UNIVERSIDADE FEDERAL DO AMAPÁ

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS DA SAÚDE

LARISSA PAULA JARDIM DE LIMA BARBOSA

Avaliação da toxicidade de cianobactérias na água e da presença de microcistinas nos tecidos de peixes

de viveiros em Macapá (AP).

MACAPÁ

2015

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LARISSA PAULA JARDIM DE LIMA BARBOSA

Avaliação da toxicidade de cianobactérias na água e da presença de microcistinas nos tecidos de peixes

de viveiros em Macapá (AP).

MACAPÁ

2015

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LARISSA PAULA JARDIM DE LIMA BARBOSA

Avaliação da toxicidade de cianobactérias na água e da presença de microcistinas nos tecidos de peixes

de viveiros em Macapá (AP).

Dissertação apresentada ao Programa de Pós-Graduação

em Ciências da Saúde da Universidade Federal do

Amapá - UNIFAP, como parte dos requisitos

necessários para a obtenção do título de Mestre em

Ciências da Saúde.

Área de Concentração: Ensaios Biológicos.

Orientadora: Dra. Sílvia Maria Mathes Faustino

Co-orientador: Dr. Fernando Antônio Jardim

MACAPÁ

2015

iii

Dedico

À toda minha Família,

a quem dedico meu amor incondicional. À minha filha, Laura,

a mais perfeita realização da minha vida.

iv

AGRADECIMENTOS

À Deus por presentear-me com a vida, pelo infinito amor, ensinamentos e constante proteção.

À minha amada filha, Laura, que na sabedoria de sua inocência, me transmitiu apoio, confiança e força,

indispensáveis à concretização deste trabalho. Amo você!

Ao Flávio, pelo amor, carinho e apoio especial. Pela ajuda infinita na concretização de mais essa etapa.

A minha mãe, pelo dom de amparar, de compreender e de amar. Incentivando-me a todo o momento.

Ao meu pai, pelo carinho, amor e incentivo.

As minhas irmãs, Danielle e Gisele com quem sempre pude contar em todas as horas, que Deus

com sua infinita bondade lhes abençoe sempre.

As minhas sobrinhas, Sophia e Isabelle, pela alegria de seus sorrisos.

Ao meu cunhado André, irmão de coração, sempre me apoiando.

À minha madrinha Gugu, pela presença constante em minha vida.

Aos meus sogros por sempre me motivarem a lutar pelos meus ideais!

À Penha pelo seu carinho incondicional, me trazendo paz e esperança!

À Eliane que sempre me apoiou e motivou com seu carinho especial.

A minha orientadora Dra. Sílvia, que nestes anos de convivência e amizade me mostrou que nunca se

pode desistir das barreiras da vida. Sua presença me trouxe força para seguir em frente em busca do

melhor! Obrigada pela paciência e dedicação. Tenho um grande carinho por você!!

Ao querido amigo Fernando Jardim, por quem tenho muito respeito e carinho, exemplo de

profissionalismo e dedicação, não somente pela co-orientação deste trabalho, mas também pela

confiança em mim depositada e pelos grandes e constantes ensinamentos.

À Copasa por financiar meus experimentos.

À todos do Laboratório de Análises Orgânicas pela presteza e apoio nas análises de semipurificação.

Ao Laboratório de Hidrobiologia- Setor de Biologia da COPASA em especial Patrícia e Mariana que

me apoiaram e auxiliaram em meu experimento.

v

Ao Laboratório de Microbioologia- Setor de Biologia da COPASA em especial: Ronaldo, Adriana e

Cida pelas alegrias transmitidas a cada momento ao lado de vocês.

À piscicultura por abrir as portas para que esse trabalho fosse realizado, em especial ao Sr. Marcos que

sempre esteve pronto para nos servir com sua humildade e carisma.

Aos Amigos, Ana Paula, Luís Fernando, Daniel, Patrícia, Rita, Bruna, Cristiana, Mariane e Terezinha:

Pelo apoio e torcidas inestimáveis, pela possibilidade de momentos ímpares e por me deixarem fazer

parte de suas vidas.

À Ana Paula, amizade que fiz na UFMG. Foram momentos de estudo e troca de experiências que nos

aproximou mais e mais! Obrigada por tudo!!

Ao Professor Dr. Flaviano, pelas contribuições feitas em função do seu inglês perfeito... rsrs e sempre

pronto para me ajudar.

Ao Dr. Marcos Tavares pela ideia inovadora e pertinente, que contribuiu imensamente para o

desenvolvimento deste trabalho.

À Embrapa, em especial ao Daniel, pelo auxílio nas análises físico-químicas.

À querida Elane Cunha por sempre estar disposta a me ajudar com sua tranquilidade e amizade.

À Dayse e Arialdo por estarem presentes mesmo de longe neste momento.

A Universidade Federal do Amapá- UNIFAP e ao seu corpo docente, pela possibilidade de agregar

importantes conhecimentos em minha vida profissional e a CAPES pela concessão da bolsa.

À Lea, secretária do PPGCS, que sempre atendeu a todas as minhas necessidades com rapidez e

gentileza. Pela atenção incondicional e humana. Obrigada!!

Ao José (Secretário/bolsista PPGCS), com seu carisma e presteza.

Aos colegas de turma, pelo privilégio de convívio e discussões tão enriquecedoras, entre pessoas de

formações diversas, durante o curso das disciplinas.

Aos membros da banca pela atenção e contribuições para a melhoria deste trabalho.

Enfim, a todos que contribuíram de forma direta ou indireta na elaboração deste trabalho.

MUITO OBRIGADA!!

vi

O êxito na vida não se mede

pelo que você conquistou,

mas sim pelas dificuldades que

superou ao longo do caminho"

Abraham Lincoln

vii

RESUMO

BARBOSA, L.P.J.L. Avaliação da toxicidade de cianobactérias na água e da presença de

microcistinas nos tecidos de peixes de viveiros em Macapá (AP). 2015. 111 p. Dissertação

(Mestrado) – Universidade Federal do Amapá, Macapá, 2015.

A piscicultura atualmente corresponde ao setor de produção de alimentos que mais cresce no mundo. O

país apresenta grande potencial para o desenvolvimento desta atividade, dentre elas a região Norte por

ter grande disponibilidade de recursos hídricos. O objetivo deste estudo foi realizar um levantamento

das espécies de cianobactérias presentes na água dos viveiros de cultivo de peixes avaliando o seu

potencial tóxico, além de quantificar a microcistina na carne dos peixes. A amostragem foi realizada

em dezembro de 2013 em seis viveiros de piscicultura de Macapá. Foi analisados parâmetros químicos

(oxigênio dissolvido, alcalinidade e dureza); físicos (temperatura, transparência e pH), bem como

fatores bióticos (fitoplâncton e clorofila a). Foram coletados quatro tambaqui (Colossoma

macropomum) e tambacu (Colossoma macropomum e Piaractus mesopotamicus) para análise da

concentração de microcistinas nos músculos por meio do imunoensaio ELISA. Na floração de

cianobactérias verificou-se o predomínio de Radiocystis fernandoi, Planktothrix agardhii e Microcystis

aeruginosa. As concentrações de clorofila a ficaram acima de 146,82µg.L-1

, indicando ambientes

aquáticos com um grau de eutrofização elevado. A concentração de microcistina na carne dos peixes

ficou abaixo do limite máximo de ingestão diária aceitável (IDA) estipulado pela OMS (0,04µg de

microcistina/Kg-1

de peso corpóreo/dia-1

). Porém, a exposição prolongada pode ser considerada como

um sério risco à saúde uma vez que, as microcistinas são promotoras de tumores e o consumo

continuado, ainda em baixas concentrações, pode levar à maior incidência de câncer hepático na

população exposta. É de extrema importância o constante estudo de monitoramento da qualidade da

água e do pescado, pois tem importância para saúde pública, devido ao consumo de peixes. Este é o

primeiro trabalho na região Norte que investiga a bioacumulação de microcistina em tecidos de peixes

indicando a importância de se promover um contínuo monitoramento desses organismos para consumo

humano e animal.

Palavras-chave: piscicultura, qualidade da água, algas tóxicas, microcistinas, bioacumulação e saúde

pública.

viii

ABSTRACT

BARBOSA, L.P.J.L. Evaluation of toxicity of cyanobacteria in water and the presence of

microcystins in fish tissues in Macapá (AP). 2015. 111 p. Dissertação (Mestrado) – Universidade

Federal do Amapá, Macapá, 2015.

Aquaculture currently corresponds to food production sector fastest growing in the world. The country

has great potential for the development of this activity, among them the North due to great availability

of water resources. Thus it must be observed the effects of this activity that deserves attention to enable

its improvement and facilitate their operation without affecting the health of the population. The

objective of this study was to survey the species of cyanobacteria in the water of ponds and assess their

toxic potential and quantifies the microcystin in the meat of two species of fish raised in ponds.

Sampling was conducted in December 2013 in six ponds in Macapá. Collection was made of chemical

parameters (dissolved oxygen, alkalinity and hardness); physical (temperature, transparency, and pH)

as well as the determination of biotic factors (phytoplankton and chlorophyll a). Four fish were

collected from specimens of tambaqui (Colossoma macropomum) and tambacu (Colossoma

macropomum and Piaractus mesopotamicus) for analyzing the concentration of microcystins in the

meat by ELISA immunoassay. In cyanobacteria bloom there was a predominance of Radiocystis

fernandoi, Planktothrix agardhii and Microcystis aeruginosa. Chlorophyll a concentrations were above

146.82 µg/L-1

indicating aquatic environments with a high degree of hypertrophy. The concentration of

microcystins in fish meat was below the maximum acceptable daily intake (ADI) set by the WHO (0.04

μg microcystin/kg body weight/day-1

). It is noticed that prolonged exposure can be considered as a

serious health risk since microcystins induces tumors and the continued consumption, even at low

concentrations, can lead to higher incidence of liver cancer in the exposed population. It is extremely

important to study and monitoring of water and fish quality, and they shall be alert to public health for

consumption. This is the first work in the North region investigating the bioaccumulation of

microcystins in fish tissues indicating the importance of promoting continuous monitoring of these

organisms for human and animal consumption.

Keywords: aquaculture, water quality, toxic algae, microcystin, bioaccumulation and public health.

ix

LISTA DE FIGURAS

Figura 1- Tipos de cultivo na piscicultura............................................................ 19

Figura 2- Utilização do disco de secchi para medição da transparência.............. 26

Figura 3- Processo de eutrofização em lagos (normal e eutrofizado).................. 29

Figura 4- Cianobactérias mais comuns em ambientes eutrofizados..................... 33

Figura 5- Peixes estudados: A-Tambacu; B-Tambaqui........................................ 44

Figura 6- Vista parcial da piscicultura.................................................................. 45

Figura 7- Viveiros de cultivo da piscicultura....................................................... 46

Figura 8- A- Método de arraste horizontal; B- Coleta com a rede de plâncton.... 47

Figura 9- Método de análise: Método de análise: Clorofila a. 1- Filtração; 2-

Membrana colmatada; 3- Membrana com etanol 90%; 4- Tubos

protegidos da luz; 5- Análise espectrofotométrica; 6-

Espectrofotômetro.................................................................................

49

Figura 10- Método ELISA- 1- Soluções; 2- Padrões; 3- Filtração da amostra; 4-

Microplaca contendo as amostras, padrões e soluções; 5- Lavagem

da microplaca; 6- Leitura da

microplaca.............................................................................................

51

Figura 11- Coleta do Tambaqui e Tambacu nos viveiros 4 e 18 (não depurados). 53

Figura 12- Coleta do Tambacu no tanque depurado............................................... 53

Figura 13- Medições (comprimento; largura; peso) dos peixes analisados............ 54

Figura 14- Limpeza dos peixes para análise dos filés............................................ 55

Figura 15- Processo de extração de microcistinas nos filés 1- Pesar 20g do filé;

2- Análise em triplicata; 3- Trituração; 4-Mistura agitada por 1h; 5-

Centrifugação das amostras; 6- secagem das amostras; 7-8-9-10-

Semipurificação com cartucho C18; 11- microplaca com amostras e

soluções; 12- Resultado final (leitura)..................................................

56

Figura 16- Cianobactérias predominantes nas amostras de água dos viveiros.

1-Microcystis aeruginosa Aumento: 200x; 2- Microcystis protocystis

Aumento: 200x; 3- Radiocystis fernandoi Aumento: 200x; 4-

Planktothrix agardhii Aumento: 200x;.................................................

62

x

LISTA DE TABELAS

Tabela 1- Dados biométricos das espécies analisados....................................... 54

Tabela 2- Variáveis limnológicas dos viveiros estudados.................................... 60

Tabela 3- Frequência de ocorrência do fitoplâncton identificado nas amostras

de água dos viveiros de pisciculturas em Macapá (AP).......................

61

Tabela 4- Resultados da análise de clorofila-a e feoftina a na água dos viveiros

analisados...............................................................................................

63

xi

LISTA DE ABREVIAÇÕES

MCYSTs Microcistinas

MCs Microcistinas

IDA Ingestão diária aceitável

OMS Organização Mundial de Sáude

ELISA Enzyme Linked Immuno Sorbent Assay

IBAMA Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e dos Recursos

Naturais Renováveis

UV Ultra violeta

pH Potencial hidrogeniônico

IGAM Instituto Mineiro de Gestão das Águas

CONAMA Conselho Nacional do Meio Ambiente

CETESB Companhia de Tecnologia de Saneamento Ambiental

CYN Cilindrospermopsina

STX Saxitoxina

TDI Tolerable Daily Intake

µm Micrômetro

mL Mililitro

nm Nanômetro

μL Microlitro

cm Centímetro

g Grama

RPM Rotação por minuto

mg Miligrama

CLAE Cromatografia líquida de alta eficiência

xii

SUMÁRIO

1. INTRODUÇÃO……………………………………………………... 14

2. REVISÃO DA LITERATURA…………………………………….. 16

2.1 Histórico: Aquicultura e Piscicultura.................................................... 16

2.2 Formas de cultivo dos peixes................................................................ 18

2.3 Qualidade da água na piscicultura........................................................ 21

2.4 Principais problemas ambientais na piscicultura.................................. 26

2.5 Importância da qualidade da água na produção de organismos

aquáticos...............................................................................................

28

2.6 Eutrofização.......................................................................................... 29

2.7 Algas tóxicas......................................................................................... 32

2.7.1 Ocorrência de algas tóxicas na água de pisciculturas no

Brasil.....................................................................................................

36

2.8 Bioacumulação de microcistinas em

pescados................................................................................................

40

2.9 Peixes: Tambaqui e Tambacu........................................................ 43

3. OBJETIVOS........................................................................................ 44

3.1 Objetivo geral........................................................................................ 44

3.2 Objetivos específicos............................................................................ 44

4. MATERIAL E MÉTODOS………………………………………... 45

4.1 Área de estudo………………………………………………………... 45

4.2 Determinação das variáveis abióticas................................................... 46

4.3 Coleta de material fitoplanctônico........................................................ 47

4.4 Fixação e preservação do material

fitoplanctônico......................................................................................

47

4.5 Identificação taxonômica do material

fitoplanctônico......................................................................................

48

4.6 Indicação da biomassa fitoplanctônica (Clorofila

a)...........................................................................................................

48

4.7 Metodologia.......................................................................................... 49

xiii

4.7.1 Clorofila a............................................................................................. 49

4.7.2 Quantificação de microcistinas- seston................................................. 50

4.7.3 Coleta e transporte dos exemplares de peixes....................................... 52

4.7.4 Extração e análise de microcistinas no músculo de

peixes....................................................................................................

55

5. RESULTADOS E DISCUSSÃO........................................................ 58

5.1 Variáveis abióticas................................................................................ 58

5.2 Análise qualitativa do fitoplâncton....................................................... 61

5.3 Clorofila a............................................................................................. 63

5.4 Microcistinas- seston............................................................................ 64

5.5 Microcistina- peixes.............................................................................. 65

6. CONCLUSÃO..................................................................................... 74

7. REFERÊNCIAS.................................................................................. 75

14

1. INTRODUÇÃO

A piscicultura é uma modalidade da aquicultura que consiste na criação de peixes em ambientes

artificiais. É uma prática registrada desde a Roma Antiga e, depois de séculos, em função do

crescimento demográfico e da demanda por alimentos, apresentou grande expansão na região indo-

pacífica, principalmente na China (BASTOS, 2003). A criação de peixes pode significar uma excelente

atividade de lazer e valor econômico agregado e ainda ser uma medida eficiente de preservação da

natureza, desde que o planejamento e as técnicas de manejo sejam adequados à realidade de cada

região. A necessidade de produção de proteína de origem animal tem sido uma constante preocupação

nacional. A piscicultura, uma opção de geração de emprego e renda e ao mesmo de aproveitamento dos

recursos naturais, apresenta grande potencial de crescimento no país pela enorme disponibilidade

hídrica existente.

Na bacia do Rio Amazonas, os recursos hídricos representam importantes indutores do

desenvolvimento regional, cabendo destacar os aspectos ou contextos sócio-econômicos relacionados

diretamente a água e seu uso como o desenvolvimento dos recursos de pesca, com uma ictiofauna rica e

diversificada, que constitui a base alimentar das populações numa visão de sustentabilidade (PAGGI,

2006).

Nas últimas três décadas a aquicultura assim como a piscicultura tem se expandido causando

impactos em ecossistemas naturais resultante da geração de resíduos metabólicos, fezes e alimentos não

consumidos. No entanto, nem todas as técnicas de cultivo têm consequências ambientais negativas,

uma vez que muitas delas são favoráveis com um manejo ambiental efetivo e sócio-econômico

benéfico à população (TALBOT & HOLE, 1994; KUBITIZA, 1998).

Segundo McIntosh (2000), o alimento artificial fornecido aos peixes é uma importante forma de

poluição nos sistemas de criação, pelo aumento nas concentrações de matéria orgânica e nutrientes

causado pelas perdas e excreção dos animais cultivados. A renovação contínua da água nos viveiros

pode minimizar os efeitos de eutrofização destes, impedindo a deposição excessiva de material no

fundo e a decomposição com consumo de oxigênio. Entretanto, o fluxo contínuo pode acarretar

problemas mais sérios nos viveiros subsequentes e no corpo d’água que recebe os dejetos, levando ao

acúmulo de amônia e nitrito, muitas vezes atingindo concentrações tóxicas aos peixes (SIPAÚBA-

TAVARES, 1995).

A produção de resíduos orgânicos particulados nos sistemas de criação de peixes aumenta a

decomposição e a liberação de nutrientes dissolvidos. A variação na concentração de nutrientes

dissolvidos pode causar uma mudança na proporção de nitrogênio (N) e fósforo (P) do ambiente, o que

15

tem sido mencionado como causa provável para a proliferação de algas com produção ou não de

toxinas (TROELL et al., 1997; GROSS et al.,1998).

Viveiros e tanques de criação de peixes são ambientes rasos, dinâmicos e que sofrem influência

direta das condições climáticas e do manejo usado. Em geral, estes sistemas são dominados por

espécies planctônicas oportunistas que possuem um rápido desenvolvimento e suportam frequentes

alterações ambientais (SIPAÚBA-TAVARES & BRAGA, 1999).

Os fertilizantes contêm nitrogênio e fósforo que estimulam a produtividade fitoplanctônica,

aumentando a teia alimentar e determinando a produção aqüícola. Somente parte dos nutrientes dos

alimentos e fertilizantes compõe o produto final da produção, os restos não consumidos podem

permanecer no sedimento, sendo mineralizados pelas bactérias ou disponibilizados na coluna d’água. O

movimento mais intenso dos peixes e as fortes chuvas também favorecem o crescimento do plâncton e,

com frequência, ocorrem as florações de cianobactérias, que são as principais fontes de produtos do

metabolismo secundário (geosminas) que provocam um sabor desagradável em peixes cultivados.

(BOYD & QUEIROZ, 1997; AVNIMELECH, 1998; PLOEG & BOYD, 1991).

A floração de cianobactérias em sistemas de piscicultura tem sido pouco estudada no Brasil,

principalmente em relação à toxicidade dessas algas em viveiros. Os resultados de pesquisas atuais

demonstram que a floração de algas, principalmente de cianobactérias, é expressivo, trazendo prejuízos

ao produtor devido a mortalidade de peixes (ELER et al., 2006). Situações de riscos ambientais e de

saúde já foram diagnosticadas em estudos, podendo ser identificada a mortandade de peixes em alguns

estabelecimentos como um pesque-pague e viveiros de criação, principalmente em função da presença

de espécies de algas pertencentes aos gêneros Microcystis, Anabaena, Aphanocapsa e

Cylindrospermopsis (ELER et al., 2009).

Como o consumo de peixe vem aumentando no Brasil, o presente trabalho visou avaliar a

presença de cianobactérias em viveiros de piscicultura em Macapá (AP), verificando a ocorrência de

microcistina na água (seston) e no músculo do peixe, visando avaliar o risco potencial para o meio

ambiente e saúde pública.

16

2. REVISÃO DA LITERATURA

2.1 HISTÓRICO: AQUICULTURA E PISCICULTURA

A aquicultura é uma atividade antiga, mas o seu desenvolvimento é relativamente recente.

Documentos originários da China, Egito e Roma atestam que eram praticadas criações de peixes e

moluscos nessas regiões entre 3.000 e 4.000 anos (SILVA, 2005).

No Brasil, a aquicultura cresce a uma taxa superior a 20% ao ano, muito maior que todas as

demais atividades de produção animal (OSTRENSKY; BORGHETTI; SOTO 2008). Nosso país é o

segundo produtor de organismos aquáticos da América do Sul, atrás somente do Chile. Em relação à

criação de peixes de água doce, 67% da produção nacional está baseada na produção de carpas, tilápias

e peixes redondos tambaqui (Colossoma macropomum) e tambacu (Colossoma macropomum e

Piaractus mesopotamicus). Entretanto, espécies nativas como o pintado, pirarucu, jundiá, dourado entre

outras, apresentam boas características para a criação em cativeiro (BALDISSEROTTO; RADÜNZ

NETO, 2004).

O crescimento mais efetivo da aquicultura no Brasil ocorreu como reflexo do declínio da pesca

extrativista e do simultâneo aumento na demanda de pescado, além do incentivo do governo,

estimulando a criação de organismos aquáticos. A piscicultura é uma atividade agropecuária que exige

conhecimento de vários ramos da ciência, dentre os quais se destacam a limnologia, ictiologia e

ecologia de sistemas entre outros (CASTAGNOLLI, 1980; ELER, 1996).

Vários outros fatores favoreceram o rápido crescimento da aqüicultura no Brasil, tais como as

condições climáticas favoráveis, grande quantidade de recursos hídricos disponíveis e de boa

qualidade; facilidade de adaptação de tecnologias estrangeiras; e de possibilidade de fácil importação

de insumos e equipamentos. Fatores comportamentais estão favorecendo o desenvolvimento atual da

piscicultura como modificações do hábitat, por meio da poluição, desmatamento e represamentos, a

mudança do hábito alimentar das pessoas, o aparecimento de novos produtos mais práticos para o

consumo e a utilização para lazer e esporte (SCORVO FILHO, 2007).

A piscicultura teve seu início na China a cerca de quatro mil anos, onde se desenvolveu o

consorciamento entre peixes e outros animais (búfalos e porcos), objetivando melhorar a qualidade da

água para o cultivo. Nos primeiros séculos da era cristã, os registros sobre a piscicultura se deram pelos

romanos que construíam grandes piscinas nas proximidades das praias, destinadas a armazenar peixes.

Na Europa a piscicultura só começou a partir do século XIV, pelos monges que criavam carpas nos

mosteiros, a fim de consumi-las nos momentos de abstinência de carnes vermelhas (SEBRAE, 2001).

17

No Brasil a piscicultura teve seu início por volta de 1929 no estado do Ceará, sendo introduzida

comercialmente na década de 1950, com a utilização de espécies exóticas tais como tilápia, carpa e

truta cultivadas em pequenas propriedades. Em alguns estados do Sul do Brasil, a partir de 1970

surgiram experiências de consorciamento entre algumas dessas espécies e a produção de aves e suínos

que se beneficiaram dos canais de comercialização por cooperativas do setor agropecuário (DIEGUES,

2006). Hoje no Brasil, há o cultivo de várias espécies de peixes, desde o extremo sul ao extremo norte,

alcançando um dos mais elevados níveis de produtividade em termos mundiais (IBAMA, 2009).

Em seus estudos, Silva (2001) relatou que no continente europeu os peixes eram criados

inicialmente, em tanques para abastecimento dos refeitórios dos mosteiros. Assim, o centro do

renascimento da piscicultura foi a Europa Central e seu desenvolvimento está estreitamente relacionado

com a edificação dos mosteiros, visto que a produção era destinada ao consumo dos religiosos.

Acredita-se que no século XX, os avanços técnicos na piscicultura foram significativos em

diversas regiões do mundo e os progressos obtidos estão relacionados ao desenvolvimento da

reprodução e incubação artificial, intensificação do uso de alimentos concentrados que inicialmente

foram utilizados na salmonicultura e ao desenvolvimento de técnicas de transportes de ovos, larvas,

alevinos e peixes adultos. A reprodução artificial foi desenvolvida na União das Repúblicas Socialistas

Soviéticas (URSS), em 1959, e no ano seguinte introduziu-se na Hungria, Romênia e em outros países

do Leste Europeu. O avanço das técnicas de reprodução, manejo, alimentação e de melhoria das

instalações atingiu elevado grau de desenvolvimento econômico e tecnológico, em Israel e Japão,

proporcionando condições básicas para o início da expansão de uma piscicultura em bases empresariais

(MARTINS et al, 2005).

Segundo Castagnolli (1980), a piscicultura é um tipo de exploração animal que vem se tornando

cada vez mais importante como fonte de proteína para o consumo humano, favorecida pela redução dos

estoques pesqueiros. O Brasil apresenta um grande potencial para a aquicultura, pois possui recursos

hídricos abundantes e grande extensão territorial. Três quartos de sua área encontram-se na zona

tropical, onde recebe energia solar abundante durante o ano todo. Há também um grande número de

espécies nativas adequadas para a piscicultura.

Somente no século passado a piscicultura começou a ser praticada com fins comerciais no Japão

e, na década de 40, pesquisas relacionadas com a nutrição de peixes tiveram início nos Estados Unidos

da América durante os últimos 30 anos, houve um grande desenvolvimento nos conhecimentos

científicos básicos sobre nutrição de peixes, possibilitando a elaboração de dietas artificiais para as

várias espécies cultivadas em todo mundo (CASTELLANI e BARRELLA, 2005). A piscicultura surge

nos últimos anos, como uma alternativa de desenvolvimento social e econômico, possibilitando o

18

aproveitamento efetivo dos recursos naturais locais e a criação de postos de trabalhos assalariados.

Porém, assim como qualquer outra atividade humana, de planejamento para produzir bons resultados.

Prochmann e Michells (2003) destacam que a cadeia produtiva da piscicultura pode ser dividida

em 4 grandes elos: a produção de alevinos, engorda, abate/frigorificação e a distribuição, relacionada à

comercialização do peixe in natura e de sua carne industrializada ou não, bem como de alevinos, como

peixes exóticos.

No Brasil o consumo do pescado e sua exploração, tanto para uso próprio como comercial, é

pouco expressivo (cerca de 10% da população incorpora o peixe em sua alimentação); no entanto

apresenta grande potencial para o desenvolvimento da piscicultura (OLIVEIRA, 2012). A piscicultura

produz um efluente rico em nutrientes, fezes, ração não consumida, resíduos de produtos químicos,

como os utilizados na desinfecção e tratamento de doenças, hormônios utilizados na reprodução, além

de anestésicos, para transporte (ELER e MILLANI, 2007).

O consumo brasileiro de pescado tem crescido, principalmente devido ao consumo que está

cada vez mais consciente da importância dos cuidados com a saúde. Verifica-se com isso uma forte

tendência de mudança dos hábitos alimentares. A preocupação em consumir alimentos mais saudáveis,

que apresentem baixos teores de gordura, livres de colesterol e produzidos sem o uso de produtos

químicos, tem contribuído para um acentuado incremento na demanda das chamadas carnes brancas,

grupo ao qual pertence o pescado (VIEIRA, 1998).

2.2 FORMAS DE CULTIVO DOS PEIXES

O cultivo intensivo de peixes pode ocorrer em viveiros escavados ou tanques-rede. Scorvo Filho

(2007) cita que existem basicamente três tipos de sistemas de criação, na aquicultura. O extensivo,

muito utilizado por pequenos produtores em pequenas áreas de espelho de água, onde não se utiliza

ração comercial, mas os subprodutos agrícolas, resultando em baixo custo e baixa produtividade. Este

sistema é empregado em grandes represas, onde se faz o repovoamento com alevinos e se retira o peixe

através da pesca tradicional de pequena escala. O semi-intensivo, que é o mais utilizado no Brasil e já

aplica alguma tecnologia de criação, como: viveiros-berçários, ração comercial e certo nível de

controle da qualidade da água. Neste sistema, a produtividade pode chegar a até 16 toneladas por

hectare/ano. E o intensivo, que até poucos anos atrás se restringia apenas às regiões serranas, onde se

pratica a truticultura. Atualmente, já é utilizado na criação de peixes nativos como o pacu e o piauçu e

espécies exóticas como a tilápia.

19

A criação em tanque-rede, um recurso que minimiza a pesca predatória, é um sistema de cultivo

intensivo que utiliza altas densidades populacionais nos tanques. Essa prática é favorecida por permitir

um crescimento rápido dos animas cultivados, boa conversão alimentar e facilidade na reprodução

induzida (TAVARES- DIAS et al., 1999).

O cultivo intensivo de peixes em tanques-rede consiste em produzir pescado em um sistema de

gaiola flutuante na água, na qual os peixes ficam confinados em alta densidade. Pode ser implantado no

mar, estuário, lago, lagoa, canal de irrigação, rio e reservatório. Os tanques são confeccionados com

redes ou telas, permitindo a passagem da água pelo interior dos tanques. Esse tipo de cultivo iniciou-se

na Ásia em meados dos anos 50, pois na década de 60 o Japão produzia e comercializava peixes

marinhos manejados nesse sistema (CASTAGNOLLI e TORRIERI-JÚNIOR, 1980).

O potencial hídrico do território brasileiro, represado em grandes reservatórios artificiais

formados para geração de energia elétrica, associado às condições climáticas, às rações completas e

balanceadas para uso em piscicultura superintensiva e aos estímulos dos governos Estadual e Federal,

vem permitindo uma significativa expansão da piscicultura em tanques-rede (BRASIL, 2007).

Para o cultivo de peixes no sistema tanque-rede deve-se levar em consideração para

implantação do empreendimento: a capacidade de suporte do reservatório que depende diretamente da

malha e da forma do tanque-rede, da relação entre a área da tela em contato com a água e o volume útil.

Também se deve considerar a posição dos tanques-redes no reservatório, a profundidade do local para

diluição de resíduos, a renovação e a qualidade da água, e a distância e o posicionamento entre as

estruturas e a sinalização. Os tanques-rede devem ser construídos com material resistente para evitar o

rompimento dos mesmos (ONO e KUBTIZA, 2003).

Os tanques feitos de terra (tanques escavados) apresentam condições próximas às naturais dos

peixes. São construções menos onerosas, mas necessitam de manutenção e reparos constantes. Suas

paredes devem apresentar inclinação máxima de 45 graus e ter suas bordas gramadas para evitar

desmoronamentos (VIEIRA, et al, 1998).

Figura 1: Tipos de cultivo na piscicultura. Fonte: SEBRAE (2001).

20

A criação de peixes em tanques-rede ou gaiolas é um sistema intensivo de produção de peixes,

com renovação contínua de água (BEVERIDGE, 1987; COLT & MONTGOMERY, 1991). As

vantagens da adoção deste sistema de produção são inúmeras, particularmente quando consideramos

que o método pode ser utilizado com uma infraestrutura mínima e relativamente barata (BALARIN et

al.,1982). Trata-se de uma excelente alternativa para o aproveitamento de corpos d’água que

apresentam dificuldades para a prática da piscicultura convencional (McGINTY & RAKOCY,1989;

SCHMITTOU,1993).

Cocche (1982), Perez & Robledillo (1989) e SILVA et al. (1997) descrevem gaiolas flutuantes

como estruturas compostas de uma estrutura de superfície, que consiste de um sistema de sustentação e

flutuação, mais uma estrutura submersa, de contenção, que pode ser confeccionada com materiais

rígidos (gaiolas) ou flexíveis (tanques-rede). Na presença de correntes d’água com velocidade superior

a 20-30 cm/s, a construção rígida é mais indicada. A abertura da malha das redes ou telas deve ser a

maior possível, sempre em concordância com o tamanho dos peixes que estão sendo criados para

permitir a passagem de água através da gaiola o maior número de vezes possível por unidade de tempo,

os tanques-rede devem ser cobertos para prevenir a ação de predadores, furtos e oferecer

sombreamento que impede a incidência de raios UV e diminuir a visão dos peixes, reduzindo o estresse

e melhorando o sistema imunológico desses animais.

Segundo Medeiros (2002), os tanques-rede podem ser retangulares, quadrados ou redondos, o

formato do tanque-rede não determina uma produtividade significativa, mas os retangulares são os que

mais facilitam a passagem de água de forma homogênea pela superfície lateral. Os tanques-rede

redondos apresentam uma menor taxa de renovação, em função da tendência da corrente de água

circundar o tanque-rede.

Muitos fatores influenciam a capacidade de sustentação, o desempenho e a sobrevivência dos

peixes em gaiolas e tanques-rede. As características intrínsecas da espécie, qualidade da água,

dimensões do tanque-rede, alimentação e a densidade de estocagem são os principais fatores que

afetam o sucesso da criação de peixes neste sistema (BEVERIDGE, 1984; 1987).

O sistema de criação de peixes em gaiolas e tanques-rede apresenta vantagens e desvantagens

em relação à produção de peixes em viveiros. Como vantagens podem citar: menor variação dos

parâmetros físico-químicos da água durante a criação; maior facilidade de retirada dos peixes para

venda (despesca); menor investimento inicial (60 – 70 % menor que viveiros convencionais); facilidade

de movimentação e relocação dos peixes; intensificação da produção; facilidade de observação dos

peixes, melhorando o manejo; redução do manuseio dos peixes; e, diminuição dos custos com

tratamentos de doenças. Como desvantagens podem citar: necessidade de fluxo constante de água

21

através das redes, suficiente para manter um bom nível de oxigênio; dependência total do sistema em

rações balanceadas; risco de rompimento da tela da gaiola e perda de toda a produção; possibilidade de

alteração do curso das correntes aumentando o assoreamento dos reservatórios; e, a possibilidade de

introdução de doenças ou peixes no ambiente, prejudicando a população natural (SCHMITTOU, 1997;

HUGUENIN & ANSUINI, 1978; GEFFEN, 1979; CASTAGNOLLI & TORRIERI JR, 1980; FAO,

1984,1992; BEVERIDGE, 1987; MEROLA & SOUZA, 1988; MASSER, 1992; McGINTY, 1991;

BORGHETTI & CANZI, 1993; BAO-TONG, 1994; BOZANO & FERRAZ DE LIMA, 1994).

A criação de peixes em regime intensivo é baseada em elevadas densidades de estocagem e na

utilização de rações de alta qualidade. Nestes sistemas os peixes são totalmente dependentes do

alimento externo e, portanto, é indispensável que este alimento contenha todos os nutrientes

necessários para um crescimento adequado. Os resíduos deste tipo de criação (alimentos não

consumidos e material fecal) aumentam o teor de nutrientes no sistema, principalmente nitrogênio e

fósforo, enriquecendo o ambiente. Esses dois nutrientes inorgânicos, associados à luz solar, são

considerados fatores fundamentais para o crescimento, abundância e produtividade do fitoplâncton em

ecossistemas aquáticos (HENRY, 1990; 1993; DOWNING et al., 1992; TAYLOR et al., 1992;

BAYNE et al., 1992). Este enriquecimento é benéfico até o ponto em que promove aumento na

população de peixes do ambiente natural. Entretanto, o super-enriquecimento do ambiente torna-se

poluição, uma vez que favorece a proliferação de algas e o acúmulo de lodo anaeróbio, o que diminui a

disponibilidade de oxigênio no meio (BEVERIDGE, 1984; SCHMITTOU, 1997). Esse problema pode

ser minimizado através de um adequado dimensionamento da produção, no qual são estipulados limites

máximos de fornecimento de ração por dia.

A criação intensiva de peixes em tanques-rede tem crescido em países como China, Indonésia e

Brasil. Assim, tende a tornar-se o mais importante sistema de cultivo de peixes em países com práticas

em aquicultura, devido às vantagens que apresenta sobre os sistemas convencionais de cultivo. No

Brasil, houve recentemente um estímulo do Governo Federal para a implantação de projetos aquícolas

em 1% da área dos corpos d’água de domínio da União (ZANIBONI et al, 2005).

2.3 QUALIDADE DA ÁGUA NA PISCICULTURA

A qualidade da água no cultivo é essencial em uma piscicultura e representa não só a condição

para sobrevivência como também um meio para o desenvolvimento de alimento natural para os peixes.

Se a criação for conduzida em tanques escavados, sistemas de alto fluxo ou em tanques-rede deve-se

considerar a qualidade da água como forma de otimizar os índices de produtividade (LAZZARI, 2008).

22

De acordo com Pádua (2000), a água de abastecimento de um sistema de criação pode ser

superficial (rios, lagos naturais, açudes e córregos, antigos viveiros ou reservatórios) ou subterrânea

(provenientes de nascentes e poços, originárias de lençóis freáticos), existindo, ainda, sistemas cujos

viveiros são construídos na área da nascente, com água jorrando dentro do viveiro. Em geral, a

qualidade da água da piscicultura será influenciada pelas características da água de abastecimento,

como: produtividade primária, concentração de material orgânico, elementos químicos e presença de

microrganismos, em especial coliformes, além de uma relação com a constituição do solo de origem

e/ou percurso percorrido pela água. No entanto, apesar de refletir diretamente na qualidade da água do

viveiro, pouca importância tem sido atribuída a essa entrada de água (SIPAÚBA-TAVARES et al.,

2006).

Um dos aspectos mais importantes e complexos da piscicultura envolve a manutenção da

qualidade da água em condições adequadas para criação, exigindo manejo efetivo e assegurando

sustentabilidade. A qualidade da água nos sistemas de criação de peixes está relacionada com a água de

origem, manejo (calagem, adubação e limpeza), espécies cultivadas e quantidade e composição do

alimento fornecido. A água que entra nos viveiros tem suas características químicas que podem ser

mantidas ou modificadas, sendo frequentemente influenciadas, dentro do sistema, pelo aporte de

matéria orgânica e nutriente (BOYD, 1986; THONTON et al., 1990; MERCANTE et al., 2004, 2007).

Os fatores que influenciam a qualidade da água são: temperatura; oxigênio dissolvido; gás

carbônico; pH; alcalinidade e dureza total; amônia; nitrito; gás sulfídrico; relação entre a quantidade de

ração e a concentração de fitoplâncton; nutrição dos peixes, incluindo a relação entre proteína,

aminoácidos e energia; os métodos de arraçoamento; e a capacidade de troca d’água entre o tanques-

redes e o reservatório (ROTTA e QUEIROZ, 2003).

Para um perfeito entendimento da estrutura e dinâmica de um ecossistema aquático é necessário

um estudo de parâmetros limnológicos, através de avaliações das características bióticas e abióticas dos

sistemas, para posteriores aplicações práticas (HENRY et al., 1978).

A temperatura da água varia menos que a temperatura do ar atmosférico, pois possui maior

capacidade térmica. A utilização de um termômetro é a primeira e uma das principais ferramentas para

o piscicultor. Em tanques de cultivo deve-se ter noção de como acontece à estratificação térmica,

fenômeno que ocorre devido a diferenças de densidade entre as camadas de água do tanque ou viveiro.

Isto pode interferir na produtividade de alimento natural, que afeta diretamente alguns sistemas de

produção, como o policultivo de carpas (BARCELLOS, 2006).

A turbidez é um parâmetro físico que caracteriza quantidade de materiais em suspensão na

água, que pode ser elementos do solo (turbidez argilosa) ou excesso de algas (turbidez planctônica).

23

Quanto mais turva a água, haverá menos penetração de luz solar, que interfere no processo de

fotossíntese, principal fonte de produção de oxigênio em tanques de cultivo (MOREIRA; VARGAS,

2001). Para os peixes, o excesso de turbidez pode causar mortalidade por falta de oxigênio ou dificultar

a respiração dos peixes, pois as partículas de argila em suspensão podem se aderir às brânquias.

De maneira geral, o aumento de produtividade pode ser alcançado com o aumento da taxa de

estocagem de organismos, de energia e nutrientes exógenos, diminuindo a dependência de nutrientes e

energia endógenos ao sistema. Com a intensificação dos sistemas de criação, há uma tendência para

utilização de menores áreas cultivadas e maior dependência do uso de rações, além da maior

necessidade de renovação e aeração da água para manutenção de sua qualidade em níveis aceitáveis

para criação dos organismos aquáticos (KUBITZA, 2000). Desta maneira, a elevada densidade de

peixes favorece a dependência de óleo e farinha de peixe (principais componentes das rações,

particularmente as de peixes carnívoros), aumentando a susceptibilidade dos animais a doenças e uso

de antibióticos e terapêuticos (BOYD, 1982; KUBITZA, 2000).

Efluentes de viveiros de peixes apresentam altas concentrações de nutrientes sólidos e solúveis,

derivados de produtos metabólicos da decomposição da matéria orgânica e lixiviação, dissolvidos na

água ou acumulados sobre o sedimento (SHILO e SARIG, 1989; YOO et al., 1995). A concentração do

nitrogênio na forma de nitrato, importante também sob o ponto de vista de saúde pública e animal, é

baixa nas águas superficiais, podendo atingir valores elevados em águas profundas (GREENBERG et

al., 1992). Concentrações elevadas de nitrato podem ser observadas em mananciais superficiais como

resultado dos processos de mineralização e nitrificação, envolvendo outras formas de nitrogênio

presentes nestas águas (HOODA et al., 2000), onde o nitrogênio pode ser transportado pela água de

escoamento superficial de chuvas, provocando eutrofização dos ecossistemas aquáticos receptores.

Além disso, como os viveiros são corpos d’água de pequena profundidade, o fluxo contínuo de água,

ação do vento e precipitação promovem circulação da água, transformando os viveiros em ecossistemas

dinâmicos (SIPAÚBA-TAVARES et al., 1994).

A amônia é o principal resíduo nitrogenado excretado pelos peixes, resultante do metabolismo

protéico, e contribui para o aumento da decomposição microbiana de resíduos orgânicos (restos de

alimentos, fezes e adubos orgânicos). No interior do viveiro a amônia é produzida pela conversão

biológica do nitrogênio orgânico, sendo que a maioria das formas de nitrogênio disponível é protéica e

é convertida para moléculas de amônia ou íons amônio, dependendo do pH. Em habitats aeróbicos, a

nitrificação converte amônia para nitrato, que é reduzido por desnitrificação, onde o nitrogênio é

volatilizado pelo processo microbiano, no qual o nitrato é convertido a gás e liberado para o ambiente.

As condições de baixo oxigênio dissolvido, favorecem o acúmulo de nitrito na água. Desta maneira, a

24

fertilização, sob condições controladas, é um procedimento importante na piscicultura, permitindo

aumento do potencial produtivo. Entretanto, pode acarretar desequilíbrio ecológico e proliferação

intensa de algas em condições de excesso de nutrientes, associados à alta temperatura e luminosidade,

podendo durar longos períodos e ocasionar mortalidade de peixes devido à diminuição de oxigênio no

hipolímnio (LATONA, 2002).

Como a piscicultura pode produzir efluente eutrofizado, de maneira geral, esse é bastante

semelhante ao doméstico, com elevada demanda bioquímica de oxigênio, grande concentração de

sólidos em suspensão e compostos nitrogenados e fosfatados. Esta similaridade permite analogia dos

impactos provocados pelos diferentes sistemas que contribuem para eutrofização dos corpos aquáticos

(ZANIBONI-FILHO 1997; AVNIMELECH, 1999).

Desta maneira, a concentração de nutrientes nos efluentes de piscicultura pode provocar

inúmeras alterações físicas e químicas no corpo d’água receptor, entre elas, variações acentuadas no

pH, responsáveis por grande mortalidade de peixes devido ao desequilíbrio ambiental (BEVERIDGE et

al., 1991; TALBOT e HOLE, 1994).

Diversos estudos têm demonstrado que o processo de eutrofização influencia na estrutura e

dinâmica das comunidades planctônicas, sendo utilizado para avaliação do estado trófico do

ecossistema aquático (KARABIN et al., 1997; PINTO-COELHO, 1998). De acordo com MARGALEF

(1983). Os organismos planctônicos funcionam como sensores refinados das variáveis ambientais e

refletem, melhor que qualquer artefato tecnológico, a intensidade dessas variáveis no decorrer do

tempo.

Geralmente, ocorre a utilização máxima da capacidade de suporte em viveiros e tanques de

criação de peixes, sistemas que variam de mesotróficos a eutróficos, onde qualquer alteração, por

menor que seja, pode acarretar condições adversas no meio (SIPAÚBA-TAVARES et al., 2002;

SIPAÚBA-TAVARES e BRAGA, 2007). Dependendo do grau de eutrofização dos viveiros de

piscicultura, que são ambientes dinâmicos, diferentes espécies planctônicas, bem adaptadas às

alterações constantes destes sistemas e com ciclo reprodutivo curto, podem aparecer em elevada

abundância (PAERL e TUCKER, 1995).

Os ecossistemas aquícolas são caracterizados por variáveis físicas, químicas e biológicas que

interagem individual ou coletivamente, influenciando no desempenho da produção. O conhecimento

dessas variáveis é de fundamental importância para a realização de um manejo eficiente, pois desta

maneira proporcionam um ambiente adequado aos animais cultivados. Então, a presença do

zooplâncton e de outros elos da cadeia alimentar proporciona um incremento no crescimento da espécie

alvo. Por outro lado, o fitoplâncton (microalgas) se encarrega de remover os compostos nitrogenados e

25

fosfatados, além de aumentar a concentração de oxigênio, essencial aos organismos. Nutricionalmente,

as microalgas são fontes de proteínas, lipídios, carboidratos e vitaminas, apresentando também

elementos traços que são importantes para o aproveitamento nutricional por parte do zooplâncton e

outras comunidades, como por exemplo, peixes e camarões (BARBIERI & OSTRENSKY, 2002).

Sistemas de cultivo de peixes acarretam modificações nas condições ambientais, seja pela

alteração da flora, fauna e sedimento. A qualidade da água é determinada por fatores alóctones como

temperatura do ar, radiação solar, velocidade do vento, fluxo de água e pelos autóctones como taxas

biológicas e processos químicos que determinam as condições de cultivo. Outro fator que interfere

diretamente na qualidade da água é a fertilização, que pode ser química ou orgânica. A fertilização tem

por objetivo aumentar a concentração de nutrientes e a abundância do plâncton (AVAULT, 2003).

O manejo ecológico em viveiros e tanques de criação de peixes tem grande efeito na produção

final em relação à quantidade e qualidade do produto. A qualidade da água reflete positivamente na

biomassa vivente e o inverso poderá acarretar danos à criação como, por exemplo, o aparecimento de

doenças ou mesmo à morte dos peixes (SIPAÚBA-TAVARES et al., 2003).

Em tanques e viveiros de piscicultura costuma-se fertilizar a água com compostos nitrogenados

e fosfatados para promover o crescimento do plâncton que constitui a importante fonte de alimentação

de alevinos (VINATEA-ARANA,1997; KUBTIZA, 2003, ARANA, 2004). A manutenção de um

fitoplâncton equilibrado e saudável contribui para a oxigenação do viveiro, para remoção do excesso de

gás carbônico, redução de compostos tóxicos como o nitrito, o metano e o gás sulfídrico. O uso

inadequado desses fertilizantes acelera a degradação da qualidade da água, acarretando como

consequências, a redução de oxigênio dissolvido, da transparência da água e da biodiversidade

aquática, perda da qualidade cênica, morte extensiva de peixes e aumento da incidência de florações de

microalgas e cianobactérias (HULOT et al., 2000; PAERL et al., 2003; IRIGOYEN et al., 2004,

ROLLAND, 2005).

Apesar do cultivo de peixe estar totalmente dependente da utilização de água isenta de

poluentes, de acordo com Bastian (1991), a piscicultura é uma atividade causadora de potencial

degradação ambiental. A combinação entre elevadas densidades de estocagem de peixes e altas taxas

de alimentação deterioram a qualidade da água dos viveiros de cultivo, produzindo um ambiente rico

em nutrientes e sólidos suspensos, compostos principalmente por fitoplâncton, restos de ração e matéria

fecal, aumentando assim a demanda química de oxigênio (DQO) (GHATE et al., 1997).

26

2.4 PRINCIPAIS PROBLEMAS AMBIENTAIS NA PISCICULTURA

O manejo alimentar inadequado pode provocar uma série de alterações na qualidade da água e

no equilíbrio ecológico dos reservatórios e também na área de influência do cultivo. Podem ocorrer

alterações como: o aumento da biomassa de outras espécies de peixes ao redor dos tanques; o aumento

de nutrientes na água; o aumento da demanda bioquímica de oxigênio; o aumento da concentração de

sólidos suspensos; a redução do nível de oxigênio dissolvido; a redução do potencial de oxirredução do

sedimento do fundo em decorrência do acúmulo de ração depositada nesses ambientes; a diminuição da

biodiversidade e prejuízo ao aquicultor pelo desperdício de ração (ROTTA e QUEIROZ, 2003).

O pH é um parâmetro que influencia quase todas as reações químicas que ocorrem na água e no

interior dos seres vivos. Valores de pH abaixo de 4,0 são letais aos peixes, entre 4,0 e 6,5 aumentam

seu estado de estresse, estando a faixa ideal entre 6,5 e 9,0 (OSTRENSKY e BOEGER, 1998).

A transparência ou turbidez da água é uma medida da intensidade de penetração dos raios

solares na coluna d’água. A transparência pode ser alterada pela presença de plâncton e/ou material em

suspensão, que impedem a penetração de luz solar (FURTADO,1995). A turbidez alta reduz o processo

da fotossíntese pela vegetação enraizada submersa e pelas algas, podendo comprometer a produtividade

dos peixes (IGAM, 2008). A concentração de fósforo total determina o estado trófico da água. A

Resolução CONAMA 357/2005 estabelece o valor máximo de fósforo total para corpos d’água da

classe 2 em 30 mg/L (BRASIL, 2009).

Figura 2: Utilização do disco de secchi para medição da transparência

Fonte: http://www.ufrrj.br/institutos/it/de/acidentes/secc.htm.

27

O nitrogênio total é a soma do nitrogênio amoniacal e nitrogênio orgânico, sendo que altas

descargas deste nutriente provoca o florescimento intenso de algas, predispondo o sistema à

eutrofização (CETESB, 2009).

A concentração de clorofila a é um parâmetro hidrobiológico, amplamente utilizado como

indicador da biomassa fitoplanctônica (SOUZA et al. 2004).

Alguns problemas são rotineiros na produção de peixes em tanques-rede, como o deslocamento

de plantas aquáticas (baceiros e camalotes). Com as alterações do nível da água e/ou a ocorrência de

ventos, ocorre o desprendimento de plantas aquáticas das margens, que são carreadas rio abaixo e

podem se prender “nas amarrações” dos tanques-rede, deslocando a estrutura do cerco de segurança e

dos próprios tanques (NASCIMENTO e OLIVEIRA, 2010).

Outro problema é a colmatação que naturalmente ocorre a fixação de algas nas telas do tanque,

que tem que ser removidas constantemente, para não comprometer a renovação da água dos tanques.

Quanto aos peixes invasores a observação diária deve levar em conta a presença de peixes estranhos

nos tanques, os quais devem ser retirados. Os predadores na fase inicial do cultivo algumas partes do

corpo dos peixes podem transpassar a malha no fundo do tanque, atraindo piranhas. Isso pode ser

evitado adaptando-se um fundo falso, até que atinjam um tamanho maior (NASCIMENTO e

OLIVEIRA, 2010).

Os maiores impactos causados pela piscicultura em tanques-rede estão relacionados ao aumento

das concentrações de fósforo, nitrogênio e matéria orgânica, tanto na água quanto no sedimento (GUO

& LI, 2003). Segundo Folke & Kautsky (1992), 13% do nitrogênio e 66% do fósforo aportado via

ração sofrem sedimentação, 25% do nitrogênio e 23% do fósforo são convertidos em massa (carne) e

62% de nitrogênio e 11% de fósforo ficam dissolvidos na água. Dentre os nutrientes, sabe-se que o

fosfato é o mais importante para a eutrofização artificial em águas doces (ESTEVES, 1998).

O efeito da qualidade do efluente sobre o corpo receptor está ligado principalmente a

quantidade de sólidos suspensos na água, quantidade de nutrientes dissolvidos e a redução nas

concentrações de oxigênio dissolvido. O enriquecimento orgânico afeta diretamente as taxas de

consumo de oxigênio e quando a demanda de oxigênio é maior que a disponível, o sistema pode se

tornar anóxico, principalmente na interface água-sedimento, embora, muitas vezes, ocorra déficit de

oxigênio dissolvido na coluna d’água, principalmente no período noturno. O enriquecimento de amônia

na água, sob baixas concentrações de oxigênio dissolvido, pH e temperatura elevada, propiciam a

mortandade de peixes, implicando em perdas econômicas (BOYD, 1982).

28

2.5 IMPORTÂNCIA DA QUALIDADE DA ÁGUA NA PRODUÇÃO DE ORGANISMOS

AQUÁTICOS

O termo água refere-se ao elemento natural desprovido de qualquer utilização, já o termo

recurso hídrico à utilização da água como bem econômico. Os recursos hídricos são destinados ao

abastecimento do consumo humano às atividades produtivas, sendo captados a partir de rios, lagos,

represas e aquíferos subterrâneos. Estas águas são encontradas em domínio terrestre, nos continentes e

ilhas, formando a hidrosfera, sendo que 97,5 % desta camada é formada por água salgada e 2,5 % água

doce, sendo rios e lagos responsáveis por somente 0,3% deste último percentual (REBOLÇAS, 2002).

O uso indiscriminado da água associado à deterioração de sua qualidade intensifica a escassez

(KIVAISI, 2001). Assim, há necessidade de maior cuidado com a utilização de água proveniente de

sistemas de criação de organismos aquáticos, não só melhorando o manejo empregado mas também

adotando sistemas que auxiliem na melhoria da qualidade da água (SIPAÚBA-TAVARES et al., 2002).

A análise de parâmetros físicos e químicos da água constitui importante ferramenta para

monitorar a qualidade hídrica do sistema (MATSUZAKI et al., 2004).

Dentre os parâmetros mais estudados destacam-se: temperatura, oxigênio dissolvido, pH,

condutividade elétrica, alcalinidade, dureza, DBO e sólidos em suspensão. A temperatura, importante

variável para a vida aquática e metabolismo do sistema, interfere diretamente na solubilidade dos gases

(BRANCO, 1986) bem como, no crescimento e desenvolvimento animal e vegetal, devido à influência

sobre as reações químicas (ANGELOCCI & VILLA NOVA, 1995).

Esta variável está intimamente relacionada com as condições climáticas locais, dentre os quais a

mais importante para tanques rasos é a quantidade de radiação solar incidente (SIPAÚBA- TAVARES

et al., 2008). Em relação ao pH, valores entre 6,5 e 8,5 são adequados para criação de peixes

(KUBITZA, 1999), sendo que em pH mais alcalino ocorre maior transformação do íon amônio (NH4)

em amônia livre e gasosa (NH3), tóxica aos peixes (PEREIRA & MERCANTE, 2005).

Elemento vital para sobrevivência de diversas formas de vida, o oxigênio pode ser fator

limitante na produtividade dos sistemas de cultivo de peixes, deste modo altos níveis de oxigênio

dissolvido são favoráveis à piscicultura, sendo que concentrações abaixo de 4,0 mg.L-1

geralmente

causam estresse aos peixes, reduzindo o consumo de alimento e resistência a doenças, levando a uma

redução da qualidade da carne do pescado (MASSER et al., 1993).

O sistema de fluxo contínuo tem por finalidade reduzir os teores das formas nitrogenadas e

fosfatadas da água, por diluição e carreamento. Este processo causa ligeira agitação na coluna de água,

favorecendo o processo de nitrificação, diminuindo assim, a concentração de nitrito e aumentando a de

29

amônia e nitrato, que é assimilado por macrófitas e algas (SIPAÚBA-TAVARES et al., 2008), sendo

assim, modificada a estrutura das comunidades e os processos internos do sistema (PEREIRA et al.,

2004). Porém, poucos estudos têm enfatizado os efeitos adversos do sistema de fluxo contínuo, uma

vez que a água de um tanque entra em outro rica em nutrientes, matéria orgânica e sólidos em

suspensão, podendo causar problemas de eutrofização e sedimentação devido ao efeito acumulativo

(BOYD & QUEIROZ, 2001).

A adoção de boas práticas de manejo e o controle adequado da qualidade da água são medidas

essenciais para manutenção das condições favoráveis do ambiente de cultivo, uma vez que as variações

podem desencadear efeitos deletérios na saúde dos animais cultivados (BOYD, 2002).

2.6 EUTROFIZAÇÃO

O processo de eutrofização (eu = bem; trophos = nutrientes) é o aumento da concentração de

nutrientes responsável pelo aumento das populações (ESTEVES,1988).

A disponibilidade de nutrientes nos ecossistemas aquáticos é um dos fatores que atua

diretamente sobre a dinâmica do fitoplâncton. O fósforo e nitrogênio são tidos como os principais

nutrientes limitantes do crescimento algal nos ecossistemas continentais, sendo, portanto, os principais

desencadeadores do processo da eutrofização. Nos sistemas de produção intensiva de peixes, o

processo de eutrofização é acelerado pelos resíduos fecais, as sobras de rações e a excreção de amônia

através das brânquias e urina dos peixes (ONO e KUBITZA, 2003; FERRAGUT, 2004; HONDA et al.,

2006).

Figura 3: Processo de eutrofização em lagos (normal e eutrofizado).

Fonte: www.agencia.cnptia.embrapa.br

30

Em ambientes eutrofizados é comum o surgimento de florações de cianobactérias

potencialmente tóxicas. As toxinas, produzidas pelas mesmas, podem provocar alterações no sabor e

odor da água e causar toxicidade na biota aquática, podendo levar animais à morte por insuficiência

hepática e o desenvolvimento de tumores cancerígenos; podem, ainda, se acumular nos tecidos dos

peixes destinados ao consumo humano. Além disso, os efeitos, a longo prazo, de cianotoxinas em seres

humanos ainda não foram confirmados (MATTHIENSEN et al., 1999; HONDA et al., 2006).

Com relação aos peixes cultivados, as florações de cianobactérias elevam a concentração de

amônia e reduzem o oxigênio dissolvido do ambiente, o que pode provocar sangramento e lesões na

pele e brânquias. Pode ainda ocorrer o entupimento das brânquias pelo acúmulo de células algáceas,

levando a perda de peso e até morte dos animais (SANT’ANNA et al., 2006).

Para Matsuzaki (2004), com o crescente número de viveiros de peixes e a falta de controle

desses ambientes, cresce a preocupação acerca da qualidade da água e dos alimentos provenientes da

atividade de piscicultura.

Desta forma, acompanhar as variações na estrutura da comunidade planctônica ao longo de um

ciclo sazonal é de grande importância quando se pretende entender o funcionamento do ecossistema,

tanto para o monitoramento, quanto para a recuperação de ambientes (TUCCI, 2002).

Segundo Matos et al. (2000), os principais impactos ambientais causados por aqüicultura

(englobando piscicultura), são os conflitos com o uso dos corpos d'água, a sedimentação e obstrução

dos fluxos d'água, a hipernutrição e eutrofização, a descarga dos efluentes.

O processo de eutrofização é utilizado, na limnologia, para indicar o fenômeno de

transformação de lagos para uma maior produtividade biológica, sendo um fenômeno associado ao

aumento excessivo da produção de biomassa de produtores primários, geralmente causada pela elevada

concentração de nutrientes (HUTCHINSON, 1957). Tal fenômeno pode ser natural ou artificial, sendo

um processo lento e contínuo, resultante do aporte de nutrientes trazidos pelas chuvas e águas

superficiais que desgastam e lavam a superfície terrestre. Em condição natural, sem que haja

interferência das atividades humanas, lagos profundos e com baixa produtividade biológica sofrem

processo de transformação, tornando-se rasos, com alta produtividade biológica e enriquecidos por

nutrientes. No entanto, a velocidade de desenvolvimento do processo de eutrofização natural é bastante

lenta, ocorrendo em função do tempo (WETZEL, 1983; MARGALEF, 1983; SCHIEWER, 1998).

Em tanques de criação de peixes, a proliferação excessiva do fitoplâncton pode causar

diminuição de oxigênio no período noturno e supersaturação durante o dia, além do aparecimento de

produtos do metabolismo secundário de cianobactérias, que causam sabor desagradável no pescado

(MITCHELL, 1996; PERSCHBACHER et al., 1996; DATTA e JANA, 1998).

31

Desta maneira, a produtividade em uma atividade como a piscicultura depende

fundamentalmente da qualidade da água, indicada por variáveis físicas, químicas e biológicas (BOYD e

TUCKER, 1998; MACEDO e SIPAÚBA-TAVARES, 2005). É preciso considerar, também, os

impactos que o empreendimento pode causar em seu entorno, devido às condições do efluente gerado

pela atividade.

Henry-Silva e Camargo (2006) relatam que o lançamento de efluentes da atividade de

piscicultura, ricos em fósforo e nitrogênio, provocam a eutrofização do corpo receptor, além de reduzir

e alterar a biodiversidade. Para diminuir o impacto ambiental, o emprego de dietas balanceadas, manejo

adequado e o tratamento dos efluentes são recomendados, sendo indispensáveis para manter a

rentabilidade, legalidade e sustentabilidade da atividade.

Os níveis elevados de fósforo e nitrogênio no corpo hídrico estimulam o crescimento do

fitoplâncton, agindo como fertilizantes, promovendo aumento da produção, o que resulta no aumento

do consumo de oxigênio, principalmente no período noturno (ELER e MILLANI, 2007); também

favorecem a proliferação de organismos vegetais, como as algas e plantas aquáticas.

Águas eutrofizadas são adequadas para o desenvolvimento de cianobactérias, conhecidas como

“algas azuis”, liberam toxinas e são prejudiciais à saúde. Produzem metabólitos como a geosmina e o

2-metil-isoborneol, que são responsáveis pelo “off-flavor”, sabor ou odor de terra ou mofo na carne do

peixe (MALASSEM et al. 2008).

A eutrofização natural é resultante do aporte de nutrientes carreados pelas chuvas e águas

superficiais. Por demandar longo prazo para se manifestar corresponde ao que poderia ser chamado de

“envelhecimento natural”. Já a eutrofização artificial ocorre por meio de ação antrópica, podendo ser de

várias origens, como esgotos domésticos, industriais e/ou de atividades agrícolas, entre outras, sendo

este processo responsável pelo “envelhecimento precoce” de ambientes lacustres. Esta é capaz de

quebrar o equilíbrio entre a produção e a decomposição de matéria orgânica no ambiente aquático, o

qual é conhecido como homeostasia, passando a produzir além de sua capacidade de consumo,

desencadeando profundas mudanças no metabolismo do ecossistema (ESTEVES, 1998).

O processo de eutrofização artificial influencia diretamente na dinâmica do ecossistema, uma

vez que rompe o equilíbrio primordial para o bom funcionamento ecológico do meio e pode agravar-se

ao ponto de tornar a água inaproveitável para algumas atividades. Contudo, os impactos antrópicos

imediatos podem ser mitigados com a adoção de medidas de tratamento dos efluentes, o que se faz

indispensável já que o estágio final do processo em questão é praticamente irreversível. Ela é

considerada uma das principais problemáticas responsáveis pela “crise mundial de água doce”, pois,

pode levar a um desequilíbrio, quando os processos naturais de autodepuração da água não conseguem

32

suprir o aporte de nutrientes e de matéria orgânica, promovendo assim uma alta poluição. Assim, a

decomposição destes detritos por oxidação mediada por microrganismos, compromete a qualidade da

água, ou ainda ocasiona a mortandade dos peixes e outros organismos comprometendo a utilização

ampla desses recursos hídricos (ESTEVES, 1998).

Além disso, durante o processo de criação de peixes ocorre o acúmulo de resíduos orgânicos

nos tanques e nos viveiros por adição de fertilizantes, excretas dos peixes e restos de ração não

consumidos. A decomposição deste material é realizada, principalmente, por ação microbiológica,

resultando no acúmulo de metabólitos tóxicos aos organismos aquáticos (amônia, nitrito e gás

carbônico) (HUSSAR et al., 2004 e 2005).

Ambientes eutrofizados são adequados para o desenvolvimento das cianobactérias, muitas das

quais liberam cianotoxinas, com diferentes propriedades toxicológicas (ROCHA 1996; SANT’ANNA

et al. 2006) e que produzem metabólitos (geosmina e 2-metil isorboneol-2-MIB) identificados como

causadores da maioria das incidências de “off-flavor” na carne dos peixes (MILLIE et al. 1995;

MACEDO-VIÉGAS & SOUZA 2004), prejudicando seu consumo. Portanto, o processo acentuado de

eutrofização pode inviabilizar o próprio empreendimento e provoca uma reação em cadeia de causas e

efeitos, cuja característica principal é a quebra da estabilidade do sistema (ESTEVES & SANT'ANNA

2006).

Os estudos sobre eutrofização em geral são desenvolvidos sob três aspectos. O primeiro enfatiza

a limitação do crescimento algal por nutrientes e está baseado nas seguintes premissas: um único

nutriente deve ser o fator limitante para o crescimento algal num dado corpo d’água; o crescimento

algal deve ser proporcional ao suprimento deste nutriente e; o controle do crescimento algal e da

eutrofização de um corpo d’água deve envolver restrições de entrada deste nutriente limitante para o

sistema (SMITH, 1998).

2.7 ALGAS TÓXICAS

O fitoplâncton é o primeiro elo com o ambiente abiótico, sendo a principal porta de entrada da

matéria e energia na cadeia trófica, através da produção primária, constituindo-se em componente

ecológico de potencial importância na caracterização e mesmo na definição da fisiologia ambiental dos

sistemas aquáticos. Dado o curto tempo de geração de seus componentes, funciona como refinado

sensor das mudanças ambientais, sendo eficiente ferramenta na avaliação de alterações antrópicas ou

naturais destes ambientes (MARGALEF, 1983).

33

As cianobactérias são um grupo de micro-organismos considerados bactérias altamente

desenvolvidas e/ou plantas muito simples, compreendendo uma linhagem muito específica na evolução

biológica. Pertencem ao reino Bacteria e subreino Eubactéria, e têm papel muito importante entre os

microrganismos presentes na água, principalmente como produtores primários de matéria orgânica

(WETZEL, 1983) e como fixadores de nitrogênio (WETZEL, 1983; NEWTON & BURGESS,1983).

Porém, quando em crescimento excessivo, prejudicam todo o sistema, chegando em certos casos a

tomar características tóxicas, dependendo da linhagem da cianobactéria em questão (COOD & BELL,

1985; CARMICHAEL et al., 1986). Estas são organismos procariotos fotossintetizantes, que devido a

uma longa história evolutiva, datada do pré-cambriano, foram capazes de colonizar todos os

ecossistemas do planeta (FARQUAHR et al., 2000). Estes organismos propiciam uma extraordinária e

ampla faixa de contribuição para a vida dos humanos, apresentando inclusive importância econômica

(MANN & CARR, 1992). Além de produção primária de matéria orgânica e da fixação biológica de

nitrogênio por algumas espécies, o uso de cianobactérias na produção de alimentos com valores

nutricionais elevados e de produtos farmacológicos, assim como a conversão de energia solar e sua

participação no sequestro de carbono evidenciam potencial futuro promissor (SKULBERG, 1995;

KREITLOW et al., 1999). Mas apesar das propriedades benéficas das cianobactérias serem de

considerável significância, elas também apresentam características detrimentais de igual importância e

pelas quais foram mais conhecidas.

De acordo com SANT’ANNA e AZEVEDO (2000), Microcystis sp e Cylindrospermopsis sp

são as cianobactérias mais comuns em ambientes eutrofizados e estão entre os principais gêneros

produtores de toxinas no Brasil, cujas florações são tóxicas em mais de 60% dos casos. Aphanocapsa e

Merismopedia também são gêneros frequentes em ambientes eutrofizados, como ilustra na figura 4.

Microcystis sp Cylindrospermopsis sp

Fonte: www.msu.edu Fonte: http://cfb.unh.edu/

34

Aphanocapsa sp Merismopedia sp

Fonte: http://cfb.unh.edu/ Fonte: http://cfb.unh.edu/

Figura 4: Cianobactérias mais comuns em ambientes eutrofizados.

A floração é um fenômeno prejudicial ao ecossistema aquático, pois compromete a qualidade da

água (fator limitante para o desenvolvimento da piscicultura), provocando variações extremas no

oxigênio dissolvido e no pH. (BEYRUTH et al., 1998; TUCCI e SANT’ANNA, 2003; SANT’ANNA

et al., 2006).

A ocorrência de florações de algas tóxicas tem aumentado nos últimos anos em frequência, em

intensidade e em distribuição geográfica. Esses organismos causam alterações nos ecossistemas que

levam a severas perdas, principalmente, na qualidade da água, na atividade pesqueira, no turismo e na

aqüicultura (ROSA et al, 2005). Além disso, a ingestão de animais aquáticos que tenham se alimentado

de cianobactérias tóxicas pode afetar a saúde humana. Entre os principais tipos de intoxicações

provocados por estes microorganismos, incluem-se distúrbios hepáticos, neurológicos, gastrointestinais

e reações alérgicas.

A dominância das cianobactérias em relação aos demais grupos é decorrente de suas estratégias

adaptativas, que tornam possível seu intenso desenvolvimento em condições eutróficas, como, por

exemplo: habilidade de armazenar fósforo dentro das células, tornando-se capazes de realizar divisão

celular quando este elemento se torna limitante; capacidade de fixar nitrogênio atmosférico; habilidade

de migrar na coluna d’água, devido à presença de aerótopos (vesículas de gás) nas células, que lhes

permitem se posicionar na zona eufótica de forma a aproveitar com maior eficácia a luz e os nutrientes

disponíveis (SANT’ANNA et al., 2006).

Diversos estudos têm demonstrado preocupação com as toxinas dos gêneros como Microcystis,

Aphanizomenon, Anabaena e Oscillatoria (PLOEG e BOYD, 1991; PERSCHBACHER et al., 1996;

DATTA e JANA, 1998; HONDA et al. 2006). No Brasil, estudos têm mostrado cada vez mais o

potencial tóxico de muitas espécies (AZEVEDO et al. 1994; GIANI, 1994; TALAMONI e OKANO,

35

1997). O abundante crescimento de cianobactérias em reservatórios de água cria vários problemas no

suprimento de água, por apresentarem florações com a produção de toxinas e consequentemente

aumento na incidência de intoxicações em humanos e em outros animais e, além de tornar ambientes

impróprios para a pesca e recreação (CARMICHAEL,1992; CARMICHAEL & FALCONER, 1993).

As florações de cianobactérias são o resultado do crescimento exagerado destes organismos em

quantidades superiores a 103

células por mL, causando impacto negativo na qualidade da água

(CARMICHAEL & FALCONER 1993).

As toxinas de cianobactérias (cianotoxinas) são produtos naturais tóxicos produzidos por várias

espécies formadoras de florações. Cerca de 40 espécies de cianobactérias produzem diversas toxinas,

incluindo as neurotoxinas, (anatoxinas e saxitoxinas), hepatotoxinas, (microcistinas e nodularinas),

cilindrospermopisinas e lipopolissacarídeos (CARMICHAEL & FALCONER 1993; CARMICHAEL

et al., 1997).

Cianotoxinas causam inconvenientes sanitários como alterações no cheiro, na cor e no sabor das

águas, além de produzir toxidez. Quando ingeridas através da água ou do consumo do pescado, afetam

a saúde humana e são responsáveis pelo envenenamento de animais aquáticos, domésticos e selvagens

(CARMICHAEL, 2001).

Uma das toxinas mais comuns produzidas por cianobactérias são as microcistinas, as quais são

classificadas como heptapeptídeos cíclicos hepatotóxicos. São extremamente tóxicas para animais e já

foram envolvidas em acidentes de intoxicação em humanos levando-os a morte e também em casos de

envenenamento em animais (JOCHIMSEN et al., 1998, DUY et al., 2000). Essa exposição prolongada

deve ser considerada como um sério risco à saúde uma vez que, as microcistinas, são promotoras de

tumores e o consumo continuado de baixas concentrações podendo levar à maior incidência de câncer

hepático na população exposta. Em consequência, é importante que os efeitos crônicos da exposição

prolongada por ingestão oral dessas toxinas sejam avaliados (AZEVEDO, 2002).

A variação temporal na estrutura e função da comunidade fitoplanctônica é de fundamental

importância para o metabolismo do ecossistema, uma vez que os ambientes aquáticos estão sujeitos a

freqüente reorganização da abundância relativa e composição de espécies do plâncton, como resultado

da interação entre variáveis químicas, físicas e biológicas (CALIJURI et al., 2002). Dentre estas

variáveis destaca-se mistura da coluna de água, luz, temperatura, nutrientes, substâncias tóxicas,

microrganismos heterotróficos, agentes patogênicos, parasitas e herbívoros (REYNOLDS, 1987).

As cianobactérias são organismos capazes de sobreviver em ampla variação ambiental, podendo

produzir toxinas. O modo de ação de cada toxina já foi esclarecido porém, os fatores ambientais que

36

levam à produção ainda são obscuros, devendo-se tomar providências para evitar as florações, para

diminuir o risco de contaminação (CALIJURI et al., 2006).

O monitoramento das condições físicas, químicas e biológicas é ferramenta relevante

juntamente com a identificação das algas, flutuações espaciais e temporais, sendo fundamentais na

identificação das épocas favoráveis aos florescimentos e concentração de toxinas na água (TUNDISI,

2003).

Para entender melhor os fatores responsáveis pela mudança no padrão anual do fitoplâncton é

importante compreender a ligação entre alterações dos parâmetros ambientais e a dinâmica do

fitoplâncton (ARHONDITSIS et al., 2004). Conhecendo como os mecanismos operam nos diferentes

períodos sazonais (seca e chuva), pode-se prever súbitas mudanças na estrutura e função do

ecossistema.

2.7.1 OCORRÊNCIA DE ALGAS TÓXICAS NA ÁGUA DE PISCICULTURAS NO

BRASIL.

A avaliação e o controle da qualidade da água dos viveiros de cultivo são vitais para o sucesso

do empreendimento, visto que podem aumentar a rentabilidade a médio e longo prazo, além de

fornecer subsídios para cultivo em que a saúde dos freqüentadores e consumidores não seja

comprometida (CABIANCA, 2005).

A composição da comunidade fitoplanctônica de um pesque-pague na cidade de São Paulo

analisada ao longo de um ano, mostrou íntima relação destes organismos com as variáveis físico-

químicas da água, com ocorrência de espécies potencialmente tóxicas de cianobactérias, como

Microcystis panniformis, Cylindrospermopsis raciborskii e Anabaena sp (MATSUZAKI et al., 2004).

Eler et al. (2001), estudando pesque-pague da cidade de Descalvado (SP), associaram a morte

de matrinxãs (Brycon amazonicus) e pacus (Piaractus mesopotamicus) com florações de Anabaena

spiroides e Microcystis aeruginosa, possivelmente pelo efeito da toxicidade destas cianobactérias e

obstrução das brânquias. Os autores mencionam ainda que, provavelmente, a eliminação de toxinas na

água ocorreu devido à adição de sulfato de cobre, substância usada para controlar florações,

favorecendo o rompimento das células.

Mercante et al. (2004) realizaram estudos limnológicos em trinta pesque-pagues da região

metropolitana de São Paulo utilizando como ferramenta o índice de estado trófico para obterem

respostas sobre a qualidade da água, encontrando elevados valores de nitrogênio e fósforo, e,

consequentemente, grande eutrofização desses corpos d’água. Nestes mesmos empreendimentos,

37

Cabianca (2005) caracterizou a comunidade zooplanctônica sob aspectos ecológicos e sanitários

analisando interações com a qualidade da água e fitoplâncton. Ainda neste local, Mercante et al. (2005)

fizeram uma pesquisa comparativa da influência do período seco e chuvoso na qualidade da água, não

encontrando diferenças significativas.

A dinâmica de populações de Microcystis sp foi analisada em vinte pesqueiros da região

metropolitana de São Paulo ao longo de dois períodos (seco e chuvoso). Verificou-se maior

representatividade da classe Chlorophyceae em termos de riqueza e densidade, seguida de

Cianobactéria, onde as condições de manejo desses empreendimentos refletiram diretamente na

qualidade da água (Silva, 2005), o mesmo encontrado no trabalho realizado por Sant’Anna et al.

(2006). Gentil (2007) relacionou estas condições à influência antrópica, manejo inadequado, pouca

profundidade dos tanques e mistura da coluna d’água.

As análises e avaliações do desenvolvimento temporal e espacial do fitoplâncton e as vezes

difíceis, devido a gama de fatores ambientais que é necessário considerar às propriedades fisiológicas

de cada espécie. Entretanto, pode-se dizer que alguns fatores são fundamentais para a regulação do

desenvolvimento do fitoplâncton: (1) luz e temperatura, (2) regulação da impulsão, como por exemplo,

os meios utilizados para permanecer na zona fótica, alterando a taxa de sedimentação, (3) fatores

relacionados com os nutrientes e (4) fatores biológicos como a competição pelos recursos disponíveis e

a predação por outros organismos. Cada espécie fitoplanctônica possui uma série de mecanismos de

tolerância e o desenvolvimento populacional é mais rápido quando se verifica a combinação ótima dos

fatores interatuantes. A combinação ótima desses fatores é muito difícil de ser atingida nas condições

naturais. A vantagem competitiva de uma espécie sobre a outra é relativa, podendo modificar-se

quando se alteram as condições físicas e bióticas que condicionam o desenvolvimento (WETZEL

2001).

Além disso, segundo Reynolds (1998) o sucesso das populações fitoplanctônicas depende

também da adequada razão superfície/volume dos organismos e, com base nisto, diversas estratégias

tem sido adotadas evolutivamente pelas algas e cianobactérias. As estratégias de sobrevivência que

correspondem aos mecanismos de otimização da utilização de energia pelas espécies, podem ser

consideradas como o conjunto de características morfológicas, fisiológicas, reprodutivas e

comportamentais similares que evoluíram entre as espécies ou populações permitindo melhores

respostas a uma série de condições ambientais (CALIJURI, 1999).

As classes Chlorophyceae, Cyanophyceae, Euglenophyceae, Bacillariophycea e

Zygnemaphyceae como a Dinophyceae encontram-se entre as principais classes de algas presente em

água doce (NOGUEIRA et.al., 1996). A classe Chlorophyceae é o grupo mais diverso de algas em

38

tanques e viveiros de piscicultura, geralmente correspondendo a quase metade dos gêneros

componentes do fitoplâncton. Os fatores ambientais limitantes para as Chlorophyceae, especialmente

as não móveis, são o clima de luz subaquático, estabilidade da coluna d’água que separa espacialmente

luz e nutrientes, perdas por sedimentação e o autossombreamento das algas (MACEDO, 2004).

A classe Euglenophyceae é composta de algas com ampla distribuição ao redor do mundo,

especialmente em ambientes continentais, e bem adaptadas em águas com elevados teores de matéria

orgânica, nitrogênio e fósforo (ALVES-DA-SILVA, 2004). Os fatos destes organismos poderem se

movimentar é uma vantagem em ambientes túrbidos com relação à luz e permite, ainda, que estas algas

possam utilizar nutrientes presentes em camadas mais profundas, podendo em seguida voltar para a

região eufótica (GIANI et.al., 1999).

As diatomáceas (Bacillariophyceae) são algas celulares ou filamentosas, desprovidas de

flagelos com parede celular formada por duas metades sobrepostas e constituída, principalmente, por

compostos de sílica (ESTEVES, 1998). A especificidade ecológica de muitas espécies de diatomáceas

e a facilidade de agregar componentes das mesmas fazem com que as diatomáceas sejam utilizadas

como indicadores ambientais da qualidade de água (ROUND et al., 1990).

Dentre a comunidade fitoplanctônica, as cianobactérias têm despertado grande interesse não só

pela distribuição cosmopolita de várias espécies (KOMÁREK, 2001) e elevado número de espécies

tóxicas, mas principalmente pelo crescimento maciço (floração) de populações deste grupo em

ambientes eutrofizados (CARPENTER et al., 2001).

Em tanques de piscicultura de água doce algumas espécies de cianobactérias dos gêneros

Anabaena (Bory ex Flahault 1888), Aphanizomenon (Morren ex Bornet & Flahault 1888), Microcystis

(Kutzing ex Lemmermann 1907) e Oscillatoria ( Vaucher ex Gomont 1892) frequentemente formam

florações extensivas e persistentes nestes ambientes (PEARL & TUCKER 1995). Esses autores citam

ainda que as florações são consideradas indesejáveis, pois as cianobactérias são relativamente pobres

como bases para a cadeia trófica aquática têm hábito de crescimento maciço, algumas espécies podem

produzir metabólitos com odor e sabor indesejáveis no animal cultivado, ou ainda, podem produzir

metabólitos secundários, sendo algum deles potencialmente tóxicos a variados organismos.

A presença de toxinas de cianobactérias, os peixes são mais resistentes tornando-se, veículos

frequentes dessas substâncias para outros animais que deles se alimentam, tais como, aves aquáticas e

mamíferos, além do próprio homem (MARSÁLEK & BLÁHA, 2004). Isto foi corroborado por

Magalhães et al., 2003, que verificaram a bioacumulação de toxinas em tecido muscular de peixes.

Essa acumulação ocorre rapidamente mesmo quando a espécie cultivada é exposta a florações de dias

ou semanas (SMITH et al, 2008). Tencalla et al., (1994) também observaram que as toxinas entram nos

39

tecidos via trato gastro-intestinal e em menores proporções pelas brânquias ou pele. Outro agravante

relacionado às florações de algas, a formação de mucilagem aderida às brânquias dos peixes causando

morte por asfixia fato observado por Li et al., (2004), após ocorrência de floração de Microcystis

aeruginosa em tanques de cultivo de tilápia.

Estudos no Brasil destacam que as alterações na qualidade da água de reservatórios com

piscicultura intensiva ainda podem ser decorrentes do excesso de adubação, elevado arraçoamento,

aporte de fezes e urinas em sistemas com alta densidade de estocagem (KUBITZA, 2003) ocasionando

crescimento exuberante de cianobactérias (GOMES, SOUSA e AZEVEDO, 2004) que dificultam e

encarecem o processo de potabilização. Estudos de Macedo (2009) demonstram que em reservatórios

paraibanos destinados ao abastecimento público, há ocorrência de cianobactérias toxigênicas,

principalmente as espécies Microcystis aeruginosa e Cylindrospermopsis raciborskii, com ocorrência

na bacia do médio Paraíba, em densidades > 250.000 cel./mL, superiores ao VMP da resolução

CONAMA nº. 357/2005 para águas destinadas à potabilização. Estudos em mesocosmos podem ser

usados para reproduzir e acompanhar o processo de eutrofização e a sucessão das comunidades

fitoplanctônicas, bem como, as florações de cianobactérias, para posterior avaliação de sua capacidade

toxigênica, visando fornecer subsídios aos órgãos gestores dos recursos hídricos para minimizar os

impactos que afetam a qualidade da água e geram conflitos de usos assim como dificultam a

sustentabilidade do próprio empreendimento.

As cianotoxinas são produtos naturais tóxicos produzidos por várias espécies de cianobactérias

formadoras de florações e são liberadas quando ocorre lise das células durante a senescência,

contaminando as águas. Cerca de 40 espécies de cianobactérias são potencialmente tóxicas e produzem

diversas toxinas, incluindo as neurotoxinas (anatoxinas e saxitoxinas), hepatotoxinas (microcistinas e

nodularinas), cilindrospermopsina e lipopolissacarídeos (CARMICHAEL & FALCONER 1993). As

neurotoxinas são produzidas por espécies dos gêneros Anabaena, Lyngbya, Aphanizomenon,

Planktothrix, Oscillatoria, Trichodesmium e Cylindrospermopsis (CARMICHAEL, 2001). As

anatoxinas são potentes bloqueadores neuromusculares e sua ingestão pode causar desequilíbrio,

fasciculação muscular, respiração ofegante e convulsões. As saxitoxinas inibem a condução nervosa.

As hepatotoxinas representam a causa mais comum de intoxicação por cianotoxinas. As microcistinas

inibem proteínas fosfatases e promovem tumores. A cilindrospermopsina inibe a síntese proteica,

afetando principalmente o fígado, mas produz efeitos citotóxicos também nos rins, baço, coração e

outros órgãos (FUNASA, 2003).

40

2.8 BIOACUMULAÇÃO DE MICROCISTINAS EM PESCADOS

Registros de ocorrência de florações tóxicas datam de vários séculos, sendo talvez o relato mais

antigo realizado no Antigo Egito: “Morreram os peixes do Nilo, e o rio tornou-se tão infecto que os

egípcios não podiam beber de suas águas. Houve sangue em todo o Egito.” (Êxodo 7:20-21).

Atualmente, pesquisadores egípcios ainda relatam a ocorrência de florações tóxicas de Oscillatoria

(Planktothrix), em canais de irrigação, e Oscillatoria tenuis, não produtora de toxinas, em algumas

regiões do rio Nilo utilizadas ainda como área de recreação, fonte de consumo e pesca (Brittain et al.,

2000; Mohamed, 2002).

Estudos sobre bioacumulação de cianotoxinas estão sendo amplamente desenvolvidos em todo

mundo em diversos organismos aquáticos como em peixes (MAGALHÃES et al, 2003; SOARES et al,

2004; CAZENAVE et al, 2005; CHEN et al, 2006; CHEN et al, 2007; ADAMOVSKY et al, 2008;

BERRY et al, 2011), moluscos (CHEN & XIE, 2007; GERARD et al, 2009; BERRY & LIND, 2010) e

crustáceos (KARJALAINEN et al, 2005). No Brasil, os estudos estão voltados para os peixes, sendo

realizadas análises dos músculos, vísceras e fígado para a detecção de microcistina que é a mais

comum dentre as diversas formas existentes de cianotoxinas (MAGALHÃES et al, 2001; DEBLOIS et

al, 2008; DEBLOIS et al, 2011).

Nos trabalhos realizados no Brasil, são mais utilizadas espécies de tilápias, em especial

Oreochromis niloticus e Tilapia rendalli, que são bastante comuns nos ecossistemas brasileiros

(DEBLOIS et al, 2008; DEBLOIS et al, 2011). Magalhães et al (2001), estudou a acumulação de

microcistina em peixes (T. rendalli) da Lagoa de Jacarepaguá no Rio de Janeiro que é pescado e

consumido pela população local de pescadores. Os resultados confirmaram a presença de microcistina

no músculo do peixe acima do limite recomendado pela OMS (0.04 μg kg-1 dia), o que evidencia a

necessidade de monitoramento e controle da qualidade de peixes das lagoas que apresentam florações

de cianobactérias.

Em um estudo pioneiro realizado em lago Chinês, Chen et al (2009) compararam padrões de

acumulação de microcistina entre diferentes grupos de vertebrados aquáticos (peixe, tartaruga, pato e

ave aquática) discutindo os possíveis efeitos da floração tóxica sobre a sobrevivência destes animais,

como também avaliaram os riscos potenciais para consumo humano. Os autores concluíram que existe

uma tendência geral de acumulação de microcistina no fígado, enquanto músculos e gônadas

acumularam substancialmente. Embora houvesse diferenças nos teores de microcistina de um órgão

específico entre os diferentes grupos, os níveis de microcistina em tartaruga, pato, ave aquática foram

41

em geral dentro dos limites de peixe, indicando que os peixes não são os únicos vertebrados a serem

afetados por microcistina.

Diversos estudos com espécies de peixes, como carpas, trutas e dourado têm comprovado a

ocorrência de bioacumulação em órgãos e tecidos desses animais, representando um risco para outros

animais e o próprio homem que utiliza os organismos citados como fonte de alimento (Magalhães et

al., 2001 e 2003). Estas pesquisas mostraram altas taxas de acumulação de microcistina na musculatura

e nos órgãos, sendo os resultados maiores que valores recomendados pela Organização Mundial de

Saúde (CHORUS & BARTRAM, 1999).

Giordano (2007), em testes laboratoriais, apresentou resultados positivos de incorporação de

microcistinas em tecidos de carpas prateadas (Hypophthalmichthys molitrix). Além disso, estudos

recentes avaliando taxas de acumulação e depuração de microcistina em condições laboratoriais

utilizando exemplares de Oreochromis niloticus ratificam a ocorrência de bioacumulação, bem como

fornecem os primeiros indícios de taxa de excreção por animais de microcistinas (SOARES et al.,

2004).

Em peixes, a microcistina também pode causar danos hepáticos, além de distúrbios na

regulação iônica, mudanças comportamentais e mortalidade. Porém os efeitos causados pela

microcistina não estão restritos somente a organismos que sofreram exposição direta à mesma, pois

alguns estudos indicam que essas toxinas podem acumular-se na cadeia trófica. O que pode indicar que,

se pessoas ingerirem peixe contaminado também poderão contaminar-se (CARMICHAEL, 1994;

FUNASA, 2003).

Ainda não existem relatos de intoxicações no homem a partir da transferência pela cadeia

alimentar. No entanto, é fato que existe a acumulação das toxinas em peixes e assim se torna

indispensável o acompanhamento dos sistemas quanto às florações de cianobactérias, a fim de prevenir

os potenciais riscos gerados por estes organismos. Ocorrendo o consumo e acumulação das toxinas no

organismo humano, uma diversidade de graves problemas neurológicos, hepatológicos, ou até mesmo a

morte podem ser gerados.

Estudos recentes realizados por Deblois et al. (2008) em dois reservatórios na região sudeste

(Minas Gerais e Rio de Janeiro) constaram a acumulação de microcistinas no fígado e músculo de O.

niloticus e T. rendalli. Os autores relataram que a maioria das amostras de tecido analisado de

Oreochromis niloticus apresentou valores de microcistinas 50% acima do “TDI” recomendado pela

OMS, o que reforça o risco a saúde do homem no consumo desse pescado em ambientes com massivas

florações de cianobactérias.

42

Da mesma forma, experimentos em laboratório realizados por Xie et al. (2004) com carpa

prateada (H.molitrix), confirmaram a capacidade dessa espécie de peixe na bioacumulação de

microcistinas em regiões diferenciadas do corpo sem haver riscos de letalidade. Estudos realizados por

Carmichael e Safferman (1992) destacam a tolerância de algumas espécies de carpas e tilápias às

microcistinas, o que indica uma possível via de exposição do homem aos efeitos nocivos das

cianotoxinas por meio do consumo de peixes quando contaminados.

Dentro do contexto da piscicultura, as cianotoxinas podem se acumular nos tecidos dos peixes

destinados ao consumo humano e causar sérios problemas de saúde pública, enfatizando o valor de

estudos ecológicos e sanitários com fitoplâncton, que permitem o monitoramento da qualidade das

águas utilizadas nas diferentes atividades humanas (MATSUZAKI et al., 2004).

As saxitoxinas pertencem a um grupo de neurotoxinas conhecido popularmente como “venenos

paralisantes de mariscos”, ou PSPs, que foram primeiramente isoladas de dinoflagelados marinhos,

responsáveis pela ocorrência de marés vermelhas (Chorus & Barthram, 1999). O nome Saxitoxina é

atribuído ao molusco Saxidomus giganteus, do qual foi primeiramente identificada (Gad, 2005).

Tem estrutra básica formada por hidropurinas e grupos guanidínicos que são carregados

eletricamente com carga positiva que são sugeridos como ligação às cargas negativas dos grupos

carboxilas na membrana plasmática extracelular do canal de sódio (Na+) dos neurônios, bloqueando o

influxo de Na+. Consequentemente, intefere na transmissão sináptica e resulta em paralisia dos

músculos responsáveis pelo processo de respiração (Gad, 2005; Hille, 1975; Kao, 1986; Llewellyn,

2006). Os sinais clínicos de intoxicação humana incluem tontura, adormecimento da boca e de

extremidades, fraqueza muscular, náusea, vômito, sede e em altas doses pode levar à morte por parada

respiratório (Llewellyn, 2006).

Outra cianotoxina altamente tóxica é a cilindrospermopsina que por sua vez, é um alcalóide

cíclico de guanidina altamente solúvel em água e relativamente estável no escuro, não sendo

suscetíveis a variações de pH nem temperaturas elevadas (50°C). Novas variantes têm sido

identificadas, entre elas ademetoxi-cilindrospermopsina (CHORUS e BARTRAM, 1999) e adeoxi-

cilindrospermopsina (LI et al., 2001). Seu mecanismo de ação se dá por inibição da síntese protéica,

podendo causar danos severos em células renais, pulmonares, estomacais, cardíacas e do fígado bem

como no sistema circulatório e linfático, quando testada em animais (HAWKINGS, 1985; FUNASA,

2003). Diversas pesquisas mostram que esta cianotoxina pode acumular-se nos tecidos de organismos

aquáticos (SAKER e EAGLESHAM, 1999) e pode ser causadora de efeitos adversos nos diversos

níveis tróficos.

43

Juntamente aos estudos realizados que comprovam a ocorrência de intoxicação por

cianotoxinas, pesquisas têm sido desempenhadas com o intuito de averiguar a bioacumulação em

diversos patamares da cadeia alimentar.

2.9 PEIXES: TAMBAQUI E TAMBACU

O tambaqui (Colossoma macropomum), peixe nativo (figura 5-B) da bacia Amazônica e

Orinoco, apresenta hábito alimentar frugivo/zooplanctófago (HONDA 1974), podendo alcançar até 1m

de comprimento e 30 kg (GOULDING E CARVALHO, 1982). Possui alto valor comercial, sendo

muito apreciada pela população local. Também é em peixe amplamente aceito em outras regiões,

devido ao seu excelente sabor, consistência e coloração branca da carne e facilidade para obtenção de

filés. (GOULDING; CARVALHO, 1982; GOULDING, 1993).

É a espécie nativa mais cultivada no Brasil com uma produção de 54.313,1 toneladas em 2010 e

um crescimento de 39% de 2008 a 2010 (BRASIL, 2012). A produção é realizada principalmente em

viveiros escavados no sistema semi-intensivo. Sua criação tem sido impulsionada principalmente pelo

fato desta espécie apresentar alto valor comercial e excelente aceitação pelo consumidor (Garcez,

2009), crescimento rápido principalmente durante a fase jovem (Villacorta-Correa, 1997), adaptação

fisiológica e anatômica aos ambientes com baixa concentração de oxigênio e pode ser cultivado em

altas densidades (MELO et al., 2001).

Outras características apresentadas pela espécie são: a rusticidade ao manuseio, tolerando

atividades como biometrias e tolerância a ambientes com baixa disponibilidade de oxigênio. Além

disso, é uma espécie que apresenta bons resultados quanto ao aproveitamento de proteínas de origem

vegetal (SAINT-PAUL; SOARES, 1988). No ambiente natural, o tambaqui é onívoro com tendência

zooplanctofágo. Em cativeiro, aceita bem rações extrusadas e peletizada, bem com subprodutos

industrializados o que, em conjunto com sua rusticidade, faz da espécie uma das mais utilizadas na

piscicultura (LIMA; GOMES, 2005). Apresenta porte máximo de 45 kg e 100 cm de comprimento, e

em ambiente natural realiza migrações reprodutivas atingindo maturação sexual entre 4 e 5 anos de

idade (CARDOSO, 2001).

O tambacu (figura 5-A) é um híbrido resultante do cruzamento induzido entre a fêmea do

tambaqui (Colossoma macropomum) e o macho do pacu (Piaractus mesopotamicus). Possui hábito

onívoro e suas características de formato, porte e cor acinzentada se assemelham às do tambaqui

(SOUZA, 1998).

44

O tambacu combina características desejáveis como a resistência ao frio e a rusticidade do pacu

e a maior taxa de crescimento do tambaqui (BALDISSEROTTO; GOMES, 2005; DAIRIKI et al.,

2010). É um peixe de importância econômica na piscicultura brasileira, sendo apreciado como peixe

esportivo e por apresentar características zootécnicas como: o rápido crescimento e ganho de peso e por

apresentar maior resistência ao estresse e doenças parasitárias se comparado com as espécies puras

pacu e tambaqui (DAIRIKI et al., 2010). Tem grande importância econômica na aquicultura brasileira,

sendo amplamente apreciado como peixe esportivo e para a piscicultura, devido ao rápido crescimento

e ganho de peso e por apresentar maior resistência ao estresse e doenças parasitárias se comparado com

as espécies puras pacu e tambaqui (DAIRIKI et al., 2010).

Figura 5: Peixes estudados: A-Tambacu; B-Tambaqui.

Fonte: http://www.mfrural.com.br

3. OBJETIVOS

3.1 OBJETIVO GERAL

Avaliar a presença de cianobactérias tóxicas em viveiros e microcistinas nos tecidos musculares

dos peixes de uma piscicultura do município de Macapá-AP.

3.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS

Caracterizar a comunidade de cianobactérias em seis viveiros da piscicultura de Macapá;

Avaliar o grau de toxicidade do seston estudado;

Avaliar as concentrações de microcistina na musculatura de exemplares de tambacu e tambaqui;

Avaliar a qualidade hídrica dos viveiros através de análises físicas, químicas e comunidade

fitoplanctônica;

B A

45

4. MATERIAL E MÉTODOS

4.1 ÁREA DE ESTUDO

A piscicultura de estudo apresentada na figura 6 situa-se na Rod. Salvador Diniz 354,

localizados no distrito da Fazendinha na cidade de Macapá e possui vinte e sete viveiros. A água que

abastece os viveiros vem do Igarapé Fortaleza e é distribuída individualmente. A troca da mesma é

realizada através de tubulações, sendo as comportas abertas e liberadas sem tratamento prévio do

efluente, desaguando no manancial mais próximo (Rio Amazonas).

O manejo alimentar nos viveiros estudados consiste em fornecer ração comercial com 28% de

proteína bruta, sendo os peixes tratados duas vezes ao dia (9h e 15h). Os principais peixes cultivados

neste sistema são o tambaqui (Colossoma macropomum), tambatinga (Colossoma macropomum x

Piaractus brachypomus), tambacu (Colossoma macropomum e Piaractus mesopotamicus) e pirarucu

(Arapaima gigas). Os viveiros foram construídos na forma escavados com a finalidade de lazer

(pesque-pague) e engorda de peixes.

Figura 6: Vista parcial da piscicultura.

Fonte: Imagens obtidas (Google maps, 20 de junho 2010).

Foi realizada uma única amostragem em dezembro de 2013 nos seis viveiros pesquisados

(viveiros 2,4,6,9,18 e19) e efetuadas medições in situ dos parâmetros físicos e químicos (temperatura,

46

alcalinidade, pH, oxigênio dissolvido, dureza e transparência da água), bem como a coleta de água

para determinação dos fatores bióticos (fitoplâncton e clorofila a). A transparência da água foi avaliada

através da profundidade de extinção do disco de Secchi.

Para a análise de quantificação de microcistina no músculo do peixe foram utilizados quatro

exemplares de peixe tambaqui (1) não depurado, tambacu (2) não depurado e tambacu (1) depurado,

muito utilizados com fins alimentícios do local.

As análises para microcistinas foram estimadas usando o método ELISA baseado em anticorpos

monoclonais, como descrito por Chu et al., (1990).

Figura 7: Viveiros de cultivo da piscicultura.

Fonte: Larissa Barbosa, 2013.

Todas as análises foram realizadas no Laboratório de Hidrobiologia- Setor de Biologia da

Companhia de Saneamento de Minas Gerais (COPASA).

4.2 DETERMINAÇÃO DAS VARIÁVEIS ABIÓTICAS

Foram efetuadas medições in situ em cada ponto de coleta para os parâmetros físicos e

químicos (temperatura, alcalinidade, pH, oxigênio dissolvido e dureza) e coleta da água para a análise

qualitativa do fitoplâncton e clorofila a.

Os parâmetros físico-químicos foram medidos pela manhã (8h) com o auxílio de uma sonda

multiparâmetros. O pH, foi determinado com o auxílio de um pHmêtro (Orion 290A plus) introduzido

na coluna d’água para determinação de seu nível. As medidas de oxigênio dissolvido foram analisadas

usando oximêtro (55 da YSI) conjugado a uma sonda multiparâmetro in locu. A transparência da água

foi avaliada por meio da medição da através da profundidade de extinção do disco de Secchi.

47

4.3 COLETA DE MATERIAL FITOPLANCTÔNICO

Análise Qualitativa do Fitoplâncton

As amostras biológicas destinadas ao estudo qualitativo do fitoplâncton foram obtidas na

superfície da água utilizando-se rede de plâncton com malha de 30 μm de abertura, por meio de arrasto

horizontal na superfície da água como é demonstrado na figura 8. Depois de coletadas foram

acondicionadas em frascos de polietileno e preservadas com solução de Transeau. A identificação dos

organismos foi feita utilizando-se um microscópio binocular, equipado com aparelho fotográfico.

Foram identificadas todas as cianobactérias encontradas. O sistema de classificação para as classes e

gêneros seguiu as indicações de Bicudo e Menezes (2006).

Figura 8: A- Método de arraste horizontal; B- Coleta com a rede de plâncton.

Fonte: Larissa Barbosa- 2013

4.4 FIXAÇÃO E PRESERVAÇÃO DO MATERIAL FITOPLANCTÔNICO

A fixação e preservação dos materiais foram providenciadas ainda no campo, imediatamente

após a coleta, com a solução de transeau. A fixação do material para análise qualitativa foi realizada

com o uso de Transeau (solução composto com 6 parte de água, 3 partes de álcool etílico 95% e 1 parte

de solução aquosa de formol a 40%) (BICUDO E MENEZES, 2006) em uma concentração de 1/1 em

relação a amostra. Como foram coletados 100 mL de amostra de cada viveiro, logo foram adicionados

na mesma proporção o volume de transeau ao material coletado.

B A

48

A fixação imediata do material coletado destina-se a preservação das algas o mais próximo

possível de como se apresentam na natureza, pois a concentração do material coletado pode provocar

aceleração da taxa de divisão celular de certas espécies de algas e a produção inevitável de fenótipos

anômalos, uma vez que a alga talvez não tenha tempo de desenvolver todas suas estruturas,

semelhantes à célula-mãe, antes de sofrer novo processo de divisão (Faustino 2006). Assim, é

imprescindível o cuidado para que tais aspectos resultantes de mal formações sejam evitados e, se

ocorrerem, não seja confundido com expressões da variação morfológica intrapopulacional.

4.5 IDENTIFICAÇÃO TAXONÔMICA DO MATERIAL FITOPLANCTÔNICO

A execução desta etapa foi providenciada, sempre que possível, a partir de análises de

populações, usando trabalhos, monografia e revisão, tanto clássico como recentes. Ressalta-se que para

o Estado do Amapá esses artigos foram escassos, sobretudo, pela ausência de estudos voltados para

toxicidade do pescado e ecologia de fitoplâncton, sendo esta pesquisa uma das pioneiras.

Contudo as principais referências utilizadas foram as seguintes: Komárek e Anagnostidis (1999,

2005); Anagnostidis e Komárek (1988) e Bicudo e Menezes (2006).

4.6 INDICAÇÃO DA BIOMASSA FITOPLANCTÔNICA (clorofila a)

A concentração de clorofila a é um parâmetro hidrobiológico, amplamente utilizado como

indicador da biomassa fitoplanctônica. Sua quantificação é importante em termos de qualidade da água

de ambientes lênticos, uma vez que as diversas espécies de algas são responsáveis pelo processo de

eutrofização e corpos hídricos, sendo a presença de algas indiretamente medida pela concentração de

clorofila, em microgramas por litro, da amostra de água. (SOUZA et al. 2004).

A determinação das concentrações de clorofila-a proporciona uma estimativa da biomassa

fitoplanctônica e os feopigmentos indicam o seu grau fisiológico, uma vez que numa população em

declínio, o teor de clorofila-a diminui, enquanto que seus produtos de degradação (feopigmentos) e os

carotenóides aumentam. Isso ocorre porque as clorofilas são facilmente alteradas, por variações no pH,

alta incidência luminosa ou temperatura, entre outros fatores, tendo como produto desta alteração, a

feofitina (GOLTERMAN et al., 1978).

49

4.7 METODOLOGIA

4.7.1 CLOROFILA a

Para a detecção de clorofila a ilustrado na figura 9, foram coletadas 300 ml de água de cada

viveiro sendo as amostras estudado armazenadas em uma caixa térmica refrigerada. No laboratório,

essas amostras foram filtradas com o auxílio de uma bomba a vácuo em pré-filtro de fibra de vidro com

a porosidade de 1,0 μm até que o mesmo colmatasse sendo então registrado o volume final filtrado.

Posteriormente, os filtros com o conteúdo de clorofila foram colocados em tubos de centrífuga

contendo 10 ml de etanol a 90% para a devida extração do pigmento e envolvido com papel alumínio a

fim de impedir qualquer contato que seja com a luz. As amostras ficaram em banho-maria à 74 C -76

C

por 5 minutos e em seguida armazenadas em geladeira por 24 horas para análise espectrofotométrica. O

grau de absorbância foi medido nos comprimentos de onda: 665 e 750 nm e as concentrações de

feopigmentos foram realizadas através da acidificação com acido clorídrico (1,5N) conforme a

metodologia proposta pela ISO 10260.

Figura 9: Método de análise: Clorofila a. 1- Filtração; 2- Membrana colmatada;

3- Membrana com etanol 90%; 4- Tubos protegidos da luz;

Fonte: Larissa Barbosa, 2013.

1 2

3 1

4

50

Figura 9: Método de análise: Clorofila a. 5- Análise espectrofotométrica; 6-

Espectrofotômetro.

Fonte: Larissa Barbosa, 2013.

4.7.2 QUANTIFICAÇÃO DE MICROCISTINAS- SESTON

O levantamento qualitativo das cianobactérias mostrou predominância de gêneros

potencialmente produtores de microcistina (SANT´ANNA et al, 2008). Por esse motivo foi analisada

somente essa cianotoxina com a técnica do imunoensaio ELISA (Beacon® Kit- Microcystin plate kit-

Beacon).

Para essa análise foi coletada uma alíquota de 50 mL de água do viveiro 18. A extração da

fração intracelular foi realizada com o congelamento e descongelamento por três vezes da amostra.

Após esse procedimento, a amostra foi filtrada em membrana de fibra de vidro para a remoção do

material particulado. Após este processo, as amostras foram analisadas para quantificar as microcistinas

através do teste imunoenzimático Elisa (do inglês: Enzyme Linked ImmunoSorbent Assay). Este

método apresenta limite de detecção de 0,1 ng/mL.

A realização do ensaio seguiu as orientações do fabricante, tendo primeiramente a placa, os

reagentes e as amostras estabilizados em temperatura ambiente por 30 minutos. Logo em seguida, foi

adicionado aos poços o volume de 50μL do conjugado Microcistina-enzima (Microcystin- HRP). Foi

adicionado 50μL do controle negativo (0,0 ppb), dos calibradores “ppb” (0,1ppb, 0,3ppb, 0,8ppb e

2,0ppb) e das amostras dentro dos poços correspondentes. Foi pipetado 50μL de solução de anticorpo

(Anti-Microcystin) em cada poço. A placa foi agitada suavemente por um período de 20 à 30 minutos

garantindo uma maior homogeneização da solução. Ao final, a placa foi coberta com parafilme, e

incubada por 30 minutos em temperatura ambiente, protegida da luz. Seguindo o protocolo, após o

período de incubação, o conteúdo da placa foi descartado na pia do laboratório e os poços foram

lavados com solução de lavagem por cinco vezes consecutivas e o resíduo dessa solução foi desprezada

invertendo a placa suavemente sobre o papel toalha. Foram adicionados 100μL de substrato em cada

5 1

6 1

51

poço e a placa foi novamente coberta com parafilme e incubada durante 30 minutos em temperatura

ambiente protegida da luz. Decorrido o tempo de incubação, foi adicionada 100μL da solução stop

(stop solution) em cada poço na mesma ordem que foi pipetada o substrato. Utilizou-se uma leitora de

microplaca em absorbância de 450nm para resultado final.

A análise por ELISA consiste em uma competição imunoespecífica, na qual o princípio do teste

é baseado no reconhecimento de microcistinas, nodularinas e seus congêneres por anticorpos

específicos. A superfície dos poços da placa contém um número limitado de sítios de ligação de

anticorpos específicos e quando presentes na amostra, microcistinas, nodularinas e seus congêneres,

competem por ligação nesses sítios com o análogo padrão. Após uma etapa de lavagem e adição da

solução de substrato, é gerado um sinal de cor. Nos imunoensaios competitivos a intensidade da cor é

inversamente proporcional à concentração da toxina presente na amostra. A faixa de detecção do teste é

de 0,15-5 ppb ou ng/mL.

Figura 10: Método ELISA- 1- Soluções; 2- Padrões; 3- Filtração da amostra; 4- Microplaca

contendo as amostras, padrões e soluções;

1

3 4

2

52

Figura 10: Método ELISA-5- Lavagem da microplaca; 6- Leitura da microplaca.

Fonte: Larissa Barbosa, 2014.

Este método consiste da identificação do antígeno, neste caso a microcistina, através de

anticorpos específicos fixados a uma placa. Esta é incubada com a amostra contendo o antígeno e,

posteriormente, com um conjugado composto de antígeno ligado a uma enzima - neste caso a

peroxidase. O antígeno ligado à enzima e o não ligado (a amostra) competem pela ligação com os

anticorpos. Após a reação, a placa é lavada e somente o que foi ligado aos anticorpos permanece. O

substrato da enzima é adicionado e a reação é colorimétrica. O resultado é obtido através dos valores de

densidade ótica das amostras (λ = 450 nm), e assim, quanto mais reação de cor houver, menos toxina

existe na amostra. Cabe ressaltar que este método somente é capaz de detectar microcistinas livres, ou

seja, microcistinas conjugadas com proteínas fosfatases, ou com qualquer outro peptídeo, não são

reconhecidas pelos anticorpos (SOARES, 2005). Para proceder ao cálculo da concentração de toxina

foi necessário calcular a média da absorbância de cada um dos padrões. Em seguida, calculou-se

%B/B0 para cada padrão dividindo o valor da média da absorbância pela média de absorbância do

padrão zero.

Foi construída a curva padrão plotando os valores %B/B0 de cada padrão em um linear vertical

(y) versus a concentração de microcistinas horizontal logarítmica correspondente no eixo (x). Os

resultados de %B/B0 para os controles e as amostras foram então os níveis de rendimento em ppb de

microcistinas por interpolação através da curva padrão.

4.7.3 COLETA E TRANSPORTE DOS EXEMPLARES DE PEIXES

A captura dos peixes para análise de bioacumulação de microcistina foi realizada por

pescadores profissionais da própria piscicultura no mês de dezembro de 2013. O número de quatro

exemplares de tambaqui (1) não depurado, tambacu (2) não depurado e tambacu (1) depurado, espécies

5 6

53

muito utilizadas com fins alimentícios foram pescados dos viveiros 4 e 18, conforme ilustra as figuras

11 e 12.

Figura 11: Coleta do tambaqui e tambacu nos viveiros 4 e 18 (não depurados).

Fonte: Larissa Barbosa, 2013.

Figura 12: Coleta do tambacu no tanque depurado.

Fonte: Larissa Barbosa, 2013.

Após a pesca, os peixes foram pesados e aferidos o comprimento e largura, (tabela 1 e figura

13) e posteriormente foi feita a filetagem do mesmos (figura 14), mantendo somente os filés. Foram

acondicionados em caixa térmica para o transporte até o laboratório. Os filés foram mantidos

congelados até o momento de início dos experimentos.

54

Tabela 1- Dados biométricos das espécies analisados.

Peixes Medida (Cm) Peso (Kg) Viveiro Pré-abate

Tambaqui 39x23 1,222 4 Não depurado

Tambacu 37,5x19,3 0,910 4 Não depurado

Tambacu 41x22 1,434 18 Não depurado

Tambacu 39x21,5 0,916 4 Depurado

Fonte: Larissa Barbosa, 2014.

Figura 13: Medições (comprimento; largura; peso) dos peixes analisados.

Fonte: Larissa Barbosa, 2013.

55

Figura 13: Medições (comprimento; largura; peso) dos peixes analisados.

Fonte: Larissa Barbosa, 2013.

Figura 14: Limpeza dos peixes para análise dos filés.

Fonte: Larissa Barbosa, 2013.

Os peixes analisados tiveram uma pequena variação de tamanho, com comprimento total

oscilando de 37,5 à 41 cm, largura variando de 19,3 à 23 cm e peso total compreendido entre 910g à

1,434 g. As amostras do filé de cada exemplar variaram de 219,4 à 367 g.

4.7.4 EXTRAÇÃO E ANÁLISE DE MICROCISTINAS NO MÚSCULO DE PEIXES

A extração das amostras de músculo dos peixes (figra 15), foi realizada utilizando o método

descrito por Magalhães et al.(2001) com modificações. Foram descongelados os filés e retirados três

partes de 10 gramas de filé do peixe (tecido muscular) de cada lado, totalizando, por parte 20 gramas,

realizados em triplicata. No processo de extração de microcistinas do filé, primeiramente este foi

triturado manualmente com o uso de Graal e Pistilo para facilitar a extração. Após a trituração do filé a

“massa” de tecido muscular foi colocada em um becker e a este adicionado 30 ml de metanol/ácido

acético (99:1%). Essa mistura foi agitada por 1 hora com o uso do agitador magnético. Foi recolhido

toda a “massa” em um tubo de centrífuga para o processo de centrifugação à 1.500 g / 15 minutos.

56

Após este procedimento, retirou-se o sobrenadante e adicionado mais 10 mL de metanol/ácido acético

(99:1%) na massa restante (pelet) utilizando o bastão de vidro para total homogeneização. Este

processo de retirada do sobrenadante foi repetido por mais duas vezes e todos os sobrenadantes dos três

ciclos foram reunidos e centrifugados em velocidade de 1.500 g por 15 minutos para retirar o material

sólido da amostra. A amostra livre de sedimentos foi transferida para um becker e evaporado

totalmente em banho maria à 80 C a fim de concentrar a microcistina (cianotoxinas). Após a

evaporação total, a amostra foi ressuspendida em 20 ml de água ultrapura, deixando repousar por 1

hora, e em seguida foi filtrada em membrana de fibra de vidro de 1μm. O processo de purificação da

microcistina seguiu o recomendado por KRISHNAMURTHY et al. (1986) e iniciou-se pela ativação

do Cartucho ODS C18 com a passagem de 2 volumes de coluna de metanol PA 100% e em seguida 2

volumes de coluna de água ultrapura. Após a ativação, foram passados 20 mL de amostra, em seguida

foi feita a eluição do cartucho com a passagem de 2 volumes de coluna de água ultrapura, 2 volumes de

coluna de metanol 20% e 2 volumes de coluna de metanol 100%. Esta última fração de metanol 100%

foi recolhida em um Becker e evaporada completamente e ressuspendida em 1 mL de água ultra pura

para a análise imunoenzimática Elisa (Enzyme Linked ImmunoSorbent Assay).

Figura 15: Processo de extração de microcistinas nos filés. 1- Pesar 20g do filé;

2- Análise em triplicata; 3- Trituração; 4-Mistura agitada por 1h;

Fonte: Larissa Barbosa, 2014.

1 2

3 4

57

Figura 15: Processo de extração de microcistinas nos filés. 5- Centrifugação das amostras; 6-

secagem das amostras; 7-8-9-10- Semipurificação com cartucho C18; 11- microplaca com amostras

e soluções; 12- Resultado final (leitura).

Fonte: Larissa Barbosa, 2014.

5 6

7 8

9 10

11 12

58

5. RESULTADOS E DISCUSSÃO

5.1 VARIÁVEIS ABIÓTICAS

Os fatores abióticos são fundamentais para o estabelecimento do padrão de funcionamento dos

ecossistemas (CORDEIRO-ARAÚJO et al., 2010). Assim, a caracterização limnológica dos ambientes

aquáticos pode responder a questões a cerca da qualidade da água, como também sobre o estado

biológico do sistema. Dentre os fatores abióticos que podem interferir nestes ambientes estão o pH,

oxigênio dissolvido, dureza, alcalinidade, temperatura, transparência da água, nutrientes e clima, dentre

os fatores bióticos as comunidades aquáticas. O conjunto desses fatores irá determinar a qualidade da

água nos ecossistemas artificiais rasos (BACHION e SIPAÚBA-TAVARES, 1992).

Com relação à temperatura, esta variável física tem uma ação direta sobre a distribuição, a

periodicidade e a distribuição dos organismos aquáticos. Assume grande importância na produtividade

biológica da água, cujos ritmos dependem dela, sendo considerada um dos fatores ecológicos decisivos

dentro dos sistemas e o principal fator limitante na distribuição geográfica de muitas espécies de

plantas e animais (Sipaúba-Tavares, 1998). Neste estudo, a temperatura da água apresentou uma

amplitude de variação entre os viveiros de 1,2ºC com a mínima de 29,7ºC no viveiro 18 e a máxima de

30,9 ºC no viveiro 9, interferindo diretamente na solubilidade de gases, velocidade de reações

químicas, circulação de água, metabolismo dos peixes, etc, sendo que a faixa ideal das espécies

tropicais está entre 20 a 30ºC, sendo o nível ótimo para a maioria entre 25 e 28ºC.

Valores semelhantes foram registrados por Toledo e Castro (2001), em viveiros da estação de

piscicultura de Alta Floresta, Mato Grosso (mínima de 21,7 ºC e máxima de 35,6 ºC); por PAGGI e

SIPAÚBA-TAVARES (2007), também no estado de Mato Grosso (mínima de 25,1 ºC e máxima de

33,2 ºC); e por MERCANTE et al. (2006) em estudo com 30 pesqueiros na Região Metropolitana de

São Paulo (mínima de 23,8ºC e máxima de 30,0 ºC, na estação chuvosa). Em estudo com a variação

diária de parâmetros limnológicos em viveiros de piscicultura, PÁDUA et al. (1997) afirmaram que as

altas temperaturas proporcionam condições para uma alta taxa de reciclagem da matéria orgânica

(decomposição microbiana). Os organismos heterotróficos, como bactérias, interferem no pH da água,

abaixando-o. Intensos processos de decomposição e respiração têm como consequência a liberação de

dióxido de carbono (CO2) e, assim, a formação de ácido carbônico e íons de hidrogênio, provocando a

diminuição do pH.

O pH da água, além de ser importante para a determinação de variáveis químicas de interesse

ambiental, como por exemplo, alcalinidade e dióxido de carbono (CO2), pode ser usado como indicador

59

de alterações do estado fisiológico dos animais. Sua mudança no meio aquático está diretamente

relacionadas ao ciclo do CO2. Durante o dia, as algas ou vegetais clorofilados utilizam-no para a

produção de energia, havendo liberação de oxigênio e, paralelamente, incremento do pH. No período

noturno, pelo contrário, todos os organismos do meio liberam CO2 através da respiração e este reage

com os carbonatos e a água para formar bicarbonatos, os quais, quando dissociados, liberam íons de

hidrogênio (H+), reduzindo o pH. O pH apresentou padrões distintos entre seus valores, mas todos

próximos da neutralidade variando de 6,77 à 7,44 nos viveiros 18 e 9 respectivamente. Os valores

médios de pH ficaram dentro da faixa adequada de 6,0 a 9,0, segundo resolução CONAMA 357 (2005)

para corpos de água doce, e de acordo com a faixa recomendada (6,5 a 9,0) para a produção de peixes.

A melhor água para a cultivo de peixes é a que possui uma reação ligeiramente alcalina, isto é, pH

entre 7 e 8 (OSTRENSKY et al., 1998).

A medida da transparência da água está entre as variáveis físicas que auxiliam na definição do

grau de trofia de determinado corpo d’água. Esta variável é normalmente correlacionada à quantidade

de partículas em suspensão e substâncias orgânicas presentes na água, determinando a penetração e

dispersão de luz neste ambiente (ESTEVES, 1998). De acordo com Boyd (2000), a transparência da

água nos ambientes de cultivo pode ser afetada de duas maneiras: uma certa quantidade de fitoplâncton

pode restringir a penetração de luz na água, o que é benéfico para os cultivos, pois inibe o crescimento

de macroalgas no fundo do viveiro como também estimula o crescimento de organismos que os

camarões usam como alimento; por outro lado, uma excessiva quantidade de partículas de sólidos em

suspensão, que, embora não afete diretamente os animais sob cultivo, pode restringir a penetração de

luz, diminuindo a produtividade e, em havendo sedimentação, as comunidades bentônicas podem ser

prejudicadas.

A transparência, aqui encontrada como limite de zona eufótica ficou em média acima de 0,18 m

(Tabela 2) com pequena variação entre os viveiros. Porém uma transparência ideal da água em tanques

de cultivo medida pelo disco de secchi está em torno de 0,30 e 0,40m indicando uma boa produção

biológica nos viveiros (OSTRENSKY et al., 1998).

As concentrações de oxigênio dissolvido indicaram a existência de colunas de água pouco

oxigenadas (tabela 2) e alcançaram máxima de 4,11 mg/L no viveiro 9 e mínima de 1,70 mg/L no

viveiro 6. Esses valores estão abaixo do limite mínimo recomendado pela Resolução CONAMA

357/2005, de 5,0 mg/L de oxigênio. Provavelmente isto ocorreu devido ao maior consumo do oxigênio

pelos peixes e pela maior quantidade de matéria orgânica nesta área (proveniente de resto de ração e

excretas dos peixes) que demanda, também, maior consumo de oxigênio para a sua degradação.

60

Baixos valores de oxigênio dissolvido também foram observados por Souza et al. (2000), em

em viveiros de pacu (P. mesopotamicus), ocorreram devido ao fornecimento diário de ração, que,

somado aos produtos de excreção dos peixes, criaram um suprimento contínuo de nutrientes,

aumentando os processos de respiração e, consequentemente, levando a uma alta taxa de

decomposição. BACCARIN et al. (2000), em estudo sobre nutrientes em tanques de tilápia vermelha,

também registraram baixos valores de OD. Os autores afirmaram que a renovação contínua da água,

que retira o excesso de matéria orgânica, diminuindo os processos de decomposição que consomem

oxigênio, não foi suficiente para manter concentrações ideais de oxigênio dissolvido.

De acordo com Kubtiza (1999) e Talamoni et al. (2006), a alcalinidade está diretamente ligada

à capacidade da água em manter seu equilíbrio ácido-básico (poder tampão da água), que em geral, é

devida à presença de bicarbonatos, carbonatos e hidróxidos no ambiente. Para tanques de piscicultura

são desejáveis valores de alcalinidade acima 20mg/l, sendo que valores entre 200 a 300mg/l são os

mais indicados. A alcalinidade nos viveiros ficou entre 30 e 50mg/L (tabela 2). Como foi realizada a

coleta no período da seca, os valores da alcalinidade foram baixos porque não houve aumento de

matéria orgânica dissolvida e particulada que são provenientes da chuva que faz ressuspender os

sedimentos do fundo dos viveiros. A dureza da água teve como mínimo 30mg/L e máximo de 50mg/L

(tabela 2). Dureza e alcalinidade não são contempladas pela resolução CONAMA 357/2005.

Para o parâmetro dureza os viveiros 2 e 9 apresentaram concentrações iguais à 30mg/L

considerando a menor concentração, enquanto que os viveiros 6 e 18 apresentaram concentrações

maiores 50mg/L.

Tabela 2- Variáveis limnológicas dos viveiros estudados.

Fonte: Larissa Barbosa, 2014.

PARÂMETROS/

VIVEIROS

VIVEIRO

02

VIVEIRO

04

VIVEIRO

06

VIVEIRO

09

VIVEIRO

17

VIVEIRO

18

MÉDIA DESVIO

PADRÃO

Temperatura(0C) 30,2 30,5 30,5 30,9 29,8 29,7 30,3 0,4

pH 7,0 7,0 7,0 7,4 7,2 6,8 7,1 0,2

Oxig. Diss. (mg/L) 2,8 3,4 1,7 4,1 1,9 1,7 2,6 1,0

Alcalinidade (mg/L)

30,0 40,0 40,0 30,0 50,0 40,0 38,3 7,5

Dureza (mg/L) 30,0 40,0 50,0 30,0 40,0 50,0 40,0 8,9

Transparência (m)

0,18 0,15 0,24 0,17 0,12 0,22 0,18 4,4

61

5.2 ANÁLISE QUALITATIVA DO FITOPLÂNCTON

Dos 19 taxa registrados foram os mais frequentes (figura 16) como a Radiocystis fernandoi,

Planktothrix agardhii e Microcystis aeruginosa que podem assumir em função da sua densidade,

importância ecológica e sanitária, pois possuem a capacidade de desenvolverem florações

potencialmente tóxicas.

Tabela 3: Frequência de ocorrência do fitoplâncton identificado nas amostras de água dos viveiros de

pisciculturas em Macapá (AP).

Taxa/viveiros Viveiro 2 Viveiro 4 Viveiro 6 Viveiro 9 Viveiro 17 Viveiro 18

Radiocystis fernandoi ++++ A ++++ A ++ A

Planktothrix agardhii +++ + A A +++++ +++

Microcystis protocystis ++ A ++ A + A

Microcystis aeruginosa +++ A ++ A + +++++

Microcystis weisenbergii + + + A A A

Microcystis novacekii ++ A A A A A

Microcystis paniformis ++ A A A A A

Sphaerocavum brasiliense ++ A A A A A

Oscillatoria sp. + A A A + A

Phormidium sp. + A A A A A

Microcystis sp. A ++++ A A A A

Aphanothece sp. A + A A A A

Pseudoanabaena mucicola A + + A A A

Chroococales A + + + + A

Dolichospermum spiroides A A ++ ++ A A

Aphanocapsa A A A + A A

Planktothrix sp. A A A + A A

Dolichospermum

planctonicum

A A A A A +++

Coelomorom sp. A A A A A +

Fonte: Larissa Barbosa, 2014.

62

Legenda:

A: Organismo ausente; +: cianobactéria encontrada em 10% dos campos analisados; ++: cianobactéria

encontrada em 25% dos campos analisados; +++: cianobactéria encontrada em 50% dos campos

analisados; ++++: cianobactéria encontrada em 75% dos campos analisados; +++++: cianobactéria

encontrada em 100% dos campos analisados.

Figura 16: Cianobactérias predominantes nas amostras de água dos viveiros.

1- Microcystis aeruginosa Aumento: 200x; 2- Microcystis protocystis Aumento: 200x;

3- Radiocystis fernandoi Aumento: 200x; 4- Planktothrix agardhii Aumento: 200x;

Fonte: Larissa Barbosa, 2013.

De acordo com Eler (2000), nos viveiros do CEPTA/IBAMA com maior densidade de peixes e

menor renovação de água, a presença de cianobatérias foi alta e, como consequência, foi observada

mortandade de peixes. Os peixes apresentavam dificuldades para respirar, boca protrátil e alguns com

pequenos pontos hemorrágicos.

Matsuzaki, Mucci e Rocha (2004), realizaram estudo qualitativo da comunidade fitoplanctônica

de um pesqueiro da RMSP e Train et al. (2005), realizando estudos qualitativos da comunidade

fitoplanctônica de três reservatórios da Bacia do Rio Paraná concluíram que as classes mais comuns

1 2

3 4

63

eram Chlorophyceae e Cyanophyceae, incluindo a ocorrência de algumas espécies potencialmente

tóxicas, sendo similares aos resultados obtidos para os vinte reservatórios deste estudo nas duas épocas.

De acordo com Reynolds (1988), as características marcantes que podem influenciar a

dominância das cianobactérias nos ecossistemas aquáticos podem estar relacionadas à tolerância desses

organismos as condições ambientais daqueles ambientes.

Os resultados encontrados evidenciaram intenso processo de enriquecimento dos viveiros. As

cianobactérias encontradas, tais como Microcystis aeruginosa e Radiocystis fernandoi, estão entre os

principais gêneros produtores de microcistina na água das principais captações para o abastecimento

público no Brasil JARDIM & AZEVEDO (2006), cujas florações foram tóxicas em mais de 60% dos

casos. Com o abundante crescimento das mesmas, ocorre um desequilíbrio na homeostasia do

ecossistema desencadeando variações nas características físicas, químicas e biológicas da água,

impactando toda a cadeia alimentar.

5.3 CLOROFILA a

Em viveiros de cultivo, o fitoplâncton usualmente representa o maior produtor de matéria

orgânica, e a produtividade primária é uma estimativa da quantidade de matéria orgânica fixada pela

fotossíntese. Nedwell (1973), no entanto, comenta que, em certas ocasiões, mesmo com altas

concentrações de nutrientes, a produtividade primária é baixa e, nesse caso justifica-se porque o

fitoplâncton está abaixo da profundidade de compensação. Isso ocorre quando acontece a formação de

uma termoclina ou quando há redução da insolação em dias nublados. De acordo com Boyd (2000), os

viveiros produtivos frequentemente apresentam concentrações de clorofila a de 50 a 200mg.L-1

.

Tabela 4- Resultados da análise de clorofila-a e feoftina a na água dos viveiros analisados.

VIVEIROS

CLOROFILA a

(CLA)

FEOFTINA a

(FA)

VIVEIRO 2 2877.12μg/L 492.48 μg/L

VIVEIRO 4 1823.36 μg/L 90.24 μg/L

VIVEIRO 6 146.82 μg/L 12.93 μg/L

VIVEIRO 9 654.75 μg/L 0 μg/L

VIVEIRO 17 433.34 μg/L 5.12 μg/L

VIVEIRO 18 492.10ug/L 16.63ug/L

64

Nos viveiros estudados, a clorofila a apresentou concentrações bem elevadas (tabela 4) e com

uma grande variação de resultados indicando alta densidade do fitoplâncton, condições pelas quais não

são favoráveis à atividade de pesca. Comparando-se os seis viveiros, as concentrações de clorofila a e

feoftina a foram em geral mais elevadas nos viveiros 2 e 4. Os resultados obtidos foram de um período

de estiagem no verão (dezembro) o que pode ser explicado com uma elevada densidade de

cianobactérias.

As concentrações médias de clorofila a em todos os viveiros (Tabela 4) estão acima do valor

padrão de qualidade de água proposto pela resolução CONAMA 357 para corpos de água classe II (até

30,0 µg/L).

5.4 MICROCISTINAS- SESTON

De acordo com a tabela 3 a maior predominância de Microcystis aeruginosa foi apresentada no

viveiro 18, sendo assim escolhido para avaliar a presença de microcistina do seston. As microcistinas

presentes no material biológico foram detectadas pelo método ELISA verificando a presença das

mesmas na amostra de água obtendo concentrações de 1,73 µg.L-1

. A presença da microcistina apesar

de ter sido em valor baixo, pode oferecer riscos à saúde do homem, no caso de ingestão.

De acordo com Chia, et al., (2009), microcistinas foram detectados em 54% das amostras de

viveiros e cinco dos seis tanques tinha uma concentração de microcistina acima do limite recomendado,

pois a maior concentração de microcistina foi 5.89μg / L e a menor concentração detectada foi 0.60μg /

L.

Eler et al., (2006) observaram concentração de microcistina-LR de 242 µg/mg (peso seco/p.s.)

em amostra de água coletadas em viveiro de peixes durante a ocorrência de floração de cianobactérias

com dominância de Microcystis aeruginosa, M. panniformis e Anabaena spiroides. Um aspecto que

deve ser considerado é o potencial de biacumulação das cianotoxinas (microcistinas) no tecido do

pescado.

Chellappa et al. (2008) avaliaram um reservatório no nordeste brasileiro com diversos usos,

captação de água para consumo humano e irrigação, pesca em cultivo de peixes em tanques-redes, e

observaram concentrações de microcistina de 0,07 a 8,73 μg/L no seston do reservatório e de 0,01 a

2,59 μg/g em amostras de fígado de peixes durante o período de floração algal. Esses valores apresentar

risco a saúde do consumidor de peixes provenientes deste reservatório.

65

5.5 MICROCISTINAS- PEIXES

No intuito de avaliar o potencial de bioacumulação de microcistinas nos peixes coletados, foram

analisados as espécies Tambaqui (Colossoma macropomum) e Tambacu (Colossoma macropomum +

Piaractus mesopotamicus) em três dos seis viveiros avaliados (2, 4 e 18) onde os mesmos eram

cultivados. Os resultados para a presença da microcistina nos peixes analisados foram de baixas

concentrações com valores de 0,003 µg/kg para o tambacu no viveiro 4 e 0,006 µg/kg para tambacu no

viveiro 18. Os demais, os valores ficaram abaixo do limite de detecção do método, portanto não foi

necessário realizar o cálculo.

Os resultados obtidos neste estudo não ultrapassaram este limite, no entanto é necessário o

contínuo monitoramento dos peixes devido a existência da microcistina nos músculos dos peixes

mesmo em pequena quantidade. A ingestão de baixas doses de toxinas continuamente também oferece

grandes riscos, causando enfermidades hepáticas crônicas a médio e longo prazo e a curto prazo pode

ocasionar mal estar digestivo e hepático (Ueno et al., 1996; Yu, 1994). Os primeiros efeitos deste tipo

de intoxicação podem aparecer imediatamente ou até 24 horas após o consumo e são sintomas

característicos: dormência na boca, perturbações gastrointestinais, diarréia, fraqueza, paralisia

respiratória ou cardiovascular e dependendo da quantidade de toxinas ingeridas, morte (Silva, 2006).

De acordo com Chorus e Bartram (1999) a ingestão máxima tolerável de microcistina-LR é

0,04 μg.Kg-1

de peso corpóreo/dia. Magalhães et al. (2001) em estudo de peixes da Lagoa de

Jacarepaguá, no Rio de Janeiro, encontraram concentrações de microcistina nos músculos dos peixes

acima do que é permito pela OMS.

O acompanhamento dos viveiros a cerca da sazonalidade em que acontecem as florações mais

intensas de cianobactérias também se faz pertinente, pois nesse período pode acontecer

concomitantemente a produção ou aumento nas concentrações de toxinas. Assim, deve ser evitado o

consumo do peixe quando confirmada a presença de microcistina já na água. Tanto o controle da

eutrofização quanto o correto manejo da atividade de piscicultura podem servir de medidas preventivas

no controle das florações e seus consequentes riscos à saúde pública.

Um ponto crucial para a definição da dose diária tolerável (TDI) é a quantidade de pescado

ingerida diariamente. Enquanto os estudos de Zhang et al., (2009), Magalhães et al. (2001 e 2003),

Deblois et al. (2008), Chen et al. (2006) e Song et al. (2007) estabeleceram um consumo médio

diário de peixe da ordem de 300g para um indivíduo adulto de 60 kg, Xie et al. (2005), Mohamed et

al. (2003) e Chen et al. (2007) estabeleceu o consumo diário de 100-200 g. Com base nos dados de

pesquisas realizadas pela Secretaria Especial de Aqüicultura e Pesca (SEAP-PR), os valores de

66

referência para consumo de pescado per capita no Brasil variam de 6,8 kg a 8 kg/pessoa/ano

(equivalendo a um consumo diário de 18 a 21 g), sendo que a OMS incentiva o consumo de peixes em

busca do aumento dessa taxa visando atingir 12 kg/pessoa/ano (32 g diários). No Canadá, esse valor é

em média 16 kg/pessoa/ano (43 g/dia) e no Japão esse valor atinge 65 kg/pessoa/ano (178 g/dia). A

média mundial ficou estabelecida em 20 kg pessoa/ano (55 g/dia). Considerando que a ingestão diária

de tilápia do nilo, baseada em índices de consumo de pescado de média mundial, seja de 55

g/pessoa/dia (equivalente a 20 kg/pessoa/ano) foi possível estimar a quantidade de microcistina que

estaria sendo bioacumulada.

Diversos estudos realizados sob condições laboratoriais confirmaram a capacidade dos peixes

de bioacumularem microcistina em seus tecidos. Porém, ainda são poucos os experimentos, com peixes

coletados diretamente do próprio ambiente que comprovaram tal bioacumulação (Magalhães et al,.

2001 e 2003; Xie et al., 2005; Chen et al., 2007 e 2009; Gkelis et al., 2006; Deblois et al., 2008;

Wilson et al. , 2008; Zhang et al. , 2009). Visto que as microcistinas são hepatotoxinas, o fígado tem

papel fundamental no processo de bioacumulação, representando o órgão alvo de animais vertebrados

(Carmichael 1992, 1994; Funasa 2003; Malbrouck et al. 2003; Moreno et al. 2005; Tsukamoto &

Takahashi 2007).

Nos peixes a ocorrência de concentrações de toxinas acima do consumo diário permitido, pela

OMS, constitui uma importante via de intoxicação das populações humanas, especialmente para

aqueles de baixa renda. Contudo, observam-se possíveis implicações para a saúde pública, em função

da eventual contaminação da água e peixes, com cianotoxinas e consequente exposição crônica da

população local aos efeitos deletérios desses compostos (MAGALHÃES et al., 2003).

Em peixes a acumulação de microcistinas pode variar tanto com o tempo de exposição à

cianotoxina, quanto com o tempo de duração de florações. Em climas tropicais e subtropicais, onde as

florações são constantes, pode ocorrer uma exposição crônica aumentando potencialmente os níveis de

contaminação por microcistinas (Deblois et al., 2008). As cianotoxinas podem bioacumular em peixes

por diferentes rotas: (a) através da alimentação direta do fitoplâncton por espécie fitoplanctófaga, como

a carpa prateada (H. molitrix); (b) acumulação de microcistina dissolvida via epitelial (brânquias e

pele); (c) ou exposição via cadeia alimentar (por exemplo, consumo, pelos peixes, de mexilhões que

filtraram cianobactéria tóxica na água) IBELINGS & CHORUS (2007).

Estudos desenvolvidos no Brasil por Magalhães et al., (2001) e (2003) demonstraram que

peixes e crustáceos também são capazes de acumular microcistinas em seu tecido muscular com

valores registrados em crustáceos de 103,3 µg/g e em peixes de 39,6 µg/g na Baía de Sepetiba,

portanto, níveis acima do limite recomendado pela OMS, o que representa um sério risco para a

67

população que consome esse pescado. Além disso, já foi demonstrado também que a depuração dessas

hepatotoxinas pelas tilápias é bastante lenta, podendo levar até 15 dias após ingestão das células tóxicas

(SOARES et al., 2004).

Segundo Magalhães et al. (2001), a exposição crônica de peixe à microcistina através da

ingestão natural de cianobactérias na lagoa de Jacarepaguá RJ, possibilitou a detecção de MCs no

músculo, indicando efeito residual de MCs neste tecido muscular. Outrossim, cuidados na interpretação

em relação a técnica imunoquímica utilizada no ensaio por esses autores torna-se essencial, devido ao

alto risco de falso-positivo em substrato biológico. Neste mesmo estudo com T. rendalli em situação de

floração intensa os valores de fitoplâncton atingiram 107 células/mL, as concentrações de microcistina

em músculo foram de 0,337µg/g, valor este considerado pelos autores 42 vezes acima do limite

proposto. Durante os três anos de estudo nesta amostragem, 71,7% das mesmas foram considerados

acima do TDI, representando um grande risco o consumo desses peixes (Magalhães et al., 2001).

Em outro estudo realizado por Magalhães et al. (2001), foram encontradas na lagoa de

Jacarepaguá, grande massa de células tóxicas de Microcystis no estômago de tilápias (Tilapia rendalli),

e acúmulo de microcistinas nas víceras, fígado e músculo, o que comprova a ingestão e assimilação

destas toxinas pelos peixes em ambientes naturais. Zhang et al. (2007) encontraram as maiores

concentrações de microcistinas no intestino de H. molitrix, porém, não encontraram nenhuma toxina no

tecido adiposo, sugerindo que a ingestão é a rota mais provável de exposição desta carpa.

Magalhães et al. (2001), realizaram um estudo sobre a bioacumulação de microcistinas em

tilápias (Tilapia rendalli) que se alimentaram continuamente de cianofíceas tóxicas em um lago no

sudeste do Brasil. Os peixes (T. rendalli) foram coletados a cada duas semanas entre agosto de 1996 e

novembro de 1999. As microcistinas do fitoplâncton foram analisadas por HPLC, enquanto fígado e

tecido muscular dos peixes foram analisados por um kit Elisa. Nas amostras do fitoplâncton, foram

confirmadas a dominância do gênero Microcystis e nas amostras de fígado e tecido muscular dos peixes

confirmou-se a presença de microcistinas em concentrações perto ou acima do limite recomendado,

pela OMS, durante todo o período do estudo, incluindo os tempos de baixa densidade da floração. Os

resultados confirmaram a acumulação e persistência das microcistinas nos tecidos musculares,

mostrando o alto risco no consumo destes peixes.

Em ambiente natural, embora muitas espécies de cianobactérias, sejam capazes de produzir

potentes toxinas, dentro de uma mesma floração podem ocorrer cepas produtoras e não produtoras de

toxinas. As variações nas concentrações de toxinas intracelulares podem estar relacionadas com as

condições ambientais, interações com demais organismos e de diferentes linhagens podendo em certas

colônias por exemplo, haver maior produção de toxinas do que em outras.

68

Alguns estudos têm demonstrado que cianobactérias podem exercer efeitos adversos em peixes,

incluindo danos ao fígado, às guelras e aos rins, distúrbio no equilíbrio iônico, mudanças

comportamentais, redução no crescimento e mortalidade (Erickson et al. 1989, Tencalla et al. 1994,

Rodger et al. 1994, Bury et al. 1995, Zimba et al. 2001, Li et al. 2005). No entanto, além de não haver

estudos conclusivos que correlacionem estes efeitos às cianotoxinas conhecidas, resultados conflitantes

emergem de alguns estudos. Beveridge et al. (1993) mostraram que Tilápia do Nilo (Oreochromis

niloticus) apresentou aumento dos batimentos operculares e da taxa de ingestão de cianobactérias com

uma cepa não-tóxica de M. aeruginosa e nenhum efeito com uma cepa tóxica, Keshavanath et al.

(1994) observaram resposta inversa para a mesma espécie de peixe. A carpa européia Rutilus rutilus

alimentada com células de Aphanizomenon ou Microcystis coletadas de lagos eutróficos apresentou

baixo crescimento quando comparada à carpa alimentada com zooplâncton, mas o crescimento com

Microcystis foi significativamente menor. Este baixo crescimento, entretanto, não pôde ser atribuído à

presença de microcistinas, mas sim à baixa digestibilidade desta cianobactéria para a carpa (Kamjunke

et al. 2002).

Espécies de peixes herbívoros como tilápia e carpa são mais susceptíveis de serem afetadas

pelas cianotoxinas. Alguns estudos experimentais de laboratório, entretanto, realizam a exposição às

cianotoxinas através da via gastro-intestinal de maneira forçada, introduzindo extratos de

cianobactérias diretamente no estômago dos peixes por tubos (gavage), ou utilizam misturas de extratos

com agar-agar, formando uma espécie de gelatina, a qual é oferecida ad libitum (Carbis et al. 1996,

Tencalla & Dietrich 1997, Zimba et al. 2001, Soares et al. 2004). Outros ainda utilizam a via

intraperitonial, lisando previamente as células concentradas a partir de culturas ou de florações naturais

(Carbis et al. 1996, Zimba et al. 2001, Li et al. 2005). Embora estas técnicas sejam úteis no estudo de

efeitos patológicos, nenhuma delas representa as condições naturais.

Estudos sobre acumulação de outras hepatotoxinas em animais de água doce são escassos.

Saker & Eaglesham (1999) estudaram a acumulação de cilindrospermopsina (CYN) em Cherax

quadricarinatus (Decapoda) provenientes de açude de aquicultura e em condições de laboratório e

verificaram maior acúmulo desta toxina no hepatopâncreas. Saker et al. (2004) encontraram

concentrações de CYN da ordem de 2,9 a 5,9μg g-1

nos tecidos (corpo e víceras) de Anodonta cygnea,

mas valores maiores (61,5μg g-1

) ocorreram na hemolinfa deste bivalve. Estes autores também referem

que a concentração máxima desta toxina atingiu 408μg l-1

na hemolinfa do bivalve quando a

concentração no meio era de 34μg l-1

, o que fornece um FBA de 12. Nogueira et al. (2004a) abordaram

a acumulação de CYN em Daphnia magna, mas verificaram que o FBA em relação ao meio

69

circundante foi muito baixo (0,41-0,76), concluindo que, embora a passagem desta toxina para níveis

tróficos superiores seja possível, a bioacumulação desta toxina não ocorreu.

Estudos realizados por Sipiä et al. (2001) na região do Mar Báltico que constataram a

bioacumulação de nodularinas no músculo de pescado comercializado na região, com níveis máximos

de 140 µg/kg. Buynder et al. (2001) constataram o efeito de bioacumulação dessa mesma cianotoxina

no pescado durante florescimento de cianobactérias tóxicas nos Lagos Gippsland (Austrália), com

níveis variando de 250 µg/kg no músculo de pescado, 1.100 µg/kg em camarões e 1.500 µg/kg em

moluscos. Essa capacidade de bioacumulação de cianotoxinas foi verificada em estudos realizados por

Vasconcelos (1999) em Portugal, em peixes da família Cyprinidae, cujos níveis detectados de

microcistinas atingiram valores máximos de 280 µg/kg. Experimento realizado por Xie et al. (2004)

com carpa prateada ( Hypophthalmichthys molitrix) demonstraram a capacidade dessa espécie de peixe

em bioacumular microcistinas em regiões diferenciadas do corpo sem haver riscos de letalidade.

A possibilidade de bioacumulação e transferência de cianotoxinas por meio da ingestão de

peixes e moluscos que tenham se alimentado continuamente de cianobactérias acumulando as toxinas

em seus tecidos determina sérios riscos à saúde humana (Matsuzaki et al., 2004). Alguns animais não

resistem aos ambientes eutróficos quando provocados por cianobactérias, podendo morrer devido à

ação das microcistinas. Porém nos casos de toxicidade sub-letal, os animais (moluscos, peixes e

lagostas) conseguem sobreviver tempo suficiente para acumular as toxinas e transferi-las ao longo da

cadeia alimentar, oferecendo risco ao consumo humano.

Alguns estudos têm demonstrado a bioacumulação e a toxicidade destas substâncias em

moluscos (Whittle, 2000). Foi realizado um estudo com a carpa prateada como modelo de peixe

filtrador oriundo de piscicultura, com o objetivo de analisar-se a incorporação de microcistinas pelos

peixes. Para isto, os peixes foram colocados em aquários de vidro e tratados com cianobactérias tóxicas

e não tóxicas com diferentes números celulares, que variaram de 195.000 e 1.350.000 células de

Microcystis/mL. A análise da presença da toxina nos tecidos dos peixes foi realizada após extração por

meio do imunoensaio específico para microcistinas – ELISA. Os experimentos indicaram valores de

toxinas no músculo do peixe entre 0 e 0,015 μg/g de peso seco do músculo. A variação das

concentrações de toxinas encontradas no músculo não foram lineares com as concentrações de toxinas

presentes na água, que chegaram a ultrapassar 27 μg/L. Assim, apesar de não ter-se encontrado no

músculo dos peixes valores superiores a 0,015 μg/g de peso seco, pode-se considerar que o consumo da

carpa prateada, assim como de outros peixes filtradores de água doce, salobra ou marinha, apresenta

risco à saúde humana, quando em contato com cianobactérias tóxicas, e portanto os peixes devem ser

monitorados (Giordano, 2007).

70

Trabalhos realizados por Carbis et al. (1997) revelaram que a ingestão M. aeruginosa com alto

nível de microcistina provoca irritações do canal alimentar. Mudanças degenerativas no epitélio

braquial da carpa estiveram associadas com prejuízo tóxico causado por microcistina. Estes autores

inferem que baixa concentração de toxina presente no músculo pode, ainda, representar um risco

significativo para a saúde humana, apesar desta cianotoxina não ter sido reconhecida como risco

potencial à espécie testada.

Soares e colaboradores (2004) verificaram a possibilidade de acumulação e depuração de

microcistina (MCYSTs) em juvenis de Tilapia rendalli. E destacaram que esta espécie é capaz de

acumular microcistina frente à disponibilidade de outras fontes de alimentação. A exposição crônica de

microcistina caracterizada pelo seu consumo oral por longo período pode representar um risco à saúde

humana. No entanto, a ocorrência de algas tóxicas cianobactérias produzindo microcistina em tanques

de aquicultura representam um risco à qualidade de peixe a ser consumido e, consequentemente, esta

rota de exposição deve se tornar uma importante preocupação para as autoridades de saúde pública.

Embora ainda seja discutido o papel das toxinas produzidas pelas cianobactérias sobre os

ambientes aquáticos, são claramente definidos os efeitos deletérios da presença destes organismos e

seus metabólitos intracelulares sobre a biota aquática. Glibert et al. (2002) relata problemas de

mortandade de (Liza klunzingeri), acima de 2500 toneladas em uma enseada no Kuwait, os autores

observaram que as condições ecológicas que levaram a mortandade de peixes, foi que a partir das

condições ambientais alteradas (pH, nutrientes e condutividade) no ambiente aquático aumentaram a

susceptibilidade dos peixes à doença. Os mesmos observaram ainda amostras adicionais de peixe para

análise de identificação das espécies de algas na musculatura, onde foi encontrados nos animais

estudados concentrações de toxinas abaixo dos limites esperados.

Estudo recente com Tilapia rendalli em condições laboratoriais avaliou taxas de acumulação e

depuração de MCYST ratificando a bioacumulação, bem como fornecendo os primeiros indícios de

taxa de excreção dessa toxina (Soares et al., 2004).

Li et al. (2004) observaram acúmulo de microcistina-LR no fígado (261 ng ± 108,3 ng/g de

peixe) e no músculo (38,3 ± 12,3 ng/g de peixe) de carpas (Cyprinus carpio). Segundo estes autores, a

microcistina pode ser parcialmente excretada pelas fezes do animal após a biotransformação, sendo o

restante da toxina acumulado no fígado, músculo e outros tecidos.

Em ensaio experimental agudo (72 horas) com tilápias (O. niloticus), Santos et al. (2007)

relataram a marcação imunoistoquímica positiva ao antígeno nuclear de proliferação celular (PCNA)

nos hepatócitos dos peixes expostos à microcistina, por imersão e por inoculação intraperitoneal.

71

Segundo os autores, os resultados indicam ter havido estímulo à proliferação de hepatócitos nos

animais expostos à microcistina, que é considerada promotora tumoral.

A acumulação de MCYSTs em peixes pode variar de acordo com o tempo de exposição à

toxina e, consequentemente, com o tempo de duração da floração tóxica. Em regiões de climas

tropicais e subtropicais, onde florações podem ser encontradas durante, praticamente, todo o ano, os

organismos estão sujeitos à constante exposição à esta cianotoxina, o que pode ocasionar acumulação,

provocando intoxicações com efeitos crônicos.

No Brasil, as espécies de peixes Oreochromis niloticus e Tilapia rendalli são amplamente

distribuídas para introdução em reservatórios e para aqüicultura, onde são cultivadas comercialmente

em tanques-rede, tornando-se uma importante fonte de proteína animal e de renda para muitas famílias

(SOARES et al., 2004; FIGUEREDO e GIANI, 2005).

No trabalho realizado por Mohamed et al. 2003, as concentrações de microcistina foram

maiores nas vísceras da tilápia em detrimento dos músculos. Em estudo conduzido no lago Chaohu,

localizado no sul da China, Xie et al. (2005) realizaram análises de diversos órgãos de peixes de

diferentes níveis tróficos (fitoplanctófagos, herbívoros, onívoros e carnívoros). As maiores

concentrações de microcistinas foram detectadas no intestino e sangue seguido por fígado, bile e rins, e

por último o músculo, cuja bioacumulação foi muito reduzida. Com referência as espécies, as maiores

concentrações foram detectadas em peixes carnívoros e onívoros e as mais baixas em peixes

fitoplanctófagos e herbívoros. Uma provável explicação dada pelos autores é de que os peixes

carnívoros poderiam acumular mais microcistinas pelo fato de apresentarem outras rotas no trato

gastrointestinal, enquanto os peixes fitoplanctófagos teriam condições de degradar microcistinas mais

ativamente, além também considerarem a possibilidade da ocorrência da combinação destes

mecanismos supracitados. Apesar da expectativa de que os peixes que se alimentam diretamente de

cianobactérias tóxicas poderem acumular mais microcistinas, peixes fitoplanctófagos e herbívoros

tendem a bioacumular menos. Xie et al. (2004) sugerem que talvez por uma questão de adaptação ao

habitat eutrófico, a carpa prateada desenvolveu um mecanismo para degradar MC-LR, eliminando a

maior parte pelas fezes.

A exposição crônica de espécies de peixes a cianobactérias tóxicas, realizadas em experimentos,

mostram a possibilidade de acumulação de toxina no músculo (SOARES et al., 2004). Resultados de

Cazenave et al. (2005) apresentam microcistina no músculo do peixe depois de 24 horas de exposição,

havendo o aumentando da concentração com o tempo. Por outro lado, Adamovsky et al. (2008)

concluiu que nas primeiras semanas de exposição houve máxima concentração de microcistinas e em

períodos prolongados um aumento menos significativo. É visto também que a depuração nos músculos

72

é mais lenta do que nos outros órgãos contaminados, como demonstrado por Dong et al. (2009), onde

foi observada uma clara diminuição na concentração de cianotoxinas no fígado, rim e intestino, mas

não no músculo. Desse modo, é possível explicar a presença da microcistina nos músculos dos peixes

adultos em menor concentração.

Cazenave et al. (2005) fala do risco para contaminação em crianças ou pessoas com menor peso

do que o referido, alertando assim para possíveis contaminações mesmo que seja baixa a concentração

existente.

No lago Erie, localizado entre os Estados Unidos e o Canadá, Wilson et al. (2008) relata

concentrações de MCYSTs acumuladas em fígado de Perca flavences variando entre 0,017 a 1,182

µg/g, em situações onde a clorofila- a atingiu concentrações de 47 µg/L. De acordo com Deblois et al.

(2008), em um estudo realizado em dois reservatórios hidroelétricos brasileiros, em áreas eutrofizadas,

os valores de bioacumulação de microcistina em fígado de O. niloticus, apresentaram médias de

concentração bem mais altas, de 10,1 ± 1,3 µg/g referente a variação de concentração de 9,2 – 11,2

µg/g em Furnas e média de 14,4 ± 7,2 µg/g variando de 2,7 – 32,1 µg/g em Funil. Neste mesmo estudo,

a análise de outra espécie de tilápia, a T. rendalli, evidenciou menores concentrações de bioacumulação

em fígado com média de 1,3 ± 0,8 µg/g e valores que oscilaram de 0,8 a 2,4 µg/g.

Um estudo realizado nos anos de 2006 e 2007, envolvendo a análise de fígado de carpas

prateadas (H. molitrix) cultivadas em tanques-rede para fins de controle da eutrofização na área do

braço do Riacho Fundo, no lago Paranoá, Starling & Starling (2009) também confirmaram a presença

de microcistina no fígado dos peixes, com valores bem mais baixos que variaram de 0,0388 a 0,2698

µg/g.

A grande maioria dos estudos envolvendo a bioacumulação de cianotoxinas na cadeia alimentar

foi realizada em áreas eutróficas de ecossistemas lacustres acometidos por florações de cianobactérias

produtoras de cianotoxinas, sendo que a transferência dessas para os organismos aquáticos ocorre logo

após a detecção dessa toxina na água (Magalhães et al. , 2001). Evidências neste sentido foram também

relatadas em um estudo realizado com truta arco-íris, sendo que a presença de MCs já foi detectada em

amostras de sangue e fígado decorridos três dias de exposição à cianotoxina (Tencalla & Dietrich,

1997). Além disso, a detecção de baixas concentrações de cianotoxinas na coluna d’água não significa

obrigatoriamente que a detecção nos tecidos de organismos aquáticos será baixa. Em um estudo com

carpa prateada em laboratório, Xie et al. (2004) identificaram que apesar da concentração de MCs ter

sido baixa no tanque, já havia elevada concentração dessa cianotoxina no sangue dos peixes bem como

sinais claros de bioacumulação em fígado e músculo desses indivíduos. Magalhães et al. (2001)

também detectaram a presença de microcistinas em tecidos de peixes mesmo quando a toxina não era

73

mais detectada na água. Além disso, um outro estudo com O. niloticus, sob condições laboratoriais,

demonstrou que 90% da toxina administrada oralmente bioacumulou no fígado (Zhao et al. , 2006). A

acumulação de microcistinas nos tecidos desses organismos aquáticos representa risco à saúde humana,

pois os sintomas de intoxicação por essas toxinas envolvem fraqueza, anorexia, palidez de mucosas,

vômito, frio, diarréia (Carmichael e Schwartz, 1984), além de promoverem o desenvolvimento de

tumores hepático (Nishiwaki-Matsushima et al. , 1992).

Mohamed et al. (2003), analisou O. niloticus em uma estação de piscicultura no Egito com

“Bloom” de cianobactérias, sendo os resultados máximos de microcistina na água de 1,2 mg/g e a

concentração da toxina no músculo do peixe tendo atingido 0,102 µg/g, quantidade que foi considerada

cinco vezes acima do proposto pela OMS.

Um dos peixes analisados passou pelo processo de depuração. Foi realizado o mesmo

procedimento para detecção de microcistina em seu tecido muscular, mas o valor detectado ficou

abaixo de zero. Para passar pelo processo de depuração, o peixe foi colocado em um tanque de

alvenaria, sem alimentação, com água corrente, sendo o período de tempo variável em função da

qualidade da água de cultivo. O tanque de depuração deve possuir um sistema contínuo de circulação

de água e aeração, evitando o acúmulo de dejetos excretados pelos peixes. Esta etapa do processo é

considerada como sendo o primeiro ponto de controle quanto aos cuidados pré-abate. A água de

depuração deve ser proveniente de fonte segura pra evitar a presença de contaminantes

(microbiológicos ou químicos) na matéria-prima e ser isenta de resíduos da ração;

A prática de depuração é recomendada para eliminar o “off flavor”, particularmente se o

pescado foi criado em sistemas semi-intensivos e em tanques- rede. A depuração de tilápias do nilo

criadas pela represa de Ibitinga, no Rio Tietê (SP), foi testada em vários períodos (1, 2, 3, 4, 9 e, 15

dias), mas só após nove dias, os peixes apresentaram qualidade sensorial para consumo, porém com

significativa perda de peso, e consequentemente perda do valor comercial (TORLONI et al., 1983).

O uso de tanques de depuração, geralmente, é restrito aos frigoríficos de pequeno porte devido à

necessidade de um considerável volume de água para depuração de grandes quantidades de peixes.

Este processo, além de ser adotada para minimizar problemas com contaminação microbiana e

“off flavor” (STICKNEY, 2005) é um processo simples que pode ser conduzido por produtores, para

sentido de diminuir ou eliminar a presença de STX (GALVÃO et al., 2009).

Florações de algas em sistemas de piscicultura tem sido pouco estudado, principalmente em

relação aos seus efeitos tóxicos diretos sobre os peixes e os seres humanos, tendo em vista a

possibilidade de bioacumulação das toxinas sobre a musculatura do peixe, bem como sua possível

transferência para o consumidor. Além disso, há uma perda econômica devido a grande mortandade de

74

peixes que podem estar associadas aos eventos de floração. Entretanto, são poucos os estudos que

abordam o impacto das florações de algas nas pisciculturas no Brasil, tanto do ponto de vista da

qualidade e mortandade de peixes como da sua interferência na saúde do peixe.

6. CONCLUSÃO

A frequente ocorrência de florações de cianobactérias tóxicas nos viveiros estudados leva a

concluir que é de grande importância o constante estudo de monitoramento tanto da qualidade

da água quanto do pescado, principalmente porque existe a prática do pesque-pague utilizada

para recreação.

Os resultados não ultrapassam os limites de ingestão diária tolerável (TDI) estabelecido pela

OMS. No entanto, se faz necessário o acompanhamento, tanto da sazonalidade das florações de

cianobactérias nos viveiros, evitando o consumo do peixe nesses períodos, como medidas

mitigadoras para a eutrofização. Além de uma adequada gestão da atividade de piscicultura a

fim de minimizar ou não acelerar a deterioração dos mesmos.

O predomínio de Microcystis nos viveiros 4 e 18 pode estar relacionado com uma maior

concentração de microcistina na carne dos peixes nestes viveiros.

A toxicidade da água acarretou na biomagnificação da microcistina nos tecidos dos peixes de

cultivo, sendo detectadas, nos peixes analisados, concentrações de microcistina inferiores ao

limite máximo estabelecido pela OMS (0,04 μg/Kg/dia).

Os resultados indicaram a necessidade de melhores práticas de manejo para minimizar os

impactos do processo de eutrofização dos viveiros, além de políticas de controle rigoroso para

estes sistemas, garantindo a qualidade dos alimentos.

Os seis viveiros estudados estão inadequados para a cultura de peixe, de acordo com a

legislação brasileira (CONAMA 357), com base nos parâmetros físicos e químicos, os

resultados indicaram a necessidade de uma melhor gestão para minimizar os impactos da

eutrofização em viveiros, além de um controle rigoroso.

75

Verificou-se que as florações de cianobactérias foram representadas pela ordem Chroococcales,

sendo o gênero Microcystis o mais frequente e abundante em todos os viveiros estudados.

Fatores como temperatura, OD, disponibilidade de nutrientes contribuíram para a ocorrência

das florações nos viveiros.

RECOMENDAÇÕES FINAIS

A intoxicação humana via alimentos deve ser monitorada, assim como o controle de qualidade

dos peixes com florações de cianobactérias. Existe, ainda, a necessidade de controle da

eutrofização para minimizar o crescimento das mesmas reduzindo a exposição e os riscos

potenciais à saúde. Recomenda-se ainda o monitoramento e controle contínuo da água, por

meio de análises físicas, químicas e biológicas, do pesqueiro estudado, evitando possíveis

florações das cianobactérias tóxicas encontradas.

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