UNIVERSIDADE FEDERAL DO CEARÁ CENTRO DE CIÊNCIAS DEPARTAMENTO DE QUÍMICA … · 2020. 6. 24. ·...

UNIVERSIDADE FEDERAL DO CEARÁ

CENTRO DE CIÊNCIAS

DEPARTAMENTO DE QUÍMICA ORGÂNICA E INORGÂNICA

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM QUÍMICA

CARLOS DANIEL SILVA DA SILVA

SÍNTESE, CARACTERIZAÇÃO, REATIVIDADE E APLICAÇÕES BIOLÓGICAS DE

COMPLEXOS DE Ru(II) CONTENDO TIOAMIDAS

FORTALEZA

2017




Tese de doutorado apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Química da Universidade Federal do Ceará, como requisito parcial para obtenção do título de Doutor em Química. Área de concentração: Inorgânica. Orientador: Prof. Dr. Luiz Gonzaga de França Lopes. Coorientador: Prof. Dr. Eduardo Henrique Silva de Sousa.

FORTALEZA

2017




Tese de doutorado apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Química da Universidade Federal do Ceará, como requisito parcial para obtenção do título de Doutor em Química. Área de concentração: Inorgânica.

Aprovado em ___ / ___ /___

BANCA EXAMINADORA

___________________________________________________

Prof. Dr. Luiz Gonzaga de França Lopes (Orientador)

Universidade Federal do Ceará (UFC)

___________________________________________________

Prof. Dra. Izaura Cirino Nogueira Diógenes


___________________________________________________

Prof. Dr. Pierre Basílio Almeida Fechine


___________________________________________________

Prof. Dr. Adonay Rodrigues Loiola


___________________________________________________

Prof. Dr. Francisco Ordelei Nascimento da Silva

Universidade Federal do Rio Grande do Norte (UFRN)

A todo negro escravizado, neste país, que

lutou e viveu para que algum dia um

negro pudesse estudar como eu estudei,

e estudo!

AGRADECIMENTOS

Caminhar para a conclusão de uma etapa como o doutorado me faz

refletir que as contribuições para eu chegar até aqui são de diversas naturezas.

Concluo com a ideia de superação do inimaginável, já que muitos foram os desafios,

alguns dos quais não esperava encontrar.

No contexto do inimaginável, sou imensamente grato aos meus

orientadores, professor Luizinho (Luiz Gonzaga de França Lopes) e professor

Eduardo (Eduardo Henrique Silva de Sousa). São muitos os motivos a agradecer:

são um exemplo de parceria com muita dedicação, responsabilidade, estudo,

preocupação com a formação dos orientandos, rigor e seriedade com a obtenção

dos resultados. No meu caso específico, gostaria de agradecer pelo estímulo em

momentos que estava cansado e/ou desmotivado, que desacreditei no meu

potencial, e vocês, com toda serenidade e firmeza, me ajudaram a me recompor e

seguir! Então, para mim, era inimaginável encontrar em um ambiente tão denso

como a academia, profissionais assim! Muito obrigado mesmo!

Agradeço a UFC, pela infraestrutura e formação pessoal e profissional.

Destaco aqui o Programa de Pós-Graduação em Química, que, para mim, tem como

marca a luta pelo crescimento institucional, independente das dificuldades e

divergências. Profissionalmente, foi muito salutar conhecer e fazer parte deste

programa. Destaco aqui o professor Antoninho Valentini, que contribuiu

significativamente como membro da banca de qualificação.

Ainda no âmbito da UFC, em nome dos professores Edilberto Rocha

Silveira e Tércio de Freitas Paulo, e do operador Herbert de Sousa Magalhães,

agradeço ao Centro Nordestino de Aplicação e Uso da RMN (CENAUREM) e ao

Centro Nacional de Processamento de Alto Desempenho (CENAPAD). O

aprendizado construído a partir dos resultados obtidos por esses centros

(Ressonância Magnética Nuclear e Cálculos Computacionais por DFT) era, por mim,

inimaginável!

Sou grato às parcerias estabelecidas, as quais enriqueceram

grandemente minha formação e, consequentemente, este trabalho: o estudante Iury

Araújo Paz e o professor Nilberto Robson Falcão do Nascimento (Laboratório de

Fisiofarmacologia Cardiovascular e Renal do Departamento de Fisiologia e

Biomedicina do Instituto Superior de Ciências Biomédicas da Universidade Estadual

do Ceará), com os quais foram obtidos os ensaios de vasodilatação dos compostos;

a estudante Carla Veríssimo e professora Loraine Campanati Andrade (Instituto de

Ciências Biomédicas da Universidade Federal do Rio de Janeiro), pelos ensaios de

citotoxicidade; os professores Davila Zampieri (Departamento de Química Orgânica

e Inorgânica da Universidade Federal do Ceará) e Marcos Eberlin (Laboratório

ThoMSon de Espectrometria de Massa do Instituto de Química da Unicamp, pelos

espectros de massa e auxílio na discussão dos mesmos; o professor Tércio de

Freitas Paulo (Grupo de Pesquisa em Bioinorgânica da Universidade Federal do

Ceará), pela obtenção e discussões dos dados obtidos por cálculos computacionais;

o estudante e colega de doutorado Felipe Diógenes Abreu (Grupo de Pesquisa em

Bioinorgânica da Universidade Federal do Ceará), pela obtenção e discussões

acerca do ensaio de clivagem de DNA; o estudante e colega de doutorado Walysson

Pereira Gomes (Grupo de Pesquisa em Bioinorgânica da Universidade Federal do

Ceará), pelas medidas de análise elementar de Ru. Ainda nesse contexto, agradeço

aos órgãos de fomento (CNPq, CAPES e FUNCAP) pelo suporte financeiro, sem o

qual a execução do trabalho seria inviável.

Ao grupo de pesquisa em Bioinorgânica, por todo aprendizado a cada

discussão, pela infraestrutura, pelas reuniões que me fizeram enxergar a imensidão

da Química Inorgânica! Agradeço a cada professor em especial à professora Izaura

Diógenes e o professor Audísio Dias Filho, que contribuíram bastante na banca de

minha qualificação, e a cada colega/amigo pelo aprendizado e pela atenção, em

especial Ana Claúdia, André Luiz, André Florêncio, Amanda, Caio, Catherine, Dani

(Danielle), Denise, Dieric, Felipe, Manu (Manuela), Marta, Ramon, Ricardo, Sérgio,

Ticyano e Vivania! Inevitável destacar os colegas e amigos que estiveram mais

próximos, aqueles cujos projetos de pesquisa mais se assemelhavam e,

consequentemente, as dores e delícias de cada trabalho também! Agradeço

especialmente àqueles que mais tiraram do seu tempo para fazer com que o nosso

tempo fosse melhor aproveitado! Isto foi uma marca que tornou tudo menos difícil!

Destaco aqui: Aurideia, Edinilton, Florêncio, Gilmara, Marquinhos (José Marcos),

Mikael e Wellinson.

Àqueles que acompanhei mais ainda de perto, estudantes de iniciação

científica que me auxiliaram diretamente no meu trabalho: Andréa Gisele Limeira

Paz e Emanuel Pereira de Queiroz. Agradeço a dedicação, preocupação, o modo

engenhoso de solucionar problemas e o aprendizado com cada pergunta, cada

reflexão, cada informação nova que vocês traziam!

À Lilia Janbartolomei, minha psicanalista, por ter me ajudado a cuidar

mais e melhor da minha psique, aspecto indispensável para a minha trajetória.

Às professoras Adelaide Maria Vieira Viveiros e Zênis Novais da Rocha,

pela formação acadêmica que me proporcionaram e pela atenção ao longo do

doutorado;

Aos colegas do IFBA que me incentivaram e que sempre foram solícitos

em momentos que precisei, em especial Paulo Daniel, Robert Newton, Rosângela

Novaes e Walter Gomes.

Aos amigos que se fizeram presentes nesse período e me deram apoio

constante: Adalberto Santana, Danilo Kleber, Ernani Lacerda, Marcelo Alisson,

Vinicius Alexandre, Vinicius Oliveira.

A todos que torceram, acreditaram e oraram por mim.

Agradeço à família, em especial a meus pais, que estiveram diariamente

comigo na luta, na torcida, na oração, no antagonismo, e a Luis, que, no tempo

possível, procura se inteirar das minhas dificuldades.

Agradeço a Deus pela vida e pela saúde!

“Não é porque não sabemos fazer que

devemos deixar de acreditar em duas

coisas: na existência do fazer e na

possibilidade de algum dia fazê-lo.”

(Carlos Daniel Silva da Silva)

RESUMO

Quatro novos compostos de coordenação contendo tioureia (Tu) e tiobenzamida

(TBz) apresentaram atividades biológicas interessantes. Os nitrosilocomplexos, de

formulação cis-[Ru(NO)(L)(phen)2](PF6)3. H2O, em que L = Tu ou TBz, apresentam

citotoxicidade frente a células de glioblastoma humano (GBM02 e U87), ação

fotoclivativa de DNA plasmidial pBR322 com luz visível e dilatação de anéis de aorta

de rato Wistar, dependente do grupo heme. Os complexos precursores, de

formulação cis-[RuCl(L)(phen)2]PF6 H2O, tal como o nitrosilo com tioureia, também

clivam DNA na ausência de luz. Além disso, são fotoclivadores melhores que os

respectivos nitrosilos, mas não dilatam tão bem os anéis de aorta (entre 30 e 40%).

As propostas de formulação dos compostos foram baseadas em correlações de

dados de cálculos computacionais (DFT e TD-DFT) com espectroscopia nas regiões

do infravermelho e do ultravioleta-visível. Espectrometria de Massa, Análise

Elementar, 1H RMN e 13C RMN endossaram as propostas feitas. Nos voltamogramas

cíclicos dos compostos há ondas correspondentes à redução do grupo nitrosil –

{RuNO6/7} – para os nitrosilocomplexos, e de oxidação do centro metálico, nos

complexos precursores, em potenciais distintos do complexo cis-[Ru(phen)2Cl2]. Isso

indica a formação de complexos quimicamente distintos deste. Os compostos

contendo o grupo nitrosil liberam NO sob luz visível e exibem 50% de conversão

nitrosilo-nitrocomplexo em pH elevados em relação a maioria dos complexos

análogos; ambas propriedades são relevantes para aplicação biológica. Além disso,

todos os complexos reagem frente a GSH e L-cisteína. Isso indica que estes tióis,

presentes no organismo humano, reagem não somente com o grupo nitrosil, mas

também com o fragmento L dos compostos.

Palavras-chaves: Óxido nitríco, Vasodilatação. Clivagem de DNA.

ABSTRACT

Four news coordinate compounds containing thiourea (Tu) and thiobenzamide (TBz)

have interesting biological properties. The complexes nitrosyl, of the formulation cis-

[Ru(NO)(L)(phen)2](PF6)3. H2O, where L = Tu ou TBz, have cytotoxicity to human

glioblastoma cells (GBM02 and U87), photoclivory action of plasmid pBR322 DNA,

and ring dilation heme-dependent Wistar rat aort. Precursor complexes, of the

formulation cis-[RuCl(L)(phen)2]PF6 H2O, such as nitrosyl with thiourea, also cleave

DNA in the absence of light. In addition to that, the best photocleavage results are

from nitrosyl complexes, but they do not dilate the aortic rings so well (between 30

and 40%). Compound formulation proposals were based on data computational

correlations (DFT and TD-DFT) with spectroscopy in the infrared and ultraviolet-

visible regions. Mass Spectrometry, Elemental Analysis, 1H NMR and 13C NMR

endorsed the proposals made. In the cyclic voltammograms of the compounds there

are waves corresponding to the reduction of the nitrosyl group – {RuNO6/7} – for the

nitrosylocomplexes and oxidation of the metal center in the precursor complexes to

distinct potentials of the cis-[Ru(phen)2Cl2]. This indicates the formation of chemically

distinct complexes. Compounds containing the nitrosyl group release NO under

visible light and exhibit 50% nitrosyl-nitro complex conversion at high pH relative to

most analogous complexes; both properties are relevant for biological application.

Furthermore, all complexes react against GSH and L-cysteine. This indicates that

these thiols, present in the human body, react not only with the nitrosyl group, but

also with the L fragment of the compounds.

Keywords: Nitric oxide. Vasodilation. DNA cleavage.

LISTA DE FIGURAS

Figura 1 – Fórmula química do nitroprussiato de sódio................................... 34

Figura 2 – Representação da interação do óxido nítrico com o átomo de

Fe(II) do grupo heme, em que as esferas cinzas, azuis, rosas e

brancas representam, respectivamente, os átomos de carbono,

nitrogênio, oxigênio e hidrogênio....................................................

36

Figura 3 – Diagrama qualitativo de energia de orbitais moleculares da

molécula de óxido nítrico................................................................

37

Figura 4 – Estruturas das moléculas de (a) glutationa reduzida e (b) L-

cisteína. ..........................................................................................

38

Figura 5 – Estrutura da molécula de glutationa (GSSG).................................. 39

Figura 6 – Estrutura da molécula de cistina, produto de oxidação da

cisteína. ..........................................................................................

39

Figura 7 – Estrutura do complexo cis-[Ru(bpy)2(NO)(SO3)]+............................ 41

Figura 8 – Estruturas de complexos usados como agentes quimioterápicos. 42

Figura 9 – Estrutura dos complexos NAMI-A (a) e KP-1019 (b)....................... 42

Figura 10 – Estrutura molecular da temolozomida, um agente quimioterápico

do glioblastoma humano.................................................................

43

Figura 11 – Estrutura das substâncias 2,2-bipiridina (bpy), o-fenantrolina

(phen), dipiroquinoxalina (dpq) e dipirofenazina (dppz)..................

43

Figura 12 – Eletroforese em gel de agarose, indicando as três formas de DNA

plasmidial. ......................................................................................

45

Figura 13 – Estruturas dos ligantes tioureia (tu) e tiobenzamida (tbz),

respectivamente. ............................................................................

47

Figura 14 – Estruturas propostas para os nitrosilocomplexos sintetizados

neste trabalho: FOR0912, cis-[Ru(phen)2(NO)(tu)]3+, e

FOR0912A, cis-[Ru(phen)2(NO)(tbz)]3+...........................................

47

Figura 15 – Estruturas propostas para os clorocomplexos, precursores do

nitrosilocomplexos, sintetizados neste trabalho: FOR0212, cis-

[Ru(phen)2Cl(tu)]+, e FOR0212A, cis-[Ru(phen)2Cl(tbz)]+...............

48

Figura 16 – Sistema de síntese dos complexos FOR0912 e FOR0912A. a-

solução de ácido sulfúrico 98%; b- solução saturada de nitrito de

sódio; c- solução saturada de hidróxido de sódio; d- água

destilada; e- solução do complexo precursor em acetona; :

sentido do fluxo do óxido nítrico. ....................................................

52

Figura 17 – LED azul utilizado nos experimentos de fotorreatividade e

fotoliberação. ..................................................................................

56

Figura 18 – Espectro, na região do IV, do composto FOR0212 em pastilha de

brometo de potássio. ......................................................................

59

Figura 19 – Espectro, na região do IV, do composto FOR0212A em pastilha

de brometo de potássio. .................................................................

59

Figura 20 – Espectro na região do infravermelho da tioureia em pastilha de

brometo de potássio. ......................................................................

60

Figura 21 – Espectro na região do infravermelho da tiobenzamida em pastilha

de brometo de potássio. .................................................................

61

Figura 22 – Espectro, na região do IV, de FOR0912 em pastilha de brometo

de potássio. ....................................................................................

63

Figura 23 – Espectro, na região do IV, de FOR0912A em pastilha de brometo

de potássio. ....................................................................................

63

Figura 24 – Espectros experimentais (preto) e calculados por DFT

(vermelho), dos nitrosilocomplexos na região do infravermelho....

65

Figura 25 – Espectro de absorção na região do UV-vis do complexo

FOR0212 a 40 mol L-1 em acetonitrila (preto), dimetilsulfóxido

(vermelho) e metanol (azul).............................................................

66

Figura 26 – Espectro UV-vis do complexo FOR0212A a 40 mol L-1 em

acetonitrila (preto), dimetilsulfóxido (vermelho) e metanol (azul)....

66

Figura 27 – Espectros de absorção, nas regiões do UV-vis, dos complexos

FOR0212 a 15 molL-1 (preto) e FOR0212A a 90 mol L-

1(vermelho), em acetonitrila............................................................

68

Figura 28 – Espectros dos complexos FOR0912 (vermelho) e FOR0912A

(preto) nas regiões do ultravioleta, a 10 e 15 mol L-1, e do visível

(inset), a 140 e 215 molL-1...........................................................

69

Figura 29 – Espectro teórico de absorção, nas regiões do UV-vis, para o

complexo FOR0212, em que * indica a transição que possui

maior força do oscilador.................................................................

71


complexo FOR0212A, em que * indica a transição que possui

maior força do oscilador..................................................................

71

Figura 31 – Espectros de absorção teórico e experimental do complexo

FOR0212 em acetonitrila, nas regiões do UV-vis, em que H e L

expressam HOMO e LUMO, respectivamente...............................

72


FOR0212A em acetonitrila, nas regiões do UV-vis, em que H e L

expressam HOMO e LUMO, respectivamente...............................

72

Figura 33 – Composição percentual dos orbitais de fronteira do complexo

FOR0212. ......................................................................................

74


FOR0212A. ....................................................................................

74

Figura 35– Composição percentual dos orbitais de fronteira do complexo

FOR0912. ......................................................................................

79


FOR0912A. ....................................................................................

79


complexo FOR0912. .......................................................................

80


complexo FOR0912A......................................................................

80


FOR0912 em acetonitrila, nas regiões do UV-vis, em que H e L

expressam HOMO e LUMO, respectivamente................................

81


FOR0912A em acetonitrila, nas regiões do UV-vis, em que H e L

expressam HOMO e LUMO, respectivamente................................

81

Figura 41 – Espectro de RMN de 13C BB da tiobenzamida (500 MHz, DMSO-

d6). .................................................................................................

82

Figura 42 – Espectro de RMN de 13C DEPT-135 da tiobenzamida (500 MHz,

DMSO-d6). .....................................................................................

82

Figura 43 – Estrutura da tiobenzamida (tbz)..................................................... 83

Figura 44 – Espectro de RMN de 1H da tiobenzamida [(500 MHz, DMSO-d6). 84

Figura 45 – Estrutura numerada do ligante tioureia........................................... 84

Figura 46 – Espectro de RMN de 13C BB da tioureia (500 MHz, DMSO-d6).... 85

Figura 47 – Estrutura numerada do complexo FOR0212A................................ 85

Figura 48 – Espectro 1H do complexo FOR0212A (500 MHz, acetona-d6)...... 86

Figura 49 – Espectro COSY do complexo FOR0212A [(500 MHz, acetona-

d6). .................................................................................................

86

Figura 50 – Espectro de 13C do complexo FOR0212A [(500 MHz, acetona-

d6). .................................................................................................

89

Figura 51 – Espectro APT do complexo FOR0212A [(300 MHz, acetona-d6)... 89

Figura 52 – Espectro HMBC do complexo FOR0212A (500 MHz, acetona-d6). 91

Figura 53 – Espectro HMQC do complexo FOR0212A (500 MHz, acetona-

d6). .................................................................................................

91

Figura 54 – Espectro 1H do complexo FOR0212 (500 MHz, acetona-d6)........ 93

Figura 55 – Espectro 1H do complexo FOR0212 (500 MHz, DMSO-d6)........... 93

Figura 56 – Estruturas numeradas dos complexos FOR0912 e FOR0912A.... 94

Figura 57 – Espectro de 1H do complexo FOR0912 (500 MHz, DMSO-d6)...... 95

Figura 58 – Espectro de 1H do complexo FOR0912A [(500 MHz, DMSO-d6)... 95

Figura 59 – Espectro COSY do complexo FOR0912 [(500 MHz, DMSO-d6).... 96

Figura 60 – Espectro COSY do complexo FOR0912A [(500 MHz, DMSO-d6).. 96

Figura 61 – Espectros de 13C do complexo FOR0912 (500 MHz, DMSO-d6)

em diferentes faixas. ......................................................................

98

Figura 62 – Espectro DEPT 135 do complexo FOR0912 (500 MHz, DMSO-

d6). .................................................................................................

99

Figura 63 – Espectro HMQC do complexo FOR0912 [(500 MHz, DMSO-d6)... 99

Figura 64 – Espectro HMBC do complexo FOR0912 [(500 MHz, DMSO-d6).... 100

Figura 65 – Espectro de 13C do complexo FOR0912A [(500 MHz, DMSO-d6).. 100

Figura 66 – Espectro DEPT 135 do complexo FOR0912A (500 MHz, DMSO-

d6). .................................................................................................

101

Figura 67 – Espectro HMQC do complexo FOR0912A (500 MHz, DMSO-d6).. 101

Figura 68 – Espectro HMBC do complexo FOR0912A (500 MHz, DMSO-d6)... 102

Figura 69 – Padrão isotópico do rutênio. ........................................................... 105

Figura 70 – Espectro de massa ESI(+) do complexo FOR0212A. Íons

detectados: m/z 272,0475 e 289,5390. ..........................................

105

Figura 71 – Espectro de massa ESI(+) do complexo FOR0212A. Íon

detectado: m/z 573,0202. ...............................................................

106

Figura 72 – Espectro de massa ESI(+) do complexo FOR0212A. Íon

detectado: m/z 724,0421. ...............................................................

106

Figura 73 – Estrutura do complexo [Ru(phen)2(NCCH3)2]2+............................... 107

Figura 74 – Estrutura do complexo [Ru(phen)2(tu)(NCCH3)]2+........................... 107

Figura 75 – Estrutura do complexo [Ru(phen)2(tu)Cl]+. ..................................... 108

Figura 76 – Estrutura do complexo {[Ru(phen)2(tu)(NCCH3)]PF6}+.................... 108

Figura 77 – Espectro de massa ESI(+) do complexo FOR0912. Íons

detectados: m/z 272,0475 e 289,5390. .........................................

109


detectados: m/z 272,0475 e 289,5390. ..........................................

109

Figura 79 – Espectro de massa ESI(+) do complexo FOR0912. Íons

detectados: m/z 689,0591 e 724,0421. ..........................................

110


detectados: m/z 689,0591 e 724,0421. ..........................................

110

Figura 81 – Estrutura do complexo

{[Ru(phen)2(NCCH3)2]PF6}+.............................................................

110

Figura 82 – Espectro de massa ESI(+) do complexo FOR0912. Íon detectado:

m/z 561,0435. .................................................................................

111

Figura 83 – Estrutura do complexo [Ru(phen)2(SCN)(NCCH3)]+. ...................... 111

Figura 84 – Voltamograma cíclico do eletrodo de carbono vítreo a 100 mV s-1

em 0,1 mol L-1 de PTBA em MeCN contendo o complexo

FOR0212. ......................................................................................

112

Figura 85 – Voltamograma cíclico do eletrodo de carbono vítreo a 100 mV s-1

em 0,1 mol L-1 de PTBA em MeCN contendo o complexo

FOR0212A. ....................................................................................

112

Figura 86 – Voltamograma de pulso diferencial do eletrodo de carbono vítreo

solução: 0,1 mol L-1 de PTBA em MeCN, contendo o complexo

FOR0212. Curva anódica. Eletrólito suporte v = 5 mV s-1...............

114



FOR0212. Curva catódica. Eletrólito suporte v = 5 mV s-1..............

114



FOR0212A. Curva anódica. Eletrólito suporte v = 5 mV s-1............

115



FOR0212A. Curva catódica. Eletrólito suporte v = 5 mV s-1...........

115

Figura 90 – Voltamograma cíclico do eletrodo de carbono vítreo em presença

do complexo FOR0912. Eletrólito suporte: 0,1 mol L-1 de PTBA

em MeCN. v = 100 mV s-1. ............................................................

116


do complexo FOR0912A. Eletrólito suporte: 0,1 mol L-1 de PTBA

em MeCN. v = 100 mV s-1. .............................................................

116


do complexo FOR0912, a 100 mV s-1, em PTBA/MeCN 0,1 mol L-

1, na ausência (preto) e na presença de azida de sódio (azul).......

117


em presença do complexo FOR0912 (curva preta) frente à azida,

em diferentes tempos. Curvas catódicas. Eletrólito suporte:

5%(v/v) MeCN / NaTFA 0,1 mol L-1 pH = 4,7. v = 5 mV s-1. Em

destaque: curva de corrente em E = + 0,1 V (onda c2) em função

do tempo. ........................................................................................

118


em presença do complexo FOR0212 (curva preta) frente à azida,

em diferentes tempos. Curvas catódicas. Eletrólito suporte:

5%(v/v) MeCN / NaTFA 0,1 mol L-1 pH = 4,7. v = 5 mV s-1.............

120


em presença de tioureia (curva preta), de azida (curva azul) e da

mistura de tioureia e azida (curva vermelha). Eletrólito suporte:

5%(v/v) MeCN / NaTFA 0,1 mol L-1 pH = 4,7. v = 5 mV s-1. Curvas

catódicas. .......................................................................................

121


em presença do complexo FOR0912A (curva preta) frente à

azida, em diferentes tempos. Curvas catódicas. Eletrólito suporte:

5%(v/v) MeCN / NaTFA 0,1 mol L-1 pH = 4,7. v = 5 mV s-1. Em

destaque: curva de corrente em E = + 0,1 V (onda c2) em função

do tempo. .......................................................................................

122

Figura 97 – Monitoramento da variação espectral do complexo FOR0912, a

90 mol L-1, em diferentes pH. .......................................................

123

Figura 98 – Monitoramento da variação espectral do complexo FOR0912A, a

70 mol L-1, em diferentes pH. .......................................................

123

Figura 99 – Curva de pH em função da absorbância em 410 nm para o

complexo FOR0912. .......................................................................

124

Figura 100 – Curva de pH em função da absorbância em 414 nm para o

complexo FOR0912A. ....................................................................

124

Figura 101 – Alteração espectral do ligante tioureia (10 mol L-1), frente a GSH

a 37˚C em solução tampão fosfato 0,1 mol L-1, pH = 7,4, por 10

h, na razão GSH/composto = 30. inset: recorte do espectro com

destaque para a banda em 302 nm e a variação da absorbância

em função do tempo. ......................................................................

126

Figura 102 – Alteração espectral do ligante tiobenzamida (10 mol L-1), frente

a GSH a 37˚C em solução tampão fosfato 0,1 mol L-1, pH = 7,4,

por 10 h, na razão GSH/composto = 30. inset: recorte do

espectro com destaque para a banda em 302 nm e a variação da

absorbância em função do tempo. .................................................

126

Figura 103 – Alteração espectral do complexo FOR0212 (10 mol L-1), na

região do ultravioleta, frente a GSH a 37˚C em solução tampão

fosfato 0,1 mol L-1, pH = 7,4, por 10 h, na razão GSH/complexo =

30. ...................................................................................................

128

Figura 104 – Alteração espectral do complexo FOR0212A (10 mol L-1), na



30. ...................................................................................................

128




30. ...................................................................................................

129




30. ...................................................................................................

129

Figura 107 – Alteração espectral do ligante tioureia (10 mol L-1), frente a GSH

a 37˚C em solução de NaTFA 0,1 mol L-1, pH = 4,7, por 10 h, na

razão GSH/composto = 30. ............................................................

131

Figura 108 – Alteração espectral do ligante tiobenzamida (10 mol L-1), frente

a GSH a 37˚C em solução de NaTFA 0,1 mol L-1, pH = 4,7, por

10 h, na razão GSH/composto = 30. ..............................................

131


região do ultravioleta, frente a GSH a 37˚C em solução de NaTFA

0,1 mol L-1, pH = 4,7, por 10 h, na razão GSH/complexo = 30.......

132


região do ultravioleta, frente a GSH a 37˚C em solução de NaTFA

0,1 mol L-1, pH = 4,7, por 10 h, na razão GSH/complexo = 30.......

132


região do visível, frente a GSH a 37˚C em solução de NaTFA 0,1

mol L-1, pH = 4,7, por 10 h, na razão GSH/complexo = 30. ............

133


região do visível, frente a GSH a 37˚C em solução de NaTFA 0,1

mol L-1, pH = 4,7, por 10 h, na razão GSH/complexo = 30. ............

133

Figura 113 – Alteração espectral do complexo FOR0912 (50 mol L-1) frente a

GSH a 37˚C em solução de NaTFA 0,1 mol L-1, pH = 4,7, por 10

h, na razão GSH/complexo = 30. ...................................................

134

Figura 114 – Alteração espectral do complexo FOR0912A (50 mol L-1) frente

a GSH a 37˚C em solução de NaTFA 0,1 mol L-1, pH = 4,7, por

10 h, na razão GSH/complexo = 30. .............................................

135

Figura 115 – Alteração espectral do complexo cis-[RuCl2(phen)2] (50 mol L-1),

frente a GSH a 37˚C em solução de NaTFA 0,1 mol L-1, pH = 4,7,

por 10 h, na razão GSH/complexo = 1. ..........................................

136


L-cisteína a 37˚C em solução de NaTFA 0,1 mol L-1, pH = 4,7, por

1,5 h, na razão L-cisteína/complexo = 30. ...................................... 137


a L-cisteína a 37˚C em solução de NaTFA 0,1 mol L-1, pH = 4,7,

por 1,5 h, na razão L-cisteína/complexo = 30. ...............................

137

Figura 118 – Alteração espectral do complexo cis-[RuCl2(phen)2] (50 mol L-1),

frente a L-cisteína a 37˚C em solução de NaTFA 0,1 mol L-1, pH =

4,7, por 1,5 h, na razão L-cisteína/complexo = 1. ..........................

138


L-cisteína a 37˚C em solução de NaTFA 0,1 mol L-1, pH = 4,7, por

1,5 h, na razão L-cisteína/complexo = 30. .....................................

138


a L-cisteína a 37˚C em solução de NaTFA 0,1 mol L-1, pH = 4,7,

na razão L-cisteína/complexo = 30. ................................................

139

Figura 121 – Monitoramento da variação espectral do complexo FOR0912 em

solução 2%(v/v) MeCN NaTFA pH 4,7 frente a luz azul ( =450

nm) por 180 min. ............................................................................

140

Figura 122 – Monitoramento da variação espectral do complexo FOR0912A

em solução 2%(v/v) MeCN NaTFA pH 4,7 frente a luz azul (

=450 nm) por 180 min. ...................................................................

140

Figura 123 – Espectros, nas regiões do UV-Vis, dos compostos FOR0212

(preto) e FOR0212A (vermelho) em solução 2%(v/v) MeCN

NaTFA pH 4,7. ................................................................................

141

Figura 124 – Estrutura do cPTIO, um supressor de NO/HNO. ............................ 141

Figura 125 – Estrutura do cPTI, produto da reação entre cPTIO e NO. .............. 142

Figura 126 – Estrutura do cPTI-H, produto da reação entre cPTIO e HNO. ....... 142

Figura 127 – Monitoramento do perfil espectral do complexo FOR0912 (25

molL-1) por 3h em presença de cPTIO (150 molL-1), a 25˚C, em

diferentes tempos de irradiação com LED azul. .............................

143

Figura 128 – Monitoramento do perfil espectral do complexo FOR0912A (25

molL-1) por 3h em presença de cPTIO (150 molL-1), a 25˚C, em

diferentes tempos de irradiação com LED azul. .............................

143

Figura 129 – Monitoramento do perfil espectral do complexo FOR0912 (25

molL-1) por 3h em presença de cPTIO (150 molL-1), a 25˚C, na

ausência de luz. .............................................................................. 144

Figura 130 – Monitoramento do perfil espectral do complexo FOR0912A (25

molL-1) por 3h em presença de cPTIO (150 molL-1), a 25˚C, na

ausência de luz. ..............................................................................

144

Figura 131 – Eletroforese em gel de agarose (1%) dos clorocomplexos

FOR0212 e FOR0212A em diferentes concentrações, frente ao

DNA plasmídico pBR322, na ausência de luz (faixas 3 a 8) e

após irradiação por 30 min com LED azul (faixas 9 a 14). DNA

controles positivo (com luz) e negativo (sem luz) nas faixas 1 e 2,

respectivamente. Concentração em mol L-1 (faixas): 5 (3 e 9), 10

(4 e 10), 20 (5 e 11), 40 (6 e 12), 60 (7 e 13) e 100 (8 e 14). 300

ng de DNA, 20 mol L-1 em pares de base. ...................................

145

Figura 132 – Eletroforese em gel de agarose (1%) dos nitrosilocomplexos

FOR0912 e FOR0912A em diferentes concentrações, frente ao

DNA plasmídico pBR322, na ausência de luz (faixas 3 a 8) e

após irradiação por 30 min com LED azul (faixas 9 a 14). DNA

controles positivo (com luz) e negativo (sem luz) nas faixas 1 e 2,

respectivamente. Concentração em mol L-1 (faixas): 5 (3 e 9), 10

(4 e 10), 20 (5 e 11), 40 (6 e 12), 60 (7 e 13) e 100 (8 e 14). 300

ng de DNA, 20 mol L-1 em pares de base. ...................................

145

Figura 133 – Eletroforese em gel de agarose dos clorocomplexos FOR0212 e

FOR0212A a 20 molL-1, frente ao DNA plasmídico pBR322, na

presença de supressores de radicais, sob luz. DNA controles

positivos nas faixas 1; DNA + complexo nas faixas 2; com

supressor (faixas): Manittol (3), L-histidina (4), TEMPO (5), SOD

(6), cPTIO (7) e DMSO (8). 300 ng de DNA, 20molL-1 em pares

de base. ..........................................................................................

148

Figura 134 – Eletroforese em gel de agarose dos nitrosilocomplexos FOR0912

(faixas 2 a 8) e FOR0912A (faixas 9 a 15) a 60 molL-1, frente ao

DNA plasmídico pBR322, na presença de supressores de

radicais sob luz. DNA controles positivo (com luz) nas faixa 1.

DNA + complexo nas faixas 2 e 9. Supressor (faixas): Manittol (3

e 10), L-histidina (4 e 11), TEMPO (5 e 12), SOD (6 e 13), cPTIO

(7 e 14) e DMSO (8 e 15). 300 ng de DNA, 20molL-1 em pares

de base. ..........................................................................................

148

Figura 135 – Eletroforese em gel de agarose dos complexos FOR0212 (faixas

2 a 4),FOR0212A (faixas 5 a 7) a 20 molL-1 e FOR0912 (faixas

8 a 10) e FOR0912A (faixas 11 a 13) a 60 molL-1, frente ao DNA

plasmídico pBR322, na presença de cloreto de sódio 150 (faixas

3, 6, 9 e 12) e 450 mmolL-1 (faixas 4, 7, 10 e 13). DNA controle

negativo (sem luz) na faixa 1. DNA e complexo nas faixas 2, 5, 8

e 11. ................................................................................................

150

Figura 136 – Eletroforese em gel de agarose dos complexos FOR0212 (faixas

2 e 3), FOR0212A (faixas 4 e 5) a 20 molL-1 e FOR0912 (faixas

6 a 8) e FOR0912A (faixas 9 a 11) a 60 molL-1, frente ao DNA

plasmídico pBR322, na presença de GSH (faixas 3, 5, 7 e 9) e de

GSH e cPTIO (faixas 8 e 11). DNA controle negativo (sem luz) na

faixa 1. DNA e complexo nas faixas 2, 4, 6 e 9. .............................

150

Figura 137 – Curva de dose-resposta dos complexos cis-[RuCl2(phen)2],

FOR0212 e FOR0212A, em ensaios de vasodilatação de aortas

de rato, em que [n] indica quantidade de anéis de aorta testados.

152

Figura 138 – Curva de dose-resposta dos complexos FOR0912, FOR0912A e

nitroprussiato de sódio, em ensaios de vasodilatação de aortas

de rato, em que [n] indica quantidade de anéis de aorta testados.

152

Figura 139 – Estrutura do 1H-[1,2,4]oxadiazol[4,3-a]quinoxalinona, um

inativador do grupo heme................................................................

154

Figura 140 – Estrutura do N-nitro-L-argininametilester (L-NAME), um inibidor

da enzima óxido nítrico sintetase. ...................................................

154

Figura 141 – Curva de dose-resposta dos complexos FOR0912 e FOR0912A,

em ensaios de vasodilatação de aortas de rato, na presença de

ODQ, em que [n] indica quantidade de anéis de aorta testados.....

155

Figura 142 – Curva de dose-resposta do complexo FOR0912, em ensaio de

vasodilatação de aorta de rato, na presença de L-NAME, em que

[n] indica quantidade de anéis de aorta testados. ..........................

155

Figura 143 – Curva de dose-resposta do complexo FOR0912A, em ensaio de

vasodilatação de aorta de rato, na presença de L-NAME, em que

[n] indica quantidade de anéis de aorta testados. .......................... 156

Figura 144 – Viabilidade celular da linhagem de glioblastoma humano GBM02

sem adição (preto) e com adição de GSH (cinza), após 24 h de

adição do complexo FOR0912 em diferentes concentrações.

[GSH] no poço = 5 mmol L-1. ..........................................................

158



adição do complexo FOR0912A em diferentes concentrações.

[GSH] no poço = 5 mmol L-1. ..........................................................

158

Figura 146 – Viabilidade celular da linhagem de glioblastoma humano U87



[GSH] no poço = 5 mmol L-1. ..........................................................

159




[GSH] no poço = 5 mmol L-1. ..........................................................

159




[GSH] no poço = 5 mmol L-1. ..........................................................

160




[GSH] no poço = 5 mmol L-1. ..........................................................

160




[GSH] no poço = 5 mmol L-1. ..........................................................

161




[GSH] no poço = 5 mmol L-1............................................................

161

LISTA DE EQUAÇÕES

Equação 1 –

Processo redox envolvendo o centro metálico nos

clorocomplexos (L= tioureia ou tiobenzamida) nos

complexosexo FOR0212 e FOR0212A.........................................

113

Equação 2 –

Processo redox envolvendo o centro metálico no produto de

solvólise do complexo FOR0212 em acetonitrila..........................

117

Equação 3 – Representação da reação de substituição da molécula de óxido

nítrico pela de acetonitrila..............................................................

118

Equação 4 – Representação da reação de substituição da molécula de óxido

nítrico pela de água. .....................................................................

121

Equação 5 – Representação da conversão nitrosilo-nitrocomplexo. ................. 122

LISTA DE ESQUEMAS

Esquema 1 – Processos redox envolvendo o grupo NO coordenado. ............... 119

Esquema 2 – Processos redox envolvendo o centro metálico nos

aquocomplexos formados. ...........................................................

120

Esquema 3 – Processos redox envolvendo o centro metálico nos

clorocomplexos associados à reatividade do complexo

FOR0212 (Figura 94). ..................................................................

120

Esquema 4 – Possível mecanismo de formação de hidrogenossulfeto a partir

de tioamidas. ................................................................................

127

LISTA DE TABELAS

Tabela 1 – Substâncias comercialmente usadas durante o trabalho................. 49

Tabela 2 – Números de onda e respectivas atribuições para os

clorocomplexos................................................................................................

60

Tabela 3 – Números de onda e respectivas atribuições para os ligantes Tu e

TBz. ............................................................................................ ........................

61

Tabela 4 – Números de onda e respectivas atribuições para os

nitrosilocomplexos. .........................................................................................

64

Tabela 5 Deslocamentos químicos de carbono do grupo CS nos ligantes e

nos complexos. ...............................................................................................

64

Tabela 6 – Momento de dipolo e constante dielétrica dos solventes em que

os complexos FOR0212 e FOR0212A foram dissolvidos e

máximos de absorbância, na região do visível, das soluções. ........

67

Tabela 7 – Máximos de absorbância, em acetonitrila, dos ligantes envolvidos

neste trabalho. ................................................................................................

68

Tabela 8 – Dados espectroscópicos nas regiões do UV-vis: absortividades

molares dos complexos FOR0212 e FOR0212A, em acetonitrila,

em cada comprimento de onda e respectivos coeficientes de

correlação. .......................................................................................................

68

Tabela 9 – Dados espectroscópicos nas regiões do UV-vis: absortividades

molares dos complexos FOR0912 e FOR0912A em cada

comprimento de onda e respectivos coeficientes de correlação......

69

Tabela 10 – Contribuição das transições calculadas por DFT para a absorção

do complexo cis-[Ru(phen)2Cl(tu)]+ (FOR0212) nas regiões do

UV-vis..................................................................................................................

73


do complexo cis-[Ru(phen)2Cl(tbz)]+ (FOR0212A) nas regiões do

UV-vis. ...............................................................................................................

75


do complexo FOR0912 nas regiões do UV-vis. ...................................

77


do complexo FOR0912A nas regiões do UV-vis. ..................................

78

Tabela 14 – Deslocamentos químicos e integração dos sinais no espectro de 84

1H do TBz. ........................................................................................................

Tabela 15 – Deslocamentos químicos () dos prótons no complexo cis-

[RuCl(TBz)(phen)2]+. ......................................................................................

87

Tabela 16 – Deslocamentos químicos de 13C do complexo FOR0212A. ............. 92

Tabela 17 – Deslocamentos químicos (ppm) de 1H dos compostos FOR0912 e

FOR0912A. ......................................................................................................

94

Tabela 18 – Deslocamentos químicos (ppm) de 13C dos compostos FOR0912

e FOR0912A. ..................................................................................................

103

Tabela 19 – Comprimentos médios84, 85 e otimizados por DFT das ligações CS

e CN para os complexos e os ligantes tioureia e tiobenzamida. ......

104

Tabela 20 – Porcentagens dos elementos C, H, N e Ru nos

nitrosilocomplexos. ........................................................................................

105

Tabela 21 – Valores de m/z e respectivos erros e atribuições para o complexo

FOR0212A. ......................................................................................................

106

Tabela 22 – Valores de m/z e respectivos erros e atribuições exclusivamente

para os complexos FOR0912 e FOR0912A. ..........................................

111

Tabela 23 – Energia dos orbitais de fronteira, determinados por DFT, e

potenciais de meia-onda dos processos envolvendo o centro

metálico e o grupo nitrosil nos complexos sintetizados neste

trabalho. .............................................................................................................

113

Tabela 24 – Radicais e seus respectivos supressores. ............................................. 147

Tabela 25 – Potência e eficácia dos complexos discutidos neste trabalho em

comparação ao nitroprussiato de sódio. ..................................................

151

Tabela 26 – Potência e eficácia dos nitrosilocompostos frente a ODQ e a L-

NAME. ................................................................................................................

156

LISTA DE ABREVIATURAS

APT Attached proton test

BB Broad band

Bpy 2,2-bipiridina

Cyst L-cisteína

COSY Homonuclear correlation spectroscopy

cPTIO 2-(4-Carboxifenil)-4,4,5,5-tetrametilimidazol-1-oxi-3-óxido

DNA Ácido desoxirribonucleico

DMF N,N-dimetilformamida

DMSO Dimetilsulfóxido

DTPA ácido dietielenotriaminpentaacético

Fc Ferroceno

FOR0212 cis-[RuCl(Tu)(phen)2]+ ou cis-[RuCl(Tu)(phen)2]PF6 . H2O

FOR0212A cis-[RuCl(TBz)(phen)2]+ ou cis-[RuCl(TBz)(phen)2]PF6 . H2O

FOR0912 cis-[Ru(NO)(Tu)(phen)2]3+ ou cis-[Ru(NO)(Tu)(phen)2](PF6)3.

H2O

FOR0912A cis-[Ru(NO)(TBz)(phen)2]3+ ou cis-

[Ru(NO)(TBz)(phen)2](PF6)3 . H2O

GSH Glutationa reduzida

HMBC Heteronuclear multiple quantum coherence

HMQC Heteronuclear multibond coherence

IL Transição interna do ligante

ImN Imidazol

IV Infravermelho

MeOH Metanol

MeCN Acetonitrila

MTT Brometo de metiltiazoldifeniltetrazólio

phen o-fenantrolina ou 1,10- fenantrolina

PE Fenilefrina

PTBA Perclorato de tetrabutilamônio

RMN Ressonância Magnética Nuclear

SOD Superóxido Dismutase

TBz Tiobenzamida

TCML Transferência de carga metal-ligante

TCLL Transferência de carga interligante

TEMPO N-oxil-2,2,6,6-tetrametilpiperidina

Tu Tiouréia

UV Ultravioleta

UV-vis Ultravioleta-visível

VC Voltamteria cíclica

VPD Voltametria de pulso diferencial

SUMÁRIO

1 INTRODUÇÃO..................................................................................... 34

1.1 Contexto............................................................................................. 34

1.2 O óxido nítrico.................................................................................... 35

1.3 Complexos: NO e HNO...................................................................... 38

1.4 Complexos e câncer.......................................................................... 41

1.5 Complexos: o centro metálico e os ligantes................................... 45

2 OBJETIVOS........................................................................................ 47

3 MATERIAIS......................................................................................... 49

4 PROCEDIMENTO EXPERIMENTAL.................................................. 51

4.1 Sínteses.............................................................................................. 51

4.1.1 Síntese do complexo cis-[RuCl(tu)(phen)2]PF6 . H2O (FOR0212)... 51

4.1.2 Síntese do complexo cis-[Ru(NO)(Tu)(phen)2](PF6)3 . H2O

(FOR0912) ..........................................................................................

51

4.1.3 Síntese do complexo cis-[RuCl(tbz)(phen)2]PF6 . H2O

(FOR0212A) .......................................................................................

51

4.1.4 Síntese do complexo cis-[Ru(NO)(Tu)(phen)2](PF6)3 . H2O

(FOR0912A) .......................................................................................

52

4.2 Caracterização................................................................................... 52

4.2.1 Espectroscopia de ressonância magnética nuclear...................... 53

4.2.2 Análise elementar.............................................................................. 53

4.2.3 Espectrometria de Massa.................................................................. 53

4.2.4 Voltametria cíclica e de pulso diferencial........................................ 54

4.2.5 Estudos computacionais.................................................................. 54

4.2.6 Medidas de conversão nitrosilo-nitrocomplexo............................. 55

4.3 Reatividade......................................................................................... 55

4.3.1 Frente a redutores biológicos.......................................................... 55

4.3.2 Fotorreatividade................................................................................. 56

4.3.3 Fotoliberação..................................................................................... 56

4.4 Dados biológicos............................................................................... 57

4.4.1 Ensaio de clivagem do DNA............................................................. 57

4.4.2 Vasodilatação..................................................................................... 57

4.4.3 Citotoxicidade.................................................................................... 58

5 RESULTADOS E DISCUSSÃO.......................................................... 59

5.1 Caracterização................................................................................... 59

5.1.1 Espectroscopia vibracional na região do infravermelho............... 59

5.1.2 Espectroscopia nas regiões do ultravioleta-visível....................... 65

5.1.2.1 Clorocomplexos................................................................................... 65

5.1.1.2 Nitrosilocomplexos............................................................................... 69

5.1.3 Cálculos computacionais.................................................................. 70

5.1.3.3 Clorocomplexos................................................................................... 70


5.1.4 Espectroscopia de Ressonância Magnética Nuclear..................... 82

5.1.4.1 Tiobenzamida e tioureia....................................................................... 82

5.1.4.2 Complexo FOR0212A.......................................................................... 85

5.1.4.3 Complexo FOR0212............................................................................ 92


5.1.5 Análise elementar.............................................................................. 104

5.1.6 Espectrometria de massa................................................................. 105

5.1.7 Voltametria......................................................................................... 111

5.1.7.1 Em meio orgânico (acetonitrila) .......................................................... 111

5.1.7.2 Em meio aquoso.................................................................................. 118

5.1.8 Conversão nitrosilo-nitrocomplexo................................................. 122

5.2 Reatividade........................................................................................ 125

5.2.1 Reatividade frente a tióis.................................................................. 125

5.2.1.1 Frente à glutationa reduzida a pH = 7,4.............................................. 125

5.2.1.2 Frente à glutationa reduzida a pH = 4,7.............................................. 130

5.2.1.3 Frente à L-cisteína a pH = 4,7............................................................ 136

5.2.2 Fotorreatividade................................................................................ 139

5.2.3 Fotoliberação.................................................................................... 141

5.3 Dados biológicos.............................................................................. 145

5.3.1 Ensaio de clivagem do DNA............................................................ 145

5.3.2 Ensaio de vasodilatação.................................................................. 151

5.3.3 Citotoxicidade................................................................................... 157

6 CONCLUSÕES.................................................................................. 162

7 PERSPECTIVAS................................................................................. 163

REFERÊNCIAS................................................................................... 164

APÊNDICE A – CURVA DE ABSORBÂNCIA EM FUNÇÃO DA

CONCENTRAÇÃO DO COMPLEXO FOR0212.................................

174

APÊNDICE B – CURVA DE ABSORBÂNCIA EM FUNÇÃO DA

CONCENTRAÇÃO DO COMPLEXO FOR0212A...............................

177

APÊNDICE C – CURVA DE ABSORBÂNCIA EM FUNÇÃO DA

CONCENTRAÇÃO DO COMPLEXO FOR9212.................................

180

APÊNDICE D – CURVA DE ABSORBÂNCIA EM FUNÇÃO DA

CONCENTRAÇÃO DO COMPLEXO FOR0912A...............................

182

34

1 INTRODUÇÃO

1.1 Contexto

De acordo com a Organização Mundial de Saúde (OMS), as doenças

cardiovasculares foram a principal causa de morte, equivalendo a 31% dos óbitos.

Além disso, dentre os falecimentos de pessoas abaixo de setenta anos, causados

por doenças não contagiosas, 37% está associado a patologias cardiovasculares.1

No que tange a indicadores socioeconômicos, 75% dos óbitos causados

por esse tipo de patologia ocorrem em países de baixa ou média renda. Esse

percentual se torna maior (82%) quando se refere às mortes, por doenças não

contagiosas, de pessoas com menos de setenta anos residentes no referidos

países.1

Para além disto, a alimentação saudável, um dos fatores que dificulta o

desenvolvimento de tais doenças, tem ficado cada vez mais comprometida, devido

ao aumento de consumo de alimentos industrializados, muitos dos quais contêm, em

grande quantidade, sódio, íon responsável por elevação da pressão arterial.2 Tendo

em vista essa realidade, a administração de fármacos eficientes é uma estratégia

adicional para a atenuação dos dados acima citados.

Uma das substâncias usadas no tratamento de hipertensão aguda é o

nitroprussiato de sódio (NPS) 3-5, que se trata de um composto de coordenação

(Figura 1) que contém os grupos ciano e nitrosil coordenados ao Fe(II).

Figura 1 - Fórmula química do nitroprussiato de sódio.

Fonte: o autor.

De acordo com a literatura, a atuação deste complexo metálico como

vasodilatador consiste na formação do óxido nítrico a partir do grupo nitrosil e

liberação deste óxido3. Contudo, antecedente à liberação de óxido nítrico, há

liberação de cianeto,5 que pode se coordenar ao ferro da hemoglobina,

inviabilizando o transporte de oxigênio.6 Esta situação poderia inviabilizar o uso

deste composto como fármaco, porém o mesmo é administrado com tiossulfato de

35

sódio, o que propicia a geração de tiocianato, que é excretado sem causar efeitos

colaterais.4

Entretanto, embora usado em casos de hipertensão aguda, o

nitroprussiato de sódio pode promover um decréscimo tão brusco da pressão arterial

que o paciente no qual o mesmo foi administrado pode apresentar um quadro de

hipotensão. Isso ocorre porque a liberação de óxido nítrico a partir desse composto

é rápida.5 Assim, a busca por outros nitrosilocomplexos 7-13 que sejam tão eficientes

quanto o nitroprussiato e que liberem óxido nítrico de modo controlado tem crescido,

sobretudo depois que se descobriram as relevâncias biológicas deste óxido.14

1.2 O óxido nítrico

O óxido nítrico é uma substância biossintetizada a partir da L-arginina,

num processo intermediado pela enzima óxido nítrico sintetase (ONS). Esta enzima

pode estar presente no endotélio, no cérebro ou sistema nervoso. Nestes casos as

denominações são ONS endotelial e ONS neuronal, respectivamente. Há também a

possibilidade de produção desta enzima por indução imunológica; nessa situação a

denominação é ONS induzida.

A distinção entre as isoformas da enzima não se restringe ao modo como

são chamadas; indica também a função que o óxido nítrico, gerado por intermédio

das mesmas, possui. Quando produzido pela enzima ONS induzida, o óxido nítrico é

responsável pela citotoxicidade. Neste caso, a referida produção é dependente de

alguma perturbação, anomalia, no funcionamento do organismo, a exemplo do

desenvolvimento de células tumorais. Neste sentido, o supracitado óxido tem ação

antitumoral.15 e sua atuação consiste na inativação de enzimas associadas à

respiração celular, seja por reações redox – oxidação do Fe(II) – ou reação ácido-

base de Lewis – coordenação ao Fe(II), de modo a inviabilizar a coordenação da

molécula de oxigênio.6

A ONS neuronal, por sua vez, produz óxido nítrico que atua como

neurotransmissor, ou seja, difunde-se pelo axônio de um neurônio e o dendrito de

outro, de modo a promover o efeito elétrico necessário para as atividades

desenvolvidas pelos organismos, a exemplo do relaxamento da musculatura nos

corpos cavernosos penianos e no sistema gastrointestinal. Outro aspecto relevante

associado ao NO produzido pela enzima ONS neuronal é a memória tardia, a qual é

36

proporcional à concentração de glutamato, proveniente da guanosina monofosfato

cíclica (cGMP).

cGMP é produzida a partir de guanosina trifosfato (GTP) catalisada pela

guanilato ciclase solúvel (sGC), uma enzima que possui um grupo heme e um

resíduo de histidina coordenado ao átomo de Fe(II) do grupo heme (Figura 2). Para

ser ativada, o óxido nítrico se coordena ao referido centro metálico.16 Assim,

substâncias que oxidam o átomo de Fe(II) inativam a enzima17, já que a molécula

NO não se liga ao Fe(III), de modo a ativá-la. Daí a correlação do óxido nítrico com o

desenvolvimento da memória tardia.

Figura 2 - Representação da interação do óxido nítrico com o átomo de Fe(II) do grupo heme, em que as esferas cinzas, azuis, rosas e brancas representam, respectivamente, os átomos de carbono, nitrogênio, oxigênio e hidrogênio.

Fonte: adaptado da referência.18

cGMP também propicia a abertura de canais de íons Ca2+, diminuindo a

quantidade destes na célula. Posto que a concentração destes íons é diretamente

proporcional à contração muscular, a ativação da sGC pelo NO também promove

relaxamento dos vasos sanguíneos, o que possibilita o aumento da área de

circulação do sangue e, por conseguinte, a força com que o mesmo se movimenta

decresce. Portanto, a pressão arterial diminui.19 Nesta situação, contudo, NO é

produzido pela enzima ONS endotelial.15

Para se ligar ao Fe(II) da guanilato ciclase solúvel, o óxido nítrico atua

como base de Lewis, usando os elétrons do orbital σz (Figura 3), correspondente a

um par dos pares de elétrons não ligantes do átomo de nitrogênio, já que a diferença

de energia entre os orbitais deste átomo e do orbital σz é menor aquela para orbitais

atômicos do oxigênio em relação ao orbital σz.

37

Figura 3 - Diagrama qualitativo de energia de orbitais moleculares da molécula de óxido nítrico.

Fonte: o autor.

Como pode ser visto tanto no diagrama de orbital molecular, quanto na

estrutura de Lewis, o óxido nítrico possui uma quantidade ímpar de elétrons e,

portanto, possui natureza química radicalar, o que indica que esta espécie possui

elevada reatividade e, portanto, baixa seletividade. Associando-se estas

propriedades à alta velocidade de difusão no sangue (3,3 . 10-3 mm2 s-1)15 e à rápida

reação com oxigênio, formando dióxido de nitrogênio,6 a possibilidade de

administração direta do óxido nítrico para qualquer fim farmacológico é inviável.

Nesta perspectiva, o conhecimento e uso adequado das propriedades químicas

associadas ao grupo NO pode ser bastante salutar para investir em fármacos à base

de NO.

Ainda com base na Figura 3, os elétrons do orbital de mais alta energia

são aqueles usados para a formação da ligação com o metal. Uma vez que há

orbitais * parcialmente preenchidos, há possibilidade também de esta espécie

aceitar densidade eletrônica do metal ao qual se coordenar. Se envolvido numa

reação de oxirredução, por sua vez, pode ser um agente oxidante, ao aceitar elétron

no orbital * parcialmente preenchido, formando NO- ou um agente redutor, doando

38

o único elétron do orbital *, formando NO+. Tendo em vista que NO+ não possui

elétrons nos orbitais *, este aceita mais densidade eletrônica de um dado centro

metálico (M) que o NO. Assim, a ligação M – NO é mais fraca que M – NO+,

admitindo neste caso que M é um metal mole, capaz de retrodoar densidade

eletrônica. Nessa perspectiva, a modificação dos centros metálicos e dos ligantes,

em um nitrosilocomplexo, pode modelar uma liberação controlada de óxido nítrico,

diferentemente do que ocorre com o nitroprussitato de sódio, o qual possui

limitações, como já foi citado.20

1.3 Complexos: NO e HNO

Para que haja liberação de NO a partir de um nitrosilocomplexo, é preciso

que ocorra uma redução do grupo nitrosil envolvendo um elétron. Esse fenômeno

pode ocorrer através de incidência de radiação ou via transferência de elétrons, seja

de alguma espécie redutora ou de um eletrodo polarizável.

Uma vez que a maioria destes complexos possui banda de transferência

de carga metal- ligante, com maior contribuição do NO, na região do ultravioleta21-24,

a liberação fotoquímica do NO geralmente é dependente de fontes de irradiação

nesta região (UV). Na ausência de luz, redutores como azida25, 26, glutationa

reduzida27, 28 e L-cisteína27 têm sido usados pra propiciar a conversão do grupo

nitrosil em óxido nítrico.

Glutationa reduzida (GSH) e L-cisteína (Figura 4) são substâncias que,

em sistemas biológicos, atuam como redutores, formando glutationa (Figura 5) e

cistina (Figura 6), respectivamente. A L-cisteína é um aminoácido e a glutationa

reduzida é um tripeptídeo, constituído a partir de três aminoácidos: glicina, cisteína e

ácido glutâmico.29-31

Figura 4 - Estruturas das moléculas de (a) glutationa reduzida e (b) L-cisteína.

(a) (b)

Fonte: o autor.

39

Figura 5 – Estrutura da molécula de glutationa (GSSG) .

Fonte: o autor.

Figura 6 - Estrutura da molécula de cistina, produto de oxidação da cisteína.

Fonte: o autor.

GSH é uma espécie encontrada na maioria dos organismos vivos. Em

seres humanos, é encontrada em pequenas quantidades no plasma sanguíneo (10 a

30 mol L-1)29, apesar de nas proximidades dos sítios enzimáticos está em

concentração maiores (3 mmol L-1), tal como no fígado (5 a 10 mmol L-1), onde

metaboliza xenobióticos, substâncias estranhas ao organismo que comprometem o

funcionamento deste. Essa função da GSH consiste na interação desta espécie,

através do grupo tiol, com centros nucleofílicos do xenobiótico ou com enzimas que

facilitam a interação do substrato com GSH. Neste último caso, a maioria das

enzimas são do tipo trans-membrana, o que reforça a função da glutationa reduzida

como agente citotóxico.31

L-cisteína, por sua vez, é um aminoácido classificado como essencial

condicional, ou seja, que é necessário para o desenvolvimento de animais jovens

e/ou são utilizados para combater patologias. Posto que está presente em várias

proteínas, a cisteína desenvolve muitas funções no organismo. Quando oxidada,

forma cistina, um outro aminoácido, no qual os átomos de enxofre estão ligados.

Esse tipo de ligação possui relevância pois conferem estabilidade às estruturas das

proteínas, já que cadeias polipeptídicas distintas podem interagir por esta via.30

40

Além disso, a depender também da quantidade de resíduos de cisteína, a

resistência mecânica das proteínas difere. Isso fica bem ilustrado no fato de que

tanto a definição de cachos em cabelos crespos quanto a rigidez dos chifres de

rinocerontes está associada às ligações de dissulfeto, proveniente de resíduos de

cisteína.30 Assim, tendo em vista a relevância da cisteína e da GSH em sistemas

biológicos e sabendo-se que ambas reduzem nitrosilocomplexos a óxido nítrico27, 32,

o uso desses redutores em ensaios químicos pode mimetizar a atuação de um

composto em meio biológico.

De acordo com Souza e colaboradores33, a depender das condições de

pH e teor de oxigênio, além da formação de óxido nítrico, há indícios de geração de

ácido hiponitroso monomérico ou nitroxil (HNO) a partir da reação entre

nitroprussiato e tióis como L-cisteína e GSH. Esse aspecto é relevante já que

recentemente funções biológicas relevantes associadas ao HNO têm sido

descobertas.34, 35

Tal como a molécula NO, a molécula HNO é produzida endogenamente,

inclusive pela NOS, em condições de estresse oxidativo36; é produzida também a

partir de nitrosotióis, os quais são gerados a partir da reação entre óxido nítrico e

tióis37. Entretanto, NO e HNO possuem funções biológicas distintas34, o que

potencializa a atuação farmacológica dos nitrosilocomplexos.

Dentre as funções da molécula HNO, destacam-se a relevância no

tratamento de: insuficiência cardíaca, já que aumenta a capacidade de contração do

músculo cardíaco; alcoolismo, visto que inibe a enzima aldeidodesidrogenase; e

câncer, uma vez que inibe a vascularização em células tumorais, impedindo o

desenvolvimento das mesmas.34

Neste contexto, o nitrosilocomplexo cis-[Ru(bpy)2(NO)(SO3)]+ (Figura 7),

em que bpy = 2,2’-bipiridina, em presença de GSH e N-acetil-L-cisteína, exibiu

atividade antiangiogênica, ou seja, inibiu a vascularização em células tumorais, o

que se configura um indício de liberação de HNO. Paralelamente, através de ensaio

com capturadores seletivos de NO/HNO, cPTIO e mioglobina, constatou-se a

liberação de HNO.38 Posto que os liberadores de HNO relatados na literatura são

compostos orgânicos 36 e há relatos de muitos nitrosilocomplexos doadores de NO,4,

11, 39 complexos metálicos semelhantes podem apresentar resultados similares.

41

Figura 7 - Estrutura do complexo cis-[Ru(bpy)2(NO)(SO3)]+.

Fonte: o autor.

1.4 Complexos e câncer

Complexos metálicos já são aplicados em terapia de câncer (Figura 8).

Além disso, alguns outros estão em fase clínica por inibir metástase (Figura 9- a) e

induzir apoptose em células de carcinoma colorretal (Figura 9- b), neste caso

incluem-se complexos de rutênio.40 Porém, devido aos tumores se manifestarem

cada vez mais agressivamente, o combate ao desenvolvimento dos mesmos tem se

tornado cada vez mais desafiador. Nesse sentido, a Química de Coordenação pode

ser útil, já que contempla variabilidade no número de coordenação dos metais, nas

posições relativas dos ligantes e nos estados de oxidação dos átomos dos centros

metálicos e dos ligantes, além das propriedades magnéticas dos complexos. Esse

conjunto de propriedades pode ampliar a atuação dos complexos metálicos em

terapia neoplásica.

42

Figura 8 - Estruturas de complexos usados como agentes quimioterápicos.


Figura 9 - Estrutura dos complexos NAMI-A (a) e KP-1019 (b).


Dentre os tumores que atingem os humanos, um dos mais agressivos é o

glioblastoma. Este tipo de câncer é o mais agressivo do sistema nervoso central43 e

tem apresentado resistência à temolozomida (Figura 10), o agente quimioterápico

usado para este tipo de câncer. A situação é tão crítica que pelo menos metade dos

pacientes não têm reagido como esperado ao tratamento com a temolozomida.43

43

Figura 10 - Estrutura molecular da temolozomida, um agente quimioterápico do glioblastoma humano.

Fonte: o autor.

A temolozomida modifica o DNA, ao ser fonte de grupo metila para as

bases nitrogenadas adenina e guanina. Complexos metálicos também atuam frente

ao DNA, ao interagirem com essas bases nitrogenadas, via ligação de hidrogênio44

ou até mesmo se coordenando de modo a gerar adutos, a exemplo da atuação da

cisplatina e complexos análogos45-48, e complexos coordenativamente insaturados –

ou com posições lábeis – de rutênio com ligantes polipiridínicos49, 50 e arenos51.

Outro modo de atuação tumoricida consiste na interação do composto

com as bases nitrogenadas do DNA via elétrons , como ocorre com espécies

aromáticas, a exemplo de heterocíclicos nitrogenados como 2,2’-bipiridina, o-

fenantrolina e outros análogos (Figura 11), além dos complexos que os contém52-54.

Nestes casos, ocorre a intercalação da porção plana do agente tumoricida nas fitas

do DNA, ou seja, a espécie citotóxica ocupa um espaço entre as fitas e se mantém

lá através da interação dos elétrons deslocalizados, denominada - “stacking”.

Neste caso, as bases nitrogenadas, inevitavelmente, mudam de posição, mas ainda

se mantém voltadas para a região entre as fitas. 41, 55

Figura 11 - Estrutura das substâncias 2,2-bipiridina (bpy), o-fenantrolina (phen), dipiroquinoxalina (dpq) e dipirofenazina (dppz).

Fonte: o autor.

44

Diferentemente, quando ocorre a inserção da espécie citotóxica, esta se

posiciona entre as fitas de DNA, de modo que as bases nitrogenadas ficam

direcionadas para a região externa às fitas. 56 De modo semelhante à intercalação, a

inserção ocorre do seguinte modo: o movimento dos elétrons em uma das

espécies possibilita a geração instantânea de regiões com distintas densidades

eletrônicas, de modo a induzir o movimento dos elétrons , na espécie vizinha, e,

consequentemente, regiões com elevada densidade eletrônica de uma espécie

sejam atraídas por regiões de baixa densidade eletrônica de outra espécie.

Outra possibilidade de interação é aquela em que o agente citotóxico

permanece nos espaços existentes na dupla hélice. Esses espaços são

denominados sulcos. Nestas situações a perturbação na estrutura da dupla hélice é

menor que nos casos anteriores, visto que há compatibilidade entre o tamanho do

sulco e da espécie citotóxica. A interação neste caso dependerá da natureza

química do agente citotóxico e das espécies próximas às cavidades da dupla hélice.

Assim sendo, inclui-se a possibilidade de interações predominantemente iônicas,

além das discutidas anteriormente.56, 57

Outro modo de promover a morte de células tumorais é a clivagem de

DNA. No DNA plasmidial, o qual é bastante usado em experimentos que avaliam o

comportamento de espécies frente ao DNA,58 as fitas estão interagindo de forma que

o DNA está disposto tridimensionalmente como um novelo. Esta disposição das fitas

é denominada de forma I ou superenovelada.59 Há espécies que são capazes de

modificar essa estrutura do DNA, de modo a separar as fitas, ou seja, induzem uma

clivagem do DNA. Portanto, as funções do mesmo são comprometidas. A clivagem

pode resultar na separação de fitas de dois modos: uma forma circular (forma II) ou

linear (forma III),59 as quais podem ser identificadas por eletroforese efetuada em um

gel de agarose, que é um material poroso. Assim, as diferentes formas possuem

diferentes capacidades de passagem pelos poros, tal que a forma I, a

superenovelada, é a que possui maior dificuldade e a forma III, a linear, é a que

possui maior facilidade.

Como parâmetro de identificação das formas é usado o DNA “ladder”,

ilustrado na Figura 12. Nesta, cada linha indica uma porção de DNA com massa

molar específica.60 A partir daí, em comparação com o resultado obtido se identifica

qual forma (I, II ou III) se obtém após interação do composto com o DNA plasmidial.

45

Figura 12 - Eletroforese em gel de agarose, indicando as três formas de DNA plasmidial.

Fonte: o autor.

1.5 Complexos: o centro metálico e os ligantes

Complexos de rutênio constituem uma via alternativa para tratamento de

câncer porque possuem atividade biológica relatada desde a década de 5061-63 e

menor citotoxicidade que complexos de platina, os quais são usados em terapia de

câncer64. Além do que, há complexos de rutênio que já estão em fase clínica (Figura

9) como antitumorais40, 65, 66. Há também complexos polipiridínicos de rutênio que

foram estudados em linhas celulares de tumor humano67 e, como já foi falado, o

complexo cis-[Ru(bpy)2(NO)(SO3)]+ (Figura 7), é um potencial fármaco antitumoral,

por conta de suas propriedades antiangiogênicas.38 Além disso, este complexo é

doador de óxido nítrico, apresenta 50% de conversão nitrosil-nitro em pH elevado11,

o que indica alta quantidade de nitrosilocomplexo em pH fisiológico e inibe

processos inflamatórios68.

Tendo em vista que o complexo cis-[Ru(bpy)2(tu)(NO)]3+, em que tu =

tioureia, tal como aquele expresso na Figura 7, é convertido ao respectivo

nitrocomplexo, à taxa de 50%, em pH elevado (6,5)69. Uma hipótese para estes

valores elevados é a presença enxofre como átomo doador que não se ligam tão

fortemente ao metal, ou seja, compondo ligantes que não sejam moles o suficiente

para serem -retiradores fortes ou simplesmente não o serem, como o caso do

ligante sulfito. Nesse sentido, investigar complexos análogos aos supracitados,

contendo tioamidas coordenadas pode ser interessante.

Essa proposta torna-se mais promissora por conta dos relatos de efeitos

biológicos interessantes que as tioamidas possuem, a saber: i) podem atuar como

antioxidantes, ao reagirem com espécies geradas a partir do estresse oxidativo

causado quando há elevada concentração de hormônios da tireoide70; ii) são

Forma I

Forma III

Forma IIDNA ladder

46

potenciais agentes antiúlcera71; iii) são doadoras de ácido sulfídrico, um hidreto útil

para o tratamento de doenças cardiovasculares72.

47

2 OBJETIVOS

Baseado no exposto anteriormente, foi objetivo deste trabalho, sintetizar e

caracterizar nitrosilocomplexos de rutênio contendo o-fenantrolina (um composto

polipiridínico) e tioamidas (tioureia e tiobenzamida) como ligantes (Figura 13).

Exclusivamente para estes complexos (Figura 14) foram planejados os seguintes

objetivos específicos:

✓ Determinar o pH em que há 50% de conversão nitrosil-nitrocomplexo;

✓ Avaliar o comportamento fotoquímico;

✓ Avaliar a possibilidade de liberação fotoinduzida de óxido nítrico e/ou

HNO;

Figura 13 - Estruturas dos ligantes tioureia (tu) e tiobenzamida (tbz), respectivamente.

Fonte: o autor.

Figura 14 - Estruturas propostas para os nitrosilocomplexos sintetizados neste trabalho: FOR0912, cis-[Ru(phen)2(NO)(tu)]3+, e FOR0912A, cis-[Ru(phen)2(NO)(tbz)]3+.

Fonte: o autor.

48

Posto que para alcançar o objetivo geral, seria preciso sintetizar

complexos análogos com cloreto como ligante (Figura 15), foram planejados

objetivos específicos envolvendo todos os complexos:

✓ Caracterizar por voltametria, espectrometria de massa, análise elementar e

técnicas espectroscópicas (UV-Vis, infravermelho e ressonância magnética nuclear –

1H, 13C BB, 13C DEPT-135, 13C APT, COSY, HMBC e HMQC);

✓ Utilizar os estudos computacionais por DFT para sustentar a caracterização feita;

✓ Investigar a reatividade frente à glutationa reduzida e à L-cisteína;

✓ Avaliar a interação do DNA plasmidial pBR322 com os compostos e o potencial

clivador destes;

✓ Avaliar capacidade vasodilatadora em aortas de rato Wistar;

✓ Avaliar a citotoxicidade frente a células tumorais de glioblastoma humano.

Figura 15 - Estruturas propostas para os clorocomplexos, precursores do nitrosilocomplexos, sintetizados neste trabalho: FOR0212, cis-[Ru(phen)2Cl(tu)]+, e FOR0212A, cis-[Ru(phen)2Cl(tbz)]+.

Fonte: o autor.

49

3 MATERIAIS

Na Tabela 1 encontram-se listadas as substâncias, comercialmente

obtidas, que foram usadas para o desenvolvimento do trabalho, com as respectivas

procedências. Em todos os ensaios químicos, água Mili-Q foi usada.

Tabela 1 - Substâncias comercialmente usadas durante o trabalho.

Substâncias Procedência Pureza

Tioureia Carlo Erba 99%

Tiobenzamida Aldrich. Chem. Co. 98%

Ácido sulfúrico Synth 98%

Nitrito de sódio Synth 97%

Nitrito de sódio FLuka Guarantee 99%

Hidróxido de sódio Cromoline Química Fina 98%

Etanol grau HPLC Tedia 89 a 91%

Acetona Synth 99,5%

Hexafluorofosfato de potássio Alfa Products 98%

Acetonitrila grau HPLC Tedia 99,9%

Metanol grau HPLC Tedia 99,9%

Cloreto de rutênio hidratado Precious Metal Online (PMO) 99%

Dimetilsufóxido Synth 99,9%

1,10-fenantrolina Aldrich 99%

Brometo de potássio grau

espectroscópico

Acros organic 99%

Cloreto de lítio Vetec 98%

Éter dietílico Vetec 99%

Acetona deuterado Cambridge Isotope

Laboratories

_

Dimetilsulfóxido deuterado Cambridge Isotope

Laboratories

_

Perclorato de tetrabutilamonio FLuka Analytical _

Ácido clorídrico Vetec 36,5 a 38%

Clorofórmio Synth 99,8%

N,N-dimetilformamida Vetec _

50

plasmídeo pBR322 (DNA) New England Biolabs Inc. _

D-manitol Sigma-Aldrich 98%

Superóxido Dismutase (SOD) Sigma (Life Science) _

2,2,6,6-tetrametilpiperidina-1-oxilo

(TEMPO)

Aldrich (Chemistry) 99%

Agarose Sigma (Life Science) _

L-cisteína Sigma-Aldrich 99%

Glutationa (GSH) Sigma-Aldrich 99%

Fonte: o autor.

51

4 PROCEDIMENTO EXPERIMENTAL

4.1 Sínteses

Todas as sínteses foram feitas, no mínimo, em triplicata e o rendimento

informado foi uma média dos rendimentos obtidos em cada síntese. Tanto o

procedimento de síntese dos nitrosilocomplexos, quanto dos complexos precursores

foram baseados em complexos análogos.13, 69, 73

4.1.1 Síntese do complexo cis-[Ru(phen)2Cl(tu)]PF6 . H2O (FOR0212)

175 mg (0,329 mmol) de cis-[RuCl2(phen)2] (FOR020) foram adicionados

a 20 mL de uma mistura etanol: água 2:1. O sistema foi mantido sob agitação e

refluxo por 15 min, após os quais 28 mg (0,368 mmol) de tioureia, dissolvidos no

volume mínimo da mistura etanol: água 1:1, foram adicionados à solução do

complexo. Após 3h, o sistema foi mantido apenas sob aquecimento por mais 1 h e

foram adicionados 242 mg (1,289 mmol) de KPF6 dissolvidos em água. A mistura foi

refrigerada e filtrada à vácuo, O sólido obtido foi lavado com 10 mL de água gelada e

15 mL e éter diétilico e seco à vácuo. Rendimento: 87%.

4.1.2 Síntese do complexo cis-[Ru(phen)2(NO)(tu)](PF6)3 . H2O (FOR0912)

170 mg (0,231 mmol) de FOR 0212 foram adicionados a 10 mL de

acetona e mantidos sob atmosfera de argônio por 5 min. Óxido nítrico, gerado a

partir da adição ácido sulfúrico à solução de nitrito de sódio, foi borbulhado por 140

min (Figura 16). Posteriormente, foram adicionados 300 mg (1,60 mmol) de KPF6

dissolvido no mínimo de acetona. O sistema foi refrigerado e submetido à filtração à

vácuo. O filtrado foi rotaevaporado à baixa pressão. Etanol foi adicionado e a

solução foi rotaevaporada novamente à baixa pressão, o sólido obtido foi lavado

com 15 mL de água gelada e, em seguida, seco à vácuo. Rendimento: 55%.

4.1.3 Síntese do complexo cis-[Ru(phen)2Cl(tbz)]PF6 . H2O (FOR0212A)

200 mg (0,376 mmol) de cis-[RuCl2(phen)2] (FOR020) foram adicionados

a 20 mL de uma mistura etanol: água 2:1. O sistema foi mantido sob agitação e

refluxo por 15 min, após os quais 55 mg (0,393 mmol) de tiobenzamida, dissolvidos

no volume mínimo da mistura etanol: água 2:1, foram adicionados à solução do

complexo. Após 3h, o sistema foi mantido apenas sob aquecimento por mais 1 h e

foram adicionados 280 mg (1,506 mmol) de KPF6 dissolvidos em água. A mistura foi

52

refrigerada e filtrada à vácuo, O sólido obtido foi lavado com 10 mL de água gelada e

15 mL e éter diétilico e seco à vácuo. Rendimento: 94%.

Figura 16 - Sistema de síntese dos complexos FOR0912 e FOR0912A. a- solução de ácido sulfúrico 98%; b- solução saturada de nitrito de sódio; c- solução saturada de hidróxido de sódio; d- água

destilada; e- solução do complexo precursor em acetona; : sentido do fluxo do óxido nítrico.

Fonte: o autor.

4.1.4 Síntese do complexo cis-[Ru(phen)2(NO)(tbz)](PF6)3 . H2O (FOR0912A)

175 mg (0,219 mmol) de FOR0212A foram adicionados a 11 mL de

acetona e mantidos sob atmosfera de argônio por 5 min. Óxido nítrico, gerado a

partir da adição ácido sulfúrico à solução de nitrito de sódio, foi borbulhado (Figura

16) por 140 min. Posteriormente, foram adicionados 320 mg (1,70 mmol) de KPF6

dissolvido no mínimo de acetona O sistema foi refrigerado e submetido à filtração à

vácuo. O filtrado foi rotaevaporado à baixa pressão. Etanol foi adicionado e a

solução foi rotaevaporada novamente à baixa pressão, o sólido obtido foi lavado

com 15 mL de água gelada e, em seguida, seco à vácuo. Rendimento: 56%

4.2 Caracterização

Os compostos foram caracterizados através de análise elementar,

espectrometria de massa, técnicas espectroscópicas e eletroquímicas. Os espectros

nas regiões do ultravioleta e visível foram obtidos por meio dos espectrofotômetros:

53

Varian, modelo Cary 5000 UV/Vis-NIR e Hewlett-Packard 8453, nos quais foi usada

uma cubeta de quartzo de caminho ótico de 1 cm, contendo as soluções dos

analitos. Os espectros na região do infravermelho foram obtidos, na faixa de 4000 a

400 cm-1, em um espectrômetro ABB-BOMEN FTLA 2000-102. As amostras foram

preparadas em pastilhas de brometo de potássio (KBr) em grau de pureza

espectroscópico. Anteriormente ao registro dos espectros dos compostos foi

registrado um espectro de uma pastilha de KBr, o qual foi utilizado como branco.

4.2.1 Espectroscopia de ressonância magnética nuclear

Os espectros foram obtidos em solução de dimetilsulfóxido e acetona

ambos deuterados, usando os espectrofotômetros de ressonância magnética

nuclear Bruker de 300 e de 500 MHz.

4.2.2 Análise elementar

Com o objetivo de quantificar rutênio, a metodologia proposta por

Ottaway74 foi usada com modificações. Para isso, foram usados uma lâmpada de

catodo de Ru, uma chama de ar-acetileno e um espectrofotômetro de absorção

atômica por chama modelo AA240FS. As condições experimentais foram as

seguintes: i) corrente de lâmpada: 12 mA; largura espectral da fenda: 0,2 mm;

comprimento de onda: 349,9 nm; altura do queimador: 8 mm abaixo do eixo óptico;

fluxo de acetileno: 2,55 L min-1 e fluxo de Ar: 12,5 L min-1.

Soluções de cloreto de hexaaminrutênio(III) foram usadas para construir a

curva-padrão. Tanto as soluções das amostras quanto as dos padrões continham

5% de uma solução de Cu(II) e Cd(II), para diminuir interferentes e aumentar a

intensidade do sinal de absorção do rutênio. O preparo da referida solução consistiu

na dissolução de 62,7 g de CuSO4.5H2O e 45,1 g de CdSO4.8H2O em 1L de HCl 1,0

mol.L-1.

4.2.3 Espectrometria de Massa

Os dados foram obtidos através de espectrômetro de massa de alta

resolução equipado com uma fonte de ionização por eletrospray por infusão direta

operando no modo positivo ESI(+) – EM, sob as seguintes condições: tensão de

pulverização 3,0 kV; potencial capilar, 30 V; potencial da lente do tubo, 100 V;

temperatura Capilar, 280 ° C, e uma taxa de fluxo de 10 μL min-1. Os dados foram

registados em modo EM completo em ESI (+) utilizando uma faixa de m/z 100 a

54

1700. Os espectros de massa foram o resultado de mais de 10 microscans e

processados através do software Xcalibur. Foram retiradas alíquotas de 1 μL da

amostra e diluídas em 1 mL de acetonitrila. As soluções de amostra foram

preparadas em microtubos de polipropileno (Eppendorf) e injetadas diretamente no

ESI (+)-FT-ICR-EM. Os experimentos foram executados pela professora Davila

Zampieri, no Laboratório ThoMSon de Espectrometria de Massa do Instituto de

Química da Unicamp.

4.2.4 Voltametria cíclica e de pulso diferencial

Para obter as curvas de corrente em função do potencial aplicado, foi

utilizado o potenciostato/galvanostato Bioanalytical Systems, moledo Epsilon-EC-

Ver.2.00.71-USB, conectado a uma célula constituída por três eletrodos: carbono

vítreo, Ag/AgCl e fio de platina, os quais atuam como eletrodos de trabalho, de

referência e auxiliar, respectivamente.

As medidas foram realizadas sob atmosfera de argônio utilizando solução

0,1 mol L-1 de perclorato de tetrabutilamônio (PTBA), como eletrólitito de suporte, em

acetonitrila (MeCN). Nessas condições, ferroceno foi utilizado como referência, de

forma que voltamogramas destes foram registrados paralelamente às medidas feitas

com os compostos deste trabalho.

Também foram feitas medidas em solução aquosa de trifluoroacetato de

sódio (NaTFA) 0,1 mol L-1, pH 4,7 como eletrólito suporte. Neste caso, foi utilizado

como eletrodo de referência o eletrodo de prata/cloreto de prata, contendo solução

de cloreto de potássio 3,5 mol L-1.

4.2.5 Estudos computacionais

Todas as otimizações geométricas foram conduzidas utilizando-se da

Teoria do Funcional da Densidade (DFT) implementada no pacote de bases do

Software Gaussian09 (Gaussian Inc., Wallingford, CT)75. Distâncias de ligação e

frequências vibracionais foram previstas com a utilização do funcional híbrido B3LYP

(restrito). Este funcional usa uma combinação do funcional de troca de três

parâmetros de Becke, B3, com o funcional de correlação com correções de

gradiente fornecidas através dos estudos de Lee, Yang e Parr (LYP) 76-78.

Os elétrons mais internos (eletrons core) - 1s até 4f - foram descritos pelo

Los Alamos National Laboratory, através da utilização da função de base de pseudo-

55

potencial de núcleo efetivo do tipo duplo-ZETA; (LANL2DZ), cuja aplicação serviu

para otimizar e descrever o átomo de Ru. Para a caracterização dos outros átomos

(C, H, N, O e S) utilizou-se a função de base conjunto de base 6-31G(d,p).

A análise vibracional foi realizada quando nenhuma frequência imaginária

foi encontrada indicando que as geometrias optimizadas foram em um mínimo da

superfície de energia potencial.

Os espectros teóricos de infravermelho foram gerados pelo programa

GaussView usando uma largura de banda de 5 cm-1. Baseado nas geometrias de

equilíbrio nos estados fundamental e excitado, a teoria do funcional da densidade

dependente do tempo (TD-DFT) foi aplicada para investigar as propriedades

eletrônicas do estado excitado dos compostos. As energias das excitações verticais

foram determinadas por TD-DFT usando também o funcional e o conjunto misto de

bases supracitados. Foi utilizado o modelo de solvatação contínuo79 "polarizable

continuum model" (PCM), considerando a constante dielétrica da acetonitrila, para

simular o efeito do solvente. As informações sobre energia e contribuição das

transições, energia e a contribuição dos átomos dos orbitais foram analisadas

usando os programas Multiwfn80 e GaussSum 3.081.

Os cálculos computacionais foram desenvolvidos pelo professor Tércio de

Freitas Paulo, junto ao Centro Nacional de Processamento de Alto Desempenho,

CENAPAD, instalado na Universidade Federal do Ceará.

4.2.6 Medidas de conversão nitrosilo-nitrocomplexo

Uma solução de cada complexo (88 mol L-1 para FOR0912 e 69 mol L-1

para FOR0912A) em 2%(v/v) DMSO / HTFA 0,1 mol L-1 foi preparada, o pH medido e

um espectro eletrônico na região do UV-vis registrado. Subsequentemente, foram

adicionadas às soluções dos complexos alíquotas de solução saturada e de solução

de 0,1 mol L-1 de hidróxido de sódio. A cada alíquota adicionada, o pH foi medido e

um espectro eletrônico na região do UV-vis foi registrado. As absorbâncias em 410 e

414 nm (para FOR0912 e FOR0912A, respectivamente) relativas à transferência de

carga metal-ligante nos nitrocomplexos foram determinadas.

4.3 Reatividade

4.3.1 Frente a redutores biológicos

56

A reatividade do complexo precursor cis-[RuCl2(phen)2], dos demais

complexos (FOR0212, FOR0212A, FOR0912 e FOR0912A) e dos ligantes (tioureia

e tiobenzamida) frente à glutationa reduzida e à L-cisteína a 37˚C, em 3%(v/v)

acetonitrila/ trifluoroacetato de sódio 0,1 mol L-1 pH = 4,7 foi acompanhada através

da espectroscopia de absorção molecular nas regiões do UV-vis, por 10 h (GSH) e

por 90 min (Cyst). As razões redutor/composto usadas foram 30, 2 e 1, sendo as

duas últimas apenas para o complexo precursor. À exceção dos nitrosilocomplexos,

também foi efetuado o mesmo estudo em 3%(v/v) acetonitrila/ tampão fosfato 0,1

mol L-1 pH = 7,4, nas mesmas condições acima citadas.

4.3.2 Fotorreatividade

Uma solução 50 mol L-1 do complexo FOR0912 em 3%(v/v) MeCN /

NaTFA 0,1 mol L-1, pH 4,7 foi posta numa cubeta de 1,0 cm de caminho óptico e

irradiada por 210 min com LED azul ( = 450 nm) de potência de 2,2 W, composto

por duas matrizes de dimensões 6x4. A distância entre cada lado translúcido da

cubeta e cada matriz do LED era de 3 mm. Mesmo procedimento, nas mesmas

condições, foi feito com uma solução do complexo FOR0912A. O LED (Figura 17) foi

confeccionado pelo então estudante de doutorado do grupo de pesquisa em

Bioinorgânica da Universidade Federal do Ceará José Marcos Silveira de Carvalho.

Figura 17 - LED azul utilizado nos experimentos de fotorreatividade e fotoliberação.

Fonte: o autor.

4.3.3 Fotoliberação

Uma solução 25 mol L-1 do complexo FOR0912 e do ácido

dietielenotriaminpentaacético (DTPA), contendo cPTIO a 150 mol L-1 em NaTFA

57

0,1 mol L-1 pH = 4,7 foi irradiada por 3 h, a 25˚C com LED azul ( = 450 nm) (Figura

17). Em diferentes tempos, espectros nas regiões do UV-vis foram registrados.

Mesmo procedimento foi realizado usando o complexo FOR0912A e controles sem

cPTIO foram feitos para ambos complexos.

4.4 Dados biológicos

4.4.1 Ensaio de clivagem do DNA

Efetuou-se o ensaio de clivagem do DNA plasmídico pBR322 frente aos

complexos FOR0212, FOR0212A, FOR0912 e FOR0912A, em diferentes

concentrações: 5, 10, 20, 60 e 100 mol L-1, na ausência e na presença de luz. Para

as concentrações que apresentaram melhor eficiência, 20 mol L-1 (para os

complexos precursores) e 60 mol L-1 (para os nitrosilocomplexos), foi realizado o

ensaio frente a GSH (ausência de luz), frente a soluções de cloreto de sódio 150 e

450 mmol L-1 (sob luz - 463 nm) e frente a supressores de radicais (manitol, L-

histidina, TEMPO, superóxido dismutase e cPTIO) (ausência e presença de luz - 463

nm).

Para investigar a clivagem de DNA foram realizadas medidas de

eletroforese usando tampão tris-acetatoetilenodiaminotetraacetato e o DNA

enovelado pBR322 (20 mol L-1 em pares de bases de nucleotídeos). As amostras

foram irradiadas ou incubadas no escuro por 30 min e, em seguida, analisada por

eletroforese de gel de agarose (0,8 %). O gel foi revelado usando o Gel DocTM XR +

System (Biorad), após o mesmo ser corado com brometo de etídio por 1 h.

4.4.2 Vasodilatação

A aorta torácica de ratos Wistar machos (200 – 250 g) sacrificados em

câmara de CO2 foi retirada, segmentada em anéis de 4 mm, isoladas em ganchos de

aço inoxidável e submersa em banho de órgãos de 5 mL contendo solução Krebs-

Henseleit previamente aquecido (37°C) em mistura carbogênica (5%CO2, 95%O2)

conectada a um transdutor de força (SPR-869, Millar Instruments; Houston, TX) sob

a tensão correspondente à massa de 1 g, registrada através de um sistema de

aquisição de dados (PowerLab 8/30, AD Instruments). Fenilefrina (PE,10 µmol L-1)

foi utilizada como agente contraturante. No platô da contração, foram obtidas curvas

de relaxamento concentração-resposta nas doses de 10-12 a 10-5 mol L-1.

58

A partir das supracitadas curvas, verificou-se a concentração cujo efeito

era máximo e o mesmo procedimento foi efetuado com a referida concentração

frente a N-nitro-L-argininametilester (L-NAME), um inibidor da oxidonitricossintetase,

e 1H-[1,2,4]oxadiazol[4,3-a]quinoxalinona (ODQ), um inibidor do grupo heme. Os

experimentos foram feitos pelo estudante Iury Araújo Paz, orientando do professor

Nilberto Robson Falcão do Nascimento, no laboratório de Fisiofarmacologia cardio-

renal, pertecente ao Departamento de Fisiologia e Biomedicina do Instituto Superior

de Ciências Biomédicas da Universidade Estadual do Ceará. Esses experimentos

puderam ser realizados porque foram aprovados pelo Comitê de Ética, conforme

protocolo 2897836/2017 CEU/UECE.

4.4.3 Citotoxicidade

A citotoxicidade dos nitrosilocomplexos foi avaliada frente a duas

linhagens de glioblastoma humano: uma de origem comercial (U87) e outra isolada

no laboratório (GBM02), coordenado pela professora Loraine Campanati de

Andrade, no Instituto de Biomedicina da Universidade Federal do Rio de Janeiro,

onde os experimentos foram realizados.

As células foram incubadas em placas de 96 poços (104 células por poço)

em meio DMEM / F12 (Thermofisher Scientific, EUA) e após 24 h, incubadas na

presença dos compostos (5, 20, 50, 100 e 150 uM) diluídas em DMSO (máximo 3%

de DMSO no meio) e Incubado por 24 h e 48 h. A viabilidade celular foi quantificada

pelo ensaio colorimétrico de corante tetrazólio de MTT para a desidrogenase

mitocondrial.

59

5 RESULTADOS E DISCUSSÃO

5.1 Caracterização

5.1.1 Espectroscopia vibracional na região do infravermelho

As Figuras 18 e 19 ilustram o perfil espectroscópico dos complexos

FOR0212 e FOR0212A na região do infravermelho, respectivamente. Os dados

correlatos às mesmas se encontram na Tabela 2.

Figura 18 - Espectro, na região do IV, do composto FOR0212 em pastilha de brometo de potássio.

2000 1800 1600 1400 1200 1000 800 600 400

25

30

35

40

45

50

55

1425

1625

847

557

Tra

nsm

itânc

ia (

%)

Número de onda (cm-1)

722

Fonte: o autor.

Figura 19 - Espectro, na região do IV, do composto FOR0212A em pastilha de brometo de potássio.

2000 1800 1600 1400 1200 1000 800 600 400

60

62

64

66

68

70

16

30

14

30

83

7

72

8

Tra

nsm

itân

cia

(%)


55

5

Fonte: o autor.

60

Tabela 2 - Números de onda e respectivas atribuições para os clorocomplexos.

Número de onda (cm-1) Atribuição

FOR0212 FOR0212A

557, 847 555, 837 P-F (PF

6

-

)

722 728 C=S

1407 1409 C-Namida

1425 1430, 1458 C=Caromático

1625 1630 C=Naromático

Fonte: o autor.

Baseando-se nas Figuras 18 e 19 e na Tabela 2, é possível inferir que as

tioamidas fazem parte da composição do sólido obtido, visto que há sinais

característicos da frequência de estiramento das ligações C-S e C-Namida. Esta

inferência também é respaldada nos espectros, na região do infravermelho, dos

ligantes Tu e TBz (Figuras 20 e 21; Tabela 3).

Figura 20 - Espectro na região do infravermelho da tioureia em pastilha de brometo de potássio.

2000 1800 1600 1400 1200 1000 800 600 400

40

45

50

16

33

14

06Tra

nsm

itân

cia

(%)


72

7

Fonte: o autor.

61

Figura 21 - Espectro na região do infravermelho da tiobenzamida em pastilha de brometo de potássio.

2000 1800 1600 1400 1200 1000 800 600 400

5

10

15

20

25

30

35

16

22

13

99

Tra

nsm

itânci

a (

%)


73

6

Fonte: o autor.

Tabela 3 - Números de onda e respectivas atribuições para os ligantes Tu e TBz.

Tu TBz

Número de onda (cm-1) Atribuição Número de onda (cm-1) Atribuição

485 (banda larga), 620 (NH2) 634 (NH2)

638 (NCS),

(NCN)

685 (NCS)

----------- ----------- 707, 772 (HCCaromático)

727 C=S 736 C=S

1088 N-C-N 1074 N-C-N

1382, 1406 C-Namida

1399 C-Namida

(NH2)

----------- ----------- 1447, 1490 C=Caromático

1587, 1633 N-H 1622 N-H

Fonte: o autor.

Outro aspecto relevante é que há um pequeno deslocamento dos sinais

associados aos modos vibracionais dessas ligações, após coordenação dos ligantes

62

a Ru(II): a frequência de estiramento da ligação C=S diminui e a da ligação C-N

aumenta. Uma vez que o número de onda e a frequência de estiramento são

diretamente proporcionais à força da ligação, conclui-se que há enfraquecimento da

ligação C=S e fortalecimento da ligação C-N, nos ligantes, quando estes estão

coordenados. Consequentemente, estes dados são indícios de que a coordenação

ao Ru(II) é via átomo de enxofre, tal qual ocorre com complexos de Pd(II) contendo

tioureia82, 83 e o-fenantrolina54. Além disso nos espectros dos complexos há sinais

associados à frequência de estiramento da ligação P – F no íon PF6-. Isso corrobora

a existência de cátion complexo na composição dos sólidos obtidos, o que difere do

complexo precursor cis-[Ru(phen)2Cl2]. Mesma conclusão é obtida a partir dos

espectros de FOR0912 e FOR0912A (Figuras 22 e 23, respectivamente; Tabela 4).

Quanto às ligações C-S e C-N, nota-se que as diferenças entre as

frequências de estiramento nos ligantes e nos nitrosilocomplexos é maior que aquela

observada para os clorocomplexos: o caráter de dupla ligação entre carbono e

nitrogênio é ainda mais acentuado nos complexos contendo o grupo nitrosilo.

Inversamente, nestes complexos, o caráter de dupla ligação entre carbono e enxofre

é menos acentuado. Esta conclusão está em concordância com o observado nos

espectros de ressonância magnética nuclear de carbono-13, nos quais há um

decréscimo significativo do deslocamento químico do carbono ligado ao enxofre

apenas nos complexos contendo o grupo nitrosilo (Tabela 5).

Baseando-se no fato de que o ligante tiobenzamida (Figura 13) possui,

em conjugação com a tiocarbonila, um anel benzênico, que inexiste no ligante

tioureia, onde há dois grupos aminos ligado ao átomo de carbono da tiocarbonila

(Figura 13), esperava-se maior capacidade -receptora da molécula de tiobenzamida

que da molécula de tioureia frente ao Ru(II). Respaldado nessa previsão, a

densidade eletrônica retrodoada para o grupo nitrosilo seria menor no complexo

contendo tiobenzamida (FOR0912A), o que resultaria na ligação mais forte entre

nitrogênio e oxigênio e, consequentemente, na maior frequência de estiramento.

Entretanto, os dados experimentais não corroboram esta previsão (Tabela 4). Assim,

tendo em vista que as duas moléculas de o-fenantrolina estão cis uma em relação à

outra e a existência do anel aromático na tiobenzamida, é possível propor que estes

ligantes, que são volumosos, se repelem, de modo a repercutir na capacidade -

receptora dos ligantes. Daí a frequência de estiramento do grupo nitrosilo ser menor

no composto FOR0912A que no FOR0912.

63

Figura 22 - Espectro, na região do IV, de FOR0912 em pastilha de brometo de potássio.

2000 1800 1600 1400 1200 1000 800 600 400

0

10

20

30

40

50

60

70

71

6

55

7

83

7

14

15Tra

nsm

itãn

cia

(%)


19

32

Fonte: o autor.

Figura 23 - Espectro, na região do IV, de FOR0912A em pastilha de brometo de potássio.

2000 1800 1600 1400 1200 1000 800 600 400

35

40

45

50

55

60

14

28

71

3

55

7

84

0

Tra

nsm

itân

cia

(%

)


19

23

Fonte: o autor.

64

Tabela 4 - Números de onda e respectivas atribuições para os nitrosilocomplexos.

Número de onda (cm-1) Atribuição

FOR0912 FOR0912A

557, 837 557, 840 P-F (PF

6

-

)

716 713 C=S

1038 1018 N-C-N(C)

1415 1428 C-Namida

1438, 1497 1435,1493 C=Caromático

1522, 1548,

1607,1628

1522, 1534,

1607,1633

C=Naromático

1932 1923 N≡O

Fonte: o autor.

Tabela 5 - Deslocamentos químicos de carbono do grupo CS nos ligantes e nos complexos.

Fonte: o autor.

*O espectro de RMN 1H da amostra FOR0212 indica presença de impureza no sólido. Por isso, não

foi informado o valor do sinal atribuído ao átomo de carbono do grupo tiocarbonila.

Os espectros experimentais também mostram semelhança com aqueles

obtidos por cálculos computacionais (DFT), inclusive no que tange às frequências de

estiramento do grupo nitrosil: 1946 (FOR0912) e 1924 cm-1 (FOR0912A), em

contraste com o observado experimentalmente: 1932 (FOR0912) e 1923 cm-1

(FOR0912A). Os resultados de DFT indicam que a frequência imaginária é nula e,

consequentemente, as estruturas foram otimizadas. Além disso, esses mesmos

dados reforçam a formulação proposta para os complexos, tal como representam

bem as diferenças espectroscópicas entre os compostos sintetizados (Figura 24).

Composto* 13C(ppm)

Tu 184,5

FOR0912 137,14

TBz 220,32

FOR0212A 202,93

FOR0912A 130,15

65

Figura 24 - Espectros experimentais (preto) e calculados por DFT (vermelho), dos nitrosilocomplexos na região do infravermelho.

4000 3200 2000 1600 1200 800 400

Experimental

FOR0912A

1523

1507

1500

1522

1547

1584

1607

1959

1637

1932

1939

Teórico

FOR091219

26

Inte

nsid

ade


Fonte: o autor.

5.1.2 Espectroscopia nas regiões do ultravioleta-visível

5.1.2.1 Clorocomplexos

As Figuras 25 e 26 ilustram que os complexos FOR0212 e FOR0212A

absorvem radiação entre 450 e 490 nm em diferentes solventes (acetonitrila,

dimetilsulfóxido e metanol). Posto que há uma pequena variação do máximo de

absorbância com a mudança do solvente (Tabela 6) e considerando-se a potencial

natureza -receptora dos ligantes, à exceção do cloreto que é -doador, pode-se

respaldar a hipótese de que as referidas bandas são de transferência de carga

metal-ligante (TCML). Essa hipótese é endossada através dos cálculos

computacionais, como será discutido posteriormente (Tabelas 10 e 11).

66

Figura 25 - Espectro de absorção na região do UV-vis do complexo FOR0212 a 40 molL-1 em acetonitrila (preto), dimetilsulfóxido (vermelho) e metanol (azul).

300 400 500 600 700

0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5A

bso

rbâ

ncia

Comprimento de onda (nm)

MeCN

DMSO

MeOH

Fonte: o autor.

Figura 26 - Espectro UV-vis do complexo FOR0212A a 40 molL-1 em acetonitrila (preto), dimetilsulfóxido (vermelho) e metanol (azul)

300 400 500 600 700

0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

Ab

so

rbâ

ncia


MeCN

DMSO

MeOH

Fonte: o autor.

67

Tabela 6 – Momento de dipolo e constante dielétrica dos solventes em que os complexos FOR0212 e FOR0212A foram dissolvidos e máximos de absorbância, na região do visível, das soluções.

Solventes (nm) Momento

de dipolo

Constante

dielétrica FOR0212 FOR0212A

Metanol (MeOH) 477 452 1,70 33,00

Acetonitrila (MeCN) 469 455 3,92 36,64

Dimetilsulfóxido (DMSO)) 488 461 3,96 47,24

Fonte: o autor.

Com base na Tabela 6, para o complexo FOR0212A, há um

deslocamento da banda para maiores comprimentos de onda quando são usados

solventes com maior polaridade e constante dielétrica. Entretanto, para o complexo

FOR0212, o máximo de absorção em metanol é num comprimento de onda maior

que em acetonitrila. Essa diferença pode se dar devido ao fato de metanol ser um

solvente polar prótico e o referido complexo conter dois grupos NH2. Assim, o

complexo no estado excitado pode interagir mais fortemente com o solvente, o que

acarretaria em uma energia associada à transição eletrônica menor.

Ao avaliar as Figuras 25 e 26, além das bandas na região do visível,

notam-se um ombro em torno de 320 nm, o qual, a priori, poderia ser inferido como

transição interna do ligante (posto que o ligante phen absorve em 323 nm). As

demais bandas, abaixo de 300 nm (Figura 27), também poderiam ser associadas a

transições intraligantes, já que os ligantes possuem bandas nessa região (Tabela 7),

com contribuição de transições de outra natureza, como será endossado pelos

cálculos computacionais (Tabelas 10 e 11). Para os complexos citados, a

absortividade molar em cada comprimento de onda foi determinada em acetonitrila

(Tabela 8, Apêndices A e B).

68

Figura 27 - Espectros de absorção, nas regiões do UV-vis, dos complexos FOR0212 a 15 molL-1

(preto) e FOR0212A a 90 mol L-1(vermelho), em acetonitrila.

200 300 400 500 600 700

0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

Abso

rbâ

ncia


Fonte: o autor.

Tabela 7 - Máximos de absorbância, em acetonitrila, dos ligantes envolvidos neste trabalho.

Ligante o-fenantrolina Tioureia Tiobenzamida

Máximos de absorção (nm) 230 e 264 221 e 250 217 e 241

Fonte: o autor.

Tabela 8 - Dados espectroscópicos nas regiões do UV-vis: absortividades molares dos complexos FOR0212 e FOR0212A, em acetonitrila, em cada comprimento de onda e respectivos coeficientes de correlação.

FOR0212 FOR0212A

log Ԑ R2 log Ԑ R2

222 4,73 0,9984 225 5,85 0,9904

266 4,77 0,9989 266 5,95 0,9999

290 4,25 0,9979 289 4,61 0,9985

319 3,50 0,9948 319 3,64 0,9940

469 3,98 0,9995 455 4,12 0,9989

Fonte: o autor.

69

5.1.2.2 Nitrosilocomplexos

A presença das bandas abaixo de 300 nm nos espectros dos

nitrosilocomplexos (Figura 28) endossa que os ligantes compõem a esfera de

coordenação do metal. Há também uma banda em 357 nm e um ombro em torno de

450 nm, cujas atribuições serão discutidas posteriormente com os estudos

computacionais. A partir dos espectros em diferentes concentrações, a absortividade

molar em cada comprimento de onda foi determinada em acetonitrila (Tabela 9,

Apêndices C e D).

Figura 28 - Espectros dos complexos FOR0912 (vermelho) e FOR0912A (preto) nas regiões do

ultravioleta, a 10 e 15 molL-1, e do visível (inset), a 140 e 215 molL-1.

200 300 400 500 600 700 800

0,0

0,3

0,6

0,9

400 500 600 700 800

0.0

0.3

0.6

0.9

Ab

so

rvâ

ncia


Abso

rbâ

ncia


Fonte: o autor.

Tabela 9 - Dados espectroscópicos nas regiões do UV-vis: absortividades molares dos complexos FOR0912 e FOR0912A em cada comprimento de onda e respectivos coeficientes de correlação.

FOR0912 FOR0912A

log Ԑ R2 log Ԑ R2

223 4,87 0,9999 225 4,73 0,9883

268 4,78 0,9996 269 4,61 0,9935

357 3,56 0,9951 357 3,37 0,9927

Fonte: o autor.

70

5.1.3 Cálculos computacionais

5.1.3.1 Clorocomplexos

A partir dos cálculos computacionais dos complexos em acetonitrila,

pôde-se obter os espectros teóricos de absorção dos mesmos nas regiões do UV-vis

(Figuras 29 e 30), nos quais as barras azuis correspondem a transições eletrônicas.

A cada banda estão associadas várias transições. Contudo, as que são mais

significativas são aquelas que correspondem ao máximo de absorbância. Em casos

em que há transições, com força do oscilador alta, em comprimentos de ondas

próximos daqueles que correspondem ao máximo de absorbância, também se pode

considerar a contribuição dessa transição. Esta descrição corresponde ao que

ocorre com a banda em 257 nm, que tem contribuição da transição, de maior força

do oscilador, em 252 nm no espectro do complexo FOR0212 (Figura 29) e com a

banda em 425 nm, que tem contribuição da transição, de maior força do oscilador,

em 413 nm no espectro do complexo FOR0212A (Figura 30). Essas transições estão

indicadas com um * nas Figuras 29 e 30.

Cada banda no espectro de absorção tem contribuição de transições

envolvendo os orbitais do composto. Assim, a partir dos espectros calculados, foi

possível fazer uma correspondência destes com os espectros experimentais e se

identificar a transição que mais contribui para cada banda. As Figuras 31 e 32

ilustram esta correspondência e indicam a transição de maior contribuição para cada

banda (representada por *, da mesma cor em que a transição é ilustrada).

71

Figura 29 - Espectro teórico de absorção, nas regiões do UV-vis, para o complexo FOR0212, em que

* indica a transição que possui maior força do oscilador.

200 300 400 500 600

0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

1.2

*


Abso

rbâ

ncia

*

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

Fo

rça

do

oscila

do

r

Fonte: o autor.

Figura 30 - Espectro teórico de absorção, nas regiões do UV-vis, para o complexo FOR0212A, em que * indica a transição que possui maior força do oscilador.

200 300 400 500

0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

1.2

*


Abso

rbâ

ncia

*

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

Fo

rça

do

oscila

do

r

Fonte: o autor.

72

Figura 31 - Espectros de absorção teórico e experimental do complexo FOR0212 em acetonitrila, nas regiões do UV-vis, em que H e L expressam HOMO e LUMO, respectivamente.

200 300 400 500 600

0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

1.2

H-4H-5

*

*

*

*

70%

L+2

11%

LUMO

H-1

Abso

rbân

cia


L+5

57%

H-9

L+3

23%

*

LUMO

36%

Teórico Experimental

33%

H-6

L+3

Fonte: o autor.

Figura 32 - Espectros de absorção teórico e experimental do complexo FOR0212A em acetonitrila, nas regiões do UV-vis, em que H e L expressam HOMO e LUMO, respectivamente.

200 300 400 500 600

0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

1.2

Abso

rbâ

ncia


Experimental Teórico

66%

H-3

L+4

H-1

*

*

*

*

15%

L +2

H-7

L+4

26%

H-2

* L +5

42%

H-5

L+5

51%

Fonte: o autor.

73

Além das transições indicadas com * nas Figuras 31 e 32, que estão em

negrito nas Tabelas 10 e 11, outras transições contribuem em menor percentual

para as bandas apresentadas em cada espectro (Tabelas 10 e 11). Ademais, com

os dados calculados, também se determinou o percentual de contribuição de cada

átomo (Ru e Cl) ou grupo de átomos (o-fenantrolina, tioureia e tiobenzamida) para

os orbitais de fronteira (HOMO e LUMO, ora representados por H e L,

respectivamente) e os mais próximos, envolvidos em transições eletrônicas. Assim,

foram construídas as Figuras 33 e 34, onde, no eixo das ordenadas (y), são

ilustrados os números referentes a cada orbital, de modo que para o complexo

FOR0212 o HOMO e o LUMO correspondem, respectivamente, aos orbitais 130 e

131. Logo, os orbitais H – 4 e L+ 5 designam os orbitais 126 e 136, respectivamente.

Mesmo raciocínio é utilizado na análise da Figura 34 para o complexo FOR0212A.

Tabela 10 - Contribuição das transições calculadas por DFT para a absorção do complexo cis-[Ru(phen)2Cl(tu)]+ (FOR0212) nas regiões do UV-vis.

Comprimento de onda

calculado/experimental

(nm)

Orbitais do

complexo

FOR0212

Contribuição

percentual

Atribuição de

cada transição

219/ 222 H - 4 L + 5 70 phen→phen

252 / 266 H - 2 L + 9 13 Ru →Ru

Ru →phen

257/266* H - 9 L + 3 23 phen→phen

H - 9 L 11

269 / 290 H - 6 L + 3 33 phen→phen

H - 1 L + 7 22 Ru →Tu

H - 8 L + 1 11 Cl →phen

phen→phen

297/319 H - 5 L 36 Tu →phen

phen→phen

H - 3 L + 3 24 Tu →phen

440/469 H - 1 L + 2 57 Ru →phen

H L + 3 24

Fonte: o autor.

*Destaque para a transição que mais contribui para a banda.

74

Figura 33 - Composição percentual dos orbitais de fronteira do complexo FOR0212.

122

124

126

128

130

132

134

136

138

140

0 20 40 60 80 100

Composição (%)

Orb

ital

Mole

cula

r

LUMO

Ru Cl Tu phen

HOMO

Fonte: o autor.

Figura 34 - Composição percentual dos orbitais de fronteira do complexo FOR0212A.

134

136

138

140

142

144

146

148

150

152

154

0 20 40 60 80 100

LUMO

Ru Cl TBz phen

Composição (%)

Orb

ital

Mole

cula

r

HOMO

Fonte: o autor.

75

Tabela 11 - Contribuição das transições calculadas por DFT para a absorção do complexo cis-[Ru(phen)2Cl(tbz)]+ (FOR0212A) nas regiões do UV-vis.

Comprimento de onda


(nm)

Orbitais do

complexo

FOR0212A

Contribuição

percentual

Atribuição de

cada transição

224/ 225 H - 5 L + 5 51 TBz → TBz

phen → phen

257 / 266 H - 7 L + 4 15 phen → TBz

H - 11 L + 2 12 TBz → phen

H - 11 L +3 11

279 / 289 H - 3 L + 4 66 phen → TBz

304/319 H - 1 L + 5 42 Ru →phen

H L + 6 16

413/455 H - 2 L + 2 17 Ru →phen

H - 1 L + 1 12

H - 1 L + 2 13

H L + 4 11 Ru →TBz

425/455* H - 2 L + 2 26 Ru →phen

H L + 3 14

H L+ 7 15 Ru →Ru

H L + 4 18 Ru →TBz

Fonte: o autor.


As bandas do complexo FOR0212, na região do ultravioleta, possuem

natureza intraligante (IL), mas com outras contribuições significativas, excetuando-se

a banda em 222 nm que pode ser classificada como intraligante apenas. As demais

bandas desse complexo na região do ultravioleta possuem contribuição de

transferência de carga metal-ligante (bandas em 266 e 290 nm), d-d (banda em 266

nm); transferência de carga interligante (bandas em 290 e 319 nm).

Diferentemente, para o complexo FOR0212A, apenas a banda em 225

nm tem natureza intraligante, ainda assim com contribuição de transferência de

carga interligante (TCLL). As bandas em 266 e 289 nm são de transferência de

carga interligante, ao passo que o ombro em 319 nm corresponde à transferência de

76

carga metal-ligante (TCML). A diferença nas atribuições muito provavelmente se

deve ao fato da tiobenzamida, tal como a o-fenantrolina, possuir orbitais

associados ao anel benzênico – característica que a tioureia não tem. Assim, em vez

de as transições serem prioritariamente phen → phen, como no complexo com

tioureia, passam a ter contribuição significativa da tiobenzamida (Tabela 11).


Embora existam nitrosilocomplexos que possuam bandas TCML do tipo

*NO d(Ru) na região do ultravioleta 21-24, com base nas Tabelas 12 e 13 e nos

diagramas de contribuição percentual dos orbitais (Figuras 35 e 36), as bandas no

ultravioleta de ambos complexos possuem natureza intraligante, com contribuição de

transferência de carga interligante: todas, exceto a banda em 225 nm do complexo

FOR0912A, que possui contribuição de transferência de carga metal-ligante. A

banda em 357 nm é igualmente atribuída, no caso do complexo com tioureia, mas

no complexo com tiobenzamida é associada a transições do tipo transferência de

carga interligante. Os ombros em 450 nm, por sua vez, são TCLL, em ambos casos.

Do mesmo modo que para os complexos FOR0212 e FOR0212A, os

dados presentes nas Tabelas 12 e 13 foram obtidos a partir dos espectros teóricos

(Figuras 37 e 38) dos complexos FOR0912 e FOR0912A, os quais foram

comparados aos experimentais (Figuras 39 e 40). Estas Figuras indicam a transição

de maior contribuição para cada banda (representada por *, da mesma cor em que a

transição é ilustrada).

77

Tabela 12 - Contribuição das transições calculadas por DFT para a absorção do complexo FOR0912 nas regiões do UV-vis.

Comprimento de onda


(nm)

Orbitais do

complexo

FOR0912

Contribuição

percentual

Atribuição de

cada transição

232/ 223 H L + 10 48 Tu → Tu

phen → Tu

H - 2 L + 10 11 phen → Tu

238/ 223* H L + 8 52 Tu → phen

phen → phen

244/ 223 H - 5 L + 4 13 Tu → phen

H - 8 L + 2 13 phen → phen

H - 6 L + 2 11 Tu → phen

H - 9 L + 2 11 phen → phen

267 / 268 H - 3 L + 7 20 phen → phen

H - 4 L + 5 16 phen → phen

H - 3 L + 6 10

310/357 H L + 5 68 Tu → phen

phen → phen

326/357* H - 2 L + 2 31 phen → phen

H - 1 L + 4 30

H - 2 L + 4 17

334/357 H - 1 L + 2 78 phen → NO

338/357 H L + 3 80 Tu → phen

phen → phen

414/450 H - 4 L + 1 55 phen → NO

H - 4 L 19

426/450 H - 3 L + 1 85 phen → NO

469/450* H - 2 L + 1 87 phen → NO

Fonte: o autor.


78

Tabela 13 - Contribuição das transições calculadas por DFT para a absorção do complexo FOR0912A nas regiões do UV-vis.

Comprimento de onda


(nm)

Orbitais do

complexo

FOR0912A

Contribuição

percentual

Atribuição de

cada transição

245/ 225 H - 10 L + 7 14 phen → phen

H - 8 L + 4 15 Ru → phen

265 / 269 H - 6 L + 5 22 phen → phen

H - 6 L + 7 13 phen → phen

H - 4 L + 6 11 TBz → phen

phen → phen

270/269* H - 5 L + 5 37 phen → phen

H - 12 L 10 phen → NO

281/269 H - 3 L + 6 20 TBz → phen

phen → phen

H - 1 L + 8 12 phen → TBz

TBz → TBz

H - 1 L + 6 11 phen → phen

TBz → phen

H - 2 L + 7 10 TBz → phen

309/357 H - 4 L + 2 49 TBz → TBz

phen → TBz H - 3 L + 2 20

431/450 H - 4 L + 1 45 TBz → NO

phen → NO H - 3 L + 1 17

H - 6 L 13 phen → NO

453/450* H - 2 L + 1 67 TBz → NO

H - 3 L + 1 11 TBz → NO

phen → NO

486/450 H - 1 L + 1 51 phen → NO

TBz → NO

H L +1 18 phen → NO

Fonte: o autor.


79

Figura 35 - Composição percentual dos orbitais de fronteira do complexo FOR0912.

120

122

124

126

128

130

132

134

136

138

0 20 40 60 80 100

Ru NO Tu phen O

rbit

al M

ole

cula

r

Composição (%)

HOMOLUMO

Fonte: o autor.

Figura 36 - Composição percentual dos orbitais de fronteira do complexo FOR0912A.

132

134

136

138

140

142

144

146

148

150

152

0 20 40 60 80 100

Ru NO TBz phen

Orb

ital

Mole

cula

r

Composição (%)

HOMOLUMO

Fonte: o autor.

80

Figura 37 -- Espectro teórico de absorção, nas regiões do UV-vis, para o complexo FOR0912.

250 300 350 400 450 500 550 600

0

20000

40000

60000

80000


Ab

so

rtiv

ida

de

mo

lar

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

Fo

rça

do

os

cila

do

r

Fonte: o autor.

Figura 38 - Espectro teórico de absorção, nas regiões do UV-vis, para o complexo FOR0912A..

250 300 350 400 450 500 550 600

0

20000

40000

60000

80000

100000


Ab

so

rtiv

ida

de

mo

lar

0.00

0.05

0.10

0.15

0.20

0.25

0.30

Fo

rça

do

os

cila

do

r

Fonte: o autor.

81

Figura 39 - Espectros de absorção teórico e experimental do complexo FOR0912 em acetonitrila, nas regiões do UV-vis, em que H e L expressam HOMO e LUMO, respectivamente.

300 400 500 600 700

0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

*

*

*

Abso

rbâ

ncia


Teórico Experimental

HH-2

*

52%

L+1

H-2

L+8

87%

H-3

L+7

20%

L + 2

31%

Fonte: o autor.

Figura 40 - Espectros de absorção teórico e experimental do complexo FOR0912A em acetonitrila, nas regiões do UV-vis, em que H e L expressam HOMO e LUMO, respectivamente.

300 400 500 600 700 800

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

*

**

Ab

so

rbâ

ncia


Experimental Teórico

H-5

37%

L+5

49%

H-4

L+2

L+1

H-2

57%

Fonte: o autor.

82

5.1.4 Espectroscopia de Ressonância Magnética Nuclear

5.1.4.1 Tiobenzamida e tioureia

As Figuras 41 e 42 ilustram os espectros de 13C e DEPT-135 do composto

tbz.

Figura 41 - Espectro de RMN de 13C BB da tiobenzamida (500 MHz, DMSO-d6).

Fonte: o autor.

Figura 42 - Espectro de RMN de 13C DEPT-135 da tiobenzamida (500 MHz, DMSO-d6).

Fonte: o autor.

83

Ao avaliar os espectros 13C BB (Figura 41) e 13C DEPT-135 (Figura 42),

verifica-se que dos cinco sinais presentes no espectro de 13C BB (Figura 41) apenas

os três mais intensos estão presentes no espectro 13C DEPT-135 (Figura 42). Visto

que, a partir deste tipo de espectro (13C DEPT-135), só é possível identificar

carbonos hidrogenados e com base na estrutura do tiobenzamida (Figura 43),

atribuem-se os sinais presentes no DEPT-135 (127,51, 128,42 e 131,58 ppm) aos

átomos de carbonos 17 a 21 (C-17 a C-21).

Devido à sua natureza retiradora de elétrons do anel benzênico, o grupo

tioamidil interfere mais significativamente na densidade eletrônica das posições orto

e para do que meta. Respaldando-se nisso e na intensidade relativa dos sinais no

espectro de 13C BB, infere-se que o sinal em 131,58 ppm é atribuído ao átomo C-19

e aquele em 128,42 ppm aos átomos C-17 e C-21. Logo, o sinal em 127,51 ppm

corresponde aos átomos de carbonos na posição meta ao supracitado grupo: C-18 e

C-20.

Figura 43 - Estrutura da tiobenzamida (tbz).

Fonte: o autor.

Tendo em vista que C-31 está mais próximo ao átomo de enxofre que C-

30, o sinal em 139,93 ppm é atribuído ao C-30 e o sinal em 200,32 ppm é atribuído

ao C-31. Como já se falara estes sinais não aparecem do 13C DEPT-135 (Figura 42)

porque não são hidrogenados.

No espectro de 1H (Figura 44) do mesmo composto, notam-se três sinais,

cujos valores de deslocamento químico e integração estão descritos na Tabela 14.

Baseando-se nos dados de integração e no critério proximidade em relação ao

grupo retirador -CSNH2, os sinais foram associados aos átomos de hidrogênio

(Tabela 14).

84

Figura 44 - Espectro de RMN de 1H da tiobenzamida [(500 MHz, DMSO-d6).

Fonte: o autor.

Tabela 14 - Deslocamentos químicos e integração dos sinais no espectro de 1H do TBz.

Deslocamento químico (ppm) 7,88 7,48 7,40

Integração 2,02 1,00 2,03

Átomo de hidrogênio H-17 e H-21 H-19 H-18 e H-20

Fonte: o autor.

Semelhantemente ao espectro de 13C BB da tiobenzamida (Figura 41), o

espectro da tioureia (Figura 46) possui um sinal em região de elevado deslocamento

químico (184 ppm, Figura 45), o qual é atribuído ao átomo de carbono da

tiocarbonila (C-25). Essa atribuição está em consonância com aquelas feitas para

compostos tiocarbonílicos83.

Figura 45 - Estrutura numerada do ligante tioureia.

Fonte: o autor.

85

Figura 46 - Espectro de RMN de 13C BB da tioureia (500 MHz, DMSO-d6).

Fonte: o autor.

5.1.4.2 Complexo FOR0212A

As Figuras 47 a 49 ilustram, respectivamente as estruturas numeradas

dos clorocomplexos e os espectros uni e bidimensional de 1H do clorocomplexo

contendo tiobenzamida. No espectro COSY estão identificados os prótons correlatos

a cada sinal e, nas proximidades de cada sinal COSY, os prótons que acoplam entre

si. Os valores de deslocamento químico obtidos a partir da análise de ambos

espectros estão na Tabela 15.

Figura 47 - Estrutura numerada do complexo FOR0212A.

Fonte: o autor.

86

Figura 48 - Espectro 1H do complexo FOR0212A (500 MHz, acetona-d6).

Fonte: o autor.

Figura 49 - Espectro COSY do complexo FOR0212A [(500 MHz, acetona-d6).

Fonte: o autor.

9 16

11

14

81

15

13

6

4

12

5

10

17

21

19

7

218

20

3

9/10

15/16

10/11

14/15

7/8 6/72/3

17/18

20/21

18/19

1/2

19/20

4/5

12/13

87

Baseando-se no fato de que a molécula de tiobenzamida possui um

átomo de enxofre e ligações múltiplas, pode-se concluir que essa espécie possui

orbitais de simetria não-ligantes e ligantes. Logo, em potencial, TBz pode atuar

como -receptor de densidade eletrônica. Diferentemente, cloreto, que, quando

coordenado, possui pares de elétrons não-ligantes, além de -doador, é um

potencial -doador. Posto que o-fenantrolina (phen) atua como -receptor frente a

metais como Ru(II), a força dos ligantes possuem a seguinte tendência: phen >TBz>

Cl-. Logo, pode-se inferir que os átomos de hidrogênio vizinhos ao nitrogênio

piridínico de phen trans a TBz (H-9 e H-16) são mais desprotegidos que aqueles do

anel trans ao cloreto (H-1 e H-8). Assim, os dubletos de maior deslocamento químico

(10,36 e 10,13 ppm; Tabela 15) podem ser atribuídos a H-9 e H-16,

respectivamente.

Tabela 15 - Deslocamentos químicos () dos prótons no complexo cis-[RuCl(TBz)(phen)2]+.

Hidrogênio (ppm) Hidrogênio (ppm) Hidrogênio (ppm)

1 8,47 8 8,52 15 8,23

2 7,55 9 10,36 16 10,13

3 7,95 10 8,28 17 7,79

4 8,23 11 8,84 18 7,40

5 8,36 12 8,36 19 7,55

6 8,23 13 8,23 20 7,40

7 7,55 14 8,84 21 7,79

Fonte: o autor.

Posto que os sinais em 10,36 e 10,13 ppm acoplam, respectivamente,

com aqueles em 8,28 e 8,23 ppm, estes foram associados a H-10 e H-15. Estes

átomos, por sua vez, também acoplam com H-11 e H-14, respectivamente. Assim,

com base nos outros dois sinais COSY correlatos aos sinais em 8,28 e 8,23 ppm, o

sinal em 8,84 ppm, de integração 2, foi atribuído a H-11 e H-14. Esta conclusão

coaduna com o fato de os sinais associados a H-10 e H-15 serem dubletos de

dubletos. Quanto ao sinal associado a H-11 e H-14, o fato de o mesmo aparentar ser

um dubleto de dubleto pode estar correlato à semelhança química entre esses

átomos de hidrogênio, o que resulta num colapso dos dubletos. Daí a semelhança

com o dubleto de dubleto.

88

Usando o mesmo critério para a atribuição de H-9 e H-16, e

considerando-se que é esperado que H-8 e H-1 correspondam a dubletos, os sinais

em 8,52 e 8,47 ppm podem corresponder a estes átomos, respectivamente. Posto

que há um sinal COSY intenso indicando acoplamento destes sinais com aquele em

7,55 ppm (integração 3), H-7 e H-2 – vizinhos a H-8 e H-1 – podem ser correlatos a

esse sinal. Assim, o dubleto em 7,95 ppm que acopla com o supracitado sinal, pode

estar associado a H-3 ou H-6 (átomos vizinhos de H-2 e H-7, respectivamente). Uma

vez que há um acoplamento entre os sinais em 8,23 (integração 4) e 7,55 pm e H-3

está num anel piridínico trans ao cloreto, ao passo que H-6 está num anel piridínico

trans a outro, os sinais em 7,95 e 8,23 ppm são correlatos, respectivamente, a H-3 e

H-6.

Em analogia ao espectro de TBz, os sinais de maior campo foram

atribuídos aos hidrogênios deste ligante coordenado. Já que o sinal em 7,40 ppm

(integração 2) acopla tanto com aquele em 7,55 ppm (integração 3) quanto com

aquele em 7,79 ppm (integração 2), os prótons correlatos ao sinal em 7,40 ppm são

vizinhos daqueles correlatos a 7,55 e 7,79 ppm. Assim, H-18 e H-20 são atribuídos

ao sinal em 7,40 ppm, ao passo que H-19 àquele em 7,55 ppm e H-17 e H-21

àquele em 7,79 ppm.

Com base nesta atribuição e em comparação com à feita para o ligante

TBz (Tabela 14), nota-se que no complexo os prótons do anel benzênico de TBz que

estão orto e para ao grupo tioamidil estão mais desprotegidos que no ligante livre.

Diferentemente, para os prótons na posição meta ao grupo tioamidil não há

alteração de deslocamento químico. Estes ilustram que o metal potencializa a

natureza retiradora de elétrons do referido grupo, a qual interfere mais

significativamente em posições orto e para.83 Esta conclusão endossa que

tiobanzamida frente a Ru(II) atua como -receptor.

Ademais o sinal em 8,36 ppm (integração 2), que acopla com aquele em

8,23 ppm (integração 4), pode estar associado a H-12 e H-5, enquanto este sinal é

correlato aos respectivos átomos vizinhos: H-13 e H-4. O perfil do sinal em 8,36

ppm, como falado anteriormente para o sinal em 8,84 ppm, pode ser consequência

de um colapso de dubletos. Este efeito parece interferir também no perfil do sinal em

8,23 ppm, o qual distoa mais ainda do esperado, já que é atribuído a uma

quantidade maior de sinais: além de H-13 e H-4, H-6 e H-15, como já se explicara. A

elucidação estrutural do sólido obtido também foi respaldada nos espectros

89

unidimensionais de 13C (Figuras 50 e 51) e nos espectros bidimensionais de 13C e 1H

(Figuras 52 e 53).

Figura 50 - Espectro de 13C do complexo FOR0212A [(500 MHz, acetona-d6).

Fonte: o autor.

Figura 51 - Espectro APT do complexo FOR0212A [(300 MHz, acetona-d6).

Fonte: o autor.

90

Comparativamente ao espectro de carbono-13 da tiobenzamida (Figura

41), a presença de um sinal em 202,93 ppm no espectro de 13C do complexo indica

a existência deste grupo orgânico na composição do sólido. Esta hipótese é

endossada com a quantidade de sinais no referido espectro, os quais correspondem

a 31 átomos de carbono, evidenciando a coordenação da tiobenzamida ao Ru(II).

Através do espectro de 13C APT (Figura 51) foi possível diferenciar os carbonos

hidrogenados (aqueles cujos sinais estão para cima do eixo x do espectro) dos não

hidrogenados (aqueles cujos sinais estão para baixo do eixo x do espectro). Assim,

foi possível fundamentar que, além dos dois carbonos não-hidrogenados da

tiobenzamida (C-30 e C-31), na composição do composto há mais oito carbonos

deste tipo (Figura 51): quatro de cada o-fenantrolina, o que corrobora para a

formulação proposta. Adicionalmente, associando-se essas informações às

interpretações dos espectros bidimensionais HMBC (Figura 52) e HMQC (Figura 53),

atribuíram-se os picos no espectro de 13C a todos carbonos não-hidrogenados e

hidrogenados, respectivamente

Tabela 16).

No espectro HMBC, cada sinal corresponde a uma correlação entre um

átomo de H e C que distam a partir de duas ligações. Assim, com base na estrutura

do complexo FOR0212A (Figura 47), os átomos C-30 e C-31, por exemplo, se

correlacionam com os átomos H-18 e H-20 e H-17 e H-19, respectivamente, como

ilustrado em destaque na Figura 52. No espectro HMQC, por sua vez,

correlacionam-se os átomos de C e H que estão ligados entre si. Portanto, a partir

da atribuição dos átomos de hidrogênio pode ser feita a dos átomos de carbono,

como ilustrado para C-3, C-17, C-18, C-20 e C-21, na Figura 53.

91

Figura 52 - Espectro HMBC do complexo FOR0212A (500 MHz, acetona-d6).

Fonte: o autor.

Figura 53 - Espectro HMQC do complexo FOR0212A (500 MHz, acetona-d6).

Fonte: o autor.

92

Tabela 16 - Deslocamentos químicos de 13C do complexo FOR0212A.

Carbono (ppm) Carbono (ppm) Carbono (ppm)

1 134,72 12 127,93 23 130,79

2 125,01 13 127,81 24 130,34

3 151,66 14 135,57 25 130,80

4 127,63 15 125,57 26 148,83

5 127,43 16 154,58 27 150,13

6 153,77 17 126,56 28 148,32

7 125,34 18 128,49 29 149,67

8 135,71 19 132,30 30 137,46

9 155,06 20 128,49 31 202,93

10 125,74 21 126,56 _ _

11 135,62 22 130,59 _ _

Fonte: o autor.

5.1.4.3 Complexo FOR0212

A fim de comparar os resultados dos clorocomplexos, o espectro de

ressonância de 1H do complexo FOR0212 foi registrado no mesmo solvente,

acetona. Contudo, embora com base nos dados de espectroscopias nas regiões do

infravermelho e UV-vis, e nos dados de voltametria, não houvesse indicativos de

impureza, o espectro ilustra que a amostra não está pura ou que há reação com

solvente deuterado (Figura 54).

Por conta disso, várias tentativas de purificação do sólido foram feitas, de

modo que não se obtiveram mudanças nas caracterizações. Por conta disso,

considerou-se a possibilidade de reação com solvente. Assim, reenviou-se o sólido

para a análise por espectroscopia de RMN ser feita em outro solvente que o

composto era solúvel: DMSO (Figura 55). Posto que não se obteve um espectro que

indicasse pureza, as demais técnicas de ressonância não foram utilizadas para a

caracterização do composto.

93

Figura 54 - Espectro 1H do complexo FOR0212 (500 MHz, acetona-d6).

Figura 55 - Espectro 1H do complexo FOR0212 (500 MHz, DMSO-d6).

Fonte: o autor.


A atribuição dos sinais nos espectros de 1H dos nitrosilocomplexos

(Figuras 56 a 58, Tabela 17) foi feita de modo semelhante ao descrito para o

complexo FOR0212A: com base nos respectivos COSY (Figuras 59 e 60). Nestes

casos, diferentemente do FOR0212A, considerou-se a intensa natureza -receptora

94

do grupo nitrosil, de modo que se admitiu que os prótons do anel piridínico trans a

este grupo eram os mais desprotegidos.

Figura 56 - Estruturas numeradas dos complexos FOR0912 e FOR0912A.

Fonte: o autor.

Tabela 17 - Deslocamentos químicos (ppm) de 1H dos compostos FOR0912 e FOR0912A.

FOR0912


1 9,87 7 8,6 13 7,78

2 8,6 8 9,46 14 7.73

3 8,5 9 9,84 15 8,55

4 9,05 10 8,6 16 9,34

5 7,9 11 8,5 - -

6 8,31 12 9,05 - -

FOR0912A


1 9,87 8 9,46 15 8,61

2 8,61 9 9,84 16 9,34

3 8,50 10 8,61 17 7,73

4 9,05 11 8,50 18 7,78

5 9,05 12 8,55 19 9,05

6 8,31 13 8,50 20 7,90

7 8,61 14 7,90 21 8,31

Fonte: o autor.

95

Figura 57 - Espectro de 1H do complexo FOR0912 (500 MHz, DMSO-d6).

Fonte: o autor.

Figura 58 - Espectro de 1H do complexo FOR0912A [(500 MHz, DMSO-d6).

Fonte: o autor.

96

Figura 59 - Espectro COSY do complexo FOR0912 [(500 MHz, DMSO-d6).

Fonte: o autor.

Figura 60 - Espectro COSY do complexo FOR0912A [(500 MHz, DMSO-d6).

Fonte: o autor.

97

Os sinais presentes nos espectros de 13C BB (Figuras 61 a 65) foram

atribuídos com o auxílio dos espectros unidimensionais de 13C DEPT-135

98

Figura 66), 13C APT e nos bidimensionais de 13C e 1H: HMBC (Figuras 64 e 68) e

HMQC (Figuras 63 e 67). Do mesmo modo que foi feito para o complexo FOR0212A,

13C DEPT-135, em cujo espectro só aparecem os sinais associados a carbonos

hidrogenados, e 13C APT foram usados para identificar átomos de carbonos

hidrogenados e não-hidrogenados. HMQC foi útil para identificar, a partir da

atribuição dos átomos de hidrogênio, os átomos de carbono diretamente ligados a

estes (Tabela 18), e HMBC para atribuir átomos de carbono distantes mais de duas

ligações dos átomos de hidrogênio já atribuídos. Esta última técnica foi bastante útil

para identificar cada um dos átomos de carbono não-hidrogenados (Tabela 18). Nas

Figuras 64 e 68, há indicações que destacam as correlações entre os átomos de

hidrogênio e os de carbono não-hidrogenados.

Figura 61 - Espectros de 13C do complexo FOR0912 (500 MHz, DMSO-d6) em diferentes faixas.

Fonte: o autor.

99

Figura 62 - Espectro DEPT 135 do complexo FOR0912 (500 MHz, DMSO-d6).

Fonte: o autor.

Figura 63 - Espectro HMQC do complexo FOR0912 [(500 MHz, DMSO-d6).

Fonte: o autor.

100

Figura 64 - Espectro HMBC do complexo FOR0912 [(500 MHz, DMSO-d6).

Fonte: o autor.

Figura 65 - Espectro de 13C do complexo FOR0912A [(500 MHz, DMSO-d6).

Fonte: o autor.

101

Figura 66 - Espectro DEPT 135 do complexo FOR0912A (500 MHz, DMSO-d6).

Fonte: o autor.

Figura 67 - Espectro HMQC do complexo FOR0912A (500 MHz, DMSO-d6).

Fonte: o autor.

102

Figura 68 - Espectro HMBC do complexo FOR0912A (500 MHz, DMSO-d6).

Fonte: o autor.

Ao avaliar os espectros de carbono dos nitrosilocomplexos e os dados da

Tabela 18, nota-se que, diferentemente dos respectivos ligantes (tioureia e

tiobenzamida – Figuras 41 e 46), não há sinal entre 180 e 205 ppm (Figuras 61 e

65). Além disso, nos espectros de RMN de 13C BB dos complexos, o átomo de

carbono diretamente ligado ao enxofre (C-25 e C-31, respectivamente) possui

deslocamentos químicos de 137,14 e 130,15 ppm para FOR0912 e FOR0912A

(Tabela 18). Diferentemente, nos espectros de RMN de 13C BB dos ligantes tioureia

e tiobenzamida, o sinal associado ao referido átomo de carbono aparece em 184,50

e 200,32 ppm (C-25 e C-31, respectivamente).

Posto que nos referidos ligantes, a ligação entre C e S é dupla, o

decréscimo do deslocamento químico, no caso dos supracitados complexos, indica

um decréscimo da natureza de dupla ligação. Assim, estes dados indicam que esses

ligantes se coordenam ao Ru(II) pelo átomo de enxofre e atuam como -receptores

frente a este centro metálico.

Estas conclusões foram também tiradas a partir das estruturas otimizadas

por DFT para os complexos FOR0912 e FOR0912A, segundo as quais o

comprimento da ligação entre os átomos de C e S aumenta significantemente ao

103

passo que a ligação entre C e N tem uma certa redução após a coordenação ao

centro metálico (Tabela 19). Isto implica que, para estes complexos, após a

coordenação, em ambos complexos a interação dos átomos de C e S possui caráter

de ligação simples.

Tabela 18 - Deslocamentos químicos (ppm) de 13C dos compostos FOR0912 e FOR0912A.

FOR0912


1 155,19 10 128,37 19 144,04

2 128,83 11 128,83 20 146,74

3 129,12 12 142,48 21 132,07

4 142,78 13 127,42 22 131,33

5 127,77 14 150,54 23 143,91

6 153,41 15 128,75 24 145,61

7 128,79 16 143,26 25 137,14

8 143,66 17 132,42 _ _

9 154,19 18 131,55 _ _

FOR0912A


1 154,76 12 128,49 23 146,39

2 142,95 13 128,49 24 143,68

3 128,79 14 128,04 25 142,10

4 143,33 15 128,49 26 132,11

5 142,95 16 142,41 27 129,63

6 128,49 17 150,07 28 131,22

7 128,49 18 127,10 29 129,39

8 143,60 19 133,03 30 131,03

9 153,04 20 127,75 31 130,15

10 128,72 21 153,74 _ _

11 128,42 22 145,25 _ _

Fonte: o autor.

104

No que concerne aos complexos precursores FOR0212 e FOR0212A,

com base nos cálculos computacionais, o grupo tiocarbonila possui comprimento de

ligação maior que no respectivo ligante e menor que no nitrosilocomplexo

correspondente: 173 e 169 pm para FOR0212 e FOR0212A, respectivamente. Isto

indica maior caráter de dupla ligação nestes complexos que em FOR0912 e

FOR0912A. Esta conclusão converge com o fato de nos espectros de 13C dos

clorocomplexos haver sinal na região entre 180 e 205 ppm, mesma região onde

aparece sinal nos espectros dos ligantes.

No que tange à ligação C-N do grupo tioamidil, embora a diferença entre

os comprimentos de ligação seja menor, é observado o mesmo comportamento: 134

e 133 pm para FOR0212 e FOR0212A, respectivamente. Isso reforça que à medida

que a ligação C-N fica mais curta no grupo tiocarbonila os átomos ficam mais

afastados.

Tabela 19 - Comprimentos médios84, 85 e otimizados por DFT das ligações CS e CN para os complexos e os ligantes tioureia e tiobenzamida.

Ligação Comprimento de ligação (pm)

Tu

FO

R0212

FO

R0912

Tbz

FO

R0212A

FO

R0912A

sim

ple

s

dupla

CS 167 173 175 166 169 173 182 160

CN 136 134 133 135 133 133 147 129

Fonte: o autor.

5.1.5 Análise elementar

As porcentagens de carbono, nitrogênio, hidrogênio e rutênio nos

nitrosilocomplexos indicam que há um mol de molécula de água de hidratação para

cada mol de complexo: cis-[Ru(NO)(L)(phen)2](PF6)3 . H2O. Mesma conclusão se

obteve para o complexo precursor FOR0212A (Tabela 20).

105

Tabela 20 - Porcentagens dos elementos C, H, N e Ru nos nitrosilocomplexos.

Elemento %calculado (%experimental)

FOR0212A FOR0912 FOR0912A

C 46,71 (46,45) 29,42 (29,80) 34,43 (34,95)

N 8,79 (8,85) 9,61 (9,73) 7,77 (7,86)

H 3,16 (3,18) 2,17 (2,20) 2,33 (2,35);

Ru * 9,90 (9,78) 9,34 (9,35)

* Não foi determinada.

Fonte: o autor.

5.1.6 Espectrometria de massa

A partir dos espectros de massa do complexo FOR0212A (Figura 70 a

72), foi possível atribuir os sinais com padrão isotópico de Ru (Figura 69) às

estruturas ilustradas nas Figuras 73 a 76. Os dados calculados e experimentais e os

respectivos erros, expressos em parte por milhão, estão na Tabela 21.

Figura 69. Padrão isotópico do rutênio.

Fonte: o autor.

Figura 70 - Espectro de massa ESI(+) do complexo FOR0212A. Íons detectados: m/z 272,0475 e 289,5390.

Fonte: o autor.

01 #130-131 RT: 1.59-2.15 AV: 2 NL: 1.35E4T: FTMS + p ESI Full ms [200.00-1000.00]

260 265 270 275 280 285 290 295 300 305 310

m/z

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

120

Rel

ativ

e A

bund

ance

274.2743

289.5387

290.5393

272.0471

288.0395

302.3056

270.5480275.2776 286.5404

282.2794262.2379 310.3107269.0487 303.3090279.1593

291.5371

306.2642300.2900268.0278263.2412 293.9100

276.2811

260.8903

106

Figura 71 - Espectro de massa ESI(+) do complexo FOR0212A. Íon detectado: m/z 573,0202.

Fonte: o autor.

Figura 72 - Espectro de massa ESI(+) do complexo FOR0212A. Íon detectado: m/z 724,0421.

Fonte: o autor.

Tabela 21 - Valores de m/z e respectivos erros e atribuições para o complexo FOR0212A.

Notação (acima)

Fórmula (abaixo)

Estrutura m/z

calculado

m/z

experimental

Erro

(ppm)

M – tbz – Cl + 2 NCCH3

[Ru(phen)2(NCCH3)2]2+

Figura 73

272,0475 272,0471 1,47

M – Cl – C6H5 + NH2 + NCCH3

[Ru(phen)2(tu)(NCCH3)]2+

Figura 74 289,5390 289,5387 1,04

M – C6H5 + NH2

[Ru(phen)2(tu)Cl]+

Figura 75 573,0202 573,0205 0,52

M – Cl – C6H5 + NH2 + NCCH3+

PF6

{[Ru(phen)2(tu)(NCCH3)]PF6+}

Figura 76 724,0421 724,0418 0,41

Fonte: o autor.


560 565 570 575 580 585 590 595 600

m/z

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

Re

lative

Ab

un

da

nce

573.0205

575.0216

572.0218

570.0221

568.5671578.0703

577.0188 580.0714567.0238584.5621

556.5307 596.5985559.0511 585.5656 593.0432581.0746 587.9936 597.6017561.0439 566.0338


710 712 714 716 718 720 722 724 726 728 730 732 734 736 738 740 742

m/z

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

110

120

Re

lative

Ab

un

da

nce

724.0427

726.0438

723.0439

721.0444

727.0471718.0460

720.0437728.0508710.2634 714.8987 716.6168 734.9552712.7764 737.0681 742.4235732.1545 740.1119

107

A partir dos valores de erro indicados na Tabela 21, as propostas de

formulação estão adequadas já que o erro é menor que 5 ppm. O sinal m/z 272,0470

corresponde ao complexo formado a partir da substituição, na esfera de

coordenação, das moléculas do solvente utilizado, acetonitrila, pelos ligantes

monodentados: cloreto e tiobenzamida. Assim, formou-se um cátion divalente

Figura 73); proposta esta coerente com a separação de m/z 0,5 entre os picos,

peculiar de íons divalentes.

Figura 73 - Estrutura do complexo [Ru(phen)2(NCCH3)2]2+.

Fonte: o autor.

Mesma característica é observada no padrão isotópico associado ao sinal

m/z 289,5390. Neste caso, propõe-se a saída do ligante cloreto, além de se notar a

fragmentação do ligante tiobenzamida formando a tioureia. Para tanto, como a

fragmentação da tiobenzamida com perda do grupo benzil e do grupo amino é

relatada 86, duas moléculas de tiobenzamida podem fragmentar gerando uma

molécula de tioureia coordenada (Figura 74). Estes resultados fundamentam que

ambos ligantes estão coordenados via átomo de enxofre, tal como já fora

fundamentado por outras técnicas.

Figura 74 - Estrutura do complexo [Ru(phen)2(tu)(NCCH3)]2+.

Fonte: o autor.

108

A referida proposta de fragmentação do ligante tiobenzamida, contudo

sem perda do ligante cloreto, é fundamentada com a presença do sinal m/z

573,0205 no espectro do complexo. No padrão isotópico que contém este sinal a

distância entre os picos corresponde ao m/z 1, o que indica existência de cátions

monovalentes. Isto corrobora com a formulação do composto expresso na Figura 75.

Figura 75 - Estrutura do complexo [Ru(phen)2(tu)Cl]+.

Fonte: o autor.

Ademais, o sinal m/z 724,0418 é atribuído ao aduto (Figura 76) formado

entre o ânion monovalente hexafluorofosfato e o cátion divalente

[Ru(phen)2(tu)(NCCH3)]2+ expressos na Figura 74. Nessa situação, o aduto é um

cátion monovalente, o que está coerente com a diferença entre picos m/z 1,

observada no padrão isotópico que contém esse sinal.

Figura 76 - Estrutura do complexo {[Ru(phen)2(tu)(NCCH3)]PF6}+.

Fonte: o autor.

Os sinais m/z 272,0470, 289,5390 e 724,0418, correspondentes às

estruturas representadas, respectivamente, nas Figuras 73, 74 e 76, também se

encontram nos espectros dos nitrosilocomplexos (Figuras 77 a 80). Portanto, a

109

origem destes sinais já foi anteriormente discutida, salvaguardando as distinções

entre o complexo FOR0212A e os nitrosilocomplexos.

Nas Figuras 79 e 80 há também um sinal m/z 689,0588, que, tal como

aquele em m/z 724,0418, corresponde a um aduto catiônico monovalente (Figura

81) resultante da associação do ânion monovalente hexafluorofosfato com um cátion

complexo divalente – aquele que contém duas moléculas de o-fenantrolina e duas

de acetonitrila coordenadas ao metal (Figura 73). Também neste caso, a proposta

de cátion monovalente está coerente com a separação entre os picos m/z 1,

observada no padrão isotópico que contém esse sinal.

Figura 77 - Espectro de massa ESI(+) do complexo FOR0912. Íons detectados: m/z 272,0475 e 289,5390.

Fonte: o autor.


Fonte: o autor.

02 #49 RT: 1.52 AV: 1 NL: 2.68E5T: FTMS + p ESI Full ms [200.00-1000.00]

268 270 272 274 276 278 280 282 284 286 288 290 292 294 296 298 300

m/z

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

Re

lativ

e A

bu

nd

an

ce

272.0470

273.0475

274.2741271.5476

289.5385271.0469270.5478

290.5390289.0391

269.0486288.5384275.0070

276.0076 286.5402 291.0407284.2948279.0934276.5092 297.0249291.5369267.5258 282.2793 294.0635 299.0705


268 270 272 274 276 278 280 282 284 286 288 290 292 294 296 298 300

m/z

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

Re

lativ

e A

bu

nd

an

ce

274.2741

289.5385

272.0470

290.5390273.0475 289.0391

271.5476

288.0393270.5478

275.2775284.2949

286.5401269.0486291.0407

279.1591 285.4786300.2898291.5368276.2809 282.4802 298.5269280.7249 295.1829

110

Figura 79 - Espectro de massa ESI(+) do complexo FOR0912. Íons detectados: m/z 689,0591 e 724,0421.

Fonte: o autor.


Fonte: o autor.

Figura 81 - Estrutura do complexo {[Ru(phen)2(NCCH3)2]PF6}+.

Fonte: o autor.

Mesma característica também é notada no padrão isotópico associado ao

sinal m/z 561,0431, apenas no espectro do complexo FOR0912 (Figura 82) Este

sinal é atribuído ao complexo resultante da perda do grupo nitrosil e fragmentação

do ligante tioureia formando o ligante tiocianato (Figura 83). Assim, é perceptível que

todos os sinal indicam liberação do grupo nitrosil, tal qual o observado para outros


680 685 690 695 700 705 710 715 720 725 730 735 740

m/z

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

Rel

ativ

e A

bund

ance

689.0588

691.0599

688.0600

687.0587

724.0418

726.0428692.0633683.0620723.0429

694.9789718.0452 727.0462701.5102 708.2642 735.0640 738.6096711.0448680.4804


680 685 690 695 700 705 710 715 720 725 730 735 740 745 750

m/z

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

Rel

ativ

e A

bund

ance

689.0588

691.0598724.0418

688.0600

686.0604

726.0428723.0429

722.0416

683.0619692.0633

718.0450

727.0460708.2643 732.5047716.5519698.4990 744.5592737.4803

694.2163

748.4051706.6934 709.2587

111

nitrosilocomplexos.87-89 Os dados referentes exclusivamente aos nitrosilocomplexos

se encontram na Tabela 22.

Figura 82 -. Espectro de massa ESI(+) do complexo FOR0912. Íon detectado: m/z 561,0435.

Fonte: o autor.

Figura 83 - Estrutura do complexo [Ru(phen)2(SCN)(NCCH3)]+.

Fonte: o autor.

Tabela 22. Valores de m/z e respectivos erros e atribuições exclusivamente para os complexos FOR0912 e FOR0912A.

Notação

Fórmula

Estrutura m/z

calculado

m/z

experimental

Erro

(ppm)

M – L – NO + 2 NCCH3 + PF6

{[Ru(phen)2(NCCH3)2]PF6}+

Figura 81 689,0591 689,0588 0,44

M – L – NO – NH4 + NCCH3

{[Ru(phen)2(SCN)(NCCH3)]+}

Figura 83 561,0435 561,0431 0,71

Fonte: o autor.

5.1.7 Voltametria

5.1.7.1 Em meio orgânico (acetonitrila)

As Figuras 84 e 85 ilustram as curvas de corrente em função do potencial

aplicado ao eletrodo de carbono vítreo em contato com as soluções dos complexos


554 556 558 560 562 564 566 568 570 572 574 576 578 580 582

m/z

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

Re

lativ

e A

bu

nd

an

ce

561.0431

563.0442

560.0444

568.5664

559.0430

562.0465

571.9962555.0464 569.5698556.5301564.0476

570.9975 573.9974553.0191 578.0698575.9564580.0708566.5508 572.9994554.0318

565.0510

112

FOR0212 e FOR0212A, em acetonitrila, usando perclorato de tetrabutilamônio 0,1

mol L-1 como eletrólito. A partir dessas curvas foi determinado o potencial de meia-

onda (E1/2). Uma vez que as medidas em meio orgânico dependem do preparo do

eletrólito e do eletrodo de referência, necessitou-se registrar o voltamograma do

ferroceno e expressar os dados versus ferroceno (Fc+/Fc) (Tabela 23).

Figura 84 - Voltamograma cíclico do eletrodo de carbono vítreo a 100 mV s-1 em 0,1 mol L-1 de PTBA em MeCN contendo o complexo FOR0212.

-0.4 -0.2 0.0 0.2 0.4 0.6

-20

-10

0

10

20

30

I(A

)

E (V vs Fc+/Fc)

Fonte: o autor.

Figura 85 - Voltamograma cíclico do eletrodo de carbono vítreo a 100 mV s-1 em 0,1 mol L-1 de PTBA em MeCN contendo o complexo FOR0212A.

-0.4 -0.2 0.0 0.2 0.4 0.6

-40

-20

0

20

40

60

I (

A)

E (V vs Fc+/Fc)

Fonte: o autor.

113

Tabela 23 – Energia dos orbitais de fronteira, determinados por DFT, e potenciais de meia-onda dos processos envolvendo o centro metálico e o grupo nitrosil nos complexos sintetizados neste trabalho.

E1/2 vs Ag/AgCl

(V)

E1/2 vs Fc+/Fc

(V)

Energia do orbital*

(eV)

Fc + 0,56 0 ----

FOR0212 + 0,78 + 0,22 -5,61 (HOMO)

FOR0212A + 0,95 + 0,39 -5,67 (HOMO)

FOR0912 + 0,31 -0,25 -4,51 (LUMO)

FOR0912A + 0,32 -0,24 -4,50 (LUMO)

*Determinada pelos cálculos computacionais

Fonte: o autor.

Com base na faixa de potencial (entre +0,6 e +1 V vs Ag/AgCl) de

complexos semelhantes contendo cloreto, 2,2-bipiridina e outros ligantes -

receptores69, 73, as ondas presentes nos voltamogramas (Figuras 84 a 89) dos

complexos são associadas a processos redox envolvendo o centro metálico

(Equação 1). Além disso, constata-se que há convergência entre a diferença nos

valores de potenciais e as energias dos orbitais moleculares ocupados de mais alta

energia (HOMO) dos complexos: o complexo FOR0212A possui potencial de

oxidação mais positivo, o que indica maior dificuldade em ser oxidado, e possui o

HOMO de mais baixa energia (Tabela 23), o que corrobora com a menor tendência

em ser oxidado, quando comparado ao complexo FOR0212.

Equação 1. Processo redox envolvendo o centro metálico nos clorocomplexos (L= tioureia ou tiobenzamida) nos complexosexo FOR0212 e FOR0212A.

Fonte: o autor.

Nos voltamogramas cíclicos dos complexos FOR0912 (Figura 90) e

FOR0912A (Figura 91), há um par de sinais em torno de -240 mV versus ferroceno,

os quais são associados a processos redox envolvendo o grupo nitrosil, em analogia

a outros complexos contendo ligantes piridínicos7, 11, 22, 90. Os potenciais redox de

ambos complexos são semelhantes e estão coerentes com os valores próximos de

energia dos orbitais moleculares desocupados de mais baixa energia – LUMO -

(Tabela 23). Ademais, quando comparado ao íon complexo cis-[Ru(NO)(Tu)(bpy)2]3+

(E1/2 = -276 mV vs Fc), FOR0912 tem maior facilidade em ser reduzido; fato

114

provavelmente decorrente da maior capacidade de retrodoação da o-fenantrolina

(phen), em comparação ao ligante 2,2’-bipiridina (bpy).

Figura 86 - Voltamograma de pulso diferencial do eletrodo de carbono vítreo solução: 0,1 mol L-1 de PTBA em MeCN, contendo o complexo FOR0212. Curva anódica. Eletrólito suporte v = 5 mV s-1.

0.0 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0

0

4

8

12

I (

A)

E (V vs Ag/AgCl)

Fonte: o autor.

Figura 87 - Voltamograma de pulso diferencial do eletrodo de carbono vítreo solução: 0,1 mol L-1 de PTBA em MeCN, contendo o complexo FOR0212. Curva catódica. Eletrólito suporte v = 5 mV s-1.

0.2 0.4 0.6 0.8 1.0

-16

-12

-8

-4

0

I (

A)

E (V vs Ag/AgCl)

Fonte: o autor.

115

Figura 88 - Voltamograma de pulso diferencial do eletrodo de carbono vítreo solução: 0,1 mol L-1 de PTBA em MeCN, contendo o complexo FOR0212A. Curva anódica. Eletrólito suporte v = 5 mV s-1.

0.0 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0

0

20

40

60

80I (

A)

E (V vs Ag/AgCl)

Fonte: o autor.

Figura 89 - Voltamograma de pulso diferencial do eletrodo de carbono vítreo solução: 0,1 mol L-1 de PTBA em MeCN, contendo o complexo FOR0212A. Curva catódica. Eletrólito suporte v = 5 mV s-1.

0.0 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0

-72

-60

-48

-36

-24

-12

0

I (

A)

E (V vs Ag/AgCl)

Fonte: o autor.

116

Figura 90 - Voltamograma cíclico do eletrodo de carbono vítreo em presença do complexo FOR0912. Eletrólito suporte: 0,1 mol L-1 de PTBA em MeCN. v = 100 mV s-1.

-0,6 -0,4 -0,2 0,0 0,2 0,4

-20

-15

-10

-5

0

5

10

15

I (

A)

E (V vs Fc+/Fc)

Fonte: o autor.

Figura 91 - Voltamograma cíclico do eletrodo de carbono vítreo em presença do complexo FOR0912A. Eletrólito suporte: 0,1 mol L-1 de PTBA em MeCN. v = 100 mV s-1.

-0,6 -0,4 -0,2 0,0 0,2 0,4 0,6 0,8

-5

0

5

I (

A)

E (V vs Fc+/Fc)

Fonte: o autor.

117

Para respaldar que as ondas observadas nas Figuras 90 e 91 se referem

a processos centrados no grupo nitrosil, avaliou-se a reatividade de FOR0912 frente

à azida, um redutor do grupo nitrosil25 (Figura 92).

Figura 92 - Voltamograma cíclico do eletrodo de carbono vítreo em presença do complexo FOR0912, a 100 mV s-1, em PTBA/MeCN 0,1 mol L-1, na ausência (preto) e na presença de azida de sódio (azul).

-0,9 -0,6 -0,3 0,0 0,3 0,6

-30

-20

-10

0

10

20

30

Cu

rren

t (

A)

E (V vs Fc+/Fc)

Fonte: o autor.

De acordo com a Figura 92, após adição de azida ao meio, há

desaparecimento de um par de ondas em torno de -0,25 V vs Fc+/Fc, o que respalda

a hipótese de que essas ondas são associadas a processos redox envolvendo o

grupo nitrosil. Há também surgimento de outro em torno de +0,43 V vs Fc+/Fc. Este

último pode ser associado aos processos redox RuIII/II (onda catódica) e RuII/III (onda

anódica) no produto de solvólise, cis-[Ru(MeCN)(Tu)(phen)2]2+ (Equação 2). Este

composto, em analogia a outros produtos de solvólise gerados a partir de

nitrosilocomplexos11, 26, 69, 90, 91, foi formado após a redução do grupo nitrosil pela

azida e subsequente coordenação da molécula do solvente, acetonitrila (Equação 3).

Equação 2. Processo redox envolvendo o centro metálico no produto de solvólise do complexo FOR0212 em acetonitrila.

Fonte: o autor.

118

Equação 3. Representação da reação de substituição da molécula de óxido nítrico pela de acetonitrila.

Fonte: o autor.

5.1.7.2 Em meio aquoso

Tendo em vista as pretensas aplicações biológicas dos complexos, tal

como a possibilidade de solvólise, após redução do grupo nitrosil, como verificado

em meio orgânico, a reatividade eletroquímica frente à azida foi avaliada também em

meio aquoso, em solução aquosa 5%(v/v) MeCN/NaTFA 0,1 mol.L-1 pH = 4,7 (Figura

93). A escolha deste valor de pH foi baseada no fato de ser notado um perfil

característico dos nitrosilocomplexos neste pH. Em valores maiores de pH já se nota

a influência, mesmo que ínfima, dos nitrocomplexos.

Figura 93 - Voltamograma de pulso diferencial do eletrodo de carbono vítreo em presença do complexo FOR0912 (curva preta) frente à azida, em diferentes tempos. Curvas catódicas. Eletrólito suporte: 5%(v/v) MeCN / NaTFA 0,1 mol.L-1 pH = 4,7. v = 5 mV s-1. Em destaque: curva de corrente em E = + 0,1 V (onda c2) em função do tempo.

-0,3 0,0 0,3 0,6 0,9

-4

-3

-2

-1

c4c1c1c3

c1

c20 500 1000 1500 2000 2500 3000

1,5

2,0

2,5

3,0

3,5

4,0

4,5

I(A

)

Tempo (s)

I (

A)

E (V vs Ag/AgCl)

c1

Fonte: o autor.

Após adição de azida há decréscimo das intensidades das ondas

catódicas em +0,1 (c2) e -0,16 V (c1), e surgimento de ondas em +0,56 (c3) e +0,8 V

(c4). Após quinze minutos, o sinal em +0,56 V (c3) diminui de intensidade ao passo

119

que aquele em potencial mais positivo (c4) continua aumentando. Isso indica

dependência entre os processos eletroquímicos associados a essas ondas (c3 e c4).

Além disso, os sinais em + 0,1 (c2) e - 0,16 V (c1) desaparecem após 60 s, o que

pode indicar a inexistência do grupo nitrosilo na composição do produto formado.

Isso porque, em analogia a outros nitrosilocomplexos25, essas ondas podem ser

atribuídas à redução do grupo nitrosilo e do óxido nítrico coordenados (Esquema 1).

A partir dos valores de corrente associada à onda em +0,1 V, construiu-se uma

curva cinética (Figura 93 – em destaque), cujo decréscimo de corrente indica

diminuição da concentração de espécie eletroativa na superfície do eletrodo.

Esquema 1 - Processos redox envolvendo o grupo NO coordenado.

Fonte: o autor.

No intuito de compreender que outros fenômenos estavam ocorrendo,

foram registrados nas mesmas condições voltamogramas de pulso diferencial do

complexo precursor (FOR0212) na ausência e na presença de azida (Figura 94), por

duas horas. Verificou-se que na ausência de azida há apenas uma onda em + 0,48

V (c’3) e quando a solução desta substância é adicionada à solução do complexo,

esta onda diminui e surge outra em + 0,7 V (c’4), a qual aumenta de intensidade com

o tempo. Portanto, o complexo precursor FOR0212 reage com azida.

Tendo em vista que neste complexo cloro se apresenta no estado de

oxidação mínimo e não há relatos de complexos estáveis contendo Ru(I) e/ou o-

fenantrolina reduzida, propõe-se que há reação entre a tioureia coordenada e azida.

Posto que na reação entre o nitrosilocomplexo FOR0912 e azida há

surgimento de uma onda em + 0,56 V, a qual decresce com o tempo à medida que

surge outra em + 0,8 V (Figura 93), estas ondas podem ser atribuídas a RuIII/II no

aquocomplexo, resultante liberação do óxido nítrico gerado da redução do grupo

nitrosil, e no aquocomplexo contendo tioureia oxidada (tuoxi) (Esquema 2),

respectivamente. Os processos análogos associados ao complexo FOR0212 (Figura

94) estão representados no Esquema 3.

120

Figura 94 - Voltamograma de pulso diferencial do eletrodo de carbono vítreo em presença do complexo FOR0212 (curva preta) frente à azida, em diferentes tempos. Curvas catódicas. Eletrólito suporte: 5%(v/v) MeCN / NaTFA 0,1 mol.L-1 pH = 4,7. v = 5 mV s-1.

-0,2 0,0 0,2 0,4 0,6 0,8 1,0

-16,0

-14,0

-12,0

-10,0

-8,0

-6,0

-4,0

-2,0

c'4

I (

A)

E (V vs Ag/AgCl)

c'3

Fonte: o autor.

Esquema 2 - Processos redox envolvendo o centro metálico nos aquocomplexos formados.

Fonte: o autor.

Esquema 3 - Processos redox envolvendo o centro metálico nos clorocomplexos associados à reatividade do complexo FOR0212 (Figura 94).

Fonte: o autor.

Tendo em vista que água é um ligante mais forte que cloreto, espera-se

que os potenciais de redução do metal em um aquocomplexo sejam maiores que no

clorocomplexo análogo. Esta previsão corrobora o observado para os complexos

[Ru(phen)2(OH2)(tu)]2+ - ERuIII/II = +0,56 V - gerado após liberação do óxido nítrico

(Equação 4), e [Ru(phen)2Cl(tu)]+ (FOR0212) – ERuIII/II = +0,48 V.

121

Equação 4. Representação da reação de substituição da molécula de óxido nítrico pela de água.

Fonte: o autor.

A hipótese de que a tioureia reage com a azida é também endossada

pelos resultados expressos na Figura 95, que ilustra que as ondas associadas aos

processos de redução centrados em cada espécie (molécula de tioureia e íon azida)

não aparecem no voltamograma em presença da mistura. Isto sugere ocorrência de

reação química entre as substâncias citadas. Além disso, ondas catódicas são

observadas em torno de +1000 mV e +5 mV nas curvas associadas a azida e

tioureia, respectivamente. Esses dados indicam que a azida tende a oxidar a

tioureia. Daí serem feitas as propostas ilustradas nos Esquemas 2 e 3, envolvendo a

tioureia oxidada.

Tendo em vista que o mesmo comportamento observado para o

nitrosilocomplexo com tioureia foi observado para o respectivo composto com

tiobenzamida (Figura 96), as atribuições feitas são aplicáveis ao complexo

FOR0912A.

Figura 95 - Voltamograma de pulso diferencial do eletrodo de carbono vítreo em presença de tioureia (curva preta), de azida (curva azul) e da mistura de tioureia e azida (curva vermelha). Eletrólito suporte: 5%(v/v) MeCN / NaTFA 0,1 mol.L-1 pH = 4,7. v = 5 mV s-1. Curvas catódicas.

-0,3 0,0 0,3 0,6 0,9 1,2

-12

-10

-8

-6

-4

-2

I (

A)

E (V vs Ag/AgCl)

Fonte: o autor.

122

Figura 96 - Voltamograma de pulso diferencial do eletrodo de carbono vítreo em presença do complexo FOR0912A (curva preta) frente à azida, em diferentes tempos. Curvas catódicas. Eletrólito suporte: 5%(v/v) MeCN / NaTFA 0,1 mol.L-1 pH = 4,7. v = 5 mV s-1. Em destaque: curva de corrente em E = + 0,1 V (onda c2) em função do tempo.

-0,3 0,0 0,3 0,6 0,9

-2,5

-2,0

-1,5

-1,0

c4c3

c2 0 300 600 900 1200 1500 1800

1 ,2

1 ,4

1 ,6

1 ,8

2 ,0

2 ,2

2 ,4

2 ,6

I (

A)

T em po (s )

I (

A)

E (V vs Ag/AgCl)

Fonte: o autor.

5.1.8 Conversão nitrosilo-nitrocomplexo

Complexos contendo o grupo nitrosil podem ser convertidos nos

respectivos nitrocomplexos na presença de íons hidroxila, como pode ser

representado, para o sistema em questão, na Equação 5. Baseado nisto, a variação

espectral foi monitorada à medida que o pH da solução era modificado (Figuras 97 e

98).

Equação 5. Representação da conversão nitrosilo-nitrocomplexo.

Fonte: o autor.

O surgimento da banda em 410 e 414 nm, nos espectros dos complexos

FOR0912 e FOR0912A, respectivamente, indicam formação dos respectivos

nitrocomplexos. Essa afirmativa se baseia em complexos análogos que possuem

bandas de transferência de carga do tipo (bpy, NO2-)*d(Ru), nesta região do

visível11, 69, 91-93.

123

Figura 97 - Monitoramento da variação espectral do complexo FOR0912, a 90 mol L-1, em diferentes

pH.

400 500 600 700

0,0

0,3

0,6

0,9

Ab

so

rbâ

ncia


Fonte: o autor.

Figura 98 - Monitoramento da variação espectral do complexo FOR0912A, a 70 mol L-1, em

diferentes pH.

300 400 500 600 700

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

Ab

so

rbâ

ncia

Compeimento de onda (nm)

Fonte: o autor.

A partir dos valores de absorbância no comprimento de onda em que os

nitrocomplexos absorvem (410 e 414 nm), curvas de pH em função da absorbância

neste comprimentos de onda foram construídas (Figuras 99 e 100) para determinar

o pH em que há metade da conversão: pH = 8,0 para FOR0912 e pH 6,5 para

124

FOR0912A: Estes valores indicam que ambos complexos são promissores para

aplicação biológica porque ambos possuem pKa próximo do pH fisiológico (7,4), o

que significa que neste pH há uma quantidade significativa de nitrosilocomplexo.

Figura 99 - Curva de pH em função da absorbância em 410 nm para o complexo FOR0912.

2 4 6 8 10

0.25

0.30

0.35

0.40

0.45

0.50

0.55

Abso

rbân

cia

pH

Fonte: o autor.

Figura 100 - Curva de pH em função da absorbância em 414 nm para o complexo FOR0912A.

2 4 6 8 10

0,25

0,30

0,35

Abso

rbâ

ncia

pH

Fonte: o autor.

125

Além disso, vale ressaltar que foi usada solução de ácido trifluoroacético

porque este possui pKa = 0,23.94 Deste modo, a conversão foi deste ácido na

respectiva base conjugada não interfere nos resultados expressos nas Figuras 97 a

100.

5.2 Reatividade

5.2.1 Reatividade frente a tióis

Glutationa reduzida (GSH) e L-cisteína são redutores biológicos95 e são

fontes de ácido sulfídrico: glutationa reduzida reage com componentes sulfurados do

alho 96 e L-cisteína reage com ariltioamidas. Além do que, GSH e L-cisteína reduzem

nitrosilocompostos a óxido nítrico27 e nitroxil (HNO)38. Assim, é indispensável

considerar as hipóteses de geração de ácido sulfídrico, óxido nítrico e/ou nitroxil, a

partir da reação entre os supracitados redutores biológicos e os nitrosilocomplexos,

já que estes contêm tanto o grupo nitrosil quanto o grupo tioamidil na composição.

Associado a isto, há relatos de reação entre ácido sulfídrico e óxido nítrico,97-99 o que

torna mais salutar ainda o entendimento da reatividade desses compostos. Logo,

baseando-se nessas informações, foi avaliada a reatividade dos ligantes (tioureia e

tiobenzamida) e de todos os complexos sintetizados neste trabalho frente aos tióis.

5.2.1.1 Frente à glutationa reduzida em pH = 7,4

As Figuras 101 e 102 ilustram a reatividade da glutationa reduzida frente

aos ligantes tioureia e tiobenzamida em solução tampão fosfato 0,1 mol L-1, pH =

7,4. Nessas Figuras são observados o deslocamento da banda em torno de 205 nm

para maior comprimento de onda com aumento significativo da intensidade da

mesma, o surgimento de uma banda em 302 nm e aumento da intensidade das

bandas em 240 e 250 nm (para Tu e TBz, respectivamente). Essas alterações

espectrais talvez se devam ao ataque nucleofílico da glutationa reduzida

desprotonada (GS-) ao carbono da tiocarbonila, gerando uma imina e o íon

hidrogenossulfeto (Esquema 4), a partir do qual pode-se gerar ácido sulfídrico.

126

Figura 101 - Alteração espectral do ligante tioureia (10 mol L-1), frente a GSH a 37˚C em solução tampão fosfato 0,1 mol L-1, pH = 7,4, por 10 h, na razão GSH/composto = 30. inset: recorte do espectro com destaque para a banda em 302 nm e a variação da absorbância em função do tempo.

200 240 280 320 360 400

0,0

0,3

0,6

0,9

1,2

1,5

1,8

2 8 0 3 2 0 3 6 0 4 0 0

0 ,0 0

0 ,0 5

0 ,1 0

0 ,1 5

0 1 0 0 2 0 0 3 0 0 4 0 0 5 0 0 6 0 0

0 ,0 0

0 ,0 2

0 ,0 4

0 ,0 6

0 ,0 8

0 ,1 0

Ab

so

rbâ

nc

ia

T e m p o (m in )

Ab

so

rbâ

nc

ia

C o m p rim e n to d e o n d a (n m )

Abso

rbâ

ncia


Fonte: o autor.

Figura 102 - Alteração espectral do ligante tiobenzamida (10 mol L-1), frente a GSH a 37˚C em solução tampão fosfato 0,1 mol L-1, pH = 7,4, por 10 h, na razão GSH/composto = 30. inset: recorte do espectro com destaque para a banda em 302 nm e a variação da absorbância em função do tempo.

200 240 280 320 360 400

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

240 280 320 360 400

0,00

0,05

0,10

0,15

0,20

0 100 200 300 400 500 600

0,04

0,06

0,08

0,10

0,12

0,14

0,16

0,18

0,20

Ab

so

rbâ

nc

ia

Tem po (m in)

Ab

so

rbâ

nc

ia


Ab

so

rbâ

ncia


Fonte: o autor.

127

Esquema 4 - Possível mecanismo de formação de hidrogenossulfeto a partir de tioamidas.

Fonte: o autor.

A proposta de mecanismo ilustrada no Esquema 4 é fundamentada no

mecanismo de formação de H2S a partir dos componentes sulfurados do alho.

Segundo este, GSH interage com o carbono diretamente ligado ao enxofre; no caso

dos ligantes em questão, tratar-se-ia do carbono da tiocarbonila.96 Além disso,

conforme a literatura GSH ataca nucleofilicamente carbono de iminas.100 Daí a

proposta feita. Contudo, para que este seja consolidado seriam necessários outros

experimentos, a exemplo da detecção de ácido sulfídrico, que, conforme a literatura

é feita por amperometria, com um detector seletivo a esta espécie.72 Se o

mecanismo expresso no Esquema 4 for o correto, a banda que surge em torno de

300 nm deve estar associada à imina formada. Com a intenção de checar se os

clorocomplexos FOR0212 e FOR0212A apresentavam comportamento semelhante

ao dos ligantes, foi feito o mesmo experimento nas mesmas condições (Figuras 103

e 104).

Diferentemente dos ligantes, no espectro do complexo com tioureia

(FOR0212) não há surgimento de banda em 240 e 300 nm. Com o composto

FOR0212A, se verificou surgimento de uma banda em 290 nm, a qual deve estar

correlata à formada em 302 nm, ilustrada no espectro do ligante tiobenzamida

(Figura 102). A diferença entre os dois complexos talvez esteja associada ao fato de

o grupo amino, em tioamidas, ser doador de elétrons, ao passo que o grupo fenil é

retirador. Assim, o átomo de C da tiocarbonila da tioureia coordenada possui menor

capacidade eletrofílica que o respectivo da tiobenzamida. Embora esse raciocínio

seja aplicável também à situação em os ligantes estão livres, o dado experimental

sugere o ataque nucleofílico nestes, o que reforça a influência do centro metálico

para os resultados serem distintos.

128

Figura 103 - Alteração espectral do complexo FOR0212 (10 mol L-1), na região do ultravioleta, frente a GSH a 37˚C em solução tampão fosfato 0,1 mol L-1, pH = 7,4, por 10 h, na razão GSH/complexo = 30.

200 300 400 500 600

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

Abso

rbâ

ncia


Fonte: o autor.

Figura 104 - Alteração espectral do complexo FOR0212A (10 mol L-1), na região do ultravioleta, frente a GSH a 37˚C em solução tampão fosfato 0,1 mol L-1, pH = 7,4, por 10 h, na razão GSH/complexo = 30.

200 300 400 500 600

0.0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0.7

0.8

0.9

1.0

Abso

rbâ

ncia


Fonte: o autor.

129

Figura 105 - Alteração espectral do complexo FOR0212 (50 mol L-1), na região do ultravioleta, frente a GSH a 37˚C em solução tampão fosfato 0,1 mol L-1, pH = 7,4, por 10 h, na razão GSH/complexo = 30.

300 400 500 600 700

0,0

0,2

0,4

0,6

0 100 200 300 400 500

0,32

0,34

0,36

0,38

0,40

0,42 451 nm

420 nm

Ab

so

rbâ

ncia

Tempo (min)

Ab

so

rbâ

ncia


Fonte: o autor.

Figura 106 - Alteração espectral do complexo FOR0212A (50 mol L-1), na região do ultravioleta, frente a GSH a 37˚C em solução tampão fosfato 0,1 mol L-1, pH = 7,4, por 10 h, na razão GSH/complexo = 30.

300 400 500 600 700

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

0 100 200 300 400 500

0,50

0,55

0,60

0,65

0,70

0,75

0,80

0,85

Ab

so

rbâ

nc

ia

Tem po (m in)

Ab

so

rbâ

ncia


Fonte: o autor.

130

Na região do visível, por sua vez, há deslocamento das bandas de

transferência de carga metal ligante para a região de maior energia: de 450 para 420

nm (Figura 105) e de 442 para 408 nm (Figura 106) para FOR0212 e FOR0212A,

respectivamente. Esse deslocamento pode ser decorrente da formação do complexo

com a imina coordenada.

Outra possibilidade, já que GSH está em excesso, é a ocorrência de

reação de substituição do cloreto pela glutationa reduzida. Esta molécula pode se

ligar ao metal através do átomo de enxofre, visto que este átomo se liga a centros

ácidos de Lewis como o átomo de nitrogênio do grupo nitrosil.101 O referido átomo de

enxofre, por possui orbitais d vazios, tende a formar ligações mais fortes com o

Ru(II) do que o cloreto, que pode atuar como -doador frente a este centro metálico.

Isso justificaria o deslocamento hipsocrômico observado. Contudo, tal como foi

explicado para o mecanismo, para constatar a composição da substância formada, é

preciso experimentos adicionais, a exemplo do isolamento e caracterização do

composto formado.

Os experimentos com os respectivos nitrosilocomplexos não puderam ser

feitos nessas condições porque a quantidade de nitrocomplexo existente já é tal que

há surgimento da banda em 410 nm – tal como ilustrado nas Figuras 97 e 98 – de

modo que não seria possível avaliar o comportamento do nitrosilocomplexo. Por

conta disso, a reatividade frente a GSH foi feita em pH mais baixo – 4,7 – inclusive

para os precursores e os ligantes.

5.2.1.2 Frente à glutationa reduzida em pH =4,7

Diferentemente do observado para os ligantes em pH = 7,4, não há

surgimento da banda em torno de 300 nm, quando o experimento é feito em pH =

4,7 (Figuras 107 e 108). Esse resultado reforça a hipótese do ataque nucleofílico ao

carbono da tiocarbonila, já que em pH menor (4,7) haverá maior quantidade de

GSH, em relação a GS-, do que em pH 7,4. Logo, a velocidade da reação é menor e

como os experimentos foram feitos no mesmo intervalo de tempo (10 h), em pH

menor não é notada a formação da banda em 300 nm.

Todavia, o deslocamento da banda em torno de 205 nm aumento

significativo da intensidade da mesma ocorre, independente do pH, o que pode

sugerir que o mesmo processo está ocorrendo em diferentes valores de pH. Essa

alteração espectral na região do ultravioleta, após adição de glutationa reduzida, é

131

também observada quando esta substância é adicionada à solução de cada

clorocomplexo (Figuras 109 e 110). Isso pode indicar que a reação ocorrida no

ligante também pode ocorrer quando o mesmo está coordenado.

Figura 107 - Alteração espectral do ligante tioureia (10 mol L-1), frente a GSH a 37˚C em solução de NaTFA 0,1 mol L-1, pH = 4,7, por 10 h, na razão GSH/composto = 30.

200 220 240 260 280 300

0.0

0.3

0.6

0.9

Ab

so

rbâ

ncia


Fonte: o autor.

Figura 108 - Alteração espectral do ligante tiobenzamida (10 mol L-1), frente a GSH a 37˚C em solução de NaTFA 0,1 mol L-1, pH = 4,7, por 10 h, na razão GSH/composto = 30.

200 240 280 320 360 400

0.0

0.3

0.6

0.9

Ab

so

rbâ

ncia


Fonte: o autor.

132

Figura 109 - Alteração espectral do complexo FOR0212 (10 mol L-1), na região do ultravioleta, frente a GSH a 37˚C em solução de NaTFA 0,1 mol L-1, pH = 4,7, por 10 h, na razão GSH/complexo = 30.

200 250 300 350 400

0.0

0.3

0.6

0.9

1.2

Ab

so

rbâ

ncia


Fonte: o autor.

Figura 110 - Alteração espectral do complexo FOR0212A (10 mol L-1), na região do ultravioleta, frente a GSH a 37˚C em solução de NaTFA 0,1 mol L-1, pH = 4,7, por 10 h, na razão GSH/complexo = 30.

200 300 400 500 600 700

0.0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0.7

0.8

Abso

rbâ

ncia


Fonte: o autor.

As alterações notadas na banda em 205 nm para os ligantes e para o

complexo FOR0212 em pH = 4,7 e pH = 7,4 são também notadas para o complexo

FOR0212A em pH = 4,7, em presença de GSH. Na região do visível, porém, ambos

133

complexos exibem as mesmas variações daquelas observadas em pH 7,4:

deslocamento da banda de transferência de carga metal ligante de 450 para 420 nm

(Figura 111) e de 442 para 408 nm (Figura 112) para FOR0212 e FOR0212A,

respectivamente. Portanto, as propostas de reação em pH = 4,7 são as mesmas

discutidas para os experimentos em pH = 7,4.

Figura 111 - Alteração espectral do complexo FOR0212 (50 mol L-1), na região do visível, frente a GSH a 37˚C em solução de NaTFA 0,1 mol L-1, pH = 4,7, por 10 h, na razão GSH/complexo = 30.

300 400 500 600 700

0.0

0.1

0.2

0.3

0.4

Ab

so

rbâ

ncia


Fonte: o autor.

Figura 112 - Alteração espectral do complexo FOR0212A (50 mol L-1), na região do visível, frente a GSH a 37˚C em solução de NaTFA 0,1 mol L-1, pH = 4,7, por 10 h, na razão GSH/complexo = 30.

300 400 500 600 700

0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

Ab

so

rbâ

ncia


Fonte: o autor.

134

No que tange aos nitrosilocomplexos, como pode ser visto nas Figuras

113 e 114, há alteração do perfil do espectro após adição de GSH. Estes dados

estão em conformidade com a informação de que os potenciais de redução dos

complexos (+0,31 e +0,30 V versus ENH para FOR0912 e FOR0912A,

respectivamente) são suficientes para estes serem reduzidos por GSH (+0,12 V

versus ENH95).

Figura 113 - Alteração espectral do complexo FOR0912 (50 mol L-1) frente a GSH a 37˚C em solução de NaTFA 0,1 mol L-1, pH = 4,7, por 10 h, na razão GSH/complexo = 30.

300 400 500 600

0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

Abso

rbâ

ncia


383

420450

Fonte: o autor.

Após 30 s de adição de GSH à solução dos complexos, surge uma banda

em torno de 450 nm, a qual decresce de intensidade, à medida em que surge um

par de bandas em torno de 380 e 420 nm. Isto significa que a reação ocorre no

mínimo em duas etapas, mas difere do relatado para os complexos cis-

[Ru(bpy)2(L)(NO)]n+, em que L = SO32-, ImN,27 Cl-, MeCN101 e n varia de 1 a 3, a

depender de L. Nestes casos, a reação ocorre em três etapas: i) ataque nucleofílico

da base conjugada do tiol (RS-) ao grupo nitrosil, formando o primeiro intermediário,

um nitrosotiol; ii) ataque nucleofílico de outra base conjugada do tiol (RS-) ao átomo

de nitrogênio do grupo nitrosotiol do primeiro intermediário; iii) liberação do tiol

oxidado e formação do aquocomplexo.

135

Figura 114 - Alteração espectral do complexo FOR0912A (50 mol L-1) frente a GSH a 37˚C em solução de NaTFA 0,1 mol L-1, pH = 4,7, por 10 h, na razão GSH/complexo = 30.

350 400 450 500 550 600

0,00

0,05

0,10

0,15

0,20

0,25

0,30

0,35

0,40

453A

bso

rbâ

ncia


418384

Fonte: o autor.

Do ponto de vista espectral, há semelhanças entre o observado para

estes complexos e aqueles já relatados27 , visto que em todos casos inicialmente há

surgimento de uma banda entre 450 e 470 nm, a qual decresce à medida que surge

outra entre 380 e 390 nm. Contudo, o surgimento de outra banda em 450 e 500 nm,

à medida que decresce aquela em torno de 390 nm, descrito pela literatura27, 101, não

é observado para os complexos sintetizados nesse trabalho. No intuito de obter

dados propositivos de um mecanismo e tendo por base que uma das hipóteses a ser

considerada é a liberação de óxido nítrico e formação de complexo com GSH

coordenado, o mesmo experimento foi feito com o complexo precursor cis-

[RuCl2(phen)2] frente a GSH na proporção de 1:1 (Figura 115). Assim, seria viável

avaliar a possibilidade de substituição de um dos cloretos pela GSH.

Comparando-se os espectros finais após reatividade do complexo cis-

[RuCl2(phen)2] e dos nitrosilocomplexos (Figuras 113 e 114) com GSH, nota-se um

perfil parecido: uma banda em 383 nm mais intensa que aquela em 420 nm, o que

sugere formação do mesmo produto. Então, considerando-se a composição química

de cada complexo, propôs-se que, independente de processos redox envolvendo

GSH, o grupo nitrosil e o ligante L, como glutationa reduzida está em excesso, há

possibilidade desta substituir o fragmento NO e o ligante L na esfera de

coordenação do metal.

136

Figura 115 - Alteração espectral do complexo cis-[RuCl2(phen)2] (50 mol L-1), frente a GSH a 37˚C em solução de NaTFA 0,1 mol L-1, pH = 4,7, por 10 h, na razão GSH/complexo = 1.

350 400 450 500 550 600 650

0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

Ab

so

rbâ

ncia


420384

Fonte: o autor.

No caso do complexo precursor cis-[RuCl2(phen)2], a existência de dois

pontos isosbésticos sugere a substituição de um dos átomos de cloro, seguida da

substituição do outro átomo de cloro. Portanto, a proposta é de atuação da

glutationa reduzida como ligante bidentado, já que este tem mais de um centro

básico de Lewis.

5.2.1.3 Frente à L-cisteína a pH =4,7

Frente à L-cisteína, o mesmo comportamento é observado para os

nitrosilocomplexos (Figuras 116 e 117) e para o complexo cis-[RuCl2(phen)2] (Figura

118) em pH = 4,7. Sendo assim, a proposta feita para a reatividade com GSH é

válida para a reatividade com L-cisteína. Todavia, as reações com este aminoácido

foram bem mais rápidas que com GSH: ao passo que as medidas com este

aminoácido foram realizadas em 1,5 h, as com GSH foram em 10 h. Essa diferença

de tempo para alcançar o mesmo perfil espectral pode ser atribuída ao fato de L-

cisteína ser uma molécula menor que GSH (Figura 4), o que facilitaria o ataque

nucleofílico seja ao grupo nitrosil (nos nitrosilocomplexos), seja ao átomo de carbono

da tiocarbonila (nos nitrosilo e nos clorocomplexos – Figuras 119 e 120), seja ao

Ru(II) (no complexo precursor cis-[RuCl2(phen)2]). No experimento com FOR0212 e

FOR0212A, notam-se variações no máximo de absorbância de 444 para 421 nm e

137

443 para 420 nm (Figuras 119 e 120), respectivamente. Sendo assim, as alterações

são semelhantes às observadas frente a GSH, nas mesmas condições.

Figura 116 - Alteração espectral do complexo FOR0912 (50 mol L-1) frente a L-cisteína a 37˚C em solução de NaTFA 0,1 mol L-1, pH = 4,7, por 1,5 h, na razão L-cisteína/complexo = 30.

300 400 500 600

0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

Abso

rbâ

ncia


388

423

455

Fonte: o autor.

Figura 117 - Alteração espectral do complexo FOR0912A (50 mol L-1) frente a L-cisteína a 37˚C em solução de NaTFA 0,1 mol L-1, pH = 4,7, por 1,5 h, na razão L-cisteína/complexo = 30.

300 400 500 600

0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

Abso

rbâ

ncia


388

420

448

Fonte: o autor.

138

Figura 118 - Alteração espectral do complexo cis-[RuCl2(phen)2] (50 mol L-1), frente a L-cisteína a 37˚C em solução de NaTFA 0,1 mol L-1, pH = 4,7, por 1,5 h, na razão L-cisteína/complexo = 1.

350 400 450 500 550 600 650

0,00

0,05

0,10

0,15

0,20

0,25A

bso

rbâ

ncia


420389

Fonte: o autor.

Figura 119 - Alteração espectral do complexo FOR0212 (50 mol L-1) frente a L-cisteína a 37˚C em solução de NaTFA 0,1 mol L-1, pH = 4,7, por 1,5 h, na razão L-cisteína/complexo = 30.

300 400 500 600 700

0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

Abso

rbâ

ncia


444421

Fonte: o autor.

139

Figura 120 - Alteração espectral do complexo FOR0212A (50 mol L-1) frente a L-cisteína a 37˚C em solução de NaTFA 0,1 mol L-1, pH = 4,7, na razão L-cisteína/complexo = 30.

300 400 500 600 700

0,0

0,2

0,4

0,6A

bso

rbâ

ncia


443

420

Fonte: o autor.

5.2.2 Fotorreatividade

A reatividade dos nitrosilocomplexos foi avaliada frente à luz azul e é

ilustrada nas Figuras 121 e 122. Nota-se que com o tempo surgem duas bandas:

uma em torno de 390 nm e outra em torno de 420 nm.

De acordo com Ford, Rose, Lopes e seus colaboradores23, 87, 91, 102,

complexos que contêm o grupo nitrosil produzem óxido nítrico sob efeito

fotoquímico. Especificamente para estes complexos, como já foi discutido, há um

ombro em torno de 450 nm, cuja transição eletrônica é do tipo *NO (L), em L =

phen ou TBz para os compostos FOR0912 e FOR0912A, respectivamente. Visto que

a fonte de irradiação é de 450 nm, infere-se que há formação do complexo com NO

coordenado e o ligante oxidado. Uma vez que a reação ocorre em meio aquoso, há

possibilidade de substituição da água pelo óxido nítrico, tal qual acontece com

outros nitrosilocompostos.

Esta proposta também é alicerçada na comparação dos espectros dos

compostos FOR0212 e FOR0212A (Figura 123). Isso porque estes, nas mesmas

condições, possuem máximo de absorção em 451 e 443 nm, respectivamente, e,

como já foi explicado a molécula de água é um ligante mais forte que cloreto, o que

contribui para haver deslocamento da banda para região de maior energia.

140

Figura 121 - Monitoramento da variação espectral do complexo FOR0912 em solução 2%(v/v) MeCN

NaTFA pH 4,7 frente a luz azul ( =450 nm) por 180 min.

300 400 500 600 700

0,0

0,4

0,8A

bso

rbâ

ncia


392 420

Fonte: o autor.

Figura 122 - Monitoramento da variação espectral do complexo FOR0912A em solução 2%(v/v)

MeCN NaTFA pH 4,7 frente a luz azul ( =450 nm) por 180 min.

300 400 500 600

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

Abso

rbâ

ncia


423384

Fonte: o autor.

Adicionalmente, como também já foi explicado tanto, o-fenantrolina,

quanto tiobenzamida, atual como -receptores frente a Ru(II). Então, uma vez

oxidados, devido à perda do elétron, a capacidade -receptora destes tende a

aumentar, o que contribuiria também para um aumento da energia da banda e

141

decréscimo do comprimento de onda da banda TCML. Esses fatores sustentam a

proposta de geração do aquocomplexo com o ligante oxidado, já que nos espectros

após irradiação (Figuras 121 e 122) surgem uma banda em torno de 420 nm,

comprimento de onda menor que os das bandas TCML dos clorocomplexos (Figura

123). Logo, a partir desses resultados, sugere-se a fotoliberação de óxido nítrico.

Figura 123 - Espectros, nas regiões do UV-Vis, dos compostos FOR0212 (preto) e FOR0212A (vermelho) em solução 2%(v/v) MeCN NaTFA pH 4,7.

300 400 500 600 700

0.0

0.2

0.4

Ab

so

rbâ

ncia


Fonte: o autor.

5.2.3 Fotoliberação

Com o intuito de obter um indício mais consistente de liberação de óxido

nítrico, efetuou-se o ensaio com um reagente seletivo (scavenger) para NO e HNO:

2-(4-Carboxifenil)-4,4,5,5-tetrametilimidazol-1-oxi-3-óxido, simbolizado por cPTIO

(Figura 124).

Figura 124 - Estrutura do cPTIO, um supressor de NO/HNO.

Fonte: o autor.

De acordo com Uri Samuni, Bobko e colaboradores103, 104, cPTIO possui

bandas de absorção em 360 e 560 nm. Logo, ao se envolver em reações, é

142

esperado o decréscimo da intensidade dessas bandas: no caso da reação com NO

há também formação de uma banda em torno de 440 nm, característica do cPTI

(Figura 125); se cPTIO reage com HNO não há formação de bandas acima de 400

nm, característico do cPTI-H (Figura 126).

Figura 125 - Estrutura do cPTI, produto da reação entre cPTIO e NO.

Fonte: o autor.

Figura 126 - Estrutura do cPTI-H, produto da reação entre cPTIO e HNO.

Fonte: o autor.

O comportamento dos complexos FOR0912 e FOR0912A em presença

de cPTIO, após irradiação com LED azul ( = 450 nm) (Figuras 127 e 128,

respectivamente) ilustra que há diminuição da intensidade das bandas em 360 e 560

nm, ao passo que surge uma banda em torno de 440 nm. Com base no que foi

informado anteriormente, este dado é propositivo de reação entre cPTIO e óxido

nítrico. Assim, pode-se deduzir que ambos os nitrosilocomplexos são doadores de

óxido nítrico, o que reforça a potencialidade de aplicação destes compostos como

vasodilatador.

A proposta de fotoliberação de óxido nítrico é respaldada também pelos

dados computacionais obtidos por DFT, segundo os quais as transições eletrônicas

em 450 nm – mesmo comprimento de onda do Led usado experimentalmente –

envolvem transferência de carga de o-fenantrolina (FOR0912) ou tiobenzamida

(FOR0912A) para o grupo nitrosil (em ambos complexos), como pode ser visto nas

Tabelas 12 e 13.

Com base também nos cálculos computacionais, foi possível determinar a

diferença de energia entre os orbitais envolvidos na transição eletrônica, em 450 nm,

para FOR0912 e FOR0912A: 3,24 e 3,15 eV, respectivamente. Esses valores estão

143

em conformidade com o tempo de aparecimento da banda em 440 nm ser maior

para o complexo FOR0912 (45 min) que para o complexo FOR0912A (30 min).

Figura 127 - Monitoramento do perfil espectral do complexo FOR0912 (25 mol L-1) por 3h em

presença de cPTIO (150 mol L-1), a 25˚C, em diferentes tempos de irradiação com LED azul.

300 400 500 600 700 800

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

Ab

so

rbâ

ncia


360

560

440

Fonte: o autor.

Figura 128 - Monitoramento do perfil espectral do complexo FOR0912A (25 mol L-1) por 3h em

presença de cPTIO (150 mol L-1), a 25˚C, em diferentes tempos de irradiação com LED azul.

300 400 500 600 700 800

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

Ab

so

rbâ

ncia


360

440

560

Fonte: o autor.

Cabe também frisar que, para investigar se a liberação de óxido nítrico só

ocorria sob fotoindução, foi feito o ensaio nas mesmas condições citadas

144

anteriormente, contudo na ausência de luz (Figuras 129 e 130). Pôde-se notar que a

alteração de absorbância em 360 e 560 nm são insignificantes e não há formação de

banda em 440 nm. Posto isso, conclui-se que a liberação de óxido nítrico para este

composto, nessas condições, só ocorre sob fotoindução.

Figura 129 - Monitoramento do perfil espectral do complexo FOR0912 (25 mol L-1) por 3h em

presença de cPTIO (150 mol L-1), a 25˚C, na ausência de luz.

300 400 500 600 700 800

0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

Ab

so

rbâ

ncia


Fonte: o autor.

Figura 130 - Monitoramento do perfil espectral do complexo FOR0912A (25 mol L-1) por 3h em

presença de cPTIO (150 mol L-1), a 25˚C, na ausência de luz.

300 400 500 600 700 800

0.0

0.2

0.4

0.6

Ab

so

rbâ

ncia


Fonte: o autor.

145

5.3 Dados biológicos

5.3.1 Ensaio de clivagem do DNA

As Figuras 131 e 132 ilustram o comportamento, após eletroforese no gel

de agarose, dos complexos em diferentes concentrações, frente ao DNA plasmídico

pBR 322, na ausência de luz e após irradiação de luz (LED azul; = 463 nm) por 30

min. A escolha do LED consistiu na proximidade entre o comprimento de onda do

mesmo e do máximo de absorbância de algumas bandas dos complexos (Tabelas 8

e 9).

Figura 131 - Eletroforese em gel de agarose (1%) dos clorocomplexos FOR0212 e FOR0212A em diferentes concentrações, frente ao DNA plasmídico pBR322, na ausência de luz (faixas 3 a 8) e após irradiação por 30 min com LED azul (faixas 9 a 14). DNA controles positivo (com luz) e negativo (sem

luz) nas faixas 1 e 2, respectivamente. Concentração em molL-1 (faixas): 5 (3 e 9), 10 (4 e 10), 20 (5

e 11), 40 (6 e 12), 60 (7 e 13) e 100 (8 e 14). 300 ng de DNA, 20molL-1 em pares de base.

Fonte: o autor.

Figura 132 - Eletroforese em gel de agarose (1%) dos nitrosilocomplexos FOR0912 e FOR0912A em diferentes concentrações, frente ao DNA plasmídico pBR322, na ausência de luz (faixas 3 a 8) e após irradiação por 30 min com LED azul (faixas 9 a 14). DNA controles positivo (com luz) e negativo (sem

luz) nas faixas 1 e 2, respectivamente. Concentração em molL-1 (faixas): 5 (3 e 9), 10 (4 e 10), 20 (5

e 11), 40 (6 e 12), 60 (7 e 13) e 100 (8 e 14). 300 ng de DNA, 20molL-1 em pares de base.

Fonte: o autor.

146

Ao comparar o perfil eletroforético do DNA controle com o das amostras

contendo o complexo FOR0212 (Figura 131), nota-se que, mesmo na ausência de

luz, o complexo, acima de 10 mol L-1, promove alteração no DNA, de modo a surgir

a forma 2, porém ainda se verifica a existência da forma I. Semelhantemente, ocorre

com o complexo FOR0212A a partir de 20 mol L-1. Antagonicamente, sob luz claro,

a clivagem ocorre a partir de 5 e 20 mol L-1 para FOR0212 e FOR0212A,

respectivamente, sem a existência da forma I. Isso significa que ambos compostos

clivam DNA fotoinduzidamente. Tendo em vista que ambos complexos possuem

bandas TCML do tipo *phen d(Ru) com valores de energia próximos da energia

da fonte de irradiação (LED azul – 463 nm), essa transferência de elétrons pode

induzir geração de radicais responsáveis pela clivagem do DNA.

Quanto à clivagem na ausência de luz, de acordo com NaiK e

colaboradores, esta é propiciada na presença de ácidos de Lewis.55 Uma vez que

cloreto não forma ligação tão forte com Ru(II), há possibilidade de saída deste

ligante e o metal, um centro ácido de Lewis, ser o promotor da clivagem.

No experimento com o composto FOR0912, foi observado também

clivagem no escuro a partir de 5 mol L-1. Posto que o ligante nitrosilo é um ligante

forte frente a Ru(II), pode-se propor que, neste caso, o centro ácido de Lewis é o

átomo de nitrogênio do grupo nitrosil. Assim, a princípio, esperar-se-ia um

comportamento semelhante para o composto FOR0912A, o que não é observado.

Essa distinção de resultados talvez se deva ao fato de que o pH em que há 50% de

conversão nitrosilo-nitrocomposto para o complexo FOR0912 é maior (8,0) do que o

pH das condições experimentais (pH = 7,4), ao passo que o do complexo

FOR0912A é menor (6,5) - Figuras 99 e 100. Portanto, neste caso, em pH 7,4 a

concentração de nitrosilocomplexo é bem menor que no experimento feito com

FOR0912. Logo, a clivagem via ataque ao grupo nitrosilo não é tão expressiva no

ensaio com FOR0912A.

Para as amostras submetidas à luz (faixas 9 a 14 – Figura 132), nota-se

que, até 40 mol L-1, as manchas vão se tornando cumpridas à medida que se

aumenta a concentração. Isso indica que os complexos estão interagindo fortemente

com o DNA e dificultando a migração do mesmo. Porém, a partir de 60 mol L-1, a

forma I é inexistente e há decréscimo das manchas. Daí, embora de modo menos

147

eficiente que os precursores, estes compostos também promovem clivagem

fotoinduzidamente.

Como há um ombro em 450 nm nos espectros dos nitrosilocomplexos,

que é atribuído à transferência de carga interligantes do tipo *(NO) (phen) e

*(NO) (Tbz) para os complexos FOR0912 e FOR0912A, respectivamente, há

possibilidade de se gerar NO e/ou HNO, sob luz. Nesse sentido, o ensaio de

clivagem na presença de supressores de radicais como estes (NO e/ou HNO) é

importante para desvendar o mecanismo de atuação dos compostos. Além disso,

como os complexos precursores, que possuem carga +1, clivam DNA mais

eficientemente que os respectivos nitrosilocomplexos, que possuem carga +3,

avaliar a influência da força iônica é uma informação relevante. Sendo a glutationa

um redutor, já conhecido, do grupo nitrosil,27, 32, 38 o comportamento eletroforético dos

compostos também foi avaliado na presença desta substância. Assim, para efetuar

esses ensaios, selecionaram-se as concentrações de 20 (precursores) e 60 mol L-1

(nitrosilocomplexos).

Como já foi relatado, uma das formas de promover clivagem de DNA é via

formação fotoinduzida de radicais – espécies reativas de oxigênio, de oxigênio e

nitrogênio, de carbono, entre outros105-107. Assim, no intuito de compreender como os

complexos em estudo promovem a clivagem do DNA sob luz – já que os melhores

resultados foram nessa condição –, avaliou-se o comportamento dos complexos

(Figuras 133 e 134) frente a alguns supressores de radicais: Mannitol, L-histidina,

TEMPO, SOD , cPTIO e DMSO, os quais são seletivos para os radicais descritos da

Tabela 24.

Tabela 24 - Radicais e seus respectivos supressores.

Supressor Radical Supressor Radical

Mannitol Hidroxila SOD Superóxido

L-Histidina Oxigênio singlete cPTIO NO, HNO

TEMPO Centrados no carbono DMSO Hidroxila

Fonte: o autor.

148

Figura 133 - Eletroforese em gel de agarose dos clorocomplexos FOR0212 e FOR0212A a 20 molL-

1, frente ao DNA plasmídico pBR322, na presença de supressores de radicais, sob luz. DNA controles positivo nas faixas 1; DNA + complexo nas faixas 2; com supressor (faixas): Manittol (3), L-histidina

(4), TEMPO (5), SOD (6), cPTIO (7) e DMSO (8). 300 ng de DNA, 20molL-1 em pares de base.

Fonte: o autor.

Figura 134 - Eletroforese em gel de agarose dos nitrosilocomplexos FOR0912 (faixas 2 a 8) e

FOR0912A (faixas 9 a 15) a 60 molL-1, frente ao DNA plasmídico pBR322, na presença de supressores de radicais sob luz. DNA controles positivo (com luz) nas faixa 1. DNA + complexo nas faixas 2 e 9. Supressor (faixas): Manittol (3 e 10), L-histidina (4 e 11), TEMPO (5 e 12), SOD (6 e 13),

cPTIO (7 e 14) e DMSO (8 e 15). 300 ng de DNA, 20molL-1 em pares de base.

Fonte: o autor.

Ao comparar as Figuras 131 e 133, percebe-se que, sob estímulo

fotoquímico e em presença de alguns supressores de radicais, não há inibição da

clivagem quando os complexos FOR0212 e FOR0212A estão em presença dos

supressores. Contudo, verificam-se manchas nas faixas 4 a 7 para o complexo com

tioureia (gel superior da Figura 133) e na faixa 7 do gel inferior. Essas manchas

indicam interação do composto com o DNA, de modo a dificultar a migração do

mesmo. Adicionalmente, baseando-se na Tabela 24, os complexos FOR0212 e

FOR0212A geram oxigênio singlete, radicais centrados no carbono e superóxido.

Esse resultado era esperado para os complexos sem o grupo NO, em analogia com

outros compostos semelhantes58. Entretando, posto que cPTIO é supressor seletivo

de NO e/ou HNO, não era esperado o resultado visto nas faixas 7, onde se nota

149

mais intensamente a mancha referente à forma II no gel contendo o complexo com

tioureia (gel superior - Figura 133) e uma mancha com arraste entre as formas I e II

no gel contendo o complexo com tiobenzamida (gel inferior - Figura 133). Tendo em

vista que cPTIO contém centro básicos de Lewis (Figura 124) e que cloreto não é

um ligante tão forte frente a Ru(II), pode-se propor que cPTIO se coordena a Ru(II),

gerando um complexo que dificulta a migração do DNA.

Quanto aos nitrosilocomplexos, comparando-se as Figura 132 e Figura

134, verifica-se que há inibição no caso das faixas 2, 6 a 8, 10 e 13 a 15 da Figura

134. Isso indica os complexos, sob luz visível, geram superóxido, radical hidroxila e

NO e/ou HNO. Contudo, não há relatos de que complexos desse tipo que gerem

radical hidroxila.

Visto que os precursores e os nitrosilocomplexos são catiônicos e que o

DNA possui carga negativa55, 108, a interação deste com os complexos pode ter uma

contribuição iônica significativa, o que pode interferir na habilidade de os complexos

clivarem o DNA. No intuito de checar essa informação, utilizaram-se soluções de

cloreto de sódio em uma concentração próxima daquela contida num meio externo a

uma célula em repouso109 – 150 mmolL-1 – e em outra bem maior.

Com base no resultado obtido, para todos os compostos há mudança

significativa do perfil eletroforético na presença de cloreto de sódio (Figura 135): os

complexos deixam de clivar na presença dos íons cloreto e sódio. Isto significa que

há comprometimento da interação do DNA, de natureza aniônica, com os

complexos, que são catiônicos, por conta da presença dos supracitados íons em

solução. Portanto, a contribuição iônica na clivagem do DNA é significativa, como

era esperado. Contudo, sabendo-se que os nitrosilocomplexos clivam menos

eficientemente o DNA pBR322 que os respectivos precursores, embora estes sejam

menos carregados que aqueles, a interação iônica não é suficiente para explicar a

diferença de habilidade das substâncias na clivagem de DNA. Provavelmente, a

interação de bases nitrogenadas com o metal, no caso dos complexos FOR0212 e

FOR0212A pode ser um mecanismo adicional para propiciar a estes compostos

maior eficiência na clivagem.

150

Figura 135 - Eletroforese em gel de agarose dos complexos FOR0212 (faixas 2 a 4),FOR0212A

(faixas 5 a 7) a 20 molL-1 e FOR0912 (faixas 8 a 10) e FOR0912A (faixas 11 a 13) a 60 molL-1, frente ao DNA plasmídico pBR322, na presença de cloreto de sódio 150 (faixas 3, 6, 9 e 12) e 450 mmolL-1 (faixas 4, 7, 10 e 13). DNA controle negativo (sem luz) na faixa 1. DNA e complexo nas faixas 2, 5, 8 e 11.

Fonte: o autor.

Tendo em vista que glutationa é um redutor biológico, avaliou-se o

comportamento dos complexos frente à mesma, na ausência de luz (Figura 136).

Para tanto, utilizou-se a concentração de 5 mmol L-1, que está na faixa de

concentração em que a mesma se encontra em meio biológico.

Figura 136 - Eletroforese em gel de agarose dos complexos FOR0212 (faixas 2 e 3), FOR0212A

(faixas 4 e 5) a 20 molL-1 e FOR0912 (faixas 6 a 8) e FOR0912A (faixas 9 a 11) a 60 molL-1, frente ao DNA plasmídico pBR322, na presença de GSH (faixas 3, 5, 7 e 9) e de GSH e cPTIO (faixas 8 e 11). DNA controle negativo (sem luz) na faixa 1. DNA e complexo nas faixas 2, 4, 6 e 9.

Fonte: o autor.

Com base na Figura 136, apenas o nitrosilocomplexo FOR0912 (faixa 6)

cliva DNA, o que era esperado conforme discutido a partir dos dados de testes de

concentração (Figuras 131 e 132). Na presença de glutationa e ausência de luz, não

há evidência de promoção de clivagem na presença dos compostos precursores

(faixas 3 e 5). Logo, embora já se esteja claro que esses compostos reagem com

GSH, muito provavelmente o produto formado e/ou os intermediários, já que a

reação como todo é lenta, não interagem com o DNA de modo a danificá-lo

estruturalmente.

Quanto aos nitrosilocomplexos, nota-se que para o complexo com tioureia

(faixa 7) não há alteração do perfil eletroforético, mas o complexo com tiobenzamida

promove clivagem na presença de GSH e ausência de luz (faixa 10); resultado este

esperado. Isso porque a literatura já reporta que essa classe de complexos é

151

reduzida pela glutationa, resultando na liberação de NO e/ou HNO11, 27, 38. Essa

informação, associada ao resultado obtido, sugere que NO e/ou HNO gerado

promove a clivagem do DNA, na ausência de luz. Além do que, na presença de GSH

e cPTIO, notou-se inibição da clivagem promovida pelo complexo FOR0912A. Isso

indica que o radical gerado pela reação entre o complexo e GSH – NO e/ou HNO –

reage com cPTIO, como já foi discutido, inibindo a clivagem. Isto evidencia que a

clivagem promovida por este complexo depende de um dos (ou dos dois) radicais:

NO e HNO.

No caso do complexo FOR0912, também não houve alteração no perfil

eletroforético na presença de GSH e cPTIO. Como já foi evidenciado, este complexo

não reage com cPTIO no escuro. Sendo assim, uma vez que não houve alteração

na presença apenas de GSH, o óxido nítrico (e/ou HNO) não deve ter sido gerado e,

portanto, não seria esperada alteração mediante cPTIO. Talvez, para este complexo

seja necessário um tempo de incubação maior para que óxido nítrico seja gerado a

partir de GSH e, por conseguinte, haver alteração na habilidade de clivar DNA.

5.3.2 Ensaio de vasodilatação

Com objetivo de avaliar a capacidade vasodilatadora dos complexos,

foram realizados ensaio de dilatação de anéis de aorta pré-contraídas com

fenilefrina (PE), em função da concentração dos complexos (Figuras 137 e 138). A

partir dessas curvas, obtiveram-se os dados de eficácia (efeito máximo – Emáx) e

potência (concentração necessária para 50% do efeito – EC50), ambos constantes

na Tabela 25. A quantidade de anéis de aorta é indicada entre colchetes nas Figuras

137 a 143.

Tabela 25 - Potência e eficácia dos complexos discutidos neste trabalho em comparação ao nitroprussiato de sódio.

Complexo EC50 (mol L-1) Emáx (%)

SNP 0,005 (0,002-0,012) 147,40 ± 10,40

FOR0212 2,16 (1,37-3,41) 29,10 ± 1,98

FOR0212A 2,80 (1,45 -5,41) 35,42 ± 5,20

FOR0912 0,329 (0,241 - 0,448) 131,94 ± 10,33

FOR0912A 1,20 (0,80 – 1,80) 142,40 ± 10,66

Fonte: o autor.

152

Figura 137 - Curva de dose-resposta dos complexos cis-[RuCl2(phen)2], FOR0212 e FOR0212A, em ensaios de vasodilatação de aortas de rato, em que [n] indica quantidade de anéis de aorta testados.

- 9 - 8 - 7 - 6 - 5

0

2 0

4 0

6 0

8 0

1 0 0

F O R 0 2 1 2 A [8 ]

F O R 02 1 2 [4 ]

lo g [c o m p o s to ]

Re

lax

am

en

to (

% P

E)

[RuCl2(p h e n )2] [4 ]

Fonte: o autor.

Figura 138 – Curva de dose-resposta dos complexos FOR0912,

FOR0912A e nitroprussiato de sódio, em ensaios de vasodilatação de aortas de rato,

em que [n] indica quantidade de anéis de aorta testados.

- 9 - 8 - 7 - 6 - 5

0

2 0

4 0

6 0

8 0

1 0 0

1 2 0

1 4 0

1 6 0

S N P [7]

F O R 0 9 1 2 [5 ]

F O R 0 9 1 2 A [5 ]

D M S O [3 ]


Re

lax

am

en

to (

% P

E)

Fonte: o autor.

Ao avaliar as Figuras 137 e 138, nota-se que os nitrosilocomplexos

sintetizados neste trabalho dilataram os anéis de aorta numa intensidade maior que

o poder de contração da fenilefrina, tal como outros complexos doadores de óxido

153

nítrico 8, 39, 110, e em intensidade semelhante ao nitroprussiato de sódio.

Diferentemente, os clorocomplexos vasodilatam os anéis de aorta com baixa

intensidade, menor que a capacidade de contração da fenilefrina, o que inviabiliza o

investimento em mais estudos como potenciais metalovasodilatadores. No entanto,

o resultado obtido ilustra que, diferente do dimetilsufóxido, de algum modo, os

complexos promovem vasodilatação. Nesse sentido, cabe também frisar que o

complexo precursor cis-[RuCl2(phen)2] promoveu apenas 15% de vasodilatação à

concentração de 100 mol L-1, bem menos potente e a concentrações mais alta que

os complexos FOR0212 e FOR0212A, o que indica que há alguma influência da

tioureia e da tiobenzamida coordenadas, na ação vasodilatadora.

De acordo com Deponte, ariltioamidas reagem com glutationa reduzida72,

um redutor biológico presentes nas células95, produzindo ácido sulfídrico, um agente

vasodilatador72. Estas informações podem ser úteis para entender os resultados

obtidos para o composto FOR0912A e, quiçá, aqueles para o composto FOR0912.

Devido aos resultados promissores com os compostos doadores de óxido

nítrico, foi avaliada a capacidade vasodilatora dos mesmos frente a 1H-

[1,2,4]oxadiazol[4,3-a]quinoxalinona (ODQ - Figura 139), o qual oxida o átomo de

Fe(II) do grupo heme da guanilato ciclase solúvel, inativando-a17, e N-nitro-L-

argininametilester (L-NAME - Figura 140), um inibidor da óxido nítrico sintetase111

(Figuras 141 a 143).

154

Figura 139. Estrutura do 1H-[1,2,4]oxadiazol[4,3-a]quinoxalinona, um inativador do

grupo heme.

Fonte: o autor.

Figura 140. Estrutura do N-nitro-L-argininametilester (L-NAME), um inibidor da enzima óxido nítrico sintetase.

Fonte: o autor.

155

Figura 141 - Curva de dose-resposta dos complexos FOR0912 e FOR0912A, em ensaios de vasodilatação de aortas de rato, na presença de ODQ, em que [n] indica quantidade de anéis de aorta testados.

- 9 - 8 - 7 - 6 - 5

0

2 0

4 0

6 0

8 0

1 0 0

1 2 0

1 4 0

1 6 0

F O R 0 912 [5 ]

F O R 0 912 + O D Q 1 0 u M [4 ]


Re

lax

am

en

to (

% P

E)

F O R 0 9 1 2A [5 ]

F O R 0 9 1 2A + O D Q 1 0 u M [4 ]

Fonte: o autor.

Figura 142 - Curva de dose-resposta do complexo FOR0912, em ensaio de vasodilatação de aorta de rato, na presença de L-NAME, em que [n] indica quantidade de anéis de aorta testados.

- 9 - 8 - 7 - 6 - 5

0

2 0

4 0

6 0

8 0

1 0 0

1 2 0

1 4 0

1 6 0

F O R 0 912 [5 ]

F O R 0 912 + L -N A M E 1 0 u M [5 ]

F O R 0 912 + L -N A M E 1 0 0 u M [7 ]


Re

lax

am

en

to (

% P

E)

Fonte: o autor.

156

Figura 143 - Curva de dose-resposta do complexo FOR0912A, em ensaio de vasodilatação de aorta de rato, na presença de L-NAME, em que [n] indica quantidade de anéis de aorta testados.

- 9 - 8 - 7 - 6 - 5

0

2 0

4 0

6 0

8 0

1 0 0

1 2 0

1 4 0

1 6 0 F O R 0 91 2A [5 ]

lo g [c o m p o s t o ]

Re

lax

am

en

to

(%

PE

)

F O R 0 91 2A + L -N A M E 1 0u M [3 ]

F O R 0 91 2A + L -N A M E 1 00 u M [5 ]

Fonte: o autor.

Tabela 26 - Potência e eficácia dos nitrosilocompostos frente a ODQ e a L-NAME.

Frente a

FOR0912 FOR0912A

EC50 (molL-1) Emáx EC50 (molL-1) Emáx

L-NAME

10 molL-1

1,68 87,25 ± 8,16 1,08 142,40 ±

10,66

L-NAME

100 molL-1

1,48 100,92 ±

15,10

1,15 131,85 ±

12,15

ODQ

10 molL-1

2,50 35,04 ± 2,31 1,62 37,24 ± 6,20

Fonte: o autor.

Comparando-se as curvas obtidas na ausência e na presença de ODQ, é

nítido o decréscimo da potência de ambos compostos. Isto significa que a ação

vasodilatora dos mesmos diminui quando o grupo heme é oxidado. Posto isso, a

dilatação da aorta, promovida pelos dois complexos em questão, é dependente da

integridade química do referido grupo presente na enzima guanilato ciclase solúvel.

A oxidação do grupo heme inviabiliza a ativação da enzima pelo NO.17

Analogamente, é notável um decréscimo de potência do composto

FOR0912 na presença de L-NAME em relação ao experimento sem L-NAME. Isto

sugere que a atuação do complexo é dependente da produção endógena de óxido

157

nítrico. Entretanto, este comportamento não é observado para FOR0912A, o qual

não apresenta alterações significativas de potência frente ao inibidor da enzima

óxido nítrico sintetase. Portanto, infere-se que a vasodilatação promovida pelos

compostos ocorre por mecanismos distintos. Além disso, o fato de a atuação do

complexo FOR0912 ser dependente também da produção endógena de óxido nítrico

pode contribuir para a EC50 deste (329 nmolL-1) ser um pouco mais de quarto da

EC50 do FOR0912A (1,20 molL-1) (Tabela 25).

5.3.3 Citotoxicidade

A citotoxicidade dos complexos contendo o grupo nitrosil foi avaliada

frente às linhagens de células de glioblastoma humano (GBM02 e U87), sendo a

última linhagem a comercial.

Com base nos resultados ilustrados nas Figuras 144 a 151, sem a adição

de GSH, após 48 h, os complexos (acima de 100 e 50 μmol L-1 para os complexos

FOR0912 e FOR0912A, respectivamente) exibiram efeito citotóxico, diminuindo em

mais da metade a viabilidade celular da linhagem GBM02. Embora a citotoxicidade

seja aparentemente baixa, esses valores assemelham-se ao do agente

quimioterapêutico usado no tratamento contra algumas linhas celulares de

glioblastoma, a temozolomida (U87, IC50 = 172 mol L-1)112. Frente à linhagem U87,

após 24 e 48h de tratamento, o efeito citotóxico é moderado ou não há efeito.

Com a adição de GSH, todavia o efeito citotóxico é praticamente ao

máximo, seja com 24 ou 48 h de tratamento, com ambas linhagens, a partir de 50

mol L-1. Para a linhagem U87, porém, há aumento da viabilidade celular a partir de

100 e 150 mol L-1, em presença de FOR0912A após 48 h e FOR0912 após 24 h,

respectivamente. Estes resultados são bastante promissores uma vez que os

compostos promovem morte da quase totalidade das células tumorais, na presença

de um redutor biológico, em uma concentração na qual ele pode estar presente no

organismo humano. Portanto, ambos compostos são potenciais agentes anticâncer.

158

Figura 144 – Viabilidade celular da linhagem de glioblastoma humano GBM02 sem adição (preto) e com adição de GSH (cinza), após 24 h de adição do complexo FOR0912 em diferentes concentrações. [GSH] no poço = 5 mmol L-1.

Fonte: o autor.

Figura 145 – Viabilidade celular da linhagem de glioblastoma humano GBM02 sem adição (preto) e com adição de GSH (cinza), após 24 h de adição do complexo FOR0912A em diferentes concentrações. [GSH] no poço = 5 mmol L-1.

Fonte: o autor.

0

50

100

150

200

250

300V

ia b

ilid

ade

ce

lula

r

0

50

100

150

200

250

Via

bili

dad

e c

elu

lar

(%)

159

Figura 146 – Viabilidade celular da linhagem de glioblastoma humano U87 sem adição (preto) e com adição de GSH (cinza), após 24 h de adição do complexo FOR0912 em diferentes concentrações. [GSH] no poço = 5 mmol L-1.

Fonte: o autor.

Figura 147 – Viabilidade celular da linhagem de glioblastoma humano U87 sem adição (preto) e com adição de GSH (cinza), após 24 h de adição do complexo FOR0912A em diferentes concentrações. [GSH] no poço = 5 mmol L-1.

Fonte: o autor.

0

50

100

150

200

250

300

350

400V

iab

ilid

ade

ce

lula

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)

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

Via

bili

dad

e c

elu

lar

(%)

160

Figura 148 – Viabilidade celular da linhagem de glioblastoma humano GBM02 sem adição (preto) e com adição de GSH (cinza), após 48 h de adição do complexo FOR0912 em diferentes concentrações. [GSH] no poço = 5 mmol L-1.

Fonte: o autor.

Figura 149 – Viabilidade celular da linhagem de glioblastoma humano GBM02 sem adição (preto) e com adição de GSH (cinza), após 48 h de adição do complexo FOR0912A em diferentes concentrações. [GSH] no poço = 5 mmol L-1.

Fonte: o autor.

0

20

40

60

80

100

120

140

160V

iab

ilid

ade

ce

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)

0

20

40

60

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e c

elu

lar

(%)

161

Figura 150 – Viabilidade celular da linhagem de glioblastoma humano U87 sem adição (preto) e com adição de GSH (cinza), após 48 h de adição do complexo FOR0912 em diferentes concentrações. [GSH] no poço = 5 mmol L-1.

Fonte: o autor.

Figura 151 – Viabilidade celular da linhagem de glioblastoma humano U87 sem adição (preto) e com adição de GSH (cinza), após 48 h de adição do complexo FOR0912A em diferentes concentrações. [GSH] no poço = 5 mmol L-1.

Fonte: o autor.

0

50

100

150

200

250V

iab

ilid

ade

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lula

r (%

)

0

50

100

150

Via

bili

dad

e c

elu

lar

(%)

162

6. CONCLUSÕES

A partir dos procedimentos de síntese descritos neste trabalho, dos dados

de espectroscopia de ressonância magnética nuclear (1H e 13C) e nas regiões do IV

e UV-Vis, dos resultados de voltametria, espectrometria de massa e de análise

elementar, aliados ao cálculos computacionais por DFT e DFT-TD, os sólidos

sintetizados possuem formulação cis-[Ru(phen)2Cl(TBz)]PF6 . H2O e cis-

[Ru(phen)2(NO)(L)](PF6)3 H2O, em que L= tioureia ou tiobenzamida, e estes se

coordenam ao átomo de Ru(II) via átomo de enxofre.

Em pH 8,0 e 6,5, há 50% de conversão nitrosilo-nitrocomplexo para os

compostos com Tu e TBz, respectivamente. Os nitrosilocomplexos apresentaram

fotorreatividade: com luz azul, liberaram NO sob estímulo fotoquímico e clivaram o

DNA plasmidial pBR322. Além disso, exibiram atividade citotóxica frente a células de

glioblastoma humano (GBM02 e U87) em excesso de GSH por 24 e 48 h, e

vasodilatadora em anéis de aorta de rato Wistar, demonstrando dependência do

grupo heme.

Os complexos precursores, tal como o complexo cis-

[Ru(phen)2(NO)(Tu)]3+, também clivaram DNA na ausência de luz e fotoclivam DNA

a concentrações mais baixas que os respectivos nitrosilos, mas não foram

vasodilatores potentes (entre 30 e 40%). Todos os complexos reagiram com GSH e

L-cisteína, indicando que estes tióis interagem com o fragmento L dos compostos.

Os produtos da reação dos nitrosilocomplexos com GSH e L-cisteína apresentaram

espectros semelhantes, tal como o produto da reação destes tióis com o complexo

cis-[Ru(phen)2Cl2].

163

7. PERSPECTIVAS

Tem-se como perspectiva publicar um artigo que contemple a síntese e a

caracterização dos clorocomplexos, tal como a reatividade destes e dos

nitrosilocomplexos frente a GSH e L-cisteína. Para tanto, é necessário: i) purificar o

complexo com tioureia; ii) obter indícios de formação de ácido sulfídrico após reação

dos ligantes e dos complexos com GSH e L-cisteína; iii) concluir ensaios de

reatividade com L-cisteína; iv) efetuar ensaio de citotoxicidade com os ligantes e os

clorocomplexos.

Além do que foi relatado nesta tese, a síntese do complexo cis-

[Ru(phen)2(SO3)(NO)]+ foi realizada, necessitando checar pureza e concluir

caracterização. A partir daí, encaminhar o mesmo para ensaios biológicos.

164

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174

APÊNDICE A – CURVAS DE ABSORBÂNCIA EM FUNÇÃO DA

CONCENTRAÇÃO DO COMPLEXO FOR0212

Figura 1. Curva para absorbância em 222 nm. Equação da reta: A = 5,37 .104 C + 0,039. R2 = 0,9984.

13 14 15 16 17 18 19

0.70

0.75

0.80

0.85

0.90

0.95

1.00

1.05

Ab

so

rbâ

ncia

Concentração (mol L-1

)

Fonte: o autor.


12.5 13.0 13.5 14.0 14.5 15.0 15.5 16.0 16.5

0.80

0.85

0.90

0.95

1.00

1.05

Ab

so

rbâ

ncia

Concentração (mol L-1)

Fonte: o autor.

175


32.0 34.0 36.0 38.0 40.0 42.0 44.0

0.70

0.75

0.80

0.85

0.90

0.95

Ab

so

rbâ

ncia


Fonte: o autor.


200.0 220.0 240.0 260.0

0.75

0.80

0.85

0.90

0.95

1.00

Ab

so

rbâ

ncia


Fonte: o autor.

176

Figura 5. Curva para absorbância em 469 nm. Equação da reta: A = 9,66 .103 C – 0,085. R2 = 0,9995.

80.0 85.0 90.0 95.0 100.0

0.70

0.75

0.80

0.85A

bso

rbâ

ncia


Fonte: o autor.

177

APÊNDICE B – CURVAS DE ABSORBÂNCIA EM FUNÇÃO DA

CONCENTRAÇÃO DO COMPLEXO FOR0212A


Fonte: o autor.

6.8x10-7

7.2x10-7

7.6x10-7

8.0x10-7

8.4x10-7

0.54

0.56

0.58

0.60

0.62

0.64A

bso

rbâ

ncia



6.8x10-7

7.2x10-7

7.6x10-7

8.0x10-7

8.4x10-7

0.68

0.70

0.72

0.74

0.76

0.78

0.80

0.82

Abso

rbâ

ncia


Fonte: o autor.

178

Figura 3. Curva para absorbância em 289 nm. Equação da reta: A = 4,03 .104 C - 0,039. R2 = 0,9985.

1.8x10-5

1.9x10-5

2.0x10-5

2.1x10-5

2.2x10-5

2.3x10-5

0.70

0.75

0.80

0.85

0.90

Abso

rbân

cia


)

Fonte: o autor.


1.2x10-4

1.3x10-4

1.4x10-4

1.5x10-4

1.6x10-4

1.7x10-4

1.8x10-4

0.55

0.60

0.65

0.70

0.75

0.80

Abso

rbân

cia


Fonte: o autor.

179


5.7x10-5

6.0x10-5

6.3x10-5

6.6x10-5

6.9x10-5

0.84

0.88

0.92

0.96

1.00A

bso

rbâ

ncia


Fonte: o autor.

180

APÊNDICE C – CURVAS DE ABSORBÂNCIA EM FUNÇÃO DA

CONCENTRAÇÃO DO COMPLEXO FOR0912


7.0x10-6

8.0x10-6

9.0x10-6

1.0x10-5

1.1x10-5

1.2x10-5

1.3x10-5

0.5

0.6

0.7

0.8

0.9

Abso

rvân

cia

(u.a

.)


Fonte: o autor.


7.0x10-6

8.0x10-6

9.0x10-6

1.0x10-5

1.1x10-5

1.2x10-5

1.3x10-5

0.4

0.5

0.6

0.7

0.8

Abso

rbân

cia

(u.a

.)


Fonte: o autor.

181


1.0x10-4

1.2x10-4

1.4x10-4

1.6x10-4

1.8x10-4

2.0x10-4

0.4

0.5

0.6

0.7

Abso

rbân

cia

(u.a

.)


)

Fonte: o autor.

182

APÊNDICE D – CURVAS DE ABSORBÂNCIA EM FUNÇÃO DA

CONCENTRAÇÃO DO COMPLEXO FOR0912A


1.4x10-5

1.5x10-5

1.6x10-5

1.7x10-5

1.8x10-5

1.9x10-5

0.85

0.90

0.95

1.00

1.05

1.10

Abso

rbâ

ncia


Fonte: o autor.


1.4x10-5

1.6x10-5

1.8x10-5

2.0x10-5

2.2x10-5

0.65

0.70

0.75

0.80

0.85

0.90

0.95

1.00

Abso

rbân

cia


Fonte: o autor.

183


2.2x10-4

2.4x10-4

2.6x10-4

2.8x10-4

0.69

0.72

0.75

0.78

0.81

0.84

0.87


Abso

rbân

cia

(u.a

.)

Fonte: o autor.

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