Post on 11-Aug-2020
UNIVERSIDADE FEDERAL DE PERNAMBUCO
CENTRO ACADÊMICO DE VITÓRIA
CURSO DE GRADUAÇÃO EM NUTRIÇÃO
GABRIELA MARIA DA SILVA
ESTABILIDADE DE LICOPENO E B-CAROTENO EM EXTRATO DE TOMATE
SUBMETIDO A LUZ E CALOR
Vitória de Santo Antão
2017
GABRIELA MARIA DA SILVA
ESTABILIDADE DE LICOPENO E B-CAROTENO EM EXTRATO DE TOMATE
SUBMETIDO A LUZ E CALOR
Trabalho de Conclusão de Curso apresentado ao Colegiado do Curso de Graduação em Nutrição do Centro Acadêmico de Vitória da Universidade Federal de Pernambuco em cumprimento a requisito parcial para obtenção do grau de Bacharel em Nutrição, sob orientação do Professor Dr. Leandro Finkler.
Vitória de Santo Antão
2017
Catalogação na fonte
Sistema de Bibliotecas da UFPE – Biblioteca Setorial do CAV
Bibliotecária Jaciane Freire Santana – CRB4/2018
S586e Silva, Gabriela Maria da
Estabilidade de licopeno e b-caroteno em extrato de tomate submetido a
luz e calor / Gabriela Maria da Silva. - Vitória de Santo Antão, 2017.
67 folhas; il. color.
Orientador: Leandro Finkler.
TCC (Graduação) – Universidade Federal de Pernambuco, CAV, Bacharelado
em Nutrição, 2017.
Inclui referências e anexos.
1. Carotenóides. 2. beta Caroteno. I. Finkler, Leandro (Orientadora). II.
Título.
613.283 CDD (23.ed.) BIBCAV/UFPE-169/2017
GABRIELA MARIA DA SILVA
ESTABILIDADE DE LICOPENO E B-CAROTENO EM EXTRATO DE TOMATE
SUBMETIDO A LUZ E CALOR
Trabalho de Conclusão de Curso apresentado ao Colegiado do Curso de Graduação em Nutrição do Centro Acadêmico de Vitória da Universidade Federal de Pernambuco em cumprimento a requisito parcial para obtenção do grau de Bacharel em Nutrição, sob orientação do Professor Dr. Leandro Finkler.
Aprovado em: 20/07/2017
BANCA EXAMINADORA
________________________________________ Profº. Dr. Leandro Finkler
(Orientador) Universidade Federal de Pernambuco
Silvio Assis de Oliveira Ferreira _________________________________________
Profº. Dr. Wylla Tatiana Ferreira e Silva (Examinador Interno)
Universidade Federal de Pernambuco
_________________________________________ Profº. Silvio Assis de Oliveira Ferreira
(Examinador Externo) Universidade Federal de Pernambuco
.
Dedico esse trabalho a minha família que foram o
porto seguro perante as dificuldades.
AGRADECIMENTOS
Agradeço primeiramente à Deus, que me deu energia e força necessária para
concluir esse trabalho. Agradeço a toda minha família, em especial a minha mãe,
Antônia Maria, que sempre esteve me apoiando e me incentivando a seguir em
frente, perante a cada obstáculo ao longo de todos os anos na universidade.
A meu namorado, Eduardo Felipe, por compartilhar e continuar presente
durante todas as dificuldades. Por toda paciência em meio as minhas ausências. E
por toda preocupação e participação para finalização desse trabalho.
Muito obrigada também as minhas amigas que demostraram ser bem mais
que colegas de classe e que me mostraram o verdadeiro significado da amizade.
Agradeço a meu orientador, Leandro Finkler, por ser um exemplo de incentivo
em busca de conhecimento, por ter me motivado gentilmente e me guiado no
decorrer desse trabalho.
Obrigada também ao técnico do laboratório de bromatologia, Silvio, por todo
conhecimento, incentivo, boa vontade e disposição em ajudar ao longo de todas as
análises.
Por último, não menos que importante, agradeço a todos os professores do
curso de Nutrição da UFPE/CAV por terem sido indispensáveis na arte de ensinar.
Enfim muito obrigada a todos que me apoiaram em mais esta jornada!
“A maior recompensa para o trabalho do homem não
é o que ele ganha com isso, mas o que ele se torna
com isso.” John Ruskin
RESUMO
Os carotenóides são um grupo de pigmentos mais difundidos na natureza. Conferem
a coloração do amarelo ao vermelho, encontrando-se na fração insaponificável dos
lipídios animais e vegetais, sendo responsáveis pela cor das frutas, flores, lagosta e
outros crustáceos, alguns peixes e pássaros. Dentre os mais importantes
carotenóides, estão o licopeno e betacaroteno, que desempenham um papel
importante, tanto na fotossíntese quanto na saúde humana. Possuem como
características de maior destaque o grupo cromóforo responsável pela cor que
proporcionam aos alimentos. Entretanto o efeito durante o processamento e
armazenamento altera a atividade biológica e a cor dos pigmentos. Assim esse
trabalho tem por objetivo analisar a estabilidade dos pigmentos carotenóides em
extrato de tomate concentrado submetidos a ação de luz e calor. Utilizando a técnica
de cromatografia de camada delgada (CCD) e espectrofotometria UV-Visível. A
identificação e separação dos pigmentos carotenóides por processo adsortivo, foi
obtido através da técnica cromatográfia em camada delgada (CCD), sobre uma
camada de adsorvente, sílica-gel, por meio da separação das soluções e da
distância percorrida pelos pigmentos. A realização das leituras associada a
concentração e estabilidade dos pigmentos foram realizadas em espectrofotômetro.
Para essa técnica foi usado como referência a melhor faixa de absorção em virtude
da análise de absorbância na curva de varredura das soluções de licopeno e
betacaroteno. De acordo com os resultados encontrados, conclui-se que nas
codições a que foi submetido o extrato de tomate ocorre alterações na concentração
e, a partir disso é fundamental precaver a estabilidade dos pigmentos em virtude das
condições aviltantes no estudo da degradação. Evitando perdas das substâncias
nutricionais.
Palavras-chave: Carotenóides. Licopeno. Betacaroteno.
ABSTRACT
Carotenoids are a group of pigments most widespread in nature. They confer the
coloration of yellow to red, being found in the unsaponifiable fraction of animal and
vegetable lipids, being responsible for the color of fruits, flowers, lobster and other
crustaceans, some fish and birds. Among the most important carotenoids are
lycopene and beta-carotene, which play an important role in both photosynthesis and
human health. They have as main features the chromophore group responsible for
the color they provide to food. However the effect during processing and storage
changes the biological activity and color of the pigments. The objective of this work
was to analyze the stability of carotenoid pigments in concentrated tomato extract
during a certain period of storage due to the interference of light and temperature
using the technique of thin layer chromatography (CCD) and UV-Visible
spectrophotometry. The identification and separation of the carotenoid pigments by
adsorption process was obtained through a thin layer chromatographic technique
(CCD), on a layer of adsorbent, silica gel, by means of the separation of the solutions
and the distance covered by the pigments. The performance of the readings
associated with the concentration and stability of the pigments were performed in a
spectrophotometer. For this technique, the best absorption range was used as
reference because of the reading of lycopene and beta-carotene solutions. According
to the results, it is concluded that it is fundamental to prevent the stability of the
pigments due to the degrading conditions in the degradation study. Avoiding losses
of nutritional substances, as a strategy to prevent chronic and degenerative
diseases.
Keywords: Carotenoids. Lycopene. Betacarotene.
LISTA DE FIGURAS
Figura 1- Biossíntese de carotenos. .......................................................................... 19
Figura 2 - Estrutura química e clivagem do β-caroteno ............................................. 21
Figura 3- Estruturas dos carotenóides considerados importantes para a saúde ....... 23
Figura 4- Possível esquema de degradação ............................................................. 27
Figura 5- Índice de adsorção da solução de licopeno e betacaroteno na placa de
sílica-gel com uso dos solventes hexano/clorofórmio (1:1) e etanol/clorofórmio (1:1).
.................................................................................................................................. 35
Figura 6- Solvente insuficientemente polar (hexano/clorofórmio, 1:1). ...................... 36
Figura 7- Distância pecorrida dos pigmentos carotenóides quando os mesmos
passaram por aquecimento em temperatura de 30°, 40° e 50°C sobre o aquecimento
de 5, 10, 15 minutos. ................................................................................................. 37
Figura 8- Curva de varredura realizada em espectrofotometro na faixa de absorção
200.0-700.0 para o pigmento licopeno. ..................................................................... 41
Figura 9-Comparação da intensidade da cor do pigmento licopeno aquecido à 35°C
durante 5 min, 40°C durante 10 min e 50°C durante 15 min ..................................... 48
Figura 10- Comparação da intensidade da cor do pigmento licopeno aquecido à 35°,
45° e 50°C durante 5 min. ......................................................................................... 49
Figura 11- Comparação da intensidade da cor do pigmento licopeno aquecido à 35°,
40° e 50°C durante 10 min. ....................................................................................... 49
Figura 12- Comparação da intensidade da cor do pigmento licopeno aquecido à 35°,
40° e 50°C durante 15 min. ....................................................................................... 50
Figura 13– Comparação da cor do pigmento de licopeno ao longo de 30 dias ......... 50
Figura 14– Comparação da cor do pigmento de betacaroteno ao longo de 30 dias . 51
LISTA DE GRÁFICOS
Gráfico 1- Estabilidade do pigmento licopeno na presença e ausência da luz em
temperatura ambiente ao longo de 30 dias avaliada em espectrofotômetro 480 nm.
.................................................................................................................................. 43
Gráfico 2-Estabilidade do pigmento betacaroteno na presença e ausência da luz em
temperatura ambiente ao longo de 30 dias avaliada em espectrofotômetro 436 nm.
.................................................................................................................................. 44
Gráfico 3-Comparação da estabilidade do pigmento licopeno e betacaroteno sobre à
presença da luz em temperatura ambiente ao longo de 30 dias avaliada em
espectrofotômetro 480 nm para o licopeno e 436 nm para o betacaroteno. ............. 45
Gráfico 4-Comparação da estabilidade do licopeno e betacaroteno sobre à ausência
da luz em temperatura ambiente ao longo de 30 dias avaliada em espectrofotômetro
480 nm para o licopeno e 436 nm para o betacaroteno. ........................................... 46
Gráfico 5--Estabilidade do licopeno sobre à temperatuda de 35°, 40° e 50°C
armazenados na ausência da luz em temperatura ambiente ao longo de 30 dias. ... 47
Gráfico 6-Estabilidade do betacaroteno sobre à temperatuda de 35°, 40° e 50°C
armazenados na ausência da luz em temperatura ambiente ao longo de 30 dias. ... 47
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 - Pontos de fusão e espectro de absorção máximos de alguns carotenóides
.................................................................................................................................. 17
Tabela 2- Eficiência de transformação dos diversos carotenos em vitamina A ......... 22
Tabela 3- Valores do fator de retenção (Rf) das soluções de licopeno aquecidas em
em temperatuas e aquecimento de de 35°C em 5 minutos, 40°C em 10 minutos e
50°C e 15 minutos. .................................................................................................... 38
Tabela 4- Valores do fator de retenção (Rf) das soluções de betacaroteno aquecidas
em em em temperatuas e aquecimento de de 35°C em 5 minutos, 40°C em 10
minutos e 50°C e 15 minutos. ................................................................................... 39
Tabela 5- Valores do fator de retenção (Rf) das soluções de licopeno e de
betacaroteno durante o armazenamento em ausência e presença de luz. ............... 40
Tabela 6-Melhores faixas de absorbância do pigmento licopeno .............................. 41
Tabela 7- Melhores faixas de absorbância do pigmento betacaroteno ..................... 42
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO ....................................................................................................... 13
2 REVISÃO DE LITERATURA ................................................................................. 16
2.1 Carotenóides ................................................................................................... 16
2.2 ESTRUTURA, CLASSIFICAÇÃO E PROPRIEDADE DOS CAROTENÓIDES 16
2.3 Carotenóides e seus derivados ...................................................................... 19
2.3.1 Caracterização de alguns carotenóides ........................................................................ 20
2.3.1.1 Licopeno ......................................................................................................................... 20
2.4 Atuação dos carotenóides na saúde humana .................................................. 22
2.5 Mercado Consumidor....................................................................................... 25
2.6 Efeitos do processamento e estocagem .......................................................... 26
3 OBJETIVOS ........................................................................................................... 29
3.1 Objetivo Geral .................................................................................................. 29
3.2 Objetivos Específicos....................................................................................... 29
4 JUSTIFICATIVA ..................................................................................................... 30
5 MATERIAL E METODOS ...................................................................................... 31
5.1 Local de experimento....................................................................................... 31
5.2 Materiais e reagentes ...................................................................................... 31
5.3 MÉTODOS ....................................................................................................... 31
5.3.1 Preparo das amostras .................................................................................................... 31
5.3.2 Cromatografia de Camada Delgada (CCD) ................................................................. 33
5.3.3 Espectrofotometria ........................................................................................................... 33
6 RESULTADOS ....................................................................................................... 35
6.2 Avaliação por Espectrofotometria .................................................................... 40
7 DISCUSSÃO .......................................................................................................... 52
8 CONCLUSÃO ........................................................................................................ 55
REFERÊNCIAS......................................................................................................... 56
Anexo A - etapas da Extração dos pigmentos carotenóides licopeno e
betacaroteno ............................................................................................................ 64
ANEXO B- ROTEIRO DE AULA PRÁTICA: Cromatografia em Camada Delgada
(CCD) ........................................................................................................................ 66
13
1 INTRODUÇÃO
Os carotenóides são amplamente encontrados na natureza e desempenham
funções essenciais como pigmentos acessórios na fotossíntese e na fotoproteção.
Estas duas funções são consequências da estrutura conjugada de polieno
dos carotenóides que permitem à molécula absorver luz e inativar oxigênio singlete e
radicais livres (PAULA et al.,2004).
Cerca de mil carotenóides naturais já foram identificados. Aproximadamente
10% deles podem ser encontrados na dieta humana e cerca de vinte% podem ser
encontrados no plasma e tecidos de mamíferos (PAULA et al.,2004).
Os principais carotenóides são beta-caroteno, licopeno, luteína, beta-
criptoxantina e alfa-caroteno, que contribuem para cerca de 90% dos carotenóides
circulantes em humanos (ASTORG,1997; PAULA et al., 2004).
São amplamente distribuídos nos alimentos de origem vegetal, também
podem ser encontrado em alimentos de origem animal, porém a ocorrência é mais
limitada e os níveis são mais baixos. Sendo o beta-caroteno o carotenoide mais
comutantemente encontrado (PAULA et al.,2004).
O Beta-caroteno constitui um pigmento natural e o mais abundante do grupo
dos carotenóides, presente nos alimentos. É encontrado, especialmente, em
vegetais e frutas de cor amarelo-alaranjado e em vegetais folhosos de cor verde-
escura. (MANGELS et al., 1993; RODRIGUEZ-AMAYA, 1997).
Estima-se que cerca de 70% do aporte de vitamina A da dieta humana advém
dos carotenóides, presentes nas frutas e vegetais, especialmente do β-caroteno
(FOOD, 1988).
O licopeno é um carotenóide hidrocarbonado, acíclico, lipossolúvel, funde a
172°C - 173°C, tem molécula simétrica, é opticamente inativo e responsável pela
pigmentação vermelha no tomate, goiaba, melancia e outros (VIELLA et al., 1966).
14
Sua estrutura é considerada a fundamental dos carotenóides, da qual podem
ser derivadas outras estruturas por reações de hidrogenação, ciclização ou oxidação
(CLINTON, 1998; WONG, 1995). É um potente antioxidante (MATIOLI;
RODRIGUEZ-AMAYA, 2003) que interage com espécies reativas de oxigênio
(HADLEY et al., 2002).
Tomates e derivados aparecem como as maiores fontes de licopeno
(DJURICZ.; POWELL, 2001). Porém, sua biodisponibilidade é maior em produtos de
tomate processados. Isto acontece porque o processamento quebra as paredes
celulares, enfraquecendo a ligação do licopeno na matriz tecidual, facilitando a sua
isomerização para a forma cis (SHI; LE MARGUER, 2000).
As maiores concentrações de licopeno estão, em geral, nas cascas dos
alimentos fontes, quando comparadas à polpa dos mesmos frutos, sendo sua maior
concentração em alimentos produzidos em regiões de climas quentes (COZZOLINO,
2005).
O uso de de carotenóides como corantes naturais adicionados aos alimentos
têm sido usados há séculos. Sendo conhecidos pela sua cor, pela atividade
antioxidante, e por serem precursores de vitamina A, importante substância para a
visão (OLSEN, 1989).
Este grupo de compostos atende a certas propriedades comerciais desejáveis
tais como: sem de origem natural, atóxicos e proporcionam efeitos benéficos à
saúde humana. Sua utilização na indústria de alimentos é considerável em
margarinas, manteigas, sucos, bebidas, sopas, dentre outros (KLÃUI, 1979).
Entretanto, as características químicas e biológicas dos carotenóides
responsáveis pelo poder corante e, também, pela ação antioxidante revelam a esse
mesmo sistema, responsabilidade pela instabilidade e consequentemente
isomerização e oxidação das moléculas de carotenóides durante o processamento e
a estocagem (RODRIGUEZ- AMAYA, 1999).
O aumento da demanda na aplicação de pigmentos naturais em produtos
alimentícios e o desafio de produzi-lo em escala industrial, salientou a procura de
respostas tecnologicamente viáveis ao problema. (WISSGOTT; BORTLIK, 1996).
Todavia, torna-se necessário a preservação desses pigmentos naturais
aplicáveis em produtos alimentícios, durante o processamento e armazenamento
15
dos alimentos quanto à temperatura e luz proporcionando então, um atributo de
qualidade importante na aceitabilidade destes produtos pelos consumidores.
16
2 REVISÃO DE LITERATURA
2.1 CAROTENÓIDES
São um grupo de pigmentos mais difundidos na natureza (GROSS, 1991).
Seu nome é derivado do nome científico da cenoura - Daucus carote, reconhecido
por Wackenroder em 1831 como a primeira fonte de caroteno (WILLIAMS;
BRITTON; GOODWIN, 1952).
Conferem a coloração do amarelo ao vermelho, encontrando-se na fração
insaponificável dos lipídios animais e vegetais, sendo responsáveis pela cor de
frutas, flores, lagosta e outros crustáceos, alguns peixes e pássaros. Os
carotenóides são sintetizados em plantas constituindo nesses a fonte animal
(GROSS, 1991; AMAYA, 1982).
2.2 ESTRUTURA, CLASSIFICAÇÃO E PROPRIEDADE DOS CAROTENÓIDES
Nos alimentos são quimicamente definidos como tetraterpenóides de 40
carbonos formados pela união cauda-cabeça de oito unidades isoprenóides (C5) de
cinco átomos de carbono, formando uma cadeia carbônica de quarenta átomos de
carbono (VILLELA, 1976).
Possuem características de maior destaque, o sistema de duplas ligações que
constitui o grupo cromóforo responsável pela cor que proporcionam aos alimentos
(VILLELA, 1976).
A mudança de cor nos carotenóides ocorre à medida que os números de
duplas ligações aumentam, pois há um deslocamento no espectro de absorção da
molécula (FRANCIS, 1986), ou seja, a capacidade de absorver a luz visível depende
da estrutura da molécula (VILLELA, 1976). Os comprimentos de onda máximos de
absorção variam na faixa de 410 nm a 510 nm (FONTANA et al., 2000).
Os carotenóides podem ser identificados pelo espectro de absorção. A
(Tabela 1) mostra os máximos de absorção e o ponto de fusão de alguns
carotenóides.
17
Tabela 1 - Pontos de fusão e espectro de absorção máximos de alguns carotenóides
Fonte: VILLELA, 1976.
Ligações interatômicas, entre os átomos de carbono, são denominadas de
conjugadas (VILLELA, 1976). As duplas ligações podem ocorrer na forma cis ou
trans, sendo a forma trans mais frequentemente encontrada na natureza (RIBEIRO;
SERAVALLI, 2004).
O esqueleto básico desta família de moléculas pode ser modificado de muitas
maneiras, as quais incluem ciclização, hidrogenação, desidrogena-ção, introdução
de grupos contendo oxigênio, rearranjos, encurtamento de cadeias ou combinações
dessas modificações, resultando numa imensa variedade de estruturas (AMAYA et
al., 2008). Mais de 650 diferentes carotenóides naturais já foram isolados e
caracterizados, sem considerar os isômeros trans e cis (KUL; PFANDER, 1995).
18
Nutricionalmente, os carotenóides podem ser classificados como pró-
vitamínicos, aqueles com atividade pró-vitamina A ou carotenóides inativos, aqueles
que apresentam apenas atividade antioxidante ou corante (OLSON, 1999).
Quimicamente, os carotenóides se dividem em dois grupos: carotenóides
hidrocarbonados, denominados carotenos, e carotenóides oxigenados, denominadas
xantofilas (GOODWIN, 1965). Estes dois grupos principais podem ser
estruturalmente subdivididos em sete grupos: hidrocarbonetos, álcoois, cetonas,
epóxidos, éteres, ácidos e ésteres.
Conferem a coloração do amarelo ao vermelho, encontrando-se na fração
insaponificável dos lipídios animais e vegetais, sendo responsáveis pela cor de
frutas, flores, lagosta e outros crustáceos, alguns peixes e pássaros. São
sintetizados em plantas constituindo nesses a fonte animal (GROSS, 1991; AMAYA,
1982).
Apresentam propriedades antioxidantes, sendo conhecidos por reagirem com
o oxigênio singleto, que constitui uma forma altamente reativa do oxigênio molecular,
o qual apresenta dois elétrons de spins opostos ocupando orbitais diferentes ou não
(SHAMI; MOREIRA, 2004).
A proteção antioxidante é fornecida pelos carotenóides acíclicos, que
possuem nove ou mais duplas ligações conjugadas; por exemplo, o licopeno é mais
eficaz que o β-caroteno, pois o licopeno possui onze duplas ligações conjugadas e
cadeia acíclica, enquanto o β-caroteno possui nove duplas ligações conjugadas e
cadeia cíclica nas extremidades (DI MASCIO et al., 1989; MCBRIDE, 1996).
Esses carotenóides são capazes de sequestrar espécies reativas de oxigênio,
como o radical peroxil (ROO) e o oxigênio singleto (1O2) (FOOTE et al., 1970). A
ordem crescente de capacidade de sequestrar o oxigênio singleto por parte dos
carotenos e xantofilas é: licopeno, a axantina ou cantaxantina, β-caroteno ou bixina,
luteína e crocina (FONTANA et al., 2000).
Entretanto os carotenóides protegem as células de danos oxidativos
provocados por radicais livres e por espécies reativas de oxigênio (EROs) que
podem ser gerados no citoplasma, nas mitocôndrias ou na membrana, atacando
lipídios, proteínas, carboidratos e DNA (SHAMI; MOREIRA, 2004).
19
2.3 CAROTENÓIDES E SEUS DERIVADOS
O α-caroteno possui um anel β-ionona e outro α- ionona; seu poder rotatório
é [α]= + 385º, e funde a 159 ºC - 162,8 ºC. O β-caroteno possui dois anéis β-ionona;
é opticamente inativo e funde a 180 ºC. O γ-caroteno possui apenas um anel β-
ionona, é opticamente inativo, e funde a 187 ºC (VILLELA et al., 1966).
A biossíntese dos carotenos inicia-se com um precursor primário,
representado pelo acetato, que segue o processo da biogênese de esteróis até as
unidades isoprenóides ativas: isopentenil-pirofosfato (C5), geranil-pirofosfato (C10) e
farnesil-pirofosfato (C15); a partir daí diversificam-se os carotenos produzidos
(Figura 1) (VILLELA et al., 1966).
Figura 1- Biossíntese de carotenos.
Fonte: VILLELA et al., 1966.
20
2.3.1 Caracterização de alguns carotenóides
2.3.1.1 Licopeno
Trata-se de um pigmento carotenóide hidrocarbonado, acíclico, lipossolúvel,
funde a 172 ºC – 173 ºC, tem molécula simétrica, é opticamente inativo (VILLELA et
al, 1966), é um potente antioxidante (MATIOLI; RODRIGUEZ-AMAYA, 2003) capaz
de conferir a cor vermelha aos tomates, melancia, mamão, goiaba vermelha, pitanga
e outros alimentos (KRINSKY, 1998; MATIOLI; RODRIGUEZ-AMAYA, 2003).
A excelente capacidade antioxidante do licopeno deve-se às numerosas
insaturações conjugadas presentes na sua estrutura química, o que permite maior
habilidade para neutralizar os radicais livres (RAO; AGARWAL, 2000).
Apresenta uma coloração do vermelho ao alaranjado. Não possui atividade
pro vitamínica como o b-caroteno, pois não apresenta em sua estrutura o anel b-
ionona, responsável por esta característica (AMAYA; BOBBIO, 1982; TAN, 1988).
Tem uma única e longa cadeia molecular e estrutura contendo 13 duplas
ligações, sendo 11 conjugada. Essa configuração pode ser responsável por impedir
a formação de radicais livres e o oxigênio singlete (NIR; HARTAL, 1996). Como a
maioria dos pigmentos naturais, o licopeno é sensível a variações de temperatura,
pH e luz (WISSGOTT; BORTLIK, 1996).
É sujeito à degradação oxidativa e à isomerização cis-trans, devido a sua
estrutura altamente conjugada. A configuração trans é mais estável
termodinamicamente, porém é pobremente absorvida. Acredita-se que o
processamento pelo calor induza a isomerização do licopeno para a forma cis,
aumentando a sua biodisponibilidade e absorção após liberação do licopeno do
cromoplasto (RAO; AGARWAL, 2000).
2.3.1.2 Beta-caroteno
O β-caroteno é o caroteno mais abundante nos alimentos e o mais interessante
economicamente, pois apresenta maior atividade vitamínica (AMBROSIO et al.,
2006).
É encontrado, especialmente, em vegetais e frutas de cor amarelo-alaranjada
e em vegetais folhosos de cor verde-escura. Nestes, a cor natural do carotenóide é
21
mascarada pela clorofila, presente nos cloroplastos (MANGELS et al., 1993;
RODRIGUEZ-AMAYA, 1997).
As funções biológicas do β-caroteno, consideradas como propriedades
essenciais para o bem-estar dos organismos, incluem transferência de energia na
fotossíntese; transferência de energia para fotoproteção, e conversão metabólica a
retinóides, em animais com ingestão inadequada de vitamina A pré-formada
(KRINSKY, 1994). Esta última constitui, até o momento a única função biológica
comprovada do carotenóide em humanos (OLSON, 1996).
A conversão metabólica do β-caroteno à vitamina A é quimicamente possível
devido a sua estrutura molecular que contém anéis β-ionona não substituídos,
ligados à cadeia lateral poliênica (rica em ligações duplas conjugadas). No entanto,
o carotenóide pode, teoricamente, gerar duas moléculas de vitamina A
(RODRIGUEZ-AMAYA, 1997).
Sendo assim, é o único carotenóide que apresenta dois radicais β-ionona, que
ao romper-se forma duas moléculas de pró-vitamina A (Figura 2). Podendo
teoricamente, gerar duas moléculas de vitamina A (RODRIGUEZ-AMAYA, 1997).
Figura 2 - Estrutura química e clivagem do β-caroteno
Fonte: AMBROSIO et al., 2006.
22
Sua eficiência de conversão em vitamina A é a mais elevada entre os demais
carotenóides, vê-se pela (Tabela 2), que sua eficiência é de 100% (ESTEVES,
2006).
Tabela 2- Eficiência de transformação dos diversos carotenos em vitamina A
Fonte: ESTEVES, 2006
O fator preconizado para conversão do carotenóide a retinol é de 6:1,
considerando-se a absorção de cerca de um terço e que, da quantidade absorvida, a
metade seria convertida a retinol (NATIONAL, 1989).
2.4 ATUAÇÃO DOS CAROTENÓIDES NA SAÚDE HUMANA
Os carotenóides mais pesquisados por seu envolvimento na saúde humana
são o β-caroteno (β,β-caroteno), α-caroteno (β,ε-caroteno), β-criptoxantina (β, β-
caroten-3-ol), licopeno (ψ,ψ-caroteno), luteína (β,ε- caroteno-3,3’-diol) e zeaxantina
(β,β- caroteno-3,3’-diol (Figura 3) (AMAYA et al., 2008) ).
Além de serem os principais carotenóides no sangue humano (Epler et al.,
1993), são também, com exceção da zeaxantina, os mais comumente encontrados
nos alimentos, sendo o β-caroteno o mais largamente distribuído (RodriguezAmaya,
1993).
23
Figura 3- Estruturas dos carotenóides considerados importantes para a saúde
Fonte: AMAYA et al., 2008.
Em anos mais recentes, outros efeitos promotores da saúde têm sido
atribuídos aos carotenóides: imunomodulação e redução do risco de contrair
doenças crônicas degenerativas, como câncer, doenças cardiovasculares, catarata e
degeneração macular relacionada à idade (GAZIANO; HENNEKENS, 1993;
KRINSKY, 1993; ASTORG, 1997; OLSON, 1999).
Entretanto tais atividades têm sido atribuídas às suas propriedades
antioxidantes, especificamente, à capacidade de sequestrar o oxigênio singleto e
interagir com os radicais livres (PALOZZA; KRINSKY, 1992).
A capacidade dos carotenóides de sequestrar o oxigênio singleto tem sido
atribuída ao extenso sistema de duplas ligações conjugadas, obtendo-se a máxima
24
proteção daqueles que possuem nove ou mais duplas ligações (FOOTE et al.,
1970).
Têm-se acumulado na literatura, por mais de vinte anos, evidências de que o
β-caroteno pode desempenhar um papel relevante na redução do risco de câncer.
As investigações nesta área são dificultadas pelo fato de que o processo
carcinogênico é constituído de inúmeras etapas, que se sucedem no decorrer de um
longo período.
Isto torna complexa a tarefa de se avaliar o risco de câncer associado a um
único fator de exposição, presente em um sistema alimentar (DOLL, 1996; OLSON,
1996).
A ação do licopeno na saúde humana tem recebido grande destaque nos
últimos anos (STAHL; SIES, 1996; GERSTER, 1997; et al., 2002). Constatando que
o licopeno, sendo acíclico, é mais eficiente do que o dicíclico β-caroteno (DI
MASCIO, 1989).
Verificou-se, em experiências realizadas com culturas de tecidos, que o
licopeno inibe o crescimento de células cancerosas humanas endometriais,
mamárias e pulmonares com maior eficiência comparado ao α ou β-caroteno, ou
seja, o licopeno reduz o risco de desenvolvimento de doenças crônicas como o
câncer (LEVY et al., 1995).
Acredita-se que o licopeno atue no aumento da comunicação intercelular,
além de promover a diferenciação celular e alterar os processos de fosforilação de
proteínas regulatórias (GANN et al., 1999).
O licopeno pode ter um papel também na prevenção de doenças
cardiovasculares (ARAB; STECK, 2000; RISSANEN et al., 2002).
Um estudo multicêntrico, envolvendo 10 países europeus, concluiu que o
licopeno, ou alguma outra substância correlacionada, podia contribuir para o efeito
protetor dos vegetais contra o risco de infarto do miocárdio, associação esta que não
foi observada com α- e β-caroteno (KOLHMEIER et al., 1997).
Outro estudo prospectivo de 12 anos realizado nos EUA, entretanto, constatou
redução do risco de doença arterial coronária em mulheres associada ao alto
consumo de alimentos ricos em α- ou β-caroteno, mas não ao consumo de alimentos
ricos em licopeno, β-criptoxantina ou luteína/zeaxantina (Osganian et al., 2003).
25
Contudo, permanece a recomendação, de diversos organismos
internacionais, de se consumir dietas variadas, ricas em frutas e vegetais, como uma
estratégia de prevenção contra o câncer (BRUCE, 1987; HAVAS 1994; HUNT, et al.,
1996).
2.5 MERCADO CONSUMIDOR
O consumo de frutas e hortaliças, com alto teor de carotenóides vem
ganhando atenção do consumidor mundial com intuito de melhorar sua alimentação
e, consequentemente, prevenir o desenvolvimento de algumas doenças crônicas
não transmissíveis, tais como o câncer e doenças cardiovasculares (MATIOLO;
RADRIGUEZ-AMAYA, 2003).
Na indústria de alimentos, os carotenóides são usados como corantes
alimentares naturais substintuintes dos sintéticos, que possuem maior potencial
alergênico cancerígeno, e ainda como compostos antioxidantes que combatem os
radicais livres. (MATIOLO; RADRIGUEZ-AMAYA,2003).
Os carotenoides disponíveis no mercado podem ser obtidos por síntese
química, extração a partir de fontes vegetais e até mesmo por rota biotecnológica
(VALDUGA., et al 2009).
Por muitos anos, o representante mais proeminente de carotenóides, o β-
caroteno, foi usado como corante de alimentos. O mercado de β-caroteno foi
calculado em mais de $ 242 milhões em 2004, um aumento de $ 30 milhões
comparado a 1999 (GUZMAN, 2005).
No novo relatório do Mercado Global de Carotenóides, a Companhia de
Comunicações Empresarial Inc. (BCC), projeta que o valor de mercado mundial de
carotenóides, todo comercialmente usado, subirá para mais de $ 1 bilhão antes de
2009, a uma taxa de crescimento anual de 3%. Atualmente, o mercado é calculado a
$ 887 milhões (GUZMAN, 2005).
Padovani (2003), em sua tese de mestrado intitulada de “A disponibilidade de
carotenóides na alimentação da família brasileira”, avaliou que a maioria dos
alimentos em que os carotenóides estão presentes, frutos e legumes, acabam em
um segundo plano nas compras de famílias das regiões metropolitanas brasileiras.
26
Ela ressaltou que “quanto maior a renda familiar, maior a disponibilidade de
carotenóides”, sugerindo que as deficiências na alimentação estão presentes nas
famílias de baixa renda.
De acordo com o relatório da Global Industry Analysts, a crescente demanda
por alimentos naturais e fortificados tem estimulado o mercado mundial de
carotenoides que poderá chegar a US$ 1,3 bilhões em 2017. Ademais, é previsto
que no futuro próximo, os carotenoides naturais sejam preferencialmente escolhidos
pelo mercado consumidor, o que reduzirá a participação dos carotenoides sintéticos.
De acordo com o relatório supracitado, dentre os carotenóides disponíveis no
mercado, o β-caroteno é o de maior uso na indústria de alimentos e suplementos,
representando a maior parcela do mercado global de carotenoides.
2.6 EFEITOS DO PROCESSAMENTO E ESTOCAGEM
A retenção ou perda percentual dos carotenóides durante o processamento e
estocagem de alimentos tem sido relatada em numerosas publicações (Rodriguez-
Amaya, 1997).
A principal causa de perdas ou destruição de carotenóides durante o
processamento ou a estocagem é a oxidação, seja ela enzimática ou não. A
isomerização dos trans-carotenóides para isômeros cis altera a sua atividade
biológica e a cor, mas não na mesma extensão que a oxidação (AMAYA et al.,
2008).
Os estágios iniciais da oxidação envolvem epoxidação e clivagem com
formação de apocarotenais (RODRIGUEZ; RODRIGUEZAMAYA, 2007) (Figura 4).
27
Figura 4- Possível esquema de degradação
Fonte: Rodriguez-Amaya, 1999
Em preparações domésticas, as perdas de carotenóides aumentam
geralmente na seguinte ordem, segundo o tipo de cocção: microondas < ao vapor <
fervura < refogado. Fritura por imersão, fervura prolongada, combinação de vários
tipos de cocção, assamento e marinados, todos provocam perdas consideráveis de
carotenóides (AMAYA et al., 2008).
A perda ou alteração de carotenóides durante o processamento e estocagem
pode ocorrer via remoção física (p.ex.: descascamento) e, pelo fato de serem
compostos altamente insaturados, por isomerização geométrica e oxidação
enzimática e não-enzimática (RODRIGUEZ-AMAYA, 1997, 1999, 2002).
Os carotenóides são perdidos principalmente pela oxidação enzimática e não
enzimática, sendo estimulada pela presença de luz, calor, metais, enzimas e
peróxidos e é inibida pelos antioxidantes (AMAYA et al., 2008).
Na natureza, os carotenóides estão protegidos pela estrutura celular e a
destruição destas barreiras torna-os automaticamente vulneráveis à degradação.
28
Ironicamente, essas mesmas estruturas se convertem em barreiras que limitam a
sua biodisponibilidade (AMAYA et al., 2008).
O processamento amolece ou rompe as membranas e paredes celulares e
desnatura proteínas complexadas com os carotenóides. O rompimento destas
estruturas facilita então a liberação dos carotenóides durante a digestão (AMAYA et
al., 2008).
Ainda, muito cuidado deve ser tomado para que perdas devidas à
isomerização e oxidação ocorridas durante a análise não sejam erroneamente
atribuídas ao processamento ou preparo do alimento. Felizmente, mesmo com
inadequações experimentais e discrepância nos dados, tem sido possível chegar a
algumas conclusões (RODRIGUEZ-AMAYA, 1997).
Independentemente do método de processamento, a retenção dos
carotenóides diminui, em função do tempo e temperatura de processamento, assim
como a desintegração dos tecidos (AMAYA et al., 2008).
Foi mostrado que a biodisponibilidade do β-caroteno em humanos é
aumentada pelo corte e processamento da folha de espinafre e processamento de
cenoura (CASTENMILLER et al., 1999; ROCK et al., 1998).
Foi relatado também, que a biodisponibilidade do licopeno foi maior em tomates
processados termicamente em comparação com o tomate in natura (GÄRTNER et
al., 1997; STAHL e SIES, 1992; VAN HET HOF et al., 2000).
O conhecimento atual, portanto, sugere que as condições de processamento
sejam otimizadas, com o objetivo de maximizar a biodisponibilidade sem provocar
perdas apreciáveis dos carotenóides (ERDMAN et al., 1993; CASTENMILLER;
WEST, 1998).
29
3 OBJETIVOS
3.1 OBJETIVO GERAL
Analisar a estabilidade dos pigmentos carotenóides presentes no extrato de
tomate concentrado submetidos a ação de luz e calor.
3.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Identificar os tipos de pigmentos carotenóides na fonte alimentar utilizada.
Otimizar a extração dos pigmentos, para melhor rendimento possível.
Analisar a estabilidade dos pigmentos em relação a exposição à luz usando
cromatografia de camada delgada (CCD) e espectrofotometria UV-Visível.
Analisar a estabilidade dos pigmentos em relação à temperatura e tempo de
cocção usando cromatografia de camada delgada (CCD) e espectrofotometria UV-
Visível.
30
4 JUSTIFICATIVA
Os carotenóides são os pigmentos mais difundidos na natureza. Estudos
recentes, tem demonstrado os benefícios de uma dieta rica em frutas e outros
alimentos contendo pigmentos carotenóides (licopeno e betacaroteno). Além disso, o
interesse nos carotenoides vem crescendo rapidamente, devido a estudos que
sugerem uma atuação do licopeno e betacaroteno na saúde e doenças humanas.
Devido a sua relação com a possível diminuição do risco de doenças degenerativas
como, por exemplo, alguns tipos de câncer (cervical, mama, trato digestivo, pele,
bexiga e principalmente o de próstata) e doenças cardiovasculares.
O efeito durante o processamento e armazenamento sobre os pigmentos
carotenóides altera a atividade biológica e a cor dos pigmentos, tornando-os
vulneráveis à degradação.
O presente estudo visa propor análises para o acompanhamento da
estabilidade dos carotenoides durante o período de armazenagem para possível
manuntenção do teor de carotenóides e suas propriedades nutricionais.
31
5 MATERIAL E METODOS
5.1 LOCAL DE EXPERIMENTO
Universidade Federal de Pernambuco (UFPE), no Centro Acadêmico de
Vitória (CAV), nos laboratórios de Bromatologia e Tecnologia dos Alimentos.
5.2 MATERIAIS E REAGENTES
Durante o experimento foram utilizados tubos de ensaio e vidrarias: béquer,
erlenmeyer, balões volumétricos, funil de separação com torneira fechada e
kitassato. Na filtração: funil de buchner e papel filtro circular. Para todas as
pesagens foi utilizada balança analítica Bel Engineering com precisão 0,1 mg. Para
as extrações dos pigmentos, foi utilizado os reagetes, etanol e clorofórmio, para
filtração sulfato de sódio anidro e cloreto de sódio. Para a técnica da cromatografia
de camada delgada (CCD), utilizaram-se placas revestidas de folha de alumínio com
uma fina camada de material adsorvente, sílica-gel e fase móvel composta por
etanol e clorofórmio. Nas análises espectrofotométricas, realizadas em
espectrofotômetro de absorção UV-Vis modelo Genesys 10s ou marca de feixe
simples, com arranjo de diodos. Foram utilizadas cubetas de plástico e isopropílico.
As amostras utilizadas para aplicação da metodologia desenvolvida, extrato de
tomate; adquirido em mercado local do município de Vitória de Santo Antão.
5.3 MÉTODOS
5.3.1 Extração e preparo das amostras de licopeno e betacaroteno
O processo de extração foi realizado com base no trabalho de Stringheta
(1991) com algumas modificações (ANEXO A). Partindo-se do uso do extrato de
tomate, como matéria-prima, os pigmetos foram extraídos, filtrados e reservados.
Em um béquer foi pesado 20g de extrato de tomate concentrado, enquanto a
amostra era pesada, o banho maria foi colocado para aquecer à 40º C. Ao extrato
pesado, adicionou-se 20 mL de etanol, em seguida o béquer foi levado ao
aquecimento e mexeu-se a mistura cuidadosamente utilizando uma espátula pelo
período de 5 minutos. Com a mistura de licopeno aquecida e bem diluída, utilizando
32
um papel de filtro, filtrou-se a a mistura através de um funil de buchner para um
erlenmeyer com ajuda de uma bomba de vácuo de pistão isento de óleo, sem que
houvesse a necessidade de precionar o filtro contra o erlenmeyer. Após filtração do
licopeno reservou-se a polpa obtida em um béquer para a extração do betacaroteno.
Ao líquido obtido adicionou-se 1g de Sulfato de sódio anidro e seguidamente o
erlenmeyer foi agitado por cerca de 1 minuto, com o intuito de retirar alguma água
ainda existente. A mistura foi mantida em repouso por 3 minutos, e posteriormente
realizou-se uma nova filtração obtendo-se assim o licopeno, de coloração
amarelada.
Após obtenção do licopeno, a polpa obtida e previamente reservada em um
béquer, foi levada a capela, onde adicionou-se 10mL de clorofórmio e manteve-se a
mistura em constante agitação com auxílio de uma espátula por 5 minutos. Em
seguida filtrou-se então a mistura para um erlenmeyer, conduzindo-a para um funil
de separação, onde adicionou-se ao sistema 4mL de solução saturada de Cloreto de
Sódio e realizou-se então a separação das fases. Após separação das fases
adicionou-se 1g de sulfato de sódio anidro, e por fim foi obtido o betacaroteno, de
coloração laranja viva.
As soluções foram distribuídas em frascos com capacidade de 100mL e foram
imediatamente fechados com tampa de plástico. Os frascos que ficaram expostos a
luz ambiente as 16:00 horas foram posicionados a uma distância de 50 cm da janela
com incidência da luz solar, em temperatura ambiente de 25°C. Da mesma forma, foi
testada a estabilidade na ausência de luz solar, porém a solução foi acondicionada
em frascos âmbar, fechados e envolvidos com papel alumínio e reservados, com
intuito de proteger o mesmo de qualquer fonte luminosa que pudesse interferir.
Para análise da estabilidade dos pigmentos sobre o aquecimento, o extrato foi
aquecido em determinadas temperaturas 35°, 40° e 50ºC em tempos de
aquecimento de 5, 10, 15 minutos para analise da estabilidade do licopeno e
betacaroteno de acordo com a metodologia de Segall et al., 2008, com algumas
modificações. Uma vez que o tempo de aquecimento em determinadas temperaturas
pode influenciar alterações dos carotenóides. As soluções eram acondicionadas do
mesmo modo que no experimento na ausência de luz.
33
Em todas as condições experimentais, imediatamente após a extração e o
resfriamento dos frascos de licopeno e betacaroteno, eram realizadas a técnica de
cromatografia de camada delgada (CCD) e espectrofotometria.
Devido a dificuldade em obter padrões analíticos para realização da análise
quantitativa, foi usado como método a análise qualitativa em que a técnica de
cromatografia em camada delgada foi utilizada para avaliar a melhor fase móvel de
separação dos pigmentos fotossintéticos eluídos em coluna aberta.
5.3.2 Cromatografia de Camada Delgada (CCD)
As análises cromatográficas foram realizadas em temperatura ambiente de
20+-22°C executada sobre placa de folha de alumínio, revestida com uma fina
camada de material adsorvente, sílica-gel; na placa, com o auxílio de capilares,
foram aplicadas amostras de licopeno e betacaroteno. Nas câmaras de elição
utilizadas foi adicionado um papel de filtro, e solventes diferentes, sendo eles etanol
e clorofórmio. As placas foram então colocadas nas câmaras de eluição, durante 5
minutos para que houvesse uma boa adsorção. Em seguida as placas foram
conduzidas à capela, para que se desse a evaporação dos solventes para poderem
ir então para as câmaras de revelação, por cerca de 5 à 8 minutos, onde continham
cristais de iodo. Os diferentes componentes percorreram a placa de CCD de
maneira diferentes, sendo possível a separação dos componentes e análise da
distância percorrida.
5.3.3 Espectrofotometria
As análises espectrofotométricas foram realizadas em espectrofotômetro de
absorção UV-Vis modelo Genesys 10s ou marca de feixe simples, com arranjo de
diodos. Foram utilizadas cubetas de plástico e isopropílico com o caminho ótico igual
a 1 cm. Utilizou-se a cubeta contendo o branco, totalmente límpida a fim de diminuir
ao máximo o erro causado por partículas em suspensão; utilizando-se como branco
o etanol, para leitura do licopeno e clorofórmio para leitura do betacaroteno, na
proporção de 1:1, a cubeta contendo o branco foi retirada do equipamento e sua
absorção anotada.
Após esse processo, para realização da leitura da solução de licopeno, foram
utilizadas medidas espectrofotométricas específicas, a partir da construção de uma
34
curva espectral (varredura) em espectrofotômetro ultravioleta/visível, onde as
substâncias em questão foram colocadas na cubeta, e os comprimentos de onda
foram passados, e a absorção de cada faixa foi medida.
Em referência aos melhores valores de absorbância da curva de varredura e
em relação à Hart; Scott, 1995, Tan, 1988, referindo como a melhor faixa de
absorção valor entre 400 e 520 nm para o pigmento licopeno, e para a leitura da
solução do betacaroteno a melhor absorbância é 436 nm, seguindo o método oficial
da AOAC (WASHINGTON,1995).
As amostras de licopeno foram lidas na absorbância de 480nm e as amostras
de betacaroteno na absorbância de 436nm em três repetições com intervalo de 10
dias, avaliando então a estabilidade e comportamento da degradação dos pigmentos
observados entre as três leituras e as possíveis interferências ocorridas.
Após as técnicas de CCD e espectrofotometria, os frascos foram
imediatamente fechados com tampa de plástico e armazenados até que houvesse
uma nova análise.
35
6 RESULTADOS
6.1 AVALIAÇÃO POR CROMATOGRAFIA EM CAMADA DELGADA (CCD)
Após a extração dos pigmentos licopeno e betacaroteno para ocorreu a
separação dos mesmos e pode-se observar a corrida, ou seja, a distância percorrida
da substância sobre as placas de sílica gel.
O índice de adsorção foi determinado com a utilização de solventes
apropriados para separação dos mesmos a partir da monitoração da adsorção
realizada ao longo da etapa através da eficiência de separação. Evitando-se
possíveis interferências do local e da técnica aplicada. As corridas das soluções
contendo licopeno e betacaroteno com utilização da mistura de determinados
solventes é mostrada na (Figura 5).
Figura 5- Índice de adsorção da solução de licopeno e betacaroteno na placa de sílica-gel com uso dos solventes hexano/clorofórmio (1:1) e etanol/clorofórmio (1:1).
Solvente hexano/clorofórmio (1:1) Solvente etanol/clorofórmio (1:1)
Licopeno Betacaroteno
Fonte: Autoria própria.
36
A mistura de etanol e clorofórmio comparando-se com a outra mistura de
solventes, obteve-se um maior deslocamento de ambas as substâncias extraídas.
Notando-se que o uso do hexano e clorofórmio não foi capaz de separar todos os
componentes da mistura.
Contudo com a expansão dos solventes as manchas dos pigmentos
carotenóides aplicados sobre a placa formaram anéis concêntricos. Sendo
necessário avaliar à aplicabilidade dos mesmos em insuficientemente polar,
satisfatório e muito polar. A presença dos anéis concêntricos a partir do pigmento
carotenóide é mostrada na (Figura 6).
Figura 6- Solvente insuficientemente polar (hexano/clorofórmio, 1:1).
Fonte: Autoria própria.
Na análise da estabilidade dos pigmentos armazenados sobre a presença e
ausência da luz e sobre o aquecimento durante de 5, 10 e 15 minutos nas
determinadas temperaturas de 35°, 40° e 50°C ao longo de 30 dias. Notou-se
diferença no comportamento dos pigmentos entre a fase móvel e a fase
estacionária.
Entretanto, em todas condições submetidas os pigmentos foram separados e
identificados. Na primeira análise, o licopeno aquecido à 35° C durante 5 minutos foi
o pigmento carotenóide que menos pecorreu na placa de adsorção. Entretanto em
37
outras faixas de aquecimento obteve a mesma distância percorrida. Assim como
também o pigmento betacaroteno que em todas as faixas de aquecimento manteve
a mesma distância percorrida (Figura 7).
Figura 7- Distância pecorrida dos pigmentos carotenóides quando os mesmos passaram por aquecimento em temperatura de 30°, 40° e 50°C sobre o aquecimento de 5, 10, 15 minutos.
Licopeno Betacaroteno
Aquecimento à 30°C Aquecimento à 40° C Aquecimento à 50°C
Fonte: Autoria própria.
A partir dos valores entre a distância percorrida pela substância em questão e
a distância percorrida pela fase móvel para os valores do fator de retenção (Rf) dos
pigmentos carotenóides em determinadas condições. Levando em consideração os
valores ideais para (Rf) 4 < Rf < 6.
38
O pigmento licopeno aquecido à 35°C durante 5 minutos, 40°C durante 10
minutos e 50°C durante 15 minutos obteve valores dentre o ideal para o Rf (Tabela
3).
Porém os valores do pigmento betacaroteno diante de todas as temperaturas
de aquecimento ao longo das três análises cromatográficas obteve valores
considerados acima do ideal para o Rf (Tabela 4).
Tabela 3- Valores do fator de retenção (Rf) das soluções de licopeno aquecidas em
em temperatuas e aquecimento de de 35°C em 5 minutos, 40°C em 10 minutos e
50°C e 15 minutos.
Fonte: Elaborada pela autora.
Temperatura e
tempo de
aquecimento
10° DIA 20° DIA 30° DIA
licopeno
aquecido à 35°C
durante 5 min
4 < Rf > 6
4 < Rf > 6
4 < Rf > 6
licopeno
aquecido à 40°C
durante 10 min
4 < Rf > 6
4 < Rf > 6
4 < Rf > 6
licopeno
aquecido à 50°C
durante 15 min
4 < Rf > 6
4 < Rf > 6
4 < Rf > 6
39
Tabela 4- Valores do fator de retenção (Rf) das soluções de betacaroteno
aquecidas em em em temperatuas e aquecimento de de 35°C em 5 minutos, 40°C
em 10 minutos e 50°C e 15 minutos.
Fonte: Elaborada pela autora.
O pigmento licopeno, na condição da presença da luz obteve valores
considerados abaixo do ideal para o Rf. Diferentemente do pigmento betacaroteno
que obteve valores considerados acima do ideal para o Rf. Entretanto na ausência
da luz tanto o licopeno quanto o betacaroteno manteram valores entre o ideal para o
Rf (Tabela 5 ).
Temperatura de
aquecimento
10° DIA 20 °DIA 30 °DIA
betacaroteno
aquecido à 35°C
durante 5 min
> 6
> 6
> 6
betacaroteno
aquecido à 40°C
durante 10 min
> 6
> 6
> 6
betacaroteno
aquecido à 50°C
durante 15 min
> 6
> 6
> 6
40
Tabela 5- Valores do fator de retenção (Rf) das soluções de licopeno e de betacaroteno durante o armazenamento em ausência e presença de luz.
Fonte: Elaborada pela autora.
Tendo em vista a implementação da técnica de CCD, foi elaborado um
protocolo de aula prática (ANEXO B) e programada uma aula prática da disciplina
bromatologia no Centro Acadêmico de Vitória (CAV), para os alunos do 2° período
de Nutrição.
6.2 AVALIAÇÃO POR ESPECTROFOTOMETRIA
As leitura das soluções de carotenóides foram realizadas em virtude da
aplicação a parti das curvas de varredura (Figuras 8 e 9 ) para obtenção das
melhores faixas de absorção (Tabelas 6 e 7). Portanto a análise de estabilidade dos
pigmentos carotenóides na presença e ausência de luz e quanto às temperaturas
testadas sobre aquecimento ao extrato de tomate, foi elaborada. Para melhor
interpretação os resultados são apresentados através de figuras, gráicos e tabelas.
Tipo de
armazenamento
10° DIA 20 °DIA 30 °DIA
licopeno na
ausência da luz
4 < Rf > 6
4 < Rf > 6
4 < Rf > 6
licopeno na
presença da luz
< 4
< 4
< 4
betacaroteno na
ausência da luz
4 < Rf > 6
4 < Rf > 6
4 < Rf > 6
betacaroteno na
presença da luz
> 6
> 6
> 6
41
Figura 8- Curva de varredura realizada em espectrofotometro na faixa de absorção 200.0-700.0 para o pigmento licopeno.
Fonte: autoria própria.
Tabela 6-Melhores faixas de absorbância do pigmento licopeno
Absorbância Comprimento de onda
1° 4.996 484,0
2° 4.704 487,0
3° 4.687 551,0
Fonte: Elaborada pela autora.
42
Imagem 9- Curva de varredura realizada em espectrofotometro na faixa de absorção 200.0-700.0 para o pigmento betacaroteno.
Fonte: Autoria própria.
Tabela 7- Melhores faixas de absorbância do pigmento betacaroteno
Absorbância Comprimento de onda
1° 4.987 438,0
2° 4.794 446,0
3° 4.586 558,0
Fonte: Elaborada pela autora.
Quando se trabalhou com a exposição à luz sobre o pigmento, licopeno,
armazenado ao longo de 30 dias em temperatura ambiente, sendo analisado à cada
10 dias de intervalo entre a próxima análise espectrofotométrica. Houve uma
diminuição nos valores de absorbância de forma gradativa ao longo de todos os 30
dias.
Na condição de ausência da luz sobre o licopeno as amostras analisadas
mostraram-se em seus valores de absorbância, uma ligeira dimiuição entre o
vigésimo e trigésimo dia (Gráfico 1).
43
Gráfico 1- Estabilidade do pigmento licopeno na presença e ausência da luz em temperatura ambiente ao longo de 30 dias avaliada em espectrofotômetro 480 nm.
Fonte: Elaborada pela autora.
O pigmento betacaroteno quando analisado sobre à presença da luz,
armazenados ao longo dos 30 dias. Mostrou-se também uma diminuição nos valores
de absorbância, no entanto o declínio ocorreu entre o vigésimo e trigésimo dia.
Porém em isolamento ao efeito da luz os valores de absorbância ainda assim
foram diminuídos, no entanto com um menor declínio em seus valores, quando
comparado aos valores referentes à presença de luz (Gráfico 2).
44
Gráfico 2-Estabilidade do pigmento betacaroteno na presença e ausência da luz em temperatura ambiente ao longo de 30 dias avaliada em espectrofotômetro 436 nm.
Fonte: Elaborada pela autora.
Entretanto, quando comparado os dois pigmentos carotenóides armazenados
sobre o efeito da luz, notou-se que houve um considerável declínio nos valores de
absorbância entre o primeiro e o vigésimo dia, tanto para o licopeno quanto o
betacaroteno.
Todavia próximo ao trigésimo dia os valores de absorbância do licopeno
demostraram maior estabilidade, contudo o betacaroteno prosseguiu o declínio
(Gráfico 3).
45
Gráfico 3-Comparação da estabilidade do pigmento licopeno e betacaroteno sobre à presença da luz em temperatura ambiente ao longo de 30 dias avaliada em espectrofotômetro 480 nm para o licopeno e 436 nm para o betacaroteno.
Fonte: Elaborada pela autora.
Porém, quando comparado a estabilidade dos pigmentos carotenóides na
ausência da luz constatou que tanto o betacaroteno quanto o licopeno possuíram
boa estabilidade. Ainda que, apresentaram um leve declínio nos valores de
absorbância.
O betacaroteno declinou levemente entre o décimo primeiro e vigésimo dia e
o licopeno entre o vigésimo e trigésimo dia (Gráfico 4).
46
Gráfico 4-Comparação da estabilidade do licopeno e betacaroteno sobre à ausência da luz em temperatura ambiente ao longo de 30 dias avaliada em espectrofotômetro 480 nm para o licopeno e 436 nm para o betacaroteno.
Fonte: Elaborada pela autora.
O escuro, serviu como controle, pois as soluções de licopeno e betacaroteno
demonstraram excelente estabilidade, sobretudo, pelo isolamento do efeito de luz e
temperatura ambiente.
De acordo com os valores da absorbância dos pigmentos durante o
armazenamento que para esta condição a degradação do pigmento armazenado na
luz foi superior ao escuro.
Quando, se empregou os pigmentos licopeno e betacaroteno em tempo de
aquecimento estabelecido em 5 min, 10 min e 15 min nas determinadas
temperaturas de 35°, 40° e 50°C armazenados em temperatura ambiente na
ausência da luz ao longo de 30 dias.
Notou-se de acordo com os valores da absorbância que a temperatura de
aquecimento de 50°C apresentou maior degradação que 35°C e 40°C tanto no
pigmento licopeno quanto no betacaroteno (Gráfico 5 e 6).
47
Gráfico 5--Estabilidade do licopeno sobre à temperatuda de 35°, 40° e 50°C armazenados na ausência da luz em temperatura ambiente ao longo de 30 dias.
Fonte: Elaborada pela autora.
Gráfico 6-Estabilidade do betacaroteno sobre à temperatuda de 35°, 40° e 50°C armazenados na ausência da luz em temperatura ambiente ao longo de 30 dias.
Fonte: Elaborada pela autora.
48
Sucedendo-se a maior intensidade dos tons dos pigmentos carotenóides. Em
que o licopeno e betacaroteno aquecidos à 50°C durante 15 minutos apresentaram-
se mais intensos quanto a sua tonalidade em relação aos pigmentos aquecidos à
35° e 40°C.
Pode-se observar na (Figura 9) que quanto mais elevada a temperatura
usada para o aquecimento do pigmento licopeno mais intensa ou forte as
substâncias tornaram-se.
Figura 9-Comparação da intensidade da cor do pigmento licopeno aquecido à 35°C durante 5 min, 40°C durante 10 min e 50°C durante 15 min
Fonte: autoria própria.
O mesmo foi observado quando, os pigmentos submetidos ao aquecimento
em determinadas temperaturas, foram aquecidos ao longo do mesmo tempo, em
cocção de 5, 10 e 15 minutos. Mostrando que a temperatura de 50°C e o tempo de
15 minutos de aquecimento foi o que mais ocasionou a intensidade da cor nos
pigmentos e a possível degradação dos mesmos. (Figura 10, 11 e 12).
49
Figura 10- Comparação da intensidade da cor do pigmento licopeno aquecido à 35°, 45° e 50°C durante 5 min.
Fonte: autoria própria.
Figura 11- Comparação da intensidade da cor do pigmento licopeno aquecido à 35°, 40° e 50°C durante 10 min.
Fonte: autoria própria.
50
Figura 12- Comparação da intensidade da cor do pigmento licopeno aquecido à 35°, 40° e 50°C durante 15 min.
Fonte: autoria própria.
Após 30 dias de exposição à luz, foi notado que os pigmentos carotenóides
adquiriram tons mais escuros quando comparados a cor dos pigmentos, logo após
sua extração e quando comparado com os tons dos pigmentos expostos à ausência
da luz (Figura 13 e 14).
Figura 13– Comparação da cor do pigmento de licopeno ao longo de 30 dias
Fonte: autoria própria.
51
Figura 14– Comparação da cor do pigmento de betacaroteno ao longo de 30 dias
Fonte: autoria própria.
A maior intensidade na mudança de tom na coloração foi observada para o
licopeno, enquanto que o betacaroteno também obteve a mudaça da cor, porém
com menor intensidade.
52
7 DISCUSSÃO
Diante de todos os carotenóides amplamente encontrados na natureza o
licopeno e o betacaroteno, por estarem presentes em variadas fontes alimentares,
foram os pigmentos analisados em referência a sua estabilidade.
No presente estudo, foi observado que a mistura dos solventes hexano e
clorofórmio utilizados na cromatografia em camada delgada, não obteve um bom
deslocamento das substâncias extraídas.
Dificuldade a qual se deu por que os solventes hexano e clorofórmio não
estão na mesma classe de solventes apolares e constituem menores momentos
dipolares em comparação com a outra mistura de solventes, etanol e clorofórmio,
que apresentam maiores momentos dipolares.
A mistura de etanol e clorofórmio, proporcionou uma maior facilidade em
solvatar, ou seja, criar uma camada sobre o soluto e consequentemente uma melhor
adsorção e expansão dos solventes aplicados.
Portanto, a presença dos anéis concêntricos formado pela mistura dos
solventes hexano e clorofórmio ocorrem por serem solventes insuficientemente
polares.
No que concerne aos pigmentos carotenoides, licopeno e betacaroteno esses
apresentam certas instabilidades em condições diversificadas, estudadas e
interpretadas através das análises cromatográficas e espectrofotométrica para
possível contribuição da aplicação dos pigmentos em produtos alimentícios.
Schoefs, 2002 afirma que os carotenóides são sensíveis à luz, aquecimento,
oxigênio e à degradação química. Isso foi confirmado através dos resultados das
análises realizadas, por que os pigmentos licopeno e betacaroteno mostraram
sensibilidade em relação a temperatura e a luz durante o armazenamento ao longo
do tempo. Porém, quando observadas as condições de armazenamento, o licopeno,
em relação ao betacaroteno, permaneceu mais estável quanto a cor e a sua
concentração.
Para explicar essa observação, Miers et al. (1958) levantaram, pela primeira
vez, a hipótese de reisomerização, ou seja, a transformação de cis-licopeno
produzido durante processamento em trans-licopeno durante armazenamento.
53
Entretanto a configuração trans é mais estável termodinamicamente, porém é
pobremente absorvida.
Contudo a presença da luz foi o fator que mais interferiu nos pigmentos uma
vez que apresenta em sua formação a presença da estrutura conjugada de polieno
que permitem à molécula absorver luz e inativar oxigênio singlete e radicais livres
deixando a coloração menos intensa.
E por serem pigmentos acessórios da fotossíntese, os carotenóides possuem
a capacidade de absorver luz em diferentes comprimentos de ondas e proteger o
aparato fotossintético. Por absorver em excesso a energia induzem reações que
trazem como consequência a degradação ou destruição de pigmentos das
substâncias ao longo do tempo e consequentemente a perdas de vitaminas.
Outra vertente de interferência é a temperatura. Onde o licopeno por ser
sujeito à isomerização cis-trans, devido a sua estrutura altamente conjugada. Rao;
Agarwal, 2000 acredita que o processamento pelo calor induza a isomerização do
licopeno para a forma cis, aumentando a sua biodisponibilidade e absorção após
liberação do licopeno do cromoplasto.
Amaya et al., (1982) afirma que o licopeno de cadeia acíclica sofre
isomerização, mas não formam epóxidos durante o processamento e
armazenamento. O contrário ocorre com o b-caroteno e criptoxantina que possuem
cadeias alicíclicas.
Lovric et al., (1979) investigaram a isomerização de licopeno e a estabilidade
da cor em tomate desidratado “foammat” durante o armazenamento. Relataram,
também, a restauração da cor perdida durante processamento por reisomerização
na estocagem. Fator o qual foi notado em que com o passar dos dias a cor da
solução de licopeno aumentava a sua intensidade.
Portanto, em virtude das condições de armazenamento dos pigmentos
carotenoides, o efeito da luz é mais agressivo aos pigmentos do que determinadas
faixas de temperatura. Por outro lado, no escuro, foi observada a estabilidade dos
mesmos. Figueiredo, 1973, ralata que as soluções dos carotenóides na ausência da
luz demonstraram excelente estabilidade, sobretudo, pelo isolamento do efeito de
luz e que o aquecimento a temperaturas elevadas contribui para as perdas de
pigmentos. Rodriguez-Amaya, (1997, 1999b, 2002.), relata que a perda ou alteração
54
de carotenóides durante o processamento e estocagem pode ocorrer via remoção
física (p.ex.: descascamento) e, pelo fato de serem compostos altamente
insaturados, por isomerização geométrica e oxidação enzimática e não-enzimática.
Entretanto em preparações domésticas, as perdas de carotenóides aumentam
porque geralmente os pigmentos passam por cocção em temperaturas elevadas e
prolongadas. E mesmo por apresentarem, no caso do licopeno, resistência ao calor
nos processos culinários, durante o processamento e armazenamento podem tornar-
se susceptíveis a oxidação.
Ainda assim os pigmentos carotenóides tem recebido destaque nos últimos
anos quando relacionados a sua atuação na saúde humana por conterem funções
essenciais e específicas no corpo humano. Dentre as propiedades, o betacaroteno
se transforma em retinol (Vitamina A), componente nutricional essencial
principalmente para a população infantil. O licopeno por ser um potente antioxidante,
possui a maior capacidade de sequestrar o oxigênio singlet, combatendo os radicais
livres que alteram o DNA das células e desencadeiam o processo cancerígeno.
De tal forma nota-se a importância das análises realizadas durante o estudo
presente uma vez que permitiu avaliar alguns dos parâmetros que mais interferem
na oxidação para assim, evitar a degradação e perdas das substâncias nutricionais,
as quais apresentam importantes propriedades funcionais e devem ser consumidas
diariamente em quantidade adequadas, como estratégia para prevenir doenças
crônicas e degenerativas.
55
8 CONCLUSÃO
Os carotenóides licopeno e betacaroteno são compostos abundamente
encontrados na natureza, são responsáveis pela cor na maioria das frutas e vegetais
e apresentam determinadas habilidades para se incorporar corretamente entre o
ambiente molecular e funcional e que o efeito durante o processamento e
armazenamento altera a atividade biológica e a cor dos pigmentos. Constata-se a
necessidade de assegurar a estabilidade dos pigmentos em virtude da elevação da
temperatura e do efeito da luz por serem condições de processo que podem
degradar os carotenóides. Foi observado que quanto maior é o incremento da
incidência da luz e temperatura de cocção, maior é a velocidade de degradação, e
por conseguinte, maior é a perda das substâncias nutricionais. Sendo assim, é
necessário desenvolver mais estudos sobre a estabilidade dos pigmentos e suas
funções em humanos. Os resultados sugerem que certos cuidados sejam tomados
em relação ao armazenamento dos carotenóides. Dentre esses, o uso de recipientes
adequados, para evitar a incidência da luz e, assim, minimizam a possível
degradação das substâncias.
56
REFERÊNCIAS
AMAYA, D. R.; BOBBIO, F. O.; BOBBIO, P. A. Curso sobre pigmentos naturais. Sociedade Brasileira de Ciência e Tecnologia de Alimentos. Faculdade de Engenharia de Alimentos – UNICAMP,1982. 56 p.
AMAYA, R.; KIMURA, M.; FARFAN, A. Fontes brasileiras de carotenóides: tabela brasileira de composição de carotenóides em alimentos. Brasília: MMA/SBF, 2008. V. 2.
AMBROSIO, C. L. B.; CAMPOS, F. A. C. S.; FARO, Z. P. Carotenóides como alternativa contra a hipovitaminose A. Revista de Nutrição, Campinas, v. 19, p.233-243, 19 abr. 2006.
ARAB, L.; STECK, S.; Lycopene and cardiovascular disease. American Journal of Clinical Nutrition, Bethesda, v. 71, supl. 1, p.1691-1695, 2000.
ASSOCIATION OF OFFICIAL ANALYTICAL CHEMISTS. Official methods of analysis. 16. ed.. Washington, D.C: AOAC,1995.
ASTORG. P. Food carotenoids and cancer prevention: Na overview of current research. Food Science & Technology, Maringá-PR, v. 413, p. 8-13,1997.
BRUCE, A. Dietary recommendations in cancer prevention. Annals of Clinical Research, Helsinki, v.19, p.313- 320, 1987.
CASTENMILLER, J. J. M.; West, C. E. Bioavailability and bioconversion of carotenoids. Review of Nutrition, São Paulo, v. 18, p. 19-38, 1998.
CLINTON, S.K. Lycopene: chemistry, biology, and implications for human health and disease. Nutrition Reviews, Maringá, v. 56, p. 5-31, 1998.
COZZOLINO, S. M. F. Biodisponibilidade de nutrientes. In: Fatores que interferem na biodisponibilidade de vitamina A e carotenóides. São Paulo: Manole, 2005. p.229-36.
DJURIC, Z.; POWELL L.C. Antioxidant capacity of lycopene-containing foods. International Journal of Food Sciences and Nutrition, Curitiba, v. 52, p.143-156, 2001.
57
DI MASCIO, P.; KAISER, S.; SIES, H. Lycopene as the most efficient biological carotenoid singlet oxygen quencher. Archives of Biochemistry and Biophysics, São Paulo, v.274, p.532-538, 1989.
DOLL, R. Nature and nurture: possibilities for cancer control. Carcinogenesis, London, Goiânia:1996., p.177-184, V. 17.
EPLER, K. S.; ZEIGLER, R. G.; CRAFT, N. E. Liquid chromatographic method for the determination of carotenoids, retinoids and tocopherols in human serum and in foods. Journal of Chromatography, São Paulo, v. 619, p. 37-48, 1993.
ERDMAN, J. W. JR.; BIERER, T. L.; GUGGER, E. T. Absorption and transport of carotenoids. Annals of the New York Academy of Sciences, Goiás, v. 691, p. 76-85, 1993.
ESTEVES, P. C. D.; ESTEVES, A. C.; BARLETA, V. C. N. Extração de ß-Caroteno por Cromoterapia em Coluna em Cenouras (daucus carotal.) Cadernos UniFOA , Volta Redonda, v. 1, n. 1, jul. 2006.
FIGUEIREDO, I. B. Conceito geral sobre carotenóides. Boletim do Instituto de Tecnologia de Alimentos,Rio de Janeiro, v.19, n.35, p.47-69, 1973.
FOOTE, C. S.; CHANG, Y. C.; DENNY, R. W. Chemistry of singlet oxygen X carotenoid quenching parallels biological protection. Journal of the American Oil Chemists Society, São Paulo, v.92, p.5216-5218, 1970.
FOOD AND AGRICULTURE ORGANIZATION. Requirements of vitamin A, iron, folate and vitamin B12. Rome: FAO, 1988. (Food and Nutrition Series, n. 23).
FONTANA, J.D.; MENDES, S. V.; PERSIKE, D.S.; et al. Carotenóides Cores Atraentes e Ação Biológica. Biotecnologia Ciência e Desenvolvimento, Brasília-DF, n. 13, p. 40-45, mar./abr. 2000.
FRANCIS, F. J. Handbook of food colorant patents. New York, Food and Nutrition, 1986.
GANN, P. H.; MA, J.; GIOVANNUCCI, E.; et al. Lower prostate cancer risk in men with elevated plasma lycopene levels:results of a prospective analysis. Cancer research, Rio de Janeiro-RJ, v. 59, p. 1225-1230, 1999.
58
GARTNER, C.; STAHL, W.; SIES, H. Lycopene is more bioavailable from tomato paste than from fresh tomatoes. The American Journal of Clinical Nutrition, , v. 66, p. 116-122, 1997.
GAZIANO, J. M.; HENNEKENS, C. H. The role of beta-carotene in the prevention of cardiovascular disease. Annals of the New York Academy of Sciences, New York, v. 691, p. 148-155, 1993.
GIOVANNUCCI, E. Tomatoes, tomato-based products, lycopene, and cancer: Review of the epidemiologic literature. Journal of the National Cancer Institute, New York, v. 91, p. 317-331, 1999.
GERSTER, H. Y. The potential role of lycopene for human health. Journal of the American College of Nutrition, New York, v. 16, p.109-126, 1997.
GOODWIN, T. W. Chemistry and biochemistry of plant pigments. London. Academic Press, 1965.
GROSS, J. Pigments in vegetables: chlorophylls and carotenoids. New York: Van Nostrand Reinhold, 1991. 351p
GUZMAN, D. Value of carotenoids sector to cross billion dollar mark. Chemical Market Reporter, New York, v. 268, n.1, p. 33, jul. 2005.
HADLEY, C. W. et al. Tomatoes, Lycopene, and Prostate Cancer: Progress and Promise. Experimental Biology and Medicine, Clinton, v. 227, n. 10, p. 869-880, 2002.
HART, D. J; SCOTT,K. J. Development and evaluation of HPLC methods for the analysis of carotenoids in foods, and the measurement of the carotenoid content of vegetables and fruits commonly consumed in the UK. Food Chemistry, New York v. 54, p.101-111, 1995.
HAVAS, S. et al. A day for better health: a new research initiative. Journal of the American Dietetic Association, Chicago, v. 94, n. 1, p. 32-36, 1994.
KHACHIK, F. et al. Chemistry, distribution, and metabolism of tomato carotenoids and their impact on human health. Proceedings of the Society for Experimental Biology and Medicine, London, v. 227, p. 845-851, 2002.
59
KLÄUI, H. Carotenoids and their applications. Natural Colours for Food and Other Uses. London: Applied Science, p.91–122, 1979.
KOHLMEIER, L. et al. The biological properties of carotenoids. Pure and Applied Chemistry, London, v.66, n.5, p.1003-1010, 1994.
HUNT, J.R. Position of the American Dietetic Association: vitamin and mineral supplementation. Journal of the American Dietetic Association, Chicago, v. 96, n. 1, p. 73-77, 1996.
KULL, D.; PFANDER, H. APPENDIX. List of new carotenoids. Isolation and Analysis. Basel: Birkhäuser Verlag, v. 1, p. 295-317, 1995.
KRINSKY, N.I.. Overview of Lycopene, Carotenoids, and Disease Prevention. Proceedinds of the Society for Experimental Biology and Medicine, London, v. 215, n. 2, p. 95-97, 1998.
LEVY, J. et al. Lycopene is a more potent inhibitor of human cancer cell proliferation than either α- or β-carotene. Nutrition and Cancer, São Paulo, v. 24, p. 257-266, 1995.
LOVRIC, T.; SABLEK, Z.; BOSCOVIC, M. Cis-trans isomerization of lycopene and colour stability of foam-mat dried tomato paste powder during storage. Journal Food Science and Technology, Curitiba, v. 21, n. 2, p. 641-647, 1979.
MANGELS, A.R. et al. Carotenoid content of fruits and vegetables: an evaluation of analytic data. Journal of the American Dietetic Association, Chicago, v. 93, n. 3, p. 284-296, 1993.
MANGELSDORF, D.J. Vitamin A receptors. Nutrition Reviews, New York, v. 52, n. 2 (Part 2), p. S32-S44, 1994.
MARTIN-MORENO, J. M.; HUTTUNEN, J. K.; KOK, F. J. Lycopene and myocardial infarction risk in the EURAMIC study. American Journal of Epidemiology, New York, v. 146, p. 618-626, 1997.
MATIOLI, G.; RODRIGUEZ-AMAYA, D. B. Microencapsulação do licopeno com ciclodextrinas. Ciência e Tecnologia de Alimentos, Campinas, v. 23, supl., p. 37-45, dez. 2003.
60
MCBRIDE, J. It plants pigments paint an antioxidants substance rainbow. Agricultural Research, Washington, Philadelphia, v. 44, n. 11, p. 4-8, nov. 1996.
NATIONAL RESEARCH COUNCIL (USA). Recommended Dietary Allowances. Washington DC: National Academy Press, 1989.
MIERS, J. C. et al. Factors affecting storage stability of spray-dried tomato powder. Food Tecnology, São Paulo, v. 12, p. 542-546, 1958.
NIR, Z.; HARTAL, D. Lycopene in functional foods: A new commercial natural
carotenoid from tomatoes. Food Tech Europe, New York, v.2, n.4, p. 35-39, 1996.
OSGANIAN, S. K.; STAMPFER, M. J.; RIMM, E. et al. Dietary carotenoids and risk of coronary artery disease in women. The American Journal of Clinical Nutrition, Philadelphia, v. 77, p. 1390-1399, 2003.
OLSON, J.A. Benefits and liabilities of vitamin A and carotenoids. Journal of Nutrition, Philadelphia, v. 126, supl. 4, p. 1208S-1212S, 1996.
OLSON, J. A. Bioavailability of carotenoids. Archivos Latinoamericanos de Nutrición, Rio de Janeiro, v. 49, n. 1, supl. 1, p.21-25, set. 1999.
OLSEN, J.A. Provitamin A function of carotenoids: the conversion of ß-carotene to vitamin A. Journal of Nutrition, Maringá, v.119, p.105-108, 1989.
PADOVANI, R. M. Disponibilidade de carotenóides em relação à energia e proteínas nos domicílios de famílias das regiões metropolitanas brasileiras. 2003. Resenha da Dissertação de Mestrado em Nutrição– Faculdade São Camilo. Disponível em www.universia.com.br/materia . Acesso em 20/05/17.
PAULA TP, PERES WAF, CARMO MGT. Carotenoids in treatment and prevention of cancer. Revista Brasileitra de Nutrição Clínica., Recife-Pe, v.19 p.100, 2004.
RAO, A. V.; AGARWAL, S. Role of antioxidant lycopene in cancer and heart disease. Journal of the American College of Nutrition, Brasília, v.19, n. 5, p.563-569, 2000.
RAO, A. V.; AGARWAL, S. Role of lycopene as antioxidant carotenoid in the prevention of chronic diseases: A review. Nutrition Research, São Paulo, v. 19, p. 305- 323, 1999.
61
RIBEIRO, E. P.; SERAVALLI, E. A. G. Química Alimentos. Instituto Mauá de Tecnologia. Editora Edgard Blucher Ltda. 1° edição, São Paulo, p. 155-157, 2004.
RISSANEN, T. et al. Lycopene, atherosclerosis, and coronary heart disease. Experimental Biology and Medicine, Philadelphia v. 227, p. 900-907, 2002.
ROCK, C. L. et al. Bioavailability of β-carotene is lower in raw rather than in processed carrots and spinach in women. The Journal of Nutrition, Rio Janeiro, v. 128, p. 913-916, 1998.
RODRIGUEZ-AMAYA, D.B. Carotenoids and food preparation: the retention of provitamin a carotenoids in prepared, processed, and stored foods. Arlington : John Snow. 1997.
RODRIGUEZ-AMAYA, D. B. Changes in carotenoids during processing and storage of foods. Archivos Latinoamericanos de Nutrición, Campinas, v. 49, p. 38S-47S, 1999.
RODRIGUEZ-AMAYA, D. B. A Guide to Carotenoid Analysis in Foods. Washington DC: International Life Sciences Institute, 1999.
RODRIGUEZ-AMAYA, D.B. Factors influencing carotenoid composition in foods. In: 4th International Symposium on Natural Colorants. San Diego, CT: The Hereld Organization, p. 252-263, 2000.
RODRIGUEZ-AMAYA, D. B. Nature and distribution of carotenoids in foods. In: CHARALAMBOUS, G. (Ed.). Shelf-life Studies of Foods and Beverages: Chemical, Biological, Physical and Nutritional Aspects. Amsterdam: Elsevier Science, 1993. p. 547-589
RODRIGUEZ-AMAYA, D. B.; PORCU, M. M.; AZEVEDO-MELEIRO, C.H. Variation in the carotenoid composition of fruits and vegetables along the food chain. Acta Horticulturae, São Paulo, v. 744, p. 387-394,2007.
SEGALL S.D. et al. Triacylglycerol analysis of pequi (Caryocar brasiliensis Camb.) oil by electrospray and tandem mass spectrometry. Journal of the Science of Food and Agriculture, Davis, v.86, n.3, p.445-452, 2006.
SCHOEFS, B. Chlorophyll and carotenoid analysis in food products. Properties of the pigments and methods of analysis. Trends in Food Science & Technology. Brasília, v. 3, p. 361-371, 2002.
62
SIES, H.; STAHL, W. Lycopene: Antioxidant and biological effects and its bioavailability in the human. Proceedings of the Society for Experimental .Biology and Medicine, Santos, v. 218, p. 121-124, 1998.
SHAMI, N. J. I. E.; MOREIRA, E. A. M. Licopeno como agente antioxidante. Revista Nutrição, Campinas, v. 17, n. 2, p. 227-236, abr./jun. 2004.
Shi. J; LE MARGUER.M; KAKUDA.Y; et al. Lycopene degradation and isomerization in tomato dehydration. Food Research International, Chicago, v. 32, p. 15-21, 2000.
STAHL, W.; SIES, H. Lycopene: A biologically important carotenoid for humans? Archives of Biochemistry and Biophysics, Santa Catarina, v. 336, p. 1-9, 1996.
STAHL, W.; SIES, H. Uptake of lycopene and its geometrical isomers is greater from heat processed than from unprocessed tomato juice in humans. The Journal of Nutrition, London, v. 122, p. 2161-2166, 1992.
STRINGHETA, P.C. Identificaçao da estrutura e estudo da estabilidade das antocianinas extraídas da influrescência de capim gordura (Mellinisminuflora, Pal de Beauv). Campinas: UNICAMP, 1991.138 p.
TAN, B. Analytical and preparative chromatography of tomato paste carotenoids. Journal of Food Science, New York, v. 53, n. 3, p. 954-959,1988.
PERES, W. A. F.; CARMO, M. G. T. Carotenoids in treatment and prevention of cancer. Revista Brasileitra de Nutrição Clínica, Recife, v. 19, n. 2, p. 100-108, 2004.
VALDUGA, E. et al. Produção de carotenóides: Microrganismos com fonte de pigmentos naturais. Revista Química Nova On-Line, São Paulo, v. 32, n. 9, p. 2429 – 2436, 2009.
VAN HET, H. O. F. et al. Carotenoid bioavailability in humans from tomatoes processed in different ways determined from the carotenoid response in the triglyceride-rich lipoprotein fraction of plasma after a single consumption and in plasma after four days of consumption. The Journal of Nutrition, Campinas, v. 130, p. 1189-1196, 2000.
VILLELA, G. G. et al. Bioquímica. Rio de Janeiro: Guanabara Koogon,1966.
63
WILLIAMS, R. J; BRITTON, G; GOODWIN, T. W. The biosynthesis of cyclic carotenes. Biochemistry Journal, New York , v.105, p. 99-105, 1967.
WISSGOTT, U; BORTLIK, K. Prospects for new natural food colorants. Trends in Food Science & Tecnology, New York: John Willey & Sons, v. 7, p.298-302,1996.
WONG, D.W.S. Química de los alimentos:mecanismos y teoria. Zaragoza: Acribia, 1995.
64
ANEXO A - ETAPAS DA EXTRAÇÃO DOS PIGMENTOS CAROTENÓIDES
LICOPENO E BETACAROTENO
1.pesagem 2. adição de etanol 3.aquecimento em banho maria
4.preparação do filtro 5. filtração 6.polpa para extrair o betacarteno
65
7.adição de clorofórmio 8. filtração 9. adição de solução saturada de
Cloreto de Sódio e separação de fases
10. adição de sulfato de sódio e por fim é obtido os pigmentos licopeno de cor
amarelada e betacaroteno de cor alaranjada.
66
ANEXO B- ROTEIRO DE AULA PRÁTICA: CROMATOGRAFIA EM CAMADA
DELGADA (CCD)
67