Apostila de Aulas Praticas de Bromatologia para nutrição

31
unesp UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA CAMPUS DE BOTUCATU FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRONÔMICAS Laboratório de Tecnologia dos Produtos Agropecuários Apostila de Práticas de Bromatologia para o Curso de Nutrição Prof. Dra. Léa Silvia Sant'Ana Prof. Dra Maria Isabel F.V. Gomes Prof. Dra Regina Marta Evangelista 2006

Transcript of Apostila de Aulas Praticas de Bromatologia para nutrição

unesp

UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA CAMPUS DE BOTUCATU

FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRONÔMICAS Laboratório de Tecnologia dos Produtos Agropecuários

Apostila de Práticas de Bromatologia para o

Curso de Nutrição

Prof. Dra. Léa Silvia Sant'Ana

Prof. Dra Maria Isabel F.V. Gomes

Prof. Dra Regina Marta Evangelista

2006

1

I - MÉTODOS GERAIS DE ANÁLISE DE ALIMENTOS

1 - DETERMINAÇÃO DO TEOR DE UMIDADE

Método gravimétrico

Procedimento:

Pesar de 2 - 5 g da amostra em uma cápsula pesa filtro, previamente tarada.

Aquecer em estufa a 105 C por 16-24 horas.

Resfriar em dessecador e pesar.

Cálculo:

Perda de peso = Peso amostra úmida - Peso amostra seca.

% Umidade = Perda de peso * 100

Peso amostra úmida

ou

% Umidade =

(Peso cadinho + Amostra úmida ) - (Peso cadinho + Amostra Seca) *100

(Peso cadinho + Amostra úmida ) - ( Peso cadinho )

Referência:

ASSOCIATION OF OFFICIAL ANALYTICAL CHEMISTS. Official methods of analysis. Washington: Association of Official Agricultural Chemists. 937 p. 1984.

2 – DETERMINAÇÃO DA ATIVIDADE DE ÁGUA

Método instrumental

Procedimento:

Colocar uma quantidade amostra que preencha o recipiente de leitura, sem

encher em demasia.

Levar ao analisador de atividade de água e esperar até a estabilização e

leitura.

2

3 - DETERMINAÇÃO DE CINZAS

Método gravimétrico

3.1 - CINZAS TOTAIS

Incineração em mufla a 550 C até obtenção de cinzas brancas ou

acinzentadas.

A 550 C ocorre a calcinação de todos os minerais, e não permite a

volatilização de cloretos, que ocorre a 600 C.

Procedimento :

Tarar o cadinho.

Pesar 2 - 5 g da amostra no cadinho.

Carbonizar em bico de gás.

Levar a mufla a 550 C e calcinar até que as cinzas se tornem brancas ou

acinzentadas.

Resfriar em dessecador.

Pesar a amostra de cinzas

Cálculo

% Cinzas = (Peso cadinho + Cinzas ) - (Peso cadinho ) x100

(Peso cadinho + Amostra úmida ) - ( Peso cadinho)

Observação: Normalmente utiliza se o cadinho onde já analisou o teor de

umidade para análise de cinzas.

3.2 -CINZAS SOLÚVEIS EM ÁGUA

Uma parte das cinzas totais é constituída de substâncias solúveis em água.

As substâncias solúveis em água são:

3

Nitratos = NO3

_ ,

Cloretos = Cl

_ ,

Sulfatos = SO4

_ .

DETERMINAÇÃO DE CLORETOS (CINZAS SOLUVEIS)

Método titulométrico

Procedimento :

Tarar o cadinho.

Pesar 2 - 5 g da amostra no cadinho.

Carbonizar em bico de gás.

Levar a mufla a 550 C e calcinar até que as cinzas se tornem brancas ou

acinzentadas.

Resfriar em dessecador.

Preparar um funil de vidro com papel de filtro qualitativo e para receber o

filtrado em um Erlenmeyer de 250 ml.

Adicionar 2 gotas de solução de HNO3 (1:9) às cinzas.

Lavar o resíduo de cinzas do cadinho com água desmineralizada fervente,

utilizando um bastão para retirar toda a cinza, e filtrar.

Lavar novamente o cadinho e filtrar.

Verificar o pH do filtrado utilizando papel de pH ( o pH deve estar entre 6,5

e 10,5 - se não estiver acertar o valor com ácido ou base).

Adicionar 1 ml de solução de cromato de potássio 5%.

Titular com solução de nitrato de prata 0,1 N , até viragem para vermelho

tijolo.

Anotar o volume de nitrato gasto.

Cálculo

% cloretos = Volume de AgNO3 x 0,1N x fator do AgNO3 x 58,5 x 100

Peso da amostra (g) x 1000

4

Referência

INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Normas analíticas, métodos químicos e físicos para análise de alimentos. São Paulo: IAL, 1985, v.1, 371p.

4 - MÉTODOS DE DETERMINAÇÃO DE PROTEÍNA

Método de destilação e titulação

Método de Kjedahl

Procedimento:

Primeira fase: Digestão

Colocar no balão de Kjeldahl 0,1 - 1 g de amostra, adicionar 1 g de mistura

digestora e 3- 10 ml de ácido sulfúrico concentrado.

Adaptar ao balão de haste longa e aquecer na capela até obtenção de um

líquido límpido.

Mistura digestora:

8 g de sulfato de cobre (CuSO4)

8 g de selenito de sódio(Na2SeO3)

80 g de sulfato de sódio (Na2SO4)

Mistura bem em gral.

Segunda fase : Destilação

Transferir quantitativamente, com auxílio de água destilada o produto da

digestão para um balão volumétrico de 100ml. Completar o volume com água

destilada.

Pipetar 5ml de solução receptora ** e transferir para um Erlenmeyer de 125 ml.

Adaptar o Erlenmeyer ao refrigerador do aparelho de Kjeldahl de maneira que

sua extremidade fique mergulhada no líquido.

Pipetar 5ml da amostra e transferir para o funil do aparelho e deixar escoar

para seu interior.

Lavar o funil alimentador com pequenas quantidades de água destilada.

Adicionar, aproximadamente 40 ml de solução de NaOH a 50% ao funil

alimentador. Lavar duas vezes com água destilada.

5

Aquecer e destilar, aproximadamente um volume de 50 ml.

Afastar o Erlenmeyer do tubo de saída do destilado para que o próprio

destilado o lave.

Titular o destilado com solução de H2SO4 0,01 N em microbureta.

**Solução receptora

20 g de ácido bórico

6 ml de solução alcoólica de vermelho de metila a 0, 1%

15 ml de solução alcóolica de verde de bromocresol a 0, 1%

Completar para 1 litro de solução.

Cálculo

% de nitrogênio = Volume de H2SO4 x fator do ácido x 0,01 N x 14 x 100

Peso da amostra (g) x 1000

Em geral 100 g de proteína tem em média 16 g de nitrogênio

Assim calcula se o teor de proteína multiplicando se pelo fator 6,25 o teor de

nitrogênio.

% de proteína = % de nitrogênio x 6,25

Exceções Fator para soja = 5,77

Fator para o leite = 6,38

Referência:

ASSOCIATION OF OFFICIAL ANALYTICAL CHEMISTS. Official methods of analysis. Washington: Association of Official Agricultural Chemists. 937 p. 1984.

6

5 - MÉTODOS DE DETERMINAÇÃO DE LIPÍDEOS

5.1 -Determinação de extrato etéreo

Método gravimétrico

Procedimento:

Pesar 2 - 5 g de amostra em um cartucho de papel

Dessecar em estufa a 105 0 C

Cobrir a boca do cartucho com algodão

Colocar no aparelho extrator de Soxhlet, utilizando eter etílico como solvente.**

Obs: O balão receptor do Soxhlet deve ser previamente tarado em estufa a

105 0C.

Extrair por 6 horas.

Cálculo:

% Extrato etéreo = 100 x N

P

Onde:

N= Gramas de gordura no balão

P = Peso da amostra

Referência

INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Normas analíticas, métodos químicos e físicos para análise de alimentos. São Paulo: IAL, 1985, v.1, 371p.

6.2 - Determinação de ácidos graxos por cromatografia gasosa

Método instrumental

Esterificação do óleo

Com o auxílio de pipeta volumétrica, transferir 0,1ml da amostra de óleo para o

frasco de esterificação.

Adicionar:

- 3,0ml de Hexano.

7

- 15,0ml de H2SO4 - 2% em metanol

Refluxar por 1 hora.

Adicionar 40ml de salmoura concentrada e agitar por 1 minuto.

Completar volume, até o gargalo, com salmoura concentrada.

Com o auxílio de pipeta pasteur, transferir o sobrenadante para um vidro de

com tampa.

Injetar em cromatógrafo a gás.

Referência

INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Normas analíticas, métodos químicos e físicos para análise de alimentos. São Paulo: IAL, 1985, v.1, 371p.

Análise de Substancias Reativas ao Acido Tiobarbitúrico

Curva Padrão

1. Preparar uma solução de ácido tiobarbitúrico 0,02M (0,342 g/100ml). Para

diluição adicionar 0,5 ml de HCl 0,1 N e aquecer com agitação. Esfriar e

completar o volume com água destilada. Conservar em geladeira por no

máximo 5 dias.

2. Preparar solução mãe de tetrametoxipropano (TMP), diluindo 0,1 ml de

TMP em 100 ml de água destilada.

3. Preparar solução padrão de TMP com volume adequado em 100 ml de

água destilada.

4. Prepara os pontos da curva padrão colocando os seguintes volumes em

tubos com tampa rosqueada:

TMP (ml) TCA 7,5% (ml)*

0 5

1 4

2 3

3 2

4 1

* Ácido tricloroacético

8

Adicionar 5ml de solução de ácido tiobarbitúrico 0,02 M e agitar mecanicamente.

5. Aquecer em banho Maria fervente por 10 minutos.

6. Esfriar em gelo.

7. Ler em espectrofotômetro a 532 nm.

8. Construir a curva padrão em Excel.

Análise de amostras

1. Adicionar 10 g de amostra a 50 ml de TCA 7,5% e homogeneizar em Turrax

por 5 minutos.

2. Filtrar em papel de filtro qualitativo, recolhendo em balão volumétrico de 50

ml.

3. Completar o volume com TCA 7,5%.

4. Adicionar 5 ml a 5ml de solução de ácido tiobarbitúrico 0,02 M e agitar

mecanicamente.

5. Aquecer em banho Maria fervente por 10 minutos.

6. Esfriar em gelo.

7. Ler em espectrofotômetro a 532 nm.

Referência

Vyncke, W. (1970) Direct determination of the TBA value in trichloroacetic acid extract of fish as a measure of oxidative rancidity Fette-Scifen Anstrichmittel, 72, 1084 -1087.

II- MÉTODOS DE ANÁLISES DE CARBOIDRATOS

1 . DETERMINAÇÃO DO TÍTULO DO LICOR DE SOXHLET

A. Definição:

Título: é a quantidade em gramas de açúcares redutores, expressa em

glicose, necessária para reduzir todo o cobre de 1 ml de licor de soxhlet.

Açúcares redutores: são todos os açúcares (monossacarídeos) que tem a

propriedade de reduzir o cobre das soluções cupro-alcalinas.

9

Licor de Soxhlet: é uma solução cupro alcalina suscetível de ter o seu cobre

reduzido da forma cúprica para cuprosa, por açúcares redutores.

Preparo das soluções:

O licor de Soxhlet prepara-se no momento da análise, juntando-se volumes iguais

de uma solução de sulfato de cobre (solução A) e de uma solução de tartarato

duplo de sódio e potássio alcalino (solução B).

Solução A: pesar 34,639 g de sulfato de cobre, puro e cristalizado;

dissolve-lo e completar o volume a 500 ml, com água destilada.

Solução de CuS04. H20- 34,639g/ 500ml.

Solução B: Pesar 50 g de NaOH/ dissolver em 200 ml de água destilada.

pesar 173 g de tartarato duplo de sódio e potássio e dissolver

na solução de NaOH e completar o vol. para 500ml, deixar em repouso por

24 horas e filtrar.

Solução de glicose: pesar 5 g de glicose anidra para análise, dissolve-la e

completar o volume para 1000 ml com água destilada.

Solução de azul de metileno: dissolver 1 g de azul de metileno puríssimo

em água destilada e completar o volume para 100 ml.

Técnica

Tomar volumes iguais da solução “A” e “B” (25 ml de cada – colocar a sol.

B primeiro) em um erlenmeyer.

Tomar 10 ml da sol. obtida em 3.1 em erlenmeyer, adicionar 100 ml de

água destilada e levar ao fogo até ebulição.

Adicionar a sol. de glicose pura à bureta, e comece a gotejar sem paralizar

a ebulição, até obter uma coloração pardo-avermelhada.

Esperar 2 minutos em ebulição

10

Adicionar 3 gotas de azul de metileno a 1%.

A cor volta a ficar azul continua-se a titulação até cor pardo-avermelhada

Anote o volume gasto de glicose.

Reinicia-se o método no item 3.2. por pelo menos 5 vezes.

Cálculo do título

Despreza-se a primeira leitura, bem como todas aquelas que derem resultados

disparatados, e estabelece-se a média aritmética das outras.

M: N2 + N3 + N4 + Nn

n

5 g de glicose --------- 1000ml

X g de glicose --------- M

Então : X: 5. M : g de glicose (1)

1000

X g de glicose reduzem o cobre de 10 ml do licor, 1 ml do licor será reduzido

por T (título).

X ------- 10 ml

T-------- 1 ml

T: X substituindo o valor de X na equação (1), teremos T: 5 .M T: 5. M

então T: 0,0005M

10 1000 10000

10

11

Exemplo numérico:

N1: 10,4; N2: 10,6; N3: 10,4; N4: 10,6; N5: 10,8; N6: 10,4 e N7: 10,4

M: N2 + N3 + N4 + Nn DESPREZA A 1a leitura e as muito diferentes.

n

M: 10,6 + 10,4 + 10,6 + 10,4 + 10,4

M: 52,4 : 10,5

5

Então o T será: T: 0,0005 .M T: 0,0005 . 10,5 : 0.00525 T: 0,00525

2 - GLÍCIDES REDUTORES TOTAIS

Método químico de Lane-Enyon

Procedimento

1- Pesar 5g da amostra sólida (ou pipetar 5ml da líquida)

2- Transferir para um balão de 100ml, com auxílio de 50 ml de água.

3- Se necessário clarificar a amostra

4- Completar o volume com água destilada e filtrar

5- Receber o filtrado num becker (ou erlenmeyer) seco e transferir para uma

bureta de 50ml e reservar

6- Colocar em erlenmeyer seco de 250 ml, 5ml de cada uma das soluções de

Fehling ( A e B) (obs: sempre colocar a solução B primeiro) e adicionar 40

12

ml de água destilada, aquecer a ebulição, quando começar a ebulição titule com a

solução da amostra que esta na bureta até que a cor fique avermelhada

7- Adicionar 3 gotas de solução de azul de metileno a 1% a esta solução a quente

(ficara novamente azulada) e continue a titulação até obter a coloração vermelho

tijolo.

8- Anotar o volume gasto na titulação para efetuar os cálculos

* vamos repetir o procedimento para confirmar o volume gasto

9- Completar novamente a bureta com a solução da amostra obtida no item 5

10- Colocar em erlenmeyer seco de 250 ml, 5ml de cada uma das soluções de

Fehling ( A e B) (obs: sempre colocar a solução B primeiro) e adicionar 40

ml de água destilada, adicionar a solução que esta na bureta colocando 1ml a

menos do que o gasto na primeira titulação (ex. se você gastou 10ml - coloque

9ml) aquecer a ebulição, colocar 3 gotas de azul de metileno e continuar a

titulação até a viragem da cor para vermelho tijolo

11- Anotar o volume gasto (deve ser bem próximo ao obtido na 1a titulação) para

fazer os cálculos)

Calculo: % açúcares redutores: 1000 T

tomada de ensaio

Referência

ASSOCIATION OF OFFICIAL ANALYTICAL CHEMISTS. Official methods of analysis. Washington: Association of Official Agricultural Chemists. 937 p. 1984.

3 - SACAROSE (AÇÚCAR INVERTIDO)

Método titulométrico

1- Pesar 5g da amostra sólida (ou pipetar 5ml da líquida)

2- Transferir para um balão de 100ml, com auxílio de 50 ml de água, aquecer até

65oC (usar termometro).

3- Acidificar 10 ml HCl concentrado e deixar esfriar

4- Adicionar 3 gotas de fenolftaleina

13

5- Neutralizar com NaOH concentrado até que a solução fique vermelha e

completar o volume

6- Pipetar 50ml desta solução para um balão de 100ml e complete o volume e

transfira par uma bureta de 50ml.

7- Colocar em erlenmeyer seco de 250 ml, 5ml de cada uma das soluções de

Fehling ( A e B) (obs: sempre colocar a solução B primeiro) e adicionar 40

ml de água destilada, aquecer a ebulição, quando começar a ebulição titule com a

solução da amostra que esta na bureta até que a cor fique avermelhada

8- Adicionar 3 gotas de solução de azul de metileno a 1% a esta solução a quente

(ficara novamente azulada) e continue a titulação até obter a coloração vermelho

tijolo.

9- Anotar o volume gasto na titulação para efetuar os cálculos

* vamos repetir o procedimento para confirmar o volume gasto

10- Completar novamente a bureta com a solução da amostra obtida no item 6

11- Colocar em erlenmeyer seco de 250 ml, 5ml de cada uma das soluções de

Fehling ( A e B) (obs: sempre colocar a solução B primeiro) e adicionar 40

ml de água destilada, adicionar a solução que esta na bureta colocando 1ml a

menos do que o gasto na primeira titulação (ex. se você gastou 10ml - coloque

9ml), e aquecer a ebulição, colocar 3 gotas de azul de metileno, e continuar a

titulação até a viragem da cor para vermelho tijolo

12- Anotar o volume gasto ( deve ser bem próximo ao obtido na 1a titulação) para

fazer os cálculos.

Cálculo :

açúcar invertido após a hidrólise: 1000 T

tomada de ensaio

% de sacarose: (açúcar invertido depois da hidrólise- açúcar redutor antes da

hidrólise) X 0,95

14

4 - GLICIDES REDUTORES PELO MÉTODO DE SOMOGYI-NELSON

Método instumental : Espectrofotométrico

Princípio do método:

A glicose desproteinizada da amostra reduz sal de cobre, em meio alcalino

e a quente. A forma reduzida do sal de cobre atua sobre o reativo arseno

molibdico determinando o aparecimento da cor azul, cuja intensidade é

proporcional ao teor de glicose da amostra. Sob a ação do calor e do álcali, os

açúcres redutores se decompõem parcialmente em fragmentos oxidáveis pelo

hidróxido cúprico existente no reativo de Somogyi - Nelson, resultando em ácido

oxálico, malônico, etc. Nesta reação o hidróxido cúprico (azul) se reduz à hidróxido

cuproso (amarelo).

Continuando o aquecimento, o hidróxido cuproso perde uma molécula de

água, transformando em óxido cuproso (vermelho).

O óxido cuproso assim formado, vai reduzir o reativo arsenomolíbdico

dando o óxido de molibdênio (MO3O8) de coloração azul, cuja intensidade é

proporcional a quantidade de glicose existente na amostra.

Extração da amostra:

- Pesar 1g de amostra (ou pipetar 5 ml de suco) em um Becker de 50 ml

- Adicionar 5 ml de NaOH - 0,5N e agitar

- Lavar as paredes do Becker com água destilada

- Neutralizar com ácido acético glacial ( 0,1ml)

- Transferir o extrato para um balão de 100ml, lavando bem o Becker,

completar o volume.

- Neste extrato serão feitos os açúcares redutores(1a SOLUÇÃO)

Hidrólise ácida da sacarose

- Do extrato obtido acima pipetar 20ml e transferir para um balão de 100ml

15

- Adicionar 0,5ml de HCL concentrado

- Aquecer em banho Maria fervente por 15 min.

- Esfriar em banho de gelo

- Neutralizar com sol. saturada de carbonato de sódio ( 1,5ml)

- Completar o volume do balão para 100ml.

- Usar esta sol. para desproteinização (2a SOLUÇÃO)

Desproteinização da amostra

-Colocar respectivamente em dois tubos de ensaio: 3ml da 1a solução (tubo 1)

3 ml da 2a solução (tubo 2)

Em cada um dos tubos adicionar:

- 9,0 ml de água destilada

- 1,2 ml de sol de hidróxido de bário 0,3N

- 1,2 ml de sol. sulfato de zinco a 5%

- agitar os tubos e deixar em repouso por 1o min.

- filtrar

Doseamento:

Usar para o doseamento 1,0 ml do extrato desproteininizado para açúcares

redutores e 2,0 ml da sol. hidrolizada e desproteinizada para a sacarose, seguindo

a seqüência da técnica usada na curva padrão.

Curva Padrão de glicose:

Tubos de

ensaio

Sol. padrão

de glicose

(ml)

Extr.

Redutores

(ml)

Sol. hid.

Sacarose

(ml)

H20 dest.

(ml)

Reativo

cúprico

(ml)

********

Reativo

arsenomolíbdi

co (ml)

Branco 2,0 1,0 1,0

Padrão 1 0,2 1,8 1,0 1,0

Padrão 2 0,4 1,6 1,0 1,0

Padrão 3 0,6 1,4 1,0 1,0

16

Padrão 4 0,8 1,2 1,0 1,0

Padrão 5 1,0 1,0 1,0 1,0

Padrão 6 1,2 0,8 1,0 1,0

Amostra

redutores

1,0 1,0 1,0 1,0

Amostra

sacarose

2,0 1,0 1,0

**** colocar os tubos em banho maria fervente por 20 min.

- Esfriar em água gelada e colocar 1,0 ml do reativo arsenomolíobdico

- Completar o volume final dos tubos para 10 ml, usando 6,0 ml de água destilada

- Ler a D. O. em espectrofotômetro a 510 nm.

Preparo da soluções:

-sol de Sulfato de Zinco (ZnSO4) a 5%

- sol. de hidróxido de bário Ba(OH)2 . 8H2O 0,3N

Pesar 47,2 g de Ba(OH)2 e diluir para 1000 ml com H2O destilada

Equivalência das soluções

Colocar em erlenmeyer de 250ml, 5 ml da sol. de (ZnSO4), 20 ml de H2O

destilada e 2 gotas de sol. de fenoftaleina alcoólica 1%. Titular com a sol. de

Ba(OH)2, até viragem para coloração rósea.

Reativo A:

Carbonato de sódio anidro ................................25g

Tartarato duplo de Na e K ...................................25g

Bicarbonato de sódio ................................20g

Sulfato de sódio anidro. ................200g

H2O destilada q.s.p ....................................1000ml

Reativo B:

Sulfato de cobre (CuSO4. H2O) .......................................................................25g

17

H2O destilada q.s.p. .........................................................100 ml

H2SO4 conc............ ............................................. ..............................2 gotas

Reativo cúprico

Reativo A............................................................................................................25 ml

Reativo B .............................................................................................................1 ml

*** preparar na hora do uso

Reativo Arsenomolíbdico:

Dissolver 25 g de molibdato de amônea em 450 ml de H2O destilada

Adicionar 21 ml de H2SO4 conc e misturar bem

Separadamente, dissolver 3 g de arseniato dissódico (Na2HASO4. 7H2O) em 25 ml

de H2O destilada. Juntar essa sol. à primeira e agitar. Colocar a mistura em banho

Maria regulado a 56oC por 25 min. Guardar em frasco âmbar (escuro)

Solução padrão de glicose: (sugestão 1g/1000ml --- retira 100ml/1000ml.)

Pesar 100mg de glicose pura e diluir para 1000 ml com H2O destilada

Cada 1ml da solução contém 100 g de glicose

Cálculo

AR e ART: leitura.K.100

Diluição da amostra em g

Referência

Nelson, N.A. A photometric adaptation of Somogyi method for determination of glicose. Journal Biological Chemistry, Baltimore, v.135, p. 375, 1944.

5 - AMIDO

Procedimento

- Pesar 5 g de amostra e transferir para erlenmyer de 500 ml com auxílio de 150

ml de água destilada.

18

- Agitar por 15 min.

- Filtrar em papel de filtro, lavando com 500 ml de água destilada e dispensar o

filtrado

- Furar o papel de filtro com um bastão de vidro e recolher a amostra em um

erlenmyer de 500 ml com 150 ml de água.

- Adicionar 10 ml de HCL concentrado a amostra

- Tampar com condensador de refluxo e levar ao banho maria fervente por 50 min.

- Esfriar neutralizar com NaOH concentrado 10 ml, completar o volume par 500

ml e filtrar

** prosseguir como na determinação de açúcares redutores totais a partir do item

5

Cálculo: 1000T x 0,9: % amido

tomada de ensaio

Referência

ASSOCIATION OF OFFICIAL ANALYTICAL CHEMISTS. Official methods of analysis. Washington: Association of Official Agricultural Chemists. 937 p. 1984.

IV- MÉTODOS DE ANÁLISES DE VITAMINAS

1 - VITAMINA C

A vitamina C ou ácido L-ascórbico é encontrada principalmente nas frutas

cítricas. Tomate, batata, e em várias outras frutas e verduras. Pode ser

adicionada a alimentos ou medicamentos, como aditivo ou como nutriente.

1.1 – Vitamina C - Método do iodeto de potássio

Método titulométrico

Reagentes:

19

- solução de ácido sulfúrico a 20%, v/v.

- solução de iodeto de potássio a 10%, p/v.

- solução de amido a 1%, p/v.

- solução de iodato de potássio 0,1N: pese 3,5668g para 1litro de água

destilada (1ml de iodato a 0,1N equivale a 8,806 mg de ácido ascórbico).

- solução de iodato de potássio 0,01N: pipete 10ml da solução de iodato de

potássio 0,1N e dilua até 100ml em balão volumétrico (1ml de iodato de

potássio 0,01N equivale a 0,8806mg de ácido ascórbico).

*** Dependendo da quantidade de vitamina C contida na amostra, utiliza a solução

de iodato de potássio a 0,1N ou 0,01N.

Procedimento

Pesar em um bequer de 250ml uma quantidade da amostra, de tal forma que

contenha ao redor de 5,0mg de vitamina C.

Filtrar a amostra e receba o filtrado em um erlenmeyer de 300ml, pipete 10 ml

do filtrado.

Adicionar 10ml da solução de ácido sulfúrico, a 20%.

Adicionar 1ml da solução de iodeto de potássio a 10%.

Adicionar 1ml da solução de amido a 1%.

Titular com solução de iodato de potássio até coloração azul.

Cálculo: 100. V. F. = mg de vitamina C por cento p/p

P

Onde: V: volume de iodato de potássio gasto na titulação

F: 8,806 se for 0,1N e o,8806 se for 0,01N

P: no de gramas da amostra

20

Referência

INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Normas analíticas, métodos químicos e físicos para análise de alimentos. São Paulo: IAL, 1985, v.1, 371p.

1.2– Vitamina C - Método Leme e Malavolta

Método fotométrico

Procedimento:

Filtrar o material que foi guardado na primeira aula.

Pipetar 1, 5, 10 ou 20ml do filtrado dependendo da quantidade de vitamina que

contém o material e transferir p/ balão de 100ml e completar o volume.

Pipetar 10ml do balão para todos os frutos e transferir para um copo descartável

Adicionar 3ml de sol. Tampão

Num copo descartável limpo pipete 5ml de diclorofenol e adicione 5ml da solução

acima (atenção estas duas soluções só podem ser misturadas na hora de fazer a

leitura a 530 nm)

Reagentes:

Solução tampão: pesar 78,4g de ácido cítrico e adicionar 746,7ml de Na OH

1N, completar o volume para 1000ml.

2,6 diclorofenol indofenol: dissolver a quente 120mg e completar para 1000ml

com água destilada acrescentar uma pitada de bicarbornato de sáodio.

Cálculo:

mg/100g de vitamina C = (B – L) . K. 100 .

tomada de ensaio . 1000

Curva padrão para determinar o K: Pesar 100mg de ácido ascórbico e diluir

para 500ml

21

Retirar desta solução

0ml Completar p/

100ml

Retirar 10 e adicionar 3ml de tampão Colocar 5ml de

diclorofenol + 5ml da

sol. anterior

5ml Completar p/

100ml

Retirar 10 e adicionar 3ml de tampão 5+5

10ml 100ml Retirar 10 e adicionar 3ml de tampão 5+5

15m 100ml Retirar 10 e adicionar 3ml de tampão 5+5

20ml 100ml Retirar 10 e adicionar 3ml de tampão 5+5

25ml 100ml Retirar 10 e adicionar 3ml de tampão 5+5

Referência:

LEME, J. J.; MALAVOLTA, E. Determinação fotométrica do ácido ascórbico. Anais da ESALQ, Piracicaba- SP. V.17, p.11-129,1950.

V – MÉTODOS DE ANÁLISES DE LEITE

1 -Acidez em graus Dornic

Usando Acidímetro Dornic

Material:

Erlenmeyer de 125 mL ou béquer de 100 mL

Pipeta volumétrica de 10 mL

Acidímetro Dornic

Reagentes:

Solução de NaOH 0,111 N ou N/9 - (Solução Dornic)

Solução alcoólica de Fenolftaleína a 1%

Procedimento:

22

Transferir com pipeta volumétrica, 10 mL da amostra homogeneizada para

erlenmeyer ou béquer.

Adicionar 2 gotas de Fenolftaleína.

Titular com solução de NaOH 0,111 N ou N/9 (Solução Dornic) até aparecimento

de coloração levemente rósea persistente.

Fazer a leitura direta e expressar em graus Dornic (ºD)

Acidez em graus Dornic = Cada grau Dornic é equivalente a 0,1 mL da Solução de

NaOH 0,111 N ou N/9 (Solução Dornic).

OBS.: A coloração no ponto final da titulação deverá ser a uma mistura de 10 mL de

leite e 1 mL de Solução aquosa de Fucsina a 0,00024%.

2- Densidade a 15 ºC :

Material:

Termolactodensímetro

Proveta de 250 mL

Papel de filtro

Procedimento:

Transferir para uma proveta de 250 mL a amostra (previamente homogeneizada,

à temperatura de 15 ºC ou o mais próximo possível de 15 ºC).

Introduzir lentamente o termolactodensímetro evitando mergulhá-lo além do

ponto de afloramento e também que encoste nas paredes da proveta. Fazer a

leitura na altura do nível do líquido.

Levantar um pouco o termolactodensímetro e enxugar a haste com papel de filtro

de cima para baixo, girando o termolactodensímetro. Mergulhá-lo novamente até

próximo ao traço anteriormente observado. Esperar que a coluna de mercúrio do

termômetro e o densímetro se estabilizem. Proceder a leitura da temperatura e

da densidade.

23

Correção da densidade:

Procurar fazer a leitura a 15 ºC. Se não for possível fazer a correção

acrescentando 0,0002 para cada grau abaixo. Esta correção não deve ser feita

em temperatura inferior a 10 ºC ou superior a 20 ºC.

A correção poderá ser feita também através de tabelas.

3 - Gordura Método Gerber

Material

Butirômetro de Gerber para leite

Pipeta volumétrica de 11 mL

Pipetas graduadas de 1 e 10 mL ou

Medidor automático

Centrífuga de Gerber

Banho-maria a 65 ºC

Protetor para butirômetro

Reagentes:

Ácido Sulfúrico dens. 1,820

Álcool Amílico

Preparo dos reagentes:

Quando o ácido sulfúrico não estiver na concentração adequada, prepará-lo da

seguinte forma:

Ácido sulfúrico dens. 1,820: misturar com cuidado 120 mL de água com 925 mL de

Ácido sulfúrico dens. 1,840. Resfriar e conferir com densímetro.

Procedimento:

Colocar no butirômetro 10 mL de ácido sulfúrico dens. 1,820. Adicionar 11 mL de

leite, com cuidado para não misturar com o ácido, em seguida l mL de álcool

amílico.

24

Enxugar com papel de filtro as bordas da boca do butirômetro e fechar com a

rolha apropriada.

Colocar o butirômetro dentro do protetor e agitar vigorosamente de modo que os

três líquidos se misturem.

Tomar cuidado pois há violento aquecimento, logo deve-se segurá-lo com uma

flanela.

Centrifugar durante 5 minutos a 1000-1200 rpm em centrífuga de Gerber.

Levar ao banho-maria a 65 ºC durante 5 a 7 minutos com à rolha para baixo.

Retirar o butirômetro do banho, mantendo a rolha para baixo e manejando a

mesma, colocar a camada de gordura dentro da escala do butirômetro.

A leitura deverá ser feita na parte inferior do menisco e dará diretamente a

percentagem de gordura.

Se a coluna não está bem delineada, homogeneizar e centrifugar novamente e

levar ao banho-maria, fazendo nova leitura.

4 - Extrato Seco Total - Disco de Ackermann

Determinar o Extrato Seco Total, fazendo coincidir as graduações dos círculos

interno e médio correspondentes e densidade corrigida e a percentagem de

gordura respectivamente.

A posição da flecha indicará no círculo externo o Extrato Seco Total por cento.

Cálculo:

Extrato Seco Total pela fórmula de Fleishmann

% Extrato Seco Total = 1,2 x G +[ 2,665 x (100D –100)]

D

G = gordura

D = densidade

4.1- Extrato Seco Desengordurado

Para obter o Extrato Seco Desengordurado basta subtrair do Extrato Seco Total,

a percentagem de gordura encontrada.

% Extrato Seco Desengordurado = % Extrato Seco Total - % Gordura

25

5 -Determinação da Redutase

Procedimento:

Colocar em tubo de ensaio esterilizado 10 ml de leite e 1ml da solução de azul de

metileno.

Agitar bem e colocar em estufa ou banho-maria a 370C, observando a cada 20

minutos até que o leite volte a sua cor branca.

Análise dos resultados:

TEMPO

Superior a 5.30 horas BOM

Entre 5.30 e 3.00 horas TOLERÁVEL

Entre 2 horas e 20 minutos MAU

Menos de 20 minutos PÉSSIMO

Referência:

ASSOCIATION OF OFFICIAL ANALYTICAL CHEMISTS. Official methods of analysis. Washington: Association of Official Agricultural Chemists. 937 p. 1984.

VI – MÉTODOS DE ANÁLISES DE MEL

CARACTERÍSTICAS:

- Líquido, bastante viscoso, pastoso ou sólido, de cor variável, cheiro aromático

e agradável sabor adocicado.

- Água – 22,5% do peso (máximo)

- Sólidos Totais – 67.5% (mínimo)

- Substancias Insolúveis – 1% dos sólidos totais

- Cinzas – 0.1 A 0.6%

- Açucares Redutores – 70%

- Sacarose – máximo 3%

- Dextrina - 8%

- HMF – máximo 0.5%

- Índice de diastases – 8 a 10%

26

COMPOSIÇÃO %

Umidade ------------------------------------15-20

Açucares-------------------------------------75-80

Sais minerais-------------------------------0.2-0.6

Proteínas------------------------------------0.4-0.5

Gorduras------------------------------------0.1-0.2

AÇÚCARES %

Frutose--------------------------------------38-40

Glicose--------------------------------------34-38

Sacarose------------------------------------2-3

Proteínas

Aminoácidos

Enzimas

Ácidos orgânicos

Minerais

Pólen

FRAUDES

- Adição de caramelo

- Adição de agua

- Adição de qualquer tipo de açúcar, melado, dextrina, agar, gelatina, fécula ou

tanino

- Adição de corantes, edulcorantes artificiais, substâncias aromáticas, etc

- Utilização do nome mel em produtos açucarados ou rotulos destes produtos

com desenhos de abelhas, colmeias, etc

- Denominação ou declaração de mel em produtos que não o contém.

-

27

ANÁLISES

1- HIDROXIMETILFURFURAL - HMF

Aparece quando houver inversão da sacarose com ácido

A hidrólise ácida promove a desidratação da frutose e formação de HMF

Inversão – enzimática e ácida : glicose e frutose

Recebe o nome de açúcar invertido

Se o mel for muito aquecido também pode formar HMF

PROCEDIMENTO

Colocar em um tubo de ensaio: 20 ml da solução de mel a 50% e 10 ml de éter

etílico. Agitar bem.

Repousar até tornar clara a camada etérea. Passar 2ml da camada etérea para

outro tubo de ensaio e adicionar 5 gotas de solução recente de resorcina a 1%,

em ácido clorídrico concentrado.

Agitar e observar a coloração que tomam as gotas de resorcina no fluído de]o

tubo de ensaio.

Coloração vermelho cereja imediata = Presença de açúcar invertido

Coloração salmão = Mel aquecido intensamente ou armazenado a

temperaturas elevadas

2- FERMENTOS DIASTÁSICOS

No mel deve haver enzimas diastásicas naturais que se perdem por aquecimento

acima de 450C.

PROCEDIMENTO:

TUBOS

Solução de mel 1

(ml)

Solução de amido solúvel

(ml)

Solução de iodo 2

( ml)

Amostra 10 1* 1

Branco 10 1** 1

28

1 Solução de mel = 10 ml de mel + 20 ml de água destilada fervida e resfriada.

Misturar bem

2 Iodo...............1g e iodeto de potássio ...........2 g diluir para 100ml om água

destilada.

* Deixar em banho maria por 1 hora

** Não aquecer

RESULTADOS:

Presença da enzima = cor verde oliva ou castanha

Ausência da enzima ( Aquecimento) = Cor azulada

3- REAÇÃO DE LUGOL

Na presença de glicose comercial o iodo reage e promove coloração vermelha ou

violeta.

PROCEDIMENTO:

Reação de Lugol

Iodo .............................................1g

Iodeto de potássio .......................2g

Água destilada .............................50 ml

Transferir 10 ml da amostra de mel para um becker de 50 ml.

Adicionar 10 ml de água destilada e agitar

Adicionar 1 ml da solução de Lugol e agitar.

Observar a coloração

Presença de glicose comercial = Cor vermelha ou violeta

Referência:

LIMA, L.C. de O., CARVALHO, V. D.de Bromatologia – Aulas práticas. Universidade Federal de Lavras, s.d.

29

VIII - ANÁLISE SENSORIAL

Seleção de provadores

Teste triangular

Teste de sabor

Existem duas amostra iguais e uma diferente.

Faça um círculo na amostra diferente

Amostra

325 675 192

Teste de cor

Faça um círculo na amostra que possui cor diferente

Amostra

371 458 543

Teste de odor

Avalie o odor (cheiro) de cada recipiente e anote qual é o produto:

30

AMOSTRA PRODUTO

1

2

3

4

5

6

Perfil de sabor

Coloque em ordem crescente a intensidade de sabor doce das amostras

Amostra

143 ----------------

892 ----------------

462 -----------------

IX – CALORIMETRIA

Pesar de 0,5 – 1,0 g do alimento e adicionar 0,3 g de óleo mineral ( 10 a 11 gotas).

Efetuar a leitura em calorímetro.