VIABILIDADE DE SEMENTES DE Handroanthus heptaphyllus (Vell ...

UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA “JÚLIO DE MESQUITA FILHO”

FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRONÔMICAS

CAMPUS DE BOTUCATU

VIABILIDADE DE SEMENTES DE Handroanthus

heptaphyllus (Vell.) MATTOS ARMAZENADAS NOS

FRUTOS

MARIA RITA SILVA GILLI MARTINS

Dissertação apresentada à Faculdade

de Ciências Agronômicas da Unesp -

Câmpus de Botucatu, para obtenção

do título de Mestre em Ciência

Florestal

BOTUCATU-SP

Janeiro – 2013

UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA “JÚLIO DE MESQUITA FILHO”

FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRONÔMICAS

CAMPUS DE BOTUCATU

VIABILIDADE DE SEMENTES DE Handroanthus

heptaphyllus (Vell.) MATTOS ARMAZENADAS NOS

FRUTOS

MARIA RITA SILVA GILLI MARTINS

Orientador: Prof. Dr. Edson Seizo Mori

Dissertação apresentada à Faculdade

de Ciências Agronômicas da Unesp -

Câmpus de Botucatu, para obtenção

do título de Mestre em Ciência

Florestal

BOTUCATU – SP

Data da Defesa: 09/08/2011

Agradecimentos

Primeiramente, agradeço a Deus, pela dádiva da vida e principalmente pela

oportunidade de trabalhar em um projeto elaborado com amor e dedicação. Também a

Ele agradeço por toda força, paciência e persistência concedida nos momentos mais

difíceis.

Ao Prof. Dr. Edson Seizo Mori, orientador desta dissertação, por todo empenho,

sabedoria e compreensão.

Ao Prof. Dr. João Nakagawa e a Prof Dra Giuseppina Pace Pereira Lima, pelas

orientações na elaboração do projeto dessa pesquisa e pelo interesse durante todo o

desenvolvimento dos trabalhos.

Agradeço a minha família, principalmente ao meu pai, Antonio Carlos, minha mãe

Maria Nanci (in memorian) e minha irmã, Ana Maria, pelo amor, carinho, apoio e

compreensão em todos os momentos da minha vida! Agradeço muito pela confiança em

minhas decisões e todo o incentivo dado.

Em especial, agradeço ao amigo-irmão Danilo Scorzoni Re, pela ajuda, apoio e

paciência incondicional, e também pela competência, sugestões, ensinamentos e

empenho na intenção de chegar à excelência nesse trabalho.

Aos meus amigos, principalmente a Sergiane Frison, Isliana Griebler Ribeiro Caldas

Lucas Luis da Silva e Gustavo Luis Silva, agradeço pelo incentivo e apoio em todos os

momentos, felizes e principalmente nos mais difíceis.

À Valeria Giandoni e aos amigos do Laboratório de Análise de Sementes do

Departamento de Produção e Melhoramento Vegetal da Faculdade de Ciências

Agronômicas – UNESP, Botucatu pela ajuda na realização dos trabalhos.

À Raquel Cavasini, Marizete Cavalcante e Sérgio Marques pela ajuda e paciência na

realização das análises bioquímicas.

À FAPESP – Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo, pela bolsa

concedida.

E a todas as pessoas que, direta ou indiretamente, contribuíram para a execução desse

trabalho.

SUMÁRIO

I. Resumo..................................................................................................................... IV

II. Abstract.................................................................................................................... V

1. Introdução................................................................................................................ 01

2. Revisão de literatura................................................................................................. 03

3. Objetivos.................................................................................................................. 12

4. Material e métodos................................................................................................... 13

4.1. Colheita dos frutos............................................................................................ 13

4.2. Delineamento experimental e análise estatística............................................... 14

4.3. Dimensionamento dos frutos e das sementes.................................................... 14

4.4. Avaliações......................................................................................................... 15

4.5. Determinação do teor de água dos frutos e das sementes................................. 15

4.6. Medições da condutividade elétrica.................................................................. 16

4.7. Germinação....................................................................................................... 17

4.8. Determinação da atividade enzimática e teores de proteína solúvel................. 18

4.8.1. Obtenção do extrato bruto................................................................ 18

4.8.2. Determinação de proteína solúvel.................................................... 18

4.8.3. Determinação da atividade da polifenoloxidase............................... 19

4.8.4. Determinação da atividade da peroxidase........................................ 20

4.9. Determinação do teor de lipídeos...................................................................... 21

5. Resultados e Discussão............................................................................................ 22

5.1. Caracterização das sementes coletadas............................................................. 22

5.1.1. Dimensionamento das sementes....................................................... 22

5.1.2. Germinação, condutividade e teor de água inicial............................ 25

5.2. Germinação e condutividade elétrica................................................................ 25

5.3. Teor de água das sementes e dos frutos............................................................ 31

5.4. Atividade da enzima peroxidase....................................................................... 34

5.5. Atividade da enzima polifenoloxidase.............................................................. 43

5.6. Determinação de proteína solúvel..................................................................... 47

5.7. Determinação do teor de lipídeos...................................................................... 47

6. Considerações........................................................................................................... 50

7. Conclusão................................................................................................................. 52

8. Referência de literatura............................................................................................ 53

IV

RESUMO

O objetivo da pesquisa foi avaliar o comportamento das sementes de Handroanthus

heptaphyllus (VELL.) MATTOS, armazenadas dentro dos frutos e de forma

convencional. Os frutos e as sementes foram armazenados em sacos de papel

permeáveis, para avaliações pelo período de 8 meses. Testaram-se três diferentes locais:

câmara seca, a 20º C e UR de 45%; câmara fria, a 10ºC e UR de 90%; e ambiente de

laboratório, sem controle de temperatura e umidade. Avaliou-se germinação,

condutividade elétrica, teor de água das sementes e dos frutos, teor de proteína solúvel e

teor de lipídeos e atividade da enzima peroxidase e polifenoloxidase. Também mediu-se

o dimensionamento das sementes (comprimento, altura e espessura), para caracterização

do lote. As sementes colhidas após 120 da antese apresentaram boa germinação (83%) e

condutividade elétrica (40,7 µs.cm-1

.g-1

), mesmo estando com alto teor de água (49,3%).

De forma geral, as sementes armazenadas da forma convencional apresentaram

melhores resultados dos parâmetros avaliados com relação às sementes armazenadas

dentro dos frutos. Os valores de germinação e teor de água apresentaram queda ao longo

do tempo, enquanto os valores da condutividade elétrica aumentaram. Os resultados

observados para as sementes armazenadas em câmara fria foram superiores aos demais

locais de armazenamento. Verificou-se maior atividade da enzima peroxidase nos

frutos, em relação às sementes, quando em câmara seca. Entre as sementes, a atividade

nas sementes dos frutos foi menor, quando armazenadas em câmara fria. Em câmara

seca e ambiente, a atividade da peroxidase foi menor nas sementes convencionais. A

atividade da polifenoloxidase foi maior nos frutos em todos os locais de

armazenamento, também foi maior nas sementes convencionais quando em câmara fria

e quando em câmara seca até o 4° mês. Já em ambiente foi menor nas sementes

convencionais até o 3° mês de armazenamento. As sementes armazenadas de forma

convencional apresentaram maiores teores de lipídeos em todos os locais de

armazenamento e maior teor de proteína quando em câmara fria e seca. Conclui-se que

o armazenamento das sementes dentro dos frutos não é indicado para manter a

viabilidade das sementes de Handroanthus heptaphyllus.

Palavras-chave: Handroanthus heptaphyllus, armazenamento de sementes em fruto,

armazenamento convencional, compostos fenólicos.

V

FEASIBILITY OF SEEDS Handroanthus heptaphyllus (Vell.) MATTOS STORED IN

FRUIT, 59f.

Dissertação (Mestrado em Ciência Florestal) – Faculdade de Ciências Agronômicas,

Universidade Estadual Paulista.

Author: MARIA RITA SILVA GILLI MARTINS

Adviser: EDSON SEIZO MORI

The objective of the research was to evaluate the behavior of Handroanthus

heptaphyllus (Vell.) MATTOS seeds, stored into the fruits (SF) and by conventional

procedure(SC). The fruit and seeds were stored in kraft paper bags by the period of

eight months. They were tested through the three different conditions: dry chamber at

20 ° C and 45% RU; cold chamber at 10 º C and 90% RU, and laboratory environment

without control of temperature and humidity. We evaluated the seeds by their

germination, electrical conductivity, water content of seeds and fruits, soluble protein

content, and lipid content and enzyme activity of peroxidase and polyphenoloxidase. It

was also measured the size of seeds (length, height, and thickness), for seed lot

characterization. Seeds harvested after 120 days of anthesis, showed good germination

(83%) and electrical conductivity (40.7 μs.cm-1.g-1), even though with high water

content (49.3%). Generally, seeds stored by conventional procedure (SC)presented

better results than compared to seeds stored into the fruits the fruit (SF). The values of

germination and water content decreased along the time, while the values of electrical

conductivity increased. The results for seeds stored in cold chamber were higher than

the other storage conditions. There was higher peroxidase activity in fruits than for

seeds, into the dry chamber. Among the seeds, the activity in SF seeds was lower when

stored in cold chamber. In dry chamber and in environment conditions, the peroxidase

activity was lower for SC seeds. The polyphenoloxidase activity was higher in fruit in

all of storage conditions , also was higher in SC seeds when in cold chamber and in dry

chaqmber until 4th

month. Already for environment conditions was lower in SC seeds

until the 3rd

month of storage. Seeds stored of conventional procedures (SC) had higher

levels of lipids in all storage conditions and higher protein content when in cold and dry

chambers. We conclude that storage of seeds into the fruits (SF) is not indicated to

maintain seed viability of Handroanthus heptaphyllus.

Key Words: Handroanthus heptaphyllus, seed storage into the fruits, conventional

storage of seeds, phenolic content

1

1. INTRODUÇÃO

A espécie Handroanthus heptaphyllus (Vell.) Mattos,

também conhecida como ipê roxo de sete folíolos, pertence à família Bignoniaceae, que

possui cerca de 120 gêneros e 800 espécies, sendo 100 espécies incluídas atualmente

nos gêneros Handroanthus e Tabebuia (LORENZI, 1992).

O H. heptaphyllus é uma espécie secundária tardia a

clímax, tolerante ao sombreamento em seu estádio juvenil e quando adulta ocupa o

extrato superior da floresta. É geralmente encontrada em vegetação secundária de

Floresta Estacional Semidecidual e Decidual, Floresta Ombrófila Densa a Mista, Chaco

Sul-Matogrossence e Pantanal Matogrossence (LONGHI, 1995). Regionalmente, a

espécie é encontrada no Brasil, Argentina, Bolívia, Paraguai e Uruguai. No Brasil

ocorre no sul e oeste da Bahia, no Espírito Santo, Minas Gerais, Mato Grosso do Sul,

Rio de Janeiro, São Paulo, Santa Catarina e Rio Grande do Sul (CARVALHO, 1994a).

A espécie H. heptaphyllus pode ser encontrada em

regiões de clima tropical úmido e subúmido, clima tropical, com inverno seco, clima

subtropical de inverno seco e clima subtropical, com verão quente, de acordo com a

classificação de Köppen. Ocorre em ambientes de regime pluvial uniforme, podendo a

precipitação variar entre 1.000 a 1900 mm no ano, entretanto tolera déficit hídrico

moderado. Quanto à temperatura, tolera variação média anual entre 18 e 26º C

(CARVALHO, 2003).

A madeira das espécies do gênero Handroanthus possui

alta resistência mecânica e densidade (da ordem de 1070 kg/m3) e baixa retratilidade

volumétrica (JANKOWSKY et al., 1990), possuindo coloração escura e alburno claro

(PAULA ; ALVES, 1997). Devido à suas características de madeira, é procurado para o

2

uso como dormentes, tacos, portais, postes, construção civil e naval, móveis,

instrumentos musicais, entre outros (JANKOWSKY et al., 1990; PAULA ; ALVES,

1997).

Da casca podem-se extrair ácidos tânicos e lapáchico,

sais alcalinos e corantes para coloração de algodão e seda. Na medicina popular, usa-se

espécie tem propriedades anticancerígenas, antireumáticas e antianêmicas

(CARVALHO, 2003).

É uma espécie ornamental, apresentando flores de

coloração rosa a lilás intenso, podendo ser utilizada para arborização urbana de praças,

jardins públicos, ruas e avenidas. O ipê também é uma espécie atrativa da fauna,

principalmente quando de seu florescimento, na fase de polinização, sendo indicada

para o reflorestamento de recuperação de áreas degradadas e reposição de mata ciliar,

em ambientes sem inundações (CARVALHO, 2003).

Por apresentar alta demanda de mudas, as espécies de

ipê são produzidas em larga escala para atender a demanda do mercado paisagista e de

reflorestamentos.

As árvores da espécie são altas, podendo alcançar até

25 metros de altura. Esse fato, associado a frutos deiscentes, sementes aladas e alta

sazonalidade anual de produção de frutos, contribui para dificultar a disponibilidade de

sementes para a produção de mudas ao longo de um ciclo produtivo (SOUZA et al.,

2005a).

Assim, entender o comportamento fisiológico das

sementes armazenadas pode trazer indicativos de como a forma de armazenamento

influi nas condições de conservação da qualidade dessas sementes para a germinação e

portanto, poderá auxiliar na padronização de formas de armazenamento mais eficientes

para disponibilizar sementes viáveis ao longo do tempo.

Dessa forma, o objetivo do trabalho foi armazenar a

viabilidade de sementes de Handroanthus heptaphyllus (ipê roxo) armazenados com e

sem os frutos, em diferentes ambientes.

3

2. REVISÃO DE LITERATURA

A germinação é considerada uma das mais importantes

etapas do biociclo vegetal, pois nela as atividades metabólicas são restabelecidas. Na

germinação há o aumento da taxa respiratória, das sínteses de proteínas e mobilização

das reservas após a absorção da água, que possibilitam o crescimento do eixo

embrionário e assim, a protrusão da radícula. A germinação está relacionada a aspectos

fisiológicos e bioquímicos, associados a fatores ambientais e fatores intrínsecos às

sementes (BEWLEY, 1997; DESAI et al. 1997; CARVALHO ; NAKAGAWA, 2000;

FERREIRA ; BORGHETTI, 2004).

As sementes podem ser classificadas como ortodoxas

ou recalcitrantes, com relação à sensibilidade à dessecação e ao armazenamento

(ROBERTS, 1973).

Sementes ortodoxas caracterizam-se por serem

relativamente pequenas, com baixas taxas metabólicas e de respiração, possuindo alta

longevidade, podendo apresentar ou não dormência e possuem capacidade de formar

banco de sementes; toleram secagem, sendo capazes de reduzir seu metabolismo a

níveis que favorecem a conservação da qualidade fisiológica durante o armazenamento

(FERREIRA ; BORGHETTI, 2004).

Em contra ponto, as recalcitrantes são intolerantes à

dessecação, possuem curta longevidade e são intolerantes às temperaturas baixas

(ROBERTS, 1973; FERREIRA ; BORGHETTI, 2004).

As sementes do gênero Handroanthus, são classificadas

como ortodoxas (KANO et al., 1978; MELLO; EIRA, 1995; DEGAN et al., 2001;

4

MARQUES et al., 2004; GEMAQUE et al., 2005; CARVALHO et al., 2006; SILVA et

al., 2001).

Existe divergência com relação à capacidade de

armazenamento dessas sementes por longos períodos. NATALE e CARVALHO (1983)

observaram perda total do potencial fisiológico de sementes de ipê-roxo após 150 dias

de armazenamento, enquanto que GEMAQUE et al. (2005) afirmam que semente de

Tabebuia impetiginosa apresentou comportamento ortodoxo em relação ao

armazenamento quando previamente secas em salas climatizadas.

Durante o armazenamento as sementes sofrem

deterioração, a qual pode ser rápida ou lenta, dependendo das características ambientais,

como temperatura, umidade relativa do ar e tipos de embalagens e também de fatores

intrínsecos à semente, incluindo seus constituintes, como substâncias de reserva,

presença de óleos, entre outros (CARNEIRO; AGUIAR, 1991).

A queda do poder germinativo e do vigor das sementes

é a mais alta manifestação da deterioração. A viabilidade da semente é bastante

influenciada pelas condições de armazenamento, sobretudo pelo teor de água e

temperatura do ambiente (FERREIRA; BORGHETTI, 2004).

Pesquisas com sementes de ipê veem sendo

desenvolvidas há mais de 40 anos para maior entendimento do comportamento e da

qualidade fisiológica após o armazenamento (CARVALHO et al., 1976; KANO et al.,

1978; FREITAS et al., 1979; KAGEYAMA ; MARQUEZ, 1981; NATALE ;

CARVALHO, 1983; MAEDA ; MATTHES, 1984; PINTO et al., 1986; FIGLIOLIA,

1988; CUNHA et al., 1992; KAGEYAMA et al., 1992, MELLO ; EIRA, 1995; SILVA

et al., 2001).

Dentre esses estudos, foi observado que sementes de H.

heptaphyllus mantiveram a germinação inicial por 360 dias, quando armazenadas a 10

ºC e -196 ºC (umidade de armazenamento não citada). Entretanto quando armazenadas a

20ºC, observou processo de deterioração da semente, desfavorecendo a sua conservação

(MARTINS et. al., 2012).

Em armazenamento de sementes de ipê branco foi

observado que o armazenamento a 20 °C (umidade relativa de armazenamento não

citada) desfavoreceu a germinação das sementes após 300 dias de armazenamento,

sugerindo ação fortemente prejudicial à conservação, enquanto que para as temperaturas

de 10 e -20 °C a germinação inicial foi mantida pelo período (MARTINS et al., 2009a).

5

Também foi verificado por KAGEYAMA &

MARQUEZ (1981) boa resposta em manter a viabilidade de sementes de ipê amarelo

quando armazenadas em câmara fria (com temperatura de três a 5ºC e UR acima de

70%).

Para períodos de armazenamento de um ano, TOLEDO

& MARCOS FILHO (1977) comentaram que teores de água das sementes devem variar

entre 11 a 14% para melhor conservação e que a porcentagem de germinação é reduzida

à medida que o teor de água das sementes aumenta. Em sua maioria, as sementes recém-

colhidas apresentam altos teores de água, não adequados para o seu armazenamento,

podendo causar perda do poder germinativo através do aumento na taxa respiratória,

favorecendo ação de microrganismos (DESAI et al., 1997).

Segundo KANO et al. (1978), para o armazenamento

por períodos superiores a um ano, as sementes devem apresentar teores de água

inferiores a 11%. Os autores também observaram que em armazenamento por um ano

em câmara seca (20ºC e UR de 45%), sementes de ipê dourado mantiveram-se

conservadas, com manutenção do teor de água das sementes em torno de 8% e

germinação ao final do armazenamento em 72,5%.

Buscando diferentes formas de armazenamento de

sementes, estudos diversos são realizados, principalmente para espécies florestais

nativas brasileiras, as quais ainda demandam pesquisas para melhor compreensão de

suas características e comportamentos fisiológicos durante o armazenamento

(MELCHIOR et al., 2006; BIRUEL et al., 2007; TRESENA et al., 2009; PESSOA et

al., 2010).

BIRUEL et al. (2007) em estudo com a espécie

Caesalpinia leiostachya (Benth.) Ducke (pau-ferro), observaram que as sementes

armazenadas dentro dos frutos, após oito meses de armazenamento em condições de

laboratório (sem controle de temperatura e umidade), tiveram melhor germinação do

que as sementes beneficiadas, armazenadas em câmara seca.

Alguns estudos sobre a germinação de sementes

armazenadas em frutos demonstram relação positiva entre períodos de armazenamento

de frutos e potencial de germinação de sementes, como para a espécie Mucuna aterrima

em trabalho realizado por Nakagawa et al. (2005) e Piptadenia viridiflora (PESSOA et

al., 2010).

6

É possível que o ponto de maturidade fisiológica da

semente possa ser influenciado positivamente após um período de repouso, antes da

extração das sementes (COSTA et al., 2006). Quando em armazenamento adequado, as

sementes provenientes de frutos imaturos podem apresentar qualidade fisiológica,

comparável àquelas de frutos maduros (BARBEDO et al., 1994). Esse comportamento

pode estar relacionado ao fluxo de material de reserva do fruto para as sementes,

resultando em aumento de massa das sementes durante o período do armazenamento no

fruto (PESSOA et al., 2010).

O sucesso do armazenamento de sementes dentro dos

frutos pode estar diretamente relacionado à época de colheita e a maturidade fisiológica

das sementes. As diferentes espécies de ipê apresentam momentos distintos de

maturidade das sementes. GEMAQUE et al. (2002) observaram para a espécie Tabebuia

impetiginosa maturidade fisiológicas das sementes após aproximadamente 120 dias da

antese, ponto em que se dá o inicio do processo de deiscência do fruto e dispersão das

sementes. Ao estudar a maturidade fisiológica da espécie Tabebuia serratifolia,

CARVALHO et al., (2008) afirmaram que a maturidade fisiológica das sementes foi

alcançada aos 53 dias após a antese, período em que também se observou o inicio da

deiscência dos frutos. FONSECA et al. (2005) observaram que a maturidade fisiológica

de sementes de Tabebuia chrysotricha também ocorreu no início da deiscência dos

frutos, momento em que os frutos apresentavam um começo de rachaduras e coloração

marrom esverdeada. Para a espécie H. heptaphyllus, OHTO et al. (2001), quando

coletados em duas diferentes colorações de seus frutos (verde e marrom), a maior

percentagem de germinação se deu para as sementes dos frutos de coloração verde,

sendo este estádio o indicado para coletas. De maneira geral, a maturação das sementes

das espécies de ipê está diretamente relacionada ao inicio do aparecimento de

rachaduras nos frutos e posterior dispersão.

O armazenamento das sementes dentro de seus frutos

pode ser uma ferramenta alternativa para preservação da qualidade das sementes, em

casos em que técnicas que demandem maiores tecnologias não estejam disponíveis.

A técnica de armazenamento das sementes dentro dos

frutos já vem sendo utilizada em pós-colheita, principalmente em espécies frutíferas,

como forma de antecipação da colheita dos frutos, com a posterior maturação das

sementes (AROUCHA et al., 2005; MELCHIOR et al., 2006; NEGREIROS et al.,

2006).

7

ARAUJO et al. (1982) estudando o efeito do

armazenamento de fruto no vigor das sementes de abóbora constataram continuação do

fluxo de nutrientes do fruto para as sementes, mesmo após a colheita dos frutos e

também que sementes colhidas de frutos com 35 dias de idade, as quais não germinaram

após a colheita, atingiram 93% de germinação após cinco semanas de armazenamento

em frutos.

Em estudo desenvolvido por AROUCHA et al. (2005)

com o armazenamento de frutos de mamão, verificaram que a porcentagem de

germinação das sementes de frutos recém-colhidos foi baixa, entretanto as sementes de

frutos armazenados apresentaram germinação superior às sementes recém colhidas.

Observaram também que, de maneira geral, o armazenamento das sementes nos frutos

contribuiu para um acréscimo médio de 10 a 15% na porcentagem de germinação das

sementes recém-colhidas.

A viabilidade das sementes no armazenamento também

está diretamente relacionada a fatores intrínsecos (CARNEIRO; AGUIAR, 1991;

FLORIANO, 2004; FERREIRA; BORGHETTI, 2004). Dessa forma também a baixa

longevidade natural das sementes de ipê pode estar associada a esses fatores, como

baixa quantidade de substâncias de reserva e elevado teor de óleos em sua composição

química (DEGAN et al., 1997).

De acordo com MARCOS FILHO (2005), a

deterioração é um processo determinado por uma série de alterações fisiológicas,

bioquímicas, físicas e citológicas, que ocorre de maneira progressiva, determinando a

queda da qualidade da semente.

Dentre as principais alterações relacionadas ao processo

de deterioração estão a degradação e inativação de enzimas, perda de integridade das

membranas celulares e redução da atividade respiratória (FERGUSON et al., 1990;

MCDONALD, 1999; COPELAND; MCDONALD, 2001). Uma forma de identificar o

início da deterioração das sementes é a realização de avaliações relacionadas à atividade

de enzimas associadas à biossíntese em tecidos novos, uma vez que, com o processo de

deterioração das sementes, as enzimas tornam-se menos eficientes para exercer sua

atividade catalítica (COPELAND; MCDONALD, 2001).

Variações nos perfis de proteínas e de enzimas

específicas, como por exemplo, as esterases, fosfatase e transaminases, bem como as

relacionadas ao processo respiratório, peroxidação de lipídeos e remoção de radicais

8

livres, podem ser ferramentas eficientes no monitoramento de alterações bioquímicas,

que podem resultar na degradação (CHAUHAN et al., 1985). Segundo KALOYERAS

et al. (1958) apud VALLILO et al. (1998) sementes com altos teores de lipídeos

apresentam com o tempo perda da sua viabilidade, apresentando uma relação do

desenvolvimento da rancidez do óleo fixo e a perda do poder de germinação em

sementes de Pinus sp.

Durante o armazenamento, os lipídeos sofrem

peroxidação, gerando hidroperóxidos, ácidos graxos oxigenados e radicais livres. Os

radicais livres instáveis reagem com moléculas próximas, danificando-as. Os ácidos

graxos oxigenados, na ausência de atividade enzimática na semente seca, acumulam-se.

Durante a germinação, por ocasião da hidratação, ocorre a degradação enzimática dos

ácidos graxos oxigenados. Essa reação causa danos adicionais às sementes ao produzir

um aumento de radicais livres e ao formar produtos secundários tóxicos (WILSON;

MCDONALD, 1986b apud VIDAS et al. 1992).

Os lipídeos são acumulados nas sementes sob a forma

de triglicerídeos e armazenados em organelas denominadas corpos lipídicos

(FERREIRA; BORGHETTI, 2004).

Os lipídeos são utilizados como fonte de energia

durante a germinação das sementes, mas também podem exercer função estrutural nas

sementes (FERREIRA; BORGHETTI, 2004; MARCOS FILHO, 2005).

São constituintes encontrados em todas as partes das

sementes, com maior ocorrência no embrião. Dentro da composição da membrana

celular, os fosfolipídeos são os componentes mais importantes (GUIMARÃES, 1999).

Os lipídeos são acumulados durante o processo de

maturação fisiológica (VALLILO et al., 2007) e hidrolisados no decorrer da germinação

para liberação de ácidos graxos, que, por sua vez, são quebrados e liberam energia para

a nova planta (HITCHCOCK e NICHOLS, 1971).

A oxidação enzimática dos fenóis ocorre por ação das

polifenoloxidases (PPOs) e das peroxidases (POD) (BRAVERMAN, 1967; TEISSON,

1979). As polifenoloxidases catalisam as reações que podem ocasionar uma redução na

atividade enzimática (WHITAKER, 1972), enquanto que as peroxidases catalisam as

reações de uma grande variedade de compostos (BARZ; HOESEL, 1979), os quais se

incluem os fenóis, que podem ser inibidores naturais da germinação.

9

Os compostos fenólicos atuam como inibidores do

alongamento celular pelo consumo de oxigênio durante o processo de oxidação,

restringindo a quantidade de oxigênio que chega ao embrião, inibindo a germinação de

sementes (BEWLEY; BLACK, 1994).

A atividade da enzima polifenoloxidase está

diretamente ligada aos teores de compostos fenólicos, uma vez que estes são o substrato

para essa atividade enzimática (CAMPOS; SIVEIRA, 2003).

O comprometimento da estrutura celular facilita o

contato da enzima polifenoloxidase com compostos fenólicos (AMORIM;

JOSEPHSON, 1975). Isso ocorre uma vez que os danos ocorridos nas membranas

liberam, e assim, ativam a polifenoloxidase (AMORIM, 1978). A polifenoloxidase

oxida os ácidos clorogênicos à quinonas, que são inibidoras da atividade da

polifenoloxidase. Dessa forma, danos às membranas podem ser relacionados com a

baixa atividade da enzima polifenoloxidase.

As polifenoloxidases, juntamente com as peroxidases,

estão entre os principais componentes químicos que sofrem modificações durante a

maturação e a refrigeração dos frutos, influenciando na qualidade final dos produtos

vegetais (THÉ et al., 2001).

Mesmo com o armazenamento adequado, as sementes

perdem sua viabilidade ao longo do tempo. Com o envelhecimento, as membranas se

tornam fracas e as enzimas perdem a atividade catalítica (OLIVEIRA et al., 2011).

As peroxidases incluem um grupo de enzimas que

catalisam a transferência do hidrogênio de um doador para H2O2 ou peróxidos orgânicos

(KVARATSKHELIA et al., 1997), podendo constituir uma proteção antioxidativa em

plantas.

A atividade de peroxidase é maior em plantas

submetidas a diversos tipos de estresse (SIEGEL, 1993; ROSSI; LIMA, 2001), podendo

ser utilizada como um marcador bioquímico de estresse resultante tanto de fatores

bióticos como abióticos (LIMA et al., 1999). GASPAR (1986) afirmou que a peroxidase

parece ser a molécula chave de adaptação das plantas, ou de algum de seus órgãos

separadamente, às mudanças do meio ambiente.

Na germinação de sementes, o efeito das peroxidases

pode ser antagônico, podendo ter efeito positivo, devido à sua ação benéfica oxidativa

10

dos compostos fenólicos ou efeito negativo, quanto da sua característica competidora

pelo oxigênio disponível à germinação, retardando-a ou inibindo-a (VIEIRA et al.,

2008). Estas enzimas têm sido caracterizadas durante a germinação de sementes, assim

como em estádios de crescimento (EGLEY et al., 1983), podendo servir como

indicadoras da qualidade fisiológica de sementes.

CARVALHO et al. (2006) observaram mudança da

atividade da enzima peroxidase em função do envelhecimento artificial de sementes de

copaíba, afirmando que a redução da atividade destas enzimas indicou perda da

capacidade germinativa das sementes.

A peroxidase desempenha um papel crítico no

metabolismo das sementes, podendo contribuir para o aumento dos mecanismos de

defesa e prevenção de perda na qualidade (USHIMARU et al., 2001).

A redução da atividade dessa enzima proporciona

maior exposição dos sistemas de membranas aos efeitos do oxigênio (BEWLEY;

BLACK, 1994), o qual atua de forma intensa na oxidação dos compostos.

Também essa enzima está entre os principais

componentes químicos que sofrem modificações durante a maturação e a refrigeração

dos frutos (THÉ et al., 2001). Estas mudanças são de extrema importância, uma vez que

irão influenciar na qualidade final dos produtos vegetais.

Segundo BEGNAMI (1998) as sementes são

constituídas por substâncias estruturais e de reserva (proteínas, lipídios e carboidratos).

As proteínas de reserva, em especial, são essenciais

para todas as sementes, pois são os únicos componentes de reserva que possuem

nitrogênio (FERREIRA E BORGHETTI, 2004).

Grandes quantidades de proteínas são acumuladas pelas

sementes durante a fase inicial da germinação, funcionando como fonte posterior de

nitrogênio para a síntese de novas proteínas (BECKERT et al., 2000; LIMA et al.,

2008).

As proteínas de reserva têm como principal função

prover aminoácidos e esqueletos carbônicos para a síntese de novas proteínas ou

enzimas que atuarão na mobilização de outros tipos de reservas (BEWLEY; BLACK,

1994), as quais são hidrolisadas por proteinases e peptidases formadas na maturação das

sementes (SREENIVASULU et al., 1979). Esses aminoácidos são também utilizados

11

para a formação de novas proteínas durante a germinação (PERNOLLET; MOSSÉ,

1983).

As reservas nas sementes serão utilizadas como fonte

de matéria e energia para a germinação e principalmente para o desenvolvimento da

plântula a partir do crescimento embrionário (BUCKERIGDE E REID, 1996 apud

FERREIRA E BORGHETTI, 2004).

As proteínas solúveis são consumidas à medida que os

esqueletos carbônicos, compostos nitrogenados como enzimas e aminoácidos são

requeridos pelo embrião ou pela plântula em crescimento (BEWLEY; BLACK, 1994).

EICHELBERGER et al. (2002) observaram uma

correlação positiva entre teor de proteína solúvel e germinação, após quatro e oito meses

de armazenamento de sementes de azevém, em condições de laboratório, sem controle

de temperatura e umidade.

A determinação enzimática e bioquímica em sementes

pode ser utilizada como indicadores da qualidade fisiológica e de germinação.

Compreendendo como essas reações se mantém durante o armazenamento de sementes,

pode contribuir na procura de novas técnicas e ferramentas na busca por aumentar a

viabilidade de sementes armazenadas.

12

3. OBJETIVOS

O objetivo da pesquisa foi avaliar a viabilidade de

sementes da espécie Handroanthus heptaphyllus (ipê roxo) armazenadas nos frutos, em

três diferentes ambientes, pelo período de oito meses.

13

4. MATERIAL E MÉTODOS

O presente trabalho foi realizado no Laboratório de

Análise de Sementes do Departamento de Produção e Melhoramento Vegetal da

Faculdade de Ciências Agronômicas do Campus de Botucatu da Universidade Estadual

Paulista “Júlio de Mesquita Filho” - UNESP.

4.1. Colheita dos frutos e extração das sementes

Os frutos de ipê roxo foram colhidos de 15 árvores,

localizadas na Fazenda Lageado da Faculdade de Ciências Agronômicas de Botucatu –

UNESP, latitude 22o51‟S e longitude 48

o 27‟ W, tendo sido realizada no mês de

setembro de 2010, 120 dias após a antese, quando os frutos apresentavam coloração

marrom e pequenas fissuras (Figura 4.2.1).

Após a colheita os frutos foram higienizados com

hipoclorito a 1% e separados em duas porções. De uma extraíram-se todas as sementes

das síliquas (Figura 4.2.1), enquanto que da outra os frutos foram mantidos da mesma

forma a qual foram colhidos.

Os frutos e as sementes foram colocados em sacos de

papel tipo Kraft, sendo um saco para cada mês de avaliações. Os frutos foram

armazenados em três diferentes ambientes: câmara seca, com temperatura média de 20º

14

C e umidade relativa de 45%; câmara fria, com temperatura média de 10ºC e umidade

relativa acima de 90%; e ambiente de laboratório, sem controle de temperatura e

umidade, os quais foram monitorados periodicamente, pelo período de oito meses.

Figura 4.2.1.frutos e sementes de ipê. a) fruto marrom com detalhe da rachadura, b) sementes

extraídas.

4.2. Delineamento experimental e análise estatística

O delineamento experimental foi o inteiramente

casualizado, em esquema fatorial 2 x 3 x 8 (material x condição de armazenamento x

tempo). A análise estatística foi realizada pelo teste F – análise de variância e as médias

foram comparadas pelo teste Tukey a 5%.

4.3. Dimensionamento dos frutos e sementes

As medições (Figura 4.3.1) foram realizadas no

momento da colheita, para os frutos e sementes extraídas. Já para os meses de avaliação,

fez-se somente a medição das sementes. Após a colheita, foram feitas medições em 50

frutos, determinando seu comprimento e diâmetro. Para a medição do comprimento

utilizou-se de fita métrica e o diâmetro dos frutos, paquímetro digital (Mitutoio

Digimatic Caliper®).

Para a medição das sementes, após a coleta, foram

separadas 30 unidades, as quais foram medidas a comprimento, largura e espessura,

utilizando paquímetro digital (Mitutoio Digimatic Caliper®). O mesmo procedimento

15

foi utilizado para todas as sementes, em todos os meses de avaliação. Para a medição

das sementes, as regiões das asas foram desconsideradas.

Figura 4.3.1. Dimensionamento do material a) Dimensionamento do fruto, b) Dimensionamento

da semente.

4.4. Avaliações

Para as avaliações mensais foram verificados a

germinação das sementes, o teor de água das sementes e dos frutos, a condutividade

elétrica das sementes, o teor de lipídeos, o teor de proteína solúvel e a atividade das

enzimas peroxidase e polifenoloxidase para as sementes e para as cascas dos frutos,

como forma de verificar se houve interferência do material (casca do fruto) na qualidade

da semente.

Para melhor entendimento das denominações dos

tratamentos, as sementes foram nomeadas como “sementes dos frutos” (SF), para as

sementes que foram armazenadas dentro dos frutos, e “sementes convencionais” (SC),

para as sementes que foram extraídas dos frutos logo após a colheita.

4.5. Determinação do teor de água dos frutos e das sementes

O teor de água dos frutos e das sementes foi

determinado segundo as Regras para Análise de Sementes (BRASIL, 2009).

A determinação do teor de água das sementes foi feito

com 4 amostras contendo 50 sementes cada e para os frutos 4 amostras de 4 a 5 gramas

cada (Figura 4.5.1.), os quais foram secas em estufa a 105 ±3ºC por 24 horas.

16

Figura 4.5.1. Determinação de teor de água para coleta e meses de avaliação: a) semente b)

fruto.

Foi calculado o teor de água para sementes e para os

frutos no momento da coleta e em cada mês de avaliação do armazenamento, para todos

os tratamentos.

4.6. Medição da condutividade elétrica da solução de embebição da

semente

O teste de condutividade elétrica das sementes foi

realizado segundo metodologia proposta por OLIVEIRA (2004) com modificações e foi

feito para o momento da colheita e para as avaliações mensais do armazenamento.

Para o início do experimento, na caracterização dos

lotes, foram utilizadas quatro repetições de 25 sementes cada e para os meses de

avaliação foram utilizadas três repetições com 25 sementes cada. As sementes foram

pesadas e colocadas em copo plástico com 75 mL de água destilada/deionizada, por 12

horas, em temperatura de 25°C. Para garantir a imersão total das sementes, as mesmas

foram cobertas com pedaços cortados de papel Germitest®. A condutividade elétrica da

solução de embebição foi medida pelo método de massa, utilizando condutivímetro,

modelo DIGIMED® DM31.

Os cálculos de condutividade elétrica foram obtidos

pela condutividade da solução, subtraindo a condutividade inicial da água, divida pelo

peso úmido das sementes, sendo o resultado apresentado em µS.cm-1

.g-1

.

17

CE: condutividade elétrica da semente (µS.cm-1

g-1

)

CE = CM – CMI CM: condutividade elétrica medida da solução (µS.cm-1

)

P CMI: condutividade elétrica inicial da solução (µS.cm-1

)

P: Peso úmido da semente (g)

4.7. Germinação

A avaliação da germinação das sementes foi realizada

segundo Brasil (2009), com modificações, sendo realizada no momento da colheita dos

frutos e em cada mês de avaliação do armazenamento, para todos os tratamentos.

A germinação foi realizada em folhas de papel

Germitest®, previamente umedecidas com água destilada/deionizada (2,0 vezes o seu

peso sem hidratação) e levadas ao germinador a 25ºC. Os rolos foram acondicionados

em sacos plásticos impermeáveis e transparentes, de espessura de 0,05 mm e colocados

em bandejas. Foram realizadas quatro repetições, contendo 50 sementes cada, no

momento da coleta e quatro repetições de 25 sementes cada para os meses de avaliação

do armazenamento (Figura 4.7.1). Considerou-se sementes germinadas as que

apresentaram emissão de raiz primária de 5 mm, sendo as contagens realizadas aos 7,

14, 21 e 28 dias após a instalação do teste.

Figura 4.7.1. Análises da germinação. a) Germinação: avaliação do primeiro mês de

armazenamento, b) Rolos com sementes em saco plástico transparente: avaliação do primeiro

mês de armazenamento em câmara seca.

18

4.8. Determinações da atividade enzimática e do teor de proteína solúvel

O preparo do material para as determinações da

atividade enzimática e teor de proteína solúvel foi realizada para as sementes e para as

cascas dos frutos beneficiados (meses de avaliação do armazenamento).

Para a maceração foi utilizado aproximadamente 5

gramas de sementes e as cascas de 6 a 8 frutos.

Para as determinações enzimáticas, as sementes e

cascas foram maceradas em nitrogênio líquido (Figura 4.8.1) para posterior obtenção do

extrato bruto.

Figura 4.8.1. Preparação para análises bioquímicas. Maceração de fruto e semente: a) casca do

fruto, b) casca após maceração, c) semente, d) semente após maceração.

4.8.1. Obtenção do extrato bruto

A obtenção do extrato bruto foi realizada de acordo

com a metodologia descrita por LIMA (2001), adaptada de ROBINSON (1987). As

amostras foram pesadas em aproximadamente 500 mg e o peso de cada amostra foi

anotado para posterior cálculo. Em seguida, adicionou-se 8 ml de solução tampão de

acetato de sódio 0,1M e pH 5,0. A solução foi levada para centrífuga, a 5ºC, com

rotação de 6.000 rpm, por 20 minutos,

4.8.2. Determinação de proteína solúvel

Foi coletado do extrato bruto 50µl do sobrenadante da

amostra, descartando o precipitado. Em seguida adicionou-se 2,5 ml de solução reagente

19

de Bradford e as amostras foram submetidas à agitação e posterior repouso por 15

minutos.

A concentração de proteína solúvel foi determinada

pela metodologia de BRADFORD (1976), pela leitura espectrofotométrica

(absorbância), com comprimento de onda de 595 nm, em cubetas de plástico. Foram

realizadas três leituras para a cada amostra. A quantidade de proteína solúvel foi

expressa em mg de proteína.g-1

de matéria fresca (MF), sendo determinada por uma

curva padrão de reagente de Bradford com solução de caseína.

4.8.3. Determinação da atividade da polifenoloxidase

Foi coletado do extrato bruto 0,3 ml do sobrenadante da

amostra, descartando o precipitado. Em seguida adicionou-se 1,85 ml de solução de

Catecol a 0,1M e as amostras foram submetidas à agitação. As amostras foram deixadas

em banho Maria, a 30ºC por 30 minutos, sendo após esse período, a reação paralisada

com 0,8 ml de ácido perclórico e novamente agitadas.

A atividade da enzima polifenoloxidase foi determinada

de acordo com o método descrito por ROBINSON (1987), com modificações. A leitura

foi realizada em espectrofotométrica (absorbância), com comprimento de onda de 395

nm, em cubetas de vidro. Foram realizadas três leituras para a cada amostra. A

determinação da atividade enzimática foi expressa em μmol de catecol oxidado.min-1

.g-1

de matéria fresca (MF), e o cálculo feito pela fórmula a seguir:

POF= (leitura/30) x 1000 onde:

Peso POF: atividade determinada

Peso: peso da amostra em 8 ml

30: tempo de reação

20

4.8.4. Determinação da atividade da peroxidase

A atividade da enzima peroxidase foi determinada de

acordo com o método descrito por LIMA (1999), com modificações.

Para a determinação da atividade da peroxidase foram

preparadas duas soluções: solução A e solução B. Para o preparo da solução A pipetou-

se 2,2 ml de H2O2 (30%) em balão volumétrico de 10ml, o qual foi completado com

água destilada/deionizada. Em seguida pipetou-se 0,5 ml dessa solução e balão

volumétrico de 50 ml, completando-o com solução tampão fosfato de potássio pH 6,7.

Para o preparo da solução B pesou-se 81,5 mg de fenol,

o qual foi diluído em 40 ml de água destilada/deionizada. Em seguida pesou-se 40,65

mg de APP o qual foi diluído em 10 ml de água destilada/deionizada. Em seguida, as

duas soluções foram colocadas em balão volumétrico de 50 ml, completando-o com

água destilada/deionizada.

Para a determinação da atividade enzimática foi

utilizado 1,0 ml do extrato bruto. Em seguida adicionou-se 0,5 ml de solução A e 0,5 ml

de solução B. As amostras foram deixadas em banho Maria, a 30ºC por 5 minutos,

sendo após esse período, a reação paralisada com 2,0 ml de álcool etílico absoluto.

A leitura foi realizada em espectrofotométrica

(absorbância), com comprimento de onda de 505 nm. Foram realizadas três leituras para

a cada amostra.

A determinação da atividade enzimática foi expressa

em μmol H202 decomposto.min-1

.g-1

de matéria fresca (MF), e o cálculo feito pela

fórmula a seguir:

onde:

POD: (leitura x VL/6,58) x 5 x V POD: atividade determinada

peso do volume da amostra VL: volume total do líquido

6,58: coeficiente de extinção molar

5: tempo de atividade

V: volume da amostra em 1 ml

21

4.9. Determinações do teor de lipídeos

Para as determinações do teor de lipídeos, as sementes

e as cascas dos frutos foram secos em estufa a 60°C, até atingir peso constante. Em

seguida foram moídas e armazenada em ambiente seco.

O teor de lipídeos foi determinado de acordo com o

método descrito por BLIGH & DYER (1959). Pesou-se 1,0 grama de amostra em

Erlenmeyer de 250 ml. Em seguida, foi adicionado 10 ml de clorofórmio, 10 ml de

metanol, 4 ml de água destilada e 5 ml de sulfato de sódio. Os Erlenmeyers foram

levados a mesa agitadora por 30 minutos. Após a agitação, as amostras foram colocadas

em tubos de plástico (Falcon) para centrifugação por 2 minutos a 3000 rpm, a 25ºC. O

sobrenadante foi descartado com auxílio de trompa d‟água e o restante da amostra foi

filtrado, com auxilio de papel filtro, em proveta de 25 ml.

Os valores filtrados foram anotados e do filtrado se

retirou 3 ml e transferido para Becker previamente pesado e seco em estufa. Em

seguida, levou-se a estufa a 80°C até evaporação total dos reagentes. Depois da retirada

da estufa, os Beckers foram levados para dessecador para resfriamento, e em seguida

foram pesados em balança de precisão de 4 casas decimais. O teor de lipídeos foi dado

em porcentagem pela fórmula a seguir:

Peso final do Becker – peso inicial do Becker x 100

Peso da amostra x 3 x volume total do filtrado -1

22

5. RESULTADOS E DISCUSSÃO

5.1. Caracterização das sementes coletadas

5.1.1. Dimensionamento das sementes

Os valores do comprimento, largura e espessura das

sementes de H. heptaphyllus, medidos logo após a colheita (tempo 0) e após o

armazenados por 8 (tempo de 1 a 8) meses podem ser observados nas tabelas 5.1.1,

5.1.2 e 5.1.3 respectivamente.

Tabela 5.1.1. Valores médios do comprimento de sementes de H. heptaphyllus na coleta e nos

meses de avaliações. SF – semente armazenada no fruto; SC – semente armazenada de forma

convencional; d.p. – desvio padrão.

Ambiente Comprimento das sementes (mm)

Câmara Fria Câmara Seca Ambiente

Tempo SF d.p. SC d.p. SF d.p. SC d.p. SF d.p. SC d.p.

0 15,35 2,26 15,35 2,26 15,35 2,26 15,35 2,26 15,35 2,26 15,35 2,26

1 13,36 1,98 13,94 1,78 13,76 1,33 14,06 1,89 13,17 1,57 14,19 1,78

2 15,37 2,65 14,70 1,48 13,92 1,82 14,44 1,64 15,78 2,24 15,41 1,55

3 18,27 2,41 15,54 2,30 14,97 2,26 16,73 1,96 15,18 2,26 15,41 2,36

4 15,52 1,67 14,22 1,41 14,37 1,95 15,41 2,20 14,68 2,26 15,02 1,57

5 14,12 1,60 13,68 1,89 13,82 1,55 14,43 2,31 14,64 1,59 14,46 1,31

6 15,61 2,89 16,46 1,93 15,09 1,85 16,34 1,67 17,14 2,60 16,09 2,13

7 16,27 1,92 16,47 1,73 16,42 2,47 15,72 1,92 18,10 2,15 16,63 1,82

8 16,21 2,35 17,01 2,03 15,35 2,27 15,66 1,88 14,92 2,35 16,70 2,10

Média 15,57 15,26 14,78 15,35 15,44 15,47

23

Tabela 5.1.2. Valores médios da largura de sementes H. heptaphyllus na coleta e nos meses de

avaliações. SF – semente armazenada no fruto; SC – semente armazenada de forma


Ambiente Altura das sementes (mm)



0 8,85 1,37 8,85 1,37 8,85 1,37 8,85 1,37 8,85 1,37 8,85 1,37

1 7,40 0,81 7,88 0,97 8,54 0,91 8,08 0,99 7,24 0,90 7,68 1,42

2 8,24 1,00 8,36 0,93 7,75 0,66 8,13 0,81 7,75 0,69 8,09 0,85

3 8,01 0,67 7,91 1,00 7,57 0,72 7,86 0,87 7,95 1,10 7,60 0,76

4 7,62 0,99 8,11 0,86 8,21 0,88 7,95 0,75 7,19 1,09 7,65 0,99

5 7,96 1,21 7,76 1,28 7,90 1,28 8,02 0,93 8,06 0,67 7,78 0,68

6 7,96 0,79 8,13 0,87 8,86 1,11 7,87 0,87 8,12 0,87 7,82 0,90

7 8,37 0,80 7,54 0,77 8,41 1,28 7,99 0,93 8,06 0,78 7,81 0,81

8 8,36 1,40 7,82 1,10 7,88 0,98 7,66 0,95 7,44 0,88 7,60 0,97

Média 8,09 8,04 8,22 8,04 7,85 7,88

Tabela 5.1.3. Valore médios da espessura de sementes H. heptaphyllus na coleta e nos meses

de avaliações. SF – semente armazenada no fruto; SC – semente armazenada de forma


Ambiente Espessura das sementes (mm)



0 1,08 0,54 1,08 0,54 1,08 0,54 1,08 0,54 1,08 0,54 1,08 0,54

1 1,32 0,40 1,17 0,42 1,21 0,49 1,36 0,53 1,25 0,48 1,32 0,49

2 1,21 0,33 1,13 0,55 1,15 0,41 1,37 0,46 1,42 0,39 1,40 0,34

3 1,06 0,38 1,06 0,33 0,75 0,24 1,01 0,36 1,01 0,50 0,95 0,35

4 0,71 0,25 0,84 0,32 1,02 0,22 0,82 0,34 0,72 0,30 0,85 0,31

5 0,91 0,29 0,81 0,32 0,85 0,38 0,88 0,35 1,02 0,37 0,90 0,36

6 0,80 0,27 0,93 0,26 0,90 0,35 0,91 0,32 0,91 0,34 1,06 1,12

7 0,92 0,36 0,82 0,27 0,70 0,30 0,76 0,29 0,80 0,31 0,82 0,30

8 0,48 0,22 0,49 0,16 0,48 0,20 0,43 0,19 0,49 0,24 0,46 0,25

Média 0,94 0,93 0,90 0,96 1,03 0,98

As medições de comprimento, largura e espessura das

sementes apresentaram grandes variações, como pode ser observado pelo desvio padrão.

SANTOS et al. (2009) estudando a biometria de Tabebuia chrysotricha observaram

grandes variações biométricas das semente entre diferentes matrizes coletadas.

OLIVEIRA et al. (2006) estudando Tabebuia aurea, constataram que o tamanho das

sementes está intrinsecamente vinculado ao local de coleta. Segundo CRUZ &

CARVALHO (2003) as espécies arbóreas tropicais apresentam grande variabilidade

24

com relação ao tamanho dos frutos, número de sementes por fruto e tamanho das

sementes.

Não foi observada reduções no comprimento e na

largura das sementes ao longo dos meses de armazenamento. Entretanto, foi observada

redução da espessura das sementes ao longo do tempo, tanto nas sementes armazenadas

dentro dos frutos como para as sementes extraídas, em todos os ambientes de

armazenamento.

Pode ser observado que as sementes armazenadas

dentro dos frutos, em câmara seca apresentaram menor comprimento em relação às

demais sementes e que as sementes armazenadas em ambiente, tanto as sementes

armazenadas dentro dos frutos como as sementes extraídas, apresentaram menor altura

em relação as sementes armazenadas em câmara fria e câmara seca.

As sementes armazenadas dentro dos frutos, em

ambiente, apresentaram maior espessura em relação às demais sementes.

As sementes de Handroanthus heptaphyllus estudadas

nesse experimento foram coletadas de 15 matrizes, o que pode explicar a grande

variação nas dimensões das sementes. Esta variação pode estar ligada principalmente ao

efeito genético de cada indivíduo coletado. As questões climáticas também podem ser

consideradas, entretanto, os indivíduos coletados não estão consideravelmente

afastados, a ponto de sofrerem diferentes efeitos de temperatura ou precipitação.

5.1.2. Germinação, condutividade e teor de água inicial

Para caracterizar o lote coletado, determinou-se teor de

água inicial das sementes e dos frutos, bem como a germinação e condutividade elétrica

inicial das sementes (tabela 5.1.4), logo após a coleta.

Tabela 5.1.4. Valores de germinação e condutividade elétrica das sementes e teor de

água de sementes e frutos, no momento da coleta.

Germinação

(%)

Condutividade elétrica

(µS.cm-1

.g-1

)

Teor de água da

semente (%)

Teor de água

do fruto (%)

83,0 40,72 49,3 % 68,9 %

25

A germinação inicial das sementes foi de 83,0%,

apresentando em seu total plântulas normais, mesmo as sementes não estando em

processo de dispersão, diferentemente de MARTINS et al., (2012), que observaram

baixa germinação (44%) em sementes de H. heptaphyllus extraídas de frutos maduros,

mas também sem apresentar dispersão. SILVA et al., (2001) observaram 100% de

germinação em sementes de H. heptaphyllus, colhidas no início da abertura dos frutos,

quando as sementes apresentavam 5,9% de teor de água.

CROOKSTON & HILL (1978) atribuem a maturidade

fisiológica em relação à redução do tamanho das sementes e a perda de teor de água.

Assim, pode-se afirmar que as sementes coletadas não estavam em seu máximo de

maturidade fisiológica, uma vez que apresentaram teor de água em 49,3%.

Segundo ABDUL-BAKI & ANDERSON (1972)

concentrações médias e baixas de lixiviados não implicam em alterações na integridade

das membranas celulares. Dessa forma, o valor encontrado para a condutividade elétrica

das sementes coletadas (40,72 µS.cm-1

.g-1

), considerada um valor baixo, indica que não

houve degradação da membrana celular das sementes. GEMAQUE et al. (2005),

estudando Tabebuia impetiginosa, observaram condutividade inicial de 80 µs.cm-1

.g-1

,

considerando o valor como baixo para a condutividade.

A condutividade elétrica pode ser utilizada como

indicativo da qualidade fisiológica das sementes e está diretamente relacionada a sua

germinação (DIAS ; MARCOS FILHO, 1995).

5.2. Germinação e condutividade elétrica

Do ponto de vista botânico, a germinação tem por

conceito o reinício do crescimento do embrião até que esse rompa tegumento da

semente, pela radícula ou raiz primária (LABOURIAU, 1983). Já pela visão

tecnológica, a germinação vai além da protrusão da radícula, envolvendo a emergência e

o desenvolvimento das estruturas essenciais do embrião, com consequente formação de

plântula normal (BRASIL, 2009). Em ambos os casos, a semente precisa oferecer

condições estruturais e de reserva adequadas para que ocorra a germinação.

Uma forma de avaliar as condições da estrutura celular,

sendo muito utilizada, é a determinação da condutividade elétrica da solução em que a

26

semente foi embebida. Existe uma correlação inversamente proporcional entre

germinação de semente e a condutividade elétrica do soluto. A extensão da

desorganização das membranas celulares pode usualmente ser estimada pela magnitude

dos solutos lixiviados de sementes (ROSA et al., 2000).

Os quadros da análise de variância (ANAVA) dos

valores encontrados para germinação e condutividade elétrica das sementes pode ser

observado nas tabelas 5.2.1 e 5.2.2, respectivamente.

Tabela 5.2.1. Análise de variância da germinação

sementes de H. heptaphyllus, em três ambientes de

armazenamento, por 8 meses.

Tabela 5.2.2. Análise de variância da condutividade

elétrica de sementes de H. heptaphyllus, em três

ambientes de armazenamento, por 8 meses.

Fonte de

Variação GL QM F P

Tempo 8 3,97 521,95 < 0,0001 *

Ambiente 2 0,59 77,96 < 0,0001 *

Material 1 1,53 201,04 < 0,0001 *

Tempo x

Ambiente 16 0,06 7,74 < 0,0001 *

Tempo x Material

8 0,10 12,52 < 0,0001 *

Ambiente x

Material 2 0,12 15,33 < 0,0001 *

Tempo x

Ambiente x

Material

16 0,04 5,21 < 0,0001 *

Resíduo 162 0,01

Total 215

* Significativo a 5%

Fonte de

Variação GL QM F P

Tempo 8 53524 12,42 < 0,0001 *

Ambiente 2 43735 10,15 0,000091 *

Material 1 990958 229,94 < 0,0001 *

Tempo x

Ambiente 16 9216 2,14 0,011338 *

Tempo x Material

8 41974 9,74 < 0,0001 *

Ambiente

x Material 2 43726 10,15 0,000092 *

Tempo x

Ambiente

x Material

16 6188 1,436 0,138688 ns

Resíduo 108 4310

Total 161

* Significativo a 5% , ns – não significativo

Pode ser observado pelo quadro da ANAVA (tabela

5.2.1) que, para a germinação das sementes, houve interação entre todos os fatores

avaliados. Para a condutividade elétrica (tabela 5.2.2.) apenas não foi observada

interação entre os fatores tempo x ambiente x material.

As interações dentro de cada fator avaliado (ambiente

de armazenamento, material e tempo), ao longo dos 8 meses de armazenamento podem

ser observadas nas tabelas 5.2.3 e 5.2.4 a seguir.

27

Tabela 5.2.3. Germinação de sementes de H. heptaphyllus em três ambientes de armazenamento, por 8 meses. CF

– Câmara fria; CS - Câmara seca; AMB – Ambiente; SF – semente armazenada no fruto; SC – semente

armazenada após extração.

Germinação (%)

Ambiente/tempo 0 1 2 3 4 5 6 7 8

CF SF 83,0 Aa 67, 0 Ab 35,0 Ac 8,0 Ad 3,0 Ae 14,0 Af 4,0 Ae 0,0 Ag 0,0 Ag

SC 83,0 Aa 77,0 Ab 72,0 Bb 59,0 Bc 35,0 Bd 20,0 Be 7,0 Af 10 ,0 Bf 2,0 Bg

CS SF 83,0 Aa 38,0 Bb 39,0 Ab 13,0 Ac 0,0 Cd 0,0 Cd 0,0 Bd 0,0 Ad 0,0 Ad

SC 83,0 Aa 50,0 Cb 46,0 Cb 34,0 Cc 6,0 Ad 1,0 Ce 0,0 Be 0,0 Ae 0,0 Ae

AMB SF 83,0 Aa 43,0 Db 39,0 Ac 37,0 Cc 7,0 Ad 0,0 Ce 0,0 Be 0,0 Ae 0,0 Ae

SC 83,0 Aa 71,0 Ab 63,0 Db 46,0 Dc 39,0 Bd 22,0 Be 4,0 Af 0,0 Ag 0,0 Ag

Médias seguidas pela mesma letra maiúscula para coluna e minúscula para linha, entre os tempos de

armazenamento não diferem entre si pelo teste Tukey a 5%.

Tabela 5.2.4. Condutividade elétrica de sementes de H. heptaphyllus em três ambientes de armazenamento, por 8 meses. CF –

Câmara fria; CS - Câmara seca; AMB – Ambiente; SF – semente armazenada no fruto; SC – semente armazenada de forma

convencional.

Condutividade elétrica (µs.cm-1.g-1.)

Ambiente/tempo 0 1 2 3 4 5 6 7 8

CF SF 40,7 Aa 95,8 Ab 152,0 Ac 147,6 Ac 335,4 Ad 299,9 Ae 340,4 Ad 479,0 Af 329,6 Ad

SC 40,7 Aa 34,4 Bb 35,9 Bb 52,9 Bc 60,9 Bc 85,8 Bd 60,0 Bc 80,7 Bd 73,5 Bc

CS SF 40,7 Aa

109,6

Cb 177,5 Ac 254,8 Cc 490,1 Cd 237,2 Cc 269,7 Cd 374,6 Ce 250,2 Cd

SC 40,7 Aa 65,9 Db 57,2 Cb 49,0 Bb 61,4 Db 50,1 Db 41,1 Da 60,3 Db 67,1 Bb

AMB SF 40,7 Aa

136,8 Eb

100,6 Dc 156,5 Ad 215,9 Ed 183,1 Cd 105,8 Ee 182,9 Ed 203,4 Cd

SC 40,7 Aa 69,7 Fb 56,5 Cb 66,9 Bb 52,3 Bb 62,2 Db 47,0 Da 55,3Db 58,6 Bb

Médias seguidas pela mesma letra maiúscula para coluna e minúscula para linha, não diferem entre si pelo teste Tukey a 5%.

Os valores de germinação e condutividade ao longo dos

8 meses de armazenamento podem ser vistos na figuras 5.2.1 e 5.2.2, respectivamente.

28

Germinação das sementes

Figura 5.2.1. Germinação de sementes de H. heptaphyllus em três locais de

armazenamento, por 8 meses. CF – Câmara fria; CS - Câmara seca; AMB – Ambiente;

SF – semente armazenada dentro do fruto; SC – semente armazenada após a extração.

Condutividade elétrica

Figura 5.2.2. Condutividade elétrica de sementes de H. heptaphyllus em três locais de

armazenamento, por 8 meses. CF – Câmara fria; CS - Câmara seca; AMB – Ambiente;

SF – semente armazenada dentro do fruto; SC – semente armazenada após a extração.

Pela observação das figuras 5.2.1 e 5.2.2 é possível

verificar a correlação inversamente proporcional entre germinação e condutividade

elétrica das sementes.

29

Observando a tabela 5.2.3 nota-se que as sementes

armazenadas após a extração (SC) apresentaram porcentagens de germinação superior

quando comparadas as sementes armazenadas dentro dos frutos (SF) ao longo dos

meses de avaliação, em cada um dos ambientes de armazenamento.

Para os ambientes de armazenamento essa relação se

estendeu em todos os meses de avaliação para a câmara fria, 6° mês para ambiente e 5°

mês para a câmara seca.

Dessa forma, é possível afirmar que a técnica utilizada

para o armazenamento de sementes dentro dos frutos para a espécie H. heptaphyllus não

é indicada para manter a germinação das sementes ao longo do tempo.

As sementes armazenadas em câmara fria apresentaram

maior germinação ao longo do tempo. MARTINS et al. (2012) trabalhando com a

mesma espécie estudada, observou taxa de germinação de 44, 39 e 31%, após

respectivamente 120, 240 e 360 dias de armazenamento em 10°C. Resultados

semelhantes da manutenção do potencial germinativo para sementes do gênero

Handroanthus armazenadas em câmara fria foram observados por FIGLIOLIA (1988).

Com relação à forma de armazenamento das sementes

(convencional e dentro do fruto), e descartando as germinações não observadas

(germinação igual a 0%) se observou diferença significativa entre os tratamentos (SF e

SC) para todos os meses de avaliação, com exceção do 1° mês de armazenamento em

câmara fria.

A recomendação para o melhor ambiente de

armazenamento para as sementes de ipe é em câmara fria (MARQUE et al., 2004;

BORBA FILHO ; PEREZ, 2009). Entretanto, para as sementes armazenadas após a

extração (SC), não se observou diferença significativa da germinação quando

armazenadas em câmara fria e ambiente, com exceção nos 2° e 3° meses de avaliação.

Assim, pode-se afirmar que o armazenamento de sementes de H. heptaphyllus pode ser

realizado em condições de ambiente. MELLO & EIRA (1995) e MAEDA &

MATTHES (1984) observaram resultados semelhantes, em estudo com sementes de ipê.

As sementes armazenadas em câmara seca tiveram as

menores porcentagens de germinação, em relação aos demais ambientes de

armazenamento. Também para câmara seca foi observado o menor tempo de

armazenamento com germinação para as sementes armazenadas dentro dos frutos (SF) e

armazenadas após a extração (SC). Sementes de H. heptaphyllus, armazenadas a

30

temperatura de 20°C, apresentaram germinação de 25, 12 e 5%, após respectivamente

120, 240 e 360 dias de armazenamento (MARTINS et al.,2012). As sementes de ipê

podem manter-se por períodos mais longos em câmara seca, quando apresentam teores

de água baixo (KANO et al., (1978); DEGAN et al., (2001)).

Com relação à condutividade elétrica das sementes se

observa um acréscimo dos valores medidos ao longo do tempo, para todos os ambientes

de armazenamento, bem como para a forma de armazenamento das sementes (dentro

dos frutos e após extração).

BORBA FILHO & PEREZ (2009) também observaram

aumentos da condutividade elétrica de sementes de Tabebuia róseo alba e T.

impetiginosa, ao longo do tempo (240 dias).

Pela Figura 5.2.2 pode-se observar que as sementes

armazenadas de forma convencional (SC) apresentam, de uma maneira geral, valores

menores de condutividade elétrica do que as sementes armazenadas dentro dos frutos

(SF).

Pela Tabela 5.2.4 se observa que dentro de cada

ambiente de armazenamento (câmara fria, câmara seca e ambiente) as sementes

armazenadas após a extração (SC) apresentaram diferenças significativas para os

valores da condutividade elétrica.

A degradação celular causa desestruturação interna, a

qual traria reflexos principalmente na capacidade da membrana em regular o fluxo de

entrada e saída de água e de solutos (CARVALHO, 1994b).

Segundo ABDUL BAKI & ANDERSON (1972)

médias e baixas concentrações de lixiviados não implicam em alterações na integridade

das membranas, mas quantidades maiores de lixiviados e liberação de moléculas

maiores podem implicar em ruptura das membranas.

Assim, pelos dados apresentados, pode-se afirmar, para

a espécie estudada, que o armazenamento da semente dentro dos frutos foi promotor de

maior degradação celular e por consequência maior lixiviação de solutos das sementes

embebidas.

31

5.3. Teor de água das sementes e dos frutos

O quadro da análise de variância (ANAVA) dos valores

encontrados para os teores de água das sementes e dos frutos podem ser observados nas

tabelas 5.3.1 e 5.3.2, respectivamente.

Tabela 5.3.1. Análise de Variância do teor de água de sementes de

H. heptaphyllus, em três ambientes de armazenamento, por 8

meses.

Tabela 5.3.2. Análise de Variância do teor de água dos frutos de

H. heptaphyllus, em três ambientes de armazenamento, por 8

meses.

Fonte de

variação GL QM F P

Tempo 8 4074,27 5613,3 <0,0001 *

Ambiente 2 1278,10 1760,9 < 0,0001 *

Material 1 9,74 13,41 0,0003 *

Tempo x

Ambiente 16 143,09 197,14 <0,0001 *

Tempo x

Material 8 10,48 14,43 < 0,0001 *

Ambiente x

Material 2 22,10 30,45 < 0,0001 *

Tempo x

Ambiente x

Material

16 9,14 12,59 < 0,0001 *

Resíduo 162 0,73

Total 215

*Significativo a 5%

Fonte de variação GL QM F P

Tempo 8 4048,2 773,95 <0,0001 *

Ambiente 2 597,6 114,25 <0,0001 *

Tempo x

Ambiente 16 30,64 5,858 < 0,0001 *

Resíduo 81 5,23

Total 107



5.3.1 e 5.3.2) que houve interação entre todos os fatores avaliados, tanto para os teores

de água das sementes, como para os dos frutos.



ser observadas nas tabelas 5.3.3 e 5.3.4.

Tabela 5.3.3. Teor de água de sementes de H. heptaphyllus em três ambientes de armazenamento, por 8 meses. CF – Câmara fria; CS - Câmara seca; AMB – Ambiente; SF – semente armazenada no fruto; SC – semente armazenada de forma convencional.

Teor de água - sementes (%)

Ambiente/tempo 0 1 2 3 4 5 6 7 8 Média

CF SF 49,3 Aa 38,2 Ab 20,6 Ac 19,9 Ac 15,6 Ad 13,0 Ae 7,7 Af 8,8 Af 15,1 Ad 20,9 A

SC 49,3 Aa 36,1 Ab 18,3 Ac 20,5 Ac 17,5 Bd 16,4 Bd 7,4 Ae 8,4 Ae 19,8 Bc 21,5 A

CS SF 49,3 Aa 25,6 Ab 10,6 Bc 12,1 Bd 10,6 Cc 9,9 Ce 8,3 Be 11,1 Bc 10,3 Cc 16,4 B

SC 49,3 Aa 16,6 Bb 10,5 Bc 11,1 Bc 9,2 Cd 9,6 Cd 7,5 Ae 9,0 Ad 10,6 Cc 14,8 B

AMB SF 49,3 Aa 10,6 Cb 8,4 Dc 8,2 Cc 8,2 Dc 8,3 Dc 7,7 Ad 8,3 Ac 8,9 Dc 13,1 C

SC 49,3 Aa 11,5 Cb 8,4 Dc 8,6 Cc 6,7 Ed 7,1 Ed 7,4 Ad 8,2 Ac 8,1 Dc 12,8 C


32

Para as sementes armazenadas em ambiente, a

temperatura e a umidade relativa do ar foram monitoradas periodicamente durante os 8

meses de avaliação, sendo que a temperatura variou entre 14 e 26ºC e a umidade

relativa do ar entre 33 a 85%.

Os valores de teor de água das sementes e dos frutos ao

longo dos 8 meses de armazenamento podem ser vistos na figuras 5.3.1 e 5.3.2,

respectivamente.

Teor de água da semente

Figura 5.3.1. Teor de água de sementes de H. heptaphyllus em três locais de

armazenamento, por 8 meses. CF – Câmara fria; CS - Câmara seca; AMB –

Ambiente; SF – semente armazenada dentro do fruto; SC – semente armazenada

após a extração.

Tabela 5.3.4. Teor de água dos frutos de H. heptaphyllus em três ambientes de armazenamento, por 8 meses. CF – Câmara fria; CS

- Câmara seca; AMB – Ambiente.

Teor de água - frutos (%)

Ambiente/tempo 0 1 2 3 4 5 6 7 8 Média

CF FRUTO 68,9 Aa 35,3 Ab 17,4 Ac 27,0 Ad 20,6 Ad 17,3 Ac 16,3 Ae 15,0 Af 20,4 Ad 26,5 A

CS FRUTO 68,9 Aa 24,3 Ab 11,7 Bc 13,9 Bc 12,4 Bc 10,7 Bd 13,5 Bc 13,3 Bc 12,4 Bc 20,1 B

AMB FRUTO 68,9 Aa 26,6 Ab 11,1 Bc 11,1 Cc 8,4 Cd 9,6 Be 12,0 Bf 12,2 Bf 9,8 Ce 18,9 B


33

Teor de água dos frutos

Figura 5.3.2.. Teor de água dos frutos de H. heptaphyllus em três locais de


Ambiente;

De madeira geral, pela observação das figuras 5.3.1 e

5.3.2, verificou-se que os teores de água das sementes e dos frutos decresceram ao

longo do tempo.

SOUZA et al., (2005b) estudando sementes de

Tabebuia serratifolia também observaram queda dos teores de água das sementes ao

longo do tempo, quando armazenadas em geladeira (7°C e 54% de UR) e ambiente de

câmara (22±3°C e 74±2%UR).

Pela tabela 5.3.4, pode-se observar que de forma geral

para os três ambientes de armazenamento, os valores de teor de água das sementes não

foram diferentes significativamente entre os tratamentos (SF e SC), mesmo tendo sido

observada germinação superior para as sementes armazenadas após a extração (SC).

Assim, pode-se afirmar que o teor de água das sementes não foi a principal razão para a

diferença observada entre esses tratamentos em relação à germinação das sementes.

Foi verificada diferença significativa do teor de água

entre as sementes armazenadas dentro dos frutos (SF) com relação às sementes

armazenadas após a extração no 4° e 5° mês de armazenamento para o armazenamento

em câmara fria e ambiente, no 6° e 7° mês para armazenamento em câmara seca e no 8°

mês para armazenamento em câmara fria.

34

Entretanto, não foi observada diferença significativa

dos teores de água das sementes (SF e SC) entre os três ambientes de armazenamento

entre o 2° e 5° mês.

Com relação ao teor de água nos frutos, foi observado,

com exceção do 1° mês de armazenamento, diferença significativa para os frutos

armazenados em câmara fria, em relação aos frutos armazenados em câmara seca e

ambiente. Assim, é possível afirmar que a câmara fria conseguiu manter o teor de água

dos frutos em níveis superiores aos demais ambientes de armazenamento.

O valor do teor de água das sementes, no início do

armazenamento (49,3%), foi superior aos valores indicados para as espécies do gênero

Handroanthus, e que variam entre 4,3% a 15,6% (KANO et al, 1978; MARTINS et al,

2009a; MARTINS et al, 2009b; MARTINS et al, 2012).

Para as sementes armazenadas em câmara seca e

ambiente, o teor de água máximo recomendado (15,6%) foi alcançado logo após o 2°

mês. Já para as sementes armazenadas em câmara fria, as quais apresentaram maiores

valores de germinação ao longo do tempo de armazenamento, os teores de água

indicados somente foram alcançados após o 7° mês.

Esse fato diverge de FIGLIOLIA (1988) que indica

teores de água em torno de 8% para armazenamento de sementes de ipê, como também

da hipótese na qual indica teores de água reduzidos visando prolongar a viabilidade de

sementes ortodoxas (FOWLER, 2000).

5.4. Atividade da enzima peroxidase


valores encontrados para a determinação da atividade da enzima peroxidase para as

sementes e frutos podem ser observados nas tabelas 5.4.1 e 5.4.2, respectivamente.

35

Tabela 5.4.1. Análise de variância da atividade da enzima

peroxidase em sementes de H. heptahyllus, em três


Tabela 5.4.2. Análise de variância atividade da enzima peroxidase nas cascas

dos frutos de H. heptahyllus, em três ambientes de armazenamento, por 8

meses.

Fonte de


Ambiente 2 0,0008 3288,7 < 0,0001 *

Material 1 0,0001 198,0 < 0,0001 *

Tempo 8 0,0004 1742,9 < 0,0001 *

Ambiente x

Material 2 0,0015 5868,4 < 0,0001 *

Ambiente x

Tempo 16 0,0002 798,2 < 0,0001 *

Material x

Tempo 8 0,0001 397,5 < 0,0001 *

Ambiente x

Material x

Tempo

16 0,0001 337,7 < 0,0001 *

Resíduo 108 0,0000

Total 161


Fonte de


Ambiente 2 0,00036 988,19 < 0,0001 *

Tempo 8 0,00112 3084,03 < 0,0001 *

Ambiente x

Tempo 16 0,00010 265,22 < 0,0001 *

Resíduo 54 0,00000

Total 80

*Significativo a 5%


5.4.1 e 5.4.2) que houve interação entre todos os fatores avaliados, tanto para a

atividade da enzima peroxidase nas sementes quanto nas cascas dos frutos. As

interações dentro de cada fator avaliado (ambiente de armazenamento, material e

tempo), ao longo dos 8 meses de armazenamento podem ser observadas nas tabelas

5.4.3 e 5.4.4.

Tabela 5.4.3. Atividade da enzima peroxidase em sementes de H. heptaphyllus em três ambientes de armazenamento, por 8

meses. CF – Câmara fria; CS - Câmara seca; AMB – Ambiente; SF – semente armazenada no fruto; SC – semente armazenada de forma convencional.

Atividade da enzima peroxidase (μmol H202 decomposto.min-1.g-1 de matéria fresca)

Ambiente

/tempo 0 1 2 3 4 5 6 7 8 Média

CF SF 0,019 Aa 0,021 Ab 0,014 Ac 0,003 Ad 0,003 Ad 0,006 Ae 0,006 Ae 0,003 Ad 0,001 Af 0,008 A

SC 0,019 Aa 0,032 Bb 0,023 Bc 0,018 Ba 0,025 Bc 0,025 Bc 0,017 Bd 0,014 Be 0,002 Bf 0,019 B

CS SF 0,019 Aa 0,011 Cb 0,047 Cc 0,008 Cd 0,009 Ce 0,016 Cf 0,021 Cg 0,010 Ch 0,017 Cf 0,018 B

SC 0,019 Aa 0,006 Db 0,024 Bc 0,009 Dd 0,014 De 0,007 Df 0,008 Dd 0,007 Df 0,004 Dg 0,011 C

AMB SF 0,019 Aa 0,033 Bb 0,032 Dc 0,030 Ed 0,025 Be 0,021 Ef 0,027 Ec 0,026 Eg 0,011 Eh 0,025 B

SC 0,019 Aa 0,018 Ea 0,014 Ab 0,017 Fc 0,015 Ee 0,021 Ef 0,015 Fe 0,018 Fa 0,014 Fb 0,017 E


36

Tabela 5.4.4. Atividade da enzima peroxidase nas cascas dos frutos de H. heptaphyllus em três ambientes de armazenamento, por 8 meses. CF – Câmara fria; CS - Câmara seca; AMB – Ambiente.

Atividade da enzima peroxidase (μmol H202 decomposto.min-1

.g-1

de matéria fresca)

Ambiente

/tempo 0 1 2 3 4 5 6 7 8

CF CASCA 0,045 Aa 0,0105 Ab 0,0096 Ac 0,0080 Ad 0,0182 Ae 0,0071 Af 0,0056 Ag 0,0141 Ah 0,0073 Af

CS CASCA 0,045 Aa 0,0266 Bb 0,0191 Bc 0,0171 Bd 0,0230 Be 0,0239 Be 0,0090 Bf 0,0026 Bg 0,0225 Be

AMB CASCA 0,045 Aa 0,0050 Cb 0,0100 Cc 0,0163 Cd 0,0150 Ce 0,0134 Cf 0,0060 Ag 0,0138 Af 0,0180 Ch


Os valores da atividade da enzima peroxidase ao longo

dos 8 meses de armazenamento podem ser vistos na figuras 5.4.1 e 5.4.2,

respectivamente.

Atividade da enzima peroxidase nas sementes

Figura 5.4.1. Atividade da enzima peroxidase em sementes de H. heptaphyllus armazenadas por

8 meses em câmara fria, câmara seca e ambiente. CF – Câmara fria; CS - Câmara seca; AMB –

Ambiente; SF – semente armazenada dentro do fruto; SC – semente armazenada após a

extração.

37

Atividade da enzima peroxidase nas cascas dos frutos

Figura 5.4.2. Atividade da enzima peroxidase nas cascas dos frutos de H.

heptaphyllus armazenadas por 8 meses em câmara fria, câmara seca e ambiente.

CF – Câmara fria; CS - Câmara seca; AMB – Ambiente.

Para todos os ambientes de armazenamento foi

observada diferença significativa da atividade da enzima peroxidase entre as formas de

armazenamento das sementes (SF e SC) (tabela 5.4.3).

Para as sementes armazenadas em câmara fria, a

atividade da peroxidase nas sementes armazenadas após a extração (SC) foi maior, em

relação às sementes armazenadas dentro dos frutos (SF). A peroxidase é considerada

uma enzima de estresse estimulada por temperaturas baixas nas espécies que são

sensíveis ao frio (EL-HILARI et al., 2003; KUK et al., 2003). Nessas condições há a

formação de espécies reativas de oxigênio e a maior atividade da enzima peroxidase,

reduzindo, dessa forma, os danos causados pelas espécies reativas de oxigênio

(SALISBURY ; ROSS, 1992). Assim, com a ação da peroxidase, mecanismos de

preservação da perda da qualidade das sementes podem ter sido ativados, concordando

com USHIMARU et al. (2001).

Entretanto, tanto para as sementes armazenadas em

câmara seca e ambiente, a atividade da peroxidase foi menor nas sementes armazenadas

após a extração (SC). Essas sementes apresentaram menores valores da condutividade

elétrica e maiores porcentagens de germinação em relação às sementes armazenadas

dentro dos frutos (SF). Nesse caso, a maior atividade da enzima peroxidase nas

38

sementes armazenadas dentro dos frutos (SF) pode estar competindo pelo oxigênio no

processo germinativo, o que pode justificar os baixos valores de germinação das

sementes, como já foi observado por VIEIRA et al. (2008) em estudos anteriores.

Assim, tem-se uma indicação que para as sementes

armazenadas dentro dos frutos (SF) em câmara fria, a redução da atividade da

peroxidase promoveu maior exposição do sistema de membranas, causando degradação

da semente, inviabilizando o armazenamento dessa forma. Mas a atividade da

peroxidase não pode justificar os altos valores da condutividade elétrica e as baixas

porcentagens de germinação das sementes armazenadas dentro dos frutos (SF), quando

em câmara seca e ambiente.

As cascas dos frutos armazenados em câmara seca

apresentaram maior atividade da peroxidase, seguidos das cascas dos frutos

armazenados em ambiente, sendo a menor atividade observada nas cascas dos frutos

armazenados em câmara fria. (CS > AMB > CF).

Em relação às sementes que foram armazenadas dentro

dos frutos (SF), a maior atividade da peroxidase foi observada quando armazenadas em

câmara fria, seguida pelas armazenadas em ambiente, sendo a menor atividade, para as

sementes armazenadas em câmara seca (CF > AMB > CF).

Pode ser observada, dessa forma, a inversão da

atividade da peroxidase entre as sementes e as cascas dos frutos que as abrigaram ao

longo do tempo.

5.5. Atividade da enzima polifenoloxidase


valores encontrados para a determinação da atividade da enzima polifenoloxidase para

as sementes e para as cascas dos frutos podem ser observados nas tabelas 5.5.1 e 5.5.2,

respectivamente.

39

Tabela 5.5.1. Análise de Variância da atividade da enzima

polifenoloxidase em sementes de H. heptaphyllus, em três ambientes

de armazenamento, por 8 meses.

Tabela 5.5.2. Análise de Variância atividade da enzima

polifenoloxidase nas cascas dos frutos de H. heptaphyllus, em três


Fonte de Variação GL QM F P

Ambiente 2 79914 3949,44 < 0,0001 *

Material 1 14900 736,38 < 0,0001 *

Tempo 8 8763 433,08 < 0,0001 *

Ambiente x

Material 2 8280 409,21 < 0,0001 *

Ambiente x Tempo 16 5487 271,17 < 0,0001 *

Material x Tempo 8 3731 184,40 < 0,0001 *

Ambiente x

Material x Tempo 16 4135 204,34 < 0,0001 *

Resíduo 108 20

Total 161

*Significativo a 5%

Fonte de

Variação

GL QM F P

Ambiente 2 71850 1855,4 < 0,0001

*

Tempo 8 36248 936,1 < 0,0001

*

Ambiente x

Tempo 16 43723 1129,1 < 0,0001

*

Resíduo 54 39

Total 80

*Significativo a 5%


5.5.1 e 5.5.2) que houve interação entre todos os fatores avaliados, tanto para a

atividade da enzima polifenoloxidase nas sementes, como nas cascas dos frutos.



ser observadas nas tabelas 5.5.3 e 5.5.4 a seguir.

Tabela 5.5.3. Atividade da enzima polifenoloxidase em sementes de H. heptaphyllus em três ambientes de armazenamento, por 8 meses.

CF – Câmara fria; CS - Câmara seca; AMB – Ambiente; SF – semente armazenada no fruto; SC – semente armazenada de forma

convencional.

Atividade da enzima polifenoloxidase (μmol de catecol oxidado.min-1.g-1 de mat. Fresca)

Ambiente /tempo

0 1 2 3 4 5 6 7 8 Média

CF SF 42,1 Aa 43,2 Ab 43,5 Ab 16,2 Ac 9,2 Ad 22,9 Ae 32,1 Af 20,2 Af 10,4 Ad

26,6

A

SC 42,1 Aa 142,2 Bb 33,7 Bc 66,7 Bd 108,2 Be 134,3 Bb 66,6 Bd 49,5 Bf 21,6 Bg 73,9

B

CS SF 42,1 Aa 27,0 Cb 137,5 Cc 38,2 Cd 34,8 Ce 74,9 Cf 101,4 Cg 77,4 Ch 84,4 Ci

68,6

C

SC 42,1 Aa 52,0 Db 193,2 Dc 78,1 Dd 108,5 Be 38,1 Df 48,4 Dg 39,3 Dh 21,5 Bi 69,0

C

AMB SF 42,1 Aa 182,6 Eb 182,8 Eb 157,8 Ec 129,8 Dd 74,9 Ce 108,7 Ef 92,1 Eg 102,5 Dh

119,2

D

SC 42,1 Aa 143,4 Fb 115,8 Fc 140,2 Fd 131,4 Ee 193,7 Ef 117,4 Fg 177,4 Fh 101,2 Ei 129,2

E


40

Tabela 5.5.4. Atividade da enzima polifenoloxidase na casca dos frutos de H. heptaphyllus em três ambientes de armazenamento, por 8 meses. CF –

Câmara fria; CS - Câmara seca; AMB – Ambiente; SF – semente armazenada no fruto; SC – semente armazenada de forma convencional.

Atividade da enzima polifenoloxidase (μmol de catecol oxidado.min-1.g-1 de mat. fresca)

Ambiente

/tempo 0 1 2 3 4 5 6 7 8

CF CASCA 150,21 Aa 213,65 Ab 216,08 Ab 177,71 Ac 141,35 Ad 160,13 Ae 415,64 Af 308,94 Ag 219,18 Ag

CS CASCA 150,21 Aa 505,57 Bb 277,53 Bc 295,71 Bd 420,48 Be 397,03 Bf 250,09

Bg 86,15 Bh 542,52 Bi

AMB CASCA 150,21 Aa 148,47 Ca 284,98 Bb 392,47 Cc 359,40 Cd 352,98 Cd 197,33

Ce 283,12 Cf 387,46 Cg


Os valores da atividade da enzima polifenoloxidase ao

longo dos 8 meses de armazenamento podem ser vistos na figuras 5.5.1 e 5.5.2,

respectivamente.

Atividade da enzima polifenoloxidase nas sementes

Figura 5.5.1. Atividade da enzima polifenoloxidase em sementes H. heptaphyllus

armazenadas por 8 meses em câmara fria, câmara seca e ambiente. CF – Câmara fria; CS

- Câmara seca; AMB – Ambiente; SF – semente armazenada dentro do fruto; SC –

semente armazenada após a extração.

41

Atividade da enzima polifenoloxidase nas cascas dos frutos

Figura 5.5.2. Atividade da enzima polifenoloxidase nas cascas dos

frutos de H. heptaphyllus armazenadas por 8 meses em câmara fria,

câmara seca e ambiente. CF – Câmara fria; CS - Câmara seca; AMB –

Ambiente.

Com relação às cascas dos frutos, a maior atividade da

enzima polifenoloxidase foi verificada no armazenamento em câmara seca e a menor

atividade em câmara fria (tabela 5.5.4).

Com relação às sementes armazenadas em câmara fria,

observa-se diferença significativa da atividade da polifenoloxidase, sendo esta

atividade, maior nas sementes armazenadas após a extração (SC), com exceção do 2°

mês de armazenamento (tabela 5.5.3). Também foi observado para as essas sementes

(SC) em câmara fria, maior atividade da enzima peroxidase.

É sabido que a polifenoloxidase e a peroxidase atuam

na oxidação enzimática dos fenóis (BRAVERMAN, 1967; TEISSON, 1979;

NICKERSON ; ROSINVALLI, 1980). Assim, é possível que essas sementes

apresentem altos níveis de compostos fenólicos.

A germinação das sementes armazenadas após a

extração (SC) em câmara fria foi superior aos demais ambientes de armazenamento.

Nesse caso, pode-se afirmar que a ação da polifenoloxidase foi positiva, pela

degradação dos compostos fenólicos, os quais são inibidores da germinação.

42

Também para as sementes armazenadas em câmara

seca, a atividade da polifenoloxidase é maior nas sementes armazenadas após a extração

(SC), até o 4° mês. Entretanto, a partir do 5° mês, observa-se maior atividade da

polifenoloxidase nas sementes armazenadas dentro dos frutos.

Já para as sementes armazenadas em ambiente, a

atividade da polifenoloxidase é maior nas sementes armazenadas dentro dos frutos (SF),

até o 3° mês. Contudo, a partir do 4° mês, observa-se maior atividade da

polifenoloxidase nas sementes armazenadas após a extração (SC), com exceção do 8°

mês de armazenamento.

Em câmara seca e ambiente pôde-se observar que,

quando as sementes armazenadas dentro dos frutos (SF) apresentam maior atividade da

enzima polifenoloxidase, são observados para essas sementes (SF) menores valores da

atividade da peroxidase, diferentemente ao ocorrido para as sementes em armazenadas

em câmara fria.

De maneira geral, as sementes armazenadas dentro dos

frutos (SF) apresentaram menor valor da atividade da enzima polifenoloxidase, com

relação às sementes armazenadas após a extração (SC).

As sementes armazenadas dentro dos frutos (SF)

apresentaram maiores valores da condutividade elétrica, bem como também os menores

valores de germinação, indicando que houve degradação celular dessas sementes.

Também para essas sementes (SF) se observa menores atividades da enzima

polifenoloxidase, concordando com AMORIM (1978).

Da mesma forma observada para a atividade da

peroxidase, as cascas dos frutos armazenados em câmara seca apresentaram maior

atividade da polifenoloxidase, seguidos dos frutos armazenados em ambiente, sendo a

menor atividade observada nas cascas dos frutos armazenados em câmara fria. (CS >

AMB > CF).

Entretanto não se observou a mesma inversão dos

valores das atividades da polifenoloxidase para as sementes armazenadas dentro dos

frutos (SF), sendo a maior atividade da polifenoloxidase observada para essas sementes

quando armazenadas em ambiente, seguida pelas armazenadas em câmara fria. A menor

atividade dessas enzimas, tanto da polifenoloxidase como da peroxidase, foi observada

para as sementes armazenadas dentro dos frutos quando armazenadas em câmara seca.

43

5.6. Teor de proteína solúvel


valores encontrados para a determinação de proteína solúvel para as sementes e para as

cascas dos frutos podem ser observados nas tabelas 5.6.1 e 5.6.2, respectivamente.

Tabela 5.6.1. Análise de Variância do teor de proteína solúvel em

sementes de H. heptaphyllus, em três ambientes de armazenamento, por 8

meses.

Tabela 5.6.2.. Análise de Variância do teor de proteína solúvel na

casca dos frutos de H. heptaphyllus, em três ambientes de

armazenamento, por 8 meses.

Fonte de variação GL QM F P

Ambiente 2 157,51 1161,52 < 0,0001 *

Material 1 114,67 845,60 < 0,0001 *

Tempo 8 52,62 388,07 < 0,0001 *

Ambiente x

Material 2 38,87 286,61 < 0,0001 *

Ambiente x Tempo 16 9,05 66,76 < 0,0001 *

Material x Tempo 8 9,31 68,64 < 0,0001 *

Ambiente x

Material x Tempo 16 5,61 41,39 < 0,0001 *

Resíduo 108 0,14

Total 161

*Significativo a 5%

Fonte de


Ambiente 2 55,84 210,98 < 0,0001 *

Tempo 8 30,36 114,72 < 0,0001 *

Ambiente x

Tempo 16 28,19 106,52 < 0,0001 *

Resíduo 54 0,27

Total 80

*Significativo a 5%


5.6.1 e 5.6.2) que houve interação entre todos os fatores avaliados, tanto para os teores

proteína solúvel das sementes, como das cascas dos frutos.



ser observadas nas tabelas 5.6.3 e 5.6.4.

Tabela 5.6.3. Proteína solúvel em sementes de H. heptaphyllus em três ambientes de armazenamento, por 8 meses. CF – Câmara

fria; CS - Câmara seca; AMB – Ambiente; SF – semente armazenada no fruto; SC – semente armazenada de forma

convencional.

Proteína solúvel (mg de proteína.g-1 de matéria fresca)

Ambiente /tempo

0 1 2 3 4 5 6 7 8 Média

CF SF 0,0023 Aa 2,27 Ab 1,15 Ac 0,00 Aa 0,00 Aa 0,14 Ad 0,79 Ae 0,00 Aa 0,00 Aa 0,5 A

SC 0,0023 Aa 7,93 Bb 6,45 Bc 3,33 Bd 5,35 Be 6,69 Bf 3,87 Bg 2,32 Bh 0,002 Aa 4,0 B

CS SF 0,0023 Aa 0,56 Cb 3,48 Cc 0,95 Cd 0,79 Ce 1,92 Cf 2,71 Cg 0,90 Ch 0,84 Bh 1,3 C

SC 0,0023 Aa 2,20 Db 9,11 Dc 2,97 Dd 3,80 De 2,26 Df 2,05 Dg 1,32 Dh 0,58 Ci 2,7 D

AMB SF 0,0023 Aa 6,72 Eb 6,86 Ec 7,78 Ed 6,38 Ee 3,97 Ef 7,05 Ec 4,55 Eg 1,66 Dh 5,0 E

SC 0,0023 Aa 7,08 Fb 6,36 Bc 7,32 Fd 5,59 Fe 8,02 Ff 4,19 Fg 3,96 Fh 4,03 Eh 5,2 F


44

Tabela 5.6.4. Proteína solúvel na casca dos frutos de H. heptaphyllus em três ambientes de armazenamento, por 8

meses. CF – Câmara fria; CS - Câmara seca; AMB – Ambiente.

Proteína solúvel (mg de proteína.g-1 de matéria fresca)

Ambiente

/tempo 0 1 2 3 4 5 6 7 8

CF CASCA 0,56 Aa 2,72 Ab 4,32 Ac 3,23 Ad 2,56 Ae 3,26 Ad 9,80 Af 5,67 Ag 2,98

Ag

CS CASCA 0,56 Aa 13,08 Bb 8,58 Bc 5,33 Bd 6,40 Be 5,76 Bd 5,34 Bd 1,63 Bf 8,06

Bg

AMB CASCA 0,56 Aa 3,40 Cb 4,53 Cc 9,51 Cd 1,21 Ce 1,17 Ce 0,71 Ca 4,59 Cc 4,62 Cf

Médias seguidas pela mesma letra maiúscula para coluna e minúscula para linha, não diferem entre si pelo teste

Tukey a 5%.

Os teores de proteína solúvel ao longo dos 8 meses de

armazenamento podem ser vistos na figuras 5.6.1 e 5.6.2, respectivamente.

Proteína solúvel nas sementes

Figura 5.6.1. Teor de proteína solúvel de sementes de H. heptaphyllus em três

locais de armazenamento, por 8 meses. CF – Câmara fria; CS - Câmara seca;

AMB – Ambiente; SF – semente armazenada dentro do fruto; SC – semente

armazenada após a extração.

45

Proteína solúvel nas cascas dos frutos

Figura 5.6.2. Teor de proteína solúvel nas cascas dos frutos de

H. heptaphyllus armazenadas por 8 meses em câmara fria,

câmara seca e ambiente. CF – Câmara fria; CS - Câmara seca;

AMB – Ambiente.

Pela figura 5.6.1 os menores teores de proteína solúvel

foram observados nas sementes armazenadas dentro dos frutos, em câmara fria.

Com relação às sementes, para todos os ambientes de

armazenamento, foi observada diferença significativa dos teores de proteína solúvel

entre as sementes armazenadas dentro dos frutos (SF) e as sementes armazenadas após

extração (SC) (tabela 5.6.3).

Ao longo dos meses de armazenamento, as sementes

armazenadas após a extração (SC) apresentaram maiores teores de proteína solúvel

quando armazenadas em câmara fria e câmara seca em relação às sementes armazenadas

dentro dos frutos (SF), com exceção ao 6° mês, para a câmara seca. As sementes

armazenadas dentro dos frutos apresentaram menores valores de germinação em todos

os ambientes de armazenamento. Dessa forma, pode-se dizer que os baixos teores de

proteínas solúveis nas sementes armazenadas dentro dos frutos (SF) contribuíram para a

baixa germinação dessas sementes, concordando com EICHELBERGER et al.(2002).

Para as sementes armazenadas em ambiente, os maiores

teores de proteína solúvel foram encontrados nas sementes armazenadas dentro dos

frutos (SF), com exceção para o 1°, 5° e 8° mês de armazenamento (tabela 5.6.3).

46

Contudo, pela média geral ao longo dos meses de armazenamento, percebe-se maior

teor de proteína solúvel também nas sementes armazenadas após a extração.

Na média geral, as sementes armazenadas em ambiente

apresentaram maiores teores de proteína solúvel, seguidas pelas sementes armazenadas

em câmara seca, sendo os menores teores de proteína solúvel encontrados nas sementes

armazenadas em câmara fria.

Pôde também ser observada diferença significativa

entre os teores de proteína solúvel nas cascas dos frutos, em todos os ambientes de

armazenamento, sendo que os teores foram maiores para as cascas dos frutos

armazenados em câmara seca (tabela 5.6.4).

Os teores de proteína solúvel decresceram ao longo do

8 meses de armazenamento, principalmente para as sementes armazenadas dentro do

frutos, em câmara fria

5.7. Teor de lipídeos

Os valores médios encontrados do teor de lipídeos nas

sementes e nas cascas dos frutos podem ser observados nas tabelas 5.7.1 e 5.7.2,

respectivamente.

Tabela 5.7.1. Teor de lipídeos em sementes de H. heptaphyllus em três

ambientes de armazenamento, por 8 meses. CF – Câmara fria; CS - Câmara

seca; AMB – Ambiente; SF – semente armazenada no fruto; SC – semente

armazenada de forma convencional.

Teor de Lipídeos (%)

Ambiente/tempo 0 4 8 Média

CF SF 15,93 Aa 8,13 Ab 8,47 Ab 10,84 A

SC 15,93 Aa 12,94 Bb 11,06 BC 13,31 B

CS SF 15,93 Aa 10,68 Cb 9,59 Cc 12,07 C

SC 15,93 Aa 15,02 Da 12,05 Db 14,33 D

AMB SF 15,93 Aa 11,24 Eb 12,73 Dc 13,30 B

SC 15,93 Aa 13,68 Fb 15,07 Ec 14,89 D Médias seguidas pela mesma letra maiúscula para coluna e minúscula para linha, não diferem entre si pelo teste Tukey a 5%.

47

Tabela 5.7.2. Teor de lipídeos nas cascas dos frutos de H. heptaphyllus em

três ambientes de armazenamento, por 8 meses. CF – Câmara fria; CS -

Câmara seca; AMB – Ambiente.

Teor de Lipídeos (%)

Ambiente/tempo 0 4 8

CF CASCA 11,64 Aa 1,08 Ab 1,53 Ac

CS CASCA 11,64 Aa 1,32 Aa 1,04 Ab

AMB CASCA 11,64 Aa 1,08 Ab 0,78 Ab Médias seguidas pela mesma letra maiúscula para coluna e minúscula para linha, não diferem entre si pelo teste Tukey a 5%.

Teor de lipídeos nas sementes

Figura 5.7.1. Teor de lipídeos em sementes de H. heptaphyllus em três locais de


Ambiente; SF – semente armazenada dentro do fruto; SC – semente armazenada

após a extração.

48

Teor de lipídeos nas cascas dos frutos

Figura 5.7.2. Teor de lipídeos nas cascas dos frutos de H. heptaphyllus em três

locais de armazenamento, por 4 meses. CF – Câmara fria; CS - Câmara seca; AMB

– Ambiente; SF – semente armazenada dentro do fruto; SC – semente armazenada

após a extração.

Pelas figuras 5.7.1 e 5.7.2 pode-se perceber decréscimo

dos teores de lipídeos nas sementes armazenadas dentro dos frutos (SF), nas sementes

armazenadas após a extração (SC), e também para os teores de lipídeos nas cascas dos

frutos, ao longo do armazenamento.

Da mesma forma para as sementes, se observou

decréscimo nos teores de proteína solúvel e no teor de água.

A dessecação pode induzir a formação de enzimas

envolvidas na quebra de proteínas de reserva e na utilização de lipídios (KERMODE ;

BEWLEY, 1986 apud BARBEDO ; MARCOS FILHO, 1988). Assim, a redução dos

teores de lipídeos e proteínas, com a queda do teor de água das sementes, poderia ser

explicada por processos enzimáticos ligados a quebra desses componentes.

Foi observado em todos os ambientes de

armazenamento, maiores teores de lipídeos nas sementes armazenadas após a extração

(SC), sementes essas que apresentaram maiores valores de germinação.

BORGES et al. (1992) observaram decréscimo no teor

de lipídeo à medida que se aumentou o tempo de exposição de sementes de Piptadenia

49

communis ao envelhecimento, indicando uma provável relação entre qualidade das

sementes e teores de lipídios, sendo que o decréscimo no teor de lipídio acompanhou a

redução da qualidade final das sementes.

Associação entre modificações no teor de lipídios e

qualidade de sementes é um aspecto controverso entre autores (BORGES et al., 1992).

BORGES et al. (1990) observaram, em sementes de

cedro, que sob a temperatura de 50°C houve decréscimo na viabilidade das sementes,

sem a observação de redução significativa no teor de lipídeo. Já PRIESTLEY &

LEOPOLD (1979) não detectaram alterações no teor de lipídeos totais ou fosfolipídeos

em sementes deterioradas de soja.

Segundo ANDERSON & BAKER (1983), a associação

entre alterações no teor de lipídios e deterioração da semente pode ser questionada, uma

vez que as alterações podem ser provocadas por alta temperatura do tratamento.

Segundo PONTES et al. (2002) em sementes Apuleia

leiocarpa é possível concluir que as necessidades de substâncias energéticas e

estruturais físicas são supridas por lipídeos do próprio eixo embrionário, uma vez que

não são usadas na síntese de amido.

Na média ao longo do tempo, as sementes armazenadas

em ambiente apresentaram os maiores teores de lipídeos, seguidas pelas armazenadas

em câmara seca, sendo o menor teor de lipídeos encontrado nas sementes armazenadas

em câmara fria. Esse comportamento também foi observado nos teores de proteína

solúvel das sementes.

Em síntese, para as cascas dos frutos, maiores teores de

lipídeos foram observados quando armazenados em câmara fria, seguido das cascas dos

frutos armazenados em câmara seca, sendo observados para as cascas dos frutos

armazenados em ambiente os menores teores de lipídeos.

50

6. CONSIDERAÇÕES FINAIS

De maneira geral, observando todas as análises

realizadas, pode-se afirmar que as sementes armazenadas dentro dos frutos

apresentaram menor qualidade fisiológica em relação às sementes armazenadas após a

extração. A qualidade inferior dessas sementes foi destacada pelos baixos valores de

germinação e altos valores da condutividade elétrica ao longo do armazenamento.

O armazenamento das sementes dentro dos frutos

causou degradação das sementes, uma vez que essas sementes apresentaram altos

valores da condutividade elétrica ao longo do armazenamento.

Os valores de germinação, teor de água, teor de

proteína solúvel e teor de lipídeos apresentaram queda ao longo do tempo de

armazenamento.

Os valores da atividade enzimática não apresentaram

tendência de queda ou acréscimo ao longo do tempo de armazenamento, não podendo

dessa forma, indicar tendências do comportamento das sementes.

Pelas análises bioquímicas, a atividade da peroxidase

foi maior para as sementes armazenadas nos frutos (SF) na condição de armazenamento

no ambiente, ao passo que, para as sementes armazenadas após a extração (SC) a

câmara fria foi o ambiente de armazenamento que mostrou maior atividade desta

enzima, ao longo dos meses de armazenamento. A atividade da enzima peroxidase, para

sementes armazenadas dentro dos frutos (SF) em câmara fria, promoveu maior

exposição do sistema de membranas.

51

Pela observação da atividade das enzimas peroxidase e

polifenoloxidase, pode-se afirmar que suas altas atividades nas sementes armazenadas

após a extração (SC) em câmara fria, contribuíram para a preservação da qualidade

fisiológica das sementes estudas. Também nessas condições, observou-se a manutenção

dos componentes proteína solúvel e teor de lipídeos, mantendo as fontes energéticas

necessárias para o processo de germinação.

Pelas observações das atividades das enzimas

peroxidase e polifenoloxidase pode-se intuir que as sementes de H. heptaphyllus

apresentam altos teores de compostos fenólicos. Entretanto, avaliações específicas

devem ser realizadas para a afirmação dessa hipótese.

Verificou-se que baixos teores de proteína solúvel

contribuem para baixos valores de germinação nas sementes estudadas

Houve uma tendência de maiores teores de proteína

solúvel e de lipídio, para ambas as sementes (SF e SC), para aquelas armazenadas em

condição de ambiente.

52

7. CONCLUSÃO

Pode-se concluir que sementes de Handroanthus

heptaphyllus (ipê roxo) mantém sua viabilidade por mais tempo quando armazenadas

após a extração e em ambiente de câmara fria.

53

8. REVISÃO DE LITERATURA

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