UNIVERSIDADE FEDERAL DO ESPÍRITO SANTO CENTRO DE CIÊNCIAS HUMANAS E NATURAIS DEPARTAMENTO DE CIÊNCIAS BIOLÓGICAS

DAYANA FERREIRA DE ALMEIDA

HELMINTOS PARASITOS DE Desmodus rotundus (E. Geoffroy, 1810)

(CHIROPTERA: PHYLLOSTOMIDAE) EM MUNICÍPIOS DO ESPÍRITO SANTO,

BRASIL

VITÓRIA

2016

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DAYANA FERREIRA DE ALMEIDA

HELMINTOS PARASITOS DE Desmodus rotundus (E. Geoffroy, 1810) (CHIROPTERA: PHYLLOSTOMIDAE) EM MUNICÍPIOS DO

ESPÍRITO SANTO, BRASIL

VITÓRIA

2016

Trabalho de Conclusão de Curso apresentado ao Departamento de Ciências Biológicas do Centro de Ciências Humanas e Naturais da Universidade Federal do Espírito Santo, como requisito parcial para obtenção do título de Bacharel em Ciências.

Orientadora: Profª. Drª. Narcisa Imaculada Brant Moreira

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DAYANA FERREIRA DE ALMEIDA

HELMINTOS PARASITOS DE Desmodus rotundus (E. Geoffroy, 1810) (CHIROPTERA: PHYLLOSTOMIDAE) EM MUNICÍPIOS DO

ESPÍRITO SANTO, BRASIL

Trabalho de Conclusão de Curso apresentado ao Departamento de Ciências

Biológicas do Centro de Ciências Humanas e Naturais da Universidade Federal do

Espírito Santo, como requisito parcial para obtenção do título de Bacharel em

Ciências Biológicas.

Aprovada em 08 de Julho de 2016.

COMISSÃO EXAMINADORA

______________________________________________

Profª. Drª. Narcisa Imaculada Brant Moreira Universidade Federal do Espírito Santo Orientador ______________________________________________ Profª. Drª. Blima Fux Universidade Federal do Espírito Santo ______________________________________________ Me. Vinícius Teixeira Pimenta

iv

Agradecimentos Dedico esse trabalho primeiramente a minha família, que sempre esteve presente

ao meu lado. Minha guerreira e amada mãe, que me deu muito amor,

ensinamentos preciosos, que sempre priorizou a mim e minha irmã Fernanda.

Jorge, obrigada por me apoiar e estar ao lado da minha mãe. Fefoca, minha

segunda mãe, o que seria de mim sem você para fazer minhas lições de casa para

podermos brincar. Obrigada por terem tido paciência comigo, quando nem eu me

suportava nesses anos de universidade.

Ao meu namorado Robinson, que sempre me incentivou a continuar, a nunca

desistir em meio a tantos obstáculos. Você é o meu melhor amigo e o amor da

minha vida.

À minha orientadora Profª Drª Narcisa Imaculada Brant Moreira, que me acolheu

em seu laboratório e que me deu oportunidade de obter conhecimentos

inestimáveis. Sempre dedicada a nos passar seu conhecimento, a nos mostrar a

melhor forma de se fazer ciência. Sem seu apoio esse trabalho não poderia ter sido

feito.

À minha grande amiga Mariana, que tem me ajudado nesse longo caminho, anos e

anos de amizade verdadeira.

Aos colegas do Laboratório de Helmintologia Animal (LabHa), Lucia Helena,

Rodrigo e Milena, e os da parasitologia, pelas boas gargalhadas pelos corredores,

e aos professores Blima Fux e Gustavo Rocha. Foi uma grande oportunidade

conhecê-los, boas amizades e companheirismo.

Às Fias, Glória, Jeane, Lauanda, Lígia e Maira, amizade saudável que sempre

quero por perto.

Aos meus colegas do Labeq, Luane, Fran, Trops, Bruna e Amanda. Meu primeiro

contato com a ciência, com o campo, onde aprendi a realizar coletas, trabalhar com

os animais e a respeitá-los.

Ao Instituto de Defesa Agropecuária e Florestal do Espírito Santo (IDAF), que

disponibilizou aos animais utilizados nessa pesquisa.

A todos que me ajudaram direta e indiretamente nessa longa caminhada, a todos

que acreditaram em mim. O meu mais humilde agradecimento.

v

“Sonhos determinam o que você quer. Ação determina o que você conquista.” Aldo Novak

vi

RESUMO

Desmodus rotundus (Geoffroy, 1810) conhecido como “morcego vampiro comum”,

alimenta- se do sangue de mamíferos, e tem sua distribuição do norte do México

ao norte da Argentina. São encontrados em colônias, de 20 a 100 indivíduos,

habitam geralmente tocas, cavernas muito úmidas e construções humanas.

Possuem pelagem fina e sedosa, com as partes superiores marrom-escuras e as

inferiores mais claras. É uma das espécies de quiróptero mais estudadas em

relação ao seu hábito alimentar e à transmissão do vírus da raiva. As publicações

referentes a helmintofauna de D. rotundus são escassos e somente abordam

aspectos morfológicos e ecológicos, não apresentando o ciclo de vida desses

parasitos. O objetivo do trabalho foi caracterizar os helmintos encontrados em D.

rotundus capturados em 23 localidades no estado do Espírito Santo. O material

utilizado foi referente a quirópteros coletados em reservas biológicas e doados pelo

IDAF, no período de janeiro de 2012 a dezembro de 2015. O trato digestivo dos

quirópteros foi retirado e os helmintos encontrados foram fixados e analisados para

fins de identificação morfológica. Dos 61 exemplares de D. rotundus analisados, 12

apresentaram helmintos. Foram identificados nematoides da família Trichuridae, do

gênero Biacantha, Biacantha normaliae e Longistriata sp. Este estudo tem

contribuído significativamente para o conhecimento da biodiversidade de

endoparasitos em quirópteros no estado do Espírito Santo e futuras

caracterizações morfológicas dos nematoides.

Palavras chaves: morcego hematófago, nematoides, morfologia.

vii

LISTA DE FIGURAS

Figura 1: Desmodus rotundus, quiróptero hematófago. ................................................. 2

Figura 2: Municípios do estado do Espírito Santo onde os quirópteros foram

coletados para análise parasitológica no período de janeiro de 2012 a dezembro de

2015. ....................................................................................................................................... 6

Figura 3: Rede de neblina para a captura de quirópteros. ............................................ 7

Figura 4: Biacantha normaliae. Extremidade posterior do macho. Aumento de 10x.

............................................................................................................................................... 12

Figura 5: Biacantha normaliae. Extremidade posterior do macho, em evidência o

cone genital (seta). Aumento de 40x. .............................................................................. 13

Figura 6: Biacantha normaliae. Espículos bifurcados, aumento de 40x. ................... 13

Figura 7: Biacantha normaliae fêmea, corpo inteiro. Vulva (seta). EP: extremidade

posterior. Aumento de 4x. ................................................................................................. 14

Figura 8: Biacantha normaliae. Extremidade anterior da fêmea, evidenciando a

vesícula cefálica com dois ganchos recurvados. Aumento de 20x. .......................... 14

Figura 9: Biacantha normaliae fêmea, a. visualização longitudinal dos sínlofes, b.

corpo do animal dobrado sendo possível ver os sínlofes em vista frontal

(asteriscos). Aumento de 40x. .......................................................................................... 15

Figura 10: Biacantha normaliae. Ovo, aumento de 40x. .............................................. 15

Figura 11: Biacantha normaliae. Extremidade posterior da fêmea, apêndices

caudais (setas). Aumento de 40x. .................................................................................... 16

Figura 12: Longistriata sp. macho corpo inteiro, aumento de 4x. ............................... 17

Figura 13: Longistriata sp. Extremidade anterior do macho, aumento de 4x. .......... 18

Figura 14: Longistriata sp. Sínlofes, aumento de 40x .................................................. 18

Figura 15: Longistriata sp. Extremidade posterior do macho. Porção final dos

espículos (asterisco) e gubernáculo (seta). Aumento de 40x. .................................... 19

Figura 16: Longistriata sp. Extremidade posterior do macho, com dois espículos

longos e semelhantes. Início dos espículos indicado pela seta. Aumento de 40x. . 19

Figura 17: Longistriata sp. Bolsa copuladora e gubernáculo (seta). Aumento de 40x.

............................................................................................................................................... 20

Figura 18: Trichuridae. Extremidade anterior indicando os esticocitos (seta),

aumento de 10x. ................................................................................................................. 21

Figura 19: Trichuridae. Vulva (seta) e ovos. Aumento de 10x. ................................... 22

Figura 20: Trichuridae. Ovos elípticos, casca com três camadas, borda assimétrica,

presença de dois opérculos polares. Aumento de 40x. ................................................ 22

Figura 21: Desmodus rotundus. Intestino delgado visualizado em lupa. Aumento de

2x. .......................................................................................................................................... 27

Figura 22: Artibeus lituratus. Intestino delgado visualizado em lupa. Grande número

de vilosidades. Aumento de 2x. ........................................................................................ 27

viii

LISTA DE TABELAS

Tabela 1: Helmintos catalogados em Desmodus rotundus. .......................................... 4

Tabela 2: Procedência e número de exemplares de Desmodus rotundus analisados

entre janeiro de 2012 a dezembro de 2015. .................................................................... 9

Tabela 3: Relação de helmintos encontrados em 12 exemplares de Desmodus

rotundus procedentes de diferentes localidades do Espírito Santo. Analisados entre

janeiro de 2012 a dezembro de 2015. ............................................................................. 10

ix

SUMÁRIO

1. INTRODUÇÃO.................................................................................................................................... 1

2. OBJETIVOS........................................................................................................................................ 4

2.1. OBJETIVO GERAL .............................................................................................................................. 4

2.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS ................................................................................................................... 4

3. MATERIAL E MÉTODOS .................................................................................................................. 5

3.1. ÁREA DE ESTUDO E QUIRÓPTEROS ANALISADOS ............................................................................. 5

3.2. PROCEDIMENTO PARASITOLÓGICO .................................................................................................. 8

3.3. IDENTIFICAÇÃO E ANÁLISE MORFOMÉTRICA DOS HELMINTOS ........................................................ 8

4. RESULTADOS ................................................................................................................................... 9

4.1. PERFIL DAS INFECÇÕES NOS HOSPEDEIROS ...................................................................................... 9

4.2. IDENTIFICAÇÃO DOS HELMINTOS ................................................................................................... 11

4.2.1. BIACANTHA .................................................................................................................................... 11

4.2.2. LONGISTRIATA ............................................................................................................................... 16

4.2.3. TRICHURIDAE ................................................................................................................................. 20

5. DISCUSSÃO ..................................................................................................................................... 23

5.1. HELMINTOS ENCONTRADOS .......................................................................................................... 23

5.1.1. BIACANTHA SP ............................................................................................................................... 23

5.1.2. LONGISTRIATA SP ........................................................................................................................... 24

5.1.3. TRICHURIDAE ................................................................................................................................. 25

5.2 MORFOLOGIA DE INTESTINO DE D. ROTUNDUS X INFECÇÃO POR HELMINTOS ...................................... 25

6. CONCLUSÃO ................................................................................................................................... 28

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ....................................................................................................... 29

1

1. INTRODUÇÃO

Os morcegos pertencem à ordem Chiroptera e compõem um dos grupos de

mamíferos mais diversificados do mundo, com dezoito famílias, 202 gêneros e

1120 espécies (SIMMONS, 2005). A família Phyllostomidae Gray, 1825 é a

mais numerosa no território brasileiro, com pelo menos 90 espécies. É também

a família de mamíferos com a maior diversidade de hábitos alimentares no

mundo, com indivíduos insetívoros, frugívoros, hematófagos, ranívoros,

onívoros e nectarívoros (OLIVEIRA, 2008).

Os morcegos hematófagos pertencem à família Phyllostomidae, subfamília

Desmodontinae. Esta subfamília inclui três gêneros: Desmodus, Diaemus e

Diphylla e três espécies hematófagas, monotípicas e simpátricas: Desmodus

rotundus, Diaemus youngi e Diphylla ecaudata. Desmodus rotundus,

conhecido como “morcego vampiro comum”, alimenta-se de sangue de

mamífero, principalmente bovinos, equídeos e porcos, e às vezes de animais

selvagens e seres humanos. Diaemus youngi, “vampiro-de-pernas-peludas” e

Diphylla ecaudata alimentam-se do sangue de aves (BRASS, 1994). Os

desmodontíneos possuem como característica diagnóstica que os distingue

das outras famílias de morcegos Neotropicais, um apêndice nasal rudimentar,

de estrutura discóide em forma de ferradura ou como protuberância. Não

possuem cauda e o uropatágio é reduzido. As pernas, antebraços e polegares

são longos, sendo esses últimos espessados e usados como pés para andar,

saltar ou escalar de forma quadrúpede (ALTENBACH, 1979; GREENHALL et

al., 1983).

E. Geoffroy, em 1810, descreveu a espécie Phyllostoma rotundum, em 1826

Wied-Neuwied criou o gênero Desmodus e Thomas em 1901 revisou P.

rotundum e realocou como Desmodus rotundus (Figura 1). D. rotundus tem

ampla distribuição no Novo Mundo, ocorrendo desde o norte do México até o

norte da Argentina (MAcNAB, 1973; GREENHALL et al., 1983; KOOPMAN,

1988). Essa espécie ocorre em áreas florestais assim como regiões desérticas,

abrigando-se em ocos de árvore, cavernas, bueiros, minas abandonadas e

mesmo construções civis (BREDT & UIEDA, 1996). Economicamente esta

espécie pode trazer grandes prejuízos para a pecuária da América Latina, por

2

causa de seu papel na transmissão da raiva para os herbívoros (GREENHALL

et al, 1983; ACHA & MALAGA-ALBA, 1988).

Figura 1: Desmodus rotundus, quiróptero hematófago.

Fonte: http://www.ryanphotographic.com/phyllostomatidae.htm

Devido às seus hábitos gregários, D. rotundus pode formar colônias de até

5.000 indivíduos, com os machos possuindo haréns de 20 a 100 fêmeas

organizados em hierarquia de dominância. Estas colônias exibem extenso

contato físico entre espécimes, movendo-se ativamente entre si, realizando

preparação mútua para o voo e têm o hábito de regurgitar alimentos para

alimentar integrantes da colônia que não obtiveram alimentação em

determinado período de caça (REIS et al., 2007).

Os morcegos podem atuar como hospedeiros de vírus, bactérias, fungos,

protozoários e helmintos e também podem atuar como vetores mecânicos de

Trypanosoma evansi (parasito de mamíferos domésticos e silvestres) além de

atuar como reservatório de algumas zoonoses, sendo a raiva e a

histoplasmose as mais conhecidas. (BARROS et al, 2008; SAVANI et al.,

2008).

São relativamente poucos os trabalhos sobre protozoários e helmintos

parasitos de morcegos. Entre os protozoários, casos de parasitismo por

3

Trypanosoma sp, Leishmania sp, Plasmodium sp e Toxoplasma gondii, já

foram publicados no Brasil (SILVA et al, 2008; BARROS et al, 2008;

STEINDEL et al, 1998; LISBOA et al, 2008; ZETUN et al., 2009).

Com relação aos helmintos parasitos de quirópteros, podem ser citados os

nematoides: Capillariinae em Phyllostomus hastatus (ALBUQUERQUE, 2016);

Capillaria sp. em Eptesicos diminutus, Eumops perotis, Nyctinomops

laticaudatus (MELO, 2010); do gênero Litomosoides na cavidade abdominal de

nectarívoros (MOURÃO et al., 2002) e de filostomídeos (REGO, 1961),

Litomosoides brasiliensis em Artibeus planirostris, Litomosoides guiterasi em

Carollia perspicillata (ALBUQUERQUE, 2016); Tricholeiperia leiperi e

Tricholeiperia proençai em onívoros (TRAVASSOS, 1935), Tricholeiperia sp.

em Carollia perspicillata (ALBUQUERQUE, 2016); Parahistiostrongylus

octacanthus em Phyllostomus hastatus (ALBUQUERQUE, 2016);

Pterygodermatites elegans em Emops sp. e Pterygodermatites jagerskioldi em

Myotis sp. (SIMÔES, 2016). Descrição de trematódeos em vespertilionídeos e

molossídeos (LUNASCHI, 2002), além de uma lista de nematoides parasitos de

mamíferos relatando as principais espécies encontradas em quirópteros no

Brasil (VICENTE et al, 1997).

Segundo Oviedo e colaboradores (2012) mais de 70 diferentes espécies de

ectoparasitas infestam Desmodus rotundus ao longo da América Latina,

contudo, somente quatro espécies de endoparasitas foram encontradas nessa

espécie de morcego: Biacantha desmoda, Wolfang, 1954; Biacantha normaliae

Oviedo, Ramallo, Claps & Miotti, 2012; Lukonema lukoschusi Chabaut e Bain,

1974 além de Capillaria sp (Tabela 1). Biacantha desmoda foi descrita por

Wolfang, em 1954, parasitando o intestino delgado de D. rotundus procedente

de Trindade e Tobago; posteriormente essa espécie foi registrada em D

rotundus do México, Costa Rica e Equador (UBELAKER, 1977; VAUCHER &

DURETTE-DESSET, 1986). Chabaut e Bain (1974) descreveram Lukonema

lukoschusi da membrana intrafemural e regiões adjacentes de D. rotundus na

Guiana. Capillaria sp. foi encontrado por Mendez (1988) e em 2007 Rojas &

Guerrero encontraram ovo de Capillaria sp. no trato gastro intestinal, na Costa

Rica. Biacantha normaliae foi descrito por Oviedo et al. (2012) em D. rotundus

em Yungas, Argentina, e registrado por Gazarini (2013) nessa mesma espécie

de hospedeiro em São Paulo, Brasil.

4

O Espírito Santo possui uma das maiores biodiversidades do Brasil, tanto na

fauna quanto na flora. Nesse estado, estudos com morcegos vêm sendo

realizados comumente com monitoramento desses animais em áreas urbanas,

utilizando também detectores de ultra-som (OPREA, et al, 2009; ALMEIDA et

al, 2007); registro de novas ocorrências de determinadas espécies e de

quirópteros em risco de extinção (VIEIRA et al, 2008; ZORTEA et al., 1998).

O objetivo desse trabalho foi caracterizar morfologicamente os parasitos

encontrados em D. rotundus capturados no estado do Espírito Santo

possibilitando maior entendimento de sua fauna parasitária, auxiliando no

conhecimento de seus aspectos biológicos.

Tabela 1: Helmintos catalogados em Desmodus rotundus.

Helminto Hábitat Referências Localidade

Biacantha desmoda ID Wolfgang, 1954

Uberlaker et al., 1977 Vaucher & Durette-Desset, 1986

Trindade e Tobago México e Costa Rica

Equador

Biacantha normaliae ID Oviedo et al., 2012

Gazarini, 2013 Argentina

São Paulo,Brasil

Capillaria sp. ID Mendez, 1988 Sem informação

Capillaria sp. (ovo) ID Rojas & Guerrero, 2007 Costa Rica

Lukonema lukoschusi Membrana intrafemural

Chabaut & Bain 1974 Guiana Francesa

Legenda: ID: Intestino Delgado, CA: Cavidade Abdominal

2. OBJETIVOS

2.1. Objetivo geral

Analisar os helmintos parasitos de Desmodus rotundus coletados em diferentes

localidades do estado do Espírito Santo.

2.2. Objetivos específicos

5

Coletar os helmintos parasitos do trato digestivo de D. rotundus;

Identificar e caracterizar, por parâmetros morfológicos, os helmintos

encontrados no trato digestivo de Desmodus rotundus.

3. MATERIAL E MÉTODOS

3.1. Área de estudo e Quirópteros analisados

O estado do Espírito Santo possui uma área de 45.597 km2, seu território

compreende duas regiões naturais distintas: o litoral - que se estende por 400

km - e o planalto. Ao longo da costa Atlântica encontra-se uma faixa de planície

que representa 40% da área total do estado, e à medida que penetra em

direção ao interior, o planalto dá origem a uma região serrana, com altitudes

superiores a 1.000 metros, onde se eleva a Serra do Caparaó ou da Chibata. O

clima do Espírito Santo é tropical úmido, com temperaturas médias anuais de

23ºC e volume de precipitação superior a 1.400 mm por ano, especialmente

concentrada no verão. Na hidrografia, o rio Doce, que nasce no estado de

Minas Gerais e tem 944 km de extensão, é o mais importante do esritório. No

entanto, também se destacam os rios São Mateus, Itaúnas, Itapemirim, Jucu,

Mucurí e Itabapoana (Governo do Espírito Santo, 2016).

A Mata Atlântica com menos de 8% do que restou de cobertura territorial no

estado do Espírito Santo, é formada por um conjunto de formações florestais

(Ombrófila Densa, Ombrófila Mista, Estacional Semidecidual, Estacional

Decidual e Ombrófila Aberta) e ecossistemas associados como as restingas,

manguezais e campos de altitude. Atualmente os remanescentes de vegetação

nativa estão reduzidos a cerca de 22% de sua cobertura original e encontram-

se em diferentes estágios de regeneração. Mesmo reduzida e muito

fragmentada, estima-se que a Mata Atlântica abriga 849 espécies de aves, 370

espécies de anfíbios, 200 espécies de répteis, 270 de mamíferos e cerca de

350 espécies de peixes.

A pesquisa foi realizada em 23 municípios do estado Espírito Santo (Figura 2).

6

Figura 2: Municípios do estado do Espírito Santo onde os quirópteros foram coletados para análise parasitológica no período de janeiro de 2012 a dezembro de 2015. Pontos azuis indicam locais de coleta realizadas em reservas biológicas, e os demais locais, quirópteros coletados e doados pelo IDAF. Fonte: www.mapasparacolorir.via12.com

7

Coletas de quirópteros foram realizadas pela equipe do Laboratório de

Quirópteros (Labeq/UFES) na Reserva Biológicas de Sooretama e na Reserva

Biológica Augusto Ruschi em Santa Teresa, Espírito Santo. As coletas foram

realizadas no período de 12h, utilizando redes de neblina, sendo abertas às

18h e desarmadas às 6h do dia seguinte (Figura 3). Os animais eram

identificados em campo, seguindo Vizotto & Taddei (1973). Não foram

coletadas fêmeas lactantes ou grávidas, nem machos e fêmeas em período

fértil e jovens. Toda captura foi realizada com autorização do Instituto Brasileiro

do Meio Ambiente e dos Recursos Naturais Renováveis (IBAMA). No

laboratório de Helmintologia Animal do CCS/UFES, os animais coletados em

campo foram pesados e sacrificados com o coquetel de cloridrato de cetamina

a 60 mg/kg associado com cloridrato de xylazina a 8 mg/kg por via

intramuscular.

O trabalho também incluiu análise de quirópteros doados pelo IDAF. Os

morcegos negativos quanto à presença do vírus da raiva no laboratório do

IDAF eram descartados e queimados, tornado-se inúteis para pesquisas

posteriores. Em comum acordo, a carcaça desses animais antes rejeitada foi

reaproveitada para a atual pesquisa. Os animais capturados pelo IDAF já

estavam mortos e congelados a -5ºC.

Figura 3: Rede de neblina para a captura de quirópteros.

8

3.2. Procedimento Parasitológico

Os quirópteros foram necropsiados após descongelamento em temperatura

ambiente. Para colheita e fixação dos helmintos, o morcego foi examinado

após abertura da cavidade abdominal. O trato digestivo foi retirado e colocado

isoladamente em placas de petri contendo solução salina 0,85%. Os cestódeos

foram comprimidos no sentido dorso-ventral entre duas lâminas, e fixados com

formol 5% a 70ºC. Os nematoides também foram fixados com formol 5% a

quente, sem compressão. Posteriormente quantificados, acondicionados e

preservados, em frascos transparentes de vidro devidamente vedado e

etiquetado, contendo como fixador álcool 70°GL, para posterior identificação.

3.3. Identificação e análise morfométrica dos helmintos

A identificação genérica e específica de todos os parasitos foi realizada em

microscópios ópticos a partir de exames detalhados de suas estruturas. Para a

realização deste procedimento, os exemplares de nematoides foram

previamente clarificados com lactofenol de Aman para uma melhor visualização

de suas estruturas morfológicas.

Os exemplares selecionados para serem feitas as medidas foram os que

estavam inteiros, sem danos que afetassem a identificação. Exemplares

fragmentados foram medidos apenas na inexistência de espécimes inteiros.

Imagens fotográficas foram realizadas por microscopia óptica e os caracteres

obtidos foram mensurados utilizando o programa TSView 6.1 (Tucsen Imaging

Technology Co. Limited).

Na descrição das espécies, as medidas estão expressas em micrômetros, e

quando não, a unidade é indicada.

A descrição dos helmintos foi baseada em Anderson e colaboradores (2009),

juntamente com a literatura especializada como artigos da área.

9

4. RESULTADOS

4.1. Perfil das infecções nos hospedeiros

No período de janeiro de 2012 a dezembro de 2015 foram analisados 265

quirópteros para pesquisa de presença de helmintos. Foram analisados 61

exemplares de D. rotundus, sendo trinta e dois (52.4%) machos e vinte e nove

(47,6%) fêmeas. Doze (12,7%) apresentaram helmintos no trato digestivo,

sendo quatro (33,3%) machos e oito (66,7%) fêmeas (Tabela 2).

Dentre os animais infectados, 11 (91,6%) apresentaram infecções

exclusivamente por nematoides, apenas um (8,4%) por cestoide.

A identificação dos nematoides foi ao nível de família, gênero e espécie,

quando possível. Foram identificados os nematoides Biacantha sp, sendo três

exemplares não foi possível identificar a espécies por estarem quebrados na

extremidade posterior; Biacantha normaliae, quatro exemplares; Trichuridae,

duas fêmeas quebradas; e Longistriata sp, um macho.

Um cestódeo foi encontrado, contudo não foi possível sua identificação por ter

ocorrido degradação do exemplar no momento da fixação.

Dos animais coletados em áreas de conservação ambiental nenhum estava

parasitado. Todos os morcegos positivos foram doados pelo IDAF. (Tabela 3.)

Tabela 2: Procedência e número de exemplares de Desmodus rotundus analisados entre janeiro de 2012 a dezembro de 2015.

Localidade Número

Localidade Número

Afonso Claúdio 3 Presidente Kennedy 1

Alegre 3 Rio Novo do Sul 3

Castelo 1 Santa Leopoldina 2

Domingos Martins 5 Santa Maria de Jetibá 17

Guaçuí 2 Santa Teresa * 1

Ibiraçu 3 São Mateus 1

Iconha 1 São Roque do Canaã 1

Itaguaçu 1 Sooretama * 1

Laranja da Terra 1 Vargem Alta 1

Mucurici 6 Venda Nova do Imigrande 1

Muqui 1 Vila Valério 3

Pedro Canário 2 Total 61

Legenda: * Local em que foi realizada coleta de quirópteros.

10

Tabela 3: Relação de helmintos encontrados em 12 exemplares de Desmodus rotundus procedentes de diferentes localidades do Espírito Santo. Analisados entre janeiro de 2012 a dezembro de 2015.

Hospedeiros Habitat Helminto Localidade Identificação do parasito

F1 ID Nematoide Santa Maria de Jetibá * (N=1)

F2 ID Nematoide Santa Maria de Jetibá Biacantha sp. ♀ (N=1)

F3 ID Nematoide Santa Maria de Jetibá * (N=1)

F4 ID Nematoide Santa Maria de Jetibá Biacantha normaliae ♀ (N=1)

F5 CA Nematoide Santa Maria de Jetibá

Biacantha normaliae ♂ (N=1) Biacantha normaliae ♀ (N=1)

Biacantha sp. ♀ (N=1) Longistriata sp. ♂ (N=1)

F6 ID Nematoide Santa Maria de Jetibá Biacantha sp. ♀ (N=1)

F7 ID Nematoide Santa Maria de Jetibá * (N=1)

F8 ID Nematoide Santa Maria de Jetibá * (N=1)

M1 ID Nematoide Santa Maria de Jetibá * (N=1)

M2 ID Cestoide Domingos Martins * (N=1)

M3 CA Nematoide Afonso Cláudio Trichuridae ♀ (N=1)

M4 CA Nematoides Ibiraçu Trichuridae ♀ (N=1)

Biacantha normaliae ♀ (N=1)

ID: Intestino Delgado, CA: Cavidade Abdominal, M: Hospedeiro Macho. F: Hospedeiro Fêmea.

N: número de espécimes. ♀: Fêmea. ♂: Macho. *Parasito danificado.

A seguir encontra-se a descrição dos nematoides encontrados, juntamente com

seus resumos taxonômicos e principais indicadores de infecção.

11

4.2. Identificação dos helmintos

4.2.1. Biacantha

Filo Nematoda

Classe Secernentea

Ordem Strongylida Molin, 1861

Família Molineidae Skrjabin & Schulz, 1937

Gênero Biacantha Wolfgang, 1954

Biacantha normaliae Wolfgang, 1954

Diagnose: Corpo filiforme, vesícula cefálica com dois ganchos cefálicos

localizados assimetricamente e uma série de nervuras longitudinais que se

estendem por todo o comprimento do corpo. Abertura bucal oval. Esôfago fino,

tornando-se mais largo posteriormente. Fêmeas apresentam extremidade

posterior cônica com seis espinhos caudais diferenciadas. Machos apresentam

extremidade posterior alada, expandida em bolsa copuladora, gubernáculo

ausente.

Macho: Espécime com 3.1mm de comprimento e 0.11mm de largura mediana.

Vesícula cefálica com 32.35 de comprimento e 47.19 de largura. Boca com

13.25 de diâmetro. Bolsa copuladora com 144.42 de comprimento e largura de

113.26, com três lobos, sendo dois laterais e uma dorsal, com três raio em

cada lobo (Figura 4). Cone genital com 73.54 de comprimento e 40.35 de

largura da base (Figura 5). Dois espículos alados, subiguais e bifurcados na

extremidade posterior, com 191.15 e 183.67 de comprimento (Figura 6).

Papilas pré-bursais não aparentes.

Fêmea: Corpo com 5.06mm (4.76-5.57) de comprimento e 0.15mm (0,13-0,18)

de largura (Figura 7). Vesícula cefálica com 38.65 (30.88-46.43) comprimento e

53.53 (49.12-57.95) de largura, ganchos cefálicos com 22.47 (20.12 – 24.03)

de comprimento (Figura 8). Anel nervoso à 62.37 da extremidade anterior.

Boca com 15.83 (11.47-20.2) de diâmetro. Poro excretor localizado à 101.6 da

extremidade anterior. Presença de sete sínlofes (Figura 9). Posição do ovário

12

anfidélfica, com ovários opostos, vulva mediana. Vulva localizada à 1.62mm da

extremidade posterior. Ânus localizado à 15.22 da extremidade posterior. Ovos

com 101,19 (98.45-104.1) de comprimento e 57.47 (65.5-49.45) de largura

(Figura 10). Quatro apêndices caudais medindo 23.53 (19.52-26.53), 21.93

(16.76-27.4), 21.5 (19.9-23.11) e 26.82 (23.45-30.2) e outros dois apêndices

menores, 3.6 e 4.7 de comprimento (Figura 11).

Habitat: Cavidade abdominal e intestino delgado

Prevalência: 41.67% (5 positivos de 12 analisados)

Espécimes analisados: 1 macho adulto e 3 fêmeas adultas inteiras e 2

fragmentadas.

Observações: Os exemplares aqui encontrados estão de acordo com a

descrição de Oviedo e colaboradores (2012). A ausência de gubernáculo no

macho e presença de seis processos caudais na fêmea possibilitou a

identificação de B. normaliae.

Figura 4: Biacantha normaliae. Extremidade posterior do macho. Aumento de 10x.

13

Figura 5: Biacantha normaliae. Extremidade posterior do macho, em evidência o cone genital (seta). Aumento de 40x.

Figura 6: Biacantha normaliae. Espículos bifurcados, aumento de 40x.

45µm

14

Figura 7: Biacantha normaliae fêmea, corpo inteiro. Vulva (seta). EP: extremidade posterior. Aumento de 4x.

Figura 8: Biacantha normaliae. Extremidade anterior da fêmea, evidenciando a vesícula cefálica com dois ganchos recurvados. Aumento de 20x.

EP

15

Figura 9: Biacantha normaliae fêmea, a. visualização longitudinal dos sínlofes, b. corpo do animal dobrado sendo possível ver os sínlofes em vista frontal (asteriscos). Aumento de 40x.

Figura 10: Biacantha normaliae. Ovo, aumento de 40x.

b.

a.

* * * * * * *

16

Figura 11: Biacantha normaliae. Extremidade posterior da fêmea, apêndices caudais (setas). Aumento de 40x.

4.2.2. Longistriata

Filo Nematoda (Rudolphi, 1808) Diensing, 1891

Classe Secernentea

Ordem Strongylida Baird, 1853

Família Heligmosomidae (Travassos, 1914) Cram, 1927

Gênero Longistriata Schulz, 1926

Longistriata sp Schulz, 1926

Diagnose do Macho: Nematoides de corpo delgado e atenuado anteriormente,

8.04mm de comprimento e 0.2mm de largura (Figura 12). Cutícula com

estriação transversal e linhas longitudinais pouco desenvolvidas. Boca muito

pequena com papilas pouco nítidas e praticamente sem vestígio da cápsula

bucal (Figura 13). Extremidade anterior com dilatação cuticular anelada e

separada do corpo por um sulco anular. Treze sínlofes (Figura 14). Anel

nervoso localizado a 31.56 da extremidade anterior. Esôfago dividido em

17

porção glandular e muscular, com comprimento total de 0.68mm e 0.09mm.

Poro excretor à 676.16 da extremidade anterior. Papilas cervicais não

aparentes. Bolsa copuladora ampla com 794.36 a partir do início do

gubernáculo e 497.61 de largura, lobos laterais assimétricos. Lobo dorsal

pouco individualizado. Dois espículos longos, delgados, individualizados, com

2.04mm, com um pouco mais de ¼ do corpo (Figura 15 e Figura 16).

Gubernáculo com 84.87 de comprimento e 65.94 largura (Figura 17).

Habitat: Cavidade abdominal

Prevalência: 8.33% (1 positivo de 12 analisados)

Espécime analisado: um macho inteiro.

Observações: O exemplar encontrado foi baseado na descrição de Almeida

(1934), Anderson (2009) e Vicente e colaboradores (1997), sendo possível

identificá-lo como Longistriata por apresentar características como o formato da

extremidade anterior, espessamente anelar da cutícula bem separada do corpo

e bolsa copuladora do macho.

Figura 12: Longistriata sp. macho corpo inteiro, aumento de 4x.

18

Figura 13: Longistriata sp. Extremidade anterior do macho, aumento de 4x.

Figura 14: Longistriata sp. Sínlofes, aumento de 40x

19

Figura 15: Longistriata sp. Extremidade posterior do macho. Porção final dos espículos (asterisco) e gubernáculo (seta). Aumento de 40x.

Figura 16: Longistriata sp. Extremidade posterior do macho, com dois espículos longos e semelhantes. Início dos espículos indicado pela seta. Aumento de 40x.

*

20

Figura 17: Longistriata sp. Bolsa copuladora e gubernáculo (seta). Aumento de 40x.

4.2.3. Trichuridae

Filo Nematoda (Rudolphi, 1808) Diensing, 1891

Classe Adenophorea (vonLinstow, 1905) Goughterty, 1958

Subclasse Enoplia Schuurmans, Stekhoven & Deconing, 1933

Ordem Trichinellida Ward, 1907

Família Trichuridae Railliet, 1915

Trichuridae Railliet, 1915

Diagnose da Fêmea: Corpo tênue e filiforme, apresentando esticocitos (Figura

18). Vulva à 6.7mm da extremidade posterior (Figura 19). Presença de ovos

elípticos, casca com três camadas (lipídica, quitinosa e vitelínica), borda

assimétrica, presença de dois opérculos polares, com 54.05 de comprimento e

30.06 de largura (Figura 20). Extremidade posterior cônica, pouco alongada e

não recurvada.

Macho: Não encontrado

Habitat: Cavidade abdominal

21

Prevalência: 16.66% (2 positivo2 de 12 analisados) de Trichuridae.

Espécimes analisados: Duas fêmeas adultas com as extremidades

posteriores fragmentadas.

Observações: Os espécimes encontrados estavam com as extremidades

anteriores quebradas, o que impossibilitou a identificação ao nível de gênero e

espécie. No entanto devido a características observadas de ambas, como

aspecto da extremidade anterior com esticócitos além de aspectos dos ovos,

foi possível identificar como pertencentes à família Trichuridae.

Figura 18: Trichuridae. Extremidade anterior indicando os esticocitos (seta),

aumento de 10x.

22

Figura 19: Trichuridae. Vulva (seta) e ovos. Aumento de 10x.

Figura 20: Trichuridae. Ovos elípticos, casca com três camadas, borda assimétrica, presença de dois opérculos polares. Aumento de 40x.

23

5. DISCUSSÃO

5.1. Helmintos Encontrados

Os quirópteros doados pelo IDAF foram armazenados congelados para os

testes de raiva por longo período (alguns por até dois anos) antes de serem

doados para a necropsia. Esse período foi prejudicial para o estudo em

questão, por causar degradação dos helmintos. O ideal em estudos da

helmintofauna é a necropsia logo após o sacrifício do hospedeiro.

Nesse estudo o número de espécimes de nematoides macho foi reduzido, isso

pode ter ocorrido, pois normalmente os machos são menores, menos

numerosos e tempo de vida curto, assim muitas vezes passam muitas vezes

despercebidos. A diagnose de muitas espécies de nematoides é baseada na

descrição do macho, e a redução do número de machos pode prejudicar a

identificação.

5.1.1. Biacantha sp

O gênero Biacantha Wolfgang, 1954 (Trichostrongyloidea, Molineidae) inclui

três espécies: Biacantha desmoda descrita por Wolfgang, 1954, infectando D.

rotundus em Trindade e Tobago e posteriormente foi encontrado na Costa

Rica, México, Índia, Venezuela, e Equador (UBELAKER et al., 1977;

GUERRERO, 1985; VAUCHER e DURETTE-DESSET, 1986): Biacantha silvai

Barus e del Valle, 1967, parasito de Natalus lepidus em Cuba (Wolfgang, 1954;

Barus e del Valle, 1967); e, mais recentemente, Biacantha normaliae foi

descrito por Oviedo et al. (2012) parasitando D. rotundus em Yungas,

Argentina, Gazarini (2013) registrou essa espécie em D. Rotundus em São

Paulo, Brasil.

Esse é o primeiro registro de B. normaliae em quirópteros do Espírito Santo, o

que amplia sua distribuição geográfica.

A ausência de gubernáculo no macho e presença de seis processos caudais na

fêmea possibilitou a identificação de B. normaliae. Outros caracteres que

auxiliaram na identificação, o comprimento do corpo, sendo que B. normaliae

apresentam tamanho reduzido em relação a B. desmoda, o comprimento dos

espículos são diferenciados nessas duas espécies, sendo que em B. normaliae

são maiores. Biacantha silvai apresenta caracteres que não se confundem com

24

as outras duas espécies pelo comprimento do animal, forma da cápsula

cefálica, tamanho e formato dos espículos e o número de raios na bolsa

copuladora, de acordo com a descrição de Barus e del Valle (1967) em Natalus

lepidus.

Os trabalhos referentes ao gênero Biacantha não apresentaram informações

sobre o ciclo de vida e ação do parasito no organismo de seus hospedeiros.

5.1.2. Longistriata sp

Segundo Vicente e colaboradores (1997), existem cerca de 18 espécies do

gênero Longistriata, e só no Brasil, cerca de 14 espécies que parasitam,

principalmente roedores da família Muridae e Cricetidae, além de algumas

espécies de Didelphimorphia, como Didelphis aurita (TRAVASSOS, 1920;

DURETTE-DESSET, 1968). Nenhuma espécie desse gênero ou da família

Heligmosomidae foi descrita em quirópteros. Dentre as espécies descritas

nenhuma apresentou um espículo tão longo, correspondendo a cerca de ¼ do

comprimento do corpo.

A presença de sínlofes e o formato da cápsula cefálica são características em

comum com o gênero Heligmosomoides, que assim como Longistriata,

pertence á família Heligmosomoides. A diferença marcante entre esses dois

gêneros é presença ou não da cauda cônica em formato espinhoso nas

fêmeas, porém nesse estudo não foi encontrada a fêmea. Além disso,

Heligmosomoides apresentam as sínlofes assimétricos nos seus eixos (lado

esquerdo menor que o lado direito), enquanto Longistriata apresenta sínlofes

simétricos (ANDERSON et al., 2009).

Nematoides do gênero Longistriata são comumente encontrados em roedores,

marsupiais e outros pequenos mamíferos (TRAVASSOS, 1920; DURETTE-

DESSET, 1968), mas não há registros de manifestações patológicas nestes

animais. Atualmente, as descrições existentes sobre o gênero Longistriata não

abordam características do ciclo de vida do animal, e nesse trabalho não foi

possível observar alterações estruturais em seus órgãos digestivos e anexos.

Essa é a primeira ocorrência de nematoide do gênero Longistriata em D.

rotundos. Uma hipótese é que tenha ocorrido mudança de hospedeiro na qual

o parasito pode ter se deslocado entre hospedeiros pertencentes a grupos

25

próximos, como Diouf e colaboradores (2013) defendem que progressivas

modificações dos nematoides do gênero Pterygodermatites, e Litomosoides a

partir de inferências filogenéticas (BRANT, 2000). A introdução de espécies

parasitas em outros hospedeiros pode mostrar um padrão de baixa diversidade

e prevalência de parasitos em novos ambientes (Torchin & Mitchell, 2004). Isso

pode ocorrer por uma perda da especificidade em hospedeiros, com novas

aquisições de hospedeiros com invasão de novas áreas (Gozzi et al., 2014), e

abrangência do parasito (Smith & Carpenter, 2006; Taraschewski, 2006;

Bordes et al., 2007).

5.1.3. Trichuridae

Na literatura só há uma descrição de ocorrência de ovo de Capillaria sp. em

Desmodus rotundus, feita por Rojas & Guerrero (2007) na Costa Rica. Mendez

(1988) encontrou um exemplar de Capillaria em D. rotundus, porém não se tem

informação de cidade/país. Freitas (1934) descreveu Capillaria pulchra

(Enoplida: Trichuridae) em Nyctinomops laticaudatus no município do Rio de

Janeiro, Brasil. Esteban e colaboradores (1991) registraram Aonchotheca

morsveci (Nematoda: Trichuridae) em Myotis capaccini na Espanha.

Os exemplares encontrados estavam danificados e por isso a identificação do

gênero e espécies não foi possível.

Essa família de nematoides é parasita de diversos vertebrados, como

marsupiais, bovinos, humano, quirópteros, gato doméstico, mão – pelada, entre

outros (VICENTE, 1997).

Não há registros de manifestações patológicas nos quirópteros na bibliografia

disponível.

5.2 Morfologia de intestino de D. rotundus x infecção por

helmintos

Os primeiros estudos do aparelho digestório de quirópteros se iniciaram com

Robin (1881), e o aperfeiçoamento dos microscópios de luz e os avanços das

técnicas histológicas no século XX proporcionaram um desenvolvimento dos

estudos histológicos, como os do SCHULTZ (1965), FORMAN (1973),

MADKOUR (1977) e ISHIKAWA et al. (1985).

26

A diversidade de hábitos alimentares, em diferentes espécies de morcegos,

suscitaram pesquisas do aparelho digestório destes animais compreendendo

estudos anátomo-histológicos, como o trabalho de Santana (2015).

O trato gastrointestinal de D. rotundus apresenta características singulares

dessa espécie em relação aos outros quirópteros da família Phyllostomidae.

Fazendo uma comparação entre a Figura 21e a Figura 22, é possível ver a

diferença entre o intestino delgado de um quiróptero hematófago D. rotundus e

de Artibeus lituratus, que alimenta-se predominantemente de frutas. Em D.

rotundus a musculatura lisa dificulta o nematoide em se prender na parede do

intestino delgado, o que em A. lituratus que apresenta um grande número de

vilosidades.

Gadelha-Alves e colaboradores (2008) no estudo histomorfológico afirmam que

em D. rotundus verifica-se a ausência do ceco e que o intestino grosso é

formado pelo cólon descendente e o reto. Além disso, informaram que em

geral, as características anatomo-histológicas desse intestino são uniformes e

que estruturas como tênias do cólon e apêndice epiplóico estão ausentes.

Santana (2015) caracterizou o intestino grosso de D. rotundus constituído por

uma túnica mucosa revestida por epitélio simples, lâmina própria com tecido

conjuntivo frouxo, mucosa formada por fibras musculares lisas. Nesse mesmo

estudo descreveu o intestino grosso do quiróptero frugívoro Sturnira lilium, que

apresenta epitélio simples, tecido conjuntivo frouxo túnica muscular encontra-

se nitidamente dividida em duas camadas, uma mais espessa contendo fibras

musculares lisas e uma camada muscular longitudinal externa.

Uma hipótese é que B. desmoda e B. normaliae podem ser específicas de D.

rotundus, considerando que até o momento não foram descritas em outros

animais. A presença de fortes dentes cefálicos nesses parasitos seria

necessária para conseguir se prender no intestino delgado de D. rotundus.

Esses dentes cefálicos podem ter desenvolvidos durante a evolução desses

nematoides e sido propícios para parasitarem o intestino de D. rotundus.

27

Figura 21: Desmodus rotundus. Intestino delgado visualizado em lupa. Aumento de 2x.

Figura 22: Artibeus lituratus. Intestino delgado visualizado em lupa. Grande número de vilosidades. Aumento de 2x.

Não é possível afirmar que existe uma relação entre trato gastrointestinal de D.

rotundus e helmintofauna encontrada e as já descritas. Estudos mais

aprofundados na área são necessários para a descrição do ciclo de vida dos

nematoides dos gêneros Biacantha e Longistriata, e os da família Trichuridae.

28

6. CONCLUSÃO

A ocorrência de Biacantha normaliae em Desmodus rotundus no Espírito Santo

constitui a primeira descrição nesse estado.

Longistriata sp. é registrado pela primeira vez em quiróptero. Essa ocorrência

não é suficiente para afirmar que esse helminto está começando a se hospedar

em quirópteros, pode ter sido uma mudança de hospedeiro, onde o parasito se

desloca entre hospedeiros pertencentes a grupos próximos.

A especificidade entre B. normaliae e B. desmoda e D. rotundus pode estar

relacionada á presença de uma cápsula cefálica com dois ganchos robustos

desses nematoides possibilitando a fixação ao trato gastrointestinal do

quiróptero, que é constituído de musculatura lisa, o que poderia ser uma

adaptação a esse tipo de intestino.

Não foi possível comparar a helminto fauna de D. rotundos procedentes de

áreas de preservação ambiental e urbana, pelo número reduzido de

exemplares capturados em Sooretama e Santa Tereza.

Os resultados obtidos contribuem para a ampliação do conhecimento sobre a

fauna helmintológica de D. rotundus.

29

Referências bibliográficas ACHA, P. N; MALAGA-ALBA, M. Economic losses due to Desmodus rotundus. In GREENHALL, A.M.; ACHIMIDT, U. Eds). Natural history of vampire bats. Boca Raton: CRC Press. p.208-213. 1988. ALBUQUERQUE, A. C. A. Estudos helmintológicos em quirópteros no bioma Amazônia. Disertação de mestrado pela Universidade Estadual Paulista, Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias Campus de Jaboticabal. 2016. ALMEIDA, M. H.; DITCHFIELD, A. D.; TOKUMARU, R. S. Atividade de morcegos e preferência por habitat na zona urbana da Grande Vitória, Brasil. Revista Brasileira de Zoociências, v. 9. p. 7-12. 2007. ALMEIDA, J. L. Longistriata castrosilvai n. sp., nematodeo parasito de Coendu villosus Cuv. (Rodentia). 1934 ALTENBACH, J. S. Locomotor morphology of the vampire bat Desmodus rotundus. Special Publication American Society of Mammalogists , 6, 1-137. 1979 ANDERSON, R.C.; CHABAUD, A.G.; WILLMOTT, S. Keys to the Nematode Parasites of Vertebrates. Archival Volume. Wallingford: CABI Publishing; 2009. BARROS, J. H. S. et al. Relato de infecção natural de morcegos por flagelados tripanossomatideos em diferentes municípios do Estado do Rio de Janeiro. Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical, v. 41 n.6. Nov/dez. p.683-685. 2008. BARUS, V., & M. T. DEL VALLE.. Systematic survey of nematodes parasitizing bats Chiroptera) in Cuba. Folia Parasitologica 14: 121– 140. BUSH, A. O. 1967. BORDES, F.; LANGAND, J.; FELIU, C.; MORAND, S. Helminth communities of an introduced hare (Lepus granatensis) and a native hare (Lepus europaeus) in Southern France. Journal of Wildlife Diseases, 43(4): 747–751. 2007. BRANT, S. V. Phylogeny of the Species of the Genus Litomosoides (Nematoda: Onchocercidae): Evidence of rampant host switching. Journal Parasitology, 43: 545-555. 2000. BRASS, D. A. Rabies inbats. Natural history and public health implications. Ridgefield: Livia Press. 352p. 1994. BREDT, A.; UIEDA, W. Bats from urban and rural environments of the Distrito Federal, mid-westrn Brazil. Chiroptera Neotropica. v.2. Brasília, p.54-57. 1996

30

BROOKS, D. R. Parascript: Parasites and the language of evolution. Smithsonian Institution Press, Washington. p. 429. 1993.

CHABAUT, A. G.; BAIN, O. Donées nouvelles sur la biologie des nematodes muscipiedes, fournies par l’etude d’um parasite de chiroptéres: Lukonema lukoschuse n. gen., n. sp. Annales de Parasitologie Hamanie et Comparée. 48:819-834. 1974.

DURETTE-DESSET, M. C. Nématodes Héligmoses D'Amérique du Sudm. Nouvelles données morphologiques sur cinq espéces parasites de rongeurs ou primates. Buli. Mus. natn. Hist. nat., Paris, 40 (6): 1215-1221. 1968. ESTEBAN, J. G.; MAS-COMA, S.; OLTRA-FERRERO, J. L; BOTELLA, P. Aconchotheca moraveci sp. n. (Nematoda: Trichuridae), a new nematode from the long-fingered bat, Myotis capaccini, in Spain. Folia parasitológica 38: 319 – 324. 1991. FORMAN, G.L. Studies of gastric morphology in North American Chiroptera (Emballonuridae, Noctilionidae, and Phyllostomatidae). Journal of Mammalogy, v. 54, p. 909-1023, 1973. Freitas, J. F. T. Sobre as espécies do gênero Capillaria Zeder, 1800, parasitas de morcegos. Mem Inst Oswaldo Cruz.; 28(2): 239-245. http://dx.doi.org/10.1590/S0074-02761934000200004. 1934. FUNDAÇÃO SOS MATA ATLÂNTICA. Mata Atlântica: biodiversidade, ameaças e perspectivas / editado por Carlos Galindo-Leal, Ibsen de Gusmão Câmara; traduzido por Edma Reis Lamas. – São Paulo — Belo Horizonte: Conservação Internacional. 2005. GADELHA-ALVES, R., ROZENSZTRANCH, A.M.S., ROCHA-BARBOSA, O. Comparative intestinal histomorphology of five species of Phyllostomid Bats (Phyllostomidae, Microchiroptera): ecomorphological relations with alimentary habits. Internacional Journal of Morphology, v. 26, n. 3, p. 591-602, 2008. GAZARINI, J. PESENTI, L.; TAKEMOTO, R. M. Primeira ocorrência de Biacantha normalie (Nematoda: Molineidae) no Brasil. Arquivos do MUDI, v17, n 2, 119-135. Maringá, PR. 2013. GENE TATUAPÉ. http://www.ryanphotographic.com/phyllostomatidae.htm. Acesso dia 15 de abril de 2016. GOVERNO DO Estado Do Espírito Santo. http://www.es.gov.br/EspiritoSanto/paginas/geografia.aspx. Acesso dia 13 de junho de 2016. GOZZI, A. C.; GUICHON, M. L.; BENITEZ, V. V.; TROYELLI, A.; NAVOVE, G. T. Gastrointestinal helminths in the red-bellied squirrel introduced in Argentina: accidental acquisitions and lack of specific parasites. Hystrix, the Italian Journal of Mammalogy, 25(2): 101–106. 2014.

31

GREENHALL, A. M.; JOERMANN, G.; SCHIMIDT, U.; SEIDEL, M.R. Desmodus rotundus. Mammalian Species. V. 202. New York, p. 1-6. 1983. ISHIKAWA, O.K.; MATOBA, M.; TANAKA, H.; ONO, K. Anatomical study of the intestine of the insect feeder bat, Myotis frater kaguae. Journal of Anatomy, v. 142, p. 141-150, 1985.

KOOPMAN, K. F. Systematies and distribution. IN: GREENHALL, A. M.; SCHIMIDT, U. (Eds). Natural history of vampire bats. Boca Raton. CRC Press, 246p. 1988 LISBOA, C. V; PINHO, A. P.; HERRERA, H. M.; GERHARDT, M.; CUPOLILLO E.; JANSEN, A. M. Trypanosoma cruzi (Kinetoplastida, Trypanosomatidae) genotypes in neotropical bats in Brazil. Veterinary Parasitology , v.156. p.314–318. 2008. LUNASCHI, L. Tremátodos Lecithodendriidae y Anenterotrematidae de Argentina, México y Brasil. Anales Del Instituto de Biología. Série Zoología. México, v. 73, n.001, p.1-10. 2002. MAcNAB, B. K. Energetics and the distribution of vampires bats. Jornal Mammalogy. V.31. Lawrence. p. 227 – 268. 1973. MADKOUR, G.A. A comparative study of certain features of the alimentary canal and disposition of the viscera in Egyptian bats. Annals of Zoology (Agra), v.13. p. 63-81, 1977. MAPAS PARA COLORIR. Disponível em http://www.mapasparacolorir.com.br/mapa-estado-espirito-santo.php. Acesso dia 15 de março de 2016. [2016?]

MELO, L. C. V. Estudo da fauna enteroparasitária de morcegos sinantrópicos do município de São Paulo/Brasil, no período de abril de 2007 a novembro de 2008. Dissertação de mestrado apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Ciências da Cooedenadoria de Controle de Doenças da Secretaria de Estado da Saúde de São Paulo. 2010.

MENDEZ, E. Parasites of vampires bats. Pp. 191-206, em: Natural history of vampire bats (A Greenhall y U Schimidt, eds.). CRC Press. Florida, US. 1988.

MOURÃO, E. D.; AVILLA, L. S.; LENT, H. Redescrição de Litomosoides brasiliensis Almeida, 1936 (Nematoda: Filariidae) Parasito de Anoura caudifera (Chiroptera: Phyllostomidae). Mem. Inst. Oswaldo Cruz, Rio de Janeiro. v. 97. n. 4. p. 495-499. 2002. OLIVEIRA, K. P. A. Desmistificando morcegos. Artigo publicado para o site Redactor Comunicação, Florianópolis, Santa Catarina. 2008. OPREA, M. et al. Do wooded streets provide connectivity for bats in an urban landscape?. Biodiversity and Conservation, v. 18. p. 2361-2371. 2009.

32

OVIEDO, M. C.; RAMALLO G.; CLAPS, L. E.; MIOTTI, M. D. A New Species of Biacantha (Nematoda: Molineidae), a Parasite of the Common Vampire Bat from the Yungas, Argentina. Journal of Parasitology, 98(6):1209-1215. 2012. REGO, A. A. Sobre algumas espécies do gênero Litomosoides Chandler, 1931 (Nematoda, Filaroidea). Instituto Oswaldo Cruz. Rio de Janeiro, Guanabara. Tomo 59, fascículo 1. p. 1-9. 1961. REIS, N. R.; PERCACCHI, A. L.; PEDRO, W. A.; LIMA, I. P. Morcegos do Brasil. p. 41-42. Londrina. 2007. ROJAS, A.; GUERRERO, R. Capillaria sp. isolated from Desmodus rotundus (chiroptera Phyllostomidae) in Costa Rica. Mastologia Neotropical, 14 (1):101-102, Mendoza. 2007. SANTANA, M. A. D. Caracterização histológica e histomorfométrica do intestino grosso dos morcegos machos Desmodus rotundus (hematófago) e Sturnira lilium (frugívoro) e identificação e quantificação de células enteroendócrinas da túnica mucosa do quiróptero hematófago. Universidade Federal de Viçosa. 2015. SAVANI, E.S.M.M.; PINTO, P.L.S.; ALMEIDA, M.F.; D’AURIA, S.R.N; CAMARGO, M.C.G.O; ROSA, A.R.; MELO, L.C.V.; YAI, L.E.O.; MAEDA, M.M.; SACRAMENTO, D.R.V. Prevalência de zoonoses parasitárias em morcegos do município de São Paulo, Brasil. Instituto Adolfo Lutz. São Paulo, SP, Brasil. Mestrado – Área de Concentração: Pesquisas Laboratoriais em Saúde Pública – Programa de Pós-graduação em Ciências. 2008. SMITH, K. F. & CARPENTER, S. M. Potential spread of introduced black rat (Rattus rattus) parasites to endemic deer mice (Peromyscus maniculatus) on the California Channel Islands. Diversity and Distributions, 12: 742–748. 2006. SCHULTZ, W. Studien über den Magen-Darm-Kanal der Chiropteren. Zeitschrift für Wissenschaftliche Zoologie, v. 171. p. 240-391, 1965. SILVA, A. S.; COSTA, M. M.; LOPES, S. T. A.; MONTEIRO, S. G. Alterações hematológicas em coelhos infectados experimentalmente pelo Trypanosoma evansi. Ciência Rural, v. 38, n. 2, p. 538-542, 2008 SIMMONS, N. B. Mammal especies of the wold: a taxonomic and geographic reference. 1 (3), 312-529. 2005.

SIMÔES, M. B. Pterygodermatites (Nematoda: Rictulariidae), parasito de pequenos mamíferos: aspectos gerais, taxonomia e associação com hospedeiros neotropicais. Dissertação de mestrado pela Universidade Federal do Espírito Santo. 2016.

33

STEINDEL, M.; GRISARD, E C.; PINTO, C. J. C.; CORDEIRO, F. A. D.; RIBEIRO-RODRIGUES, R.; ROMANHA, A. J. Characterization of trypanosomes from the subgenus Schizotrypanum isolated from bats Eptesicus sp. (Chiroptera:Vespertilionidae), captured in Florianópolis, Santa Catarina, Brazil. Journal of Parasitology v. 84. p. 601-607. 1998. TARASCHEWSKI, H. Hosts and parasites as aliens. Journal of Helminthology, 80(2): 99–128. 2006. TORCHIN, M. E.; MITCHELL, C. E. Parasites, pathogens, and invasions by plants and animals. Frontiers in Ecology and the Environment, 2(4): 183–190. 2004.

TRAVASSOS, L. Contribuição ao conhecimento dos Trichostrongylidae. Anais da Academia Brasileira de Sciencias. V. VII, n.4, p. 360-355. 1935.

TRAVASSOS, L. Trichostrongylidae brasileiros. Rev. Soe. Brasil. Cio 3: 199- 205. 1920 UBELAKER, J. E.; SPECIAN, R. D.; DUSZYNSKI, D. W. Endoparasites. In Biology of bats of the New World family Phyllostomatidae. Part II, R. J. Baker, J. Jones, and D. C. Carter (eds.). Special Publications, Museum of Texas Tech University, Texas Tech Press, Lubbock, Texas, p. 7–56. 1977. VAUCHER, C.; DURETTE-DESSET, M. C. Trichostrongyloidea (Nematoda) parasites de Chiropteres néotropicaux I. Websternema parnelli (Webster, 1971) n. gen. n. comb. Et Linustrongylus pteronoti n. gen. n. sp., parasites de Pteronotus au Nicaragua. 1986.

VICENTE, J. J., RODRIGUES, H. O., GOMES, D. C., PINTO, R. M. Nematóides do Brasil. Parte V: Nematóides de mamíferos. Revista Brasileira de Zoologia. 14 (Supl. 1): 1-452, 1997.

VIEIRA, T.B.; MENDES, P.; COUTINHO, R.Z.; OPREA, M. & DITCHFIELD, A.D.. New records for three species of the genus Myotis Kaup for the state of Espírito Santo, Brazil. Chiroptera Neotropical. 14(2):415-418. 2008. VIZOTTO, L., & TADDEI, V. Chave para a determinação de quirópteros brasileiros. São José do Rio Preto, Francal. 1973.

WOLFGANG, R. W. Studies on the endoparasitic fauna of Trinidad mammals. X. Parasites of Chiroptera. Canadian Journal of Zoology 32: 20–34. 1954. ZETUN, C. B.; LANGONI, H.; SOUZA, L. C.; SILVA, T. C. C.; HOFFMANN, J. L.; SILVA, R.C. Leptospira spp. and Toxoplasma gondii antibodies in vampire bats (Desmodus rotundus) in Botucatu region, SP, Brazil. J Venom Anim Toxins incl Trop Dis. v.15. n.3. p.547. 2009.

34

ZORTEA, M.; GREGORIM, R. ; DITCHFIELD, A. D. Lichonycteris obscura from Espírito Santo State, Southeastern Brazil. Chiroptera Neotropical. v.4. n.2. p. 95-96. 1998.