PROBIÓTICO E PREBIÓTICO NA ALIMENTAÇÃO DE SUÍNOS … · O probiótico constitui-se de um...
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PROBIÓTICO E PREBIÓTICO NA ALIMENTAÇÃO DE SUÍNOS EM CRESCIMENTO E TERMINAÇÃO JULIEN CHIQUIERI UNIVERSIDADE ESTADUAL DO NORTE FLUMINENSE DARCY RIBEIRO CAMPOS DOS GOYTACAZES – RJ JULHO - 2003
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PROBIÓTICO E PREBIÓTICO NA ALIMENTAÇÃO DE SUÍNOS EM
CRESCIMENTO E TERMINAÇÃO
JULIEN CHIQUIERI
UNIVERSIDADE ESTADUAL DO NORTE FLUMINENSE DARCY RIBEIRO
CAMPOS DOS GOYTACAZES – RJ
JULHO - 2003
PROBIÓTICO E PREBIÓTICO NA ALIMENTAÇÃO DE SUÍNOS EM CRESCIMENTO E TERMINAÇÃO
JULIEN CHIQUIERI
Tese apresentada ao Centro de Ciências e Tecnologias Agropecuárias da Universidade Estadual do Norte Fluminense Darcy Ribeiro, como parte das exigências para obtenção do título de Mestre em Produção Animal.
Orientadora: Profª Rita da Trindade Ribeiro Nobre Soares
CAMPOS DOS GOYTACAZES – RJ JULHO - 2003
Ao
meu pai e à minha mãe pelo amor e confiança incondicionais.
À
minha esposa Tatiana e à nossa filha Giulia pela paciência, estímulo e grande ajuda intelectual e emocional
DEDICO.
iv
AGRADECIMENTOS
À Universidade Estadual do Norte Fluminense Darcy Ribeiro (UENF) e ao
Centro de Ciências e Tecnologias Agropecuárias (CCTA), pelo oferecimento deste
curso.
À FAPERJ pela concessão de bolsa de estudo.
Aos meus pais, esposa, filha e irmão pelo apoio incondicional.
À minha orientadora, Rita da Trindade R. N. Soares, pela orientação e
apoio na realização dos trabalhos.
À ICC do Brasil pela doação de ingredientes indispensáveis à realização
deste trabalho.
Ao professor Jorge Carlos Dias de Souza, da UFRRJ, pela grande ajuda na
avaliação das carcaças dos suínos.
Ao professor Eulógio Carlos Queiroz de Carvalho e à técnica Luciana da
Silva Lemos (LSA/CCTA/UENF), pela ajuda fundamental na avaliação das
vilosidades intestinais dos suínos.
À Maria Beatriz Mercadante, Jonas e José pela intensa dedicação na
realização da parte prática do trabalho.
v
À Ana Paula Delgado, pela ajuda essencial na realização da colheita e
análises do sangue dos suínos.
À Gina, do LSA, pelo empenho nas análises microbiológicas das fezes.
À Bianca Gomyde Ventura pela intensa colaboração e presteza,
fundamentais para o bom desenvolvimento deste trabalho.
Ao amigo Afonso Aurélio de Carvalho Peres pela ajuda prestada na hora do
abate dos suínos.
vi
BIOGRAFIA
JULIEN CHIQUIERI, filho de Abner Chiquieri e Ana Maria Crepaldi
Chiquieri, nasceu em 17 de dezembro de 1976, na cidade de Bauru – SP.
Em 1995, ingressou no curso de Graduação em Zootecnia da Universidade
Federal Rural do Rio de janeiro (UFRRJ), em Seropédica – RJ, onde completou
sua Graduação no ano de 2000.
Em agosto de 2001, foi admitido no Curso de Pós-Graduação em Produção
Animal, Mestrado, Nutrição de Monogástricos, da Universidade Estadual do Norte
Fluminense Darcy Ribeiro (UENF), em Campos dos Goytacazes – RJ,
submetendo-se à defesa de tese para conclusão do curso em julho de 2003.
vii
CONTEÚDO
DEDICATÓRIA.........................................................................................................iv
AGRADECIMENTOS................................................................................................v
BIOGRAFIA.............................................................................................................vii
LISTA DE TABELAS.................................................................................................x
LISTA DE FIGURAS................................................................................................xi
RESUMO.................................................................................................................xii
ABSTRACT............................................................................................................xiv
1. INTRODUÇÃO........................................................................................1
2. REVISÃO DE LITERATURA...................................................................4
2.1. Antibióticos na alimentação animal...............................................4
2.2. Probióticos na alimentação animal................................................6
2.3. Prebióticos na alimentação animal..............................................11
2.4. Simbióticos na alimentação animal..............................................13
viii
2.5. Leucometrias e Bioquímica do sangue........................................14
2.6. Características da carcaça...........................................................15
2.7. Altura das vilosidades intestinais.................................................16
3. MATERIAIS E MÉTODOS......................................................................17
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO..............................................................25
4.1. Características de desempenho..................................................25
4.2. Leucometrias e Bioquímica do sangue........................................28
4.3. Características de carcaça...........................................................30
4.4. Altura das vilosidades..................................................................34
5. CONCLUSÕES......................................................................................36
6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS.......................................................37
7. APÊNDICE.............................................................................................43
ix
LISTA DE TABELAS
Tabela 1. Composição das rações basais das fases de crescimento e terminação..............................................................................................................19 Tabela 2. Temperaturas médias durante as 11 semanas do experimento.............20 Tabela 3. Valores de consumo de ração, ganho de peso e conversão alimentar na fase de crescimento................................................................................................26 Tabela 4. Valores de consumo de ração, ganho de peso e conversão alimentar na fase de terminação.................................................................................................27 Tabela 5. Valores de consumo de ração, ganho de peso e conversão alimentar na fase total do experimento........................................................................................27 Tabela 6. Valores dos dados de bioquímica do sangue.........................................29 Tabela 7. Valores das leucometrias global e específica.........................................30 Tabela 8. Valores de área de olho de lombo..........................................................31 Tabela 9. Valores de espessura de gordura de cobertura......................................32
Tabela 10. Valores de espessura de gordura de cobertura da picanha.................32 Tabela 11. Valores de peso do fígado, peso do baço, peso da carcaça quente e comprimento da carcaça quente.............................................................................33
Tabela 12. Valores do grau de marmoreio.............................................................33
x
LISTA DE FIGURA
Figura - Altura das vilosidades intestinais...............................................................35
xi
RESUMO
CHIQUIERI, Julien, M. S. , Universidade Estadual do Norte Fluminense Darcy Ribeiro; julho de 2003. Probiótico e prebiótico na alimentação de suínos em crescimento e terminação. Orientadora: Rita da Trindade Ribeiro Nobre Soares.
O experimento foi conduzido no Setor de Suinocultura do Laboratório
de Zootecnia e Nutrição Animal do Centro de Ciências e Tecnologias
Agropecuárias da Universidade Estadual do Norte Fluminense. Foram utilizados
40 suínos mestiços (Landrace X Large White) machos castrados. Os animais
foram submetidos a diferentes tipos de rações contendo probiótico e/ou prebiótico
e antibiótico como estimulantes de crescimento. Os tratamentos utilizados foram
os seguintes: T1) ração basal (sem aditivo); T2) ração basal + antibiótico
(Nitrovim); T3) ração basal + probiótico (Saccharomyces cerevisiae); T4) ração
basal + prebiótico (mananoligossacarídeo); T5) ração basal + probiótico
(Saccharomyces cerevisiae) + Prebiótico (mananoligossacarídeo). Foram
avaliadas as características de desempenho (Consumo de ração, ganho de peso e
conversão alimentar) em cada fase experimental (crescimento e terminação).
xii
Amostras de sangue de 20 suínos foram colhidas três vezes ao longo do
experimento para posterior análise laboratorial das leucometrias global e
específica e da bioquímica. Desses mesmos vinte animais foram colhidas as fezes
para posterior identificação das bactérias. Foram feitas três análises in vivo da
carcaça de todos os suínos, com aparelho de ultra-som para análise da área de
olho de lombo, espessura de gordura de cobertura, espessura de gordura de
cobertura da picanha e grau de marmoreio. Após o abate foram colhidas amostras
do intestino delgado (duodeno) de vinte animais para análise da altura das
vilosidades intestinais. Além disso, foram feitas as medições de comprimento de
carcaça quente, peso de carcaça quente, peso do fígado e baço. Não foram
encontradas diferenças significativas nas características avaliadas (P>0,05). As
médias de consumo de ração diário (kg), ganho de peso diário (kg) e conversão
alimentar (kg/kg) no período total foram respectivamente: 3,83/0,75/2,56;
3,83/0,80/2,41; 3,94/0,78/2,53; 3,91/0,75/2,59 e 3,89/0,74/2,64 para os
tratamentos 1, 2, 3, 4 e 5. As médias da área de olho de lombo (cm2), espessura
de gordura de cobertura (mm) e espessura de gordura de cobertura da picanha
(mm) no período total foram respectivamente: 36,4/16,0/16,0; 38,4/15,7/15,5;
39,5/16,4/16,0; 35,1/16,3/16,6 e 36,8/16,0/15,9 para os tratamentos 1, 2, 3, 4 e 5.
Pode-se concluir que é possível a substituição do antibiótico por probiótico e/ou
prebiótico sem nenhum prejuízo para o desempenho dos suínos.
Palavras-chave: Aditivos, estimulantes do crescimento, monogástricos
xiii
ABSTRACT CHIQUIERI, Julien, M. S., Universidade Estadual do Norte Fluminense Darcy ribeiro; July 2003. Probiotics and prebiotics in swine feeding at both growth and termination phases. Advisor: Dr. Rita da Trindade Ribeiro Nobre Soares.
The experiment was conducted at the Swine Sector of the Animal
Husbandry and Animal Nutrition Laboratory of the Center for Agricultural and
Pastoral Science and technology of North Rio de Janeiro State University. Forty
crossbred (Landrace x Large White) castrated male swine were used. The animals
were fed various types of feeds containing probiotics and/or prebiotics plus
antibiotics as growth stimulants. Treatments used were as follows: T1) basal feed
(no additives); T2) basal feed plus antibiotic (nitro vim); T3) basal feed plus
Probiotic (Saccharomyces cedrevisiae); T4) basal feed plus prebiotic
(mananoligosaccharid); T5) basal feed plus probiotic (Saccharomyces cerevisiae),
plus prebiotic (mananoligossaccharid). Swine were weighed both at onset and end
of each experiment phase (growth and termination) in order to obtain, by difference
observation, weight gain both per experimental phase as well as daily weight gain.
xiv
Blood samples from 20 swine were collected three times daily throughout
the experiment for later laboratory analysis of both global and specific leukometry,
as well as biochemical analysis. From those same 20 animals feces were collected
for later identification of bacteria. Three in vivo analyses were made of carcasses
of all of the swine by means of ultrasonic set, of the area of loin eye, fat cover
thickness, thickness of cover fat of the superior gluteo (“picanha”) and degree of
marmorean.
After slaughter small intestine (duodenum) samples were collected from
twenty animals for analysis of the height of intestinal vilosity. Furthermore,
measurements were made of hot carcass length, hot carcass weight, liver and
spleen weight. In all of the characteristics, no significant (P>0.05) differences were
found amongst the various treatments. Results found for daily weight gain were,
namely, 0.75 kg, 0.80 kg, 0.78 kg, 0.74 kg, 0.75 kg for treatments 1, 2, 3, 4, and 5,
respectively, during the overall period of experiment. Daily average feed intake as
measured during overall period of experiment was 3.83 kg, 3.83 kg, 3.94 kg, 3.89
kg, and 3.91 kg, on treatments 1, 2, 3, 4, and 5, respectively. With those results,
the alimentary conversion was calculated throughout the whole period: 2.56 kg,
2.41 kg, 2.53 kg, 2.64 kg, and 2.59 kg for treatments 1, 2, 3, 4, and 5, respectively.
Results found for the area of loin eye (cm2), fat cover thickness (mm), thickness of
cover fat of the superior gluteo (“picanha”) (mm) were respectively: 36,4/16,0/16,0;
38,4/15,7/15,5; 39,5/16,4/16,0; 35,1/16,3/16,6 and 36,8/16,0/15,9 for the
treatments 1, 2, 3, 4, and 5.
Through the observation of such results it can be concluded that it is
possible the replacement of antibiotics by probiotics and/or prebiotcs without any
losses for swine performance.
Key-words: Additives, growth stimulants, monogastrics
xv
1. INTRODUÇÃO
A suinocultura brasileira tem mostrado grandes avanços nos últimos anos,
em relação à nutrição, manejo e melhoramento genético, contribuindo para uma
melhoria na produtividade. Entretanto, as condições de higiene das granjas não
garantem ambientes livres de microrganismos patogênicos, provocando, desta
maneira, vários problemas relacionados a distúrbios entéricos, baixo
aproveitamento de nutrientes e doenças em geral (POZZA, 1988).
Dessa maneira, fez-se necessária utilização de produtos antimicrobianos
que garantissem ao animal a oportunidade de expressar todas as suas
qualidades, conseguidas através do intenso melhoramento genético.
Os antibióticos passaram a ser usados na alimentação de suínos com o
objetivo de reverter este quadro de desequilíbrio da microbiota, promovendo uma
melhor performance dos animais. De acordo com TALAMINI et al., (1998), na
última metade do século 20 o “status” sanitário dos suínos foi sustentado pela
disponibilidade de antibióticos no tratamento e controle de doenças e no uso de
vacinas para evitá-las. Com o passar dos anos e o uso indiscriminado dos
antibióticos, desencadeando muitas discussões negativas, tanto a nível técnico
como a nível de mercado consumidor, vários aditivos alternativos têm sido
testados, como é o caso dos probióticos e prebióticos.
O probiótico constitui-se de um suplemento aditivo de ração, composto por
agente microbiano vivo, que atua beneficamente no hospedeiro, melhorando o
equilíbrio microbiano do intestino (FULLER e COLE, 1988).
Os probióticos não surgem como substitutos dos antibióticos e sim como
alternativa eficaz e econômica para que os antibióticos sejam utilizados quando
realmente necessários.
Os probióticos têm efeitos exclusivamente para distúrbios gastrintestinais,
não proporcionam resistência aos microrganismos patogênicos e não deixam
resíduos indesejáveis ao consumo humano. Essas são as principais vantagens
dos probióticos, em relação à produção e ao mercado consumidor, sobre os
antibióticos.
O uso de probióticos permite a redução de resíduos químicos na carcaça, o
controle da Salmonelose, redução do colesterol, produção de substâncias
anticarcinogênicas e imunoestimulação, podendo potencializar os programas de
vacinações em suínos. Se suficiente número de bactérias láticas pode ser
introduzido no trato intestinal na época em que o equilíbrio está favorável ao
desenvolvimento das bactérias patogênicas ou quando nenhuma ou baixo número
de bactérias láticas está presente (ex.: após tratamento com antibióticos), então o
distúrbio digestivo pode ser minimizado ou superado (BIOTECNAL, 1996).
As pesquisas com utilização de probióticos na alimentação de suínos ainda
são insuficientes para se ter uma dimensão exata de sua utilização e eficácia.
Outro aditivo que vem ganhando cada vez mais importância como promotor
de crescimento é o prebiótico. A principal ação dos prebióticos é estimular o
crescimento e/ou ativar o metabolismo de algum grupo de bactérias benéficas do
trato intestinal. Desta maneira, os prebióticos agem intimamente relacionados aos
probióticos; constituem o "alimento" das bactérias probióticas.
Oligo e polissacarídeos, alguns peptídeos e proteínas e certos lipídios são
candidatos a prebióticos. Entretanto, as substâncias que têm sido mais estudadas
como aditivos em alimentação animal são os oligossacarídeos, especialmente os
frutoligossacarídeos (FOS), glucoligossacarídeos (GOS) e mananoligossacarídeos
(MOS).
A glicose e GOS são igualmente assimilados por espécies de
Bifidobacterium , mas os GOS não são assimilados por espécies patogênicas,
favorecendo a proliferação de bactérias benéficas, o mesmo ocorrendo com o
FOS (Iji e Tivey, 1998).
Os MOS adicionados à dieta podem aderir às fímbrias bacterianas,
bloqueando a adesão das bactérias à superfície intestinal (MENTEN, 2001).
O presente trabalho tem como objetivo avaliar a utilização de probiótico
(Saccharomyces cerevisiae) e/ou prebiótico (mananoligossacarídeo) na
alimentação de suínos, nas fases de crescimento e terminação, como
estimulantes do crescimento.
2. REVISÃO DE LITERATURA
2.1 ANTIBIÓTICOS NA ALIMENTAÇÃO ANIMAL
Vários aditivos alimentares têm sido adicionados às dietas de suínos para
melhorar o desempenho animal. Há mais de cinco décadas os principais aditivos
alimentares são constituídos por antibióticos, quimioterápicos e anti-helmínticos
(PARKER et al., 1989).
CUNHA (1956) cita JUKES et al. (1949) como sendo os primeiros a
publicarem um trabalho científico, no qual foi utilizado um antibiótico, a
aureomicina, em dieta para suínos, com resposta no aumento da taxa de
crescimento.
De 1949 a 1963, outros antibióticos foram descobertos e, ao serem
testados, mostraram-se eficientes, a exemplo da aureomicina, como estimulantes
do crescimento animal (VIEIRA, 1993). Em mais de 90% das pesquisas, foram
verificados aumentos de 10% a 20% na taxa de crescimento e em mais de 80%
delas, aumentos de 3% a 5% na eficiência alimentar (BRAUDE et al., 1953;
CUNHA, 1956, citados por VIEIRA, 1993). Por outro lado, STOKSTAD (1954)
relatou que poderia haver uma variação de até 100% no aumento da taxa de
crescimento, o que pode ter ocorrido também devido à variabilidade experimental.
A partir da década de 50, os antibióticos começaram a ser adicionados à
alimentação animal com a finalidade de cura e prevenção de doenças, otimizando
o desempenho dos animais por meio da exclusão de microrganismos que
competissem com o alimento no trato intestinal.
Desde o início de seu uso na produção animal se concordou que o efeito
dos antibióticos e quimioterápicos era resultado de sua ação sobre os
microrganismos maléficos presentes na flora intestinal dos animais. Isto porque
aves e suínos produzidos no estado de “germ-free”, ou seja, num ambiente livre
de qualquer contaminação microbiana, não se beneficiaram do efeito promotor de
crescimento de antibióticos (WHITEHAIR e Thompson, 1956; FORBES e Park,
1959), além de terem uma produtividade superior à dos animais criados em
ambiente convencional.
Em 1960, FULLER e Newland revisaram vários estudos sobre o efeito de
antibióticos na microbiota e notaram que os resultados eram conflitantes. VISEK
(1978) argumentou que o efeito promotor de crescimento poderia estar ligado a
mudanças no metabolismo dos microrganismos de modo a beneficiar o animal
hospedeiro.
Um conceito importante foi proposto por MUIR (1985), ao considerar os
aditivos antimicrobianos como permissores de crescimento, uma vez que eles
permitem que os animais que tenham seu desempenho prejudicado pela
microbiota intestinal possam produzir em níveis mais próximos de seu potencial.
Os resultados, alcançados rapidamente devido à utilização de antibióticos
na ração, fascinavam os produtores, pois até mesmo com pequenas doses se
obtinha sucesso em todos os sentidos: crescimento, conversão alimentar e
prevenção de infecções. Na ocasião, as condições de higiene e criação eram bem
inferiores às de hoje e o uso de antibióticos foi propagado pelo mundo inteiro.
Além da taxa de crescimento e da melhoria na conversão alimentar, o uso de
antibióticos na dieta de suínos permite a redução na mortalidade e morbidade,
particularmente de leitões mais jovens (CROMWELL, 1991).
Anos mais tarde, começaram a surgir as primeiras críticas, por parte dos
profissionais ligados à produção animal e à saúde humana, com relação ao uso de
antibióticos na alimentação animal. O uso sem critérios e diário deste tipo de
medicação acarreta não apenas a destruição das bactérias patogênicas, como
também das benéficas.
A possibilidade de que o uso de aditivos antimicrobianos na ração induza a
resistência cruzada em bactérias patogênicas para humanos tem levado a
restrições de seu uso em muitos países, de modo que hoje existe um menor
número de opções aos produtores. Além disso, o aparecimento da resistência
bacteriana, devido ao emprego indiscriminado e abusivo de antibióticos, traz
várias conseqüências como: queda na eficiência dos antibióticos, já que os
animais podem ser acometidos por uma infecção provocada por um germe
resistente ao antibiótico utilizado; transmissão destas bactérias resistentes ao
homem através do consumo de carne e derivados ou contato com os animais. A
presença de resíduos não degradáveis de antibióticos nos alimentos de origem
animal pode contribuir para um aumento destes problemas (MENTEN, 2001).
Por tudo isso, a utilização dos antibióticos na alimentação de suínos tem
sido cada vez menor, principalmente pelos exportadores, pois os países
importadores da carne suína brasileira têm proibido, cada vez mais, a utilização
desses produtos nas rações.
2.2 PROBIÓTICOS NA ALIMENTAÇÃO ANIMAL
Depois que a Comunidade Econômica Européia e os Estados Unidos
proibiram o uso da grande maioria dos antibióticos, a procura por aditivos
alternativos vem crescendo cada vez mais. Por isso, o interesse centralizou-se em
um dos mecanismos de defesa naturais dos animais que até então havia recebido
pouca atenção: a população de microrganismos não-patogênicos que está
presente no trato intestinal de todos os animais domésticos e do homem,
mantendo com estes uma relação simbiótica que foi denominada probiose
(BIOTECNAL, 1996).
O termo probiótico foi usado, pela primeira vez, em 1965 para descrever
“fatores promotores de crescimento produzidos por microrganismos”, entretanto,
isto não reflete o conceito atual. Posteriormente, PARKER (1974) definiu
probióticos como microrganismos ou substâncias que contribuem para o balanço
da microbiota intestinal. Como essas substâncias incluem antibióticos, FULLER
(1989) estreitou a definição de probióticos para suplementos alimentares à base
de microrganismos vivos que afetam beneficamente o animal hospedeiro
melhorando o balanço microbiano intestinal. Este último foi adotado, e é aceito
pela comunidade científica como melhor definição de probiótico.
Microrganismos com propriedades probióticas incluem os suplementos
alimentares, que são culturas definidas de organismos; e os produtos de exclusão
competitiva, que são misturas inespecíficas de organismos isolados do trato
intestinal (MENTEN, 2001).
A ação dos probióticos dirige-se basicamente em melhorar a saúde geral e
a performance dos animais. Os probióticos são biorreguladores do trato intestinal,
tendo ação preventiva e curativa. O mecanismo de ação dos probióticos é
complexo e pode variar com o microrganismo, com fatores ambientais e condições
físicas do animal hospedeiro. Aspectos positivos na produtividade, na conversão
alimentar e no ganho de peso têm sido constatados com o uso de probióticos
(TOURNUT, 1998).
Um grande número de substâncias tiveram sua eficácia comprovada em
melhorar a produtividade de animais em muitos experimentos realizados em
instalações experimentais e em condições de campo (BIOTECNAL, 1996).
Do ponto de vista da produção animal o interesse está em elucidar os
mecanismos de ação dos probióticos que diretamente resultam em aumento de
produtividade.
Os principais mecanismos de defesa contra as infecções causadas por
microrganismos patogênicos são uma mucosa intestinal intacta (sem lesões)
formando uma verdadeira barreira, uma população não-patogênica aderida ao
epitélio intestinal para evitar a colonização deste por microrganismos patogênicos
e um sistema imunológico de defesa natural (BIOTECNAL, 1996).
O epitélio, especialmente no intestino, é eficientemente protegido contra a
invasão de bactérias por mecanismos como peristaltismo, secreção de muco,
produção de substâncias antibacterianas, secreção de IgA etc. Apesar destes
mecanismos, às vezes acontece a invasão por bactérias altamente patogênicas
(BIOTECNAL,1996).
A flora microbiana normal e em equilíbrio no trato gastrintestinal atua como
barreira defensiva do animal, aderindo às paredes intestinais impedindo a fixação
dos patógenos. Condições de desequilíbrio microbiano como estresse, troca de
alimento e transporte, que são situações comuns ao desmame, podem criar um
ambiente favorável à fixação de microrganismos patógenos que podem provocar
modificações estruturais como o encurtamento das vilosidades. Esta redução na
área de absorção resulta em menor desenvolvimento enzimático, menor
transporte de nutrientes e predispõe os animais à má absorção, à possível
desidratação e às condições de infecções entéricas (Cera, 1988, citado por
POZZA, 1998).
CHATEAU et al. (1993) isolaram 103 Lactobacillus de dois probióticos
comerciais e testaram sua capacidade de inibir patógenos; cerca de metade dos
isolados inibiram as duas espécies de Salmonella e os seis sorotipos de E.coli
utilizados.
JIN e HO (1997a) relataram diversos estudos em que a alimentação de
frangos com Lactobacillus resultou em menor número de coliformes no intestino
delgado e nos cecos. Pintos “germ-free” tratados com a combinação de E. coli e
Lactobacillus foram protegidos de S.typhimurium mais efetivamente que com cada
organismo isoladamente. Segundo os autores, o mecanismo envolvido foi a
aderência dos probióticos a sítios de ligação no epitélio intestinal, competindo com
outras bactérias.
A atividade antagonista, especialmente das bactérias láticas, contra
patógenos pode ser atribuída a substâncias bactericidas, tais como bacteriocinas,
ácidos orgânicos e peróxidos de hidrogênio (JIN e HO, 1997b). Apesar das
bacteriocinas intestinais serem pouco conhecidas, há evidências de que sua
produção por bactérias láticas inibe diversos gêneros de bactérias prejudiciais
(Proteus, Salmonella, Staphilococcus ), além de E. coli. A produção de ácidos por
bactérias láticas (acético, propiônico, butírico, lático) pode inibir o crescimento de
patógenos através da redução do pH em si (LEEDLE, 2000a) ou pelo efeito direto
dos ácidos sobre bactérias (JIN e HO, 1997b).
A administração constante de bactérias benéficas da flora normal dos
animais impede a fixação de patógenos, mantendo o equilíbrio mesmo em
condições adversas. À medida que bactérias probióticas são administradas, a
população das bactérias no trato digestório vai sofrendo alterações, diminuindo o
número dos coliformes e aumentando o número das bactérias benéficas
produtoras de ácido lático (ROSE, 1989).
Os microrganismos benéficos competem por nutrientes e locais de ligação
no epitélio do trato intestinal, produzindo metabólitos como o ácido lático e o ácido
acético, capazes de reduzir seletivamente o número de patógenos (RUIZ, 1992).
Alguns gêneros de bactérias intestinais, como Lactobacillus e
Bifidobacterium, estão diretamente ligados com o aumento da resposta imune. JIN
e HO (1997b), ANDREATTI FILHO e SAMPAIO (1999), e LEEDLE (2000b)
revisaram o assunto indicando efeitos no aumento da produção de anticorpos,
ativação de macrófagos, proliferação de células T e produção de interferon.
Se o organismo do hospedeiro funcionasse em ótimo estado, os animais
estariam na sua máxima capacidade de crescimento, então não seria possível
detectar qualquer prova da eficiência da utilização de bactérias benéficas. Muitos
fatores contribuem na performance e saúde dos animais, entre eles o ambiente, o
grupo genético a que pertencem os animais, o nível de estresse sofrido e grau de
contaminação dos animais (JONSSON e CONWAY, 1992).
As leveduras, também usadas como probióticos, agem multiplicando-se e
produzindo metabólitos nutritivos no trato digestório. Esses são responsáveis pelo
aumento do desempenho. Muitas leveduras possuem minerais (Mn, Co, Zn) e
vitaminas (A, D3, B12), que podem melhorar a ação dos microrganismos
probióticos (ROSE, 1989). As leveduras são fornecidas aos animais por meio da
ingestão direta de células viáveis, muitas vezes associadas com outros
microrganismos e agem multiplicando-se e produzindo metabólitos nutritivos no
trato digestivo. Esses metabólitos são responsáveis pelo aumento do desempenho
(HIGGINBOTHAM, 1991), isto é, estimulam a microbiota intestinal (DANSON,
1990; citado por EWING e COLE, 1994), trazendo benefícios diretos aos
hospedeiros.
Em estudo utilizando-se rações para suínos dos 10kg aos 30kg contendo
dois diferentes probióticos, sendo um à base de Lactobacillus acidophilus,
Streptococcus faecium e Saccharomyces cerevisiae e outro à base de Bacillus
toyoi, VASSALO (1995), verificou melhora significativa no ganho de peso com a
inclusão de ambos, em relação ao tratamento controle e ao tratamento com
antibiótico.
Uma outra proposta é que enterotoxinas produzidas por bactérias
patogênicas possam ser neutralizadas por substâncias produzidas por organismos
probióticos. Tal como no caso dos antibióticos, também existem indicações de que
os probióticos tenham o efeito de reduzir a produção intestinal de amônia, a qual
pode ser tóxica às células epiteliais (JIN e HO, 1997b). Os probióticos, por
exemplo, tanto quanto os antibióticos, aumentam o aproveitamento das proteínas
através da diminuição das perdas de nitrogênio, aumento da matéria seca fecal e
do metabolismo, fazendo com que haja melhor desempenho dos animais
(TOURNUT, 1998).
A utilização de probióticos demonstra alguns resultados conflitantes.
Segundo JONSSON (1985) e CONWAY (1989), não existem evidências diretas
para explicar essas diferenças. Por isso, a evolução do uso de probióticos inclui
mais estudos na influência da microbiota digestiva incluindo bactérias patogênicas;
influência do trato digestório, função e morfologia; performance e saúde dos
animais; associação de organismos probióticos e associação com antibióticos.
A quantidade e as características das cepas do microrganismo utilizado na
elaboração do aditivo alimentar vão influenciar na eficácia do probiótico. Muitas
vezes os probióticos não produzem bons resultados, pois não possuem os
microrganismos que atendam aos requisitos para atuar como probiótico, como
exemplo, sobreviver às condições adversas do trato gastrintestinal; não ser tóxico,
nem patogênico; ter capacidade antagonista às bactérias intestinais indesejáveis;
ser altamente viável e estável durante estocagem, além de ser,
comprovadamente, benéfico ao hospedeiro. Também devem ser observados
alguns microrganismos que poderiam ser usados como probióticos, mas não
resistem à ação de alguns antibióticos (JIN e HO, 1997b; TOURNUT, 1998).
Portanto, é importante a análise dos probióticos como produtos separados,
da mesma forma como é feita com os antibióticos (TOURNUT, 1998).
Vários microrganismos têm sido usados como probióticos, entre eles estão
as bactérias do ácido lático: Lactobacillus acidophilus; L. bulgaricus, L. plantarum,
L. casei, Streptococcus faecium, S. lactis, S. thermophilus e Diacetilactus. Além de
Outros, como o Bacillus subtilis, B. toyoi, Aspergillus oryzae, Torulopsis sp., e
Bifidobacterium bifidum.
A partir da década de 90 cresceu o número de pesquisas sobre a utilização
de probióticos. A portaria número 159 de 13/06/1992 do Ministério da Agricultura e
Reforma Agrária proibiu o uso de determinadas drogas nas rações animais,
deixando claro que a preocupação com o uso de antibióticos é cada vez mais
evidente no Brasil, uma vez que somos exportadores de produtos de origem
animal para países europeus. O Brasil pode sofrer sanções por estar empregando
na alimentação animal drogas proibidas por estes países (BIOTECNAL, 1996).
2.3 PREBIÓTICOS NA ALIMENTAÇÃO ANIMAL
O termo prebiótico foi empregado por GIBSON e ROBERFROID em 1995
para designar "ingredientes nutricionais não-digeríveis que afetam beneficamente
o hospedeiro, estimulando seletivamente o crescimento e atividade de uma ou
mais bactérias benéficas do cólon, melhorando a saúde do seu hospedeiro".
As substâncias, para serem consideradas prebióticas não devem ser
metabolizadas ou absorvidas durante a sua passagem pelo trato digestório
superior; devem servir como substrato para uma ou mais bactérias intestinais
benéficas (estas serão estimuladas a crescer e/ou tornarem-se metabolicamente
ativas); devem possuir a capacidade de alterar a microbiota intestinal de maneira
favorável à saúde do hospedeiro e devem induzir efeitos benéficos sistêmicos ou
na luz intestinal do hospedeiro (MENTEN, 2001).
Alguns açúcares absorvíveis ou não, fibras, alcóois de açúcares e
oligossacarídeos estão dentro deste conceito de prebióticos. Destes, os
oligossacarídeos - cadeias curtas de polissacarídeos compostos de três a dez
unidades de glicose ligados entre si - têm recebido maior atenção pelas inúmeras
propriedades prebióticas atribuídas a eles.
Oligossacarídeos são as substâncias mais estudadas como prebióticos,
havendo evidências de que os mananoligossacarídeos (MOS) podem aderir às
fímbrias bacterianas, bloqueando a adesão das bactérias à superfície intestinal
(MENTEN, 2001).
Os frutoligossacarídeos (FOS) são polissacarídeos que têm demonstrado
excelentes efeitos prebióticos, "alimentando", seletivamente, algumas espécies de
bactérias benéficas e, desta maneira, reduzindo a quantidade de outras bactérias
patogênicas.
Arabinose, galactose, manose e, principalmente lactose, são outros
carboidratos utilizados com efeito prebiótico em aves. Lactose adicionada à ração,
juntamente com probiótico, reduz a colonização por Salmonelas. (MENTEN,
2001).
Os prebióticos podem ser obtidos na forma natural em sementes e raízes
de alguns vegetais como a chicória, cebola, alho, alcachofra, aspargo, cevada,
centeio, grãos de soja, grão-de-bico e tremoço. Também, podem ser extraídos por
cozimento ou através de ação enzimática ou alcóolica. Há, também, os
oligossacarídeos sintéticos obtidos através da polimerização direta de alguns
dissacarídeos da parede celular de leveduras ou fermentação de polissacarídeos.
Os oligossacarídeos sintéticos têm apresentado melhores resultados como
prebiótico e menos efeitos colaterais.
As substâncias prebióticas agem alimentando e estimulando o crescimento
de diversas bactérias intestinais benéficas, cujos metabólitos atuam também
reduzindo o pH através do aumento da quantidade de ácidos orgânicos presentes
no ceco. Por outro lado, atuam bloqueando os sítios de aderência (principalmente
a D-manose), imobilizando e reduzindo a capacidade de fixação de algumas
bactérias patogênicas na mucosa intestinal. Especula-se, também, que atuem
estimulando o sistema imune, através da redução indireta da translocação
intestinal por patógenos, que determinariam infecções após atingir a corrente
sangüínea (SAVAGE et al., 1996).
O uso de produtos denominados prebióticos em associação com os
probióticos apresenta ações benéficas superiores aos antibióticos promotores de
crescimento, notadamente, não determinando resíduos nos produtos de origem
animal e não induzindo o desenvolvimento de resistência às drogas, por serem
produtos essencialmente naturais (MENTEN, 2001)
2.4 SIMBIÓTICOS NA ALIMENTAÇÃO ANIMAL
O desenvolvimento de um organismo probiótico introduzido por meio da
ração depende da presença de nutrientes e condições ambientais adequadas. O
conceito de simbiótico alia o fornecimento de microrganismos probióticos
juntamente com substâncias prebióticas específicas que estimulem seu
desenvolvimento e atividade, potencializando o efeito de ambos para o hospedeiro
(MENTEN, 2001).
Em estudos desenvolvidos por FUKATA e SASAI (1999), pode-se perceber
a eficácia da associação de microbiota cecal com oligossacarídeo (FOS) em
reduzir a quantidade de Salmonella enteritidis no ceco de frangos inoculados
experimentalmente aos 21 dias de idade. Nos três períodos em que foram
avaliados, o probiótico e o prebiótico reduziram a infecção, mas a combinação
teve efeito sinérgico. Entretanto, a simples inclusão de um nutriente para a
microbiota suplementada pode resultar numa associação simbiótica; foi
demonstrado que 5% de lactose na ração, que individualmente não teve qualquer
efeito, aumentou muito a eficácia da microbiota suplementada na prevenção da
colonização por Salmonella enteritidis.
2.5 LEUCOMETRIAS E BIOQUÍMICA DO SANGUE
Sendo parte do hemograma que pesquisa alterações quantitativas e/ou
morfológicas das séries leucocitárias, a leucometria é composta da contagem
global de leucócitos e contagem diferencial, considerando-se seu número relativo
e absoluto. As alterações quantitativas dos leucócitos são a leucocitose e a
leucopenia. Essas alterações devem ser avaliadas, tendo-se como base valores
normais da espécie considerada (LOPES et al., 1996).
A determinação das leucometrias global e específica em suínos é uma
forma indireta de avaliação da eficiência dos promotores de crescimento, pois os
leucócitos são as células responsáveis pela defesa do organismo, principalmente,
contra as infecções bacterianas (JAIN, 1993). Os monócitos, eosinófilos, linfócitos,
basófilos, bastões e neutrófilos são algumas das células que compreendem as
leucometrias.
As concentrações sangüíneas de proteínas totais, albumina, globulina,
hemoglobina e uréia podem ser utilizadas para se avaliar o metabolismo protéico
dos animais e para avaliação do metabolismo energético, normalmente se utilizam
as concentrações de glicose sangüínea (GONZALEZ, 1997).
As proteínas orgânicas são componentes orgânicos essenciais de todas as
células e constituem, aproximadamente, 18% do peso corpóreo dos animais. As
proteínas dietéticas são hidrolisadas na luz intestinal e nas células mucosas do
trato gastrintestinal pela ação de inúmeras proteases e peptidases, resultando na
produção de aminoácidos livres, que, em sua maior parte, são transportados para
o fígado pelo sangue porta (DUKES, 1996).
As proteínas funcionam como reguladores do metabolismo, tais como
enzimas e hormônios, elementos estruturais, substâncias de transporte,
osmorreguladores, como a albumina, componentes do ácido nucléico e
defensores do organismo, como as imunoglobulinas e os interferons (DUKES,
1996).
O carboidrato característico do sangue e de outros líquidos tissulares é a
glicose. Os carboidratos dietéticos fornecem mais da metade da energia
necessária para o desempenho de trabalho metabólico, crescimento, reparo,
secreção, absorção, excreção e trabalho mecânico na maioria dos animais. A
ruptura da manutenção desse ajuste perfeito resulta em metabolismo anormal e,
freqüentemente, em estados patológicos (DUKES, 1996).
A avaliação do padrão bioquímico do sangue de um animal pode dar uma
idéia das condições de saúde desse animal, podendo ser uma ferramenta útil na
explicação para o melhor ou pior desempenho desse animal quando submetido a
condições diferentes daquelas à que ele estaria habituado.
2.6 CARACTERÍSTICAS DA CARCAÇA
A avaliação de carcaça é o instrumento final do processo de produção
animal de uma determinada espécie, dando o direcionamento para o mercado,
proporcionando pagamento justo ao produto final com benefício ao produtor, à
indústria e ao consumidor, que receberá um produto de melhor qualidade.
A indústria valoriza a carcaça magra, ou seja, aquela apresentando pouca
espessura de toucinho (espessura de gordura de cobertura), alta porcentagem
total de músculo, com boa distribuição na carcaça e que origina cortes com alto
rendimento (QUADROS et al., 2001)
A administração de controladores microbianos naturais, como os probióticos
e prebióticos, pode superar ou minimizar os efeitos de microrganismos
patogênicos desenvolvidos em períodos susceptíveis como o de estresse,
doenças, nascimento e após tratamento com antibióticos, podendo determinar
maior eficácia nas fases entre o desmame e o abate, refletindo sobre o ganho de
peso diário, consumo de alimento, idade de abate e, conseqüentemente, na
rentabilidade da atividade (FOX, 1988).
2.7 ALTURA DAS VILOSIDADES INTESTINAIS
A colibacilose é causada pela invasão da porção anterior do intestino
delgado por cepas patogênicas de E.coli. Uma vez colonizado o trato intestinal,
estas bactérias começam a produzir enterotoxinas. Estas inibem o processo de
absorção no intestino, aumentando a quantidade de líquidos no lúmem. As
vilosidades, então, vão diminuindo e, conseqüentemente, tendo uma menor área
de absorção. O volume de líquidos no lúmem é muito grande para ser absorvido
pelo intestino grosso e causa um inbalanço iônico e o desenvolvimento de diarréia.
Este quadro é seguido por perda de eletrólitos, desidratação, acidose e morte do
animal. Os suínos, seguidos pelos ruminantes, são os mais susceptíveis a este
tipo de infecção, (BIOTECNAL, 1996).
Animais “germ-free” são, freqüentemente, usados para estudar o efeito dos
microrganismos no hospedeiro. POLLMAN e BANDYCK. (1984) relataram que
animais artificialmente criados, alimentados com produtos fermentados por
Lactobacillus e desafiados por E. coli não tiveram diferença na morfologia do
intestino delgado. Ao contrário, JONSSON e HENNINGSSON (1991) detectaram
diferenças notáveis na estrutura do intestino delgado de suínos. Neste estudo, os
suínos alimentados com rações contendo probiótico apresentaram maior
quantidade de vilosidades intestinais sem nenhum dano ou diminuição de
tamanho em relação aos animais controle.
3. MATERIAL E MÉTODOS
A pesquisa de campo foi conduzida no Setor de Suinocultura do Laboratório
de Zootecnia e Nutrição Animal do CCTA-UENF, situado na Escola Técnica
Agrícola Antônio Sarlo, na cidade de Campos dos Goytacazes, RJ, por um período
de 77 dias, entre os meses de setembro e dezembro de 2002.
Foram utilizados 40 suínos mestiços (Landrace X Large White X Pietran X
Duroc), machos castrados, com peso médio inicial de 24,98kg + 2,7kg, alojados
em baias com piso de cimento, comedouros de cimento e bebedouros tipo
chupeta, até atingirem o peso médio de 91,5kg.
O delineamento utilizado foi o de blocos casualizados com cinco
tratamentos e quatro repetições com dois animais por baia, representando a
unidade experimental.
O peso inicial dos animais foi utilizado como critério para formação dos
blocos. Os animais utilizados neste experimento foram submetidos aos seguintes
tratamentos:
T1) ração basal (sem aditivo); (BAS)
T2) ração basal + antibiótico (Nitrovim); (ANT)
T3) ração basal + probiótico (Saccharomyces cerevisiae); (PRO)
T4) ração basal + prebiótico (mananoligossacarídeo); (PRE)
T5) ração basal + probiótico (Saccharomyces cerevisiae) + Prebiótico
(mananoligossacarídeo); (PRO+PRE)
A ração basal (Tabela 1) foi formulada utilizando-se milho, farelo de soja,
suplementos minerais e vitamínicos, atendendo às exigências nutricionais
preconizadas por ROSTAGNO et al. (2000), para as fases de crescimento e
terminação. O probiótico, prebiótico e antibiótico foram adicionados às rações em
substituição ao caulim (inerte), nas seguintes quantidades: 0,05%, 0,1% e 0,02%,
respectivamente, conforme recomendação dos fabricantes. O probiótico (Levedura
ativa) e o prebiótico (Nutricell – MOS) utilizados foram doados pela ICC do Brasil.
O antibiótico Nitrovin (FURAMIZOL N – 250) e o suplemento mineral vitamínico
(Polimix suínos) foram formulados pela FATEC S/A, também utilizados em níveis
recomendados pela empresa.
Tabela 1: Composição da ração basal fornecida nas fases de crescimento e
terminação.
Ingredientes (%) Crescimento Terminação Milho 69,80 73,05
Farelo de Soja 27,30 24,50
Fosfato Bicálcio 1,40 1,15
Calcário 0,80 0,70
Sup. Mineral/vitamínico* 0,20 0,15
Sal 0,35 0,35
Lisina 0,05 0,05
Caulim (Inerte) 0,10 0,10
Total 100,00 100,00
Composição calculada
EnergiaDigestível (kcal/kg) 3.400 3.400
Proteína Bruta (%) 17,5 16,5
Lisina (%) 0,95 0,84
Metionina + Cistina (%) 0,62 0,59
Cálcio (%) 0,76 0,65
Fósforo Disponível (%) 0,36 0,32
*Níveis de garantia por kg do produto: Vitamina A – 3.500.000UI; Vitamina D3 – 500.000UI; Vitamina E – 5.000 mg; Vitamina K3 – 1.000 mg; Vitamina B1 – 400mg; Vitamina B2 – 1.600 mg; Vitamina B6 – 500 mg; Vitamina B12 – 11.000 mcg; Ácido fólico – 350 mg; Biotina – 10 mg; Niacina – 14.000 mg; Pantotenato de cálcio – 6.000 mg; Co – 125 mg; Cu – 9.000 mg; Fé – 48.000 mg; I – 125 mg; Mn – 25.000 mg; Se – 75 mg; Antioxidante – 2.000 mg e Veículo q.s.p. – 1.000 g.
Água e ração foram fornecidos à vontade para os animais.
As temperaturas médias máximas e mínimas foram anotadas todos os dias
do experimento (Tabela 2), sendo o termômetro disposto, na instalação, na altura
dos animais. Durante o período experimental, as médias das temperaturas
mínimas e máximas no interior do galpão foram 21,2 + 2,8ºC e 31,2 + 3,5ºC,
respectivamente.
Tabela 2: Temperaturas médias observadas no interior do galpão durante as 11 semanas do experimento.
SEMANA
MÍNIMA(°C)
MÁXIMA(°C)
1ª
18,8
27,1
2ª
20,6
32,4
3ª
20,2
33,0
4ª
20,3
27,3
5ª
22,0
32,3
6ª
20,8
27,3
7ª
22,5
31,8
8ª
24,0
32,5
9ª 23,7 33,8
10ª 21,6 30,5
11ª 22,7 31,0
Os animais foram pesados no início e no final de cada fase experimental
(Crescimento e Terminação), para a determinação do ganho de peso, por
diferença entre o peso inicial e o peso final de cada fase.
O consumo de ração foi medido semanalmente e no final de cada fase de
criação. Os cálculos foram feitos pela diferença entre as pesagens da ração
fornecida e a sobra nos comedouros das unidades experimentais. Ao final de cada
fase, foi calculado o consumo acumulado por suíno.
Amostras de sangue de vinte suínos, sendo quatro de cada tratamento,
foram colhidas para posterior análise da bioquímica sangüínea e das leucometrias
global e específica.
As amostras foram colhidas da veia jugular com seringa descartável de 10
ml e agulha de 40 X 12 mm aos 50, 90 e 120 dias de idade. Após a colheita, o
sangue foi acondicionado em três tubos: 1) contendo EDTA para a determinação
de hemoglobina, 2) contendo EDTA + fluoreto de sódio (antiglicolítico), para
avaliação de glicose, 3) sem aglutinante, para determinação de uréia, proteínas
totais e albumina. A concentração de hemoglobina foi determinada por meio do
contador hematológico de células, MS4 (France). As demais amostras foram
avaliadas por Espectrofotômetro semi-automático Microlab 200 (Merck, Germany)
e utilizando-se “kits” de reagentes específicos para cada análise (Analisa
Diagnóstica Ltda, Brasil) após prévia centrifugação a 1.500 rpm por 3 minutos. As
amostras destinadas à determinação de glicose foram centrifugadas
imediatamente após a colheita. Após a centrifugação, o soro e o plasma foram
separados e acondicionados em “eppendorf” a –200C, para posterior análise. A
concentração de globulina foi obtida por diferença após a determinação de
proteínas totais e de albumina, subtraindo-se das proteínas totais a albumina. As
concentrações sangüíneas de proteínas totais, albumina, globulinas, hemoglobina
e uréia foram utilizadas para avaliação do metabolismo protéico. A avaliação do
metabolismo energético foi possível por meio da determinação das concentrações
de glicose.
A leucometria global foi determinada utilizando-se um contador
hematológico de células, MS4 (Melet Schloesing Laboratories, France). Para a
Leucometria específica confeccionou-se o esfregaço sangüíneo utilizando-se o
método panótico para coloração (Laboclin Produtos para laboratórios Ltda, Brasil),
sendo determinadas as concentrações sangüíneas de neutrófilos, linfócitos,
monócitos, eosinófilos, basófilos e bastões.
Foram recolhidos alguns gramas de matéria fecal (5 a 10g) em recipiente
estéril (Swab ginecológico) no início do experimento, final da fase de crescimento
e no final da fase de terminação para exame de identificação de bactérias (Tabela
1A).
As amostras para identificação de enterobactérias foram inoculadas nos meios
de cultura ágar MacConkey, Agar sangue e Agar SS. Após a inoculação, as
amostras foram colocadas em estufa a 37ºC por 24 a 48 horas, para crescimento
bacteriano.
O diagnóstico bacteriológico foi feito através da microscopia das bactérias
replicadas das colônias através do método de Gram e provas bioquímicas
necessárias para identificação do gênero das bactérias.
As características da carcaça foram avaliadas no início e final de cada fase
experimental, perfazendo um total de três avaliações in vivo com aparelho de
ultrassom Aloca 500. Foram avaliadas a espessura de gordura de cobertura, área
de olho de lombo, espessura de gordura de cobertura da picanha e grau de
marmorização.
Ao final do experimento, quando os animais atingiram peso médio de 91,5Kg +
5,7kg, os mesmos foram submetidos a um jejum de 12 horas para posterior abate.
Os animais foram abatidos em Itaperuna, RJ, no frigorífico Frigohelena. Vinte
animais foram utilizados para avaliação dos pesos de carcaça quente,
comprimento de carcaça quente, peso do fígado e peso do baço. Além disso,
foram coletados fragmentos do intestino delgado (duodeno) para posterior análise
da altura das vilosidades.
As vilosidades do intestino foram avaliadas microscopicamente em segmentos
de 1 cm de diâmetro. As amostras foram fixadas em formol tamponado neutro a
10%, acondicionadas abertas com a camada serosa moldada em papel filtro.
A etapa seguinte consistiu na preparação das amostras em processador
automático de tecidos Leica TP 1020, para cortes em parafina (6 µm), em
micrótomo semi automático Leica RM 2145 e coradas pelo método de eosina e
hematoxilina (AFIP, 1994), no Setor de Morfologia e Anatomia Patológica do
LSA/CCTA/UENF.
No processador automático de tecidos Leica TP 1020, a primeira etapa da
imersão consiste na desidratação, ou retirada da água dos tecidos e a sua
substituição por álcool, através de várias etapas, com banhos seqüenciais de
baterias de álcool 70, 80, 90% e duas baterias de álcool 100% (absoluto), seguida
de duas baterias de xilol com duração de uma hora cada e duas baterias de
parafina a 60ºC por trinta minutos cada.
Na segunda etapa, diafanização, o álcool presente nos tecidos foi
substituído por xilol. Na impregnação, o xilol é substituído por parafina, por meio
de banho por duas horas em parafina fundida em estufa entre 56 e 580C. Uma vez
impregnados, os tecidos são colocados em fôrmas de papel à temperatura
ambiente, contendo parafina fundida e deixando-a endurecer. Assim, as amostras
envoltas em parafina sólida são denominadas de blocos.
A finalidade da inclusão é impregnar os tecidos com uma substância de
consistência firme que permita cortá-los em fatias finas para depois corá-los,
possibilitando sua visualização ao microscópio.
Os cortes nos blocos foram feitos em micrótomo, com a espessura de 6 µm,
sendo as fitas obtidas durante a microtomia transferidas para o banho-maria
mantido a 400C. Os cortes são distendidos na superfície da água e depois
colocados na superfície de uma lâmina mergulhada em banho-maria.
Para a coloração, os cortes são desparafinizados, colocados na estufa a
600C por 30 minutos. A seguir são colocados em duas baterias de xilol (cinco
minutos cada), depois colocados em soluções decrescentes de álcool a 100, 90,
80 e 70% (hidratação), pelo período de três minutos cada e, posteriormente, em
água corrente por três minutos. Após esta etapa, os cortes são corados pela
solução aquosa de hematoxilina (corante básico) por cerca de um minuto e meio e
deixados em água corrente por cinco minutos, para depois serem corados pela
solução de eosina (corante ácido) por três minutos, permanecendo em água
corrente por cinco minutos.
Depois de corado, tem início a desidratação, na seguinte seqüência de
soluções com concentrações crescentes de álcool (70, 80, 90%), por dois minutos
cada e duas baterias de álcool etílico absoluto (100%) pelo período de três
minutos cada, iniciando-se a diafanização, com duas baterias de xilol por cinco
minutos cada. As lâminas são montadas com uma gota de bálsamo do Canadá
sobre o corte e, a seguir, são colocadas as lamínulas.
Foram confeccionadas quatro lâminas por tratamento e em cada uma foram
realizadas medições (comprimento em linha reta, de acordo com unidade adotada
- µm) de cinco vilosidades bem orientadas do duodeno, utilizando-se o
microscópio óptico, perfazendo um total de 20 medições de vilosidades por
tratamento.
Os dados estatísticos foram analisados utilizando-se o programa SAEG
(Sistema para Análises Estatísticas e Genéticas), versão 7.1, desenvolvido pela
UFV, utilizando-se a análise de variância, de acordo com o seguinte modelo:
Yij= m + Ti + Bj + eijk , onde:
Yij = observações referentes ao tratamento I no bloco J;
M = média geral;
Ti = efeito do tratamento (i = 1, 2, 3, 4, 5);
Bj = efeito do bloco (j = 1, 2, 3,4) e
eij = erro aleatório, associado a cada observação ijk.
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1 CARACTERÍSTICAS DE DESEMPENHO
Os resultados de desempenho são apresentados nas tabelas 3, 4 e 5 Não
foram encontradas diferenças significativas (P>0,05) para consumo de ração total
ou diário, ganho de peso total ou diário e conversão alimentar na fase de
crescimento, na fase de terminação ou no período total do experimento.
Resultados semelhantes foram encontrados por outros autores (JONSSON e
CONWAY, 1992). Apesar de não ter havido diferença estatística significativa,
pôde-se observar que os suínos alimentados com as rações contendo antibiótico
(T2) e probiótico (T3) tiveram um ganho 5,3% superior, em ralação aos demais
tratamentos, o que pode ser importante para o produtor do ponto de vista
econômico. Além disso, os animais que receberam antibiótico em suas rações
apresentaram um consumo de ração diário 1,2% menor em ralação aos outros
tratamentos, portanto, uma melhor conversão alimentar.
Os resultados encontrados, provavelmente, ocorreram pela condição
experimental das instalações e o baixo desafio sofrido pelos animais. É importante
salientar que no local do experimento, não havia suínos de outras fases de
criação. É sabido que melhores resultados com probiótico e prebiótico na
alimentação, como estimulantes do crescimento, são obtidos quando os animais
estão sujeitos a estresse comportamental, desequilíbrio da microbiota, estresse
térmico e outros (POZZA, 1998), o que não ocorreu nesta pesquisa. VASSALO,
em 1995, utilizando rações contendo probióticos e antibióticos para leitões de
10kg a 30kg, encontrou melhores resultados para ganho de peso diário, consumo
de ração e conversão alimentar nas rações contendo probióticos. Por isso, seria
importante que fossem realizadas outras pesquisas nessa área para que se possa
observar, com melhor precisão, o desempenho dos animais.
Tabela 3: Consumo de ração diário (CRD) e Ganho de peso diário (GPD),
Consumo de ração total (CRC) e Ganho de peso total (GPC) e conversão
alimentar (CA) de suínos na fase de crescimento, alimentados com dieta basal
(BAS), contendo antibiótico (ANT), ou probiótico (PRO), ou prebiótico (PRE) ou
probiótico+prebiótico (PRO+PRE)
TRA CRD (kg) GPD (kg)
CRC (kg) GPC (kg) CA
BAS
3,76
0,75
176,6
35,4
2,51
ANT 3,79 0,79 178,4 37,1
2,41
PRO 3,85 0,79 181,3 37,2
2,44
PRE 3,85 0,76 180,9 35,7 2,54
PRO+PRE 3,83 0,74 180,0 34,6 2,60
C.V (%) 1,7 4,3 1,7 4,8 3,8
Tabela 4: Consumo de ração diário (CRD) Ganho de peso diário (GPD), Consumo
de ração total (CRT) e Ganho de peso total (GPT) e conversão alimentar (CA) de
suínos na fase de terminação, alimentados com dieta basal (BAS), contendo
antibiótico (ANT), ou probiótico (PRO), ou prebiótico (PRE) ou
probiótico+prebiótico (PRO+PRE)
TRA CRD (kg) GPD (kg) CRT (kg) GPT (kg) CA
BAS
3,95
0,75
118,4
22,5
2,64
ANT 3,88 0,81 116,4
24,2 2,41
PRO 4,06 0,76 121,9 22,7 2,69 PRE 3,97 0,74 119,2 22,3 2,68
PRO+PRE 3,99 0,74 119,7 22,4 2,68 C.V (%)
2,1
5,5
2,0
5,6
3,9
Tabela 5: Consumo de ração diário (CRD) Ganho de peso diário (GPD), Consumo
de ração total (CRT) e Ganho de peso total (GPT) e conversão alimentar (CA) de
suínos no período total do experimento alimentados com dieta basal (BAS),
contendo antibiótico (ANT), ou probiótico (PRO), ou prebiótico (PRE) ou
probiótico+prebiótico (PRO+PRE)
TRA CRD (kg) GPDT (kg) CRT (kg) GPT (kg) CA
BAS 3,83 0,75 295,0 57,8 2,56
ANT 3,83 0,80 294,8 61,3 2,41
PRO 3,94 0,78 305,2 59,9 2,53
PRE 3,91 0,75 300,1 57,9 2,59
PRO+PRE 3,89 0,74 299,7 56,9 2,64
C.V (%) 3,6 4,0 3,6 4,3 6,7
4.2 LEUCOMETRIAS E BIOQUÍMICA DO SANGUE
Os resultados de bioquímica do sangue são apresentados na tabela 6.
Não foram observados efeitos significativos (P>0,05) dos tratamentos sobre
os parâmetros sangüíneos avaliados. Os resultados encontrados estão de acordo
com aqueles encontrados por outros autores (BLOOD e RODOSTTITS, 1991;
KANEKO et al., 1989; LOPES et al., 1996; MEYER et al., 1995).
Apesar de não terem sido encontradas diferenças estatísticas, alguns
resultados nos mostram diferenças biológicas, que podem ser consideradas
importantes. Os valores de hemoglobina, globulina e proteínas totais encontrados
foram menores nos animais alimentados com rações contendo antibiótico (T2). Os
suínos que não receberam promotores de crescimento na ração (T1)
apresentaram menores concentrações sangüíneas de glicose. Por outro lado, os
suínos submetidos aos tratamentos T2 e T4 apresentaram maiores concentrações
de glicose, o que é um efeito benéfico, tendo em vista a participação da glicose no
metabolismo energético. Uma outra consideração importante seria a avaliação das
concentrações de glicose e uréia no T4. Os suínos submetidos à associação de
probiótico e prebiótico (simbiótico) na ração (T4) apresentaram maiores
concentrações de glicose e menores de uréia (Tabela 6). Tendo em vista que a
uréia sérica origina-se da metabolização hepática de compostos nitrogenados
(STRYER, 1996), uma menor concentração desta pode estar relacionada a um
menor catabolismo protéico, principalmente se forem consideradas as taxas de
glicose observadas no T4.
Estes resultados evidenciam que, em relação ao metabolismo protéico e
energético dos animais, poderia ser feita a substituição do antibiótico pelo
probiótico e/ou prebiótico sem prejuízos para os animais. Os suínos submetidos
ao simbiótico na ração (T4) apresentaram um melhor perfil metabólico.
Tabela 6: Bioquímica do sangue dos suínos alimentados com dieta basal (BAS),
contendo antibiótico (ANT), ou probiótico (PRO), ou Prebiótico (PRE), ou
probiótico+prebiótico (PRO+PRE).
Trat. Proteínas
Totais (g/dl)
Albumina (g/dl)
Globulina (g/dl)
Glicose (mg/dl)
Uréia (mg/dl)
Hemoglobina (g/dl)
BAS 7,76+0,72 3,33+0,78 4,34+0,96 124,41+24,6
44,33+16,97 12,16+3,19
ANT 7,43+0,97 3,75+0,87 3,98+0,95 140,42+30,9
45,29+9,25 10,96+1,15
PRO 7,90+0,90 3,50+0,67 4,40+1,13 128,39+22,9
43,17+17,08 11,49+1,72
PRE 8,08+0,68 3,58+0,67 4,16+0,78 125,44+44,4
43,17+9,93 11,19+1,70
PRO+PRE 7,94+0,53 3,42+0,67 4,31+0,72 145,18+41,9
39,94+15,72 11,26+1,33
Os valores encontrados para leucometria global e específica (Tabela 7) não
diferiram estatisticamente entre si (P>0,05), segundo os resultados obtidos pela
análise de variância. Os valores observados nas determinações das leucometrias
global e específica são similares aos já descritos por outros autores (JAIN, 1993;
BLOOD e RODOSTTITS, 1991; KANEKO et al., 1989; MEYER et al., 1995 LOPES
et al., 1996).
Apesar de não terem sido observadas diferenças entre os tratamentos,
variações biológicas foram detectadas. Na avaliação da leucometria global foi
observada maior média para os animais alimentados com ração sem adição de
promotor de crescimento em relação aos demais tratamentos. Este resultado
sugere que os animais não tratados com promotores de crescimento,
provavelmente, foram mais susceptíveis a microrganismos intestinais
desenvolvendo, com isso, uma maior resposta leucocitária.
Acredita-se que os promotores de crescimento tenham agido como
moduladores da microbiota, modificando a resposta leucocitária.
Os melhores resultados foram observados nos tratamentos 2 e 4, que
utilizaram antibiótico e prebiótico, respectivamente. Quando avaliada a leucometria
específica foi observada para os animais alimentados com ração sem promotor de
crescimento maior média nas concentrações sangüíneas de neutrófilos e
monócitos em relação aos demais tratamentos. Este aumento, provavelmente,
está relacionado a uma maior resposta leucocitária, tendo em vista que os
neutrófilos e monócitos constituem a primeira linha de defesa do organismo
(LOPES et al., 1996). Basófilos e bastões foram raramente encontrados.
Percebe-se, com esses resultados, que a não-utilização de estimulantes de
crescimento na alimentação dos suínos teve como conseqüência um maior efeito
dos microrganismos intestinais no organismo desses animais em relação ao
sistema de defesa (leucocitário).
Tabela 7: Número de Neutrófilos, monócitos, linfócitos, eosinófilos (leucometria
específica) e leucometria global de suínos alimentados com ração basal (BAS),
contendo antibiótico (ANT), ou probiótico (PRO), ou prebiótico (PRE) ou
probiótico+prebiótico (PRO+PRE).
Tratamento Neutrófilo
(x 103/ µl) Linfócitos (x 103 µl)
Monócitos (Nº de Cél. por µl)
Eosinófilos (Nº de Cél. por
µl)
Leuc. Global (x 103/ µl)
BAS
8,75+5,41
10,21+2,30
794,92+453,20
435,17+305,45
20,10+5,80
ANT 5,63+3,14
8,85+2,18 551,83+309,86 437,00+279,17 16,16+2,19
PRO 6,67+2,91
10,99+2,81 454,08+195,80 362,75+199,03 18,64+2,56
PRE 6,36+2,32 8,94+3,38 650,58+700,66 493,42+219,37 16,33+4,07
PRO+PRE 5,98+1,87
10,88+2,90 733,67+484,58 447,92+334,77 18,13+3,84
4.3 CARACTERÍSTICAS DE CARCAÇA
Os resultados encontrados para as características de carcaça na medição
“in vivo” e após o abate são apresentados nas tabelas 8, 9, 10, 11 e 12. Não foram
encontradas diferenças estatísticas significativas (P>0,05) nos valores analisados.
Em 1987, BÖHME e OSLAGE, citados por VIEIRA (1993), também não
encontraram diferenças na qualidade das carcaças de suínos alimentados com
diversos antibióticos. Os mesmos autores verificaram, também, que não houve
variação nos pesos de rins, coração e fígado dos suínos estudados. QUADROS et
al. (2001) observaram que o uso de probióticos proporcionou a redução da perda
de peso no transporte para o abatedouro, melhorou o rendimento da carcaça
quente e também aumentou a profundidade do músculo Longissimus dorsi, mas
não encontrou diferenças nas outras características analisadas, como peso da
carcaça fria, rendimento da carcaça fria, percentagem de carne magra, espessura
de toucinho e comprimento de carcaça
Tabela 8: Dados de área de olho de lombo inicial (AOLi), na fase de crescimento
(AOLc) e na fase de terminação (AOLt), de suínos alimentados com ração basal
(BAS), contendo antibiótico (ANT), ou probiótico (PRO), ou prebiótico (PRE) ou
probiótico+prebiótico (PRO+PRE).
Tratamentos AOLi (cm2) AOLc (cm2)
AOLt (cm2)
BAS 12,0 23,5 36,4
ANT 13,4
27,0 38,4
PRO 13,7 26,8 39,5
PRE 12,9 23,9 35,1
PRO+PRE 13,4 26,3 36,8
C.V (%) 13,8 11,0 7,1
Tabela 9: Dados de Espessura de gordura de cobertura inicial (EGCi) na fase de
crescimento (EGC) e na fase de terminação (EGCt) de suínos alimentados com
ração basal (BAS), contendo antibiótico (ANT), ou probiótico (PRO), ou prebiótico
(PRE) ou probiótico+prebiótico (PRO+PRE).
Tratamentos EGCi (mm) EGC (mm) EGCt (mm) BAS 3,8 11,8 16,0
ANT 4,2 11,7 15,7
PRO 4,1 11,4 16,4
PRE 3,7 11,5 16,3
PRO+PRE 3,9 11,4 16,0 C.V (%) 10,5 5,8 9,3
Tabela 10: Dados de Espessura de gordura de cobertura da picanha inicial
(EGPi), na fase de crescimento (EGP) e na fase de terminação (EGPt), em suínos
alimentados com ração basal (BAS) contendo probiótico (PRO), ou prebiótico
(PRE), ou probiótico+prebiótico (PRO+PRE).
Tratamentos EGPi (mm) EGP (mm) EGPt (mm) BAS 3,1 12,3 16,0
ANT 3,0 12,0 15,5
PRO 3,0 11,7 16,0
PRE 3,1 11,5 16,6
PRO+PRE 2,9 11,4 15,9 C.V (%) 12,5 4,3 7,0
Tabela 11: Dados peso do fígado (PF), peso do baço (PB), carcaça quente (PCQ),
comprimento da carcaça quente (CCQ), em kg, em suínos alimentados com ração
basal (BAS), contendo antibiótico (ANT), ou probiótico (PRO), ou prebiótico (PRE),
ou probiótico+prebiótico (PRO+PRE)
TRA PF PB PCQ CCQ BAS
1,45
0,14
34,55
93
ANT
1,64
0,15
37,03
99,05
PRO
1,59
0,13
35,20
93,13
PRE
1,62
0,14
34,13
93,35
PRO+PRE 1,64 0,15 33,08 94,2
C.V (%) 15,0 10,8 5,3 3,7
Tabela 12: Leitura inicial (10), final da fase de crescimento (20) e final do
experimento (30) do grau de marmoreio, nos diferentes blocos e tratamentos.
TRA BLO 10 20 30
1 1 TRA PEQ PEQ 1 2 TRA PEQ MED 1 3 TRA PEQ MED 1 4 TRA LEV PEQ 2 1 TRA PEQ MED 2 2 TRA LEV PEQ 2 3 TRA MED MED 2 4 TRA LEV PEQ 3 1 TRA MED MED 3 2 TRA PEQ PEQ 3 3 TRA PEQ MED 4 1 TRA LEV PEQ 4 2 TRA LEV PEQ 4 3 TRA LEV LEV 4 4 TRA LEV PEQ 5 1 TRA TRA PEQ 5 2 TRA PEQ PEQ 5 3 TRA PEQ PEQ 5 4 TRA LEV LEV
Traço-TRA, Leve-LEV, Pequeno-PEQ, Médio-MED, Moderado-MOD, Abundante-ABU.
4.4 ALTURA DAS VILOSIDADES
As médias das alturas das vilosidades intestinais encontram-se na figura 1.
Não foram encontrados efeitos dos tratamentos sobre a altura das vilosidades
(P>0,05). Esses resultados não satisfazem as expectativas de que o consumo de
probiótico e/ou prebiótico na ração melhoram a qualidade da mucosa intestinal, o
que está de acordo com POLLMAN e BANDYCK (1984), que não encontraram
diferenças na morfologia intestinal de suínos alimentados com rações contendo
probiótico e antibiótico. Por outro lado, JONSSON e HENNINGSSON (1991)
encontraram diferenças na morfologia intestinal de leitões alimentados com rações
contendo ou não probiótico, confirmando o fato de que a utilização de estimulantes
de crescimento tem melhor efeito nas fases de aleitamento e creche. O fato de
terem sido usados neste estudo animais mais velhos pode explicar a ausência do
efeito dos estimulantes de crescimento sobre a morfologia intestinal, sugerindo
que estudos futuros devam ser conduzidos nas diferentes fases de criação de
suínos. Além disso, o estudo demonstra que a substituição do antibiótico por
probiótico e/ou prebiótico não alterou a altura das vilosidades intestinais dos
suínos. Portanto, estes resultados sugerem a possível substituição do antibiótico,
normalmente utilizado nas rações comerciais de suínos, por probiótico e/ou
prebiótico, sem que ocorram diferenças significativas na altura das vilosidades
intestinais dos suínos, já que, hoje em dia, a utilização dos antibióticos como
promotores de crescimento vem diminuindo cada vez mais, por pressão do
mercado consumidor.
Figura1: Altura das vilosidades intestinais (duodeno) de suínos alimentados com
rações contendo diferentes tipos de estimulantes de crescimento (T1- Ração
basal; T2 - Ração basal + Antibiótico; T3- Ração basal + Probiótico; T4 - Ração
basal + Prebiótico; T5 - Ração basal + Probiótico+ Prebióitico ) (P> 0,05).
5. CONCLUSÕES
Para suínos nas fases de crescimento e terminação, o antibiótico pode ser
substituído pelo probiótico Saccharomyces cerevisiae e/ou prebiótico
mananoligossacarídeo (MOS) sem prejuízo de desempenho, características
hematológicas e de carcaça dos suínos.
6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
AFIP. (1994) (Armed Forces Institute of Pathology). Laboratory Methods in
Histotechnology. American Registry of Pathology. Washington, D.C.
ANDREATTI FILHO, R.L.; SAMPAIO, H.M. (1999) Probióticos e Prebióticos . Rev.
Educ. Continuada do CRMV-SP, 2:50-71.
BIOTECNAL. (1996) O fantástico mundo dos probióticos, Três Corações, MG,
97p.
BLOOD, D.C., RODOSTTITS, O.M. (1991) Clínica Veterinária. 7ª ed. Guanabara
Koogan, Rio de Janeiro.
BRAUDE, R.; KON, S.K.; PORTER, J.W.G. (1953) Antibiotic in nutrition. Nutr.
Abst. Ver., 23(3): 473-95.
CHATEAU, N.; CASTELLANOS, I.; DESCHAMPS, A. M. (1993.) Distribution of
pathogen inhibitionin the Lactobacillus isolates of a commercial probiotic
consortium. J.Appl.Bacter.74:36-40.
CONWAY, P. L. (1989) Lactobacilli:fact and fiction in the regulator y and protective
role of the normal microflora, (EDSR. Grubb), Macmillan press, Basingstoke,
263-281.
CROMWELL, G.L. (1991) Antibiotics. In: Miller, B.R.; Ulley, D.E.; Lewis, A.J. (eds)
Swine nutrition. Stoneham, England, Butterworth-Heinemann.
CUNHA, T.J. (1957) Antibiotics for swine, beef catle, sheep and dairy catle. In:
International conference on use of antibiotics in agriculture, 1, New York.
DUKES, H. H., SWENSON, M.J., REECE, W.O. (eds.) (1996) Fisiologia dos
Animais Domésticos. Guanabara Koogan, 11ª ed. 856 p. Rio de Janeiro, RJ.
ENGBERG, R. M.; HEDEMAN, M.S. (2000) Effect of zinc Bacitracin and
Salinomycin on intestinal microflora and performance of broilers. Poultry
Sci.,79:1311-1319.
EWING, W.N., COLE, D.J.A. (1994) The living gut. A introduction to micro-
organisms in nutrition.
FORBES, M.; PARK, J.T. (1959) Growth of germ-free and conventional chicks:
Effectsof diet, dietary penicillin and bacterial environment. J.Nutr.,67:69-84.
FOX, S.M. (1988) Probiotics: Intestinal inoculants for production. Veterinary
Medicine, August, p. 806-829.
FUKATA, T; SASAI, K. (1999) Inhibitory effects of competitive exclusion and
fructooligosaccharide singly and in combination, on Salmonella colonization of
chicks. J. Food Protec., 62:229-233.
FULLER, R. (1989) Probiotcs in man and animals. J.Appl.Bacteriol.,66:356-378.
FULLER, R.; NEWLAND, L.G.M. (1960) The normal intestinal flora of the pig.IV.
The effect of dietary supplements of Penicillin, Chlortetracyclin or copper sulfate
on the cecal flora. J. Appl.Bact.,23:195-205.
FULLER, R.; COLE, C.B. (1988) The scientific basis of the probiotic concept. In:
Stark, B.A. Wilkinson, J.M. (eds). Probiotis: theory and applications. Marlows:
Chalcombe Publications, p. 1-14.
GIBSON, G. R.; ROBERFROID, M. B. (1995) Dietary modulation of the human
colonic microbiota: introducing the concept of prebiotics. J. Nutr., 125:1401-
1412.
GONZALEZ, F.H.D. (1997) O perfil metabólico no estudo de doenças da produção
em vacas leiteiras. Arq. Fac. Vet. UFRGS v. 25. O2 p.13-33.
HIGGINBOTHAM, J. (1991) The importance of yeast metabolites in a yeast
culture. Feed Compounder, v.11, p.37-39.
JAIN, N.C. (1993) Essentials of Vetrerinary Hematology. Lea & Febiger.
Philadelphia. 19-53p.
JIN, L.Z.; HO, Y.W. (1997a) Probiotcs in poultry: Modes of action. World´s poultry
Sci.J.,53:351-368.
JIN, L.Z.; HO, Y.W. (1997b) Growth performance, intestinal microbial.
JONSSON, E. (1985) Lactobaccilli as probiotcs to pigs and calves. Dissertation.
Dept. Animal Nutrition Management, Swed. Univ. Agric. Sci.,148:1-65.
JONSSON, E., e CONWAY, P. (1992) Probiotics for pigs. In: Fuller, R. Probiotics:
the scientific basis. p. 259-315. London: Chapman e Hall.
JONSSON, E. AND HENNINGSSON, S. (1991) Establisment in the piglet gut of
lactobacilli capable of degrading mixed-linked “B”-D-glucans. J. Appl. Bacteriol.
70. 512-16.
JUKES, T.H. (1949) The history of the antibiotic growth effect. Federation
proceedings, 37:2514-2518.
KANEKO, J.J., HARVEY, J.W., BRUSS, M.C. (1989) Clinical Biochemistry of
Domestic Animals. 4ª ed. New York, Academic Press, 932p.
LEEDLE, J. (2000a) Intestinal microbiology – Action mechanisms. In:Simpósio
sobre aditivos alternativos na nutrição animal. Anais. Campinas: CBNA, p.1-14.
LEEDLE, J. (2000b) Probiotica and DFMs – mode of action in the gastrointestinal
tract. In: Simpósio sobre aditivos alternativos na nutrição animal. Anais.
Campinas: CBNA. p25-40.
LOPES, S.T.A., CUNHA, C.M.S., BIONDO, A.W., FAN, L.C. (1996) Patologia
Clínica Veterinária. UFSM, Santa Maria, 160p.
MENTEN, J.F.M. (2001) Aditivos alternativos na nutrição de aves. 38ª Reunião
anual da Sociedade Brasileira de Zootecnia. Anais. Piracicaba, SP.p.141-157.
MEYER, D.J., COLES, E.H., RICH, L.J. (1995) Medicina de Laboratório
Veterinária. Interpretação e Diagnóstico. Roca, São Paulo.
PAPADOPOLOUS, G. (1983) Comparative study on the efficacy of Mercadox
Bayo-nox and Avotan as growth promoters in starting, growing and finishing
pigs. Bull. Hell. Vet. Med. Soc., 84 (4): 333-52.
PARKER, R.B. (1974) Probiotics, the other half of antibiotic story. Anim. Nutr.
Health, 29:4-8.
PARKER, G.; CROMWELL, G.; HAYS, U. (1989) Feed additives for swine. Pardue
University. West Lafayette, Indiana.4:63-71.
POLLMAN, D.S. e BANDYCK, C.A. (1984) Stability of Lactobacillus products.
Anim. Food Sci. Technol. 11, 261-7.
POZZA, P.C. (1998) Uso de probióticos para suínos. CONEZ, 1998, viçosa, MG.
Anais... Viçosa, MG. p. 279-294.
QUADROS, A.R.B. DE, KIEFER, C., HENN, J.D., SCARIOT, G., BENDER, P.
(2001) Efeito do uso de probióticos sobre características quantitativas da
carcaça de suínos. Congresso Brasileiro de Veterinários Especialistas em
Suínos, 9. Anais. Belo Horizonte, MG.
ROSE, A.H. (1989) Yeast culture, a microorganism for all species: A theoretical
look at its mode of action. Proceedings of ALLTECH´S FIFTH ANIMAL
SYMPOSIUM, Biotechnology in the feed industry, ed. T.P.Lyons. Alltech
Technical Publications, Nicholasville, Kentucky. 309p.
ROSTAGNO, H.S. (2000) Composição de alimentos e exigências nutricionais de
aves e suínos (tabelas brasileiras), 6ª impressão, Ed.Impr. Univ. da UFV,
Viçosa, 59p.
RUIZ, R.L. (1992) Microbiologia Zootécnica, 1ª ed., Ed. Roca, São Paulo, 314p.
SAEG 7.1. (1997) Sistema de Análises Estatísticas e Genéticas. Universidade
Federal de Viçosa, Viçosa, MG.
SAVAGE, T. F.; COTTER, P. F.; ZAKREWSKA, E. I. (1996) Effect feeding a
mannan oligosaccharide on imunoglobulin, plasma igG and bile IgA of Wrolstad
MW male turkey. Poultry Sci. 75(Suppl.1):143.
STOKSTAD, E.L.R. (1954). Antibiotics in animal nutrition. Physiol. Rev., 34(1): 25-
51.
STRYER, L. Bioquímica. (1996) 4ª ed.Guanabara Koogan, Rio de Janeiro. 1000p.
STUTZ, M.W.; JOHSON, S.L; JUDITH, F.R. (1983) Effects of diet and Bacitracin
on growth, feed efficiency, and population of Clostridium perfrigens in the
intestine of broiler chiks. Poultry Sci.62:1619-1625.
TALAMINI, D.J.D., CANEVER, M.D., SANTOS FILHO, J.I. (1998) Suinocultura
brasileira: perspectivas para o início do próximo milênio. In: Seminário
Internacional de Suinocultura, 3, 1998, São Paulo, SP. Anais...São Paulo, SP.
EMBRAPA-CNPSA, p01-09.
TOURNUT, J.R. (1998) Probiotics. In: Reunião da Sociedade Brasileira de
Zootecnia, 35, 1998, Botucatu. Anais...Botucatu: SBZ, p. 179-199.
VASSALO, M. (1995) Probióticos em rações para leitões dos 10 aos 30kg de peso
vivo. Tese (Mestrado) - Lavras - UFLA, 73p.
VIEIRA, A.A. (1993) Alho como estimulante do crescimento e da eficiência
reprodutiva de suínos. Tese Doutorado, UFV, 137p.
VISEK, W.J. (1978) The mode of Growth Promotion by Antibiotics. J. Anim. Sci.,
46(5). 1447-69.
WHITEHAIR, C. K.; THOMPSON, C.M. (1956) Observations on raising “disease-
free” swine. J. Amer. Vet. Med. Ass., 128:9498.
APÊNDICE
Tabela 1 A - Identificação de bactérias em amostras fecais dos suínos em duas
coletas (Início e final do experimento -1 e 2)
Bactérias
Tratamentos Enterobacter sp. Klebsiella sp. Escherichia coli
1 2 1 2 1 2
Basal X X X X
Antib. X X X X
Prob. X X X X X X
Simb. X X X X
Preb. X X X X X
