Efeitos de stress combinado de água e azoto em …...FCUP I Efeitos de stress combinado de água e...

Efeitos de stress

combinado de água e

azoto em tomate (cv.

‘Micro-Tom’)

David Gabriel Campos Sousa

Dissertação de Mestrado apresentada à

Faculdade de Ciências da Universidade do Porto

Mestrado em Engenharia Agronómica

2019

Efeitos de stress

combinado de água e

azoto em tomate (cv.

‘Micro-Tom’)

David Gabriel Campos Sousa

Mestrado em Engenharia Agronómica

Faculdade de Ciências da Universidade do Porto

Departamento de Geociências, Ambiente e Ordenamento do Território

2019

Orientador

Profª. Doutora Susana Carvalho, Professor Auxiliar, Faculdade de Ciências

da Universidade do Porto

Coorientador

Profª Doutora Marta Vasconcelos, Professor Auxiliar, Escola Superior de

Biotecnologia da Universidade Católica do Porto

Todas as correções determinadas pelo júri, e só essas, foram efetuadas. O Presidente do Júri,

Porto, ______/______/_________

FCUP I Efeitos de stress combinado de água e azoto em tomate (cv. ‘Micro-Tom’)

Agradecimentos

Em primeiro lugar, gostaria de agradecer à Mestre Joana Machado por sempre

me acompanhar em todas as etapas até alcançar os resultados propostos. Estou muito

agradecido por toda a ajuda, paciência e dedicação.

Agradecimento à Faculdade de Ciências da Universidade do Porto, mais

especificamente ao Campus Agrário de Vairão, pelo Mestrado de Engenharia

Agronómica que estou a realizar e à Escola Superior de Biotecnologia da Universidade

Católica Portuguesa por ter permitido a realização deste trabalho nas suas instalações.

Um obrigado especial à minha namorada Gabriela Socorro que sempre me

incentivou e me fez continuar a trabalhar, por toda a confiança depositada e sempre

acreditar em mim. Sou grato a todos os meus amigos que estiveram sempre dispostos

a ajudar-me a ultrapassar as os problemas tanto em níveis académicos como pessoais.

Aos meus amigos de Paredes, Vítor Pinto e David Silva, aos meus amigos que me

acompanharam na licenciatura e mestrado, João Matos, Filipe Sousa, Carolina Barbosa,

Hugo Barbosa, Rui Silva, Luísa Martins, Miguel Pinto, Pedro Campelos, Pedro dos

Santos, João Prada, Tatiana Pinto, Mariana Patoilo, Pedro Sousa e Pedro Moreira a

todos os que não estão referidos que direta ou indiretamente fizeram parte desta minha

etapa académica.

Aos meus colegas de laboratório e de campo por me terem auxiliado em várias

tarefas ao longo da dissertação, com quem tive o prazer de trabalhar lado a lado.

Também o meu obrigado a todos os meus colegas de mestrado por todo o auxílio

prestado e boa disposição ao longo dos últimos dois anos e à Residência da Bandeirinha

pela oportunidade de viver no Porto e por todos os convívios nos últimos anos,

principalmente ao Marcelo Oliveira, Vítor Moreira, Filipe Alves e David Duarte.

Finalmente e mais importante, aos meus pais, irmãos que tornaram possível que

eu estivesse a estudar e que sem eles não seria possível chegar onde cheguei.

FCUP II Efeitos de stress combinado de água e azoto em tomate (cv. ‘Micro-Tom’)

Sumário

O crescimento exponencial da população mundial aliada ao facto de os recursos

alimentares serem finitos, está a criar um problema de maior procura e escassez de

alimentos no futuro. A produção agronómica atual utiliza 70% da água potável disponível

e fertilizantes em larga escala, contribuindo assim para um aumento da poluição e de

alterações climáticas do planeta. Neste cenário, é imperativo reduzir o consumo de

água, azoto, energia e o uso de químicos prejudiciais para o ambiente. O tomate

representa a segunda cultura mais cultivada no mundo e prevê-se que a sua procura

aumente. Assim, é necessário controlar o uso de água e de azoto libertado para o

ambiente, que são dois fatores limitantes para o seu crescimento e consequente

produtividade.

Este estudo teve como objetivo explorar e perceber os aspetos morfológicos e

fisiológicos na eficiência do uso de água e azoto em plantas de tomate. A estratégia

utilizada consiste na avaliação do comportamento do genótipo Micro Tom quando

submetido a condições controlo, stress hídrico, stress de azoto e um stress combinado

de água e azoto, para conseguir dar uma resposta da utilização ótima destes nutrientes,

baixando assim o seu consumo sem condicionar a produtividade das culturas. Apesar

de já existirem vários estudos sobre o stress hídrico e stress de azoto em culturas de

tomate, a informação sobre o efeito de stress combinado de água e azoto é escassa.

Este estudo pretende dar resposta nesse sentido.

Entre os resultados dos diferentes tratamentos, foram calculados os pesos fresco

e seco, onde se verificou um maior crescimento nas plantas em stress, devido ao

crescimento do sistema radicular à procura de nutrientes em falta. Efetuaram-se

avaliações foliares e fotossintéticas que demonstraram que o azoto é o fator limitante

no desenvolvimento de folhas e acumulação de clorofilas, e que estes processos são

limitados na ausência deste macronutriente. Quanto às análises hídricas, verificou-se

que as plantas utilizam a água disponível de forma mais eficiente em situações de

stress. Em relação às avaliações de transpiração, comprovou-se uma diminuição da

taxa de transpiração em função do tempo e também em relação ao teor relativo de água

em situações de carência de água devido à estratégia de fecho dos estomas.

Com a redução destes nutrientes será possível haver poupança de recursos,

diminuição das alterações climáticas e um maior rendimento das culturas.

Palavras-chave

Alterações climáticas, stress hídrico, stress de azoto, stress combinado.

FCUP III Efeitos de stress combinado de água e azoto em tomate (cv. ‘Micro-Tom’)

Abstract

The exponentially growth the world's population allied to the fact that the food

resources are finite is creating a problem of greater demand and shortage of food in the

future. Current agronomic production uses 70% of available drinking water and fertilizers

on a large scale, thus contributing to increased pollution and climate change on the

planet. In this scenario, it is imperative to reduce the consumption of water, nitrogen,

energy and the use of harmful chemicals for the environment. Tomato is the second most

cultivated crop in the world and its demand is expected to increase. Thus, it is necessary

to control the use of water and nitrogen released into the environment, which are both

limiting factors for its growth and yield.

The aim of this study was to explore and understand the morphological and

physiological aspects of water and nitrogen use efficiency in tomato plants. The strategy

used consist in the evaluation of the behavior of the Micro Tom genotype when subjected

to control conditions, water stress, nitrogen stress and a combined water and nitrogen

stress, in order to be able to respond to the optimal use of these nutrients, thus reducing

their consumption without conditioning. crop productivity. Although there are already

several studies on water stress and nitrogen stress in tomato crops, information on the

combined effect of water and nitrogen stress is scarce. This study aims to respond

accordingly.

Among the results of the different treatments, the fresh and dry weights were

calculated, where there was a higher growth in the plants under stress, due to the growth

of the root system to increase nutrient absorption area. Leaf and photosynthetic

evaluations were carried out and it was demonstrated that nitrogen is the limiting factor

for leaf development and chlorophyll accumulation, and these processes are limited in

the absence of this macronutrient. As for water analysis, it was found that plants use

available water more efficiently in stressful situations. Regarding the perspiration

assessments, it was shown a decrease in the perspiration rate as a function of time and

in relation to the relative water content in water shortage situations due to the stoma

closure strategy.

Reducing these nutrients will save resources, reduce climate change and

increase crop yields.

Keywords

Climatic change, water stress, nitrogen stress, combined stress.

FCUP IV Efeitos de stress combinado de água e azoto em tomate (cv. ‘Micro-Tom’)

Índice

1. Introdução .............................................................................................................. 1

2. Estado da Arte ....................................................................................................... 3

2.1. Alterações climáticas ...................................................................................... 3

2.1.1. Agricultura e ambiente ............................................................................. 3

2.1.2. Utilização de recursos limitantes .............................................................. 4

2.2. Efeitos do stress hídrico.................................................................................. 5

2.2.1. Definição de stress hídrico ....................................................................... 5

2.2.2. Alterações no sistema radicular ............................................................... 6

2.2.3. Alterações nas folhas .............................................................................. 6

2.2.4. Fotossíntese ............................................................................................ 7

2.2.5. Respostas hormonais .............................................................................. 7

2.2.6. Cultura do tomate .................................................................................... 8

2.3. Carência de azoto nas plantas........................................................................ 9

2.3.1. Aplicação de compostos azotados ........................................................... 9

2.3.2. Absorção pela planta ............................................................................. 10

2.3.3. Efeitos do stress de azoto nas plantas................................................... 10

2.3.4. Alterações morfológicas ........................................................................ 11

2.3.5. Alterações fisiológicas ........................................................................... 12

2.4. Stress combinado de água e azoto ............................................................... 13

2.4.1. Respostas no crescimento ..................................................................... 14

2.4.2. Respostas fisiológicas ........................................................................... 15

2.4.3. Cultura de tomate .................................................................................. 16

2.5. Cultura do tomate ......................................................................................... 16

2.5.1. Cultura do tomate em Portugal .............................................................. 18

2.5.2. Desenvolvimento da cultura de tomate .................................................. 18

2.5.3. Exigências climáticas ............................................................................. 19

2.6. Objetivos ...................................................................................................... 20

3. Material e Métodos .............................................................................................. 22

FCUP V Efeitos de stress combinado de água e azoto em tomate (cv. ‘Micro-Tom’)

3.1. Experiência em câmara de fitoclima ............................................................. 22

3.1.1. Sementeira ............................................................................................ 22

3.1.2. Solução nutritiva .................................................................................... 22

3.1.3. Transplantação ...................................................................................... 23

3.1.4. Delineamento experimental ................................................................... 24

3.1.5. Condições da câmara de fitoclima ......................................................... 25

3.2. Avaliação dos parâmetros ............................................................................ 26

3.2.1. Parâmetros Morfológicos ....................................................................... 26

3.2.2. Parâmetros Fisiológicos ........................................................................ 29

3.3. Análise estatística ......................................................................................... 31

4. Resultados e Discussão ...................................................................................... 32

4.1. Avaliação do peso fresco .............................................................................. 32

4.2. Avaliação do peso seco ................................................................................ 33

4.3. Avaliação foliar ............................................................................................. 35

4.4. Avaliação pigmentos fotossintéticos ............................................................. 37

4.5. Avaliação hídrica .......................................................................................... 39

4.6. Avaliação da transpiração ............................................................................. 40

5. Conclusão ............................................................................................................ 42

6. Referências bibliográficas .................................................................................... 44

FCUP VI Efeitos de stress combinado de água e azoto em tomate (cv. ‘Micro-Tom’)

Lista de Figuras

Figura 1 - Sementes de "Micro-Tom" colocadas a germinar em tabuleiro. .................. 22

Figura 2 - Vasos contendo as plantas de Micro-Tom na câmara de fitoclima. ............. 24

Figura 3 - Medidor utilizado para calcular a área foliar. ............................................... 27

Figura 4 - Estufa BINDER onde foram colocadas as plantas para se fazer as medições

do peso seco. ............................................................................................................. 27

Figura 6 - Peso fresco total (a); da raiz (b); da parte aérea (c); altura da planta (d) e

comprimento da raiz (e), registados para os tratamentos controlo (verde), stress de

azoto (laranja), stress hídrico (azul) e stress combinado de água e azoto (amarelo), após

10 e 16 dias (75 e 50% capacidade de campo, respetivamente). (n=6). Os valores

representados correspondem à média de seis amostras e as barras o respetivo erro

padrão. Letras diferentes são estatisticamente significativas a p ≤ 0,05, estando

marcadas com n.s. as barras que não registaram significância entre si. A análise

estatística dos dois tempos de amostragem foi feita de forma independente. ............. 33

Figura 7 - Peso seco total (a); da raiz (b); da parte aérea (c) e proporção raiz/parte aérea

(d), registados para os tratamento controlo (verde), stress de azoto (laranja), stress

hídrico (azul) e stress combinado de água e azoto (amarelo), após 10 e 16 dias (75 e

50% capacidade de campo, respetivamente). (n=6). Os valores representados

correspondem à média de seis amostras e as barras o respetivo erro padrão. Letras

diferentes são estatisticamente significativas a p ≤ 0,05, estando marcadas com n.s. as

barras que não registaram significância entre si. A análise estatística dos dois tempos

de amostragem foi feita de forma independente. ........................................................ 35

Figura 8 - Número de folhas (a); área foliar (b); área foliar específica (c) proporção peso

da folha/planta (d); proporção área foliar (e) e relação do número de folhas e altura da

planta (f), registados para os tratamentos controlo (verde), stress de azoto (laranja),

stress hídrico (azul) e stress combinado de água e azoto (amarelo), após 10 e 16 dias

(75 e 50% capacidade de campo, respetivamente). (n=6). Os valores representados

correspondem à média de seis amostras e as barras o respetivo erro padrão. Letras

diferentes são estatisticamente significativas a p ≤ 0,05, estando marcadas com n.s. as

barras que não registaram significância entre si. A análise estatística dos dois tempos

de amostragem foi feita de forma independente. ........................................................ 37

Figura 9 - Teste SPAD (a); clorofilas a + b (b) e carotenoides (c), registados para os

tratamentos controlo (verde), stress de azoto (laranja), stress hídrico (azul) e stress

combinado de água e azoto (amarelo), após 10 e 16 dias (75 e 50% capacidade de

campo, respetivamente) no gráfico (a) e apenas aos 16 dias nos gráficos (b) e (c), (n=6).

FCUP VII Efeitos de stress combinado de água e azoto em tomate (cv. ‘Micro-Tom’)

Os valores representados correspondem à média de seis amostras e as barras o

respetivo erro padrão. Letras diferentes são estatisticamente significativas a p ≤ 0,05. A

análise estatística dos dois tempos de amostragem foi feita de forma independente. . 38

Figura 10 - Eficiência do uso de água (a); potencial hídrico da parte aérea (b); teor

relativo de água (c) e consumo de água em função da área foliar (d), registados para os


combinado de água e azoto (amarelo), após 10 e 16 dias (75 e 50% capacidade de

campo, respetivamente). (n=6). Os valores representados correspondem à média de

seis amostras e as barras o respetivo erro padrão. Letras diferentes são estatisticamente

significativas a p ≤ 0,05, estando marcadas com n.s. as barras que não registaram

significância entre si. A análise estatística dos dois tempos de amostragem foi feita de

forma independente. ................................................................................................... 40

Figura 11 – Teor relativo de água (a); taxa de transpiração em função do tempo (b) e

taxa de transpiração em função do teor relativo de água (b), registados para os


combinado de água e azoto (amarelo), após 16 dias (50% capacidade de campo). (n=6).

Os valores representados correspondem à média das amostras e as barras o respetivo

erro padrão. ................................................................................................................ 41

FCUP 1 Efeitos de stress combinado de água e azoto em tomate (cv. ‘Micro-Tom’)

1. Introdução

A população mundial está em crescimento exponencial, estimando-se que atinja

o dobro da população atual nos próximos 100 anos (Meng et al., 2015; OECD, 2010;

United Nations et al., 2017). Os recursos alimentares são finitos e com esse crescimento

populacional, um dos grandes problemas será a maior procura e escassez de alimentos

(Wallace et al., 2002). A produção agronómica atual utiliza cerca de 70% da água

potável disponível e fertilizantes em larga escala, contribuindo assim para um aumento

da poluição e de alterações climáticas do nosso planeta (Food and Agriculture

Organization of the United Nations et al., 2018; OECD, 2010). Essas mudanças têm

como consequência um aumento da temperatura global e episódios mais extremos de

chuvas e secas (Helmer et al., 2006). Neste cenário, é imperativo aumentar e melhorar

as práticas agrícolas na produção de alimentos para dar resposta às necessidades

humanas. É necessário aumentar o rendimento e produtividade das culturas, assim

como a sua qualidade visual, nutricional, organolética e físico-química mas diminuir o

consumo de água, azoto, energia e de químicos prejudiciais para o ambiente.

O tomate representa a segunda cultura mais cultivada no mundo, utilizando

cerca de 16% de toda a área agrícola mundial e produzindo 177 milhões de toneladas

anualmente (FAO, 2018). Nas últimas décadas a produção global de tomate registou

um elevado aumento, devido à descoberta de propriedades importantes no consumo de

tomate fresco, mas também pelo aumento do uso de formas processadas. Prevê-se que

essa procura continue a aumentar, sendo necessário responder com uma maior

produção no setor, mas ao mesmo tempo controlar o aumento de área cultivada e

principalmente o uso de água e de azoto libertado para o ambiente, que são dois fatores

limitantes no rendimento da cultura de tomate (Huat et al., 2013).

Existem muitos estudos que abordam o stress hídrico, como Bianchi et al. (2016)

que explica a água como fator de sobrevivência das plantas, de Chen et al. (2013) que

fala sobre as diferenças morfológicas das raízes e formação de sementes e de Patanè

et al. (2011) que trata assuntos como biomassa, rendimento das culturas e qualidade

dos frutos. Sobre stress de azoto também existem variados estudos como Bénard et al.

(2009) que mostra as diferenças metabólicas em plantas de tomate, Kant et al. (2011)

que aborda as alterações ao nível da fotossíntese e Qin et al. (2019) que explica as

diferenças morfológicas ao nível radicular. Apesar desta quantidade de informação para

cada um dos stresses a nível individual, existe muito pouca informação sobre a

aplicação de stress combinado de água e azoto. O presente trabalho é baseado em

estudos prévios sobre a aplicação de stress hídrico e de azoto em tomateiros, sendo


apoiado também pela revisão bibliográfica de estudos realizados nestas áreas. Este

estudo surge no sentido de procurar aumentar e melhorar as práticas agrícolas na

produção de alimentos para dar resposta às necessidades humanas.


2. Estado da Arte

2.1. Alterações climáticas

Ao longo das últimas décadas, o impacto das atividades humanas no meio

ambiente tem sido intensamente estudado. Cada vez mais surgem provas de como

essas atividades têm vindo a deteriorar a saúde ambiental, pondo em causa tanto o

clima e os ecossistemas, como a diversidade de espécies (Chapin Iii et al., 2000). Com

efeito, as atividades antropogénicas, especialmente a emissão de gases com efeitos de

estufa, têm levado a um aumento consistente da temperatura, sendo previsto um

aumento entre 1,4 e 5,8ºC, até 2100, se este comportamento não for alterado

(Rosenzweig et al., 2008). O impacto do aquecimento global pode ser observado pelo

aumento do nível médio do mar, recuo dos glaciares, início precoce da floração,

aparecimento de certas espécies de mosquitos em regiões pouco comuns, entre outros

(Hughes, 2000). A um nível mais profundo, estas alterações climáticas têm conduzido a

eventos climatéricos mais extremos, tais como ondas de calor, elevadas inundações e

mais frequência de fenómenos como ciclones e furacões (Van Aalst, 2006).

2.1.1. Agricultura e ambiente

A agricultura está altamente exposta às mudanças climáticas, já que as suas

atividades dependem diretamente das mesmas (Zolnikov, 2018). Algumas áreas podem

beneficiar da ação de alguns componentes das alterações climáticas, por exemplo,

aumento de temperatura ou “efeitos de fertilização do carbono” em países mais frios,

mas geralmente os efeitos são negativos (Marshall et al., 2013). Ao longo do último

século, a população humana tem vindo a aumentar exponencialmente e com isso

aumenta também a procura de alimentos (Laurance, 2001). Atividades agronómicas

proporcionam esse alimento, no entanto, a agricultura é uma das atividades humanas

com maior impacto a nível ambiental (Clay, 2013). Desde 1970, a produção agrícola

global duplicou, contribuindo atualmente com um quarto das emissões de gases de

efeito de estufa (Bennetzen et al., 2016). As produções agrícolas e pecuárias têm um

efeito profundo no ambiente em geral, sendo as principais fontes de poluição da água

os nitratos, fosfatos e pesticidas (Moss, 2007). Além disso, a extensão e os métodos de

agricultura, silvicultura e pesca são as principais causas de perda de biodiversidade


mundial (Bruinsma, 2017). Mais especificamente, as emissões de metano, derivadas da

fermentação entérica do cultivo de arroz, e de óxido nitroso (N2O), resultantes da

aplicação de fertilizantes, representam mais de 80% das emissões deste setor (Ehlers,

2017).

2.1.2. Utilização de recursos limitantes

Ambas as mudanças climáticas naturais e as induzidas pelo homem criaram

grandes desafios para alcançar a sustentabilidade devido ao esgotamento dos recursos

naturais (Méndez et al., 2015). Nos últimos anos, com o aumento da produtividade

agrícola, existe consequentemente um aumento na produção de alimentos por hectare

de solo agrícola. Porém, este aumento de rendimento é concretizado maioritariamente

através do aumento do uso de fertilizantes azotados. (Tilman et al., 2011). O uso destes

compostos aumentou em 230% entre 1970 e 2018, sendo este o principal responsável

pelo aumento das emissões de N2O durante este período (FAO, 2019). Torna-se assim,

essencial tornar as culturas mais eficientes de forma a reduzir a utilização de

fertilizantes, mantendo, simultaneamente, a produtividade agrícola (Wang et al., 2019).

Além dos efeitos na emissão de gases com efeito de estufa, o consumo de água potável

é também um problema para a sociedade, sendo estimado que 70% da água doce

disponível seja utilizada na agricultura (Assouline et al., 2015). Os recursos hídricos são

limitados, pelo que a sua utilização desenfreada pode comprometer diversos

ecossistemas, sendo necessária uma eficiente gestão destes recursos (Nair, 2019).

Algumas das estratégias para redução do consumo de água passam por diminuir a taxa

de irrigação por hectare, reduzir a pressão dos aspersores de rega ou utilizar tecnologias

de poupança de água (OECD, 2010). Por um lado, o aumento da precipitação pode

beneficiar áreas semiáridas, aumentando a humidade do solo e reduzindo a

necessidade de rega, mas poderá agravar problemas em áreas com excesso de água

(Pereira et al., 2009). Enquanto isso, uma redução na chuva tem também outros efeitos.

Em culturas com necessidades de água elevadas, a diminuição ou escassez da

precipitação em conjunto com o aumento da temperatura pode ter consequências muito

negativas para a produção, sendo necessária a utilização de uma maior irrigação

(Gornall et al., 2010). Neste último caso, as águas subterrâneas e os rios próximos são

de extrema importância. No caso de não existirem fontes de abastecimento de água

próximas, cria-se o problema de falta de água, levando a stress hídrico na cultura, o que

acarreta prejuízos para o produtor (Perry et al., 2009). O aumento da temperatura pode

ter efeito positivo e negativo sobre os rendimentos agrícolas, a direção do efeito


depende das características de cada país (Olesen et al., 2002). No entanto, uma subida

de temperatura severa implica escassez de água que pode agravar os sistemas

agrícolas, especialmente as áreas semiáridas, como países do sul da Europa (Füssel,

2007).

2.2. Efeitos do stress hídrico

A água é essencial para a ocorrência de vida e as suas características físicas e

químicas são as responsáveis por tal importância (Jones, 2010). Pelo facto de ser um

solvente universal, a água tem a capacidade de dissolver uma grande variedade de

substâncias, característica que se deve à sua natureza polar (Carr et al., 2011). Cada

espécie possui um valor limite para a quantidade de água que necessita para sobreviver

(Eckstein, 2005), e como em qualquer ser vivo, a água é de extrema importância para a

sobrevivência das plantas, podendo com tal afetar o seu desenvolvimento nas várias

fases de crescimento em que esta se encontra (Neill, 2007). As principais funções da

água nas plantas podem ser divididas em estruturais, de crescimento, transporte e de

metabolismo (Bianchi et al., 2016).

2.2.1. Definição de stress hídrico

Stress hídrico corresponde ao stress provocado pela inexistência de água

suficiente que permita à planta absorvê-la e assim substituir a água que perdeu por

transpiração e processos biológicos (Porporato et al., 2001). As causas para o stress

hídrico são a ausência de água no solo por falta de irrigação ou baixa pluviosidade que

vai impedir a manutenção das reservas hídricas presentes no subsolo (Debaeke et al.,

2004). Processos físicos de seca, altas temperaturas, radiação e salinidade do solo vão

diminuir ainda mais as reversas hídricas (Tallaksen et al., 2004). Se a causa do stress

do stress for permanente, pode levar à morte da planta, mas se a fonte do stress for

retirada é possível que a planta recupere e sobreviva (Brodribb et al., 2009). Durante

uma deficiência hídrica, a planta apresenta alterações morfológicas e fisiológicas, porém

estas respostas sofrem variações de acordo com a espécie, o tipo de cultura, estado de

desenvolvimento, duração e intensidade desse mesmo défice (Oki et al., 2006). As

alterações mais importantes nas culturas que sejam sujeitas a stress hídrico irão ser

faladas de seguida.


2.2.2. Alterações no sistema radicular

A raíz, é o primeiro órgão a apresentar respostas face ao stress hídrico. Uma vez

que a absorção de água e nutrientes depende da distribuição da raiz no solo, a

adaptação deste órgão a condições adversas é essencial para a sobrevivência da planta

(Fenta et al., 2014). Estudos em culturas de trigo (Atta et al., 2013) comprovam que a

eficiência da exploração do solo é função da arquitetura do sistema radicular, sendo

importante o estudo de vários aspetos, incluindo ramificações e ângulos formados entre

as diferentes raízes secundárias. Com a redução no conteúdo de água no solo, uma

das estratégias utilizadas pela planta é o desenvolvimento radicular, criando um maior

número de raízes e em maior profundidade (Dexter, 2004). Esta estratégia possibilita à

planta cobrir uma maior área do solo e captar água em outros locais do perfil do solo

que antes não seria possível (Gyssels et al., 2005). Existem evidências de sinais

químicos das raízes que agem diretamente no comportamento dos estomas em

condições de falta de água no solo (Davies et al., 2002). Experiências com mandioca

(Alves et al., 2000) avaliaram que um solo mais seco, mesmo que não afete as relações

hídricas da parte aérea, causa também um aumento na concentração de ácido abcíssico

(ABA) no xilema, levando ao fecho estomático e à diminuição da área foliar, mantendo

o desenvolvimento do sistema radicular.

2.2.3. Alterações nas folhas

O desenvolvimento das folhas pode ser alterado durante a altura do dia ou em

diferentes estações do ano, porém a inibição de expansão foliar pode ser considerado

como resposta à insuficiência de água (Granier et al., 2000). A avaliação da área foliar

é um importante fator para calcular o uso de água pelas plantas e este é severamente

inibido quando exposto a stress hídrico (Shao et al., 2008). A alteração da área foliar

pode ser tanto pela redução da área foliar ou estar relacionado com a redução no

número de folhas (Anjum et al., 2011). Consequentemente os processos executados

pelas folhas como a fotossíntese, respiração e transpiração vão sofrer alterações

podendo não funcionar corretamente (Butnariu, 2015).

As plantas podem também adaptar-se, evitando absorver tanta radiação solar,

pelo enrolamento das folhas ou crescimento em zonas que não estejam tão expostas a

essa radiação (Wargent et al., 2009). As plantas perdem grandes quantidades de água

através do processo de transpiração, libertação que ocorre pelos estomas, localizados

na epiderme das folhas. Para evitar estas perdas, as plantas ajustam o fecho dos

estomas para assim haver poupança de água (Pittermann, 2010). Adicionalmente,


quando existe falta de água durante o período de floração, é comum a ocorrência de

esterilidade, provavelmente devido ao menor fluxo de produtos de assimilação para as

sementes em crescimento (Anjum et al., 2011). O stress hídrico, também acelera os

processos de senescência, para que a planta mantenha a água que já possui, evitando

assim perda de água por processos de transpiração (Ben-Yehoshua et al., 2003).

2.2.4. Fotossíntese

A fotossíntese é o processo através do qual as plantas transformam energia solar

em moléculas orgânicas (Barber, 2009). As plantas são produtoras primárias através da

fotossíntese e a sua eficiência é um fator determinante na produtividade agrícola

(Niinemets, 2007). Os estudos sobre os fatores que afetam a fotossíntese durante o

stress hídrico, são essenciais no entendimento dos mecanismos de resistência

utilizados pela planta em situações de insuficiência de água (Reddy et al., 2004). Sendo

a água o principal dador de eletrões, quando esta não está disponível, o processo

fotossintético não ocorre normalmente (Joliot et al., 2006). Como já referido, em casos

de stress, um dos mecanismos é o fecho estomático, impedindo também a entrada de

CO2 que é também utilizado na fotossíntese (Jia et al., 2008). A redução na atividade

fotossintética pela redução na assimilação de CO2 e a senescência das folhas são

também indicadores que uma cultura se encontra com insuficiência de água (Pimentel,

2006). As alterações vão ser mais acentuadas em tecidos mais jovens do que em

tecidos mais adultos. Porém, se a cultura voltar a ter disponibilidade de água, a

recuperação é iniciada nos mais jovens (Pimentel, 2006).

2.2.5. Respostas hormonais

A insuficiência de água desencadeia uma cascata de sinais que se inicia na raiz

e que se propaga até às folhas, através do xilema (Taylor et al., 2001). Esta sinalização

envolve hormonas vegetais como o ácido abscísico, giberalinas e etileno (Sarwat et al.,

2017). Um dos resultados desta sinalização é o fecho dos estomas, de forma a limitar a

transpiração das folhas (Chaerle et al., 2005). As giberelinas podem diminuir o efeito

causado pelo stress hídrico durante a germinação das sementes. No entanto, só possui

esse efeito até um determinado valor de concentração de água, deixando após esse

valor de produzir efeito (Cohen et al., 2009). O ácido abscísico provoca o fecho dos

estomas, o que vai resultar num maior conteúdo de água, açucares e prolina na planta

(Monreal et al., 2007). O etileno aumenta a abscisão foliar, diminuindo a transpiração


das folhas, aumentando o armazenamento de água e de assimilados (Chavarria et al.,

2012).

2.2.6. Cultura do tomate

Na cultura do tomate a disponibilidade de água é o principal fator determinante

da produtividade da cultura (Blum, 2009). Os efeitos do défice hídrico são variáveis,

dependendo do estado de desenvolvimento da cultura (Patanè et al., 2010). Na fase de

floração e vingamento dos frutos, a deficiência em água provoca uma diminuição do

número de frutos, enquanto nas fases de crescimento e maturação dos frutos provoca

uma redução do seu peso unitário, mas um aumento do teor em sólidos solúveis

(Morison et al., 2007). A cultura deve dispor de toda ou quase toda a água que é perdida

pela evapotranspiração (ETc). Um ligeiro défice hídrico permite um bom equilíbrio entre

a produtividade e a qualidade. As consequências do défice hídrico no tomate em estufa

têm prejuízos mais avultados (Costa et al., 2007).

Com a perda de água, ocorre a diminuição do volume celular e um agravamento

dos componentes citoplasmáticos, fazendo com que o conteúdo das células se torne

cada vez mais viscoso, aumentando a probabilidade de interações moleculares que

podem causar desnaturação de proteínas e fusão de membranas. A nível molecular a

planta diminui a sua taxa mitótica, além de produzir menor elongação e expansão celular

(Cole et al., 2014). Durante os períodos de stress hídrico é frequente uma maior

produção de espécies reativas de oxigénio (ROS), levando a danos oxidativos em

macromoléculas, como as proteínas, lípidos e ADN. Consequentemente, durante estes

períodos, a atividade de enzimas antioxidantes é aumentada, de forma a contrariar os

danos provocados pelas ROS (Ahmad et al., 2008). Foi verificado que as trocas gasosas

foram menores com o aumento da restrição de água à cultura (del Amor et al., 2000).

Com a aplicação de uma dosagem posterior de água as trocas gasosas voltaram aos

valores de controlo, devido à reabertura dos estomas, o que provou que as culturas

foram capazes de um comportamento reversível, em diferentes genótipos (Else et al.,

2008). Devido ao fecho estomático, também existe uma redução da frequência de

eletrões portadores no sistema de transporte de eletrões (Grossman et al., 2001). Em

relação à regulação da hormona vegetal ácido abcíssico (ABA) também foi verificado

que o stress hídrico, impacta em que a biossíntese de ABA, que por sua vez está

diretamente relacionada com a abertura estomática. O ABA produzido provoca o fecho

estomático, mas a sua concentração depende do genótipo, sendo alguns mais sensíveis

a poucas concentrações, havendo um fecho dos estomas mais rápido, para que a planta


perca menos água (Patanè, 2011). Alguns genótipos mostram maior eficiência na

ausência de nutrientes, ou seja, não evidenciam tantas alterações morfológicas e

fisiológicas a nível negativo em comparação com genótipos mais eficientes (Rengel et

al., 2008).

2.3. Carência de azoto nas plantas

O azoto (N) é o elemento mineral essencial requerido em maior quantidade nas

plantas, compreendendo 1,5% a 2% da matéria seca da planta e aproximadamente 16%

da proteína vegetal total. Assim a disponibilidade de azoto é um fator limitante para o

crescimento das plantas e produção das culturas (Wang et al., 2001). A sua

disponibilidade é afetada pelo tipo de solo, preparação do solo, fonte de azoto e tipo de

rotação (Hatfield et al., 2001).

2.3.1. Aplicação de compostos azotados

Uma quantidade enorme de azoto é todos os anos aplicada na forma de

fertilizante às culturas de todo o mundo. As plantas têm uma dependência fundamental

de fertilizantes azotados e a sua quantidade adicionada nos solos a nível mundial, está

a aumentar de ano para ano (Good et al., 2004). A adubação com azoto tem um forte

impacto no desenvolvimento e aumento dos rendimentos das culturas (Tester et al.,

2010). Desse modo, é requerida uma gestão adequada para obter um equilíbrio entre

desenvolvimento vegetativo e reprodutivo. Aplicação incorreta deste nutriente essencial,

tanto em défice como em excesso, pode ter efeitos negativos na produção e qualidade

pós-colheita (Warner et al., 2004). A aplicação de fertilizantes azotados alcançou

grandes aumentos nos rendimentos, no entanto, o seu uso é ineficiente, havendo perdas

sob a forma de escoamento superficial, nitrato que contamina águas subterrâneas,

volatilização para a atmosfera ou por desnitrificação microbiana, colocando

preocupações ambientais (Wang et al., 2019). As culturas são capazes de converter

apenas 30 a 40% do fertilizante azotado aplicado em produtos alimentares. Isso levou

a um grave problema ecológico devido à perda por lixiviação que polui os solos e a água

(Nkoa, 2014). A possibilidade de reduzir a entrada de fertilizante e criar plantas com

maior eficiência no uso de azoto é atualmente o ponto central de muitos estudos

agronómicos (Hirel et al., 2007). No entanto, limitar a entrada de azoto na cultura conduz

a efeitos negativos. Além de limitar a produção e o rendimento da matéria seca, também


modifica a quantidade e qualidade dos produtos alimentares (Arduini et al., 2006). Uma

das estratégias utilizadas para combater este problema é a rotação de culturas, entre

espécies que libertam azoto e outras que captam os compostos azotados do solo

(Gaskell et al., 2007). Antes da cultura do tomate pode ser plantada por exemplo uma

cultura de feijão-verde e após o tomate podem ser cultivadas culturas de alho ou cebolo

e alface (Baldwin, 2006).

2.3.2. Absorção pela planta

As raízes das plantas adquirem azoto do solo principalmente na forma de amónia

(NH4), nitrato (NO3) ou aminoácidos. Em climas temperados, o NO3 é a forma dominante

de N, e na maioria dos solos agrícolas a conversão microbiana de NO3 ocorre

rapidamente (Hofman et al., 2004). A absorção de nitrato pelas raízes é um processo

com sistemas de transporte que operam em diferentes faixas de concentração,

permitindo que as plantas maximizem a aquisição, dependendo da disponibilidade de

NO3 no solo (Abenavoli et al., 2016). As raízes das plantas absorvem as formas de azoto

do solo através de vários sistemas de transporte de alta e de baixa afinidade.

Posteriormente, esses compostos são assimilados em compostos orgânicos contendo

azoto (Costa, 2014). As condições que predispõem a carência de azoto no solo são a

insuficiência de fertilizante azotado, baixo nível de matéria orgânica, elevado nível de

matéria orgânica não decomposta, compactação do solo, intensa lixiviação e seca

prolongada. A correção do solo pode ser feita por plantio direto ou com rotação de

culturas, utilizando leguminosas como substituto de fertilizantes azotados (Jantalia et

al., 2008).

2.3.3. Efeitos do stress de azoto nas plantas

A falta ou insuficiência de azoto debilita e atrasa o desenvolvimento das plantas,

que passam a apresentar sintomas de deficiência nutricional (Wiedenhoeft, 2006).

Quando a planta se encontra em stress de azoto os efeitos afetam vários parâmetros,

incluindo morfologia e fisiologia da planta (Gibson, 2005). A deficiência de constituintes

estruturais principais como azoto traz graves consequências ao desenvolvimento da

cultura e muitos prejuízos aos produtores (Stewart et al., 2001). Causa também

maturidade precoce em algumas culturas, o que resulta numa redução significativa do

rendimento e qualidade da cultura (Read et al., 2006). Alguns exemplos dessas


alterações são a senescência e uma diminuição progressiva da capacidade

fotossintética (Casano et al., 2001).

2.3.4. Alterações morfológicas

Experiências laboratoriais com Arabidopsis Martin et al. (2002) registaram que a

morfologia das sementes é significativamente alterada e o comprimento da raiz e peso

fresco são reduzidos em comparação com plantas com azoto disponível. É conhecido

que as plantas modificam a sua arquitetura radicular, alterando o crescimento da raiz e

diminuindo a razão caule/raiz simultaneamente, em busca de mais nutrientes no solo

(Forde et al., 2007). A alteração da estrutura da raiz, é observada pela elongação da

raiz principal e das raízes laterais, de forma a aumentar a absorção de azoto (Qin et al.,

2019). Por outro lado, quando a carência de azoto ocorre lentamente, o caule torna-se

mais fino e muitas vezes mais lenhoso, que pode ser provocado pela acumulação de

hidratos de carbono em excesso que não foram utilizados na produção de aminoácidos

ou outras moléculas azotadas (Qiu et al., 2015).

As folhas verde-pálido ou amarelas, um crescimento fraco, a queda das folhas e

o ataque por organismos nocivos são indicativos de deficiência de azoto nas plantas

(Roy et al., 2006). A exigência do nutriente é maior nos primeiros estados de

desenvolvimento de crescimento. Na sua falta ou insuficiência, o crescimento da planta

é retardado e se a falta do nutriente for prolongada, toda a planta apresentará esses

sintomas (Gibson et al., 2001). O azoto depois de absorvido é deslocado até às folhas

e na sua ausência os processos fotossintéticos ficam severamente afetados, o que irá

provocar senescência (Evans et al., 2001) A senescência foliar é o processo de

envelhecimento a nível molecular que envolve a degradação ordenada dos conteúdos

celulares. Este processo resulta na mobilização de nutrientes para as partes da planta

em desenvolvimento (Srivalli et al., 2004). A persistência da carência de azoto conduz,

também, a clorose, em que as folhas mais velhas vão ficando progressivamente mais

amareladas até caírem, passando depois esses sintomas para as folhas mais novas

(Roy et al., 2006). Em casos mais severos, ocorre redução do tamanho das folhas e as

nervuras principais apresentam uma coloração púrpura, contrastando com um verde-

pálido das folhas. Os botões florais vão amarelecendo e acabam por cair (McCauley et

al., 2009). Além disso, os hidratos de carbono podem ser utilizados na produção de

antocianinas, conduzindo à acumulação de um pigmento púrpura nas folhas e caules

de algumas plantas como o tomate (Taiz et al., 2010). Na falta deste macronutriente as


plantas ficam mais fracas, os seus caules ficam atrofiados e a floração é reduzia (Bot et

al., 2005).

Na cultura do tomate a carência de azoto é caracterizada principalmente por

clorose das folhas. Os primeiros sintomas acontecem nas folhas mais velhas e vão

gradualmente registar-se nas folhas mais novas. Com o aumento da carência de azoto,

as folhas mais velhas ficam com uma cor verde amarelada que se inicia a partir das

pontas (Schwarz, 2012). Outras carências provocam clorose nas folhas como por

exemplo, a deficiência de potássio torna as folhas verde azuladas, carência de potássio

provoca clorose e também necrose ou insuficiência em magnésia provoca clorose

internerval (Tewari et al., 2007). As folhas mais novas vão-se desenvolver mais

pequenas que o normal. As plantas também se tornam mais suscetíveis ao stress

hídrico e acontecem fenómenos de acama e até mesmo morte prematura em alguns

casos. Ao aplicar azoto, as plantas podem recuperar em apenas alguns dias (Boughton

et al., 2006).

2.3.5. Alterações fisiológicas

O azoto é um dos nutrientes mais utilizados pelas plantas para sustentar o seu

crescimento, uma vez que é constituinte dos aminoácidos, das bases azotadas que

compõem o ADN e de outros metabolitos secundários. Como consequência, o défice

deste nutriente rapidamente inibe o crescimento da planta (Seigler, 2012). O azoto é

combinado com carbono, hidrogénio, oxigénio e enxofre para criar aminoácidos, que

depois irão produzir proteínas (Sparkman et al., 2011). Como todas as enzimas são

substâncias do grupo das proteínas, o azoto é necessário para todas as reações

enzimáticas de uma planta. O transporte de azoto depende de várias etapas do

metabolismo que determinam a fisiologia da planta (Nakamura et al., 2019). Em

Arabidopsis, supõe-se que a maior parte do nitrato, absorvido nas raízes, seja reduzido

e assimilado nas folhas (Bloom et al., 2010). Além da eficiência de absorção, a redução

de nitrato é o principal fator limitante na assimilação do azoto. Conhece-se que a nitrato

redutase é positivamente regulada pela disponibilidade de nitrato no solo (Paul et al.,

2001). Além disso, a atividade enzimática e o conteúdo de metabolitos são severamente

afetados durante a deficiência de azoto, que pode comprometer diversos processos

fisiológicos. Baixo nível de azoto causa danos severos na estrutura dos cloroplastos

principalmente em genótipos não eficientes. A melhoria de algumas características

fisiológicas com base em genótipos mais eficientes aumenta a eficiência da utilização

de azoto e melhoria da cultura no geral (Shah et al., 2017).


A diminuição da degradação lipídica diminui com a disponibilidade de azoto. Isso

demonstra que a mobilização de reservas está sujeita à disponibilidade de nutrientes e

a inibição da mobilização lipídica pode surgir como um fator direto da carência de azoto

(Park et al., 2015). Sob condições limitantes de azoto, uma quantidade significativa de

carbono disponível será direcionada para as raízes para apoiar o crescimento radicular.

Sob condições altas de azoto, o carbono disponível será deslocado para crescimento

da parte aérea da planta (Masclaux-Daubresse et al., 2010). Estas mudanças no fluxo

de carbono através de diferentes processos metabólicos e/ou vias transportadoras pode

resultar em alterações no tipo ou quantidade de açucares disponíveis e alterar a

resposta desses mesmos sinais (Smith et al., 2007). Outra alteração é o aumento de

açucares endógenos e o atraso na mobilização lipídica (Dekkers et al., 2004). Estudos

anteriores demonstram uma acumulação de hidratos de carbono nas folhas e raízes de

plantas maduras após a retirada de azoto (Paul et al., 2003). Carência de azoto também

reduz o teor de proteínas das sementes e partes vegetativas (Rossato et al., 2001).

Condições limitadas de crescimento de azoto são suficientes para inibir a

acumulação de clorofila e reprimir a expressão de genes fotossintéticos (Paul et al.,

2001). A clorofila é necessária durante a fotossíntese, um processo pelo qual a planta

produz hidratos de carbono a partir da água e do dióxido de carbono do ar (Roy et al.,

2006). O azoto é uma parte importante da molécula de clorofila e é portanto,

fundamental para a fotossíntese (Bassi et al., 2018). A deficiência de azoto diminui a

área foliar e as clorofilas, resultando numa diminuição da capacidade fotossintética

(Zhao et al., 2005). É comprovado com estudos em plantas de tabaco Paul et al. (2003),

que a deficiência de azoto resulta em níveis elevados de hexose, fosfatos de hexose e

ácido 3-fosfoglicerílico em caules e raízes, mas resulta na diminuição de rubisco e

clorofila.

Privação de azoto também desencadeia reações de redução e a indução de

stress oxidativo que gera mutações na produção de nutrientes, tendo como

consequência mudanças no metabolismo do organismo (Kandlbinder et al., 2004).

2.4. Stress combinado de água e azoto

A água e o azoto são as variáveis mais importantes e prontamente manuseáveis

para produzir culturas lucrativas. (Schlemmer et al., 2005). Uma vez que a produção de

matéria seca e desenvolvimento de órgãos vegetativos e reprodutivos das plantas é

fortemente afetada por uma situação de stress, a concentração de nutrientes e


proporção de azoto na solução nutritiva fornecida deve ser adaptada de acordo com a

pressão global imposta às plantas, para alcançar condições otimizadas de crescimento

e alta produção (Waraich et al., 2011). O rendimento pode ser ainda mais afetado por

uma carência conjunta de água e de azoto (Oweis et al., 2000).

2.4.1. Respostas no crescimento

A interação de stress combinado de água e azoto afeta significativamente o

comprimento da raiz, número de folhas, área foliar e biomassa em cultura de tomate

(Ghaemi et al., 2011). O aumento da raiz é inversamente proporcional à disponibilidade

de nutrientes, o número de folhas e área foliar é menor quando existe deficiência destes

recursos e a biomassa é maior quanto maior for também a aplicação de azoto. O estudo

de Wang et al. (2005) detetou que a média do raio das raízes aumentou com o aumento

da taxa de azoto administrada, indicando que as raízes tornam-se mais curtas e

espessas com uma maior disponibilidade de azoto. Além disso também se identificou

que com a aplicação de stress, irá existir uma proporção maior de raiz/parte aérea e

menor quantidade de peso seco da planta.

A deficiência hídrica na planta acelera o processo de senescência das folhas.

Isto ocorre porque o solo quando está seco não é capaz de fornecer nutrientes

suficientes para repor as necessidades de crescimento e o azoto que a planta já possui

é deslocado das folhas mais velhas para os pontos de crescimento mais novos

(Brevedan et al., 2003).

O uso eficiente de água aumenta substancialmente em plantas que sofram stress

combinado. Os valores voltam a aumentar se a planta passar novamente por stress

(Bacon, 2009). Em tratamentos com stress de azoto, o uso eficiente de água é estável

se as plantas tiverem disponibilidade de água, mas em falta de água, os níveis são

maiores do que se só tivessem sob aplicação de stress hídrico (DaMatta et al., 2002).

No estudo de Cabrera‐Bosquet et al. (2007), o uso eficiente de azoto e o

conteúdo de azoto nas folhas, com o aumento na dosagem de água, apresenta

tendência para aumentar. Plantas que se desenvolvam em stress de azoto são mais

eficientes na captação e metabolismo de azoto, enquanto que plantas que tenham azoto

em abundância não são tão eficientes na sua utilização.

O estudo de Fitter et al. (2012) demonstrou que o aumento do peso fresco das

folhas é imediatamente inibido após a cultura entrar em stress hídrico e posteriormente

diminuiu com a continuidade do stress. Em contraste, o caule continua a aumentar,

embora a uma taxa consideravelmente mais baixa, e as raízes aceleram o seu


crescimento. Estas alterações devem-se a diferenças no potencial hídrico da planta, em

que as folhas estão no menor potencial, enquanto que as raízes estão no mais alto. A

mobilização de metabolitos deixa de ir para as folhas, tendo como destino a raiz (Blum,

2011).

2.4.2. Respostas fisiológicas

As trocas gasosas e o conteúdo de clorofila também são muito afetados pela

disponibilidade de água e azoto (Silva et al., 2010). De acordo com o estudo de Zhou et

al. (2011), a falta de azoto tem mais impacto que a falta de água no conteúdo de

clorofilas, que não baixa tanto em condições de stress hídrico, desde que haja azoto

disponível. Segundo a experiência de Humbert et al. (2013) em culturas de milho, após

a aplicação de stress combinado de água e azoto as principais alterações observadas

sugeriram uma redução na atividade fotossintética, um aumento da decomposição de

açucares complexos e componentes da parede celular das células, a biossíntese de

alguns aminoácidos específicos como prolina e um ajuste no metabolismo de azoto em

resposta à diminuição da fixação de carbono. Após o estudo de Jensen et al. (2010) em

culturas de batata e tomate, foi observado que existe uma diminuição na taxa

fotossintética maior em plantas em stress hídrico do que em stress de azoto. Isso deve-

se ao fecho dos estomas que é a estratégia da planta em evitar perdas de água por

transpiração. Com o fecho estomático, a planta não consegue executar trocas de CO2

com a atmosfera e sendo este um gás essencial à fotossíntese, este processo é

interrompido.

Com a aplicação de stress combinado também se registam variações na

concentração de proteínas solúveis, açucares e o aminoácido prolina (Ahmed et al.,

2013). A concentração de proteínas solúveis aumenta com a adição de azoto, mas é

muito maior quando também existe adição de água, visto o stress hídrico ter um impacto

muito negativo nesses mesmos níveis (Miller et al., 2001). Em contraste, a concentração

de açucares solúveis diminui com a adição de azoto e, segundo Zhou et al. (2011) não

se verificou uma alteração significativa desta concentração com stress hídrico. Nota-se

também, de forma controversa um aumento dos níveis da prolina com stress hídrico e

um equilíbrio desses níveis após a administração de azoto.


2.4.3. Cultura de tomate

Soluções nutritivas contendo concentrações moderadas a altas de nutrientes são

frequentemente fornecidas para melhorar o sabor dos frutos de plantas de tomate

(Claussen, 2002). A fim de otimizar a produção e qualidade dos frutos, é necessário

adaptar a planta, a concentração e composição de nutrientes de acordo com um stress

que não diminua o seu rendimento (Dorais et al., 2008). Os indicadores de stress são,

no entanto, pré-requisitos importantes para o rendimento e a qualidade dos frutos ser

estabelecida. Por exemplo, o conteúdo alto de prolina nas folhas e a eficiência do uso

de água), são indicadores apropriados para avaliar plantas de tomate que estejam sob

stress hídrico (Claussen, 2002). Entre os alvos de investigação de culturas de plantas

estão a eficiência do uso de água e eficiência do uso de azoto, com o objetivo de estudar

as plantas submetidas a stress destes nutrientes sem baixar a produtividade da cultura.

Estes aspetos podem ser melhorados por uma rega deficitária e por uma melhor gestão

da quantidade de azoto depositada (Ripullone et al., 2004).

O estudo do stress combinado de água e azoto e das suas consequências para

as plantas e o seu desenvolvimento é de grande importância para a criação de culturas

agrícolas mais resistentes e que permitam aumentar a produção de alimentos

(Brussaard et al., 2007). Nas últimas décadas, as práticas agrícolas focaram-se em

maximizar os rendimentos aumentado a quantidade de adubações, sem considerar as

consequências ecológicas. Contudo, as preocupações atuais sobre as culturas e a

sustentabilidade ambiental estão a dar maior enfase ao aumento da eficiência do uso

de azoto nas culturas (Schröder, 2005). Apesar dessas preocupações são poucos os

estudos que analisam os efeitos combinados da carência de água e azoto no

crescimento e respostas fisiológicas nas plantas (Ormerod et al., 2003).

2.5. Cultura do tomate

O tomate (Solanum lycopersicum) é um dos frutos mais importantes e populares

no mundo (Dorais et al., 2008). A sua reprodução é feita por autopolinização, a sua

cultura tem colheita anual e pertence à família Solanaceae com um número de

cromossomas 2n = 2x = 24 (Peralta et al., 2008). Em termos de origem e história, a

cultura do tomate é originária da zona costeira ocidental da América do Sul, entre o

Equador e o Chile. No entanto, a domesticação ocorreu no México, onde o tomate foi

largamente cultivado pelos Astecas. Durante a época dos descobrimentos, o fruto foi


introduzido na Europa e gradualmente em todo o mundo (Lin et al., 2014). Entre as

primeiras plantas introduzidas na Europa, em meados do século XVI, estariam

provavelmente formas de frutos amarelos, dando origem ao nome italiano do tomate:

pomodoro (Jones Jr, 2007). A aceitação do tomate foi diferenciada no Mediterrâneo e

no Norte e Centro da Europa. A nova cultura foi rapidamente adotada em Espanha e

Itália. No resto da Europa, as primeiras plantas foram temidas como venenosas e foram

utilizadas como ornamentais. A Itália foi o primeiro país europeu onde a cultura teve

expressão (Gentilcore, 2010). A grande expansão mundial da cultura do tomate ocorreu

nas primeiras décadas do século XX, em resultado do desenvolvimento da indústria de

processamento (Almeida, 2006). Com a expansão do uso de tomate, o século XX foi

marcado pelo desenvolvimento de sementes certificadas com a utilização de híbridos

(Bai et al., 2007). Desenvolve-se em todas as latitudes em várias condições

demonstrando eficiência dos produtores mundialmente. O tomate assume um ponto de

grande importância na indústria hortícola e está em crescimento tanto no consumo

fresco como no processado (Nowicki et al., 2013). A produção mundial de tomate

aumentou continuamente e nas últimas décadas cresceu consideravelmente. Subiu de

48 milhões de toneladas em 1978 para 74 milhões de toneladas em 1992 e depois para

182 milhões de toneladas em 2018 (FAO, 2019).

Os Estados Unidos foram durante muito tempo o principal produtor mundial de

tomate, tendo sido ultrapassado pela China em 1993. Atualmente a China é o maior

produtor a nível mundial produzindo cerca de 1/3 de toda a produção mundial, com 60

milhões de toneladas. Em segundo lugar encontra-se a Índia com 20 milhões de

toneladas produzidas, em terceiro a Turquia com 13 milhões e em quarto os EUA tendo

produzido 11 milhões de toneladas em 2018. Portugal encontra-se na 15º posição com

uma produção de 1,7 milhões de toneladas (FAO, 2019).

O tomate é um fruto que pode ser comercializado fresco ou processado. A forma

em fresco pode ser consumida em cru ou cozinhada. O fruto é rico em pró-vitamina A e

vitamina C. Além disso é rico em licopeno, o caroteno responsável pela cor vermelha,

que lhe confere uma elevada capacidade antioxidante (Giovannucci et al., 1995). A

cultura do tomate está entre as culturas com uso mais intensivo de terras agrícolas, com

um alto nível de utilização de água e fertilizantes (Vázquez et al., 2006) e a gestão

adequada da água é um fator chave na obtenção de altos rendimentos de frutos.

O genoma do tomateiro foi publicado na Nature em 31 de maio de 2012,

culminando com anos de trabalho do projeto “Tomato Genome Consortium”, uma equipa

multinacional com mais de 300 cientistas de 14 países diferentes. Os resultados do

estudo possibilitaram aos cientistas produzir tomates através de alterações genéticas,


introduzindo novas características, geralmente que traga melhorias em relação a sua

produtividade, qualidade, durabilidade, sabor e propriedades nutritivas (Nature, 2012).

2.5.1. Cultura do tomate em Portugal

Com exceção da batata, o tomate é a principal cultura hortícola para consumo

em fresco e a principal cultura horto-industrial em Portugal. A cultura do tomate para

indústria concentra-se no Ribatejo (80% da área), vale do Tejo (Azambuja, Santarém),

no vale do Sorraia (Coruche, Salvaterra de Magos) e nos regadios do Alentejo (19% da

área) (INE, 2011). O tomate para consumo em fresco produz-se no Ribatejo e Oeste

(cerca de 50% da área cultivada), Algarve (22% da área) e entre-Douro-e-Minho (9%).

Enquanto o concentrado de tomate tem um peso grande nas exportações do setor, a

balança de transações do tomate fresco tem sido desfavorável (INE, 2011).

2.5.2. Desenvolvimento da cultura de tomate

Durante a sementeira e germinação, a temperatura do solo ou do substrato ótima

para a germinação da semente de tomate situa-se no intervalo entre 18 a 30ºC. Acima

de 35ºC e abaixo de 10-12ºC a germinação é muito deficiente. Em média, as sementes

necessitam de 90 a 100ºC de temperatura acumulada (base 6ºC) para a emergência,

que ocorre em cerca de 6 dias a 25ºC (Nascimento, 2000). As sementes germinam na

escuridão, mas o envolvimento do fitocromo no processo foi comprovado através do

estudo de mutantes. A luz de comprimento de onda vermelho-longínquo inibe a

germinação, enquanto a luz vermelha reverte o efeito, indicando que a presença de Pfr

é necessária para a germinação (Yamaguchi et al., 2001). As giberelinas e ácido

indolacético aceleram a germinação, enquanto o ácido abcíssico a inibe (Yamaguchi et

al., 2001).

A fase exclusivamente vegetativa é de curta duração, uma vez que a

diferenciação da primeira inflorescência ocorre quando a 3ª folha verdadeira está em

expansão, cerca de 4 semanas após a sementeira. Nas cultivares, o desenvolvimento

vegetativo ocorre concomitantemente com o desenvolvimento reprodutivo, durante a

maior parte de ciclo vegetativo (Uzun, 2006).

O tomateiro não exige condições ambientais particulares para iniciar a floração.

O processo ocorre em quaisquer condições que possibilitem o crescimento, embora a

diferenciação floral seja favorecida por temperaturas de 10ºC. É uma planta de dia-

neutro, embora sob irradiação constante a floração ocorra mais cedo em dias-curtos


(Samach et al., 2007). A primeira inflorescência surge após a formação de 6 a 11 folhas

nas cultivares indeterminadas e 5 a 7 folhas. Este número é controlado geneticamente

e influenciado pelas condições ambientais (Soyk et al., 2017). Uma intensidade

luminosa elevada reduz o número de folhas antes da 1ª inflorescência e acelera a

produção de folhas, aumentando a precocidade. A temperatura baixa também reduz o

número de folhas antes da 1ª inflorescência, mas, em contraste com a irradiação

elevada, reduz a taxa de formação de folhas. As giberelinas aumentam o número de

folhas antes da 1ª inflorescência (Nanya et al., 2012).

A formação dos frutos resulta de uma sequência de processos, que inclui a

polinização, germinação dos grãos de pólen, crescimento do tubo polínico, fertilização

e vingamento dos frutos. As flores normalmente abrem de manhã. A deiscência das

anteras inicia-se dentro do período de 24h após abertura das flores (Almeida, 2006).

Por seu lado, o estigma está recetivo durante um período de cerca de 7 dias, com início

cerca de 16h antes da abertura da flor. A temperaturas de 18 a 25ºC, o pólen mantém-

se viável durante 2 a 5 dias após a antese. Após a fertilização, o fruto cresce segundo

um padrão sigmoide, com uma fase inicial de cerca de 2 semanas em que ocorre divisão

celular, e a taxa de crescimento é lenta, seguida de uma fase exponencial de

alongamento celular que dura 3 a 5 semanas e termina com uma fase de desaceleração

do crescimento mais 2 semanas. O fruto é climatérico, sendo o seu amadurecimento

regulado pelo etileno (Almeida, 2006). A competência para amadurecer após a colheira

é adquirida no estado verde-maturo, quando o fruto se encontra ainda verde, mas o

lóculo já se encontra gelificado. Quando surge a cor na região pistilar, já o fruto entrou

no processo de amadurecimento. Os estádios de amadurecimento do fruto de tomate

encontram-se bem descritos de acordo com diversas escalas, incluindo o código de

cores da OCDE com 12 estádios de amadurecimento (FRUIT, 2009).

2.5.3. Exigências climáticas

O tomate é uma cultura de estação quente, exigente em temperatura e sensível

à geada. No entanto, existe uma grande quantidade de cultivares adaptados a um vasto

leque de condições térmicas. A cultura ao ar livre pode ser efetuada em regiões que

tenham um período livre de geadas superior a 110 dias, com uma temperatura média

superior a 16ºC. Abaixo de 16ºC, a taxa de crescimento é muito reduzida e exposições

prolongadas a temperaturas inferiores a 6ºC podem causar danos pelo frio na planta.

Temperaturas superiores a 30ºC inibem a síntese de licopeno e prejudicam a qualidade

do fruto (Saadi et al., 2015). A polinização é deficiente se as temperaturas forem


inferiores a 10ºC e a 37ºC, o tubo polínico não fecunda os óvulos e as flores abortam.

O vingamento dos frutos é favorecido a temperaturas médias entre 18 a 24ºC (Saeed et

al., 2007). O crescimento das raízes é máximo entre 15 a 19ºC, diminuindo quando a

temperatura sobe acima dos 24 a 26ºC. Acima dos 28ºC observa-se uma

degenerescência das raízes mais jovens (Van Ploeg et al., 2005). A humidade relativa

afeta a evapotranspiração, a incidência de pragas e doenças e a polinização. Considera-

se que a situação ideal em estufas é uma humidade relativa da ordem de 70 a 80%.

Humidade relativa muito elevada (superior a 90%) favorece o desenvolvimento de

doenças causadas por fungos, principalmente Botrytis. Quando associada a condições

de baixa luminosidade, a humidade relativa elevada provoca a agregação dos grãos de

pólen e dificulta a polinização (Leonardi et al., 2000). O tomate é uma cultura muito

exigente em quantidade de luz. A intensidade luminosa considerada mínima para a

floração e vingamento dos frutos é de 0,85 MJ.m-2. O fotoperíodo e a qualidade da luz

têm uma importância prática reduzida nesta cultura (Marsic et al., 2011). A cultura

adapta-se bem a diversos tipos de solo, preferindo, no entanto, solos profundos, de

textura franca ou areno-argilosa e bem drenados. As plantas não toleram o

encharcamento do solo, especialmente nas fases de emergência e de maturação dos

frutos (Huang et al., 2013). A cultura tem uma sensibilidade moderada à salinidade.

Embora o nível crítico seja de 2,5 dS.M-1, em diversas regiões mediterrânicas e áridas,

devido à escassez de água, a cultura tem sido regada com água salina, com

condutividade que atinge 7 dS.m-1. Níveis de salinidade elevados provocam uma

redução da produtividade, mas favorecem alguns aspetos qualitativos dos frutos, como

por exemplo o teor em sólidos solúveis. Valores de pH entre 5,5 e 7,0 são adequados

para a cultura do tomate (Incrocci et al., 2006).

2.6. Objetivos

Neste trabalho realizaram-se experiências em câmara de fitoclima utilizando

plantas de tomate da variedade Micro-Tom. Escolheu-se o tomate por ser das culturas

mais cultivadas mundialmente e a variedade Micro-Tom por ser uma espécie modelo a

nível laboratorial. No presente trabalho, o principal objetivo é explorar e perceber as

variações morfológicas e fisiológicas em plantas de tomate (cv. Micro-Tom) expostas ao

stress combinado de água e azoto, aplicando-se stress hídrico, stress de azoto e stress

combinado de água e azoto nos diferentes tratamentos de plantas. As questões

científicas que se colocam são, como respondem as plantas ao stress combinado em


comparação com o stress individual e também qual o impacto de ambos os stresses nos

efeitos observados.

Neste contexto, procura-se explorar aspetos morfológicos e fisiológicos e as

alterações que cada tratamento causa nas plantas, para conseguir dar uma resposta da

utilização ótima destes nutrientes, baixando assim o seu consumo sem condicionar a

produtividade das culturas. Pretende-se desta forma dar resposta ao problema inicial

existente que é baixar o consumo de água potável e diminuir a utilização de fertilizantes,

com consequências prejudiciais para o ambiente.


3. Material e Métodos

3.1. Experiência em câmara de fitoclima

Neste estudo, foi avaliada a resposta do genótipo “Micro-Tom”, considerado

espécie modelo a nível de laboratório, quando sujeito a 4 tratamentos diferentes.

Realizou-se a experiência utilizando sementes de plantas de tomate da variedade Micro-

Tom, que foram posteriormente crescidas em câmara de fitoclima na Escola Superior

de Biotecnologia da Universidade Católica Portuguesa. Realizaram-se testes às plantas

ao 10º (75% da capacidade de campo) e ao 16º dia (50% da capacidade de campo).

3.1.1. Sementeira

Selecionaram-se sementes que foram colocadas a germinar em tabuleiros de

dimensões 8x5 (Figura 1). Os tabuleiros foram colocados numa câmara de fitoclima em

condições controladas de 25ºC, 80% de humidade relativa, em regime de obscuridade,

durante 6 dias. Após a germinação, o fotoperíodo (16h/8h) foi estabelecido, obtendo-se

uma taxa de germinação de 75%. Foram selecionadas as plantas mais homogéneas

possíveis.

Figura 1 - Sementes de "Micro-Tom" colocadas a germinar em tabuleiro.

3.1.2. Solução nutritiva

Foram criadas duas soluções nutritivas para dar às plantas, uma completa e uma

incompleta. Foram utilizados nutrientes que foram misturados para dar as quantidades


corretas que as plantas de tomate necessitam para o seu desenvolvimento. As soluções

foram misturadas num tanque e depois de aplicar os fertilizantes, completou-se o

volume com água destilada até atingir 10 litros.

A solução nutritiva incompleta tinha um pH de 6,0; 5 mmol de azoto, 2.44mS de

condutividade elétrica e era composta pelos seguintes nutrientes: 3,7 quilos de nitrato

de cálcio; 2,75 quilos de cloreto de cálcio; 3,6 quilos de sulfato de magnésio; 6,7 quilos

de nitrato de magnésio; 1,01 litros de ácido nítrico 60%; 1,6 litros de ácido fosfórico 75%;

1,5 litros de alcalinizante integral; 0,14 litros de micro integral; 0,16 litros de ferronova

exp 6% EDDHSA; 0,01 litros de boranova líquido e 0,105 litros de micronova zinco

EDTA. Como resultado obtivemos as concentrações em mmol/L dos seguintes

macronutrientes: 5,3 de N; 5,0 de NO3; 0,3 de NH4; 1,9 de P; 1,9 de H2PO4; 6,1 de K;

3,6 de Ca; 4,8 de S; 4,8 de SO4; 2,8 de Mg; 2,6 de Cl; 0,5 de HCO3 e µmol/L dos

seguintes micronutrientes: 35,9 de Fe; 10,0 de Mn; 20,1 de B; 0,9 de Cu; 5,0 de Zn; 0,5

de Mo.

A solução nutritiva completa tinha um pH de 6,0, 10 mmol de azoto, 2.44mS de

condutividade elétrica e era composta pelos seguintes fertilizantes: 5,8 quilos de nitrato

de cálcio; 1,3 quilos de cloreto de cálcio; 4,0 quilos de sulfato de magnésio; 2,3 quilos

de nitrato de magnésio; 1,9 litros de ácido nítrico 60%; 1,6 litros de ácido fosfórico 75%;

4,1 litros de alcalinizante integral; 0,14 litros de micro integral; 0,16 litros de ferronova

exp 6% EDDHSA; 0,0105 litros de boranova líquido e 0,105 litros micronova zinco

EDTA. Como resultado obtivemos as concentrações em mmol/L dos seguintes

macronutrientes: 10,5 de N; 10,0 de NO3; 0,5 de NH4; 1,9 de P; 1,9 de H2PO4; 6,1 de

K; 3,6 de Ca; 1,6 de S; 1,6 de SO4; 2,5 de Mg; 2,6 de Cl; 0,5 de HCO3 e µmol/L dos

seguintes micronutrientes: 35,0 de Fe; 10,0 de Mn; 20,1 de B; 0,9 de Cu; 5,0 de Zn; 0,5

de Mo.

3.1.3. Transplantação

Um total de 84 vasos utilizados para o desenvolvimento das plantas, com

dimensões de 11 cm, foram preenchidos com 60 g de vermiculite que foi usada como

substrato. Colocou-se papel no fundo dos vasos para evitar perdas de substrato e

posteriormente encheram-se com a respetiva solução nutritiva até a capacidade de

campo ser atingida (cerca de 300 mL). Aos vasos controlo e stress hídrico foi adicionada

a solução nutritiva completa e aos vasos stress de azoto e stress combinado a solução

incompleta.


Foram selecionadas as 84 plantas germinadas mais homogéneas, retirando-se

as mesmas dos tabuleiros, passando por um processo de limpeza com água para retirar

o solo agregado às raízes e posteriormente transplantadas para os vasos com

vermiculite. Foi colocado plástico preto a envolver as plantas para evitar perdas de água

por evapotranspiração e colocaram-se os vasos numa outra câmara de fitoclima (Figura

2). As pesagens foram feitas com recurso a uma balança analítica da marca KERN,

modelo ALS 160-4A.

Figura 2 - Vasos contendo as plantas de Micro-Tom na câmara de fitoclima.

3.1.4. Delineamento experimental

As plantas do genótipo “Micro-Tom” foram sujeitas a quatro tratamentos diferentes:

controlo (i), stress hídrico (ii), stress de azoto (iii) e stress combinado (iv) e foram

efetuadas análises ao 10º e 16º dia.

(i) Grupo onde inicialmente foi administrada solução nutritiva completa e

quantidade ótima de azoto até atingir a capacidade de campo, mantendo-se

a capacidade de campo ao longo da experiência com água destilada;

(ii) Grupo onde inicialmente foi administrada solução nutritiva completa e

quantidade ótima de azoto até atingir a capacidade de campo, período após

o qual a irrigação foi interrompida até o vaso atingir 50% da capacidade de

campo;

(iii) Grupo onde inicialmente se administrou solução nutritiva com quantidade

deficiente de azoto (50% do valor da solução controlo) até atingir a


capacidade de campo mantendo-se posteriormente a capacidade de campo

com água destilada:

(iv) Grupo onde inicialmente foi administrada solução nutritiva com deficiência de

azoto (50% do valor da solução controlo) até atingir a capacidade de campo,

período após o qual a irrigação foi interrompida até o vaso atingir até 50% da

capacidade de campo.

3.1.5. Condições da câmara de fitoclima

As plantas foram mantidas na câmara de fitoclima com condições de crescimento

controlado (fotoperíodo: 16h/8h, temperatura: 25ºC/23ºC e humidade relativa: 70%).

Os vasos foram pesados diariamente utilizando a mesma balança analítica citada acima,

para comparar os valores de cada dia e ser calculada a perda de água diária por

absorção da planta. Ao 10º dia, o aumento de peso das plantas foi rejeitado por não ser

significativo. Em cada dia, após a pesagem foi-se adicionando a água perdida às plantas

dos tratamentos controlo e stress de azoto. As plantas dos tratamentos de stress hídrico

e stress combinado de água e azoto foram pesadas e calculou-se a percentagem de

capacidade de campo a que estavam em cada dia, mas não foi adicionada qualquer

água. Ao fim de 10 dias foram retiradas aleatoriamente 6 plantas de cada, para serem

efetuadas análises. Calculou-se o peso médio das plantas para o mesmo ser tido em

conta nas pesagens seguintes, foi calculada também a quantidade de água perdida

tendo em conta o peso contribuído pelo crescimento das plantas. Ao fim de 16 dias

foram retiradas as plantas restantes para serem realizadas análises adicionais.


3.2. Avaliação dos parâmetros

Após 10 e 16 dias, foram avaliados os seguintes parâmetros:

(i) Morfológicos:

a. parâmetros determinados - peso fresco e seco dos diferentes órgãos

(raízes, caules e folhas), comprimento da raiz e altura da planta, número

de folhas e área foliar;

b. parâmetros calculados - proporção entre raiz e parte aérea, área foliar

especifica, proporção entre o peso da folha em relação à planta,

proporção da área foliar e a relação entre o número de entrenós e a altura

da planta.

(ii) Fisiológicos:

a. parâmetros determinados - pigmentos fotossintéticos (clorofilas e

carotenoides), conteúdo relativo de água e potencial hídrico e taxa de

transpiração;

b. parâmetros calculados - eficiência do uso de água por área foliar.

3.2.1. Parâmetros Morfológicos

3.2.1.1. Determinação do peso fresco, comprimento da raiz e altura

da planta

Após lavagem das raízes, as plantas foram secas, tendo sido separadas em

parte radicular e aérea. Procedeu-se à determinação do comprimento da raiz e altura

da planta, assim como dos pesos de cada uma das estruturas.

3.2.1.2. Determinação do número de folhas e área foliar

Após a contagem do número de folhas de cada planta, a sua área foliar foi

também determinada (LI-COR, modelo LI-3100C Area Meter, Figura 3).


Figura 3 - Medidor utilizado para calcular a área foliar.

3.2.1.3. Determinação do peso seco

As plantas foram colocadas a secar numa estufa a 70ºC da marca BINDER

(Figura 4). Ao fim de 4 dias, as amostram foram retiradas da estufa e procedeu-se à

pesagem das diferentes estruturas da planta utilizando uma balança analítica.

Figura 4 - Estufa BINDER onde foram colocadas as plantas para se fazer as medições do peso seco.

Após as avaliações acima mencionadas, vários parâmetros morfológicos foram

determinados com recurso às respetivas equações.


3.2.1.4. Proporção da parte aérea em relação à raiz

A proporção da parte aérea em relação à raiz foi calculada com recurso à

seguinte fórmula:

Proporção parte aérea/raiz =Peso seco da parte aérea

Peso seco da raiz

3.2.1.5. Área foliar específica

A área foliar específica é uma importante análise de crescimento das plantas e

foi calculado pela divisão da área foliar das folhas sobre o peso seco das folhas.

Área foliar específica =Área foliar

Peso seco das folhas

3.2.1.6. Proporção do peso da folha em relação à planta

A proporção do peso da folha em relação à planta é um parâmetro morfológico

utilizado para calcular o crescimento foliar em comparação com o crescimento do resto

da planta.

Proporção folha/planta =Peso seco da folha

Peso seco da planta

3.2.1.7. Proporção Área Foliar

A proporção da área foliar é uma avaliação que multiplica as análises anteriores

para ter uma avaliação mais completa do crescimento foliar.

Proporção area foliar = Área foliar especifica x Proporção peso folha em relação à planta

3.2.1.8. Relação entre o número de entrenós e a altura da planta

A relação do número de entrenós e a altura e a altura da planta foi calculada

utilizando a seguinte fórmula:


Nº entrenós/altura da planta =Número de folhas

Altura da planta

3.2.2. Parâmetros Fisiológicos

3.2.2.1. Avaliação pigmentos fotossintéticos

A medição da clorofila fez-se com recurso a um medidor SPAD, efetuando-se

três medições em pontos diferentes da mesma folha.

Foi ainda feita a determinação espectrofotométrica. Para isso, as amostras de

material vegetal foram homogeneizadas em acetona 80% (v/v) e o homogeneizado foi

transferido para tubos de centrífuga mantidos em obscuridade. Centrifugou-se durante

10 minutos a 1400 g (centrif. SIGMA 3-10 ≈4230 rpm rotor 11133), recolheu-se o

sobrenadante e manteve-se na obscuridade. As respetivas absorvâncias a 470, 647 e

663 nm. O conteúdo de clorofila a, clorofila b e carotenoides foi calculado com as

seguintes fórmulas:

Clor a (mg/L) = 12,25 x A663 – 2,79 x A647

Clor b (mg/L) = 21,50 x A647 – 5,10 x A663

Car (mg/L) = (1000 x A470 – 1,82 x Clor a – 85,02 x Clor b)/198

No final o conteúdo de clorofilas e carotenoides foi expresso em mg/g de peso

fresco.

3.2.2.1. Determinação do conteúdo de água relativo e potencial

hídrico

Obteve-se o conteúdo de água relativo com recurso à seguinte equação:

Conteúdo de água relativo =Peso fresco − Peso seco

Peso fresco saturad − Peso fresco∗ 100

A avaliação do potencial hídrico foi efetuada com recurso a uma Bomba de

Scholander, da marca PMS Instrument Company modelo 600 (Figura 5). Após a planta

ser cortada no ápice radicular, colocou-se a parte aérea na câmara, sendo adicionado

azoto comprimido. Com o aumento de pressão, o conteúdo de água que está presente

na planta é forçado a sair do xilema, ficando visível na extremidade cortada. O valor


medido foi registado, calculando-se desta forma o potencial hídrico da parte aérea da

planta.

Figura 5 - Bomba de Scholander, utilizada para avaliar o potencial hídrico das plantas

3.2.2.2. Determinação da taxa de transpiração

A taxa de transpiração foi apenas efetuada na medição final (16º dia), que foi

quando as plantas já tinham as folhas desenvolvidas para serem efetuadas análises

com menor erro. O folíolo terminal da folha mais jovem totalmente expandida, foi cortado

da planta. Logo após a excisão, os petíolos foram novamente cortados, desta vez em

baixo de água (para evitar o fenómeno de cavitação). Os frascos foram então incubados

em condições de humidade relativa elevada (≈ 100%), temperatura ambiente (≈ 20ºC)

e em regime de escuridão, durante 2 h para determinar o seu peso fresco saturado. Ao

fim de 2 h os frascos foram retirados da escuridão para induzir a abertura estomáticas.

Após esse período, as folhas foram deixadas na bancada, com a superfície abaxial para

baixo e o seu peso foi determinado todos os 5-10min durante 4 h. Após esse tempo, a

área foliar da folha foi determinada e o seu peso seco (24 h a 70 ºC) foi registado. A

taxa de transpiração foi calculada de acordo com a seguinte equação:

Taxa de transpiração = (Peso fresco da folha

Massa molar da água) ∗ 1000) / (

Frequência da medição

Área da folha)

Após as avaliações acima mencionadas, foram calculados os seguintes

parâmetros fisiológicos:


3.2.2.3. Uso eficiente da água e consumo de água por área foliar

O uso eficiente de água e o consumo de água por área foliar foram calculados

utilizando as seguintes equações, respetivamente:

Uso eficiente de água = Peso seco total / Consumo de água

Consumo de água por área foliar =Consumo de água

Área foliar

3.3. Análise estatística

A análise estatística dos resultados foi levada a cabo no software GraphPad

Prism, versão 8.2.1 (GraphPad Software, Inc., California, USA). Foi efetuada uma

análise ANOVA das médias, seguida pelo test pos-hoc de Tukey, sempre que foram

encontradas diferenças significativas (p ≤ 0,05).


4. Resultados e Discussão

Nesta secção irão ser apresentados os resultados das avaliações efetuadas

durante e após a experiência na câmara de fitoclima.

4.1. Avaliação do peso fresco

Os resultados da Figura 6 indicam que o stress hídrico induz aumento do peso

fresco após transplantação. Estes dados estão de acordo com estudos já publicados,

que identificam que as plantas tendem a aumentar o seu crescimento quando não existe

disponibilidade de nutrientes essenciais como água e azoto (Ghaemi et al., 2011; Oweis

et al., 2000; Waraich et al., 2011). Na Figura 6 (a) avaliou-se o peso fresco total das

plantas. Na análise aos 10 dias registaram-se valores significativos, em que as plantas

sujeitas as stresses registaram uma subida no crescimento em comparação com o

grupo controlo. Na Figura 6 (b) avaliou-se o peso fresco da raiz das plantas. Constatou-

se ao 16º dia valores mais altos nas plantas do tratamento de stress de azoto. As plantas

sob stress hídrico não mostraram um crescimento tão grande porque as raízes não

necessitaram de ter um grande crescimento devido a terem água disponível. A Figura 6

(c) indica o peso fresco da parte aérea em que se visualiza um maior crescimento

significativo das plantas no tratamento de stress hídrico nas duas avaliações em

comparação com os outros tratamentos. Registou-se, portanto, que a falta de água

acelerou o desenvolvimento da parte aérea. Isso deveu-se porque o crescimento da raíz

também induziu o desenvolvimento do resto da planta. Na Figura 6 (d) foi medida a

altura das plantas. Neste caso não se registou qualquer diferença significativa, devido

às plantas estarem na fase inicial de desenvolvimento. Na Figura 6 (e) foi medido o

comprimento da raiz em que se registaram diferenças significativas no 10º dia, das

médias das plantas sob stress hídrico e stress de azoto. Estes dados vão de acordo

com os estudos também do peso fresco da raiz, em que a planta numa estratégia de

procura de nutrientes aumentou o tamanho da sua raiz (Atta et al., 2013). Após os 10

dias as plantas começaram a adaptar-se às condições de stress e a encontrar

mecanismos como forma de os combater. Daí não existirem resultados não tão

significativos nas análises ao 16º dia.


Figura 6 - Peso fresco total (a); da raiz (b); da parte aérea (c); altura da planta (d) e comprimento da raiz (e), registados

para os tratamentos controlo (verde), stress de azoto (laranja), stress hídrico (azul) e stress combinado de água e azoto

(amarelo), após 10 e 16 dias (75 e 50% capacidade de campo, respetivamente). (n=6). Os valores representados

correspondem à média de seis amostras e as barras o respetivo erro padrão. Letras diferentes são estatisticamente

significativas a p ≤ 0,05, estando marcadas com n.s. as barras que não registaram significância entre si. A análise

estatística dos dois tempos de amostragem foi feita de forma independente.

4.2. Avaliação do peso seco

Os resultados da Figura 7 e vão de encontro aos resultados já avaliados do peso

fresco. Na Figura 7 (a) registou-se o peso seco total da planta, em que o grupo controlo

teve resultados significativamente inferiores em comparação com os outros tratamentos

na avaliação dos 10 dias, não obtendo qualquer diferença nos resultados aos 16 dias.

Na Figura 7 (b) avaliou-se o peso seco das plantas em que se identificaram resultados

não muito diferentes em relação ao peso seco total. Registaram-se diferenças


significativas aos 10 dias, do grupo controlo em comparação com os outros tratamentos,

mas não se verificaram resultados estatisticamente significativos na avaliação dos 16

dias. Na Figura 7 (c) avaliou-se o peso seco da parte aérea da planta em que ao 10º

dia, o grupo controlo obteve os valores significativos mais baixos, tendo o stress hídrico

atingido os mais altos. Estes resultados estão em concordância com estudos já revistos

(Gyssels et al., 2005; Qin et al., 2019) que provam o aumento do crescimento nos vários

órgãos da planta em situações de stress hídrico. Esse aumento deve-se a que plantas

sujeitas a stress hídrico aumentam o seu crescimento à procura de água. Plantas em

stress concentram-se na fase reprodutiva para produzir semente ou ficam em modo

vegetativo (aumento da folhagem) para tentar sobreviver ao stress até à nova época. A

Figura 7 (d) representa a avaliação da proporção entre a raiz e a parte aérea que é

indicativo da especialização da planta a diferentes tratamentos. Como esperado,

segundo (Wang et al., 2005), a aplicação de stress provocou uma menor proporção de

raíz em relação à parte aérea, mas não se regista qualquer resultado significativo. Após

os 10 dias as plantas começaram a adaptar-se às condições de stress e a encontrar

mecanismos como forma de os combater. Daí não existirem resultados não tão

significativos nas análises ao 16º dia.


Figura 7 - Peso seco total (a); da raiz (b); da parte aérea (c) e proporção raiz/parte aérea (d), registados para os

tratamento controlo (verde), stress de azoto (laranja), stress hídrico (azul) e stress combinado de água e azoto (amarelo),

após 10 e 16 dias (75 e 50% capacidade de campo, respetivamente). (n=6). Os valores representados correspondem à

média de seis amostras e as barras o respetivo erro padrão. Letras diferentes são estatisticamente significativas a p ≤

0,05, estando marcadas com n.s. as barras que não registaram significância entre si. A análise estatística dos dois

tempos de amostragem foi feita de forma independente.

4.3. Avaliação foliar

Na Figura 8, evidenciam-se as diferentes avaliações foliares efetuadas. Na

Figura 8 (a) que mostra o número de folhas por planta, não se registaram diferenças

significativas tendo as plantas uma média de 5 folhas por planta aos 10 dias e 6 folhas

aos 16 dias. Na Figura 8 (b) verificou-se que relativamente à área foliar notaram-se

diferenças significativas aos 10 dias, devido às plantas estarem num estado de

crescimento precoce e não terem folhas já desenvolvidas. Aos 16 dias verificou-se uma

diferença significativa das plantas em stress hídrico em relação aos grupos de stress de

azoto e stress combinado e valores intermédios das plantas controlo. A área foliar

aumentou nas plantas do grupo de stress hídrico, mas não no stress combinado de água

e azoto porque o azoto é um fator limitante na produção foliar. Os estudos comprovam


uma redução na expansão foliar como resposta à insuficiência de água (Anjum et al.,

2011; Granier et al., 2000; Shao et al., 2008; Zhao et al., 2005), mas os resultados

obtidos provam um aumento da área foliar no tratamento de stress hídrico. A Figura 8

(c) mostra a área foliar específica que relaciona a área foliar com a massa da matéria

seca da própria folha. É uma componente importante a ser estudada, pois dá uma

resposta mais completa em relação à dimensão das folhas e à sua possível capacidade

fotossintética. Registaram-se neste gráfico, valores mais elevados nos grupos controlo,

embora não significativos. Na Figura 8 (d) calculou-se a proporção do peso da folha

sobre o peso seco total que é uma forma de entender melhor o tipo de crescimento que

as plantas adotaram em cada tratamento, de acordo com os recursos que tinham à sua

disposição, mas também não se identificaram resultados significativos tanto aos 10,

como aos 16 dias. A Figura 8 (e) avalia a proporção da área foliar, que é um parâmetro

mais completo que relaciona as características anteriores. Nesta avaliação, ao 10º dia,

as plantas controlo obtiveram resultados significativamente superiores em relação aos

outros tratamentos. A Figura 8 (f) mostra a relação do número de folhas com a altura da

planta em que se apresentaram valores mais altos para as plantas sob stress de azoto

aos 10 dias, sendo estes significativamente diferentes dos restantes.


Figura 8 - Número de folhas (a); área foliar (b); área foliar específica (c) proporção peso da folha/planta (d); proporção

área foliar (e) e relação do número de folhas e altura da planta (f), registados para os tratamentos controlo (verde), stress

de azoto (laranja), stress hídrico (azul) e stress combinado de água e azoto (amarelo), após 10 e 16 dias (75 e 50%

capacidade de campo, respetivamente). (n=6). Os valores representados correspondem à média de seis amostras e as

barras o respetivo erro padrão. Letras diferentes são estatisticamente significativas a p ≤ 0,05, estando marcadas com

n.s. as barras que não registaram significância entre si. A análise estatística dos dois tempos de amostragem foi feita de

forma independente.

4.4. Avaliação pigmentos fotossintéticos

As avaliações fotossintéticas estão ilustradas na Figura 9. Com auxílio de um

medidor SPAD, foi possível avaliar o teor relativo de clorofilas presentes nas folhas. Na

Figura 9 (a), a avaliação mostra resultados significativos para a avaliação ao 16º dia,


em que o tratamento de stress hídrico e tratamento controlo registaram valores

superiores aos restantes. Na Figura 9 (b) estão apresentados os resultados relativos ao

conteúdo de clorofilas a e b nas folhas. Os valores menores nas plantas suplementadas

com a solução incompleta de azoto, em comparação com as plantas que receberam

solução nutritiva completa em azoto. No caso da avaliação dos carotenóides na Figura

9 (c), nota-se valores mais altos no stress hídrico em relação ao stress de azoto e stress

combinado, mas neste caso o tratamento controlo não obteve valores altos, na avaliação

das clorofilas. Isso prova que a falta de azoto também tem influência na quantidade de

carotenóides presentes e quanto maior o stress, mais produção existe, como visto por

(Bassi et al., 2018; Paul et al., 2001; Roy et al., 2006). A falta de azoto na nutrição da

planta tem implicações negativas nos processos de fotossíntese, existindo inibição da

acumulação de clorofila. Os carotenóides, logo após as clorofilas, são os pigmentos

mais importantes para a fotossíntese. Além de apresentar propriedades oxidativas, têm

a propriedade de absorver a luz visível nos comprimentos de onda de 380 a 500 nm, o

que resulta em cores desde o amarelo até ao vermelho (Delgado-Vargas et al., 2000).

O licopeno que está presente nos tomates é uma substância constituída por

carotenoides e é dela que resulta a cor vermelha dos frutos (Heber et al., 2002).

Figura 9 - Teste SPAD (a); clorofilas a + b (b) e carotenoides (c), registados para os tratamentos controlo (verde), stress

de azoto (laranja), stress hídrico (azul) e stress combinado de água e azoto (amarelo), após 10 e 16 dias (75 e 50%

capacidade de campo, respetivamente) no gráfico (a) e apenas aos 16 dias nos gráficos (b) e (c), (n=6). Os valores

representados correspondem à média de seis amostras e as barras o respetivo erro padrão. Letras diferentes são

estatisticamente significativas a p ≤ 0,05. A análise estatística dos dois tempos de amostragem foi feita de forma

independente.


4.5. Avaliação hídrica

Estas avaliações foram realizadas no sentido de entender os aspetos hídricos

das plantas nos diferentes tratamentos a que foram submetidas. Na Figura 10 (a)

registou-se a eficiência do uso de água que se calculou a partir do peso e da quantidade

de água adicionada. Verificaram-se valores significativos e mais altos para as plantas

que estavam sob o tratamento de stress hídrico, bem como para as que estavam sob

stress combinado de água em azoto. Por outro lado, as plantas nos tratamentos controlo

e stress de azoto que se encontravam sempre a 100% da capacidade de campo em

termos hídricos registaram valores inferiores (Bacon, 2009; DaMatta et al., 2002).

Plantas que estejam com menor disponibilidade de água têm um uso mais eficiente em

comparação com plantas que tenham muita disponibilidade deste recurso (Koch et al.,

2009). Na Figura 10 (b) calculou-se o potencial hídrico da parte aérea com recurso a

uma bomba de Scholander. As medições registaram valores superiores ao 10º dia nos

tratamentos de stress hídrico e combinado, embora não significativos. Na Figura 10 (c)

apresentam-se os resultados do cálculo do consumo de água em função da área foliar

onde se encontraram valores superiores e estatisticamente significativos no tratamento

de stress combinado de água e azoto em comparação com os outros dois tratamentos

de stress (aos 10 dias) e em comparação com o controlo e o stress hídrico (aos 16 dias).

Estes dados vão de encontro aos estudos de Pandey et al. (2000) em que em situações

de stress combinado de água e azoto, o aproveitamento de água por área foliar é feito

de forma mais eficiente.


Figura 10 - Eficiência do uso de água (a); potencial hídrico da parte aérea (b); teor relativo de água (c) e consumo de

água em função da área foliar (d), registados para os tratamentos controlo (verde), stress de azoto (laranja), stress hídrico

(azul) e stress combinado de água e azoto (amarelo), após 10 e 16 dias (75 e 50% capacidade de campo,

respetivamente). (n=6). Os valores representados correspondem à média de seis amostras e as barras o respetivo erro

padrão. Letras diferentes são estatisticamente significativas a p ≤ 0,05, estando marcadas com n.s. as barras que não

registaram significância entre si. A análise estatística dos dois tempos de amostragem foi feita de forma independente.

4.6. Avaliação da transpiração

Na figura 11 (a) avaliou-se a taxa de transpiração ao longo das 4h de análise.

Os valores apresentados registaram um aumento da taxa de transpiração nos primeiros

minutos, mas que foi baixando até valores perto de 0 nas horas seguintes, notando-se

uma taxa de transpiração com valores superiores no grupo controlo e de seguida pelo

grupo stress de azoto. Estes estudos vão ao encontro do esperado, visto as plantas dos

tratamentos controlo e stress de azoto terem recebido água continuamente ao longo da

experiência e assim terem esse recurso em maior quantidade no seu organismo. Visto

que, as plantas perdem água por transpiração por intermédio dos estomas, estes

fecham-se em situações de carência para haver uma poupança de água (Ben-Yehoshua

et al., 2003; Pittermann, 2010). Nesse sentido, os valores de taxa de transpiração

baixam ao longo do tempo e isso pelo explica-se pela estratégia de fecho dos estomas

para poupar a perda de água por transpiração. Na figura 11 (b) calculou-se a taxa de

transpiração em relação ao teor relativo de água. Como se registou no primeiro gráfico,


a taxa de transpiração apesar de ter obtido uma subida de valores nos primeiros

minutos, obteve uma descida para valores mais baixos ao longo do tempo até

estabilizar. Essa descida foi acompanhada de uma descida também no teor relativo de

água que se iniciou perto de 100, e que ao fim de 4h já possuía valores abaixo dos 60%.

Figura 11 – Teor relativo de água (a); taxa de transpiração em função do tempo (b) e taxa de transpiração em função do

teor relativo de água (b), registados para os tratamentos controlo (verde), stress de azoto (laranja), stress hídrico (azul)

e stress combinado de água e azoto (amarelo), após 16 dias (50% capacidade de campo). (n=6). Os valores

representados correspondem à média das amostras e as barras o respetivo erro padrão.


5. Conclusão

Neste trabalho foi possível verificar as diferenças morfológicas e fisiológicas que

os diferentes tratamentos a que as plantas estiveram sujeitas (controlo, stress hídrico,

stress de azoto e stress combinado de água e azoto) provocam nas plantas de tomate

da variedade Micro Tom, germinadas em solo e crescidas em vermiculite.

Nas avaliações de peso fresco e seco das plantas foi possível observar valores

mais baixos nas plantas controlo e mais alto nas restantes. Isto deveu-se principalmente

ao crescimento radicular, no sentido de aumentar a área de absorção de nutrientes. O

grupo controlo não necessitou de um crescimento grande na parte morfológica, visto

possuir disponíveis tanto água como solução completa necessária ao seu

desenvolvimento.

Quanto às análises foliares foi possível verificar valores inferiores dos grupos

stress de azoto e stress combinado de água e azoto, podendo concluir que o azoto é o

fator limitante no crescimento e função das folhas. Em relação aos testes fotossintéticos,

foi observado um número maior de clorofilas a e b e carotenoides nos grupos controlo

e água. Resultados idênticos à análise foliar provando que a disponibilidade de azoto

tem muita importância nos processos fotossintéticos e na sua ausência este processo

fica limitado.

Nas observações relativas ao consumo hídrico da planta, os resultados

mostraram uma maior eficiência do uso de água e também maior potencial hídrico nas

plantas sujeitas a stress hídrico e stress combinado. Conclui-se com isto, em situações

de stress hídrico, a planta irá utilizar a água que tem disponível de forma mais eficiente

em comparação com plantas que possuam este recurso em maior abundância.

Uma das estratégias da planta em situações de stress é o fecho dos estomas

para perder menor quantidade de água por transpiração. Os resultados da taxa de

transpiração comprovaram isso, mostrando uma diminuição da taxa de transpiração em

função do tempo e também em relação ao teor relativo de água.

Apesar de já existirem muitos estudos sobre os efeitos de stress hídrico e stress

de azoto em diferentes culturas, existe pouca informação sobre a aplicação de stress

combinado destes dois fatores. Em estudos futuros, seria útil utilizar outros genótipos

de tomate assim como outras formas de crescimento, como diferentes substratos e

soluções. É necessário existirem também mais estudos em outras espécies sobre a

combinação destes recursos devido a serem os limitantes em várias culturas.


Com estudos elaborados será possível haver poupança de recursos, diminuição

das alterações climáticas e um maior rendimento das culturas para conseguir dar

alimentar a toda a população mundial.


6. Referências bibliográficas

Abenavoli, M. R., Longo, C., Lupini, A., Miller, A. J., Araniti, F., Mercati, F., . . . Sunseri, F. (2016). Phenotyping two tomato genotypes with different nitrogen use efficiency. Plant Physiology and Biochemistry, 107, 21-32. doi:https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2016.04.021

Ahmad, P., Sarwat, M., & Sharma, S. (2008). Reactive oxygen species, antioxidants and signaling in plants. Journal of Plant Biology, 51(3), 167-173.

Ahmed, I. M., Dai, H., Zheng, W., Cao, F., Zhang, G., Sun, D., & Wu, F. (2013). Genotypic differences in physiological characteristics in the tolerance to drought and salinity combined stress between Tibetan wild and cultivated barley. Plant Physiology and Biochemistry, 63, 49-60.

Almeida, D. (2006). Manual de culturas hortícolas–Volume II. Lisboa, Portugal: Editorial Presença, 196, 219.

Alves, A. A., & Setter, T. L. (2000). Response of cassava to water deficit: leaf area growth and abscisic acid. Crop Science, 40(1), 131-137.

Anjum, S. A., Xie, X.-y., Wang, L.-c., Saleem, M. F., Man, C., & Lei, W. (2011). Morphological, physiological and biochemical responses of plants to drought stress. African Journal of Agricultural Research, 6(9), 2026-2032.

Arduini, I., Masoni, A., Ercoli, L., & Mariotti, M. (2006). Grain yield, and dry matter and nitrogen accumulation and remobilization in durum wheat as affected by variety and seeding rate. European Journal of Agronomy, 25(4), 309-318.

Assouline, S., Russo, D., Silber, A., & Or, D. (2015). Balancing water scarcity and quality for sustainable irrigated agriculture. Water Resources Research, 51(5), 3419-3436.

Atta, B. M., Mahmood, T., & Trethowan, T. M. (2013). Relationship between root morphology and grain yield of wheat in north-western NSW, Australia. Australian Journal of Crop Science, 7(13), 2108.

Bacon, M. (2009). Water use efficiency in plant biology: John Wiley & Sons. Bai, Y., & Lindhout, P. (2007). Domestication and breeding of tomatoes: what

have we gained and what can we gain in the future? Annals of botany, 100(5), 1085-1094.

Baldwin, K. R. (2006). Crop rotations on organic farms. Center for Environmental Farming Systems. North Carolina A&T State University.

Barber, J. (2009). Photosynthetic energy conversion: natural and artificial. Chemical Society Reviews, 38(1), 185-196.

Bassi, D., Menossi, M., & Mattiello, L. (2018). Nitrogen supply influences photosynthesis establishment along the sugarcane leaf. Scientific Reports, 8(1), 2327. doi:10.1038/s41598-018-20653-1

Ben-Yehoshua, S., & Rodov, V. (2003). Transpiration and water stress. Postharvest physiology and pathology of vegetables, 111-159.

Bénard, C., Gautier, H., Bourgaud, F., Grasselly, D., Navez, B., Caris-Veyrat, C., . . . Génard, M. (2009). Effects of Low Nitrogen Supply on Tomato (Solanum lycopersicum) Fruit Yield and Quality with Special Emphasis on Sugars, Acids, Ascorbate, Carotenoids, and Phenolic Compounds. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 57(10), 4112-4123. doi:10.1021/jf8036374


Bennetzen, E. H., Smith, P., & Porter, J. R. (2016). Decoupling of greenhouse gas emissions from global agricultural production: 1970–2050. Global change biology, 22(2), 763-781.

Bianchi, L., Germino, G. H., & de Almeida Silva, M. (2016). Adaptação das Plantas ao Déficit Hídrico. Acta Iguazu, 5(4), 15-32.

Bloom, A. J., Burger, M., Asensio, J. S. R., & Cousins, A. B. (2010). Carbon dioxide enrichment inhibits nitrate assimilation in wheat and Arabidopsis. science, 328(5980), 899-903.

Blum, A. (2009). Effective use of water (EUW) and not water-use efficiency (WUE) is the target of crop yield improvement under drought stress. Field Crops Research, 112(2-3), 119-123.

Blum, A. (2011). Plant water relations, plant stress and plant production Plant breeding for water-limited environments (pp. 11-52): Springer.

Bot, A., & Benites, J. (2005). The importance of soil organic matter: Key to drought-resistant soil and sustained food production: Food & Agriculture Org.

Boughton, A. J., Hoover, K., & Felton, G. W. (2006). Impact of chemical elicitor applications on greenhouse tomato plants and population growth of the green peach aphid, Myzus persicae. Entomologia Experimentalis et Applicata, 120(3), 175-188.

Brevedan, R., & Egli, D. (2003). Short periods of water stress during seed filling, leaf senescence, and yield of soybean. Crop Science, 43(6), 2083-2088.

Brodribb, T. J., & Cochard, H. (2009). Hydraulic failure defines the recovery and point of death in water-stressed conifers. Plant Physiology, 149(1), 575-584.

Bruinsma, J. (2017). World agriculture: towards 2015/2030: an FAO study: Routledge.

Brussaard, L., De Ruiter, P. C., & Brown, G. G. (2007). Soil biodiversity for agricultural sustainability. Agriculture, ecosystems & environment, 121(3), 233-244.

Butnariu, M. (2015). Plants, Functions and Processes Adapt to Different Environments. J Bioequiv Availab, 7, e62.

Cabrera‐Bosquet, L., Molero, G., Bort, J., Nogués, S., & Araus, J. (2007). The combined effect of constant water deficit and nitrogen supply on WUE, NUE and Δ13C in durum wheat potted plants. Annals of Applied Biology, 151(3), 277-289.

Carr, A. G., Mammucari, R., & Foster, N. (2011). A review of subcritical water as a solvent and its utilisation for the processing of hydrophobic organic compounds. Chemical Engineering Journal, 172(1), 1-17.

Casano, L. M., Martın, M., & Sabater, B. (2001). Hydrogen peroxide mediates the induction of chloroplastic Ndh complex under photooxidative stress in barley. Plant Physiology, 125(3), 1450-1458.

Chaerle, L., Saibo, N., & Van Der Straeten, D. (2005). Tuning the pores: towards engineering plants for improved water use efficiency. Trends in biotechnology, 23(6), 308-315.

Chapin Iii, F. S., Zavaleta, E. S., Eviner, V. T., Naylor, R. L., Vitousek, P. M., Reynolds, H. L., . . . Hobbie, S. E. (2000). Consequences of changing biodiversity. Nature, 405(6783), 234.


Chavarria, G., & dos Santos, H. P. (2012). Plant water relations: absorption, transport and control mechanisms. Embrapa Uva e Vinho-Capítulo em livro científico (ALICE).

Chen, J., Kang, S., Du, T., Qiu, R., Guo, P., & Chen, R. (2013). Quantitative response of greenhouse tomato yield and quality to water deficit at different growth stages. Agricultural Water Management, 129, 152-162. doi:https://doi.org/10.1016/j.agwat.2013.07.011

Claussen, W. (2002). Growth, water use efficiency, and proline content of hydroponically grown tomato plants as affected by nitrogen source and nutrient concentration. Plant and Soil, 247(2), 199-209.

Clay, J. (2013). World agriculture and the environment: a commodity-by-commodity guide to impacts and practices: Island Press.

Cohen, A. C., Travaglia, C. N., Bottini, R., & Piccoli, P. N. (2009). Participation of abscisic acid and gibberellins produced by endophytic Azospirillum in the alleviation of drought effects in maize. Botany, 87(5), 455-462.

Cole, R. A., McInally, S. A., & Fowler, J. E. (2014). Developmentally distinct activities of the exocyst enable rapid cell elongation and determine meristem size during primary root growth in Arabidopsis. BMC plant biology, 14(1), 386.

Costa, A. (2014). Nutrição mineral em plantas vasculares. Costa, J. M., Ortuño, M. F., & Chaves, M. M. (2007). Deficit irrigation as a strategy

to save water: physiology and potential application to horticulture. Journal of integrative plant biology, 49(10), 1421-1434.

DaMatta, F. M., Loos, R. A., Silva, E. A., Loureiro, M. E., & Ducatti, C. (2002). Effects of soil water deficit and nitrogen nutrition on water relations and photosynthesis of pot-grown Coffea canephora Pierre. Trees, 16(8), 555-558.

Davies, W. J., Wilkinson, S., & Loveys, B. (2002). Stomatal control by chemical signalling and the exploitation of this mechanism to increase water use efficiency in agriculture. New Phytologist, 153(3), 449-460.

Debaeke, P., & Aboudrare, A. (2004). Adaptation of crop management to water-limited environments. European Journal of Agronomy, 21(4), 433-446.

Dekkers, B. J., Schuurmans, J. A., & Smeekens, S. C. (2004). Glucose delays seed germination in Arabidopsis thaliana. Planta, 218(4), 579-588.

del Amor, F. M., Ruiz‐Sánchez, M. C., Martínez, V., & Cerdá, A. (2000). Gas exchange, water relations, and Ion concentrations of salt‐stressed tomato and melon plants. Journal of Plant Nutrition, 23(9), 1315-1325.

Delgado-Vargas, F., Jiménez, A., & Paredes-Lopez, O. (2000). Natural pigments: carotenoids, anthocyanins, and betalains—characteristics, biosynthesis, processing, and stability. Critical reviews in food science and nutrition, 40(3), 173-289.

Dexter, A. R. (2004). Soil physical quality: Part I. Theory, effects of soil texture, density, and organic matter, and effects on root growth. Geoderma, 120(3-4), 201-214.

Dorais, M., Ehret, D. L., & Papadopoulos, A. P. (2008). Tomato (Solanum lycopersicum) health components: from the seed to the consumer. Phytochemistry Reviews, 7(2), 231.

Eckstein, R. L. (2005). Differential effects of interspecific interactions and water availability on survival, growth and fecundity of three congeneric grassland herbs. New Phytologist, 166(2), 525-536.


Ehlers, E. (2017). O que é agricultura sustentável: Brasiliense. Else, M. A., Janowiak, F., Atkinson, C. J., & Jackson, M. B. (2008). Root signals

and stomatal closure in relation to photosynthesis, chlorophyll a fluorescence and adventitious rooting of flooded tomato plants. Annals of botany, 103(2), 313-323.

Evans, J., & Poorter, H. (2001). Photosynthetic acclimation of plants to growth irradiance: the relative importance of specific leaf area and nitrogen partitioning in maximizing carbon gain. Plant, cell & environment, 24(8), 755-767.

FAO. (2018). Tomato. Retrieved from http://www.fao.org/land-water/databases-and-software/crop-information/tomato/en/

FAO. (2019). Tomato Production Worldwide. Fenta, B., Beebe, S., Kunert, K., Burridge, J., Barlow, K., Lynch, J., & Foyer, C.

(2014). Field phenotyping of soybean roots for drought stress tolerance. Agronomy, 4(3), 418-435.

Fitter, A. H., & Hay, R. K. (2012). Environmental physiology of plants: Academic press.

Food and Agriculture Organization of the United Nations, & Institute, I. W. M. (2018). More people, more food, worse water? A global review of water pollution from agriculture. Retrieved from

Forde, B. G., & Lea, P. J. (2007). Glutamate in plants: metabolism, regulation, and signalling. Journal of Experimental Botany, 58(9), 2339-2358.

FRUIT, T. D. Q. O. (2009). OECD FRUIT AND VEGETABLES SCHEME. Füssel, H.-M. (2007). Adaptation planning for climate change: concepts,

assessment approaches, and key lessons. Sustainability science, 2(2), 265-275.

Gaskell, M., & Smith, R. (2007). Nitrogen sources for organic vegetable crops. HortTechnology, 17(4), 431-441.

Gentilcore, D. (2010). Pomodoro!: a history of the tomato in Italy: Columbia University Press.

Ghaemi, A., Rahimi, A., & Banihashemi, Z. (2011). Effects of Water Stress and Fusarium oxysporum f. sp. lycoperseci on Growth (leaf area, plant height, shoot dry matter) and Shoot Nitrogen Content of Tomatoes Under Greenhouse Conditions. Iran Agricultural Research, 29(2), 51-62.

Gibson, J. L., Nelson, P. V., Pitchay, D. S., & Whipker, B. E. (2001). Identifying nutrient deficiencies of Bedding plants. NC. State university floriculture research. Florex, 4, 1-4.

Gibson, S. I. (2005). Control of plant development and gene expression by sugar signaling. Current opinion in plant biology, 8(1), 93-102.

Giovannucci, E., Ascherio, A., Rimm, E. B., Stampfer, M. J., Colditz, G. A., & Willett, W. C. (1995). Intake of carotenoids and retino in relation to risk of prostate cancer. JNCI Journal of the National Cancer Institute, 87(23), 1767-1776.

Good, A. G., Shrawat, A. K., & Muench, D. G. (2004). Can less yield more? Is reducing nutrient input into the environment compatible with maintaining crop production? Trends in plant science, 9(12), 597-605.

Gornall, J., Betts, R., Burke, E., Clark, R., Camp, J., Willett, K., & Wiltshire, A. (2010). Implications of climate change for agricultural productivity in the early twenty-first century. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences, 365(1554), 2973-2989.


Granier, A., Loustau, D., & Bréda, N. (2000). A generic model of forest canopy conductance dependent on climate, soil water availability and leaf area index. Annals of Forest Science, 57(8), 755-765.

Grossman, A., & Takahashi, H. (2001). Macronutrient utilization by photosynthetic eukaryotes and the fabric of interactions. Annual review of plant biology, 52(1), 163-210.

Gyssels, G., Poesen, J., Bochet, E., & Li, Y. (2005). Impact of plant roots on the resistance of soils to erosion by water: a review. Progress in physical geography, 29(2), 189-217.

Hatfield, J. L., Sauer, T. J., & Prueger, J. H. (2001). Managing soils to achieve greater water use efficiency. Agronomy journal, 93(2), 271-280.

Heber, D., & Lu, Q.-Y. (2002). Overview of mechanisms of action of lycopene. Experimental biology and medicine, 227(10), 920-923.

Helmer, M., & Hilhorst, D. (2006). Natural disasters and climate change. Disasters, 30(1), 1-4. doi:doi:10.1111/j.1467-9523.2006.00302.x

Hirel, B., Le Gouis, J., Ney, B., & Gallais, A. (2007). The challenge of improving nitrogen use efficiency in crop plants: towards a more central role for genetic variability and quantitative genetics within integrated approaches. Journal of Experimental Botany, 58(9), 2369-2387.

Hofman, G., & Van Cleemput, O. (2004). Soil and plant nitrogen. Huang, L.-F., Song, L.-X., Xia, X.-J., Mao, W.-H., Shi, K., Zhou, Y.-H., & Yu, J.-

Q. (2013). Plant-soil feedbacks and soil sickness: from mechanisms to application in agriculture. Journal of chemical ecology, 39(2), 232-242.

Huat, J., Doré, T., & Aubry, C. (2013). Limiting factors for yields of field tomatoes grown by smallholders in tropical regions. Crop Protection, 44, 120-127. doi:https://doi.org/10.1016/j.cropro.2012.11.003

Hughes, L. (2000). Biological consequences of global warming: is the signal already apparent? Trends in ecology & evolution, 15(2), 56-61.

Humbert, S., Subedi, S., Cohn, J., Zeng, B., Bi, Y.-M., Chen, X., . . . Rothstein, S. J. (2013). Genome-wide expression profiling of maize in response to individual and combined water and nitrogen stresses. BMC Genomics, 14(1), 3. doi:10.1186/1471-2164-14-3

Incrocci, L., Malorgio, F., Della Bartola, A., & Pardossi, A. (2006). The influence of drip irrigation or subirrigation on tomato grown in closed-loop substrate culture with saline water. Scientia Horticulturae, 107(4), 365-372.

INE. (2011). Instituto Nacional de Estatística. UMIC-Agência para a Sociedade do.

Jantalia, C. P., dos Santos, H. P., Urquiaga, S., Boddey, R. M., & Alves, B. J. (2008). Fluxes of nitrous oxide from soil under different crop rotations and tillage systems in the South of Brazil. Nutrient Cycling in Agroecosystems, 82(2), 161-173.

Jensen, C. R., Battilani, A., Plauborg, F., Psarras, G., Chartzoulakis, K., Janowiak, F., . . . Qi, X. (2010). Deficit irrigation based on drought tolerance and root signalling in potatoes and tomatoes. Agricultural Water Management, 98(3), 403-413.

Jia, W., & Zhang, J. (2008). Stomatal movements and long-distance signaling in plants. Plant Signaling & Behavior, 3(10), 772-777.

Joliot, P., & Joliot, A. (2006). Cyclic electron flow in C3 plants. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Bioenergetics, 1757(5-6), 362-368.


Jones, H. G. (2010). Physicochemical and Environmental Plant Physiology. By Park S. Nobel. Amsterdam, Academic Press (2009), pp. 582,£ 54.99, ISBN 978-0-12-374143-1. Experimental Agriculture, 46(2), 262-262.

Jones Jr, J. B. (2007). Tomato plant culture: in the field, greenhouse, and home garden: CRC press.

Kandlbinder, A., Finkemeier, I., Wormuth, D., Hanitzsch, M., & Dietz, K. J. (2004). The antioxidant status of photosynthesizing leaves under nutrient deficiency: redox regulation, gene expression and antioxidant activity in Arabidopsis thaliana. Physiologia plantarum, 120(1), 63-73.

Kant, S., Bi, Y.-M., & Rothstein, S. J. (2011). Understanding plant response to nitrogen limitation for the improvement of crop nitrogen use efficiency. Journal of Experimental Botany, 62(4), 1499-1509. doi:10.1093/jxb/erq297

Koch, H., & Vögele, S. (2009). Dynamic modelling of water demand, water availability and adaptation strategies for power plants to global change. Ecological Economics, 68(7), 2031-2039.

Laurance, W. F. (2001). Future shock: forecasting a grim fate for the Earth. Trends in ecology & evolution, 16(10), 531-533.

Leonardi, C., Guichard, S., & Bertin, N. (2000). High vapour pressure deficit influences growth, transpiration and quality of tomato fruits. Scientia Horticulturae, 84(3-4), 285-296.

Lin, T., Zhu, G., Zhang, J., Xu, X., Yu, Q., Zheng, Z., . . . Wang, X. (2014). Genomic analyses provide insights into the history of tomato breeding. Nature genetics, 46(11), 1220.

Marshall, N., Park, S., Howden, S., Dowd, A., & Jakku, E. (2013). Climate change awareness is associated with enhanced adaptive capacity. Agricultural Systems, 117, 30-34.

Marsic, N. K., Gasperlin, L., Abram, V., Budic, M., & Vidrih, R. (2011). Quality parameters and total phenolic content in tomato fruits regarding cultivar and microclimatic conditions. Turkish Journal of Agriculture and Forestry, 35(2), 185-194.

Martin, T., Oswald, O., & Graham, I. A. (2002). Arabidopsis seedling growth, storage lipid mobilization, and photosynthetic gene expression are regulated by carbon: nitrogen availability. Plant Physiology, 128(2), 472-481.

Masclaux-Daubresse, C., Daniel-Vedele, F., Dechorgnat, J., Chardon, F., Gaufichon, L., & Suzuki, A. (2010). Nitrogen uptake, assimilation and remobilization in plants: challenges for sustainable and productive agriculture. Annals of botany, 105(7), 1141-1157.

McCauley, A., Jones, C., & Jacobsen, J. (2009). Plant nutrient functions and deficiency and toxicity symptoms. Nutrient management module, 9, 1-16.

Méndez, V. E., Bacon, C. M., Cohen, R., & Gliessman, S. R. (2015). Agroecology: A transdisciplinary, participatory and action-oriented approach: CRC Press.

Meng, W., Aijun, Z., Hongmin, L., Zhonghou, T., & Xiaoguang, C. (2015). Growth and Physiological Response to Nitrogen Deficiency and Re-supply in Leaf-vegetable Sweetpotato (Ipomoea batatas Lam). HortScience horts, 50(5), 754-758. doi:10.21273/HORTSCI.50.5.754

Miller, L., Moorby, J. M., Davies, D. R., Humphreys, M. O., Scollan, N. D., MacRae, J. C., & Theodorou, M. K. (2001). Increased concentration of


water‐soluble carbohydrate in perennial ryegrass (Lolium perenne L.): milk

production from late‐lactation dairy cows. Grass and Forage Science, 56(4), 383-394.

Monreal, J., Jimenez, E., Remesal, E., Morillo-Velarde, R., García-Mauriño, S., & Echevarría, C. (2007). Proline content of sugar beet storage roots: Response to water deficit and nitrogen fertilization at field conditions. Environmental and Experimental Botany, 60(2), 257-267.

Morison, J., Baker, N., Mullineaux, P., & Davies, W. (2007). Improving water use in crop production. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences, 363(1491), 639-658.

Moss, B. (2007). Water pollution by agriculture. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences, 363(1491), 659-666.

Nair, K. P. (2019). How to Manage Water Use for Sustainable Agriculture? Intelligent Soil Management for Sustainable Agriculture (pp. 191-232): Springer.

Nakamura, Y., Hirose, S., Taniguchi, Y., Moriya, Y., & Yamada, T. (2019). Targeted enzyme gene re-positioning: A computational approach for discovering alternative bacterial enzymes for the synthesis of plant-specific secondary metabolites. Metabolic Engineering Communications, e00102. doi:https://doi.org/10.1016/j.mec.2019.e00102

Nanya, K., Ishigami, Y., Hikosaka, S., & Goto, E. (2012). Effects of blue and red light on stem elongation and flowering of tomato seedlings. Paper presented at the VII International Symposium on Light in Horticultural Systems 956.

Nascimento, W. (2000). Temperatura x germinação. Seed News, 4(4). Nature. (2012). You say tomato. Nature, 485, 547. doi:10.1038/485547a Neill, S. (2007). Interactions between abscisic acid, hydrogen peroxide and nitric

oxide mediate survival responses during water stress. The New phytologist, 175(1), 4-6.

Niinemets, U. (2007). Photosynthesis and resource distribution through plant canopies. Plant, cell & environment, 30(9), 1052-1071.

Nkoa, R. (2014). Agricultural benefits and environmental risks of soil fertilization with anaerobic digestates: a review. Agronomy for Sustainable Development, 34(2), 473-492.

Nowicki, M., Kozik, E. U., & Foolad, M. R. (2013). Late blight of tomato. Translational genomics for crop breeding. New York: J. Wiley & Sons, 241-265.

OECD. (2010). Sustainable Management of Water Resources in Agriculture. Oki, T., & Kanae, S. (2006). Global hydrological cycles and world water

resources. science, 313(5790), 1068-1072. Olesen, J. E., & Bindi, M. (2002). Consequences of climate change for European

agricultural productivity, land use and policy. European Journal of Agronomy, 16(4), 239-262.

Ormerod, S., Marshall, E., Kerby, G., & Rushton, S. (2003). Meeting the ecological challenges of agricultural change: editors’ introduction. Journal of Applied Ecology, 40(6), 939-946.

Oweis, T., Zhang, H., & Pala, M. (2000). Water use efficiency of rainfed and irrigated bread wheat in a Mediterranean environment. Agronomy journal, 92(2), 231-238.


Pandey, R., Maranville, J., & Chetima, M. (2000). Deficit irrigation and nitrogen effects on maize in a Sahelian environment: II. Shoot growth, nitrogen uptake and water extraction. Agricultural Water Management, 46(1), 15-27.

Park, J. J., Wang, H., Gargouri, M., Deshpande, R. R., Skepper, J. N., Holguin, F. O., . . . Gang, D. R. (2015). The response of Chlamydomonas reinhardtii to nitrogen deprivation: a systems biology analysis. The Plant Journal, 81(4), 611-624.

Patanè, C. (2011). Leaf area index, leaf transpiration and stomatal conductance as affected by soil water deficit and VPD in processing tomato in semi arid Mediterranean climate. Journal of Agronomy and Crop Science, 197(3), 165-176.

Patanè, C., & Cosentino, S. (2010). Effects of soil water deficit on yield and quality of processing tomato under a Mediterranean climate. Agricultural Water Management, 97(1), 131-138.

Patanè, C., Tringali, S., & Sortino, O. (2011). Effects of deficit irrigation on biomass, yield, water productivity and fruit quality of processing tomato under semi-arid Mediterranean climate conditions. Scientia Horticulturae, 129(4), 590-596.

Paul, M. J., & Foyer, C. H. (2001). Sink regulation of photosynthesis. Journal of Experimental Botany, 52(360), 1383-1400.

Paul, M. J., & Pellny, T. K. (2003). Carbon metabolite feedback regulation of leaf photosynthesis and development. Journal of Experimental Botany, 54(382), 539-547.

Peralta, I. E., Spooner, D. M., & Knapp, S. (2008). Taxonomy of wild tomatoes and their relatives (Solanum sect. Lycopersicoides, sect. Juglandifolia, sect. Lycopersicon; Solanaceae). Systematic Botany Monographs, 84, 186 pp.

Pereira, L. S., Cordery, I., & Iacovides, I. (2009). Coping with water scarcity: Addressing the challenges: Springer Science & Business Media.

Perry, C., Steduto, P., Allen, R. G., & Burt, C. M. (2009). Increasing productivity in irrigated agriculture: Agronomic constraints and hydrological realities. Agricultural Water Management, 96(11), 1517-1524.

Pimentel, C. (2006). Efficiency of nutrient use by crops for low input agro-environments. Focus on plant agriculture, 1, 277-328.

Pittermann, J. (2010). The evolution of water transport in plants: an integrated approach. Geobiology, 8(2), 112-139.

Porporato, A., Laio, F., Ridolfi, L., & Rodriguez-Iturbe, I. (2001). Plants in water-controlled ecosystems: active role in hydrologic processes and response to water stress: III. Vegetation water stress. Advances in Water Resources, 24(7), 725-744.

Qin, L., Walk, T. C., Han, P., Chen, L., Zhang, S., Li, Y., . . . Liao, H. (2019). Adaption of Roots to Nitrogen Deficiency Revealed by 3D Quantification and Proteomic Analysis. Plant Physiology, 179(1), 329-347. doi:10.1104/pp.18.00716

Qiu, R., Du, T., Kang, S., Chen, R., & Wu, L. (2015). Influence of water and nitrogen stress on stem sap flow of tomato grown in a solar greenhouse. Journal of the American Society for Horticultural Science, 140(2), 111-119.


Read, J. J., Reddy, K. R., & Jenkins, J. N. (2006). Yield and fiber quality of upland cotton as influenced by nitrogen and potassium nutrition. European Journal of Agronomy, 24(3), 282-290.

Reddy, A. R., Chaitanya, K. V., & Vivekanandan, M. (2004). Drought-induced responses of photosynthesis and antioxidant metabolism in higher plants. Journal of plant physiology, 161(11), 1189-1202.

Rengel, Z., & Damon, P. M. (2008). Crops and genotypes differ in efficiency of potassium uptake and use. Physiologia plantarum, 133(4), 624-636.

Ripullone, F., Lauteri, M., Grassi, G., Amato, M., & Borghetti, M. (2004). Variation in nitrogen supply changes water-use efficiency of Pseudotsuga menziesii and Populus x euroamericana; a comparison of three approaches to determine water-use efficiency. Tree physiology, 24(6), 671-679.

Rosenzweig, C., Karoly, D., Vicarelli, M., Neofotis, P., Wu, Q., Casassa, G., . . . Imeson, A. (2008). Attributing physical and biological impacts to anthropogenic climate change. Nature, 453, 353. doi:10.1038/nature06937

https://www.nature.com/articles/nature06937#supplementary-information Rossato, L., Laine, P., & Ourry, A. (2001). Nitrogen storage and remobilization in

Brassica napus L. during the growth cycle: nitrogen fluxes within the plant and changes in soluble protein patterns. Journal of Experimental Botany, 52(361), 1655-1663.

Roy, R. N., Finck, A., Blair, G., & Tandon, H. (2006). Plant nutrition for food security. A guide for integrated nutrient management. FAO Fertilizer and Plant Nutrition Bulletin, 16, 368.

Saadi, S., Todorovic, M., Tanasijevic, L., Pereira, L. S., Pizzigalli, C., & Lionello, P. (2015). Climate change and Mediterranean agriculture: impacts on winter wheat and tomato crop evapotranspiration, irrigation requirements and yield. Agricultural Water Management, 147, 103-115.

Saeed, A., Hayat, K., Khan, A., & Iqbal, S. (2007). Heat tolerance studies in tomato (Lycopersicon esculentum Mill.). Int J Agric Biol, 9, 649-652.

Samach, A., & Lotan, H. (2007). The transition to flowering in tomato. Plant Biotechnology, 24(1), 71-82.

Sarwat, M., & Tuteja, N. (2017). Hormonal signaling to control stomatal movement during drought stress. Plant Gene, 11, 143-153.

Schlemmer, M. R., Francis, D. D., Shanahan, J., & Schepers, J. S. (2005). Remotely measuring chlorophyll content in corn leaves with differing nitrogen levels and relative water content. Agronomy journal, 97(1), 106-112.

Schröder, J. (2005). Revisiting the agronomic benefits of manure: a correct assessment and exploitation of its fertilizer value spares the environment. Bioresource technology, 96(2), 253-261.

Schwarz, M. (2012). Soilless culture management (Vol. 24): Springer Science & Business Media.

Seigler, D. S. (2012). Plant secondary metabolism: Springer Science & Business Media.

Shah, J. M., Bukhari, S. A. H., ZENG, J.-b., QuAN, X.-y., Ali, E., Muhammad, N., & ZHANG, G.-p. (2017). Nitrogen (N) metabolism related enzyme activities, cell ultrastructure and nutrient contents as affected by N level and barley genotype. Journal of integrative agriculture, 16(1), 190-198.


Shao, H.-B., Chu, L.-Y., Jaleel, C. A., & Zhao, C.-X. (2008). Water-deficit stress-induced anatomical changes in higher plants. Comptes rendus biologies, 331(3), 215-225.

Silva, E. N., Ferreira-Silva, S. L., de Vasconcelos Fontenele, A., Ribeiro, R. V., Viégas, R. A., & Silveira, J. A. G. (2010). Photosynthetic changes and protective mechanisms against oxidative damage subjected to isolated and combined drought and heat stresses in Jatropha curcas plants. Journal of plant physiology, 167(14), 1157-1164.

Smith, A. M., & Stitt, M. (2007). Coordination of carbon supply and plant growth. Plant, cell & environment, 30(9), 1126-1149.

Soyk, S., Müller, N. A., Park, S. J., Schmalenbach, I., Jiang, K., Hayama, R., . . . Lippman, Z. B. (2017). Variation in the flowering gene SELF PRUNING 5G promotes day-neutrality and early yield in tomato. Nature genetics, 49(1), 162.

Sparkman, O. D., Penton, Z., & Kitson, F. G. (2011). Gas chromatography and mass spectrometry: a practical guide: Academic Press.

Srivalli, B., & Khanna-Chopra, R. (2004). The developing reproductive ‘sink’induces oxidative stress to mediate nitrogen mobilization during monocarpic senescence in wheat. Biochemical and biophysical research communications, 325(1), 198-202.

Stewart, A., Chapman, W., Jenkins, G., Graham, I., Martin, T., & Crozier, A. (2001). The effect of nitrogen and phosphorus deficiency on flavonol accumulation in plant tissues. Plant, cell & environment, 24(11), 1189-1197.

Taiz, L., & Zeiger, E. (2010). Plant Physiology: Sinauer Associates. Tallaksen, L. M., & Van Lanen, H. A. (2004). Hydrological drought: processes

and estimation methods for streamflow and groundwater (Vol. 48): Elsevier.

Taylor, J. E., & Whitelaw, C. A. (2001). Signals in abscission. New Phytologist, 151(2), 323-340.

Tester, M., & Langridge, P. (2010). Breeding technologies to increase crop production in a changing world. science, 327(5967), 818-822.

Tewari, R. K., Kumar, P., & Sharma, P. N. (2007). Oxidative stress and antioxidant responses in young leaves of mulberry plants grown under nitrogen, phosphorus or potassium deficiency. Journal of integrative plant biology, 49(3), 313-322.

Tilman, D., Balzer, C., Hill, J., & Befort, B. L. (2011). Global food demand and the sustainable intensification of agriculture. Proceedings of the National Academy of Sciences, 108(50), 20260-20264.

United Nations, Department of Economic and Social Affairs, & Population Division. (2017). World Population Prospects :The 2017 Revision

Retrieved from Uzun, S. (2006). The quantitative effects of temperature and light on the number

of leaves preceding the first fruiting inflorescence on the stem of tomato (Lycopersicon esculentum, Mill.) and aubergine (Solanum melongena L.). Scientia Horticulturae, 109(2), 142-146.

Van Aalst, M. K. (2006). The impacts of climate change on the risk of natural disasters. Disasters, 30(1), 5-18. doi:doi:10.1111/j.1467-9523.2006.00303.x


Van Ploeg, D., & Heuvelink, E. (2005). Influence of sub-optimal temperature on tomato growth and yield: a review. The Journal of Horticultural Science and Biotechnology, 80(6), 652-659.

Vázquez, N., Pardo, A., Suso, M., & Quemada, M. (2006). Drainage and nitrate leaching under processing tomato growth with drip irrigation and plastic mulching. Agriculture, ecosystems & environment, 112(4), 313-323.

Wallace, J. S., & Gregory, P. J. (2002). Water resources and their use in food production systems. Aquatic Sciences, 64(4), 363-375.

Wang, Q., Zhou, F., Shang, Z., Ciais, P., Winiwarter, W., Jackson, R. B., . . . Cui, X. (2019). Data-driven estimates of global nitrous oxide emissions from croplands. National Science Review.

Wang, Y.-H., Garvin, D. F., & Kochian, L. V. (2001). Nitrate-induced genes in tomato roots. Array analysis reveals novel genes that may play a role in nitrogen nutrition. Plant Physiology, 127(1), 345-359.

Wang, Y., Mi, G., Chen, F., Zhang, J., & Zhang, F. (2005). Response of root morphology to nitrate supply and its contribution to nitrogen accumulation in maize. Journal of Plant Nutrition, 27(12), 2189-2202.

Wang, Z.-H., & Li, S.-X. (2019). Nitrate N loss by leaching and surface runoff in agricultural land: A global issue (a review). Advances in Agronomy, 156, 159.

Waraich, E. A., Ahmad, R., & Ashraf, M. (2011). Role of mineral nutrition in alleviation of drought stress in plants. Australian Journal of Crop Science, 5(6), 764.

Wargent, J. J., Gegas, V. C., Jenkins, G. I., Doonan, J. H., & Paul, N. D. (2009). UVR8 in Arabidopsis thaliana regulates multiple aspects of cellular differentiation during leaf development in response to ultraviolet B radiation. New Phytologist, 183(2), 315-326.

Warner, J., Zhang, T., & Hao, X. (2004). Effects of nitrogen fertilization on fruit yield and quality of processing tomatoes. Canadian Journal of Plant Science, 84(3), 865-871.

Wiedenhoeft, A. C. (2006). Plant nutrition: Infobase Publishing. Yamaguchi, S., & Kamiya, Y. (2001). Gibberellins and light-stimulated seed

germination. Journal of Plant Growth Regulation, 20(4), 369-376. Zhao, D., Reddy, K. R., Kakani, V. G., & Reddy, V. (2005). Nitrogen deficiency

effects on plant growth, leaf photosynthesis, and hyperspectral reflectance properties of sorghum. European Journal of Agronomy, 22(4), 391-403.

Zhou, X., Zhang, Y., Ji, X., Downing, A., & Serpe, M. (2011). Combined effects of nitrogen deposition and water stress on growth and physiological responses of two annual desert plants in northwestern China. Environmental and Experimental Botany, 74, 1-8. doi:https://doi.org/10.1016/j.envexpbot.2010.12.005

Zolnikov, T. R. (2018). Climate Change: Water and Sanitation Climate Resilient Water Resources Management (pp. 5-14): Springer.

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