UNIVERSIDADE FEDERAL DE PELOTAS FACULDADE DE...
95
UNIVERSIDADE FEDERAL DE PELOTAS FACULDADE DE AGRONOMIA ELISEU MACIEL CURSO DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIA E TECNOLOGIA AGROINDUSTRIAL DESACETILAÇÃO DE XANTANA: INFLUÊNCIA NO COMPORTAMENTO REOLÓGICO ELLEN PORTO PINTO Pelotas, 2005.
Transcript of UNIVERSIDADE FEDERAL DE PELOTAS FACULDADE DE...
UNIVERSIDADE FEDERAL DE PELOTAS
FACULDADE DE AGRONOMIA ELISEU MACIEL CURSO DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIA E TECNOLOGIA AGROINDUSTRIAL
DESACETILAÇÃO DE XANTANA: INFLUÊNCIA NO COMPORTAMENTO REOLÓGICO
ELLEN PORTO PINTO
Pelotas, 2005.
ELLEN PORTO PINTO
DESACETILAÇÃO DE XANTANA: INFLUÊNCIA NO COMPORTAMENTO REOLÓGICO
DISSERTAÇÃO apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Ciência e Tecnologia Agroindustrial da Faculdade de Agronomia Eliseu Maciel da UNIVERSIDADE FEDERAL DE PELOTAS, como requisito parcial à obtenção do título de Mestre em Ciências.
Orientadora: Prof.a Dr.a Claire Tondo Vendruscolo
Co-Orientadora: Dr.a Lígia Furlan
Pelotas, 2005.
Dados de catalogação na fonte: Ubirajara Buddin Cruz – CRB-10/901 Biblioteca de Ciência & Tecnologia - UFPel
P659d Pinto, Ellen Porto
Desacetilação de xantana: influência no comportamento reológico / Ellen Porto Pinto ; orientador Claire Tondo Vendruscolo ; co-orientador Lígia Furlan. – Pelotas, 2005. – 95f. ; il. – Dissertação (Mestrado). Programa de Pós-Graduação em Ciência e Tecnologia Agroindustrial. Área de concentração: Microbiologia. Faculdade de Agronomia Eliseu Maciel. Universidade Federal de Pelotas. Pelotas, 2005.
1.Xantana. 2.Xanthomonas campestris. 3.Desacetilação.
4.Comportamento reológico. I.Vendruscolo, Claire Tondo. II.Furlan, Lígia. III.Título.
CDD: 576.162
BANCA EXAMINADORA: Prof.a Dr.a Claire Tondo Vendruscolo Dr.a Lígia Furlan Dr.a Angelita da Silveira Moreira Prof.a Dr.a Francine Ferreira Padilha
Dedico...
Aos meus queridos pais, Egon e
Lourdes, pois sem eles nada seria
possível.
AGRADECIMENTOS
A Deus que meu deu força para superar as dificuldades e que mesmo nos
momentos mais difíceis fez com que eu nunca desistisse.
Aos meus pais por todo amor, apoio e dedicação.
Aos meus familiares e amigos pelo carinho, amizade e incentivo.
Ao Thiago pelo amor e compreensão.
À Universidade Federal de Pelotas pela oportunidade de realizar o curso de
Pós-Graduação.
À Fundação Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior
(CAPES) pela concessão da bolsa de estudos.
À Professora Dr.a Claire Tondo Vendruscolo pelos ensinamentos e
oportunidade concedidos para a realização do trabalho e ao longo do curso.
À Professora Dr.a Lígia Furlan pela valiosa orientação, disponibilidade,
atenção e apoio concedidos durante a execução e desenvolvimento do trabalho.
À Dr.a Angelita da Silveira Moreira pelos conhecimentos transmitidos desde
o início das minhas atividades no Laboratório de Biopolímeros.
Aos professores do Programa de Pós-Graduação em Ciência e Tecnologia
Agroindustrial pelos ensinamentos transmitidos.
Ao Professor Dr. César Rombaldi pela disponibilização do espectrofotômetro
e aos colegas do Laboratório de Biotecnologia de Alimentos pelo auxílio na
utilização do equipamento.
À Técnica de Laboratório Geneci pela colaboração prestada durante a
realização do trabalho.
À Déia pelo carinho, amizade, atenção e auxílio; pois mesmo antes do nosso
nascimento já compartilhávamos vários momentos e até hoje continuamos trilhando
os mesmos caminhos.
Aos colegas do Centro de Biotecnologia, em especial aos amigos do
Laboratório de Biopolímeros: Carol I, Bilica, Ruti, Sabrina, Timm, Clarice, Lu, Carol II
e Rudah pela amizade, incentivo diário e cooperação.
E a todos que direta ou indiretamente contribuíram de alguma forma para a
realização deste trabalho.
“Só acreditando chegamos lá”.
SUMÁRIO Lista de Figuras ......................................................................................................... 11
Lista de Tabelas ........................................................................................................ 13
Resumo ..................................................................................................................... 15
Introdução Geral ........................................................................................................ 17
Hipótese .................................................................................................................... 18
Objetivo Geral ........................................................................................................... 18
Objetivos Específicos ................................................................................................ 18
Revisão de Literatura ................................................................................................ 19
1. Xantana .............................................................................................................. 19
2. Produção de Xantana ........................................................................................ 20
3. Estrutura ............................................................................................................. 21
4. Influência das Condições de Fermentação ........................................................ 23
5. Modificações da Xantana ................................................................................... 25
6. Propriedades Reológicas da Xantana ................................................................ 28
7. Técnicas de Caracterização da Xantana............................................................ 31
1º Artigo ..................................................................................................................... 36
Resumo ..................................................................................................................... 36
Abstract ..................................................................................................................... 37
1 Introdução .......................................................................................................... 41
2 Material e Métodos ............................................................................................. 42
2.1 Biopolímero ...................................................................................... 42
2.2 Purificação do Biopolímero............................................................... 42
2.3 Modificação Química ........................................................................ 43
2.4 Determinação de Sódio e Potássio .................................................. 43
2.5 Avaliação da Viscosidade ................................................................ 44
2.6 Determinação do Grau de Acetilação ............................................... 44
2.7 Determinação do Grau de Piruvatação ............................................ 45
2.8 Análise Espectroscópica no Infravermelho ...................................... 46
2.9 Análise Estatística ............................................................................ 46
3 Resultados e Discussão ..................................................................................... 47
3.1 Teores de Sódio e Potássio ............................................................. 47
3.2 Viscosidade ...................................................................................... 48
3.3 Grau de Acetilação ........................................................................... 53
3.4 Grau de Acetilação vs Viscosidade .................................................. 55
3.5 Grau de Piruvatação ........................................................................ 57
3.6 Espectroscopia no Infravermelho ..................................................... 59
4 Conclusões ........................................................................................................ 60
5 Referências ........................................................................................................ 61
2º Artigo ..................................................................................................................... 66
Resumo ..................................................................................................................... 66
Abstract ..................................................................................................................... 68
1 Introdução .......................................................................................................... 67
2 Material e Métodos ............................................................................................. 68
2.1 Microrganismo .................................................................................. 68
2.2 Produção do Biopolímero ................................................................. 68
2.3 Purificação do Biopolímero............................................................... 69
2.4 Modificação Química ........................................................................ 69
2.5 Determinação de Sódio e Potássio .................................................. 70
2.6 Avaliação da Viscosidade ................................................................ 70
2.7 Determinação do Grau de Acetilação ............................................... 71
2.8 Determinação do Grau de Piruvatação ............................................ 72
2.9 Análise Espectroscópica no Infravermelho ...................................... 72
2.10 Análise Estatística ........................................................................ 73
3 Resultados e Discussão ..................................................................................... 73
3.1 Teores de Sódio e Potássio ............................................................. 73
3.2 Grau de Acetilação ........................................................................... 74
3.3 Viscosidade ...................................................................................... 75
3.4 Grau de Acetilação vs Viscosidade .................................................. 78
3.5 Grau de Piruvatação ........................................................................ 80
3.6 Espectroscopia no Infravermelho ..................................................... 81
4 Conclusões ........................................................................................................ 82
5 Referências ........................................................................................................ 83
Conclusões Gerais .................................................................................................... 89
Abstract ..................................................................................................................... 90
Referências ............................................................................................................... 89
LISTA DE FIGURAS
FIGURA 1 Estrutura primária da xantana........................................................... 24
FIGURA 2 Reação esquemática de desacetilação da xantana.......................... 28
FIGURA 3 Viscosidade (mPa.s) vs taxa de deformação (s-1) das soluções
aquosas a 1% (m/v) de xantana natural (dialisada e não dialisada)
e submetida a diferentes condições de desacetilação...................... 46
FIGURA 4 Viscosidade (mPa.s) vs taxa de deformação (s-1) das soluções
aquosas a 1% (m/v) de xantana desacetilada com concentração
de solvente de 0,01mol L-1 (concentração de biopolímero de 0,5%)
em diferentes tempos e temperaturas............................................... 51
FIGURA 5 Grau de acetilação (%) vs viscosidade (Pa.s) da xantana
comercial, xantana comercial dialisada, xantana comercial
dialisada desacetilada com concentração de 0,01mol L-1 dos
diferentes álcalis e concentração de biopolímero 0,5 e 1%, a
25ºC................................................................................................... 54
FIGURA 6 Grau de acetilação (%) vs viscosidade (Pa.s) da xantana comercial
dialisada desacetilada com 0,01mol L-1 de hidróxido de amônio
(concentração de biopolímero 0,5%) em 45 e 65ºC por 3, 6, 9 e 12
horas.................................................................................................. 55
FIGURA 7 Espectros na região do infravermelho, em pastilha de KBr: xantana
comercial dialisada, xantana desacetilada com 0,01mol L-1 de
hidróxido de amônio e xantana desacetilada com 0,01mol L-1
hidróxido de sódio (concentração de biopolímero de 0,5%)............. 58
FIGURA 8 Viscosidade (mPa.s) vs taxa de deformação (s-1) dos biopolímeros
desacetilados sintetizados pela Xanthomonas campestris pv pruni
cepa 101............................................................................................ 76
FIGURA 9 Viscosidade (mPa.s) vs taxa de deformação (s-1) dos biopolímeros
sintetizados pela Xanthomonas campestris pv pruni cepa 101 77
desacetilados com 0,01mol L-1 de hidróxido de amônio, a 25 e
45ºC....................................................................................................
FIGURA 10 Grau de acetilação vs viscosidade da xantana sintetizada pela
Xanthomonas campestris pv pruni cepa 101, dialisada,
desacetilada com 0,01mol L-1 de hidróxido de potássio, hidróxido
de sódio e hidróxido de amônio......................................................... 78
FIGURA 11 Espectros na região do infravermelho, em pastilha de KBr: xantana
sintetizada pela Xanthomonas campestris pv pruni cepa 101
dialisada, desacetilada com 0,01mol L-1 de hidróxido de amônio e
desacetilada com 0,01mol L-1 hidróxido de sódio.............................. 81
LISTA DE TABELAS
TABELA 1 Teores de sódio e potássio (%) da xantana comercial, xantana
comercial dialisada e xantana comercial dialisada desacetilada
com 0,01mol L-1 de hidróxido de amônio e concentração de
biopolímero de 0,5%.......................................................................... 45
TABELA 2 Viscosidade (mPa.s) a 25ºC das soluções aquosas a 1% (m/v),
das xantanas recuperadas das soluções de 0,5% e 1% após
diferentes condições de desacetilação.............................................. 47
TABELA 3 Viscosidade (mPa.s) a 25ºC das soluções aquosas a 1% (m/v) da
xantana desacetilada com 0,01mol L-1 do álcali e concentração de
biopolímero de 0,5%.......................................................................... 49
TABELA 4 Viscosidade (mPa.s) a 25ºC das soluções aquosas a 1% (m/v) da
xantana desacetilada com 0,01mol L-1 de hidróxido de amônio e
concentração de biopolímero de 0,5% em diferentes tempos e
temperaturas de reação.................................................................... 50
TABELA 5 Teores de grupos acetil (%) da xantana comercial, xantana
comercial dialisada e xantana comercial dialisada desacetilada
com 0,01mol L-1 de hidróxido de amônio e concentração de
biopolímero de 0,5 e 1%.................................................................... 52
TABELA 6 Teores de grupos acetil (%) da xantana comercial dialisada
desacetilada com 0,01mol L-1 de hidróxido de amônio e
concentração de biopolímero de 0,5% em diferentes tempos e
temperaturas de reação.................................................................... 53
TABELA 7 Teores de grupos piruvato (%) da xantana comercial, xantana
comercial dialisada e xantana comercial dialisada desacetilada
com 0,01mol L-1 de hidróxido de amônio e concentração de
biopolímero de 0,5 e 1%, a 25ºC....................................................... 56
TABELA 8 Teores de grupos piruvato (%) da xantana comercial dialisada
desacetilada com 0,01mol L-1 hidróxido de amônio e concentração
de biopolímero de 0,5% em diferentes tempos e temperaturas de
reação................................................................................................
56
TABELA 9 Teores de sódio e potássio (%) da xantana sintetizada pela
Xanthomonas campestris pv pruni cepa 101, dialisada e
desacetilada com 0,01mol L-1 de hidróxido de amônio e
concentração de biopolímero de 0,5%.............................................. 73
TABELA 10 Teor de grupos acetil (%) da xantana sintetizada pela
Xanthomonas campestris cepa 101, dialisada e desacetilada com
0,01mol L-1 de álcalis e concentração de biopolímero de
0,5%................................................................................................... 77
TABELA 11 Viscosidade (mPa.s) a 25ºC da solução aquosa a 1% (m/v) da
xantana sintetizada pela Xanthomonas campestris pv pruni cepa
101, dialisada e desacetilada com 0,01mol L-1 de álcalis e
concentração de biopolímero de 0,5%, a 25 e 45ºC......................... 74
TABELA 12 Teor de grupos piruvato (%) da xantana sintetizada pela
Xanthomonas campestris cepa 101, dialisada e desacetilada com
0,01mol L-1 de álcalis e concentração de biopolímero de
0,5%................................................................................................... 79
RESUMO PINTO, Ellen P. Desacetilação de xantana: influência no comportamento reológico. 2005. 95f. Dissertação (Mestrado em Ciência e Tecnologia Agroindustrial) – Faculdade de Agronomia Eliseu Maciel, Universidade Federal de Pelotas, Pelotas.
Reações químicas podem ser efetuadas para remoção dos grupos acetil da cadeia lateral da molécula da xantana. Esta mudança estrutural do biopolímero pode ser conseguida através da reação de desacetilação, tornado-se uma opção para potencializar seu comportamento reológico. Primeiramente, a fim de adequar um método para remoção dos grupos acetil, utilizou-se uma xantana comercial; estudou-se a influência dos parâmetros de reação sobre o teor de acetilação e qualidade do biopolímero resultante. As reações de desacetilação foram conduzidas com variação dos parâmetros: concentrações do biopolímero e álcalis, tempo e temperatura. Foram efetuadas análises dos teores de sódio e potássio, do grau de acetilação e piruvatação, da viscosidade e espectroscopia no infravermelho das amostras. Observou-se que a purificação do biopolímero pela técnica de diálise propiciou uma remoção parcial dos íons sódio e potássio e que estes íons influenciam na viscosidade da xantana. A propriedade de pseudoplasticidade foi mantida após a modificação química do biopolímero. A viscosidade da xantana aumentou com o incremento da concentração de álcali empregada na reação de desacetilação, exceto quando foi empregado hidróxido de potássio. A concentração do biopolímero utilizada para efetuar a reação de desacetilação praticamente não influenciou na viscosidade das soluções. As maiores viscosidades (680 e 910mPa.s a 10s-1) foram observadas utilizando a base fraca hidróxido de amônio nas concentrações de 0,005 e 0,01mol L-1, respectivamente; sendo superior a xantana comercial adicionada de sais (430mPa.s a 10s-1). O grau de acetilação e a viscosidade da xantana diminuíram na medida em que se utilizou uma base mais forte (0,01mol L-1) e maior tempo (12 horas) e temperatura (65ºC) na reação de desacetilação. O grau de piruvatação da xantana modificada quimicamente não variou, conseqüentemente, não está relacionado à viscosidade nas condições testadas. A xantana comercial desacetilada apresentou viscosidade 53% superior a xantana adicionada de sais com a utilização dos seguintes parâmetros de reação: 0,5 e 1% de biopolímero, 0,01mol L-1 de hidróxido de amônio, 25ºC por 3 horas. No entanto, a remoção de grupos acetil maior que 10% proporciona um decréscimo de 55% da viscosidade. Os melhores parâmetros selecionados na primeira etapa foram utilizados para estudar a influência da desacetilação nas propriedades da xantana sintetizada pela Xanthomonas campestris pv pruni cepa 101, efetuando as mesmas análises. A purificação do biopolímero propiciou uma remoção parcial dos íons sódio e potássio. A maior viscosidade (1170mPa.s a 10s-1) foi observada com a utilização de hidróxido de amônio decrescendo à medida que foi empregado hidróxido de potássio
(591mPa.s a 10s-1) e sódio (490mPa.s a 10s-1). Verificou-se que a viscosidade praticamente manteve-se constante quando a temperatura de reação aumentou de 25ºC para 45ºC, contudo, o teor de grupos acetil decresceu. O emprego de hidróxido de amônio na reação de desacetilação proporciona uma melhoria de 24% na viscosidade da xantana, no entanto, a remoção de grupos acetil é mais eficiente com a utilização de hidróxido de sódio obtendo-se uma redução de 81% destes grupos. O grau de piruvatação da xantana não variou e, conseqüentemente, não influenciou na viscosidade das xantanas desacetiladas. Os parâmetros de reação ideais para a xantana comercial também foram adequados para a xantana produzida pelo patovar pruni cepa 101, proporcionando a obtenção de um biopolímero desacetilado com qualidade reológica.
Palavras-chave: Xantana. Desacetilação. Comportamento Reológico.
INTRODUÇÃO GERAL
Biopolímeros microbianos são uma fonte potencial de polissacarídeos com
notáveis e diferenciadas propriedades. A xantana é um heteropolissacarídeo
biossintetizado por bactérias do gênero Xanthomonas durante processo
fermentativo. A maioria de suas aplicações é originária dos benefícios funcionais que
proporciona, e esta funcionalidade é conseqüência direta de sua singular estrutura
molecular.
Sua utilização industrial está baseada nas suas características físicas, ou
seja, na sua habilidade de alterar as propriedades básicas da água e na sua
capacidade de espessamento, estabilização, emulsificação, suspensão e gelificação
quando associada com outros polissacarídeos (MANRESA et al., 1987). Soluções de
xantana possuem alta viscosidade em baixas concentrações, boa estabilidade em
uma ampla faixa de temperatura, pH e concentração de sais (ROCKS, 1971;
COTTRELL; KANG, 1978). Por estas razões a xantana tem sido bastante
empregada na indústria alimentícia, petrolífera, farmacêutica, cosmética, têxtil, de
papéis e tintas (SUTHERLAND, 1993).
A produção de novos polissacarídeos através de processos biotecnológicos
envolve altos custos com programas de triagem de cepas e com a adequação do
sistema de produção. Portanto, a busca por novos compostos pode ser dificultada
pelo tempo necessário e infinidade de testes que devem ser aplicados, já que a
qualidade depende da genética e das condições operacionais utilizadas. Assim, uma
alternativa viável seria a modificação pela ação química da estrutura molecular dos
compostos existentes, a fim de obter-se materiais com novas propriedades e usos
diferenciados.
Reações químicas podem ser efetuadas para remoção dos grupos acetil e
piruvato da cadeia lateral da molécula da xantana. Segundo alguns autores, a
proporção destes substituintes influencia nas propriedades reológicas do
biopolímero (SLONEKER; JEANES, 1962; SANDFORD et al., 1977; SMITH; PACE,
1981; CHEETHAM; NORMA, 1989; TAKO; NAKAMURA, 1984).
18
A desacetilação é uma reação de hidrólise alcalina que remove os grupos
acetil presentes na cadeia lateral da xantana. Esta mudança estrutural é realizada
no biopolímero após sua obtenção, ou seja, no produto final. Esta modificação pode
ser uma opção para potencializar suas características reológicas, ou ainda ser
utilizada em estudos de sinergismo e “crosslinking” com outros polissacarídeos,
estabelecendo novas aplicações para este biopolímero.
HIPÓTESE
Mudança química por desacetilação da xantana potencializa suas
propriedades reológicas.
OBJETIVO GERAL
Avaliar os parâmetros de reação para a desacetilação de uma xantana
comercial, proveniente do patovar campestris, e a sintetizada pela bactéria
Xanthomonas campestris pv pruni cepa 101.
OBJETIVOS ESPECÍFICOS
• Avaliar o efeito da temperatura, tempo de reação, concentrações dos
biopolímeros e álcalis na reação de desacetilação;
• Estudar a influência na viscosidade dos íons sódio e potássio presentes
na xantana comercial, xantana sintetizada pela cepa 101 e desacetiladas;
• Avaliar a viscosidade dos biopolímeros;
• Determinar os teores de acetil e piruvato dos biopolímeros;
• Analisar pela técnica de espectroscopia vibracional de absorção no
infravermelho os biopolímeros desacetilados.
REVISÃO DE LITERATURA
1. XANTANA
Polissacarídeos são macromoléculas naturais formadas pela polimerização
de monossacarídeos ou seus derivados, unidos por ligações glicosídicas. São
substâncias de alto peso molecular, que durante a biossíntese, apresentam maior
facilidade de combinações possíveis. Isto permite a formação de ramificações com
diversos tipos de monossacarídeos com diferentes configurações (BOBBIO, F.;
BOBBIO, P., 1992).
Estes compostos podem ser provenientes de plantas aquáticas (ágar,
alginato e carragena); de plantas terrestres, oriundos da própria estrutura (celulose,
pectina e amido), das sementes (goma guar e locusta), de exudatos (goma arábica,
karaya e tragacante); e de microrganismos (xantana, dextrana e gelana) os quais
são conhecidos como biopolímeros (BOBBIO, P.; BOBBIO, F., 1992).
Polissacarídeos microbianos podem ser homopolissacarídeos, compostos
por um único monossacarídeo, ou heteropolissacarídeos, quando sua estrutura
contiver diferentes monossacarídeos. Além dos carboidratos, muitos polissacarídeos
deste tipo ainda podem conter substituintes orgânicos e inorgânicos como
componentes de sua estrutura (SUTHERLAND, 1994).
A produção de biopolímeros para o uso comercial por fermentação,
comparada com a extração de gomas de plantas superiores e algas, bem como os
polímeros sintéticos, oferece vantagens que incluem: a ampla diversidade de
biopolímeros produzidos por microrganismos; a produção, em quantidade e com alta
qualidade, independente das condições climáticas, conduzidas por fermentações
bem controladas e utilizando matéria-prima de qualidade constante; manipulação da
composição do produto e suas propriedades através de alterações nas condições de
fermentação (PACE; RIGHELATO, 1981).
20
A habilidade de sintetizar polissacarídeos é amplamente encontrada entre
espécies microbianas. Microrganismos como bactérias e fungos são capazes de
produzir três tipos de carboidratos poliméricos quanto à localização morfológica:
polissacarídeos extracelulares, que podem ser encontrados como uma cápsula que
envolve a célula microbiana (capsulares) ou como uma massa amorfa secretada
para o meio externo (livres); polissacarídeos estruturais, que fazem parte da parede
celular; ou polissacarídeos intracelulares (SUTHERLAND, 1982).
Bactérias do gênero Xanthomonas pertencem à família Pseudomonaceae,
apresentam-se como bastonetes retos e isolados, móveis por flagelo único polar,
gram negativas e estritamente aeróbias. Os microrganismos deste gênero são
fitopatogênicos, com exceção da Xanthomonas maltophilia.
Este gênero de bactérias é capaz de produzir polissacarídeos, embora
algumas espécies o façam mais eficientemente como a X. fragariae, X. oryzae e X.
campestris. Entre esta última espécie citada destacam-se os patovares pruni,
phaseoli, malvacearum, carotae, citrumelo e juglandis (HAYWARD, 1993).
Xantana foi à denominação dada ao heteropolissacarídeo extracelular livre,
produzido durante o processo de fermentação aeróbia de bactérias do gênero
Xanthomonas (LILLY, 1958).
2. PRODUÇÃO DE XANTANA
Na condução de uma fermentação, o preparo do inóculo e a fermentação
propriamente dita são as principais fases do processo. Na primeira, multiplica-se o
microrganismo em quantidade suficiente e em condições adequadas para assegurar
seu desenvolvimento na etapa seguinte (CADMUS et al., 1978; GARCÍA-OCHOA et
al., 2000).
O processo de fermentação pode ser realizado utilizando substratos sólidos
ou em meio líquido. A fermentação líquida em cultivo submerso é a mais comumente
utilizada por ser de fácil controle, possibilidade de variação do meio de cultivo, fácil
esterilização do meio, aeração estéril menos dispendiosa e a superfície bacteriana
fica inteiramente exposta ao meio facilitando as trocas metabólicas (REGULY, 2000).
Este tipo de processo pode ser efetuado de maneira descontínua ou
contínua. No procedimento descontínuo ou em batelada o cultivo de bactérias é
21
adicionado a um meio contendo os substratos necessários ao desenvolvimento do
microrganismo e são fornecidas as condições ideais para que as reações
aconteçam. No momento em que a concentração do produto atinge o valor máximo
o processo é terminado. Em escala laboratorial este método pode ser realizado em
agitadores orbitais ou em bioreatores. Nos agitadores orbitais apenas pode-se
controlar a temperatura, o tempo e a agitação do processo fermentativo, enquanto
que em bioreatores o controle é mais rigoroso sendo possível monitorar outros
parâmetros como pH e a concentração de oxigênio dissolvido. Ao passo que no
sistema contínuo, a operação é realizada adicionando-se continuadamente o meio
esterilizado que contém o substrato, enquanto os produtos de reação são removidos
sem a interrupção do processo.
A fermentação contínua fornece vantagens, em relação à técnica em
batelada, pois proporciona alta produtividade, o biopolímero formado pode ser obtido
sob condições fisiológicas altamente padronizadas e conseqüentemente pode
apresentar características físicas e químicas mais uniformes. Problemas com a
agitação, que muitas vezes, durante o processo pode ser insuficiente e com a
manutenção da esterilidade do sistema, podem ser citados como desvantagem
(SUTHERLAND, 1990).
O caldo resultante da fermentação contém o biopolímero, células, residual
de nutrientes e outros metabólitos (GARCÍA-OCHOA; CASAS; MOHEDANO, 1993).
O método específico de purificação a ser utilizado é determinado pelo uso final do
polissacarídeo. As principais etapas do processo de recuperação são a remoção das
células microbianas, precipitação do biopolímero, secagem e moagem (GALINDO,
1994). Nas formulações comerciais de xantana muitas vezes são adicionados sais,
predominantemente sais de potássio, mas também podem ser utilizados sais de
cálcio e sódio na forma de cloretos, para facilitar a solubilização, aumentar a
viscosidade e manter a estabilidade (JEANES; PITTSLEY; SENTI, 1961; MORRIS,
1996).
3. ESTRUTURA
A xantana produzida pela Xanthomonas campestris pv campestris, patovar
utilizado industrialmente, apresenta uma estrutura primária composta de repetidas
22
unidades pentassacarídicas, formada por unidades de glicose, manose e ácido
glicurônico, na proporção 2,8:3,0:2,0, além dos grupos acetil e piruvato
(SLONECKER; JEANES, 1962).
A cadeia principal da xantana consiste de unidades de β-D-glicose ligadas
na posição 1 e 4, que conferem rigidez à molécula. A estrutura química da cadeia
principal é idêntica à da celulose. A cadeia lateral é composta de β-D-manose-
(1→4)-β-D-ácido glicurônico-(1→2)-α-D-manose, ligados ao carbono 3 dos resíduos
de glicose da cadeia principal. A unidade terminal de β-D-manose pode apresentar
resíduos de ácido pirúvico ligados nas posições 4 e 6. O grupo acetil pode estar
ligado na posição 6 da unidade de α-D-manose (JANSSON; KEENE; LINDBERG,
1975; MELTON et al., 1976). Algumas manoses externas podem conter ainda um
segundo grupo acetil, como está ilustrado na Figura 1 (STANKOWSKI; MUELLER;
ZELLER, 1993). Estes substituintes podem estar ligados em variáveis proporções à
cadeia lateral, dependendo da cepa, das condições de crescimento bacteriano e dos
parâmetros que são empregados no processo de produção deste biopolímero
(CADMUS et al., 1976). Esta variação do grau de substituição tem sido explicada
pela baixa estabilidade química relativa de ambos os substituintes (DENTINI;
CRESCENZI; BLASI, 1984). As cadeias laterais conferem solubilidade em meio
aquoso (SUTHERLAND, 1994, 2001) e juntamente com os ácidos pirúvico e acético
concedem ionicidade a xantana, que além de aumentar a solubilidade também estão
relacionadas à conformação molecular (SHATWELL et al., 1990; SHATWELL e
SUTHERLAND, 1991).
A estrutura secundária da xantana tem sido investigada e dois modelos,
hélice simples e hélice dupla, são atribuídos para sua conformação em solução.
Morris (1977) propôs que a xantana em solução existia como uma estrutura
ordenada de hélice simples e que a cadeia lateral permanecia dobrada ao longo da
cadeia principal, tornado-se uma molécula linear rígida. No entanto, Stokke,
Elgsaeter e Smidsrod (1986), em seus estudos, sugeriram que a estrutura da
xantana apresentava-se como uma hélice dupla.
A molécula de xantana pode exibir uma conformação ordenada ou
desordenada em solução. Estudos têm demonstrado a existência de uma transição
da estrutura ordenada para desordenada, e isto ocorre por mudanças no pH, força
iônica e temperatura (MORRIS, 1995). Os grupos acetil e piruvato da molécula do
23
polissacarídeo influenciam na mudança conformacional e diferenças são facilmente
observadas nas preparações de xantana com diferentes proporções destes
substituintes. A presença dos grupos acetil na estrutura da xantana tem um efeito
estabilizante da forma ordenada do polissacarídeo, entretanto, os grupos piruvato
produzem um resultado oposto. Isto pode ser atribuído à repulsão eletrostática entre
os grupos piruvato. De modo inverso, as interações apolares dos grupos metil e
acetil apresentam um efeito de estabilização (SHATWELL et al., 1990).
FIGURA 1 - Estrutura primária da xantana. Fonte: MOLECULAR, 2005.
4. INFLUÊNCIA DAS CONDIÇÕES DE FERMENTAÇÃO
Mudanças no processo de fermentação, como a utilização de diferentes
espécies, patovares e cepas de Xanthomonas, composição do meio e condições
24
operacionais podem ocasionar variações na estrutura molecular do biopolímero
sintetizado.
As espécies e patovares da bactéria utilizados no processo de fermentação
influenciam na composição do biopolímero formado. Slonecker e Jeanes (1962)
reportaram que a xantana comercial sintetizada pela Xanthomonas campestris pv
campestris é composta de glicose, manose, ácido glicurônico, grupos acetil e
piruvato. Lowson e Symes (1977) relataram a presença de ramnose e xilose nos
polissacarídeos produzidos pelo patovar juglandis e phaseoli, respectivamente. A
xantana sintetizada pelo patovar pruni apresenta o monossacarídeo ramnose em
sua composição (SOUZA; VENDRUSCOLO, 1999).
Uma ampla variação no grau de piruvatação e acetilação de amostras de
xantana tem sido observada, quando numerosas cepas de Xanthomonas são
utilizadas para a produção do biopolímero (SUTHERLAND, 1981). Variações na
composição da xantana ocorrem em produtos provenientes de certas cepas
mutantes em que as cadeias laterais foram eliminadas (TAIT; SUTHERLAND, 1989).
A manutenção da cultura é importante para a estabilidade do processo de
produção de xantana. Entretanto, quando variações no tamanho das colônias da
bactéria ocorrem, são notadas mudanças no nível de substituição do grupo piruvato
na molécula do biopolímero (CADMUS et al., 1978).
O meio padrão para a produção de xantana contém fontes de carbono,
nitrogênio, íons fosfato, magnésio e elementos traços. Variações na composição
deste meio influenciam na estrutura do biopolímero produzido. Davidson (1978)
relatou maior substituição de grupos piruvato e menor conteúdo de acetil quando a
fonte de nitrogênio foi um nutriente limitante, porém Kennedy et al. (1982)
descreveram um aumento no grau de piruvatação quando a concentração de
nitrogênio foi aumentada. No entanto, nenhuma relação foi encontrada entre o grau
de piruvatação e a composição do meio por Trilsbach e seus colaboradores (1984).
A temperatura na qual a xantana é produzida tem significante impacto na
sua estrutura. Cadmus et al. (1978) e Shu e Yang (1990) concordaram que um
máximo de conteúdo de piruvato é obtido cultivando a bactéria a 27ºC. No entanto, o
conteúdo de acetil e piruvato diminuiu levemente quando ocorreu um aumento na
temperatura de cultivo (GARCÍA-OCHOA et al., 2000; CASAS; SANTOS; GARCÍA-
OCHOA , 2000).
25
Diferentes autores têm estudado o efeito do tempo de fermentação na
estrutura molecular da xantana. Tait, Sutherland e Clarke-Sturman (1986), Casas,
Santos e García-Ochoa (2000) e García-Ochoa et al. (2000) descreveram que a
concentração de acetil aumenta com o tempo de fermentação. Entretanto, o efeito
sobre o grau de piruvatação não está esclarecido o suficiente. Holzwarth (1979),
Flores, Torres e Galindo (1994), Casas, Santos e García-Ochoa (2000) e García-
Ochoa et al. (2000) apontaram um aumento da concentração de piruvato com o
tempo, embora outros autores não tenham observado nenhuma mudança
(TRILSBACH et al., 1984; TAIT; SUTHERLAND; CLARKE-STURMAN, 1986).
O peso molecular do biopolímero também é afetado por mudanças nas
condições operacionais. Este aumenta na ausência de limitação de oxigênio
(PETERS et al.,1993; FLORES; TORRES; GALINDO,1994) e com o tempo na
fermentação descontínua (GARCÍA-OCHOA et al., 2000; CASAS; SANTOS;
GARCÍA-OCHOA, 2000).
5. MODIFICAÇÕES DA XANTANA
Além das mudanças que podem ocorrer com a estrutura do polissacarídeo
durante seu processo de obtenção, modificações genéticas e químicas podem ser
efetuadas para o melhoramento das propriedades da xantana.
Métodos genéticos comuns podem ser utilizados na bactéria Xanthomonas
para modificação de sua rota biossintética, ou ainda, os substituintes da cadeia
lateral podem ser geneticamente controlados para a produção de polissacarídeos
com propriedades diferenciadas (BETLACH et al., 1987). Cepas mutantes
produtoras de xantana sem ácido glicurônico e grupos piruvato podem ser
construídas, bem como, com alto conteúdo de piruvato. A xantana em que o grupo
piruvato foi aumentado possui uma alta viscosidade em baixas concentrações
(SANDFORD et al. 1977), além de sua maior tolerância a elevados níveis de sais
(PHILLIPS et al., 1985).
Hassler e Doherty (1990), relataram que dois genes são responsáveis pela
acetilação dos resíduos de manose interna, e que tanto a manose interna como a
externa pode ser acetilada. Na xantana comercial, os resíduos de manose externa
que não são piruvatados podem ser acetilados (STANKOWSKI; MUELLER;
26
ZELLER, 1993). A acetilação diminui a viscosidade da xantana (HASSLER;
DOHERTY, 1990), e o máximo de viscosidade pode ser conseguido pelo bloqueio da
acetilação e aumento da piruvatação (HARDING; CLEARY; IELPI, 1994).
Técnicas de engenharia genética estão sendo empregadas para desenvolver
polissacarídeos baseados na xantana. Polissacarídeos com unidades trissacarídicas
que não possuem o ácido glicurônico em sua estrutura, exibem propriedades únicas
como alta viscosidade em relação a xantana sem modificação. Polissacarídeos com
unidades tetrassacarídicas isentos dos resíduos de manose terminais, apresentam
baixa viscosidade quando comparados com a xantana produzida por cepas não
modificadas, e similar viscosidade a xantana não piruvatada (VANDERSLICE et al.,
1989).
Outra alternativa para o melhoramento das propriedades da xantana é
modificar a sua estrutura quimicamente. Potenciais modificações incluem oxidação e
redução, mudando seus substituintes, alterando a cadeia lateral do polissacarídeo,
ou transferindo outras moléculas para a estrutura do biopolímero (BORN;
LANGENDORFF; BOULENGUER, 2002).
Os grupos acetil e piruvato podem ser eliminados da cadeia lateral da
xantana através de reações químicas. O grupo piruvato pode ser facilmente
removido submetendo o biopolímero a um meio ácido; normalmente utiliza-se ácido
oxálico (HOLZWARTH; OGLETREE, 1979) ou ácido trifluoroacético (BRADSHAW et
al., 1983) em temperatura elevada. No entanto, o grupo acetil é retirado da molécula
da xantana em meio básico (JEANES, 1974), onde é comum utilizar hidróxido de
sódio (DENTINI; CRESCENZI; BLASI, 1984), hidróxido de amônio (SHATWELL et
al., 1990) ou hidróxido de potássio (SLONECKER; JEANES, 1962) através de
métodos bastante variados.
A reação de desacetilação consiste em uma hidrólise alcalina, onde o grupo
éster que está ligado à α-D-manose da cadeia lateral da xantana é deslocado pelo
álcali havendo formação de sal e álcool (MORRISON, 1996), como está ilustrado na
Figura 2.
27
FIGURA 2 - Reação esquemática de desacetilação da xantana.
Fonte: AUTOR.
Muitos estudos estão sendo feitos com xantana modificada quimicamente
por desacetilação, com relação à influência nas suas propriedades e seu sinergismo
com outros polímeros. A xantana interage com galactomananas, como goma locusta
e guar, para formar soluções com viscosidade expressivamente maior do que a
esperada para os polímeros individualmente (ROCKS, 1971). A remoção química do
grupo acetil da molécula da xantana aumenta o sinergismo com estes polímeros,
pois o grupo acetil contribui para associação intramolecular e a cadeia lateral torna-
se mais flexível depois da desacetilação favorecendo a interação entre gomas
(TAKO; NAKAMURA, 1984, 1985).
No entanto, a influência dos grupos acetil na viscosidade da xantana ainda
não está bem esclarecida. Relatos da literatura demonstram que a viscosidade da
xantana pode ser melhorada através da remoção destes grupos (SLONECKER;
JEANES, 1962; TAKO; NAKAMURA, 1984), no entanto, outros não verificam
nenhum efeito nas propriedades reológicas do biopolímero (BRADSHAW et al.,
1983; CALLET; MILAS, RINAUDO, 1987; SHATWELL et al., 1990; SUTHERLAND;
TAIT, 1992).
Álcali+ CH3OH
28
6. PROPRIEDADES REOLÓGICAS DA XANTANA
Reologia é a ciência que estuda o fluxo e a deformação da matéria; para
este estudo são aplicadas tensões ou deformações no material e são analisadas as
suas respostas. A deformação é a medida da mudança de forma de um corpo
(BRETAS; SCURACCHIO, 2003). A propriedade reológica de interesse nos sólidos é
a sua elasticidade, e no caso dos líquidos é a sua viscosidade. Contudo, existem
materiais que não podem ser diferenciados facilmente em sólidos ou líquidos, e
nestes casos sua propriedade é a viscoelasticidade (SHAW, 1975).
Viscosidade é a capacidade do fluído de resistir ao escoamento, tal
resistência é causada pelo atrito interno das partículas (NAVARRO, 1997). A
viscosidade de uma solução polimérica é uma função do tamanho, forma e
conformação que adotam suas moléculas no solvente. Assim sendo, soluções de
biopolímeros são dispersões ou agregados de moléculas hidratadas, e seu
comportamento reológico é determinado pelo tamanho, forma, facilidade de
deformação ou flexibilidade, e presença e magnitude das cargas elétricas nessas
moléculas hidratadas ou agregados (BEMILLER; WHISTLER, 1996).
6.1 Influência da Taxa de Cisalhamento, Temperatura, Pressão e Tempo
A viscosidade dos biopolímeros pode ser significantemente afetada por
variáveis como a taxa de cisalhamento, temperatura, pressão e tempo de aplicação
do cisalhamento. Os fluídos podem ser newtonianos, ou seja, dependentes da
temperatura e pressão; ou não-newtonianos, os quais são dependentes do
cisalhamento aplicado e do tempo de sua aplicação (RAO, 1977). As soluções de
xantana são não-newtonianas e pseudoplásticas (ROCKS, 1971), fenômeno que é
caracterizado pela diminuição da viscosidade à medida que aumenta a taxa de
deformação aplicada ao sistema.
Esta característica da xantana facilita, por exemplo, operações de
bombeamento durante a produção de um alimento e faz com que produtos como
coberturas para salada fluam com facilidade das embalagens. A pseudoplasticidade
aumenta as qualidades sensoriais realçando o sabor e a sensação bucal percebida
durante a ingestão de um alimento (KATZBAUER, 1998). A xantana exibe
29
viscosidade baixa em taxas de cisalhamento entre 50 e 200s-1, valores equivalentes
à mastigação, fazendo com que o produto alimentício pareça menos viscoso ao
paladar e o sabor seja mais bem percebido (CHALLEN, 1994).
6.2 Influência dos Grupos Acetil e Piruvato
Como o conteúdo de acetil e piruvato presente na cadeia lateral da xantana
é variável conforme os parâmetros utilizados durante seu processo de produção,
inúmeras pesquisas têm sido realizadas com relação à influência destes grupos na
viscosidade da xantana.
Alguns estudos são compatíveis com a hipótese de que os grupos acetil e
piruvato melhoram a viscosidade da xantana. Segundo Slonecker e Jeanes (1962) a
remoção dos grupos acetil da xantana sintetizado pela Xanthomonas campestris pv
campestris cepa NRRL B-1459 promove um melhoramento das suas propriedades
físicas; por exemplo, o incremento de sua viscosidade na presença de sais.
Sandford et al. (1977) analisaram amostras de xantana procedentes de diferentes
cepas de Xanthomonas campestris com diversos graus de piruvatação, onde
concluíram que as xantanas com alto conteúdo de piruvato (4,0-4,8%) são mais
viscosas do que as com baixo conteúdo (2,5-3,0%), especialmente na presença de
sais. Smith e Pace (1981) examinaram xantana comercial com variados teores de
piruvato, provenientes de diferentes empresas, e verificaram que um alto teor de
piruvato proporcionou um aumento na viscosidade quando cloreto de potássio foi
adicionado nas soluções isentas de sais. Cheetham e Norma (1989) modificaram
quimicamente uma amostra de xantana comercial através da remoção dos grupos
piruvato e confirmaram as observações feitas por Smith e seus colaboradores. Tako
e Nakamura (1984) removeram os grupos acetil de uma amostra de xantana
comercial comparando o biopolímero natural e o desacetilado, onde observaram que
o material desacetilado apresentou uma alta viscoelasticidade em altas
concentrações. No entanto, a viscoelasticidade da xantana desacetilada decresceu
com o aumento da temperatura.
Em contraste com estes relatos, Bradshaw et al. (1983) preparam xantana
com vários conteúdos de acetil e piruvato oriundos de uma única xantana comercial,
e demonstraram que não houve mudança de viscosidade entre as diferentes
30
amostras analisadas. Callet, Milas e Rinaudo (1987) avaliaram soluções de xantana
modificada quimicamente através da remoção parcial dos grupos piruvato e acetil,
onde verificaram que estes substituintes não afetaram a viscosidade das soluções.
Igualmente, amostras de xantana provenientes de diferentes cepas de Xanthomonas
campestris com vários graus de acetilação mostraram viscosidades similares
(SHATWELL et al., 1990; SUTHERLAND; TAIT, 1992).
6.3 Influência da Adição de Sais e Mudanças de pH
Os sais influenciam na viscosidade das soluções aquosas de xantana.
Segundo Jeanes, Pittsley e Senti (1961), a adição de 0,1% de cloreto de sódio ou
cloreto de potássio aumenta a viscosidade das soluções aquosas de xantana em
concentrações de biopolímero entre 0,2% e 0,5%. Isto é resultado da estabilização
da estrutura ordenada da xantana pelo aumento da associação intermolecular. No
entanto, concentrações de biopolímero abaixo de 0,2%, a adição de sais causa leve
diminuição na viscosidade. Rocks (1971) relatou que soluções contendo 0,5% de
xantana têm a viscosidade aumentada com a adição de traços de sais Este
comportamento também foi verificado por Smith e Pace (1982), que atribuíram este
efeito à redução das dimensões moleculares resultando na diminuição das forças
eletrostáticas.
Muitos biopolímeros apresentam mudanças na viscosidade da solução
quando o pH é alterado. Entretanto, a viscosidade das soluções de xantana não é
influenciada por mudanças de pH entre 1 e 11, na presença de 0,1% de cloreto de
sódio (MORRIS, 1984).
6.3 Influência da Temperatura e Concentração do Biopolímero
Soluções de polissacarídeos exibem uma acentuada diminuição da
viscosidade com o aumento da temperatura, no entanto, a xantana adicionada de
sais pode manter sua estrutura ordenada e sua viscosidade até cerca de 100ºC.
Além disso, soluções de xantana que não contém sais mostram um aumento
anômalo da viscosidade durante o aquecimento, antes do esperado decréscimo
31
(JEANES; PITTSLEY; SENTI, 1961). García-Ochoa et al. (2000) constataram que a
viscosidade das soluções de xantana depende da temperatura na qual a viscosidade
foi mensurada, onde ocorre uma diminuição da viscosidade com o aumento da
temperatura; e da temperatura de dissolução da amostra, que apresenta um
comportamento diferenciado. A viscosidade diminui com o aumento de temperatura
até 40ºC, entre 40 e 60ºC um aumento é observado, e acima de 60ºC ocorre
novamente um declínio da viscosidade. Isto pode ser explicado pelas mudanças
conformacionais na molécula da xantana, que muda de uma forma ordenada (em
baixa temperatura de dissolução) para um estado desordenado (em alta temperatura
de dissolução) (MORRIS, 1977; MILAS; RINAUDO; TINLAND, 1979; GARCÍA-
OCHOA; CASAS, 1994).
As soluções de xantana são altamente viscosas mesmo em baixas
concentrações (ROCKS, 1971). Segundo García-Ochoa et al. (2000), a viscosidade
das soluções de xantana aumenta com a concentração do biopolímero. Atribui-se
este comportamento a interação molecular, aumentando a dimensão efetiva da
macromolécula e o peso molecular.
7. TÉCNICAS DE CARACTERIZAÇÃO DA XANTANA
Para caracterizar o biopolímero xantana diferentes parâmetros devem ser
levados em consideração, como a estrutura química, conteúdo de acetil e piruvato,
peso molecular, estrutura secundária e comportamento reológico (BORN;
LANGENDORFF; BOULENGUER, 2002).
O grupo acetil é um componente estrutural do polissacarídeo sintetizado por
bactérias do gênero Xanthomonas e sua proporção na cadeia polimérica influencia
nas propriedades do biopolímero. Diferentes técnicas podem ser utilizadas para
mensurar acetil em xantana, como titulação, método do ácido hidroxâmico e
espectroscopia vibracional de absorção no infravermelho. No método de titulação a
xantana deve ser previamente hidrolisada sobre condições alcalinas. O conteúdo de
acetil é determinado pela titulação do produto hidrolisado com o ácido resultando em
ácido acético. O conteúdo de acetil é igual à proporção entre a quantidade de álcali
utilizado para neutralizar o ácido acético formado e o número de unidades
monoméricas pentassacarídicas (SLONEKER; JEANES, 1962; RINAUDO et al.,
32
1983). Qualquer material ácido presente que possa reagir com o álcali pode interferir
no método. O grupo piruvato pode se decompor sobre condições ácidas produzindo
ácido acético, resultando em uma interferência positiva (TAYLOR; NASR-EL-DIN,
1993).
A reação entre ésteres e hidroxilamina produzindo ácido hidroxâmico tem
sido aplicada com sucesso para análise de muitos tipos de ésteres. A reação entre o
grupo éster da xantana com hidroxilamina à temperatura ambiente produz ácido
hidroxâmico. O ácido hidroxâmico forma com o íon férrico um complexo insolúvel
vermelho, entretanto, o ácido acetohidroxâmico proveniente dos grupos acetil
secundários forma um complexo solúvel vermelho que absorve luz em 520nm
(HESTRIN, 1949; MCCOMB; MCCREADY, 1957). Este método possui precisão de
±2% e não requer uma prévia hidrólise dos grupos acetil da xantana para sua
determinação (TAYLOR; NASR-EL-DIN, 1993).
A espectroscopia no infravermelho tem sido aplicada para determinação de
acetil em xantana em diversos estudos realizados por muitos autores (RINAUDO et
al., 1983; TAKO; NAKAMURA, 1988, 1989; TAKO, 1991, 1992; PAKDEE, 1995).
Esta técnica pode ser utilizada para identificação de compostos, na determinação de
grupos funcionais e nos estudos da estrutura molecular. A espectroscopia no
infravermelho estuda a transição das vibrações moleculares (KAWANO, 2003), e
modificações nestas vibrações resultam na absorção de luz na região do
infravermelho (MORRISON, 1996). A freqüência ou o comprimento de onda de uma
absorção depende das massas relativas dos átomos, das constantes de força das
ligações e da geometria dos átomos. As posições das bandas são expressas
atualmente em número de onda, cuja unidade é o centímetro inverso. No entanto, a
intensidade das bandas pode ser expressa em porcentagem de transmitância ou
absorbância. A radiação infravermelha corresponde à parte do espectro
eletromagnético situada entre as regiões do visível e microondas. A parte mais
estudada é a região de absorção no infravermelho médio que corresponde a faixa de
400 a 4000cm-1.
As vibrações moleculares podem ser classificadas como deformações axiais
ou angulares. Uma vibração de deformação axial é um movimento rítmico ao longo
do eixo da ligação que faz com que a distância interatômica aumente e diminua
alternadamente. As vibrações de deformação angular correspondem a variações
ritmadas de ligações que têm um átomo em comum ou o movimento de um grupo de
33
átomos em relação ao resto da molécula. Estas vibrações podem ser simétricas ou
assimétricas. O modo simétrico corresponde a um movimento de contração e
alongamento em fase, que não produz mudança no momento de dipolo da molécula
e é inativo no infravermelho. No modo assimétrico o movimento de estiramento
ocorre fora de fase, ou seja, uma das ligações se estende e a outra se contrai,
alterando o momento de dipolo, sendo ativo no infravermelho.
É possível obter espectros de gases, líquidos e sólidos no infravermelho. Os
sólidos são examinados geralmente na forma de pó em suspensão ou de disco
prensado. As suspensões são preparadas pela moagem completa do sólido seguida
da adição de óleo de moagem e o pulverizado é examinado como um filme fino entre
placas planas de sal. Na técnica do disco prensado, a amostra é misturada por
moagem com brometo de potássio seco e pulverizado, sendo prensada em moldes
especiais sob pressão até formar um disco. Pode-se utilizar também disco prensado
de KBr, onde a amostra e o composto são moídos separadamente para evitar
possíveis interações químicas, e após são homogeneizados. A mistura de KBr com a
amostra é colocada em uma miniprensa, onde aplica-se pressão para formar um
disco fino e transparente.
A reação de desacetilação provoca modificações em certos grupos
funcionais presentes na estrutura molecular da xantana. Estas mudanças podem ser
detectadas através da espectroscopia vibracional de absorção no infravermelho, pois
cada grupo funcional apresenta vibrações em determinado comprimento de onda,
originando bandas de absorções características. Os espectros do biopolímero
xantana apresentam bandas entre 3400 e 3200cm-1, referentes ao grupo hidroxila
em ligação com o hidrogênio; em 2926cm-1, relativa à deformação axial assimétrica
do grupo metileno; próxima a 1375cm-1, correspondente à deformação angular
simétrica das ligações de C–H do grupo metila; entre 1650 e 1550cm-1, equivalente à
deformação axial assimétrica do ânion carboxilato; entre 1750 e 1715cm-1, referente
às vibrações de deformação axial da ligação C=O de ésteres e entre 1300 e
1000cm-1, à deformação axial da ligação C–O dos ésteres (SILVERSTEIN;
WEBSTER, 2000).
O ácido pirúvico é um composto amplamente distribuído na natureza como
um intermediário metabólico, fazendo parte da constituição de muitos compostos de
origem biológica. Este componente foi encontrado no polissacarídeo sintetizado pela
Xanthomonas campestris pv campestris cepa NRRL B-1459 por Slonecker e Orentas
34
(1961). Sua determinação em xantana pode ser realizada pelo método enzimático
que utiliza a lactato desidrogenase ou pelo colorimétrico onde é usado o composto
2,4-dinitrofenilhidrazina. A técnica enzimática foi discutida detalhadamente por
Duckworth e Yaphe (1970), baseado no trabalho de Hadjivassiliou e Reider (1968).
O grupo piruvato da xantana deve ser primeiramente hidrolisado utilizando ácido
oxálico ou ácido clorídrico diluído. O método é específico, requer de 3 a 5mg do
biopolímero e é facilmente executado (TAYLOR; NASR-EL-DIN, 1993).
O método da 2,4-dinitrofenilhidrazina tem sido usado amplamente na
determinação de piruvato em xantana (KOEPSELL; SHARPE, 1952; SLONECKER;
JEANES, 1962; SLONEKER; ORENTAS, 1962; CHEETHAM; PUNRUCKVONG,
1985; SHATWELL et al., 1990). O ácido pirúvico presente na xantana reage com
2,4-dinitrofenilhidrazina produzindo derivados 2,4-dinitrofenilhidrazona os quais são
mensurados colorimetricamente. Este método requer 2mL de amostra contendo
aproximadamente 2g/L de xantana hidrolisada e reprodutibilidade de 2%. A maior
desvantagem da técnica é o grande número de etapas envolvidas (TAYLOR; NASR-
EL-DIN, 1993).
Os grupos acetil e piruvato podem ainda ser mensurados simultaneamente
através de cromatografia líquida de alta eficiência (CHEETHAM; PUNRUCKVONG,
1985) ou por ressonância magnética nuclear (RINAUDO et al., 1983).
Os sais podem ser adicionados na xantana produzida industrialmente para
aumentar sua viscosidade ou sua capacidade de solubilização, entre os quais os
sais de sódio e potássio são os mais freqüentemente utilizados (KANG; PETTIT,
1993; MORRIS, 1996). Como exercem influência nas propriedades do biopolímero,
torna-se necessário determinar sua concentração nas amostras que servirão de
base para estudos laboratoriais. O potássio pode ser medido através de análise
titrimétrica, que se baseia na determinação do volume de uma solução de
concentração conhecida que reage quantitativamente com um volume conhecido da
solução que contém a substância a ser determinada. O potássio pode ser
mensurado por titulação de precipitação, que está fundamentada na combinação de
íons para formar um precipitado simples. O potássio pode ser precipitado por um
excesso de solução de tetrafenilborato de sódio na forma de tetrafenilborato de
potássio. O excesso de reagente é determinado pela titulação com solução de
nitrato de mercúrio. Entretanto, os íons potássio e sódio são comumente
determinados pela técnica de espectroscopia de emissão de chama. Quando uma
35
solução com um composto metálico, for aspirada por uma chama, forma-se um
vapor que contém átomos do metal. Alguns destes átomos do metal, no estado
gasoso, podem ser promovidos a um nível de energia suficientemente elevado para
que ocorra a emissão da radiação característica do metal como, por exemplo, a
radiação amarela característica que colore as chamas dos compostos de sódio.
Nesta técnica utiliza-se fotômetro de chama, onde a intensidade da radiação filtrada
de uma chama é medida com um detector fotoelétrico. O filtro, interposto entre a
chama e o detector (célula fotoelétrica), transmite apenas um raia intensa do
elemento. Em um equipamento simples o ar, a uma certa pressão, entra no
atomizador, e a sucção assim provocada arrasta a solução da amostra para o
atomizador, onde há a mistura com a corrente de ar, na forma de uma névoa fina,
que entra no combustor. No combustor há uma pequena câmara onde o ar encontra
o gás combustível injetado no combustor, sob pressão, e ocorre a queima. A
radiação da chama passa através de uma lente e de um filtro ótico que só dá
passagem à radiação característica do elemento investigado; esta radiação atinge a
fotocélula e a resposta é medida num sistema apropriado com um painel digital
(VOGEL, 1992).
Além das análises químicas da xantana, características físicas como suas
propriedades reológicas são importantes determinantes do comportamento
molecular e de sua aplicação final. A viscosidade é uma medida direta da qualidade
do fluído e fornece importantes informações sobre mudanças fundamentais de sua
estrutura durante um determinado processo (SHAW, 1975). A determinação
experimental do comportamento reológico pode ser realizada utilizando
equipamentos como viscosímetros e reômetros. Os reômetros são instrumentos
mais sofisticados onde podem ser mensuradas várias propriedades reológicas, um
maior número de parâmetros podem ser controlados e permitem a automatização
das sucessivas medidas e avaliação dos dados.
Apesar das excelentes propriedades da xantana, é preciso buscar
alternativas para potencializar sua qualidade reológica estabelecendo novas
utilizações para este biopolímero. Portanto, pesquisas são necessárias para
aperfeiçoar a produção de derivados de xantana através da adequação de uma
metodologia adequada para modificação deste polissacarídeo, para predizer e
caracterizar suas propriedades e identificar novas aplicações.
1º ARTIGO
DESACETILAÇÃO QUÍMICA DE XANTANA: PARÂMETROS DE REAÇÃO
E. P. Pinto1; L. Furlan2; C. T. Vendruscolo3
1Programa de Pós-Graduação em Ciência e Tecnologia Agroindustrial - UFPel 2UFPel/Centro de Pesquisa Agropecuária de Clima Temperado - EMBRAPA
3Laboratório de Biopolímeros - Centro de Biotecnologia - UFPel
Universidade Federal de Pelotas, CP 354, CEP 96010-900, Pelotas, RS, Brasil
RESUMO
Apesar da complexidade da molécula da xantana é possível modificar sua estrutura e conseqüentemente suas propriedades. Este biopolímero apresenta diferentes grupos funcionais os quais são passíveis de modificação química. Com o objetivo de adequar um método para remoção dos grupos acetil da xantana, a fim de verificar a influência dos parâmetros de reação sobre o teor de acetilação e qualidade do biopolímero resultante, reações de desacetilação química foram conduzidas com variação dos seguintes parâmetros: concentrações do biopolímero e álcalis, tempo e temperatura. As reações de desacetilação consistiram na hidrólise do biopolímero em condições alcalinas. As reações foram realizadas com duas concentrações de xantana (0,5 e 1%) e três concentrações de álcali (0,0025; 0,005 e 0,01mol L-1), sendo utilizados hidróxido de amônio, hidróxido de sódio e hidróxido de potássio. Depois de estabelecidas estas condições, foram estudados os parâmetros temperatura e tempo de reação. Os experimentos foram executados em duas temperaturas (45 e 65ºC), com tempos de reação de 3, 6, 9 e 12 horas. Foram efetuadas análises dos teores de sódio e potássio, do grau de acetilação e piruvatação, da viscosidade e espectroscópica vibracional de absorção no infravermelho das amostras. Observou-se que a purificação do biopolímero pela técnica de diálise propiciou uma remoção parcial dos íons sódio e potássio e que estes íons influenciam na viscosidade da xantana. A propriedade de pseudoplasticidade foi mantida após a modificação química do biopolímero. A viscosidade da xantana aumentou com o incremento da concentração de álcali empregada na reação de desacetilação, exceto quando foi empregado hidróxido de potássio. A concentração do biopolímero utilizada para efetuar a reação dedesacetilação praticamente não influenciou na viscosidade das soluções e no grau de acetilação. As maiores viscosidades (680 e 910mPa.s a 10s-1) foram observadas
utilizando a base fraca hidróxido de amônio nas concentrações de 0,005 e 0,01mol L-1, respectivamente; sendo superior a xantana comercial adicionada de sais (430mPa.s a 10s-1). O grau de acetilação e a viscosidade da xantana diminuíram na medida em que se utilizou uma base mais forte (0,01mol L-1) e maior tempo (12 horas) e temperatura (65ºC) na reação de desacetilação. O grau de piruvatação da xantana modificada quimicamente não variou, conseqüentemente, não está relacionado à viscosidade nas condições testadas. A xantana comercial desacetilada apresentou viscosidade 53% superior a xantana adicionada de sais com a utilização dos seguintes parâmetros de reação: 0,5 e 1% de biopolímero, 0,01mol L-1 de hidróxido de amônio, 25ºC por 3 horas. No entanto, a remoção de grupos acetil maior que 10% proporciona um decréscimo de 55% da viscosidade.
Palavras-chave: Xantana comercial. Desacetilação. Parâmetros de reação.
CHEMISTRY DEACETYLATION OF XANTHAN: REACTION PARAMETERS
E. P. Pinto1; L. Furlan2; C. T. Vendruscolo3
1Programa de Pós-Graduação em Ciência e Tecnologia Agroindustrial - UFPel 2UFPel/Centro de Pesquisa Agropecuária de Clima Temperado - EMBRAPA
3Laboratório de Biopolímeros - Centro de Biotecnologia - UFPel
Universidade Federal de Pelotas, CP 354, CEP 96010-900, Pelotas, RS, Brasil
ABSTRACT Despite complexity of the xanthan molecule it is possible to modify its structure consequently and its properties. This biopolymer presents different functional groups that are possible of chemical modification. With the objective to adjust a method for removal of the acetyl groups of the xanthan, in order to verify the influence of the parameters reaction about degree of acetylation and quality of the resultant biopolymer, reactions of chemical deacetylation had carried out with variation of the following parameters: biopolymer and alkalis concentrations, time and temperature. The deacetylation reactions consisted in hydrolysis of the biopolymer in alkaline conditions. The reactions were realized with two concentrations of xanthan (0.5 and 1%) and three alkali concentrations (0.0025; 0.005 and 0.01mol L-1), using sodium hydroxide, ammonium hydroxide and potassium hydroxide. After established these conditions, the parameters temperature and time of reaction had studied. The experiments had executed in two temperatures (45 and 65ºC), with times of reaction of 3, 6, 9 and 12 hours. Analyses of the content of sodium and potassium, of the degree of acetylation and pyruvatation, of the viscosity and infrared spectroscopic were realized in the samples. It was observed that the purification of the biopolymer by dialysis technique propitiated a partial removal of the irons sodium and potassium and that these irons influence in the viscosity of the xanthan. The pseudoplasticity property was kept after of the chemical modification of biopolymer. The viscosity of the xanthan increased with the increment of the alkali concentration used in the deacetylation reaction, except when was used potassium hydroxide. The concentration of the biopolymer used in the deacetylation reaction practically did not influence in the viscosity of the solutions and acetylation degree. Biggest viscosities (680 e 910mPa.s in 10s-1) were observed using the ammonium hydroxide 0,005 and 0,01mol L-1, respectively; superior the xanthan added of salts (430mPa.s in 10s-1). The degree of acetylation and the viscosity of the xanthan decreased when used a stronger alkali (0,01mol L-1) and bigger time (12 hours) and temperature (65ºC) in the deacetylation reaction. The degree of pyruvatation of the modified xanthan did not
vary, consequently not related to viscosity in the conditions tested. Deacetylated commercial xanthan showed 53% superior viscosity a xanthan added of salts with the use of the following reaction parameters: 0.5 and 1% of the biopolymer, 0.01mol L-1 ammonium hydroxide, 25ºC for 3 hours. However, a bigger removal of acetyl groups that 10% provide a 55% decrease of viscosity.
Keywords: Commercial xanthan. Deacetylation. Reaction parameters.
41
1 INTRODUÇÃO
Biopolímeros são produtos microbianos, biodegradáveis, que podem ser
manufaturados comercialmente através de tecnologias modernas e fornecem
alternativas para outras gomas tradicionais (SUTHERLAND e TAIT, 1992;
SUTHERLAND, 2001).
Bactérias do gênero Xanthomonas são responsáveis pela biossíntese do
polissacarídeo extracelular denominado xantana. A utilização industrial deste
polissacarídeo deriva de suas propriedades físico-químicas (SUTHERLAND, 1994).
A cadeia principal da xantana consiste de unidades de β-D-glicose ligadas
na posição 1 e 4, que conferem rigidez à molécula. A estrutura química da cadeia
principal é idêntica à da celulose. A cadeia lateral é composta de β-D-manose-
(1→4)-β-D-ácido glicurônico-(1→2)-α-D-manose, ligados ao carbono 3 dos resíduos
de glicose da cadeia principal. A unidade terminal de β-D-manose pode apresentar
resíduos de ácido pirúvico ligados nas posições 4 e 6. O grupo acetil pode estar
ligado na posição 6 da unidade de α-D-manose (JANSSON; KEENE; LINDBERG,
1975; MELTON et al., 1976). Algumas manoses externas podem conter ainda um
segundo grupo acetil (STANKOWSKI; MUELLER; ZELLER, 1993). Estes
substituintes podem estar ligados em variáveis proporções à cadeia lateral,
dependendo da cepa, das condições de crescimento bacteriano e dos parâmetros
que são empregados no processo de produção deste biopolímero (CADMUS et al.,
1976). As cadeias laterais conferem solubilidade em meio aquoso (SUTHERLAND,
1994, 2001) e juntamente com os ácidos pirúvico e acético concedem ionicidade a
xantana, que além de aumentar a solubilidade também estão relacionadas à
conformação molecular (SHATWELL et al., 1990; SHATWELL e SUTHERLAND,
1991).
Apesar da complexidade da molécula da xantana é possível modificar sua
estrutura e conseqüentemente suas propriedades. Este biopolímero apresenta
diferentes grupos funcionais os quais são passíveis de modificação química.
Alterações nos níveis dos substituintes acetil e piruvato podem afetar
significantemente as características reológicas da xantana (HARDING; CLEARY;
IELPI, 1994), embora existam divergências em relação à influência destes
componentes na viscosidade do biopolímero. Alguns autores consideram que estes
grupos aumentam a viscosidade da solução (SLONEKER; JEANES, 1962;
SANDFORD et al., 1977; SMITH; PACE, 1981; CHEETHAM; NORMA, 1989; TAKO;
NAKAMURA, 1984), já outros reportam que o acetil e piruvato não alteram a
viscosidade (BRADSHAW et al., 1983; CALLET; MILAS; RINAUDO, 1987;
SHATWELL et al., 1990; SUTHERLAND; TAIT, 1992). Portanto pesquisas são
necessárias para elucidar o verdadeiro papel destes radicais nas propriedades
reológicas da xantana, a fim de identificar novas aplicações para este biopolímero.
Vários autores (HOLZWARTH; OGLETREE, 1979; BRADSHAW et al., 1983;
DENTINI; CRESCENZI; BLASI, 1984; TAKO; NAKAMURA, 1984; COVIELLO et al.,
1986; CALLET; MILAS; RINAUDO, 1987; SHATWELL; SUTHERLAND, 1991;
LOPES et al.; 1992) têm descrito distintas metodologias para a reação de
desacetilação química da xantana. No entanto, nenhum estudo detalhado, até o
presente momento, foi realizado para demonstrar, efetivamente, a influência dos
parâmetros de reação sobre o teor de desacetilação e a qualidade reológica do
biopolímero resultante, de modo a estabelecer uma metodologia para esta reação.
Sendo assim, objetivando adequar um método para remoção dos grupos acetil da
xantana, reações de desacetilação química foram conduzidas com variação dos
seguintes parâmetros: concentrações do biopolímero e álcalis, tempo e temperatura.
2 MATERIAL E MÉTODOS
2.1 Biopolímero
Xantana comercial (Jungbunzlauer) finamente particulada (200mesh) foi
utilizada para o desenvolvimento deste experimento.
2.2 Purificação do Biopolímero
Soluções de xantana a 2% (m/v) foram dialisadas, sob agitação, em água
deionizada durante 48 horas a 4ºC, em membranas semipermeáveis de celulose
regenerada, com “cut-off” de peso molecular de 12.000-16.000D e porosidade de
43
24A°; a troca da água foi realizada três vezes ao dia. Após, as soluções de
biopolímeros foram secas em estufa a 56ºC e o material resultante triturado em
moinho de disco. As xantanas purificadas foram consideradas como padrão para
realização do experimento.
2.3 Modificação Química
As reações de desacetilação consistiram na hidrólise do biopolímero em
condições alcalinas. As reações foram realizadas com duas concentrações de
xantana (0,5 e 1%) e três concentrações de álcali (0,0025; 0,005 e 0,01mol L-1),
sendo utilizados hidróxido de amônio, hidróxido de sódio e hidróxido de potássio.
Frascos Erlenmeyers (250mL) contendo 125mL de cada solução,
respectivamente, foram incubados em agitador orbital (New Brunswick Scientific,
model Innova 4230), a 300rpm, a 25ºC por 3 horas.
Depois de otimizados os primeiros parâmetros de reação: concentrações do
biopolímero e álcalis empregados, foram estudados os parâmetros de temperatura e
tempo de reação. Para tal finalidade, os experimentos foram realizados em duas
temperaturas (45 e 65ºC), com tempos de reação de 3, 6, 9 e 12 horas.
Para todos os tratamentos, as soluções foram neutralizadas com 2mol L-1 de
ácido clorídrico. Os biopolímeros foram recuperados por precipitação com etanol
96ºGL na proporção de 1:4 (v/v). Estes foram secos em estufa a 56ºC até atingir
peso constante e triturados em moinho de disco (Fritsch, Pulverisette).
Complementarmente foram conduzidos ensaios em que as amostras foram
dialisadas após a desacetilação química como descrito anteriormente.
Todas as reações experimentais foram realizadas em triplicata.
2.4 Determinação de Sódio e Potássio
As amostras para análise dos íons sódio e potássio da xantana comercial,
xantana comercial dialisada e xantana comercial desacetilada com 0,01mol L-1 de
hidróxido de amônio (0,5% de biopolímero) foram preparadas segundo a AOAC
(1987). Os íons foram mensurados segundo ASTM (1981), através da técnica de
44
espectroscopia de emissão de chama em Fotômetro de Chama Cole Parmer Model
2655-00.
2.5 Avaliação da Viscosidade
A determinação da viscosidade das soluções aquosas de xantana
desacetilada nas diferentes condições de reação foi comparada com a viscosidade
de amostras de xantana comercial dialisada e não dialisada. Esta análise foi
utilizada como uma pré-seleção para a determinação da melhor condição de
desacetilação.
As soluções de xantana a 1% (m/v), em água deionizada, foram agitadas por
2 horas, aquecidas a 60ºC por 20 minutos e deixadas em repouso à temperatura
ambiente por 24 horas (XUEWU et al., 1996).
A determinação da viscosidade das soluções aquosas foi mensurada em
reômetro HAAKE RS150, no modo rotativo, a 25ºC. Foi utilizado sistema de cilindros
coaxiais, sensor DG41, taxa de deformação 0,01-100s-1, tempo de cada ensaio de
300 segundos, totalizando 50 pontos de aquisição.
2.6 Determinação do Grau de Acetilação
A determinação quantitativa de grupos acetil da xantana comercial dialisada,
não dialisada e modificada quimicamente foi realizada através de análise
colorimétrica.
Para a elaboração da curva padrão foi utilizado 0,1089g de β-D-glicose
pentacetato, a qual foi dissolvida através de aquecimento em 5mL de álcool etílico e
o volume foi completado para 100mL com água destilada. Foram transferidos 1, 2, 4,
5 e 7mL desta solução para balões volumétricos de 50mL e o volume foi completado
com água destilada. Alíquotas de 5mL destas soluções padrões representam 60,
120, 240, 300 e 420µg de acetil. Em um balão volumétrico de 25mL foram
adicionados 1mL da solução de cloridrato de hidroxilamina 37,5% (m/v), 1mL da
solução de hidróxido de sódio 94% (m/v), 5mL da solução padrão contida em cada
balão volumétrico de 50mL, preparado anteriormente, 5mL de solução metanólica
45
ácida 70,4% (m/v) e o volume final foi completado com solução de perclorato férrico.
A solução estoque de perclorato férrico foi preparada com 1,93g de cloreto férrico,
5mL de ácido clorídrico concentrado e 5mL de ácido perclórico 70%, os quais foram
evaporados em banho-maria quase até a secagem. Após evaporação, os 6mL
restantes foram transferidos para um balão volumétrico de 100mL e o volume foi
completado com água destilada. Transferiu-se 60mL da solução estoque para um
balão volumétrico de 500mL e o volume foi completado com metanol absoluto
resfriado. A prova em branco foi preparada com 5mL de água destilada. Após 5
minutos, foram realizadas as leituras em espectrofotômetro (Pharmacia Biotech
Ultrospec 2000) no comprimento de onda máximo de 520nm.
Para o preparo das amostras foi utilizado 0,1g de xantana a qual foi
dissolvida sobre vigorosa agitação em 25mL de solução de cloridrato de
hidroxilamina 37,5% (m/v) e 25mL de hidróxido de sódio 94% (m/v). Foram
transferidos 2mL desta solução para balão volumétrico de 25mL onde foram
adicionados 5mL de água destilada e 5mL de solução metanólica ácida 70,4% (m/v),
sendo o volume final completado com solução de perclorato férrico. Após 5 minutos
foram realizadas as leituras em espectrofotômetro a 520nm. Todas as reações
experimentais foram realizadas em triplicata (MCCOMB; MCCREADY, 1957).
2.7 Determinação do Grau de Piruvatação
A determinação quantitativa de grupos piruvato da xantana comercial
dialisada, não dialisada e modificada quimicamente foi realizada através de análise
colorimétrica.
Para a elaboração da curva padrão foi utilizada uma solução estoque 0,1mol
L-1 de piruvato de sódio. Por diluição, prepararam-se soluções nas concentrações de
0,01; 0,025; 0,05; 0,1; 0,2; 0,3; 0,4 e 0,5mmol L-1. A partir dessas, transferiu-se 1mL
para tubos de ensaio. A prova em branco foi preparada com 1mL de água destilada.
Em cada tubo foram adicionados 1mL da solução 2,4-dinitrofenilhidrazina, 1mL de
água destilada, os quais foram agitados e acondicionados em banho-maria a 37ºC
por 10 minutos e após foram resfriados imediatamente. Em seguida, foram
adicionados 5mL de hidróxido de amônio 0,6mol L-1 em cada tubo. As leituras foram
realizadas em espectrofotômetro a 420nm.
46
A hidrólise das amostras foi realizada utilizando solução de xantana a 1%
em ácido clorídrico 2mol L-1, em banho-maria a 80ºC por 16 horas. Foram
transferidos 2mL do material hidrolisado para um tubo de ensaio e adicionados
18mL de água destilada. A prova em branco foi preparada com 2mL de ácido
clorídrico 2mol L-1 e 18mL de água destilada. Foram transferidas alíquotas de 1mL
da solução anterior para tubo de ensaio realizando três repetições. A cada tubo
foram adicionados 1mL da solução 2,4-dinitrofenilhidrazina, 1mL de água destilada,
os quais foram agitados e posteriormente acondicionados em banho-maria a 37ºC
por 10 minutos e então resfriados imediatamente. Em seguida, foi adicionado 5mL
de hidróxido de amônio 0,6mol L-1 em cada tubo. As leituras foram realizadas em
espectrofotômetro a 420nm. A metodologia empregada foi baseada no trabalho
SLONECKER e ORENTAS (1962), com modificações. Todas as reações
experimentais foram realizadas em triplicata.
2.8 Análise Espectroscópica no Infravermelho
Os espectros de infravermelho da xantana comercial dialisada, desacetilada
com 0,01mol L-1 de hidróxido de sódio (0,5% de biopolímero) e desacetilada 0,01mol
L-1 de hidróxido de amônio (0,5% de biopolímero), foram obtidos dos compostos
pastilhados em brometo de potássio - grau espectroscópico, na faixa de 4000 -
400cm-1 em um espectrofotômetro FTLA 2000 BOOMEN, para observação dos
grupos funcionais.
2.9 Análise Estatística
A análise estatística dos dados dos teores de grupos acetil e piruvato foi
realizada através do teste de Kruskal-Wallis, admitindo nível de significância de 5%.
47
3 RESULTADOS E DISCUSSÃO
3.1 Teores de Sódio e Potássio
A xantana utilizada comercialmente é adicionada de sais, tendo como
finalidade facilitar a sua solubilização e aumentar sua viscosidade (JEANES;
PITTSLEY; SENTI, 1961; MORRIS, 1996). Portanto, a xantana comercial
empregada nos ensaios laboratoriais foi submetida a um processo de purificação. A
técnica de diálise foi utilizada para remoção de sais do biopolímero.
Os teores de sódio e potássio da xantana comercial, dialisada e
desacetilada, estão ilustrados na Tabela 1. A xantana analisada apresentou maior
teor de sódio (2,82%) do que de potássio (1,98%). A técnica de diálise empregada
para purificação das amostras do polissacarídeo propiciou uma remoção parcial
destes íons. Em relação a xantana comercial não purificada, o teor de sódio foi
reduzido 9,2% e 61,7% na xantana dialisada e desacetilada com hidróxido de
amônio, respectivamente. No entanto, houve uma maior redução no teor de potássio
que foi de 16,7% na xantana dialisada e 65,7% no biopolímero desacetilado com
hidróxido de amônio.
TABELA 1 - Teores de sódio e potássio (%) da xantana comercial, xantana comercial dialisada e xantana comercial dialisada desacetilada com 0,01mol L-1 de hidróxido de amônio e concentração de biopolímero de 0,5%
Biopolímeros Sódio (%) Potássio (%)
XC 2,82 1,98 XCd 2,56 1,65 XCD NH4OH 1,08 0,68 XC: xantana comercial XCd : xantana comercial dialisada XCD: xantana comercial dialisada desacetilada
48
3.2 Viscosidade
Todas as soluções aquosas de xantana analisadas apresentaram
comportamento pseudoplástico, como mostra a Figura 3. Em concordância com
estes resultados, Bradshaw et al. (1983) demonstraram que a pseudoplasticidade da
xantana comercial (Keltrol), amostra utilizada em seu estudo, permaneceu inalterada
após a modificação química.
FIGURA 3 - Viscosidade (mPa.s) vs taxa de deformação (s-1) das soluções aquosas a 1% (m/v) de xantana natural (dialisada e não dialisada) e submetida a diferentes condições de desacetilação.
Pela análise reológica observou-se que a viscosidade da xantana comercial
dialisada diminuiu (170mPa.s a 10s-1) em relação à amostra não purificada
(430mPa.s a 10s-1), provavelmente devido à eliminação dos sais de sódio e potássio
que são incorporados nas preparações comerciais. Segundo Whitcomb (1978), a
49
viscosidade do polissacarídeo purificado é inferior a xantana comercial sem
purificação. Borges (2004), observou comportamento similar avaliando amostras de
xantana comercial da mesma procedência que a utilizada neste experimento.
A viscosidade das soluções aquosas de xantana modificada quimicamente
aumentou com o incremento da concentração do álcali empregado, exceto no
biopolímero desacetilado com hidróxido de potássio 0,0025mol L-1 e 0,005mol L-1,
onde a viscosidade praticamente manteve-se. Portanto, definiu-se que a melhor
concentração da base para a reação de desacetilação foi de 0,01mol L-1, conforme
ilustra a Tabela 2. Resultados similares foram encontrados por Bradshaw e
colaboradores (1983), que utilizaram 0,015mol L-1 de hidróxido de potássio para
remoção dos grupos acetil da xantana comercial (Keltrol).
TABELA 2 - Viscosidade (mPa.s) a 25ºC das soluções aquosas a 1% (m/v), das xantanas recuperadas das soluções de 0,5% e 1% após diferentes condições de desacetilação
Biopolímeros Taxa de Deformação (s-1)
10 30 60 100 0,5% 1% 0,5% 1% 0,5% 1% 0,5% 1%
XC 430,0 430,0 180,0 180,0 110,0 110,0 76,9 76,9 XCd 170,0 170,0 67,5 67,5 41,0 41,0 29,8 29,8 XCD H2O 170,0 170,0 63,6 63,6 37,7 37,7 26,5 26,5 XCD KOH a 290,0 300,0 115,0 110,0 64,8 57,0 44,6 36,7 XCD KOH b 280,0 250,0 97,1 93,9 50,7 49,4 32,4 33,0 XCD KOH c 420,0 480,0 160,0 180,0 82,0 97,4 51,1 61,3 XCD NaOH a 200,0 170,0 72,8 67,4 40,6 41,1 27,6 29,4 XCD NaOH b 250,0 230,0 92,5 78,8 47,7 42,5 31,2 28,5 XCD NaOH c 410,0 390,0 170,0 160,0 100,0 98,5 70,6 70,3 XCD NH4OH a 370,0 360,0 140,0 130,0 74,9 71,7 50,0 48,2 XCD NH4OH b 680,0 540,0 230,0 200,0 120,0 120,0 82,4 79,3 XCD NH4OH c 910,0 920,0 350,0 350,0 190,0 180,0 130,0 120,0 a: 0,0025mol L-1, b: 0,005mol L-1, c: 0,01mol L-1 XC: xantana comercial XCd : xantana comercial dialisada XCD: xantana comercial dialisada submetida a 300rpm durante 3h, em solução aquosa (branco da acetilação)
50
De acordo com a Tabela 2, pode-se verificar que a concentração do
biopolímero utilizada praticamente não influenciou na viscosidade das soluções
aquosas de xantana.
As viscosidades das soluções aquosas foram influenciadas pelo álcali
utilizado nas reações de desacetilação. Viscosidades mais elevadas foram obtidas
com a utilização da base fraca (hidróxido de amônio) e os menores valores foram
observados com o emprego de base forte (hidróxido de sódio).
Na maioria das condições testadas as xantanas desacetiladas apresentaram
viscosidade superior a xantana dialisada, demonstrando que a desacetilação sob
agitação a temperatura ambiente em determinadas condições, pode incrementar a
viscosidade da xantana.
Pela análise dos resultados observou-se que as melhores viscosidades
foram obtidas utilizando hidróxido de amônio 0,005 e 0,01mol L-1 (concentração de
xantana 0,5 e 1%), sendo superiores a xantana comercial adicionada de sais,
demonstrando a excelente qualidade do biopolímero desacetilado. O biopolímero
desacetilado com 0,01mol L-1 de hidróxido de amônio apresentou viscosidade 53%
superior a xantana comercial sem purificação.
Com base nos resultados da triagem dos parâmetros de reação, selecionou-
se a concentração do biopolímero (0,5%) e concentração do álcali (0,01mol L-1),
para verificação da influência da reação de desacetilação na viscosidade da
xantana. Também foi realizada a purificação, via procedimento de diálise, dos
biopolímeros obtidos após a modificação química, com a finalidade de remover os
sais que ainda pudessem estar presentes. Comparando-se as amostras submetidas
ao processo de diálise inicial e final com as amostras que apenas foram purificadas
inicialmente, foi constatado que a viscosidade das soluções aquosas de xantana foi
mantida, comprovando que os dados obtidos neste estudo são apenas devido à
reação de modificação química a que o biopolímero foi submetido. No entanto, as
amostras desacetiladas que não foram purificadas apresentaram viscosidade
superior as demais, comprovando a influência dos sais presentes na xantana
comercial (Tab.3).
51
TABELA 3 - Viscosidade (mPa.s) a 25ºC das soluções aquosas a 1% (m/v) da xantana desacetilada com 0,01mol L-1 do álcali e concentração de biopolímero de 0,5%
Biopolímeros Taxa de deformação (s-1)
10 30 60 100 XC 430,0 180,0 110,0 76,9 XCd 170,0 67,5 41,0 29,8 XCDs KOH 860,0 340,0 180,0 120,0 XCDi KOH 420,0 160,0 82,0 51,1 XCDf KOH 420,0 170,0 97,2 68,5 XCDs NaOH 710,0 270,0 140,0 89,1 XCDi NaOH 410,0 170,0 100,0 70,6 XCDf NaOH 410,0 160,0 96,8 67,8 XCDs NH4OH 1040,0 370,0 200,0 130,0 XCDi NH4OH 910,0 350,0 190,0 130,0 XCDf NH4OH 890,0 300,0 180,0 130,0
XCd: xantana comercial dialisada XCDs: xantana comercial desacetilada XCDi: xantana comercial dialisada desacetilada XCDf: xantana comercial dialisada antes e após desacetilação
A Tabela 4 ilustra a influência do tempo e temperatura utilizados na reação
de desacetilação química da xantana. Comparando as temperaturas de 25 e 45ºC,
verificou-se que praticamente não houve uma grande mudança na viscosidade das
soluções aquosas de xantana desacetilada; com a temperatura de 65ºC obteve-se
biopolímeros desacetilados de viscosidade inferior aos demais tratamentos. Com
base nestes resultados, foi estabelecida a temperatura de 25ºC como ideal para a
desacetilação química.
52
TABELA 4 - Viscosidade (mPa.s) a 25ºC das soluções aquosas a 1% (m/v) da xantana desacetilada com 0,01mol L-1 de hidróxido de amônio e concentração de biopolímero de 0,5% em diferentes tempos e temperaturas de reação
Biopolímeros Taxa de deformação (s-1)
10 30 60 100 XCD 25ºC 3h 910,0 350,0 190,0 130,0 XCD 45ºC 3h 951,0 358,0 195,0 129,0 XCD 45ºC 6h 889,0 323,0 174,0 115,0 XCD 45ºC 9h 756,0 284,0 155,0 104,0 XCD 45ºC 12h 703,0 265,0 146,0 97,4 XCD 65ºC 3h 713,0 269,0 151,0 104,0 XCD 65ºC 6h 707,0 274,0 151,0 101,0 XCD 65ºC 9h 673,0 275,0 154,0 103,0 XCD 65ºC 12h 644,0 268,0 153,0 104,0
XCD: xantana comercial dialisada desacetilada
A Figura 4 mostra os dados de viscosidade da xantana desacetilada em
diferentes tempos e temperaturas de reação. O tempo de reação também exerceu
efeito sobre a viscosidade do biopolímero. Houve um decréscimo da viscosidade à
medida que se aumentou o tempo de reação de 3 para 12 horas. Portanto,
constatou-se que três horas para reação de desacetilação foi suficiente para obter
um biopolímero com qualidade reológica. Entretanto, alguns autores (TAKO;
NAKAMURA, 1986; CHOWDHURY; LINDBERG; LINDQUIST, 1987; CALLET;
MILAS; RINAUDO, 1987; LOPES et al., 1992; PAKDEE et al., 1995; GOYCOOLEA;
MILAS; RINAUDO, 2001) preconizam tempos maiores para reação de desacetilação,
como 16, 18 e 24 horas.
Em se tratando da análise econômica de um processo de modificação
química, tenta-se otimizar as condições de reação de tal forma que contribuam para
as características que são almejadas para um material com menor custo. Logo, a
determinação dos parâmetros tempo e temperatura são fundamentais para qualquer
processo dessa natureza.
53
FIGURA 4 - Viscosidade (mPa.s) vs taxa de deformação (s-1) das soluções aquosas a 1% (m/v) de xantana desacetilada com concentração de solvente de 0,01mol L-1 (concentração de biopolímero de 0,5%) em diferentes tempos e temperaturas.
3.3 Grau de Acetilação
A Tabela 5 apresenta a variação do grau de acetilação entre as amostras de
xantana comercial, xantana comercial dialisada e xantana comercial dialisada
desacetilada com 0,01mol L-1 de hidróxido de potássio, hidróxido de sódio e
hidróxido de amônio com concentração de biopolímero de 0,5 e 1%.
54
TABELA 5 - Teores de grupos acetil (%) da xantana comercial, xantana comercial dialisada e xantana comercial dialisada desacetilada com 0,01mol L-1 de hidróxido de amônio e concentração de biopolímero de 0,5 e 1%
Biopolímeros Acetil (%) Desvio Padrão XC 4,1 A 0,0635 XCd 4,0 AB 0,0808 XCD KOH 0,5% 1,4 AB 0,0755 XCD NaOH 0,5% 1,3 B 0,0693 XCD NH4OH 0,5% 3,6 AB 0,0000 XCD KOH 1% 1,4 AB 0,0693 XCD NaOH 1% 1,3 AB 0,0635 XCD NH4OH 1% 4,0 AB 0,0862 XC: xantana comercial XCd : xantana comercial dialisada XCD: xantana comercial dialisada desacetilada * Valores seguidos de letras iguais não diferiram pelo teste de Kruskal-Wallis em nível de significância 5%
Pela análise do teor de acetil das amostras verificou-se que estes variaram
de 4,1 a 1,3%. Slonecker e Jeanes (1962) encontraram o conteúdo de grupos acetil
de 4,6% para o biopolímero sintetizado pela Xanthomonas campestris NRRL B-
1459, cepa utilizada na produção industrial de xantana. O mesmo grau de acetilação
foi encontrado para uma amostra de xantana comercial (Taiyo Kagaku Co. Ltd) por
Tako e Nakamura (1984). Bradshaw et al. (1983) avaliando xantana comercial Keltrol
proveniente da Kelco encontraram 4,1% de acetil.
O grau de acetilação diminuiu a medida em que foi utilizada uma base mais
forte na reação de desacetilação. Ao utilizar hidróxido de sódio houve uma redução
de 67,5% do conteúdo de acetil em relação a xantana comercial dialisada. No
entanto, quando foi empregado hidróxido de amônio apenas 10% dos grupos foram
removidos (Tab.5), verificando-se então que a melhor condição de modificação
química seria com a utilização de 0,01mol L-1 de hidróxido de sódio, onde obteve-se
o maior grau de desacetilação.
A Tabela 6 apresenta os teores de acetil da xantana submetida a
desacetilação com a variação do tempo e temperatura de reação.
55
TABELA 6 - Teores de grupos acetil (%) da xantana comercial dialisada desacetilada com 0,01mol L-1 de hidróxido de amônio e concentração de biopolímero de 0,5% em diferentes tempos e temperaturas de reação
Biopolímeros Acetil (%) Desvio Padrão XCD 45ºC 3h 3,4 A 0,0866 XCD 45ºC 6h 3,1 AB 0,0693 XCD 45ºC 9h 2,9 AB 0,1674 XCD 45ºC 12h 2,2 AB 0,0000 XCD 65ºC 3h 3,3 AB 0,0173 XCD 65ºC 6h 2,9 AB 0,1767 XCD 65ºC 9h 2,5 AB 0,0173 XCD 65ºC 12h 2,0 B 0,0586 XCD: xantana comercial dialisada desacetilada
* Valores seguidos de letras iguais não diferiram pelo teste de Kruskal-Wallis em nível de significância 5%
Conforme os dados apresentados verificou-se que à medida que o tempo de
reação aumentou de 3 para 12 horas houve uma diminuição no teor de acetil das
amostras, não sendo considerado significativo ao nível de 5%. Os biopolímeros
desacetilados a 65ºC apresentaram um menor grau de acetilação do que os
desacetilados a 45ºC. Isto pode ser explicado pelo fato que o aumento do tempo e
temperatura favorecem a reação de hidrólise do biopolímero aumentando, portanto,
o grau de desacetilação.
3.4 Grau de Acetilação vs Viscosidade
A xantana desacetilada com hidróxido de sódio apresentou os menores
valores de viscosidade (410mPa.s a 10s-1) e grau de acetilação (1,3%), ou seja,
maior teor de desacetilação, quando comparada com o biopolímero submetido à
reação de hidrólise com hidróxido de amônio, onde os valores encontrados para
viscosidade e grau de acetilação foram de 910mPa.s a 10s-1 e 3,6%,
respectivamente (Fig.5). Embora as reações com bases mais fortes como hidróxido
de sódio e hidróxido de potássio propiciem uma reação mais efetiva em termos de
desacetilação, resultando em uma diminuição do grau de acetilação, este
decréscimo não contribui para um incremento da viscosidade.
56
XC XCd KOH 0,5% NaOH 0,5% NH4OH 0,5% KOH 1% NaOH 1% NH4OH 1%0
2
4
6
8
10G
rau
de A
cetil
ação
(%)
Acetil Viscosidade
0
2
4
6
8
10
Vis
cosi
dade
(Pa.
s)
FIGURA 5 - Grau de acetilação (%) vs viscosidade (Pa.s) da xantana comercial, xantana comercial dialisada, xantana comercial dialisada desacetilada com concentração de 0,01mol L-1 dos diferentes álcalis e concentração de biopolímero 0,5 e 1%, a 25ºC.
Analisando as amostras desacetiladas em diferentes tempos e temperatura
de reação observou-se que à medida que a viscosidade diminuiu, com o passar do
tempo de reação, houve um decréscimo no conteúdo de acetil. Este comportamento
foi verificado tanto na temperatura de 45ºC como em 65ºC. Tempos maiores de
reação favorecem a hidrólise do polissacarídeo, porém com detrimento da qualidade
reológica da xantana, fator que deve ser considerado no processo de desacetilação
(Fig.6).
0,43 0,17
3,6 4,0
0,42
1,3 1,4 1,3
0,39
4,0
0,92
0,4
0,91
1,4
0,48 0,41
4,1
57
45C 3h 45C 6h 45C 9h 45C 12h 65C 3h 65C 6h 65C 9h 65C 12h0
2
4
6
8
10G
rau
de A
cetil
ação
(%)
Acetil Viscosidade
0
2
4
6
8
10
Vis
cosi
dade
(Pa.
s)
FIGURA 6 - Grau de acetilação (%) vs viscosidade (Pa.s) da xantana comercial dialisada desacetilada com 0,01mol L-1 de hidróxido de amônio (concentração de biopolímero 0,5%) em 45 e 65ºC por 3, 6, 9 e 12 horas.
3.5 Grau de Piruvatação
A xantana comercial utilizada neste experimento apresentou 3,6% de grupos
piruvato (Tab.7). Holzwarth e Ogletree (1979) encontraram conteúdo de piruvato de
3,1% na xantana Keltrol, entretanto para este mesmo biopolímero Bradshaw et al.
encontraram 4,3%. Shatwell e Sutherland (1991) verificaram 4,4% de piruvato na
xantana sintetizada pela Xanthomonas campestris pv campestris cepa 646.
0,95
2,5
0,89 0,67
2,0
0,64
2,2
0,70
3,3
0,71
2,9
0,70
3,4 3,1 2,9
0,76
58
TABELA 7 - Teores de grupos piruvato (%) da xantana comercial, xantana comercial dialisada e xantana comercial dialisada desacetilada com 0,01mol L-1 de hidróxido de amônio e concentração de biopolímero de 0,5 e 1%, a 25ºC.
Biopolímeros Piruvato (%) Desvio Padrão XC 3,6 A 0,0404 XCd 3,7 A 0,1217 XCD KOH 0,5% 3,5 A 0,1457 XCD NaOH 0,5% 3,8 A 0,0551 XCD NH4OH 0,5% 3,5 A 0,0493 XCD KOH 1% 3,7 A 0,0924 XCD NaOH 1% 3,5 A 0,0551 XCD NH4OH 1% 3,7 A 0,0802 XC: xantana comercial XCd : xantana comercial dialisada XCD: xantana comercial dialisada desacetilada * Valores seguidos de letras iguais não diferiram pelo teste de Kruskal-Wallis em nível de significância 5%
A avaliação da piruvatação da xantana desacetilada mostrou que o teor de
grupos piruvato não foi afetado significativamente pelas reações de desacetilação,
conforme está ilustrado nas Tabelas 7 e 8. Conseqüentemente, não está relacionado
à viscosidade (Tab.2). Comprovando que a reação de desacetilação empregada nos
biopolímeros não causou mudanças nos grupos piruvato.
TABELA 8 - Teores de grupos piruvato (%) da xantana comercial dialisada desacetilada com 0,01mol L-1 hidróxido de amônio e concentração de biopolímero de 0,5% em diferentes tempos e temperaturas de reação
Biopolímeros Piruvato (%) Desvio Padrão XCD 25ºC 3h 3,5 A 0,0493 XCD 45ºC 3h 3,7 A 0,0608 XCD 45ºC 6h 3,7 A 0,0814 XCD 45ºC 9h 3,4 A 0,1345 XCD 45ºC 12h 3,5 A 0,1300 XCD 65ºC 3h 3,5 A 0,2787 XCD 65ºC 6h 3,6 A 0,1002 XCD 65ºC 9h XCD 65ºC 12h
3,53,8
A A
0,1179 0,3443
XCD: xantana comercial dialisada desacetilada
* Valores seguidos de letras iguais não diferiram pelo teste de Kruskal-Wallis em nível de significância 5%
59
3.6 Espectroscopia no Infravermelho
A técnica de espectroscopia vibracional de absorção no infravermelho foi
realizada com o objetivo de comprovar a eficiência da reação de desacetilação
através do desaparecimento da banda de absorção característica de certos grupos
funcionais. A figura abaixo apresenta os espectros de absorção da xantana
comercial dialisada, xantana desacetilada com hidróxido de amônio e xantana
desacetilada com hidróxido de sódio.
De maneira geral, os espectros das amostras de xantana apresentaram uma
banda forte e larga em 3416cm-1, referente ao grupo hidroxila (OH) em ligação de
hidrogênio e em 2922cm-1, relativa à deformação axial assimétrica do grupo metileno
(CH2). A deformação angular simétrica das ligações de C–H do grupo metila (CH3)
apresentou uma banda em 1373cm-1. Entretanto, em 1253cm-1, verificou-se uma
banda de deformação axial da ligação C–O dos ésteres e em 1618cm-1, pela
deformação axial assimétrica do ânion carboxilato.
A deformação axial da ligação C=O de ésteres é caracterizada por uma
banda em 1730cm-1. Pela análise dos espectros, verificou-se que a xantana
dialisada e a desacetilada com hidróxido de amônio possuem esta banda. No
entanto, no espectro da xantana desacetilada com hidróxido de sódio esta banda
não aparece, comprovando que ocorreu uma maior desacetilação deste biopolímero.
Os ésteres de metila apresentam uma banda em 1250cm-1. Esta banda foi
visualizada na xantana dialisada e desacetilada com hidróxido de amônio, contudo
sua intensidade decresceu na amostra desacetilada com hidróxido de sódio. A
espectroscopia vibracional de absorção no infravermelho propiciou a confirmação da
remoção dos grupos acetil da xantana que também foi detectada através da análise
química.
60
FIGURA 7 - Espectros na região de infravermelho, em pastilha de KBr: xantana comercial dialisada, xantana desacetilada com 0,01mol L-1 de hidróxido de amônio e xantana desacetilada com 0,01mol L-1 hidróxido de sódio (concentração de biopolímero de 0,5%).
4 CONCLUSÕES
O processo de desacetilação altera as propriedades da xantana comercial. A
viscosidade e o grau de acetilação do biopolímero foram influenciados pelo álcali e
sua concentração, tempo e temperatura empregados durante a reação. Os sais que
podem estar contidos nas preparações comerciais afetaram a viscosidade do
biopolímero desacetilado. O grau de piruvatação da xantana modificada
quimicamente não variou, conseqüentemente, não mostrou relação com a
viscosidade.
O biopolímero desacetilado apresentou viscosidade 53% superior a xantana
adicionada de sais com a utilização dos seguintes parâmetros de reação: 0,5 e 1%
de biopolímero, 0,01mol L-1 de hidróxido de amônio, 25ºC por 3 horas. No entanto, a
remoção de grupos acetil maior que 10% proporcionou um decréscimo de 55% da
viscosidade.
61
5 REFERÊNCIAS
AOAC. Association of Official Analytical Chemists. Official methods of analysis of AOAC international. 14th ed. Washington, 1987.
ASTM D1428-64. Annual Book of ASTM Standards, American Society for Testing and Materials, v.10, Philadelphia, 1981.
BORGES, C. D. Caracterização da goma xantana em função da cepa de Xanthomonas campestris pv pruni e das condições operacionais. 2004. 49f. Dissertação (Mestrado em Ciência e Tecnologia Agroindustrial) – Faculdade de Agronomia Eliseu Maciel, Universidade Federal de Pelotas, Pelotas.
BRADSHAW, I. J.; NISBET, B. A.; KERR, M. H.; SUTHERLAND, I. W. Modified xanthan – its preparation and viscosity. Carbohydrate Polymers, v.3, p.23-38, 1983.
CADMUS, M. C.; ROGOVIN, S. P.; BURTON, K. A.; PITTSLEY, J. E.; KNUTSON, C. A.; JEANES, A. Colonial variation in Xanthomonas campestris NRRL B-1459 and characterization of the polysaccharide from variant strain. Canadian Journal Microbiology, v.22, p.942-948, 1976.
CALLET, F.; MILAS, M.; RINAUDO, M. Influence of acetyl and pyruvate contents on rheological properties of xanthan in dilute solution. International Journal Biological Macromolecules, v. 9, p.291-293, 1987.
CHEETHAM, N. W. H.; NORMA, N. M. N. The effect of pyruvate on viscosity properties of xanthan. Carbohydrate Polymers, v.10, p.55-60, 1989.
CHOWDRURY, T. A.; LINDBERG, B.; LINDQUIST, U. Structural studies of an extracellular polysaccharide, S-657, elaborated by Xanthomonas ATCC 53159. Carbohydrate research, n.164, p.117-122, 1987.
COVIELLO, T.; KAJIWARA, K.; BURCHARD, W.; DENTINI, M.; CRESCENZI, V. Solution properties of xanthan. 1. Dynamic and static light scattering from native and modified xanthans in dilute solutions. Macromolecules, v.19, p.2826-2831, 1986.
DENTINI, M.; CRESCENZI, V.; BLASI, D. Conformational properties of xanthan derivatives in dilute aqueous solution. International Journal Biological Macromolecules, v.6, p.93-98, 1984.
GOYCOOLEA, F. M.; MILAS, M.; RINAUDO, M. Associative phenomena in galactomannan-deacetylated xanthan systems. International Journal of Biological Macromolecules, v.29, p.181-192, 2001.
HARDING, N. E.; CLEARY, J. M.; IELPI, L. Genetics and biochemistry of xanthan gum production by Xanthomonas campestris. In: HUI, Y. H.; KHACHATOURIANS, G. G. Food Biotechnology Microorganisms. VCH, 1994. p.495-514.
62
HOLZWARTH, G.; OGLETREE, J. Pyruvate-free xanthan. Carbohydrate Research, v.76, p.277-280, 1979.
JANSSON, P. E.; KEENE, L.; LINDBERG, B. Structure of the extracellular polysaccharide from Xanthomonas campestris. Carbohydrate Research, v.45, p.275-282, 1975.
JEANES, A.; PITTSLEY, J. E.; SENTI, F. R. Polysaccharide B-1459: a new hydrocolloid polyelectrolyte produced from glucose by bacterial fermentation. Journal Applied Polymer, v.5, p.519-526, 1961.
LOPES, L.; ANDRADE, C. T.; MILAS, M.; RINAUDO, M. Role of conformation and acetylation of xanthan on xanthan-guar interaction. Carbohydrate Polymers, v.17, p.121-126, 1992.
McCOMB, E. A.; McCREADY, R. M. Determination of acetyl in pectin and in acetylated carbohydrate polymers. Analytical Chemistry, v.29, n.5, p.819-821, 1957.
MELTON, L. D.; MINDT, L.; REES, D. A.; SANDERSON, G. R. Covalent structure of extracellular polysaccharide from Xanthomonas campestris. Carbohydrate Research, v.46, p.245-257, 1976.
MORRIS, E. R. Rheology of xanthan: suspension of particles and stabilization of emulsions. Food & Ingredients Journal of Japan, v.167, p.31-36, 1996.
NAVARRO, R. F. Fundamentos de reologia de polímeros. Caxias do Sul: EDUCS, 1997. 256p.
PAKDEE, P.; TAKO, M.; YOKOHARI, T.; KINJYO, K.; HONGO, H.; YAGA, S. Synergistic interaction between xanthan and galactomannan isolated from Leucaena leucephala de wit. Oyo Toshitsu Kagaku, n.2, v.42, p.105-113, 1995.
SANDFORD, P. A.; PITTSLEY, J. E.; KNUTSON, C. A.; WATSON, P. R.; CADMUS, M. C.; JEANE, A. Variation in Xanthomonas campestris NRRL B-1459: characterization of xanthan products of differing strains. In: SANDFORD, P. A.; LASKINS, A. Extracellular Microbial Polysaccharides. Washington, D. C.: American Chemical Society, 1977. p.192-210.
SHATWELL, K. P.; SUTHERLAND, I. W.; DEA, I. C. M.; ROSS-MURPHY, S. B.; The influence of acetyl and pyruvate substituents on the helix-coil transition behavior of xanthan. Carbohydrate Research, v.206, p. 87-103. 1990.
SHATWELL, K. P.; SUTHERLAND, I. W.; Influence of the acetyl substituent on the interaction of xanthan with plant polysaccharides – I. Xanthan – Locust bean gum systems. Carbohydrate Polymers, v.14, p. 29-51. 1991.
SLONEKER, J. H.; JEANES, A. Exocellular bacterial polysaccharide from Xanthomonas campestris NRRL B-1459. Canadian Journal of Chemistry, v.40, p.2066-2071, 1962.
63
SLONEKER, J. H.; ORENTAS, D. G. Pyruvic acid, a unique component of an exocellular bacterial polysaccharide. Nature, v.194, n.4827, p.478-479, 1962.
SMITH, I. H.; SYMES, K. C.; LAWSON, C. J. Influence of the pyruvate content of xanthan on macromolecular association in solution. International Journal Biological Macromolecules, v.3, p.129-134, 1981.
STANKOWSKI, J. D.; MUELLER, B. E.; ZELLER, S. G. Location of second O-acetyl group in xanthan gum by the reductive-cleavage method. Carbohydrate Research, v.241, p.321-326, 1993.
SUTHERLAND, I. W.; TAIT, M. I. Biopolymers. Encyclopedia of Microbiology, v.1, p.339-349, 1992.
SUTHERLAND, I. W. Structure-function relationships in microbial exopolysaccharides. Biotechnology Advances, v.12, p.393-448, 1994.
SUTHERLAND, I. W. Microbial polysaccharides from gram-negative bacteria. International Dairy Journal, v.11, p.663-674, 2001.
TAKO, M.; NAKAMURA, S. Rheological properties of deacetylated xanthan in aqueous media. Agricultural and Biological Chemistry, v.48, n.12, p. 2887-2993, 1984.
TAKO, M.; NAKAMURA, S. D-mannose-specific interaction between xanthan and D-galacto-D-mannan. FEBS Letters, n.1, v.204, p. 33-36. 1986.
XUEWU, Z.; XIN, L.; DEXIANG, G.; WEI, Z.; TONG, X.; YONGHONG, M. Rheological models for xanthan gum. Journal of Food Engineering, v.27, p.203-209, 1996.
2º ARTIGO
INFLUÊNCIA DA DESACETILAÇÃO NAS PROPRIEDADES DO BIOPOLÍMERO SINTETIZADO PELA Xanthomonas campestris pv pruni CEPA 101
E. P. Pinto1; L. Furlan2; C. T. Vendruscolo3
1Programa de Pós-Graduação em Ciência e Tecnologia Agroindustrial - UFPel 2UFPel/Centro de Pesquisa Agropecuária de Clima Temperado - EMBRAPA
3Laboratório de Biopolímeros - Centro de Biotecnologia - UFPel
Universidade Federal de Pelotas, CP 354, CEP 96010-900, Pelotas, RS, Brasil
RESUMO
Diversas espécies e patovares da bactéria Xanthomonas são capazes de produzir, em abundância, o polissacarídeo de alto peso molecular denominado xantana. Além das diferenças que podem ocorrer com a estrutura química deste biopolímero através da utilização de variadas condições de produção, modificações químicas podem ser realizadas para alteração de sua estrutura molecular e conseqüentemente de suas propriedades. O presente trabalho tem como finalidade estudar a influência da desacetilação nas propriedades da xantana sintetizada pela Xanthomonas campestris pv pruni cepa 101. O biopolímero foi produzido através de fermentação aeróbia em incubador agitador, após foi purificado através da técnica de diálise, sendo utilizado como padrão para as posteriores reações químicas. Para as reações de desacetilação foram utilizadas soluções de xantana 0,5% (m/v) em 0,01mol L-1 de hidróxido de sódio, hidróxido de potássio e hidróxido de amônio e submetidas a 300rpm, 25ºC, por 3 horas. A solução de xantana 0,5% (m/v) em 0,01 mol L-1 de hidróxido de amônio foi testada na temperatura de 45ºC por 3 horas. Foram efetuadas análises dos teores de sódio e potássio, do grau de acetilação e piruvatação, da viscosidade e espectroscopia vibracional de absorção no infravermelho das amostras. Observou-se que a purificação do biopolímero pela técnica de diálise propiciou uma remoção parcial dos íons sódio e potássio. A escolha do álcali empregado na reação de desacetilação influenciou na viscosidade das soluções de xantana. A utilização de bases mais fortes torna mais efetiva a desacetilação. Entretanto, as maiores viscosidades foram obtidas com a utilização de bases mais fracas. Verificou-se que a viscosidade e o grau de acetilação praticamente manteve-se constante quando a temperatura de reação aumentou de 25ºC para 45ºC. O teor de acetilação diminuiu a medida em que se empregou base mais forte. A modificação química não proporcionou mudanças no teor de
piruvatação, portanto a mudança de viscosidade foi devida a desacetilação. O emprego de hidróxido de amônio na reação de desacetilação proporciona uma melhoria de 24% na viscosidade da xantana, no entanto, a remoção de grupos acetil é mais eficiente com a utilização de hidróxido de sódio obtendo-se uma redução de 81% destes grupos.
Palavras-chave: Xanthomonas campestris pv pruni cepa 101. Desacetilação.
Propriedades reológicas.
INFLUENCE OF DEACETYLATION IN PROPERTIES OF THE BIOPOLYMER
SINTETIZED BY Xanthomonas campestris pv pruni STRAIN 101
E. P. Pinto1; L. Furlan2; C. T. Vendruscolo3
1Programa de Pós-Graduação em Ciência e Tecnologia Agroindustrial - UFPel 2UFPel/Centro de Pesquisa Agropecuária de Clima Temperado - EMBRAPA 3Laboratório de Biopolímeros - Centro de Biotecnologia - UFPel
Universidade Federal de Pelotas, CP 354, CEP 96010-900, Pelotas, RS, Brasil
ABSTRACT
Various species and pathovars of the Xanthomonas bacterium are capable to produce, in abundance, the polysaccharide of high molecular weight denominate xanthan. Besides differences that to happen with the chemical structure this biopolymer by utilization of conditions production diverse, chemical modified are realize to alteration of molecular structure and consequently their properties. This work has finality to study the influence of deacetylation in the properties of the xanthan synthesized by Xanthomonas campestris pv pruni strain 101. The biopolymer was produced through dialysis technique, which was utilized how standard to posterior chemical reaction. For deacetylation reaction was used 0,5% (w/v) xanthan solution in 0,01mol L-1 sodium hydroxide, potassium hydroxide and ammonium hydroxide and submitted 300rpm, 25ºC, for 3 hours. The 0,5% (w/v) xanthan solution in 0,01 mol L-1 ammonium hydroxide was tested in 45ºC for 3 hours. Analyses of the content of sodium and potassium, of the degree of acetylation and pyruvatation, of the viscosity and infrared spectroscopic were realized in the samples. It was observed that the purification of the biopolymer by dialysis technique propitiated a partial removal of the sodium and potassium irons. The choice of alkali employed in deacetylation reaction influenced in viscosity of the xanthan solutions. The high viscosity (1170mPa.s in 10s-1) was observed with the use of ammonium hydroxide decreased with the used of potassium (591mPa.s in 10s-1) and sodium hydroxide (490mPa.s in 10s-1). Verified that the viscosity and the degree of acetil groups was maintained constant when the temperature of reaction increased of 25ºC to 45ºC. The utilization of ammonium hydroxide in the deacetylation reaction provide 24% increase in the xanthan viscosity, nevertheless, the removal of acetyl groups is more efficient with the utilization of sodium hydroxide obtained 81% reduction of
these groups. The chemical modified not provided alteration in pyruvatation degree, thus the pyruvate groups not influenced in viscosity of deacetylated xanthan.
Keywords: Xanthomonas campestris pv pruni strain 101. Deacetylation. Rheological
Properties.
67
1 INTRODUÇÃO
A xantana é um importante biopolímero produzido por bactérias gram-
negativas do gênero Xanthomonas, quando submetidas a condições adequadas de
meio, aeração, pH e temperatura. Diferentes espécies deste gênero, tais como, X.
oryzae, X. maltophilia, X. fragariae e X. campestris; entre outros patovares desta
última espécie citada como o campestris, pruni, juglandis e phaseoli, produzem
eficientemente este polissacarídeo extracelular de alto peso molecular (HAYWARD,
1993). Xanthomonas campestris pv pruni, bactéria fitopatogênica, é agente causador
da mancha bacteriana em espécies do gênero Prunus, “Prunus Bacterial Spot”, que
afeta o desenvolvimento de espécies como pessegueiros, ameixeiras e
amendoeiras. Sua fitopatogenicidade está relacionada com a qualidade e
quantidade de xantana produzida (CIVEROLO; HATTING, 1993).
Comercialmente, o biopolímero xantana é sintetizado pela Xanthomonas
campestris pv campestris, sendo constituído de glicose, manose, ácido glicurônico,
ácido acético e ácido pirúvico (SLONECKER; JEANES, 1962). Entretanto, outros
componentes têm sido relatados em polissacarídeos sintetizados por outros
patovares e espécies. A xantana produzida pela Xanthomonas campestris pv
juglandis apresenta em sua constituição ramnose (LOWSON; SYMES, 1977). Souza
e Vendruscolo (1999) e Moreira et al. (2001) detectaram a presença deste
monossacarídeo no biopolímero sintetizado pela Xanthomonas campestris pv pruni.
A principal característica apresentada pela xantana, e de grande interesse
comercial, é sua habilidade de modificar a reologia ou o comportamento de fluxo das
soluções; contudo, suas propriedades reológicas são influenciadas por vários fatores
como sua estrutura molecular, presença de sais, pH, temperatura e concentração do
biopolímero.
As propriedades exibidas pela xantana são determinadas por sua
composição química, ligação e arranjo molecular, bem como distribuição do peso
molecular (PAPAGIANNI et al., 2001). Estas características podem ser alteradas por
mudanças na espécie, patovar ou cepa, condições de crescimento e parâmetros
utilizados durante o processo de produção do biopolímero (CADMUS et al., 1976).
Entretanto, a estrutura sacarídica básica da xantana, apesar de poder sofrer
modificações, é normalmente conservada, enquanto que o conteúdo dos grupos
68
ligados a esta estrutura, como acetil e piruvato, pode variar bastante (PINCHES;
PALLENT, 1986).
Alterações da estrutura do biopolímero podem ser conseguidas
intencionalmente também através de mudanças químicas ou genéticas. A xantana
pode ser modificada quimicamente através da reação de desacetilação, onde ocorre
a remoção dos grupos acetil presentes na cadeia lateral da molécula. Variações
nestes grupos podem exercer um efeito nas propriedades do biopolímero e
conseqüentemente em suas aplicações (SLONECKER; JEANES, 1962; TAKO;
NAKAMURA, 1984).
Relatos da literatura descrevem que essas mudanças químicas têm sido
efetuadas principalmente com a xantana comercial (CHEETHAM; NORMA, 1989;
BRADSHAW, 1983; TAKO; NAKAMURA, 1984; CALLET; MILAS; RINAUDO, 1987),
cuja procedência é o patovar campestris. No entanto, existe a necessidade de
desvendar o comportamento da xantana sintetizada por outros patovares, em
relação às alterações químicas de sua estrutura. Portanto, o presente trabalho tem
como finalidade estudar a influência da desacetilação nas propriedades da xantana
sintetizada pela Xanthomonas campestris pv pruni cepa 101.
2 MATERIAL E MÉTODOS
2.1 Microrganismo
A xantana sintetizada pela cepa 101 de Xanthomonas campestris pv pruni foi
utilizada para o desenvolvimento deste experimento.
2.2 Produção do Biopolímero
A cepa foi mantida através de repiques mensais em placas de Petry
contendo ágar SPA, incubadas a 28ºC por 48 horas e estocadas a 4ºC.
O processo de fermentação de Xanthomonas campestris envolve dois
estágios: crescimento celular e produção do biopolímero. Erlenmeyers de 250mL,
contendo 40mL do meio líquido YM (HAYNES; WICKERHAM; HESSELTINE, 1955),
69
foram inoculados com 108UFC.mL-1. Estes foram incubados em agitador orbital (New
Brunswick Scientific, modelo Innova 4230), a 150rpm e 28ºC por 24 horas. Após o
período de multiplicação celular, o cultivo foi transferido para erlenmeyers de 250mL
com 45mL de meio MPII (CADMUS et al., 1978 modificado por VENDRUSCOLO et
al., 2000). A produção do biopolímero foi realizada por fermentação aeróbica em
batelada, em incubador agitador, nas condições: 28ºC, 200rpm por 72 horas
(SOUZA; VENDRUSCOLO, 1999).
O meio fermentado foi centrifugado para remoção de células em centrífuga
(Sorvall Instruments, RC-5C) a 16.000xg a 4ºC por 30 minutos (VENDRUSCOLO,
1995). Ao sobrenadante foi adicionado etanol 96ºGL na proporção de 1:4 (v/v) para
recuperação dos biopolímeros. Estes foram secos em estufa a 56ºC até atingirem
peso constante, após foram pesados e triturados em moinho de disco (Fritsch,
Pulverisette).
2.3 Purificação do Biopolímero
Soluções de xantana a 2% (m/v) foram dialisadas, sob agitação, em água
deionizada durante 48 horas a 4ºC, em membranas semipermeáveis de celulose
regenerada, com “cut-off” de peso molecular de 12.000-16.000D e porosidade de
24A°; a troca da água foi realizada três vezes ao dia. Após, as soluções de
biopolímeros foram secas em estufa a 56ºC e o material resultante triturado em
moinho de disco. As xantanas purificadas foram consideradas como padrão para
realização do experimento.
2.4 Modificação Química
Inicialmente, as melhores condições de concentração de álcali e
biopolímero, tempo e temperatura de reação selecionadas nos experimentos feitos
com xantana comercial foram testadas para o biopolímero sintetizado pela cepa 101
de Xanthomonas campestris pv pruni.
Para as reações de desacetilação foram utilizadas soluções de xantana
0,5% (m/v) em 0,01mol L-1 de hidróxido de sódio, hidróxido de potássio e hidróxido
70
de amônio. Os frascos foram incubados em agitador orbital (New Brunswick
Scientific, model Innova 4230), a 300rpm, a 25ºC, por 3 horas. Posteriormente, a
solução de xantana 0,5% (m/v) em hidróxido de amônio 0,01 mol L-1 foi testada na
temperatura de 45ºC por 3 horas, condição selecionada na segunda etapa do estudo
com xantana comercial.
Para todos os tratamentos, as soluções foram neutralizadas com 2mol L-1 de
ácido clorídrico. Os biopolímeros foram recuperados por precipitação com etanol
96ºGL na proporção de 1:4 (v/v). Estes foram secos em estufa a 56ºC até atingir
peso constante e triturados em moinho de disco (Fritsch, Pulverisette).
Todas as reações experimentais foram realizadas em triplicata.
2.5 Determinação de Sódio e Potássio
As amostras para análise dos íons sódio e potássio da xantana sintetizada
pela cepa 101, dialisada e desacetilada com 0,01mol L-1 de hidróxido de amônio
(0,5% de biopolímero) foram preparadas segundo a AOAC (1987). Os íons foram
mensurados segundo ASTM (1981), através da técnica de espectroscopia de
emissão de chama em Fotômetro de Chama Cole Parmer Model 2655-00.
2.6 Avaliação da Viscosidade
A viscosidade das soluções aquosas de xantana sintetizada pela cepa 101
de Xanthomonas campestris pv pruni dialisada e não dialisada foi comparada com
ao biopolímero desacetilado nas diferentes condições de reação.
As soluções de xantana a 1% (m/v) em água deionizada foram agitadas por
2 horas, aquecidas a 60ºC por 20 minutos e deixadas em repouso à temperatura
ambiente por 24 horas (XUEWU et al., 1996).
A determinação da viscosidade das soluções aquosas foi mensurada em
reômetro HAAKE RS150, no modo rotativo, a 25ºC. Foi utilizado sistema de cilindros
coaxiais, sensor DG41, taxa de deformação 0,01-100s-1, tempo de cada ensaio de
300 segundos, totalizando 50 pontos de aquisição.
71
2.7 Determinação do Grau de Acetilação
A determinação quantitativa de grupos acetil da xantana sintetizada pela
cepa 101 de Xanthomonas campestris pv pruni dialisada, não dialisada e modificada
quimicamente foi realizada através de análise colorimétrica.
Para a elaboração da curva padrão foi utilizado 0,1089g de β-D-glicose
pentacetato, a qual foi dissolvida através de aquecimento em 5mL de álcool etílico e
o volume foi completado para 100mL com água destilada. Foram transferidos 1, 2, 4,
5 e 7mL desta solução para balões volumétricos de 50mL e o volume foi completado
com água destilada. Alíquotas de 5mL destas soluções padrões representam 60,
120, 240, 300 e 420µg de acetil. Em um balão volumétrico de 25mL foram
adicionados 1mL da solução de cloridrato de hidroxilamina 37,5% (m/v), 1mL da
solução de hidróxido de sódio 94% (m/v), 5mL da solução padrão contida em cada
balão volumétrico de 50mL, preparado anteriormente, 5mL de solução metanólica
ácida 70,4% (m/v) e o volume final foi completado com solução de perclorato férrico.
A solução estoque de perclorato férrico foi preparada com 1,93g de cloreto férrico,
5mL de ácido clorídrico concentrado e 5mL de ácido perclórico 70%, os quais foram
evaporados em banho-maria quase até a secagem. Após evaporação, os 6mL
restantes foram transferidos para um balão volumétrico de 100mL e o volume foi
completado com água destilada. Transferiu-se 60mL da solução estoque para um
balão volumétrico de 500mL e o volume foi completado com metanol absoluto
resfriado. A prova em branco foi preparada com 5mL de água destilada. Após 5
minutos, foram realizadas as leituras em espectrofotômetro (Pharmacia Biotech
Ultrospec 2000) no comprimento de onda máximo de 520nm.
Para o preparo das amostras foi utilizado 0,1g de xantana a qual foi
dissolvida sobre vigorosa agitação em 25mL de solução de cloridrato de
hidroxilamina 37,5% (m/v) e 25mL de hidróxido de sódio 94% (m/v). Foram
transferidos 2mL desta solução para balão volumétrico de 25mL onde foram
adicionados 5mL de água destilada e 5mL de solução metanólica ácida 70,4% (m/v),
sendo o volume final completado com solução de perclorato férrico. Após 5 minutos
foram realizadas as leituras em espectrofotômetro a 520nm. Todas as reações
experimentais foram realizadas em triplicata (MCCOMB; MCCREADY, 1957).
72
2.8 Determinação do Grau de Piruvatação
A determinação quantitativa de grupos piruvato da xantana sintetizada pela
cepa 101 de Xanthomonas campestris pv pruni dialisada, não dialisada e modificada
quimicamente foi realizada através de análise colorimétrica.
Para a elaboração da curva padrão foi utilizada uma solução estoque 0,1mol
L-1 de piruvato de sódio. Por diluição, prepararam-se soluções nas concentrações de
0,01; 0,025; 0,05; 0,1; 0,2; 0,3; 0,4 e 0,5mmol L-1. A partir dessas, transferiu-se 1mL
para tubos de ensaio. A prova em branco foi preparada com 1mL de água destilada.
Em cada tubo foram adicionados 1mL da solução 2,4-dinitrofenilhidrazina, 1mL de
água destilada, os quais foram agitados e acondicionados em banho-maria a 37ºC
por 10 minutos e após foram resfriados imediatamente. Em seguida, foram
adicionados 5mL de hidróxido de amônio 0,6mol L-1 em cada tubo. As leituras foram
realizadas em espectrofotômetro a 420nm.
A hidrólise das amostras foi realizada utilizando solução de xantana a 1%
em ácido clorídrico 2mol L-1, em banho-maria a 80ºC por 16 horas. Foram
transferidos 2mL do material hidrolisado para um tubo de ensaio e adicionados
18mL de água destilada. A prova em branco foi preparada com 2mL de ácido
clorídrico 2mol L-1 e 18mL de água destilada. Foram transferidas alíquotas de 1mL
da solução anterior para tubo de ensaio realizando três repetições. A cada tubo
foram adicionados 1mL da solução 2,4-dinitrofenilhidrazina, 1mL de água destilada,
os quais foram agitados e posteriormente acondicionados em banho-maria a 37ºC
por 10 minutos e então resfriados imediatamente. Em seguida, foi adicionado 5mL
de hidróxido de amônio 0,6mol L-1 em cada tubo. As leituras foram realizadas em
espectrofotômetro a 420nm. A metodologia empregada foi baseada no trabalho
SLONECKER e ORENTAS (1962), com modificações. Todas as reações
experimentais foram realizadas em triplicata.
2.9 Análise Espectroscópica no Infravermelho
Os espectros de infravermelho da xantana sintetizada pela cepa 101 de
Xanthomonas campestris pv pruni dialisada, desacetilada com 0,01mol L-1 de
hidróxido de sódio e desacetilada com 0,01mol L-1 de hidróxido de amônio, foram
73
obtidos dos compostos pastilhados em brometo de potássio - grau espectroscópico,
na faixa de 4000 - 400cm-1 em um espectrofotômetro FTLA 2000 BOOMEN, para
observação dos grupos funcionais.
2.10 Análise Estatística
A análise estatística dos dados dos teores de grupos acetil e piruvato foi
realizada através do teste de Kruskal-Wallis, admitindo nível de significância de 5%.
3 RESULTADOS E DISCUSSÃO
3.1 Teores de Sódio e Potássio
Os íons sódio e potássio são encontrados na composição do biopolímero
produzido pela Xanthomonas campestris pv pruni cepa 101, pois são resíduos do
processo de síntese deste biopolímero. O íon sódio é proveniente da água utilizada
no processo produtivo. No entanto, o íon potássio é oriundo do fosfato de potássio
que é um dos componentes integrantes do meio de cultura utilizado na produção do
polissacarídeo.
A Tabela 9 ilustra os teores de sódio e potássio da xantana produzida pela
Xanthomonas campestris pv pruni cepa 101, dialisada e desacetilada com hidróxido
de amônio. O teor de potássio (2,51%) presente na xantana natural foi superior ao
teor de sódio (2,02%). O processo de purificação empregado removeu parcialmente
estes íons. Através da técnica de diálise houve uma redução de 40,1 e 48,2% dos
íons sódio e potássio, respectivamente. No entanto, no biopolímero desacetilado a
remoção destes íons foi maior, permanecendo apenas 0,53% de sódio e 0,69% de
potássio.
Comparando a xantana proveniente do patovar pruni com a xantana
comercial Jungbanzlauer utilizada no primeiro experimento, pode-se verificar que o
teor de potássio foi 21,1% superior na xantana sintetizada pelo patovar pruni.
Contudo, o teor de sódio foi 28,4% superior na xantana comercial, provavelmente
devido à incorporação de sais que é feita para comercialização do produto.
74
Torres et al. (1993), realizaram a caracterização química da xantana
proveniente da Keltrol e outra proveniente de uma cepa variante de Xanthomonas
campestris denominada XC-E2, onde verificaram um conteúdo de sódio de 1,3 e
1,1% e potássio de 2,6 e 3,9%, respectivamente.
TABELA 9 - Teores de sódio e potássio (%) da xantana sintetizada pela Xanthomonas campestris pv pruni cepa 101, dialisada e desacetilada com 0,01mol L-1 da base e concentração de biopolímero de 0,5%
Biopolímeros Sódio (%) Potássio (%)
XC 101 2,02 2,51 XCd 101 1,21 1,30 XCD 101 NH4OH 0,53 0,69 XC 101: xantana sintetizada pela cepa 101 de Xanthomonas campestris pv pruni XCd 101: xantana sintetizada pela cepa 101 de Xanthomonas campestris pv pruni dialisada XCD 101: xantana sintetizada pela cepa 101 de Xanthomonas campestris pv pruni desacetilada
3.2 Grau de Acetilação
A Tabela 10 apresenta a variação dos teores de grupos acetil da xantana
sintetizada pela Xanthomonas campestris pv pruni cepa 101, dialisada e
desacetilada com hidróxido de potássio, hidróxido de sódio e hidróxido de amônio.
Pela análise do teor de acetil das amostras verificou-se que estes variaram
de 5,3 a 1,0%. Pode-se observar que com o emprego de bases fortes a reação de
desacetilação foi mais efetiva do que com bases fracas. Houve uma redução de
grupos acetil de 81,1% quando a xantana reagiu com hidróxido de sódio, em
comparação ao decréscimo de apenas 1,9% destes grupos com o emprego de
hidróxido de amônio. O aumento de temperatura de reação não influenciou no grau
de acetilação do biopolímero.
Nos estudos realizados por Shatwell, Sutherland e Ross-Murphy (1991),
modificaram biopolímeros através da reação de desacetilação, onde utilizaram
hidróxido de amônio mais concentrado e maior temperatura de em relação à
metodologia utilizada neste trabalho. Com o emprego deste método, obtiveram uma
remoção de 71% e 79% para os biopolímeros sintetizados pela Xanthomonas
75
campestris pv campestris cepa 646 e Xanthomonas campestris pv phaseoli cepa
1128, respectivamente.
TABELA 10 - Teor de grupos acetil (%) da xantana sintetizada pela Xanthomonas campestris cepa 101, dialisada e desacetilada com 0,01mol L-1 de álcalis e concentração de biopolímero de 0,5%
Biopolímeros Acetil (%) Desvio Padrão XC 101 5,0 AB 0,0400 XCd 101 5,3 A 0,0451 XCD 101 KOH 25ºC 2,1 AB 0,0115 XCD 101 NaOH 25ºC 1,0 B 0,0115 XCD 101 NH4OH 25ºC 5,2 AB 0,0289 XCD 101 NH4OH 45ºC 5,1 AB 0,0300 XC 101: xantana sintetizada pela cepa 101 de Xanthomonas campestris pv pruni XCd 101: xantana sintetizada pela cepa 101 de Xanthomonas campestris pv pruni dialisada XCD 101: xantana sintetizada pela cepa 101 de Xanthomonas campestris pv pruni desacetilada * Valores seguidos de letras iguais não diferiram pelo teste de Kruskal-Wallis em nível de significância 5%
3.3 Viscosidade
A viscosidade das soluções aquosas do biopolímero sintetizado pela
Xanthomonas campestris pv pruni cepa 101 diminuiu à medida que a taxa de
deformação aumentou, comportamento este denominado de pseudoplasticidade.
A Tabela 10 apresenta os dados de viscosidade da xantana produzida pela
cepa 101, dialisada e desacetilada com 0,01mol L-1 de diferentes álcalis e 0,5% de
biopolímero, a 25 e 45ºC.
A viscosidade da xantana produzida pelo patovar pruni cepa 101 na taxa de
deformação de 10s-1 foi de 727mPa.s e este mesmo biopolímero dialisado
apresentou viscosidade de 941mPa.s, na mesma taxa de deformação. Portanto, a
viscosidade do biopolímero dialisado foi superior ao não dialisado. Souza e
Vendruscolo (1999) relataram este mesmo comportamento para biopolímeros
dialisados sintetizados pela Xanthomonas campestris pv pruni cepa 24, onde a
diálise proporcionou um incremento de 10 vezes na viscosidade. Estes autores
explicaram que tal fato poderia ser, possivelmente, à eliminação parcial das
impurezas, tais como componentes do meio e produtos secundários, que precipitam
com o biopolímero.
76
TABELA 11 - Viscosidade (mPa.s) a 25ºC da solução aquosa a 1% (m/v) da xantana sintetizada pela Xanthomonas campestris pv pruni cepa 101, dialisada e desacetilada 0,01mol L-1 de álcalis concentração de biopolímero de 0,5%, a 25 e 45ºC
Biopolímeros Viscosidade (mPa.s)
Taxa de deformação (s-1) 10 30 60 100
XC 101 727,0 294,0 164,0 109,0 XCd 101 941,0 374,0 217,0 149,0 XCD 101 KOH 25ºC 591,0 243,0 135,0 88,5 XCD 101 NaOH 25ºC 490,0 203,0 120,0 81,7 XCD 101 NH4OH 25ºC 1170,0 481,0 273,0 184,0 XCD 101 NH4OH 45ºC 1190,0 491,0 281,0 190,0 XC 101: xantana sintetizada pela cepa 101 de Xanthomonas campestris pv pruni XCd 101: xantana sintetizada pela cepa 101 de Xanthomonas campestris pv pruni dialisada XCD 101: xantana sintetizada pela cepa 101 de Xanthomonas campestris pv pruni desacetilada
A escolha do álcali empregado na reação de desacetilação influenciou na
viscosidade da xantana sintetizada pelo patovar pruni cepa 101. A maior viscosidade
foi observada com a utilização de hidróxido de amônio decrescendo à medida que
foi empregado hidróxido de potássio e sódio. O biopolímero desacetilado com
hidróxido de amônio apresentou viscosidade 24% superior (1170mPa.s a 10s-1), em
relação a xantana sintetizada pela cepa 101 dialisada (941mPa.s a 10s-1),
demonstrando excelente qualidade reológica, como está ilustrado na Figura 8.
77
FIGURA 8 - Viscosidade (mPa.s) vs taxa de deformação (s-1) dos biopolímeros desacetilados sintetizados pela Xanthomonas campestris pv pruni cepa 101.
A variação da temperatura da reação de desacetilação não influenciou na
viscosidade da xantana proveniente da cepa 101. Na Figura 9, pode-se verificar que
a viscosidade praticamente manteve-se constante quando a temperatura de reação
aumentou de 25ºC para 45ºC. Neste caso, se for considerado a economia do
processo, não existe a necessidade de empregar a temperatura de 45ºC para a
modificação química, visto que, a viscosidade é muito semelhante ao biopolímero
desacetilado em 25ºC. Tal fato também foi observado por nós em uma xantana
comercial analisada previamente nas mesmas condições (PINTO et al., dados não
publicados) ao executar a reação de desacetilação em diferentes temperaturas.
Com base nestes resultados, as melhores condições de reação para a
xantana produzida pela cepa 101 foram obtidas com a utilização de hidróxido de
amônio, 25ºC por 3 horas. Em um experimento prévio, foram estudados os
parâmetros concentração de biopolímero e álcalis, tempo e temperatura mais
adequados para execução da reação de desacetilação de uma xantana comercial;
onde se selecionou os melhores parâmetros de reação, com base na qualidade
78
reológica do biopolímero obtido, para utilizar no biopolímero sintetizado pela
Xanthomonas campestris pv pruni cepa 101. Constatou-se que a xantana sintetizada
pelo patovar pruni e campestris apresentaram comportamento similar em relação às
variações dos parâmetros da reação de desacetilação.
FIGURA 9 - Viscosidade (mPa.s) vs taxa de deformação (s-1) dos biopolímeros sintetizados pela Xanthomonas campestris pv pruni cepa 101 desacetilados com 0,01mol L-1 de hidróxido de amônio, a 25 e 45ºC.
3.4 Grau de Acetilação vs Viscosidade
A Figura 10 mostra a comparação entre o grau de acetilação (%) e a
viscosidade (Pa.s) da xantana sintetizada pela Xanthomonas campestris pv pruni
cepa 101, dialisada e desacetilada com 0,01mol L-1 de hidróxido de potássio,
hidróxido de sódio e hidróxido de amônio, sendo que esta última condição foi
efetuada a 25 e 45ºC.
79
XC 101 XCd 101 KOH 25C NaOH 25C NH4OH 25C NH4OH 45C0
2
4
6
8
10 G
rau
de A
cetila
ção
(%)
Acetil Viscosidade
Vis
cosi
dade
(Pa.
s)
FIGURA 10 - Grau de acetilação vs viscosidade da xantana sintetizada pela Xanthomonas campestris pv pruni cepa 101, dialisada, desacetilada com 0,01mol L-1 de hidróxido de potássio, hidróxido de sódio e hidróxido de amônio.
A xantana produzida pela cepa 101 desacetilada com hidróxido de amônio
apresentou viscosidade superior às demais, no entanto, o teor de acetil foi de 5,2% .
A utilização de bases fortes durante o processo de desacetilação propiciou
viscosidades inferiores como 490 e 591mPa.s em 10s-1 com o emprego de hidróxido
de sódio e potássio, respectivamente. Estes polissacarídeos apresentaram os
valores de acetilação de 1,0% para reação com hidróxido de sódio e 2,1% com
hidróxido de potássio, portanto foram os mais desacetilados. A viscosidade e o teor
de acetilação mantiveram-se utilizando a base fraca em temperatura mais elevada
na reação de modificação química.
A xantana comercial utilizada nas análises prévias (PINTO et al., dados não
publicados) não modificada exibiu viscosidade de 430mPa.s em 10s-1 e grau de
acetilação de 4,1%. Em comparação, a xantana proveniente da cepa 101
apresentou viscosidade e teor de acetil mais elevados, tal fato pode ser explicado
pelas diferenças existentes na composição química destes polissacarídeos relativos
à utilização de patovares e condições operacionais distintas. A xantana comercial
0,73
2,1
0,94
5,3 5,0
0,59 1,0
0,49
5,2
1,17
5,1
1,19
80
apresenta em sua composição glicose, manose e ácido glicurônico, enquanto que a
xantana proveniente do patovar pruni apresenta ainda o monossacarídeo ramnose.
3.5 Grau de Piruvatação
A Tabela 12 mostra os teores de grupos piruvato da xantana produzida pela
cepa 101, dialisada e desacetilada em diferentes condições. O biopolímero
sintetizado pela Xanthomonas campestris patovar pruni cepa 101 apresentou 0,8%
de grupos piruvato. Este conteúdo foi baixo em relação a xantana comercial
(Jungbunzlauer) utilizada em experimento prévio que apresentou 3,6% de grupos
piruvato.
Do mesmo modo que ocorre variação com os grupos acetil na xantana,
mudanças na proporção dos grupos piruvato também podem ocorrer. A cepa NRRL
B-1459 da Xanthomonas campestris pv campestris tem sido muito pesquisada por
vários autores que utilizaram diferentes condições de processamento e por isso
diferentes teores de piruvato têm sido publicados como 3,0 a 3,5% (SLONECKER;
ORENTAS, 1962), 2,5 a 4,7% (CADMUS et al., 1976), 0,9 a 8,5% (DAVIDSON,
1978) e 2,2 a 3,9% (TORRESTIANA; FUCIKOVSKY; GALINDO, 1990).
TABELA 12 - Teor de grupos piruvato (%) da xantana sintetizada pela Xanthomonas campestris cepa 101, dialisada e desacetilada com 0,01mol L-1 de álcalis e concentração de biopolímero de 0,5%
Biopolímeros Piruvato (%) Desvio Padrão XC 101 0,8 A 0,0458 XCd 101 0,9 A 0,0231 XCD 101 KOH 25ºC 0,9 A 0,0902 XCD 101 NaOH 25ºC 0,8 A 0,0850 XCD 101 NH4OH 25ºC 0,7 A 0,0656 XCD 101 NH4OH 45ºC 0,8 A 0,0153 XC 101: xantana sintetizada pela cepa 101 de Xanthomonas campestris pv pruni XCd 101: xantana sintetizada pela cepa 101 de Xanthomonas campestris pv pruni dialisada XCD 101: xantana sintetizada pela cepa 101 de Xanthomonas campestris pv pruni desacetilada
81
A modificação química não proporcionou mudanças no teor de piruvatação
da xantana produzida pela cepa 101, portanto os grupos piruvato não estão
relacionados com a mudança verificada na viscosidade das xantanas desacetiladas.
No entanto, ao correlacionar o teor de piruvato com a viscosidade da
xantana sintetizada pelo patovar pruni e campestris sem modificação química, pode-
se verificar que a xantana sintetizada pela Xanthomonas campestris pv pruni cepa
101 apresentou uma alta viscosidade (727mPa.s em 10s-1) e baixo conteúdo de
piruvato (0,8%) em relação a xantana comercial Jungbunzlauer que apresentou
viscosidade de 430mPa.s em 10s-1 e teor de piruvato de 4,1%. Em concordância
com estes resultados Ávila, Borges e Vendruscolo (2005), verificaram uma elevada
viscosidade e baixo teor de grupos piruvato na xantana natural proveniente do
patovar pruni cepa 101.
3.6 Espectroscopia no Infravermelho
A Figura 11 mostra uma comparação dos espectros de infravermelho da
xantana sintetizada pela Xanthomonas campestris pv pruni cepa 101 dialisada,
desacetilada com 0,01mol L-1 de hidróxido de amônio e desacetilada com 0,01mol
L-1 de hidróxido de sódio.
Os espectros da xantana produzida pela cepa 101 apresentaram uma banda
forte e larga em 3386cm-1 referente ao grupo hidroxila (OH) em ligação de
hidrogênio. A banda 2923cm-1 refere-se à deformação axial assimétrica do grupo
metileno (CH2). A deformação angular simétrica das ligações de C–H do grupo
metila (CH3) gerou uma banda em 1376cm-1. Entretanto, as bandas em 1253cm-1 e
1618cm-1 correspondem à deformação axial da ligação C–O dos ésteres e
deformação axial assimétrica do ânion carboxilato, respectivamente.
A deformação axial da ligação C=O de ésteres é caracterizada por uma
banda em 1730cm-1. Analisando os espectros, verificou-se que a xantana produzida
pela cepa 101 dialisada e a desacetilada com hidróxido de amônio apresentaram
esta banda. Contudo, no espectro da xantana desacetilada com hidróxido de sódio
houve o desaparecimento parcial desta, comprovando que ocorreu uma maior
desacetilação deste biopolímero. A região de 1250cm-1 exibe uma banda
característica dos ésteres de metila. Esta banda foi visualizada na xantana dialisada
82
e desacetilada com hidróxido de amônio, contudo sua intensidade decresceu na
amostra desacetilada com hidróxido de sódio.
A espectroscopia vibracional de absorção no infravermelho propiciou a
confirmação da remoção dos grupos acetil da xantana juntamente com a análise
química. Esta técnica tem sido bastante utilizada por muitos pesquisadores em seus
estudos para comprovar a ocorrência da reação de desacetilação (TAKO;
NAKAMURA, 1988, 1989; TAKO, 1991, 1992; RINAUDO et al., 1983; PAKDEE,
1995).
FIGURA 11 – Espectros na região de infravermelho, em pastilha de KBr: xantana sintetizada pela Xanthomonas campestris pv pruni cepa 101 dialisada, desacetilada com 0,01mol L-1 de hidróxido de amônio e desacetilada com 0,01mol L-1 hidróxido de sódio.
4 CONCLUSÕES
As propriedades da xantana proveniente da Xanthomonas campestris pv
pruni cepa 101 foram influenciadas pela adição de álcali. O álcali empregado na
reação de desacetilação influenciou na viscosidade e no grau de acetilação do
83
biopolímero. Entretanto, com a variação da temperatura de reação a viscosidade das
soluções e o grau de acetilação praticamente foram mantidos. O grau de piruvatação
não variou e, portanto, os grupos piruvato não estão relacionados com a mudança
verificada na viscosidade das soluções de xantana.
O emprego de hidróxido de amônio na reação de desacetilação proporciona
uma melhoria de 24% na viscosidade da xantana, no entanto, a remoção de grupos
acetil é mais eficiente com a utilização de hidróxido de sódio obtendo-se uma
redução de 81% destes grupos.
5 REFERÊNCIAS
AOAC. Association of Official Analytical Chemists. Official methods of analysis of AOAC international. 14th ed. Washington, 1987.
ASTM D1428-64. Annual Book of ASTM Standards, American Society for Testing and Materials, v.10, Philadelphia, 1981.
ÁVILA, S. R.; BORGES, C. D.; VENDRUSCOLO, C. T. Relação entre conteúdo de ácido pirúvico e viscosidade da xantana sintetizada por diferentes cepas de Xanthomonas campestris pv pruni. In: SIMPÓSIO EM CIÊNCIA DE ALIMENTOS, 2005, Florianópolis. Anais do... Florianópolis, 2005.
CADMUS, M. C.; ROGOVIN, S. P.; BURTON, K. A.; PITTSLEY, J. E.; KNUTSON, C. A.; JEANES, A. Colonial variation in Xanthomonas campestris NRRL B-1459 and characterization of the polysaccharide from variant strain. Canadian Journal of Microbiology, v.22, p.942-948, 1976.
CADMUS, M. C.; KNUTSON, C. A.; LAGODA, A. A.; PITTSLEY, J. E.; BURTON, K. A. Synthetic media for production of quality xanthan gum in 20 liter fermentors. Biotechnology and Bioengineering, v.20, p.1003-1014, 1978.
CASAS, J. A.; SANTOS, V. E.; GARCÍA-OCHOA, F. Xanthan gum production under several operational conditions: molecular structure and rheological properties. Enzyme and Microbial Technology, v.26, p.282-291, 2000.
CIVEROLO, E. L.; HATTINGH, M. J. Xanthomonas campestris pv pruni: cause of prunus bacterial spot. In: SWINGS, J. G.; CIVEROLO, E. L. Xanthomonas. London: Chapman & Hall, 1993, p.60-64.
DAVIDSON, I. W. Production of polysaccharide by Xanthomonas campestris in continuous culture. FEMS Microbiology Letters, v.3, p.347-349, 1978.
84
HAYNES, W. C.; WICKERHAM, L. J.; HESSELTINE, C. W. Maintenance of cultures of industrially important microorganisms. Applied Microbiology, v.3, p.361-368, 1955.
HAYWARD, A. C. The hosts of Xanthomonas. In: SWINGS, J. G.; CIVEROLO, E. L. Xanthomonas. London: Chapman & Hall, 1993, p.1-17.
LOWSON, C. J.; SYMES, K. C. Oligosaccharides produced by partial acetolysis of xanthan gum. Carbohydrate Research, v.58, p.433-438, 1997.
MOREIRA, A. S.; VENDRUSCOLO, J. L. S.; GIL-TUNES, C.; VENDRUSCOLO, C. T. Screening among 18 novel strains of Xanthomonas campestris pv pruni. Food Hydrocolloids, v.15, p.469-474, 2001.
McCOMB, E. A.; McCREADY, R. M. Determination of acetyl in pectin and in acetylated carbohydrate polymers. Analytical Chemistry, v.29, n.5, p.819-821, 1957.
PAKDEE, P.; TAKO, M.; YOKOHARI, T.; KINJYO, K.; HONGO, H.; YAGA, S. Synergistic interaction between xanthan and galactomannan isolated from Leucaena leucephala de wit. Oyo Toshitsu Kagaku, n.2, v.42, p.105-113, 1995.
PAPAGIANNI, M.; PSOMAS, S. K.; BATSILAS, L.; PARAS, S. V.; KYRIAKIDIS, D. A.; LIAKOPOULOU-KYRIAKIDES, M. Xanthan production by Xanthomonas campestris in bath cultures. Process Biochemistry, v.37, p.73-80, 2001.
PINCHES, A.; PALLENT, L. J. Rate and yield relationships in the production of xanthan gum by batch fermentations using complex and chemically defined growth media. Biotechnology Bioengineering, v.28, p.1484-1496, 1986.
RINAUDO, M.; MILAS, M.; LAMBERT, F.; VINCENDON, M. 1H and 13C investigation of xanthan gum. Macromolecules, v.16, p.816-819, 1983.
SLONEKER, J. H.; JEANES, A. Exocellular bacterial polysaccharide from Xanthomonas campestris NRRL B-1459. Canadian Journal of Chemistry, v.40, p.2066-2071, 1962.
SLONEKER, J. H.; ORENTAS, D. G. Pyruvic acid, a unique component of an exocellular bacterial polysaccharide. Nature, v.194, n.4827, p.478-479, 1962.
SOUZA, A. da S.; VENDRUSCOLO, C. T. Produção e caracterização dos biopolímeros sintetizados por Xanthomonas campestris pv pruni cepas 24 e 58. Ciência e Engenharia, v.8, n.2, p.115-123, 1999.
TAKO, M.; NAKAMURA, S. Rheological properties of depyruvated xanthan in aqueous media. Agricultural and Biological Chemistry, v.56, n.6, p.1585-1586, 1988.
85
TAKO, M.; NAKAMURA, S. Evidence for intramolecular associations in xanthan molecules in aqueous media. Agricultural and Biological Chemistry, v.53, n.7, p.1941-1946, 1989.
TAKO, M. Synergistic interaction between deacylated xanthan and galactomannan. Journal of Carbohydrate Chemistry, v.10, n.4, p.619-633, 1991.
TAKO, M. Synergistic interaction between xanthan and konjac glucomannan in aqueous media. Bioscience Biotechnology and Biochemistry, v.56, n.8, p.1188-1192, 1992.
TORRES, L. G.; BRITO, E.; GALINDO, E.; CHOPLIN, L. Viscous behaviour of xanthan aqueous solutions from a variant strain of Xanthomonas campestris. Jounal of Fermentation and Bioengineering, v.75, n.1, p.58-64, 1993.
TORRESTIANA, B.; FUCIKOVSKY, L.; GALINDO, E. Xanthan production by some Xanthomonas isolates. Letters in Applied Microbiology, v.10, p.81-83, 1990.
VENDRUSCOLO, C. T. Produção e caracterização do biopolímero produzido por Beijerinckia sp. isolada do solo cultivado com cana-de-açúcar da região de Ribeirão Preto. 1995. 140f. Tese (Doutorado em Engenharia de Alimentos) – Faculdade de Engenharia de Alimentos, Universidade Estadual de Campinas, Campinas.
VENDRUSCOLO, C. T.; MOREIRA, A. S.; SOUZA, A. S.; ZAMBIAZI, R.; SCAMPARINI, A. R. P. Heteropolysaccharide produced by Xanthomonas campestris pv pruni C24. In: NISHINARI, K., Hydrocolloids. Amsterdam: Elsevier, 2000. p.187-191.
XUEWU, Z.; XIN, L.; DEXIANG, G.; WEI, Z.; TONG, X.; YONGHONG, M. Rheological models for xanthan gum. Journal of Food Engineering, v.27, p.203-209, 1996.
CONCLUSÕES GERAIS
• Os íons sódio e potássio foram removidos parcialmente pela técnica de
diálise, e sua presença influencia nas propriedades reológicas do
biopolímero sintetizado pelo patovar campestris e pruni.
• A propriedade de pseudoplasticidade foi mantida após a modificação
química dos biopolímeros.
• A viscosidade da xantana comercial aumentou com o incremento da
concentração de álcali empregada na reação de desacetilação, exceto
quando foi empregado hidróxido de potássio, que provocou aumento
somente com a maior concentração 0,01mol L-1.
• A concentração da xantana comercial utilizada para efetuar a reação de
desacetilação praticamente não influenciou na viscosidade das soluções e
no grau de acetilação.
• As maiores viscosidades foram observadas utilizando a base fraca
hidróxido de amônio na reação de desacetilação, sendo superior 53 e 24%
a xantana adicionada de sais proveniente do patovar campestris e pruni,
respectivamente.
• O grau de acetilação e a viscosidade da xantana diminuíram à medida
em utilizou-se uma base mais forte e maior tempo e temperatura na reação
de desacetilação.
• O grau de piruvatação das xantanas modificadas quimicamente não
variou, demonstrando que não está relacionado à viscosidade e
comprovando que estes grupos não influenciaram na reação de
desacetilação.
• Os parâmetros de reação de desacetilação ideais para a xantana
comercial também foram adequados para a xantana produzida pelo
patovar pruni cepa 101, proporcionando a obtenção de um biopolímero
desacetilado com qualidade reológica.
ABSTRACT
PINTO, Ellen P. Desacetilação de xantana: influência no comportamento reológico. 2005. 95f. Dissertação (Mestrado em Ciência e Tecnologia Agroindustrial) – Faculdade de Agronomia Eliseu Maciel, Universidade Federal de Pelotas, Pelotas.
Chemical reactions are effectuated to remove acetyl groups of the side chain
of the xanthan molecule. This structural change of the biopolymer is providing through of the deacetylation reaction, to give back one option to increase it is rheological behavior. First, to adjust one method to remove acetyl groups of the xanthan synthesized by pathovar campestris, studied the influence of de reaction besides the content of acetylation and quality of the result biopolymer. The deacetylation reaction was carried out with variation of the parameters: biopolymer and alkalis concentration, time and temperature. Analyses of the content of sodium and potassium, of the degree of acetylation and pyruvatation, of the viscosity and infrared spectroscopic were realized in the samples. It was observed that the purification of the biopolymer by dialysis technique propitiated a partial removal of the irons sodium and potassium and that these irons influence in the viscosity of the xanthan. The pseudoplasticity property was kept after of the chemical modification of biopolymer. The viscosity of the xanthan increased with the increment of the alkali concentration used in the deacetylation reaction, except when was used potassium hydroxide. The concentration of the biopolymer used in the deacetylation reaction practically did not influence in the viscosity of the solutions and acetylation degree. Biggest viscosities (680 e 910mPa.s in 10s-1) were observed using the ammonium hydroxide 0,005 and 0,01mol L-1, respectively; superior the xanthan added of salts (430mPa.s in 10s-1). The degree of acetylation and the viscosity of the xanthan decreased when used a stronger alkali (0,01mol L-1) and bigger time (12 hours) and temperature (65ºC) in the deacetylation reaction. The degree of pyruvatation of the modified xanthan did not vary, consequently not related to viscosity in the conditions tested. Deacetylated commercial xanthan showed 53% superior viscosity a xanthan added of salts with the use of the following reaction parameters: 0.5 and 1% of the biopolymer, 0.01mol L-1 ammonium hydroxide, 25ºC for 3 hours. However, a bigger removal of acetyl groups that 10% provide a 55% decrease of viscosity. The best parameters selected in the first stage was used to study the influence of the deacetylation in the properties of the xanthan synthesized by Xanthomonas campestris pv pruni strain 101, effectuated the same analysis. The purification of the biopolymer propitiated a partial removal of the sodium and potassium irons. The high viscosity (1170mPa.s in 10s-1) was observed with the use of ammonium hydroxide decreased with the used of potassium (591mPa.s in 10s-1) and sodium hydroxide
(490mPa.s in 10s-1). Verified that the viscosity and the degree of acetil groups was maintained constant when the temperature of reaction increased of 25ºC to 45ºC. The utilization of ammonium hydroxide in the deacetylation reaction provide 24% increase in the xanthan viscosity, nevertheless, the removal of acetyl groups is more efficient with the utilization of sodium hydroxide obtained 81% reduction of these groups. The chemical modified not provided alteration in pyruvatation degree, thusthe pyruvate groups not influenced in viscosity of deacetylated xanthan. Thus, the ideal parameters of reaction also was suitable to xanthan produced by pathovar pruni strain 101, provide the obtainment of a deacetylated biopolymer with rheological quality.
Keywords: Xanthan. Deacetylation. Rheological behavior.
REFERÊNCIAS
BEMILLER, J. N.; WHISTLER, R. L. Carbohydrates. In: FENNEMA, O. R. Food Chemistry. New York: Marcel Dekker, 3ed, 1996, p.81-156.
BETLACH, M. R.; CAPAGE, M. A.; DOHERTY, D. H. HASSLER, R. A.; HENDERSON, N. M. VANDERSLINE, R. W.; WARD, M. B. Genetically engineered polymers: manipulation of xanthan biosynthesis. In: YALPANI, M. Industrial Polysaccharides: Genetic Engineering, Structure/Property Relations and Applications. Amsterdam: Elsevier, 1987, p.35-50.
BOBBIO, F. O.; BOBBIO, P. A. Introdução à química de alimentos. 2. ed. São Paulo: Livraria Varela, 1992. 223p.
BOBBIO, P. A.; BOBBIO, F.O. Química do processamento de alimentos. 2. ed. São Paulo: Livraria Varela, 1992. 151p.
BORN, K.; LANGENDORFF, V.; BOULENGUER, P. Xanthan. In: VANDAMME, E. J.; DE BAETS, S.; STEINBÜCHEL, A. Biopolymers - biology, chemistry, biotechnology and applications. Weinheim: Weley-VCH, 2002. p. 259-291.
BRADSHAW, I. J.; NISBET, B. A.; KERR, M. H.; SUTHERLAND, I. W. Modified xanthan – its preparation and viscosity. Carbohydrate Polymers, v.3, p.23-38, 1983.
BRETAS, R. E. S.; SCURACCHIO, C. H. Reometria de placas paralelas e cone-placa. In: CANEVAROLO, S. V. J. Técnicas de Caracterização de Polímeros. São Paulo: Artliber Editora, 2003. p.385-404.
CADMUS, M. C.; ROGOVIN, S. P.; BURTON, K. A.; PITTSLEY, J. E.; KNUTSON, C. A.; JEANES, A. Colonial variation in Xanthomonas campestris NRRL B-1459 and characterization of the polysaccharide from variant strain. Canadian Journal of Microbiology, v.22, p.942-948, 1976.
CADMUS, M. C.; KNUTSON, C. A.; LAGODA, A. A.; PITTSLEY, J. E.; BURTON, K. A. Synthetic media for production of quality xanthan gum in 20 liter fermentors. Biotechnology and Bioengineering, v.20, p.1003-1014, 1978
CALLET, F.; MILAS, M.; RINAUDO, M. Influence of acetyl and pyruvate contents on rheological properties of xanthan in dilute solution. International Journal of Biological Macromolecules, v. 9, p.291-293, 1987.
90
CASAS, J. A.; SANTOS, V. E.; GARCÍA-OCHOA, F. Xanthan gum production under several operational conditions: molecular structure and rheological properties. Enzyme and Microbial Technology, v.26, p.282-291, 2000.
CHALLEN, I. A. Xanthan gum: a multifunctional stabilizer for food products. In: NISHINARI, K.; DOI, E. Food Hydrocolloids: Structure, Properties, and Functions. New York: Plenum Press, 1994. p.135-140.
CHEETHAM, N. W. H.; PUNRUCKVONG, A. An HPLC method for the determination of acetyl and pyruvyl groups in polysaccharides. Carbohydrate Polymers, v.5, p.399-406, 1985.
CHEETHAM, N. W. H.; NORMA, N. M. N. The effect of pyruvate on viscosity properties of xanthan. Carbohydrate Polymers, v.10, p.55-60, 1989.
COTTRELL, I. W.; KANG, K. S. Xanthan gum, a unique bacterial polysaccharide for food applications. Developments in Industrial Microbiology, v.9, p.117-131, 1978.
DAVIDSON, I. W. Production of polysaccharide by Xanthomonas campestris in continuous culture. FEMS Microbiology Letters, v.3, p.347-349, 1978.
DENTINI, M.; CRESCENZI, V.; BLASI, D. Conformational properties of xanthan derivatives in dilute aqueous solution. International Journal of Biological Macromolecules. v.6, p.93-98, 1984.
DUCKWORTH, M.; YAPHE, W. Definitive assay for pyruvic acid in agar and other algal polysaccharides. Chemistry and Industry, v.23, p.747-748, 1970.
FLORES, F.; TORRES, L. G.; GALINDO, E. Effect of the dissolved oxygen tension during cultivation of Xanthomonas campestris on the production and quality of xanthan gum. Journal of Biotechnology, v.34, p.165-173, 1994.
GALINDO, E. Aspects of the process for xanthan production. Institution of Chemical Engineers, v.72, part. C, p.227-237, 1994.
GARCÍA-OCHOA, F.; CASAS, J. A.; MOHEDANO, A. F. Precipitation of xanthan gum. Separation Science and Technology, v.28, p.1303-1313, 1993.
GARCÍA-OCHOA, F.; CASAS, J. A. Apparent yield stress in xanthan gum solution at low concentration. Chemical Engineering Journal. v.53, p.41-46, 1994.
GARCÍA-OCHOA, F.; SANTOS, V. E.; CASAS, J. A.; GÓMES, E. Xanthan gum: production, recovery, and properties. Biotechnology Advances, v.18, p.549-579, 2000.
HADJIVASSILIOU, A. G.; RIEDER, S. V. The enzymatic assay of pyruvic and lactic acids: a definitive procedure. Clinica Chimica Acta, v.19, p.357-361, 1968.
91
HARDING, N. E.; CLEARY, J. M.; IELPI, L. Genetics and biochemistry of xanthan gum production by Xanthomonas campestris. In: HUI, Y. H.; KHACHATOURIANS, G. G. Food Biotechnology Microorganisms. VCH, 1994. p.495-514.
HASSLER, R. A.; DOHERTY, D. H. Genetic engineering of polysaccharide structure: production of variants of xanthan gum in Xanthomonas campestris. Biotechnology Progress, v.6, p.182-187, 1990.
HAYWARD, A. C. The hosts of Xanthomonas. In: SWINGS, J. G.; CIVEROLO, E. L. Xanthomonas. London: Chapman & Hall, 1993, p.1-17.
HESTRIN, S. The reaction of acetylcholine and other carboxylic acid derivatives with hydroxylamine, and its analytical application. Journal of Biological Chemistry, v.180, p.249-261, 1949.
HOLZWARTH, G.; OGLETREE, J. Pyruvate-free xanthan. Carbohydrate Research, v.76, p.277-280, 1979.
JANSSON, P. E.; KEENE, L.; LINDBERG, B. Structure of the extracellular polysaccharide from Xanthomonas campestris. Carbohydrate Research, v.45, p.275-282, 1975.
JEANES, A.; PITTSLEY, J. E.; SENTI, F. R. Polysaccharide B-1459: a new hydrocolloid polyelectrolyte produced from glucose by bacterial fermentation. Journal of Applied Polymer Science, v.5, p.519-526, 1961.
JEANES, A. Extracellular microbial polysaccharides – New hydrocolloids of interest to the food industry. Food Technology, v.28, n.5, p.34-38, 1974.
KANG, K. S.; PETTIT, D. J. Xanthan, gellan, wellan, and rhamsan. In: WHISTLER, R. L.; BEMILLER, J. N. Industrial gums. New York: Academic Press, 1993, p.341-398.
KATZBAUER, B. Properties and applications of xanthan gum. Polymer Degradation and Stability. n. 59, p.81-84,1998.
KAWANO, Y. Espectroscopia vibracional de absorção no infravermelho. In: CANEVAROLO, S. V. J. Técnicas de Caracterização de Polímeros. São Paulo: Artliber Editora, 2003, p.17-39.
KENNEDY, J. F.; JONES, P.; BARKER, S. A.; BANKS, G. T. Factors affecting microbial growth and polysaccharide production during the fermentation of Xanthomonas campestris cultures. Enzyme and Microbiology Technology, v.4, p.39-43, 1982.
KOEPSELL, H. J.; SHARPE, E. S. Microdetermination fo pyruvic and α-ketoglutaric acids. Archives of Biochemistry and Biophysics, v.38, p.443-449, 1952.
92
LILLY, V. G.; WILSON, H. A.; LEARCH, J. G. Bacterial polysaccharides II. Laboratory- scale production of xanthan gum. Applied Microbiology and Biotechnology, v.6, p.105-112, 1958.
LOWSON, C. J.; SYMES, K. C. Oligosaccharides produced by partial acetolysis of xanthan gum. Carbohydrate Research, v.58, p.433-438, 1997.
MANRESA, A.; ESPUNY, M. J.; GUINEA, J.; COMELLES, F. Characterization and production of a new extracellular polymer from Pseudomonas sp. GSP-910. Applied Microbiology and Biotechnology, v.26, p.347-351, 1987.
McCOMB, E. A.; McCREADY, R. M. Determination of acetyl in pectin and in acetylated carbohydrate polymers. Analytical Chemistry, v.29, n.5, p.819-821, 1957.
MELTON, L. D.; MINDT, L.; REES, D. A.; SANDERSON, G. R. Covalent structure of extracellular polysaccharide from Xanthomonas campestris. Carbohydrate Research, v.46, p.245-257, 1976.
MILAS, M.; RINAUDO, M.; TINLAND, B. Conformational investigation on the bacterial polysaccharide xanthan. Carbohydrate Research, v.76, p.189-196, 1979.
MOLECULAR Structure of Xanthan Gum. Disponível em: <http://www.cpkelco.com/xanthan/industrial/molecular_structure.html> Acesso em: 20 jun. 2005.
MORRIS, E. R. Molecular origin of xanthan solution properties. In: SANDFORD, P. A.; LASKIN, A. Extracellular microbial polysaccharides. ACS Symposium Series v. 45, Washington, D. C.: American Chemical Society, 1977. p.81-89.
MORRIS, E. R. Rheology of hydrocolloids. In: PHILLIPS, G. O.; WEDLOCK, D. J.; WILLIAMS, P. A. Gums and stabilizers for the food industry. Oxford: Pergamon Press, 1984, p.57-78.
MORRIS, V. J. Bacterial Polysaccharides. In: STEPHEN, A. M. Food Polysaccharide and their applications. New York: Basel Marcel Dekker, 1995, p.341-375.
MORRIS, E. R. Rheology of xanthan: suspension of particles and stabilization of emulsions. Food & Ingredients Journal of Japan, v.167, p.31-36, 1996.
MORRISON, R. T.; BOYD, R. N. Química orgânica. 13 ed. Lisboa: Fundação Calouste Gulbenkian, 1996.
NAVARRO, R. F. Fundamentos de reologia de polímeros. Caxias do Sul: EDUCS, 1997. 256p.
PACE, G. W.; RIGHELATO, R. C. Production of extracellular microbial polysaccharides. Advances in Biochemical Engineering, v.15, p.41-70, 1981.
93
PAKDEE, P.; TAKO, M.; YOKOHARI, T.; KINJYO, K.; HONGO, H.; YAGA, S. Synergistic interaction between xanthan and galactomannan isolated from Leucaena leucephala de wit. Oyo Toshitsu Kagaku, n.2, v.42, p.105-113, 1995.
PETERS, H-U; SUH, I. S.; SCHUMPE, A.; DECKWER, W. D. The pyruvate content of xanthan polysaccharide produced under oxygen limitation. Biotechnology Letters, v.15, p.565-566, 1993.
PHILLIPS, J. C.; MILLER, J. W.; WERNAU, W. C.; TATE, B. E.; AUERBACH, M. H. A high-pyruvate xanthan for EOR. Journal of Petroleum Science and Engineering, v.25, p.594-602, 1985.
RAO, M. A. Rheology of liquid foods-a review. Journal of Texture Studies, v.8, p.135-168, 1977.
REGULY, J. C. Biotecnologia dos processos fermentativos. v.3. Pelotas: Gráfica Universitária, 2000. 218p.
RINAUDO, M.; MILAS, M.; LAMBERT, F.; VINCENDON, M. 1H and 13C investigation of xanthan gum. Macromolecules, v.16, p.816-819, 1983.
ROCKS, J. K. Xanthan gum. Food Technology, v.25, p.476-483, 1971.
SANDFORD, P. A.; PITTSLEY, J. E.; KNUTSON, C. A.; WATSON, P. R.; CADMUS, M. C.; JEANE, A. Variation in Xanthomonas campestris NRRL B-1459: characterization of xanthan products of differing strains. In: SANDFORD, P. A.; LASKINS, A. Extracellular Microbial Polysaccharides. Washington, D. C.: American Chemical Society, 1977. p.192-210.
SHATWELL, K. P.; SUTHERLAND, I. W.; DEA, I. C. M.; ROSS-MURPHY, S. B.; The influence of acetyl and pyruvate substituents on the helix-coil transition behavior of xanthan. Carbohydrate Research, v.206, p. 87-103. 1990.
SHATWELL, K. P.; SUTHERLAND, I. W. Influence of the acetyl substituent on the interaction of xanthan with plant polysaccharides – I. Xanthan – Locust bean gum systems. Carbohydrate Polymers, v.14, p. 29-51. 1991.
SHAW, D. J. Introdução à química dos colóides e de superfícies. São Paulo: Editora Edgard Blucher, 1975, 180p.
SHU, Ch-H; YANG, Sh-T. Effects of temperature on cell growth and xanthan production in batch cultures of Xanthomonas campestris. Biotechnology Bioengineering, v.35, p.454-468, 1990.
SILVERSTEIN, R. M.; WEBSTER, F. X. Identificação espectrométrica de compostos orgânicos. 6 ed. Rio de Janeiro: LTC – Livros Técnicos e Científicos Editora, 2000, 460p.
94
SLONEKER, J. H.; JEANES, A. Exocellular bacterial polysaccharide from Xanthomonas campestris NRRL B-1459. Canadian Journal of Chemistry, v.40, p.2066-2071, 1962.
SLONEKER, J. H.; ORENTAS, D. G. Pyruvic acid, a unique component of an exocellular bacterial polysaccharide. Nature, v.194, n.4827, p.478-479, 1962.
SMITH, I. H.; SYMES, K. C.; LAWSON, C. J. Influence of the pyruvate content of xanthan on macromolecular association in solution. International of Journal Biological Macromolecules, v.3, p.129-134, 1981.
SMITH, J. H.; PACE, G. W. Recovery of microbial polysaccharides. Journal of Chemical Technology and Biotechnology, v.32, p.119-129, 1982.
SOUZA, A. da S.; VENDRUSCOLO, C. T. Produção e caracterização dos biopolímeros sintetizados por Xanthomonas campestris pv pruni cepas 24 e 58. Ciência e Engenharia, v.8, n.2, p.115-123, 1999.
STANKOWSKI, J. D.; MUELLER, B. E.; ZELLER, S. G. Location of second O-acetyl group in xanthan gum by the reductive-cleavage method. Carbohydrate Research, v.241, p.321-326, 1993.
STOKKE, B. T.; ELGSAETER, A.; SMIDSROD, O. Electron microscopic study of single- and double-stranded xanthan. International of Journal Biological Macromolocules, v.8, p.217-225, 1986.
SUTHERLAND, I. W. Xanthomonas polysaccharides: improved methods for their comparison. Carbohydrate Polymers, v. 1, p.107-115, 1981.
SUTHERLAND, I. W. Biosynthesis of microbial exopolysaccharides. Advances Microbial Physiology, v. 23, p.80-142, 1982.
SUTHERLAND, I. W. Physiology and industrial production. In: BADDILEY, J.; CAREY, N. H.; HIGGINS, I. L.; POTTER, W. G. Biotechnology of microbial exopolysaccharides. Cambridge: Cambridge University Press, 1990, p.88-70.
SUTHERLAND, I. W.; TAIT, M. I. Biopolymers. Encyclopedia of Microbiology, v.1, p.339-349, 1992.
SUTHERLAND, I. W. Xanthan. In: SWINGS, J. G.; CIVEROLO, E. L. Xanthomonas. London: Chapman & Hall, 1993, p.363-388.
SUTHERLAND, I. W. Structure-function relationships in microbial exopolysaccharides. Biotechnology Advances, v.12, p.393-448, 1994.
SUTHERLAND, I. W. Microbial polysaccharides from gram-negative bacteria. International Dairy Journal, v.11, p.663-674, 2001.
95
TAIT, M. I.; SUTHERLAND, I. W; CLARKE-STURMAN, A. J. Effect of growth conditions on the production composition and viscosity of Xanthomonas campestris exopolysaccharide. Journal of General Microbiology, v.132, p.1483-1492, 1986.
TAIT, M. I.; SUTHERLAND, I. W. Synthesis and properties of a mutant type of xanthan. Journal of Applied Bacteriology, v.66, p.475-460, 1989.
TAKO, M.; NAKAMURA, S. Rheological properties of deacetylated xanthan in aqueous media. Agricultural and Biological Chemistry, v.48, n.12, p. 2887-2993, 1984.
TAKO, M.; NAKAMURA, S. Synergistic interactions between xanthan and guar gum. Carbohydrate Research, v.138, p.207-213, 1985.
TAKO, M.; NAKAMURA, S. Rheological properties of depyruvated xanthan in aqueous media. Agricultural and Biological Chemistry, v.56, n.6, p.1585-1586, 1988.
TAKO, M.; NAKAMURA, S. Evidence for intramolecular associations in xanthan molecules in aqueous media. Agricultural and Biological Chemistry, v.53, n.7, p.1941-1946, 1989.
TAKO, M. Synergistic interaction between deacylated xanthan and galactomannan. Journal of Carbohydrate Chemistry, v.10, n.4, p.619-633, 1991.
TAKO, M. Synergistic interaction between xanthan and konjac glucomannan in aqueous media. Bioscience Biotechnology and Biochemistry, v.56, n.8, p.1188-1192, 1992.
TAYLOR, K. C.; NASR-EL-DIN, H. A. Xanthan biopolymers: a rewiew of methods for the determination of concentration and for the measurement of acetate and pyruvate content. Journal of Petroleum Science and Engineering, v.9, p.273-279, 1993.
TRILSBACH, G. F.; PIELKEN, P.; HAMACHER, K.; SAHM, H. Xanthan formation by Xanthomonas campestris under different culture conditions. In: 3rd EUROPEAN CONGRESS OF BIOTECHNOLOGY, 1984, Weinheim. Anais do... Weinhein: Verlag Chemie, 1984. p.65-70.
VANDERSLICE, R. W.; DOHERTY, D. H.; CAPAGE, M. A.; BETLACH, M. R.; HASSLER, R. A.; HENDERSON, N. M.; RYAN-GRANIERO, J.; TECKLENBURG, M. Genetic engineering of polysaccharide structure in Xanthomonas campestris. In: CRESCENZI, V.; DEA, I. C. M.; PAOLETTI, S.; STIVALA, S. S.; SUTHERLAND, I. W. Biomedical and biotechnological advances in industrial polysaccharides. New York: Gordon & Breach, 1989, p.145-156.
VOGEL, A. I. Análise Química Quantitativa. 5.ed. Rio de Janeiro: LTC - Livros Técnicos Científicos Editora, 1992, 712p.
