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UNIVERSIDADE FEDERAL DE PERNAMBUCO

CENTRO DE TECNOLOGIA E GEOCIÊNCIAS

Programa de Pós-Graduação em Engenharia Química

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E

Q

PPEQ - Programa de Pós-Graduação

em Engenharia Química

CEP: 50740-521

Cidade Universitária - Recife - PE

Telefax: 0-xx-81-21267289

DDIISSSSEERRTTAAÇÇÃÃOO DDEE MMEESSTTRRAADDOO

UUttiilliizzaaççããoo ddee TTHHPPSS ee XXaannttaannaa ccoommoo EEssttrraattééggiiaa ppaarraa oo

CCoonnttrroollee ddaa CCoorrrroossããoo MMiiccrroobbiioollooggiiccaammeennttee IInndduuzziiddaa

PPuullkkrraa SSiillvvaa

Recife/PE

Dezembro/2011

Orientadora: Profa. Dra. Maria Alice G. de Andrade Lima

Co-orientadora: Profa. Dra. Glória Maria Vinhas

ii

PULKRA SILVA

UTILIZAÇÃO DE THPS E XANTANA COMO ESTRATÉGIA PARA O

CONTROLE DA CORROSÃO MICROBIOLOGICAMENTE INDUZIDA

Dissertação apresentada ao Programa de Pós-graduação em

Engenharia Química da Universidade Federal de

Pernambuco, como requisito para a obtenção do título de

mestre em Engenharia Química.

Área de concentração: Processos Bioquímicos

Orientadora: Profa. Dr

a. Maria Alice G. de Andrade Lima

Co-orientadora: Profa. Dr

a. Glória Maria Vinhas

Recife

2011

Catalogação na fonte

Bibliotecária Margareth Malta, CRB-4 / 1198

S586u Silva, Pulkra.

Utilização de THPS e Xantana como estratégia para o controle da

corrosão microbiologicamente induzida / Pulkra Silva. - Recife: O Autor,

2011.

xv, 100 folhas, il., gráfs., tabs.

Orientadora: Profa. Dra. Maria Alice G. de Andrade Lima.

Co-Orientadora: Profa. Dra. Glória Maria Vinhas.

Dissertação (Mestrado) – Universidade Federal de Pernambuco. CTG.

Programa de Pós-Graduação em Engenharia Química, 2011.

Inclui Referências Bibliográficas e Anexo.

1. Engenharia Química. 2. Biofilmes. 3. Aço Carbono. 4. Água do Mar.

5. Biocidas. 6. THPS. I. Lima, Maria Alice G. de Andrade. (Orientadora).

II. Vinhas, Glória Maria. (Co-Orientadora). III. Título.

UFPE

660.2 CDD (22. ed.) BCTG/2012-046

iii

Dissertação de Mestrado defendida e aprovada em 19 de dezembro de 2011 a Banca

Examinadora constituída pelos professores:

__________________________________________________

Profa.Dra.Maria Alice Gomes de Andrade Lima

Departamento de Engenharia Química da UFPE

__________________________________________________

Profa.Dra. Olga Martins Marques

Departamento de Engenharia Química da UFPE

_________________________________________________

Profa.Dra. Sara Horacio de Oliveira

Programa Nacional de Pós-Graduação da CAPES-CNPq

_________________________________________________

Prof.Dr. Ladimir José de Carvalho

Escola de Química da UFRJ

iv

Aos meus pais José Francisco da Silva e

Sílvia Maria da Silva pelo amor incondicional.

v

AGRADECIMENTOS

A Deus, em todos os momentos alegres e difíceis. Ele sempre esteve presente. Deus é a minha força. Ele faz da derrota uma vitória, da fraqueza uma coragem. Através das orações, Ele ensina a ter paciência, a acreditar que nós somos um milagre ao nosso próprio modo.

Aos meus pais José Francisco da Silva e Sílvia Maria da Silva e ao meu irmão Fúlvio Manolo da Silva. Um simples obrigado não bastaria. Não teria realizado mais uma etapa da minha vida se não fosse o sacrifício, a dedicação, a paciência e o amor dos meus pais e irmão.

A Fábio Silveira, que é e será sempre muito especial em minha vida! Obrigada pelo carinho, apoio e compreensão.

A minha orientadora Maria Alice Gomes de Andrade Lima pelos conselhos, dedicação, incentivo e apoio em todos os momentos.

À professora Glória Maria Vinhas pela orientação, apoio e disposição para concluir este trabalho.

Ao professor Severino Leopoldino Urtiga Filho pelo apoio e suporte técnico na realização dos experimentos.

Ao professor Ladimir José de Carvalho (DPI/UFRJ) pela disposição, dedicação e valiosos ensinamentos para este trabalho.

À pesquisadora Sara Horácio de Oliveira pela amizade, compreensão, disponibilidade em ajudar e conhecimentos transmitidos. Muito Obrigada Sarete!

Às professoras Olga Martins Marques, Sônia Albuquerque, Maria de Los Angeles Palha, Francisca Pessoa de França (UFRJ) e Simone Louise Delarue Cezar Brasil (UFRJ) pela contribuição e ensinamentos.

À Márcia Marques de Menezes e Maria da Conceição Gomes da Silva por todo suporte técnico, amizade e momentos de descontração.

Aos queridos amigos do Laboratório de Microbiologia: Edivânia Souza de Lima, Karinne Vieira, Valéria de Paula, Thiago Antônio, Tiago Barros Santos Malta, Gustavo Vieira, Danilo, Roberto, Gabi. Em especial às florzinhas e sempre amigas Edkarlla Sousa Dantas de Oliveira, Virgínia Carmem Rocha Bezerra e Jéssica Simões de Andrade pelo carinho, atenção e conversas agradáveis.

Aos professores César Augusto Moraes de Abreu e Mohand Benachour pelo apoio e atenção durante o mestrado.

A Flávio Garreti do Programa de Pós-Graduação em Engenharia Química pela enorme ajuda.

Aos amigos inesquecíveis: Luciana Pimentel Marques (tchezinha), Raphael Moreno Pereira Maia, Luiz Carlos Zoby, Victor Machado de Oliveira, Rodrigo Antônio, Armindo Maciel Ferreira, Sérgio Anterino, Sidartha, Pérsio, Marcílio Borba, Raphael Caldas, Tiago Fraga, Cristiane Marcelina, Márcia Fernanda, Adams, Carla Silva, Lílian Araújo, Fatinha. Sem vocês, essa trajetória seria mais difícil, pois compartilhamos alegrias e dificuldades. Muito obrigada!

vi

Aos meus lindos e sempre amigos do Salé: Mariana Navarro Veras, Grace Anne Tavares Velozo de Oliveira, Tiago Rafael de Sousa Nunes.

Ao Engenheiro Mecânico Diniz Ramos de Lima Júnior por toda ajuda, dedicação e suporte neste trabalho.

Ao professor Osmar Baraúna do Laboratório de Materiais (ITEP) pela contribuição nas análises de DRX.

A todos do Laboratório de Microscopia e Microanálise (LAMM) do CETENE.

À turma do Laboratório de Materiais Compósitos e Integridade Estrutural do Departamento de Engenharia Mecânica (UFPE): Jadeilson, Janaína, Ivaldo, Magda Vieira, José César, Everthon, Diogo, Larissa.

A CAPES, FACEPE, CNPQ pelo apoio financeiro.

vii

RESUMO

O controle da Corrosão Microbiologicamente Induzida (CMI) em materiais metálicos

está diretamente ligado a formação de biofilmes em superfícies. Os biofilmes são

constituídos por compostos orgânicos e inorgânicos, micro-organismos e produtos

excretados por esses, como os materiais poliméricos extracelulares (MPE), células

mortas, produtos de corrosão entre outros. Os biofilmes podem causar diversas

dificuldades operacionais nas indústrias, tais como o entupimento de filtros e

incrustações em tubos, levando a perda de eficiência nos equipamentos e aumento no

consumo de combustíveis. Medidas técnicas de controle dos biofilmes podem ser

preventivas, como o monitoramento do ambiente biológico; físicas como as passagens

de pigs nas tubulações para retiradas de incrustações, e químicas como a utilização de

biocidas para evitar e/ou controlar o crescimento microbiológico nos sistemas. Este

trabalho teve como objetivo avaliar a eficiência do biocida Sulfato de Tetrakis

(Hidroximetil) Fosfônio (THPS), usado isoladamente ou acrescido do biodispersante

xantana, com a finalidade de minimizar os efeitos da CMI. O trabalho foi realizado em

sistemas dinâmico de escoamento turbulento (looping) e estático, usando água do mar

da região do Complexo Portuário de SUAPE e cupons de aço carbono SAE 1010. Os

resultados mostraram que o biocida THPS foi mais efetivo para as bactérias sésseis

anaeróbias heterotróficas e BRS, ao final de 28 dias de análise. Já o conjunto THPS e

xantana diminuiu as concentrações celulares sésseis de todos os grupos microbianos,

aeróbios e anaeróbios. As taxas de corrosão das superfícies dos aços carbono, com o

biocida THPS e/ou THPS acrescido da xantana, aumentaram em relação ao controle.

Neste trabalho, observou-se a presença de mackinawita e a ausência de formação da

lepidocrocita quando foi utilizado o THPS. Em ensaios eletroquímicos, os resultados

mostraram que o biodispersante xantana promoveu a proteção do aço carbono, o que é

corroborado pelas taxas de corrosão nos ensaios estático e dinâmico.

Palavras-chave: Biofilmes. Aço carbono. Água do mar. Biocidas. THPS.

viii

ABSTRACT

Control of Microbiologically Induced Corrosion (MIC) of metallic materials is directly

related to biofilm formation on surfaces. Biofilms are composed of organic and

inorganic compounds, microorganisms and its excreted products, such as extracellular

polymeric material (EPM), dead cells, corrosion products among others. Biofilms can

cause a plenty of operational difficulties in diverse industries such as clogging of filters

and scaling in pipes, resulting in loss of efficiency in equipment and increased fuel

consumption. Technical measures for the control of biofilms can be preventive, such as

monitoring the biological environment; the physical ones, passages of pigs in the pipes

for the removal of fouling and the chemical ones, the use of chemical biocides to

prevent and / or control microbiological growth in the systems. This study aimed to

evaluate the efficiency of the biocide Tetrakis (Hydroxymethyl) Phosphonium Sulphate

(THPS), used alone or plus xanthan biodispersant, in order to minimize the effects of

CMI. The work was carried out in dynamic systems of turbulent flow (looping) and

static, using seawater in the region of Port Complex SUAPE and coupons of carbon

steel SAE 1010. The results showed that the THPS biocide was more effective for

sessile anaerobic heterotrophic bacteria and sulfate-reducing bacteria (SRB), after 28

days of analysis. In turn, THPS and xanthan decreased the cellular concentrations of all

sessile microbial groups, aerobic and anaerobic. Corrosion rates of carbon steel

surfaces, with the THPS biocide and / or THPS plus xanthan gum, were increased

compared to control. In this study, we observed the presence of mackinawite and the

absence of formation of lepidocrocite when using THPS. In electrochemical tests, the

results showed that xanthan biodispersant promoted the protection of carbon steel,

which is confirmed by the corrosion rates in static and dynamic systems.

Keywords: Biofilms. Carbon steel. Seawater. Biocides. THPS.

ix

LISTA DE FIGURAS

Figura 1 - Ciclo de vida dos micro-organismos no biofilme, basicamente, em três

etapas: (1) aderência, (2) crescimento de colônias e (3) desprendimento em grupo ou

“dispersão individual” ...................................................................................................... 8

Figura 2 - Bactérias precipitantes de ferro dentro dos tubérculos. ................................. 12

Figura 3 - Tubulação de água com tubérculos de óxidos de ferro. ................................. 13

Figura 4 - Diagrama da estrutura da célula microbiana.................................................. 17

Figura 5 - Ilustração conceitual da heterogeneidade da estrutura do biofilme. .............. 20

Figura 6 - Processos que governam a formação do biofilme ......................................... 21

Figura 7 - Representação da capacidade de migração e tendência para formar colônias

mistas e integradas. ......................................................................................................... 23

Figura 8 - Microfotografia de um biofilme de Pseudomonas putida numa superfície... 26

Figura 9 - Biofouling em trocador de calor .................................................................... 29

Figura 10 - Estrutura do THPS ....................................................................................... 33

Figura 11 - Estrutura do THPO ...................................................................................... 33

Figura 12 - Deposição e remoção ocorrendo ao mesmo tempo. .................................... 36

Figura 13 - Perfil de velocidade num tubo em regime laminar. ..................................... 37

Figura 14 - Perfil de velocidade num tubo em regime turbulento. ................................. 37

Figura 15 - Forças atuando numa partícula residindo sobre a superfície. ...................... 38

Figura 16 - Curvas de polarização anódica e catódica. .................................................. 40

Figura 17 - Estrutura da DCE. Q, plano interno de Helmholtz; P, o plano externo de

Helmholtz e CGC, camada de Gouy-Chapman. ............................................................. 41

Figura 18 - Looping utilizado nos experimentos. ........................................................... 46

Figura 19 - Cupom sendo acoplado ao looping. ............................................................. 47

Figura 20 - Bomba utilizada no processo. ...................................................................... 47

Figura 21 - Biorreator para ensaio estático (a) Visão geral (b) Detalhe das amarrações.

........................................................................................................................................ 49

x

Figura 22 - Inoculação nos meios de cultura específicos para crescimento de BRS e

bactérias anaeróbias totais. ............................................................................................. 52

Figura 23 - Crescimento das colônias de Pseudomonas. ............................................... 53

Figura 24 - (a) cupom de incrustação; (b) detalhe do cupom. ........................................ 56

Figura 25 - Aparelho de ponto crítico. ........................................................................... 57

Figura 26 - Metalizador .................................................................................................. 58

Figura 27 - Esquema representativo do corpo de prova para ensaio eletroquímico. ...... 58

Figura 28 - Sistema utilizado para medida de potencial em circuito aberto................... 59

Figura 29 (a) e (b) - Célula de ensaio eletroquímico: 1 - Eletrodo de referência

(Ag/AgCl); 2 - Contra-eletrodo (Pt); 3 - Eletrodo de trabalho (Aço carbono). .............. 60

Figura 30 - Concentração celular das bactérias sésseis (a) aeróbias heterotróficas (b)

precipitantes do ferro (c) Pseudomonas sp. .................................................................... 61

Figura 31 - Concentração celular das bactérias sésseis anaeróbias (a) anaeróbias totais

(b) BRS. .......................................................................................................................... 62

Figura 32 - Taxas de corrosão em ensaio dinâmico do aço carbono submetido a

diferentes ciclos nos períodos de 14 e 28 dias. ............................................................... 64

Figura 33 - Cupons retirados do looping no sistema dinâmico (a) Controle (apenas água

do mar) (b) Água do mar acrescido de THPS (c) Água do mar acrescido de THPS e

xantana (d) Água do mar acrescentado de xantana. ....................................................... 66

Figura 34 - Aspecto visual da água de saída do ensaio dinâmico, após 28 dias, dos ciclos

contendo (a) apenas água do mar (b) água do mar acrescido de THPS (c) água do mar

contendo THPS e xantana (d) água do mar acrescido de xantana. ................................. 67

Figura 35 - MEV da formação de biofilme no cupom exposto à água do mar em ensaio

dinâmico com (a) aumento de 30000x (b) aumento de 60000x. .................................... 72

Figura 36 - MEV da formação de biofilme no cupom exposto à água do mar acrescido

de THPS em ensaio dinâmico com (a) aumento de 3000x (b) aumento de 11000x (c)

aumento de 30000x. ........................................................................................................ 73


de THPS e xantana em ensaio dinâmico com (a) aumento de 3000x (b) aumento de

11000x (c) aumento de 30000x. ..................................................................................... 75


de xantana em ensaio dinâmico com aumento de 6000x................................................ 76

xi

Figura 39 - Difração de Raios X dos produtos de corrosão dos cupons em ensaio

dinâmico (a) ciclo I (b) ciclo II (c) ciclo III (d) ciclo IV ................................................ 78

Figura 40 - Esquema da interconversão biológica e eletroquímica dos sulfetos formados

pelas BRS. ...................................................................................................................... 79

Figura 41 - Disposição dos sistemas para ensaio estático. (a) Montagem do sistema (b)

Sistemas com água do mar e suas devidas substâncias adicionadas (c) Sistemas após 24

h. ..................................................................................................................................... 80

Figura 42 - Concentração celular das bactérias sésseis no período de 28 dias. .............. 81

Figura 43 - Taxas de corrosão em ensaio estático do aço carbono submetido a diferentes

sistemas nos períodos de 14 e 28 dias. ........................................................................... 83

Figura 44 - Medida de potencial em circuito aberto (30 dias)........................................ 84

Figura 45 - Ensaio de OCP das primeiras 8 horas. ......................................................... 85

Figura 46 - Detalhe dos cupons após medida do potencial de circuito aberto (a) em água

do mar (b) acrescido de THPS (c) acrescido de THPS e xantana (d) adicionado de

xantana. ........................................................................................................................... 85

Figura 47 - Curvas de polarização anódica do aço carbono em diferentes situações. .... 86

xii

LISTA DE TABELAS

Tabela 1 - Variáveis importantes no ataque de células, formação e desenvolvimento de

biofilme ........................................................................................................................... 22

Tabela 2 - Propriedades e concentrações usuais dos biocidas empregados em sistemas

de águas industriais. ........................................................................................................ 32

Tabela 3 - Análises físico-químicas do fluido utilizado. ................................................ 44

Tabela 4 - Análises microbiológicas da água do mar para o ensaio dinâmico. .............. 45

Tabela 5 - Tipos, concentrações e intervalos de adição dos agentes químicos. ............. 45

Tabela 6 - Dados do processo em ensaio dinâmico. ....................................................... 47

Tabela 7 - Composição do meio de cultura Postgate E modificado. .............................. 50

Tabela 8 - Composição do meio para bactéria precipitante de ferro .............................. 51

Tabela 9 - Composição do meio de cultura para bactérias anaeróbias totais. ................ 51

Tabela 10 - Composição do meio de cultura para bactérias aeróbias heterotróficas. ..... 52

Tabela 11 - Composição do meio Pseudomonas Isolation ágar. .................................... 53

Tabela 12 - Composição da solução redutora. ................................................................ 54

Tabela 13 - Condições dos diferentes eletrólitos usados nos ensaios. ........................... 60

Tabela 14 - Análises físico-químicas da água de saída do sistema dinâmico. ............... 68

Tabela 15 - Caracterização física de biofilmes dos cupons nos diferentes ciclos

estudados. ....................................................................................................................... 69

Tabela 16 - Caracterização bioquímica de biofilmes nos diferentes ciclos estudados. .. 70

Tabela 17 - Valores de taxas de corrosão e valores estimados de densidades de corrente

dos sistemas estudados. .................................................................................................. 87

Tabela 18 - Ficha técnica da goma xantana. ................................................................. 100

xiii

SUMÁRIO

1. INTRODUÇÃO ............................................................................................................ 1

2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ..................................................................................... 4

2.1. CORROSÃO .......................................................................................................... 4

2.2. AMBIENTES CORROSIVOS ............................................................................. 5

2.3. TIPOS DE CORROSÃO ...................................................................................... 6

2.3.1. CORROSÃO MICROBIOLOGICAMENTE INDUZIDA (CMI) ................. 7

2.4. MICRO-ORGANISMOS ENVOLVIDOS NA CORROSÃO .............................. 7

2.4.1. MECANISMOS GERAIS DE BIOCORROSÃO ........................................ 15

2.5. BIOFILMES ........................................................................................................ 16

2.5.1. CAPACIDADE DE ADAPTAÇÃO DAS BACTÉRIAS ............................ 18

2.5.2. FASE INICIAL NA FORMAÇÃO DE BIOFILME .................................... 20

2.5.3. BIOFILMES INIBIDORES DA CORROSÃO ............................................ 23

2.5.4. SUBSTÂNCIAS POLIMÉRICAS EXTRACELULARES (EPS) ............... 25

2.5.5. BIODISPERSANTE: GOMA XANTANA ................................................. 27

2.6. PREVENÇÃO E CONTROLE DA BIOCORROSÃO ....................................... 28

2.7. CONTROLE DA BIOCORROSÃO ATRAVÉS DO TRATAMENTO COM

BIOCIDA .................................................................................................................... 29

2.8. DETERMINAÇÃO DAS TAXAS DE CORROSÃO ......................................... 34

2.8.1. CÁLCULO DA TAXA DE CORROSÃO ................................................... 34

2.9. INFLUÊNCIA DO TIPO DE ESCOAMENTO NA FORMAÇÃO DO

BIOFILME. ................................................................................................................. 35

2.10. PRINCIPAIS TÉCNICAS ELETROQUÍMICAS APLICADAS PARA A

CORROSÃO INFLUENCIADA POR MICRO-ORGANISMOS ............................. 39

3. MATERIAIS E MÉTODOS ....................................................................................... 43

3.1. ENSAIO DINÂMICO ......................................................................................... 43

xiv

3.1.1. CORPOS DE PROVA .................................................................................. 43

3.1.2. FLUIDO DE PROCESSO ............................................................................ 43

3.1.3. AGENTES QUÍMICOS ............................................................................... 45

3.1.4. REATOR ...................................................................................................... 46

3.2. ENSAIO ESTÁTICO .......................................................................................... 48

3.3. MEIOS DE CULTURA E SOLUÇÕES .............................................................. 49

3.3.1. MEIO POSTGATE E – MODIFICADO PARA BACTÉRIAS

REDUTORAS DE SULFATO ............................................................................... 49

3.3.2. BACTÉRIAS PRECIPITANTES DO FERRO ............................................ 50

3.3.3. BACTÉRIAS ANAERÓBIAS HETEROTRÓFICAS ................................. 51

3.3.4. BACTÉRIAS AERÓBIAS HETEROTRÓFICAS ....................................... 52

3.3.5. PSEUDOMONAS SÉSSEIS ........................................................................ 52

3.3.6. SOLUÇÃO REDUTORA ............................................................................ 53

3.3.7. SOLUÇÃO TAMPÃO CACODILATO DE SÓDIO ................................... 54

3.3.8. SOLUÇÃO DE GLUTARALDEÍDO .......................................................... 54

3.3.9. SOLUÇÃO DE TETRÓXIDO DE ÓSMIO ................................................. 54

3.4. CARACTERIZAÇÃO BIOQUÍMICA DOS BIOFILMES NOS CUPONS ....... 54

3.4.1. ANÁLISE DE CARBOIDRATOS ............................................................... 55

3.4.2. ANÁLISE DE PROTEÍNAS ........................................................................ 55

3.5. CARACTERIZAÇÃO FÍSICA DOS BIOFILMES NOS CUPONS .................. 55

3.6. PERDA DE MASSA E TAXA DE CORROSÃO ............................................... 56

3.7. MICROSCOPIA ELETRÔNICA DOS BIOFILMES FORMADOS NOS

CUPONS ENSAIADOS. ............................................................................................ 57

3.8. ENSAIO ELETROQUÍMICO ............................................................................. 58

3.8.1. MEDIDA DE POTENCIAL EM CIRCUITO ABERTO ............................. 59

3.8.2. CÉLULA DE POLARIZAÇÃO ................................................................... 60

xv

4. RESULTADOS E DISCUSSÃO ............................................................................... 61

4.1. CONCENTRAÇÃO CELULAR DE MICRO-ORGANISMOS SÉSSEIS NOS

TEMPOS 14 E 28 DIAS NOS CICLOS ESTUDADOS. ........................................... 61

4.1.2. TAXA DE CORROSÃO EM ENSAIO DINÂMICO .................................. 64

4.1.3. ANÁLISES DA ÁGUA DE SAÍDA DO SISTEMA DINÂMICO .............. 66

4.1.4. CARACTERIZAÇÃO FÍSICA DOS BIOFILMES NOS CUPONS ........... 69

4.1.5. CARACTERIZAÇÃO BIOQUÍMICA DOS BIOFILMES ......................... 70

4.1.6. MICROSCOPIA ELETRÔNICA DOS BIOFILMES FORMADOS NOS

CUPONS ENSAIADOS ......................................................................................... 71

4.1.7. DIFRAÇÃO DE RAIOS X (DRX) .............................................................. 76

4.2. ENSAIO ESTÁTICO .......................................................................................... 80

4.2.1. CONCENTRAÇÃO CELULAR DE MICRO-ORGANISMOS SÉSSEIS NO

PERÍODO DE 28 DIAS ......................................................................................... 81

4.2.2. TAXA DE CORROSÃO EM ENSAIO ESTÁTICO ................................... 82

4.3. ENSAIO ELETROQUÍMICO ............................................................................. 83

4.3.1. MEDIDAS DE POTENCIAL EM CIRCUITO ABERTO .......................... 83

4.3.2. CURVAS DE POLARIZAÇÃO .................................................................. 86

5. CONCLUSÕES .......................................................................................................... 88

6. SUGESTÕES PARA TRABALHOS FUTUROS ...................................................... 89

7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ....................................................................... 90

8. ANEXOS .................................................................................................................. 100

8.1. FICHA TÉCNICA DA GOMA XANTANA .................................................... 100

INTRODUÇÃO

1

1. INTRODUÇÃO

Com o crescente desenvolvimento das indústrias, os problemas advindos da

corrosão aumentaram em grandes proporções, impondo desta forma, aos pesquisadores,

maior demanda por estudos do processo corrosivo. Com o intuito de buscar soluções

para aumentar o tempo de vida útil dos componentes industriais, estão sendo

desenvolvidas técnicas de melhoria dos materiais utilizados nas várias indústrias, ou

ainda o desenvolvimento de novos materiais mais resistentes e revestimentos mais

eficientes.

A corrosão causa danos nas mais variadas atividades, como por exemplo:

indústrias químicas, petrolífera, petroquímica, construção civil, naval, automobilística,

meios de transporte (aéreo, ferroviário), termoelétricas, hidroelétricas, e na medicina

(ortopedia). A consequência desses danos pode ser de ordem econômica, devido à

manutenção ou substituição de materiais; ou social, por meio de graves acidentes, que

podem afetar a natureza e os seres humanos.

Nos diversos segmentos industriais, o aço carbono é o metal mais utilizado para

construção de estruturas e equipamentos devido às suas excelentes propriedades mecânicas

(alta resistência a impactos, ductibilidade, facilidade de soldagem) e ao seu custo

relativamente baixo. Porém, na maioria das aplicações, o aço é utilizado com proteção, por

ser um metal que apresenta uma baixa resistência à corrosão.

No mundo são gastos bilhões de dólares pelas indústrias devido a problemas de

corrosão (NUNES, 2007). Em muitas situações, esses problemas são intensificados pela

ação de micro-organismos. Quando o aço carbono está em contato com a água;

bactérias, fungos e algas podem ficar aderidos à superfície sólida formando biofilmes.

Problemas industriais associados com o acúmulo de micro-organismos sobre as

superfícies de equipamentos de processamento industrial aumentam os custos

operacionais. Alguns destes problemas são: a redução da transferência de calor em

trocadores, e a corrosão nas superfíceis desses equipamentos.

Uma vez que existam condições de formação de biofilmes em sistemas

industriais, torna-se necessária à adoção de medidas que possibilitem a prevenção ou a

INTRODUÇÃO

2

remoção dos biofilmes formados. O combate à corrosão pode ser realizado através de

vários métodos: seleção do material adequado; monitoramento do ambiente biológico;

limpeza sistemática e sanitização; inibição dos micro-organismos e consequentemente

da formação do biofilme; eliminação de áreas de estagnação e frestas; variação do pH;

revestimentos, entre outros. A escolha do método, no entanto, depende da eficiência

pretendida e da estimativa dos custos do processo (VIDELA, 2003).

Dentre os inibidores de corrosão, os biocidas são os mais usados em sistemas

industriais, ainda que métodos alternativos à sua utilização seja continuamente alvo de

investigação (PEREIRA, 2001).

Para facilitar a remoção de depósitos orgânicos, pode-se utilizar a combinação de

biodispersante e biocida. Um biodispersante tem a finalidade de dispersar as populações

microbianas em suspensão tornando-as mais suscetíveis a ação dos biocidas, além de

apresentar também a capacidade de fragilizar as interações da matriz polimérica, assim

como as interações entre o biofilme e o material de suporte (FLEMMING &

SCHAULE, 1996).

Neste trabalho, o biocida utilizado foi o THPS (sulfato de tetrakis (hidroximetil)

fosfônio), pois comprovou-se que esse tem um efeito ambiental menos drástico do que

outros biocidas, normalmente utilizados no combate aos micro-organismos

(DOWNWARD & TALBOT, 1997). Foi acrescido um biodispersante (goma xantana)

para atuar nas populações microbianas, tornando-as mais sujeitas à ação do biocida. A

xantana não eliminará os micro-organismos nem inibirá o seu crescimento, mas como

biodispersante pode apresentar a capacidade de fragilizar as interações da matriz

polimérica, bem como as interações entre o biofilme e o material de suporte. Além

disso, deverá ajudar na penetração do biocida nos depósitos orgânicos, facilitando a sua

remoção pela turbulência da água circulante (DANTAS, 1988).

Este trabalho teve como principal objetivo avaliar a corrosão microbiologicamente

induzida em sistemas dinâmico (looping) e estático (Erlenmeyers), através da utilização

de um biocida THPS (sulfato de tetrakis (hidroximetil) fosfônio) com biodispersante

(xantana).

Dentre os objetivos específicos deste trabalho, pôde-se destacar:

INTRODUÇÃO

3

Quantificação dos micro-organismos sésseis e planctônicos das amostras;

Teste da eficiência de tratamento com biocida (THPS) acrescido de

biodispersante (xantana) na formação do biofilme;

Avaliação das taxas de corrosão;

Avaliação da corrosão microbiologicamente induzida em cupons de aço

carbono SAE 1010 em regime turbulento;

Caracterização bioquímica das proteinas e carboidratos presentes nos

biofilmes microbianos;

Análise das superfícies dos cupons metálicos por MEV e DRX;

Avaliação comparativa da variação do potencial ao longo do processo

corrosivo para os corpos de prova em água do mar sem e com tratamento

de agentes químicos.

REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

4

2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

Para um engenheiro, a tarefa de escolher materiais para um determinado

equipamento ou estrutura é bastante árdua, devido à grande variedade de materiais

disponíveis, como, por exemplo, os metais e suas ligas, os materiais poliméricos

(plásticos, borrachas) e os materiais compósitos (cerâmica, madeira). O material ideal

será aquele que apresenta as propriedades desejadas, com o menor custo possível e,

ainda, uma maior durabilidade. As propriedades físicas e mecânicas como dureza,

resistência mecânica, resistência ao impacto, ductilidade, condutividade elétrica e

térmica, entre outros; são intrínsecas aos materiais e, de certa forma, previsíveis. Na

maioria dos metais e suas ligas, esses dados podem ser encontrados em literatura ou

determinados experimentalmente (PANOSSIAN, 1993).

Entretanto, a durabilidade dos materiais, especificamente aquela relacionada com

a resistência à corrosão, depende tanto da natureza do meio em que os materiais ficarão

expostos, como das condições de exposição, sendo por isso de difícil previsão. Neste

caso, para uma boa estimativa da durabilidade dos materiais é imprescindível que se

tenha, além de conhecimento dos princípios básicos de corrosão, uma boa experiência e

vivência profissional, pois não se trata apenas de simples consultas a dados, como no

caso das propriedades físicas, mas, de um estudo criterioso das informações disponíveis

(PANOSSIAN, 1993).

2.1. CORROSÃO

A corrosão tem sido definida de várias maneiras: algumas vezes, enfocando-se

apenas em algumas de suas peculiaridades e, outras, referindo-se a alguns tipos

específicos de materiais. Uma definição bastante simples é aquela que afirma: “a

corrosão é o processo inverso da metalurgia extrativa, em que o metal retorna ao seu

estado original, ou seja, ao minério do qual foi extraído” (PANOSSIAN, 1993).

Assim, como resultado do próprio processo de obtenção, sabe-se que os metais,

nas suas formas refinadas, encontram-se num nível energético superior ao do composto

que lhes deu origem. Excetuam-se apenas os metais nobres que são encontrados na

natureza na forma metálica. Essa é, portanto, a razão termodinâmica da espontaneidade


5

das reações de corrosão que transformam os metais novamente em compostos, num

processo inverso ao siderúrgico. A energia liberada nessa transformação é perdida para

o meio ambiente (GENTIL, 2007).

Uma das definições mais atuais, que conceitua a corrosão de maneira mais ampla

é dada por Gentil (2007), na qual a corrosão é a deterioração de um material,

geralmente metálico, por ação química ou eletroquímica do meio ambiente aliada ou

não a esforços mecânicos. A deterioração representa alterações prejudiciais e

indesejáveis sofridas pelo material tais como desgaste, variações químicas ou

modificações estruturais tornando-o inadequado para o uso.

A maioria dos fenômenos de corrosão é de natureza eletroquímica. A corrosão em

meios aquosos é a mais comum, e isto é esperado, uma vez que a maioria dos

fenômenos de corrosão ocorre no meio ambiente, no qual a água é o principal solvente.

A própria corrosão atmosférica, que é a de maior incidência, ocorre através da

condensação da umidade na superfície do metal (WOLYNEC, 2003).

Nos processos eletroquímicos, observados nos metais, os elétrons são cedidos em

determinada região e recebidos em outra, semelhante a uma pilha de corrosão sendo

mais intensa quanto menor for o pH e quanto maior for a concentração do oxigênio.

Esse processo é observado sempre que existir heterogeneidade no sistema material

metálico-meio corrosivo, pois a diferença de potencial resultante possibilita a formação

de áreas anódicas e catódicas. Enquanto que no mecanismo químico, há reações

químicas diretas entre o material metálico e o meio corrosivo não havendo geração de

corrente elétrica (GENTIL, 2007).

2.2. AMBIENTES CORROSIVOS

Os meios corrosivos no campo da corrosão eletroquímica são responsáveis pelo

aparecimento do eletrólito. O eletrólito é uma solução eletricamente condutora

constituída de água contendo sais, ácidos ou bases, ou ainda outros líquidos como sais

fundidos. Segundo Nunes e Lobo (2007), os meios corrosivos mais frequentes nos

processos são: águas naturais (dos rios, lagos ou do subsolo), água do mar, atmosfera,

solo e produtos químicos.


6

Neste item será abordado a água do mar, uma vez que, é o eletrólito utilizado nos

experimentos da dissertação.

A água do mar é um meio corrosivo bastante complexo constituído de solução de

sais, matéria orgânica viva, gases dissolvidos e matéria orgânica em decomposição.

Portanto, a ação corrosiva desse eletrólito não pode se restringir à ação isolada de uma

solução salina, pois certamente ocorre uma ação conjunta dos diferentes constituintes

(GENTIL, 2007). Videla (2003), também chama atenção ao fato de a água do mar ser

um meio biológico bastante favorável ao desenvolvimento de formas de vida

microbiana. É possível afirmar que as condições oferecidas são tão variadas quanto às

espécies microbianas presentes, logo é provável encontrar os mais diversos mecanismos

de corrosão microbiológica.

Gentil (2007) divide os fatores que influenciam a corrosão através da água do mar

em químicos, físicos e biológicos. Entre os fatores químicos destacam-se gases

dissolvidos, como oxigênio e gás carbônico; salinidade, que torna a água do mar um

eletrólito forte; e o pH embora esse último não seja o fator mais influente na ação

corrosiva da água do mar. Como fatores físicos consideram-se a velocidade do

escoamento, pois seu aumento, em geral, eleva a taxa de corrosão e remove camadas de

produtos de corrosão, mas se a velocidade de circulação for muito pequena, aumentará a

possibilidade de corrosão por aeração diferencial devido à deposição de sólidos; a

temperatura e a pressão. Dentre os fatores biológicos pode-se citar a formação do

biofilme, vida vegetal (geração de oxigênio e consumo de gás carbônico) e vida animal

(consumo de oxigênio e geração de gás carbônico).

Quando o eletrólito do processo é a água do mar observam-se, com mais

frequência, as formas de corrosão uniforme, o ataque por placas e por pites ou alvéolos

(GENTIL, 2007).

2.3. TIPOS DE CORROSÃO

Existem vários tipos de corrosão, além da corrosão uniforme e localizada, que

podem ser apresentados considerando-se a aparência ou forma de ataque, bem como as

diferentes causas da corrosão e seus mecanismos. Desse modo, a corrosão segundo a

morfologia pode ser caracterizada em uniforme, por placas, alveolar, puntiforme ou por


7

pite, intergranular, transgranular, filiforme, por esfoliação, grafítica, dezincificação,

empolamento pelo hidrogênio, em torno do cordão de solda. Segundo as causas ou

mecanismos: por aeração diferencial, eletrolítica ou por correntes de fuga, galvânica,

associada a solicitações mecânicas (corrosão sob tensão fraturante), em torno de cordão

de solda, seletiva (grafítica e dezincificação), empolamento pelo hidrogênio,

biocorrosão. A caracterização segundo a morfologia auxilia no esclarecimento do

mecanismo e na aplicação de medidas adequadas de proteção (JAMBO & FÓFANO,

2008; GENTIL, 2007). A abordagem principal será dada a corrosão

microbiologicamente induzida, tema da pesquisa.

2.3.1. CORROSÃO MICROBIOLOGICAMENTE INDUZIDA (CMI)

A corrosão influenciada por micro-organismos, também chamada de corrosão

microbiologicamente induzida ou biocorrosão, é aquela em que micro-organismos

participam de maneira intensiva no processo corrosivo, e é dificilmente associada a um

único mecanismo. Ou seja, é qualquer processo de corrosão localizada causada por

modificações microbianas. Os micro-organismos mais importantes no processo são as

bactérias, embora existam exemplos de corrosão atribuídos a fungos e algas (GENTIL,

2007; JAMBO & FÓFANO, 2008; LITTLE & LEE, 2007).

A corrosão microbiologicamente induzida está diretamente associada com a

corrosão eletroquímica onde, em ambos os casos, têm-se uma região anódica

desenvolvendo um processo de oxidação que leva à dissolução do metal (corrosão) e,

simultaneamente, à redução de algum componente do meio através da reação catódica

(CRAVO, 2004). Os micro-organismos participam desse processo de forma ativa sem

modificar a natureza eletroquímica do fenômeno. Esses apenas alteram a interface

metal/solução para induzir, acelerar ou inibir o processo anódico ou catódico que

controla a reação de corrosão (VIDELA, 2003).

2.4. MICRO-ORGANISMOS ENVOLVIDOS NA CORROSÃO

Em ambientes naturais, os micro-organismos formam comunidades sinérgicas

onde realizam processos combinados, que individualmente não seria possível. Em

ambientes aquáticos, células microbianas ligam-se aos sólidos incluindo metais. Células

imobilizadas crescem, reproduzem e produzem polímeros extracelulares formando um


8

biofilme. O acúmulo desses é o resultado do condicionamento, crescimento e

desprendimento (Figura 1).

Figura 1 - Ciclo de vida dos micro-organismos no biofilme, basicamente, em três etapas: (1)

aderência, (2) crescimento de colônias e (3) desprendimento em grupo ou “dispersão individual”

Fonte: (LITTLE & LEE, 2007)

A corrosão microbiologicamente induzida mais agressiva ocorre com populações

contendo muitos tipos de micro-organismos. Além disso, um único tipo de micro-

organismos pode simultaneamente afetar a corrosão através de vários mecanismos.

Morte celular ou lise dentro de um biofilme bem desenvolvido não significa

necessariamente uma pausa da influência nos processos eletroquímicos. Miller & Tiller

(1970) confirmaram que a corrosão por pite continua sob depósitos das bactérias

oxidantes de ferro, independente da atividade bioquímica das bactérias. De modo

similar, o FeS gerado microbiologicamente acelera as reações de corrosão na ausência

de células viáveis (BOOTH & TILLER, 1962).

Embora vários grupos de micro-organismos estejam envolvidos nos processos de

biocorrosão serão descritos a seguir os mais frequentes:

Bactérias oxidantes do enxofre

Muitas bactérias envolvidas na biocorrosão fazem parte do ciclo do enxofre na

natureza (TANG, BASKARAN, & NEMATI, 2009). Entre as bactérias oxidantes do

enxofre destacam-se as espécies Acidithiobacillus thiooxidans e Acidithiobacillus

thioparus. Esses micro-organismos são aeróbios e quimioautotróficos, obtendo energia


9

a partir da oxidação de compostos inorgânicos de enxofre ou de enxofre elementar. O

processo corrosivo nesse caso ocorre devido à formação de ácido sulfúrico, que ataca

superfícies de concreto e metais como o aço carbono, amplamente empregados na

construção de equipamentos usados em várias indústrias (WARSCHEID & BRAAMS,

2000).

Bactérias redutoras de sulfatos (BRS)

São bactérias heterotróficas que utilizam uma fonte de carbono orgânico, a fim de

obter a energia necessária para reduzir o íon sulfato a sulfeto. São anaeróbias; em outras

palavras, não necessitam de oxigênio para crescimento e atividade

(JAVAHERDASHTI, 2008). Crescem em uma faixa de temperatura entre 25 e 44ºC e

pH entre 5,5 e 9,0. Como resultado da redução do sulfato, ocorre a produção de sulfetos,

bissulfetos e hidrogênio sulfetado, assim como produtos metabólicos intermediários

(tiossulfatos, tetrationatos, politionatos), que possuem um papel importante na corrosão

anaeróbia do ferro (VIDELA, 2003).

As BRS constituem um grupo taxonomicamente variado de bactérias,

relacionadas por aspectos fisiológicos e ecológicos. Algumas podem utilizar,

alternativamente, como receptor de elétrons o nitrato, o fumarato ou o piruvato.

Originalmente, essas bactérias foram classificadas em dois gêneros, o Desulfovibrio

(cinco espécies) e Desulfotomaculum (sete espécies) (VIDELA, 2003).

O mecanismo postulado por Wolzogen Kuhr & van der Vlugt (1934) tenta

explicar o problema da corrosão em termos do envolvimento de BRS. As bactérias

utilizam o hidrogênio catódico através do consumo por uma enzima chamada

hidrogenase. Foi postulado que o provável efeito principal no desgaste do metal é a

remoção do hidrogênio adsorvido na superfície metálica por meio da hidrogenase

(JAVAHERDASHTI, 2008).

As sequências de reações da teoria clássica podem ser divididas em três

categorias: metal, solução, e micro-organismos, como seguem:


10

METAL: Reação anódica: eFeFe 844 2

(Célula eletroquímica) Equação 1

SOLUÇÃO: Reação catódica: adHeH 888 Equação 2

Dissociação da água: OHHOH 888 2 (Eletrólito) Equação 3

MICRO-

ORGANISMO: OHSHSO ad 2

22

4 48 (Despolarização microbiana) Equação 4

FeSSFe 22

(Produtos de corrosão) Equação 5

2

2 )(363 OHFeOHFe (Produtos de corrosão) Equação 6

OHFeSOHFeSOOHFe 2)(344 2

2

42

(Reação global) Equação 7

Wolzogen Kuhr & van der Vlugt (1934) descreveram o processo geral como a

despolarização catódica, baseado na teoria que a hidrogenase de BRS remove o

hidrogênio acumulado no catodo. A remoção do hidrogênio catódico na Equação 2 força

o ferro a dissolver no anodo na Equação 1. Enquanto a reação geral pode ser descrita

corretamente na Equação 7, é duvidoso que etapas de reação individual da Equação 1 à

Equação 6 procedam do modo proposto por von Wolzogen Kuhr & van der Vlugt (1934)

(LITTLE & LEE, 2007). É pouco provável que uma camada de hidrogênio atômico

exista na superfície do metal como postulado na Equação 2 (SCHWEISFURTH &

HEITZ, 1989). A concentração de H é extremamente pequena em ambientes

anaeróbios e neutros. Portanto, reações catódicas adicionais deveriam ser consideradas

tal como a redução de SH 2 :

222

1HHSeSH

Equação 8

As linhagens de BRS Desulfovibrio que não produzem a hidrogenase podem

estimular corrosão por despolarização catódica induzida por FeS produzido

microbiologicamente (LITTLE & LEE, 2007). King, Miller & Wakerly (1973)

demonstraram que a perda de massa do aço era proporcional a concentração de sulfeto

de ferro presente e dependia da estequiometria, em particular, dos minerais de sulfeto de

ferro.


11

As bactérias redutoras de sulfato têm sido relatadas por serem responsáveis pela

corrosão extensa de máquinas de perfuração e bombeamento e tanques de

armazenamento (SINGLETON, 1993; JAVAHERDASHTI, SARIOGLU, & AKSOZ,

1997). Também foi constado que as BRS estão associadas à contaminação de petróleo

bruto, resultando no aumento dos níveis de enxofre dos combustíveis. Em operações de

recuperação secundária de petróleo são usadas grandes quantidades de água do mar e,

em alguns casos, nota-se nessa água um odor característico de gás sulfídrico,

observando-se também corrosão dos equipamentos (GENTIL, 2007; SINGLETON,

1993).

Bactérias produtoras de ácidos

São bactérias heterotróficas que produzem ácidos orgânicos, tais como os ácidos

fórmico, acético, láctico, propiônico e butírico (BOGAN et al., 2004). O impacto de

metabólitos ácidos é intensificado quando esses são fixados na interface metal-biofilme

(LITTLE & LEE, 2007).

As bactérias produtoras de ácido estão diretamente relacionadas à biocorrosão

através da produção de substâncias corrosivas, podendo estar relacionadas com as BRS,

pois os ácidos secretados podem ser metabolizados pelas bactérias redutoras do sulfato

(BOGAN et al., 2004).

A atividade de outras espécies bacterianas também pode resultar na geração dos

ácidos nítrico (Nitrobacter e Pseudomonas), nitroso (Nitrosomonas) e sulfídrico (BRS,

Clostridium (VIDELA, 2003).

Bactérias precipitantes do ferro

Esse grupo abrange, principalmente, as bactérias oxidantes de ferro.

Os gêneros de bactérias oxidantes de ferro, geralmente citados como causadores

da CMI, são Gallionella, Sphaerotilus, Crenothrix, Siderocapsa, Clonothrix, e

Leptothrix. Essas bactérias (Figura 2) desenvolvem-se no intervalo de temperatura entre

0 a 40°C, sendo faixa ótima entre 6 e 25°C e no intervalo de pH entre 5,5 a 8,2, sendo o

melhor 6,5 (GENTIL, 2007). Esses organismos oxidam íons ferrosos 2Fe a íons


12

férricos 3Fe ou íons manganosos a íons mangânicos para obter energia. Bactérias

precipitantes do ferro produzem tubérculos vermelho-alaranjados de óxidos de ferro

OHOFe 232 e hidróxidos de ferro 3)(OHFe por oxidação de íons ferrosos do meio

líquido ou do substrato (LITTLE & LEE, 2007).

Figura 2 - Bactérias precipitantes de ferro dentro dos tubérculos.

Fonte: (LITTLE, WAGNER, & LEWANDOWSKI, 1998)

Esses tubérculos podem ficar aderidos nas paredes das tubulações (Figura 3), e

ocasionam inconvenientes como: diminuição da capacidade de vazão da tubulação,

entupindo-a após algum tempo; interferência na troca de calor; condições para corrosão

por aeração diferencial, ocorrendo corrosão embaixo dos tubérculos com consequente

formação de resíduo preto de 2)(OHFe ou 43OFe ; condições anaeróbias, embaixo dos

tubérculos, podendo-se ter o desenvolvimento de bactérias redutoras de sulfato. Altas

velocidades de fluxos e tensões hidráulicas podem deslocar tubérculos, causando água

vermelha e problemas nas válvulas e bombas. O óxido, ou hidróxido de ferro, que não

adere às paredes das tubulações é arrastado pela água, que apresenta devido a isto, uma

coloração castanho avermelhada, sendo chamada de água vermelha ou ferruginosa

(GENTIL, 2007).


13

Figura 3 - Tubulação de água com tubérculos de óxidos de ferro.

Fonte: (GENTIL, 2007)

Bactérias produtoras de exopolissacarídeos

Polímeros extracelulares são produzidos por diversos micro-organismos, que

facilitam a aderência à superfície e proporcionam uma medida de proteção em

condições adversas (BOTT, 2011).

Diferentes espécies de bactérias apresentam a capacidade de sintetizar e excretar

material polimérico. Os gêneros das bactérias produtoras de exopolissacarídeos que

mais se destacam para o estudo da corrosão são: “Pseudomonas”, “Flavobacterium”,

“Escherichia”, “Aerobacter” e “Bacillus”. Esses micro-organismos atuam formando

densas massas que isolam a superfície do metal do contato com oxigênio, favorecendo o

aparecimento da corrosão por aeração diferencial, ou beneficiando a ação das bactérias

redutoras de sulfato (CORRÊA, 2003). Clostridium, Desulfovibrio., Desulfotomaculum

também podem produzir EPS e já foram isolados em processos corrosivos de aços

inoxidáveis (SCOTTO, 1993).

Pseudomonas sp.

Algumas espécies de Pseudomonas, predominantes em águas do mar e industriais,

têm sido encontradas envolvidas no processo de corrosão do aço carbono, aço

inoxidável e ligas de alumínio em ambientes marinho (BORENSTEIN, 1996).

Inicialmente, espécies de Pseudomonas aeróbias são reconhecidas por serem

colonizadoras pioneiras no processo de formação do biofilme, o papel principal delas

surge por criar um ambiente livre de oxigênio para nutrir as BRS. No entanto, foi


14

posteriormente descoberto que essas espécies são antigas produtoras de material

extracelular e frequentemente crescem numa distribuição superficial sobre o metal e

eliminam o oxigênio através da respiração; desse modo criam pilhas de aeração

diferencial ou pilhas de concentração de íons (BORENSTEIN, 1996).

Também foi demonstrado que as espécies de Pseudomonas acentuam a corrosão

de metais e induzem a ocorrência de corrosão por pites na superfície metálica

(PEDERSEN, KJELLEBERG, & HERMANSSON, 1988; BEECH & SUNNER, 2004).

Pedersen e colaboradores (1988) e Videla (1996) informaram que Pseudomonas sp.

facilitavam a desagregação da passividade pela excreção de ácidos orgânicos, dessa

forma resultando no aumento nas taxas de corrosão de metais.

Fungos

Em condições aeróbias, alguns fungos produzem ácidos orgânicos incluindo

oxálico, lático, acético e cítrico, podendo então ocasionar a corrosão de materiais

metálicos como o cobre, ferro e alumínio (LITTLE & LEE, 2007). As enzimas

secretadas pelos fungos também estão frequentemente relacionadas com a destruição de

revestimentos de estruturas metálicas (JUZELIUNAS et al., 2007).

A temperatura ótima de crescimento dos fungos é de 30ºC, sendo aceitável entre

15 e 37ºC (VIDELA, 2003). É constatada a presença de espécies dos gêneros

Aspergillus, Fusarium e Trichosporon em associação com Hormoconis resinae em

tanques e condutos de alumínio de uso aeronáutico (VIDELA, 2003).

Algas

As algas são micro-organismos eucarióticos encontrados em diversos ambientes,

tais como água, solo, rochas e plantas. São organismos autotróficos e fotossintéticos que

sintetizam a matéria orgânica a partir de dióxido de carbono e água, usando a luz solar

como fonte de energia (VIDELA, 2003).

As algas estão mais relacionadas à formação de biofouling do que à biocorrosão,

sendo a causa da bioacumulação em sistemas de trocadores de calor. Vale a pena

ressaltar que entre os gêneros mais frequentemente associados ao biofouling de


15

instalações marinhas ou industriais, podem-se citar Navícula (diatomácea), Ocillatoria

(alga azul-verde), Chlorella e Ulothrix (clorofitas). As algas podem induzir a corrosão

por meio de um mecanismo de aeração diferencial, criando gradientes de pH ou

oxigênio sobre as superfícies metálicas onde ocorre o crescimento (VIDELA, 2003).

2.4.1. MECANISMOS GERAIS DE BIOCORROSÃO

O processo de corrosão microbiológica se dá por diferentes mecanismos:

Produção de substâncias corrosivas

Os micro-organismos durante seu crescimento e metabolismo são capazes de

sintetizar e excretar ácidos (orgânicos e inorgânicos) e outras substâncias corrosivas. A

produção de ácidos pode causar a ruptura de filmes protetores sobre o metal (VIDELA,

2003).

Criação de pilhas de aeração diferencial

A associação de espécies diferentes de micro-organismos, que consomem

quantidades desiguais de oxigênio, estabelece condições de aeração diferencial,

proporcionando um ambiente adequado para o crescimento de micro-organismos

aeróbios e anaeróbios. Além disso, não havendo um filme uniforme sobre toda a

superfície do metal, ou liga imersa, esse será um gerador de células de aeração

diferencial em potencial (VIDELA, 1981).

A formação de pites, em geral, ocorre com o desenvolvimento de tubérculos, na

área anódica, constituído de produtos de corrosão e micro-organismos. Conforme o pite

aumenta, ocorrem reações catódicas, com a formação de íons hidroxilas, e reações

anódicas, com a formação de íons 2Fe , no caso da corrosão do ferro ou de materiais

metálicos que o contenham na sua composição (GONÇALVES, 2002).

Despolarização catódica

O ferro em meios desaerados, águas ou solos úmidos, normalmente não sofre

corrosão considerável, mas em certos casos observa-se corrosão acentuada. Segundo

Gentil (2007), isso ocorre devido às bactérias anaeróbias capazes de utilizar, em seu


16

metabolismo, hidrogênio livre (como o hidrogênio catódico) ou hidrogênio combinado

de compostos orgânicos. Entre essas bactérias estão as redutoras de sulfato (BRS), as

redutoras de dióxido de carbono e as redutoras de nitrato.

Corrosão por ação conjunta de bactérias

Ocorrem casos de corrosão microbiológica na qual é observada a ação simultânea

de bactérias. Por exemplo, no centro dos tubérculos, ocasionados pelas bactérias

precipitantes do ferro, há o crescimento de bactérias anaeróbias redutoras de sulfato,

acarretando, então, a corrosão localizada embaixo desses tubérculos, formando pites.

Quando tubérculos de óxido de ferro (Fe2O3.H2O) são removidos, pode-se observar um

resíduo preto de sulfeto de ferro, FeS, que desprende H2S (GENTIL, 2007).

2.5. BIOFILMES

Quando bactérias aderem às superfícies, inicia-se a formação de um filme fino

conhecido como biofilme que consiste de células imobilizadas em um substrato,

geralmente incorporados em uma matriz de polímero orgânico de origem microbiana

(JAVAHERDASHTI, 2008). Os biofilmes estão presentes em qualquer superfície

molhada ou úmida, tais como equipamentos industriais, médicos e odontológicos,

pedras de rio, cascos de navios, tubulações entre outros (TROSTMANN, FROLUND, &

OLESEN, 2001).

Os biofilmes são constituídos, essencialmente, por água, células microbianas,

carboidratos, proteínas (TROSTMANN, FROLUND, & OLESEN, 2001). Segundo

Javaherdashti (2008), a água presente no biofilme corresponde cerca de 95% da massa

total.

A formação de biofilme consiste de uma sequência de etapas que inicia com a

adsorção de macromoléculas (proteínas, polissacarídeos e ácidos húmicos) e moléculas

menores (ácidos graxos e lipídeos) nas superfícies. Essas moléculas adsorvidas formam

filmes condicionantes que alteram as características físico-químicas na interface,

incluindo superfície hidrofóbica e carga elétrica (LITTLE & LEE, 2007). A aderência

microbiana é causada principalmente por forças físicas e interações eletrostáticas, e tem

caráter reversível. Os micro-organismos que permanecem na superfície começam um


17

processo de propagação e de produção de material polimérico extracelular, pelo qual

aderem firmemente à superfície (aderência irreversível) (VIDELA, 2003).

A aderência é devida ao transporte microbiano e subsequente adesão à superfície.

A dimensão da adesão bacteriana e o seu molde dependem das características

bacterianas, incluindo a hidrofobicidade da superfície celular e a carga; tamanho da

célula; órgãos de locomoção como os flagelos que podem ou não estar presentes;

propriedades do substrato tais como: composição química, rugosidade, fendas, e

cobertura por filmes de óxidos ou camadas orgânicas; a composição e concentração do

meio aquoso e o regime de fluxo hidráulico (LITTLE & LEE, 2007).

A hidrofobicidade da superfície celular é importante na adesão devido ao fato de

as interações hidrofóbicas tenderem a aumentar com o acréscimo da natureza apolar de

uma ou ambas as superfícies envolvidas, isto é, a célula microbiana e o substrato

(DONLAN, 2002). Ou seja, bactéria com uma superfície celular hidrofóbica prefere

superfície hidrofóbica (HORI & MATSUMOTO, 2010).

Muitas células produzem membros filamentosos extracelulares (Figura 4). Esses

podem, entretanto, ter um papel fundamental no processo de aderência. Na verdade,

seus raios de interação com a superfície são menores do que a própria célula. Várias

dessas estruturas são conhecidas – flagelos, pili ou fímbrias, prostecae1 (HARBRON &

KENT, 1988; HORI & MATSUMOTO, 2010).

Figura 4 - Diagrama da estrutura da célula microbiana.

Extraído e adaptado: (BOTT, 2011)

Os flagelos, quando existem, são responsáveis pela mobilidade da bactéria. Esses

são uma parte muito fina de flagelina protéica com uma estrutura helicoidal estendendo

1 Protusões semelhantes a pendúculos e brotos; singular: prosteca.


18

para fora do citoplasma através da parede celular. Os flagelos podem ter o diâmetro

entre 0,01 µm e 0,02 µm. Muitos tipos de bactérias têm flagelos, incluindo o gênero

Pseudomonas. É possível que o próprio flagelo possa formar uma ligação aderente com

a superfície adesiva (HARBRON & KENT, 1988). A função primária do flagelo na

formação do biofilme está relacionada no transporte e nas interações iniciais da

superfície celular (SAUER & CAMPER, 2001). Acredita-se que a mobilidade do

flagelo supera as forças repulsivas do substrato e, como consequência, uma

monocamada de células se forma na superfície adesiva (DANIELS,

VANDERLEYDEN, & MICHIELS, 2004).

Pili ou fímbrias são encontrados em muitas bactérias Gram-negativas incluindo

também espécies de Pseudomonas. São finos membros filamentosos, também protéicos,

4 nm - 35 nm de largura e até vários micrômetros de comprimento (HARBRON &

KENT, 1988). Essas estruturas são geralmente retas, e não estão envolvidas na

motilidade. A função geral é tornar células mais aderentes, desde que a bactéria com pili

possa aderir fortemente a outras células bacterianas e partículas inorgânicas

(HARBRON & KENT, 1988). No entanto, nem sempre estão envolvidos no processo de

adesão mesmo que estejam presentes (CHARACKLIS & COOKSEY, 1983). De acordo

com Sauer e Camper (2001), pili e estruturas associadas têm sido apontados por serem

importantes na adesão e colonização de superfícies, provavelmente por superar a inicial

barreira de repulsão eletrostática que existe entre a célula e o substrato.

Prostecae formam um terceiro grupo de estruturas de ataque (aderentes) que

ocorrem em vários tipos de micro-organismos. Podem ocorrer em um ou mais locais

sobre a superfície celular, e são filiformes ou extensões sem ponta (comumente 0,2 µm)

da parede celular e membrana (HARBRON & KENT, 1988).

2.5.1. CAPACIDADE DE ADAPTAÇÃO DAS BACTÉRIAS

A força de direção do desenvolvimento numa comunidade bacteriana se baseia na

organização e cooperação entre as células, mais do que uma competitividade clássica de

seleção natural de micro-organismos individuais (DANIELS, VANDERLEYDEN, &

MICHIELS, 2004; DAVIES et al., 1998; FUQUA & GREENBERG, 2002; PARSEK &

GREENBERG, 2005). Esse conceito fica particularmente evidente quando se examina


19

comunidades bacterianas dos biofilmes (PARSEK & GREENBERG, 2005; SURETTE,

MILLER, & BASSLER, 1999).

A sinalização celular tem demonstrado um papel importante na aderência da

célula e desprendimento de biofilmes (DANIELS, VANDERLEYDEN, & MICHIELS,

2004; DONLAN, 2002). Bactérias são consideradas longe de serem micro-organismos

solitários, e na verdade são colônias por natureza que exploram sistemas elaborados de

interações intercelulares e comunicações para facilitar suas adaptações em ambientes

transitórios (DAVIES et al., 1998; FUQUA & GREENBERG, 2002; SAUER &

CAMPER, 2001).

Uma adaptação bem-sucedida de bactérias para mudanças nas condições naturais

depende da habilidade em “sentir” e reagir a ambientes externos e, portanto, modular a

expressão genética (DANIELS, VANDERLEYDEN, & MICHIELS, 2004). A

sensibilidade à densidade celular também denominada de “quorum sensing” é baseada

no processo de autoindução (EBERHARD et al., 1981). O processo de “quorum

sensing” fornece um mecanismo de auto-organização e regulação de células

microbianas (PARSEK & GREENBERG, 2005). Isso envolve um sistema ambiental

sensorial que permite as bactérias monitorar e reagir a suas próprias densidades

populacionais.

As bactérias produzem sinais orgânicos difusíveis, originalmente chamados de

moléculas autoindutoras (AI), as quais se acumulam nos ambientes próximos durante o

crescimento (FUQUA & GREENBERG, 2002). Altas densidades celulares resultam em

altas concentrações de sinais, e induzem a expressividade de determinados genes e/ou

mudanças fisiológicas em células vizinhas (PARSEK & GREENBERG, 2005). Uma

resposta a sinais químicos no processo de comunicação celular é um processo

dependente da concentração, onde uma concentração limiar crítica deve ser alcançada

antes de a resposta fisiológica ser obtida (DECHO, 1999; FUQUA & GREENBERG,

2002).

Sistemas de “quorum sensing” são conhecidos por participarem de uma gama de

atividades microbianas importantes. Essas incluem biossínteses de enzimas

extracelulares, biossínteses de antibióticos, produção de biossurfactante, sínteses de

exopolímeros, fatores de virulências extracelulares em bactérias Gram-negativas e


20

desenvolvimento de biofilme (DANIELS, VANDERLEYDEN, & MICHIELS, 2004;

DAVIES et al., 1998; FUX, STEWART, & STOODLEY, 2005).

2.5.2. FASE INICIAL NA FORMAÇÃO DE BIOFILME

O principal fator que controla a taxa de colonização, durante os estágios iniciais

na formação de biofilme, é a hidrodinâmica. A colonização microbiana começa com o

transporte de micro-organismos à interface mediada por no mínimo três mecanismos:

(1) transporte difusivo devido ao movimento Browniano; (2) transporte convectivo

devido ao fluxo do líquido; (3) movimento ativo de bactérias móveis próximo à

interface. A célula microbiana pode ou não estar aderida. A proporção do número de

células ligadas à superfície em relação ao número de células transportadas depende das

propriedades do substrato, do estado fisiológico dos organismos e da hidrodinâmica

(LEWANDOWSKI & STOODLEY, 1995). Segundo Videla (2003), os micro-

organismos formam aglomerados, separados por canais ou túneis nos quais o transporte

líquido ocorre essencialmente por convecção (Figura 5).

Figura 5 - Ilustração conceitual da heterogeneidade da estrutura do biofilme.

Extraído e adaptado: (LITTLE & LEE, 2007)

Atualmente, os processos que governam a formação do biofilme, apresentados na

Figura 6, incluem:


21

1. Pré-condicionamento na superfície de adesão por macromoléculas presentes na

camada fluida ou intencionalmente revestidas sobre a superfície;

2. Transporte de células planctônicas da camada líquida para a superfície;

3. Adsorção de células na superfície;

4. Desorção de células adsorvidas reversivelmente;

5. Produção de moléculas sinalizadoras e adsorção irreversível de células bacterianas na

superfície;

6. Transporte de nutrientes da fase líquida à interface líquido-biofilme, bem como no

interior do filme microbiano;

7. Reprodução de células;

8. Metabolismo no substrato por células do biofilme e transporte de produtos para fora

do biofilme. Esses processos são acompanhados por crescimento, reprodução, e

produção de exopolímeros;

9. Remoção de biofilme por desprendimento ou deslocamento súbito (BREYERS &

RATNER, 2004).

Figura 6 - Processos que governam a formação do biofilme

Extraído e adaptado: (SIMÕES, SIMÕES, & VIEIRA, 2010)

O ataque de micro-organismos nas superfícies e o subsequente desenvolvimento

do biofilme são processos muito complexos afetados por diversas variáveis (BREYERS

& RATNER, 2004) que estão listadas na Tabela 1.


22

Tabela 1 - Variáveis importantes no ataque de células, formação e desenvolvimento de biofilme

(baseado em Dolan, 2002).

Adesão na superfície Camada fluida Célula

Textura ou rugosidade Velocidade do fluxo Hidrofobicidade da

superfície celular

Hidrofobicidade pH Membros

extracelulares

Química da superfície Temperatura

Substâncias

poliméricas

extracelulares

Carga Cátions Moléculas

sinalizadoras

Filme condicionante Presença de produtos

antimicrobianos

Disponibilidade de

nutrientes

Os biofilmes formam superfícies que interagem ativamente com a camada limite

hidrodinâmica e podem se formar em ambientes extremos tais como águas ultra puras

ou em condições altamente radiotivas (KULAKOV et al., 2002). As bactérias no

biofilme podem se mover de maneiras diferentes: coletivamente por ondulação ou

rolamento através da superfície, por desprendimento em aglomerados, ou ainda por

meio de uma dispersão individual. A Figura 7 mostra essa capacidade de migração e

tendência para formar colônias mistas e integradas para uma cooperação metabólica

ideal (LITTLE & LEE, 2007).


23

Figura 7 - Representação da capacidade de migração e tendência para formar colônias mistas e

integradas.

Extraído e adaptado: (LITTLE & LEE, 2007)

As bactérias no biofilme atuam de forma a produzir condições mais favoráveis

para o crescimento de várias espécies. As bactérias próximas à fase fluida são

favorecidas por oxigênio e nutrientes complexos, ou seja, utilizam o oxigênio, quebram

fontes de carbono, e produzem polímeros simples e ácidos graxos. As bactérias dentro

do biofilme, removidas da camada líquida, utilizam os rejeitos gerados por outras

bactérias como, por exemplo, os nutrientes que são metabolizados a ácidos graxos,

dióxido de carbono e hidrogênio (LITTLE & LEE, 2007).

2.5.3. BIOFILMES INIBIDORES DA CORROSÃO

Potekhina e colaboradores (1999) sugerem a existência de dois principais tipos de

bactérias em relação à capacidade de induzir ou inibir a corrosão:

1. As bactérias que causam a corrosão e que são capazes de criar uma pilha galvânica

entre elas mesmas e o metal. Sob condições de anaerobiose, essas bactérias atuariam

como catodo e o metal como anodo, elétrons seguem do metal em direção à bactéria.

Para esse grupo de bactérias corrosivas, pertencem as bactérias consumidoras de

hidrogênio como as bactérias redutoras de sulfato (BRS), algumas bactérias redutoras de

nitrato e bactérias fototróficas.


24

2. Os outros grupos são de bactérias que inibem a corrosão e protegem metais sob

condições aeróbias (PEDERSEN & HERMANSSON, 1991) assim como sob condições

anaeróbias (JAYARAMAN, EARTHMAN, & WOOD, 1997). Nessa situação, a

remoção do oxigênio conduz a uma queda nas reações catódicas e ao retardamento da

dissolução do metal. Essas bactérias protetoras atuariam como anodo e o metal como

catodo da pilha galvânica entre a bactéria e o metal assemelhando-se ao método de

proteção catódica amplamente utilizada para prevenir efeitos de corrosão (VIDELA &

HERRERA, 2009).

Zuo (2007) analisa progressos recentes na inibição da corrosão pelo uso de

biofilmes benéficos. Em resumo, os diferentes mecanismos envolvidos são os seguintes:

i) biofilmes benéficos que removem agentes corrosivos, como por exemplo, o oxigênio

por atividades bacterianas metabólicas tais como respiração aeróbia (DUBIEL et al.,

2002; POTEKHINA et al., 1999; ZUO, 2007); ii) nos biofilmes benéficos onde há o

aumento da inibição da corrosão criando bactérias capazes de gerar agentes

antimicrobianos dentro do biofilme (JAYARAMAN, EARTHMAN, & WOOD, 1997);

iii) produção de camadas protetoras por biofilmes benéficos (CHONGDAR,

GUNASEKARAN, & KUMAR, 2005).

Potekhina e colaboradores (1999) tentaram elucidar como as bactérias podem

induzir ou inibir a corrosão. Para inibição da corrosão por biofilmes através da remoção

de agentes catódicos corrosivos, esses pesquisadores citam que: bactérias formadoras de

biofilme, sob condições de aerobiose, inibem a corrosão através da remoção de

oxigênio; bactérias quimiorganotróficas, sob condições de anaerobiose, inibem a

corrosão removendo produtos de corrosão e destruindo ambientes de BRS. Enquanto

que micro-organismos anaeróbios que consomem hidrogênio, tais como as BRS e as

bactérias redutoras do ferro (III) (por exemplo, as Pseudomonas spp. e Shewanella

putrefaciens) promovem a corrosão, removendo hidrogênio molecular, resultando na

despolarização catódica.

Através de experimentos, Jayaraman, Earthman e Wood (1997) também

afirmaram que a remoção de oxigênio poderia ser o principal motivo para a inibição da

corrosão sob condições aeróbias.


25

Para a inibição da CMI por biofilmes excretores de substâncias antimicrobianas,

um consórcio de bactérias aeróbias e anaeróbias está comumente presente em campo.

Portanto, isso é necessário para a formação de biofilme aeróbio protetor, não apenas

para reduzir a concentração de oxigênio, ou seja, minimizar a reação catódica, mas

também inibir o crescimento das bactérias causadoras de corrosão, como as BRS, as

quais despolarizam o catodo e estimulam a corrosão localizada. Quando o tratamento

tradicional com biocida não é satisfatório, os biofilmes que excretam substâncias

antimicrobianas, naturalmente ou geneticamente, são bons candidatos para tal propósito

(ZUO, 2007).

Exemplos de biofilmes manipulados geneticamente foram os de Bacillus subtilis,

excretores das substâncias antimicrobianas indolicidin, bactenecin, e probactenecin.

Jayaraman, Earthman e Wood (1997) constataram que esses biofilmes foram capazes

de inibir o crescimento das bactérias causadoras de corrosão, BRS (Desulfovibrio

vulgaris e D. gigas), e reduzir significativamente as taxas de corrosão em condições de

culturas contínuas. Uma das vantagens dessas manipulações é a produção de

exopolímeros, no biofilme, que pode ajudar a manter as concentrações antimicrobianas

mais elevadas, prevenindo a difusão em massa nos fluidos (ZUO, 2007).

As camadas protetoras, que inibem a corrosão microbiológica, podem ser

constituídas de produtos de óxidos passivos formados e aprisionados em biofilmes ou

da própria matriz do biofilme. A bactéria Pseudomonas cichorii foi capaz de inibir a

corrosão do aço, em um corrosivo tampão fosfato com solução salina básica (BSS)

(CHONGDAR, GUNASEKARAN, & KUMAR, 2005). Análise da película na

superfície, usando espectroscopia de infravermelho por transformada de Fourier

(FTIR), revelou que a formação de uma camada de óxido de ferro/fosfato de ferro

dentro da matriz polimérica do biofilme contribuiu para a redução da corrosão.

2.5.4. SUBSTÂNCIAS POLIMÉRICAS EXTRACELULARES (EPS)

EPS são responsáveis por unir as células microbianas e outros materiais

particulados (coesão), e contribuir na aderência dessas células à superfície (adesão)

como mostrado na Figura 8 (ALLISON, 2003; CHARACKLIS & WILDERER, 1989;

SUTHERLAND, 2001). As células não precisam ser viáveis para adesão, os EPS já

existentes são suficientes para aderi-las (FLEMMING & SCHAULE, 1988).


26

Figura 8 - Microfotografia de um biofilme de Pseudomonas putida numa superfície.

EPS circunda as células, mantendo-as juntas e sobre a superfície.

Fonte: (FLEMMING et al., 2009)

A composição geral de substâncias poliméricas extracelulares bacterianas

constitui de polissacarídeos, proteínas, ácidos nucléicos, lipídeos, fosfolipídeos, e

substâncias húmicas (JAHN & NIELSEN, 1998; SUTHERLAND, 2001;

WINGENDER, NEU, & FLEMMING, 1999). De acordo com Tsuneda e colaboradores

(2003), proteínas e polissacarídeos representam entre 75-89% da composição de EPS no

biofilme, indicando serem os principais componentes.

Os biofilmes formam uma estrutura gelatinosa onde os micro-organismos vivem

(SUTHERLAND, 2001; WINGENDER, NEU, & FLEMMING, 1999). A matriz de

EPS atua como uma barreira na qual o transporte difusivo prevalece sobre o transporte

convectivo (SUTHERLAND, 2001). Uma função frequentemente atribuída aos EPS é a

efetiva proteção para os micro-organismos no biofilme contra condições adversas.

Como um exemplo, comumente observado, é que células no biofilme podem tolerar

altas concentrações de biocidas (FOLEY & GILBERT, 1996; MAH & O’TOOLE,

2001; SIMÕES & VIEIRA, 2009; SIMÕES, PEREIRA, & VIEIRA, 2005). Isso se deve

principalmente a características fisiológicas das bactérias no biofilme, mas também à

função de barreira de EPS (MORTON et al., 1998; SIMÕES, PEREIRA, & VIEIRA,

2005).

A matriz de EPS retarda ou previne substâncias antimicrobianas de alcançar os

micro-organismos dentro do biofilme por limitação na difusão e/ou interação química

com as proteínas extracelulares e polissacarídeos (HEINZEL, 1998; MAH &


27

O’TOOLE, 2001). Além disso, dentro da matriz de EPS, as moléculas necessitam da

comunicação celular, e o comportamento comunitário pode acumular concentrações

altas o suficiente para ser eficaz (PEARSON, DELDEN, & IGLEWSKI, 1999;

SUTHERLAND, 2001).

2.5.5. BIODISPERSANTE: GOMA XANTANA

Os biodispersantes produzidos por micro-organismos são fundamentais em

programas de controle na formação de biofilmes (CLOETE, JACOBS, & BROZEL,

1998). Os biodispersantes, incluindo compostos orgânicos sintéticos, polímeros e

agentes de superfície ativos são geralmente aplicados para penetrar e dispersar os micro-

organismos na biomassa. Frequentemente, um biodispersante é utilizado em conjunção

com um biocida desde que a eficácia do biocida seja obtida. A dispersão de

aglomerados da biomassa ou micro-organismos os torna mais vulneráveis ao biocida

pelo aumento associado à área exposta. A seleção de um dispersante adequado para um

sistema operacional é baseado em análises reais do depósito associado a um

determinado meio, por exemplo, água (BOTT, 2011). Segundo Pereira (2001), os

biodispersantes não eliminam os micro-organismos nem inibem o seu crescimento.

A goma xantana é um heteropolissacarídeo2, produzida pela fermentação da

bactéria Xanthomonas campestris (PSOMAS, LIAKOPOULOU-KYRIAKIDES, &

KYRIAKIDIS, 2007), contendo glicose, manose, ácido glucurônico, ácido pirúvico e

grupos acetila (SANDFORD, 1979). Em relação às propriedades reológicas, as

soluções de xantana mostram um comportamento pseudoplástico, ou seja, a viscosidade

diminui com o aumento da deformação do fluido (JEANES, PITTSLEY, & SENTI,

1961). Devido a essas propriedades, a goma xantana é utilizada em muitas aplicações,

principalmente na indústria alimentícia como agente de suspensão, espessante e

estabilizante (KATZBAUER, 1998).

Células de Xanthomonas são Gram-negativas, aeróbias, retas (geralmente 0,4-0,7

µm de largura x 0,7-1,8 µm de comprimento) com um único flagelo polar. As colônias

são geralmente amarelas, lisas e viscosas (BRADBURY, 1984). Podem ser cultivadas

em diferentes temperaturas entre 25ºC e 35ºC em pH neutro (GARCIA et al., 2000).

2 Normalmente composto de unidades repetidas e alinhadas desde dissacarídeos até octassacarídeos,

compostos de dois a quatro tipos de monossacarídeos diferentes.


28

A viscosidade das soluções de xantana praticamente não se altera com a

temperatura entre 4ºC e 93 °C, com o pH entre 1 e 13 e com forças iônicas equivalentes

a concentração de cloreto de sódio entre 0,05% e 1% (LIMA, BORZANI, &

SCHMIDELL, 2001).

A alta viscosidade das soluções e a solubilidade em água do biopolímero têm

assegurado importantes aplicações para a goma xantana na indústria de petróleo, onde é

habitualmente utilizada em processo de perfurações para recuperação de óleo (GARCIA

et al., 2000; NAVARRETE, 2001). A xantana também tem sido testada como

biodispersante em pesquisas que envolvem processos corrosivos (OLIVEIRA, 2010).

2.6. PREVENÇÃO E CONTROLE DA BIOCORROSÃO

O controle dos micro-organismos é muito importante no gerenciamento da água.

Isso não significa apenas controlar a disseminação de doenças epidêmicas, mas também

a corrosão influenciada por micro-organismos pelas quais estruturas e equipamentos são

severamente danificados.

Métodos de tratamento da água, atualmente em uso, incluem tratamentos

mecânicos e físicos, tais como: filtração, separação e esterilização usando ozônio,

correntes elétricas, calor, irradiação usando micro-ondas, UV, raios gama ou raios X.

Além do mais, tratamentos químicos têm sido aplicados através da adição de agentes

químicos (desinfetantes, biocidas) para inativar micro-organismos (CHELOSSI &

FAIMALI, 2006).

A regra essencial, a qual deve ser aplicada nos sistemas industriais, para prevenir

e controlar a biocorrosão e o biofouling é manter o sistema limpo. Entretanto, esse

princípio básico poucas vezes pode ser aplicado devido à falta de uma adequada

compreensão dos processos de corrosão que somente são diagnosticados quando ocorre

forte contaminação, com perda de energia e eficiência do sistema ou falhas estruturais

por corrosão do material (VIDELA, 2002).

Geralmente, o biofouling (Figura 9) pode ser definido como um acúmulo

indesejado de depósitos de natureza biológica sobre a superfície. Tais depósitos podem

conter micro-organismos ou macro-organismos (GEESEY, 1982).


29

Figura 9 - Biofouling em trocador de calor

Fonte: (ADLER et al., 2003)

Numa planta industrial é provável conter vários sistemas onde a biocorrosão e o

biofouling podem causar problemas. Os sistemas industriais que frequentemente sofrem

de tais riscos são: (i) sistemas de refrigeração abertos ou fechados; (ii) linhas de injeção

de água; (iii) tanques de armazenamento; (iv) sistemas de tratamento de águas residuais;

(v) filtros; (vi) diferentes tipos tubulações; (vii) membranas de osmose reversa; (viii)

sistemas de distribuição de água potável (VIDELA, 2002).

A natureza do biofouling varia não apenas quanto a seus constituintes

microbianos, mas também em relação às características e proporções de seus

componentes. De acordo com Characklis (1991) podem ocorrer os seguintes tipos de

fouling e suas combinações: (i) fouling biológico, devido ao ataque de macro-

organismos (macrofouling) e/ou micro-organismos (microfouling); (ii) fouling químico,

produzido por reações químicas; (iii) fouling de corrosão, proveniente da reação do

substrato metálico com a fase líquida presente; (iv) fouling particulado e de

sedimentação, devido ao acúmulo de partículas sólidas transportadas pelo fluido; e (v)

fouling de precipitação, que tem origem na precipitação de substâncias dissolvidas sobre

o metal (VIDELA, 2002).

2.7. CONTROLE DA BIOCORROSÃO ATRAVÉS DO TRATAMENTO COM

BIOCIDA

O biocida é um produto formulado para inibir a atividade metabólica dos micro-

organismos. Os biocidas podem ser aplicados das seguintes formas: em batelada,

injeções contínuas ou combinações de ambos. A compatibilidade com o equipamento,

nível e frequência de dosagem, segurança, persitência, toxidade e a solubilidade

influenciam a seleção e aplicação do biocida (LITTLE & LEE, 2007).


30

Characklis (1990) e Stein (1993) estudaram a formação do biofilme e o controle

da corrosão microbiologicamente induzida usando biocidas. Em todos os casos, testes

qualificados são exigidos para certificar se um biocida particular é efetivo numa

determinada aplicação. É bem estabelecido que é mais difícil matar bactérias nos

biofilmes com biocidas do que matar os mesmos tipos de organismos suspensos em

meio líquido, porque biocidas não podem penetrar os biofilmes (STEIN, 1993).

Costerton e colaboradores (1994) relataram que bactérias em biofilmes foram resistentes

a antibióticos e biocidas em níveis de 500 a 5000 vezes mais altos do que aqueles

exigidos para matar células planctônicas das mesmas espécies.

Existem problemas adicionais com o uso de biocidas. O uso persistente de um

tratamento único de biocida pode permitir que mais micro-organismos resistentes se

desenvolvam e permaneçam no biofilme (LITTLE & LEE, 2007). Ridgway e

colaboradores (1984) demonstraram que bactérias previamente expostas ao cloro foram

mais resistentes do que àquelas nunca expostas. A resistência a um determinado biocida

pode ser superada com a mudança periódica desse. Little e Lee (2007) observaram um

rápido reinício do biofilme depois de um tratamento com biocida ou remoção de células

da superfície. Um novo crescimento ou recuperação pode ser devido aos seguintes

fatores: (1) A permanência viável de células reproduz um biofilme. (2) Residual de

biofilme transmite uma superfície rugosa que aumenta o transporte e a sorção. (3)

Oxidação de substâncias poliméricas extracelulares pode oferecer nutrientes para um

novo crescimento.

Segundo Videla (2003), a desinfecção de qualquer sistema pelo uso de biocidas

deve cumprir três funções principais: bactericida, fungicida e algicida. Resulta daí o

conceito de polivalência dos biocidas. Determinado composto químico pode ser

bactericida, mas não necessariamente fungicida ou algicida; da mesma forma, no que se

refere a um mesmo grupo de bactérias ou fungos, o produto pode atuar sobre uma

espécie e não necessariamente sobre outra.

Gonçalves (2002) chama atenção ao fato de que o mecanismo de ação do biocida

envolve várias etapas: difusão até a superfície da célula; interação e, possível reação

com os componentes das estruturas de superfícies; permeação através da parede celular


31

e da membrana citoplasmática; difusão no citoplasma até o sítio “alvo”, onde haverá

reação específica.

Os biocidas são classificados em oxidantes e não oxidantes. Os biocidas oxidantes

agem, normalmente, oxidando a matéria orgânica presente nas células, destruindo suas

estruturas vitais e assim causando a morte das células (TELANG et al., 1998). Os mais

comuns são cloro, bromo, ozônio e peróxido de hidrogênio (VIDELA, 2003).

Já os biocidas não oxidantes atacam seletivamente alvos particulares dentro da

célula (TELANG et al., 1998). Entre os biocidas não oxidantes tem-se: o glutaraldeído,

os compostos quaternários de amônio, as isotiazolinas, o THPS (VIDELA, 2003).

Segundo Bott (2011), há necessidade que o biocida alcance efetivamente o

biofilme. Para atingir esse requisito, é necessário garantir que o fluxo seja

turbulento de modo que a transferência de massa do biocida através da camada limite

para o biofilme seja maximizada. Fendas contendo micro-organismos não podem ser

penetrados por um biocida, e esses focos de atividade representam em efeito, inóculos

para um novo crescimento. No tratamento com biocidas, portanto, deve-se levar em

conta essa possibilidade. A transferência de massa através das fronteiras entre a camada

de fluido e o biofilme deve ser eficaz para garantir que o biocida seja efetivo.

No entanto, conforme Lavania e colaboradores (2011), a eficácia de substâncias

químicas nos micro-organismos em biofilmes são em causa limitada pelos mecanismos

de defesa natural de micro-organismos incorporados. Apesar de biocidas facilmente

destruírem as células planctônicas, as células do biofilme localizadas nas superfícies de

tubulações são protegidas por uma camada de polissacarídeo e diminuem os efeitos de

biocidas. Um aumento na dosagem dos biocidas pode, ou não, superar a proteção

oferecida por essa camada de polissacarídeo porque esses polímeros restringem a

permeabilidade dos biofilmes para a maioria dos biocidas.

A Tabela 2 apresenta as propriedades e concentrações usuais dos principais

biocidas empregados em sistemas de águas industriais.


32

Tabela 2 - Propriedades e concentrações usuais dos biocidas empregados em sistemas de águas

industriais.

Biocidas Propriedades/concentrações usuais

Cloro Efetivo contra bactérias e algas; oxidante; depende do pH; 0,1-0,2

ppm (contínuo).

Dióxido de cloro Efetivo contra bactérias; menos efetivo sobre algas e fungos; oxidante;

não depende do pH; 0,1-1,0 ppm.

Bromo Efetivo contra bactérias e algas; oxidante; amplo intervalo de pH;

0,05-0,1 ppm (contínuo).

Ozônio Efetivo contra bactérias e biofilmes; oxidante; depende do pH; 0,2-0,5

ppm.

Metileno-bistiocionato Efetivo contra bactérias; não-oxidante; hidrolisa acima de pH 8,0; 1,5-

8,0 ppm.

Isotiazolinas Efetivo contra bactérias algas e biofilmes; não-oxidante; não depende

do pH; 0,9-10,0 ppm.

Quats Efetivo contra bactérias e algas; não-oxidante; tem ação tensoativa;

8,0-35,0 ppm.

Glutaraldeído Efetivo contra bactérias, algas, fungos e biofilmes; não-oxidante;

amplo intervalo de pH; 10,0-70,0 ppm.

THPS Efetivo contra bactérias, algas, fungos; baixa toxicidade ambiental;

ação especifica sobre as BRS; 10,0-50,0 ppm (contínuo). Fonte: (VIDELA, 2003)

2.7.1. THPS

O THPS (sulfato de tetrakis (hidroximetil) fosfônio) é um novo biocida ativo

designado para uso de uma variedade de aplicações suscetíveis ambientalmente tais

como: sistemas de resfriamento industrial, e situações em campo de petróleo

(DOWNWARD & TALBOT, 1997). Segundo Videla (2003), esse biocida é eficaz

contra bactérias, fungos e algas. Na indústria petrolífera, é usado por dissolver o sulfeto

de ferro, é compatível com outros reagentes do tratamento de água, e de rápida e fácil

determinação analítica em campo. O THPS é de manipulação simples e de baixa

toxidade ambiental, degradando-se rapidamente, depois de eliminado, em produtos não-

poluentes.

THPS é um sal quaternário fosfônio cuja estrutura é mostrada na Figura 10.


33

Figura 10 - Estrutura do THPS

Fonte: (DOWNWARD & TALBOT, 1997)

A característica surpreendente dessa molécula biocida é o pequeno comprimento

da cadeia. Convencionalmente, era sabido que sais de quaternário de amônio ou

fosfônio com no mínimo uma longa cadeia eram ativos em termos de biocidas, mas

aqueles com pequenas cadeias normalmente seriam considerados inativos

(DOWNWARD & TALBOT, 1997). A química do THPS foi, entretanto, de grande

interesse, e o produto deve ser esperado ter significativamente propriedades diferentes

de biocidas quaternários convencionais.

As diferenças esperadas foram confirmadas na prática quando foi encontrado que

o THPS era particularmente um bactericida atuante rápido e era excepcionalmente

efetivo contra bactérias redutoras de sulfato, as quais eram uma preocupação particular

em sistemas de resfriamento e produção de petróleo devido à tendência para produzir

rapidamente corrosão por pite (DOWNWARD & TALBOT, 1997).

Outra vantagem ambiental é que o THPS é ligeiramente oxidado, no ambiente,

para THPO (óxido tris hidroxi metil fosfônio) o qual apresenta uma baixa toxidade

aquática e não é considerado um risco ambiental (DOWNWARD & TALBOT, 1997).

O THPO tem a seguinte estrutura química:

Figura 11 - Estrutura do THPO

Fonte: (DOWNWARD & TALBOT, 1997)


34

2.8. DETERMINAÇÃO DAS TAXAS DE CORROSÃO

A corrosão dos materiais metálicos é influenciada por vários fatores que

modificam o ataque químico ou eletroquímico, não havendo, portanto, um único

método de ensaio de corrosão. Na prática, os fenômenos de corrosão se multiplicam,

obrigando à variedade de ensaios.

Geralmente, os ensaios de corrosão são úteis para: estudar o mecanismo do

processo corrosivo; indicar o material metálico mais adequado para determinado meio

corrosivo e estimar a durabilidade provável nesse meio; estudar a eficiência de medidas

de proteção anticorrosiva (GENTIL, 2007).

A fim de se determinar as taxas de corrosão provocadas pela água nos sistemas de

distribuição e refrigeração, por exemplo, utilizam-se métodos de cupons metálicos. O

material do cupom deverá ter as mesmas características do trocador de calor em estudo.

Aço carbono, cobre, latão e alumínio poderão ser utilizados (DANTAS, 1988).

2.8.1. CÁLCULO DA TAXA DE CORROSÃO

Após a realização do ensaio de corrosão e limpeza do corpo de prova, verifica-se

a perda de peso, durante o ensaio de corrosão, subtraindo-se do seu peso original o peso

após o ensaio. Como a perda de peso é influenciada pela área exposta e tempo de

exposição, essas variáveis são combinadas e expressas em taxa de corrosão. Uma

unidade comumente usada para expressar a taxa de corrosão, relacionada com a

variação de massa é a mm/ano, que é calculada segundo a equação abaixo:

Std

goperdadepesT

1000365)(

Equação 9

Onde:

T: taxa de corrosão )/( anomm

S: área exposta da superfície do cupom )( 2mm

t = tempo do experimento

d = massa especifica do aço estudado


35

Os valores de taxas de corrosão só podem ser utilizados para corrosão uniforme,

não se aplicando para casos de corrosão localizada como, puntiforme, intergranular e

transgranular (GENTIL, 2007).

2.9. INFLUÊNCIA DO TIPO DE ESCOAMENTO NA FORMAÇÃO DO

BIOFILME.

A colonização e crescimento de seres vivos sobre a superfície em equipamentos

industriais são profundamente influenciados pelo fluxo de fluido e transferência de

massa pertencente ao sistema. Os fluidos, geralmente, estão localizados em tubos e

reservatórios que constituem a planta do processo industrial, sendo, pois, necessário

entender o que acontece quando esses fluem através das superfícies de equipamentos

(BOTT , 2011).

As condições que afetam a deposição dos biofilmes dependerão principalmente da

taxa de fluxo, suas propriedades físicas e a natureza da superfície.

Segundo Bott (2011), existem duas condições de fluxos: a condição de fluxo

laminar, que ocorre em baixas velocidades, onde o movimento do fluido é paralelo à

superfície através da qual passa; e o fluxo turbulento que ocorre em altas velocidades,

onde além do movimento paralelo do fluido à superfície e próxima a essa, há um

movimento aleatório da camada fluida afastada da superfície.

Devido à resistência de fluxo causada pelo atrito entre o fluido e a superfície, a

camada do fluido em contato com a superfície do sólido pode ser considerada

estacionária. Uma força de arraste será exercida no sólido pelo movimento do fluido. A

velocidade aumentará com a distância da superfície. Mesmo sob condições turbulentas,

uma camada de movimento lento do fluido existirá próxima à superfície com uma

camada estacionária na interface superfície/fluido. A região de movimento lento do

fluido próxima ao substrato é frequentemente referida como “subcamada viscosa” ou

“subcamada laminar”. Em um duto, por exemplo, a espessura da subcamada viscosa

dependerá da velocidade do fluido. Em geral, quanto mais alta a velocidade do líquido,

mais fina é a subcamada laminar (BOTT, 2011). A Figura 12, mostra

diagramaticamente depósitos de micro-organismos e a remoção de pedaços do biofilme

os quais foram desprendidos.


36

Figura 12 - Deposição e remoção ocorrendo ao mesmo tempo.

Adaptado e extraído de Bott (2011)

Como um resultado do trabalho pioneiro, Reynolds elaborou um critério para

distinguir a diferença entre fluxo laminar e turbulento em tubos. Um número

adimensional, o chamado número de Reynolds, (Re), identifica a diferença e é definido

como:

DvRe Equação 10

Onde D é o diâmetro do tubo; v é a velocidade do fluido; é a densidade do fluido; é

a viscosidade do fluido.

Tem sido mostrado que quando o número de Reynolds está abaixo de 2000, o

fluxo é laminar e quando o número de Reynolds está acima de 4000, o fluxo é

turbulento (BOTT, 2011).

O perfil de distribuição de fluxo através do diâmetro do tubo depende se o fluxo,

como definido por Reynolds, é laminar ou turbulento. Sob regime laminar, o perfil de

velocidade é uma parábola (Figura 13). Sob condições turbulentas, o perfil de

velocidade não é tão longo como uma parábola como mostrado na Figura 14 (BOTT,

2011).


37

Figura 13 - Perfil de velocidade num tubo em regime laminar.

Adaptado de Bott (2011).

Figura 14 - Perfil de velocidade num tubo em regime turbulento.

Adaptado de Bott (2011).

De acordo com Bott (2011), a força de “arraste” na interface entre um depósito

sobre uma superfície sólida e o fluxo de fluido tenderá a remover o depósito da

superfície. O grau do processo de remoção dependerá da tenacidade de adesão do

depósito à superfície e sua força intrínseca coesiva em relação à força exercida pelo

fluxo. Esse fenômeno é extremamente complexo, particularmente em relação à

acumulação de micro-organismos, e é difícil se não impossível, prever com alguma

certeza exceto em termos mais gerais.

A formação de biofilme envolve a colonização da superfície por micro-

organismos transferidos do seio do líquido para a superfície pelo processo de

transferência de massa (CRAVO JUNIOR, 2004; VIANA, 2009), ou seja, da mais alta

concentração em direção a mais baixa concentração. Isso envolve tanto as diferenças na

concentração de micro-organismos como de nutrientes entre o fluxo e a superfície

receptiva (BOTT, 2011).

Em água estacionária ou sob condição laminar, o movimento de células

microbianas para a superfície é devido ao seu movimento aleatório dentro do fluido, o

qual é geralmente referido como movimento Browniano. Mesmo quando o fluxo está

sob condições turbulentas, existe uma subcamada laminar na superfície que prejudica a

Dis

tân

cia

Dis

tân

cia


38

transferência de moléculas, partículas, micro-organismos e nutrientes necessários ao

biofilme. Sob essas condições, o movimento em direção à superfície é devido ao

movimento Browniano. A espessura dessa camada e, portanto, sua resistência à

transferência de massa dependerá da velocidade do fluido. Quanto mais alta a

velocidade do fluido, mais fina será a subcamada laminar, reduzindo assim, a resistência

à transferência de massa. Com isso, ocorrerá a colonização e o subsequente

desenvolvimento dos micro-organismos. O desprendimento do biofilme também

dependerá das condições de fluxo, sendo que, nesse caso, da concentração mais alta no

biofilme para concentração mais baixa no líquido (BOTT, 2011).

Sob condições de fluxo, o movimento do fluido através de um depósito aderido a

uma superfície sólida exercerá uma força no depósito, como ilustrado na Figura 15. Se

a suposta força de arraste é forte o suficiente, alguns depósitos provavelmente serão

removidos da superfície. Em termos gerais, a taxa de crescimento de um depósito

dependerá da magnitude relativa da deposição, das forças removedoras e da resistência

inerente do depósito para remoção (BOTT, 2011).

Figura 15 - Forças atuando numa partícula residindo sobre a superfície.

Extraído e adaptado de Bott (2011)

Contudo, quanto maior a velocidade do fluido, mais fina será a subcamada

laminar e, portanto, irá proporcionar uma menor resistência à transferência de massa.

Por outro lado, quanto maior a velocidade do fluido através da superfície sólida,

maiores serão as forças de cisalhamento na interface sólido/fluido. Esses efeitos de

cisalhamento impõem forças removedoras na interface dos depósitos com o fluido.


39

2.10. PRINCIPAIS TÉCNICAS ELETROQUÍMICAS APLICADAS PARA A

CORROSÃO INFLUENCIADA POR MICRO-ORGANISMOS

Potencial de corrosão

O potencial de corrosão é designado quando um metal, que sofre corrosão numa

dada solução de baixa resistividade elétrica, assume um potencial característico. Pela

intersecção das linhas de polarização (curvas) anódica e catódica obtém-se o potencial

de corrosão (Ec) (Figura 16). Esse potencial é um dos parâmetros eletroquímicos de

mais fácil determinação experimental (WOLYNEC, 2003). Por causa da simplicidade, a

medida do potencial de corrosão tem sido utilizada em estudos de corrosão influenciada

por micro-organismos por muitos anos, e pode ser usada tanto em laboratório como em

campo (JAVAHERDASHTI, 2008).

Como se trata de um potencial assumido pelo metal, é suficiente proceder a

medida direta desse com relação a um eletrodo de referência. O eletrodo prata-cloreto

de prata constitui-se numa opção quando se deseja um eletrodo de dimensões pequenas,

uma vez que esse pode ter a forma de um fio bem fino. A medida de potencial de

corrosão é também designada como medida de potencial em circuito aberto

(WOLYNEC, 2003).

O potencial em circuito aberto da maioria dos metais em água do mar não é uma

constante e varia com o teor de oxigênio, velocidade da água, temperatura e condição

metalúrgica e de superfície do metal (SHEIR, JARMAN, & BURSTEIN, 1994).

Verifica-se qualitativamente que o mecanismo de evolução do potencial de circuito

aberto com o tempo não depende da temperatura, mas à medida que essa se eleva, os

potenciais se tornam mais negativos (AGOSTINHO, JAIMES, & BARBOSA, 2010).


40

Figura 16 - Curvas de polarização anódica e catódica.

Extraído e adaptado: (NUNES, 2007)

Quando um metal M se dissolve para formar aquo-íons Mz+

, ocorre uma gradativa

separação das cargas elétricas: o metal carregado negativamente e a solução aquosa

carregada positivamente. Essas cargas tendem a se alinhar uma em relação à outra,

formando planos semelhantes aos de um capacitor eletrônico. O plano P, na Figura 17, é

denominado de plano externo de Helmholtz. O plano Q contendo os átomos ainda na

superfície metálica é chamado de plano interno de Helmholtz. Esse plano permite que as

cargas não solvatadas sejam adsorvidas. Fora da DCE (dupla camada elétrica) existe,

normalmente, uma região de difusão conhecida como camada de Gouy-Chapman, que

possui um excesso de cargas elétricas, semelhante em módulo à camada P e que tem um

tamanho médio de 1 micrômetro. A estrutura da DCE depende de vários fatores, tais

como: o grau de agitação da solução, outros íons além de Mz+

e suas concentrações

(JAMBO & FÓFANO, 2008; WOLYNEC, 2003).

A formação da dupla camada é caracterizada quando é estabelecido uma situação

de equilíbrio ou estado estacionário após um certo tempo relativamente curto. Um metal

que forma uma dupla camada elétrica é chamado de eletrodo (WOLYNEC, 2003).

Pote

nci

al -

Volt

Log i (mA/cm2)

Curva anódica

Curva catódica


41

Figura 17 - Estrutura da DCE. Q, plano interno de Helmholtz; P, o plano externo de Helmholtz

e CGC, camada de Gouy-Chapman.

Fonte: (JAMBO & FÓFANO, 2008)

Curvas de polarização

Se por um processo qualquer, por exemplo, por imposição de um potencial

externo, a diferença de potencial através da dupla camada for alterada, diz-se que o

eletrodo sofreu polarização. A extensão da polarização, medida com relação ao

potencial de corrosão (ou de equilíbrio) é chamada de sobretensão ou sobrepotencial e

normalmente designada por (PANOSSIAN, 1993; WOLYNEC, 2003). Dependendo

do sinal deste sobrepotencial, , oriundo da polarização, os íons serão encorajados a

voltar para o metal ou ir para a solução. Se essa diferença de potencial for negativa, essa

tornará o metal mais nobre, ou seja, guiará os íons no sentido da sua redução (volta ao

estado metálico), ocorrendo deposição. No caso contrário, os átomos do metal serão

encorajados a se oxidar e ir para a solução e, portanto, haverá corrosão (JAMBO &

FÓFANO, 2008).

Para impor experimentalmente a um eletrodo um potencial diferente ao de

corrosão é necessária a utilização de fontes externas de potencial, como um

potenciostato. Através do potenciostato é possível, além de impor ao eletrodo o

potencial desejado com relação ao eletrodo de referência, também medir a corrente de

polarização e, inclusive, registrá-la em função do potencial por meio de um registrador.


42

Pode-se, assim, obter as curvas de polarização experimentais, que representam a relação

entre o potencial de eletrodo aplicado e a correspondente corrente medida no

potenciostato (WOLYNEC, 2003).

Verifica-se, assim, que as curvas de polarização experimentais podem constituir-

se numa importante ferramenta de investigação de processos corrosivos. Além disso,

essas curvas podem fornecer meios para a medida quantitativa de diversos parâmetros

eletroquímicos da corrosão, tais como taxa de corrosão, declives de Tafel, e outros

(WOLYNEC, 2003). No entanto, dados de polarização podem ser mais úteis do que

apenas estimar as taxas de corrosão. A extensão da polarização pode ajudar a prever o

tipo e a gravidade da corrosão (SCHWEITZER, 2010).

O fato de grande importância para fins práticos é a existência de metais que, a

partir de um certo potencial, cujo valor varia com o meio e outros fatores, apresentam

um filme protetor na sua superfície, o qual reduz a corrente de dissolução a valores

desprezíveis. Ou seja, as curvas de polarização anódica são importantes auxiliares para

o estudo e identificação de sistemas metal/meio passiváveis (GENTIL, 2007).

MATERIAIS E MÉTODOS

43

3. MATERIAIS E MÉTODOS

Neste capítulo da dissertação, serão descritos os ensaios dinâmico, estático e

eletroquímico, e as respectivas metodologias utilizadas.

3.1. ENSAIO DINÂMICO

Este ensaio foi dividido em quatro ciclos: Ciclo I (controle), Ciclo II (THPS),

Ciclo III (THPS acrescido de xantana) e Ciclo IV (xantana); e realizado no Laboratório

de Materiais Compósitos e Integridade Estrutural do Departamento de Engenharia

Mecânica - UFPE

3.1.1. CORPOS DE PROVA

Para avaliação da formação do biofilme, foram confeccionados corpos de prova

em aço carbono SAE 1010 com dimensões mmmmmm 3,33,103,100 e

mmmmmm 21,315,1121,100 , área aproximada de 296,27 cm e 250,29 cm

respectivamente, e composição química percentual: Mn430,0 ; Si010,0 ; P016,0 ;

S008,0 ; Cr010,0 ; Al060,0 ; Cu010,0 ; V001,0 ; C100,0 e remanescente de Fe.

Antes dos testes, os cupons foram jateados com microesferas de vidro para a

remoção de impurezas e incrustações. Após esse tratamento, os corpos de prova foram

lavados em álcool isopropílico e em seguida acetona para retirada também de algumas

impurezas resultantes do jateamento e matéria orgânica. Posteriormente, os cupons

foram secos em estufa à 70ºC por 30 minutos, levados ao dessecador por 20 minutos.

Antes de serem inseridos no looping, os cupons foram previamente pesados em balança

analítica para posterior cálculo das taxas de corrosão (DANTAS, 1988).

3.1.2. FLUIDO DE PROCESSO

Foi utilizado água do mar proveniente da região do Porto de SUAPE, Ipojuca-PE,

tendo sido analisada sob o ponto de vista físico-químico e microbiológico.

As análises físico-químicas (Tabela 3) foram realizadas de acordo com o Standard

Methods for Examination of Water and Wastewater (APHA, AWWA, & WPCF, 1989),

nos laboratório de Engenharia Ambiental e da Qualidade (LEAQ), e Análises Minerais


44

Solos e Águas (LAMSA) da Universidade Federal de Pernambuco (UFPE). Foram

quantificados os seguintes parâmetros: Cloreto, condutividade, DQO (Demanda

Química de Oxigênio), Fósforo, Nitrato, Nitrogênio, OD (Oxigênio Dissolvido), pH,

SST (Sólidos Suspensos Totais), SSV (Sólidos Suspensos Voláteis), SSF (Sólidos

Suspensos Fixos), Sulfatos, Sulfetos, Ferro. As análises microbiológicas foram:

bactérias aeróbias heterotróficas, bactérias precipitantes do ferro, Pseudomonas,

bactérias anaeróbias heterotróficas e BRS (Tabela 4).

Tabela 3 - Análises físico-químicas do fluido utilizado.

DQO - Demanda Química de Oxigênio; OD - Oxigênio Dissolvido; SST - Sólidos Suspensos

Totais; SSV - Sólidos Suspensos Voláteis; SSF – Sólidos Suspensos Fixos; - não foi possível a

determinação desses dados.

A Tabela 4 apresenta a quantificação dos grupos microbianos avaliados na água

do mar.

Parâmetros

Água de entrada

Ensaio dinâmico

Ciclo I

Controle

Ciclo II

THPS

CicloIII

THPS + xantana

Ciclo IV

Xantana

Cloreto (mg/L) 13759,50±0,00 1739,10±0,00 2683,20±0,00 21822,45±2442,28

Condutividade (mS/cm) 52,70±0,00 37,70±0,00 39,10±0,28 56,80±1,41

DQO (mg de O2/L) 786,10±0,00 628,60±0,00 986,30±17,11 1010,60±40,16

Fosforo (mg/L) 21,00±0,00 38,28±49,76

Nitrato (mg/L) 0,20±0,00 0,80±0,00

Nitrogênio Kejhadal Total

(mg/L) 3,62±0,00 0,00±0,00

Nitrito (mg/L) 0,04±0,00 0,05±0,00 0,04±0,00 0,04±0,02

OD (mg de O2/L) 5,20±0,00 9,95±0,00

pH 8,30±0,00 7,13±0,00 7,76±0,47 6,59±1,86

SST (mg/L) 99,00±0,00 98,30±0,00 154,35±108,82 95,00±43,84

SSV (mg/L) 24,20±0,00 25,00±0,00 81,80±4,43 16,56±12,93

SSF (mg/L) 73,30±0,00 103,15±61,02

Sulfatos (mg/L) 5664,60±0,00 5640,70±0,00 2359,00±634,84 3333,75±639,58

Sulfetos (mg/L) 0,79±0,00 2,20±0,00 1,70±0,42 1,90±0,99

Ferro (mg/L) 0,10±0,00 0,05±0,00 0,10±0,02 0,24±0,00


45

Tabela 4 - Análises microbiológicas da água do mar para o ensaio dinâmico.

Micro-

organismos

Ciclos/

Tempo (dias)

Ciclo I

Controle

Ciclo II

THPS

Ciclo III

THPS + xantan

Ciclo IV

xantana

zero 14 zero 14 zero 14 zero 14

Aeróbias

heterotróficas

(NMP/mL)

2,42x103 5,91x103 1,08x104 7,53x104 7,53x103 5,91x103 5,91x102 2,42x103

Precipitantes do

ferro (NMP/mL) 7,53x102 2,42x103 7,53x103 7,53x104 2,42x105 5,91x104 5,91x104 4.03x103

Pseudomonas sp.

(UFC/mL) 1,14x102 1,14x102 3,84x102 6,83x102 2,46x102 4,16x102 1,08x103 8.09x102

Anaeróbias

heterotróficas

(NMP/mL)

7,53x102 5,91x102 5,91x102 8,06x102 1,88x104 2,42x103 2,42x103 1.61x101

BRS (NMP/mL) 4,84x100 0,0 3,76x100 4,84x100 2,42x101 1,34x101 2,42x101 2.42x101

Para cada ciclo estudado, foram colocados 18 cupons com a finalidade de simular

as condições de fluxo de água do mar nas tubulações industriais e as condições de

crescimento microbiano para o referido fluido.

3.1.3. AGENTES QUÍMICOS

Os agentes químicos e as concentrações utilizadas podem ser visualizados na

Tabela 5.

Tabela 5 - Tipos, concentrações e intervalos de adição dos agentes químicos.

Agentes Químicos Concentração Tempo

THPS 100 ppm A cada 24 horas

THPS acrescido de xantana 100 ppm de THPS e 2 ppm

de xantana

A cada 24 h (THPS) e a

cada 14 dias (xantana)

Xantana 2 ppm A cada 14 dias

O THPS apresenta coloração amarelo claro, massa específica de 1,37 g/cm3, peso

molecular de 406,28 g/mol, é hidrossolúvel e contém formaldeído.

A xantana foi importada da China pela empresa Quimitêxtil LTDA. As

características físico-químicas e microbiológicas desse biopolímero estão descritas no

anexo 8.1.


46

3.1.4. REATOR

Para o ensaio dinâmico foi utilizado um looping (Figura 18) em regime turbulento

( 90000Re ), fechado, com 32 mm de diâmetro interno, conectados a um tanque de 20

litros de capacidade. Tanto o reservatório quanto a tubulação foram confeccionados com

policloreto de vinila (PVC).

Figura 18 - Looping utilizado nos experimentos.

Os cupons metálicos foram fixados por mediação de parafusos em hastes, e

acoplados ao sistema (Figura 19). Os parafusos e as hastes também eram de PVC para

evitar o contato de diferentes materiais, e consequente corrosão. As hastes com os

referidos cupons foram inseridos ao looping de forma que estivessem na mesma direção

do fluxo de água circulante para que ocasionasse a formação do biofilme semelhante às

paredes internas das tubulações de sistemas industriais.


47

Figura 19 - Cupom sendo acoplado ao looping.

Os dados do processo estão mostrados na Tabela 6:

Tabela 6 - Dados do processo em ensaio dinâmico.

Dados do processo

Vazão 0,0022m³/s

Velocidade de escoamento 2,74 m/s

Temperatura C333

Regime de processo Turbulento, Re ~ 90000

A circulação do fluido de processo foi realizada com o auxílio de uma bomba

HP21 de potência (Figura 20).

Figura 20 - Bomba utilizada no processo.


48

Quando completados os 14 dias, a água do mar foi substituída, e foram realizadas

análises físico-químicas das amostras de água de saída. O monitoramento dos corpos de

prova foi feito também nesse período. Foram analisadas as concentrações celulares dos

micro-organismos sésseis (presentes no biofilme), taxas de corrosão, além da

observação microscópica das estruturas dos biofilmes formados (MEV).

No período de 28 dias foram novamente analisadas as concentrações celulares

dos grupos microbianos presentes no biofilme e taxas de corrosão, caracterização

bioquímica e física do biofilme.

3.2. ENSAIO ESTÁTICO

Esse método foi utilizado com a finalidade de avaliar a taxa de corrosão em

condições estáticas envolvendo quatro situações semelhantes ao ensaio dinâmico. Para

cada sistema foram inseridos seis cupons.

Este ensaio foi dividido em quatro sistemas. Sistema II (THPS); Sistema III

(THPS acrescido de xantana) e Sistema IV (xantana). Foi realizado inicialmente um

sistema controle (Sistema I), no qual havia apenas água do mar. Os experimentos foram

conduzidos em Erlenmeyers de vidro 1,5L com volume de trabalho de 1L.

Foram utilizados corpos de prova em aço carbono SAE 1010 com dimensões em

média mmmmmm 1,36,118,30 , que foram vinculados aos sistemas por um suporte

em nylon com varas fixas de aço inox, onde os cupons foram amarrados com fios de

nylon para evitar o contato entre os diferentes metais (Figura 21), e consequentemente a

corrosão galvânica. Realizou-se um monitoramento da taxa de corrosão no período de

14 e 28 dias (DE FRANÇA & CRAVO, 2000). Quando completados os 14 dias, a água

foi trocada através de uma seringa. Ao final de 28 dias foi realizada a quantificação de

micro-organismos sésseis.


49

Figura 21 - Biorreator para ensaio estático (a) Visão geral (b) Detalhe das amarrações.

3.3. MEIOS DE CULTURA E SOLUÇÕES

Para a quantificação dos micro-organismos sésseis, os cupons foram retirados do

sistema e acondicionados em recipientes contendo 30 mL de solução fisiológica para os

micro-organismos aeróbios, e 30 mL de solução redutora para os anaeróbios.

Os corpos de prova foram submetidos à ultrassom por 15 segundos, garantindo

assim uma melhor dispersão dos micro-organismos. Em seguida, o biofilme formado

nas superfícies dos cupons foi removido através da raspagem com espátula estéril em

solução fisiológica ou em solução redutora. Os procedimentos foram feitos obedecendo

às normas da técnica asséptica. A seguir estão descritos os meios de cultura e soluções

utilizados nos ensaios.

3.3.1. MEIO POSTGATE E – MODIFICADO PARA BACTÉRIAS REDUTORAS

DE SULFATO

A Tabela 7 mostra a composição do meio Postgate E modificado. O pH foi

ajustado para 7,6. O meio recebe purga de nitrogênio durante o preparo e a mudança de

cor da resazurina de azul para róseo detectando-se assim o estado de anaerobiose. Em

seguida, o meio foi acondicionado em vidros tipo penicilina de 10 mL, tampados com

borracha e lacres de alumínio.

(a) (b)


50

Esse meio é utilizado para o crescimento e quantificação de BRS (POSTGATE,

1984). Após o crescimento celular, o meio escurece devido à formação de um

precipitado preto que evidencia a redução bacteriana de sulfato.

Tabela 7 - Composição do meio de cultura Postgate E modificado.

Reagente Quantidade

Agar-ágar 1,9g

KH2PO4 0,5g

Na2SO4 1,0g

CaCl2.H2O 0,67g

MgCl2.6H2O 1,68g

Extrato de levedura 1,0g

Ácido ascórbico 0,1g

Lactato de sódio 7,0mL

Solução de resazurina 0,025% 4mL

NaCl 30g

FeSO4.7H2O 0,5g

NH4Cl 1,0g

Água destilada 1000mL

3.3.2. BACTÉRIAS PRECIPITANTES DO FERRO

Foram quantificadas pela técnica do número mais provável (NMP), usando meio

citrato férrico amoniacal, incubação a 30 ± 1ºC por 14 dias, ao abrigo da luz. O pH foi

ajustado para 6,6. A formação de uma coloração avermelhada (ferruginosa), causada

pela formação de óxidos de ferro, caracteriza o crescimento destes micro-organismos

(CETESB, 1992). A composição está descrita na Tabela 8.


51

Tabela 8 - Composição do meio para bactéria precipitante de ferro

Reagente Quantidade

(NH4)2SO4 0,5g

NaNO3 0,5g

K2HPO4 0,5g

MgSO4.7H2O 0,5g

CaCl2.2H2O 0,2g

Citrato férrico amoniacal 10g

NaCl 30g


3.3.3. BACTÉRIAS ANAERÓBIAS HETEROTRÓFICAS

O meio foi preparado com purga de nitrogênio durante todo o processo. Ao final,

foi acondicionado em vidros de penicilina de 10 mL. Os vidros receberam tampas de

borracha e lacres de alumínio. Os componentes do meio estão listados na Tabela 9.

Tabela 9 - Composição do meio de cultura para bactérias anaeróbias totais.

Reagente Quantidade

Meio ao tioglicolato 30g

NaCl 30g


Essas bactérias também foram quantificadas pela técnica do número mais

provável (NMP). Com o auxílio de seringas descartáveis de 1mL foi feita a inoculação,

sendo incubados a (30 ± 1)ºC por 28 dias (SILVA et al., 2005). O crescimento dessas

bactérias foi identificado pela turvação do meio de cultura, causada pelo crescimento de

células microbianas e a liberação de metabólitos. A Figura 22 mostra o momento da

inoculação no meio para bactérias anaeróbias heterotróficas.


52

Figura 22 - Inoculação nos meios de cultura específicos para crescimento de BRS e bactérias

anaeróbias totais.

3.3.4. BACTÉRIAS AERÓBIAS HETEROTRÓFICAS

Essas bactérias foram quantificadas através da técnica do número mais provável

(NMP). O pH do meio foi ajustado para 7,0 antes da esterilização à 0,5 atm por 20

minutos. Após a inoculação, o meio foi incubado a 30 ± 1ºC por 48 horas (SILVA et al.,

2005). A composição para o meio está descrita na Tabela 10.

Tabela 10 - Composição do meio de cultura para bactérias aeróbias heterotróficas.

Reagente Quantidade

Peptona de carne 5g

Extrato de carne 3g

Sacarose 20g

NaCl 30g


3.3.5. PSEUDOMONAS SÉSSEIS

A análise foi feita através da Contagem de Unidades Formadoras de Colônias

(UFC), usando a técnica “pour-plate”, em placas de Petri contendo meio para

isolamento de Pseudomonas (Pseudomonas isolation ágar) (Figura 23) (TORTORA et

al., 2000).


53

Figura 23 - Crescimento das colônias de Pseudomonas.

A composição do meio está descrita na Tabela 11. A determinação do crescimento

celular foi feita após incubação a 35 1ºC por 24 horas (SILVA et al., 2005).

Tabela 11 - Composição do meio Pseudomonas Isolation ágar.

Reagente Quantidade

Pseudomonas Isolation ágar 45g

Glicerol 20mL

NaCl 30g


Para os meios de precipitantes do ferro, Pseudomonas, anaeróbias heterotróficas e

BRS, a esterilização foi realizada em autoclave durante 20 minutos após atingir a

pressão de 1atm e temperatura de 121ºC.

3.3.6. SOLUÇÃO REDUTORA

O preparo da solução redutora foi realizado sob purga de nitrogênio. O pH foi

corrigido ao valor de 7,6. Posteriormente o meio foi distribuído em frascos tipo

penicilina, tampados com borracha e selados com lacre de alumínio e esterilizados. Os

componentes dessa solução estão descrito na Tabela 12.


54

Tabela 12 - Composição da solução redutora.

Reagente Quantidade

Tioglicolato de sódio 0,124g

Ácido ascórbico 0,1g

NaCl 20,0g

Solução de resazurina de 0,025% (m/v) 4,0mL


3.3.7. SOLUÇÃO TAMPÃO CACODILATO DE SÓDIO

Essa solução foi utilizada para preparar o glutaraldeído, o tetróxido de ósmio e

lavar os cupons para a microscopia eletrônica de varredura. A solução para lavagens do

biofilme foi preparada a 0,1 M e pH 7,6 (MOTA, 2009).

3.3.8. SOLUÇÃO DE GLUTARALDEÍDO

A solução de glutaraldeído foi utilizada no procedimento de fixação na

microscopia eletrônica. Inicialmente foi preparada a solução tampão cacodilato de sódio

0,1 M com pH 7,6 e depois acrescentado o glutaraldeído a temperatura ambiente. Essa

solução foi então guardada em vidro âmbar na geladeira e protegida da luz (MOTA,

2009).

3.3.9. SOLUÇÃO DE TETRÓXIDO DE ÓSMIO

Para uma pós-fixação no preparo de amostras para a microscopia eletrônica foi

utilizada a solução de tetróxido de ósmio 1%. Esse reagente é tóxico e volátil, devendo

ser manipulado com as precauções adequadas. O tetróxido de ósmio foi diluído em

solução cacodilato de sódio 0,1 M com pH 7,6 e armazenado em frasco âmbar na

geladeira (MOTA, 2009).

3.4. CARACTERIZAÇÃO BIOQUÍMICA DOS BIOFILMES NOS CUPONS

Os cupons com biofilme foram inseridos em recipientes com 15 mL de NaCl

0,85% e levado a ultrassom por 15 segundos. Depois foi raspado e centrifugado a

10.000 rpm por 10 minutos. A análise foi realizada em triplicata. Em seguida o

sobrenadante foi filtrado com membrana 0,2 µm em aparato de filtração da milipore,

para separar as células microbianas. Uma alíquota de 1 mL deste filtrado foi retirada


55

para análise de carboidratos e uma alíquota de 0,2 mL para análise de proteínas

(CHONGDAR, GUNASEKARAN, & KUMAR, 2005).

3.4.1. ANÁLISE DE CARBOIDRATOS

Foi adicionado a 1 mL da amostra retirada para análise de carboidratos, 1 mL de

fenol 5% e utilizou-se o vortex para homogeneização. Em seguida foram adicionados 5

mL de ácido sulfúrico concentrado aos tubos e colocado em banho de gelo. A

temperatura ambiente foi mantida por 10 minutos. A análise foi realizada em triplicata..

A leitura da absorbância foi realizada em 490 nm de comprimento de onda em

espectrofotômetro UV visível. Utilizou-se curva padrão de glicose entre 0 µg/mL e 100

µg/mL (DUBOIS et al., 1956; CHONGDAR, GUNASEKARAN, & KUMAR, 2005).

3.4.2. ANÁLISE DE PROTEÍNAS

Foi adicionado a 0,2 mL da amostra retirada para análise de proteínas, 1 mL de

uma solução recém preparada de: 10 mL de solução de Na2CO3 2% em NaOH 0,1N,

0,1 mL CuSO4 1% e 0,1 mL de tartarato de sódio e potássio 2%. Para homogeneização

foi utilizado o vortex e as amostras foram deixadas em repouso por 10 minutos. Após

esse tempo, adicionou-se a cada amostra 0,1 mL de reagente de Folin-Ciocalteau

(Merck) diluído 1N. Esperando-se em repouso por 30 minutos. A leitura da absorbância

foi obtida em 750 nm de comprimento de onda em espectrofotômetro. Utilizou-se curva

padrão de albumina serica bovina entre 0 e 300 µg/mL (LOWRY et al., 1951;

MARTELLI & PANEK, 1968).

3.5. CARACTERIZAÇÃO FÍSICA DOS BIOFILMES NOS CUPONS

A determinação do peso úmido do biofilme foi determinado imediatamente após

a sua remoção do local de formação no sistema dinâmico, numa balança analítica com a

capacidade máxima de 200g e precisão de 0,001g. Foi avaliado o peso do conjunto

biofilme úmido mais a superfície de suporte, sendo posteriormente subtraído o peso do

suporte que havia sido determinado previamente (PEREIRA, 2001).

O peso seco da massa total de biofilme formado nas várias superfícies de suporte

foi estimado, por gravimetria, determinando-se os sólidos totais após a secagem do


56

biofilme, até peso constante, numa estufa a 105°C. O procedimento realizado foi

baseado no Standard Method of Analysis (1989).

A percentagem de água presente nos biofilmes foi determinada calculando a

diferença entre os pesos úmido e seco e dividindo pelo peso úmido. O resultado foi

multiplicado por 100 (PEREIRA, 2001).

A biomassa presente num biofilme foi estimada através do teor em sólidos

voláteis totais. Esses foram obtidos após calcinação da massa total do biofilme a

500°C±50°C, seguindo-se o metódo descrito no Standard Method of Analysis (1989).

A taxa de deposição nestes cupons foi estimada por diferença de massa entre o

cupom incrustado (Figura 24) e o cupom limpo, após secagem em estufa a 105°C, e

expressa em mg/cm2 (DANTAS, 1988).

Figura 24 - (a) cupom de incrustação; (b) detalhe do cupom.

3.6. PERDA DE MASSA E TAXA DE CORROSÃO

Para caracterizar a agressividade de um determinado meio corrosivo e fornecer

fundamentos básicos para o controle da corrosão, realizam-se os chamados ensaios de

corrosão. Neste ensaio, os cupons foram pesados antes do início do processo e ao final

desse. Após a retirada dos corpos de prova dos sistemas estáticos e dinâmicos, o

biofilme foi removido, e então realizada a decapagem ácida. Foram imersos em solução

de ácido clorídrico 26% por 5 segundos, lavados em água corrente, neutralizados com

solução de NaOH a 10% (p/v) por 5 segundos e novamente lavados em água corrente.

Por fim, os cupons foram imersos em álcool isopropílico e posteriormente em acetona.

Os cupons tratados foram secos em estufa a 70ºC±1 por 30 min e levados a dessecador

(a) (b)


57

por 20 minutos, antes de ser efetuada a pesagem final (DANTAS, 1988). Para o cálculo

da taxa de corrosão foi realizada a média de quatro corpos de prova.

3.7. MICROSCOPIA ELETRÔNICA DOS BIOFILMES FORMADOS NOS

CUPONS ENSAIADOS.

As micrografias foram realizadas nos cupons retirados do sistema dinâmico. Após

a retirada do looping, os cupons foram submetidos ao protocolo de preparo descrito a

seguir.

Os cupons com biofilme, retirados do sistema, foram colocados em solução de

glutaraldeido 5% em tampão cacodilato de sódio 0,1M a temperatura ambiente por 3

horas e na ausência de luz. Em seguida, os cupons foram pós-fixados com tetróxido de

ósmio (OsO4) 1% em tampão cacodilato de sódio 0,1 M, durante 1 hora a 4 ºC, na

ausência de luz. Após a fixação e pós-fixação, os cupons foram lavados em solução

cacodilato de sódio 0,1 M por 30 minutos, e em seguida, dessalinizados e parcialmente

desidratados. A dessalinização consistiu em lavagens sucessivas em soluções contendo

água do mar e água destilada estéreis em diferentes proporções, iniciando da solução

mais concentrada (30% de água destilada) até chegar 100% de água destilada. Para a

desidratação, os cupons foram imersos em diversas soluções apresentando

concentrações crescentes de acetona em água destilada entre 30% v/v e 100% v/v

(PENNA, 2002; MOTA, 2009).

Após essa primeira etapa, a secagem da amostra foi concluída no aparelho de

Ponto Crítico modelo CPD-030 (Figura 25) no Laboratório de Microscopia e

Microanálise (LAMM) do CETENE.

Figura 25 - Aparelho de ponto crítico.


58

Após esse procedimento as amostras foram metalizadas com ouro no

equipamento Leica SCD 500 (Figura 26).

Figura 26 - Metalizador

Posteriormente, as amostras foram submetidas ao Microscópio Eletrônico de

Varredura (MEV) da marca JEOL, modelo 6460, entre 15 kV e 30 kV, com ampliações

entre 6000 e 60000.

3.8. ENSAIO ELETROQUÍMICO

Para a realização do ensaio eletroquímico, foram fabricados corpos de prova de

aço carbono SAE 1010 com dimensões de mmmmmm 5,50,100,10 . Esses foram

soldados a um fio de cobre e posteriormente embutidos em resina, para delimitação da

área que ficaria exposta ao eletrólito (Figura 27).

Com a finalidade de minimizar o efeito da corrosão por fresta, foi aplicada, na

zona de interface metal/resina, uma camada de esmalte.

Os corpos de prova embutidos foram lixados, utilizando-se uma politriz com

circulação de água e rotação 250 rpm, e uma sequência de lixas com as seguintes

granulometrias: 180, 320, 400, 600 e 1200 até o polimento das amostras com auxílio de

pasta diamantada de 3 m.

Figura 27 - Esquema representativo do corpo de prova para ensaio eletroquímico.

1

2

3 4

5


59

1. Tubo de PVC;

2. Resina;

3. Superfície metálica dos corpos de prova;

4. Trecho do fio de cobre encapado;

5. Trecho do fio de cobre descoberto: contato elétrico.

A região pontilhada, observada na Figura 27, representa o trecho isolado com

esmalte incolor.

3.8.1. MEDIDA DE POTENCIAL EM CIRCUITO ABERTO

O monitoramento do processo de corrosão e formação de biofilme foi

acompanhado através da medida de potencial em circuito aberto (OCP) ao longo de um

período de 30 dias.

Para o experimento, foi utilizada uma célula eletroquímica de dois eletrodos

composta por um corpo de prova de área aproximadamente igual de 1 cm2 e um

eletrodo de referência de )(,/ satKClAgClAg . As medidas de potencial em circuito

aberto foram efetuadas através de um potenciostato AUTOLAB PGSTAT 302N

acoplado a um computador e controlado pelo programa GPES para aquisição e

tratamento de dados (Figura 28).

Figura 28 - Sistema utilizado para medida de potencial em circuito aberto.

O eletrólito utilizado foi água do mar da região de SUAPE (Ipojuca – PE), em

quatro diferentes condições, conforme apresentado na Tabela 13.


60

Tabela 13 - Condições dos diferentes eletrólitos usados nos ensaios.

Sistema Descrição

I Água do Mar

II Água do Mar + THPS

III Água do Mar + THPS + xantana

IV Água do Mar + xantana

Para os sistemas II e III, contendo THPS, a medida de potencial foi realizada, nas

primeiras 24h, sem a adição desse biocida. Após esse período foi adicionado, no

intervalo de 24h, o volume de 0,03mL de THPS (75% v/v).

3.8.2. CÉLULA DE POLARIZAÇÃO

Para a realização dos ensaios foi utilizada uma célula eletroquímica de vidro com

capacidade de 500 mL com uma tampa de material polimérico contendo furos para

acomodar os eletrodos de trabalho, referência e contra-eletrodo como pode ser

observado na Figura 29. Os ensaios foram obtidos com o auxílio do potenciostato

AUTOLAB PGSTAT 302N acoplado a um computador e controlado pelo programa

GPES, com velocidade de varredura de 20 mV/min.

Figura 29 (a) e (b) - Célula de ensaio eletroquímico: 1 - Eletrodo de referência

(Ag/AgCl); 2 - Contra-eletrodo (Pt); 3 - Eletrodo de trabalho (Aço carbono).

(a) (b)

1 2 3

1

3

2

RESULTADOS E DISCUSSÃO

61

4. RESULTADOS E DISCUSSÃO

Neste capítulo serão apresentados e discutidos os resultados dos ensaios

desenvolvidos na pesquisa.

4.1. CONCENTRAÇÃO CELULAR DE MICRO-ORGANISMOS SÉSSEIS NOS

TEMPOS 14 E 28 DIAS NOS CICLOS ESTUDADOS.

A Figura 30 (a, b e c) apresenta as concentrações dos grupos de micro-organismos

aeróbios sésseis em aço carbono, nos tempos de estudo de 14 e 28 dias de exposição à

água do mar em diferentes ciclos e tratamentos, em looping de escoamento turbulento; a

Figura 31 (a e b) apresenta as concentrações dos micro-organismos anaeróbios sésseis

nas mesmas condições. No ciclo I (controle), os cupons foram expostos à água do mar

sem adição de biocida; no ciclo II, os cupons foram expostos ao biocida THPS; no ciclo

III, os cupons foram expostos ao biocida THPS + biodispersante xantana e no ciclo IV

os cupons ficaram expostos somente ao biodispersante xantana.

Figura 30 - Concentração celular das bactérias sésseis (a) aeróbias heterotróficas (b)

precipitantes do ferro (c) Pseudomonas sp.

(a) (b)

(c)


62

Figura 31 - Concentração celular das bactérias sésseis anaeróbias (a) anaeróbias totais (b) BRS.

Através dos gráficos (Figura 30) pode-se observar que a aplicação isolada do

biocida THPS (ciclo II) ao looping não foi eficaz para o grupo de micro-organismos

aeróbios heterotróficos e precipitantes do ferro, pois aumentou a concentração celular

séssil destes grupos no tempo final de 28 dias. O grupo Pseudomonas sp., mesmo

estando presente nas águas de alimentação dos diferentes ciclos (Tabela 4), não se

desenvolveram nos biofilmes dos ciclos controle, THPS e THPS + xantana. Essas

bactérias foram quantificadas no biofilme com o tempo final de 28 dias com aplicação

da xantana isolada (ciclo IV). O biocida THPS (ciclo II) foi muito eficaz com o grupo

de micro-organismos anaeróbios, pois diminuiu a concentração celular séssil em 3

ordens de grandeza dos anaeróbios heterotróficos e eliminou as BRS do biofilme.

Penna e colaboradores (2001) avaliaram a ação biocida de seis produtos

comerciais para controle de uma cultura mista de bactérias redutoras de sulfato (BRS),

em amostra de óleo proveniente de um oleoduto da Petrobras. As composições foram

avaliadas quanto à ação no controle das BRS planctônicas e sésseis. Os resultados

mostraram que os produtos que apresentaram melhor desempenho na presença de óleo

foram os biocidas THPS e uma mistura de surfactantes, aldeídos e quaternários; sendo o

THPS o mais efetivo com as BRS planctônicas e sésseis. Downward e Talbot (1997)

também comprovaram o efeito do THPS contra as BRS planctônicas e sésseis.

A adição do biodispersante ao THPS (ciclo III) foi efetiva na diminuição da

concentração celular séssil das bactérias aeróbias heterotróficas e precipitantes do ferro

em relação ao controle. O THPS + xantana também reduziu as concentrações celulares

dos micro-organismos anaeróbios heterotróficos e eliminou as BRS do biofilme.

1,0000E+00

1,0000E+01

1,0000E+02

1,0000E+03

1,0000E+04

1,0000E+05

1,0000E+06

1,0000E+07

Controle (I) THPS (II) THPS +xantana(III)

Xantana (IV)Co

nce

ntr

ação

ce

lula

r (C

élu

las/

cm²)

Ciclos

Bactérias Anaeróbias Heterotróficas

14 dias

28 dias

1,00E+00

1,00E+01


Xantana (IV)Co

nce

ntr

ação

ce

lula

r (C

élu

las/

cm²)

Ciclos

Bactérias Redutoras de Sulfato (BRS)

14 dias

28 dias

(a) (b)


63

A aplicação de substâncias químicas com propriedades antimicrobianas,

tensoativas e dispersantes agem através da fragilização da matriz polimérica dos

biofilmes, pelo enfraquecimento das interações biofilme-superfície de adesão, pela

dispersão de depósitos biológicos e prevenção da formação de biofilmes (CLAUSS &

MULLER, 1996; FLEMMING, GRIEBE, & SCHAULE, 1996). Os dispersantes ao

realizarem a dispersão das populações microbianas e substâncias poliméricas

incorporadas no biofilme para o seio da fase líquida favorecem o processo de controle

destes biofilmes, pois tornam os micro-organismos mais susceptíveis à ação dos agentes

antimicrobianos (CLOETE, JACOBS, & BROZEL, 1998).

Na Figura 30(b) e Figura 31(b), observa-se que a aplicação da xantana (ciclo IV)

foi eficaz com o grupo de micro-organismos precipitantes do ferro e BRS quando

comparados ao controle. Com os micro-organismos Pseudomonas sp., Figura 30(c), e

anaeróbios heterotróficos, Figura 31(a), essa aplicação do biopolímero provocou um

aumento na concentração celular séssil em relação ao controle. Esses efeitos,

provavelmente, devem-se ao fato da xantana ter uma composição que se assemelha ao

EPS expelido por alguns micro-organismos (FATIBELLO, 2006; OLIVEIRA, 2010).

Com o aumento de EPS no biofilme, o crescimento das bactérias anaeróbias

heterotóficas é favorecido. Já para as bactérias aeróbias heterotróficas, Figura 30(a),

observa-se uma diminuição da concentração celular séssil de 14 dias para 28 dias, como

também sua concentração está próxima do controle.

Oliveira (2010), realizando estudo semelhante com o biocida hipoclorito de sódio

(NaClO) e com o composto hipoclorito + xantana, encontrou os seguintes resultados:

redução da concentração celular de todos os grupos microbianos aeróbios e anaeróbios,

quando esses foram tratados com o NaClO isoladamente, e redução na concentração

celular séssil dos grupos de micro-organismos precipitantes do ferro, anaeróbios

heterotróficos e BRS, quando esses foram tratados com o conjunto NaClO + xantana. Já

o grupo de micro-organismos aeróbios heterotróficos teve um aumento na concentração

celular séssil quando tratados em conjunto.


64

4.1.2. TAXA DE CORROSÃO EM ENSAIO DINÂMICO

A Figura 32 apresenta as taxas de corrosão para os cupons em aço carbono

expostos em água do mar, no sistema turbulento, submetidos a diferentes ciclos e

tempos de 14 e 28 dias.

Figura 32 - Taxas de corrosão em ensaio dinâmico do aço carbono submetido a diferentes

ciclos nos períodos de 14 e 28 dias.

Pelo gráfico (Figura 32), verifica-se um comportamento semelhante nos ciclos I

(controle) e IV (xantana). Provavelmente houve a formação de um filme com

características semelhantes, pois ambas apresentam menores taxas de corrosão. No

Ciclo IV, o efeito de proteção da xantana diminuiu a taxa de corrosão, mas não eliminou

os micro-organismos como pode ser observado no item 4.1. (Figura 30 e Figura 31).

Nesse ciclo, a goma xantana deve ter formado um filme aderente, mas não uniforme

sobre a superfície do metal, e que apresentou falhas, conforme mostra a Figura 33(d).

Contudo, o fato de apresentar uma menor taxa de corrosão, quando comparado com o

ciclo I, não significa que o ataque corrosivo seja mais ameno, uma vez que pode ocorrer

ataque localizado (pites ou alvéolos).

Com relação aos ciclos II (THPS) e III (THPS + xantana), observou-se um efeito

semelhante ao comentado no parágrafo anterior, ou seja, o efeito de proteção da xantana

diminui a taxa de corrosão. O filme formado pela goma xantana apresenta falhas

0,00000,20000,40000,60000,80001,00001,20001,40001,60001,80002,00002,20002,40002,60002,80003,0000

Controle (I) THPS (II) THPS +xantana (III)

Xantana (IV)

mm

/an

o

Ciclos Looping Turbulento

Taxa de Corrosão

14d Turbulento

28d Turbulento


65

criando pequenas áreas anódicas em relação às áreas cobertas (Figura 33d). Com a

introdução do THPS, nota-se que o biofilme perde aderência e provoca a exposição do

substrato metálico, com maior frequência, ao eletrólito (Figura 33c). Por isso, as taxas

de corrosão foram maiores no ciclo III em relação aos ciclos I e IV.

Os cupons do ciclo sem nenhum tratamento (controle) apresentaram uma camada

de produtos de corrosão mais espessa, Figura 33(a), do que nos ciclos onde incidiram

tratamentos (II, III e IV), conforme mostram as Figura 33 (b, c, d).

Comparando-se os resultados de 14 e 28 dias, observa-se que as taxas de corrosão

do período de 28 dias foram menores. Segundo Rodriguez e colaboradores (2002), as

taxas de corrosão para o aço carbono são mais altas em uma fase inicial de exposição,

estabilizando-se depois com o tempo. Esse fato ocorre devido aos óxidos formados nas

amostras tornarem-se mais compactos com o tempo, em função do tipo de ambiente e

presença de substâncias.

Andrade e colaboradores (2007) realizaram trabalhos utilizando o biocida THPS

em substituição do nitrato de sódio, que havia elevado consideravelmente as taxas de

corrosão em tanques usados para processar e armazenar água produzida em navio-

plataforma. A pesquisadora observou que apesar da dosagem do biocida THPS ter

reduzido a corrosividade do fluido em relação ao tratamento com nitrato, este biocida

também provocou elevação nas taxas de corrosão do aço carbono.

Oliveira (2010), no trabalho realizado com o biocida hipoclorito de sódio e

hipoclorito acrescido de xantana, em looping, com água do mar e escoamento

turbulento, encontrou menores taxas de corrosão em relação ao controle. A menor taxa

de corrosão foi adquirida através do tratamento com hipoclorito de sódio e xantana.

À medida que aumenta a espessura do biofilme, as camadas de micro-organismos

tornam-se vulneráveis às forças de remoção. No entanto, com o passar do tempo a

estrutura torna-se mais resistente a essas forças, devido à remoção das

partes mais fracas do biofilme que já aconteceu, para ser substituído com o

desenvolvimento de uma estrutura mais robusta. Os biofilmes formados sob condições

turbulentas (Figura 33) tendem a ser densos, com matrizes fortes de polissacarídeos

extracelulares. Em contraste, a formação sob condições laminares tendem a dar uma


66

acumulação difundida sobre a superfície, a partir da qual as células são facilmente

removidas (VIEIRA, 1992).

Figura 33 - Cupons retirados do looping no sistema dinâmico (a) Controle (apenas água do

mar) (b) Água do mar acrescido de THPS (c) Água do mar acrescido de THPS e xantana (d)

Água do mar acrescentado de xantana.

4.1.3. ANÁLISES DA ÁGUA DE SAÍDA DO SISTEMA DINÂMICO

Através da Figura 34, pode-se observar turbidez mais acentuada nos ciclos onde

incidiram tratamentos (ciclos II, III e IV), conforme as Figura 34 (b, c, d). Nesses ciclos,

os sólidos suspensos totais e voláteis foram mais altos (Tabela 14). As taxas de corrosão

também foram mais altas onde ocorreram tratamentos com THPS e THPS + xantana

(ciclo II e III). Já no ciclo com xantana, mesmo com os sólidos suspensos e vólateis

altos, a taxa de corrosão foi a mais baixa, provavelmente pelo efeito dispersante da

xantana.

(b)

(c) (d)

(a)


67

Figura 34 - Aspecto visual da água de saída do ensaio dinâmico, após 28 dias, dos ciclos

contendo (a) apenas água do mar (b) água do mar acrescido de THPS (c) água do mar contendo

THPS e xantana (d) água do mar acrescido de xantana.

Segundo Bott e Melo (1992), a água de resfriamento industrial, por exemplo,

originada de fontes naturais (água do mar ou água doce) contém material particulado,

como areia, silte, argila ou quartzo e, em certa medida óxidos metálicos resultantes da

corrosão de equipamentos. Embora em sistemas industriais a presença de partículas em

suspensão seja comum, estudos sobre sua interação com biofilmes são limitados. A

deposição dessas partículas nas superfícies dos substratos ocorre em etapas

consecutivas. A presença de partículas em suspensão influencia o crescimento do

biofilme por: (1) aumentar a disponibilidade de nutrientes para os micro-organismos,

influenciando diretamente o seu metabolismo, (2) os efeitos da erosão de partículas,

resultando na remoção ou supressão da formação de biofilme e (3) a presença de

(a)

(b)

(c)

(d)


68

biofilme aumenta a captura de partículas de sistemas de fluxo, aumentando a

acumulação em superfícies. Esses mecanismos podem ser observados e são dependentes

da força de cisalhamento e tamanho das partículas. Sabendo-se também que o material

particulado presente no fluxo influencia fortemente na espessura e no desenvolvimento

do biofilme (LOWE, 1988).

Tabela 14 - Análises físico-químicas da água de saída do sistema dinâmico.

DQO - Demanda Química de Oxigênio; OD - Oxigênio Dissolvido; SST - Sólidos Suspensos

Totais; SSV - Sólidos Suspensos Voláteis; SSF – Sólidos Suspensos Fixos; - não foi possível a

determinação desses dados.

Parâmetros

Água de saída

Ensaio dinâmico

Ciclo I

Controle

Ciclo II

THPS

Ciclo III

THPS + xantana

Ciclo IV

Xantana

Cloreto (mg/L) 9530,70±0,00 1490,70±0,00 2683,20±0,00 22921,40±3996,43

Condutividade (mS/cm) 54,00±0,00 32,35±2,05 37,35±0,00 64,60±1,70

DQO (mg de O2/L) 998,40±0,00 919,10±329,51 1164,65±320,11 1081,45±349,24

Fósforo (mg/L) 119,20±0,00 306,60±0,00

Nitrato (mg/L) 1,10±0,00

Nitrogênio Kejhadal Total

(mg/L) 0,00±0,00 0,84±1,18

Nitrito (mg/L) 0,04±0,00 0,26±0,21 0,07±0,05 0,05±0,00

OD (mg de O2/L) 8,32±0,00 6,20±0,00

pH 8,12±0,00 5,21±0,21 5,58±0,00 7,86±0,01

SST (mg/L) 209,50±0,00 279,15±59,89 439,45±50,13 610,25±319,97

SSV (mg/L) 38,00±0,00 47,65±21,00 78,60±0,00 74,75±36,42

SSF (mg/L) 231,50±38,89 400,30±5,66

Sulfatos (mg/L) 4233,30±0,00 2829,70±2873,82 1910,10±0,00 3164,80±63,22

Sulfetos (mg/L) 1,20±0,00 2,10±0,14 0,80±0,57

Ferro (mg/L) 27,90±0,00 81,23±3,22 12,60±0,00 193,55±132,87


69

4.1.4. CARACTERIZAÇÃO FÍSICA DOS BIOFILMES NOS CUPONS

A Tabela 15 caracteriza a biomassa de biofilmes dos cupons em ensaio dinâmico

nos ciclos estudados.

Tabela 15 - Caracterização física de biofilmes dos cupons nos diferentes ciclos estudados.

Caracterização Física

Biofilme

Ciclo I

Controle

Ciclo II

THPS

Ciclo III

THPS+xantana

Ciclo IV

Xantana

Biomassa (mg)/cm2 11,9212 6,4231 1,5861 0,8583

Nessa Tabela pode-se observar que houve redução da biomassa em todos os ciclos

onde ocorreram tratamentos (ciclo II, III e IV), evidenciando que esses tratamentos

foram eficientes na redução do biofilme.

Os biocidas ajudam apenas na morte de células, e a biomassa morta muitas vezes

acelera o processo de aderência por oferecer uma superfície rugosa. Além disso, os

biocidas aumentam a matéria orgânica biodegradável na água com tratamento. Ao invés

de limpar o sistema, os biocidas podem aumentar a quantidade de nutrientes disponíveis

para o crescimento. Daí a importância da adição de um dispersante, para difundir essa

biomassa e produtos de corrosão, evitando que esses se depositem na superfície

metálica. Em geral, o tratamento e a eficácia dos agentes de controle microbiano devem

ser monitorados periodicamente usando uma combinação de inspeção visual e contagem

de micro-organismos (FLEMMING et al., 2009).

Oliveira (2010) também encontrou valores menores de biomassa quando tratou

sistema dinâmico turbulento com água do mar e cupons de aço carbono com o

hipoclorito de sódio e hipoclorito com xantana. O valor de biomassa para o hipoclorito

de sódio foi reduzida a um valor não quantificavel. E a biomassa para o sistema tratado

com hipoclorito de sódio com xantana foi quantificada em 0,85 mg/cm².

Foram realizados os procedimentos para determinar a porcentagem de água no

biofilme e taxa de deposição no cupom de incrustação. No entanto, não foi possível a

determinação desses parâmetros, provavelmente, devido às perdas de massa no ensaio

dinâmico.


70

4.1.5. CARACTERIZAÇÃO BIOQUÍMICA DOS BIOFILMES

A Tabela 16 mostra a quantidade de EPS (carboidratos e proteínas) secretado

pelos micro-organismos no cupom de aço carbono em ensaio dinâmico.

Tabela 16 - Caracterização bioquímica de biofilmes nos diferentes ciclos estudados.

Caracterização Bioquímica Biofilme

Ciclo I

Controle

Ciclo II

THPS

Ciclo III

THPS +

xantana

Ciclo IV

Xantana

Carboidratos (µg)/cm2 9,40±1,20 6,00±0,40 3,30±0,00 7,10±1,70

Proteínas (µg)/cm2 5,70±3,10 6,50±1,40 1,20±1,00 8,90±4,50

A quantidade do EPS, nos ciclos II e III, diminuiu em relação ao controle (ciclo I).

Provavelmente o THPS tenha contribuído para essa redução. O ciclo com xantana

apresentou o maior valor de EPS, que pode ser explicado por a xantana ser um

biopolímero.

Lavania e colaboradores (2011) analisaram EPS de biofilmes das espécies

Desulfovibrio vulgaris e Desulfovibrio gigas sobre aço carbono em uma mistura de

água do mar e óleo. Encontraram no sistema controle um valor para carboidratos

correspondente a 4,9 μg/cm3, e para proteínas 35,2 μg/cm

3. Esses pesquisadores também

obtiveram resultados de carboidratos e proteínas em biofilmes testando vários biocidas.

Com a utilização do THPS, encontraram para carboidratos 7,3 μg/cm3, e proteínas 48,9

μg/cm3. Com o glutaraldeído, o valor de carboidratos 6,2 μg/cm

3, e proteínas 58,0

μg/cm3. O uso do formaldeído teve para carboidratos 6,6 μg/cm

3, e proteínas 47,6

μg/cm3. A dosagem com benzil trimetil cloreto de amônio resultou para carboidratos 6,3

μg/cm3, e proteínas 58,9 μg/cm

3.

Oliveira (2010) analisou a quantidade de carboidratos e proteínas em um sistema

dinâmico turbulento com água do mar e cupons de aço carbono com aplicação de

hipoclorito de sódio e hipoclorito com xantana. Encontrou valores de carboidratos de

8,2 µg/cm2 e proteínas 3,0 µg/cm

2, com o tratamento com hipoclorito de sódio. E

valores de carboidratos de 7,6 µg/cm2 e proteínas 9,4 µg/cm

2, para o sistema tratado

com hipoclorito de sódio acrescido da xantana.

Galvão (2008) quantificou a concentração de exopolissacarídeos presentes nos

biofilmes formados sob proteção catódica. Encontrou diferentes valores para diferentes

potenciais aplicados. Para o sistema sem proteção catódica, valores em mg/L: 5,56 (-


71

800mV), 5,18 (-900mV) e 5,07 (-1000mV). No sistema com proteção catódica, valores

menores em mg/L: 1,35 (-800mV), 2,05 (-900mV) e 2,23 (-1000mV).

Chongdar e colaboradores (2005) avaliaram o EPS do meio e biofilme da bactéria

Pseudomonas cichorii em sistema estático com água salina; encontraram valores para os

carboidratos e proteínas do meio: 13,6 µg/cm² e 22,3 µg/cm² respectivamente;

carboidratos e proteínas dos biofilmes: 1,58 µg/cm² e 1,69 µg/cm² respectivamente.

A composição química de EPS é heterogênea e complexa, mas de um modo geral,

são os polissacarídeos que predominam (65% do EPS) seguidos de proteínas,

substâncias húmicas, ácidos nucléicos, glicoproteinas, fosfolipídeos, entre outros

(HORAN & ECCLES, 1986). Jahn e colaboradores (1999), analisando biofilmes de

Pseudomonas putida, encontraram uma fração de 75% de proteínas nos EPS. Essa

oposição de valores demonstra a necessidade de análises da composição química do

EPS, pois esse é responsável pela morfologia, estrutura, coesão e integridade funcional

dos biofilmes (PEREIRA, 2001).

4.1.6. MICROSCOPIA ELETRÔNICA DOS BIOFILMES FORMADOS NOS

CUPONS ENSAIADOS

As Figuras 35, 36, 37 e 38 apresentam as micrografias da formação do biofilme

no cupom em ensaio dinâmico após 14 dias.

As micrografias foram obtidas com o objetivo de observar a presença de micro-

organismos no biofilme, porém, não foi possível constatar essa existência através das

imagens obtidas (entre 6000 e 60000), mas foi comprovada a presença por meio das

análises microbiológicas (vide item 4.1).

Na Figura 35, observa-se uma estrutura mais uniforme do biofilme. Isso pode ter

influenciado na diminuição do ataque corrosivo, pois, a taxa de corrosão para o ciclo I

(controle) foi menor em relação aos ciclos II e III.


72

(a)

(b)

Figura 35 - MEV da formação de biofilme no cupom exposto à água do mar em ensaio

dinâmico com (a) aumento de 30000x (b) aumento de 60000x.

As micrografias da Figura 36 pertencente ao ciclo II apresentaram biofilmes com

rachaduras e ranhuras. O fluxo contendo o biocida, provavelmente, penetrou e arrastou

o biofilme, ocorrendo o seu desplacamento. Ou seja, o THPS alterou a aderência do

biofilme.


73

(a)

(b)

(c)

Figura 36 - MEV da formação de biofilme no cupom exposto à água do mar acrescido de THPS

em ensaio dinâmico com (a) aumento de 3000x (b) aumento de 11000x (c) aumento de 30000x.

Comparando as imagens da Figura 35(a) e Figura 36(c) pode-se perceber

diferenças na estrutura do biofilme. Nota-se que o biofilme em contato com o THPS

apresenta uma morfologia com porosidades e partes com pouca aderência ao substrato

metálico.

Em um trabalho realizado por Lavania e colaboradores (2011), os pesquisadores

ressaltaram a formação de clusters, que deve-se, provavelmente, à resposta natural dos

micro-oganismos. Para evitar a exposição à toxicidade, micro-organismos tendem a se

agregar com a finalidade de reduzir a superfície total em contato com o ambiente. Ainda

nesse trabalho, observou-se que a formação de biofilme no cupom; na presença de

vários biocidas como benzil trimetil cloreto de amônio, formaldeído e glutaraldeído;


74

teve distribuição mais heterogênea. Segundo Li e colaboradores (2010), a

heterogeneidade visível na superfície do metal é devido às anomalias constituintes

desenvolvidas pelas células em crescimento, as quais resultam na formação de células

de aeração diferencial. Possivelmente, também ocorre a corrosão visível na região entre

os clusters microbianos. Os grupos microbianos tornam-se barreiras à difusão (FANG,

XU, & CHAN, 2002). No caso do THPS, no trabalho de Lavania e colaboradores

(2011), a heterogeneidade da superfície não foi muito proeminente, provavelmente,

porque a adesão na superfície do metal não era muito forte.

A Figura 37 mostra a morfologia do biofilme formado em presença de THPS

acrescido de xantana. O biofilme também apresentou ranhuras, mas a sua estrutura

aparenta ser mais aderente ao substrato em relação ao biofilme da Figura 36. Percebe-

se, mesmo nas ranhuras, a existência de camadas abaixo da região fraturada (Figura 37).

Ou seja, supõe-se que a goma xantana forma um filme protetor sobre o substrato

metálico, e o biofilme ficaria sobre esse filme.


75

(a)

(b)

(c)

Figura 37 - MEV da formação de biofilme no cupom exposto à água do mar acrescido de THPS

e xantana em ensaio dinâmico com (a) aumento de 3000x (b) aumento de 11000x (c) aumento

de 30000x.

Já a Figura 38 mostra a micrografia da formação do biofilme exposto à água do

mar acrescido de xantana. A xantana, por ter o comportamento de um espessante, forma

um filme difundido, mas, que de acordo com a imagem, apresenta porosidades.


76

Figura 38 - MEV da formação de biofilme no cupom exposto à água do mar acrescido de

xantana em ensaio dinâmico com aumento de 6000x.

4.1.7. DIFRAÇÃO DE RAIOS X (DRX)

A Figura 39 apresenta os resultados de DRX dos produtos de corrosão em ensaio

dinâmico dos diferentes ciclos estudados.

Os picos da Figura 39(a) apontam as substâncias: lepidocrocita (γ- FeOOH –

picos: 0,632nm; 0,330nm; 0,269nm; 0,209nm; 0,194nm; 0,147nm; 0,127nm; 0,109nm),

goetita (α-FeOOH – picos: 0,419nm; 0,147nm; 0,131nm; 0,127nm), magnetita (Fe3O4 –

picos: 0,482nm; 0,294nm; 0,253nm; 0,209nm; 0,170nm; 0,147nm; 0,131nm; 0,127nm;

0,109nm; 0,104nm), pirrotita (Fe0,875-1S – picos: 0,294nm; 0,209nm; 0,147nm;

0,131nm; 0,127nm; 0,109nm; 0,104nm), akaganeíta (β-FeOOH – picos: 0,330nm;

0,253nm; 0,209nm; 0,194nm; 0,161nm; 0,147nm) e hematita (α-Fe2O3 – picos:

0,269nm; 0,147nm; 0,131nm; 0,127nm; 0,109nm; 0,104nm).

A Figura 39(b) mostra o difratograma dos produtos de corrosão, do ciclo II, onde foi

adicionado THPS. Os picos apontam substâncias como: mackinawita, (FeS0,93-0,96 – picos:

0,501nm; 0,260nm; 0,181nm; 0,172nm; 0,157nm), goetita (α-FeOOH – picos: 5,01nm;

0,420nm; 0,340nm; 0,260 nm; 0,254nm; 0,246nm; 0,225nm; 0,220nm; 0,172nm; 0,157nm;

0,151nm; 0,148nm; 0,146nm), akaganeíta (β-FeOOH – picos: 0,260nm; 0,254nm;

0,192nm; 0,172nm; 0,161nm; 0,151nm; 0,148nm; 0,146nm), hematita (α-Fe2O3 – picos:

0,270nm; 0,254nm; 0,225nm; 0,220nm; 0,161nm; 0,148nm; 0,146nm) e magnetita (Fe3O4

– picos: 0,254nm; 0,172nm; 0,161nm; 0,148nm).


77

A Figura 39(c) apresenta o difratograma associado ao ciclo III, adicionado de THPS

+ xantana. Os picos identificaram as seguintes substâncias: mackinawita (FeS0,93-0,96 –

picos: 0,501nm; 0,296nm; 0,260nm; 0,181nm; 0,172nm; 0,157nm; 0,132nm), pirrotita

(Fe0,875-1S – picos: 0,340nm; 0,296nm; 0,254nm; 0,209nm; 0,181nm; 0,172nm; 0,148nm;

0,146nm; 0,132nm), magnetita (Fe3O4 – picos: 0,296nm; 0,254nm; 0,209nm; 0,172nm;

0,161nm; 0,148nm; 0,132nm), hematita (α-Fe2O3 – picos: 0,270nm; 0,254nm; 0,225nm;

0,220nm; 0,161nm; 0,148nm; 0,146nm; 0,132nm), goetita (α-FeOOH – picos: 0,501nm;

0,340nm; 0,296nm; 0,260nm; 0,254nm; 0,246nm; 0,225nm; 0,220nm; 0,172nm; 0,157nm;

0,151nm; 0,148nm; 0,146nm; 0,132nm) e akaganeíta (β-FeOOH – picos: 0,260nm;

0,254nm; 0,209nm; 0,192nm; 0,172nm; 0,161nm; 0,151nm; 0,148nm; 0,146nm).

Os picos da Figura 39(d) apontam as substâncias: lepidocrocita (γ- FeOOH –

picos: 0,632nm; 0,330nm; 0,209nm; 0,148nm; 0,128nm; 0,109nm), goetita (α-FeOOH –

picos: 0,419nm; 0,148nm; 0,128nm), magnetita (Fe3O4 – picos: 0,484nm; 0,295nm;

0,253nm; 0,209nm; 0,171nm; 0,148nm; 0,128nm; 0,109nm; 0,104nm), pirrotita

(Fe0,875-1S – picos: 0,295nm; 0,209nm; 0,148nm; 0,128nm; 0,109nm; 0,104nm),

akaganeíta (β-FeOOH – picos: 0,330nm; 0,253nm; 0,209nm; 0,161nm; 0,148nm) e

hematita (α-Fe2O3 – picos: 0,269nm; 0,148nm; 0,128nm; 0,109nm; 0,104nm).

Pelos gráficos da Figura 39(a,d), verifica-se o mesmo comportamento semelhante

dos ciclos I (controle) e IV (xantana), vistos anteriormente através das taxas de corrosão

(Figura 32). Provavelmente houve a formação de um filme com características

semelhantes. Já nos gráficos da Figura 39(b,c), observa-se a presença de mackinawita

quando se utiliza o THPS, e ausência da formação de lepidocrocita.


78

Figura 39 - Difração de Raios X dos produtos de corrosão dos cupons em ensaio dinâmico (a)

ciclo I (b) ciclo II (c) ciclo III (d) ciclo IV

Little e colaboradores (1997) utilizaram óxidos de ferro sintéticos, oxi-hidróxidos

(goetita, α-FeOOH; hematita, Fe2O3 e ferrihidrita, Fe(OH)3], como compostos-modelo

para simular a mineralogia de passivação de filmes em aço carbono. Szklarska-

Smialowska (1986) descreveu a formação de hematita sobre um filme de magnetita.

Oxihidróxidos férrico, incluindo goetita e lepidocrocita (γ-FeOOH), também foram

identificados nas camadas protetoras de aço carbono.

0 20 40 60 80 100

-200

0

200

400

600

800

1000

1200

1400

1600

0,1

04

0,1

09

0,1

27

0,1

,31

0,1

47

0,1

61

0,1

70

0,1

94

0,2

09

0,2

69

0,2

94

0,3

30

0,4

19

0,4

82

0,6

32

0,2

53

Controle - Ciclo I

Inte

nsid

ad

e (

cps)

2 (graus)

0 20 40 60 80 100

0

200

400

600

800

1000

1200

0,2

54

0,260

THPS - Ciclo II

0,3

40

0,1

81

0,1

92

0,1

48

0,1

46

0,1

510,1

57

0,1

61

0,1

72

0,2

20

0,2

250

,24

6

0,2

700

,42

00

,50

1

Inte

nsid

ad

e (

cp

s)

2 (graus)

0 20 40 60 80 100

0

200

400

600

800

1000

1200

0,5

01

THPS + Xantana - Ciclo III

0,1

46

0,3

40

0,1

32

0,1

48

0,1

51

0,1

57

0,1

61

0,1

72

0,1

81

0,1

92

0,2

09

0,2

20

0,2

25

0,2

46

0,2

54

0,2

60

0,2

70

0,2

96

0,4

25

Inte

nsid

ad

e (

cps)

2 (graus)

0 20 40 60 80 100

-200

0

200

400

600

800

1000

1200

1400

1600

0,2

69

0,4

19

0,1

04

0,1

09

0,1

28

0,1

48

0,1

61

0,1

71

0,2

09

0,2

53

0,2

95

0,3

30

0,4

84

0,6

32

Xantana - Ciclo IV

Inte

nsid

ad

e (

cp

s)

2 (graus)

(a)

(d)

(b)

(c)


79

Lee e colaboradores (2004) compararam a corrosão do aço G1020 resultante da

estagnação aeróbia, com a corrosão resultante da estagnação anaeróbia em água do mar

durante um período de 1 ano. Eles demonstraram o seguinte: (1) A corrosão foi mais

agressiva sob condições totalmente anaeróbias através das taxas de corrosão e perda de

massa. (2) Em condições aeróbias, a corrosão foi uniforme e a superfície foi coberta por

óxidos de ferro (lepidocrocita e goetita). (3) Em condições anaeróbias, a corrosão foi

localizada por pite e os produtos de corrosão foram mackinawita e pirrotita.

Em tubulações enterradas e em diversos ambientes industriais e marinhos, a

atividade metabólica de BRS introduz no meio diversos compostos de enxofre, tanto

como produtos finais do metabolismo: sulfetos, bissulfetos e sulfetos de hidrogênio

quanto como produtos intermediários: tiossulfatos, politionatos. Esses compostos do

enxofre, provenientes da redução dos íons sulfato pelas BRS, são reconhecidamente

corrosivos para o ferro e suas ligas. Sobre o aço, quando esse é exposto aos ânions de

enxofre, forma-se inicialmente um filme de mackinawita (FeS0,93-0,96), um sulfeto rico

em ferro, mas pouco protetor para a superfície. Esse filme se transforma rapidamente,

por meio de reações biológicas e eletroquímicas (Figura 40), para produzir filmes de

sulfetos de ferro mais estáveis, tais como greigita (Fe3S4), esmetita (Fe9S11) e,

finalmente, pirrotita (Fe0,875-1S) (JAVAHERDASHTI, 2008; LITTLE & LEE, 2007;

McNEIL & LITTLE, 1990; VIDELA, 2003).

Figura 40 - Esquema da interconversão biológica e eletroquímica dos sulfetos formados pelas

BRS.

Fonte: (VIDELA, 2003)

Segundo Little e Lee (2007), durante a corrosão do ferro e aço na presença de

BRS, uma fina ( m1 ) camada aderente de mackinawita é formada. Quando sua


80

espessura aumenta, a camada torna-se menos aderente. Se a concentração de íon ferroso

no eletrólito é baixa, a mackinawita se transforma para greigita. Essa alteração não é

observada em sistemas não-biológicos. Se a concentração de íon ferroso é alta, a

mackinawita é acompanhada por um complexo de oxi-hidróxido ferroso.

Em resumo, a mackinawita é facilmente produzida a partir do ferro e óxidos de

ferro por consórcios de micro-organismos que incluem BRS. A presença de

mackinawita nos produtos de corrosão formados em ambientes de águas rasas é a prova

de que a corrosão foi induzida por BRS (LITTLE & LEE, 2007). Por outro lado,

Newman e colaboradores (1992) acreditam que, enquanto BRS podem afetar o modo de

cristalização de sulfetos de ferro, eles rejeitam a ideia de que a mackinawita seja o

"único" produto de corrosão induzido por BRS.

4.2. ENSAIO ESTÁTICO

Para investigar a formação de biofilmes em condições estáticas, foram realizados

experimentos em sistemas estáticos (Erlenmeyers) como apresentado na Figura 41.

Figura 41 - Disposição dos sistemas para ensaio estático. (a) Montagem do sistema (b)

Sistemas com água do mar e suas devidas substâncias adicionadas (c) Sistemas após 24 h.

(a) (b)

(c)


81

4.2.1. CONCENTRAÇÃO CELULAR DE MICRO-ORGANISMOS SÉSSEIS NO

PERÍODO DE 28 DIAS

Na Figura 42 são apresentadas as concentrações das células sésseis dos principais

grupos microbianos associados à biocorrosão, expressas em cel/cm2, nos diferentes

sistemas estudados ao final de 28 dias.

Figura 42 - Concentração celular das bactérias sésseis no período de 28 dias.

Analisando a Figura 42 é possível evidenciar a presença de todas as espécies

monitoradas na fase séssil no sistema I (controle). Esse resultado evidencia que esse

sistema apresentava condições físicas e nutricionais favoráveis à atividade das bactérias,

principalmente das bactérias produtoras de exopolissacarídeos. Além disso, com a

formação do biofilme, foram instituídas as condições indispensáveis para o

desenvolvimento das espécies anaeróbias.

Nesse sistema I (controle), observa-se a predominância de bactérias aeróbias

heterotróficas no biofilme formado sobre a superfície do aço carbono. Mesmo em

menor número encontram-se as BRS, e numa quantidade relevante têm-se as bactérias

anaeróbias heterotróficas. Segundo Videla (2003), as condições redutoras necessárias

para o crescimento das anaeróbias são obtidas, frequentemente, em associações

microbianas onde as bactérias aeróbias consomem o oxigênio para o metabolismo

respiratório. A ação de BRS acarreta a corrosão de superfícies metálicas que ocorre

1,00E+00

1,00E+01

1,00E+02

1,00E+03

1,00E+04

1,00E+05


Xantana (IV)

Cel/

cm

²

Sistemas

Bactérias Sésseis

Aer. Heterotróficos

Pseudomonas sp.

Precip. Ferro

Anaer.Heterotróficos

BRS


82

embaixo dos tubérculos. Esses são ocasionados pelas bactérias precipitantes do ferro,

que também estão presentes no sistema I (controle). Sob os tubérculos pode ocorrer a

formação de pites, em função de substâncias corrosivas, como o sulfeto de ferro,

produzidas durante o metabolismo de BRS (GENTIL, 2007).

A presença de Pseudomonas, no sistema I, tem importância na formação de

exopolissacarídeos, que tem como principal função aprisionar nutrientes e criar

ambientes com diferentes concentrações de O2.

O biocida THPS, utilizado no sistema II, mostrou-se efetivo contra as bactérias

aeróbias e anaeróbias heterotróficas, Pseudomonas sp., precipitantes do ferro e BRS

para esse ensaio estático. O mesmo ocorreu para o sistema com THPS + xantana no

sistema III. Provavelmente, o THPS atuou em algum componente celular,

inviabilizando a atividade metabólica dos micro-organismos.

Pelo gráfico (Figura 42), em relação ao sistema I (controle), pode-se observar, no

sistema IV, um decréscimo na concentração celular séssil das bactérias aeróbias e

anaeróbias heterotróficas onde houve adição da xantana. É provável que a xantana

esteja funcionando como um agente dispersante das células microbianas, dificultando

assim, a aderência nos cupons metálicos. Como consequência tem-se uma tendência a

diminuição da concentração celular nos cupons.

Entretanto, com o acréscimo de xantana no sistema IV, a concentração celular de

Pseudomonas sp. permaneceu constante. Já para as bactérias precipitantes do ferro, se

evidencia um aumento na concentração celular séssil. Esses organismos oxidam íons

ferrosos a íons férricos para obter energia (LITTLE & LEE, 2007), portanto essa fonte

de energia vai sendo disponibilizada à medida que o processo corrosivo aumenta.

4.2.2. TAXA DE CORROSÃO EM ENSAIO ESTÁTICO

O gráfico mostrado na Figura 43, para o ensaio estático, exibe um comportamento

similar ao da Figura 32 no ensaio dinâmico. A provável formação de um filme com

características semelhantes nos sistemas I (controle) e IV (xantana), e o presumível

efeito de proteção da xantana que diminuiu a taxa de corrosão, no Sistema IV, também

foram evidenciados no ensaio estático.


83

Figura 43 - Taxas de corrosão em ensaio estático do aço carbono submetido a diferentes

sistemas nos períodos de 14 e 28 dias.

O ensaio dinâmico apresentou as maiores taxas de corrosão em comparação ao

ensaio estático. Isso pode ser explicado através da suposta força de arraste ser forte o

suficiente para remover os depósitos sobre a superfície e intensificar o processo

corrosivo.

4.3. ENSAIO ELETROQUÍMICO

4.3.1. MEDIDAS DE POTENCIAL EM CIRCUITO ABERTO

A Figura 44, mostra o gráfico do Potencial em Circuito Aberto em função do

tempo. No período de 30 dias, é observado que as curvas do sistema I (água do mar) e

do sistema IV (xantana) apresentaram-se de maneira semelhante, ou seja, a medida do

potencial diminui com o tempo nos primeiros instantes e assume valores próximos ao

encontrado na literatura para o sistema Fe/H2O (-700mV) (Figura 45). A estabilidade do

potencial no decorrer do tempo, observada na Figura 44, pode ser devido,

provavelmente, à formação de uma camada de biofilme e produtos de corrosão.


84

Figura 44 - Medida de potencial em circuito aberto (30 dias).

No sistema contendo THPS, nas primeiras 8 horas (Figura 45), observou-se uma

redução no potencial. Provavelmente, o efeito do THPS ocorreu de forma mais lenta na

modificação das características do filme formado, ou seja, o THPS eliminou alguns

micro-organismos da água, mas devido principalmente aos íons cloretos presentes na

água do mar ocorreu inicialmente a corrosão, sendo essa eletroquímica. No sistema

contendo THPS acrescido de xantana (Figura 45), observou-se um aumento no

potencial, esse fato deve-se provavelmente a presença do biocida nas possíveis falhas do

filme formado com a xantana.


85

Figura 45 - Ensaio de OCP das primeiras 8 horas.

A Figura 46 apresenta as superfícies dos cupons após medida de potencial em

circuito aberto. A Figura 46(a) e Figura 46(d) apresentaram um filme com

características semelhantes. Já a Figura 46(b) e Figura 46(c) apresentaram um filme

diferente em relação às outras.

Figura 46 - Detalhe dos cupons após medida do potencial de circuito aberto (a) em água do mar

(b) acrescido de THPS (c) acrescido de THPS e xantana (d) adicionado de xantana.

(a) (b)

(c) (d)


86

4.3.2. CURVAS DE POLARIZAÇÃO

A Figura 47 apresenta o comportamento de polarização anódica do eletrodo de

aço carbono imerso em água do mar, com THPS, THPS + xantana e acrescido apenas de

xantana As polarizações foram iniciadas em média com dez minutos de imersão dos

corpos de prova (tempo zero). Devido a esse fato, os potenciais de equilíbrio são

diferentes dos potenciais observados após 600 horas. A finalidade dessas curvas, neste

ensaio, foi comparar o comportamento desses sistemas.

Figura 47 - Curvas de polarização anódica do aço carbono em diferentes situações.

Na Figura 47, observa-se que na presença de xantana e THPS + xantana, as curvas

de polarização apresentaram menores variações na densidade de corrente em relação às

outras duas curvas. Provavelmente, a xantana forma um filme com características de

proteção.

As curvas obtidas em água do mar e na presença de THPS apresentaram a mesma

variação na densidade de corrente. Com relação aos potenciais, as curvas sugerem que a

presença de THPS aumenta o potencial de corrosão. Contudo, não podemos esquecer

que as polarizações foram iniciadas antes da estabilização dos potenciais em circuito

aberto.


87

Observando a Tabela 17, os valores de taxas de corrosão nos sistemas contendo

THPS foram maiores. Já os valores de densidade de corrente para os sistemas contendo

xantana foram menores. Tal comportamento pode ser explicado devido ao fato das

curvas de polarização serem realizadas sem a estabilização de potencial. Provavelmente

não havendo a formação de biofilmes mais espessos pelo tempo de exposição ter sido

menor.

Tabela 17 - Valores de taxas de corrosão e valores estimados de densidades de corrente dos

sistemas estudados.

Sistemas Taxa de corrosão (mm/ano)

ao final de 28 dias

Intervalos estimados de

densidade de corrente

(A/cm2)

Xantana 0,0689 10-8

-10-5

THPS+xantana 0,0978 10-7

-10-4

THPS 0,0987 10-6

-10-1

Água do mar 0,0877 10-6

-10-1

O elevado valor de densidade de corrente para a água do mar também não

corresponde ao valor de taxa de corrosão. Já que seriam esperados maiores densidades

de corrente associadas a maiores taxas de corrosão. Deve-se também, provavelmente, ao

fato de não ter tido tempo suficiente de formação de um biofilme com as mesmas

características já descritas anteriormente.

CONCLUSÕES

88

5. CONCLUSÕES

De acordo com os ensaios realizados podemos concluir que:

1. No ensaio dinâmico, o biocida THPS foi eficaz na redução da concentração celular

dos micro-organismos anaeróbios heterotróficos e eliminou as BRS do biofilme.

2. A aplicação isolada do biocida THPS não foi eficaz para o grupo de micro-

organismos aeróbios heterotróficos e precipitantes do ferro.

3. A adição do biodispersante xantana ao THPS foi efetiva na diminuição da

concentração celular séssil das bactérias aeróbias heterotróficas e precipitantes do ferro.

4. O THPS + xantana também reduziu as concentrações celulares dos micro-

organismos anaeróbios heterotróficos e eliminou as BRS do biofilme.

5. A aplicação da xantana somente foi eficaz com o grupo de micro-organismos

precipitantes do ferro e BRS.

6. Os ensaios contendo THPS revelaram que este biocida favorece o aumento das taxas

de corrosão do aço carbono em ambientes contendo cloretos.

7. Os ensaios contendo apenas xantana revelaram que este biodispersante promove a

redução das taxas de corrosão do aço carbono em ambientes contendo cloretos.

8. Tanto os ensaios estáticos como o dinâmico revelaram a mesma tendência de

comportamento para o aço em todos os meios estudados. Ressaltando que as taxas de

corrosão foram maiores nos ensaios dinâmicos devido ao cisalhamento do fluido sobre a

superfície do aço.

9. Neste trabalho, observou-se a presença de mackinawita e a ausência da formação da

lepidocrocita quando foi utilizado o biocida THPS.

10. Mesmo não respeitando o tempo mínimo para estabilização dos potenciais,

observados nos ensaios de potenciais em circuito aberto, as curvas de polarização

revelaram que o sistema que contém o biodispersante xantana promoveu a proteção do

aço carbono, o que é corroborado pelas taxas de corrosão nos ensaios estático e

dinâmico.

11. De acordo com a observação dos gráficos de potencial em circuito aberto da

xantana, é necessário, em média, um intervalo mínimo de uma hora de imersão do aço

carbono, no meio estudado, antes de iniciar as curvas de polarização. Com exceção do

meio com THPS onde é necessário pelo menos duas horas.

SUGESTÕES

89

6. SUGESTÕES PARA TRABALHOS FUTUROS:

1. Monitorar a concentração da xantana ao longo do tempo nos ensaios eletroquímicos.

2. Otimizar a concentração de THPS com o objetivo de reduzir o seu impacto sobre as

taxa de corrosão no aço carbono.

3. Obter curvas de polarização após um tempo mínimo de estabilização.

4. Utilizar outro dispersante microbiano.

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

90

7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

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ANEXOS

100

8. ANEXOS

8.1. FICHA TÉCNICA DA GOMA XANTANA

Tabela 18 - Ficha técnica da goma xantana.

PARÂMETROS UNIDADE RESULTADOS

Aparência Creme a branca Conforme

pH 6-8 7,5

Cinzas (%) Max. 13 9,2

Ácido Pirúvico Min 1,5 1,5

V1/V2 1,02-1,45 1,0

Metais Pesados (Pb) Max. 20ppm 2,3

Arsênio (As) Max. 3ppm 0,03

Salmonela/25g Negativo Negativo

E. Coli/25g Negativo Negativo

Viscosidade (sol. 1% KCl)cps 1200-1600 1544

Granulometria (passa malha 200) 75 microns

Contagem total de placas ufc/g 100

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