ESTRATÉGIAS DE MANEJO PARA O CONTROLE DE DOENÇAS DE ... · DE PLANTAS: CASOS DE SUCESSO EM...

XX Congresso Brasileiro de Fruticultura 54th Annual Meeting of the Interamerican Society for Tropical Horticulture 12 a 17 de Outubro de 2008 - Centro de Convenções – Vitória/ES

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ESTRATÉGIAS DE MANEJO PARA O CONTROLE DE DOENÇAS DE PLANTAS: CASOS DE SUCESSO EM BANANA, ABACAXI E

MORANGO

José Aires VENTURA; Hélcio COSTA

INCAPER, Rua Afonso Sarlo 160, Bento Ferreira, 29052-010, Vitória-ES; (E-mail: [email protected]; [email protected]).

1 INTRODUÇÃO

O Brasil sempre se destacou como grande produtor mundial de frutas,

mas apesar do país assumir posição de destaque como grande produtor, os

problemas fitossanitários limitam a obtenção de altos rendimentos e a

qualidade da fruta no mercado. A importância econômica das doenças varia

com as condições edafoclimáticas da região produtora. Embora o impacto

visual das doenças seja facilmente observado no campo ou em pós-colheita,

avaliações quantitativas de perdas de rendimento têm sido raramente

realizadas. No Brasil as doenças causadas principalmente por fungos e vírus

são em algumas culturas as mais severas, com perdas que podem chegar, em

alguns casos, a 100% da produção (VENTURA; COSTA, 2002; VENTURA;

ZAMBOLIM, 2002; VENTURA et al., 2004).

Visando o manejo integrado das doenças é necessário o conhecimento da

biologia dos patossistemas e das tecnologias disponíveis para o controle, seu

limite econômico e aceitação ecológica. O conhecimento da epidemiologia das

doenças é de fundamental importância para o estabelecimento das estratégias

de manejo e controle dessas doenças, existindo excelentes revisões sobre a

ecologia dos patógenos. A estratégia mais viável para o controle das doenças é

o uso de genótipos resistentes. Entretanto para muitas culturas ainda não

foram identificadas as fontes de resistência e em alguns casos a resistência é

“quebrada” pelo aparecimento de novas raças. Outras medidas também são


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recomendadas com a utilização do manejo integrado, pelo uso de vários

métodos culturais e biológicos, destacando-se: material propagativo sadio,

preparo do solo, rotação de culturas, manejo da irrigação, nutrição equilibrada

e manejo da matéria orgânica.

Sem dúvida que uma dos métodos de controle mais importantes é a prevenção

da entrada do patógeno em uma área, evitando-se assim, o material

propagativo infectado. Neste caso é muito importante a quarentena e a

inspeção para prevenir a entrada e a rápida disseminação dos patógenos,

como a recente constatação no Brasil da bacteriose e fitoplasmas em

morangueiro, que se disseminam nas regiões produtoras. A exclusão visa

assim eliminar a possibilidade de entrada de um patógeno em áreas onde ele

ainda não ocorre, podendo em alguns casos também se usar de forma

complementar o tratamento químico erradicante e a termoterapia de sementes

ou partes propagativas das plantas.

Neste sentido, um ponto muito importante para a transmissão do patógeno

pelas sementes e mudas, é a tolerância às doenças, que na legislação, de

campos de produção de sementes e viveiros deve ser zero para todas as

classes de sementes, seja básica, certificada ou fiscalizada, bem como para as

mudas. A constatação de um fungo ou bactéria em sementes ou mudas, no

entanto, não implica necessariamente que o organismo é patogênico, sendo

importante a realização dos testes de patogenicidade para comprovar se é ou

não patogênico para a planta.

Para reduzir o inóculo presente em uma área, a erradicação das plantas ou

partes das plantas doentes (roguing) é fundamental, devendo-se incluir

adicionalmente as medidas sanitárias e outras táticas de manejo que

desfavorecem os patógenos ou a evolução da epidemia, como a solarização,

irrigação, adubação equilibrada, etc. A rotação de culturas como uma


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alternância regular e ordenada dos cultivos, numa seqüência temporal em

determinada área, ajuda a manter ou restabelecer o equilíbrio biológico do solo

(ZAMBOLIM et al., 2004). É uma prática secular que apresenta resultados

expressivos, tendo como base o princípio da erradicação do inóculo,

fundamentada no conhecimento da biologia das espécies (ex.: Fusarium spp.),

sendo o tempo de rotação variável de acordo com o patossistema. No caso de

patógenos que têm a formação de estruturas de sobrevivência no solo

(clamidósporos), como no caso de F. oxysporum f.sp. cubense, agente causal

do mal-do-panamá da bananeira, mesmo na ausência da planta hospedeira o

patógeno pode sobreviver por mais de 20 anos (VENTURA; HINZ, 2002;

STOVER, 1972; WARDLAW, 1972).

A supressividade dos solos é um importante componente no manejo integrado

das doenças causadas por Fusarium. Solos supressivos são aqueles com

propriedade natural de reduzir a incidência ou severidade das doenças e

geralmente está associada às interações entre a população do patógeno e a

população dos microorganismos indígenas do solo, envolvendo assim as

características bióticas e abióticas desse solo. Os mecanismos pelos quais os

solos se tornam supressivos às atividades dos patógenos não são sempre bem

conhecidos (ZAMBOLIM et al., 2004). Existem atualmente estudos de

monitoramento de microorganismos presentes nos solos supressivos e a

perspectiva da utilização da biotecnologia para o seu conhecimento.

2 FUSARIOSE OU GOMOSE DO ABACAXIZEIRO

A etiologia da doença foi inicialmente associada ao fungo Fusarium

moniliforme var. subglutinans, baseado nas descrições taxonômicas, mas

posteriormente, após uma revisão do gênero, foi sugerido que a espécie seria

Fusarium subglutinans (Wollenw & Reinking Nelson, Toussoun & Marasas),

tendo em vista as características fisiológicas, morfológicas e genéticas do

fungo (NELSON et al., 1984; VENTURA, 2000; VENTURA; ZAMBOLIM, 2002).


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Pela ausência de diferenças morfológicas claramente distinguíveis entre os

isolados estudados e com base nos testes de patogenicidade e polimorfismo

do DNA, os isolados obtidos de abacaxi representam uma população distinta

dentro da espécie F. subglutinans, que deveria ser reconhecida como uma

forma especial denominada: Fusarium subglutinans (Wollenw & Reinking

Nelson, Toussoun & Marasas) f. sp. ananas Ventura, Zambolim & Gilb.

(VENTURA, 1994; VENTURA; ZAMBOLIM, 2002). Mais recentemente usando

a biologia molecular foi sugerida uma nova espécie Fusarium guttiforme

Nirenberg & O’Donnell, como sinônimo de F. subglutinans f. sp. ananas. No

entanto, a descrição dos caracteres morfológicos usados parecem não ser

suficientes para distinguir este taxon de outros isolados de F. subglutinans,

separando-os apenas pela patogenicidade nos seus hospedeiros, o que não

justifica a separação do fungo em uma nova espécie (VENTURA, 2000;

VENTURA; ZAMBOLIM, 2002).

O sintoma mais evidente é a exsudação de goma que pode-se manifestar em

todos os estádios de desenvolvimento da planta, especialmente nos frutos

(Figura 1-A). Na planta a infecção do fungo causa lesões no caule e na base

das folhas, facilmente observadas na parte aclorofilada destas (Figura 1-B).

Figura 1 Sintomas da fusariose causada pelo fungo Fusarium subglutinans f. sp.ananas. Exsudação de goma em fruto (A). Planta doente, observando-se a lesão na base das folhas (B).


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As mudas são infectadas, geralmente na fase inicial de

desenvolvimento, quando ainda estão aderidas à planta-mãe que apresenta

frutos doentes. É pouco perceptível nos estádios iniciais da doença, porém,

como o fungo sobrevive em mudas e plantas, o conhecimento dos sintomas

nas mesmas possibilita a eliminação de importantes fontes de inoculo.

(VENTURA; COSTA, 2006; VENTURA; ZAMBOLIM, 2002). O patógeno

sobrevive assim no material propagativo e em restos culturais doentes que são

abandonados no campo (Figura-2). A presença do patógeno em mudas que

são comercializadas e plantadas constitui um dos maiores perigos para a

disseminação da doença, pois os agricultores só tomam consciência da

gravidade da situação quando a cultura já está seriamente comprometida.

Durante o ciclo da cultura, o período crítico para infecção ocorre após a indução floral até ao final da antese (VENTURA; ZAMBOLIM, 2002; VENTURA et al., 1993), tendo como principal sitio de infecção as flores (Figura 2). Os conídios transportados pelo vento, respingos de chuva ou insetos, depositam-se na roseta foliar podendo infectar a fase inicial da inflorescência, desconhecendo-se ainda a importância das anteras ou outros órgãos florais na patogênese (Figura 2). A antese do abacaxizeiro (fenômeno que está intimamente associado com variáveis climáticas, como temperatura, umidade e comprimento do dia), ocorre por etapas com a abertura das flores em seqüência helicoidal, iniciando-se da base para o ápice da inflorescência, permanecendo aberta cada flor por apenas um dia. O período de abertura de flores em cada inflorescência perdura por 3-4 semanas, podendo abrir diariamente até 10 flores.


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Figura 2 Ciclo da Fusariose do abacaxi, causada pelo fungo Fusarium subglutinans f. sp.

ananas (Sin = F. guttiforme) (VENTURA et al., 1993; VENTURA;ZAMBOLIM, 2002).

Empiricamente, tem-se verificado que a severidade da doença apresenta

variações ao longo do ano. No estado do Espírito Santo a maior incidência

ocorre nos frutos colhidos entre agosto e outubro, cuja inflorescência apareceu

de março a maio, normalmente com temperaturas entre 23º e 30ºC e umidade

relativa do ar elevada e freqüência de precipitações pluviométricas.

2.1 MANEJO DA DOENÇA

O pousio durante quatro a doze meses contribui para a redução do inóculo

presente nos restos culturais que são deixados no campo após a colheita,


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apesar de não existirem evidências de que diminua a severidade da doença

nos frutos. Esta prática não é economicamente justificável para produtores que

não disponham de novas áreas para plantio (GOMES et al., 2003).

O tratamento das mudas infectadas com fungicidas, antes do plantio, deve ser

cuidadosamente avaliado porque apenas elimina o inoculo externo, ou seja,

não tem ação curativa mesmo em altas doses e independente do tempo de

tratamento.

Algumas publicações recomendam procedimentos alternativos como a

aplicação de urina de vaca e biofertilizante, porém, a urina de vaca apesar de

mostrar eficiência em laboratório, na diluição 1:1 em água, não foi eficiente

quando testada nas condições de campo em Itapemirim-ES. Até ao momento

não existem resultados de pesquisa em condições de campo que permitam

recomendar comercialmente a utilização de produtos (fungos, bactérias ou

extratos vegetais), para controle biológico da doença (GOMES et al., 2003;

VENTIURA; ZAMBOLIM, 2002).

Várias instituições vêm trabalhando com o melhoramento genético do

abacaxizeiro, destacando-se no Brasil, os projetos de melhoramento genético

na PESAGRO-RJ, Instituto Agronômico de Campinas (IAC), do Incaper no

Espírito Santo e da Embrapa Mandioca e Fruticultura em Cruz das Almas-BA.

O programa da Embrapa Mandioca e Fruticultura é atualmente o mais amplo e

completo tendo como objetivos desenvolver cultivares de abacaxi resistentes à

fusariose e com aceitação comercial. Este programa já possibilitou seleção

preliminar de vários genótipos e o lançamento da cultivar Imperial, resistente à

fusariose e com outros caracteres favoráveis como folhas sem espinhos nas

bordas, fruto com polpa amarela, elevado teor de açúcar e acidez moderada

(CABRAL et al., 1991; CABRAL et al., 1993; CABRAL; MATOS, 1995; CABRAL

et al., 1997; CABRAL et al., 2003). No entanto a característica dos frutilhos no

fruto e a posição das mudas (filhotes) aderidas à base do fruto, são

desvantagens para a sua aceitação comercial.


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Inicialmente as cultivares Perolera e Primavera foram também recomendadas

pela Embrapa porque apresentavam frutos com maior potencial para

comercialização (brix, acidez, forma e tamanho) e possuíam folhas sem

espinhos. Em pesquisas realizadas no estado do Espírito Santo, estas cvs.

apresentaram algumas desvantagens que impediram sua recomendação em

plantios comerciais como: comprimento do pedúnculo e mudas do tipo filhote

aderidas ao fruto na cv. Perolera; baixa adaptação em condições de estresse

hídrico da cv. Primavera. Novos híbridos resistentes à fusariose que estão

sendo avaliados em diferentes ambientes, têm-se mostrando estáveis e

apresentando excelente comportamento agronômico e comercial. No Espírito

Santo foi lançada a cultivar Vitória, resistentes à fusariose, que poderá causar

um incremento superior a 50% na produtividade da cultura no Brasil,

produzindo frutos de boa qualidade tanto para o consumo in natura como para

a agroindústria (VENTURA et al., 2006).

Considerando que o período crítico para que ocorra a infecção está situado

entre a indução floral e o final da antese, pois a flor é o principal sítio de

infecção, recomenda-se a proteção das inflorescências nesta fase (Figura 2). A

infecção nas flores também pode ser reduzida protegendo-se as

inflorescências com saco de papel pergaminho e/ou suprimindo-se a antese

com hormônios como o etephon (ácido 2 – chloroetilfosfônico), porém deve ser

considerada a sua viabilidade prática e econômica.

A prática mais usada é proteger as inflorescências com aplicação de fungicidas

da indução floral até o final da antese. A lavoura deve ter uma floração

uniforme para facilitar as pulverizações. A aplicação do fungicida tebuconazole

em doses elevadas e principalmente com temperaturas muito altas pode

causar fitotoxidez e interferir na acidez dos frutos. As injúrias causadas por

insetos, principalmente a broca-do-fruto (Strymon basilides), são importantes

portas de entrada do fungo. Em regiões onde esta praga é problema pode-se

adicionar um inseticida à calda fungicida.


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3 MAL-DO-PANAMÁ OU MURCHA DE FUSARIUM DA BANANEIRA O mal-do-Panamá ou Murcha de Fusarium da bananeira é uma das mais destrutivas doenças desta planta, admitindo-se que tenha destruído mais de 40.000 ha de bananeiras da cv. Grós Michel (AAA), na América Central, comprometendo a exportação desta fruta e levado os grandes grupos bananeiros a substituir os bananais predominantemente de ‘Grós Michel’ pelas cultivares do subgrupo Cavendish (JONES, 1999; STOVER, 1972; WARDLAW, 1970).

A primeira descrição da doença ocorreu em 1876 na Austrália, seguindo-se relatos da doença no Panamá e Costa Rica em 1890, disseminando-se posteriormente para todos os países da América Central e do Sul (STOVER, 1972; PLOETZ, 1992).

No Brasil a doença foi assinalada pela primeira vez em São Paulo, no município de Piracicaba, em 1930, infectando plantas da cv. Maçã (AAB). No Estado do Espírito Santo, desconhece-se a data do seu aparecimento, no entanto, há muitos anos vem infectando os bananais capixabas, tendo dizimado a cultura da banana ‘Maçã’ da região litorânea do Estado e vem progressivamente infectando a cv. Prata (AAB) que a substituiu, principalmente nas condições edafoclimáticas marginais para esta cultura (VENTURA;HINZ, 2002; VENTURA; NOBREGA, 1978).

A disseminação da doença para novas áreas está estritamente relacionada com a introdução de material propagativo suscetível (STOVER, 1972; VENTURA; HINZ, 2002). De uma maneira geral a doença tem contribuído para a eliminação da maioria dos plantios comerciais da cv. Maçã, obrigando os agricultores a plantar em terras novas ou a substituir suas culturas por cultivares resistentes, do subgrupo Cavendish. Estas cultivares no entanto, principalmente nos subtrópicos do hemisfério oriental têm apresentado suscetibilidade à doença. Perdas significativas têm sido relatadas nas Ilhas Canárias, Austrália, África do Sul e Taiwan (JONES, 1999; PLOETZ, 1992).

Os sintomas da doença podem dividir-se em:

Externos: Nas folhas ocorre um amarelecimento, das mais velhas para as

mais novas, ou seja, de baixo para cima, iniciando-se com uma faixa ao longo

da margem do limbo, que progride até a nervura central. Em seguida, as folhas

murcham, quebrando-se junto ao pseudocaule, dando à planta o aspecto de


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guarda-chuva fechado (Figura 3-A). No pseudocaule, frequentemente,

observam-se rachaduras no feixe de bainhas próximo do rizoma.

Internos: Em cortes transversais do pseudocaule, e em bananeiras com a

doença em estádios mais avançados, observam-se pontuações de coloração

pardo-avermelhada, devido, principalmente, ao acúmulo e oxidação da

dopamina, dando um aspecto completamente anormal ao feixe de bainhas

(Figura 3-B). Nos rizomas, observam-se, com clareza, os sinais da doença,

tanto em casos de infecção inicial como em estádios mais evoluídos,

verificando-se, facilmente, num corte transversal, pontuações de coloração

pardo-avermelhada, tendendo para o amarelo, variando a intensidade de

acordo como a área colonizada. Em estádios muito avançados, o fungo

desenvolve-se por todo o rizoma (VENTURA; HINZ, 2002).

Figura 3 Planta com sintomas do mal-do-panamá, evidenciando o amarelecimento das folhas mais velhas

e a quebra destas junto ao pseudo-caule (A); Corte transversal do pseudo-caule mostrando o escurecimento dos vasos devido à infecção do fungo Fusarium oxysporum f.sp. cubense (B)

A pigmentação vascular pode atingir o engaço e o ráquis do cacho ou mesmo, o pedúnculo dos frutos, mas nunca foram observados sintomas na polpa dos frutos. Isto contrasta com os sintomas do moko ou murcha bacteriana, com o


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qual muitas vezes os sintomas da doença são confundidos, em regiões onde ocorrem as duas doenças.

Na cultivar Prata, é freqüente constatar-se que, numa touceira, onde sabidamente a planta-mãe está infectada, as mudas novas, de até 4-5 meses, não evidenciaram sintomas externos da doença, podendo, em certos casos, chegar a produzir cachos normais. Freqüentemente, tem-se constatado, em bananais da cv. Prata, no Espírito Santo, casos de declínio e morte de plantas, apresentando sintomas externos até certo ponto semelhantes aos do Mal do Panamá, sendo, no entanto, de origem abiótica, devido, possivelmente, a desequilíbrios nutricionais.

O patógeno, Fusarium oxysporum Schlect. f. sp. cubense (Smith) Snyder & Hansen, é um fungo do solo, que tem como hospedeiros plantas da família Musaceae (gênero Musa) e da família Heliconeaceae (gênero Heliconia), bem como os híbridos entre as espécies M. acuminata e M. balbisiana e entre M. acuminata e M. schizocarpa. Tradicionalmente 4 raças do patógeno são reconhecidas com base em cultivares diferenciadoras (Tabela 2).

Tabela 2 Identificação das raças de Fusarium oxysporum f. sp. cubense, com base em

cultivares diferenciadoras.

RAÇAS CULTIVARES SUSCETÍVEIS

1 Grós Michel1; Maçã; Prata; Taiwan Latundan; Pisang Awak e I.C.2

2 Bluggoe1; cvs do grupo ABB e alguns híbridos tetraplóides AAAA

3 Heliconia spp2

4 Grós Michel; Maçã; Prata; Bluggoe e cvs do subgrupo Cavendish1 1/ Cultivar padronizada internacionalmente para a diferenciação das raças (PLOETZ, 1972). 2/ Nos últimos 30 anos não existem relatos da doença neste hospedeiro (JONES, 1999).

Há evidências da possível existência de outras raças ainda não confirmadas, uma vez que isolados do patógeno na África Oriental e na Flórida (USA), infectam as cvs. Grós Michel e Bluggoe, mas não o subgrupo Cavendish (PLOETZ, Comunicação pessoal).

A espécie F. oxysporum tem isolados patogênicos e saprófitas que não podem ser separados morfologicamente. Em meio de cultura BDA tem um


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crescimento rápido (4-7 mm/dia) a 25ºC, com micélio aéreo cotonoso de cor esbranquiçada com a produção de micro conídios ovais a reniformes, geralmente unicelulares, em monofiálides (VENTURA, 2000). Os clamidosporos são globosos, formados isoladamente ou aos pares nas hifas ou nos macroconídios, medindo geralmente de 7-11 µm. Apesar da formação dos clamidosporos ser uma importante característica para a identificação das espécies, isolados de F. oxysporum f. sp. cubense do grupo de compatibilidade vegetativa VCG 01214, não produzem clamidosporos (PLOETZ; PEGG, 1997; JONES, 1999). Com a ausência da fase teliomórfica em F. oxysporum, admite-se que a variação genética verificada no patógeno seja resultado de mutações que são mantidas na mitose. O ciclo parasexual de F. oxysporum f. sp. cubense foi descrito em laboratório mas até o momento não foi possível comprovar que ocorra na natureza (JONES, 1999).

A compatibilidade somática (grupos de compatibilidade vegetativa – VCGs), tem sido usada para identificar geneticamente populações do patógeno de diferentes regiões, através da complementação genética (formação de heterocarions), entre mutantes auxotróficos que não utilizam nitrato (nit.). São conhecidos 16 GCVs do patógeno que explicam a co-evolução do fungo com a bananeira e a sua disseminação no mundo. (PLOETZ, 1990).

O patógeno pode permanecer no solo em estádio de dormência por vários anos, na forma de clamidosporos, que estimulados, germinam, desenvolvendo micélio; e, deste, produzir, dentro de poucas horas, conídios e clamidosporos novamente após 2-3 dias (STOVER, 1972; WARDLAW, 1972).

As radicelas e extremidades das raízes são os sítios iniciais de infecção, sendo que nos genótipos resistentes a infecção é paralisada devido à formação de géis e tiloses nos vasos do xilema, enquanto que nas cultivares suscetíveis a colonização dos vasos continua extendendo-se aos tecidos parenquimatosos anexos. Os clamidosporos são formados nos tecidos necrosados e no solo, sendo as estruturas de sobrevivência do fungo mais importantes na epidemiologia da doença.

A infecção inicia-se pelas radicelas, atingindo o sistema vascular da bananeira num processo sistêmico, ocorrendo, em estádios mais avançados da doença, a colonização do tecido parenquitamoso adjacente, com a produção de elevada quantidade de conídios e clamidosporos (STOVER, 1972; WARDLAW, 1972). Inoculações diretas no rizoma ou pseudocaule têm resultados negativos na obtenção de sintomas vasculares, mesmo quando se utilizaram elevadas concentrações de inóculo, podendo, no entanto, ocorrer crescimento do fungo nos tecidos inoculados.


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A dispersão da doença ocorre, principalmente, pelo homem, água, animais e vento, sendo os dois primeiros os mais importantes, tendo em vista as condições de cultivo das regiões produtoras no Brasil, e o uso de mudas sem os cuidados fitossanitários necessários (VENTURA; HINZ, 2002). A evolução da doença num bananal é imprevisível, uma vez que, em alguns casos, evolui rapidamente, atingindo todas as plantas; e noutros, o mesmo não acontece. Admite-se que em bananais implantados em solos supressivos a doença leva vários anos (10-15 anos) até causar problema, enquanto que nos solos condutivos, isto ocorreria em poucos anos (2-4 anos).

As características químicas e físicas do solo desempenham um papel

importante no comportamento da doença, em determinadas regiões, sendo as

interações envolvendo o pH, Ca trocável, Mg, K e matéria orgânica as mais

importantes. Observações realizadas no Espírito Santo têm mostrado uma

associação entre os teores de Al+++ no solo e a ocorrência da doença, na

cultivar Prata.

A saturação hídrica do solo reduz o O2 e aumenta o CO2 e a concentração de etileno no solo, afetando a respiração das raízes, o aerenquima cortical e as extremidades das raízes por onde geralmente se inicia a infecção do patógeno (AGUILAR et al., 2000). A hipoxia e a conseqüente anoxia nas raízes da bananeira implicam no desenvolvimento da murcha causada pelo fungo, tendo em vista uma demora na ativação dos mecanismos de defesa do hospedeiro. As enzimas peroxidase (PER) e liase fenilalamina de amônio (PAL), têm ação na resistência induzida de diferentes patossistemas. Na bananeira a hipoxia afeta a atividade destas enzimas, verificando-se que existe uma correlação direta e positiva da doença com o aumento da PER, o que explica a “quebra” da resistência em cultivares do subgrupo Cavendish ao Mal-do-Panamá (raça1), após a saturação hídrica (alagamento), como verificado no Vale do Ribeira, em São Paulo, com a cv. Nanicão. A identificação de marcadores moleculares para estas enzimas pode constituir-se em uma ferramenta importante para se pesquisar a resistência quantitativa ao Mal-do-Panamá (AGUILAR et al., 2000).

Existe um efeito significativo da matéria orgânica no solo relacionada com a infecção de F. oxysporum f. sp. cubense, verificando-se experimentalmente que o elevado teor de matéria orgânica nos solos orgânicos em relação a solos minerais, influencia a severidade da doença, sendo menor nos solos orgânicos (SILVA Jr. et al., 2000). Os altos teores de matéria orgânica geralmente estão relacionados com uma elevada população microbiana no solo, aumentando o


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efeito fungistático deste. Os solos arenosos são relatados como conducivos para murchas vasculares causadas por F. oxysporum, enquanto que nos solos argilosos as doenças são menos freqüentes, principalmente quando são ricos em montmorilonita (LINDERMAN et al., 1983). No Brasil, no patossistema bananeira x F. oxysporum f.sp. cubense, foi verificado que em áreas com plantas doentes no Espírito Santo e Bahia, os teores de cálcio e magnésio estavam baixos tanto no solo como nas plantas (CORDEIRO, 1988; ZAMBOLIM;VENTURA, 1993). No Espírito Santo a doença é mais severa com o pH abaixo de 5,5 (VENTURA; HINZ, 2002; ZAMBOLIM; VENTURA, 1993).

A manutenção do pH e a correção do solo são assim importantes na redução da incidência de doenças causadas por Fusarium. Um exemplo é o caso da bananeira da cv. Mysore, considerada resistente ao mal-do-panamá, mas que quando cultivada em solos com pH muito baixo e desequilíbrio nas relações K:Mg e Ca:Mg, torna-se suscetível à doença (VENTURA; HINZ, 2002). O efeito positivo do pH elevado, bem como do Cálcio e Magnésio, tem sido descrito na literatura através de observações de campo e experimentos (STOVER, 1972; WARDLAW, 1972), no entanto, se houver desequilíbrio entre os nutrientes no solo, o aumento isolado do pH, Ca e Mg não reduz a doença, podendo inclusive aumentar a severidade como observado experimentalmente por Silva Jr. et al. (2000), ocasionando possivelmente um desequilíbrio no solo mineral, afetando as características químicas e os microorganismos importantes na competição com o patógeno. O nitrogênio na forma amoniacal geralmente favorece a ocorrência das murchas de Fusarium em várias culturas e a forma nítrica desfavorece (ZAMBOLIM; ENTURA, 1993).

Muitas vezes o mal-do-Panamá é confundido com a murcha abiótica da

bananeira, que no entanto é uma doença abiótica, que ocorre em alguns

bananais e tem sido associada à deficiência de potássio (PEREIRA et al.,

2000). Este elemento atua na atividade de algumas enzimas envolvidas no

mecanismo de resistência das plantas, e também, na síntese de proteínas, na

fotossíntese, respiração, crescimento celular e transporte de carbohidratos,

principalmente nos frutos (PEREIRA et al., 2000; ZAMBOLIM; VENTURA,

1993).

3.1 MANEJO DA DOENÇA

No controle da doença, apenas os métodos de exclusão e o uso de cultivares resistentes são eficientes. Outros métodos, testados não têm mostrado viabilidade econômica. Não existem medidas de controle químico da doença.


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Solos supressivos foram relatados em diferentes regiões produtoras do mundo. Em geral estes solos são reconhecidos pelo longo tempo em que os bananais continuam produtivos, mesmo na presença do fungo, sendo geralmente a supressão associada às características químicas, físicas e microbiológicas (JONES, 1999).

O uso de genótipos resistentes é o melhor meio para conviver com a doença. Existem cultivares resistentes dos diferentes grupos genômicos de bananeiras, com comportamento diferenciado em relação às diferentes raças e que devem ser plantados sempre que possível e desde que atendam aos objetivos dos produtores (Tabela 3). Os novos híbridos também podem ser usados em substituição às cultivares suscetíveis, observando as qualidades comerciais da fruta (VENTURA; HINZ, 2002; VENTURA et al., 2005).

Tabela 3 Reação de diferentes genótipos de bananeira às duas raças de Fusarium oxysporum

f. sp. cubense, avaliados em condições subtropicais na Austrália.

Genótipo Grupo Genômico Raça 1

(VCG 0124)

Raça 4

(VCG 0120, 0129)

Pisan Lilin AA R R

Grós Michel AAA S S

William AAA R S

Yangambi Km5 AAA R S

FHIA-02 AAAA S -

FHIA-01 (Gold finger) AAAB R R

FHIA-17 AAAA R R

FHIA-23 AAAA R S

Prata (Lady finger) AAB S -

PV 03-04 AAAB R R

FHIA-03 AABB - S

PC 12-05 AAAB R -

PA 03-22 AAAB R R

Fonte: Jones (1999) e Ventura;Hinz (2002).


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Apesar da variabilidade genética que ocorre no subgrupo ‘Prata’, até o momento não foi constatada, a ocorrência de cultivares deste subgrupo com resistência à doença. No entanto, essa possibilidade não é descartada.

A incorporação ao solo, especialmente de leguminosas, tem baixado a incidência da doença e a população do patógeno. Na China, Tu e Cheng (1982) e Tu e et al. (1980), trabalhando com o subgrupo Cavendish e com a raça 4 do patógeno, obtiveram uma redução da severidade da doença para 3-13%, quando adicionaram, em solo previamente infestado, uma suspensão de bactérias antagonistas (Clostridium e Bacillus spp), isoladamente ou em combinação com a incorporação de Crotalaria sp. Todavia, o progresso da doença foi marcante, no ano seguinte aos tratamentos. Os mesmos pesquisadores, usando campos com 78% de doença, obtiveram resultados promissores com a incorporação de resíduos de mandioca e farelo de arroz, plantando mudas sadias 21 dias após.

No Espírito Santo para a banana ‘Prata’, tem-se recomendado a adoção de

medidas preventivas (VENTURA; NOBREGA, 1978; VENTURA;HINZ, 2002)

levando em consideração a formação dos bananais:

Bananais em formação

a) Evitar áreas onde os solos estejam infestados com o patógeno, especialmente aqueles que já tiveram bananais, principalmente da cultivar Maçã.

b) Plantar mudas criteriosamente selecionadas de bananais livres da doença. O corte das raízes e o descorticamento do rizoma possibilitam a visualização de sinais da doença e a eliminação das mudas suspeitas; Na produção de mudas livres do patógeno, a simples seleção visual das plantas não impede a utilização e plantio de mudas doentes. No entanto, num plano de produção de mudas sadias da cultivar Maçã, Martinez et al. (1981), partindo de plantios doentes e seguindo um processo de erradicação contínua, obtiveram sucesso com mudas que produziram o 2º e o 3º ciclo, sem nenhum caso da doença.

c) Plantar outras cultivares preferencialmente do mesmo subgrupo, com

resistência ao patógeno (Tabela 4).


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Bananais formados:

Mesmo em bananais sem ocorrência visível da doença, deve-se monitorar periodicamente as plantas e examinar o rizoma em caso de suspeita da presença do patógeno. Se o fungo estiver presente, matar imediatamente todas as bananeiras, tanto da touceira atingida quanto das vizinhas, com um herbicida sistêmico (ex. 2,4-D a 1% de p.a.). Para aplicação do herbicida, efetuar duas a três perfurações em cada pseudocaule da touceira a ser eliminada, em cerca de 30 cm distante do solo, utilizando um espeto com ponta em uma das extremidades. Aplicar a solução contendo o herbicida com um regador que só deverá ser usado para este fim e efetuar o repasse após quinze dias da primeira aplicação, a fim de eliminar as bananeiras que brotaram. Se houver uma ocorrência generalizada da doença, deve-se efetuar a colheita dos cachos e plantar uma cultivar resistente indicada pela instituição de pesquisa local.

Problemas nutricionais devem ser identificados e corrigidos, mantendo-

se sempre o bananal em perfeito estado de sanidade e nutrição.

Tabela 4 Comportamento de diferentes genótipos de bananeiras ao mal-do-Panamá,

raça 1, no Brasil.

Genótipo Grupo Genômico Mal-do-Panamá

(Raça 1)

Caipira (Yangambi Km5) AAA R1

FHIA-01 (Goldfinger) AAAB R

FHIA-02 AAAA S

FHIA-03 AABB R

FHIA -18 AAAB S

FHIA-21 AAAB R

Grande Naine AAA R

Gros Michel AAA S

IAC 2001 AAA R

Japira AAAB R

Maçã AAB S

Mysore AAB R

Nanica AAA R


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Nanicão AAA R

Ouro da Mata AAAB R

PA 03-22 AAAB R

Pacovan AAB S

Pacovan Ken (PV 42-68) AAAB R

Pioneira (PA 12-03) AAAB S

Prata Anã AAB S

Prata Comum AAB S

Prata Zulú AAB S3

SH 3640 AAAB R

Terra AAB R

Thap Maeo AAB R

Tropical (YB 42-21) AAAB R

Vitória AAAB R 1/ R = Resistente; S = Suscetível; NA = Não avaliada 2/ A resistência foi quebrada na África 3/ A bananeira apresenta tolerância à doença em condições favoráveis de cultivo Fonte: Adaptado de VENTURA ; HINZ (2002); VENTURA et al.(2005)

4 MANEJO INTEGRADO DE DOENÇAS DO MORANGUEIRO

A cultura do morangueiro é uma atividade de grande importância sócio-

econômica para o país, sendo empregadora de grande número de pessoas

durante sua condução, e requer o uso constante de tecnologia, destacando-se

o manejo integrado das doenças. Existem vários patógenos que ocorrem nesta

cultura, causando perdas em maior ou menor intensidade em função das

condições climáticas, do manejo adotado e das cultivares plantadas. O

conhecimento das doenças e as táticas de manejo a serem adotadas, é um

desafio para que a cultura mantenha sua importância econômica, social e

ambiental e que seja sustentável por vários anos, atendendo, assim, aos

princípios da produção integrada. As normas técnicas especificas e

documentos de acompanhamento da produção integrada de morango (PIMo)

foram publicados na Instrução Normativa número 14, de 1 de abril de 2008. O

estado do Espírito Santo também adotou de maneira pioneira, desde a safra de


______________________________________________________________________________

2004, o cadastramento dos produtores de morango, sendo que os cadastrados

nos escritórios do Incaper recebem um número que é utilizado junto à

embalagem de comercialização com o logotipo Morango das Montanhas do

Espírito Santo, qualidade com responsabilidade. O cadastro é renovado a cada

safra, o que permite a rastreabilidade se algum problema for detectado.

4.1 DOENÇAS QUE OCORREM EM FOLHAS, PECÍOLOS, ESTOLHÕES E

FLORES

A principal doença foliar é a “mancha de micosferela”, causada pelo fungo

Mycosphaerella fragariae, que ocasiona mancha de formato arredondado e

diâmetro variável, de coloração inicialmente castanho avermelhado. A doença

ocorre com maior intensidade na fase inicial após o transplantio no campo

(março – abril) e no final do cultivo (setembro - outubro), quando as

temperaturas são mais elevadas e as perdas superiores a 50% podem ocorrer.

É uma doença importante também na fase de produção das mudas (viveiros).

Os maiores danos ocorrem quando se utiliza menores espaçamentos, irrigação

por aspersão e excesso de adubação nitrogenada.

Para seu manejo, o uso de cultivares resistentes é a principal medida a

ser adotada, sendo que existem variações da doença entre elas, conforme

pode ser observado na Tabela 1. As cultivares de dias neutros, Diamante e

Aromas, vêm apresentando, em ensaios conduzidos no estado do Espírito

Santo, alta severidade da doença. A cultivar Dover também tem apresentado

alta suscetibilidade a esta doença, notadamente em cultivos orgânicos

(COSTA; VENTURA, 2007). O uso de fungicidas e/ou caldas (viçosa,

bordalesa), caso necessário, deve ser feito após o monitoramento da incidência

da doença, uma vez que o patógeno é muito dependente da temperatura e de

alta umidade relativa para a sua ocorrência (COSTA; VENTURA, 2004; 2006;

2007). Na safra de 2007, em virtude do período seco prolongado que se

verificou no estado do Espírito Santo, a utilização de fungicidas para o seu


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manejo foi praticamente nula e o mesmo tem se verificado até o presente

momento na safra de 2008. O cultivo em túneis, que vem sendo cada vez mais

adotado pelos produtores no Espírito Santo, limita o desenvolvimento da

doença mesmo na época das chuvas. Resultados preliminares de avaliação

efetuados no Incaper/CRDR-Centro Serrano têm demonstrado a influência do

tipo de “mulching” (branco e/ou preto) sobre o desenvolvimento desta doença,

com maiores severidades observadas no “mulching” branco em condições de

campo aberto.

A doença originada pelo fungo Pestalotiopsis longisetula, que causa a

“mancha-da-folha”, vem-se constituindo em um dos maiores problemas da

cultura no Estado do espírito Santo, ocorrendo com alta severidade, a partir de

2003, com danos acentuados principalmente em viveiros (COSTA; VENTURA,

2006). O manejo desta doença envolve o uso da irrigação por gotejamento e de

cultivares resistentes (Tabela 1).

A doença “Flor Preta”, causada pelo fungo Colletotrichum acutatum, é a

principal doença da cultura e pode causar perdas totais nas lavouras

conduzidas em campo aberto, principalmente na Região Sudeste, entre os

meses de setembro a dezembro, devido à presença de chuvas constantes

neste período. No estado do Espírito Santo, a doença foi observada pela

primeira vez em 1994, em mudas infectadas provenientes de São Paulo

(COSTA; VENTURA, 2004). Normalmente, a doença inicia-se em pequenos

focos (reboleiras) e os sintomas característicos ocorrem nas inflorescências,

onde as flores, estames e pistilos apresentam lesões de coloração marrom-

escura a escura. Com o avanço da doença, as inflorescências tornam-se secas

e mumificadas. Sua maior severidade é associada a condições de alta

umidade, observando-se a formação de uma massa de coloração rosada nos

órgãos atacados. O fungo, sob condições favoráveis (Tabela 2), pode provocar

ainda manchas irregulares de cor marrom-escura nos bordos dos folíolos,


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muitas vezes diagnosticado como deficiência de boro, o que pode levar a

danos maiores às lavouras, como se verifica. Este sintoma também pode

ocorrer nas mudas em viveiros, disseminando a doença a grandes distâncias

(COSTA; VENTURA, 2004; 2007).

Para o seu manejo, um agravante para o cultivo em campo aberto é que as

principais cultivares atualmente plantadas, como Camarosa, Oso Grande e

Milsei-Tudla, são muito suscetíveis à doença. Novas cultivares, entre elas

Ventana, Camino Real, Aromas, Diamante e Seascape, também apresentam

suscetibilidade, como se observa em trabalhos conduzidos no estado do

Espírito Santo, em condições de campo e/ou laboratório (Tabela 1). A utilização

de mudas sadias é fator decisivo para evitar a introdução da doença em novas

áreas; daí a importância da certificação dos viveiros existentes no país. A

irrigação por aspersão deve ser evitada, pois favorece a sua disseminação nas

lavouras e pode até mesmo inviabilizar a produção (Tabela 2).

Outra doença é o oídio, causado pelo fungo Oidium sp. (Sphaerotheca

macularis), que vem ocorrendo em algumas áreas do Brasil, com intensidade

variável entre os Estados produtores em função da maior ou menor utilização

do cultivo protegido e das cultivares que estão sendo adotadas, que

apresentam comportamento diferenciado em relação a esta doença. No estado

do Espírito Santo, ela foi observada pela primeira vez em 2004, em um viveiro

de mudas cultivado em estufas. O manejo deste patógeno envolve o uso de

cultivares resistentes, sendo que no Espírito Santo a doença foi primeiramente

observada na cultivar Camarosa (COSTA; VENTURA, 2006; 2007). A cultivar

de dia neutro ‘Seascape’ vem apresentando alta severidade da doença, em

cultivo sob túneis baixos (COSTA; VENTURA, 2007).

A bactéria Xanthomonas fragariae foi introduzida no Espírito Santo em 2003,

em mudas infectadas provenientes de Minas Gerais e, neste mesmo ano, foi


______________________________________________________________________________

erradicada das lavouras onde apareceu. Entretanto, ela foi novamente

diagnosticada em uma lavoura do Estado, em 2006, no município de Castelo,

na região do Forno Grande, em mudas provenientes da Argentina, sendo a

lavoura totalmente erradicada (COSTA; VENTURA, 2007). A utilização de

mudas sadias é a principal medida de manejo a ser adotada.

4.2 DOENÇAS QUE OCORREM EM FRUTOS

O principal patógeno associado aos frutos, em condições de campo e de pós-

colheita, é o fungo Botrytis cinérea.. O fungo ocorre de maneira generalizada

nas lavouras, com maiores perdas onde se utilizam menores espaçamentos,

excesso de adubação nitrogenada, irrigação por aspersão e controle cultural

inadequado, ou seja, não se efetuam a retirada das folhas velhas, secas e

doentes, nem dos frutos infectados presentes nas lavouras. Maiores perdas

são observadas após períodos de dois a três dias de chuvas finas e

persistentes que antecedem a colheita e proporcionam alta umidade nas

plantas, como se verifica na Região Serrana do Espírito Santo.

Para o seu manejo, uma prática cultural essencial é a retirada de folhas velhas,

senescentes (amareladas) e secas, que vem sendo adotada como rotina pelos

produtores do estado do Espírito Santo (Tabela 2). Trabalhos conduzidos no

Incaper/CRDR-Centro Serrano, em quatro anos consecutivos (2004 a 2008),

têm mostrado que o cultivo em túneis reduz significativamente a doença nos

frutos, seja em campo ou em pós-colheita, com valores superiores a 80% em

comparação com o cultivo a campo aberto, sendo esta diferença mais

acentuada com o inicio das chuvas. A adubação equilibrada com cálcio é outro

fator determinante para a redução da severidade da doença, como se observa

nos levantamentos efetuados em lavouras do Estado, onde menores perdas

são verificadas quando o nível de cálcio nas folhas está em conformidade com

a recomendação (COSTA; VENTURA, 2007).


______________________________________________________________________________

Com relação à resistência a esta doença, a maioria das cultivares têm-se

comportado como suscetíveis em testes efetuados em condições de

laboratório. Em condições de campo e nas áreas experimentais do projeto de

produção integrada, tem-se observado que a cv. Camino Real apresenta alta

suscetibilidade a este patógeno. É importante ressaltar que esta cultivar

apresenta uma flor muito grande e que demora a se abrir em relação às outras

normalmente plantadas, o que favorece a doença, notadamente em períodos

de chuvas finas por alguns dias (COSTA; VENTURA, 2007). A utilização de

óleos essenciais tem sido pesquisada e testes efetuados “in vitro” e “in vivo”

vêm demonstrando ser uma linha promissora para o controle destes patógenos

em pós-colheita (SILVA, 2008; VIVAS et al., 2006).

4.3 DOENÇAS QUE OCORREM EM RIZOMAS E/OU RAÍZES

Dentre os fungos habitantes do solo, o que tem causado maiores danos à

cultura é o fungo Verticillium dahliae. Ele ocasiona a murcha da planta, cujos

sintomas iniciais caracterizam-se pela queima das bordas das folhas infectadas

e que, com o avanço da doença, leva-a a uma murcha total com a sua

conseqüente morte. A doença é favorecida por solos alcalinos, comuns em

algumas áreas, e também pelo curto intervalo de rotação de culturas aí

efetuado. Ou seja, muitos plantios de morango são realizados após oito meses

do cultivo anterior, além do fato de que em muitas áreas se faz rotação com

plantas da família Solanaceae, que também são hospedeiras deste patógeno,

notadamente com a cultura do tomate. A rotação com esta cultura traz um

agravante, devido à ocorrência da raça 02 deste fungo no Estado, uma vez que

todas as cultivares de tomate são suscetíveis a esta raça, o que contribui para

o aumento da densidade populacional deste patógeno no solo (COSTA;

VENTURA, 2008). No estado do Espírito Santo, em levantamentos efetuados


______________________________________________________________________________

nas áreas produtoras onde havia a presença do patógeno, geralmente o pH do

solo estava situado na faixa entre 6,7 a 7,0 (COSTA; VENTURA, 2007).

Para o manejo deste patógeno é fundamental a rotação de culturas, por pelo

menos quatro anos, sendo que a utilização de plantas da família das crucíferas,

e de modo especial com brócolis, reduz a densidade de microescleródios do

fungo no solo. Pesquisas realizadas pelo Incaper, em condições de casa de

vegetação, com solo naturalmente infestado, mostraram as cvs. Camarosa,

Oso Grande, Camino Real, Ventana, Aromas, Diamante, Seascape, Dover e

Sweet Charlie como suscetíveis ao patógeno (Tabela 1). A adubação

equilibrada é muito importante, já que algumas formas de adubos nitrogenados

(amoniacal e/ou nítrica) predispõem as plantas à maior infecção do patógeno.

Em pequenas reboleiras, a solarização e a bio-fumigação do solo são

alternativas de manejo da doença (Tabela 2).

AGRADECIMENTOS

À Rosana M. Altoé Borel pelas correções no texto; Dirley Paulina N. de Castro

pela editoração e Alonso J. Bonisson Bravin, Clair Barbosa , Jomar Luiz

Roversi e Valerino Domingos Ébani, pelo apoio na condução dos trabalhos de

campo e laboratório.


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Figura 1 Representação esquemática das principais táticas usadas no manejo integrado das

doenças do morangueiro (COSTA; VENTURA, 2007).


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Tabela 1- Reação de alguns cultivares de morangueiro aos principais patógenos observado em condições de campo no período de 2003 a 2008 e em condições de laboratório e estufa do Incaper CRDR-CSERRANO,2008.

Cultivares Reação aos patógenos

Colletotrichum

acutatum

Verticillium

dahliae

Xanthomonas

fragariae

Botrytis

cinerea

Mycosphaerella

fragariae

Pestalotiopsis

longisetula

Camarosa S¹ S S S S S

Oso

Grande

S S S S S S

Dover AS S S S AS R

Milsei-

Tudla

S S S S MR S

Sweet

Charlie

MR S S S MR AS

Ventana S S S S MR S

Camino

Real

S S S AS MR S

Aromas S S S S S S

Diamante S S S S S S

Seascape S S S S S S

Fonte: COSTA; VENTURA, 2004; 2006; 2007 e 2008. ¹AS – Altamente suscetível; S – Suscetível; MR – Moderadamente resistente Tabela 2- Doenças do morangueiro, patógenos, condições favoráveis e táticas de manejo. Incaper,2008.

Patógeno Condições favoráveis à doença Doença Etiologia Sobrevivência Disseminação Fatores de pré-disposição

Antracnose do rizoma

Colletotrichum fragariae Restos culturais Hospedeiros alternativos

⋅ Mudas infectadas;

⋅ Temperatura 21-27ºC; ⋅ Excesso de irrigação; ⋅ Excesso de nitrogênio.


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Flor preta Colletotrichum acutatum Restos culturais Hospedeiros alternativos

⋅ Mudas infectadas; ⋅ Respingos de chuva e irrigação.

⋅ Temperatura 19-23ºC; ⋅ Chuvas prolongadas e excesso de

irrigação; ⋅ Excesso de nitrogênio.

Mancha angular

Xanthomonas fragariae Restos culturais ⋅ Mudas infectadas;

⋅ Respingos de chuva e irrigação.

⋅ Temperatura 18-22ºC;

⋅ Alta umidade relativa;

⋅ Excesso de nitrogênio.

Mancha de micosferela

Mycosphaerella fragariae Restos culturais ⋅ Mudas infectadas;

⋅ Respingos de chuva e irrigação; ⋅ Vento.

⋅ Temperatura 22-26ºC; ⋅ Alta umidade relativa; ⋅ Excesso de nitrogênio.

Mancha de diplocarpon

Diplocarpon earlianum Restos culturais ⋅ Mudas infectadas;

⋅ Respingos de chuva e irrigação;


Mancha de dendrophoma

Dendrophoma obscurans Restos culturais ⋅ Mudas infectadas;

⋅ Respingos de chuva e irrigação;


Mancha de pestalotiopsis

Pestalotiopsis longisetula Restos culturais ⋅ Mudas infectadas;

⋅ Respingos de chuva e irrigação; ⋅ Vento.

⋅ Temperatura 21-25ºC; ⋅ Alta umidade relativa.

Oidio Oidium sp Restos culturais ⋅ Mudas infectadas;

⋅ Cultivo protegido;

⋅ Vento.

⋅ Temperatura 20-30ºC;

⋅ Baixa umidade relativa;

⋅ Baixa luminosidade;

⋅ Cultivo em túneis.

Murcha de verticillium Verticillium dahliae ⋅ Microescleródios

⋅ Restos culturais (contaminados)

⋅ Implementos agrícolas; ⋅ Água de irrigação e chuva; ⋅ Mudas infectadas.

⋅ Temperatura 21-24ºC; ⋅ pH do solo 6,5 - 7,0; ⋅ Estresse hídrico; ⋅ Solos com baixo teor de matéria orgânica.

Murcha de sclerotinia Sclerotinia ssclerotiorum

⋅ Escleródios ⋅ Restos culturais ⋅ Hospedeiros alternativos

⋅ Água de irrigação e da chuva; ⋅ Implementos agrícolas; ⋅ Mudas infectadas.

⋅ Temperatura 16-22ºC ⋅ Alta umidade do solo; ⋅ Alta densidade de plantas; ⋅ Excesso de nitrogênio.

Murcha de sclerotium Sclerotium rolfsii ⋅ Escleródios ⋅ Restos culturais ⋅ Hospedeiros alternativos

⋅ Água de irrigação e da chuva; ⋅ Implementos agrícolas; ⋅ Mudas infectadas.

⋅ Temperatura 16-22ºC; ⋅ Alta umidade do solo; ⋅ Alta densidade de plantas; ⋅ Excesso de nitrogênio.

Podridão das raízes Pythium sp. Fusarium spp. Phytophora sp. Rhizoctonia spp.

⋅ Oosporos ⋅ Clamidósporos ⋅ Escleródios ⋅ Restos culturais

⋅ Água de irrigação e chuva; ⋅ Respingos de chuva e irrigação; ⋅ Implementos agrícolas; ⋅ Mudas infectadas.

⋅ Temperatura variável em função do fungo;

⋅ Alta umidade do solo; ⋅ Solos compactados; ⋅ Excesso de nitrogênio; ⋅ Estresse hídrico e canteiros baixos


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Podridão do rizoma Phytophthora cactorum

⋅ Clamidósporos ⋅ Oosporos ⋅ Restos culturais

⋅ Água de irrigação e chuva; ⋅ Implementos agrícolas; ⋅ Mudas infectadas.

⋅ Temperatura 16-22ºC; ⋅ Alta umidade do solo; ⋅ Solos compactados; ⋅ Excesso de nitrogênio; ⋅ Canteiros baixos.

Podridão dos frutos P.nicotianae,P.idaei

Botrytis cinerea

Colletotrichum spp.

Rhizopus spp

S. sclerotiorum

Geotrichum sp

Pestalotiopsis

longisetula

Rhizoctonia spp

Mucor sp.

⋅ Clamidosporos ⋅ Oósporos ⋅ Escleródios ⋅ Restos culturais ⋅ Hospedeiros alternativos

⋅ Água de irrigação e chuva (respingos);

⋅ Mudas infectadas; ⋅ Implementos agrícolas.

⋅ Temperatura variável em função do fungo;

⋅ Ferimentos nos frutos; ⋅ Alta umidade relativa(>90%); ⋅ Excesso de nitrogênio; ⋅ Excesso de plantas nos canteiros;

⋅ Frutos muito maduros;

⋅ Tipo de embalagem;

⋅ Armazenamento em locais de altas temperaturas

Viroses SMov;SCV;SMYEV,SV

BV ,SpaV

⋅ Mudas; ⋅ Hospedeiros alternativos.

⋅ Mudas infectadas; ⋅ Afídeos (pulgões).

⋅ Temperatura variável em função do vírus envolvido.

Fitoplasma Grupos:

16 SrI e 16SrIII

⋅ Mudas

⋅ Hospedeiros alternativos

⋅ Cigarrinhas ⋅ --------

Nematóides Meloidogyne sp

Aphelenchoides

fragariae

A.besseyi

Pratylenchus sp.

⋅ Solo; ⋅ Mudas; ⋅ Hospedeiros alternativos.

⋅ Mudas doentes; ⋅ Água de irrigação e chuva; ⋅ Implementos agrícolas.

⋅ Temperatura variável em função do nematóide; ⋅ Solos arenosos.


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Fonte: Adaptado de COSTA; VENTURA, 2004; 2006; 2007 e 2008; ZAMBOLIM; VENTURA, 1993 . 5 REFERÊNCIAS AGUILAR, E.; TURNER, D.W.; SIVASITHAM PARAM, K. Mecanismos propuestos acerca de la predisposición de los bananas Cavendish al marchitamiento por Fusarium durante la hipoxia. Infomusa, v.9, n.2, p.9-13, 2000.

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