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UNIVERSIDADE DO ESTADO DO RIO GRANDE DO NORTE – UERN

FACULDADE DE CIÊNCIAS DA SAÚDE - FACS

PRÓ-REITORIA DE PESQUISA E PÓS-GRADUAÇÃO - PROPEG

PROGRAMA MULTICÊNTRICO DE PÓS-GRADUAÇÃO EM

BIOQUÍMICA E BIOLOGIA MOLECULAR - PMBqBM

PAULO VICTOR PEREZ MAIA

ATIVIDADE ACARICIDA DE EXTRATO E LECTINAS DE Moringa oleifera

SOBRE Tetranychus urticae

Mossoró-RN

2018




Dissertação apresentada ao Programa Multicêntrico de Pós-Graduação em Bioquímica e Biologia Molecular da Universidade do Estado do Rio Grande do Norte - UERN, como um dos pré-requisitos para obtenção do grau de Mestre em Bioquímica e Biologia Molecular. Orientadora: Profa. Dra. Michele Dalvina Correia da Silva

Mossoró-RN

2018

Catalogação da Publicação na Fonte. Universidade do Estado do Rio Grande do Norte.

M217a Maia, Paulo Victor Perez ATIVIDADE ACARICIDA DE EXTRATO E LECTINAS

DE Moringa oleifera SOBRE Tetranychus urticae. / Paulo Victor Perez Maia. - Mossoró, RN, 2018. 68p.

Orientador(a): Profa. Dra. Michele Dalvina Correia da Silva.

Dissertação (Mestrado em Programa de Pós-Graduação em Bioquímica e Biologia Molecular). Universidade do Estado do Rio Grande do Norte.

1. ácaro fitófago. 2. lectina acaricida. 3. Atividade acaricida. 4. ácaro rajado. 5. Moringa oleifera. I. Silva, Michele Dalvina Correia da. II. Universidade do Estado do Rio Grande do Norte. III. Título.




Dissertação apresentada ao Programa Multicêntrico de Pós-Graduação em Bioquímica e Biologia Molecular da Universidade do Estado do Rio Grande do Norte - UERN, como um dos pré-requisitos para obtenção do grau de Mestre em Bioquímica e Biologia Molecular. Orientadora: Profa. Dra. Michele Dalvina Correia da Silva

Aprovado em 08/06/2018

BANCA EXAMINADORA

Profª. Dra. Michele Dalvina Correia da Silva (Orientadora) Universidade Federal Rural do Semiárido - UFERSA

Prof. Dr. Maurício Sekiguchi de Godoy (Membro Externo) Universidade Federal Rural do Semiárido – UFERSA

Profª. Drª. Patrícia Batista Barra Medeiros Barbosa (Membro Externo)

Universidade do Estado do Rio Grande do Norte - UERN

AGRADECIMENTOS

Agradeço em primeiro lugar à minha orientadora Professora Doutora Michele

Dalvina Correia da Silva, pela compreensão, ajuda e disponibilidade, durante

todo o período de duração do mestrado.

Agradeço também ao Professor Doutor Maurício Sekiguchi de Godoy, pela

colaboração importantíssima e fornecimento de seu laboratório para a realização

dos experimentos.

Agradeço à empresa TopBio que forneceu material possibilitando o

desenvolvimento dos experimentos.

Agradeço à minha família por ter me dado apoio durante o período do mestrado.

Agradeço aos meus amigos próximos, que considero irmãos, Allison Guilherme,

Hedilberto Barros, Jefferson Rodrigues e Paulo Vidal, pelo grande apoio dado às

fases difíceis da vida. Agradeço também ao meu grande amigo Iuri Bessa.

Agradeço à minha amiga Danielly Medeiros, uma pessoa excepcional que

sempre me apoiou.

Agradeço aos meus amigos Carlos Silveira, Karina Paiva, Luciano Lira, grandes

biotecnologistas, com futuros brilhantes pela frente. Agradeço à Hionne Mara,

uma pessoa maravilhosa, muito prestativa.

Agradeço à amizade valiosa de Jocileide Marinho e suas dicas sobre a pós-

graduação. Agradeço também a amizade importante de Rackel Hipólito, Ravi

Dias e Luzia Mendes, principalmente pelos encontros semanais, sempre

aliviando as tensões.

Agradeço aos colegas de laboratório, principalmente Galdino e Alricélia pela

grande ajuda nas montagens dos experimentos e na criação do ácaro rajado.

Agradeço a Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior –

CAPES e à Sociedade Brasileira de Bioquímica e Biologia Molecular – SBBq.

Sou eternamente grato a todos que participaram direta ou indiretamente da

minha formação. Muito obrigado.

“A educação é a arma mais poderosa

que você pode usar para mudar o

mundo”

Nelson Mandela

RESUMO

O Tetranychus urticae, conhecido como ácaro rajado, é uma espécie de ácaro fitófago, polífago e cosmopolita, se alimentando de mais de 1200 espécies vegetais. A alimentação de T. urticae causa o amarelecimento, necrose e queda das folhas de seus hospedeiros, consequentemente queda da produtividade e grandes prejuízos econômicos. Atualmente seu controle se dá principalmente por acaricidas químicos e ácaros predadores. Os acaricidas químicos apresentam desvantagens, como o efeito residual nos frutos, promoção de pragas resistentes e inespecificidade, causando danos a organismos benéficos e a trabalhadores do campo. Portanto, a busca por novos biopesticidas se torna necessária para um manejo integrado de pragas mais eficiente. As lectinas são proteínas de origem não imunológica que apresentam sítios de ligação à carboidratos, possibilitando uma ligação reversível à carboidratos livres, glicoconjugados ou porções glicídicas ligadas à superfície celular. Lectinas obtidas a partir de sementes da Moringa oleifera (WSMoL e cMoL) têm demonstrado eficiência no controle de insetos como Nasutitermes corniger, Aedes aegypti e Anagasta kuehniella, possivelmente por interações entre lectinas e estruturas do mesêntero dos insetos ou proteases. Esse estudo observou a atividade acaricida de extrato bruto (EB) e lectinas WSMoL e cMoL sobre diferentes estágios de desenvolvimento de T. urticae. Ensaios enzimáticos in vitro foram realizados para avaliar o efeito de WSMol sobre a atividade de proteases de T. urticae. EB apresentou influência na sobrevivência de larvas e adultos de T. urticae. cMoL não foi capaz de interferir no desenvolvimento de T. urticae. WSMoL foi capaz de causar um efeito larvicida sobre T. urticae em aplicação única (23% de mortalidade) e por contaminação do disco foliar antes da adição de larvas (54,4% de mortalidade). WSMoL atrasou o desenvolvimento e causou paralisia em larvas de T. urticae; foi capaz de interagir com proteases de adultos de T.urticae, causando um aumento na atividade enzimática de tripsina, em análise in vitro; dessa forma WSMoL apresentou um potencial acaricida contra larvas de T. urticae.

Palavras-chave: ácaro fitófago; lectina acaricida; atividade acaricida.

ABSTRACT

Tetranychus urticae known as spider mite, it is a cosmopolitan polyphagous phytophagous specie, feeding on more than 1200 plant species. As consequence from feeding of the spider mites the hosts suffers yellowing of their leaves, necrosis or even full defoliation, causing great loss of productivity and economic damages. Nowadays the control of spider mite infestations are based mainly in the use of chemical acaricides and mite predators. The chemical acaricides have significant disadvantages as residual effect on fruits, non-specificity and emergence of resistant mites. In this context, the search for new biopesticides becomes a necessity for integrated pest management efficiency. Lectins are proteins of non-immunological origin that have carbohydrate binding sites, enabling reversible bindings with free carbohydrates, glycoconjugates or glycide portions of cell surface. Moringa oleifera lectins (WSMoL and cMoL) had efficacy on the control of Nasutitermes corniger, Aedes aegypt and Anagasta kuehniella, possibly by interactions from lectins and their midgut structures or their proteases. Therefore, the present study evaluated the acaricidal effect of crude extract (CE), WSMoL and cMoL against T. urticae different development stages. In vitro enzymatic assays were performed to evaluate the effect of WSMol on the activity of T. urticae proteases. CE had effects on the survival rates of larval stage and mature T. urticae. cMoL had no effect over T. urticae development. WSMoL had a larvicidal activity against T. urticae in a single spray (23% mortality), and with foliar disc contamination before larval alocation (54,4% mortality). WSMoL delayed T. urticae larvae development and had a paralysis effect against T. urticae larvae; also promoted an increase in trypsin activity from T. urticae females; so WSMoL has a potential acaricidal activity against T. urticae larvae. Keywords: phytophagous mite; acaricidal lectin; acaricidal activity

LISTA DE FIGURAS

Figura 1: Fêmea adulta de T. urticae .............................................................. 15

Figura 2: Ciclo biológico do ácaro rajado. ....................................................... 16

Figura 3: Morangueiro infestado por ácaro rajado. .......................................... 18

Figura 4: Esquema de aglutinação de eritrócitos por lectina. .......................... 26

Figura 5: Folhas e frutos de Moringa oleifera. ................................................. 30

Figura 6: Taxa de eclosão de T. urticae em bioensaio ovicida após 7 dias da

aplicação dos tratamentos................................................................................ 40

Figura 7: Taxa de mortalidade de larvas de T. urticae em bioensaio larvicida de

aplicação única após 48h da aplicação dos tratamentos. ................................ 41

Figura 8: Tempo de desenvolvimento de fases imaturas de T. urticae em

bioensaio larvicida de aplicação única. ............................................................ 43

Figura 9: Taxa de mortalidade de larvas de T. urticae para o bioensaio larvicida

com contaminação total dos discos foliares, após 72h da aplicação dos

tratamentos. ..................................................................................................... 46

Figura 10: Tempo de desenvolvimento de T. urticae para o bioensaio larvicida

com contaminação total dos discos foliares. .................................................... 47

Figura 11: Taxa de mortalidade de ácaros adultos de T. urticae após 72h da

aplicação dos tratamentos para bioensaio com adultos. .................................. 50

Figura 12: Atividade de proteases totais de ácaros adultos de T. urticae em

presença e ausência de WSMoL. ..................................................................... 52

Figura 13: Atividade de tripsina de ácaros adultos de T. urticae em presença e

ausência de WSMoL. ....................................................................................... 53

LISTA DE TABELAS

Tabela 1: Taxa de mortalidade e eficiência agronômica para o bioensaio

larvicida de aplicação única.............................................................................. 45

Tabela 2: Taxa de mortalidade e eficiência agronômica para o bioensaio

larvicida com contaminação total dos discos foliares. ...................................... 49

Tabela 3: Taxa de mortalidade de ácaros adultos de T. urticae e eficiência

agronômica de abamectina e extrato bruto para o bioensaio com adultos. ..... 51

Sumário

1 REVISÃO DA LITERATURA ......................................................................................... 13

1.1 ÁCAROS .................................................................................................................... 13

1.1.1 TAXONOMIA DOS ÁCAROS ......................................................................... 13

1.1.2 CARACTERÍSTICAS GERAIS ....................................................................... 13

1.1.3 Tetranychus urticae .......................................................................................... 14

1.1.4 CONTROLE DE Tetranychus urticae ............................................................ 19

1.1.4.1 CONTROLE QUÍMICO .................................................................................... 19

1.1.4.2 CONTROLE ALTERNATIVO .......................................................................... 21

1.2 LECTINAS .................................................................................................................. 25

1.2.1 CONCEITO E CLASSIFICAÇÃO ................................................................... 25

1.2.2 LECTINAS COM AÇÃO CONTRA PRAGAS ............................................... 27

1.3 Moringa oleifera ......................................................................................................... 29

1.3.1 LECTINAS DA Moringa oleifera ..................................................................... 30

2. OBJETIVOS ...................................................................................................................... 32

2.1 OBJETIVO GERAL ................................................................................................... 32

2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS ................................................................................... 32

3 MATERIAIS E MÉTODOS .............................................................................................. 33

3.1 OBTENÇÃO DE EXTRATO E LECTINAS DAS SEMENTES DA Moringa

oleifera .................................................................................................................................... 33

3.2 BIOENSAIOS ACARICIDAS ................................................................................... 34

3.2.1 OBTENÇÃO DE Tetranychus urticae ............................................................ 34

3.2.2 CRIAÇÃO E MANUTENÇÃO DE Tetranychus urticae ............................... 34

3.2.3 DELINEAMENTO EXPERIMENTAL ............................................................. 35

3.2.4 BIOENSAIO OVICIDA ..................................................................................... 35

3.2.6 BIOENSAIO COM ADULTOS......................................................................... 37

3.3 ENSAIOS ENZIMÁTICOS ....................................................................................... 38

3.3.1 ATIVIDADE DE PROTEASES TOTAIS ........................................................ 38

3.3.2 ATIVIDADE DE TRIPSINA .............................................................................. 38

3.4 ANÁLISE ESTATÍSTICA .......................................................................................... 39

4 RESULTADOS E DISCUSSÂO ..................................................................................... 40

4.1 BIOENSAIO OVICIDA .............................................................................................. 40

4.2 BIOENSAIO LARVICIDA ......................................................................................... 41

5.3 BIOENSAIO COM ADULTOS ................................................................................. 50

5.4 ENSAIOS ENZIMÁTICOS ....................................................................................... 52

5.4.1 ATIVIDADE DE PROTEASES TOTAIS E TRIPSINA ................................. 52

6. CONCLUSÃO ................................................................................................................... 55

REFERÊNCIAS ........................................................................................................................ 56

13

1 REVISÃO DA LITERATURA

1.1 ÁCAROS

1.1.1 TAXONOMIA DOS ÁCAROS

Lamarck separou os ácaros dos insetos em 1801, quando classificou os

artrópodes em quatro grandes grupos: Cirripedia, Crustacea, Arachnida e

Insecta. Em classificações mais recentes, os ácaros passaram a pertencer ao

reino Animalia, filo Arthropoda, sub-filo Chelicerata, classe Arachnida e

subclasse Acari. Dentro da classe Arachnida, os ácaros apresentam um maior

número de espécies, sendo animais de grande importância médica e econômica

(HICKMAN et al., 2003; MORAES; FLECHTMANN, 2008).

1.1.2 CARACTERÍSTICAS GERAIS

Morfologia

O corpo do ácaro é denominado de idiossoma, e este é subdividido em

quatro partes: o gnatossoma é a região onde abriga quelíceras e palpos; o

propodossoma abriga os dois primeiros pares de pernas anteriores; o

metapodossoma é a região onde abriga os dois pares de pernas posteriores; o

opistossoma é a região posterior ao último par de pernas dos ácaros (MORAES;

FLECHTMANN, 2008).

O formato do corpo desses animais é bastante variável, podendo ser

achatados, vermifomes ou ovoides. Estes animais também apresentam

estruturas chamadas de setas, que são órgãos sensoriais espalhados pelo

idiossoma e apêndices (MORAES; FLECHTMANN, 2008).

Os ácaros diferem dos demais aracnídeos por não apresentarem

segmentação nem subdivisões do corpo em tagmas, pela presença de

gnatossoma e presença de apenas três pares de pernas em seu primeiro estágio

móvel (MORAES; FLECHTMANN, 2008).

Reprodução e Desenvolvimento

De maneira geral, a reprodução dos ácaros normalmente se dá pela

fertilização da fêmea de forma direta, através da introdução do esperma no

oóporo da fêmea com o auxílio das quelíceras, palpo ou primeiro par de pernas,

14

ou pela introdução do esperma nos poros de introdução espermática das

fêmeas, por meio de estruturas sexuais masculinas, como o edeago ou o

espermatodáctilo. Ácaros também apresentam reprodução por partenogênese

telítoca (quando o ovo dá origem a fêmeas), arrenótoca (quando o ovo dá origem

a um macho) e em poucos casos deuterótoca (quando o ovo dá origem a machos

e fêmeas) (EVANS, 1992; MORAES; FLECHTMANN, 2008).

Os ácaros normalmente são ovíparos, mas a ovoviviparidade também é

comum. A larviparidade é observada em poucas espécies. Os ácaros

normalmente se desenvolvem em quatro estágios, a partir dos ovos: larva,

protoninfa, deutoninfa e adulto. A larva do ácaro normalmente apresenta três

pares de pernas, é livre e ativa, capaz de buscar seu alimento. A protoninfa,

assim como a larva, busca seu alimento. Esta difere da larva por normalmente

apresentar quatro pares de pernas. A deutoninfa apresenta as características

gerais não-sexuais dos adultos, diferindo destes no padrão de esclerotização e

e no tamanho (o adulto é maior e mais esclerotizado). Os ácaros levam de três

dias a semanas ou meses para completar o seu desenvolvimento de ovo a

adulto. Fatores como umidade, temperatura, luz e alimento podem ser

determinantes durante o seu desenvolvimento (MORAES; FLECHTMANN,

2008).

Alimentação

Quanto à alimentação, os ácaros apresentam uma grande variedade em

seus hábitos. Estes podem ser predadores, fitófagos, detritívoros, e podem se

alimentar de bactérias e nematoides (MORAES; FLECHTMANN, 2008).

Os ácaros fitófagos, como os da família Tetranychidae, são pragas de

grande importância em diferentes plantações de árvores frutíferas, em que estes

podem atacar diretamente o fruto ou outros órgãos da planta (HICKMAN et al.,

2003). No Brasil, o Tetranychus urticae causa sérios danos a um grande número

de plantas hospedeiras, provocando grande impacto econômico (MORAES;

FLECHTMANN, 2008).

1.1.3 Tetranychus urticae

Características gerais

15

O tetraniquídeo T. urticae é conhecido popularmente como ácaro rajado,

também chamado de ácaro de teia (em inglês, “spider mite”). O nome “ácaro

rajado” se dá pela presença das massas alimentares nos dois primeiros pares

de cecos, dando a impressão de duas faixas negras (Figura 1) (MORAES;

FLECHTMANN, 2008). Também é conhecido como “ácaro de teia” por ser capaz

de produzir teias para a proteção de seus ovos (SANCHES; NASCIMENTO,

2000). Essa espécie apresenta grande importância econômica, pois é uma

espécie cosmopolita e polífaga (MORAES; FLECHTMANN, 2008). O ácaro

rajado se alimenta de mais de 1200 espécies vegetais, desde ornamentais à

frutíferas, muitas delas com importante impacto na economia mundial. Espécies

de grande valor econômico para o Brasil entram na lista, como o algodão, arroz,

café, cana-de-açúcar, feijão, laranja, milho, soja, tomate, trigo (MIGEON et al.,

2011). Estas culturas figuram entre as maiores produções agrícolas do país, com

produção total de 3.838.785, 12.452.662, 2.776.621, 687.809.933, 3.291.312,

18.666.928, 99.546.028, 114.982.993, 4.373.047 e 4.241.602 toneladas no ano

de 2017, respectivamente (IBGE, 2018).

Figura 1: Fêmea adulta de T. urticae

Fonte: www.promip.agr.br

Reprodução e Desenvolvimento

O T. urticae é ovíparo; suas fases de desenvolvimento passam por ovo,

larva, protoninfa, deutoninfa e adulto (Figura 2). O ácaro rajado apresenta

estágios não móveis durante a mudança de certas fases, conhecidos como

http://www.promip.agr.br/

16

crisálida. Entre a fase de larva e protoninfa, o estágio é denominado de proto-

crisálida; entre as fases protoninfa e deutoninfa, o estágio é denominado de

deuto-crisálida; entre a fase de deutoninfa e adulto, o estágio é denominado de

telo-crisálida. O dimorfismo sexual no T. urticae é evidenciado, pois a fêmea

apresenta uma mancha verde escura em cada lado do dorso. A fêmea (0,46 mm)

também se diferencia no tamanho em relação ao macho (0,25 mm). O ácaro

rajado se reproduz de forma sexuada e assexuadamente por partenogênese

arrenótoca (SANCHES; NASCIMENTO, 2000; MORAES; FLECHTMANN,

2008).

O ácaro rajado apresenta um desenvolvimento rápido. Uma fêmea pode

ovipositar 50 a 60 ovos em um período de 10 dias, e o tempo de vida do ácaro

dura em média 14 dias, sendo de 4 a 5 dias na fase de ovo. A temperatura

influencia seu desenvolvimento, que é mais rápido em locais de temperatura

mais elevada (SANCHES; NASCIMENTO, 2000).

Figura 2: Ciclo biológico do ácaro rajado.


Bayu et al. (2017) avaliaram o desenvolvimento do ácaro rajado em

diferentes temperaturas em Phaseolus vulgaris. À temperatura constante de 25

°C o tempo médio das fases de ovo, larva, protoninfa e deutoninfa de fêmeas


17

foram de 4,6 dias, 1,9 dias, 1,7 dias e 2,2 dias, respectivamente. Dessa forma o

tempo de desenvolvimento de ovo à adulto foi de 10,4 dias.

À temperatura constante de 35 °C, o desenvolvimento de ovo à adulto de

fêmeas do ácaro rajado foi de 5,5 dias, se tornando uma praga mais intensa em

regiões mais quentes, como o semiárido brasileiro.

Alimentação

O intestino do ácaro rajado é dividido em: anterior, médio e posterior. O

intestino anterior é composto pela boca, canal pré-faringeano, faringe e esôfago.

Este tem origem ectodérmica e possui uma cutícula quitinosa rígida. O intestino

médio é composto por um ventrículo o qual se liga a cinco cecos (três craniais e

dois caudais), colo e pós-colo, este não apresenta membrana peritrófica

(ANDRÉ; REMACLE, 1984). Este é composto por tecido endodérmico e não

apresenta membrana peritrófica. O intestino posterior é composto pelo átrio anal,

que liga o pós-colo ao ânus. Este também tem origem ectodérmica,

apresentando uma cutícula quitinosa rígida (MOTHES; STEITZ, 1981; MORAES;

FLECHTMANN, 2008).

Suas quelíceras sofreram modificações dando origem à um estilete. Dessa

forma, seu hábito alimentar é estritamente fitófago, se alimentando por meio de

seu estilete, que perfura o tecido vegetal e injeta fluídos salivares nas células;

em seguida, quando seu estilete é retraído, os fluídos celulares vão para a

superfície e são sugados pela bomba faringeal. Seu estilete atinge o mesófilo

foliar, causando danos aos cloroplastos (ANDRÈ; REMACLE, 1984; MORAES;

FLECHTMANN, 2008).

É através da alimentação que o T. urticae causa sérios danos à sua espécie

hospedeira. Esse ácaro se instala inicialmente nas nervuras mais próximas ao

pecíolo, e infesta a parte inferior de folhas mais velhas. A sua alimentação causa

o amarelecimento das folhas, seguido de necrose e perfurações. Dessa forma,

a planta pode sofrer desfolha, afetando o seu desenvolvimento, produtividade e

expondo o fruto a altos níveis de radiação solar, o que pode ocasionar escaldura,

causando impactos econômicos negativos em plantações infestadas com essa

praga (Figura 3) (TANIGOSH; DAVIS, 1978; OLIVEIRA et al., 1994; SANCHES;

NASCIMENTO, 2000; MORAES; FLECHTMANN, 2008).

18

Figura 3: Morangueiro infestado por ácaro rajado.


Em 2011 seu genoma foi completamente sequenciado, e nele foram

encontrados genes relacionados à polifagia e à desintoxicação, tanto na família

de genes responsáveis por essas características, quanto entre novos genes

obtidos por transferência lateral, como genes codificantes de dioxigenases

intradiol, não reportados previamente em metazoários, onde foram anotados 16

genes funcionais presentes no ácaro, enquanto em bactérias encontra-se uma

média de 1 à 7 genes (GRBIC et al., 2011).

Jonckheere et al. (2018), demonstraram a presença de proteínas salivares

secretadas de maneira hospedeiro-dependente envolvidas na alimentação do


19

ácaro rajado, onde denominaram de SHOT (“Secreted Host-responsive protein

of Tetranychidae”).

Devido as suas características de adaptação, à fitofagia, polifagia e

consequente importância econômica, o controle de T. urticae é extremamente

necessário para produtores de plantas suscetíveis a essa praga.

1.1.4 CONTROLE DE Tetranychus urticae

1.1.4.1 CONTROLE QUÍMICO

O ácaro rajado é uma praga com poucos produtos formulados para o seu

controle. Por exemplo, para uma cultura importante para a região nordeste, como

o mamão, o Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento conta com 6

princípios ativos registrados: Abamectina, Azadiractina, Fenpropatrina,

Fenpiroximato, Milbemectina e Piridabem (MAPA, 2018).

Os agrotóxicos são classificados quanto a sua toxicidade segundo o

Ministério da Saúde, orientado pela Organização Pan-Americana da Saúde,

podendo ser de nível IV (pouco tóxico), III (mediamente tóxico), II (altamente

tóxico) e I (extremamente tóxico) (OPAS, 1997).

A abamectina é um acaricida inseticida amplamente utilizado contra o ácaro

rajado. Este pertence ao grupo das avermectinas, que são metabólitos

secundários do actinomiceto Streptomyces avermitilis. Assim como a

milbemectina (milbemicina), a abamectina pertence ao grupo químico das

lactonas macrocíclicas (VALENZUELA et al., 2000). Seu modo de ação se dá

por contato e ingestão, através do aumento de fluxo de íons nos canais de cloro

da placa neuromuscular dos artrópodes, os quais são controlados por glutamato

e ácido gama-aminobutírico (GABA). Como consequência, ocorre uma

hiperpolarização das membranas nervosas, causando ataxia e morte.

A abamectina é classificada como o nível de toxicidade III, assim como a

milbemectina (ABAMECTIN NORTOX, 2017). Também existem formulações de

abamectina com o composto inseticida clorantraniliprole, que atua liberando

cálcio no músculo estriado dos insetos, causando paralisia e morte; este produto

apresenta uma toxicidade mais elevada, de nível II (VOLIAM TARGO, 2018). O

MAPA apresenta 21 produtos que possuem abamectina como princípio ativo, 19

desses são indicados para o uso contra o ácaro rajado (MAPA, 2018).

20

A azadiractina é um inseticida/acaricida/nematicida pertencente ao grupo

químico dos tetranotriterpenóides, podendo ser purificada das sementes de

Azadiractha indica (nim) ou sintetizada. Este agroquímico apresenta nível de

toxicidade III e atua na inibição do crescimento e da alimentação de insetos,

ácaros e nematoides, podendo também atuar como repelente (AZAMAX, 2018).

A fenpropatrina é um inseticida/acaricida do grupo químico dos piretróides.

Estes atuam nos canais de sódio das células neurais, causando excitação

repetitiva, podendo evoluir para uma hiperexcitação do sistema nervoso, levando

à ataxia e morte. A fenpropatrina é um piretróide do tipo 2, que apresenta um

alfa-ciano em sua composição. Os piretróides do tipo 2 são mais tóxicos que os

de tipo 1. A fenpropatrina apresenta classificação de toxicidade de nível I

(SUMIRODY 300, 2018; TALSTAR 100 CE, 2018).

O fenpiroximato e o piridabem são acaricidas dos grupos químicos pirazol

e piridazinona, respectivamente. Ambos atuam como inibidores do complexo

mitocondrial NADH-coenzima Q redutase (complexo I). Embora atuem de

maneira similar, o fenpiroximato também atua como inseticida e é classificado

no nível III de toxicidade, enquanto o piridabem pertence ao nível II (ORTUS 50

SC, 2018; SANMITE EW, 2018).

O espirodiclofeno é um acaricida que bem apresentando bons resultados

na supressão do ácaro rajado no campo; este é indicado contra outras espécies

de ácaros, como ácaro vermelho (Oligonychus ilicis), praga do cafeeiro; ácaro

da leprose (Brevipalpus phoenicis), praga do cafeeiro e do citrus; ácaro da falsa

ferrugem (Phyllocoptruta oleivora), praga do citrus; ácaro purpúreo (Panonychus

citri), praga do citrus; ácaro branco (Polyphagotarsonemus latus), praga do citrus

e do mamoeiro; ácaro da necrose do coqueiro (Aceria guerreronis), praga do

coqueiro; ácaro da macieira (Panonychus ulmi), praga da macieira; ácaro

bronzeado (Aculops lycopersici), praga do tomateiro; Tenuipalpus hevea, praga

da seringueira (MAPA, 2018).

Embora o MAPA não regulamente o uso do espirodiclofeno contra o ácaro

rajado no Brasil, este acaricida tem efetividade na inibição da eclosão de ovos

de T. urticae e é utilizado em alguns países da Europa com esse fim, como

Espanha e nos países do Reino unido (ENVIDOR, 2018a; ENVIDOR, 2018b).

O espirodiclofeno é um acaricida que afeta todos os estágios de

desenvolvimento, atua inibindo a enzima acetil-CoA carboxilase, também

21

conhecida como transcarboxilase, enzima responsável por catalisar a reação de

produção de malonil-CoA a partir da adição de uma molécula de gás carbônico

fornecida pela biotina ao acetil-CoA (DEKEYSER, 2005). Dessa forma atua no

impedimento da realização de ecdises nos estágios imaturos de T. urticae, e em

fêmeas adultas, causa uma inibição da oviposição, consequentemente o número

de ovos em seu corpo é elevado dramaticamente, alterando o seu tamanho e

peso, dificultando sua mobilidade e capacidade de se alimentar, podendo causar

a morte após dias (NAUEN, 2005).

O controle do ácaro rajado com o uso de acaricidas químicos apresenta

problemas, como impactos ambientais negativos, eliminação de organismos

benéficos, bem como a eliminação de predadores naturais (BORN, 2012). Outro

grande problema do uso de acaricidas químicos é o surgimento de pragas

resistentes. Tirello et al. (2012) descreveram a ocorrência de T. urticae

multirresistentes em casas de vegetação, na Itália; o ácaro rajado apresentou

resistência aos acaricidas abamectina, hexitiazox, clofentezina e inibidores

mitocondriais.

O uso do manejo integrado de pragas é uma estratégia utilizada para evitar

os problemas ambientais causados pelos acaricidas químicos. Nesse sistema de

produção, o foco é melhorar a qualidade do alimento e diminuir o uso de

pesticidas (FACHINELLO, 2001).

As pesquisas que buscam novas estratégias para o controle do ácaro

rajado, principalmente pela utilização de substâncias naturais, são de grande

importância para fornecer alternativas de controle aplicáveis ao manejo

integrado de pragas, diminuindo os impactos negativos causados pelo uso de

acaricidas químicos.

1.1.4.2 CONTROLE ALTERNATIVO

Predadores

Os ácaros predadores da família Phytosiidae têm sido utilizados no controle

dos tetraniquídeos. Os fitosídeos podem ser classificados quanto ao tipo de

alimentação, sendo divididos em 4 grupos (McMURTRY; CROFT, 1997).

O grupo 1 é um grupo de ácaros especialistas, caracterizados por se

alimentarem apenas de teraniquídeos do gênero Tetranychus spp. O grupo 2

22

apesar de ter preferência por ácaros do gênero Tetranychus spp., podem se

alimentar de outros gêneros de tetraniquídeos, principalmente os produtores de

teia densa. O grupo 3 é classificado como generalista, podendo se alimentar de

vários gêneros de tetraniquídeos. O grupo 4 se alimenta de diferentes ácaros,

pequenos insetos e pólen (McMURTRY; CROFT, 1997).

As espécies Phytoseiulus persimilis, P. macropilis, P. longipes, Neoseiulus

californicus são destacadas quanto à utilização para o controle do ácaro rajado.

Dentre estas, no Brasil, as espécies Neoseiulus californicus e Phytoseiulus

macropilis, têm sido utilizadas no combate ao T. urticae em diferentes cultivos

como morango, pepino e maçã (WATANABE et al., 1994; MONTEIRO, 2002;

FERLA et al., 2007; POLETTI, 2010).

O ácaro predador Phytoseiulus persimilis tem sido usado no combate do

ácaro rajado em cultivos protegidos na Europa e América do Norte (LENTEREN;

VAN WOETS, 1988; LENTEREN et al., 1992) e de campo aberto nos EUA

(McMUTRY, 1991).

O N. californicus, apesar de se alimentar de ácaros do gênero Tetranychus

spp., na falta de sua presa pode também se alimentar de pequenos insetos e

pólen. Já P. macropilis é um ácaro especialista, se alimentando exclusivamente

de tetraniquídeos do gênero Tetranychus spp. Dessa forma P. macropilis,

aplicado ao controle de T. urticae, é indicado para um nível alto de infestação,

uma vez que em uma população baixa da presa o predador tende a se dispersar.

N. californicus, aplicado ao controle de T. urticae, é indicado para os estágios

iniciais de infestação (POLETTI, 2010).

O ácaro predador Neoseiulus idaeus é uma espécie de predador que

também vem sendo utilizada no controle do ácaro rajado. É uma espécie eficaz

no combate contra T. urticae em cultivos de mamão (COLLIER et al., 2004;

COLLIER et al., 2007).

A identificação da ocorrência de ácaros predadores em plantações e suas

adjacências tem grande importância na seleção de espécies para o combate do

ácaro rajado, como demonstra o trabalho de Freitas (2014), onde o autor

identificou que a espécie de ácaro predador Neoseiulus anonymus ocorria em

plantações de morangueiro e suas proximidades, no sul de Minas Gerais, e

avaliou a eficiência do uso do predador no controle do ácaro rajado em

morangueiros, obtendo resultados positivos.

23

Insetos predadores do ácaro rajado também podem ser utilizados para

realizar seu controle. As larvas do Diptera Feltiella acarisuga, já demonstrou boa

eficiência na redução da população de T. urticae em cultura de tomate protegida

(WARDLOW; TOBIN, 1990).

Lucas et al. (2003) demonstraram a capacidade predatória de adultos dos

insetos Coccinella septempunctata e Harmonia axyridis, ambos pertencentes à

ordem Coleoptera, sobre o Hemiptera Aphis citricola e o tetraniquídeo T. urticae.

Ambos consumiram as duas presas disponíveis, porém com preferência para A.

citricola, revelando o T. urticae como uma presa alternativa para os coleópteros.

Fungos entomopatogênicos

Fungos entomopatogênicos, como Beauveria bassiana, são explorados

quanto a utilização sobre o controle do ácaro rajado. Embora seja um método

seguro, apresenta a desvantagem da falta de especificidade, podendo causar

danos à organismos benéficos, como ácaros predadores (DOGAN et al., 2017).

Dogan et al. (2017) demonstraram que cepas dos fungos

entomopatogênicos Metarhizium brunneum, Lecanicillium lecanii e Beauveria

bassiana, foram capazes de causar mais de 80% de mortalidade em indivíduos

adultos de T. urticae. Porém os fungos também causaram mortalidade nos

ácaros predadores adultos de Phytoseiulus persimilis e Neoseiulus californicus.

Outros pesquisadores veem isolando cepas de fungos entomopatogênicos,

como B. bassiana, Metarhizium anisopliae, Cladosporium cladosporioides, para

fornecer mais alternativas ao controle do ácaro rajado (ÖRTÜCÜ; ALGUR, 2017;

SHIN et al., 2017).

Mecanismos de defesa vegetal

Catalani (2015) analisou o efeito do silicato de potássio em mamoeiro; a dose

testada foi capaz de estimular a produção de substâncias de defesa na planta,

que reduziram a fecundidade e a sobrevivência da fêmea do ácaro rajado.

Os jasmonatos são homônios vegetais produzidos em resposta à lesão

vegetal mecânica ou decorrente de ataque de pragas. A liberação dos

jasmonatos estimula a síntese de biomoléculas que participam da defesa da

planta (GUNDLACH et al., 1992).

24

Maserti et al. (2011) descobriu que folhas de citrus clementina tratadas com

metil jasmonato, quando infestadas com T. urticae, foram capazes de produzir

uma maior quantidade de proteínas relacionadas à defesa vegetal, como

proteínas similares à lectina, quitinase e inibidores de proteases similares à

miraculina.

Rohwer e Erwin (2010) avaliaram a resposta do T. urticae à Impatiens

wallerana, Viola x wittrockiana e Solanum lycopersicum tratadas com metil

jasmonato, e descobriram que o tratamento induziu a dispersão do ácaro rajado.

Também foi constatado que o desenvolvimento do ácaro rajado foi mais lento

em I. wallerana e V. x wittrockiana tratadas com metil jasmonato.

Substâncias de origem vegetal

Recentemente, pesquisadores têm analisado os efeitos de óleos essenciais

sobre o T. urticae. Camara e colaboradores (2015) demonstraram o efeito

repelente sobre o ácaro rajado promovido pelos óleos essenciais de duas plantas

cítricas, a laranja lima (Citrus aurantium) e a laranja pera (Citrus sinensis). Roh

et al. (2013) demonstraram que o uso dos óleos essenciais de Eucalyptus

bicostata e Eucalyptus sideroxylm apresentaram efeito acaricida, aumentando a

mortalidade de fêmeas adultas e diminuindo o número de ovos.

Benelli et al. (2017) isolaram sesquiterpenos do óleo essencial de Smyrnium

olusatrum e avaliaram seu potencial acaricida sobre T. urticae, revelando efeito

letal em adultos, por aplicação tarsal, e também atividade ovicida dos compostos.

Apesar de óleos essenciais serem compostos naturais e apresentarem

atividade acaricida, alguns podem acabar atraindo pragas indesejadas, como

demonstraram Laborda et al. (2013); nessa pesquisa, óleos essenciais obtidos

a partir de Rosmarinus officinalis e Salvia officinalis apresentaram efeito

acaricida contra adultos e também diminuíram o número de ovos em um efeito

dose dependente, porém o óleo essencial de S. officinalis promoveu atração de

moscas adultas de Ceratitis capitata.

Nesse contexto, é importante buscar também compostos naturais

constituídos por diferentes tipos de biomoléculas, como proteínas vegetais.

Alguns pesquisadores têm utilizado extratos vegetais aquosos, que são ricos

em proteínas vegetais. Pavela (2016) realizou uma triagem de 26 extratos

aquosos vegetais e avaliou o efeito acaricida sobre T. urticae; o extrato de

25

Saponaria officinalis apresentou maiores efeitos acaricidas em menores doses.

HOLTZ et al. (2016) demonstrou o potencial acaricida do extrato aquoso

produzido a partir das sementes de Moringa oleífera contra fêmeas adultas de

T. urticae.

Inibidores de proteases apresentam atividade protetora contra T. urticae,

como demonstraram Santamaria et al. (2012b), onde linhagens de Arabidopsis

thaliana transformadas, expressando os inibidores de proteases da cevada,

inibidor de tripsina (Itr1) e cistatina (Icy6), foram mais resistentes contra

infestações de T. urticae.

Muitas lectinas têm sido utilizadas contra insetos praga (VANDENBORRE et

al., 2011), é possível que estas apresentem um potencial para o controle do

ácaro rajado.

1.2 LECTINAS

1.2.1 CONCEITO E CLASSIFICAÇÃO

As lectinas são proteínas de origem não-imunológica que possuem pelo

menos um domínio não catalítico responsável por identificar e se ligar

reversivelmente à carboidratos específicos, onde as lectinas que possuem dois

ou mais domínios de reconhecimento à carboidrato (DRC) apresentam a

capacidade de aglutinar células e precipitar glicoconjugados (Figura 4)

(GOLDSTEIN et al., 1980; PEUMANS; VAN DAMME, 1995; NÓBREGA, 2011);

um exemplo bem conhecido de lectina com mais de um DRC é a ricina, lectina

obtida a partir das sementes de Ricinus communis, que apresenta dois DRC,

onde estes reconhecem e se ligam à D-galactose, e um domínio catalítico com

capacidade de inativar a síntese proteica quando ligada ao ribossomo

(STILMARK, 1888; RUTENBER et al., 1991) .

26

Figura 4: Esquema de aglutinação de eritrócitos por lectina.

Fonte: Acervo pessoal

As lectinas podem ser classificadas de acordo com suas propriedades de

aglutinação ou precipitação de glicoconjugados, em merolectinas, hololectinas,

superlectinas e quimerolectinas (PEUMANS; VAN DAMME, 1998).

As merolectinas apresentam apenas um domínio de ligação a carboidrato

específico; dessa forma são incapazes de aglutinar células e precipitar

glicoconjugados (PEUMANS; VAN DAMME, 1998).

As hololectinas constituem o maior grupo de lectinas, estas apresentam no

mínimo dois domínios de ligação a carboidrato específico, idênticos ou similares;

portanto possuem a habilidade de aglutinar células ou precipitar glicoconjugados

(PEUMANS; VAN DAMME, 1998).

As superlectinas contêm no mínimo dois sítios de ligação a carboidratos com

especificidades distintas, permitindo a ligação a carboidratos diferentes

(PEUMANS; VAN DAMME, 1998).

As quimerolectinas possuem pelo menos dois domínios funcionais, um é

relacionado à atividade catalítica e os demais à ligação com carboidrato

27

específico. Dependendo do número de domínios de ligação a carboidrato, as

quimerolectinas podem atuar como merolectinas ou hololectinas (PEUMANS;

VAN DAMME, 1998).

Lectinas são proteínas ubíquas, podendo ser encontradas em praticamente

todos os organismos, como bactérias (ESHDAT et al., 1978), fungos

(GALLEGOS et al., 2014), animais (BELARDI; BERTOZZI, 2015) e em muitos

vegetais (RUDIGER; GABIUS, 2002). Lectinas vegetais têm sido amplamente

reveladas como moléculas biocidas contra fungos (VAZ et al., 2010), bactérias

(CARVALHO et al., 2015), vírus (ZHOU et al., 2018), protozoários (JEBALI et al.,

2014), nematódeos (RÍOS-DE ÁLVAREZ et al., 2012) e insetos praga

(OLIVEIRA et al., 2017). É possível que a habilidade de plantas se defenderem

contra ataques de pragas esteja associada às funções in vivo dessas lectinas

(VANDENBORRE et al., 2011).

1.2.2 LECTINAS COM AÇÃO CONTRA PRAGAS

As lectinas desempenham suas atividades biológicas através da habilidade

de se ligarem a carboidratos específicos (PEUMANS; VAN DAMME, 1995),

característica que as tornam proteínas de interesse pelo seu extenso leque de

aplicabilidades.

Vandenborre et al. (2011) listaram um grande número de lectinas com

atividades entomotóxicas, descrevendo famílias de lectinas com grande valor

biotecnológico, como as lectinas relacionadas a Galanthus nivalis, lectinas de

algumas leguminosas e lectinas relacionadas a heveína. A lectina purificada a

partir do bulbo de Galanthus nivalis (GNA) possivelmente é a mais estudada. A

GNA tem a capacidade de se ligar especificamente com manose presente na

região n-terminal de glicoproteínas, resíduo presente em grande quantidade em

glicoproteínas de insetos (HESTER et al., 1995; SCHACHTER, 2009). Cana-de-

açúcar, arroz, trigo, batata e tabaco são exemplos de cultivares geneticamente

modificadas para expressão de GNA, a qual promove um aumento na resistência

dessas cultivares contra pragas (VANDENBORRE et al., 2011).

McCafferty et al. (2008) introduziram o gene de expressão de GNA em um

cultivar de mamão. Com a expressão de GNA, houve a redução do número de

28

ovos e dos danos causados no mamoeiro transgênico pela alimentação do

Tetranychus cinnabarinus, quando comparado com o mamoeiro não modificado.

Lectinas purificadas a partir de leguminosas têm sido obtidas principalmente

a partir das sementes dos vegetais. Estas lectinas normalmente apresentam

especificidade para carboidratos que não estão presentes nas plantas, como o

antígeno Thomsen–Friedenreich (um dissacarídeo de galactose ligado a ácido

N-acetil neuramínico), glicoproteínas contendo galactose e/ou ácido siálico

(VANDENBORRE et al., 2011).

Powell (2001) demonstrou que a lectina ligadora de manose, purificada a

partir de Canavalia ensiformis (ConA), quando introduzida na dieta dos insetos

Tarophagous proserpina e Nilaparvata lugens, promoveu altos índices de

mortalidade; os mesmos insetos não apresentaram índices de mortalidade

significativos quando tratados com uma dieta contendo outra lectina ligadora de

manose, purificada a partir de Pisum sativum (PSA).

A maioria das lectinas relacionadas à heveína apresenta especificidade por

quitina, um polímero sintetizado por fungos, nematoides e artrópodes

(MERZENDORFER, 2006). Essas lectinas são consideradas ferramentas

biocidas seguras para os mamíferos, pois estes não apresentam quitina em sua

constituição (VANDENBORRE et al., 2011).

Sá et al. (2009) demonstraram o efeito deletério de lectinas purificadas a

partir de casca e do cerne de Myracrodruon urundeuva (MuBL e MuHL,

respectivamente) sobre larvas de Aedes aegypti. Onde o efeito deletério sobre

as larvas de A. aegypti pode ter relação com as interações específicas de MuBL

e MuHL com quitina e N-acetilglicosamina.

Napoleão et al. (2013) demonstraram o efeito inseticida de MuLL contra

Sitophilus zeamais; a lectina introduzida na dieta desses insetos promoveu altos

índices de mortalidade e atividade reduzida de enzimas digestivas, sugerindo

que o efeito da lectina se deu a partir da inibição de enzimas digestivas.

De forma geral, lectinas com diferentes especificidades a carboidratos têm

promovido ação inseticida sobre espécies de diferentes ordens; por exemplo,

lectinas glicose/manose ligantes (como a ConA e a GNA) têm ação inseticida

sobre Lacanobia oleracea (Lepidoptera), Acyrthosiphon pisum (Hemiptera) e

Myzus persicae (Hemiptera) (Fitches et al., 1997; Sauvion et al., 2004; Sauvion

et al., 1996); lectinas galactose específicas (como as lectinas de sementes de

29

Sphenostylis stenocarpa e as lectinas de folhas e raízes de Bauhinia monandra

- BmoLL e BmoRoL) têm ação inseticida sobre Callosobruchus maculatus

(Coleoptera), Zabrotes subfasciatus (Coleoptera) e Nasutitermes corniger

(Isoptera) (Machuka et al., 2000; Macedo et al., 2007; Souza et al., 2011).

O mecanismo de ação inseticida de diversas lectinas, com diferentes

especificidades a carboidratos, não está ainda claro. Mas estes e outros autores

apontam que lectinas têm sido resistentes a ação proteolítica de enzimas

intestinais de insetos (OLIVEIRA et al., 2011), e sugerem que elas (1) podem

interagir com moléculas da membrana peritrófica dos insetos, interferindo na sua

permeabilidade, promovendo consequentemente diminuição na absorção e

também perda de nutrientes (SÁ et al., 2009), ou (2) podem interagir com

enzimas digestivas interferindo em sua atividade e causando desequilíbrio

metabólico (NAPOLEÃO et al., 2013), ou ainda (3) podem ultrapassar a

membrana peritrófica e interagir com as células do epitélio intestinal,

promovendo apoptose ou impedindo absorção de nutrientes (HAMSHOU et al.,

2010). Li et al., (2009) demonstrou que após ingestão da lectina do gérmen de

trigo (WGA) pela Drosophila melanogaster houveram alterações na expressão

de genes de células do mesêntero, onde os genes alterados são relacionados a

digestão, desintoxicação, metabolismo energético, metabolismo de quitina e à

organização do citoesqueleto.

Nesse contexto, lectinas capazes de se ligar especificamente com quitina,

como as lectinas obtidas a partir das sementes da Moringa oleifera (WSMoL e

cMoL) (COELHO et al., 2009; OLIVEIRA et al., 2011), que possam ter a

capacidade de interagir com glicoproteínas presentes no intestino, ou

diretamente com o epitélio intestinal do alvo, capazes de resistir a proteases,

apresentam potencial para o controle do ácaro rajado.

1.3 Moringa oleifera

M. oleifera é uma planta originária da Ásia (PIO CORRÊA, 1984). Esta

espécie apresenta grande importância econômica, uma ampla variedade de

aplicações na alimentação pelo alto valor nutricional de folhas e sementes

(FERREIRA et al., 2008), e ainda usos medicinais, como a utilização de

sementes e raízes com atividade antiespasmódica e anti-inflamatória

30

(CÁCERES et al., 1992). É também utilizada em tratamento de água turva, a

partir da aplicação das sementes (GERDES, 1996).

A moringa apresenta diversas atividades biológicas descritas na literatura

científica, como atividade antioxidante (FALOWO et al., 2017), atividade

antitumoral (ASADUZZAMAN et al., 2018), atividade bactericida (DOUGHARI et

al., 2007), atividade cardioprotetora (RANDRIAMBOAVONJY et al., 2016),

atividade antifúngica (NETO et al., 2017), atividade hipoglicemiante (CHEN et

al., 2017), atividade inseticida (OLIVEIRA et al., 2011), atividade acaricida

(HOLTZ et al., 2016).

Figura 5: Folhas e frutos de Moringa oleifera.

Fonte: University of Florida, 2018

As sementes de M. oleifera apresentam uma grande quantidade de lipídeos

e proteínas (GALLÃO et al., 2006), entre elas se encontram as lectinas WSMoL

e cMoL (COELHO et al., 2009; OLIVEIRA et al., 2011).

1.3.1 LECTINAS DA Moringa oleifera

WSMoL (Water soluble Moringa oleifera lectin) é uma lectina com alta

solubilidade em água, sendo esta um arranjo oligomérico constituído por

subunidades de 5 kDa; em sua forma nativa tem massa molecular de 60 kDa,

31

formada por três peptídeos de massa molecular de 10, 20 e 30 kDa; apresenta

especificidade de ligação à frutose, glicose, manose, N-acetilglicosamina e

rafinose; também tem habilidade de se ligar a quitina, podendo ser purificada por

cromatografia em coluna de quitina (COELHO et al., 2009; PAIVA et al., 2011;

MOURA et al., 2016). WSMoL já apresentou atividade larvicida contra Aedes

aegypti, com uma concentração letal para 50% da população de larvas (CL-50%)

de 0,197 mg/ml (COELHO et al., 2009). WSMoL também apresentou atividade

termiticida contra Nasutitermes corniger, quando utilizada nas concentrações de

1 e 1,5 mg/ml (PAIVA et al., 2011). Oliveira et al., (2017) avaliou o efeito de

WSMoL sobre larvas de Anagasta kuehniella, observando um efeito inibitório em

sua digestão, comprovado pela diminuição do peso das larvas e ensaios

bioquímicos. Embora WSMoL tenha apresentado um efeito negativo sobre o

desenvolvimento larvar, não afetou a taxa de sobrevivência das larvas.

cMoL (coagulant Moringa oleifera lectin) é uma lectina solúvel em solução

de NaCl 0,15 M, possui uma subunidade de 26,5 kDa, com especificidade de

ligação à glicose, manose e é capaz de se ligar à quitina. Sua purificação se dá

por cromatografia em coluna de goma guar. Apresenta resistência térmica,

podendo manter sua estrutura nativa quando submetida a um aquecimento de

80 °C durante 30 min (PAIVA et al., 2011; LUZ et al., 2013). cMoL apresentou

atividade termiticida contra Nasutitermes corniger, quando utilizada nas

concentrações de 1 e 1,5 mg/ml (PAIVA et al., 2011). cMoL também apresentou

atividade inseticida contra Anagasta kuehniella, em que as concentrações 0,5%,

1% e 2% (p/v) diminuíram o ganho de peso das larvas em um efeito dose

dependente; além disso, cMoL aumentou a duração do desenvolvimento do

inseto em 15 dias e a mortalidade de pupas em 27,6%, quando administrada na

concentração de 1% (p/v). As enzimas digestivas de A. kuehniella digeriram a

lectina somente após uma incubação de 24h (uma incubação de 12h não revelou

a digestão da lectina). O efeito inseticida de cMoL foi atribuído a sua capacidade

de ligação a quitina, através da qual a lectina poderia interagir com glicoproteínas

intestinais ou até mesmo com a membrana peritrófica dos insetos (OLIVEIRA et

al., 2011).

32

2. OBJETIVOS

2.1 OBJETIVO GERAL

Avaliar o extrato bruto e as lectinas WSMoL e cMoL, obtidos a partir de

sementes da Moringa oleifera, quanto ao potencial acaricida sobre Tetranychus

urticae.

2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS

Avaliar a taxa de eclosão dos ovos de T. urticae expostos às lectinas

WSMoL e cMoL, obtidas a partir das sementes de M. oleifera.

Avaliar a taxa de mortalidade do extrato salino e das lectinas WSMoL e

cMoL, obtidos a partir de sementes da M. oleifera, sobre larvas de T.

urticae.

Avaliar a influência do extrato salino e das lectinas WSMoL e cMoL,

obtidos a partir de sementes da M. oleifera, sobre o desenvolvimento das

larvas de T. urticae.

Avaliar a eficiência agronômica do extrato salino e das lectinas WSMoL

e cMoL, obtidos a partir de sementes da M. oleifera, sobre larvas de T.

urticae.

Avaliar a taxa de mortalidade do extrato salino e das lectinas WSMoL e

cMoL, obtidos a partir de sementes da M. oleifera, sobre adultos de T.

urticae.

Avaliar a eficiência agronômica do extrato salino e das lectinas WSMoL

e cMoL, obtidos a partir de sementes da M. oleifera, sobre adultos de T.

urticae.

Quantificar a atividade de proteases totais e tripsina em homogenato de

ácaros adultos de T. urticae, na ausência e na presença da lectina

WSMoL.

33

3 MATERIAIS E MÉTODOS

3.1 OBTENÇÃO DE EXTRATO E LECTINAS DAS SEMENTES DA Moringa

oleifera

O extrato foi obtido a partir da farinha das sementes em solução salina (NaCl

0.15 M) 10% (p/v), com agitação magnética constante (6 h à 25 °C), em seguida

filtrado em gaze e centrifugado (8.000 rpm durante 20 min à 4 °C). O precipitado

foi descartado e o sobrenadante foi utilizado como Extrato Bruto (PAIVA;

COELHO, 1992).

A purificação das lectinas da M. oleifera se deu no Laboratório de

Glicoproteínas, pertencente ao Departamento de Bioquímica do Centro de

Ciências Biológicas da Universidade Federal de Pernambuco (UFPE).

WSMol foi obtida através de purificação a partir de um extrato preparado com

a farinha das sementes em água destilada 10% (p/v), com agitação magnética

(16 h à 4 °C). O extrato foi filtrado em gaze e centrifugado à 3000 x g durante 15

minutos. O sobrenadante obtido após a centrifugação foi submetido à um

fracionamento salino, utilizando sulfato de amônio em uma saturação de 60%,

em seguida a fração foi submetida à centrifugação e o precipitado foi diluído em

solução salina (NaCl 0.15 M). O precipitado ressuspendido foi dialisado contra

solução salina durante 8h à 4 °C. Em seguida a fração dialisada foi submetida à

uma cromatografia em coluna de quitina (80 mg de proteínas para uma coluna

de 18 x 1,5 cm) equilibrada em fluxo de 3 mL/min com solução salina. WSMoL

foi eluída com ácido acético 1M e dialisada contra água destilada durante 8h 4°C.

(COELHO et al., 2009; OLIVEIRA et al., 2017). A atividade hemaglutinante foi

avaliada (PAIVA; COELHO, 1992) e a concentração proteica foi medida pelo

método de Lowry (LOWRY et al., 1951).

cMoL foi obtida através de purificação a partir de um extrato preparado com

a farinha das sementes em solução salina (NaCl 0.15 M) 10% (p/v), com agitação

magnética (6 h à 25 °C). O extrato foi então submetido ao fracionamento salino

com adição de sulfato de amônio à uma saturação de 60%, durante 4 h em

temperatura ambiente. Em seguida foi centrifugado (12.000 g durante 20 min à

4 °C) e o precipitado foi submetido à diálise contra solução salina. A fração foi

então submetida à uma cromatografia em coluna de goma guar (10 mg de

34

proteínas para uma coluna de 10 x 1.0 cm) equilibrada em um fluxo de 20 mL/h

com solução de NaCl 0.1 M. cMoL foi eluída com solução de NaCl 0.3 M e

posteriormente dialisada em NaCl 0,15 M (LUZ et al., 2013). A atividade

hemaglutinante foi avaliada (PAIVA; COELHO, 1992) e a concentração proteica

foi medida pelo método de Lowry (LOWRY et al., 1951).

3.2 BIOENSAIOS ACARICIDAS

Os bioensaios acaricidas foram realizados em parceria com o Laboratório de

Seletividade de Produtos Químicos, do setor de Fitossanidade do Departamento

de Ciências Vegetais (DCV) da Universidade Federal Rural do Semi-Árido

(UFERSA).

3.2.1 OBTENÇÃO DE Tetranychus urticae

Os ácaros rajados foram coletados em mamoeiros de fazendas localizadas

nos municípios de Baraúnas – RN e Governador Dix-Sept Rosado – RN, bem

como fornecidos pela empresa TopBio Sistemas Biológicos, localizada em

Mossoró - RN.

Folhas contendo ácaros foram coletadas e postas em envelopes de papel

Kraft (18,5 cm x 24,8 cm). O material foi rapidamente transportado para o

Laboratório de Seletividade de Produtos Químicos, na UFERSA, para

identificação dos ácaros, criação e posterior realização de experimentos

(Adaptado de POLETTI, 2008).

3.2.2 CRIAÇÃO E MANUTENÇÃO DE Tetranychus urticae

Os ácaros foram mantidos em plantas de feijão-de-porco (Canavalia

ensiformes), previamente cultivadas e mantidas em casa de vegetação, no DCV

da UFERSA.

A criação dos ácaros foi realizada em ambiente laboratorial. As plantas

infestadas foram acondicionadas em estufa incubadora BOD sob condições

controladas de luminosidade (fotoperíodo de 12 h), temperatura (25 ± 2 ºC) e

umidade relativa (70 ± 10 %). As plantas foram substituídas sempre que

35

necessário para a manutenção da população; para realizar a transferência dos

ácaros, folhas das plantas infestadas foram podadas e sobrepostas às folhas

das plantas novas não infestadas (Adaptado de POLETTI, 2008).

3.2.3 DELINEAMENTO EXPERIMENTAL

Os bioensaios foram realizados por delineamento inteiramente casualizado

constituído por grupos com 20 repetições (discos foliares) para cada tratamento,

utilizando 5 organismos para cada repetição (ovo, larva ou adulto), totalizando

100 indivíduos por tratamento.

Para o bioensaio ovicida, foram avaliados as lectinas WSMoL e cMoL, os

controles positivos espirodiclofeno e abamectina, e os controles negativos NaCl

0,15 M e água destilada.

Para o bioensaio larvicida, foram realizados dois experimentos. O primeiro

avaliou as lectinas WSMoL e cMoL, os controles positivos espirodiclofeno e

abamectina, e os controles negativos NaCl 0,15 M e água destilada. O segundo

bioensaio larvicida avaliou a lectina WSMoL e o extrato bruto, bem como os

controles negativos água destilada e NaCl 0,15 M.

Para o bioensaio com adultos foram avaliadas as lectinas WSMoL e cMoL,

que por não apresentarem resultados significativos, não foram demonstrados em

gráficos. Em um segundo experimento, o extrato bruto foi avaliado, bem como o

controle positivo abamectina e os controles negativos água destilada e NaCl 0,15

M.

As concentrações utilizadas das lectinas foram de 1 mg/ml; o extrato bruto

foi utilizado em uma concentração proteica de 16,3 mg/ml; os controles positivos,

abamectina e espirodiclofeno, foram preparados conforme as recomendações

do fabricante, 21,6 mg/L e 168 mg/L, respectivamente.

3.2.4 BIOENSAIO OVICIDA

O bioensaio ovicida foi realizado com a confecção de 20 discos foliares de

feijão de porco, para cada tratamento, cada disco com diâmetro de 0.8 cm, onde

foram dispostas 3 fêmeas adultas para a postura dos ovos, durante um período

de 8 a 12 horas. Após a postura dos ovos as fêmeas foram retiradas e em

36

seguida foram selecionados 5 ovos por disco, eliminando os demais com o

auxílio de agulha, totalizando 100 ovos para cada tratamento; os discos foram

colocados em placas de Petri de 15 cm de diâmetro e foram rodeados por

algodão umedecido para evitar a fuga dos ácaros, caso houvesse eclosão de

ovos.

Foi realizada a aplicação dos compostos a serem avaliados sobre os discos;

a aplicação dos compostos foi realizada com pulverizador pressurizado manual,

calibrado para pulverizar aproximadamente 1,5 ± 0,5 mg dos compostos por cm².

Após a pulverização, os discos foliares contendo os ovos foram transferidos para

placas de Petri de 8,0 cm de diâmetro, forradas com esponja umedecida para a

manutenção da umidade dos discos foliares e substituindo o algodão umedecido

para evitar o escape dos ácaros.

Após a transferência, as placas contendo os ovos foram acondicionadas em

câmara climatizada (BOD) sob condições controladas de luminosidade

(fotoperíodo de 12 h), temperatura (25 ± 2 ºC) e umidade relativa (70 ± 10 %)

(Adaptado de POLETTI, 2008). A avaliação se deu com o auxílio de microscópios

estereoscópios durante um período de 7 dias, com avaliações periódicas a cada

24 h após as aplicações.

3.2.5 BIOENSAIO COM LARVAS

O bioensaio larvicida foi realizado com a confecção de 5 discos foliares de

feijão de porco, com diâmetro de 4 cm, onde foram dispostas 20 fêmeas adultas,

por disco, para a postura dos ovos, durante um período de 24 horas. Após a

postura dos ovos as fêmeas foram retiradas e foi aguardada a eclosão dos ovos

para a seleção das larvas. Em seguida foram confeccionados 20 discos foliares

de feijão de porco, para cada tratamento, cada disco com diâmetro de 0,8 cm,

que foram utilizados para abrigar 5 larvas por disco, totalizando 100 larvas por

tratamento, transferidas com auxílio de pincel com cerdas finas; os discos

contendo as larvas foram colocados em placas de Petri de 15 cm de diâmetro e

foram rodeados por algodão umedecido para evitar a fuga das larvas.




37

Após a pulverização, os discos foliares contendo as larvas foram transferidos

para placas de Petri de 8,0 cm de diâmetro, forradas com esponja umedecida

para a manutenção da umidade dos discos foliares e substituindo o algodão

umedecido para evitar o escape dos ácaros. Em um segundo ensaio, visando a

interação do ácaro com WSMoL por alimentação, os discos foram pulverizados

até serem completamente contaminados pela solução de WSMoL, e após a

secagem dos discos as larvas foram transferidas.

Após a transferência, as placas contendo as larvas foram acondicionadas

em câmara climatizada (BOD) sob condições controladas de luminosidade


(Adaptado de POLETTI, 2008). A avaliação do bioensaio larvicida se deu com o

auxílio de microscópios estereoscópios em um período de 48 h, com avaliações

periódicas em 1 h, 3 h, 6 h, 12 h, 24 h e 48 h após as aplicações. A avaliação do

segundo bioensaio larvicida se deu com o auxílio de microscópios

estereoscópios em um período de 72 h, com avaliações periódicas em 3h, 6h,

12 h, 24 h, 48 h, 72 h após as aplicações. As larvas foram avaliadas como

mortas, quando as mesmas não apresentavam capacidade de se mover quando

estimuladas com pincel de cerdas finas.

3.2.6 BIOENSAIO COM ADULTOS

O bioensaio com adultos foi realizado com confecção de 20 discos foliares

de feijão de porco, para cada tratamento, cada disco com 1,2 cm de diâmetro.

Em cada disco foram abrigados 5 adultos, totalizando 100 indivíduos para cada

tratamento. Os adultos foram transferidos a partir das plantas de criação com

auxílio de pincel de cerdas finas; os discos foram colocados em placas de Petri

de 15 cm de diâmetro e foram rodeados por algodão umedecido para evitar a

fuga dos adultos.




Após a pulverização, os discos foliares contendo os adultos foram transferidos

para placas de Petri de 8,0 cm de diâmetro, forradas com esponja umedecida

38

para a manutenção da umidade dos discos foliares e substituindo o algodão

umedecido para evitar o escape dos ácaros.

Após a transferência, as placas contendo os adultos foram acondicionados

em câmara climatizada (BOD) sob condições controladas de luminosidade


(Adaptado de POLETTI, 2008). A avaliação foi realizada em um período de 7

dias, com avaliações periódicas em 3 h, 6 h, 12 h, 24 h, 48 h, 72 h, 96 h, 120 h,

144 h, 168 h, após as aplicações.

3.3 ENSAIOS ENZIMÁTICOS

3.3.1 ATIVIDADE DE PROTEASES TOTAIS

A atividade de proteases de T. urticae adultos foi determinada conforme uma

adaptação das metodologias descritas por Azeez et al. (2007) e Santamaría et

al. (2015). Adultos foram coletados em pequeno volume de solução gelada de

NaCl 0,15 M. O material foi macerado e centrifugado (a 10.000 rpm, por 10 min).

O homogenato proteico obtido teve o teor de proteína total quantificado pelo

método de Lowry (LOWRY et al., 1951). O homogenato foi submetido à

quantificação de atividade de proteases totais, utilizando tampão de reação com

pH de 7,5. A quantificação de proteases totais foi realizada utilizando o

homogenato adicionado (50 µL) à solução tamponante (PBS 0.1 M ph 7.5)

contendo azocaseina a 0,6% como substrato; em seguida, Triton X-100 (100 µL)

foi adicionado e, após incubação (3 h, 37 ºC), a reação foi encerrada com 200

µL de ácido tricloroacético a 10 %. Após nova incubação (30 min, 4 ºC) seguida

de centrifugação (a 10.000 rpm, por 10min), a absorbância foi verificada (366

nm). O mesmo procedimento foi realizado na presença de WSMoL (50 µL; 1mg

mL-1). Uma unidade de atividade de protease foi definida como a quantidade de

enzima que promoveu um aumento de 0,01 na absorbância (Azeez et al., 2007).

Os ensaios foram realizados em duplicata.

3.3.2 ATIVIDADE DE TRIPSINA

39

A atividade de tripsina foi determinada por incubação (30 min, 37 °C) do

homogenato em tampão Tris-HCl, pH 8,0 (50 µL) com solução de WSMoL a 1

mg mL-1 (30 µL), Tris-HCl 0.1 M (135 µL, 120 µL ou 105 µL) e 8 mM BapNA - N-

benzoil-DL-arginil-ρ-nitroanilida (15 µL). A atividade da tripsina foi determinada

por medição de absorbância a 405 nm (Leitor de Microplacas) (KAKADE et al.,

1969). Uma unidade de atividade de tripsina foi definida como a quantidade de

enzima que hidrolisou 1 nmol de BApNA por minuto. O controle foi realizado por

incubação (60 min, 37 °C) do extrato (50 µL) com 135 µL de Tris-HCl e 8 mM de

BapNA (15 µL) (KAKADE et al., 1969). Os ensaios foram realizados em

duplicata.

3.4 ANÁLISE ESTATÍSTICA

Os dados obtidos nos ensaios acaricidas foram submetidos às análises

estatísticas no software Graphpad Prism®. A avaliação da eficiência dos

tratamentos foi calculada pela fórmula de Abbott (NAKANO et al., 1981); os

resultados gerados pelos ensaios biocidas e testes de eficiência foram

submetidos ao teste de normalidade e em seguida comparados pelo teste de

Kruskal Wallis a 5 % de probabilidade (THEODORSSON-NORHEIM, 1986). A

análise estatística dos dados obtidos nos ensaios enzimáticos na presença das

lectinas WSMoL foi realizada pelo teste de t-student (p<0,05) (Programa

GraphPad Prism®).

Fórmula de Abbott:

%𝐸 = {(𝑇 − 𝐼)

𝑇} ∗ 100

E= eficiência dos tratamentos em porcentagem;

T= número de insetos vivos na testemunha;

I= número de insetos vivos no tratamento.

40

4 RESULTADOS E DISCUSSÂO

4.1 BIOENSAIO OVICIDA

O bioensaio ovicida não revelou atividade significativa das lectinas cMoL

e WSMoL. O único resultado significativo (p< 0,05) foi observado com o uso do

acaricida espirodiclofeno, que inibiu em 89% a taxa de eclosão de ovos de T.

urticae (Figura 6). Abamectina também não apresentou inibição da eclosão de

ovos.

Figura 6: Taxa de eclosão de T. urticae em bioensaio ovicida após 7 dias da aplicação dos tratamentos.

ABM: abamectina; EDF: espirodiclofeno; cMoL: coagulant Moringa oleifera lectin;

WSMoL: Water soluble Moriga oleifera lectin; H2O: água destilada; NaCl: NaCl 0.15

M; Letras indicam diferença estatística quando p< 0,05.

Pottelberge et al. (2008) avaliaram a resistência do ácaro rajado ao

espirodiclofeno, expondo linhagens suscetíveis e resistentes ao agroquímico. A

linhagem resistente demonstrou forte resistência no estágio larval, porém

manteve suscetibilidade no estágio embrionário. Uma avaliação enzimática

mostrou que a resistência pode estar ligada à atividade de monooxigenases,

onde a linhagem resistente demonstrou uma atividade enzimática de citocromo

P450 monoxigenase, significativamente maior que a linhagem suscetível.

Silva et al., (2012) demonstrou que o espirodiclofeno não foi tóxico ao

ácaro predador Neoseiulus californicus, onde os ovos do predador não foram

41

inviabilizados e não foi constatada mortalidade de suas larvas. Resultado

interessante para o uso do espirodiclofeno em um manejo integrado com a

espécie de ácaro predador.

4.2 BIOENSAIO LARVICIDA

No bioensaio larvicida de aplicação única, foi observado um efeito

acaricida da lectina WSMoL, promovendo letalidade sobre larvas de T. urticae.

A taxa de mortalidade de WSMoL (23%) foi estatisticamente equivalente a taxa

de mortalidade da Abamectina (34%), onde ambas diferiram dos demais

tratamentos (p< 0,05). cMoL não apresentou atividade letal significativa (11%)

(Figura 7).

Figura 7: Taxa de mortalidade de larvas de T. urticae em bioensaio larvicida de aplicação única após 48h da aplicação dos tratamentos.


WSMoL: Water soluble Moriga oleifera lectin; H2O: água destilada; NaCl: NaCl 0.15 M;

Letras indicam diferença estatística quando p< 0,05.

Em corroboração com Pottelberge et al. (2008), o presente estudo

demonstrou baixa suscetibilidade de larvas do ácaro rajado ao acaricida

espirodiclofeno.

42

Sato et al., (2005) avaliou a resistência de T. urticae à abamectina.

Durante a seleção de linhagens suscetíveis foi determinada uma concentração

de abamectina, capaz de eliminar 50% de uma população (CL50), de 0,17 mg/L.

Linhagens resistentes foram selecionadas com uma CL50 de 58,1 mg/L.

Utilizando concentração recomendada pelo fabricante, de 21,6 mg/L, o

presente trabalho obteve uma taxa de 34% de mortalidade sobre a fase larval de

T. urticae. Onde possivelmente os ácaros utilizados apresentam alguma

resistência à abamectina.

Stumpf e Nauen (2002) demonstraram que as enzimas citocromo

oxigenases P450 dependentes e glutationa s-transferase são importantes

marcadores de resistência, uma vez que em linhagens de T. urticae resistentes

à abamectina, a atividade enzimática destas é maior quando comparadas à

linhagens suscetíveis.

Riga et al. (2014) promoveram a expressão recombinante de uma enzima

citocromo p450 (CYP392A16) de ácaros resistentes (mantidos em uma pressão

seletiva com aplicações de abamectina à 10 mg/L) e avaliaram a sua atividade

catalítica sobre a abamectina, que após uma hidroxilação, gerou um produto

menos tóxico ao ácaro rajado.

Sato et al. (2005) notaram que a resistência do ácaro rajado à abamectina

caiu após 6 meses na ausência de pressão de seleção, onde inicialmente se

tinha uma população com 75% dos indivíduos resistentes e após 6 meses a

quantidade de indivíduos resistentes caiu para 15%.

Stumpf e Nauen (2002) constataram que a resistência de uma linhagem

brasileira de T. urticae à abamectina diminuiu após 6 meses de manutenção em

laboratório, juntamente com os níveis de atividade enzimática de glutationa s-

transferase e citocromo oxigenases P450 dependente, ao passo que uma

linhagem holandesa de T. urticae manteve os níveis de resistência.

WSMoL em concentração de 1 mg/ml apresentou atividade tóxica, porém

não muito intensa. Uma forma de biodisponibilização mais adequada, como a

produção de uma planta transgênica talvez possa levar a resultados mais

eficazes.

Gatehouse et al., (1997) avaliaram o efeito da lectina de Galanthus nivalis

(GNA) sobre Lacanobia oleracea em diferentes tipos de administração, como

adição da lectina em dieta artificial, folhas de batateiro transgênico retiradas da

43

planta e alimentação direta nas folhas batata transgênica em casa de vegetação.

As três formas de biodisponibilização de GNA para L. oleracea afetaram o seu

desenvolvimento, mas apenas biodisponibilização em batatas transgênicas em

casa de vegetação afetou a sobrevivência de L. oleracea.

No bioensaio larvicida de aplicação única, também foi avaliado o tempo

que a larva levou até dar início à primeira ecdise, entrando no estágio de proto-

crisálida. Apenas a abamectina mostrou um efeito significante no atraso da

primeira ecdise (Figura 8).

Figura 8: Tempo de desenvolvimento de fases imaturas de T. urticae em bioensaio larvicida de aplicação única.


WSMoL: Water soluble Moriga oleifera lectin; H2O: água destilada; NaCl: NaCl 0.15 M;

Asterisco indica diferença estatística quando p< 0,05.

O efeito da abamectina sobre o desenvolvimento do ácaro rajado pode

ser explicado pelo efeito neurotóxico e consequente paralisia causada nas

larvas. Uma vez que o animal tem suas funções motoras prejudicadas, como

perda do movimento da bomba faringeal, este não consegue se alimentar e por

consequência não adquire nutrientes necessários para o seu desenvolvimento,

permanecendo em estágio larval por tempo prolongado (WOLSTENHOLME;

ROGERS, 2005; ABAMECTIN NORTOX, 2017).

44

O tempo de desenvolvimento do ácaro rajado pode variar de acordo com

a temperatura e hospedeiro.

Shih et al., (1976) observou que a fase larval de T. urticae durou em média

0,6 dias em Phaseolus lunatus, à uma temperatura de 27±1°C.

Moro et al., (2012) observou que a fase larval de T. urticae durou de 0,9 a

1,2 dias em diferentes cultivares de mamão, à uma temperatura de 26±1°C.

Bayu et al., (2017) observou que a fase larval de T. urticae durou em

média 1,8 dias em Phaseolus vulgaris, à uma temperatura constante de 25°.

No presente trabalho foi notado que a maioria das mudanças de fase de

larva para o estágio de proto-crisálida se deu entre 12h à 24h, com exceção do

grupo exposto à abamectina, por causa do efeito retardante sobre seu

desenvolvimento, mantendo os indivíduos de T. urticae em seu estágio larval.

Também foi avaliada a eficiência agronômica em cada avaliação, de

acordo com a fórmula de Abbot (Tabela 1). Abamectina e WSMoL apresentaram

28,26% e 16,30% de eficiência após 48 horas da aplicação. Embora tenham

apresentado baixa eficiência, foram estatisticamente diferentes (p< 0,05) dos

demais tratamentos.

45

Tabela 1: Taxa de mortalidade e eficiência agronômica para o bioensaio larvicida de aplicação única.

ABM: abamectina; EDF: espirodiclofeno; cMoL: coagulant Moringa oleifera lectin; WSMoL: Water soluble Moriga oleifera lectin; EP: erro

padrão; %E: eficiência agronômica em porcentagem; Letras indicam diferença estatística entre os tratamentos na mesma coluna, quando p<

0,05.

Assumindo que o ácaro rajado precisa ingerir WSMoL para que seu efeito tóxico seja evidenciado, é provável que a baixa

eficiência do método de biodisponibilização da lectina tenha influenciado na eficácia da sua atividade biológica. O experimento

também evidencia que WSMoL não tem alta toxicidade quando aplicada diretamente sobre o dorso do ácaro, sugerindo baixa

toxicidade por contato.

Tratamentos Tempo (horas)

1 3 6 12 24 48

ABM Média ± EP 2 ± 1,37ª 6 ± 2,55a 8 ± 2,67a 19 ± 4,46a 25 ± 4,78 a 34 ± 4,61a

%E 2 6 8 19 24,24 28,26

EDF Média ± EP 0 ± 0a 0 ± 0a 0 ± 0b 0 ± 0b 0 ± 0b 3 ± 1,63b

%E 0 0 0 0 0 0

cMoL Média ± EP 0 ± 0a 0 ± 0a 0 ± 0b 0 ± 0b 5 ± 1,98b 11 ± 3,39b

%E 0 0 0 0 4,04 2,19

WSMoL Média ± EP 0 ± 0a 0 ± 0a 2 ± 1,37b 2 ± 1,37b 6 ± 2,55b 23 ± 4,17a

%E 0 0 2 2 5,05 16,30

46

A ação acaricida de WSMoL foi intensificada no bioensaio larvicida com

contaminação total do disco foliar, onde os discos foram completamente

cobertos com a solução lectínica, e após a secagem, as larvas foram postas nos

discos. No mesmo ensaio foi avaliada a atividade acaricida do extrato salino de

M. oleifera, que também revelou atividade biocida (Figura 9).

WSMoL apresentou uma taxa de mortalidade larval de 54,4%; O extrato

bruto apresentou uma taxa de mortalidade de 38,4%.

Figura 9: Taxa de mortalidade de larvas de T. urticae para o bioensaio larvicida com contaminação total dos discos foliares, após 72h da aplicação dos tratamentos.

WSMoL: Water soluble Moringa oleifera lectin; H2O: água destilada; NaCl: NaCl 0.15

M; EB: extrato bruto; Letras indicam diferença estatística quando p< 0,05.

WSMoL já apresentou atividade inseticida contra, Aedes aegypti,

Anagasta kuehniella e Nasutitermes corniger, onde a capacidade de se ligar à

quitina foi apontado como fator importante para o desempenho da sua atividade

biológica (COELHO et al., 2009; PAIVA et al., 2011; OLIVEIRA et al., 2017).

A quitina é um alvo interessante para atividade pesticida, uma vez que é

um polímero sintetizado por fungos, nematódeos e artrópodes

(MERZENDORFER, 2006). Algumas lectinas com capacidade de ligação à

quitina têm demonstrado atividade biocida contra pragas através de diferentes

mecanismos de ação.

Lima et al. (2018) avaliou a interação de lectinas de Myracrodruon

47

urundeuva (MuBL e MuLL), enzimas digestivas de operários de Nasutitermes

corniger, descobrindo que as ambas as lectinas foram capazes de inibir a

atividade de proteases e carboidrases. Foi observada também a interação entre

MuBL e MuLL imobilizadas e proteínas de transporte apolipoforina e

transportadores ABC.

Napoleão et al. (2011) demonstrou que as lectinas de M. urundeuva

apresentaram ação antibacteriana contra bactérias presentes no intestino de N.

corniger, onde tal atividade biológica também tem importância na ação inseticida

apresentada pelas lectinas.

Chen et al. (2018) demonstrou que uma lectina ligadora de quitina, obtida

a partir de Solanum integrifolium, foi capaz de diminuir o potencial de membrana

mitocondrial em células sf21, uma linhagem celular obtida a partir de ovário de

Spodoptera frugiperda, causando assim uma inibição do crescimento celular.

No bioensaio larvicida com contaminação total do disco foliar, WSMoL foi

capaz de atrasar o desenvolvimento larvar de T. urticae, prolongando o tempo

que a larva levou para realizar ecdise (Figura 10).

Figura 10: Tempo de desenvolvimento de T. urticae para o bioensaio larvicida com contaminação total dos discos foliares.

WSMoL: Water soluble Moringa oleifera lectin; H2O: água destilada; NaCl: NaCl 0.15

M; EB: extrato bruto; Asterisco indica a diferença estatística quando p< 0,05.

48

O tempo prolongado para realizar a primeira ecdise pode estar

relacionado com um efeito paralisante promovido por WSMoL, sobre as larvas

do ácaro rajado, onde o efeito foi observado e não quantificado. O efeito

paralisante foi similar ao efeito observado em larvas tratadas com abamectina.

Efeito também descrito em outros agroquímicos como bifentrina e fenpropatrina,

compostos neurotóxicos pertencente ao grupo dos piretróides (SUMIRODY 300,

2018; TALSTAR 100 CE, 2018).

Já foi demonstrada a capacidade de WSMoL promover alterações no

intestino médio de larvas de A. aegypt (COELHO et al., 2009) e também

capacidade de diminuir a atividade enzimática de enzimas digestivas em larvas

de A. kuehniella (OLIVEIRA et al., 2017).

Oliveira et al. (2017) demonstraram que durante a digestão in vitro de

WSMoL, por enzimas digestivas de A. kuehniella, é gerado um peptídeo de peso

molecular de 10 kDa correspondente a um oligômero de WSMoL, propondo

mobilidade distinta in vivo devido a formação de diferentes arranjos oligoméricos

em condições fisiológicas, onde o oligômero de WSMoL de 10 kDa teria a

capacidade de atravessar a membrana peritrófica de A. kuehniella e

desempenhar função tóxica às células do epitélio intestinal (MOURA et al.,

2016).

Se uma forma oligomérica de WSMoL for capaz de atravessar o epitélio

intestinal e atingir a hemolinfa, esta pode ser destinada a qualquer parte do corpo

do animal e desempenhar sua função tóxica, visto que os tetraniquídeos

apresentam um sistema circulatório lacunar, onde todos os órgãos são banhados

pela hemolinfa (MORAES; FLECHTMANN, 2008).

A eficiência agronômica de WSMoL e extrato bruto de moringa sobre as

larvas, foi avaliada para o bioensaio larvicida com contaminação total do disco

foliar (tabela 2).

49

Tabela 2: Taxa de mortalidade e eficiência agronômica para o bioensaio larvicida com contaminação total dos discos foliares.


3 6 12 24 48 72

WSMoL Média ± EP 8,8 ± 2,60a 12 ± 3,65a 24,8 ± 4,8a 34,4 ± 5,47a 47,2 ± 5,87a 54,4 ± 5,6a

%E 9,16 12,60 26,05 36,44 48,71 54,05

EB Média ± EP 6,4 ± 2,99a 9,6 ± 3,08a 10,4 ± 3,08a 12 ± 3,26b 15,2 ± 3,87b 38,4 ± 6,72b

%E 2,60 6,08 6,14 2,77 2,88 16,09

WSMoL: Water soluble Moringa oleifera lectin; EB: extrato bruto; %E: eficiência agronômica; EP: erro padrão; Letras indicam

diferença estatística quando p< 0,05.

Com uma disponibilidade maior de WSMoL, a atividade larvicida da lectina foi significante a partir de 3h de exposição, atingindo

seu potencial máximo, de 54,4% de eficiência, em 72h de exposição. O extrato bruto, apesar de ter causado uma taxa de mortalidade

de 38,4% após 72 horas, apresentou uma eficiência agronômica de 16,09%.

50

5.3 BIOENSAIO COM ADULTOS

WSMoL e cMoL foram testadas em aplicação única contra ácaros adultos.

Ambas as lectinas não apresentaram atividade biocida significativa (p< 0,05).

Espirodiclofeno também não foi capaz de afetar a sobrevivência dos ácaros

adultos.

Em um segundo experimento, onde o extrato bruto foi avaliado, após 72h

abamectina e o extrato bruto apresentaram 44,5% e 26,25% de mortalidade,

respectivamente (Figura 11).

Figura 11: Taxa de mortalidade de ácaros adultos de T. urticae após 72h da aplicação dos tratamentos para bioensaio com adultos.

ABM: abamectina; H2O: água destilada; NaCl: NaCl 0.15 M; EB: extrato bruto;

Letras indicam diferença estatística quando p< 0,05.

Holtz et al. (2016) demonstraram o potencial acaricida do extrato obtido a

partir das sementes de M. oleifera, onde o extrato foi produzido utilizando água

destilada como solvente (10% p/v), agitado durante 30 minutos e filtrado em

papel filtro. Sob essas condições foi observado uma taxa de mortalidade, após

72h, de 37,97% em fêmeas adultas, já no presente trabalho a taxa de

mortalidade, utilizando o extrato bruto preparado a partir de sementes de M.

oleifera, foi de 26,25%.

A análise de eficiência demonstrou baixa eficiência da abamectina

(38,70%) e ausência de eficiência do extrato bruto (Tabela 3).

51

Tabela 3: Taxa de mortalidade de ácaros adultos de T. urticae e eficiência agronômica de abamectina e extrato bruto para o bioensaio com adultos.


3 6 12 24 48 72

ABM Média ± EP 11 ± 3,40ª 12,25 ± 3,41a 12,25 ± 3,41a 12,25 ± 3,41a 23 ± 3,68a 44,5 ± 5,63a

%E 12 13 13 13 26,04 38,70

EB Média ± EP 1 ± 1b 2 ± 2b 2 ± 2b 3 ± 2,18b 9,75 ± 4,26b 26,25 ± 4,48a

%E 0 0 0 0 0 0

EB: extrato bruto; %E: eficiência agronômica; EP: erro padrão; a,b: indica a diferença estatística na significância “p< 0,05”

Abamectina apresentou baixa eficiência, chegando ao máximo de 38,70% após 72h, já o extrato bruto não apresentou

eficiência agronômica, uma vez que o NaCl 0,15 M, utilizado como testemunha, apresentou uma taxa de mortalidade similar quando

comparado ao tratamento.

Para a eficiência de um produto químico ser relevante em condições laboratoriais, esta deve atingir um mínimo de 80%. Em

nenhuma das análises de eficiência agronômica de abamectina (sobre larvas e adultos), foi observado uma taxa de eficiência

relevante, reiterando a necessidade da pesquisa de novos princípios ativos para o controle do ácaro rajado.

52

5.4 ENSAIOS ENZIMÁTICOS

5.4.1 ATIVIDADE DE PROTEASES TOTAIS E TRIPSINA

O homogenato preparado a partir de ácaros adultos de T. urticae

apresentou uma quantidade de 0,280 mg/ml de proteínas.

A atividade de proteases totais na presença e ausência de WSMoL foram

de 33,3 e 35,78, respectivamente (Figura 11), de forma que as duas condições

não foram diferentes estatisticamente (p<0,05), indicando que WSMoL não

interferiu na atividade de proteases totais de fêmeas adultas de T. urticae.

A atividade de tripsina na presença e ausência de WSMoL foram de 0,191

e 0,415, respectivamente (Figura 12), onde WSMoL conseguiu interferir na

atividade de tripsina, aumentando sua atividade proteolítica (p<0,05).

Figura 12: Atividade de proteases totais de ácaros adultos de T. urticae em presença e ausência de WSMoL.

S/WSMoL: sem adição de WSMoL; C/WSMoL: com adição de WSMoL; Asterisco

indica diferença estatística quando p<0,05.

53

Figura 13: Atividade de tripsina de ácaros adultos de T. urticae em presença e ausência de WSMoL.

S/WSMoL: sem adição de WSMoL; C/WSMoL: com adição de WSMoL; Asterisco

indica diferença estatística quando p< 0,05.

Inibidores de proteases já demonstraram capacidade de reduzir os danos

causados por pragas em plantas; Hilder et al. (1987) demonstraram que plantas

de Nicotiana tabacum modificadas geneticamente, contendo o gene codificante

do inibidor de tripsina (CpTI) de Vigna unguiculata, foram mais resistentes

quando infestadas por larvas de Heliothis virescens.

Santamaria et al. (2012a) descobriram que proteases de T. urticae,

pertencentes às famílias C1 similares à catepsina L e B, e C13 (legumaína) são

mais expressas nas fases móveis do ácaro, sugerindo a participação destas nos

processos digestivos do ácaro rajado.

Santamaria et al. (2012b) demonstraram que linhagens de Arabidopsis

thaliana transformadas, expressando os inibidores de proteases da cevada,

inibidor de tripsina (Itr1) e cistatina (Icy6), foram mais resistentes contra

infestações de T. urticae.

Santamaria et al. (2015) perceberam que fêmeas adultas de T. urticae que

se alimentaram de A. thaliana que expressavam inibidores de tripsina e

catepsinas B e L, expressaram mais genes das proteases catepsinas B e L,

54

legumaínas e proteases aspárticas, relacionando a resposta como uma primeira

linha de defesa do ácaro rajado à proteínas de defesa de plantas.

Algumas lectinas atuam como inibidores de proteases. Lima et al. (2018)

demonstrou o potencial inibidor de proteases e carboidrases de MuBL e MuLL,

que foram capazes de interagir com proteases de N. corniger.

De acordo com Lacerda et al. (2017) a lectina obtida a partir das sementes

de Abelmoschus esculentus apresentou efeito tóxico contra a mosca das frutas

Ceratitis capitata e os nematódeos-das-galhas Meloidogyne incognita e

Meloidogyne javanica. A lectina foi caracterizada e classificada como um inibidor

de proteases tipo Kunitz, sendo capaz de inibir a atividade de tripsina,

quimotripsina e papaína.

WSMoL já apresentou capacidade de interagir com proteases de

diferentes organismos. De acordo com Oliveira et al. (2017), WSMoL foi capaz

de inibir a atividade enzimática de A. kuehniella. Medeiros (2016) demonstrou a

capacidade de WSMoL interferir na atividade de proteases de nematódeos

gastrintestinais de caprinos. No presente trabalho WSMoL foi capaz de

influenciar na atividade enzimática de tripsinas de T. urticae, podendo interferir

em seu processo digestivo.

55

6. CONCLUSÃO

O extrato bruto preparado a partir das sementes de M. oleifera, utilizando

o solvente NaCl 0,15 M, apresentou taxa de mortalidade às fêmeas adultas e

larvas de T. urticae.

A lectina cMoL, obtida a partir das sementes de M. oleifera, não

apresentou atividade acaricida relevante nesse trabalho.

A lectina WSMoL, também obtida a partir de sementes de M. oleifera,

apresentou atividade acaricida significante sobre larvas de T. urticae; também

interferiu na atividade enzimática de tripsina de T. urticae e ainda foi observado

um efeito paralisante sobre T. urticae, quando WSMoL foi disponibilizada para

as larvas do ácaro rajado, utilizando uma metodologia de contaminação total do

disco foliar; dessa maneira, a lectina WSMoL apresenta um potencial a ser

explorado para o controle do ácaro Tetranychus urticae.

56

REFERÊNCIAS

ABAMECTIN NORTOX: Disponível em

<http://www.adapar.pr.gov.br/arquivos/File/defis/DFI/Bulas/Inseticidas/abamecti

nnortox.pdf>. Acesso em: 21 de outubro de 2017.

ASADUZZAMAN, A. K. M; HASAN, I.; CHAKRABORTTY, A.; ZAMAN, S.; ISLAM, S. S.; AHMED, F. R. S.; KABIR, K. M. A.; NURUJJAMAN, M., UDDIN, M. B.; ALAM, M. T.; SHAHA, R. K.; KABIR, S. R. Moringa oleifera seed lectin inhibits Ehrlich ascites carcinoma cellgrowth by inducing apoptosis through the regulation of Bak and NF-κB gene expression. International Journal of Biological Macromolecules. v. 108, p. 1936-1944. 2018. ANDRÉ, H. M.; REMACLE; C. Comparative and functional morphology of the gnathosoma of Tetranychus urticae (Acari: Tetranychidae). Acarologia, v. 25, p. 179-190. 1984. AZAMAX: Disponível em < https://www.agrolink.com.br/agrolinkfito/produto/azamax_7627.html>. Acesso em: 19 de fevereiro de 2018. AZEEZ, A; SANE, A.P; BHATNAGAR, D. et al. Enhanced expression of serine

proteases during floral senescence in Gladiolus. Phytochemistry. v. 68, 1352–

1357, 2007.

BAYU, M.S.Y.I.; ULLAH, M.S.; TAKANO, Y.; GOTOH, T. Impact Of Constant

Versus Fluctuating Temperatures on the Development and Life History

Parameters of Tetranychus Urticae (Acari: Tetranychidae). Experimental and

Applied Acarology, v. 72, p. 205-227. 2017.

BELARDI, B.; BERTOZZI, C. R. Chemical Lectinology: Tools for Probing the Ligands and Dynamics of Mammalian Lectins in vivo. Chemistry & Biology. v. 22, p. 983-993. 2015. BELTRÃO, E.I.C.; MEDEIROS, P.L.; RODRIGUES, O.G.; FIGUEREDO-SILVA, J.; VALENÇA, M.M.; COELHO, L.C.B.B. Parkia pendula lectin as histochemistry marker for meningothelial tumor. Eur J Histochem. v. 47, p. 139-42. 2003. BENELLI, G.; PAVELA, R.; CANALE, A.; NICOLETTI, M.; PETRELLI, R.; CAPPELLACCI, L.; GALASSI, R.; MAGGI, F. Isofuranodiene and germacrone from Smyrnium olusatrum essential oil as acaricides and oviposition inhibitors against Tetranychus urticae: impact of chemical stabilization of isofuranodiene by interaction with silver triflate. Journal of Pest Science. v. 90, p. 693-699. 2017. BORN, F. S. Atividade de óleos essenciais de plantas das famílias Burseraceae, Lamiaceae, Rutaceae e Verbenaceae em Tetranychus urticae KOCH E Neoseiulus californicus (MCGREGOR). p. 101. Tese (Doutorado em

57

Entomologia Agrícola) - Universidade Federal Rural de Pernambuco, Recife, 2012. CÁCERES, A.; SARAVIA, A.; RIZZO, S.; ZABALA, L.; DE LEON, E.; NAVE, F. Pharmacologie properties of Moringa oleifera. 2: Screening for antispasmodic, antiinflammatory and diuretic activity. Journal of Ethnopharmacology. v. 36, p. 233-237. 1992. CAMARA, C. A. G.; AKHTAR, Y.; ISMAN, M. B.; SEFFRIN, R. C.; BORN, F. S. Repellent activity of essential oils from two species of Citrus against Tetranychus urticae in the laboratory and greenhouse. Crop Protection. v. 74, p. 110-115. 2015. CATALANI, G. C. Efeito do Silicato de Potássio em Plantas de Mamoeiro Sobre a Infestação do Ácaro-Rajado, Tetranyhcus urticae KOCH. p. 76. Dissertação (Mestrado em Agronomia) - Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho”, Ilha Solteira, 2015. CHEN, C.; ZHANG, B.; HUANG, Q.; FU, X.; LIU, R. H. Microwave-assisted extraction of polysaccharides from Moringa oleifera Lam. leaves: Characterization and hypoglycemic activity. Industrial Crops and Products. v. 100, p. 1-11. 2017. COELHO, J. S.; SANTOS, N. D. L.; NAPOLEÃO, T. H.; GOMES, F. S.; FERREIRA, R. S.; ZINGALI, R. B.; COELHO, L. C. B. B.; LEITE, S. P.; NAVARRO, D. M. A. F.; PAIVA, P. M. G. Effect of Moringa oleifera lectin on development and mortality of Aedes aegypti larvae. Chemosphere. v. 77, p. 934-938. 2009.

COLLIER, K. F. S.; LIMA, J. O. G.; ALBUQUERQUE, G. S. Predacious Mites in Papaya (Carica papaya L.) Orchards: In Search of a Biological Control Agent of Phytophagous Mite Pests. Neotropical Entomology. v. 33, p. 799-803. 2004.

COLLIER, K. F. S.; ALBUQUERQUE, G. S.; DE LIMA, J. O. G.; PALLINI, A.; MOLINA-RUGAMA, A. J. Neoseiulus idaeus (Acari: Phytoseiidae) as a potential biocontrol agent of the two-spotted spider mite, Tetranychus urticae (Acari: Tetranychidae) in papaya: performance on different prey stage – host plant combinations. Experimental and Applied Acarology. v. 41, p. 27-36. 2007. DEKEYSER, M. A. Review Acaricide mode of action. Pest Management Science. v. 61, p. 103-110. 2005. DOGAN, Y.; HAZIR, S.; YILDIZ, A.; BUTT, T.M.; CAKMAK, I. Evaluation of entomopathogenic fungi for the control of Tetranychus urticae (Acari: Tetranychidae) and the effect of Metarhizium brunneum on the predatory mites (Acari: Phytoseiidae), Biological Control, 2017. doi: http://dx.doi.org/10.1016/j.biocontrol. 2017.05.001

58

DOUGHARI, J. H.; PUKUMA, M. S.; DE, N. Antibacterial effects of Balanites aegyptiaca L. Drel. and Moringa oleifera Lam. on Salmonella typhi. African Journal of Biotechnology. v. 6, p. 2112-2115. 2007. ESHDAT, Y.; OFEK, I.; GAN, Y. Y.; SHARON, N.; MIRELMAN, D. Isolation of a mannose-specific lectin from Escherichia coli and its role in the adherence of the bacteria to epithelial cells. Biochemical and Biophysical Research Communications. v. 85, p. 1551-1559. 1978. ENVIDOR: Disponível em < https://cropscience.bayer.co.uk/our-products/insecticides/envidor/>. Acesso em: 29 de abril de 2018a. ENVIDOR: Disponível em <

https://www.cropscience.bayer.es/Productos/Insecticides/Envidor.aspx>. Acesso em: 29 de abril de 2018b. EVANS, G. O. Principles of acarology. CAB International, Wallingford, 563 p. 1992. FACHINELLO, J. C. Produção integrada de frutas: um breve histórico. Informe Agropecuário, v.22, p.15-18, 2001. FALOWO, A. B.; MUCHENJE, V.; HUGO, A.; AIYEGORO, O. A.; FAYEMI, P. O. Antioxidant activities of Moringa oleifera L. and Bidens pilosa L. leaf extracts and their effects on oxidative stability of ground raw beef during refrigeration storage. CyTA - Journal of Food. v. 15, p. 249-256. 2017. FERLA, N.J.; MARCHETTI, M.M.; GONÇALVEZ, D. Ácaros predadores (Acari) associados à cultura do morango (Fragaria sp., Rosaceae) e plantas próximas no Esatdo do Rio Grande do Sul. Biota Neotropica, v. 7, p. 1-8. 2007. FERREIRA, P. M. P.; FARIAS, D. F.; OLIVEIRA, J. T. A.; CARVALHO, A. F. U. Moringa oleifera: bioactive compounds and nutritional potential. Revista de Nutrição. v. 21, p. 431-437. 2008. FITCHES, E., GATEHOUSE, A.M.R., GATEHOUSE, J.A. Effects of snowdrop lectin (GNA) delivered via artificial diet and transgenic plants on the development of the tomato moth (Lacanobia oleracea) larvae in laboratory and glasshouse trials. Journal of Insect Physiology. v.43, p. 727–739, 1997. FREITAS, J. A. Controle biológico de Tetranychus urticae (Acari: Tetranychidae) em morangueiro no sul de Minas Gerais. p. 64. Dissertação (Mestrado em Entomologia). Escola Superior de Agricultura Luiz de Queiroz, Universidade de São Paulo, Piracicaba, 2014. GALLÃO, M. I.; DAMASCENO, L. F.; BRITO, E. S. Avaliação química e estrutural da semente de moringa. Revista Ciência Agronômica. v. 37, p. 106-109. 2006.

59

GALLEGOS, B.; MARTÍNEZ, RUTH; PÉREZ, L.; PINA, M. D. S.; PEREZ, E.; HERNÁNDEZ, P. Lectins in human pathogenic fungi. Revista Iberoamericana de Micología. v. 31, p. 72-75. 2014. GATEHOUSE, J. A.; GATEHOUSE, M. R. A.; FITCHES, E. Effects of snowdrop lectin (GNA) delivered via artificial diet and transgenic plants on the development of tomato moth (Lacanobia oleracea) larvae in laboratory and glasshouse trials. Journal of Insect Physiology. v. 43, p. 727-739. 1997. GERDES, G. O uso das sementes da árvore moringa para o tratamento de água turva. ESPLAR - Centro de Pesquisa e Assessoria: Fortaleza, 13 p., 1996. GOLDSTEIN, I. J.; HUSHES, R. C.; MONSIGNY, M.; OSAWA, T.; SHARON, N. What should be called a lectin? Nature, v. 285, p. 66, 1980. GRBIC, M.; LEEUWEN, T. V.; CLARK, R. M.; ROMBAUTS, S.; ROUZE, P.; GRBIC, V.; OSBORNE, E.; DERMAUW, W.; NGOC, P. C. T.; ORTEGO, F.; CRESPO, P. H.; DIAZ, I.; MARTINEZ, M.; NAVAJAS, MARIA; SUCENA, E.; MAGALHÃES, S.; NAGY, L.; PACE, R. M.; DJURANOVIC, S.; SMAGGHE, G.; IGA, M.; CHRISTIAENS, O.; VEENSTRA, J. A.; EWER, J.; VILLALOBOS, R. M.; HUTTER, J. L.; HUDSON, S. D.; VELEZ, M.; YI, S. V.; ZENG, J.; SILVA, A. P.; ROCH, F.; CAZAUX, M.; NAVARRO, M.; ZHUROV, V.; ACEVEDO, G.; BJELICA, A.; FAWCETT, J. A.; BONNET, E.; MARTENS, C.; BAELE, G.; WISSLER, L.; RODRIGUEZ, A. S.; TIRRY, L.; BLAIS, C.; DEMEESTERE, K. ; HENZ, S. R.; GREGORY, T. R.; MATHIEU, J.; VERDON, L.; FARINELLI, L.; SCHMUTZ, J.; LINDQUIST, E.; FEYEREISEN, R.; PEER, Y. V. The genome of Tetranychus urticae reveals herbivorous pest adaptations. Nature. v. 479, p. 487-492. 2011. GROPPER, S. S.; SMITH, J. L. Advanced Nutrition and Human Metabolism. 6°. ed. Wadsworth Publishing Company, 2012. GUNDLACH, H.; MULLER, M. J.; KUTCHAN, T. M.; ZENK, M. H. Jasmonic acid in a signal transducer in elicitor induced plant cell cultures. Plant Biology, v. 89, p. 2389-2393. 1992. HAMSHOU ,M.; SMAGGHE, G.; SHAHIDI-NOGHABI, S.; GEYTER, E.; LANNOO, N.; VAN DAMME, E. J. M. Insecticidal properties of Sclerotinia sclerotiorum agglutinin and its interaction with insect tissues and cells. Insect Biochemistry and Molecular Biology. v. 40, p. 883-890. 2010. HEIM, C; HERTZBERG, H; BUTSCHI, A. et al. Inhibition of Haemonchus

contortus larval development by fungal lectins. Parasit. Vectors. v. 8, 2015.

HESTER, G.; KAKU, H.; GOLDSTEIN, I. J.; WRIGH, C. S. Structure of mannose-specific snowdrop (Galanthus nivalis) lectin is representative of a new plant lectin family. Nature Structural Biology. v. 2, p. 472-479. 1995. HICKMAN, J. C. P., ROBERTS, L. S.; LARSON, A. Princípios integrados de zoologia. Ed. 11. Editora Guanabara Koogan S.A., Rio de Janeiro, p. 846. 2003.

60

HOLTZ, A. M.; CARVALHO, J. R.; FRANZIN, M. L.; PIRES, A. A.; COFFLER, THAIS; MARCHIORI, J. J. P. Toxicidade de Extratos Aquosos de Moringa oleifera para Tetranychus urticae. Revista Ifes Ciência. v. 2 , p. 4-6. 2016. IBGE – Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística. Disponível em <http://ibge.gov.br>, 2018. JEBALI, A.; HEKMATIMOGHADDAM, S.; KAZEMI, B.; ALLAVEISIE, A.; MASOUDI, A.; DALIRI, K.; SEDIGHI, N.; RANJBAR, J. Lectin coated MgO nanoparticle: its toxicity, antileishmanial activity, and macrophage activation. Drug and Chemical Toxicology. v. 37, p. 400-409. 2014. JONCKHEERE, W.; DERMAUW, W.; KHALIGHI, M.; PAVLIDI, N.; REUBENS, W.; BAGGERMAN, G.; TIRRY, L.; MENSCHAERT, G.; KANT, M. R.; VANHOLME, B.; VAN LEEUWEN, T. A gene family coding for salivary proteins (SHOT) of the polyphagous spider mite Tetranychus urticae exhibits fast host-dependent transcriptional plasticity. Molecular Plant-Microbe Interactions. v. 31, p. 112-124. 2018.

KAKADE, M.L; SIMONS, N; LIENER, I.E. An evaluation of natural versus

synthetic substrates for measuring the antitryptic activity of soybeans samples.

Cereal Chem. v. 46, 518–526, 1969.

LABORDA, R.; MANZANO, I.; GAMÓN, M.; GAVIDIA, I.; PÉREZ-BERMÚDEZ,

P.; BOLUDA, R. Effects of Rosmarinus officinalis and Salvia officinalis essential

oils on Tetranychus urticae Koch (Acari: Tetranychidae). Industrial Crops and

Products. v. 48, p. 106-110. 2013.

LACERDA, J. T. J. G.; LACERDA, R. R.; ASSUNÇÃO, N. A.; TASHIMA, A. K.; JULIANO, M. A.; SANTOS, G. A.; SOUZA, M. S.; BATISTA, J. L.; ROSSI, C. E.; GADELHA, C. A. A.; SANTI-GADELHA, T. New insights into lectin from Abelmoschus esculentus seeds as a Kunitz-type inhibitor and its toxic effects on Ceratitis capitata and root-knot nematodes Meloidogyne spp., Process Biochemistry. v. 63, p. 96-104. 2017.

LENTEREN, J. C.; VAN WOETS, J. Biological and integrated pest control in greenhouses. Annual Review of Entomology. v. 33, p. 239–269. 1988.

LENTEREN, J. C.; VAN BENUZZI, M.; NICOLI, G.; MAINI, S. 1992. Biological control in protected crops in Europe. In: LENTEREN, J. C.; MINKS, A. K.; DE PONTI, O. M. B. (Eds.), In Biological Control and Integrated Crop Protection: Towards Environmentally Safer Agriculture. Pudoc Scientific Publishers, Wageningen, pp. 77–98.

LI, H. M.; SUN, L.; MITTAPALLI, O.; MUIR, W. M.; XIE, J.; WU, J.;

SCHEMERHORN, B. J.; SUN, W.; PITTENDRIGH, B. R.; MURDOCK, L. L.

Transcriptional signatures in response to wheat germ agglutinin and starvation in

61

Drosophila melanogaster larval midgut. Insect Molecular Biology. v. 18, p. 21–

31. 2009.

LIMA, T. A.; DORNELLES, L. P.; OLIVEIRA, A. P. S.; GUEDES, C. C. S.;

SOUZA, S. O.; SÁ, R. A; ZINGALI, R. B.; NAPOLEÃO, T. H.; PAIVA, P. M. G.

Binding targets of termiticidal lectins from the bark and leaf of Myracrodruon

urundeuva in the gut of Nasutitermes corniger workers. Pest Management

Science. 2018. doi: https://doi.org/10.1002/ps.4847

LOWRY, O. H.; ROSEBROUGH, N. J.; FARR, A. L.; RANDALL, R. J. Journal of

Biological Chemistry. v. 193, p. 265–275. 1951.

LUCAS, E.; CODERRE, D.; VINCENT, C. Voracity and feeding preferences of

two aphidophagous coccinellids on Aphis citricola and Tetranychus urticae.

Entomologia Experimentalis et Applicate. v. 85. 151-159. 2003.

LUZ, L. A.; SILVA, M. C. C.; FERREIRA, R. S.; SANTANA, L. A.; SILVA-LUCCA, R. A.; MENTELE, R.; OLIVA, M. L. V.; PAIVA, P. M. G.; COELHO, L. C. B. B. Structural characterization of coagulant Moringa oleifera Lectin and its effect on hemostatic parameters. International Journal of Biological Macromolecules. v. 58, p. 31-36. 2013. MACEDO, M.L.R.; FREIRE, M.G.M.; SILVA, M.B.R.; COELHO, L.C.B.B. Insecticidal action of Bauhinia monandra leaf lectin (BmoLL) against Anagasta kuehniella (Lepidoptera: Pyralidae), Zabrotes subfasciatus and Callosobruchus maculatus (Coleoptera: Bruchidae). Comparative Biochemistry and Physiology, Part A 146, p. 486–498, 2007. MACHUKA, J.S., OKEOLA, O.G., CHRISPEELS, M.J., JACKAI, L.E.N. The African yam beans seed lectin affects the development of the cowpea weevil but does not affect the development of larvae of legume pod borer. Phytochemistry, 53, p. 667–674, 2000. MAPA - Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento - Coordenação-Geral de Agrotóxicos e Afins/DFIA/SDA. Disponível em < http://agrofit.agricultura.gov.br>. Acesso em: 04 de abr. 2018.

MARANGONI, V.S. Estudo e desenvolvimento de compósitos contendo

nanoparticulas de ouro conjugadas com biomoléculas: síntese e aplicações em

nanomedicina. f. 116. Dissertação de Mestrado. Instituto de Física de São

Carlos, Universidade de São Paulo-USP, São Paulo-SP, 2012.

MASERTI, B. E.; DEL CARRATORE, R.; DELLA CROCE, C. M.; PODDA, A.; MIGHELI, Q.; FROELICHER, Y.; LURO, F.; MORILLON, R.; OLLITRAULT, P.; TALON, M.; ROSSIGNOL, M.. Comparative analysis of proteome changes

62

induced by the two spotted spider mite Tetranychus urticae and methyl jasmonate in citrus leaves. Journal of Plant Physiology, v. 168, p. 392-402. 2011. McCAFFERTY, H. R. K.; MOORE, P. H.; ZHU, Y. J. Papaya transformed with the Galanthus nivalis GNA gene produces a biologically active lectin with spider mite control activity. v. 175, p. 385-393. 2008. McMURTRY, J. A. 1991. Augmentative releases to control mites in agriculture. In: DUSBABEK, F.; BUKVA, V. (Eds.), Modern Acarology, vol. 1. SPB Academic Publ., Prague, p. 151–157. McMUTRY, J. A.; CORFT, B. A. Life-styles of Phytoseiidae mites and their holes in biological control. Annual Review of Entomology. v. 42, p. 291-321. 1997. MEDEIROS, M. L. S. ATIVIDADE ANTIPARASITÁRIA IN VITRO DE LECTINA WSMoL ISOLADA DA Moringa oleifera SOBRE NEMATÓDEOS GASTRINTESTINAIS DE CAPRINOS. Dissertação (Mestrado em Bioquímica e Biologia Molecular) - Faculdade de Ciências da Saúde, Universidade do Estado do Rio Grande do Norte. Mossoró, p. 86. 2016. MERZENDORFER, H. Insect chitin synthases: a review. Journal of Comparative Physiology B. v. 176, p. 1–15. 2006. MONTEIRO, L.B. 2002. Criação de ácaros fitófagos e predadores: Um caso de Neoseiulus californicus por produtores de maçã. Em: PARRA, J.R.P.; BOTELHO, P.S.M.; FERREIRA, B.S.C.; BENTO, J.M.S. (Eds). Controle biológico no Brasil: parasitóides e predadores. São Paulo: Manole, p. 351-362. MORAES, G. J.; FLECHTMANN, C. H. W. Ácaros Fitófagos do Nordeste do Brasil. Pesquisa Agropecuária Brasileira. v. 16, p. 177-186. 1981. MORAES, G. J.; FLECHTMANN, C. H. W. Manual de Acarologia: Acarologia Básica e Ácaros de Plantas Cultivadas no Brasil. Ribeirão Preto: Holos, p. 308. 2008. MORO, L. B.; POLANCZYK, R. A.; CARVALHO, J. R.; PRATISSOLI, D.; FRANCO, C. R. Parâmetros biológicos e tabela de vida de Tetranychus urticae (Acari: Tetranychidae) em cultivares de mamão. Ciência Rural. v. 42, p. 487-493, 2012. MOTHES, U; SEITZ, K. A. Functional Microscopic Anatomy of The Digestive

System Of Tetranychus urticae (Acari, Tetranychidae). Acarologia, p. 257-270.

1981.

MOTHES, U.; SEITZ, K. A. Fine structural aberrations of bean plant leaves by feeding injury of Tetranychus urticae Koch (Acari: Tetranychidae). Acarologia, v. 23, p. 149-157, 1982. MOURA, K. S.; SILVA, H. R. C.; DORNELLES, L. P.; COELHO, L. C. B. B.; NAPOLEÃO, T. H.; OLIVEIRA, M. D. L.; PAIVA, P. M. G. Coagulant Activity of

63

Water-Soluble Moringa oleífera Lectin Is Linked to Lowering of Electrical Resistance and Inhibited by Monosaccharides and Magnesium Ions. Applied Biochemistry and Biotechnology. v. 180, p. 1361-1371. 2016. NAKANO, O.; SILVEIRA-NETO, S.; ZUCCI, R. A. Entomologia econômica. São Paulo: Livroceres LTDA, p. 314. 1981. NAPOLEÃO, T. H.; GOMES, F. S.; LIMA, T. A.; SANTOS, N. D. L.; SÁ, R. A.; ALBUQUERQUE, A. C.; COELHO, L. C. B. B.; PAIVA, P. M. G.; Termiticidal activity of lectins from Myracrodruon urundeuva against Nasutitermes corniger and its mechanisms. International Biodeterioration & Biodegradation. v. 65, p. 52-59. 2011. NAPOLEÃO, T. H.; BELMONTE, B. R.; PONTUAL, E. V.; ALBUQUERQUE, L. P.; SÁ, R. A.; PAIVA, L. M.; COELHO, L. C. B. B.; PAIVA, P. M. G. Deleterious effects of Myracrodruon urundeuva leaf extract and lectin on the maize weevil, Sitophilus zeamais (Coleoptera, Curculionidae). Journal of Stored Products Research. v. 54, p. 26-36. 2013. NASCIMENTO, A. S.; MATRANGOLO, W. J. R.; BARBOSA, C. J.; MARQUES, O. M.; HABIBE, T. C. Associação de Moscas-das-Frutas (Diptera: Tephritidae) com a “Meleira do Mamoeiro” (Carica papaya L.). Anais da Sociedade Entomológica do Brasil. v. 29, p. 821-825. 2000. NETO, J. X. S.; PEREIRA, M. L.; OLIVEIRA, J. T. A.; ROCHA-BEZERRA, L. C. B.; LOPES, T. D. P.; COSTA, H. P. S.; SOUSA, D. O. B.; ROCHA, B. A. M.; GRANGEIRO, T. B.; FREIRE, J. E. C.; MONTEIRO-MOREIRA, A. C. O.; LOBO, M. D. P.; BRILHANTE, R. S. N.; VASCONCELOS, I. M. A Chitin-binding Protein Purified from Moringa oleifera Seeds Presents Anticandidal Activity by Increasing Cell Membrane Permeability and Reactive Oxygen Species Production. Frontiers in Microbiology. 2017. doi: 10.3389/fmicb.2017.00980. OLIVEIRA, A. M. G.; FARIAS, A. R. N.; FILHO, H. P. S.; OLIVEIRA, J. R. P.; DANLAS, J. L. L.; SANLOS, L. B.; OLIVEIRA, M. A.; JUNIOR, M. T. S.; SILVA, M. J.; ALMEIDA, O. A.; NLCKEL, O.; MEDINA, V. M.; CORDEIRO, Z. J. M. Mamão Para Exportação: Aspectos Técnicos da Produção. Brasília, DF: EMBRAPA, p. 56. 1994. OLIVEIRA, C. F. R.; LUZ, L. A.; PAIVA, P. M. G.; COELHO, L. C. B. B.; MARANGONI, S.; MACEDO, M. L. R. Evaluation of seed coagulant Moringa oleifera lectin (cMoL) as a bioinsecticidal tool with potential for the control of insects. Process Biochemistry. v. 46, p. 498-504. 2011. OLIVEIRA, C. F. R.; MOURA, M. C.; NAPOLEÃO, T. H.; PAIVA, P. M. G.; COELHO, L. C. B. B.; MACEDO, M. L. R. A chitin-binding lectin from Moringa oleifera seeds (WSMoL) impairs the digestive physiology of the Mediterranean flour larvae, Anagasta kuehniella. Pesticide Biochemistry and Physiology. v. 142, p. 67-76. 2017.

64

ÖRTÜCÜ, S.; ALGUR, Ö. F. The preliminary assessment and isolation of entomopathogenic fungi to be used in biological control with twospotted spider mite [Tetranychus urticae (acari, tetranychidae)] from East Anatolia. AIP Conference Proceedings, 2017. doi: https://doi.org/10.1063/1.4981719 ORTUS 50 SC: Disponível em < http://www.adapar.pr.gov.br/arquivos/File/defis/DFI/Bulas/Inseticidas/Ortus_50_SC_2017.pdf>. Acesso em: 19 de fevereiro de 2018. OPAS. Manual de Vigilância da Saúde de Populações Expostas a Agrotóxicos. Ministério da Saúde, 69p. 1997. PAIVA, P. M. G., COELHO, L. C. B. B. Purification and partial characterization of two lectin isoforms from Cratylia mollis Mart (camaratu bean). Applied Biochemistry and Biotechnology. v. 36, p. 113–118. 1992. PAIVA, P. M. G.; SANTANA, G. M. S.; SOUZA, I. F. A. C.; ALBUQUERQUE, L. P.; AGRA-NETO, A. C.; ALBUQUERQUE, A. C.; LUZ, L. A.; NAPOLEÃO, T. H.; COELHO, L. C. B. B. Effect of lectins from Opuntia ficus indica cladodes and Moringa oleifera seeds on survival of Nasutitermes corniger. International Biodeterioration & Biodegradation. v. 65, p. 982-989. 2011. PAVELA, R. Acaricidal Properties of Extracts of Some Medicinal and Culinary Plants against Tetranychus urticae Koch. Plant Protection Science. v. 52, p. 54-63. 2016. PEUMANS, W. J.; VAN DAMME, E. J. M. Lectins as plant defense proteins. Plant Physiology, v. 109, p. 347-352, 1995 PEUMANS, W. J.; VAN DAMME, E. J. M. Plant Lectins: Versatile Proteins with Important Perspectivesin Biotechnology. Biotechnology and Genetic Enginering Reviws. v. 15. 1998. PIO CORRÊA, M. Dicionário das plantas úteis do Brasil e das exóticas cultivadas. Rio de Janeiro: MA/IBDF, v.5, p.233-234. 1984. PIRATE: Disponível em < http://www.agro.basf.com.br/agr/ms/pt_BR/function/conversions:/publish/content/APBrazil/solutions/insecticides/BULAS/Pirate_v2.pdf>. Acesso em: 19 de fevereiro de 2018. POLETTI, M.; COLLETTE, L.; OMOTO, C. Compatibilidade de Agrotóxicos com os Ácaros Predadores Neoseiulus californicus (McGregor) e Phytoseiulus macropilis (Banks) (Acari: Phytoseiidae). BioAssay. v. 3, p. 1-14. 2008. POLETTI, M. 2010. Ácaros predadores no controle de pragas. In: VENZON, M.; PAULA JÚNIOR, T. J.; PALLINI, A. (Eds). Controle alternativo de pragas e doenças na agricultura orgânica. Viçosa: EPAMIG, p.213-231.

https://doi.org/10.1063/1.4981719

65

POLO 500 SC: Disponível em < http://www.adapar.pr.gov.br/arquivos/File/defis/DFI/Bulas/Inseticidas/POLO_500_SC.pdf>. Acesso em: 19 de fevereiro de 2018. POTTELBERGE, S. V.; VAN LEEUWEN, T.; KHAJEHALI, J.; TIRRY, L. Genetic and biochemical analysis of a laboratory-selected spirodiclofen-resistant strain of Tetranychus urticae Koch (Acari: Tetranychidae). Wiley Interscience. v. 65, p. 358-366. 2008. POWELL, K. S. Antimetabolic effects of plant lectins towards nymphal stages of the planthoppers Tarophagous proserpina and Nilaparvata lugens. Entomologia Experimentalis et Applicata. v. 99, p. 71-77. 2001. RANDRIAMBOAVONJY, J. I.; LOIRAND, G.; VAILLANT, N.; LAUZIER, B.; DERBRÉ, S.; MICHALET, S.; PACAUD, P.; TESSE, A. Cardiac Protective Effects of Moringa oleifera Seeds in Spontaneous Hypertensive Rats. American Journal of Hypertension. v. 29, p. 873-881. 2016. RIGA, M.; TSAKIRELI, D.; ILIAS, A.; MOROU, E.; MYRIDAKIS, A.; STEPHANOU, E. G.; NAUEN, R.; DERMAUW, W.; VAN LEEUWEN, T.; PAINE, M.; VONTAS, J. Abamectin is metabolized by CYP392A16, a cytochrome P450 associated with high levels of acaricide resistance in Tetranychus urticae. Insect Biochemistry and Molecular Biology. v. 46, p. 43-53. 2014. RÍOS-DE ÁLVAREZ, L.; JACKSON, F.; GREER, A.; BARTLEY, Y.; BARTLEY, D. J.; GRANT, G.; HUNTLEY, J. F. In vitro screening of plant lectins and tropical plant extracts for anthelmintic properties. Veterinary Parasitology. v. 186, p. 390-398. 2012. ROH, H. S.; LEE, B. H.; PARK, C. G. Acaricidal and repellent effects of myrtacean essential oils and their major constituents against Tetranychus urticae (Tetranychidae). Journal of Asia-Pacific Entomology. v. 16, p. 245-249. 2013. ROHWER, C. L.; ERWIN, J. E. Spider mites (Tetranychus urticae) perform poorly on and disperse from plants exposed to methyl jasmonate. Entomologia Experimentalis et Applicata, v. 137, p. 143-152. 2010. RUDIGER, H.; GABIUS, H. J. Plant lectins: Occurrence, biochemistry, functions and applications. Glycoconjugate Journal. v. 18, p. 589-613. 2002. RUTENBER, E.; KATZIN, B. J.; ERNST, S.; COLLINS, E. J.; MILSNA, D.; READY, M. P.; ROBERTUS, J. D. Crystallographic refinement of ricin to 2.5 A. Proteins. v. 10, p. 240-250. 1991. SÁ, R. A.; SANTOS, N. D. L.; SILVA, C. S. B.; NAPOLEÃO, T. H.; GOMES, F. S.; CAVADA, B. S.; COELHO, L. C. B. B.; NAVARRO, D. M. A. F.; BIEBER, L. W.; PAIVA, P. M. G. Larvicidal activity of lectins from Myracrodruon urundeuva on Aedes aegypti. Comparative biochemistry and Physiology Part C. v. 149, p. 300-306. 2009.

66

SANCHES, N. F. S.; NASCIMENTO, A. S. Pragas e seu controle. In: TRINDADE, A. V. (Org.) Mamão produção: aspectos técnicos. Cruz das Almas: Embrapa Mandioca e Fruticultura; Brasília: Embrapa Informação Tecnológica, 2000. (Frutas do Brasil, 3). SANMITE EW: Disponível em < https://www.agrolink.com.br/agrolinkfito/produto/sanmite-ew_10411.html>. Acesso em: 19 de fevereiro de 2018. SANTAMARÍA, M. E.; HERNÁNDEZ-CRESPO, P.; ORTEGO, F.; GRBIC, V.; GRBIC, M.; DIAZ, I.; MARTINEZ, M. Cysteine peptidases and their inhibitors in Tetranychus urticae: a comparative genomic approach. BMC Genomics. 2012a. doi: https://doi.org/10.1186/1471-2164-13-307 SANTAMARÍA, M. E.; CAMBRA, I.; MARTINEZ, M.; POZANCOS, C.; GONZÁLEZ-MELENDI, P.; GRBIC, V.; CASTAÑERA, P.; ORTEGO, F.; DIAZ, I. Gene Pyramiding of Peptidase Inhibitors Enhances Plant Resistance to the Spider Mite Tetranychus urticae. PLoS ONE. 2012b doi: https://doi.org/10.1371/journal.pone.0043011 SANTAMARÍA, M.E.; GONZÁLEZ-CABRERA, J.; MARTÍNEZ, M.; GRBIC, V.; CASTAÑERA, P.; DÍAZ, I.; ORTEGO, F. Digestive proteases in bodies and faeces of the two-spotted spider mite, Tetranychus urticae. Journal of Insect Physiology, 78, p. 69-77, 2015. SAUVION, N., NARDONB, G., FEBVAY, G., GATEGOUSE, A.M.R., RAHBE, Y. Binding of the insecticidal lectin Concanavalin A in pea aphid, Acyrthosiphon pisum (Harris) and induced effects on the structure of midgut epithelial cells. J. Insect Physiol. 50, p. 1137–1150, 2004.

SAUVION, N., RAHBE, Y., PEUMANS, W.J., VAN DAMME, E.J.M., GATEHOUSE, J.A., GATEHOUSE, A.M.R. Effects of GNA and other mannose binding lectins on development and fecundity of the peach–potato aphid Myzus persicae. Entomol. Exp. Appl. 79, p. 285–293, 1996. SCHACHTER, H. Paucimannose N-glycans in Caenorhabditis elegans and Drosophila melanogaster. Carbohydrate Research. v. 344, p. 1391–1396. 2009. SHIH, C. T.; POE, S. L.; CROMROY, H. L. Biology, Life Table, and Intrinsic Rate of Increase of Tetranychus urticae. Annals of the Entomological Society of America. v. 69, p. 362-364. 1976. SHIN, T. Y.; BAE, S. M.; Kim, D. J.; YUN, H. G.; WOO, S. D. Evaluation of virulence, tolerance to environmental factors and antimicrobial activities of entomopathogenic fungi against two-spotted spider mite, Tetranychus urticae. Mycoscience. v. 58, p. 204-212. 2017. SILVA, M. Z.; SATO, M. E; OLIVEIRA, C. A. L.; VERONEZ, B. Toxicidade de agroquímicos ao ácaro-da-leprose dos citros Brevipalpus phoenicis (Geijskes) e

67

ao ácaro predador Neoseiulus californicus (McGregor) (Acari: Tenuipalpidae, Phytoseiidae). Arquivos do Instituto Biológico. v. 79, p. 363-370. 2012. SOBOTNIK, J.; KRIZKOVA, I. K.; VANCOVA, M.; MUNZBERGOVA, Z.; HUBERT, J. Chitin in the Peritrophic Membrane of Acarus siro (Acari: Acaridae) as a Target for Novel Acaricides. Journal of Economic Entomology. v. 101, p. 1028-1033. 2008. SOUZA, J.D.; SILVA, M.B.R.; ARGOLO, A.C.C.; NAPOLEÃO, T.H.; SÁ, R.A.; CORREIA, M.T.S.; PAIVA, P.M.G.; SILVA, M.D.C.; COELHO, L.C.B.B. A new Bauhinia monandra galactose-specific lectin purified in milligram quantities from secondary roots with antifungal and termiticidal activities. International Biodeterioration & Biodegradation, 65, p. 696-702, 2011. SMITE: Disponível em <

http://www.adapar.pr.gov.br/arquivos/File/defis/DFI/Bulas/Outros/smite.pdf>. Acesso em: 19 de fevereiro de 2018. STILMARK, H. Uber Ricin ein giftiges Ferment aus den Samen von Ricinus communis L. und einige anderen Euphorbiaceen. Inaugural Dissertation Dorpat, Tartu. 1888. STUMPF, N.; NAUEN, R. Biochemical Markers Linked to Abamectin Resistance in Tetranychus urticae (Acari: Tetranychidae). Pesticide Biochemistry and Physiology. v. 72, p. 111-121. 2002. SUMIRODY 300: Disponível em < http://www.adapar.pr.gov.br/arquivos/File/defis/DFI/Bulas/Inseticidas/sumirody300.pdf>. Acesso em: 19 de fevereiro de 2018. TALSTAR 100 CE: Disponível em < http://www.adapar.pr.gov.br/arquivos/File/defis/DFI/Bulas/Inseticidas/TALSTAR_100_EC.pdf>. Acesso em: 19 de fevereiro de 2018. TIRELLO, P.; POZZEBON, A.; CASSANELLI, S.; LEEUWEN, T. V.; DUSO, C. Resistance to acaricides in Italian strains of Tetranychus urticae: toxicological and enzymatic assays. Experimental and Applied Acarology. v. 57, p. 53-64. 2012. UNIVERSITY OF FLORIDA - Institute of Food and Agricultural Sciences: Disponível em < https://assessment.ifas.ufl.edu/assessments/moringa-oleifera/>. Acesso em: 03 de maio de 2018. VALENZUELA, A.I.; REDONDO, M.J.; PICO Y.; FONT G. Determination of Abamectin in Citrus Fruits by Liquid Chromatography–Electrospray Ionization Mass Spectrometry. Journal of Chromatography A, p. 57-65. 2000. VANDENBORRE, G.; SMAGGHE, G.; VAN DAMME, E. J. M. Plant lectins as defense proteins against phytophagous insects. Phytochemistry. v. 72, p. 1538-1550. 2011.

https://assessment.ifas.ufl.edu/assessments/moringa-oleifera/

https://assessment.ifas.ufl.edu/assessments/moringa-oleifera/

68

VOLIAM TARGO: Disponível em <http://www.adapar.pr.gov.br/arquivos/File/defis/DFI/Bulas/Inseticidas/voliamtargodez2016.pdf>. Acesso em: 19 de fevereiro de 2018. WOLSTENHOLME, A. J.; ROGERS, A. T. Glutamate-gated chloride channels and the mode of action of the avermectin/milbemycin anthelmintics. Parasitology. v. 131, p. 85-95. 2005. WARDLOW, L. R.; TOBIN, A. Potential new additions to the armoury of natural enemies for protected tomatoes. Bulletin IOBC/ WPRS. v. 13, p. 225–227. 1990. WATANABE, M. A.; MORAES, G. J. DE; NICOLELLA, G. Controle biológico do ácaro rajado com ácaros predadores fitoseídeos (Acari: Tetranychidae, Phytoseiidae) em culturas de pepino e morango. Scientia Agricola, v. 51, p. 75-81. 1994. WOLSTENHOLME, A. J.; ROGERS, A. T. Glutamate-gated chloride channels and the mode of action of the avermectin/milbemycin anthelmintics. Parasitology. v. 131, p. 85-95. 2005.

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