1.Aluno de mestrado na UNIFESP – Universidade Federal de São Paulo, SP,

intothecoven@hotmail.com. 2. Docente da UNIP – Universidade Paulista, SP,

sidney.fernandes@docente.unip.br.

FLORA FICOLÓGICA DO JARDIM BOTÂNICO DE SANTOS: LEVANTAMENTO TAXONÔMICO.

Herbert de Paula Lima1; Sidney Fernandes1

RESUMO:

O estudo teve por objetivo conhecer, identificar, classificar a flora ficológica do

Jardim Botânico de Santos, através de amostras que foram coletadas

emborcando lateralmente frascos na coluna d´água e/ou a utilização de uma rede

de plâncton com 20 µm para obter amostras mais concentradas de microalgas. As

amostras foram fixadas com formalina 4-5% e depois foram analisadas 10

lâminas microscópicas por amostra no laboratório de microscopia utilizando

microscópio óptico marca Olympus. Como resultados obtiveram-se a seguinte

identificação: 30 gêneros, 48 espécies e 5 variedades. Conclui-se que este estudo

demonstrou que os corpos hídricos do Jardim Botânico de Santos acomodam

diferentes espécies de microalgas dulciaquícolas, sendo que algumas espécies

ocorrem em ambientes aquáticos eutróficos. Os lagos necessitam de uma

constante manutenção e monitoramento com o intuito de prevenir danos a saúde

dos visitantes em caso de contato ou ingestão acidental de água contaminada.

_________________________________________________________________ Palavras-chave: algas de águas continentais, Jardim Botânico de Santos,

taxonomia.

2

INTRODUÇÃO

Afinal, o que são algas ? Alga é um termo de uso popular e genérico que

não possui significado taxonômico preciso. As algas reúnem características de

organismos muito diversificados em relação a sua organização, características

físicas e morfológicas, como por exemplo, plantas que contém clorofila e bactérias

que contém parede celular, seu tamanho vai de macro a microscópico.

O trabalho visa apresentar a biodiversidade da flora ficológica do Jardim

Botânico de Santos, com coordenadas geográficas 23º56’17”S e 46º22’22”W. O

objetivo do Jardim Botânico é preservar as espécies da Floresta Atlântica e

plantas nativas da Amazônia. Localizado no bairro do Bom Retiro, município de

Santos, com uma população de 9212 pessoas em uma área de 997.420,15 m2, de

acordo com o IBGE, o bairro começou a ser formado a partir de migrantes

nordestinos na década de 50. Recebeu este nome devido a uma imobiliária de

mesmo nome cujo proprietário Ézio Testini, foi responsável pelo loteamento da

maior parte do bairro.

Para fixação do material, foi utilizado formalina a 40% em frascos de

polipropileno, com identificação do local, data de coleta e coletor. Foram

analisadas 10 lâminas por amostra.

1. METODOLOGIA

Área de estudo

A área abrangida por este estudo é o Jardim Botânico de Santos,

localizado no bairro do Bom Retiro, município de Santos, SP. Ocupa a área de

90.000 m2, localizada na região metropolitana da Baixada Santista, Estado de São

Paulo e composta por 9 (nove) municípios. Procurou-se cobrir a área geográfica

dos lagos em sua máxima extensão e da forma mais uniforme possível,

abrangendo materiais tanto no plâncton quanto do perifíton.

Material estudado

Durante as coletas, amostrou-se material do perifíton e do plâncton numa

cobertura o mais uniforme possível e aos materiais uma representação

equivalente no que diz respeito aos habitats planctônico e perifítico e aos

ambientes lêntico, semilêntico e lótico.

Coleta de material

3

Foram realizadas 7 (sete) coletas aleatórias no lago principal, hidrofitotério

(lago das plantas aquáticas) e uma pequena fonte sem identificação situada

próximo a entrada do Jardim Botânico nos seguintes dias: 29/10/2016,

27/11/2016, 13/12/2016, 14/12/2016, 27/02/2017, 15/03/2017 e 03/07/2017

emborcando lateralmente o frasco na coluna d’água na profundidade desejada, de

maneira cuidadosa para que não ocorresse perda do material com a entrada do

ar.

As coletas aconteceram em zonas iluminadas e pouco iluminadas próximas

a regiões arborizadas, preferencialmente, próximas a margem favorece a

ocorrência de material perifítico que deve ser coletado com seu substrato (total ou

parcialmente submerso), folhas, caules, raízes e raspagem de rochas presentes

na água. Ambientes com essas características são considerados concentradores

de fitoplâncton e perifíton.

As amostras do lago principal foram recolhidas utilizando a rede de

plâncton confeccionada com tecido de náilon contendo abertura de malha na

ordem de 20 µm. Com o auxílio de uma corda, a qual é parte integrante da rede

que foi passada horizontalmente na camada superficial da coluna d’água (± 30 cm

superficiais). A rede de plâncton também foi mergulhada no lago e içada

verticalmente com o intuito de coletar o fitoplâncton nos níveis mais variados.

Esse método de coleta consiste, basicamente, em passar a rede sucessivamente

em diferentes níveis da coluna d’água com o objetivo de que a água flua através

do tecido e preencha o frasco acoplado à rede.

Na segunda coleta foi executada uma raspagem nas rochas do lago de

plantas aquáticas seguida de recolhimento de amostras presentes nos

compartimentos mais internos do lago, cuja estrutura circular é dividida em

pequenas câmaras preenchidas com água do lago, nessa etapa foi dispensada a

utilização da rede de plâncton devido a baixa profundidade do local.

As amostragens foram realizadas emborcando lateralmente o frasco na

coluna d’água e rede de plâncton, a fim de obter uma amostragem mais

concentrada de microalgas. Após esse procedimento, o material coletado foi

transferido para frascos sobressalentes e armazenado para análises no

laboratório de microscopia. Todas as amostras, sem exceção, foram

4

armazenadas em frascos adequados e posteriormente acondicionadas em

geladeira.

As informações sobre a providência geográfica do material (a mais

completa possível), incluindo a data da coleta e o nome do coletor, foram

registradas.

Fixação, preservação e preparo do material para observação

A fixação e a preservação dos materiais foram providenciadas

imediatamente após a coleta, ainda no campo, com solução aquosa de formalina

(formol comercial a 37%) a 4-5 %, em frascos de vidro ou polipropileno, com

identificação do local, data de coleta e coletor. A fixação imediata evita que a taxa

de divisão celular seja acelerada por conta das condições adversas (concentração

da amostra), que pode promover o aparecimento de fenótipos anômalos.

O preparo das lâminas para observação ao microscópio óptico obedeceu à

seguinte rotina: (1) uma ou duas gotas do material da amostra homogeneizada

foram colocadas sobre uma lâmina comum de microscopia; (2) uma gota de

solução alcoólica de lugol foi adicionada à do material para evidenciar o amido

(pirenoide); e (3) uma lamínula foi colocada sobre o conjunto das gotas, tomando-

se o cuidado de não formar bolha. Em alguns casos, foi também adicionada uma

gota de azul de metileno para evidenciar mucilagem e outra, de glicerina pura,

para adensar o meio e, consequentemente, facilitar o giro dos espécimes sobre si

próprios e observá-los de outros ângulos.

Observação do material ao microscópio

Para análise qualitativa foram examinadas, no mínimo, 10 lâminas

preparadas do material concentrado de cada unidade amostral. O intuito foi

observar o maior número possível de exemplares de cada tipo e esgotar

taxonomicamente cada unidade amostral. A observação dos espécimes foi

realizada utilizando um microscópio óptico binocular marca Olympus CX31, com

oculares de 10 aumentos e objetivas de 4, 10, 40 e 100 aumentos. Para cada

característica foram tomadas tantas medidas quantas foram necessárias (e/ou

possíveis) com o objetivo único de descrever, de forma apurada, cada espécie,

variedade ou forma taxonômica identificada. Obviamente, o número mínimo de

exemplares observados dependeu do tamanho das populações à disposição nas

preparações.

5

Admitiu-se como esgotamento taxonômico a análise de três preparações

sem que aparecesse representante de alguma espécie, variedade ou forma

taxonômica ainda não identificada naquela unidade amostral. No presente estudo,

entretanto, para a maior certeza do esgotamento taxonômico, foram examinadas

10 preparações da mesma unidade amostral sem que aparecessem novas

espécies, variedades ou formas taxonômicas das algas.

Os indivíduos encontrados apenas uma vez durante o estudo só foram

identificados quando apresentaram seus caracteres diagnósticos inequívocos ou

quando não apresentaram variação morfológica ou esta foi demasiado pequena e

considerada desprezível.

Descrição do material

A descrição de cada espécie, variedade ou forma taxonômica identificada

contemplou todas as características morfológicas diacríticas ou merísticas das

fases vegetativa e reprodutiva de seu histórico-de-vida que puderam ser

observadas nos materiais examinados. Quando variedades e/ou formas

taxonômicas além da típica da espécie foram identificadas, suas descrições

abordam somente os caracteres distintivos em relação à respectiva típica.

Quando existente, foi relacionada à sinonímia homotípica (nomenclatural) e, em

especial, o componente basiônimo. Foram ainda considerados os sinônimos

heterotípicos (taxonômicos), porém, apenas os que puderam ser avaliados. As

identificações constantes na literatura, cuja falta de informação (descrição,

medidas, ilustração e/ou material depositado em herbário) não permitiram sua

reidentificação, não foram presentemente consideradas.

Identificação taxonômica

As identificações taxonômicas foram fundamentadas na análise do maior

número possível de indivíduos, a partir da análise de populações. Indivíduos

isolados só foram identificados quando apresentaram suas características

diagnósticas inequívocas. Fotografias foram realizadas com o auxílio de revisões

bibliográficas para identificação de alguns táxons.

Todo material constante na literatura especializada foi avaliado.

Identificações taxonômicas de materiais que apresentaram descrição e/ou

ilustrações foram revistas. Literatura básica para a classificação dos gêneros em

famílias utilizou-se Bourrelly por se tratar do único compêndio que classifica todos

6

os gêneros propostos até então. As identificações dos gêneros, espécies,

variedades e formas taxonômicas foram baseadas em trabalhos clássicos e

recentes da literatura especializada. Procurou-se observar o maior número

possível de indivíduos e, sempre que possível, através da análise de populações

aumentando, assim, a validade das interpretações.

Para cada táxon inventariado serão apresentados os seguintes dados: (1)

nome da espécie, variedade ou forma taxonômica; (2) nome(s) do(s) autor(es)

responsáveis pelo binômio específico ou trinômio varietal (3) referência

bibliográfica completa da obra “princeps”, ou seja, do trabalho que contém a

descrição original do gênero,espécie ou variedade; (4) basiônimo quando

existente; (5) sinônimos a partir de material brasileiro; (6) descrição minuciosa de

todas as características morfológicas,merísticas e métricas. As descrições foram

acompanhadas de ilustração para sua identificação taxonômica, relação do(s)

material(is) estudado(s).

2. RESULTADOS

No ponto de amostragem do Lago Principal, as coordenadas geográficas

são 23056’249”S e 46022’343”W, no ponto de amostragem do Hidrofitotério, as

coordenadas geográficas são 23056’264”S e 46022’362”W, no ponto de

amostragem da fonte ao lado esquerdo ao entrar no Jardim Botânico de Santos

as coordenadas são 23056’307”S e 46022’369”W.

Os táxons identificados estão assim distribuídos: 30 gêneros, 48 espécies e

5 variedades, abaixo descritos:

FILO CYANOBACTERIA

Anabaena circinalis Rabenhorst

Células esféricas; 7-8 μm larg.; colônia filamentosa; 56-80 μm larg.; bainha

mucilaginosa ausente; coloração verde-azulada; granuloso; com aerótopos.

Anabaena spiroides Klebahn

Algas filamentosas livres, agregado de células amorfas envoltas por bainha

mucilaginosa.

Aphanocapsa incerta Lemmermann) Cronberg & Komárek

Células com 1-3 μm diâm.; mucilagem hialina; 18 μm diâm. a mucilagem;

colônias arredondadas; células granuladas.

Aphanocapsa rivularis (Carmichael) Rabenhorst

7

Células esféricas, colônias irregulares com células desprovidas de plastos,

porém, clorofiladas.

Borzia trilocularis Cohn ex Gomont

Células ovoides a esférica em grupos de 4 células alinhadas.

Chroococcidiopsis cubana Komárek & Hindák

Células com 1,2-2,0 μm de diâm.; coloniais; apresentam bainha

mucilaginosa.

Chroococcus minimus (Keissler) Lemmermann

Células esféricas com 2-3 μm diâm.; sem cloroplastos; clorofilados; parede

celular delgada. Estes organismos são predados por rotíferos.

Coelosphaerium naegelianum Unger

Colônias cocoides elípticas ou reniformes; 44-96 μm comp.; 35-83 μm larg.;

mucilagem que envolve a colônia com 3-5 μm espessura; células ovoides a

elipsoides; 4-6 μm comp.; 3-4 μm larg.; coloração verde-escura; com aerótopos.

Merismopedia convoluta Brébisson ex Kützing

Colônias tabulares, geralmente convolutas, planas, retangulares, com

numerosas células, dispostas em fileiras regulares, próximas umas das outras;

mucilagem hialina; células esféricas (hemisféricas após divisão), 4-5 μm diâm.;

sem aerótopos.

Merismopedia glauca (Ehrenberg) Kützing

Colônias tabulares, planas, retangulares, com numerosas células

arranjadas em grupos de 16-64, dispostas em fileiras regulares, próximas umas

das outras; mucilagem hialina; células esféricas (hemisféricas após divisão), 4-5

μm diâm.; sem aerótopos.

Merismopedia trolleri (Bachmann)

Colônias tabulares, planas, retangulares, com numerosas células

arranjadas em grupos de 4-8, dispostas em fileiras regulares, próximas umas das

outras; mucilagem hialina; células esféricas, hemisféricas após divisão, 3-4 µm

diâm.; com aerótopos.

Microcystis aeruginosa (Kützing) Kützing

Colônias formada por 7 células; 600-1200 μm diâm.; células com 2-8 µm

diâm.

Microcystis botrys Teiling

8

Colônias microscópicas, arredondadas ou alongadas; mucilagem hialina,

ampla, formando protuberâncias radiais ao redor de grupos celulares; células

esféricas, 3-6 m diâm.; com aerótopos; conteúdo celular verde-azulado.

Nostoc commune Vaucher ex Bornet & Flahaut

Tricomas apoheterocíticos; colônias irregularmente globosas; tricomas

curtos, curvos, densamente emaranhados; células doliformes, 3-4 µm diâm., 3-5

µm compr.; heterocitos terminais, oval, 4-5 µm diâm., 5-6 µm compr.; acinetos

compridos, extremidades arredondadas, 4 µm diâm.; 5-7 µm compr.

Planktothrix agardhii (Gomont) Anagnostidis & Komárek

Filamentosa; coloração verde-azulada; células apicais arredondadas; 11-18

μm compr.; 2-3 μm larg.; presente em ambientes eutrofizados.

Snowella lacustris (Chodat) Komárek & Hindák

Colônias esféricas, ovoides ou alongadas; mucilagem hialina; células

unidas por filamentos de mucilagem; 2–3 μm diâm.; 2-4 μm compr.; sem

aerótopos.

FILO CHLOROPHYTA

Chlorella vulgaris Beijerinck

Células elipsoides a esféricas; isoladas ou em pequenos grupos; 3-10 μm

diâm.; 1 pirenoide; parede celular delgada.

Chlorococcum acidum Archibald & Bold

Indivíduos isolados; células oblongas a arredondadas; 10-16 μm diâm.; 1

pirenoide; plasto poculiforme a ciatiforme; parede celular espessa; presentes no

plâncton quanto no perifíton.

Coelastrum indicum Turner

Cenóbio esférico; 10-12 µm diâm.; 16-32 células unidas por 5-6 processos;

células arredondadas em vista apical; 2-3 µm diâm.; parede celular lisa;

cloroplasto único, parietal; 1 pirenoide.

Coelastrum proboscideum Bohlin

Cenóbios tetraédricos com 7-16 μm diâm.; formados por 4-8-16-32 células;

células triangulares em vista lateral, pólos externos com espessamento em forma

de coroa, 3 processos unindo umas células às outras, espaços intercelulares

quadráticos; células com 4 µm diâm.; cloroplasto único, parietal, 1 pirenoide

central.

9

Coelastrum reticulatum (Dangeard) Senn

Cenóbios esféricos, 8 µm diâm.; formados por 32 células, espaços

intercelulares presentes. Sincenóbios frequentemente unidos por cordões

mucilaginosos, células esféricas unidas por 5 processos de ligação; cloroplasto

único poculiforme; pirenoide não observado.

Cosmarium brasiliense Nordstedt var. brasiliense

Célula ca. 1,1 vezes mais longa que larga; 15-17 µm compr.; 14-16 µm

larg., istmo 5-6 µm larg.; constrição mediana profunda; seno mediano aberto,

obtuso; semicélula elíptica; margens laterais convexas, apical levemente

truncada; parede celular com pequenas verrugas distribuídas uniformemente por

toda célula; cloroplastídio axial.

Desmodesmus armatus var. armatus (Chodat) Hegewald

Cenóbios planos; 2-8 células dispostas linearmente; células internas

elipsoides; 9-15 μm compr.; 5-8 μm larg.; espinhos com 4-5 μm compr.;

cloroplasto único, parietal; 1 pirenoide.

Desmodesmus armatus var. bicaudatus (Guglielmetti) Hegewald

Cenóbios planos, 25-27 µm comp.; formados por 4 células dispostas

linearmente; células oblongas, com pólos arredondados, 5-12 µm comp.; 4-5 µm

larg.; células externas com um único espinho em um dos pólos, 3-9 µm comp.; o

espinho de uma célula é diagonalmente oposto ao da outra; células internas sem

espinhos; parede celular lisa; cloroplasto único, parietal, 1 pirenoide central.

Desmodesmus communis (Hegewald) Hegewald

Cenóbios planos, 7-29 µm comp.; formados por 2-8 células dispostas

linearmente; células internas oblongas, com pólos arredondados, 2-8 µm larg.; 6-

10 µm comp.; células externas com um espinho longo em cada pólo, 3-10 μm

compr.; cloroplasto único, parietal; 1 pirenoide central.

Desmodesmus maximus (West & G.S. West) Hegewald

Cenóbios formados por 4 células oblongas; 24-36 µm comp.; 9-26 µm larg.;

disposição linear; pólos arredondados; células externas com um espinho em cada

pólo; 11-13 µm compr.; às vezes curvos; células internas sem espinhos.

Desmodesmus microspina (Chodat) Tsarenko

Cenóbios planos, com 4 células dispostas linearmente; células elipsóides,

às vezes com rosetas, microtúbulos ou costelas; 10-19 µm comp.; 5-10 µm larg.;

10

espinhos em disposição linear, mais curtos que o diâmetro celular, 4-7 µm comp.;

cloroplasto único, parietal, 1 pirenoide central.

Desmodesmus opoliensis (Richter) Hegewald

Cenóbios retos, 7-13 µm comp.; 5-10 µm larg.; formados por 4 células

dispostas linearmente; células internas fusiformes; 1-4 μm larg.; com pólos

arredondados; células externas trapezoidais; com pólos truncados na base de

inserção do espinho, margem externa levemente convexa, espinho longo em

cada pólo, 6-10 µm comp.; cloroplasto único, parietal, com 1 pirenoide.

Desmodesmus quadricauda (Turpin) Brébisson

Cenóbios retos lineares; 4-8 células oblongas; 9-23 µm comp.; 3-10 µm

larg.; pólos arredondados; margem externa das células retas e ligeiramente

convexas; 1 espinho em cada pólo disposto diagonalmente; cloroplasto único,

parietal; 1 pirenoide.

Desmodesmus spinosus (Chodat) Hegewald

Cenóbios formados por 4 células oblongas; 8-9 µm comp.; 2-3 µm larg.;

disposição linear; pólos arredondados; células externas e internas com 1-3

espinhos nos pólos; costelas medianas longitudinais em toda extensão da parede

celular, com pente de espinhos nas células das extremidades.

Dimorphococcus lunatus A. Braun

Cenóbios alongados; sincenóbios formados 4-8 células dispostas

alternadamente; 9-15 µm compr.; 4-7 µm larg.; unidas entre si por restos das

paredes da célula-mãe na forma de fios de mucilagem; células internas

cilíndricas, ovóides a elípticas; células externas reniformes a cordiformes;

cloroplasto único, parietal; 1 pirenoide.

Golenkiniopsis longispina (Koršikov) Koršikov

Células solitárias, esféricas, sem envelope mucilaginoso, 5-7 µm diâm.; 6-9

espinhos longos, distribuídos regularmente sobre a superfície celular, afilando

gradualmente em direção ao ápice, cloroplasto único, parietal, 1 pirenoide

esférico.

Monactinus simplex (Meyen) Corda

Cenóbios planos, circulares, formados por 8-16-32 células dispostas

concentricamente, com espaços intercelulares presentes; 20-26 μm diâm.; células

poligonais com 1 processo cilíndrico cônico de ápice truncado; 8 μm comp.; 4-5

11

μm larg.; células internas poligonais, cloroplasto único, parietal, estendendo por

todo o processo; 1 pirenoide central.

Monactinus simplex var. echinulatum (Wittrock) Pérez, Maidana & Comas

Essa variedade possui cenóbios formados por 8 células; 62-86 µm comp.;

62-92 µm larg.; células marginais com processo 19-34 µm comp.; 9-17 µm larg.;

processo com 5-14 µm comp,; células internas com 10-20 µm comp.; 10-18 µm

larg.

Monoraphidium contortum (Thuret) Komárkova-Legnerová

Celulas isoladas; fusiformes; helicoidais; ápices, afilados; 1-3 µm larg.; 10-

16 µm compr.; cloroplasto único, parietal; sem pirenoide.

Monoraphidium tortile (West & G.S. West) Komárkova-Legnerová

Células isoladas, fusiformes, retas; mais longas que largas; ápices

gradualmente afilados; 1-3 µm larg.; 15-20 µm compr.; cloroplasto único; parietal,

sem pirenoide.

Pediastrum boryanum (Turpin) Meneghini

Formam cenóbios com 8-32 células; 10 μm diâm.; cada célula com 5 μm

larg.; 7 μm alt., contando as projeções; pirenoide central único.

Possonia sestonica Hindák

Organismos formados por 2 células reniformes; presença de bainha

mucilaginosa; cloroplasto parietal; 3-4 μm larg.; 5 μm compr.; 5 μm diâm. da

bainha de mucilagem.

Scenedesmus acuminatus (Lagerheim) Chodat

Cenóbios planos, 36-40 µm compr.; formados por 4 células, dispostas

linearmente; células internas fusiformes, retas a levemente arcuadas, 29-34 µm

compr.; 4-9 µm larg.; células externas fusiformes, arcuadas, afilando em direção

aos ápices, 23-28 µm compr.; 5-8 µm larg.; parede celular lisa; cloroplasto único,

parietal, 1 pirenoide.

Scenedesmus ecornis (Ehrenberg) Chodat

Cenóbios formados por 4 células oblongas; 4-15 µm de comp.; 4-6 µm de

larg.; disposição linear; pólos arredondados; células externas arqueadas,

convexas; células internas menos convexas.

Scenedesmus linearis Komárek

12

Organismos formados por cenóbio com 4 células oblongas; 14 μm compr.;

células com 4 μm larg.; 7 μm compr.

Stauridium tetras (Ehrenberg) Hegewald

Cenóbio circular, oval, quadrático ou raramente irregular; não clatrado; 4-8

células dispostas concentricamente; 16-18 µm comp.; 17-19 µm larg.; 4-7 células

externas angulares; margem lateral entre as células reta; células marginais com 1

incisão em forma de “V’’ mais ou menos estreita; 1 plasto parietal; 1 pirenoide

basal; parede celular lisa.

Volvox aureus Ehrenberg

Células com 3-6 μm de diâm.; envoltas por bainha de mucilagem com 15

μm diâm.; cloroplasto abrangente; célula esférica isolada; 1 pirenoide; espinhos

ao entorno da célula esférica.

FILO EUGLENOPHYTA

Euglena viridis (Müller) Ehrenberg

Organismos flagelados; fusiforme; presença de mancha ocelar; ausência

de parede celular e pirenoides; cloroplastos em fitas; 33-44 μm compr.; 12-16 μm

larg.

Hyalophacus ocellatus Pringsheim

Organismos achatados; discoides; 25-30 μm compr.; 24-26 μm larg.;

cloroplastos pequenos discoides; pirenoides normalmente ausentes.

Phacus acuminatus Stokes

Organismos ovalados; 20-25 μm compr.; 16-18 μm larg.; organismos

cosmopolitas.

Phacus acutus Pochmann

Célula ovalada; com um “bico” em uma das extremidades; 5-14 μm compr.,

incluindo a projeção; 4-11 μm larg.

Phacus agilis var. agilis Skuja

Células elípticas; pólos arredondados; 2 cloroplastos em forma de escudo;

13-14 μm compr.; 10 μm larg.

FILO BACILLARIOPHYTA

Geissleria aikenensis (Patrick) Torgan & Oliveira

Valvas lanceoladas com ápices rostrados; estrias medianas mais

espaçadas; 19‑21 μm compr., 5-6 μm larg.

13

Nitzschia palea (Kützing) Smith

Valvas linear-lanceoladas; plasto parietal; extremidades cuneadas

subcapitado-rostradas; 9-13 μm compr.; 3 μm larg.; espécie com grande variação

morfológica, sendo identificada pela forma valvar lanceolada e extremidades

apicais subcapitadas conforme Fontana; Bicudo2.

3. DISCUSSÃO

Tendo em vista que esta é a primeira referência bibliográfica a respeito da

taxonomia de algas do Jardim Botânico de Santos, pode-se observar a riqueza da

biodiversidade local e a presença de algas indicadoras de poluição, tais como,

Microcystis, Coelastrum, Scenedesmus, Desmodesmus, Volvox dentre outras,

cuja, proliferação pode estar intimamente relacionada com o índice considerável

de nutrientes provenientes de resíduos orgânicos dispersos na água dos lagos,

como, por exemplo, nitrogênio e fósforo. A acessibilidade dos sistemas lacustres

artificiais do Jardim Botânico de Santos contribuiu com a facilidade da coleta,

entretanto, apesar de algumas dificuldades, verifica-se que o número de espécies

identificadas foi considerável, com possibilidade deste número aumentar, já que

algumas amostras não foram analisadas. Constatou-se a ocorrência do gênero

Desmodesmus em diferentes amostras em períodos distintos, independente da

sazonalidade e em grande frequência.

4. CONCLUSÃO

Este estudo foi pioneiro em relação a taxonomia de microalgas presentes

nos corpos hídricos do Jardim Botânico de Santos, conhecer a microflora aquática

do local servirá de subsídio ao conhecimento da flora ficológica da Baixada

Santista, projeto em construção que abrangerá material encontrado nos nove

municípios que constituem a Região Metropolitana da Baixada Santista,

contribuindo com a Flora Ficológica do Estado de São Paulo.

Com base nos estudos realizados, concluiu-se que os corpos hídricos do

Jardim Botânico de Santos acolhe diferentes espécies de microalgas de águas

continentais, algumas intrinsecamente relacionadas a ambientes aquáticos

eutróficos comprometidos pela poluição hídrica, seja ela, de origem antrópica ou

natural, com presença de algas de grande potencial bioindicador de poluição

ambiental. O monitoramento do estado trófico dos três lagos artificiais se faz

necessário e com manutenção constante, no intuito de prevenir possíveis danos à

14

saúde dos frequentadores (principalmente crianças) em caso de contato ou

ingestão acidental com a água contaminada, devido à presença de cianotoxinas

liberadas nos lagos pelo grupo de cianobactérias. Levando-se em conta que o

local recebe visitação de pessoas das mais variadas faixas etárias que

desconhecem a qualidade da água dos corpos hídricos do local, a possibilidade

de contato com estas águas não está descartada, daí a necessidade de um

monitoramento por parte da prefeitura local, já que o Jardim Botânico de Santos

pertence a prefeitura municipal ou realizarem parcerias para tal avaliação.

O presente trabalho visou colaborar para o conhecimento em termos de

variação morfológica e biodiversidade fitoplanctônica existentes nos lagos

artificiais do Jardim Botânico de Santos e oferecer respaldo à futuras pesquisas

que possam, futuramente, desenvolver-se no local. O número de espécies

identificadas poderia ser maior se não houvesse uma limpeza periódica nos lagos

presentes no Jardim Botânico de Santos, onde ocorre a retirada completa da

água dos mesmos por parte da Prefeitura Municipal de Santos. Esse processo

poderia ser feito de maneira mecânica, sem a remoção da água, mesmo diante

destas condições, o número de espécies identificadas foi razoável, sendo o

estudo realizado por um período de 12 (doze) meses. Muito provavelmente se

este período for mais longo, conseguir-se-à chegar a um número mais expressivo

de espécies, servindo como subsídio a trabalhos relacionados a ecologia

aquática, microbiologia, educação ambiental, dentre outros.

REFERÊNCIAS

1. Bourrelly PC (1972). Les algues d’eau douce: initiation à la systematique: les

algues vertes. Paris: Éditions N. Boubée. Vol. 1. p. 1-572.

2. Bicudo CEM (2014). Criptógamos do Parque Estadual das Fontes do Ipiranga,

São Paulo, SP. Algas, 38: Chlorophyceae (Tetrasporales e Siphonocladales),

SP,Brasil. Hoehnea 41(3): 337-343.

3. Bicudo CEM, Menezes M (orgs.) (2006). Gêneros de algas de águas

continentais do Brasil: chave para identificação e descrições. 2ª ed. São

Carlos: RiMa Editora. 508 p.

4. Bicudo CEM, Bicudo RMT (1967). Floating communities of algae in an artificial

pond in the Parque do Estado, São Paulo, Brazil. Journal of Phycology 3: 233-

234.

15

5. Franceschini IM et al. (2010). Algas, uma abordagem filogenética, taxonômica

e ecológica. Editora Artmed, Porto Alegre. 330 p.

6. Fernandes S (2008). As famílias Chlorococcaceae e Coccomyxaceae no

Estado de São Paulo: levantamento florístico. Tese de doutorado. Instituto de

Botânica. Secretaria de Estado do Meio Ambiente, São Paulo.160 p.

7. Fernandes S, Bicudo CEM (2009). Criptógamos do Parque Estadual das

Fontes do Ipiranga, São Paulo, SP. Algas, 26: Chlorophyceae (familias

Chlorococcaceae e Coccomyxaceae). Hoehnea 36(1): 173-191.

8. Restano AML, Bicudo CEM (2014). Criptógamos do Parque Estadual das

Fontes do Ipiranga, São Paulo, SP. Algas, 40: Chlorophyceae

(Hydrodictyaceae). Hoenea 41(3): 353-364

9. Reviers B (2006). Biologia e filogenia das algas. Editora Artmed, Porto Alegre.

280 p.

10. Rocha ACR, Bicudo CEM (2008). Criptógamos do Parque Estadual das

Fontes do Ipiranga, São Paulo, SP. Algas, 25: Bacillariophyceae (Naviculales,

Pinnulariaceae). Hoehnea 35(4): 597-618.

11. Silva DB, Felisberto AS (2014). Comasiella, Desmodesmus, Pectinodesmus e

Scenedesmus na comunidade perifítica em ecossistema lêntico tropical,

Brasil Central. Hoehnea 41(1): 109-120.

Endereço eletrônico:

www.algaebase.org – acesso em várias épocas.

APÊNDICE

Fig. 1. Amostragem no Lago principal. Fig. 2. Amostras do Lago principal.

16

Fig. 3. Lago com plantas aquáticas (hidrofitotério). Fig. 4. Amostragem no hidrofitotério.

Fig. 5. Fonte na entrada do Jd. Botânico, lado esquerdo.

Fig. 6. P. boryanum. 7. Volvox aureus. 8. C. proboscideum. 9. S. ecornis.

Fig.10. S. ecornis. 11. E. viridis. 12. D. armatus var. armatus. 13. C.nagelianum

Fig. 14. M. botrys. 15. M. botrys. 16. N.commune. 17. D. communis. 18. S.lacustris.

Fig.19. G. longispina. 20. C, minimus. 21. D. armatus var. bicaudatus. 22. D. communis.

17

Fig. 23. D. armatus var. armatus Fig. 24. D. microspina 25. M. convoluta 25. D. opoliensis

Fig. 26. N. palea. 27. C.vulgaris. 28. C. acidum. 30. Hyalopachus ocellatus. 31. A. incerta.

Fig. 32. G. aikenensis. 33. S. acuminatus. 34. C.indicum. 35. D. armatus bicaudatus.

Fig. 36. D. spinosus 37. P. aghardii 38. M.trolleri

Bar = 10 μm