AMINAS BIOATIVAS, POLIFENÓIS E ANTOCIANINAS EM VINHOS … · 2019-11-14 · Aminas bioativas são...
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RAQUEL DE FÁTIMA BRAGA AMINAS BIOATIVAS, POLIFENÓIS E ANTOCIANINAS EM VINHOS TINTOS DE MESA NACIONAIS Faculdade de Farmácia da UFMG Belo Horizonte, MG 2015
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RAQUEL DE FÁTIMA BRAGA
AMINAS BIOATIVAS, POLIFENÓIS E ANTOCIANINAS EM VINHOS
TINTOS DE MESA NACIONAIS
Faculdade de Farmácia da UFMG
Belo Horizonte, MG
2015
RAQUEL DE FÁTIMA BRAGA
AMINAS BIOATIVAS, POLIFENÓIS E ANTOCIANINAS EM VINHOS
TINTOS DE MESA NACIONAIS
Dissertação de mestrado apresentada ao Programa de Pós-
Graduação em Ciência dos Alimentos da Faculdade de
Farmácia da Universidade Federal de Minas Gerais, como
requisito parcial à obtenção do título de Mestre em Ciência
de Alimentos.
Orientadora: Profª. Dra. Maria Beatriz de Abreu Glória
Faculdade de Farmácia da UFMG
Belo Horizonte, MG
2015
Dedico este trabalho aos meus pais,
Lauro e Fátima.
“Por vezes sentimos que aquilo que fazemos não é senão uma gota de água no
oceano...
... mas o oceano seria menor se lhe faltasse uma gota”.
(Madre Teresa de Calcutá)
AGRADECIMENTOS
À Deus, pela vida e saúde que me permitiram vivenciar estas experiências.
Aos meus pais, Lauro e Fátima, pelo imenso amor, carinho, apoio e dedicação ao longo de todos
esses anos. Ao tio Edson e familiares pelo carinho constante e incentivo.
Ao Paulo, pelo afeto, amor, paciência, conselhos e companheirismo.
À professora Drª Maria Beatriz de Abreu Glória por me acolher, pelas oportunidades de
aprendizado, pelo exemplo de profissionalismo e orientação.
À Flávia pela boa vontade, sugestões e disponibilidade em contribuir com o desenvolvimento do
trabalho.
Aos colegas do Laboratório de Bioquímica de Alimentos (Regina, Flávia, Letícia, Patrícia, Gisela,
Caroline, Warlley, Ricardo, Guilherme, Paula, Edineia, Fabiana, João, José Maria, Bruno, Arthur,
Laura e Aisa) pela amizade, pelos conselhos, pela atenção, por compartilharem conhecimentos e
alegrias e pelas contribuições no desenvolvimento deste projeto.
À banca examinadora, pela disponibilidade e sugestões para a melhoria deste trabalho.
Ao Acir da Fazenda Soledade pela atenção, gentileza e boa vontade em ajudar sempre que
solicitado.
À Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES) pelo apoio financeiro.
À todos que contribuíram de alguma forma e torceram para a realização deste trabalho.
SUMÁRIO
RESUMO...................................................................................................................................... 09
ABSTRACT.................................................................................................................................. 10
LISTA DE FIGURAS.................................................................................................................. 11
LISTA DE TABELAS................................................................................................................. 12
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS................................................................................ 13
1. INTRODUÇÃO........................................................................................................................ 14
2. REVISÃO DE LITERATURA............................................................................................... 16
2.1. O VINHO E A VITIVINICULTURA BRASILEIRA....................................................... 16
2.2. PROCESSO DE ELABORAÇÃO DE VINHOS TINTOS............................................... 18
2.3. AMINAS BIOATIVAS......................................................................................................... 22
2.3.1. Aspectos gerais.................................................................................................................... 22
2.3.2. Aminas bioativas em vinhos tintos...................................................................................... 24
2.3.3. Funções fisiológicas e efeitos adversos à saúde.................................................................. 28
2.4. COMPOSTOS FENÓLICOS.............................................................................................. 30
2.4.1. Aspectos gerais dos compostos fenólicos em vinhos tintos................................................ 30
2.4.1.1. Conteúdo de antocianinas monoméricas totais e fenólicos totais nos vinhos tintos......... 34
2.4.2. Importância à saúde............................................................................................................. 37
3. MATERIAL E MÉTODOS.................................................................................................... 38
3.1. MATERIAL.......................................................................................................................... 38
3.1.1. Amostras.............................................................................................................................. 38
3.1.2. Reagentes............................................................................................................................. 38
3.2. MÉTODOS........................................................................................................................... 39
3.2.1. Análise das aminas bioativas.............................................................................................. 39
3.2.2. Análise de fenólicos totais................................................................................................... 41
3.2.3. Análise de antocianinas monoméricas totais...................................................................... 41
3.2.4. Análise estatística................................................................................................................ 42
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO............................................................................................. 43
4.1. AMINAS BIOATIVAS EM VINHOS TINTOS DE MESA SUAVES............................ 43
4.1.1. Perfil de aminas bioativas nos vinhos analisados................................................................ 43
4.1.2. Teores de aminas bioativas nos vinhos analisados.............................................................. 44
4.1.3. Contribuição individual das aminas bioativas ao teor total nos vinhos.............................. 53
SUMÁRIO (CONTINUAÇÃO)
4.2. COMPOSTOS FENÓLICOS EM VINHOS TINTOS DE MESA SUAVES................ 57
4.2.1. Teores de fenólicos totais e antocianinas monoméricas nos vinhos analisados................ 57
4.3. CORRELAÇÃO ENTRE OS TEORES DE AMINAS BIOATIVAS E DE
FENÓLICOS TOTAIS DOS VINHOS TINTOS DE MESA SUAVES...............................
59
5. CONCLUSÃO....................................................................................................................... 62
6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS................................................................................ 63
9
RESUMO
Aminas bioativas são substâncias importantes na dieta humana, entretanto, em elevadas
quantidades, certas aminas podem provocar efeitos adversos ao homem e interferir na qualidade dos
vinhos. Compostos fenólicos têm sido associados com benefícios à saúde, além de serem
importantes para as características sensoriais dos vinhos. Devido a escassez de dados de aminas
bioativas em vinhos de mesa brasileiros e sabendo que o conteúdo de polifenóis e aminas pode
afetar a qualidade do vinho e a saúde dos consumidores, o presente trabalho teve como objetivo
caracterizar os vinhos tintos de mesa suaves produzidos no Brasil quanto ao perfil e teores de
aminas bioativas por CLAE-par iônico e também quanto aos teores totais de polifenóis e
antocianinas por métodos espectrofotométricos. Para isso, três lotes de 15 marcas comerciais de
vinhos tintos de mesa suaves nacionais foram coletados no mercado consumidor de Belo Horizonte,
MG. Dentre as nove aminas bioativas pesquisadas, apenas cinco foram encontradas: putrescina,
histamina, tiramina, espermidina e cadaverina. Os teores totais de aminas nas 45 amostras variaram
de 4,96 a 52,06 mg/L. Putrescina, histamina e tiramina foram as aminas prevalentes nos vinhos
analisados (100, 93 e 89%, respectivamente). Os teores de histamina variaram de não detectado
(nd) a 14,38 mg/L e seis amostras (13,3%) dos vinhos continham níveis acima da dose considerada
como tóxica (8 mg/L). A concentração de tiramina variou de nd a 23,71 mg/L e sete amostras de
vinhos (15,6%) foram consideradas inseguras para o consumo (>10 mg/L) por pessoas em
tratamentos com fármacos inibidores de monoaminoxidases. Os teores de putrescina variaram de
1,12 a 16,92 mg/L, enquanto os de cadaverina e espermidina foram inferiores a 0,85 mg/L nesses
vinhos. Algumas marcas de vinhos de mesa apresentaram grandes discrepâncias nos teores de
aminas entre os lotes, evidenciando falta de padronização do produto. Os níveis de fenólicos totais
estiveram entre 1070 e 2105 mg/L equivalente em ácido gálico, e a concentração de antocianinas
monoméricas totais nas amostras analisadas variou de 37,1 a 361,0 mg/L em equivalente
cianidina-3-glicosídeo.
Palavras chave: aminas bioativas, polifenóis, qualidade, CLAE.
10
ABSTRACT
BIOACTIVE AMINES, POLYPHENOLS AND ANTHOCYANINS IN BRAZILIAN RED
TABLE WINES. Bioactive amines are important substances in the human diet, however, at high
amounts, certain amines can have adverse effects on human health and affect wine quality.
Phenolic compounds have been associated with health benefits, as well as being important for the
sensory characteristics of wine. Information on bioactive amines in Brazilian table wines is scarce
and it is known that the content of polyphenols and amines can influence wine quality, and it can
also affect consumers’ health. Therefore, the objective of this study was to characterize sweet red
table wines produced in Brazil regarding the profile and contents of bioactive amines by ion-pair
HPLC, and total content of polyphenols and anthocyanins by spectrophotometric methods.
Samples (three lots of 15 brands) of Brazilian sweet red table wines were obtained from local
supermarkets in Belo Horizonte, MG. Among the nine amines investigated, only five were found in
the wines: putrescine, histamine, tyramine, spermidine and cadaverine. Total amines levels in 45
samples ranged from 4.96 to 52.06 mg/L. Putrescine, histamine and tyramine were the prevalent
amines in wines (100, 93 and 89%, respectively). Histamine levels ranged from not detected (nd) to
14.38 mg/L, and six samples (13.3%) contained levels exceeding 8 mg/L (toxic dose). Tyramine
concentration ranged from nd to 23.71 mg/L and seven samples (15.6%) were considered unsafe
(>10 mg/L) for individuals taking monoamine oxidase inhibitors. Putrescine levels ranged from
1.12 to 16.92 mg/L, while the levels of cadaverine and spermidine were less than 0.85 mg/L in
these wines. Some brands of table wines showed significant discrepancies in amine levels among
batches, indicating lack of product standardization. Total phenolic levels were between 1070 and
2105 mg/L equivalent gallic acid, and the concentration of total monomeric anthocyanins in the
samples ranged from 37.1 to 361.0 mg/L equivalent cyanidin-3-glucoside.
Key words: bioactive amines, polyphenols, quality, HPLC.
11
LISTA DE FIGURAS
1 Produção de vinhos e derivados da uva e do vinho por empresas do Rio Grande
do Sul, no período de 2010 a 2014........................................................................
17
2 Comercialização de vinhos finos e de mesa, no Brasil, por empresas do Rio
Grande do Sul no período de 2012 a 2014.............................................................
18
3 Etapas da vinificação tradicional em tinto............................................................. 19
4 Estrutura de algumas aminas bioativas encontradas em alimentos......................... 23
5 Esquema simplificado da biosíntese de poliaminas................................................ 24
6 Esqueleto básico dos flavonóides........................................................................... 32
7 Estrutura do resveratrol........................................................................................... 34
8 Porcentagem dos vinhos tintos de mesa suaves nacionais que continham aminas
bioativas...................................................................................................................
43
9 Teores de histamina nas 45 amostras de vinhos tintos de mesa suaves nacionais.. 50
10 Teores de tiramina nas 45 amostras de vinhos tintos de mesa suaves nacionais.... 51
11 Percentual de contribuição de cada amina ao teor total das 45 amostras de
vinhos tintos de mesa suaves nacionais...................................................................
54
12 Percentual de contribuição individual das aminas para o teor total nos lotes de
cada marca dos vinhos tintos de mesa suaves nacionais.........................................
55
12
LISTA DE TABELAS
1 Teores de aminas bioativas de vinhos tintos em vários países................................. 27
2 Composição estimada de compostos fenólicos em mg equivalente de ácido
gálico/L nos vinhos de uvas V. vinifera.....................................................................
31
3 Estrutura das antocianinas de uvas e vinhos............................................................. 32
4 Estrutura dos ácidos fenólicos em uvas e vinhos...................................................... 33
5 Teores de fenólicos totais em mg EAG/L em vinhos tintos nacionais finos e de
mesa............................................................................................................................
36
6 Identificação e local de produção das amostras dos vinhos tintos de mesa suaves.... 38
7 Gradiente de eluição para as fases móveis (A) solução tampão de acetato de sódio
0,2 M e octanosulfonato de sódio 15 mM e (B) acetonitrila utilizadas na
determinação das aminas............................................................................................
40
8 Teores de aminas bioativas nas 15 marcas dos vinhos tintos de mesa suaves
nacionais......................................................................................................................
46
9 Teores de fenólicos totais e antocianinas monoméricas totais nas 15 marcas de
vinhos tintos de mesa suaves nacionais......................................................................
58
10 Coeficientes de correlação de Spearman (ρ) para as correlações significativas entre
as aminas bioativas encontradas nos vinhos tintos de mesa suaves nacionais............
60
13
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS
AGM Agmatina
CAD Cadaverina
CLAE Cromatografia Líquida de Alta Eficiência
CV Coeficiente de Variação
DP Desvio Padrão
EAG Equivalente em ácido gálico
EPD Espermidina
EPM Espermina
FEM Feniletilamina
HIM Histamina
IBGE Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística
IBRAVIN Instituto Brasileiro do Vinho
LOQ Limite de Quantificação
MAPA Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento
nd Não detectado
OPA orto-Ftalaldeído
PUT Putrescina
TIM Tiramina
TRM Triptamina
14
1. INTRODUÇÃO
O consumo regular e moderado de vinhos tintos tem sido associado a benefícios à saúde,
principalmente pelo seu conteúdo de polifenóis (IRITI e VARONI, 2014). Compostos fenólicos
são substâncias importantes para a qualidade dos vinhos, visto que influenciam significativamente
nas características sensoriais da bebida como cor, aroma, adstringência e amargor (RIVERO-
PÉREZ, MUÑIZ e GONZÁLEZ-SANJOSÉ, 2008). As antocianinas são as principais responsáveis
pela cor dos vinhos tintos e, juntamente com outros polifenóis, podem também estar relacionadas
com a redução dos riscos de doenças cardiovasculares devido a suas propriedades antioxidantes
(SUN, SIMONYI e SUN, 2002; KONG et al., 2003; YOO, SALIBA e PRENZLER, 2010; GRIS et
al., 2013).
Outras substâncias, como as aminas bioativas, podem também impactar positivamente ou
negativamente a qualidade dos vinhos. Traços dessas substâncias são considerados normais aos
organismos vivos pelo desempenho de funções essenciais às células e por isso, são substâncias
importantes na dieta humana (GUO et al., 2015). Entretanto a ingestão em grandes quantidades de
certas aminas, como histamina, tiramina, feniletilamina e triptamina, pode provocar efeitos adversos
ao homem. As aminas podem ter origem nas uvas, serem formadas no processo de vinificação por
certos microrganismos que estão envolvidos nas etapas de fermentação ou contaminantes
introduzidos no meio devido a condições higiênico-sanitárias inadequadas, como também durante o
período de estocagem da bebida (VIEIRA, THEODORO e GLÓRIA, 2007; SMIT, DU TOIT e DU
TOIT, 2008; GALGANO, CARUSO e FAVATI, 2009). De acordo com Glória (2005), a
intoxicação pelas aminas histamina e tiramina já foi associada com a ingestão de vinhos.
O consumo de vinhos pelos brasileiros ainda é pequeno comparado ao da cerveja, entretanto,
ele foi a segunda bebida alcoólica com maior consumo per capita no país, sendo preferido às
bebidas destiladas, no período de 2008 a 2009 (IBGE, 2011). Os vinhos brasileiros são produzidos
a partir de variedades de uvas finas, das espécies Vitis vinifera, e por variedades de uvas americanas
ou híbridas, principalmente das espécies Vitis labrusca (GUERRA et al., 2009). Vinhos produzidos
exclusivamente por uvas V. viniferas são legalmente denominados de vinhos finos e aqueles em que
uvas americanas e/ou híbridas predominam em sua elaboração são denominados vinhos de mesa
(BRASIL, 2014). Entre estes, os vinhos tintos de mesa são os mais produzidos e comercializados
no território nacional (IBRAVIN, 2015a; IBRAVIN, 2015b).
As aminas bioativas foram investigadas em vinhos finos brasileiros (SOUZA et al., 2005;
MOTA et al., 2009; ARAÚJO et al., 2011), entretanto, são poucos os dados disponíveis dessas
substâncias em vinhos de mesa nacionais. Em um único trabalho encontrado com vinhos tintos de
15
mesa elaborados no Brasil (AGUSTINI, LIMA e BONFIM, 2014), há informações apenas de cinco
aminas bioativas: espermidina, putrescina, histamina, tiramina e triptamina.
Tendo em vista a importância do conteúdo de compostos fenólicos e aminas bioativas nos
vinhos tintos em função de sua influência na qualidade da bebida e na saúde dos consumidores,
além dos escassos dados de aminas bioativas em vinhos de mesa nacionais, o objetivo geral desse
estudo foi caracterizar os vinhos tintos de mesa suaves produzidos no país quanto ao perfil e teores
de aminas bioativas e também quanto aos teores de polifenóis e antocianinas monoméricas.
Os objetivos específicos foram os seguintes:
(i) determinar o perfil e os teores de nove (9) aminas bioativas (espermidina, putrescina,
histamina, tiramina, triptamina, cadaverina, serotonina, agmatina e feniletilamina)
em amostras comerciais de vinhos tintos suaves de mesa nacionais;
(ii) avaliar os níveis das aminas biogênicas em relação a qualidade e segurança desses
vinhos;
(iii) determinar os teores de compostos fenólicos totais e antocianinas monoméricas totais
nesses vinhos.
16
2. REVISÃO DE LITERATURA
2.1. O VINHO E A VITIVINICULTURA BRASILEIRA
De acordo com a legislação brasileira, “vinho é a bebida obtida pela fermentação alcoólica do
mosto resultante do esmagamento ou da prensagem de uvas sãs, frescas e maduras, contido ou não
de suas partes sólidas” (BRASIL, 2014). Essa é a definição legal e, segundo Hashizume (2001), o
vinho pode também ser definido de acordo com a bioquímica de sua produção, como sendo a
bebida obtida após a fermentação dos açúcares provenientes da uva pelas leveduras, e em alguns
casos, também pelas bactérias láticas.
A vitivinicultura brasileira foi estimulada, no século XIX, com a chegada dos imigrantes
italianos no sul do Brasil (GUERRA et al., 2009). A cultura da videira e a produção do vinho
foram sendo introduzidas em outras regiões e, atualmente, estão situadas nos estados do Paraná,
Santa Catarina, Rio Grande do Sul, Goiás, Bahia, Pernambuco, Minas Gerais, Espirito Santo e São
Paulo (PROTAS e CAMARGO, 2011). Essa expansão possibilitou a obtenção de vinhos com
sabores e características distintos devido a diversidade de solos e condições climáticas das regiões
vitivinícolas espalhadas pelo território brasileiro, o que permite agradar um número maior de
consumidores (GUERRA et al., 2009). As videiras são classificadas no gênero Vitis pertencente à
família Vitaceae, sendo diversas as espécies conhecidas (JACKSON, 2008). Os vinhos no Brasil
são produzidos a partir de variedades de uvas finas, originárias da Europa, da espécie Vitis vinifera
ou de uvas rústicas de variedades americanas ou híbridas, como as castas das espécies Vitis
labrusca e Vitis bourquina (GUERRA et al., 2009; CAMARGO, MAIA e RITSCHEL, 2010).
Vinhos produzidos, predominantemente, com variedades de uvas americanas ou híbridas eram
legalmente denominados “vinhos comuns” ou “vinhos de consumo corrente”, enquanto os
elaborados, exclusivamente, a partir de variedades de uvas da espécie Vitis vinifera eram
designados como “vinhos finos” (AMORIM et al., 2006). A publicação da Lei nº 10.970, de 12 de
novembro de 2004 provocou alterações na legislação que dispõe sobre a produção, circulação e
comercialização do vinho e seus derivados e as expressões “vinhos comuns” ou “vinhos de
consumo corrente” foram substituídas pela denominação “vinho de mesa” (BRASIL, 2014).
De acordo com a legislação brasileira os vinhos de mesa nacionais podem ser classificados
quanto aos seus teores de açúcares totais em: secos, demi-sec (meio-secos) e suaves (doces). O
vinho de mesa seco pode conter até 4 g/L de glicose; o demi-sec, teores de glicose entre 4 e 25 g/L;
já os suaves, teores acima de 25 g/L (BRASIL, 2014).
O Rio Grande do Sul é o principal produtor nacional de uvas e vinhos, sendo responsável por
mais de 90% do vinho fabricado no Brasil (SILVA, DAMACENA e MELLO, 2001; MELLO,
17
2012; THOMÉ et al., 2013). Esse estado foi o responsável por produzir, em 2014, mais de
190 milhões de litros de vinhos de mesa e, aproximadamente, 40 milhões de litros de vinhos finos
(IBRAVIN, 2015b). Dados sobre a produção de vinhos finos e de mesa, como também de outros
derivados da uva e do vinho por empresas do Rio Grande do Sul, no período de 2010 a 2014,
podem ser visualizados na Figura 1.
Figura 1 – Produção de vinhos e derivados da uva e do vinho por empresas do Rio Grande do Sul,
no período de 2010 a 2014. Fonte: IBRAVIN (2015b).
O mercado nacional é basicamente abastecido por vinhos finos e de mesa, sendo este último,
o principal vinho comercilizado no país (AMORIN et al., 2006). Segundo dados do Instituto
Brasileiro do Vinho (IBRAVIN), em 2014, o volume de vinhos de mesa comercializados por
empresas do Rio Grande do Sul, no Brasil, foi superior a 200 milhões de litros, ao mesmo tempo
que o volume, em litros, dos vinhos finos que proveu o mercado interno, no mesmo período, foi
inferior a 20 milhões (Figura 2) (IBRAVIN, 2015a).
Entre esses vinhos, os tintos se destacam, sendo os mais produzidos e comercializados no
território nacional. Da totalidade dos vinhos de mesa e dos vinhos finos comercializados no país
por empresas do Rio Grande do Sul, em 2014, 86% e 76%, respectivamente, eram tintos (Figura 2)
(IBRAVIN, 2015a).
27,9 52,2 48,6 48,4 38,5
195,3
258,7
213,1 197,9 196,1
99,0
151,2
167,3
125,2 140,2
0,0
50,0
100,0
150,0
200,0
250,0
300,0
350,0
400,0
450,0
500,0
2010 2011 2012 2013 2014
Mil
hões
de
Lit
ros
V. FINOS V. MESA OUTROS DERIVADOS DA UVA E DO VINHO
18
O consumo de vinhos no Brasil ainda é muito pequeno comparado ao dos países
tradicionalmente vitivinícolas (OIV, 2013). A cerveja é a bebida alcoólica mais consumida pelos
brasileiros, entretanto, segundo dados da Pesquisa de Orçamentos Familiares realizada, de 2008 a
2009, pelo Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística (IBGE), o consumo médio per capita de
vinhos foi superior ao relatado para as bebidas destiladas (IBGE, 2011).
Figura 2 – Comercialização de vinhos finos e de mesa, no Brasil, por empresas do Rio Grande do
Sul no período de 2012 a 2014. Fonte: IBRAVIN (2015a).
2.2. PROCESSO DE ELABORAÇÃO DE VINHOS TINTOS
Segundo Guerra e colaboradores (2009), “a vinificação é um conjunto de procedimentos
empregados durante a transformação de uvas maduras em vinho”. Para Amorim et al. (2006), o
processo de fabricação de vinhos se inicia antes mesmo da colheita, com o cultivo da uva, uma vez
que a obtenção de vinhos de qualidade é dependente das características da matéria-prima.
Durante a maturação das uvas tintas, as bagas mudam de coloração devido à evolução de
compostos fenólicos presentes na casca, como as antocianinas, enquanto os teores de açúcares se
elevam e a acidez diminui (AMORIM et al., 2006; MOTA et al., 2006). Os ácidos tartáricos e
málico são os principais ácidos orgânicos presentes nas uvas, enquanto os açúcares predominates
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
200
220
V. FINO V. MESA V. FINO V. MESA V. FINO V. MESA
2012 2013 2014
Mil
hões
de
Lit
ros
BRANCO ROSADO TINTO
19
são a glicose e a frutose. A sacarose pode ser encontrada em variedades rústicas, não Vitis vinifera,
e representa não mais que 10% dos açúcares presentes nas bagas (HASHIZUME, 2001; JACKSON,
2008).
A acidez, os teores de açúcares e o conteúdo de polifenóis podem variar de acordo com a
variedade e cultivar das uvas, com as condições climáticas, com o solo e com o grau de maturação
das bagas, sendo utilizados como indicadores para a determinação da data de colheita. Os teores de
açúcares na fruta são críticos para o desenvolvimento das leveduras na etapa de fermentação,
enquanto a acidez e o conteúdo de compostos fenólicos nas bagas influenciam as características
sensoriais da bebida. Desta forma, a colheita deveria ser realizada, sempre que possível, somente
quando as uvas alcançassem a maturação desejada (HASHIZUME, 2001; MOTA et al., 2006;
RIBÉREAU-GAYON et al., 2006b).
A vinificação em tinto é caracterizada pela ocorrência da etapa de maceração mais
prolongada, simultaneamente, à fermentação alcoólica e posterior fermentação malolática, por ação
das bactérias láticas (HASHIZUME, 2001; JACKSON, 2008). As etapas mais comuns no processo
de elaboração dos vinhos tintos podem ser visualizadas na Figura 3.
Figura 3 – Etapas da vinificação tradicional em tinto. Fonte: Adaptado de Jackson (2008) e Amorim et al. (2006).
20
Após a colheita ocorre o desengace, etapa na qual são removidas as folhas e o engaço
(pedúnculo e ramificações) das uvas que, posteriormente, serão esmagadas para liberação do suco
presente na polpa, obtendo-se o mosto (JACKSON, 2008). Quando as uvas não atingem um grau
de maturação apropriado devido às condições ambientais desfavoráveis, é permitida a correção do
mosto com a adição de sacarose, denominada chaptalização, ou com a adição de mosto concentrado
para alcançar o grau alcoólico desejado. As leveduras produzem a enzima invertase, capaz de
quebrar esse dissacarídeo em glicose e frutose (HASHIZUME, 2001).
De acordo com Hashizume (2001), 18 g/L de sacarose são necessários para elevar o teor
alcoólico no mosto do vinho tinto em 1 grau Gay Lussac (˚GL), que corresponde 1% em volume. A
legislação brasileira estabelece que vinhos tintos de mesa contenham entre 8,6 a 14,0 ˚GL e o
Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento (MAPA) poderá determinar, anualmente, a
possibilidade de adição de açúcares ou mosto concentrado em quantidades suficientes para elevar o
teor alcoólico do mosto em, no máximo, 3˚GL (BRASIL, 2014).
O esmagamento das bagas facilita a extração de compostos fenólicos como as antocianinas e
os taninos durante a maceração, mas não deve ser excessivo para evitar um aumento na
adstringência e a formação de sabor desagradável (RIBÉREAU-GAYON et al., 2006a; GUERRA et
al., 2009). Enzimas hidrolíticas são também liberadas no mosto devido a ruptura das células e são
responsáveis pela quebra de macromoléculas em substâncias mais simples utilizadas pelas
leveduras e bactérias láticas no processo (JACKSON, 2008).
Antes da fermentação alcoólica é recomendável a adição de sulfito ao mosto, nas formas de
seus sais (metabissulfito de potássio) ou anidrido sulfuroso líquido, para previnir a oxidação e inibir
a proliferação de microrganismos indesejáveis, provenientes da própria uva ou dos equipamentos, e
permitir o rápido desenvolvimento de leveduras selecionadas. Entretanto, a quantidade utilizada
desse conservante deve ser moderada, para que a fermentação malolática não seja inibida, uma vez
que as bactérias são mais sensíveis ao sulfito do que as leveduras (HASHIZUME, 2001;
RIBÉREAU-GAYON et al., 2006a).
A maceração é a etapa em que as cascas e sementes ficam em contato com o mosto e na qual
ocorre a extração de nutrientes, aromatizantes e compostos fenólicos responsáveis pela aparência,
sabor e aroma dos vinhos. Essa etapa é prolongada nos vinhos tintos e ocorre juntamente à
fermentação alcoólica, diferente dos vinhos brancos, cuja maceração também possa ocorrer, embora
antes da fermentação e com pequena duração (AMORIM et al., 2006; JACKSON, 2008).
Durante a fermentação alcoólica, as leveduras convertem os açúcares, glicose e frutose, em
etanol que potencializa o processo de maceração por aumentar a extração e solubilização de alguns
componentes presentes nas bagas (JACKSON, 2008). Segundo Hashizume (2001) a maioria das
cepas de leveduras selecionadas e comercializadas é das espécies Saccharomyces cerevisiae e
21
Saccharomyces bayanus. Outros produtos secundários como glicerol, ácidos succínico, lático e
acético, acetato de etila, entre outros, são gerados nesta etapa e têm papel importante no aroma e
sabor característico dos vinhos (HASHIZUME, 2001; RIBÉREAU-GAYON et al., 2006a;
JACKSON, 2008). Em sequência, ocorre a descuba, fase em que o líquido é separado das partes
sólidas, o bagaço. Este geralmente é prensado para que se obtenha maior rendimento e
concentração dos componentes das cascas no vinho (HASHIZUME, 2001; GUERRA et al., 2009).
A fermentação malolática consiste basicamente na descarboxilação do ácido málico (ácido
dicarboxílico) em ácido lático (ácido monocarboxílico) por bactérias láticas hetero e
homofermentativas dos gêneros Lactobacillus, Leuconostoc e Pediococcus (HASHIZUME, 2001).
Oenococcus oeni, anteriormente denominado Leuconostoc oenos, é uma bactéria lática
heterofermentativa e a principal responsável pela fermentação malolática nos vinhos, por ser mais
adaptada às condições do meio ao final da fermentação alcoólica. Entretanto, se o pH do vinho
excede 3,5 é possível o desenvolvimento de outras espécies (RIBÉREAU-GAYON et al., 2006a;
COSTANTINI, GARCIA-MORUNO e MORENO-ARRIBAS, 2009).
Culturas “starter” de bactérias láticas selecionadas podem ser utilizadas e, geralmente, apenas
uma ou uma mistura de duas a três cepas de Oenococcus oeni são comercializadas. Essa prática
agiliza o processo e previne o desenvolvimento de estirpes indesejáveis e a produção de substâncias
que poderiam impactar negativamente a qualidade dos vinhos (COSTANTINI, GARCIA-
MORUNO e MORENO-ARRIBAS, 2009).
Durante a fermentação malolática, há redução na sensação de acidez da bebida, que se torna
menos agressiva ao paladar, sendo indicada, principalmente, na produção de vinhos tintos
provenientes de uvas com maturação incompleta, com elevada acidez fixa, ou seja, com alto teor de
ácido málico (RIZZON, ZANUS e MIELE, 1997; RIBÉREAU-GAYON et al., 2006a; JACKSON,
2008). Alguns compostos secundários são também gerados durante esta etapa e contribuem para a
complexidade aromática dos vinhos tintos (COSTANTINI, GARCIA-MORUNO e MORENO-
ARRIBAS, 2009).
Após a fermentação malolática, é recomendada nova adição de sulfito e inicia-se o processo
de clarificação natural, em que as partes sólidas em suspensão começam a decantar formando uma
borra no fundo do tanque, ou cuba. Produtos clarificantes, como as “colas” (gelatina, caseinato de
sódio ou potássio, albumina, bentonita) podem também ser adicionados ao vinho para auxiliar esta
etapa, mas não em excesso para evitar alterações desnecessárias nas características sensoriais da
bebida (AMORIM et al., 2006; JACKSON, 2008). A trasfega consiste na transferência do vinho de
uma cuba para outra, a fim de separar a borra da parte líquida e auxiliar na clarificação do vinho.
Concluídas estas etapas, o vinho segue para o engarrafamento (HASHIZUME, 2001).
22
O controle desde o cultivo e seleção das uvas e também durante as etapas de vinificação é
importante para a qualidade dos vinhos. A condução descontrolada desses processos pode
prejudicar as características sensoriais da bebida (AMORIM et al., 2006), mas também pode gerar
substâncias indesejáveis à saúde, como algumas aminas bioativas (GALGANO, CARUSO e
FAVATI, 2009).
2.3. AMINAS BIOATIVAS
2.3.1. Aspectos gerais
Aminas bioativas são substâncias que participam de reações fisiológicas e metabólicas
importantes que ocorrem nos organismos vivos e exercem diversas funções biológicas (GLÓRIA,
2005; KALAC e KRAUSOVÁ, 2005). Entretanto, algumas delas podem apresentar efeitos
adversos à saude do homem, quando ingeridas em elevadas quantidades, por consequência de suas
ações psicoativas ou vasoativas, provocando efeitos no sistema nervoso e vascular, respectivamente
(GLÓRIA, 2005; RODRIGUEZ et al., 2014; GUO et al., 2015).
Aminas bioativas (Figura 4) são compostos orgânicos de baixo peso molecular originários da
amônia cujos hidrogênios podem ser substituídos por grupos alquila ou arila gerando estruturas de
diversificada complexidade. Podem ser produzidas durante o metabolismo de plantas, animais e
microrganismos (GLÓRIA, 2005; RODRIGUEZ et al., 2014; GUO et al., 2015) e, por isso, já
foram encontradas em diversos alimentos como queijos, vinhos, cervejas, peixes, molho de soja,
entre outros (SOUZA et al., 2005; BOTELHO, 2009; FARIA, 2011; SILVA et al., 2011; GUIDI e
GLÓRIA, 2012; UBALDO et al., 2015).
Na literatura são encontradas algumas classificações para as aminas bioativas que variam de
acordo com a estrutura química (alifáticas, aromáticas ou heterocíclicas), com o número de grupos
amino existentes na molécula (monoaminas, diaminas ou poliaminas), com a via biossintética
(naturais ou biogênicas) ou com a função fisiológica (poliaminas ou biogênicas). A classificação
mais usual divide as aminas bioativas em poliaminas e aminas biogênicas (GLÓRIA, 2005;
RODRIGUEZ et al., 2014).
As aminas biogênicas podem ser formadas pela transaminação de aldeídos e cetonas, pela
hidrólise de compostos nitrogenados, pela decomposição térmica ou pela descarboxilação
microbiana de aminoácidos livres, sendo esta a principal via de obtenção (HALÁSZ et al., 1994;
GLÓRIA, 2005; RODRIGUEZ et al., 2014).
Histamina, serotonina, feniletilamina, tiramina, triptamina, putrescina, cadaverina e agmatina
são exemplos de aminas biogênicas encontradas em alimentos que derivam da descarboxilação
microbiana dos aminoácidos histidina, triptofano, fenilalanina, tirosina, triptofano, ornitina, lisina e
23
arginina, respectivamente (TENBRINK et al., 1990; GLÓRIA, 2005; GALGANO, CARUSO e
FAVATI, 2009; KALAC, 2014). A denominação atribuída à maioria dessas aminas é baseada no
nome dos seus aminoácidos precursores como, por exemplo, o nome histamina é baseado no
aminoácido de origem, a histidina. O mesmo ocorre para as aminas triptamina, tiramina e
feniletilamina, originárias dos aminoácidos triptofano, tirosina e fenilalanina, respectivamente
(GLÓRIA, 2005).
Segundo Vieira, Theodoro e Glória (2007) algumas aminas biogênicas, como histamina e
serotonina, desempenham funções importantes na proteção das plantas contra o ataque de
predadores. Nos animais, como o homem, as aminas biogênicas apresentam geralmente ações
psicoativas e/ou vasoativas, desempenhando funções fisiológicas importantes no organismo como a
atuação nos sistemas nervoso central e vascular (GLÓRIA, 2005).
Figura 4 – Estrutura de algumas aminas bioativas encontradas em alimentos. Fonte: Glória (2005).
As poliaminas são moléculas alifáticas com mais de dois grupos amino distribuídos em sua
estrutura que, sob condições fisiológicas, apresentam cargas positivas, sendo consideradas
policátions, capazes de interagir com moléculas carregadas negativamente e essa característica
confere a elas uma diversidade de funções biológicas (BARDOCZ, 1995). A espermina e a
espermidina são classificadas como poliaminas e muitos autores consideram a amina biogênica
putrescina (uma diamina) também como uma poliamina por esta ser um intermediário essencial na
síntese de espermina e espermidina. Entretanto, a putrescina não exerce as mesmas funções
fisiológicas realizadas por essas duas poliaminas (BARDOCZ, 1995; KALAC e KRAUSOVÁ,
2005; LARQUÉ, SABATER-MOLINA e ZAMORA, 2007; KALAC, 2014).
24
De acordo com Glória (2005), a síntese de poliaminas é um processo complexo e as primeiras
etapas também envolvem reações de descarboxilação de aminoácidos. A principal via de formação
de espermina e espermidina (Figura 5) é por meio da descarboxilação do aminoácido ornitina,
entretanto a agmatina também pode participar dessa síntese, uma vez que a formação da putrescina
pode ser via agmatina-arginina, como ocorre em plantas (HALÁSZ et al., 1994; GLÓRIA, 2005;
KALAC, 2014). Algumas hipóteses sugerem que a principal via de formação da putrescina, em
vinhos, é a partir da agmatina e não da ornitina (GALGANO, CARUSO e FAVATI, 2009).
Figura 5 – Esquema simplificado da biosíntese de poliaminas.
Fonte: Glória (2005) e Kalac (2014).
Em plantas, espermina, espermidina e putrescina estão implicadas em processos fisiológicos
como divisão celular, florescência, desenvolvimento do fruto, resposta ao estresse e senescência
(HALÁSZ et al., 1994; GLÓRIA, 2005). Nos animais, são importantes na manutenção do
metabolismo, sendo implicadas no crescimento e na regeneração celular, na maturação e
recuperação da mucosa intestinal, como mediadoras de hormônios e na síntese do DNA, do RNA e
de proteínas. No homem, as poliaminas podem ser formadas pela microbiota do trato
gastrointestinal ou “in situ”, à medida que são requisitadas, entretanto, em alguns casos a
quantidade produzida pode não suprir a requerida pelo organismo, sendo essencial a sua obtenção
através da alimentação (BARDOCZ, 1995; KALAC e KRAUSOVÁ, 2005; KALAC, 2014).
2.3.2. Aminas bioativas em vinhos tintos
A presença de aminas bioativas nos vinhos tintos já foi relatada em diversos trabalhos
(MOTA et al., 2009; SABAINI, 2009; KONAKOVSKY et al., 2011; MARTÍNEZ-PINILLA et al.,
Arginina Ornitina Putrescina Espermidina Espermina
Uréia
ARGINASE ORNITINADESCARBOXILASE
ESPERMIDINASINTASE
ESPERMINASINTASE
CO2
CO2
Agmatina
AGMATINASE
Uréia
ARGININADESCARBOXILASE
Metionina S-adenosilmetionina S-adenosilmetioninadescarboxilada
ATP
ADENOSILTRANSFERASE
S-ADENOSIL-L-METIONINADESCARBOXILASE
CO2
Propilamina
25
2013; AGUSTINI, LIMA e BONFIM, 2014) e, por serem produzidas durante o metabolismo de
plantas e microrganismos (RODRIGUEZ et al., 2014; GUO et al., 2015), podem ser originárias da
própria matéria prima e serem encontradas em uvas, ou serem formadas no processo de vinificação,
assim como há indícios de sua formação durante o período de estocagem da bebida (SMIT, DU
TOIT e DU TOIT, 2008; GALGANO, CARUSO e FAVATI, 2009).
Segundo Halász et al. (1994), as poliaminas espermina e espermidina e a diamina putrescina
são implicadas em processos fisiológicos de plantas, como a florescência e o desenvolvimento dos
frutos sendo originárias da própria uva. Devido a isso, essas aminas já foram relatadas nas polpas,
cascas e sementes de uvas tintas avaliadas em alguns trabalhos (BAUZA, KELLY e BLAISE, 2007;
DEL PRETE et al., 2009; SABAINI, 2009; FRAGA, 2010), sendo putrescina e espermidina
geralmente encontradas em abundância nas uvas, enquanto espermina é encontrada em menores
quantidades (GLÓRIA et al., 1998; GLÓRIA, 2005).
Sabaini (2009) observou no mosto de uvas Syrah (V. vinifera) e Niágara rosada (V. labrusca)
cultivadas no estado de Minas Gerais, Brasil, teores de putrescina entre 0,45 a 3,63 mg/L, de
espermidina variando de 0,99 a 2,25 mg/L e de espermina entre 0,28 a 0,56 mg/L. Valores
similares dessas aminas também foram encontrados no mosto de uvas Syrah e Grenache cultivadas
no Vale do Rhône, na França, cujos teores de putrescina variaram, aproximadamente, entre 1,0 a
2,5 mg/L, para a espermidina os níveis estiveram entre 0,7 a 2,1 mg/L e para a espermina os teores
foram próximos a 0,1 mg/L (BAUZA, KELLY e BLAISE, 2007). Segundo Glória et al. (1998) e
Glória (2005) aminas biogênicas, como agmatina, cadaverina, histamina e tiramina, também já
foram encontradas em pequenas quantidades em uvas.
Bauza, Kelly e Blaise (2007) pesquisaram a presença de espermina, espermidina e putrescina
em dois cultivares diferentes de uvas tintas da variedade Vitis vinifera e verificaram que o grau de
maturação e o tipo de cultivar influenciaram nos teores encontrados dessas aminas. Fraga (2010)
também observou que o grau de maturação e a região de cultivo afetaram os níveis de poliaminas
nas uvas Syrah pesquisadas. Del Prete et al. (2009) avaliaram a influência da safra de diferentes
cultivares de uvas tintas nos teores de aminas bioativas e encontrou putrescina em todas elas,
embora não tenha pesquisado a presença das poliaminas espermina e espermidina. Os teores das
aminas encontradas foram diferentes entre as safras avaliadas, como também entre as cultivares
estudadas.
Fatores como o grau de maturação, a variedade e o tipo de cultivar utilizado; as condições
ambientais e a heterogeneidade da microbiota em diferentes regiões de cultivo e safra parecem
influenciar os teores de aminas encontrados em uvas e, consequentemente, nos vinhos (MARTÍN-
ÁLVAREZ et al., 2006; BAUZA, KELLY e BLAISE, 2007; DEL PRETE et al., 2009; MOTA et
al., 2009; FRAGA, 2010).
26
Segundo Smit e colaboradores (2008), as principais aminas bioativas associadas aos vinhos
são putrescina, histamina, tiramina e cadaverina, seguidas pela feniletilamina, espermidina,
espermina, agmatina e triptamina. Na Tabela 1 podem ser visualizadas as aminas bioativas
encontradas em vinhos tintos por vários pesquisadores ao longo dos anos.
Martín-Álvarez et al. (2006) demonstraram que o tempo em que as cascas e polpas das uvas
permanecem em contato com o mosto pode influenciar no conteúdo de aminas bioativas nos vinhos
e verificaram que a etapa de maceração mais prolongada (>10 dias) aumentou significativamente os
teores de histamina, putrescina e tiramina dos vinhos tintos analisados quando comparados aos
teores encontrados naqueles cuja maceração foi inferior a 10 dias. Os autores sugeriram que esse
resultado poderia ser explicado pela maior extração dos aminoácidos precursores dessas aminas.
O papel das leveduras na produção de aminas biogênicas ainda não é claro e esses
microrganismos parecem não ter grande influência na produção de aminas durante a fermentação
alcoólica (GALGANO, CARUSO e FAVATI, 2009; FRAGA, 2010; KOSMERL, SUCUR e
PROSEN, 2013). Herbert et al. (2005) verificaram que a concentração das aminas histamina,
tiramina, triptamina, β-feniletilamina, putrescina e cadaverina não variou muito durante esta etapa
em comparação com os teores inicialmente encontrados no mosto. Além disso, Landete, Ferrer e
Pardo (2007) estudaram 36 estirpes de leveduras isoladas de vinhos quanto ao seu potencial em
produzir essas mesmas aminas e verificou que nenhuma das cepas foi capaz de produzí-las.
Ao contrário, a fermentação malolática parece ser a principal responsável pela produção e
aumento das aminas putrescina, tiramina e histamina nos vinhos tintos (SMIT, DU TOIT e DU
TOIT, 2008; GALGANO, CARUSO e FAVATI, 2009). A formação e o acúmulo destas aminas já
foi relatada em diferentes trabalhos durante esta fase do processo de vinificação (LANDETE et al.,
2005; ALCAÍDE-HIDALGO et al., 2007; CAÑAS et al., 2008).
Estudos também mostraram que algumas cepas de bactérias láticas isoladas de vinhos foram
aptas a produzir tiramina, putrescina e histamina e essa característica é dependente da presença de
genes específicos que codificam a produção de enzimas capazes de promover a descarboxilação dos
aminoácidos tirosina, ornitina e histidina (MORENO-ARRIBAS et al., 2003; LANDETE, FERRER
E PARDO, 2007). No estudo de Landete, Ferrer e Pardo (2007), nenhuma das 155 estirpes de
bactérias láticas testadas foram capazes de produzir cadaverina e triptamina, entretanto, algumas
delas produziram também feniletilamina.
A produção de aminas bioativas durante o período de estocagem do vinho em garrafas
também foi investigada. Landete et al. (2005) observaram que a concentração de histamina nos
vinhos tintos analisados aumentou entre 3 e 6 meses de armazenamento na temperatura de 15 ˚C, e
a partir deste período, começou a decrescer. Entretanto, os autores não verificaram alterações
significativas no conteúdo das aminas tiramina, putrescina e feniletilamina.
27
Tabela 1 – Teores de aminas bioativas de vinhos tintos em vários países
País Aminas Bioativas (mg/L) Na Referências
AGM CAD HIM FEM PUT EPM EPD TRM TIM
Argentina - nd-0,39 nd-5,22 nd-1,71 0,61-14,21 - nd-0,60 nd.-3,49 nd.-5,38 38 Díaz et al. (2006)
China - nd- 13,0 nd-9,64 nd-4,58 0,30-13,06 nd-0,75 nd.-3,82 nd nd.-6,94 38 Zhijun et al. (2007)
França 21,6 0,20 3,70 1,90 10,8 0,10 0,60 - 3,70 54 Bauza et al. (1995)
Grécia nd-0,63 nd-0,21 0,98-1,65 - nd-2,70 - - nd-1,32 nd-0,46 15 Proestos, Loukatos e Komaitis (2008)
Itália - 0,13 4,76 2,34 11,7 1,32 6,70 - 8,16 3 Hernández-Borges et al. (2007)
EUA 0,42 0,49 5,45 0,08 20,91 0,34 1,01 0,12 1,27 59 Glória et al. (1998)
Portugal - 0,19 - 0,85 6,90 0,03 0,34 - 1,44 6 Fernandes e Ferreira (2000)
Espanha nd-3,2 0,20 3,90 0,50 27,9 - 0,30 0,30 3,30 27 Bover-Cid et al. (2006)
Turquia 0,5-15 0,11-4,00 0,03-2,80 0,10-8,6 0,94-15,6 0,05-3,40 0,02-1,00 0,40-8,80 0,04-3,5 30 Anli et al. (2004)
Brasil - - nd-11,8 - nd-45,4 - nd-4,6 nd-7,9 nd-10,4 32 Agustini, Lima e Bonfim (2014)
-: não analizada; nd: não detectado; Na: número de amostras; Aminas Bioativas – AGM: Agmatina; CAD: Cadaverina; HIM: Histamina; FEM: Feniletilamina; PUT: Putrescina; EPM: Espermina; EPD: Espermidina; TRM:
Triptamina; TIM: Tiramina. Fonte: Adaptado de Galgano, Caruso e Favati (2009).
28
Marco e Azpilicueta (2006) relataram o acréscimo nos níveis das aminas histamina,
putrescina, tiramina e cadaverina de vinhos brancos submetidos à fermentação malolática, durante
os primeiros 45 dias de estocagem nas temperaturas de 4 ˚C, 20 ˚C e 35 ˚C. Entretanto, somente a
concentração de histamina continuou aumentando ao longo de 105 dias, a 20 ˚C. Segundo relatam
Smit, Du Toit e Du Toit (2008), mesmo após a adição de sulfito no final da fermentação malolática,
nem todas as reações bioquímicas e enzimáticas podem ter cessado completamente, o que poderia
explicar o aumento de algumas aminas durante o período inicial de estocagem da bebida.
Aminas biogênicas também parecem estar relacionadas com as condições higiênico-sanitárias
no processo de vinificação e alguns autores relatam a possibilidade de sua produção por
microrganismos que não estão envolvidos diretamente nas etapas de fermentação (ANLI e
BAYRAM, 2009; GALGANO, CARUSO e FAVATI, 2009). Apesar de diversos estudos, Galgano
e colaboradores (2009) concluíram que ainda não estão suficientemente claros como estes fatores
realmente interferem na produção e aumento dos níveis de aminas no vinho, uma vez que muitos
resultados ainda são controversos.
2.3.3. Funções fisiológicas e efeitos adversos à saúde
Aminas bioativas são substâncias importantes na dieta humana, pois desempenham funções
fisiológicas essenciais ao organismo. Normalmente as aminas não apresentam perigo à saúde de
indivíduos normais e saudáveis, exceto se algumas delas forem ingeridas em elevadas quantidades,
uma vez que podem ser facilmente catabolizadas pelas enzimas monoaminoxidases do trato
gastrointestinal. Entretanto, fármacos utilizados no tratamento da depressão, do estresse e de
doenças como Parkinson e Alzheimer são capazes de inibir a atividade dessas enzimas,
prejudicando a eliminação das aminas pelo organismo. Etanol e acetaldeído têm sido relacionados
com o aumento de sensibilidade às aminas bioativas e, portanto, o consumo de alimentos
fermentados, como o vinho, pode potencializar o efeito adverso dessas substâncias (TENBRINK et
al., 1990; GLÓRIA, 2005; GALGANO, CARUSO e FAVATI, 2009; ALVAREZ e MORENO-
ARRIBAS, 2014).
As poliaminas desempenham uma diversidade de funções no metabolismo celular humano.
Por apresentararem, em pH fisiológico, três ou quatro cargas positivas ao longo de sua cadeia
carbônica, podem interagir com moléculas carregadas negativamente, como ácidos nucléicos,
fosfolipídeos e algumas proteínas, sendo importantes na síntese e regulação do DNA, do RNA e de
proteínas, bem como na estabilização e permeabilidade de membranas celulares. Neste último caso,
desempenham papel importante no funcionamento normal do intestino, prevenindo alergias
alimentares, por reduzir a permeabilidade da mucosa intestinal a macromoléculas e proteínas
alergênicas, e auxiliando na sua maturação e regeneração (BARDÓCZ, 1995; GLÓRIA, 2005;
29
KALAC, 2014). Segundo Glória (2005), as poliaminas também atuam como mensageiros químicos
e interferem na ação dos hormônios sobre o organismo.
Devido a atuação como promotores de crescimento e na divisão celular, as poliaminas estão
relacionadas com a proliferação acelerada de tecidos e a presença destas é importante em situações
em que o rápido crescimento e regeneração celular são necessários, como nos casos de cicatrização
de feridas e nos períodos pós-operatórios (BARDÓCZ, 1995; GLÓRIA, 2005).
Aminas biogênicas também desempenham funções fisiológicas relevantes no organismo
como a regulação da temperatura corporal, do volume e do pH estomacal, e também da atividade
cerebral (TENBRINK et al., 1990). Algumas delas possuem ação psicoativa (histamina e
serotonina), atuando como neurotransmissores no sistema nervoso central, e outras possuem ação
vasoativa (histamina, tiramina, feniletilamina, triptamina) atuando direta ou indiretamente no
sistema vascular, podendo ser vasoconstritoras ou vasodilatadoras (TENBRINK et al., 1990;
SHALABY, 1996). De acordo com Glória (2005), a tiramina pode atuar indiretamente na liberação
de noradrenalina no sistema nervoso simpático e a histamina é capaz de estimular neurônios
motores e sensitivos, causar contração e relaxamento da musculatura do útero, intestino e trato
respiratório e controlar a secreção gástrica. A serotonina pode também reduzir o volume e a acidez
do suco gástrico e interferir na regulação do sono, do humor e das sensações de sede e fome.
As poliaminas, nos níveis encontrados em alimentos não apresentam efeitos adversos à saúde,
embora existam evidências da formação de nitrosaminas, que são potenciais agentes carcinogênicos
ao homem, pela interação com nitritos e ácidos nitrosos; além disso, por participarem da divisão, do
crescimento e da proliferação celular, as poliaminas podem estar associadas com o crescimento de
tumores em casos de câncer. Já as aminas biogênicas têm sido relacionadas a casos de intoxicação
e ao desenvolvimento de reações indesejáveis, após ingestão de grandes quantidades. Entre elas,
histamina e tiramina apresentam efeitos mais severos, mas feniletilamina e triptamina estão também
associadas a episódios de enxaqueca (GLÓRIA, 2005; GALGANO, CARUSO e FAVATI, 2009;
RODRIGUEZ et al., 2014). De acordo com Glória (2005), o consumo de vinho já foi associado à
intoxicação por histamina e tiramina.
Os sintomas mais comuns da intoxicação histamínica podem envolver náuseas, vômitos,
diarréia, cólicas abdominais, dores de cabeça, rubor facial e do pescoço, urticária, tontura,
taquicardia e, em casos mais severos, desconforto ao respirar e asfixia. Já os sintomas comuns da
intoxicação por tiramina podem envolver o aumento da pressão arterial e crises hipertensivas,
elevação da frequência cardíaca, dores de cabeça, vômitos e também enxaqueca (GLÓRIA, 2005;
EFSA, 2011). A presença de outras aminas pode potencializar os efeitos provocados pela histamina
e tiramina (TENBRINK et al., 1990; HALÁSZ et al., 1994; SHALABY, 1996; GLÓRIA, 2005;
LARQUÉ, SABATER-MOLINA e ZAMORA, 2007). Feniletilamina e triptamina, similar à
30
tiramina, podem provocar um aumento da pressão sanguínea e também causar fortes dores de
cabeça (GLÓRIA, 2005).
Alguns autores citam que a dose geralmente considerada como tóxica para histamina e
tiramina, em bebidas alcoólicas, estão entre 8 a 20 mg/L e 25 a 40 mg/L, respectivamente, e que
teores próximos a 3 mg/L de feniletilamina já seriam suficientes para provocar enxaqueca em
indivíduos susceptíveis (GLÓRIA, 2005; GALGANO, CARUSO e FAVATI, 2009; KOSMERL,
SUCUR e PROSEN, 2013). Entretanto, Galgano, Caruso e Favati (2009) citam em seu trabalho
que níveis acima de 10 mg/L para a tiramina já deveriam ser considerados inseguros para pessoas
em tratamentos com fármacos inibidores de monoaminoxidases.
Kosmerl e coautores (2013) relataram que países da Europa estabeleceram recomendações
sobre os limites tolerados de histamina em vinhos. Segundo os autores, a Alemanha sugeriu o
limite de 2 mg/L, enquanto Holanda estabeleceu o teor máximo de 3 mg/L; Finlandia, 5 mg/L;
Bélgica, 6 mg/L, França, 8 mg/L, Suíça e Áustria, 10 mg/L.
Estabelecer a dose tóxica para aminas biogênicas em vinhos, principalmente de histamina e
tiramina que já foram envolvidas em casos de intoxicação, não é trivial, uma vez que a toxicidade
destas substâncias é dependente da sensibilidade de cada indivíduo, do funcionamento normal das
enzimas monoaminoxidases, da concentração de outras aminas, da ingestão de álcool e acetaldeído
e do uso de fármacos que inibem o funcionamento das enzimas responsáveis por eliminar essas
aminas do organismo (TENBRINK et al., 1990; SMIT, DU TOIT e DU TOIT, 2008; GALGANO,
CARUSO e FAVATI, 2009).
2.4. COMPOSTOS FENÓLICOS
2.4.1. Aspectos gerais dos compostos fenólicos em vinhos tintos
Compostos fenólicos são substâncias aromáticas que possuem em sua estrutura, ao menos, um
grupo hidroxila. Esses compostos são considerados metabólitos secundários e geralmente estão
envolvidos nos mecanismos de defesa das plantas aos agentes externos (MANACH et al., 2004; DE
LANGE, 2007; JACKSON, 2008; RODRÍGUEZ et al., 2009; ARAÚJO, 2011). São importantes na
proteção das plantas contra predadores e patógenos, podem atuar como atrativos para polinizadores
e na defesa ao estresse abiótico (ANGELO e JORGE, 2007; VIZZOTTO, KROLOW e WEBER,
2010).
Segundo Manach et al. (2004), frutas e bebidas como os chás e os vinhos tintos são fontes
ricas em polifenóis. Essas substâncias têm grande influência em muitas características sensoriais
dos alimentos tais como aroma, cor, adstringência e amargor, além de suas propriedades
31
antioxidantes que têm sido associadas a benefícios à saúde (RIBÉREAU-GAYON et al., 2006b;
GARCÍA-RUIZ et al., 2008; RODRÍGUEZ et al., 2009).
Compostos fenólicos em vinhos, em sua maioria, são originários da própria uva e apenas
pequenas quantidades são extraídas dos barris de madeira durante o envelhecimento, ou liberadas
pelas leveduras na fermentação alcoólica (JACKSON, 2008). Nas uvas, a distribuição dos
fenólicos parece seguir a seguinte proporção: 1% localizados na polpa, 5% no sumo, 50% nas
cascas e 44% nas sementes (SACCHI, BISSON e ADAMS, 2005). Na Tabela 2 é possível
verificar a composição aproximada de compostos fenólicos em vinhos brancos e tintos.
Tabela 2 – Composição estimada de compostos fenólicos em mg equivalente de ácido gálico/L nos
vinhos de uvas V. vinifera
Classe de Fenóis Teores (mg equivalente em ácido gálico)
Fonte Vinho Branco Vinho Tinto
Jovem Envelhecido Jovem Envelhecido
Não-flavonóides, Total 175 160-260 235 240-500
Cinamatos, derivados U 154 130 165 150
Tirosol M 10 10 15 15
Fenóis voláteis M,C 1 5 5 15
Taninos hidrolizáveis C 0 0-100 0 0-260
Outros 10 0-15 50 0-60
Flavonóides, Total 30 25 1060 705
Catequinas U 25 15 200 150
Antocianinas U 0 0 200 20
Taninos Solúveis e derivados U 5 10 550 450
Outros - - 110 85
Fenólicos Totais 205 185-285 1295 945-1205
U: Uva; M: Microbiota; C: Madeira de carvalho.
Fonte: Adaptado de Jackson (2008).
Os compostos fenólicos podem ser classificados em flavonóides e não-flavonóides. Os
flavonóides representam mais de 85% do conteúdo de fenólicos totais em vinhos tintos, sendo
constituídos principalmente pelos flavan-3-ols, flavonóis e antocianinas, que podem ser
caracterizados por uma estrutura em comum (Figura 6) formada, geralmente, de dois anéis
benzênicos ligados entre si por um anel heterocíclico, como o pirano (BALASUNDRAM,
SUNDRAM e SAMMAN, 2006; DE LANGE, 2007; JACKSON, 2008).
Essas moléculas podem ocorrer na forma livre ou polimerizada com outros constituintes do
vinho, como os açúcares e, neste caso, são denominadas glicosídeos. A catequina, o flavan-3-ol
mais abundante em vinhos, pode sofrer polimerização e gerar produtos conhecidos como
procianidinas e taninos condensados que são encontrados nas sementes e nas cascas das uvas
(JACKSON, 2008; GARRIDO e BORGES, 2013).
32
Figura 6 – Esqueleto básico dos flavonóides.
Fonte: Balasundram, Sundram e Samman (2006).
Os flavonóis são encontrados nas uvas em menor proporção quando comparado aos outros
compostos fenólicos e, de acordo com Jackson (2008), são principalmente localizados nas cascas e
podem representar de 1 a 10% do conteúdo de polifenóis totais da fruta. Quercetina, caemferol e
miricetina são os principais flavonóis de uvas e vinhos tintos (RIBÉREAU-GAYON et al., 2006b,
JACKSON, 2008).
As antocianinas são pigmentos glicosilados responsáveis pelas cores laranja, púrpura,
vermelha e azul de uvas e vinhos tintos. A forma aglicona recebe outro nome, antocianidina.
Malvidina, delfinidina, peonidina, cianidina, petunidina e pelargonidina (Tabela 3) são formas de
antocianinas já identificadas em uvas e vinhos (KONG et al.; 2003; HE et al., 2010). A proporção
de cada uma dessas formas nas uvas depende da cultivar e das condições de cultivo empregadas
(JACKSON, 2008).
Tabela 3 – Estrutura das antocianinas de uvas e vinhos
Nome
Cianidina
Peonidina
Delfinidina
Petunidina
Malvidina
Pelargonidina
R1
OH
OCH3
OH
OCH3
OCH3
H
R2
OH
OH
OH
OH
OH
OH
R3
H
H
OH
OH
OCH3
H
R4 – H: monoglicosídeo; Açúcar: diglicosídeo R5 – acetil
Fonte: Jackson (2008) e Castañeda-Ovando et al. (2009).
33
As antocianinas se localizam nas cascas das uvas, com exceção daquelas denominadas
tintureiras, onde também são encontradas na polpa da fruta (REBELLO et al., 2013). Cultivares de
uvas finas, das variedades Vitis vinifera, sintetizam apenas antocianinas na forma de
3-monoglicosídeos, enquanto nas uvas americanas e híbridas são encontradas tanto as formas
3-monoglicosídeos, quanto 3,5-diglicosídeos (WROLSTAD, 1993; HE et al., 2010).
Outra classe de compostos fenólicos constituída dos estilbenos, dos ácidos cinâmicos, ácidos
benzóicos e seus derivados é denominada como não-flavonóides (VACCARI, SOCCOL e IDE,
2009). Na Tabela 4, encontram-se as estruturas de alguns dos não-flavonóides de uvas e vinhos.
Os ácidos cinâmicos e benzóicos são conhecidos como ácidos fenólicos e existem,
predominantemente, nas formas de ácidos hidroxicinâmicos e hidroxibenzóicos. A procedência no
vinho é diversa, uma vez que podem ser extraídos dos barris de carvalho no envelhecimento
(taninos hidrolisáveis), liberados por microrganismos durante seu metabolismo, ou ter origem na
própria uva, onde são encontrados na polpa e na casca (SACCHI, BISSON e ADAMS, 2005;
JACKSON, 2008; GARRIDO e BORGES, 2013).
Tabela 4 – Estrutura dos ácidos fenólicos em uvas e vinhos
Ácidos Benzóicos R2 R3 R4 R5 Ácidos Cinâmicos
p-Hidroxibenzóico
Protocatéico
Vanílico
Gálico
H
H
H
H
H
OH
OCH3
OH
OH
OH
OH
OH
H
H
H
OH
p-Cumárico
Caféico
Ferúlico
Fonte: Ribéreau-Gayon et al. (2006b).
Os estilbenos são substâncias formadas por dois anéis aromáticos hidroxilados e unidos, um
ao outro, geralmente por uma cadeia carbônica formada por um etano, ou por um etileno
(Figura 7). O resveratrol, em suas formas cis e trans, é o principal estilbeno encontrado em uvas e
vinhos e sua origem está associada à mecanismos de resposta da planta a ataques de patógenos e ao
estresse. Nas uvas, esses compostos estão localizados nas cascas (RIBÉREAU-GAYON et al.,
2006b; VACCARI, SOCCOL e IDE, 2009; GARRIDO e BORGES, 2013).
34
Figura 7 – Estrutura do resveratrol.
Fonte: Ribéreau-Gayon et al. (2006b).
2.4.1.1. Conteúdo de antocianinas monoméricas totais e fenólicos totais nos vinhos tintos
O conteúdo de fenólicos totais no mosto de uvas tintas tem grande aumento no início da
fermentação alcoólica, sendo os ácidos fenólicos e seus derivados (não-flavonóides) rapidamente
extraídos, seguidos pelos flavonóis e antocianinas. Já a extração dos flavan-3-ols, principalmente
as catequinas e seus polímeros procianidinas e taninos condensados, é mais lenta e dependente do
tempo em que o mosto permanece em contato com as cascas e sementes das uvas (JACKSON,
2008). Com isso, o conteúdo de fenólicos totais aumenta com o tempo da etapa de maceração,
principalmente pela maior extração de taninos para o mosto. Ao contrário, a concentração de
antocianinas que é extraída alcança um máximo no início da fermentação alcoólica e diminui
posteriormente (SACCHI, BISSON e ADAMS, 2005). De acordo com Rebello et al. (2013) a
proporção dos pigmentos antociânicos que são transferidos da fruta para o vinho é,
aproximadamente, 40%.
A concentração de antocianinas em uvas americanas e híbridas cultivadas no Brasil já foi
descrita em alguns trabalhos. Nas cultivares Folha de figo e Niágara rosada os níveis, como
equivalente em cianidina-3-glicosídeo, variaram entre 1980 a 2480 mg/kg e
128 a 180 mg/kg, respectivamente (ABE et al., 2007). No trabalho de Soares et al. (2008), as
cultivares Isabel e Niágara rosada continham teores (equivalente em cianidina-3-glicosídeo) iguais a
821,5 mg/kg e 70,2 mg/kg, respectivamente. Uvas BRS-Violeta apresentaram teor (em
malvidina-3,5-diglicosídeo) igual a 3950 mg/kg (REBELLO et al., 2013) e em uvas Bordô a
concentração foi igual a 1359 mg/kg (equivalente em malvidina-3,5-diglicosídeo) (VANZELA et
al., 2011). Abe et al. (2007) também determinaram a concentração de antocianinas (como
cianidina-3-glicosídeo) em uvas finas Merlot e Syrah iguais a 970 e 1118 mg/kg, respectivamente.
As antocianinas livres ocorrem como cinco estruturas diferentes em equilíbrio dinâmico, nos
vinhos tintos jovens. O cátion flavilium é a forma responsável pela cor vermelha e é predominante
em valores de pH mais ácidos (RIBÉREAU-GAYON et al., 2006b). Segundo Jackson (2008),
aproximadamente 25% das antocianinas estão ionizadas em seu estado flavilium no pH normal dos
vinhos tintos (3,4 – 3,6) e essa proporção é dependente do pH e também da concentração de dióxido
35
de enxofre no meio, uma vez que este pode combinar reversivelmente com essas moléculas e
modificar o equilíbrio para a forma descolorida.
É esperado que o conteúdo de antocianinas monoméricas diminua com o envelhecimento da
bebida em relação aos vinhos jovens, que foram recentemente produzidos, pois são moléculas
particularmente instáveis e podem reagir com outros fenólicos presentes no vinho formando
polímeros, além de poderem se ligar a proteínas formando precipitados. A polimerização com
outros compostos fenólicos do vinho parece estabilizar a cor, por proteger a estrutura das
antocianinas de modificações que podem levar à sua descoloração, como a interação com o sulfito,
além de protegê-las da precipitação com proteínas (JACKSON, 2008; HE et al., 2010). Segundo
Sacchi, Bisson e Adams (2005) ao final de um ano de armazenamento da bebida, 50% a 70% das
antocianinas monoméricas já estão em formas polimerizadas.
Oliveira, Souza e Mamede (2011) avaliaram marcas comerciais de diferentes vinhos finos da
safra de 2006, provenientes de Bento Gonçalvez (Rio Grande do Sul) e da região do Vale do São
Francisco (estados da Bahia e Pernambuco), quanto aos teores totais de antocianinas monoméricas e
observaram que os valores médios variaram de 14,09 a 156,48 mg/L equivalente em
cianidina-3-glicosídeo. Vanzela et al. (2013) determinaram os teores de antocianinas monoméricas
totais em vinhos de mesa jovens da variedade BRS Violeta de diferentes safras (2009, 2010, 2011 e
2012) e observaram que os valores médios em equivalente de malvidina-3,5-diglicosídeo variaram
de 1866 a 2173 mg/L. Lins e Sartori (2014) também avaliaram os teores de antocianinas
monoméricas em vinhos de mesa provenientes de uvas Isabel e de vinhos de corte produzidos com
uvas Isabel, Courdez e Jaquez, do estado do Paraná, cujas concentrações variaram entre 116,4 a
155,58 mg/L equivalente em malvidina-3-glicosídeo.
Alguns estudos avaliaram o conteúdo de fenólicos totais em vinhos tintos de mesa nacionais e
os teores variaram de 1015 a 4266 mg/L equivalente em ácido gálico (LIMA et al., 2011; LINS e
SARTORI, 2014; VANZELA et al., 2013). Já em vinhos finos nacionais relatados nos trabalhos de
Granato, Katayama e Castro (2010); Lucena et al. (2010); Gris et al. (2013) e Oliveira, Souza e
Mamede (2011) os níveis de fenólicos totais variaram de 1153 a 5900 mg/L equivalente em ácido
gálico. Esses dados se encontram na Tabela 5.
Burin et al. (2011) verificaram em seu trabalho que os níveis de fenólicos totais nos vinhos
Cabernet Sauvignon produzidos no estado de Santa Catarina, Brasil, decresceram entre 21 e 24%, e
29 e 33% ao longo dos 4 e 11 meses de estocagem, respectivamente, em garrafas armazenadas na
temperatura de 5°C. Os autores também perceberam um decréscimo aproximado de 25% e 50% no
conteúdo total de antocianinas monoméricas ao longo dos 4 e 11 meses de estocagem,
respectivamente, sob as mesmas condições, e também um aumento no conteúdo de polifenóis
polimerizados.
36
Tabela 5 – Teores de fenólicos totais em mg EAG/L* em vinhos tintos nacionais finos e de mesa Refer. Local de Produção Safra Tipo de vinho Fenólicos Totais*
V. labrusca e híbridos – Vinhos tintos de mesa
(1) Paraná
2007
2008
Tintos de mesa – Bordô
(n=9)
(n=8)
2115
2159
(2) Paraná
-
-
Tintos de mesa
Isabel (n=1)
Isabel/Courdez/Jaquez (n=2)
1266
1015 -1091
(3) São Paulo
2009
2010
2011
2012
Tinto de mesa - BRS Violeta
(n=3)
(n=3)
(n=3)
(n=3)
4266
2784
3873
3735
V. vinífera – Vinhos tintos finos
(4) Não identificado
- Pinot Noir (n=5) 1153 – 1380
- Malbec (n=2) 1646- 1959
- Syrah (n=3) 1753 – 1914
- Cabernet Sauvignon (n=10) 1260 – 1894
- Merlot (n=6) 1318 – 1844
(5) Santa Catarina 2006-2007
Cabernet Franc
Merlot
Sangiovese
Syrah
2680 – 2691
2692 – 2814
2288 – 2732
2732 – 2791
(6) Vale do São Francisco
2005
2002
2005
2006
2005
2006
2003
Petite Sirah (n=1)
Tannat (n=1)
Syrah (n=1)
Cabernet Sauvignon (n=1)
Cabernet Sauvignon (n=1)
Ruby Cabernet (n=1)
Merlot (n=1)
5200
5900
5900
3200
5400
5400
4700
(7)
Vale do São Francisco 2006 Cabernet Sauvignon (n=4) 2252 – 3719
Rio Grande do Sul 2006 Merlot (n=2)
Cabernet Sauvignon (n=2)
1543
1764
*mg EAG/L: miligrama equivalente em ácido gálico por litro de vinho; (1) Lima et al. (2011); (2) Lins e Sartori (2014) ; (3) Vanzela et al. (2013);
(4) Granato, Katayama e Castro (2010); (5) Gris et al. (2013); (6) Lucena et al. (2010); (7) Oliveira, Souza e Mamede (2011); n= número de amostras.
Vanzela et al. (2014) também avaliaram a influência do tempo e da temperatura de
armazenamento nos teores de fenólicos totais e antocianinas monoméricas de vinhos de mesa de
uvas Violeta. Os teores de polifenóis totais se alteraram pouco com as temperaturas (15°C, 25°C,
35°C e 50°C) e com tempo de estocagem (0 a 120 dias), cuja redução máxima foi apenas de 23%
em relação ao conteúdo inicial e só ocorreu após 120 dias na temperatura de 50 °C. Já em relação
ao conteúdo total de antocianinas monoméricas, após 120 dias de estocagem houve redução de 40%
da concentração inicial na temperatura de 15°C, 50% (25°C), 88% (35°C) e
96% (50°C), sendo a formação de pigmentos poliméricos e a degradação térmica responsáveis pelo
decréscimo de antocianinas monoméricas nesses vinhos.
Os teores de fenólicos totais e antocianinas monoméricas em vinhos tintos podem variar com
a cultivar e a variedade das uvas empregadas no processo, com a safra e região de produção (ABE
et al., 2007; OLIVEIRA, SOUZA E MAMEDE, 2011; VANZELA et al., 2013), com a duração da
etapa de maceração (DAUDT e FOGAÇA, 2013), assim como, com o período e com a temperatura
37
de estocagem da bebida (BURIN et al., 2011; MARQUEZ, SERRATOSA e MERIDA, 2014;
VANZELLA et al., 2014).
2.4.2. Importância à saúde
A elevada ingestão de gorduras saturadas, associada ao tabagismo e ao sedentarismo, tem sido
relacionada aos altos índices de mortalidade por doenças cardiovasculares. Apesar desses hábitos
não serem muito diferentes na França, comparados a outros países industrializados, a taxa de
mortalidade dos franceses devido a essas doenças tem sido menor. Esta divergência ficou
conhecida como o “Paradoxo Francês” e até hoje inúmeras pesquisas tentam explicá-lo (RENAUD
e DE LORGERIL, 1992; BIAGI e BERTELLI, 2015).
A diferença dos franceses parecia estar ligada ao grande consumo de frutas, vegetais e vinhos
(RENAUD e DE LORGERIL, 1992). De acordo com Estruch (2000) e Yoo, Saliba e Prenzler
(2010), estudos têm considerado o vinho tinto como um possível alimento capaz de reduzir os
riscos de doenças coronarianas, principalmente pelo seu conteúdo de substâncias com propriedades
antioxidantes. A capacidade antioxidante dessa bebida tem sido demonstrada “in vitro” e “in vivo”
e, geralmente, é atribuída aos compostos fenólicos, especialmente, aos flavonóides (RIVERO-
PÉREZ, MUÑIZ e GONZÁLEZ-SANJOSÉ, 2008).
O efeito positivo à saúde de substâncias com propriedades antioxidantes possivelmente ocorre
pela proteção das células ao extresse oxidativo. O corpo humano produz determinadas substâncias
denominadas radicais livres, durante o seu metabolismo, que são capazes de reagir com moléculas
de lipídeos, DNA e proteínas provocando danos (YOO, SALIBA e PRENZLER, 2010). Os
antioxidantes são capazes de bloquear a ação desses radicais, principalmente pela sua capacidade
em doar elétrons (RICE-EVANS, MILLER e PAGANGA, 1997; RIVERO-PÉREZ, MUÑIZ, e
GONZÁLEZ-SANJOSÉ, 2008; YOO, SALIBA e PRENZLER, 2010). Segundo Rebello et al.
(2013), além dos efeitos antioxidantes, uma dieta composta de polifenóis também tem sido
associada com atividades antiinflamatória, antimicrobiana e anticarcinogênica.
Pesquisas relatam o potencial das antocianinas, quercetinas, catequinas, procianidinas e
resveratrol em prevenir algumas doenças degenerativas como a hipertensão, o diabetes, o câncer, o
Alzheimer e a arterosclerose, embora ainda não são claros os mecanismos de ação desses compostos
na promoção à saúde (SUN, SIMONYI e SUN, 2002; KONG et al., 2003; RIVERO-PÉREZ,
MUÑIZ e GONZÁLEZ-SANJOSÉ, 2008; YOO, SALIBA e PRENZLER, 2010). A ingestão
moderada de álcool também já foi associada com a redução dos riscos de doenças cardiovasculares
e a presença de etanol no vinho talvez possa interferir na atividade dos polifenóis, o que também
deixa em dúvida os reais efeitos protetores dos compostos fenólicos a essas enfermidades,
evidenciando que mais estudos ainda são necessários (IRITI e VARONI, 2014).
38
3. MATERIAL E MÉTODOS
3.1. MATERIAL
3.1.1. Amostras
Três lotes de 15 marcas comerciais de vinhos tintos de mesa suaves nacionais foram coletados
no mercado consumidor de Belo Horizonte/MG, no período entre novembro de 2014 a janeiro de
2015. As amostras foram armazenadas à temperatura ambiente até a abertura das garrafas. Após
abertas as garrafas, os vinhos foram imediatamente analisados quanto aos teores de fenólicos totais
e antocianinas monoméricas. Foi guardado 200 mL de cada amostra em congelador, à temperatura
de -26 ˚C, para posterior análise de aminas bioativas. A identificação utilizada para as 15 marcas e
os respectivos locais de produção dos vinhos podem ser visualizados na Tabela 6.
Tabela 6 – Identificação e local de produção das amostras dos vinhos tintos de mesa suaves
MARCA LOTES LOCAL DE PRODUÇÃO
A A1, A2, A3 Rio Grande do Sul
B B1, B2, B3 Rio Grande do Sul
C C1, C2, C3 Rio Grande do Sul
D D1, D2, D3 Rio Grande do Sul
E E1, E2, E3 Rio Grande do Sul
F F1, F2, F3 Não identificado
G G1, G2, G3 Rio Grande do Sul
H H1, H2, H3 Rio Grande do Sul
I I1, I2, I3 Rio Grande do Sul
J J1, J2, J3 Rio Grande do Sul
K K1, K2, K3 São Paulo
L L1, L2, L3 Rio Grande do Sul
M M1, M2, M3 São Paulo
N N1, N2, N3 Rio Grande do Sul
O O1, O2, O3 São Paulo
3.1.2. Reagentes
Os reagentes para a análise de aminas bioativas foram adquiridos da Sigma Chemical Co. (St.
Louis, MO, EUA), dentre eles estão o agente derivante orto-ftalaldeído (OPA), o Brij-35 e os
39
padrões de elevada pureza das nove (9) aminas bioativas pesquisadas nos vinhos, trihidrocloreto de
espermidina, dihidrocloreto de putrescina, sulfato de agmatina, dihidrocloreto de cadaverina,
5-hidroxitriptamina (serotonina), dihidrocloreto de histamina, hidrocloreto de tiramina, triptamina e
hidrocloreto de 2-feniletilamina. Os solventes acetonitrila e metanol utilizados na análise
cromatográfica eram de grau HPLC. Os demais solventes e reagentes eram de grau analítico.
Utilizou-se água ultrapura, obtida pelo sistema Milli-Q® (Millipore Corp., Milford, MA, EUA), no
preparo das soluções para análise de aminas bioativas.
Os reagentes para análise de fenólicos totais e antocianinas eram de grau analítico. O
reagente de Folin–Ciocalteu foi adquirido da Cinética (Jand Química, Jandira, SP, Brasil); o padrão
de ácido gálico usado era da Sigma Chemical Co. (St. Louis, MO, EUA); o carbonato de sódio da
Dinâmica Química Contemporânea Ltda. (Diadema, SP, Brasil); o ácido clorídrico, o cloreto de
potássio e o acetato de sódio foram adquiridos da Synth (Labsynth, Diadema, SP, Brasil). A água
utilizada no preparo das soluções foi purificada pelo sistema de osmose reversa (Q842-210,
Quimis).
3.2. MÉTODOS
3.2.1. Análise das aminas bioativas
As aminas bioativas foram determinadas utilizando o método de rotina já implantado no
Laboratório de Bioquímica de Alimentos da Faculdade de Farmácia, na Universidade Federal de
Minas Gerais. Este método foi baseado em Bandeira, Evangelista e Glória (2012) com algumas
modificações e utiliza a cromatografia líquida de alta eficiência por par iônico, empregando
derivação pós-coluna com o-ftalaldeído (OPA) e detecção fluorimétrica.
A análise foi efetuada em cromatógrafo líquido de alta eficiência (Modelo LC-10 AD,
Shimadzu, Kioto, Japão) conectado a detector espectrofluorimétrico (RF-10 AXL) a 340 e 450 nm
de excitação e emissão, respectivamente. Utilizou-se coluna Novapak® C18 de 3,9 x 300 mm,
4 μm e pré coluna Nova-pak® C18 3,9 x 20 mm, 4 μm (Waters, Milford, MA, EUA). Duas fases
móveis foram empregadas em gradiente de eluição descrito na Tabela 7. A fase móvel (A)
consistiu em uma solução tampão de acetato de sódio 0,2 M e octanosulfonato de sódio 15 mM,
com ajuste de pH para 4,9 em potenciômetro (Digimed, Brasil) por adição de ácido acético glacial e
a fase móvel (B) foi acetonitrila. A fase móvel aquosa (tampão acetato de sódio 0,2 M /
octanosulfato de sódio 15 mM) foi filtrada em membrana HAWP, com 47 mm de diâmetro e
0,45 μm de tamanho do poro (Millipore, Corp., Milford, MA, EUA) e a fase móvel orgânica
(acetonitrila) foi filtrada em membrana HVLP (47 mm de diâmetro e 0,45 μm de tamanho do poro,
Millipore Corp., Milford, MA, EUA) antes da análise.
40
A solução derivante consistiu de 3 mL de metanol previamente filtrado em membrana HVLP
(47 mm de diâmetro e 0,45 μm de tamanho do poro, Millipore Corp., Milford, MA, EUA), 1,5 mL
de Brij-35, 1,5 mL de mercaptoetanol e 0,2 g de o-ftalaldeído (OPA) dissolvido em 500 mL de
solução tampão de ácido bórico a 5% (m/v) e KOH a 4,4% (m/v) (pH 10,5). A solução padrão de
aminas foi preparada da seguinte forma: os padrões das nove (9) aminas bioativas foram pesados
nas quantidades de 10 mg, solubilizados em ácido clorídrico 0,1 M e transferidos para balão
volumétrico de 100 mL, resultando na concentração de cada uma das aminas de 100 mg/L. Antes
da análise, as amostras de vinhos foram homogeneizadas e filtradas em membranas HA em éster de
celulose (13 mm de diâmetro e 0,45 μm de tamanho do poro, Millipore Corp., Milford, MA, EUA).
Após filtração, 20 μL da amostra foram injetados diretamente no cromatógrafo. Após a separação
cromatográfica, as aminas bioativas foram derivadas com a solução derivante que foi bombeada a
0,3 mL/min.
Tabela 7 – Gradiente de eluição para as fases móveis (A) solução tampão de acetato de sódio 0,2 M
e octanosulfonato de sódio 15 mM e (B) acetonitrila utilizadas na determinação das aminas
Tempo (min.) Gradiente da fase móvel (%)
A (Solução tampão) B (Acetonitrila)
0,1 85 15
1,0 94 6
16,0 74 26
22,0 84 16
26,0 67 33
27,0 82 18
30,0 62 38
31,5 85 15
68,0 85 15
A identificação das aminas foi realizada por comparação do tempo de retenção dos picos das
aminas presentes nas amostras em relação aos da solução padrão e sua confirmação pela adição de
padrão da amina suspeita à amostra. A solução padrão de concentração intermediária (4 mg/L) foi
injetada de maneira intercalada às amostras e o cálculo da concentração das aminas foi feito
mediante interpolação em curva analítica preparada pela dissolução da solução padrão de aminas
(100 mg/L) com ácido clorídrico 0,1 M nas concentrações de 0,1; 0,2; 1,0; 2,0; 4,0; 6,0; 8,0; 10,0;
12,0 mg/L e corrigido pelo fator de correção baseado na concentração encontrada para o padrão
41
intermediário. O coeficiente de correlação da curva padrão calculado (R2) foi ≥ 0,9982 e o limite de
quantificação do método (LOQ) é 0,1 mg/L.
3.2.2. Análise de fenólicos totais
A análise de fenólicos totais nas amostras de vinhos tintos de mesa nacionais foi realizada de
acordo com o método proposto por Singleton e Rossi (1965). Em um tubo de ensaio, adicionou-se
1 mL de vinho previamente diluído (1:100) com água purificada, 5 mL do reagente de Folin-
Ciocalteau também diluído (1:10) com água. Aguardou-se 5 minutos e adicionou-se ao tubo 4 mL
de solução aquosa de carbonato de sódio 7,5% (m/v). O tubo foi agitado em vórtex e armazenado
no escuro por 2 horas para que a reação ocorresse. Após esse tempo, a absorbância foi medida em
cubetas de quartzo de caminho ótico de 10 mm no comprimento de onda de 765 nm, utilizando
espectrofotômetro UV-Visível 1650 PC68 Shimadzu (Kioto, Japão). Para o branco, utilizou-se
1 mL de água em vez do vinho. Os tubos foram preparados em triplicata.
A quantificação foi feita por interpolação em curva de calibração com duas repetições em
cada concentração. A curva foi construída a cada dia de análise com soluções padrão de ácido
gálico em água nas concentrações de 5, 10, 15, 25, e 50 mg/L. A relação concentração x
absorbância foi submetida a regressão linear e o coeficiente de correlação calculado (R2) foi
≥ 0,9990.
3.2.3. Análise de antocianinas monoméricas totais
A análise de antocianinas monoméricas totais foi realizada pelo método do pH diferencial de
acordo com Wrolstad (1993) e Lee, Durst e Wrolstad. (2005). As amostras de vinhos foram
diluídas em tampão pH 1,00 e pH 4,50 de forma que a absorbância em pH 1,00 fosse menor que 1,0
e, preferencialmente, estivesse entre 0,4 e 0,6. A densidade ótica foi medida, em cubetas de quartzo
de caminho ótico de 10 mm, no comprimento de onda de máxima absorção (520 nm) e também em
700 nm para descontar a turbidez, utilizando espectrofotômetro UV-Visível 1650 PC68 Shimadzu
(Kioto, Japão). A mesma diluição realizada para cada amostra no pH 1,00 foi também feita no
pH 4,50. Os tubos foram preparados em triplicata.
Para o preparo da solução tampão pH 1,00 adicionou-se 100 mL de solução aquosa de acetato
de sódio 1 mol/L, 60 mL de HCl 1N (8,3 mL de HCl concentrado por 100 mL de água) e 90 mL de
água purificada. O pH do tampão foi ajustado para o valor de pH 1,00 ± 0,02 em potenciômetro
(Digimed, Brasil). No preparo do tampão pH 4,50 adicionou-se 125 mL de cloreto de potássio
0,2 N (14,9 g/L) e 385 mL de 0,2 N HCl. A solução de HCl 0,2 N foi preparada pela diluição da
solução de HCl 1 N. O pH do tampão foi ajustado para o valor de pH 4,50 ± 0,02 em
potenciômetro (Digimed, Brasil).
42
A concentração de antocianinas monoméricas totais nas amostras foi determinada de acordo
com a equação, abaixo, e os resultados foram expressos como mg equivalente de
cianidina-3-glicosídeo por litro de vinho.
Antocianinas monoméricas = A x MM x FD x 1000
ε x l
sendo: MM = 449,2 g/mol é a massa molecular para a cianidina-3-glicosídeo, FD é o fator de
diluição, ε = 26900 é o coeficiente de extinção molar para a cianidina-3-glicosídeo, 1000 é a
conversão de g para mg e A é a absorbância calculada segundo a equação, abaixo:
A = [(A520nm – A700nm)pH 1,00 – (A520nm – A700nm)pH 4,50]
3.2.4. Análise Estatística
A normalidade da distribuição dos dados de aminas bioativas, fenólicos totais e de
antocianinas monoméricas totais das 45 amostras dos vinhos de mesa suaves nacionais foi
investigada pelo teste de Ryan-Joiner, com nível de significância de 5%. Após os testes de
normalidade, a correlação de Spearman foi utilizada para avaliar a associação entre os teores das
aminas bioativas e também entre os teores de aminas bioativas e de fenólicos totais encontrados
nesses vinhos. O coeficiente de correlação de Spearman (ρ) foi calculado ao nível de significância
de 5% (KIRK, 2007). O programa estatístico Minitab® 17 (Minitab Inc.) foi utilizado para análise
dos dados.
43
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1. AMINAS BIOATIVAS EM VINHOS TINTOS DE MESA SUAVES
4.1.1. Perfil de aminas bioativas nos vinhos analisados
A prevalência de cada amina nas 45 amostras de vinhos tintos de mesa analisadas pode ser
visualizada na Figura 8. Das nove aminas bioativas pesquisadas nos vinhos tintos de mesa suaves
adquiridos no mercado consumidor de Belo Horizonte/MG, apenas cinco foram encontradas, dentre
elas tiramina, putrescina, cadaverina, histamina e espermidina. Triptamina, feniletilamina,
agmatina e serotonina não foram detectadas em nenhuma destas amostras.
TIM
PUT
CAD
HIM
EPD
0 20 40 60 80 100
93
47
100
Prevalência (%)
Am
inas
Bio
ati
vas
89
9
Figura 8 – Porcentagem dos vinhos tintos de mesa suaves nacionais que continham aminas
bioativas. Legenda: EPD: Espermidina; HIM: Histamina; CAD: Cadaverina; PUT: Putrescina; TIM: Tiramina. (Para
o cálculo da prevalência, considerou-se valores não detectados (nd) iguais a zero).
Putrescina, histamina e tiramina foram as aminas predominantes nos vinhos tintos de mesa
suaves nacionais. Putrescina esteve presente em todas as amostras enquanto histamina e tiramina
foram encontradas em 93% e 89% dos vinhos, respectivamente. Apenas 47% das amostras
continham espermidina, enquanto cadaverina ocorreu em 9% dos vinhos.
A prevalência de putrescina nas amostras analisadas neste estudo foi semelhante aos dados
relatados em trabalhos de outros autores (GLÓRIA et al., 1998; SOUZA et al., 2005; BOVER-CID
et al., 2006; ALCAÍDE-HIDALGO et al., 2007; ZHIJUN et al., 2007; AGUSTINI, 2011;
AGUSTINI et al., 2014), nos quais também esteve presente em 100% dos vinhos tintos.
A presença da poliamina espermidina e da diamina putrescina eram esperadas nas amostras
dos vinhos tintos analisados, pois, segundo Halász et al. (1994), estas aminas estão implicadas em
processos fisiológicos de plantas como a florescência, desenvolvimento dos frutos, divisão celular,
44
resposta ao estresse e senescência, sendo originárias da própria uva. A presença dessas aminas já
foi relatada nas polpas, cascas e sementes de uvas tintas das variedades V. vinifera e V. labrusca
(BAUZA, KELLY e BLAISE, 2007; DEL PRETE et al., 2009; SABAINI, 2009; FRAGA, 2010).
A ausência de espermidina em algumas amostras pode ser explicada pelo fato de que o
conteúdo de poliaminas em uvas pode variar com a cultivar, com a região, com a safra e com as
condições empregadas durante o cultivo (BAUZA, KELLY e BLAISE, 2007; DEL PRETE et al.,
2009; FRAGA, 2010). Além disso, a redução nos teores desta poliamina já foi relatada durante o
processo de vinificação (HAJÓS et al., 2000; BOVER-CID et al., 2006). Segundo Bover-Cid et al.
(2006), é possível que as leveduras utilizem espermidina do meio durante seu metabolismo na etapa
de fermentação alcoólica.
Embora a presença de cadaverina em alguns alimentos possa estar associada com a
contaminação por enterobactérias (HALÁSZ et al., 1994), de acordo com Bover-Cid et al. (2006)
esses microrganismos não são usuais contaminantes do vinho. A origem dessa amina nas amostras
dos vinhos nacionais analisados pode ser da própria uva, pois teores de 1,16 mg/kg já foram
encontrados em uvas Cabernet Sauvignon cultivadas na Espanha (BOVER-CID et al., 2006). Além
disso, também há indícios de sua formação durante o processo de vinificação. Neste último caso, a
produção de cadaverina parece ser provável durante a fermentação malolática, por meio da
descarboxilação da lisina pelas bactérias láticas, visto que Guerrini et al. (2002) mostraram que
algumas estirpes de O. oeni isoladas de vinhos foram capazes de produzir essa amina em meios de
cultura sob condições de crescimento ótimas ou de estresse.
A presença de histamina e tiramina parece estar associada com a descarboxilação dos
aminoácidos histidina e tirosina, respectivamente, principalmente por ação de bactérias láticas
durante a fermentação malolática. Putrescina, apesar de ser inerente às uvas, também pode ser
formada por atividade dessas bactérias, através da descarboxilação dos aminoácidos ornitina e
arginina (SOUFLEROS, BARRIOS e BERTRAND, 1998; SMIT, DU TOIT e DU TOIT, 2008). A
formação e o acúmulo destas aminas já foi relatada em diferentes trabalhos durante esta fase do
processo de vinificação (LANDETE et al., 2005; ALCAÍDE-HIDALGO et al., 2007; CAÑAS et al.,
2008). Além disso, pesquisas mostraram que algumas cepas de bactérias láticas isoladas do vinho
foram capazes de produzir putrescina, histamina e tiramina (GUERRINI et al., 2002; MORENO-
ARRIBAS et al., 2003; LANDETE, FERRER e PARDO, 2007).
4.1.2. Teores de aminas bioativas nos vinhos analisados
Os teores totais de aminas nas 45 amostras dos vinhos tintos de mesa suaves adquiridos no
mercado consumidor de Belo Horizonte/MG variaram de 4,96 mg/L a 52,06 mg/L (Tabela 8),
indicando que algumas amostras continham quantidades mais elevadas de aminas do que outras,
45
principalmente de histamina, putrescina e tiramina, já que os níveis de cadaverina e espermidina
foram inferiores a 1,00 mg/L nesses vinhos e em mais de 50% das amostras elas não foram
detectadas.
A concentração de espermidina variou desde valores não detectados (nd) a 0,85 mg/L nas 45
amostras dos vinhos tintos de mesa suaves analisadas neste trabalho. Vinhos finos brasileiros
apresentaram teores médios similares e inferiores a 0,89 mg/L (MOTA et al., 2009; ARAÚJO et al.,
2011). Teores de espermidina foram também relatados em vinhos tintos de mesa nacionais,
produzidos no Paraná, variando de nd – 4,1 mg/L (suaves; n=13) e nd – 4,6 mg/L (secos; n=19),
com médias equivalentes a 1,6 e 1,0 mg/L, respectivamente (AGUSTINI, LIMA e BONFIM, 2014).
Teores médios inferiores a 1,0 mg/L para esta poliamina foram também encontrados em vinhos de
países como Turquia, Espanha, Estados Unidos, Portugal, França, Argentina e Itália (BAUZA et al.,
1995; GLÓRIA et al., 1998; FERNANDES e FERREIRA, 2000; ANLI et al., 2004; BOVER-CID
et al., 2006; DÍAZ et al., 2006, MARTUSCELLI et al., 2013). Segundo Galgano, Caruso e Favati
(2009), níveis de espermidina em vinhos são geralmente baixos e raramente ultrapassam 1,0 mg/L.
A amina cadaverina foi analisada pela primeira vez em vinhos tintos de mesa nacionais de
variedades de uvas americanas e híbridas. Os teores desta amina variaram de nd – 0,71 mg/L nas
amostras de vinhos tintos suaves. Pequenas quantidades desta amina também foram relatadas em
vinhos finos nacionais (nd – 1,55 mg/L) da variedade Syrah (MOTA et al., 2009), assim como em
muitos vinhos estrangeiros, com teores médios inferiores a 0,50 mg/L (BAUZA et al., 1995;
GLÓRIA et al., 1998; FERNANDES e FERREIRA, 2000; BOVER-CID et al., 2006; DÍAZ et al.,
2006; HERNADEZ-BORGES et al., 2007; PROESTOS, LOUKATOS e KOMAITIS, 2008). Em
contrapartida, valores superiores aos encontrados neste trabalho foram reportados em vinhos
chineses (nd – 13,0 mg/L) (ZHIJUN et al., 2007) e em vinhos turcos (nd – 4,00 mg/L) (ANLI et al.,
2004).
Os teores de putrescina nas amostras dos vinhos tintos de mesa suaves variaram entre 1,12 a
16,92 mg/L. Um lote da marca D apresentou o maior teor dessa amina (16,92 mg/L), enquanto a
menor concentração (1,12 mg/L) foi encontrada em um lote da marca E. O valor médio de
putrescina (6,93 mg/L) encontrado nas 45 amostras analisadas neste estudo foi similar ao relatado
por Agustini, Lima e Bonfim (2014) para os vinhos tintos de mesa suaves (6,4 mg/L), entretanto foi
inferior à média encontrada desta amina nos vinhos secos (9,5 mg/L). O conteúdo de putrescina
também foi relatado em vinhos tintos finos nacionais (SOUZA et al., 2005; MOTA et al., 2009;
ARAÚJO et al., 2011), mas com teores médios (< 4,33 mg/L) inferiores aos encontrados para os
vinhos de mesa analisados neste trabalho. Os teores médios encontrados desta amina em vinhos
tintos de mesa nacionais têm sido superiores aos relatados em vinhos finos brasileiros.
46
Tabela 8 – Teores de aminas bioativas nas 15 marcas dos vinhos tintos de mesa suaves nacionais
Marca Aminas bioativas (mg/L)
Tiramina Putrescina Cadaverina Histamina Espermidina Teor total
A Média ± DP
Mín – Máx
CV(%)
2,94 ± 4,19
0,12 – 7,75
142,5
7,91 ± 3,40
4,92 – 11,60
43,0
nd
1,84 ± 2,38
nd – 4,53
129,5
nd
12,69 ± 7,27
5,03 – 19,49
57,3
B Média ± DP
Mín – Máx
CV(%)
9,45 ± 1,67
7,53 – 10,56
17,7
10,20 ± 2,20
7,78 – 12,07
21,6
0,13 ± 0,22
nd – 0,38
173,2
6,93 ± 0,76
6,12 – 7,63
11,0
nd
26,71 ± 1,78
25,68 – 28,75
6,7
C Média ± DP
Mín – Máx
CV(%)
2,73 ± 0,34
2,36 – 3,03
12,5
6,10 ± 3,99
3,60 – 10,70
65,5
nd
4,43 ± 3,76
2,11 – 8,77
84,9
0,25 ± 0,09
0,19 – 0,36
38,2
13,51 ± 7,54
8,70 – 22,2
55,8
D Média ± DP
Mín – Máx
CV(%)
12,10 ± 8,23
2,64 – 17,56
68,0
11,80 ± 7,61
3,04 – 16,92
64,6
0,43 ± 0,38
nd – 0,71
87,7
5,66 ± 3,92
1,15 – 8,23
69,2
0,21 ± 0,19
nd – 0,38
93,0
30,20 ± 20,30
6,82 – 43,79
67,3
E Média ± DP
Mín – Máx
CV(%)
0,93 ± 0,25
0,67 – 1,15
26,1
1,46 ± 0,58
1,12 – 2,13
39,5
nd
7,56 ± 0,68
6,78 – 7,98
8,9
0,04 ± 0,06
<0,1 – 0,12
173,2
9,99 ± 0,29
9,69 – 10,28
3,0
F Média ± DP
Mín – Máx
CV(%)
4,38 ± 2,69
1,99 – 7,29
61,4
6,87 ± 2,82
4,80 – 10,1
41,1
nd
4,99 ± 1,72
3,34 – 6,78
34,5
0,05 ± 0,09
nd – 0,15
173,2
16,29 ± 5,17
12,93 – 22,24
31,7
G Média ± DP
Mín – Máx
CV(%)
2,95 ± 0,89
2,42 – 3,98
30,1
8,33 ± 0,41
8,06 – 8,80
4,9
nd
5,67 ± 0,83
4,71 – 6,18
14,6
0,25 ± 0,22
nd – 0,39
86,7
17,20 ± 0,30
16,99 – 17,48
1,5
H Média ± DP
Mín – Máx
CV(%)
3,26 ± 0,34
2,97 – 3,63
10,4
4,25 ± 0,70
3,77 – 5,06
16,5
nd
2,46 ± 0,43
2,11 – 2,94
17,5
0,05 ± 0,07
nd – 0,14
173,2
10,02 ± 1,44
8,85 – 11,63
14,2 nd: não detectado; DP: Desvio Padrão; CV: Coeficiente de Variação; <0,1: Menor que o limite de quantificação do método (LOQ); (Média e DP
calculados considerando valores inferiores ao limite de quantificação do método (<0,1 mg/L) e não detectados (nd) iguais a zero).
47
Tabela 8 – Teores de aminas bioativas nas 15 marcas dos vinhos tintos de mesa suaves nacionais (Continuação...)
Marca Aminas bioativas (mg/L)
Tiramina Putrescina Cadaverina Histamina Espermidina Teor total
I Média ± DP
Mín – Máx
CV(%)
17,32 ± 5,54
14,08 – 23,71
32,0
12,05 ± 3,32
10,1 – 15,9
27,5
0,05 ± 0,08
nd – 0,14
173,2
8,66 ± 2,44
7,24 – 11,48
28,2
0,32 ± 0,47
<0,1 – 0,85
146,7
38,37 ± 11,80
31,49 – 52,06
30,8
J Média ± DP
Mín – Máx
CV(%)
0,38 ± 0,67
nd – 1,15
173,2
1,98 ± 0,42
1,72 – 2,46
21,2
nd
5,09 ± 0,81
4,16 – 5,64
15,9
0,05 ± 0,08
nd – 0,15
173,2
7,50 ± 0,23
7,36 – 7,77
3,1
K Média ± DP
Mín – Máx
CV(%)
3,88 ± 1,68
2,70 – 5,80
43,2
3,96 ± 0,46
3,60 – 4,47
11,5
nd
11,00 ± 3,97
6,64 – 14,38
36,0
nd
18,84 ± 3,00
16,04 – 21,99
15,9
L Média ± DP
Mín – Máx
CV(%)
1,19 ± 0,73
0,74 – 2,03
61,2
10,40 ± 1,82
8,58 – 12,22
17,5
nd
1,12 ± 0,23
0,91 – 1,36
20,1
nd
12,71 ± 1,40
11,71 – 14,32
10,9
M Média ± DP
Mín – Máx
CV(%)
3,34 ± 0,66
2,61 – 3,89
19,7
8,07 ± 1,26
6,78 – 9,30
15,6
nd
1,99 ± 0,38
1,56 – 2,27
19,0
nd
13,40 ± 1,70
11,65 – 14,94
12,3
N Média ± DP
Mín – Máx
CV(%)
nd
4,60 ± 0,03
4,56 – 4,62
0,7
nd
2,08 ± 3,60
nd – 6,24
173,2
0,36 ± 0,02
0,34 – 0,37
4,3
7,04 ± 3,60
4,96 – 11,16
51,3
O Média ± DP
Mín – Máx
CV(%)
7,45 ± 1,86
5,54 – 9,26
25,0
6,00 ± 2,14
4,40 – 8,43
35,6
nd
5,91 ± 2,76
4,09 – 9,09
46,8
0,04 ± 0,07
nd – 0,12
173,2
19,40 ± 6,70
14,03 – 26,90
34,5
Média(*)
(na=45) 4,82 6,93 0,04 5,03 0,11 16,94
Mediana(*)
2,97 5,73 0,00 4,87 0,00 13,72
(Mín – Máx)(*)
nd – 23,71 1,12 – 16,92 nd – 0,71 nd – 14,38 nd – 0,85 4,96 – 52,06 nd: não detectado; DP: Desvio Padrão; CV: Coeficiente de Variação;
(*):Dados baseados no total de amostras; na: número total de amostras;
<0,1: Menor que o limite de quantificação do método (LOQ); (Média, Mediana e DP calculados considerando valores inferiores ao limite de
quantificação do método (<0,1 mg/L) e não detectados (nd) iguais a zero).
48
Valores de putrescina similares aos encontrados neste estudo foram mencionados em vinhos
tintos de outros países, variando de 0,94 a 15,6 mg/L (ANLI et al., 2004); 0,61 a 14,21 mg/L (DÍAZ
et al., 2006) e 0,30 a 13,06 mg/L (ZHIJUN et al., 2007). Diferenças nos teores dessa amina entre as
45 amostras de vinhos tintos de mesa suaves foram observadas e podem ser explicadas pelo fato de
que putrescina é inerente às uvas e seu conteúdo na fruta pode variar de acordo com o cultivar, com
a região, com a safra e com as condições de cultivo empregadas (BAUZA, KELLY e BLAISE,
2007; DEL PRETE et al., 2009; FRAGA, 2010) e, além disso, o processo de vinificação também
pode afetar os teores de putrescina no vinho (ALCAÍDE-HIDALGO et al., 2007; CAÑAS et al.,
2008).
Trabalhos mostraram que os teores de putrescina variaram com o tempo utilizado na etapa de
maceração e com a fermentação malolática empregada de forma espontânea. Martín-Álvarez et al.
(2006) relataram que o conteúdo médio de putrescina em vinhos tintos (n = 123) com tempo de
maceração inferior a 10 dias foi igual a 3,32 mg/L, enquanto, nos vinhos (n = 101) cujo tempo de
maceração foi superior a 10 dias, o teor médio desta amina foi 11,07 mg/L. Cañas et al. (2008)
verificaram que o conteúdo de putrescina em vinhos tintos espanhóis praticamente dobrou após o
final da fermentação malolática, que ocorreu de forma espontânea. Os autores deste último trabalho
relataram que o teor médio desta amina antes da fermentação malolática foi 4,12 mg/L, com valor
máximo equivalente a 5,79 mg/L e, após esta etapa, a concentração média foi 8,52 mg/L e o valor
máximo encontrado foi igual a 23,5 mg/L.
Cinco marcas de vinhos (A, C, D, F, O e E) apresentaram grande variação no conteúdo de
putrescina, cujos teores aumentaram quase ou mais que duas vezes comparando os valores mínimos
e máximos encontrados nos lotes de cada uma delas. Isso pode ser confirmado pelos coeficientes
de variação (35,6 – 65,5%) calculado em função dos três (3) lotes de cada marca. Esses resultados
indicam falta de padronização do produto e mostram que é possível produzir estes vinhos com
concentração mais baixas de putrescina, uma vez que isso ocorreu em pelo menos algum dos lotes
de cada uma dessas marcas. Apesar de não haver dados sobre o limiar de percepção da putrescina
em vinhos, García-Villar, Hernández-Cassou e Saurina (2007) relataram que esta amina pode
refletir negativamente nas propriedades sensoriais da bebida e acrescentar a ela um aroma pútrido.
Além disso, embora putrescina não apresente efeitos adversos para o homem, sua presença pode
potencializar o efeito tóxico das aminas histamina e tiramina (LARQUÉ, SABATER-MOLINA e
ZAMORA, 2007).
Os teores de histamina encontrados nas 45 amostras dos vinhos tintos de mesa suaves
variaram de não detectado a 14,38 mg/L, com média equivalente a 5,03 mg/L. O maior teor foi
encontrado em um dos vinhos da marca K. Em dois lotes da marca N e em um lote da marca A esta
amina não foi detectada. Concentrações de histamina em vinhos entre 8 e 20 mg/L têm sido
49
sugeridas como tóxicas e, possivelmente, podem provocar efeitos adversos ao homem
(GALGANO, CARUSO e FAVATI, 2009; KOSMERL, SUCUR e PROSEN, 2013),
principalmente a indivíduos mais sensíveis. Teores acima da dose tóxica (8 mg/L) foram
encontrados e relatados em vinhos de mesa nacionais, entretanto, muitos destes também
apresentaram níveis tão baixos quanto aos encontrados em vinhos finos brasileiros.
Teores de histamina inferiores aos encontrados neste trabalho foram relatados na literatura em
vinhos de mesa e finos nacionais. Agustini, Lima e Bonfim (2014) encontraram teores médios
desta amina nos vinhos tintos de mesa suaves e secos, produzidos no estado do Paraná, iguais a 2,4
e 3,5 mg/L, respectivamente, e as faixas de concentração variaram de 0,8 – 4,0 mg/L (suaves; n=13)
e nd – 11,8 mg/L (secos; n=19). Souza et al. (2005) encontraram teores médios de histamina
inferiores a 1,73 mg/L nas 30 amostras comerciais dos vinhos finos Cabernet Franc, Cabernet
Sauvignon e Merlot produzidos em Bento Gonçalvez, no estado do Rio Grande do Sul. No trabalho
de Mota et al. (2009) as concentrações dessa amina em vinhos finos Syrah foram inferiores a
0,09 mg/L nas duas colheitas da safra de 2006, entretanto, em uma colheita da safra de 2005, o teor
encontrado desta amina foi 6,46 mg/L.
Em muitos países, os teores médios de histamina não ultrapassaram 5 mg/L (BAUZA et al.,
1995; ANLI et al., 2004; BOVER-CID et al., 2006; HERNÁNDEZ-BORGES et al., 2007;
PROESTOS, LOUKATOS e KOMAITIS, 2008), entretanto, em vinhos chineses os teores desta
amina variaram de não detectado a 9,64 mg/L (ZHIJUN et al., 2007). Não há limite legal de
histamina em vinhos, entretanto, alguns países europeus estabeleceram recomendações sobre os
níveis tolerados e os teores máximos aceitos variam de 2 a 10 mg/L (GALGANO, CARUSO e
FAVATI, 2009; KOSMERL, SUCUR e PROSEN, 2013).
Dentre as 45 amostras dos vinhos de mesa suaves analisadas, seis delas (13,3%) estavam
acima da dose considerada como tóxica (8 mg/L) para a histamina. Esses dados podem ser
observados na Figura 9. Dentre essas, dois lotes da marca K e um lote das marcas C, D, I e O
apresentaram teores considerados inadequados ao consumo (> 8 mg/L). Além disso, a presença das
aminas cadaverina, putrescina e espermidina, também encontradas nas amostras dos vinhos tintos
de mesa suaves, poderiam potencializar os efeitos adversos da histamina (TENBRINK et al., 1990;
HALÁSZ et al. 1994; LARQUÉ, SABATER-MOLINA e ZAMORA, 2007; GALGANO,
CARUSO e FAVATI, 2009). Como não há informações exatas da dose tóxica de histamina
referente a indivíduos normais ou aos mais sensíveis, como aqueles em tratamento com drogas
inibidoras das monoaminoxidases, o consumo dos vinhos de mesa nacionais deveria ser realizado
com cautela por pessoas que utilizam estes tipos de medicamentos.
No geral, os teores de histamina estavam relativamente elevados nos vinhos tintos de mesa
suaves em estudo. Quase metade das amostras analisadas (48,8%) continham teores de histamina
50
superiores a 5 mg/L. Estas amostras seriam rejeitadas em países como Alemanha, Holanda e
Finlandia, cujos limites tolerados para essa amina em vinhos são 2, 3 e 5 mg/L, respectivamente
(GALGANO, CARUSO e FAVATI, 2009; KOSMERL, SUCUR e PROSEN, 2013).
Nos vinhos das marcas C, D, K e O os teores de histamina estavam acima da dose
considerada tóxica (8 mg/L) em pelo menos um dos lotes. O coeficiente de variação, calculado
sobre os três (3) lotes de cada uma dessas marcas, foi elevado e os seus valores variaram de 36,0% a
84,9%. Em um dos lotes da marca I, o teor de histamina também estava acima de 8 mg/L, e nas
amostras das marcas B e E os teores desta amina estavam muito próximos do considerado como
tóxico. Entretanto, o conteúdo de histamina entre os lotes dessas 3 marcas (I, B e E) foi
homogêneo, confirmado pelos coeficientes de variação inferiores a 28,2%. Já nas amostras das
marcas A, F e N o conteúdo dessa amina foi inferior a 6,78 mg/L, mas os teores aumentaram mais
que duas vezes comparando os valores mínimos e máximos encontrados nos lotes de cada uma
delas, cujos valores dos coeficientes de variação foram 129,5% (marca A), 34,5% (marca F) e
173,2% (marca N). Analisando estes dados, os teores de histamina precisariam ser controlados ou
reduzidos nesses vinhos, em alguns deles porque os teores estavam acima da dose considerada
tóxica para o consumo (8 mg/L), ou com concentrações muito próximas desse limite, e em outros
porque o coeficiente de variação foi elevado, indicando falta de padronização do produto.
2
4
6
8
10
12
14
Te
ore
s d
e h
ista
min
a (
mg
/L)
Amostras
HISTAMINA
Dose
ToxicaA B C D E F G H I J K L M N O
Figura 9 – Teores de histamina nas 45 amostras de vinhos tintos de mesa suaves nacionais. Legenda: Dose tóxica de 8 mg/L segundo Galgano, Caruso e Favati (2009) e Kosmerl, Sucur e Prosen (2013).
A concentração de tiramina nas 45 amostras dos vinhos tintos de mesa suaves variou de
nd – 23,71 mg/L, com média equivalente a 4,82 mg/L. Em todos os lotes da marca N e em dois
lotes da marca J essa amina não foi detectada. Teores de tiramina em vinhos entre 25 a 40 mg/L
51
são considerados tóxicos ao homem e níveis acima de 10 mg/L são sugeridos como inseguros para
pessoas em tratamentos com fármacos inibidores das monoaminoxidases (GALGANO, CARUSO e
FAVATI, 2009; KOSMERL, SUCUR e PROSEN, 2013).
Teores médios de tiramina inferiores aos apresentados neste trabalho foram relatados na
literatura em vinhos de mesa e finos nacionais. Os teores médios desta amina relatados por
Agustini, Lima e Bonfim (2014) nos vinhos tintos de mesa secos e suaves, produzidos no estado do
Paraná, foram equivalentes a 2,5 e 2,1 mg/L, respectivamente, e variaram de nd – 10,4 mg/L.
Vinhos finos brasileiros (SOUZA et al., 2005; MOTA et al., 2009) apresentaram teores médios de
tiramina inferiores a 1,33 mg/L, assim como muitos vinhos tintos de outros países (GLÓRIA et al.,
1998; FERNANDES e FERREIRA, 2000; ANLI et al., 2004; PROESTOS, LOUKATOS e
KOMAITIS, 2008).
Observando o limite tóxico de 10 mg/L para tiramina em vinhos, sete das 45 amostras dos
vinhos tintos de mesa suaves analisadas neste trabalho seriam consideradas inseguras para o
consumo por pessoas em tratamento com fármacos inibidores das monoaminoxidases, o que
representa 15,6% dos vinhos. Entre esses, estão dois lotes da marca B, dois lotes da marca D e
todos os lotes da marca I (Figura 10). Esses indivíduos poderiam apresentar sintomas comuns
como aumento da pressão arterial e crises hipertensivas, elevação da frequência cardíaca, dores de
cabeça, vômitos e também enxaqueca (GLÓRIA, 2005; EFSA, 2011).
5
10
15
20
25
Amostras
Teo
res d
e t
ira
min
a (
mg
/L)
A B C D E F G H I J K L M N O
TIRAMINA
Dose
Toxica
Figura 10 – Teores de tiramina nas 45 amostras de vinhos tintos de mesa suaves nacionais. Legenda: Dose tóxica de 10 mg/L para indivíduos em uso de medicamentos inibidores de monoaminaoxidases,
segundo Galgano, Caruso e Favati (2009).
52
Nenhum dos vinhos analisados continha teores de tiramina acima de 25 mg/L, entretanto, as
aminas cadaverina, putrescina e espermidina também encontradas nas amostras dos vinhos tintos de
mesa suaves em estudo poderiam potencializar os efeitos da tiramina (TENBRINK et al., 1990;
HALÁSZ et al. 1994; LARQUÉ, SABATER-MOLINA e ZAMORA, 2007; GALGANO,
CARUSO e FAVATI, 2009) e seria recomendado que pessoas com predisposição para enxaqueca
tenham cautela ao consumir esses vinhos.
A concentração de tiramina estava acima de 10 mg/L em pelo menos dois lotes das marcas D,
B e I. O coeficiente de variação, calculado sobre os três lotes de cada marca, foi elevado para a
marca D (CV= 68,0%), entretanto, esteve abaixo de 32,0% nas marcas I e B. O teor desta amina
em uma das amostras da marca O esteve bem próximo de 10 mg/L e CV = 25,0%. Apesar dos
níveis de tiramina (< 7,75 mg/L) nos lotes das marcas A, F, J, K e L estarem abaixo do teor
considerado tóxico para indivíduos que utilizam drogas inibidoras das monoaminoxidases, os níveis
dessa amina aumentaram mais que duas vezes nas marcas F, J, K e L. O aumento foi bem
acentuado na marca A cujos teores variaram de 0,12 a 7,75 mg/L. Isso pode ser confirmado pelos
valores dos coeficientes de variação equivalentes a 142,5% (marca A), 61,4% (marca F), 173,2%
(marca J), 43,2% (marca K) e 61,2% (marca L). Analisando estes dados, os teores de tiramina
precisariam ser controlados ou reduzidos nesses vinhos, em alguns deles porque a concentração de
tiramina estava acima ou bem próxima da dose tóxica de 10 mg/L, ou porque o valor do coeficiente
de variação foi elevado entre os lotes de mesma marca, indicando falta de padronização do produto.
Existem evidências de que a fermentação malolática, conduzida de forma espontânea, é
responsável pela produção e aumento significativo das aminas biogênicas nos vinhos tintos,
principalmente de histamina, tiramina e putrescina. Então, teores mais elevados dessas aminas em
algumas amostras dos vinhos tintos de mesa suaves poderiam ser resultado do desenvolvimento da
etapa de fermentação malolática em condições que permitiram o crescimento de bactérias láticas
com atividade descarboxilase para os seus aminoácidos precursores (SOUFLEROS, BARRIOS e
BERTRAND, 1998; CAÑAS et al., 2008). Isto poderia ser evitado ou minimizado ao utilizar
culturas selecionadas de bactérias láticas sem potencial para a produção dessas aminas.
O uso de culturas “starter” poderia favorecer a seleção de cepas que conduziriam essa etapa,
inibindo bactérias láticas selvagens já existentes no mosto (originárias das uvas e equipamentos),
possibilitando um maior controle do início e do fim da fermentação, assim como dos produtos
gerados (SMIT, DU TOIT e DU TOIT, 2008; COSTANTINI, GARCIA-MORUNO e MORENO-
ARRIBAS, 2009). Isso foi apresentado por Martin-Álvarez et al. (2006), no qual níveis de
histamina e tiramina nos vinhos tintos foram significativamente reduzidos quando o mosto foi
inoculado com culturas “starter” de bactérias láticas comerciais, em comparação à fermentação
malolática espontânea, sem o devido controle.
53
Entretanto, no Brasil, a maioria das vinícolas ainda conduzem a fermentação malolática de
forma espontânea. O elevado custo dessas culturas comerciais, de fabricação estrangeira, e a
dificuldade de adaptação desses microrganismos aos vinhos brasileiros tornam difíceis sua
utilização. Nesse contexto, estudos para o desenvolvimento de culturas iniciadoras de bactérias
láticas no país são necessários, a fim de tornar viável a sua aplicação e auxiliar na melhoria da
qualidade dos vinhos (BINATI, 2015).
Diversos autores também relataram que a produção de aminas biogências pode estar
relacionada à contaminação por microrganismos que não estão diretamente envolvidos nas etapas
de fermentação, devido a falhas nas condições higiênico-sanitárias durante a produção do vinho
(MORENO-ARRIBAS et al., 2003; GLÓRIA, 2005, HERBERT et al., 2005; SOUZA et al., 2005).
Recomenda-se que as uvas selecionadas para a vinificação estejam sempre sadias e em condições
higiênico-sanitárias adequadas; que haja um controle no emprego de SO2, principalmente
previamente ao engarrafamento; e também cuidados com a higiene ao longo de toda a elaboração
do vinho, a fim de evitar que microrganismos contaminantes e indesejáveis sejam introduzidos no
mosto, permaneçam viáveis e sejam capazes de produzir aminas biogênicas, como também outras
substâncias que possam comprometer a qualidade da bebida.
4.1.3. Contribuição individual das aminas bioativas ao teor total nos vinhos
Histamina, tiramina e putrescina, além de serem as mais prevalentes nos vinhos tintos de
mesa nacionais analisados, também foram as que mais contribuíram para o teor total de aminas nas
45 amostras, enquanto cadaverina e espermidina contribuíram com menos de 1% cada. Esses
resultados podem ser vistos na Figura 11.
Putrescina é considerada a amina bioativa mais abundante nos vinhos (SMIT, DU TOIT e DU
TOIT, 2008). Similar aos resultados apresentados neste estudo, putrescina também foi a amina que
mais contribuiu para o teor total dos vinhos tintos de mesa secos e suaves produzidos no Paraná,
Brasil, relatados no trabalho de Agustini, Lima e Bonfim (2014) e também na maioria das amostras
de vinhos finos nacionais Cabernet Sauvignon, Cabernet Franc e Merlot apresentados por Souza et
al. (2005).
Diversas pesquisas com vinhos tintos de outros países mostraram que putrescina esteve
geralmente presente em maior teor nesta bebida, quando comparada às outras aminas (ROMERO et
al., 2002; LANDETE et al.; 2005; BOVER-CID et al., 2006; ALCAÍDE-HIDALGO et al., 2007;
MARTUSCELLI et al., 2013) e, portanto, foi a amina que mais contribuiu para o teor total de
aminas bioativas nesses vinhos.
Histamina e tiramina, juntas, contribuíram com mais de 50% do teor total de aminas bioativas
nas 45 amostras de vinhos tintos de mesa suaves analisados neste trabalho. A soma das
54
contribuições dessas duas aminas nos vinhos tintos de mesa nacionais, secos e suaves, avaliados
por Agustini, Lima e Bonfim (2014) não ultrapassou 36%, embora elas também foram a segunda e
terceira amina, respectivamente, com maior contribuição para o teor total. No trabalho de Souza et
al. (2005) histamina e tiramina, juntas, contribuíram de 15,2% a 51,5% para o teor total de aminas
em cada marca dos vinhos finos nacionais Cabernet Sauvignon, Cabernet Franc e Merlot,
entretanto, em muitas dessas amostras, outras aminas como feniletilamina e serotonina contribuíram
mais para o teor total do que histamina e tiramina.
TIM
PUT
CAD
HIM
EPD
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50
% Contribuiçao
Am
inas B
ioati
vas
28,5
41,0
0,24
29,7
0,62
Figura11 – Percentual de contribuição de cada amina ao teor total das 45 amostras de vinhos tintos
de mesa suaves nacionais. (Para o cálculo do percentual de contribuição considerou-se teores de aminas abaixo do
LOQ (<0,1 mg/L) e não detectados (nd) iguais a zero).
Histamina e tiramina também foram as que mais contribuíram, depois da putrescina, para o
teor total de aminas nos vinhos tintos espanhóis analisados nos trabalhos de Bover-Cid et al. (2006)
e Landete et al. (2005), embora esse perfil tenha sido diferente em outros estudos com vinhos tintos
internacionais (ANLI et al., 2004; HERNÁNDEZ-BORGES et al., 2007).
Observando também a Figura 12, que ilustra o perfil de contribuição individual das aminas
para o teor total em cada lote, as contribuições de putrescina nos lotes variaram de 11,1 a 97,6%, a
de tiramina esteve entre 0,0 e 45,6% e a de histamina entre 0,0 e 79,1%. Espermidina e cadaverina
também não contribuíram muito para o teor total de aminas em cada lote e seus percentuais de
contribuição variaram, respectivamente, entre 0,0 a 7,4% e 0,0 a 1,6%. O perfil de contribuição das
aminas não variou muito entre os lotes das marcas B, D, E, G, H, I, M e O, entretanto, nas marcas
A, C, F, J, K, L e N o perfil entre os lotes foi diferente para uma ou mais aminas, principalmente de
histamina, tiramina e putrescina.
55
39,8
7,0
2,4
37,0
85,7
97,6
23,2
7,3
0% 20% 40% 60% 80% 100%
A1
A2
A3
29,3
36,7
40,0
46,9
37,5
30,3
1,3
23,8
24,4
29,7
0% 20% 40% 60% 80% 100%
B1
B2
B3
10,6
31,5
32,2
48,2
41,4
41,4
39,5
25,0
24,2
1,6
2,0
2,2
0% 20% 40% 60% 80% 100%
C1
C2
C3
40,4
40,1
38,6
38,5
38,6
44,5
1,5
1,6
19,0
18,8
16,9
0,6
0,9
0% 20% 40% 60% 80% 100%
D1
D2
D3
9,7
11,2
6,9
11,2
11,1
22,0
79,1
77,7
69,9 1,2
0% 20% 40% 60% 80% 100%
E1
E2
E3
32,8
14,5
29,8
45,3
35,0
44,3
21,9
49,4
25,8
1,1
0% 20% 40% 60% 80% 100%
F1
F2
F3
14,5
14,1
22,8
47,4
47,5
50,3
35,9
36,1
26,9
2,2
2,3
0% 20% 40% 60% 80% 100%
G1
G2
G3
33,0
31,2
33,6
41,1
43,5
42,6
24,3
25,3
23,9
1,5
0% 20% 40% 60% 80% 100%
H1
H2
H3
Legenda: Tiramina; Putrescina; Cadaverina; Histamina; Espermidina .
Figura 12 – Percentual de contribuição individual das aminas para o teor total nos lotes de cada
marca dos vinhos tintos de mesa suaves nacionais. (Para o cálculo do percentual de contribuição considerou-
se teores de aminas abaixo do LOQ (<0,1 mg/L) e não detectados (nd) iguais a zero).
56
45,6
44,9
44,7
30,5
32,1
32,2
22,0
23,0
23,1
1,6
0,0 50,0 100,0
I1
I2
I3
14,9
23,8
31,6
23,4
74,2
53,5
76,6
2,0
0% 20% 40% 60% 80% 100%
J1
J2
J3
14,3
36,2
14,5
20,3
22,4
20,5
65,4
41,4
64,9
0% 20% 40% 60% 80% 100%
K1
K2
K3
5,2
17,4
6,6
85,4
73,2
85,9
9,5
9,4
7,5
0% 20% 40% 60% 80% 100%
L1
L2
L3
22,4
23,4
28,6
58,1
62,2
59,9
19,4
14,3
11,5
0% 20% 40% 60% 80% 100%
M1
M2
M3
40,8
93,2
92,6
55,9 3,2
6,8
7,4
0,0 50,0 100,0
N1
N2
N3
39,5
43,7
34,4
31,3
30,0
31,3
29,2
26,3
33,8 0,5
0% 20% 40% 60% 80% 100%
O1
O2
O3
Legenda: Tiramina; Putrescina; Cadaverina; Histamina; Espermidina .
Figura 12 – Percentual de contribuição individual das aminas para o teor total nos lotes de cada
marca dos vinhos tintos de mesa suaves nacionais. (Continuação...) (Para o cálculo do percentual de
contribuição considerou-se teores de aminas abaixo do LOQ (<0,1 mg/L) e não detectados (nd) iguais a zero).
Na marca A, histamina não esteve presente no lote A3, embora no lote A1 seu teor passou a
contribuir com 23,2% do conteúdo total de aminas nessa amostra. O mesmo pode ser verificado
para a tiramina, cuja concentração pouco contribuiu para o teor total nos lotes A3 e A2, embora no
lote A1 o percentual de contribuição foi de quase 40%. O mesmo ocorreu na marca J, no qual os
57
lotes J3 e J1 não continham tiramina e no lote J2, o teor desta amina passou a contribuir com 14,9%
do total, enquanto na marca N os lotes N2 e N3 não continham histamina, entretanto, na amostra N1
a concentração desta amina contribuiu com 55,9% para o teor total.
Na marca C, a contribuição de putrescina não mudou muito entre os lotes, mas a contribuição
de tiramina praticamente triplicou nas amostras C2 e C3 em comparação com C1. Nos lotes C2 e
C3 tiramina foi a segunda amina que mais contribuiu para o teor total, entretanto, no lote C1 foi
histamina que ocupou esta posição. Essas discrepâncias nos teores de aminas entre os lotes de
mesma marca evidenciam falta de padronização do produto.
4.2. COMPOSTOS FENÓLICOS EM VINHOS TINTOS DE MESA SUAVES
4.2.1. Teores de fenólicos totais e antocianinas monoméricas nos vinhos analisados
Os resultados dos teores de fenólicos totais e antocianinas monoméricas totais nos vinhos
tintos de mesa suaves adquiridos no mercado consumidor de Belo Horizonte/MG estão na
Tabela 9. Os teores de fenólicos totais encontrados nas 45 amostras estiveram entre 1070 e
2105 mg equivalente em ácido gálico (mg EAG) por litro de vinho, com média igual a
1580 mg EAG/L. Concentrações de fenólicos totais similares às deste estudo foram encontradas em
vinhos tintos de mesa, do estado do Paraná, elaborados com a uva Bordô, cujos teores variaram de
2115 a 2159 mg EAG/L (LIMA et al., 2011). Lins e Sartori (2014) também relataram valores de
fenólicos totais entre 1015 a 1266 mg EAG/L em vinhos tintos de mesa produzidos com a cultivar
Isabel e em vinhos de corte produzidos com as uvas Isabel, Courdez e Jaquez. Entretanto, vinhos
de mesa provenientes de uvas BRS Violeta, relatados por Vanzela et al. (2013), apresentaram
valores superiores (2784 a 4266 mg EAG/L) aos encontrados neste estudo.
Vinhos finos nacionais das variedades Pinot Noir, Malbec, Syrah, Cabernet Sauvignon e
Merlot relatados no trabalho de Granato, Katayama e Castro (2010) também apresentaram teores de
fenólicos totais (1153 a 1959 mg EAG/L) similares aos encontrados neste trabalho. Entretanto,
valores superiores foram relatados por Lucena et al. (2010) e Gris et al. (2013) nos vinhos finos da
região do Vale do São Francisco e do estado de Santa Catarina, cujos teores variaram de 3200 a
5900 mg EAG/L e 2288 a 2814 mg EAG/L, respectivamente. Esses dados mostram que tanto os
vinhos finos quanto os de mesa podem ter alto conteúdo de polifenóis e a variação depende da
cultivar empregada, mas também parece ter grande influência da região de cultivo e safra (ABE et
al., 2007; OLIVEIRA, SOUZA E MAMEDE, 2011; VANZELA et al., 2013). Diferenças no
processo de vinificação, como a duração da etapa de maceração são condições que também
influenciam o conteúdo de polifenóis totais dos vinhos (DAUDT e FOGAÇA, 2013).
58
Tabela 9 – Teores de fenólicos totais e antocianinas monoméricas totais nas 15 marcas de vinhos
tintos de mesa suaves nacionais
Marca Fenólicos Totais (mg EAG/L)(a)
Antocianinas (mg/L)(b)
A Média ± DP
Mín. – Máx
CV (%)
1415,9 ± 64,2
1368,0 – 1488,9
4,5
88,2 ± 20,8
70,8 – 111,3
23,6
B Média ± DP
Mín. – Máx
CV (%)
1860,9 ± 25,3
1832,0 – 1879,4
1,4
125,7 ± 23,3
99,5 – 144,5
18,6
C Média ± DP
Mín. – Máx
CV (%)
1658,0 ± 199,0
1538,0 – 1888
12,0
203,7 ± 7,6
195,2 – 209,6
3,7
D Média ± DP
Mín. – Máx
CV (%)
1870,2 ± 138,4
1711,1 – 1962,8
7,4
195,5 ± 6,9
191,1 – 204,8
3,5
E Média ± DP
Mín. – Máx
CV (%)
1753,6 ± 29,0
1720,9 – 1776,5
1,7
150,2 ± 69,4
70,2 – 194,6
46,2
F Média ± DP
Mín. – Máx
CV (%)
1513,9 ± 58,9
1446,4 – 1554,3
3,9
143,9 ± 15,3
134,2 – 161,6
10,6
G Média ± DP
Mín. – Máx
CV (%)
1213,7 ± 124,2
1070,3 – 1285,5
10,2
161,1 ± 45,9
133,5 – 214,1
28,5
H Média ± DP
Mín. – Máx
CV (%)
1576,0 ± 12,4
1567,3 – 1590,2
0,8
236,2 ± 11,2
223,7 – 245,0
4,7
I Média ± DP
Mín. – Máx
CV (%)
1506,8 ± 112,4
1377,3 – 1579,2
7,5
211,6 ± 13,6
201,1 – 226,9
6,4
J Média ± DP
Mín. – Máx
CV (%)
1967,0 ± 197,0
1742,0 – 2105,0
10,0
282,1 ± 109,7
156,8 – 361,0
38,9
K Média ± DP
Mín. – Máx
CV (%)
1427,3 ± 24,7
1404,9 – 1453,8
1,7
64,1 ± 24,8
37,1 – 85,8
38,7
L Média ± DP
Mín. – Máx
CV (%)
1379,4 ± 65,3
1331,5 – 1453,8
4,7
111,4 ± 4,3
106,5 – 114,2
3,8
M Média ± DP
Mín. – Máx
CV (%)
1468,1 ± 33,8
1432,4 – 1499,7
2,3
275,2 ± 5,6
269,3 – 280,5
2,0
N Média ± DP
Mín. – Máx
CV (%)
1854,9 ± 163,4
1669,3 – 1976,8
8,8
189,5 ± 7,8
183,1 – 198,2
4,1
O Média ± DP
Mín. – Máx
CV (%)
1239,0 ± 37,9
1200,6 – 1276,5
3,1
143,2 ± 18,5
128,9 – 164,1
12,9
Média(*)
(na=45)
(Mín. – Máx) (*)
Mediana(*)
1580,3
1070,3 – 2105,2
1547,7
172,2
37,1 – 361,0
183,0 DP: Desvio padrão; na: Número total de amostras; CV: Coeficiente de variação;
(a) Teores em miligrama equivalente
em ácido gálico por litro de vinho; (b)
Teores calculados como cianidina-3-glicosídeo; (*)
Valores calculados com base
no número total de amostras.
59
A concentração de antocianinas monoméricas totais nas 45 amostras analisadas variou de
37,1 a 361,0 mg equivalente em cianidina-3-glicosídeo por litro de vinho, com média igual a
172,2 mg/L. Não foi possível afirmar que se tratavam de vinhos jovens ou com maior tempo de
estocagem (em garrafas), ou mesmo que estes teores fossem característicos de determinadas uvas,
uma vez que não se tem informações sobre a safra e nem sobre os cultivares utilizados. Embora a
única informação destes vinhos seja o local de produção, sabe-se que o conteúdo de antocianinas
monoméricas é determinado por fatores genéticos, sendo dependente do cultivar e da variedade das
uvas utilizadas na elaboração dos vinhos, pelo grau de maturação da fruta, pelos fatores climáticos,
pela composição do solo, pelo tempo empregado na etapa de maceração durante o processo de
vinificação e pelo valor de pH e quantidade de dióxido de enxofre livre no vinho (POMAR, NOVO
e MASA, 2005; ABE et al., 2007; JACKSON, 2008; DAUDT e FOGAÇA, 2013).
O conteúdo total de antocianinas monoméricas também sofre modificações com o período e a
temperatura de estocagem em que a bebida é armazenada (BURIN et al., 2011; MARQUEZ,
SERRATOSA e MERIDA, 2014; VANZELA et al., 2014) devido a reatividade de suas formas
livres, que tendem a se combinar com outros compostos fenólicos presentes no vinho e gerar
estruturas poliméricas, assim como podem também se ligar a proteínas formando precipitados
(JACKSON, 2008). Além do tempo e da temperatura de estocagem da bebida favorecer a formação
de pigmentos poliméricos, a degradação térmica também parece ser responsável pelo decréscimo de
antocianinas monoméricas nos vinhos (VANZELA et al., 2014).
Os teores encontrados de fenólicos totais e de antocianinas monoméricas totais nas amostras
analisadas indicam que os vinhos tintos de mesa suaves nacionais podem ser uma boa fonte de
compostos fenólicos na alimentação. Apesar de não existir uma recomendação diária para a
ingestão de compostos fenólicos na dieta humana, estudos apresentam que o consumo dessas
substâncias podem estar relacionados com benefícios à saúde, como a redução dos riscos de
doenças cardiovasculares, e também com a prevenção de outras enfermidades, como o câncer, em
função de suas propriedades antioxidantes, antiinflamatórias e anticarcinogênicas (MANACH et al.,
2004; ABE et al., 2007; REBELLO et al., 2013; VANZELA et al., 2013).
4.3. CORRELAÇÃO ENTRE OS TEORES DE AMINAS BIOATIVAS E DE FENÓLICOS
TOTAIS DOS VINHOS TINTOS DE MESA SUAVES
Apesar de algumas aminas bioativas e de compostos fenólicos estarem relacionados com a
defesa das plantas contra o ataque de predadores (ANGELO e JORGE, 2007; VIEIRA,
THEODORO e GLÓRIA, 2007; VIZZOTTO, KROLOW e WEBER, 2010), não houve correlação
60
entre os teores de fenólicos totais e de aminas bioativas encontrados nos vinhos tintos de mesa
suaves nacionais em estudo. Esse resultado indica que os teores de aminas e fenólicos totais nesses
vinhos não foram influenciados pelos mesmos fatores.
As aminas bioativas CAD-TIM, CAD-PUT, CAD-HIM, TIM-PUT e TIM-HIM
correlacionaram positivamente (p < 5%) entre si e os coeficientes de correlação “ρ” de Spearman
podem ser visualizados na Tabela 10. O coeficiente de correlação de Spearman (ρ) mede o
relacionamento, não necessariamente linear, entre duas variáveis e seus valores variam de +1 a -1.
Valores de “ρ” mais próximos da unidade indicam que maior é a associação entre as variáveis. Os
dados brutos de cada variável são transformados em postos ordenados que serão correlacionados. O
sinal positivo do coeficiente de correlação indica que postos maiores de uma variável estão
associados a postos maiores da outra, enquanto valores negativos de “ρ” indicam que postos
maiores de uma variável estão associados a postos menores da outra (KIRK, 2007).
Outros autores também encontraram correlações similares às observadas neste estudo: Souza
et al. (2005) observaram correlação positiva entre as aminas histamina e tiramina nos vinhos finos
Cabernet Franc brasileiros, entretanto essa associação foi mais forte, sendo ρ igual a 0,9933; Glória
et al. (1998) observaram correlação positiva entre putrescina e tiramina em vinhos finos Cabernet
Sauvignon; enquanto Romero et al. (2002) encontraram correlação entre TIM-HIM e TIM-PUT em
amostras de vinhos espanhóis.
Tabela 10 – Coeficientes de correlação de Spearman (ρ) para as correlações significativas(*)
entre
as aminas bioativas encontradas nos vinhos tintos de mesa suaves nacionais
Aminas x Aminas (ρ)
TIM x PUT 0,495
CAD x TIM 0,481
CAD x PUT 0,475
TIM x HIM 0,420
CAD x HIM 0,360
(*) p < 5% de significância.
As correlações apresentadas na Tabela 10 sugerem que a formação destas aminas podem
estar relacionadas com a mesma etapa do processo de vinificação (fermentação malolática), ou com
a ação dos mesmos microrganismos (SOUFLEROS, BARRIOS e BERTRAND, 1998). Nenhuma
correlação obtida foi forte, o que indica que a formação e os teores encontrados destas aminas
nesses vinhos não podem ser explicados completamente pelos mesmos fatores. Além disso, o vinho
de mesa nacional pode ser produzido com diferentes cultivares de uvas americanas e híbridas, como
61
também pode ser acrescentado de vinhos finos, produzidos de uvas V. vinifera (BRASIL, 2014).
Isso pode ter contribuído para valores mais baixos do coeficiente de correlação (ρ) entre as aminas,
considerando que uma diversificada microbiota pode estar envolvida na formação de aminas
bioativas nesses vinhos.
Correlação positiva (ρ = 0,321) foi obtida entre espermidina e cadaverina, entretanto nenhuma
explicação para essa associação foi encontrada na literatura. Acredita-se que esse resultado
ocorreu, pois estas aminas não foram detectadas em mais de 50% dos vinhos tintos de mesa
analisados e seus teores não ultrapassaram 1 mg/L nas amostras.
62
5. CONCLUSÃO
Das nove aminas bioativas pesquisadas, apenas cinco foram encontradas nos vinhos tintos de
mesa suaves nacionais, dentre elas: putrescina, histamina, tiramina, espermidina e cadaverina.
Putrescina foi a amina prevalente, sendo encontrada em todas as amostras. Histamina e tiramina
foram detectadas em, aproximadamente, 90% dos vinhos, enquanto espermidina e cadaverina não
foram detectadas em mais de 50% destes.
Mais de 80% das amostras continham teores de histamina e tiramina abaixo das doses
consideradas tóxicas para o homem. Entretanto, o elevado coeficiente de variação observado entre
os lotes de algumas marcas, para os teores de putrescina, tiramina e histamina, evidencia falta de
padronização do produto e, apesar disso, também mostra que é possível produzir estes vinhos com
níveis mais baixos dessas aminas.
Os teores de fenólicos totais e de antocianinas monoméricas totais nas amostras analisadas
indicam que os vinhos tintos de mesa suaves nacionais podem ser considerados uma boa fonte de
compostos fenólicos na dieta.
63
6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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