. O processo de terminação se dá através da

associação de dois radicais livres para formar um “radical” estável (não radical).

A maioria dos testes são realizados pelo encurtamento do período de indução

da reação em cadeia, usando alta temperatura ou um aumento da oferta de

oxigênio. A partir desses ensaios a atividade antioxidante de uma série de

compostos puros e extratos de plantas tem sido determinada por medição do

consumo de oxigênio ou a produção de hidroperóxidos ou outros produtos de

degradação (BRAND-WILLIAMS et al., 1995).

A oxidação lipídica é retardada por substâncias antioxidantes,

presentes naturalmente em vegetais ou introduzidas na dieta. A seleção de

variedades de vegetais ricas em antioxidantes é, portanto, a chave para a

qualidade do produto (SCALZO et al., 2005). A eficácia da ação antioxidante

dos componentes bioativos depende de sua estrutura química e da

concentração destes fitoquímicos no alimento, cujo teor é amplamente

influenciado por fatores genéticos, condições ambientais, grau de maturação,

variedade da planta, entre outros. Além disso, o processamento dos alimentos

pode afetar o teor, a atividade e a biodisponibilidade destes compostos, uma

vez que podem ser degradados ou lixiviados para a água de cocção (MELLO et

al., 2009).

Diversas técnicas têm sido utilizadas para determinar a atividade

antioxidante in vitro, de forma a permitir uma rápida seleção de substâncias

e/ou misturas potencialmente interessantes, na prevenção de doenças crônico-

degenerativas. Dentre estes métodos destacam-se os métodos de sequestro

de radicais livres, como DPPH• - (2,2-difenil-1-picrilhidrazila). O método de

sequestro de radicais livres está baseado no descoramento de uma solução

composta por radicais estáveis DPPH• de cor violeta, quando da adição de

substâncias que podem ceder um átomo de hidrogênio. Baseia-se na

transferência de elétrons de um composto antioxidante para um oxidante

34

(BRAND-WILLIAMS et al., 1995; KIM et al., 2002; MOLYNEUX, 2004;

DUARTE-ALMEIDA et al., 2006).

Diante da gama de frutos que o Cerrado piauiense possui, da

importância de estudá-los quanto aos teores de compostos bioativos, tendo-se

em vista a atividade antioxidante que podem apresentar, devido aos benefícios

que tal atividade possui na saúde humana, a presente pesquisa foi

desenvolvida.

35

3 OBJETIVO

3.1 Geral

Determinar o teor de compostos bioativos e a atividade antioxidante “in

vitro” de frutos do Cerrado piauiense.

3.2 Específicos

Analisar as características físicas, físico-químicas e químicas de

frutos do cerrado.

Determinar o conteúdo de compostos fenólicos totais,

flavonoides, antocianinas, β-caroteno, licopeno e vitamina C nos

frutos do cerrado.

Verificar a atividade antioxidante de frutos do cerrado pelo

método DPPH.

36

4 MATERIAL E MÉTODOS

4.1 Protocolo experimental

Os frutos analisados (Tabela 5) foram colhidos na Empresa Brasileira

de Pesquisa Agropecuária (EMBRAPA) – MEIO NORTE – PI, localizada no

Município de Teresina, capital do Estado do Piauí, que se encontra em Latitude

05°05’21’’ e Longitude 42°48’07’’; e na Cidade de Corrente-PI, localizada no

extremo sul Piauiense, Latitude 10°26’36’’e Longitude 45°09’34’’. A seleção dos

frutos foi realizada mediante seu estado de conservação, obedecendo ao

período de safra dos mesmos.

Tabela 5 - Frutos pesquisados, Nomenclatura Científica e Família

Fonte: Silva et al., 2001.

Fruto Nomenclatura Científica Família

Bureré Brosimum gaudichaudii Moraceae

Cagaita Eugenia dysenterica Dc. Myrtaceae

Cajuí (Cajuzinho-do-

cerrado)

Anacardium humile St. Hil Anacardiaceae

Chichá Sterculia striata Naud. Sterculiaceae

Jatobá-do-cerrado Hymenaea stigonocarpa Mart. Leguminoseae

Macaúba Acrocomia aculeata Mart. Palmae

Mangaba Hancornia spp. Apocynaceae

Maracujá-do-cerrado Passiflora cincinnata Mart. Passifloraceae

Marmelada-de-

cachorro

Alibertia sessilis Schum. Rubiaceae

Puçá-preto Mouriri pusa Melastomataceae

Tuturubá Pouteria oblanceolata Sapotaceae

37

4.2 Análise das amostras

4.2.1 Preparo das amostras

Os procedimentos metodológicos foram realizados no Laboratório de

Bromatologia e Bioquímica de Alimentos do Departamento de Nutrição / UFPI,

e Laboratório de Frutos Tropicais do Departamento de Tecnologia de Alimentos

/ UFC no período de Novembro/2009 a Julho/2010.

Para as análises foram utilizados os frutos que se encontravam

morfologicamente perfeitos e maduros.

Os frutos, equipamentos e utensílios foram lavados com água de boa

qualidade, sanitizados com solução clorada (100ppm de cloro ativo) e

enxaguados em água corrente. O descasque, quando necessário, foi manual e

higiênico, separando a polpa da casca e semente utilizando-se peneira de

plástico. Os frutos inteiros e/ou processados foram armazenados em freezer

doméstico a -18°C. Utilizou-se, para análise, as partes comestíveis dos frutos

(Tabela 6).

Tabela 6 - Parte do fruto utilizada para realizar as análises

FRUTO PARTE DO FRUTO

Bureré CASCA + POLPA

Cagaita CASCA + POLPA

Cajuzinho-do-cerrado CASCA +POLPA

Chichá POLPA

Jatobá-do-cerrado POLPA

Macaúba POLPA

Mangaba CASCA + POLPA

Maracujá-do-cerrado POLPA

Marmelada-de-cachorro POLPA

Puçá-preto CASCA + POLPA

Tuturubá CASCA + POLPA

38

4.3 Caracterização física dos frutos

4.3.1 Peso médio (Instituto Adolfo Lutz - IAL, 2005)

Foi determinado utilizando-se o peso de 10 frutos, para caracterização

da amostra, e em seguida calculou-se o peso médio pela fórmula: Peso médio

= soma de peso dos 10 frutos/ nº de frutos pesados.

4.3.2 Comprimento (diâmetro maior) e largura (diâmetro menor),

segundo IAL (2005)

Foi utilizado o Paquímetro Modelo 530-101 para a obtenção das

medidas de comprimento e largura.

4.4 Análises físico-químicas

4.4.1 pH e acidez total titulável (IAL, 2005)

O potencial hidrogeniônico ou concentração hidrogeniônica das

amostras líquidas foi determinado por medida direta de pH, utilizando um

potenciômetro, calibrado com soluções tampão de pH 4 e 7 marca Vetec. Para

as amostras sólidas foi utilizada a determinação eletrométrica do pH, para tal,

foram pesados 10g da amostra e adicionado a 100mL de água destilada a

25°C e submetido a agitação durante 30 minutos. Após repouso de 10 minutos

para decantação, foi realizada a leitura do pH no sobrenadante.

A acidez total titulável foi determinada por titulação. Pesaram-se 7g da

amostra, diluindo em 100mL de água destilada e adicionando 0,3ml de solução

de fenolftaleína e titulou-se com solução de Hidróxido de Sódio 0,1M (NaOH)

sob agitação constante, até coloração rósea persistente por 30 segundos.

A acidez total titulável foi obtida pela fórmula:

V x f x M x 100/p = acidez em ml de solução %

Onde,

V = nº de mL da solução de NaOH que foi gasta na titulação

39

f = fator de correção da solução

p = massa da amostra

M = Molaridade da solução de NaOH

4.4.2 Sólidos Solúveis Totais (ºBrix) (IAL, 2005)

O teor total de sólidos solúveis totais (ºBrix) foi determinado a 20ºC por

meio do índice de refração, utilizando refratômetro de bancada (Abbé, modelo 2

WAJ). Este foi calibrado com água destilada a 20ºC. Em seguida, foram

adicionadas duas gotas de cada amostra no prisma do aparelho e realizada a

leitura. Para o preparo das amostras utilizou-se os sucos das frutas “in natura”,

e as frutas das quais se conseguiu extrair o suco fez-se uma diluição de 2g em

10mL de água destilada. No final de cada repetição, o prisma do refratômetro

foi lavado com água destilada e secado com papel suave.

4.5 Caracterização Química e Valor Energético Total (VET)

4.5.1 Umidade

A umidade foi determinada por gravimetria, de acordo com o método

recomendado pelo Instituto Adolfo Lutz (IAL, 2005).

Foram pesados 5g da amostra triturada e homogeneizada, em

triplicata, em uma cápsula de porcelana previamente tarada. Colocou-se a

cápsula mais amostra em estufa a 105ºC por 3 horas, em seguida retirou-se da

estufa, resfriou-se em dessecador por 30min e pesou-se. A operação de

aquecimento e resfriamento foi repetida até peso constante.

O teor de umidade (%) foi obtido pela fórmula:

100 x N / P, em que:

N = n° de gramas de umidade

P = n° de gramas de amostra

40

4.5.2 Resíduo Mineral Fixo (Cinzas)

Foi determinado por gravimetria em mufla a 550°C até peso constante,

segundo Instituto Adolfo Lutz (2005).

Foi pesado 3g da amostra úmida, em triplicata, em cadinho

previamente tarado. Os cadinhos com as amostras foram colocados na mufla a

250°C por 4hs, para carbonização da amostra e após esse tempo a

temperatura da mufla foi elevando a 550 ºC, gradativamente, até incineração

completa da amostra. Ao final, os cadinhos com amostra incinerada foram

colocados em dessecador, para esfriar, por 40min e em seguida pesados.

O teor de cinzas (%) foi obtido pela fórmula:

100 x N/ P, em que:

N = n° de gramas de cinzas


4.5.3 Lipídios ou extrato etéreo

A fração extrato etéreo foi determinada em extrator intermitente de

Soxhlet, utilizando-se Hexano P. A. como solvente (AOAC, 1998).

Foram pesados 3g de amostra, em triplicata, e colocada em um

reboiler, e este em um aparelho extrator de Soxhlet, marca MARCONI, modelo

MA 491. O extrator foi acoplado a um balão previamente tarado a 105°C e

pesado. Em seguida foram adicionados 150 mL de Hexano. A chapa elétrica

foi mantida sob aquecimento e realizada extração contínua por quatro horas e

meia com temperatura em torno de 60°C. Após o término da extração

recuperou-se o solvente e o balão com o resíduo extraído foi transferido para a

estufa a 105°C, durante uma hora, e em seguida o mesmo foi resfriado em

dessecador por 30mim, até a temperatura ambiente, e pesado.

O teor de lipídeos (%) foi obtido pela fórmula:

100 x N/ P, em que:

N = n° de gramas de lipídeos


41

4.5.4 Proteínas (método de micro Kjeldahl), segundo AOAC, 1998

Foram determinadas pelo método de Kjeldahl (micro), o qual se baseia

na destruição da matéria orgânica seguida de destilação, sendo o nitrogênio

dosado por volumetria. O fator foi utilizado para converter o teor de nitrogênio

total em proteína.

Foi pesado 0,5mg da amostra, colocada em papel manteiga, e

adicionada ao tubo de Kjeldahl juntamente com 5mL de ácido sulfúrico

concentrado e 2g da mistura catalítica (4% de sulfato de cobre e 96% de

sulfato de potássio). Para obter o branco excluiu-se apenas a amostra do

experimento.

- Digestão: O tubo de Kjeldahl foi acoplado ao sistema do digestor de

micro kjeldahl, no qual a temperatura foi ajustada elevando-a gradualmente de

50 em 50ºC, até 350ºC por 4:30h e/ou até viragem completa da amostra para

coloração esverdeada límpida, em sequência foi resfriada e destilada.

- Destilação: A amostra digerida presente no tubo digestor foi

adicionada algumas gotas de fenolftaleína a 1%, em seguida acoplada ao

destilador e por meio de um funil, do próprio aparelho, adicionado à amostra

uma solução de 30% de hidróxido de sódio (NaOH) para neutralização do meio

ácido (até aparecimento de uma solução de coloração avermelhada).

Foram transferidos 20mL de ácido sulfúrico 0,05M para um erlenmeyer

de 500mL, acrescentado 3 gotas do indicador (vermelho de metila a 0,2%),

este erlenmeyer foi acoplado ao destilador para recuperar o nitrogênio

destilado até obter um volume de 2/3 do volume inicial.

- Titulação: O excesso de ácido sulfúrico (solução do item “destilação”)

foi titulado com solução de NaOH 0,1M com indicador vermelho de metila. O

volume de NaOH utilizado foi anotado e utilizado para se realizar os cálculos.

O teor de proteínas foi obtido pela fórmula:

V x 0,14 x f / p; onde;

V = volume de ácido sulfúrico utilizado menos volume de hidróxido de

sódio utilizado na titulação;

42

f = fator de correção = 5,75 (fator de correção para proteína vegetal,

segundo BRASIL, 2003)

p = peso da amostra

Obs.: Procedeu-se a correção das soluções com seus respectivos

fatores.

4.5.5 Carboidratos

O teor de Carboidratos foi determinado por diferença, subtraindo de

100% do valor de proteínas, lipídios, cinzas e umidade, segundo Instituto

Adolfo Lutz (2005).

4.5.6 Valor Energético Total (VET)

O VET foi calculado pela soma das calorias (kcal) fornecidas por

carboidratos, lipídios e proteínas, multiplicando-se seus valores em gramas

pelos fatores de Atwater 4 Kcal, 9 Kcal e 4 Kcal, respectivamente (IAL, 2005).

4.6 Compostos bioativos

4.6.1 Obtenção e preparo dos extratos, segundo (Jardine & Mancini

Filho (2007), adaptado por Lima (2008)

Os extratos foram preparados de forma sequencial, extrato etéreo,

alcoólico e aquoso, onde se pesaram de 15 a 60g de amostra in natura (Figura

9).

43

15 a 60g de amostra + 100mL de éter etílico

+ 1h de agitação filtração (usando filtro

Whatman nº 4

Sobrenadante (extrato etéreo) Resíduo

+ Etanol (100mL) + 1h de agitação

+ filtração

Resíduo

+ água (100mL) + 1h de agitação

+ filtração

Resíduo

Sobrenadante

(extrato alcoólico)

Sobrenadante

(extrato aquoso)

Descarte

Figura 9 - Fluxograma de preparo e obtenção dos extratos

Extração do extrato etéreo

Foi colocado em um erlemeyer de 200mL, de 15 a 60g da amostra e

100mL de éter etílico e submetido a agitação por 1h em agitador automático

sem aquecimento. Após a agitação a solução foi filtrada, e, quando necessário,

centrifugada a 4000rpm por 10min, para separar o líquido do sólido, sendo o

líquido preservado (extrato etéreo) em um recipiente fechado ao abrigo da luz e

44

o resíduo restante foi submetido a secagem para ser utilizado na extração do

extrato alcoólico.

Extração do extrato alcoólico

Foi colocado o resíduo seco, após obter o extrato etéreo da amostra,

em um elermeyer de 200mL e acrescido 100mL de álcool etílico, sendo

submetido a agitação por 1h em agitador automático sem aquecimento. Após a

agitação a solução foi filtrada e, quando necessário, centrifugada a 4000rpm

por 10min, para separar o líquido do sólido, e em seguida o líquido foi

preservado em um recipiente fechado e o sólido foi submetido a secagem para

ser utilizado na extração do extrato aquoso.

Extração do extrato aquoso

O resíduo seco, após obter o extrato alcoólico da amostra, foi colocado

em um elermeyer de 200mL com 100mL de água. A solução foi agitada por 1h

em agitador automático sem aquecimento. Após a agitação a solução foi

filtrada e, quando necessário, centrifugada a 4000rpm por 10min, para separar

o líquido do sólido e em seguida foi preservado o líquido em um recipiente

fechado e o sólido (resíduo) descartado.

4.6.2 Quantificação de sólidos solúveis (peso seco) do extrato obtido

Foi colocado 1mL, em triplicata, de cada extrato obtido em cápsulas,

previamente taradas, e em seguida o material foi levado à estufa à 105°C por 1

h. Após secagem as amostras foram resfriadas em dessecador por 30 min e

pesadas para se realizar o cálculo da concentração do extrato.

O teor de sólidos solúveis (%) foi obtido pela fórmula:

100 x N/P, onde:

N = n° de gramas de sólidos do extrato

P = n° de mL de amostra

45

4.6.3 Curva padrão de ácido gálico

A partir da solução padrão de ácido gálico foram preparadas em balões

volumétricos de 10mL, soluções de ácido gálico variando a concentração de 0

a 0,35 mg/mL, que foram utilizadas para construir a curva padrão, em que se

plotou a leitura da absorbância, a 720nm, na ordenada e as concentrações de

ácido gálico utilizada, na abscissa (Figura 10).

Figura 10 - Curva padrão de ácido gálico

4.6.4 Compostos Fenólicos Totais, segundo Swain (1959), adaptada

por Lima (2008)

4.6.4.1 Teor de compostos Fenólicos Totais

Foi adicionado em um balão volumétrico de 10mL, 0,5mL de amostra,

em triplicata, do extrato alcoólico e aquoso (item 4.6.1), a 8mL de água

destilada e 0,5mL do reagente Folin Denis. Em seguida, a solução, foi

homogeneizada e deixou-se em repouso por 3min Após este tempo

acrescentou-se 1mL de solução saturada de carbonato de sódio anidro. A

solução ficou em repouso por 1h e logo após foram realizadas as leituras das

absorbâncias em espectrofotômetro a 720 nm.

46

Foi realizada a mesma leitura com um branco contendo os mesmos

reagentes menos a amostra.

Para o cálculo da quantidade de compostos fenólicos totais foi utilizada

a equação da reta da curva padrão construída com o ácido gálico (Figura 10):

y = 1,994x – 0,001 (R2 = 0,9997), onde:

y = absorbância

x = mgGAE de fenólicos em 0,5mL de amostra usada, como o resultado

obtido, fez-se a correspondência para 100mL de amostra e em seguida para a

quantidade de amostra utilizada para fazer o extrato.

4.6.5 Flavonóides e antocianinas, segundo Francis (1982)

Pesou-se 0,5g da amostra em um Becker envolto com papel alumínio,

colocando em seguida 10mL da solução de etanol 95% + HCL 1,5N

previamente preparada (85:15). Homogeneizou-se e logo após transferiu-se o

conteúdo para um balão volumétrico de 25 mL (sem filtrar) e aferiu-se o volume

com etanol 95% + HCL 1,5N (85:15). Depois, se transferiu para um frasco de

vidro, envolto em papel de alumínio, e deixou-se descansando por uma noite

sob refrigeração. Filtrou-se o material para um bécker de 50 mL sempre envolto

em papel alumínio, lendo-se logo em seguida em espectrofotômetro digital,

marca Shimadzu 02900, Serial No A 114547 / UV- 1.800, em um comprimento

de onda de 535nm. O “branco” é composto apenas da solução de etanol 95% +

HCL 1,5N (85:15) (v/v).

O cálculo do teor antocianinas totais foi feito por meio da

fórmula:

Absorbância x fator de diluição/98,2.

Fator de diluição:

O fator de diluição foi obtido utilizando a gramatura da amostra (0,5)

dividida pelo volume de diluição (25mL). O resultado foi correlacionado para

1mL (quantidade de g que tem em 1mL da solução) e determinou-se a

quantidade de mL em 100g:

47

Ex.: 0,5g/25mL = 0,02g

0,02g-----------1mL

100g-----------x

X=100/0,02

X= 5000

Resultado expresso em mg/100g

Obs.: Procedimento ao abrigo da luz.

Para análise de flavonoides realizou-se o mesmo procedimento e a

mesma fórmula para cálculo, sendo que se fez a leitura a 374nm.

4.6.6 Carotenoides, segundo Nagata e Yamashita (1992) adaptado

Pesaram-se 2g da amostra em erlenmeyer, colocou-se 20mL da

mistura acetona-hexano na proporção (4:6), agitou-se por 10min em agitador

magnético e em seguida filtrou-se em um Becker protegido com papel alumínio

utilizando funil e papel filtro.

Fez-se a leitura em espectrofotômetro digital, marca Shimadzu 02900,

Serial No A 114547 / UV- 1.800, nos seguintes comprimentos de onda: 453nm,

505nm, 645nm e 663nm.

Os resultados foram anotados para posterior cálculo. Para calibrar o

aparelho, foi realizada leitura com o Branco (acetona-hexano)

Para analisar os resultados expressos em β-Caroteno:

β- caroteno (mg/100mL)=

0,216 x A663 - 1,22 x A645 – 0,304 x A505 + 0,452 x A453

Onde,

A = Absorbância das leituras

Os demais números são constantes inerentes a fórmula.

Os resultados foram multiplicados por 1000 e expressos em µg/100g

de amostra fresca.

Para analisar os resultados expressos em Licopeno:

Licopeno (mg/100mL)=

0,0458 x A663 + 0,204 x A645 + 0,372 x A505 – 0,0806 x A453

48

Os resultados foram multiplicados por 1000 e expressos em µg/100g

de amostra fresca.

A = Absorbância das leituras

Os demais números são constantes inerentes a fórmula.

Obs.: Procedimento ao abrigo da luz.

4.6.7 Vitamina C

Ácido Ascórbico (Vitamina C) foi analisado pelo Método de Tillmans,

que se baseia na redução do 2,6-diclofenol indofenol-sódio (DCFI) pelo ácido

ascórbico (Instituto Adolfo Lutz, 2005).

Inicialmente foi realizada a análise da solução padrão de ácido

ascórbico pipetando 10mL em um Erlenmeyer contendo 50mL de solução de

ácido oxálico, em seguida a solução final foi titulada com a solução de DCFI até

coloração rosada persistente durante 15 segundos. Posteriormente, foi

realizado o mesmo procedimento, substituindo a solução de ácido ascórbico

pela amostra a ser analisada.

Para se obter a quantidade de ácido ascórbico utilizou-se o seguinte

cálculo:

mg de ác. Ascórbico/100ml de amostra =

5 x A x 100/ P x mL de amostra, onde:

5 = mg de ácido ascórbico padrão titulado

A = volume da solução DCFI utilizada para titular a amostra

P = volume da solução DCFI utilizada para titular o padrão.

4.7 Determinação da Atividade Antioxidante pelo método de captura de

radicais DPPH, segundo Lima (2008), desenvolvida por Blois (1958),

adaptado por Brand-Williams (1995)

Este método se baseia na redução do radical [2,2 difenil-1-pricril-

hidrazil (DPPH.)], que ao fixar um H. (removido do antioxidante em estudo),

leva a uma diminuição da absorbância, permitindo calcular, após o

49

estabelecimento do equilíbrio da reação, a quantidade de antioxidante gasta

para reduzir 50% do radical DPPH..

4.7.1 Atividade antioxidante

Foi preparada uma solução metanólica de DPPH a 6x10-5M (2,4mg de

DPPH dissolvido em álcool etílico em um balão volumétrico de 100mL). O

padrão foi obtido realizando-se a leitura da absorbância da solução de DPPH

sem amostra do extrato (antioxidante) em espectrofotômetro a 517 nm.

A Atividade Antioxidante dos extratos alcoólico e aquoso foi realizada

em triplicata, acrescentando-se, 1,5mL de DPPH e 0,5 mL de amostra, para

cada extrato e realizando-se a leitura da absorbância em espectrofotômetro a

517 nm, após 30 mim do início da reação. Foi realizado este procedimento de

leitura com quatro diluições/concentração diferentes, para cada extrato, obtidas

a partir da concentração do extrato inicial (item 4.6.2); deve-se testar as

concentrações até se obter a concentração ideal para realizar a leitura. O

álcool etílico foi utilizado para calibrar o espectrofotômetro.

A queda na leitura da densidade ótica das amostras foi correlacionada

com o controle, estabelecendo-se a porcentagem de descoloração do radical

DPPH conforme a fórmula abaixo:

% de proteção = (Abscontrole – Absamostra) x 100/Abscontrole

Após o cálculo do percentual de proteção plotou-se os resultados

(Apêndice A) contendo os valores das concentrações (mg/L) utilizadas no eixo

X e os percentuais de proteção encontrados no eixo Y e foi determinada a

equação da reta que foi utilizada para encontrar o valor do EC50 (quantidade de

amostra necessária para reduzir em 50% a concentração inicial do radical

DPPH).

Cálculo do EC50:

Equação da reta y = ax ± b, onde:

y = 50% (quantidade em percentual de proteção)

x = EC50 (mg/L)

50

5 Análise estatística

Para análise dos dados foi elaborado um banco de dados utilizando-se o

programa estatístico EPI INFO, versão 6.04b (DEAN, et al 1994) para cálculo

de médias e desvio-padrão e aplicado o teste de Tukey. As curvas para

verificação do teor de fenólicos e poder antioxidante foram construídas para

obtenção de equações, correlações e regressões, no programa EXCEL. O nível

de significância adotado foi de 5% (p<0,05).

51

6 RESULTADOS E DISCUSSÃO

Os frutos analisados apresentaram variações referentes ao peso,

comprimento e largura (Tabela 7 a 17). Segundo Silva et al. (2001) os frutos

de maior peso ou tamanho serão preferidos para industrialização, por

apresentarem maior peso de polpa e casca, consequentemente, maior

rendimento no processamento. O rendimento industrial é dado pelo índice

tecnológico que considera as características físicas e químicas do fruto.

O conhecimento das características físicas dos frutos é de grande

importância, tanto para se saber a diversidade de tamanho e peso em cada

espécie, bem como para se viabilizar a confecção de embalagens para

armazenamento e comercialização, de modo que não ocorram danos na sua

estrutura física e promova uma melhor visualização frente ao consumidor

(CORRÊA et al., 2008).

O pH baixo e acidez elevada é uma característica desejável para a

industrialização. O pH baixo dispensa a etapa de acidificação durante o

processamento. Além disso, o alto teor de acidez contribui para o sabor

acentuado da polpa. Esta característica promove um fator de diluição elevado

na formulação de sucos, e consequentemente, maior rendimento industrial

(ANDRADE, ARAGÃO e FERREIRA, 1993).

O teor dos sólidos solúveis (°Brix) nos frutos é muito importante, pois

quanto maior a quantidade de sólidos solúveis existentes, menor será a

quantidade de açúcar a ser adicionada aos frutos, quando processados pela

indústria. Diminuindo, assim, o custo de produção, aumentando a qualidade do

produto, menor tempo de evaporação da água, menor gasto de energia e maior

rendimento do produto, resultando em maior economia no processamento

(SILVA et al., 2002; COSTA et al., 2004).

A composição química dos frutos nativos das regiões brasileiras há

tempos vem sendo pesquisada e ainda não se conseguiu analisar todos os

frutos que estão disponíveis, restando ainda uma grande variedade de frutos

nativos para serem estudados. Hiane et al. (1992) já alertavam, desde 1992,

que pesquisas vinham demonstrando que as regiões tropicais e sub-tropicias

necessitavam de programas urgentes para estabelecer e processar fontes

52

nativas de nutrientes e que essas medidas seriam satisfatórias para melhorar a

dieta da população.

Tabelas e softwares de composição de alimentos são as ferramentas

básicas e de rápido acesso para o desenvolvimento do trabalho do

nutricionista, oferecendo informações referentes ao conteúdo nutricional dos

alimentos. Entretanto, deve-se ter cautela durante sua utilização porque, como

observado, existem diferenças estatisticamente e nutricionalmente

significativas entre os resultados calculados pelas Tabelas de Composição de

Alimentos e softwares e os analisados em laboratório. Por sua vez, a análise

laboratorial é a forma mais precisa de se obter dados sobre composição

centesimal de alimentos (RIBEIRO et al., 2003; GIUNTINI, LAJOLO e

MENEZES, 2006).

As análises realizadas com os frutos in natura (forma que os frutos são

ingeridos), diferente dos demais estudos que trabalharam os frutos

processados (secos), promovem uma superfície de contato menor para

extração dos compostos existentes, mesmo assim, a extração foi efetiva, na

qual se pôde observar que todos os frutos tiveram poder de redução do radical

livre positivo, variando assim somente na capacidade, maior ou menor, de

possuir atividade antioxidante. O potencial antioxidante de frutos já tem sido

estudado por muitos pesquisadores devido ao fato dos frutos possuírem

compostos bioativos, como vitamina C, flavonoides, antocianinas, carotenoides

(licopeno e β-caroteno), que tem alegação de possuírem atividade de proteção

contra as espécies reativas de oxigênio e nitrogênio.

Observou-se que em se utilizando toda a parte comestível do fruto para

a análise, o teor de nutrientes é maior, oferecendo um aporte calórico mais

significativo que quando se analisou apenas a polpa da fruta. Tendo em vista

que os frutos são nativos e consumidos por populações, na sua maioria,

carentes, incentivar o plantio de pomares, consumo e comercialização em

feiras destes frutos poderá melhorar o valor nutritivo da dieta destas

populações.

Dos resultados obtidos para os compostos bioativos estudados,

verificou-se que todos os frutos apresentaram quantidades estatisticamente

significativas de vitamina C, visto que a recomendação diária é de 60mg

53

(BRASIL, 2003). Os compostos fenólicos, tanto totais como frações,

flavonóides e antocianinas foram extraídos em teores relevantes, ressaltando

que estes compostos agregam valor ao fruto por possuírem alegações de

apresentarem atividade antioxidante, ajudando o nosso organismo a se

proteger contra as espécies reativas de oxigênio e nitrogênio que provocam

agressões nas células; e carotenoides (β-caroteno e licopeno) que, segundo

Rodrigues-Amaya, Kimura e Amaya-Farfan (2008), os frutos de mesma cultivar,

quando produzidos nos estados do Nordeste apresentaram teores de

carotenoides expressivamente mais elevados do que aqueles produzidos no

clima temperado do estado de São Paulo, e relataram que isso comprovaria a

estimulação da biossíntese de carotenoides com exposição ao sol, no entanto,

podem promover também a fotodegradação.

Observou-se, também, que para análise de compostos fenólicos, os

frutos que não obtiveram êxito na extração alcoólica, melhoraram o teor na

extração aquosa e vice-versa, exceto para o cagaita (Eugenia dysenterica Dc.),

maracujá-do-cerrado (Passiflora cincinnata Mart.) e puçá-preto (Mouriri pusa)

que mantiveram resultados similares nas duas extrações. Os solventes etanol e

água foram escolhidos levando em conta a toxidade e o custo. Verificando,

então, que os compostos fenólicos extraídos por solventes de diferentes

polaridades refletem resultados de teores diferentes, de modo que se encontre

a melhor alternativa para a aplicação em alimentos, e quando se obtém uma

extração com teores positivos, com a água, remete-se a um dado animador por

ser a água o solvente universal, que está envolvido nos processos culinários e

é utilizado como fonte direta de consumo.

Os resultados verificados para capacidade antioxidante (Figura 23),

expressos em capacidade de reduzir em 50% a atividade do radical (EC50mg/L)

de frutos do cerrado, extraído nos extratos alcoólico e aquoso, apontam um alto

poder antioxidante para os frutos, os quais obtiveram capacidade de redução

em 50% do radical livre DPPH, com a menor concentração possível. Cada fruto

teve um comportamento diferenciado no que diz respeito ao tipo de extrato,

mostrando precisar de maior ou menor concentração para reduzir em 50% a

atividade do radical livre (DPPH).

54

Os resultados expressos, por fruto, estão descritos a seguir nas

respectivas Tabelas 07 a 17.

O bureré (Brosimum gaudichaudii) (Tabela 7 e Figura 11) se destacou

por ter baixo teor lipídico (0,3g/100g), teor médio de proteínas (2,2g/100g) e

baixo valor calórico (106,9kcal). Dos frutos analisados foi o que apresentou um

teor elevado de β-caroteno (361,91µg/100g), que é um carotenoide precursor

da vitamina A e menor de vitamina C (86,5mg/100g). Os teores de flavonoides

e antocianinas foram de 18,79 e 1,12mg/100g, respectivamente. Na extração

de compostos fenólicos totais, o extrato que teve maior poder de extração foi o

aquoso com 40,79mgGAE/100g, comparando-se com o extrato alcoólico que

obteve 20,73mgGAE/100g.

Necessitou-se de uma concentração de 4.286,83mg/L do extrato

alcoólico para reduzir 50% do radical livre DPPH e 2.721,46mg/L do extrato

aquoso.

A cagaita (Eugenia dysenterica Dc.) (Tabela 8 e Figura 12) mostrou

elevado teor de umidade (90,9g/100g), proteínas (2,5g/100g – fator de

conversão de 5,75) e baixo valor calórico (36,6kcal). Almeida, Silva & Ribeiro

(1987) relataram valores de 5,04g/100g e 0,50g/100g de glicídios e proteínas,

respectivamente, para a polpa. Silva et al. (2008) também, analisando a polpa

da cagaita (Eugenia dysenterica Dc.), obtiveram valores em g/100g de 3,08

para carboidratos, 0,44 para lipídeos, 0,82 para proteínas utilizando o fator de

conversão de 6,25 e VET de 20,01kcal. O conteúdo de vitamina C foi de

126,3mg/100g, o qual apresentou-se elevado quando comparado com os

dados relatados na literatura consultada (72,0mg/100g) (ENDEF, 1999).

Em estudo realizado por Genovese et al. (2010), analisando frutos

exóticos e polpa de frutas comerciais, não se obteve valores de antocianinas

para polpa da fruta de cagaita (Eugenia dysenterica Dc.); já no presente estudo

foi verificado um valor de 0,38mg/100g para antocianinas.

Todos os frutos pesquisados, com exceção do chichá (Sterculia striata

Naud.), apresentaram valores de β-caroteno (µg/100g) do fruto, com o teor

obtido para cagaita (Eugenia dysenterica Dc.) (201,23µg/100g ±25,1),

destacando-se dentre os frutos estudados.

55

Figura 11 - Bureré (Brosimum gaudichaudii)

Tabela 7 - Caracterização física, físico-química, química, compostos bioativos e

atividade antioxidante pelo método DPPH (EC50 mg/L) do bureré (Brosimum gaudichaudii). Teresina, Março/2011.

Características físicas e físico-químicas Média ±DP*

Peso 8,6±1,9 Comprimento (mm) 22,1±4,5 Largura (mm) 26,1±3,4 pH 5,7±0,6 Acidez Total Titulável (ATT) 7,1±1,4 Sólidos solúveis Totais (ºBRIX) 6,0±0,0**

Composição química, VET e compostos bioativos

Média ±DP*

Umidade (g/100g) 72,3 4,5 Cinzas (g/100g) 1,3 0,2 Lipídeos (g/100g) 0,3 0,1 Proteínas (g/100g) 2,2 0,1 Carboidratos (por diferença) 23,8 5,2 VET (kcal) Vitamina C (mg/100g) Flavonoides (mg/100g) Antocianinas (mg/100g) Licopeno (µg/100g) β-Caroteno (µg/100g)

106,9 12,9

86,5 11,8

18,79 1,2

1,12 0,3 nd***

361,91 19,4

Compostos fenólicos totais e Atividade antioxidante

Extrato alcoólico Extrato aquoso

Compostos Fenólicos Totais mgGAE/100g 20,73 0,00a**** 40,79 5,59b Atividade Antioxidante EC50 mg/L 4.286,83ª 2.721,46b

*Valores apresentados em Média e Desvio padrão: três repetições/amostra. **com diluição de 2g/10mL, ***Não detectado. ****Mesma letra não possuem diferença estatisticamente significativa (p<0,05).

Para compostos fenólicos totais a cagaita (Eugenia dysenterica Dc.)

apresentou uma quantidade de 25,17mgGAE/100g na extração alcoólica e

27,42mgGAE/100g para extração aquosa, com leitura realizada em 720nm. A

literatura consultada reporta dados de compostos fenólicos totais expressos em

equivalente de ácido gálico para a cagaita (Eugenia dysenterica Dc.), com dois

56

tipos de extração (alcoólica e aquosa) e leitura em 760nm, com teor de

18,38±0,817 para extrato alcoólico (casca e polpa) e 16,23±1,363 para o

extrato aquoso (casca e polpa) (KUSKOSKI et al., 2005). Analisando frutos

exóticos e polpa de frutas comerciais, Genovese et al. (2010) obtiveram valor

de 150±1,1mg/100g para polpa de fruta da cagaita (Eugenia dysenterica Dc.),

realizando leitura a 750nm, de um extrato único dos solventes

metanol/água/ácido acético. Estes dados se mostraram superiores aos obtidos

no presente estudo, enfatizando-se que tanto os métodos de extração como as

leituras foram diferentes nos três estudos.

Com relação à atividade antioxidante, a cagaita (Eugenia dysenterica

Dc.) foi um dos frutos analisados que necessitou de menor concentração para

reduzir o DPPH em 50%, 430,92mg/L para extrato alcoólico e 970,27mg/L para

extrato aquoso, mostrando ter um boa capacidade antioxidante.

Roesler et al. (2007) analisando extrato seco de casca e polpa (leitura

em 760nm), obtiveram um valor de EC50 de 387,47µg/mL para extrato etanólico

e 879,33 µg/mL para extrato aquoso. Comparando com os resultados

analisados com o fruto fresco e em leitura de 517nm, a cagaita (Eugenia

dysenterica Dc.) teve um EC50 de 430,92 para extrato alcoólico e de 970,27

para extrato aquoso, visto que o estado úmido é a forma mais comum de

ingestão deste fruto.

O chichá (Sterculia striata Naud.) (Tabela 9 e Figura 13) caracterizou-

se por ser um fruto leve e de tamanho pequeno, com acidez total de 11,6% e

pH de 6,7. Obteve em g/100g, baixo teor de umidade (8,4), elevado teor de

lipídeos (23,7), proteínas (13,8 - fator de conversão de 5,75), cinzas (3,1) e teor

calórico (472,1kcal). Moreira-Araújo et al. (2010), em pesquisa sobre frutos do

cerrado obtiveram valores similares: 19,84g/100g de lipídeos; 16,87g/100g de

proteínas e 1,95g/100g de cinzas, sendo discordante apenas no teor de

umidade que foi de 48,86g/100g. Silva et al. (2008) verificaram valores

semelhantes de umidade (6,95g/100g), proteínas (19g/100g – fator de

conversão de 6,25) e valor calórico (421,07).

57

Figura 12 - Cagaita (Eugenia dysenterica Dc.)


atividade antioxidante pelo método DPPH (EC50 mg/L) da cagaita (Eugenia dysenterica Dc.). Teresina, Março/2011.

Parâmetros físico-químicos Média ±DP*

Peso 9,3±2,8 Comprimento (mm) 23,1±5,2 Largura (mm) 271±5,8 pH 3,7±0,6 Acidez Total Titulável (ATT) 3,3±0,1 Sólidos solúveis Totais (ºBRIX) 6,7±0,0** Composição química, VET e compostos

bioativos Média ±DP*

Umidade (g/100g) 90,9 8,4 Cinzas (g/100g) 0,3 0,1 Lipídeos (g/100g) 0,3 0,1 Proteínas (g/100g) 2,5 0,2 Carboidratos (por diferença) 5,9 1,7 VET (Kcal) Vitamina C (mg/100g) Flavonoides (mg/100g) Antocianinas (mg/100g) Licopeno (µg/100g) β-Caroteno (µg/100g)

36,6 7,2

126,3 45,8

9,51 0,4

0,38 0,8 nd**

201,23 25,1


Extrato alcoólico

Extrato aquoso

Compostos Fenólicos Totais mgGAE/100g 25,19 2,13a*** 27,42 0,00a

Atividade Antioxidante EC50 mg/L 430,92a 970,27b

*Valores apresentados em Média e Desvio padrão: três repetições/amostra. ** Sem diluição. ***Letras iguais não possuem diferença estatisticamente significativa (p<0,05).

O chichá apresentou, entre os frutos analisados, o menor teor de

vitamina C (89,3mg/100g). Referente aos valores de licopeno o chichá obteve

119,78µg/100g. Para compostos fenólicos, o extrato aquoso não foi obtido

leitura e para extrato alcoólico foi verificado um conteúdo de

58

85,37mgGAE/100g, dado superior ao reportado por Moreira-Araújo et al.

(2010), que foi de 23,33mg/100g. Apresentou capacidade antioxidante com

uma concentração de 4.973,47mg/L para reduzir 50% do radical, para o extrato

alcoólico, e 1.956,79mg/L para o extrato aquoso.

Figura 13 - Chichá (Sterculia striata Naud.)

Tabela 9 - Caracterização física, físico-química, química, compostos bioativos e atividade antioxidante pelo método DPPH (EC50 mg/L) do chichá (Sterculia striata

Naud.).Teresina, Março/2011.




Média ±DP*

Umidade (g/100g) 8,4 1,5 Cinzas (g/100g) 3,1 0,2 Lipídeos (g/100g) 23,7 3,8 Proteínas (g/100g) 13,8 3,1 Carboidratos (por diferença) 50,9 9,8 VET (Kcal) Vitamina C (mg/100g)

472,1 22,9

89,3 9,8 Flavonoides (mg/100g) 2,81 0,6 Antocianinas (mg/100g) 0,88 0,4 Licopeno (µg/100g) 119,78±9,78 β-Caroteno (µg/100g) nd***



Compostos Fenólicos Totais mgGAE/100g

85,37 7,77**** nd**

Atividade Antioxidante EC50 mg/L 4.973,47a 1.956,79b

*Valores apresentados em Média e Desvio padrão: três repetições/amostra. **com diluição de 2g/10mL, ***Não detectado. ****Letras iguais não possuem diferença estatisticamente significativa (p<0,05).

59

O cajuí (Anacardium humile St. Hil) (Tabela 10 e Figura 14)

apresentou ser um fruto pequeno com pH baixo (3,7), com acidez titulável total

de 13,4% e SST (12ºBRIX) elevado, características favoráveis para a

industrialização. Obteve um elevado teor de umidade (82,6g/100g), baixo teor

lipídico (0,3g/100g) e valor calórico de 69,9g/100g. Silva et al. (2008) obtiveram

valores semelhantes para umidade (86,57g/100g), lipídeos (0,63g/100g) e valor

discordante para o VET (38,27kcal). Dado este, que pode ser justificado devido

a diferença de local de colheita, solo, clima e época de frutificação.

Tal fruto demonstrou ser uma excelente fonte de vitamina C, devido

seu elevado teor (500mg/100g). Almeida (2009), analisando pedúnculos de

genótipos diferentes de cajuí (Anacardium microcarpum Ducke), observou que

o teor de vitamina C foi elevado para a maioria dos genótipos avaliados,

apresentando valores acima de 200mg/100g, chegando a 340mg/100g. Valores

compatíveis com o determinado nas análises de cajuí realizadas (500mg/100g)

neste estudo (Anacardium humile St. Hil).

O cajuí apresentou valores de 3,12 e 0,22 mg/100g de flavonoides e

antocianinas, respectivamente. Analisando-se frações de carotenoides, não foi

detectado valor para licopeno e apresentou um valor expressivo para β-

caroteno 136,13µg/100g. Para compostos fenólicos teve melhor extração com

o álcool etílico, 51,15mgGAE/100g e menor com água 11,81mgGAE/100g.

Moreira-Araújo et al. (2010) obtiveram valores de 81,76mg/100g para extrato

alcoólico e 39,40mg/100g para extrato aquoso. Apresentou um EC50 de

881,70mg/100g para o extrato alcoólico e 1.050,17mg/100g para extrato

aquoso, demonstrando que o fruto possui um bom poder de reduzir o radical

DPPH. Moreira-Araújo et al. (2010) verificaram uma concentração com valores

do EC50 de 121,48 (extrato alcoólico) e EC50 1.008,61 (extrato aquoso) para

atividade antioxidante no sistema DPPH.

60

Figura 14 - Cajuí (Anacardium humile St. Hil.)


atividade antioxidante pelo método DPPH (EC50 mg/L) do cajuí (Anacardium humile St. Hil.). Teresina, Março/2011.


Peso 7,9±1,3 Comprimento (mm) 34,2±7,9 Largura (mm) 21,8±4,2 pH 3,7±0,8 Acidez Total Titulável (ATT) 13,4±2,1 Sólidos solúveis Totais (ºBRIX) 12±0,1


Média ±DP*


69,9 9,8

500,0 89,7 Flavonoides (mg/100g) 3,12 0,7 Antocianinas (mg/100g) 0,22 0,7 Licopeno (µg/100g) nd** β-Caroteno (µg/100g) 136,13 18,3



Compostos Fenólicos Totais mgGAE/100g 51,15 0,00a*** 11,81 2,67b

Atividade Antioxidante EC50 mg/L 881,70a 1.050,17b

*Valores apresentados em Média e Desvio padrão: três repetições/amostra. **Sem diluição. ***Letras iguais não possuem diferença estatisticamente significativa (p<0,05).

O jatobá-do-cerrado (Hymenaea stigonocarpa Mart.) (Tabela 11 e

Figura 15) analisado, apresentou um peso médio de 57,5g, com o pH ácido e

acidez elevada. Obteve-se, dos frutos estudados, o maior teor de cinzas

(5,0g/100g), demonstrando ser um fruto com elevado teor de minerais, um

baixo teor de umidade (12,0g/100g) e ficou em segundo lugar no teor de

61

calorias totais (337,87kcal), por possuir um elevado teor de carboidratos

(79,8g/100g). Para a farinha do jatobá, Silva et al. (2001) obtiveram valores em

g/100g de carboidratos (30,90); proteínas (7,60); lipídeos (3,0) e cinzas (4,6).

Enquanto, segundo ENDEF (1999), o teor de umidade foi de 68,2g/100g,

cinzas de 0,7g/100g, lipídeos de 0,7g/100g, proteínas de 1,0g/100g,

carboidratos de 29,4g/100g e Valor Energético Total de 115kcal. Os dados

disponíveis na literatura consultada corroboram com os analisados no tocante

ao teor de proteínas e cinzas, enquanto que o teor de umidade, segundo o

ENDEF (1999) foi bem superior, visto que o jatobá-do-cerrado (Hymenaea

stigonocarpa Mart.) é um fruto em que a polpa é seca (farinácea) e o seu teor

de umidade consequentemente é baixo.

O teor de vitamina C foi 330,4mg/100g, dado discordante com o

ENDEF (1999), cujo valor obtido foi de 33mg/100g. O conteúdo de β-caroteno

foi de 110,68µg/100g e de licopeno foi 9,96 µg/100g. Com relação aos

compostos fenólicos, obteve uma maior extração com o extrato alcoólico

(34,10mgGAE/100g) que o aquoso (25,19mgGAE/100g). E para atividade

antioxidante obteve-se um EC50 de 1.059,05mg/L para o extrato alcoólico e

1.554,49mg/L para o extrato aquoso.

A macaúba (Acrocomia aculeata Mart.) (Tabela 12 e Figura 16) é um

fruto pequeno, não ácido, com um teor de cinzas (2,3g/100g), carboidratos

(36,4g/100g) e calorias totais (296,9kcal) elevados, ficando em terceiro lugar

dentre os frutos analisados. Obteve, também, elevado teor de lipídeos

(16,6g/100g). Comparando-se com os dados verificados por Silva et al.(2008)

observou-se valores equivalentes de cinzas (1,78g/100g), lipídeos

(14,93g/100g), carboidratos (35,06g/100g) e calorias totais (285,65kcal).

Figura 15 - Jatobá-do-cerrado (Hymenaea stigonocarpa Mart.)

62


atividade antioxidante pelo método DPPH (EC50 mg/L) do jatobá (Hymenaea stigonocarpa Mart.). Teresina, Março/2011.




Média ±DP*


337,87 6,4

330,4 61,5 Flavanoides (mg/100g) 19,64 1,5 Antocianinas (mg/100g) 2,12 0,7 Licopeno (µg/100g) 9,96±1,23 β-Caroteno (µg/100g) 110,68 11,9





*Valores apresentados em Média e Desvio padrão: três repetições/amostra. **com diluição de 2g/10mL. ***Letras iguais não possuem diferença estatisticamente significativa (p<0,05).

O quantidade de teor de vitamina C foi 185,1mg/100g, comparando-se

com o valor da TACO (2006), que apresenta um valor de 13,4mg/100g,

observou-se que foi superior. Com referência aos demais compostos bioativos,

a macaúba (Acrocomia aculeata Mart.) destacou-se pelo conteúdo de β-

caroteno, apresentando um valor igual a 132,65 µg/100g. E para os resultados

da extração de compostos fenólicos, o extrato alcoólico extraíu

60,85mgGAE/100g e possibilitou uma atividade antioxidante, EC50 de

3.582,54mg/L, resultados estes melhores que a extração com água.

63

Figura 16 - Macaúba (Acrocomia aculeata Mart.)


atividade antioxidante pelo método DPPH (EC50 mg/L) da macaúba (Acrocomia aculeata Mart.). Teresina, Março/2011.




Média ±DP*


296,9 12,9

185,1 14,8 Flavanoides (mg/100g) 4,56 0,3 Antocianinas (mg/100g) 0,57 0,9 Licopeno (µg/100g) nd*** β-Caroteno (µg/100g) 132,65 17,2


Extrato alcoólico

Extrato aquoso

Compostos Fenólicos Totais mgGAE/100g 60,85 11,15a**** 20,73 0,00b

Atividade Antioxidante EC50 mg/L 3.582,54a 3.783,81a

*Valores apresentados em Média e Desvio padrão: três repetições/amostra. ** com

diluição de 2g/10mL, ***Não detectado. ***Letras iguais não possuem diferença estatisticamente significativa (p<0,05).

O maracujá-do-cerrado (Passiflora cincinnata Mart.) (Tabela 13 e

Figura 17) é um fruto que apresentou um peso médio de 74g, uma acidez

elevada e pH baixo com alto teor de umidade (85,5g/100g), SST elevado

(12,67 ºBRIX) e o menor valor calórico (54,4kcal) dos frutos analisados.

64

Comparando-se com os resultados expressos na literatura para maracujá

(Passiflora edulis Sims.), segundo o ENDEF (1992) o teor de umidade foi maior

(75,5g) e apresentou menor valor calórico (90kcal).

Os resultados de vitamina C para maracujá, obtido na literatura,

mostram que a variedade roxa apresenta um teor de 29,80mg/100 mL de suco

em média, possuindo maior teor de vitamina C que a variedade amarela com

20,0mg/100 mL de suco. De acordo com Sepúlveda et al. (1996, citado por

ZERAIK, 2010). Para o presente estudo observou-se que o maracujá-do-

cerrado (Passiflora cincinnata Mart.) obteve um valor de 93,6mg/100g,

verificando-se um teor elevado de vitamina C, quando comparado com os

dados relatados de outras espécies de maracujá.

O maracujá-do-cerrado (Passiflora cincinnata Mart.) apresentou valores

baixos, comparando-se com os demais frutos analisados, para compostos

bioativos. Para β-caroteno o resultado foi de 12,85µg/100g da polpa do fruto, e

mesmo as análises sendo realizadas por métodos diferentes, os resultados

corroboram com a análise cromatográfica que permitiu a identificação de 13

tipos de carotenoides presentes na polpa de frutos de maracujás-do-cerrado

(Passiflora cincinnata Mart.) das espécies estudadas por Wondracek, Faleiro &

Costa (2008), nas quais o β-caroteno foi o carotenoide que teve maior

contribuição no índice de diversidade genética, 75,7%, ficando com pico do

espectro de absorbância média 170,12, com mínimo de 0,37 e máximo de

777,17.

Os valores dos compostos fenólicos extraídos não diferiram

estatisticamente para extração alcoólica e aquosa, sendo 16,27mgGA/100g e

14,04mgGAE/100g, respectivamente. A melhor atividade antioxidante foi para o

extrato aquoso com um EC50 de 1.892,62mg/L.

Figura 17 - Maracujá-do-cerrado (Passiflora cincinnata Mart.)

65

Tabela 13 - Caracterização física, físico-química, química, compostos bioativos e atividade antioxidante pelo método DPPH (EC50 mg/L) do maracujá-do-cerrado

(Passiflora cincinnata Mart.). Teresina, Março/2011.


Peso 74,7±9,6 Comprimento (mm) 52,9±7,5 Largura (mm) 53,8±6,4 pH 3,3±0,1 Acidez Total Titulável (ATT) 75,7±3,8 Sólidos solúveis Totais (ºBRIX) 12,67±0,1)**


Média ±DP*


54,4 9,3

93,6 16,9 Flavanoides (mg/100g) 10,12 0,9 Antocianinas (mg/100g) 0,44 0,5 Licopeno (µg/100g) nd** β-Caroteno (µg/100g) 12,85 1,9



Compostos Fenólicos Totais mgGAE/100g 16,27 3,55a*** 14,04 0,00a



A mangaba (Hancornia spp.) (Tabela 14 e Figura 18) é um fruto

pequeno, ácido, com um pH baixo e SST elevado (14,20 ºBRIX), com

característica para ser utilizado pela indústria alimentícia. Apresentou valores

significativos de calorias (71,4kcal), proteínas (1,4g/100g), baixo teor de

lipídeos (1,3g/100g) e alto teor de umidade (82,8±8,5). Comparando-se com

dados do ENDEF (1999) foram obtidos valores concordantes para umidade

(87,9g/100g) e carboidratos (10,5g/100g); contudo, os teores de lipídeos

(0,3g/100g), proteínas (0,7g/100g), cinzas (0,6g/100g) e o VET (43kcal) foram

inferiores aos verificados no presente estudo, o que pode ser justificado devido

ao fato que para obtenção dos dados da tabela do ENDEF (1999) foi utilizado

para as análises apenas a polpa do fruto.

Para vitamina C o conteúdo obtido foi de 474,1mg/100g, resultado

superior ao da tabela do ENDEF (1999) que foi de 33mg/100g. Nos demais

66

compostos bioativos o que apresentou melhor valor foi o β-caroteno,

43,64µg/100g. Para flavonoides um teor de 9,31mg/100g e antocianinas de

0,43mg/100g, próximo aos resultados de Rufino et al. (2010), 15mg/100g e

0,4mg/100g para flavonoides e antocianinas, respectivamente, visto que

existem variações do tipo de região da colheita, tipo de solo e clima das

amostras analisadas.

O conteúdo dos compostos fenólicos extraídos pelo álcool etílico foi de

40,79mgGAE/100g (com leitura a 720nm), superior ao do extrato aquoso.

Segundo Rufino et al. (2010), realizando extração com metanol/acetona/água,

formando assim um único extrato e leitura de 700nm, obteve-se um teor de

169mgGAE/100g. Para a atividade antioxidantee a mangaba apresentou no

extrato alcoólico um EC50 de 100mg/L, sendo o melhor, entre todos os frutos,

demonstrando ser este fruto do cerrado com conteúdo de compostos de maior

capacidade antioxidante total no estudo “in vitro” realizado. Rufino et al. (2010)

realizando extração com metanol/acetona/água e leitura a 515nm verificaram

um valor de 3.385± 349g/g DPPH para a capacidade de redução de 50% de

DPPH.

Figura 18 - Mangaba (Hancornia spp.)

67

Tabela 14 - Caracterização física, físico-química, química, compostos bioativos e atividade antioxidante pelo método DPPH (EC50 mg/L) da mangaba (Hancornia

spp.). Teresina, Março/2011.


Peso 30,5±5,4 Comprimento (mm) 40,9±7,8 Largura (mm) 38,2±4,5 pH 3,6±0,4 Acidez Total Titulável (ATT) 22,7±4,1 Sólidos solúveis Totais (ºBRIX) 14,20±0,2


Média ±DP*


71,4 18,5

474,1 78,3 Flavanoides (mg/100g) 9,31 0,3 Antocianinas (mg/100g) 0,43 0,4 Licopeno (µg/100g) nd** β-Caroteno (µg/100g) 43,64 8,2




Atividade Antioxidante EC50 mg/L 100a 11.864,33b


A marmelada-de-cachorro (Alibertia sessillis Schum.) (Tabela 15 e

Figura 19), um fruto pequeno com alto teor de polpa, pH ácido e acidez baixa,

destacou-se por apresentar um reduzido teor lipídico (0,3g) e um conteúdo de

carboidratos (27,2g) e calorias totais (115,2kcal) significativos em 100g do

fruto.

Dos compostos bioativos analisados a marmelada-de-cachorro

(Alibertia sessillis Schum.) destacou-se por apresentar teores mais elevados,

dentre os frutos pesquisados, de flavonoides (27,18µg/100g) e antocianinas

(4,30µg/100g); destacou-se também nas extrações de compostos fenólicos

totais, extrato alcoólico e aquoso, respectivamente, 36,33mgGAE/100g e

25,19mgGAE/100g. A atividade antioxidante foi baixa, tanto para extrato

alcoólico, como para aquoso, pois necessitou de uma concentração alta para

reduzir o Radical Livre em 50%, que foi de 4.757,93mg/100g do extrato

68

alcoólico e 2.100,06mg/100g do extrato aquoso, destacando-se o aquoso com

melhor atividade antioxidante, com diferença estatisticamente significativa.

Figura 19 - Marmelada-de-cachorro (Alibertia sessillis Schum.)

Tabela 15 - Caracterização física, físico-química, química, compostos bioativos e atividade antioxidante pelo método DPPH (EC50 mg/L) da marmelada-de-cachorro

(Alibertia sessillis Schum.). Teresina, Março/2011.




Média ±DP*


115,2 18,1

119,4 45,8 Flavanoides (mg/100g) 27,18 4,2 Antocianinas (mg/100g) 4,30 0,12 Licopeno (µg/100g) 1,31±0,01 β-Caroteno (µg/100g) 22,83 5,8



Compostos Fenólicos Totais mgGAE/L 36,33 4,79a*** 25,19 1,50b


*Valores apresentados em Média e Desvio padrão: três repetições/amostra. **com diluição de 2g/10mL ***Letras iguais não possuem diferença estatisticamente significativa (p<0,05).

O puçá-preto (Mouriri pusa) (Tabela 16 e Figura 20), fruto pequeno, de

acidez baixa, apresentou um teor protéico de 2,3g/100g (fator de conversão

5,7), baixo teor lipídico (0,3g/100g), teor de carboidratos de 19,3g/100g e valor

69

energético total (89,4kcal). Dados concordantes com Silva et al. (2008) com

referência aos valores de proteínas 1,02g/100g (fator de conversão de 6,25) e

lipídeos (0,31g/100g), e discordantes com o teor de carboidratos (6,64g/100g) e

valor energético total (34,15kcal), que foram inferiores aos resultados

verificados no presente estudo. Dados que podem ser explicados pela

diferença que no estudo atual analisou-se a parte comestível (casca e polpa) e

no estudo referenciado foi analisada somente a polpa.

O puçá-preto (Mouriri pusa) apresentou um teor de vitamina C de

205,9mg/100g do fruto, resultado superior ao determinado por Rufino et al.

(2010) de (28,9mg/100g). Obteve-se um valor para flavonoides de

11,57mg/100g e antocianinas de 0,61mg/100g, resultados inferiores aos dados

obtidos por Rufino et al. (2010), que verificou um teor, no puçá-preto (Mouriri

pusa), de flavonoides com 143mg/100g e de antocianinas com 103mg/100g.

Os resultados para carotenoides (frações) mostraram-se nulos para licopeno e

um conteúdo de 138,76 µg/100g para β-caroteno.

Para compostos fenólicos totais, o presente estudo obteve

40,79mgGAE/100g, para extrato alcoólico e 45,25mgGAE/100g para extrato

aquoso, com leitura em 720nm. Dados relatados na literatura, expressaram

valores de 868mgGAE/100g, com leitura em 700nm (RUFINO et al., 2010).

Ressalta-se que tanto o método de extração (metanol/acetona/água) como o

comprimento de onda da leitura realizada foram diferentes entre os estudos.

Rufino et al. (2010), realizando extração com metanol/acetona/água e

leituras a 515nm, de puçá-preto (Mouriri pusa), encontraram um EC50 414±

14,4g/gDPPH, que significa dizer que é necessário 414g de fruto para reduzir

1g de DPPH. Comparando com os resultados obtidos para extrato alcoólico e

aquoso, respectivamente, verificou-se um EC50 de 1.455,19mg/L e 713,53mg/L

para reduzir 50% do radical livre (DPPH), destacando-se que é necessária uma

concentração menor que 1000mg/L para o extrato aquoso reduzir 50% do

radical livre.

70

Figura 20 - Puçá-preto (Mouriri pusa)

Tabela 16 - Caracterização física, físico-química, química, compostos bioativos e atividade antioxidante pelo método DPPH (EC50 mg/L) da puçá-preto (Mouriri

pusa). Teresina, Março/2011.




Média ±DP*


89,4 9,1




Compostos Fenólicos Totais mgGAE/L 40,79 0,00a*** 45,25 4,87a

Atividade Antioxidante EC50 mg/L 1.455,19a 713,53b

*Valores apresentados em Média e Desvio padrão: três repetições/amostra. **com diluição de 2g/10mL. ***Não detectado. ***Letras iguais não possuem diferença estatisticamente significativa (p<0,05).

O tuturubá (Pouteria oblanceolata) (Tabela 17 e Figura 21)

caracteriza-se por ser um fruto polpudo com peso médio de 26g, um pH

levemente ácido e acidez baixa, apresentou um teor reduzido de lipídeos

(0,9g/100g) e elevado de carboidratos (33,9g/100g), destacando-se por ser um

fruto com elevado valor calórico total (146,5kcal), quando comparado com os

demais frutos analisados.

71

Analisando os compostos bioativos existentes no tuturubá (Pouteria

oblanceolata), destaca-se o teor de vitamina C (558,8mg/100g) e de β-caroteno

(161,46µg/100g). Apresenta um teor de compostos fenólicos em extrato aquoso

(47,48mgGAE/100g) com diferença estatisticamente significativa do extrato

alcoólico (25,19mgGAE/100g), sendo ambos elevados. Demonstrou um poder

antioxidante elevado tanto para o extrato alcoólico como o aquoso,

necessitando de uma concentração de 221,81mg/L e 733,36mg/L,

respectivamente, para reduzir o DPPH em 50%.

Figura 21 - Tuturubá (Pouteria oblanceolata)

Tabela 17 - Caracterização física, físico-química, química, compostos bioativos e atividade antioxidante pelo método DPPH (EC50 mg/L) do tuturubá (Pouteria

oblanceolata). Teresina, Março/2011.




Média ±DP*


146,5 23,4




Compostos Fenólicos Totais mgGAE/L 25,19 4,11a 47,48 3,77b

Atividade Antioxidante EC50 mg/L 221,81a 733,36b

*Valores apresentados em Média e Desvio padrão: três repetições/amostra. **diluição de 2g/10mL. ***Não detectado. ***Letras iguais não possuem diferença estatisticamente significativa (p<0,05).

72

Os frutos dos cerrado analisados demonstraram possuir teores

significativos de compostos bioativos. Destacando-se os frutos que tiveram

maior expressão nos resultados, segundo Tabela 18: para vitamina C, tuturubá

(Pouteria oblanceolata), cajuí (Anacardium humile St. Hil) e mangaba

(Hancornia spp.); flavonoides, bureré (Brosimum gaudichaudii), jatobá-do-

cerrado (Hymenaea stigonocarpa Mart.) e marmelada-de-cachorro (Alibertia

sessillis Schum.); antocianinas, marmela-de-cachorro (Alibertia sessillis

Schum.), jatobá-do-cerrado (Hymenaea stigonocarpa Mart.) e tuturubá

(Pouteria oblanceolata); licopeno, apenas no chichá (Sterculia striata Naud.),

jatobá-do-cerrado (Hymenaea stigonocarpa Mart.) e marmelada-de-cachorro

(Alibertia sessillis Schum.) foram detectados valores; e para β-caroteno

destacaram-se o bureré (Brosimum gaudichaudii), a cagaita (Eugenia

dysenterica Dc.) e Tuturubá (Pouteria oblanceolata).

Tabela 18 - Compostos bioativos em frutos do cerrado Piauiense. Teresina, Março/2011.

FRUTOS

VITAMINA C*

mg/100g

FLAVONOIDES

mg/100g

ANTOCIANINAS

mg/100g

LICOPENO

µg/100g

β-CAROTENO

µg/100g

Bureré

Cagaita

Chichá

Cajuí

Jatobá

Macaúba

Maracujá-do-

Cerrado

Mangaba

Marmelda-de-

cachorro

Puça-preto

Tuturubá

86,5 11,8

126,3 45,8

89,3 9,8

500,0 89,7

330,4 61,5

185,1 14,8

93,6 16,9

474,1 78,3

119,4 45,8

205,9 58,7

558,8 98,5

18,79 1,2

9,51 0,4

2,81 0,6

3,12 0,7

19,64 1,5

4,56 0,3

10,12 0,9

9,31 0,3

27,18 4,2

11,57 0,5

7,21 0,6

1,12 0.3

0,38 0,8

0,88 0,4

0,22 0,7

2,12 0,7

0,57 0,9

0,44 0,5

0,43 0,4

4,30 0,12

0,61 0,4

1,37 0,5

nd**

nd**

119,78±9,78

nd**

9,96±1,23

nd**

nd**

nd**

1,31±0,01

nd**

nd**

361,91 19,4

201,23 25,1

nd**

136,13 18,3

110,68 11,9

132,65 17,2

12,85 1,9

43,64 8,2

22,83 5,8

138,76 8,8

161,46 18,1

*Valores apresentados em Média e Desvio padrão: três repetições/amostra. **Não detectado.

Com relação aos resultados da extração de compostos fenólicos totais,

no extrato alcoólico e aquoso, observa-se na Figura 22 que os frutos de maior

73

destaque para extrato alcoólico foram chichá (Sterculia striata Naud.), macaúba

(Acrocomia aculeata Mart.), cajuí (Anacardium humile St. Hil), mangaba

(Hancornia spp.) e puçá-preto (Mouriri pusa). Para o extrato aquoso, os frutos

que apresentaram maior destaque foram o bureré (Brosimum gaudichaudii),

puçá-preto (Mouriri pusa) e tuturubá (Pouteria oblanceolata).

Dos resultados para atividade antioxidante expressos em EC50 (mg/L),

os frutos que apresentaram maior capacidade de reduzir o radical DPPH em

50%, com menor concentração para extrato alcoólico foram a cagaita (Eugenia

dysenterica Dc.), mangaba (Hancornia spp.) e tuturubá (Pouteria oblanceolata);

e para o extrato aquoso, destacaram-se a cagaita (Eugenia dysenterica Dc.),

puçá-preto (Mouriri pusa) e tururubá (Pouteria oblanceolata). Todos os frutos,

exceto a macaúba (Acrocomia aculeata Mart.), demonstraram diferença

estatisticamente significativa entre os resultados de atividade antioxidante

apresentados para os dois tipos de extração (Figura 23).

Figura 22 - Compostos fenólicos Totais, do extrato alcoólico e aquoso, (mgGAE/100g) de frutos do Cerrado piauiense. Teresina, Março/2011.

74

Figura 23 - Atividade antioxidante expressos em EC50, do extrato alcoólico e aquoso, pelo método DPPH, de frutos do Cerrado piauiense. Teresina, Março/2011.

75

7 CONCLUSÕES

Nas condições de realização desta pesquisa, de acordo com os

resultados obtidos, concluiu-se que:

Os frutos do Cerrado analisados demonstraram possuir características

físicas, físico-químicas e químicas que possibilitam sua utilização na

indústria de alimentos.

Os frutos que se destacaram pelo conteúdo de fenólicos totais, para o

extrato alcoólico, foram o chicha, macaúba e cajuí e para o extrato

aguoso, foram o bureré, puçá-preto e tuturubá; de flavonoides, bureré,

jatobá-do-cerrado e marmelada-de-cachorro; e de antocianinas, jatobá-

do-cerrado, marmelada-de-cachorro e tuturubá;

Os frutos que apresentaram maior teor de β-caroteno foram bureré,

cagaita e tuturubá; para licopeno, chicha, jatobá-do-cerrado, marmelada-

de-cachorro; e para vitamina C cajuí, mangaba e tuturubá;

A cagaita e o tuturubá foram os frutos que demonstraram maior poder

antioxidante “in vitro”, tanto no extrato aquoso quanto no alcoólico.

76

8 PESQUISAS FUTURAS

A realização de novos estudos, aplicando-se outros métodos para

determinação do poder antioxidante, com o objetivo de futuras comparações de

resultados.

Correlacionar os teores dos compostos bioativos dos frutos que

apresentaram maior conteúdo destes compostos para determinar quais os de

maior atividade antioxidante.

Realização de testes “in vivo” para avaliação de potencial antioxidante,

antiproliferativo, anti-icrobiano destes frutos.

Identificação de Flavonoides e perfil ácidos graxos.

Avaliação do conteúdo mineral dos frutos.

77

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87

APÊNDICE

88

APÊNDICE A - % de Redução do DPPH, frente as diferentes Concentrações

dos Frutos dos Cerrado Piauiense Analisados

Figura 01 - % de Redução do DPPH frente a

diferentes concentrações do Extrato Alcoólico de

Bureré. Teresina, Março/2011.


diferentes concentrações do Extrato Aquoso de

Cagaita. Teresina, Março/2011.


diferentes concentrações do Extrato Alcoólico de

Cagaita. Teresina, Março/2011.



Bureré. Teresina, Março/2011.

89


diferentes concentrações do Extrato Alcoólico do

Chicha. Teresina, Março/2011.


diferentes concentrações do Extrato Aquoso do

Chichá. Teresina, Março/2011.

Figura 07 - % de Redução do DPPH frente a diferentes

concentrações do Extrato Alcoólico de Cajuzinho-do-

cerrado. Teresina, Março/2011.



Cajuzinho-do-cerrado. Teresina, Março/2011.

90


diferentes concentrações do Extrato Aquoso do

Jatobá. Teresina, Março/2011.


concentrações do Extrato Alcoólico do Jatobá. Teresina,

Março/2011.


concentrações do Extrato Alcoólico da Macaúba.

Teresina, Março/2011.


concentrações do Extrato Aquoso da Macaúba


91


concentrações do Extrato Aquoso do Maracujá-do-



concentrações do Extrato Alcoólico do Maracujá-do-



concentrações do Extrato Alcoólico da Mangaba.



concentrações do Extrato Aquoso da Mangaba.


92


concentrações do Extrato Alcoólico da Marmelada-de-

cachorro. Teresina, Março/2011.


concentrações do Extrato Alcoólico da Marmelada-de-

cachorro. Teresina, Março/2011.


concentrações do Extrato Alcoólico de Puçá-preto.



concentrações do Extrato Aquoso de Puçá-preto.

Teresina Março/2011.

93


concentrações do Extrato Alcoólico do Tuturubá. Teresina,

Março/2011.


concentrações do Extrato Aquoso do Tuturubá.


Dissertação Final da Mestranda Marina Sousa Rocha

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