UNIVERSIDADE FEDERAL FLUMINENSE
FACULDADE DE FARMÁCIA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS
APLICADAS A PRODUTOS PARA SAÚDE
MARIANA FILOMENA DO CARMO CARDOSO
“SÍNTESE DE DERIVADOS 5-AMINO-1H-PIRAZÓLICOS DA NOR-β-LAPACHONA
COM POTENCIAL PERFIL
ANTICANCERÍGENO”
NITERÓI JULHO / 2012
MARIANA FILOMENA DO CARMO CARDOSO
SÍNTESE DE DERIVADOS 5-AMINO-1H-
PIRAZÓLICOS DA NOR-β-LAPACHONA COM
POTENCIAL PERFIL ANTICANCERÍGENO
Dissertação de Mestrado apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Ciências Aplicadas a Produtos para a Saúde da Universidade Federal Fluminense.
ORIENTADORES: PROFESSOR DR. VITOR FRANCISCO FERREIRA PROFESSOR DR. WILSON DA COSTA SANTOS
NITERÓI JULHO / 2012
C268 Cardoso, Mariana Filomena do Carmo Síntese de derivados 5-amino-1H-pirazólicos da nor-β-lapachona com potencial perfil anticancerígeno / Mariana Filomena do Carmo Cardoso; Orientadores: Vitor Francisco Ferreira, Wilson da Costa Santos – Niterói, 2012. 144f. Dissertação (Mestrado) – Universidade Federal Fluminense, 2012. 1. Química Orgânica. 2. Quinona. 3. Naftoquinona (Química Orgânica). I. Ferreira, Vitor Francisco. II. Santos, Wilson da Costa. III. Título.
MARIANA FILOMENA DO CARMO CARDOSO
“SÍNTESE DE DERIVADOS 5-AMINO-PIRAZÓLICOS DA NOR-β-LAPACHONA
COM POTENCIAL PERFIL ANTICANCERÍGENO”
Dissertação de Mestrado apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Ciências Aplicadas a Produtos para a Saúde da Universidade Federal Fluminense.
BANCA EXAMINADORA
Prof. Dr. Vitor Francisco Ferreira – (Presidente da Banca- Orientador) (IQ – GQO – UFF)
Prof. Dr. Wilson da Costa Santos (Faculdade de Farmácia UFF)
Prof. Dr. Angelo da Cunha Pinto (IQ – UFRJ)
Prof. Dra. Maria Cecília Bastos Vieira de Souza (IQ – GQO - UFF)
Niterói
Julho / 2012
“Nunca deixe que alguém lhe diga que não pode fazer algo.
Nem mesmo eu.
Se você tem um sonho, tem que protegê-lo.
As pessoas que não podem fazer por si mesmas, dirão que você não consegue.
Se quiser alguma coisa, vá e lute por ela. Ponto final.”
(Diálogo de um pai ao filho no filme “À Procura da Felicidade”)
Dedico aos meus pais e melhores amigos, Celeste Filomena do Carmo Cardoso e Luiz
Carlos de Souza Cardoso, pelo apoio incondicional em todas as etapas de minha vida e
que assim me permitiram chegar até aqui.
Obrigada pelo amor sublime que nos une, pelas lutas sempre juntos, pelos carinhos nos
momentos mais difíceis, pelo silêncio nos dias mais tumultuados, pelo entendimento
nos períodos de mau-humor, pelas conversas diárias e por serem meus eternos e
grandes amigos!
Obrigada aos irmãos, Fabio e Leonardo, por serem quem são, pelo cuidado e proteção,
pela dignidade com que vivem, tornando-se meus exemplos!
AGRADECIMENTOS
A Deus, por me permitir usufruir desse momento.
Aos meus orientadores, professor Dr. Vitor Francisco Ferreira e professor Dr. Wilson
da Costa Santos pelo apoio incondicional e pela confiança em mim depositada para
que eu pudesse alcançar esse momento!
Aos membros da banca examinadora, professor Dr. Angelo da Cunha Pinto e
professora Dra. Maria Cecília Bastos Vieira de Souza pelo aceite do convite para
participação e avaliação dessa dissertação.
Ao amigo professor Dr. Fernando de Carvalho da Silva, pelo apoio e paciência em
todos os momentos desse trabalho, por ter estado ao meu lado sempre que precisei e,
principalmente, pelo trabalho minucioso e muito detalhado durante a revisão dessa
dissertação.
A professora Dra. Anna Cláudia Cunha, pela base durante minha formação acadêmica.
A professora Kátia Lima, sempre pronta a me ajudar e esclarecer as dúvidas sobre a
organização dessa dissertação.
A colega Ana Jersia de Araújo, da UFC, pela realização dos experimentos biológicos.
Ao amigo professor Dr. David Rodrigues da Rocha, pela ajuda durante o processo de
formação dessa dissertação, sempre pronto a esclarecer minhas duvidas e erros, o que
só contribuiu para beneficiar meu trabalho.
A amiga professora Dra. Sabrina Baptista Ferreira, pela base profissional como minha
orientadora durante minha iniciação cientifica, o que me permitiu chegar até aqui.
Aos amigos de laboratório, Marcelo Isidoro, Alessandro Kappel e Daniel Gonzaga,
pelo companheirismo e momentos de descontração!
Ao amigo Dr. Ivson Gama e a amiga Luana Forezi, pela atenção e amizade!
A aluna de IC e amiga, Illana Muniz, mais do que uma companheira de laboratório,
uma grande parceira durante as reações e estudos realizados.
As alunas de IC e amigas Emannuelly Gonçalves, Bárbara Valença, Isabela Santos,
Mariana Mendes, Kelly Mota e a aluna de mestrado Katharina Malafaia pela boa
convivência diária.
A secretária do Programa de Pós-Graduação em Ciências Aplicadas para a Saúde,
Adelina pela sempre boa atenção.
As técnicas Lívia Gonelli, Glauce Duarte e Ludmila Costa pela realização dos
espectros de Ressonância Magnética Nuclear (LAREMN-UFF).
As técnicas Rosana Valitutto e Vânia Braz pelos espectros na região do infravermelho.
Aos órgãos de fomento CNPQ, CAPES, FAPERJ, PRONEX pelo apoio e infraestrutura
durante a pesquisa.
LISTA DE ABREVIATURAS E CONVENÇÕES δ Deslocamento químico 1D Uma dimensão 2D Duas dimensões APT Attached Proton Test AST Antimicrobial susceptibility testing CAN Ceric ammonium nitrate CDCl3 Clorofórmio deuterado CMSP Linhagem de células mononucleadas isoladas de sangue periférico COSY Correlation Spectroscopy d Dupleto dd Duplo-dupleto DPM Desvio padrão da média dt Duplo-tripleto ERO’s Espécies reativas de oxigênio HCT-8 Linhagens celulares de adenocarcinoma de intestino HCT-116 Linhagem de células de câncer de cólon-retal humano HIV Human imunodeficiency virus HL-60 Linhagem de células leucêmicas humanas HMBC Heteronuclear Multiple Bond Correlation HSQC Heteronuclear Single Quantum Coherence IC50 Concentração requerida para atingir 50% do efeito inibitório máximo (µg/
mL) IV Espectroscopia na região do infravermelho J Constante de acoplamento m Multipleto MDA-MB435 Linhagens celulares de câncer de mama humano NCI National Cancer Institute NQO1 Quinona oxidoredutase 1 NQO2 Quinona oxidoredutase 2 OVCAR-8 Linhagem de células de câncer de ovário humano PF Ponto de Fusão ppm Parte por Milhão RMN 1H Ressonância magnética nuclear de hidrogênio RMN 13C Ressonância magnética nuclear de carbono s Singleto SF-295 Linhagem de glioblastoma humano t Tripleto T.L.C. Thin Layer Chromatography THF Tetrahidrofurano T.A. Temperatura ambiente TMS Trimetilsilano td Triplo-dupleto U1-Mel Linhagens de células de melanoma humano
RESUMO
Esse trabalho descreve uma nova metodologia sintética de novos derivados
pirazólicos análogos a 2,2-dimetil-2,3-di-hidronafto[1,2-b]furan-4,5-diona (nor-β-
lapachona), através da inserção do núcleo pirazólico a posição C-3 da nor-β-lapachona.
Nesta dissertação foram sintetizados 16 (dezesseis) substâncias inéditas, sendo oito da
família 3-pirazolil-2,2-dimetil-2,3-di-hidronafto[1,2-b]furan-4,5-diona contendo o
núcleo pirazólico acoplado à naftoquinona os quais foram submetidos a testes
biológicos para avaliação de suas atividades citotóxicas in vitro contra quatro linhagens
de células tumorais humanas e uma linhagem de células normais humanas. Todas as
amostras mostraram-se ativas para as linhagens tumorais e não apresentaram hemólise.
A metodologia clássica para a substituição nucleofílica no carbono 3 da nor-β-
lapachona desenvolvida pelo nosso grupo de pesquisa mostrou-se pouco eficaz, levando
a baixos rendimentos com formação de vários produtos colaterais. Desta forma,
realizou-se um estudo metodológico a fim de se viabilizar a síntese de uma família de 3-
pirazolil-nor-β-lapachonas com rendimentos satisfatórios. Assim, após várias
modificações nos parâmetros reacionais, observou-se que o melhor intermediário
sintético era o 3-hidroxi-2,2-dimetil-2,3-di-hidronafto[1,2-b]furan-4,5-diona.
ABSTRACT
This paper describes a new synthetic methodology to new pyrazole derivatives
analogous to the 2,2-dimethyl-2,3-dihidronaphtho-[1,2-b]-furan-4 ,5-dione (nor-β-
lapachone) by inserting the core pyrazolic on the C-3 position of the nor-β-lapachone.
In this essay were synthesized 16 (sixteen) new compounds, being eight 3-pyrazolyl-
2,2-dimethyl-2,3-dihidronaphtho [1,2-b]-furan-4 ,5-dione family containing core
pyrazolic naphthoquinone attached to which were submitted to biological tests to
evaluate their in vitro cytotoxic activities against four human tumor cell lines and
normal human cell line. All samples were active for tumor cell lines and showed no
hemolysis.
The classical methodology for the nucleophilic substitution at carbon 3 of the
nor-β-lapachone developed by our research group proved to be ineffective, leading to
low yields with the formation of various side products. Thus, there was a
methodological study in order to facilitate the synthesis of a family of 3-pyrazolyl-nor-
β-lapachones with satisfactory yields. Then, after the various modifications on the
reaction parameters, it was found that the better synthetic intermediate was the 3-
hydroxy-2,2-dimethyl-2,3-dihidronaphtho-[1,2-b]-furan-4 ,5-dione .
RESUMO GRÁFICO
ONN N
O N
NN
HN
NH
HN
N
NHN
CF3
(118) 21% (120) 14%(119) 15%
(121) 15%
S
Cl
(124) 82%
S
OCH3
(125) 80%
(126) 18%
HN
Br
BrBr
N
N N
Br CH3
Br
HN
N N
Br CH3
Br
(135) 27% (136) 25%
OBr
(137) 14%
(138) 32% (139) 21%
HN
N N
Br CH3 HN
N N
CH3
HN
N N
CH3
(139) 52%
(151) 29%(150) 37%
(149) 35%
(152) 35%
HN
N N
HN
N N
HN
N N
HN
N N
Br
OCH3
CH3
O
O
OH
O
O
OH
(44) 80%
(17)
OO
O
Br
(62)
Nu-H
OO
O
R1
O
O
O
OH
(140) 60%
1) MsOH2) Nu-H
O
OO
R2 =R1 =
R2
OH
(140) 30%
SUMÁRIO
1. Introdução ----------------------------------------------------------------------------------------1
1.1. Considerações iniciais ---------------------------------------------------------------1
2. Revisão Bibliográfica --------------------------------------------------------------------------6
2.1. Tabebuia impetiginosa --------------------------------------------------------------6
2.2. Quinonas ------------------------------------------------------------------------------7
2.2.1. Atividade biológica e sua relação com o estresse oxidativo -------10
2.3. Naftoquinonas ----------------------------------------------------------------------15
2.3.1. Lapachol e β-lapachona ------------------------------------------------19
2.3.2. Nor- β-lapachona --------------------------------------------------------24
2.4. Atividade antineoplásica ----------------------------------------------------------30
2.5. Heterociclos -------------------------------------------------------------------------35
2.5.1. Aminopirazol ------------------------------------------------------------36
2.6. Substituição no anel C -------------------------------------------------------------41
3. Objetivos ---------------------------------------------------------------------------------------46
3.1. Objetivo específico -----------------------------------------------------------------46
4. Justificativa -------------------------------------------------------------------------------------47
5. Metodologia ------------------------------------------------------------------------------------50
6. Resultados e Discussão -----------------------------------------------------------------------51
7. Testes Biológicos ----------------------------------------------------------------------------119
8. Conclusão -------------------------------------------------------------------------------------123
9. Parte experimental ---------------------------------------------------------------------------126
1
1) INTRODUÇÃO
1.1. Considerações Iniciais
Desde 1997 o grupo de pesquisa em Síntese Orgânica, coordenado pelo Prof.
Vitor Francisco Ferreira, do Departamento de Química Orgânica da Universidade
Federal Fluminense (UFF), vem dedicando-se a estudos mecanísticos e sintéticos dos
carboidratos1, nucleosídeos2 e diazo compostos3, naftoquinonas4 e heterociclos5. Nesses
estudos, podem ser destacados os usos de carboidratos como auxiliares de quiralidade6,
além da interface com diazo compostos e carboidratos, na síntese de heterociclos
pirrólicos7 e triazólicos8. Estas metodologias foram, também, aplicadas nas preparações
de nucleosídeos diretos e reversos.
1(a) Rianelli, R. S.; Silva, F. C.; Souza, M. C. B. V.; Ferreira, V. F.; Lett. Org. Chem. 2006, 3, 73; (b) Jordão, A. K.; Sathler, P. C.; Ferreira,V. F.; Campos, V. R.; de Souza, M. C. B. V.; Castro, H. C.; Lannes, A.; Lourenco, A.; Rodrigues, C. R.; Bello, M. L.; Lourenco, M. C. S.; Carvalho, G. S. L.; Almeida, M. C. B.; Cunha, A. C.; Ferreira, V. F.; Bioorg. Med. Chem. 2011, 19, 5605. 2(a) da Matta, A. D.; dos Santos, C. V. B.; Freitas, C. C.; Pereira, H. S.; Frugulhetti, I. C. P. P.; Corrêa, L. C. D.; Oliveira, M. R. P.; de Souza, M. C. B. V.; Moussatché, N.; Ferreira, V. F.; Rabello, R. F.; Heteroatom. Chem. 1999, 10, 197; (b) Cunha, A. C.; Pereira, L. O. R.; de Souza, R. O. P.; de Souza, M. C. B. V.; Ferreira, V. F.; Nucleos. Nucleot. Nucl. 2001, 20, 1555; (c) Alves, T. R.; Pinto, A. C.; Pereira, H. S.; Ferreira, L. R. L.; Moussatché, N.; Frugulhetti, I. C. de P. P.; Souza, M. C. B. V.; Ferreira, V. F.; Nucleos. Nucleot. Nucl. 2004, 23, 735. 3(a) Ferreira, V. F; Pereira, L. O. R.; de Souza, M. C. B. V.; Cunha, A. C.; Quim. Nova 2001, 24, 540; (b) Rianelli, R. de S.; Souza, M. C. B. V.; Ferreira, V. F.; Synth. Commun. 2004, 35, 931. 4(a) Abreu, F. C.; Ferreira, D. C. M.; Wadhawan, J.; Amatore, C.; Ferreira, V. F.; Ferreira, V. F.; Silva, M. N.; Souza, M. C. B. V.; Gomes, T. S.; Ximenes, E. A.; Goulart, M. O. F.; Electrochem. Commun. 2005, 7, 767; (b) Ferreira, S. B.; Sodero, A. C. R.; Cardoso, M. F. C.; Lima, E. S.; Kaiser, C. R.; Silva, F. P.; Ferreira, V. F.; Ferreira, V. F.; J. Med. Chem. 2010, 53, 2364. 5(a) Souza, M. C. B. V.; Bernardino, A. M. R.; Chaves, S. A.; Ferreira, V. F.; Romeiro, G. A.; Schmitz, F. J.; Gomes, C. R. B.; Lepesch, C. M. O.; Frugulhetti, I. C. P. P.; Oliveira, M. R. P.; Pereira, H. S.; Lee M. Y. T.; Heterocycl. Commun. 1997, 3, 527; (b) Ferreira, V. F.; Curr. Org. Chem. 2007, 11, 177. 6da Silva Junior, R. C.; Ferreira, V. F.; Tetrahedron:Asymmetry 2004, 15, 2719 7(a) Cunha, A. C.; Ferreira, V. F.; de Souza, M. C. V. B.; Pereira, L. O. R.; Synth. Commun. 2000, 40, 3215; (b) Ferreira, V. F.; de Souza, M. C. B. V; Cunha, A. C.; Pereira, L. O. R; Ferreira, M. L. G.; Org. Prep. Proced. Int. 2001, 33, 411; (c) Ferreira, V. F.; de Souza, M. C. B. V.; Cunha, A. C.; Pereira, L. O. R.; J. Braz. Chem. Soc. 2002, 13, 368; (d) Silva, F. C.; Fonseca, M. G.; Rianelli, R. S.; Cunha, A. C.; Souza, M. C. B. V.; Ferreira, V. F.; Beilstein J. Org. Chem. 2008, 4, 45. 8(a) de Souza, M. C. B. V.; Ferreira, M. L. G.; Cunha, A. C.; Ferreira, V. F.; Cadernos de Química UFRJ, Ed. A. C. Pinto, IQ- UFRJ 1999; (b) Cunha, A. C.; Figueiredo, J. M.; Tributino, J. L. M.; Miranda, A. L. P.; Castro, H. C.; Zingali, R. B.; Fraga, C. A. M.; Souza, M. C. B. V.; Ferreira, V. F.; Barreiro, E. J.; Bioorg. Med. Chem. 2003, 11, 2051; (c) Costa, M. S.; Boechat, N.; Rangel, E. A.; Silva, F. de C.; Rodrigues, C. R.; Castro, H. C.; Lourenço, M. C. S.; Wardell, S. M. S. V.; Ferreira, V. F.; Bioorg. Med. Chem. 2006, 14, 8644; (d) Campos, V. R.; Abreu, P. A.; Castro, H. C.; Rodrigues, C. R.; Jordão, A. K.; Ferreira, V. F.; Souza, M. C. B. V.; Santos, F. C.; Moura, L. A.; Domingos, T. S.; Bioorg. Med. Chem 2009, 17, 7429.
2
Adicionalmente, o grupo vem se dedicando, também, ao estudo da síntese de
novas naftoquinonas que possam apresentar melhor perfil (índice de seletividade) para
diversos tipos de atividades biológicas9.
As quinonas são produtos naturais de ampla distribuição na natureza tendo como
características marcantes as suas diversificadas atividades biológicas que,
fundamentalmente, são dependentes das suas estruturas químicas. Nos últimos anos
cresceu significativamente o interesse nesta classe de substâncias devido à atuação em
processos bioquímicos vitais. Os variados estudos farmacológicos mais recentes,
publicados por diversos grupos de pesquisa, demonstram sua importância como classe
de substâncias bioativas.
É importante mencionar os variados e interessantes aspectos estruturais desta
classe de compostos, tais como a ocorrência de rearranjos no esqueleto carbônico e as
reatividades seletivas das carbonilas. Esses aspectos são desafios para química orgânica
sintética que podem desenhar reações para a produção de novas famílias de substâncias
bioativas.
9(a) Freitas, C. C.; Ferreira, M. L. S.; Oliveira, C. G. T.; Ferreira, V. F.; Carballido, J. M.; Silva, J. M.; Leda, P. H.; Corrêa, L. C. D.; J. Bras. Doenças Sex. Transm. 1997, 9, 17; (b) Freitas, C. C.; Ferreira, M. L. S.; Oliveira, C. G. T.; Ferreira, V. F.; Carballido, J. M.; Silva, J. M.; Leda, P. H.; Corrêa, L. C. D.; BioScience 1997, 9, 13; (c) Oliveira, C. G. T.; Miranda, F. F.; Ferreira, V. F.; Freitas, C. C.; Rabello, R. F.; Carballido, J. M.; Corrêa, L. C. D.; J. Braz. Chem. Soc. 2001, 12, 339; (d) Oliveira, C. G. T.; Ferreira, V. F.; Freitas, C. C.; Heterocycl. Commun. 2002, 8, 199; (e) da Silva Junior, E. N.; de Souza, M. C. B. V.; Pinto, A. V.; Pinto, M. C. F. R.; Nogueira, C. M.; Ferreira, V. F.; Azeredo, R. B. V.; Magn. Reson. Chem. 2008, 46, 1158; (f) Hernández, D. M.; Valencia, D. P.; González, F. J.; González, I.; Abreu F. C.; Silva Júnior E. N.; Ferreira, V. F.; Pinto, A. V.; Goulart, M. O. F.; Frontana C.; Org. Biomol. Chem. 2008, 6, 3414; (g) Silva Junior, E. N.; Menna-Barreto, R. F. S.; Pinto, M. C. F. R.; Silva, R. F. S.; Teixeira D. V.; Souza, M. C. B. V.; de Simone, C. A.; de Castro, S. L.; Ferreira, V. F.; Pinto, A. V.; Eur. J. Med. Chem. 2008, 43, 1774; (h) Bourguignon, S. C.; Castro, H. C.; Santos, D. O.; Alves, C. R.; Ferreira, V. F.; Seguis, W. S.; Gama, I. L.; Silva, F. C.; Pinho, R. T.; Exp. Parasitol. 2009, 122, 916; (i) da Silva, Junior, J. N.; de Moura, M. A. B. F.; Pinto, A. V.; Pinto, M. do C. R. F.; Souza, M. C. B. V.; Araújo, A. J.; Pessoa, C.; Costa-Lotufo, L. V.; Montenegro, R. C.; Moraes, M. O.; Ferreira, V. F.; Goulart, M. O. F.; J. Braz. Chem. Soc. 2009, 20, 635; (j) Souza, A. A.; de Moura, M. A. B. F.; Abreu F. C.; Goulart, M. O. F.; da Silva, E. N.; Pinto, A. V.; Ferreira, V. F.; Moscoso, R.; Núñez-Vergara, L. J.; Squella, J. A.; Quím. Nova 2010, 33, 2075; (l) Freire, C. P. V.; Ferreira, S. B.; de Oliveira, N. S. M.; Matsuura, A. B. J.; Gama, I. L.; da Silva, F. de C.; de Souza, M. C. B. V.; Lima, E. S.; Ferreira, V. F.; Med. Chem. Commun. 2010, 1, 229; (m) Ferreira, S. B.; Silva, F. C.; Bezerra, F. A. F. M.; Lourenço, M. C. S.; Kaiser, C. R.; Pinto, A. C.; Ferreira, V. F.; Arch. Pharm. 2010, 343, 81; (n) Ferreira, S. B.; Salomão, K.; Silva, F. C.; Pinto, A. V.; Kaiser, C. R.; Pinto, A. C.; Ferreira, V. F.; de Castro, S. L.; Eur. J. Med.Chem. 2011, 46, 3071; (o) Bourguignon, S. C.; Cavalcanti, D. F. B.; de Souza, A. M. T.; Castro, H. C.; Rodrigues, C. R.; Albuquerque, M. G.; Santos, D. O.; da Silva, G. G.; da Silva, F. C.; Ferreira, V. F.; Exp. Parasitol. 2011, 127, 160; (p) Lourenço, A. L.; Paula A. A.; Leal, B.; Silva Júnior, E. N.; Pinto, A. V.; Pinto, M. C. F. R.; Souza, A. M. T.; Novais, J. S.; Paiva, M. B.; Cabral, L. M.; Rodrigues, Carlos R.; Ferreira, V. F.; Castro, H. C.; Curr. Microbiol. 2011, 62, 684.
3
Uma das características das quinonas é a presença de duas carbonilas que
formam um sistema conjugado, dienonas cíclicas, com pelo menos duas ligações duplas
C=O. Quanto à classificação, esta se dá com base nos esqueletos carbônicos, sendo
subdivididas em diferentes grupos, utilizando como critério o tipo de anel aromático em
que estão inseridas as carbonilas, a saber: as benzoquinonas, que possuem um anel
benzênico; o anel naftalênico, que está presente nas naftoquinonas; e as antraquinonas,
que contém um anel antracênico.
Numa observação mais apurada sobre a importância das quinonas,
especialmente de benzoquinonas, naftoquinonas e antraquinonas, pode-se ressaltar um
grande número de fármacos desses grupos que possuem aplicações práticas
reconhecidas10. Um exemplo é o cloridrato de mitoxantrona (Mitostate®)11 (1), um
antineoplásico pertencente à família das antracenodionas sintéticas, indicado para a
quimioterapia em pacientes com câncer de mama, incluindo doenças localmente
avançadas ou metastáticas, leucemias agudas mieloides e linfomas não-Hodgkin. Outros
exemplos serão detalhados ao longo desta dissertação.
OH
OH O
O HNHN
OH
HNNH
OH
Mitoxantrona (Mitostate®) (1)
.2HCl
Figura 01: Estrutura química do cloridrato de mitoxantrona
As quinonas estão presentes na humanidade desde eras remotas, para os mais
diversos fins. Até os dias atuais, continuam sendo valiosos corantes ou intermediários
para a produção de outros corantes, pois são dotadas de excepcionais propriedades
fixadoras. O membro dessa família mais simples é a antraquinona, que foi preparada
pela primeira vez em 1836, por Auguste Laurent12, através da oxidação do antraceno
pelo ácido nítrico.
Fármacos de origem vegetal, que contém núcleos antraquinônicos
(antracênicos), são empregados desde a antiguidade como laxativos e purgativos. Dentre
10Asche, C.; Mini-Rev. Med. Chem. 2005, 5, 449. 11Site: http://www4.anvisa.gov.br/base/visadoc/BM/BM[26082-1-0].PDF; Acesso em 26/06/2012. 12Blondel-Megrelis, M.; Rev. Hist. Pharm. 2001; 49, 303.
4
as drogas antraquinônicas mais importantes utilizadas na terapêutica, podemos citar o
ruibarbo (Rheum palmatum, Polygonaceae), a cáscara sagrada (Rhamnus purshiana,
Rhamnaceae), a sene (Cassia angustifolia, C. senna, Senna Alexandrina,
Cesalpinaceae) e a babosa (Aloe vera, A. barbadensis e várias outras espécies,
Liliaceae)13.
Em termos ecológicos, as quinonas são reputadas como agentes protetores, não
só de plantas como, também, de insetos. Um caso inusitado, mas não menos conhecido,
é a estratégia quinonoídica adotada por alguns besouros no combate de predadores. O
Besouro-bombardeiro, Pheropsophus verticalis, lança como defesa um borrifo
superaquecido de uma substância altamente irritante, contendo benzoquinonas14.
Figura 02: Besouro-bombardeiro e a liberação de mistura contendo benzoquinonas15
O besouro possui dois globos secretores no abdome, de soluções concentradas
de hidroquinona (2) e peróxido de hidrogênio. Tal mistura é armazenada em uma
vesícula coletora e, ao sentir-se ameaçado, remete-a para outro compartimento onde
enzimas catalisam a reação exotérmica formando benzoquinona (3) e água16 (Esquema
01).
OH
OH
O
O
H2O2 2 H2Oenzimas ∆Hº = 204 KJ/Mol
Hidroquinona (2) Benzoquinona (3) Esquema 01: Reação exotérmica de formação da benzoquinona
13Gobbo-Neto, L.; Lopes, N. P.; Quim. Nova 2007, 30, 374. 14Peruzzo, F. M.; do Canto, E. L.; Química na abordagem do cotidiano, 3ª ed., Moderna: São Paulo, 2007. 15Site: http://curiosidadesanimalisticas.blogspot.com.br/2010/12/besouro-bombardeiro.html; Acesso em 17/05/2012. 16Site: http://www.pnas.org; Acesso em 07/01/2012.
Besouro-bombardeiro - Pheropsophus verticalis
5
As quinonas em geral estão envolvidas em etapas importantes do ciclo de vida
de seres vivos, principalmente nos níveis da cadeia respiratória e da fotossíntese17 e,
portanto, são de vital importância para vegetais superiores, artrópodes, fungos, liquens,
bactérias, algas e vírus18. A distribuição dessas substâncias nos variados organismos
implica participação em múltiplas funções biológicas, agindo de forma diferenciada em
diversos ciclos bioquímicos19. As ubiquinonas e as plastoquinonas (benzoquinonas) são
exemplos com atuação reconhecida e que participam no transporte de elétrons em
processos respiratórios e na fotossíntese20. As naftoquinonas, como exemplo, as
vitaminas do tipo K, de irrestrita necessidade aos seres vivos,21 possuem ação
controladora da coagulação sanguínea.
Em termos de síntese e a prospecção de atividades biológicas, as características
das quinonas e diversas publicações recentes indicaram o quanto ainda existe de
potencial nesta classe de substâncias como temas de estudos químicos sintéticos e
farmacológicos. A busca por novos derivados mais bioativos e seletivos continua sendo
tema importante a ser estudado. Dentro desse contexto incluem-se os objetivos desse
trabalho, que visa desenvolver novos derivados com potenciais atividades biológicas,
derivados da nor-β-lapachona.
17Patai, A.; The Chemistry of the Quinoidal Compounds, Jonh Wiley Sons: London, 1974. 18Thompson, R. H.; Naturally Occuring Quinones IV: Recents Advances, Champman & Hall: London, 1997. 19Barreiro, E. J.; da Silva, J. E. M.; Fraga, C. A. M.; Quím. Nova 1996, 19, 641. 20Goodwin, T. W.; Mercer, E. I.; Introduction to plant Biochemistry, Pergamon Press: New York, 1972. 21Mahler R. H.; Lordes H. E.; Biological Chemistry, 2ª ed., Herper International Edition: London, 1971.
6
2) REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
(2.1) Tabebuia impetiginosa
Tabebuia, mais conhecidamente como Ipê e Pau-d'arco, é o gênero
predominante da região neotropical que compreende a América Central sendo mais
comum a da família Bignoniaceae22.
A espécie Tabebuia impetiginosa tem como nomes populares ipê-rosa, pau-
d'arco, piúna, ipê-roxo, ipê-roxo-de-bola, ipê-una, ipê-roxo-grande, ipê-de-minas,
piúna-roxa. Suas propriedades medicinais são conhecidas desde a época dos Incas,
tendo sido empregadas em preparações etnobotânicas, com indicações no combate a
doenças como câncer, sífilis, malária, febres, tripanossomíases, fungos, infecções
bacterianas e desordens estomacais23.
Uma série de compostos naturais existem na casca e no cerne das árvores desta
espécie e entre eles pode-se citar os flavonoides24, dialdeídos ciclopentenos25, ácido
benzóico e derivados benzaldeídicos26, quinonas27 e, as mais importantes,
naftoquinonas e antraquinonas28.
Figura 03: Tabebuia impetiginosa29
22Castellanos, J. R. G.; Prieto, J. M.; Heinrich, M.; J. Ethnopharmacol. 2009, 121, 1. 23Pérez-Sacau, E.; Estévez-Braun, A.; Ravelo, A. G.; Ferro, E. A.; Tokuda, H. A.; Mukainaka, T.; Nishino, H.; Bioorg. Med. Chem. 2003, 11, 483. 24Blatt, C. T. T.; Salatino, A.; Salatino, M. F.; Biochem. Syst. Ecology 1996, 24, 89. 25Koyama, J.; Morita, I.; Tagahara, K.; Iría, K. J.; Phytochemistry 2000, 53, 869. 26Wagner, H.; Kreher, B.; Lotter, H.; Hamburger, M. O.; Cordell, G. A.; Helv. Chim. Acta 1989, 72, 659. 27Sharma, P. K.; Khanna, R. N.; Rohatgi, B. K.; Thomson, R. H.; Phytochemstry 1988, 27, 632. 28(a)Thomson, R. H.; Naphthoquinones, Naturally occurring Quinones, Academic Press: London, 1971; (b) Manners, G. D.; Jurd, L.; Phytochemistry 1976, 15, 225. 29Site: http://orienteocidente.wordpress.com/2011/03/22/ipe-roxo-tabebuia-impetiginosa/; Acesso em 17/05/2012.
7
(2.2) QUINONAS
As quinonas representam uma classe de substâncias naturais e sintéticas que
possuem uma enorme variedade de efeitos benéficos. Elas caracterizam uma classe de
moléculas de prevenção e tratamento contra doenças severas, como por exemplo, a
osteoporose e doenças cardiovasculares.
Os compostos quinonoídicos vêm sendo descritos como importantes estruturas
presentes em substâncias possuidoras de diversidade farmacológica30, pois demonstram
atividade antitumoral30, tripanocida31 e bactericida32.
Dentre as quinonas bioativas, destacam-se algumas orto- e para-naftoquinonas
naturais e sintéticas, que nos últimos anos têm sido foco de interesse de muitos
pesquisadores. Atuam como antioxidantes e estabilizadores de membranas, prevenindo
danos celulares provenientes de processos metabólicos33 e protegendo contra graves
doenças crônicas, como Parkinson e aquelas ligadas ao coração34.
OO
o-benzoquinona(4)
p-benzoquinona(3)
O
O
O
Op-naftoquinona
(5)
O
OAntraquinona
(7)
OO
o-naftoquinona(6)
OO
Fenantrenoquinona(8)
Figura 04: Estrutura química das quinonas
30(a) da Silva Junior, E. N.; de Moura, M. A. B. F.; Pinto, A. V.; Pinto, M. C. F. R.; de Souza, M. C. B. V.; Araujo, A. J.; Pessoa, C.; Costa-Lotufo, L. V.; Montenegro, R. C.; de Moraes, M. O.; Ferreira, V. F.; Goulart, M. O. F.; J. Braz. Chem. Soc. 2009, 20, 635; (b) da Silva Junior, E. N.; de Deus, C. F.; Cavalcanti, B. C.; Pinto, M. C. F. R.; Pessoa, C.; Costa-Lotufo, L. V.; Montenegro, R. C.; de Moraes, M. O.; de Simone, C. A.; Pinto, A. V.; Ferreira, V. F.; Goulart, M. O. F.; Andrade, C. Z. K.; J. Med. Chem. 2010, 53, 504. 31(a) da Silva Junior, E. N.; Guimarães, T. T.; Menna-Barreto, R. F. S.; Pinto, M. C. F. R.; de Simone, C. A.; Pessoa, C.; Cavalcanti, B. C.; Sabino, J. R.; Goulart, M. O. F.; Andrade, C. Z. K.; de Castro, S. L.; Pinto, A. V.; Bioorg. Med. Chem. 2010, 18, 3224. (b) da Silva Junior, E. N.; Menna-Barreto, R. F. S.; Pinto, M. C. F. R.; Silva, R. S. F.; Teixeira, D. V.; de Souza, M. C. B. V.; de Simone, C. A.; de Castro, S. L.; Ferreira, V. F.; Pinto, A. V.; Eur. J. Med. Chem. 2008, 43, 1774. 32Lourenço, A. L.; Abreu, P. A.; Leal, B.; da Silva Junior, E. N.; Pinto, A. V.; Pinto, M. C. F. R.; Souza, A. M. T.; Novais, J. S.; Paiva, M. B.; Cabral, L. M.; Rodrigues, C. R.; Ferreira, V. F.; Castro, H. C.; Curr. Microbiol. 2011, 62, 684. 33Nageswara R. R.; Kumar. M. V.; Shinde, D. D.; J. Pharm. Biomed. Anal 2008, 47, 230. 34Cleren, C.; Yang, L.; Lorenzo, B.; J. Neurochem. 2008, 104, 1613.
8
As antraquinonas são quimicamente definidas como substâncias fenólicas
derivadas da dicetona do antraceno. A antraquinona é tóxica, podendo ser formada no
ambiente pela foto-oxidação de contaminantes, como hidrocarbonetos aromáticos
policíclicos35.
As benzoquinonas têm um papel importante no processo de fotossíntese de
plantas e bactérias36, atuando como transportadores redox nesse processo. A
plastoquinona (9) é um derivado trissubstituído da benzoquinona contendo dois grupos
metila nas posições C-2 e C-3 e uma cadeia lateral poli-isoprenóide. São encontradas
nos cloroplastos da clorofila das plantas. Seu processo de redução gera o plastoquinol
(10)37.
O
O
H3C
H3C
Plastoquinona (9)
CH3
H
9
+ 2e + 2H+ Redução
Oxidação
OH
OH
H3C
H3CCH3
H
9
Plastoquinol (10) Esquema 02: Redução da plastoquinona (9) durante o processo fotossintético
Outro exemplo bem conhecido é a Coenzima Q ou Ubiquinona (11), único
terpenóide endogenamente sintetizado através da via do mevalonato, que apresenta
função redox38. Sua forma antioxidante, o ubiquinol (12) inibe a iniciação e propagação
da peroxidação lipídica, com consequente impedimento da formação de radical peroxila.
Além disso, a Coenzima Q (11) regenera a vitamina E do radical tocoferila39,40.
O
O
O
O nn = 6-10
O
O
OH
OHn
n = 6-10
2e + 2H
Coenzima Q (11) Ubiquinol (12)
Esquema 03: Redução da coenzima Q (11) gerando o ubiquinol (12)
35Mallakin, A.; Dixon, D. G.; Greenberg, B. M.; Chemosphere 2000, 40, 1435. 36Lubitz, W.; Pure Appl. Chem. 2003, 75, 1021. 37Barja, P. R.; Tese de doutorado, Universidade de Campinas, Brasil, 2000. 38Gandra, P. G.; Alves, A. A.; Macedo, D. V.; Kubota, L. T.; Quim. Nova 2004, 17, 980. 39Turunen, M.; Olsson, J.; Dallner, G.; Biochim. Biophys. Acta 2004, 1660, 171. 40Tang, P. H.; Miles, M. V.; De Grauw, A.; Hershey, A.; Pesce, A.; Clin. Chem. 2001, 47, 256.
9
Já sobre as naftoquinonas, temos as vitaminas do tipo K (13), essenciais na
manutenção da coagulação sanguínea41, na prevenção de doenças cardiovasculares, bem
como prevenindo e tratando a osteoporose.
O
O
n n = 3n = 3
Filoquinona - Vit. K1
O
O
n
Menaquinona - Vit. K2
Vitaminas do tipo K (13) Figura 05: Vitaminas do tipo K (13)
As quinonas são estruturas que estão presentes em fungos, bactérias42 e, em
menores quantidades, nos animais43 e são produzidas normalmente por oxidação de
vários produtos naturais44. Essa oxidação ocorre pela ação de mono-oxidases ou
peroxidases45 nos substratos característicos dos produtos naturais, ou seja, compostos
aromáticos contendo oxigênio.
Ainda podem ser encontradas na atmosfera, sendo frequentemente tóxicas,
podendo levar a uma variedade de efeitos citotóxicos e genotóxicos45, além de agravar
problemas inflamatórios e alérgicos46.
A maioria das quinonas presentes no ar encontra-se na constituição de
compostos policíclicos aromáticos, como antraquinonas, naftoquinonas e
fenantrenoquinonas47. A antraquinona está relacionada com um biomarcador para o
estresse oxidativo no organismo humano, a 8-hidroxi-2-deoxiguanosina (14)48. Já as
1,2-naftoquinonas causam exarcebação de problemas respiratórios, como a asma49. O
41Ahmed, S.; Kishikawa, N.; Nakashima, K.; Anal Chim. Acta. 2007, 591, 148. 42Carrasco, I. J.; Marquez, M. C.; Xue, Y.; Int. J. Syst. Evol. Micr. 2008, 58, 1961. 43Thmson, R. H.; Pharm. Weekblad. 1991, 13, 70. 44Souza, E. T.; da Silva, M. M.; de Andrade, S. J.; Cardoso, M. P.; Silva, L. A.; de Andrade, J. B.; Thermochim. Acta 2012, 529, 1. 45Zhang, Q.; Tu, T.; d’Avignon, D. A.; Gross, M. L.; J. Am. Chem. Soc. 2009, 131, 1067. 46Hiyoshi, K.; Takanow, H.; Inouew, K. I.; Ichinosez, T.; Yanagisawaw, R.; Tomura, S.; Kumagai, Y.; Clin. Exp. Allergy 2005, 35, 1243. 47Walgraeve, C.; Demeessere, K.; Dewulf, J.; Zimmermann, R.; Langenhove, H. V.; Atmos. Environ. 2010, 44, 1831. 48Wei, Y. J.; Han, I. K.; Hu, M.; Shao, M.; Zhang, J. J.; Tang, X. Y.; Chemosphere 2010, 81, 1280. 49Kikuno, S.; Taguchi, K.; Iwamoto, N.; Yamano, S.; Cho, A. K.; Froines, J. R.; Kumagai, Y.; Toxicol. Appl. Pharmacol. 2006, 210, 47.
10
acenafteno-quinona (15) induz a expressão da ciclooxigenase-2, uma enzima
fundamental em processos inflamatórios50.
O
OAntraquinona
(7) HNN
N
NO
H2N
OH
O OH
OH8-hidroxi-2-deoxiguanosina
(14) OO
1,2-naf toquinona (6)
OO
Acenaf teno-quinona(15)
Figura 06: Quinonas presentes em partículas na atmosfera, causadores de doenças
(2.2.1) ATIVIDADE BIOLÓGICA E SUA RELAÇÃO COM O
ESTRESSE OXIDATIVO
O fundamental na química das quinonas é a sua facilidade de redução e,
portanto, a sua capacidade de atuar como um agente oxidante ou desidrogenante,
habilidade essa relacionada à sua estrutura. De fato, as atividades biológicas desses
compostos estão, em geral, diretamente relacionadas ao seu poder de induzir o estresse
oxidativo nas células51, através da formação de espécies reativas de oxigênio (ERO’s).
A geração das ERO’s ânions radicais superóxidos (O2.-), radicais hidroxila
(·OH), peróxido de hidrogênio (H2O2) e oxigênio singlete (1O2)52 no ambiente celular
são responsáveis pela condição descrita como estresse oxidativo, causando danos
irreversíveis em algumas das biomoléculas-chaves, como o DNA e proteínas, alterando
e possibilitando controlar as atividades biológicas53, podendo levar até mesmo à morte
50Chung, S. W.; Chung, H. Y.; Toriba, A.; Kameda, T.; Tang, N.; Kizu, R.; Hayakawa, K.; Toxicol. Sci. 2007, 95, 348. 51Ferraz, P. A. L.; de Abreu, F. C.; Pinto, A. V.; Glezer, V.; Tonholo, J. Goulart, M. O. F. J. Electroanal. Chem. 2001, 507, 275. 52Almeida, E.R.; Silva-Filho, A.A.A.; Santos, E. R.; Lopes, C. A.; J. Ethnopharmacol. 1990, 29, 239. 53Salas, C.; Tapia, R. A.; Ciudad, K.; Armstrong, V.; Orellana, M.; Kemmerling, U.; Ferreira, J.; Maya, J. D.; Morello, A.; Bioorg. Med. Chem. 2008, 16, 668.
11
celular programada (apoptose)54, conforme o ciclo redox mostrado no Esquema 0455,56.
O dano oxidativo em sistemas biológicos, seja acidental ou intencionalmente, é a
maior causa de morte celular57.
Esquema 04: Resumo esquemático do ciclo oxidativo das quinonas, representado pela β-lapachona58
O substrato quinonoídico (Q) sofre biorredução por um ou dois elétrons, através
de catalisadores, formando a espécie ânion ou diânion radical correspondente in situ,
isto é, o ânion semi-quinona (Q·-) ou o diânion semi-quinona (Q·-2).
A redução das quinonas por um elétron pode ser catalisada por enzimas como
NADPH citocromo P450 redutase (P450R), NADH citocromo b5 redutase (b5R) e
NADH ubiquinona oxidoredutase59. O radical semi-quinona, formado pela redução de
um elétron, pode sofrer oxidação, em condições aeróbicas, restaurando a quinona
inicial, com a geração de radical ânion superóxido (O2·-). Essa forma radicalare, em
solução aquosa, reage com o oxigênio molecular, dando origem ao peróxido de
hidrogênio. O peróxido de hidrogênio, na presença de ferro, forma o radical hidroxila
54Garnier, S.; Wolfender, J. L.; Nianga, M.; Stoeckli-Evans, H.; Hostettmann, K.; Phytochemistry 1996, 42, 1315. 55Pinto, C. N.; Dantas, A. P.; De Moura, K. C. G.; Emery, F. S.; Polequevitch, P. F.; Pinto, M. C. F. R.; de castro, S. L.; Pinto, A. V.; Arzneimittel-Forsch. 2000, 50, 1120. 56De Moura, K. C. G.; Emery, F. S.; Neves-Pinto, C.; Pinto, M. C. F. R.; Dantas, A. P.; Salomão, K.; de Castro, S. L.; Pinto, A. V.; J. Braz. Chem. Soc. 2001, 12, 325. 57Martindale, J. L.; Holbrook, N. J.; J. Cell. Physiol. 2002, 192, 1. 58da Silva, M. N.; de Souza, M. C. B. V.; Ferreira, V. F.; Quim. Nova 2003, 26, 407. 59(a) Wang, Y.; Gray, J.; Mishin, V.; Mol. Cancer Ther. 2010, 9, 1852. (b) Yan, C.; Kepa, J. K.; Siegel, D.; Mol. Pharmacol. 2008, 74, 1657. (c) Holtz, K. M.; Rockwell, S.; Tomasz, M.; J. Biol. Chem. 2003, 278, 5029.
12
(HO.), através da Reação de Fenton60. Acredita-se, também, que a formação do radical
hidroxila ocorra por uma reação do peróxido de hidrogênio com O2-, numa reação
conhecida como Haber-Weiss61. O radical hidroxila é a espécie reativa de oxigênio que
causa os maiores danos celulares, pois a adição desse radical na dupla hélice do DNA é
rapidíssima, quebrando-a em uma ou duas fitas. O ataque pelo radical à topologia da
macromolécula ocorre nas bases nitrogenadas que são aceptoras de radicais, ou se dá
nas unidades de carboidratos, resultando em quebra da ligação N-glicosídica.
O2 + Fe+3 O2 + Fe+2
H2O2 + Fe+2 Fe+3 + OH + OH
Reação de Fenton Reação de Haber-Weiss
H2O2 + O2 O2 + OH + OH
Esquema 05: Reação de Fenton e de Haber-Weiss
Apesar do importante papel que as enzimas possuem na ativação do processo de
biorredução em alguns agentes tumorais os efeitos quimioterápicos parecem ser
dependentes, tanto da atividade enzimática quanto da concentração da droga62. Um
exemplo bem conhecido que ilustra esse caso é a 2,5-diaziridinil-3-hidroximetil-6-metil-
1,4-benzoquinona63 (16). Embora a redução desse composto cause a produção de
espécies reativas de oxigênio e também danos ao DNA, esses efeitos tóxicos somente
são observados em células tumorais com altos níveis de atividade enzimática e altas
concentrações da droga64.
O
O
N
NOH
(16) Figura 07: Estrutura química da 2,5-diaziridinil-3-hidroximetil-6-metil-1,4-benzoquinona (16)
60(a) Asche, C.; Mini-Rev. Med. Chem. 2005, 5, 449; (b) Zani, C.L.; Chiarib, E.; Krettlia, A.U.; Murtaa S. M. F.; Cunninghamc, M.L.; Fairlambc, A.H.; Romanha, A.J.; Bioorg. Med. Chem. 1997, 5, 2185. 61Brumark, A.; Cadenas, E.; Free Radic. Bio. Med. 1989, 7, 435. 62El-Najjar, N.; Gali-Muhtasib, H.; Ketola, R. A.; Vuorela, P.; Urtti, A.; Vuorela, H.; Phytochemistry 2011, 10, 353. 63Nemeikaite-Ceniene, A.; Sarlauskas, J.; Anusevicius, Z.; Arch. Biochem. Biophys. 2003, 416, 110. 64Begleiter, A.; Leith, M. K.; Patel, D.; Cancer Chemoth. Pharm. 2007, 60, 713.
13
As quinonas também podem sofrer redução por dois elétrons através de um
processo catalisado por flavoenzimas citosólicas, como a oxidoredutase aceptor de
quinona (NQO). Mais especificamente, temos a NQO1, também conhecida como DT-
diaforese, e a NQO2, estudada em menor grau, pois catalisa as mesmas reações que a
NQO1, porém em taxas mais baixas65. Ainda comparando-se ambas, a NQO2 é menos
efetiva na transferência de dois elétrons para a quinona66.
A NQO1 torna-se assim uma flavoenzima diferenciada por três aspectos, a
saber: exibe uma reatividade inespecífica para NADH e NADPH, mostrando também
uma especificidade ampla em aceitar elétrons, o que proporciona a redução de vários
tipos estruturais diferentes de quinonas67; é fortemente inibida por anticoagulantes orais,
como o dicumarol68; e por fim, a capacidade de catalisar as chamadas transferências
obrigatórias de dois elétrons69.
Esse tipo de transferência obrigatória de dois elétrons compete com as reduções
por um elétron, catalisada por enzimas, protegendo as células do estresse oxidativo70.
Essa proteção resulta na conversão da quinona em hidroquinona, ao invés de produzir as
semiquinonas e as espécies reativas de oxigênio, as quais são geradas pelo ciclo redox
de semiquinonas, na presença de oxigênio molecular68.
A transferência de elétrons e a cinética do processo de geração destas espécies
são dependentes do potencial de redução da quinona envolvida no processo, ou seja,
está na sua capacidade intrínseca de aceitar elétrons e esta, por sua vez, está relacionada
à presença de substituintes na parte quinonoídica, ou nas regiões próximas, que modula
as propriedades redox responsáveis. Devido a esse processo as quinonas têm forte
citotoxicidade nas células cancerígenas e normais, e também atuam nas enzimas como
as topoisomerases, que são críticas para a replicação do DNA71.
Na tentativa de eliminar estas espécies oxidantes as células desencadeiam
mecanismos de desintoxicação, através dos agentes antioxidantes intracelulares. Para
uma perfeita eliminação ou controle do estresse oxidativo existem muitos agentes
intracelulares antioxidantes, como α-tocoferol, a vitamina C, as enzimas superóxido
65Jaiswal, A. K.; J. Biol. Chem. 1994, 269, 14502. 66Wu, K.; Knox, R.; Sun, X. Z.; Arch. Biochem. Biophys. 1997, 347, 221. 67Gaikwad N. W.; Rogan, E. G.; Cavalieri, E. L.; Free Radic. Bio. Med. 2007, 43, 1289. 68Bianchet, M. A.; Faig, M.; Amzel. L. M.; Method. Enzymol. 2004, 382, 144. 69Cadenas, E.; Biochem. Pharmacol. 1995, 49, 127. 70Gong, X.; Gutala, R.; Jaiswal, A. K.; Vitam. Horm. 2008, 78, 85. 71Staglianoa, K. W.; Emadia, A.; Lu, Z.; Malinakovaa, H. C.; Twentera, B.; Yua, M. ; Hollandb, L. E.; Romb, A. M.; Harwoodc, J. S.; Amind, R.; Johnsond, A.; Yves, P.; Bioorg. Med. Chem. 2006, 14, 5651.
14
dismutase (SOD), catalase (CAT), glutationa redutase (GSH) e glutationa peroxidase
(GPX). Em sistemas onde ocorre uma persistência do ciclo redox, ou então faltam
mecanismos de proteção, há um aumento intracelular dos oxidantes O2•- e H2O2,
promovendo a danificação de componentes celulares vitais, como as membranas,
através da peroxidação dos lipídios e a diminuição da capacidade antioxidante celular.
Em humanos, o estresse oxidativo encontra-se ligado a diversas doenças, como a
arteriosclerose, a doença de Parkinson e a doença de Alzheimer72. As espécies reativas
de oxigênio também podem agir de forma benéfica ao organismo, quando usadas pelo
sistema imunitário para atacar e aniquilar agentes patogênicos ou quando atuam como
moléculas mensageiras em vias de sinalização celular.
Outra característica importante das quinonas, no que diz respeito à sua atividade
biológica, é o seu caráter eletrofílico permitindo sofrer ataques nucleofílicos, levando a
uma maior toxidade (Esquema 06)62.
O
O
OHXR
OH
OHXR
OH
OHXR
OH
OHXR
OHXR XR
RX RX
XRRX
+ XR
Esquema 06: Esquema exemplificando adições nucleofílicas na benzoquinona
O grupo tiol da glutationa foi o primeiro representante envolvido na adição
nucleofílica em quinonas, pois muitas dessas podem ser conjugadas com o grupo
sulfidrila da glutationa. Essa adição redutiva representa uma reação de desintoxicação,
por causa do caráter hidrofílico do composto formado, quando comparado a quinona
inicial. Essa conjugação pode ocorrer de forma espontânea ou ainda pela ação da
enzima glutationa-S-transferase73. Isso leva a um ciclo redox mais rápido, gerando uma
maior toxicidade74.
Nesse trabalho, daremos destaque ao estudo das naftoquinonas.
72Sereniki, A.; Vital, M. A. B. F.; Rev. psiquiatr. Rio Gd. Sul, 2008, 30, suppl. 73Jakoby, W. B.; Ziegler, D. M.; J. Biol. Chem. 1990, 265, 20715. 74Van-Ommen, B.; Koster, A.; Verhagen, H.; Biochem. Biophys. Res. Commun. 1992, 189, 309.
15
(2.3) NAFTOQUINONAS
Naftoquinonas são substâncias consideradas distintas na química medicinal,
devido à propriedade de oxi-redução, já descrita acima, da parte quinoidal, atuando no
transporte de elétrons e processos de fosforilação oxidativa.
Por ser um pigmento natural, o primeiro uso dessas substâncias foi na indústria
dos corantes. As naftoquinonas naturais, como a lausona (17), juglona (18), plumbagina
(19), lapachol (20), alcalina (21) e shicona (22) foram isoladas de fontes vegetais e se
destacam por seus usos na medicina tradicional75.
O
O
OH
Lausona (17)
O
OOH
Juglona (18)
O
OOH
Plumbagina (19)
OOH
O
Lapachol (20)
OH
OH
O
O
OHH
Alcalina (21)
OH
OH
O
O
HHO
Shicona (22) Figura 08: Estrutura química de algumas naftoquinonas naturais76
Outros exemplos de naftoquinonas naturais, como por exemplo, α-lapachona
(23), estreptonigrina (24) e urdamicinona (25), e também algumas sintéticas, são
substâncias, reconhecidamente, possuidoras de variados tipos de atividades biológicas,
como atividades antitumorais77,78, moluscida79,80,81, leishmanicida82, anti-inflamatório83,
antifúngico84, tripanocida85,86, antiprotozoário87 e inibidora da enzima transcriptase
reversa do vírus HIV-188.
75Bruneton, J.; Elementos de Fitoquímica y de Farmacognosia. Plantas medicinales, 2ª ed., Acribia:Espanha 2001. 76López, L. I.; Leyva, E.; de La Cruz, R. F. G.; Ver. Mex. Ciênc. Farma. 2011, 42, 6. 77Silva, M. N.; Ferreira, V. F.; de Souza, M. C. B. V.; Quim. Nova 2003, 26, 407. 78Liu, K. C.; Li, J.; Sakya, S.; J. Med. Chem. 2004, 4, 1105. 79Asche, C.; Mini-Rev. Med. Chem. 2005, 5, 449. 80Santos, A. F.; Ferraz, P. A. L.; Pinto, A. V.; Pinto, M. C. F. R.; Goulart, M. O. F.; Sant'Ana, A. E. G.; Int. J. Parasitol. 2000, 30, 1199. 81dos Santos, A. F.; Ferraz, P. A. L.; de Abreu, F. C.; Chiari, E.; Goulart, M. D. F.; Sant'Ana, A. E. G.; Planta Med. 2001, 67, 92. 82Barbosa, T. P.; Camara, C. A.; Silva, T. M. S.; Martins, R. M.; Pinto, A. C.; Vargas, M. D.; Bioorg. Med. Chem. 2005, 13, 6464. 83Teixeira, M. J.; Almeida, Y. M.; Viana, J. R.; Holanda Filha, J. G.; Rodrigues, T. P.; Prata, J. R. C. Jr.; Coelho, I. C. B.; Rao, V. S. Pompeu, M. M. L.; Phytother. Res. 2001, 15, 44. 84Almeida, E. R.; Silva-Filho, A. A. A.; Santos, E. R.; Lopes, C. A.; J. Ethnopharmacol. 1990, 29, 239. 85Garnier, S.; Wolfender, J. L.; Nianga, M.; Stoeckli-Evans, H.; Hostettmann, K.; Phytochemistry 1996, 42, 1315.
16
OO
Oα-lapachona
(23)
N
O
O
H3CO
H2NN COOH
CH3H2NHO
H3COOCH3
Estreptonigrina(24)
Urdamicinona(25)
OHO
HO
H3C
OO
OOH
CH3OH
Figura 09: Outros exemplos de quinonas de origem natural
Substâncias sintéticas contendo a unidade 2-hidroxi-1,4-naftoquinona tornaram-
se agentes terapêuticos que se encontram em comercialização, como por exemplo, a
atovaquona (26) e a buparvaquona (27), ambas com atividade antiprotozoária, sendo a
primeira antimalárica, contra protozoários do gênero Plasmodium89 e a segunda, contra
leishmaniose animal.
OOH
O
ClAtovaquona (26)
O
OOH C(CH3)3
Buparvaquona (27) Figura 10: Estruturas químicas da atovaquona (26) e buparvaquona (27)
A atovaquona (26), um análogo da ubiquinona (11), é uma hidroxi-naftoquinona
com atividade contra diversos patógenos, englobando Toxoplasma gondii e
Pneumocystis carinii90, além da atuação sobre diversas espécies do gênero Plasmodium,
como P. falciparum; P. vivax; P. ovale e P. malariae. O P. falciparum é o protozoário
mais perigoso por causar a malária cerebral que é a forma mais grave desta infecção e
que na maioria dos casos leva à morte91.
86Pinto, C. N.; Dantas, A. P.; De Moura, K. C. G.; Emery, F. S.; Polequevitch, P. F.; Pinto, M. C. F. R.; de castro, S. L.; Pinto, A. V.; Arzneimittel-Forsch. 2000, 50, 1120. 87de Moura, K. C. G.; Emery, F. S.; Neves-Pinto, C.; Pinto, M. C. F. R.; Dantas, A. P.; Salomão, K.; de Castro, S. L.; Pinto, A. V.; J. Braz. Chem. Soc. 2001, 12, 325. 88Zani, C. L.; Chiarib, E.; Krettlia, A. U.; Murtaa S. M. F.; Cunninghamc, M. L.; Fairlambc, A. H.; Romanha, A.; Bioorg. Med. Chem. 1997, 5, 2185. 89Chukwuemeka, S. O.; Clin. Ther. 1999, 21, 1456. 90Dieterich D. T,; Lew E. A.; Kotler D. P.; J. Infect. Dis. 1994, 169, 178. 91França, T. C. C.; dos Santos, M. G.; Figueroa-Villar, J. D.; Quim. Nova 2008, 31, 1271.
17
A oxidação do ubiquinol (12) é bloqueada pela ligação da atovaquona (26) no
sítio de oxidação do ubiquinol (12), no complexo citocromo bc1, inibindo a respiração
nesses parasitas92.
A utilização desse fármaco, como medicamento monoterápico, induz mutações
no gene do citocromo-B do parasita que está localizado no genoma mitocondrial. Isso
resulta no aumento da resistência à ação do fármaco93 que pode ser contornado através
da combinação da atovaquona (26) com proguanil (28), um inibidor da diidrofolato
redutase92, numa fórmulação terapêutica conhecida como Malarone®94.
OOH
O
ClAtovaquona (26)
Cl
HN
NH
HN
NH
HN
Proguanil (28) Figura 11: Estrutura da hidroxi-naftoquinona atovaquona (26) e a formulação terapêutica Malarone®,
quando associada ao Proguanil (28)
Outra hidroxi-naftoquinona que possui aplicação contra diversos protozoários é
a buparvaquona (27). Essa substância inibe a Leishmania donovani in vitro, embora
perca a capacidade de proteger camundongos infectados devido a sua baixa
solubilidade95. No entanto, o sal solúvel buparvaquona-3-fosfato demonstrou-se mais
efetiva para inibir as formas promastigota e amastigota de Leishmania sp. in vivo,
inclusive sendo absorvida rapidamente pela pele humana96.
92Hughes, L. M.; Lanteri, C. A.; O’Neil, M. T.; Johnson, J. D.; Gribble, G. W.; Trumpower, B. L.; Mol. Biochem. Parasit. 2011, 177, 12. 93Korsinczky, M.; Chen, N.; Kotecka, B.; Saul, A.; Rieckmann, K.; Cheng, Q.; Antimicrob. Agents Ch. 2000, 44, 2100. 94Thapar, M. M.; Gil, J. P.; T. Roy. Soc. Trop. Med. H. 2005, 99, 62. 95Croft, S. L.; Hogg, J.; Gutteridge, W. E.; Hudson, T.; Randall, A. W.; J. Ant. Chemother. 1992, 30, 827. 96Mantylã, A.; Garnier, T.; Rautio, J.; Nevalainen, T.; Vepsalainem, J.; Koskinen, A.; Croft, S. L.; Jarvinen, T.; J. Med. Chem. 2004, 47, 188.
18
Moléculas desse tipo são capazes de se coordenar a diversos íons metálicos de
relevância biológica, influenciando diretamente as propriedades redox das
naftoquinonas e facilitando efetivamente o ciclo redox97. Sabe-se que, em geral, a
introdução de metais de transição na estrutura de drogas pode levar a profundas
mudanças em suas atividades biológicas98.
Essas substâncias também podem atuar como ponto de partida para a obtenção
de outros compostos estruturalmente diferentes como na preparação de fenazinas
conforme reportado recentemente em um estudo de avaliação farmacológica contra o
Mycobacterium tuberculosis99 de uma série de quinze fenazinas obtidas a partir de 1,4-
naftoquinonas.
Os autores tinham como protótipo a Clofazimina (29) que é uma fenazina com
atividade antituberculose e, ainda, quinonas reportadas com uma gama de atividades
farmacológicas decidiu-se unir esses dois padrões de substâncias na tentativa de obter
compostos com potencial antitubercular.
N
N
Cl
NH
N
Clofazimina (29)
Cl
Figura 12: Clofazimina (29), fenazina com atividade antituberculose
Nesse trabalho, foram reagidas quinonas do tipo 1,4-naftoquinonas com
diaminas, em ácido acético, gerando as fenazinas acopladas à quinonas. Dentre todas as
substâncias sintetizadas, a que mais se destacou foi a descrita no Esquema 07, que
demonstrou alta atividade [MIC ≤ 3 µg/mL (9,75 µM)] contra M. tuberculosis H37RV.
Além disso, esse composto não se mostrou citotóxico contra células normais [IC50 > 25
µg/mL (> 78,02 µM)], o que o torna um importante protótipo no desenvolvimento de
novos fármacos contra tuberculose99. 97Bodini, M. E.; Bravo, P. E.; Verônica, A. M.; Polyhedron 1994, 13, 497. 98Chibale, K.; Moss, J. R.; Blackie, M.; van Schalkwyk, D.; Smith, P. J.; Tetrahedron Lett. 2000, 41, 6231. 99Carneiro, P. F.; Pinto, M. C. F. R.; Coelho, T. S.; Cavalcanti, B. C.; Pessoa, C.; de Simone, C. A.; Nunes, I. K. C.; de Oliveira, N. M.; de Almeida, R. G.; Pinto, A. V.; de Moura, K. C. G.; da Silva, P. A.; da Silva Junior, E. N.; Eur. J. Med. Chem. 2011, 46, 4521.
19
O
O
OHO
O
OH
O
NHN
AcOH, 10 mol% Pd/C
55 psi de H2, 06 hs.
NH2NH2
AcOH, AcONa
(20) (30) (31) 80%
Esquema 07: Exemplos de obtenção de alguns compostos contendo fenazinas
(2.3.1) LAPACHOL & β-LAPACHONA
Dentre as naftoquinonas já mencionadas, as mais importantes e conhecidas são o
lapachol (20) e a β-lapachona (32).
O
O
OH
OO
O(20) (32)
Figura 13: Lapachol (20) e β-lapachona (32)
O lapachol (20) foi primeiramente isolado em 1858100 e em 1882101, Paternó
realizou uma série de estudos na tentativa de elucidar sua estrutura. Entre 1892 e
1896102 Hooker propôs sua estrutura e posteriormente Fieser confirmou e a sintetizou
em 1927103 por meio da alquilação do sal de prata da lausona (2-hidroxi-1,4-
naftoquinona) (33) com 1-bromo-3-metil-3-buteno, em uma solução etérea a 0ºC.
Foram obtidos produtos de o-alquição (34) em 3% de rendimento, grande quntidade
(77%) de compostos hidroxilados (35) e o lapachol (20) em 5% de rendimento
(Esquema 08).
100Arnaudon, G.; Compt. Rend. 1858, 46, 1152. 101Paternó, E.; Gazz. Chim. Ital. 1882, 12, 387. 102(a) Hooker, S. C.; J. Chem. Soc. 1892, 62, 611. (b) Hooker, S. C.; J. Chem. Soc. 1896, 69, 1355. 103Fieser, L. F.; J. Am. Chem. Soc. 1927, 49, 857.
20
O
O
OO
O
OHAgO
O
OBr
Et2O, 0ºC
Compostos Hidroxilados
(35) 77%(33) (20) 5% (34) 3% Esquema 08: Síntese do lapachol (20) por metodologia de Fieser
O lapachol (20) foi extraído, inicialmente, do cerne de uma árvore argentina,
conhecida pelos índios como lapacho, já descrita inicialmente. Esta substância natural
pode ser encontrada em diversas espécies das Famílias Bignoniaceae, Verbenaceae e
Proteaceae, porém no Brasil é encontrado em grandes quantidades nas árvores do
gênero Tabebuia impetiginosa. Sua forma de obtenção é por extração ácido-base104.
Desde que apresentou significativa atividade contra o carcinoma de Walker-
256105, o lapachol (20) sofreu várias modificações estruturais de forma a obter novos
compostos bioativos contra uma série de patógenos.
Em relação a sua síntese, ainda existe uma carência grande no que diz respeito a
uma rota sintética com poucas etapas e bons rendimentos. Em 1985, Ghera e David106
publicaram uma metodologia para a obtenção do lapachol (20), onde reagiram
bromossulfonas (36) e malonatos substituídos (37), resultando no intermediário-chave
(38), visualizados no Esquema 09.
Br
SO2Ph
H3CO2C
CO2CH3NaH
DMF
SO2Ph
CO2CH3
O
LiI.2H2O
OHCuCl-O2
CH3CN, t.a
OO
(38) 76%
O
O
OH 1) Na2SO4 Benzeno
2) t-BuOK, t-BuOH PhH, O2
(37)(36)
(20) 64% Esquema 09: Metodologia utilizada por Ghera e David para a síntese do Lapachol (20)
104Ferreira, V. F.; Quím. Nova 1996, 4, 35. 105Rao, K. V.; McBride, T. J.; Oleson, J.; J. Cancer Res. 1968, 28, 1952. 106Ghera, E.; Ben-David, Y.; J. Org. Chem. 1985, 50, 3355.
21
Já em 2007, outra metodologia foi publicada por Spyrondis e colaboradores107
onde a lausona (17) foi utilizada em reações de acoplamento com alcenos (39),
catalisada por Pd(PPh3)4 e ácido 1-adamantanocarboxílico, obtendo-se o lapachol (20)
em baixo rendimento.
OHO
O
OH
O
O
OHcat. Pd(PPh3)4cat. 1-adCO2H
Refluxo
(17) (20) 43%(39) Esquema 10: Metodologia utilizada por Spyrondis e colaboradores para a síntese do Lapachol (20)
A lausona (17), 2-hidroxi-1,4-naftoquinona, vem sendo extensivamente estudada
pelo fato de permitir reações que gerem ligações C-C, formando facilmente derivados
de larga utilização sintética, como, por exemplo, o lapachol (20) dentre outros. A partir
desses, novos compostos bioativos podem ser preparados.
Uma metodologia mais moderna para a síntese do lapachol (20) foi publicada
recentemente pelo nosso grupo de pesquisa108. A preparação se baseia na utilização da
lausona (17) e 3-metilbut-2-enal, numa reação de condensação de Knoevenagel, seguido
de redução por tranferência de hidrogênio do ácido fórmico. Essa metodologia foi
estentida a outros aldeídos gerando uma família de análogos do lapachol.
O
O
OH H
O
R
HCOOHEtOH-H2O (1:1)200 ºC, 2-3 hs
O
O
O
R
O
O
OH
R
41a. R = H (89%)41b. R = 4-O2NC6H4 (90%)41c. R = Ph (85%)41d. R = 4-MeOC6H4 (64%)41e. R = CHMe2 (78%)41f. R = COMe (45%)41g. R = (CH2)3CHO (60%)(20) R = CH=CMe2 (78%)
(o-QM) (40)(17) (41)
Esquema 11: Esquema sintético para obtenção do lapachol (20) e outras 1,4-naftoquinonas a partir da
lausona (17)
A β-lapachona (32) também é uma substância natural encontrada como
constituinte minoritário do cerne de árvores da família Bignoniaceae podendo ser
facilmente obtida a partir do lapachol (20), por semi-síntese, através de tratamento com 107Kazantzi, G.; Malanidon-Xenikaki, E.; Spyrondis, S.; Synlett 2007, 3, 427. 108Ferreira, S. B.; da Rocha, D. R.; Carneiro, J. W. M. C.; Santos, W. C.; Ferreira, V. F.; Synlett 2011, 11, 1551.
22
ácido sulfúrico concentrado. É descrita na literatura como um dos mais importantes
cromanos derivados do lapachol (20).
Suas atividades farmacológicas contra o T. cruzi e contra células cancerosas a
distingue de outras naftoquinonas. Porém, devido à sua citotoxidade também em células
de mamíferos, ela não pode ser utilizada no tratamento da Doença de Chagas, mas sua
estrutura tem servido de inspiração para os químicos medicinais, no que diz respeito ao
desenvolvimento de substâncias mais seletivas contra o parasita. Esta citotoxidade é
importante para o controle da proliferação de diversos tipos de células cancerosas. A β-
Lapachona (32) é eficaz, in vitro, contra linhagens de células humanas malignas de
pulmão, mama, colo-retal, próstata, melanoma e leucemia.
Possui ação sinérgica no tratamento radioterápico de tumores. Como exemplo,
ela aumenta em 79% a eficiência da radiação sobre células de melanoma humano (U1-
Mel), resistentes à radiação. Esse efeito é devido à indução de apoptose, morte celular
programada, causada pela energia ionizante e por substâncias indutoras de apoptose.
Tanto a radiação quanto os inibidores do complexo DNA-topoisomerase, provocam
danos ao DNA das células cancerosas109.
Os mecanismos de atuação da β-lapachona (32) nas células de câncer ainda não
estão bem delineados. Há evidências que ela age inibindo a enzima topoisomerase II,
pois a incubação direta desta substância com a topoisomerase II, antes da adição de
DNA como substrato, aumenta drasticamente o seu poder de inibição, sugerindo que
existe algum tipo de interação desta quinona com a enzima. Existem também evidências
da sua atuação na enzima NAD(P)H: quinona oxidoreductase-1 (NQO1) no processo de
apoptose, que aumenta a sua atividade citotóxica. A NQO1 é expressa em maiores
concentrações nos tumores de mama, pulmão e do colo-retal, do que em tecidos
normais. Recentemente foi demonstrado que ela é um agente terapêutico efetivo e um
radiosensitizador capaz de matar células de carcinoma de pulmão, principalmente as
células do tipo NSCLC (Non-small-cell lung carcinoma), por estas conterem maior
concentração da enzima NQO1. Com isso, abrem-se novas perspectivas e estratégias
para a quimioterapia seletiva de alguns desses tipos de cânceres109.
109 Bey, E. A.; Bentle, M. S.; Reinicke, K. E.; Dong, Y.; Yang, C. R.; Girard, L.; Minna, J. D.; Bornmann, W. G.; Gao, J.; Boothman, D. A.; Proc. Nat. Acad. Sci. - PNAS 2007, 104, 11832.
23
A β-lapachona (32) foi preparada pela primeira vez em 1892, por Hooker102 e
desde então, sua síntese baseia-se na ciclização do lapachol, catalisada por ácido110.
Porém, outro processo relatado para a síntese da β-lapachona (32) é a reação da lausona
(17) com aldeídos do tipo α,β-insaturados, também por catálise ácida. As desidro-
lapachonas obtidas são hidrogenadas e convertidas em β-lapachona (32), por
isomerização em meio ácido111.
Ferreira e colaboradores descreveram, recentemente, uma nova metodologia
para a síntese desta naftoquinona, que ocorre em uma única etapa112 levando a bons
rendimentos, utilizando reagentes comerciais de baixo custo. A rota sintética passa por
um intermediário o-quinona metide (42), gerado pela reação de Knoevenagel da lausona
(17) com paraformaldeído, seguida de hetero Diels-Alder com isobutileno. Ao final da
reação forma-se uma mistura dos produtos α-lapachona (23) e β-lapachona (32) e o
tratamento desta mistura com ácido sulfúrico concentrado converte 23 no produto
desejado 32, com 60% de rendimento112.
O
O
OH(CH2O)n
Dioxana∆
OO
O48 hs
OO
OO
OO
O
OOH2SO4
30 min.
(17) (42) (23) (32) (32) 60% Esquema 12: Síntese da β-lapachona (32) a partir da lausona (17)
Em 1984, Boorstein and Pardee relataram o aumento da letalidade desta quinona
para fibroblastos humanos113. De posse desse resultado, Pardee e colaboradores
descobriram outras atividades importantes para a β-lapachona (32), como sendo
supressora da replicação do HIV-1114, além de inibir a atividade de topoisomerase pelo
bloqueio da formação do complexo topoisomerase I-DNA115. Em 1999, pesquisas
relataram os efeitos sinérgicos da β-lapachona (32) em associação com o taxol116,
110Sun, J. S.; Geiser, A. H.; Frydman, A. H.; Tetrahedron Lett. 1998, 39, 8221. 111Alves, G. B. C.; Lopes, R. S. C.; Lopes, C. C.; Snieckus, V.; Synthesis 1999, 11, 1875. 112Ferreira, S. B; Kaiser, C. R.; Ferreira, V. F.; Org. Prep. Proced. Int. 2009, 3, 211. 113Boorstein, R. J.; Pardee, A.; Biochem. Biophys. Res. Commun. 1984, 118, 828. 114Li, C. J.; Zhang, L. J.; Dezuhe, B. J.; Crumpacker, C. S.; Pardee, A. B.; Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A 1993, 90, 1839. 115Li, C. J.; Zhang, A. L.; Pardee, A. B.; J. Biol. Chem. 1993, 268, 22463. 116Li, C. J.; Li, Y. Z.; Pinto, A. V.; Pardee, A. B.; Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A 1999, 96, 13369.
24
aumentando a letalidade em células humanas cancerígenas e em 2010, esse mesmo
efeito foi encontrado para associação desta quinona com paclitaxel117.
Sabe-se que a β-lapachona (32) atua como um coadjuvante no tratamento
radioterápico118, matando células neoplásicas. Mediante esta característica, estudos
foram realizados sobre esta quinona, e chegou-se a uma nova modalidade de
radioterapia, onde nanopartículas de ouro contendo a β-lapachona (32) foram utilizadas
para radiosensibilização, melhorando a eficácia radioterapêutica119. Nesse caso, uma
ciclodextrina modificada, armazena em seu interior um complexo da β-lapachona (32)
associada à gemcitabina, nomeada de ARQ 501, encontrando-se em testes clínicos de
fase II para o tratamento do câncer de pâncreas e adenocarcinoma120. Torna-se assim, a
substância de maior destaque nesta classe de compostos.
Devido à variedade de efeitos microbicidas da β-lapachona (32) e seu fácil
acesso a partir de fontes naturais e, mais recentemente através de rotas sintéticas121, ela
tornou-se ponto de partida na aplicação das naftoquinonas na química medicinal.
(2.3.2) NOR-β-LAPACHONA
A nor-β-lapachona (43) é um derivado semi-sintético do lapachol (20)
com várias propriedades terapêuticas. A nor-β-lapachona (43) é um homólogo inferior
da β-lapachona (32) e tem sido reconhecida como um importante protótipo com
atividade antineoplásica.
O
OO
(43) Figura 14: Estrutura química da nor-β-lapachona (43)
117Augello, G.; Santulli, A.; Giuliano, M.; Di Fiore, R.; Messina, C.; Tesoriere, G.; Vento, R.; J. Cell. Physiol. 2010, 222, 433. 118(a) Boothman, D. A.; Greer, S.; Pardee, A. B.; Cancer Res. 1987, 47, 5361. (b) Boothman, D. A.; Trask, D. K.; Pardee, A. B.; Cancer Res. 1989, 49, 605. 119Jeong, S. Y.; Park, S. J.; Yoon, S. M.; Jung, J.; Woo, H. N.; Yi, S. L.; Song, S. Y.; Park, H. J.; Kim, C.; Lee, J. S.; Choi, E. K.; J. Control. Release 2009, 139, 239. 120Zhang, Q.; Peng, Y.; Wang, X. I.; Keenan, S. M.; Arora, S.; Welsh, W. J.; J. Med. Chem. 2007, 50, 749. 121Santos, E. V. M.; Carneiro, J. W. M.; Ferreira, V. F.; Bioorg. Med. Chem. 2004, 12, 87.
25
O composto 43 pode ser obtido por três rotas sintéticas (Esquema 13). A
primeira segue a metodologia de oxidação de Hooker122, a qual tem como substrato o
lapachol (20); a segunda inicia-se a partir de uma solução de lausona (17) e alceno em
THF, tratada com CAN123 e a terceira e, mais atualmente utilizada, parte do nor-
lapachol (44), que sofre ciclização em meio ácido124.
O
OO
(43)
O
O
OH
(20)
O
O
OH
(17)O
O
OH
(44)
H2O2
R2
R1
THF, CAN
H
Esquema 13: Rotas sintéticas para obtenção da nor-β-lapachona (43)
As naftoquinonas α- e β-di-hidrofurânicas recentemente foram descritas como
promissores agentes anti-fúngicos123 já que o fluconazol e itaconazol são os fármacos
mais comumente empregados como tais agentes, porém, possuem diversas falhas no que
diz respeito ao espectro de ação, potência, segurança e propriedades
farmacocinéticas125. Essas falhas levaram ao surgimento de novas cepas resistentes,
como a Cândidas126. Assim, o desenvolvimento de novos agentes antifúngicos efetivos
tornou-se de grande urgência127.
As α- e β-di-hidrofurano naftoquinonas foram avaliadas contra seis cepas de
Cândida (C. albicans, C. krusei, C. parapsilosis, C. kefyr, C. tropicalis, C.
dubliniensis), tendo como referência a ATCC (American Type Culture Collection).
122Fieser, L. F.; Fieser, M. J.; J. Chem. Soc. 1948, 70, 3215. 123Freire, C. P. V. F.; Ferreira, S. B.; de Oliveira, N. S. M.; Matsuura, A. B. J. M.; Gama, I. L.; da Silva, F. C.; de Souza, M. C. B. V.; Lima, E. S.; Ferreira, V. F.; Med. Chem. Commun. 2010, 1, 229. 124Lourenço, A. L.; Abreu, P. A.; Leal, B.; da Silva Junior, E. N.; Pinto, A. V.; Pinto, M. C. F. R.; Souza, A. M. T.; Novais, J. S.; Paiva, M. B.; Cabral, L. M.; Rodrigues, C. R.; Ferreira, V. F.; Castro, H. C.; Curr. Microbiol. 2011, 62, 684. 125Canuto, M. M.; Rodero, F. G.; Lancet. Infect. Dis. 2002, 2, 550. 126Anderson, J. B.; Nat. Rev. Microbiol. 2005, 3, 547. 127Shin, K. S.; Lee, S.; Cha, B.; Plant. Pathol. 2007, 23, 113.
26
O
O
OH
R1
R2CAN, THF
r.t
OO
O
OO
O
R1
R2
OO
O
R1
R2
R1
R2 CAN
O
O
O
R1
R2
(45a - i)
O
OO
R2R1
(46a - i)
a, R1 = H, R2 = C6H5b, R1 = H, R2 = p-CH3-C6H5c, R1 = H, R2 = p-Cl-C6H5d, R1 = H, R2 = p-F-C6H5e, R1 = H, R2 = p-Br-C6H5
(17)
f, R1 = CH3, R2 = C6H5g, R1 = H, R2 = 2,4-diCH3-C6H5h, R1 = R2 = CH3i, R1 = R2 = ciclopenteno
Esquema 14: Esquema sintético para a preparação das α- (45) e β-di-hidrofurano (46) naftoquinonas
Tabela 01: Rendimentos das di-hidrofurano naftoquinonas 45 e 46
Composto R
1 R2 (39)(%) (40)(%) Composto R1 R2 (39)(%)
(40)(%)
a H C6H5 34a (70) 35a (28) f CH
3 C6H5 34f (60) 35f (32)
b H p-
CH3C6H5 34b (75) 35b (13) g H 2,4-diCH3C6H5 34g (75) 35g (20)
c H p-ClC6H5 34c (85) 35c (12) h H CH3 34h (86) 35h (12)
d H p-FC6H5 34d (65) 35d (12) i - C5H8 34i (15) 35i (30)
e H p-BrC6H5 34e (45) 35e (10)
A primeira técnica utilizada para fazer a avaliação antifúngica foi à difusão em
meio sólido onde os derivados 45a, 45h e 45i demonstraram atividade inibitória contra
C. albicans, com zonas inibitórias de 21,26 mm, 16,97 mm, 16,62 mm, respectivamente
(Padrão – tamanho do halo: 9 a 14 mm – atividade moderada; 14 a 17 mm – ativa;
acima de 17 mm – altamente ativo). Já os compostos 45h, 45i e 45i demonstraram boa
atividade contra C. dubliniensis128.
A segunda técnica utilizada foi uma microdiluição quantitativa, na qual as
culturas de fungos foram expostas aos agentes antifúngicos, por 24 horas. Os resultados
revelaram que os compostos α-di-hidro naftoquinonas (45) exibiram melhores
atividades quando comparados aos β-di-hidrofurânicos (46). Da série β, apenas o
composto 46e demonstrou alguma atividade antifúngica promissora.
Recentemente, os derivados da nor-β-lapachona (43) foram descritos com
atividade bactericida contra Enterococcus faecalis124 onde um crescente número de
128Ayres, M. C. C.; Brandão, M. S.; Vieira Jr., G. M.; Menor, J. C. A. S.; Silva, H. B.; Soares, M. J. S.; Chaves, M. H.; Rev. Bras. Farmacog. 2008, 18, 90.
27
infecções cardiovasculares129, endoftalmites130 e endocardites131, vêm sendo associado
principalmente a Enterococcus faecalis e Enterococcus faecium.
Nesse estudo foi descrito o perfil bactericida de uma série de nor-β-lapachonas
(43) acopladas a compostos contendo os núcleos 1,2,3-triazólicos e arilamino, através
do Teste de Suscetibilidade Antibacterial (AST) e da Concentração Mínima Inibitória
(MIC), utilizando cepas de Enterococcus faecalis.
O
O
OH
O
OO
H
Br2 / CHCl3
NaN3O
OO
N3
(43)
(47)
R H
CuSO4.5H2ONa-ascorbateCH2Cl2 / H2O O
OO
NN
N
R HO
OHO
O(48b)
(48a) (48c)
(48d)
O
OO
HN R2
R3
1) Br2 / CHCl3
2)NH2
R2R3
(49a) R2 = R3 = H (49b) R2 = H, R3 = Cl(49c) R2 = H, R3 = F(49d) R2 = H, R3 = Br(49e) R2 = H, R3 = NO2(49f) R2 = Cl, R3 = H(49g) R2 = H, R3 = OMe
O
O
OH
(44)
(44) (49)
O
O
OH
(44)
(48)
Esquema 15: Nor-β-lapachona (43) acoplada à anéis 1,2,3-triazólicos (48) e arilamino (49), submetidos a
testes bactericidas
Através do Teste de Suscetibilidade (AST) revelou-se que tanto a nor-β-
lapachona (43) quanto os derivados 3-azido (47) e 3-triazolil substituídos (48a-d)
exibiram alta atividade antibacteriana. Já os derivados contendo o radical 3-arilamino
(49a-g) não demonstraram tal atividade124.
De acordo com os resultados obtidos percebeu-se que, estruturalmente, a
substituição no carbono C-3 pelo anel 1,2,3-triazólico não é essencial para a atividade
antibacteriana, uma vez que o composto sem nenhum substituinte (43), demonstrou alta
potencialidade. Contrariando esse ponto, a adição de compostos com anel arilamino, na
mesma posição, impossibilita qualquer atividade da substância final124.
Atividades tripanocidas também foram relatadas para derivados da nor-β-
lapachona (43). A busca por novos agentes contra Trypanossoma cruzi se baseia no
fato de que o tratamento na fase aguda da doença, normalmente assintomática, é
limitado ao uso de um fármaco, o benznidazol, mas na fase crônica o tratamento é
129Amyes, S. G. B.; Int. J. Antimicrob. Ag. 2007, 29, 43. 130Suzuki, T.; Wada, T.; Kozai, S.; Ike, Y.; Gilmore, M. S.; Ohashi, Y.; J. Cataract. Refr. Surg. 2008, 34, 1776. 131Pavleas, J.; Skiada, A.; Daikos, G. L.; Pefanis, A.; Giamarellos-Bourboulis, E.; Kanellakopoulou, K.; Tsaganos, T.; Perrea, D.; Donta, I.; Karayannakos, P.; Giamarellou, H.; J. Chemoterapy. 2008, 20, 208.
28
controverso, não tendo grande efeito potencial. Os grandes efeitos colaterais gerados
pelo benznidazol agravam e dificultam o tratamento132.
Na tentativa de minimizar a transmissão da doença através de transfusão
sanguínea, a Organização Mundial da Saúde (OMS) recomendou o uso do cristal violeta
nos bancos de sangue das áreas endêmicas133, mas tal fato não foi bem aceito pela
população. O cristal violeta tinha a função de esterilizar o sangue.
Uma pesquisa então foi realizada na busca por novos compostos com potencial
perfil tripanocida, com novas furanonaftoquinonas derivadas do nor-lapachol (44) e da
2-hidroxi-3-alil-naftoquinona (50)134.
O
O
OH
O
OOH2SO4
O
O
OH O
O
O
I
OI
OO
O
O
OH
O
OO
HN
1) Br2 / CHCl3
2) Anilina
I2
DCM / Piridina
(50)
(50)
(44)(51)(49a)
(52) (53) Esquema 16: Esquema sintético para obtenção das furanonaftoquinonas
Avaliadas contra as formas tripomastigotas, o cálculo do IC50 / 24h dos
compostos obtidos mostrou que o derivado 52 (IC50 / 24h = 158 ± 9 µM) foi o que
demonstrou maior atividade contra T. cruzi dentre as naftoquinonas sintetizadas e,
quando comparado com o valor do padrão Cristal Violeta (IC50 / 24 h = 536 ± 3 µM)134.
Ao comparar as substâncias 51 (IC50 / 24h = 641 ± 38 µM) e 53 (IC50 / 24h = 398 ± 56
µM), percebeu-se que a inserção do iodo levou a um aumento de atividade em 1,6 vezes
maior na atividade tripanocida.
O derivado aminado 49a (IC50 / 24h = 199 ± 19 µM) foi 6,4 vezes mais ativo
para as formas tripomastigotas do que a quinona inicial que lhe deu origem, o nor-
lapachol (44) (IC50 / 24h = 1281 ± 167 µM). Desta forma, pôde-se concluir que a
132Coura, J. R.; de Castro, S. L.; Mem. Inst. Oswaldo Cruz 2002, 97, 3. 133WHO, Meeting on the development of Trypanocidal Compounds for the Sterelization of Blood, Genebra, 1984. 134Silva, R. S. F.; Costa, E. M.; Trindade, U. L. T.; Teixeira, D. V.; Pinto, M. C. F. R.; Santos, G. L.; Malta, V. R. S.; de Simone, C. A.; Pinto, A. V.; de Castro, S. L.; Eur. J. Med. Chem. 2006, 41, 526.
29
inserção de grupos substituintes na posição C-3 do anel di-hidrofurânico da nor-β-
lapachona (43) intensifica sua atividade biológica contra o Trypanossoma cruzi.
Para as formas epimastigotas, os compostos 51 (IC50 / 24h = 13,2 ± 2,2 µM), 52
(IC50 / 24h = 7,9 ± 1,3 µM) e 53 (IC50 / 24h = 24,9 ± 1,8 µM) igualmente demonstraram
alta atividade tripanocida.
Outra característica relacionada à nor-β-lapachona (43) é sua capacidade de
gerar espirolactonas que são substâncias com importantes propriedades
farmacológicas135,136. Subunidades espirocíclicas naturais são encontradas em
algumas toxinas marinhas, como por exemplo, pinnatoxinas137 e pteriatoxinas138.
Da Silva-Jr e colaboradores139 sintetizaram as espirolactonas 54 e 55 a partir de
1,2-naftoquinonas, como mostrado no esquema abaixo:
O
O
OHH2SO4
O
OO
(32)
O
O
O
(54) 80%
Cu
AcOH
O
O
OHO
O
(43)
O
O
O
(55) 75%
Cu
AcOH O
(20)
(20) Esquema 17: Esquema sintética para a obtenção das espirolactonas (54) e (55)
Inicialmente, o objetivo da reação era a redução das carbonilas dos compostos
quinonoídicos 32 e 43 em seus respectivos quinonóis, em meio de cobre e ácido acético,
mas ao fim da reação observaram a formação de óleos incolores para os compostos 54 e
55, para cada caso. Suas estruturas, então, foram elucidadas através das análises
espectroscópicas139 e a formação dessas espirolactonas ocorreu através de um
mecanismo de lactonização.
135Brimble, M. A.; Farés, F. A.; Tetrahedron 1999, 55, 7661. 136Zhang, W.; Pugh, G.; Tetrahedron 2003, 59, 4237. 137Chou, T.; Kamot, O.; Uemura, D.; Yamada, K.; Tetrahedron Lett. 2001, 42, 3491. 138Takada, N.; Umemura, N.; Suenaga, K.; Uemura, D.; Tetrahedron Lett. 2001, 42, 3495. 139da Silva Junior, E. N.; de Simone, C. A.; de Souza, A. C. B.; Pinto, C. N.; Guimarães, T. T.; Pinto, M. C. F. R.; Pinto, A. V.; Tetrahedron Lett. 2009, 50, 1550.
30
O
OO
O
O
OCu, O2
AcOH
COOHCOOH
O
H3O+ OH
O
OH
OOH
O
OH
O
OOH
(54)(32)
Esquema 18: Mecanismo de lactonização
(2.4) ATIVIDADE ANTINEOPLÁSICA
Quando os mecanismos de controle, que controlam processos como
diferenciação e proliferação celulares, possuem algum tipo de anormalidade em seu
percurso, geram células neoplásicas que se proliferam excessivamente, caracterizando
os tumores. Esses comprimem e invadem estruturas normais adjacentes140.
Figura 15: Formação do câncer e sua proliferação141
Muitos estudos têm sido focados no desenvolvimento de drogas potencialmente
ativas contra neoplasias e uma estratégia conhecida no combate às células cancerosas
envolve a indução do suicídio da célula tumoral (apoptose), antes que ela se replique
para formar novas células malignas142. Uma das maneiras de se induzir a apoptose está
na inibição de enzimas importantes, conhecidas como topoisomerases143 que em sua
atuação natural essas enzimas ligam-se ao DNA, fazendo cortes localizados que
140Katzung, B. C.; Farmacologia básica e clínica, Guanabara Koogan: Rio de Janeiro, 1994, 579. 141Site: http://www.sbccp.org.br/noticias_253.php; Acesso em 17/06/2012. 142da Silva, M. N.; Ferreira, V. F.; de Souza, M. C. B. V.; Quim. Nova 2003, 26, 407. 143Plyta, Z. F.; Li, T.; Papageorgiou, V. P.; Mellidis, A. S.; Assimopoulou, A. N.; Pitsinos, E. N.; Bioorg. Med. Chem. Lett. 1998, 8, 3385.
31
permitem que funções de transcrição, reparação, replicação e estruturação do
cromossomo ocorram normalmente144.
A atividade antineoplásica das quinonas dá-se através de diferentes mecanismos
de ação e algumas delas atuam no processo de inibição das topoisomerases, afetando
diretamente o “complexo” topoisomerase-DNA e, consequentemente, induzindo a
apoptose143. Os inibidores de topoisomerases estabilizam o complexo enzima-DNA,
após o corte no DNA e antes de ele ser recomposto, formando um complexo ternário
estável que impede que o DNA e a enzima prossigam com suas funções normais.
Estudos in vitro mostraram que algumas drogas derivadas de naftoquinonas
podem inibir a topoisomerase II (Topo II), por estabilização das formas intermediárias
dos complexos enzima-DNA145. O efeito estabilizante é principalmente devido à
alquilação de resíduos de tiol no complexo DNA-Topo II146. Essa estabilização leva à
quebra da fita simples e da fita dupla do DNA, induzindo a apoptose.
As quinonas conhecidas como mitomicinas, assim como seus derivados,
têm sido alvos de diversos estudos no combate ao câncer, pois são capazes de gerar
espécies reativas de oxigênio, como o peróxido de hidrogênio e radical hidroxila147.
Essas espécies são produzidas quando as mitomicinas encontram-se ligadas ao DNA e
causam clivagem na sua fita simples. O processo de clivagem do DNA é promovido
pelo uso de íons de metais de transição, como Cu(II) e Pt(II)148.
A mitomicina C (56), a mais conhecida do grupo, é muito utilizada na
quimioterapia de alguns tipos de tumores sólidos, fazendo parte de várias combinações
quimioterápicas para o tratamento de cânceres de mama, pulmão, próstata e bexiga.
Reconhecidamente, essa mitomicina pode realizar ligações cruzadas com o DNA.
144(a) Andoh, T.; Ishida, R.; Biochem. Biophys. Acta. 1998, 1400, 155; (b) Belotserkovskii, B. P.; Arimondo, P. B.; Cozzarelli, N. R.; J. Biol. Chem. 2006, 281, 25407; (c) Wang, J. C.; Annu. Rev. Biochem. 1996, 65, 635. 145Matsumoto, Y.; Takano, H.; Kunishio, K.; Nagao, S.; Fojo, T.; Jpn. J. Cancer. Res. 2001, 92, 778. 146Chen, J.; Huang, Y.; Liu, G.; Afrasiabi, Z.; Sinn, E.; Padhye, S.; Ma, Y.; Toxicol. Appl. Pharm. 2004, 197, 40. 147Iyengar, B. S.; Sami, S. M.; Takahashi, T.; Sikorski, E. E.; Remers, W. A.; Bradner, W. T.; J. Med. Chem. 1986, 29, 1760. 148Iyengar, B. S.; Takahashi, T.; Remers, W. A.; Bradner, W. T.; J. Med. Chem. 1986, 29, 144.
32
N NH
H2N
H3C
O
O
CH2OCONH2
OMe
Mitomicina C(56)
Figura 16: Estrutura da mitomicina C (56)
Recentemente, nosso grupo de pesquisa publicou um estudo com duas séries de
α- e β-pirano naftoquinonas, que foram submetidas a testes contra quatro linhagens de
células tumorais149. As α- e β-lapachonas com substituintes no anel aromático não
possuem grandes estudos sobre si, devido à dificuldade de serem obtidas a partir de
outras pirano-naftoquinonas naturais, por reações de substituição eletrofílica
aromática149.
Assim, baseado no fato de que as naftoquinonas com um grupo hidroxila,
presente na parte benzênica do anel quinonoídico, estimulam a peroxidação lipídica e a
formação de adutos com o DNA150 e, tendo poucos estudos sobre as α- e β-pirano
naftoquinonas, como relatado acima, foram preparadas duas séries dessas quinonas
contendo uma hidroxila nas posições 9 (para as α-pirano naftoquinonas) e 7 (para as β-
pirano naftoquinonas) do anel aromático.
SO
O
OH
CH3
O
O
OHOH
O
O
OHO
O
O
OH OOHO O
O
R2
R1
R1 R2
+
(a) (b)
(a) NaOH 2N, etanol / D (b) Alceno, (CH2O)n, etanol, 150 ºC, MW or Reactor
(58) 90%
(59a). R1 = Ph, R2 = H (32%)(59b). R1 = 4-Br-Ph, R2 = H (29%)(59c). R1 = 4-CH3-Ph, R2 = H (36%)(59d). R1 = 4-Cl-Ph, R2 = H (39%)(59e). R1 = 4-F-Ph, R2 = H (33%)(59f). R1 = 4-OCH3-Ph, R2 = H (41%)(59g). R1 = Ph, R2 = CH3 (23%)(59h). R1 = R2 = Me (23%)
(60a). R1 = Ph, R2 = H (18%)(60b). R1 = 4-Br-Ph, R2 = H (17%)(60c). R1 = 4-CH3-Ph, R2 = H (24%)(60d). R1 = 4-Cl-Ph, R2 = H (14%)(60e). R1 = 4-F-Ph, R2 = H (24%)(60f). R1 = 4-OCH3-Ph, R2 = H (13%)(60g). R1 = Ph, R2 = CH3 (18%)(60h). R1 = R2 = Me (18%)
(57) (42)
(59) (60)
Esquema 19: Síntese de pirano-naftoquinonas com um grupo hidroxila substituinte no anel aromático
As reações se processaram através da formação de um intermediário o-quinona
metíde (42), gerado in situ, por uma reação de condensação de Knoevenagel da 2,8- 149da Rocha, D. R.; de Souza, A. C. G.; Resende, J. A. L. C.; Snatos, W. C.; dos Santos, E. A.; Pessoa, C.; de Moraes, M. O.; Costa-Lotufo, L. V.; Montenegro, R. C.; Ferreira, V. F.; Org. Biomol. Chem. 2011, 9, 4315. 150Murakami, K.; Haneda, M.; Iwata, S.; Yoshino, M.; Toxicol. in Vitro 2010, 24, 905.
33
dihidroxi-1,4-naftoquinona (58) com formaldeído, seguido de uma reação de Diels-
Alder com estirenos substituídos, em micro-ondas149.
Esses derivados 59a-h e 60a-h de α- (23) e β-lapachona (32) foram submetidos a
testes contra quatro linhagens de células tumorais: MDA-MB435 (melanoma), HL-60
(leucemia), HCT-8 (colon) e SF-295 (SNC), tendo como controle positivo a
Doxorrubicina. Os dados experimentais biológicos mostraram que a introdução do
grupo hidroxila nos análogos da série α- 59a, 59e, 59g, 59h tiveram sua ação citotóxica
aumentada contra as linhagens tumorais, quando comparadas com a α-lapachona (23), a
qual é inativa. Já a série das β-piranonaftoquinonas (60) mostrou-se mais ativa contra
essas mesmas linhagens tumorais, quando comparadas a série das α-
piranonaftoquinonas (59).
Desse trabalho cabe ressaltar que a série β- (60) mostrou-se mais seletiva e ativa
contra a linhagem MDA-MB435 (melanoma) do que a doxorrubicina e a β-lapachona
(32). Dentre essas, a substância 60a mostrou-se oito vezes mais ativa do que a
doxorrubicina. Ainda na série β- (60), os compostos contendo halogênio 60b, 60d e 60e
mostraram-se mais seletivos para a linhagem MDA-MB435 (melanoma).
As quinonas β-lapachona (32) e nor-β-lapachona (43) são citotóxicas a uma
variedade de linhagens de células tumorais humanas em concentrações de IC50 = 1-10
µM151. Uma forma de melhorar as atividades antineoplásicas da nor-β-lapachona (43) é
introduzir modificações em sua estrutura. Um exemplo disso é o derivado 61, formado
pela introdução do grupo nitrofenilamino na posição C-3 da nor-β-lapachona (43), que
produziu um IC50 < 2 µM151.
O
OO
HN
NO2(61)
Figura 17: Inserção do grupo nitrofenilamino na posição C-3 da nor-β-lapachona
151da Silva Junior, E. N.; de Souza, M. C. B. V.; Pinto, A. V.; Pinto, M. C. F. R.; Goulart, M. O. F.; Barros, F. W. A.; Pessoa, C.; Costa-Lotufo, L. V.; Montenegro, R. C.; Moraes, M. O.; Ferreira, V. F.; Bioorg. Med. Chem. 2007, 15, 7035.
34
Outros derivados da nor-β-lapachona (43) foram desenvolvidos pelo nosso
grupo de pesquisa152, onde foram inseridos os núcleos arilamino e alcóxi substituídos.
O
O
OHO
O
OHOxidação
de Hooker O
OO
BrBr2
CHCl3
O
OO
OR
HO-R
O
OO
HN
R1R2
R3R4
NH2R1
R2R3
R4CHCl2
(63a) R = Me(63b) R = CH(CH3)2(63c) R = CH2CH(CH3)2(63d) R = C6H12
60 - 95%
(49b) R1 = R2 = R4 = H, R3 = Cl(49d) R1 = R2 = R4 = H, R3 = Br(49e) R1 = R2 = R4 = H, R3 = NO2 (49g) R1 = R2 = R4 = H, R3 = OMe(49h) R1 = R3 = Br, R2 = R4 = H (49i) R2 = R3 = Cl, R1 = R4 = H (49j) R1 = NO2, R2 = R4 = H, R3 = OMe(49k) R1 = Me, R2 = R3 = H, R4= NO2(49l) R1 = R4 = H, R2 = NO2, R3 = F(49m)R1 = NO2, R2 = R3 = R4 = H(49n) R1 = Me, R2 = R4 = H, R3 = NO2(49o) R1 = R4 = OMe, R2 = R3 = H
65 - 95%
(20) (44) (62)
(49)(63)
Esquema 20: Rota sintética para obtenção dos derivados arilamino e alcóxi-nor-β-lapachona
As substâncias foram testadas contra uma série de linhagens tumorais, HL-60,
MDA-MB435, HCT-8, SF-295, comparados com o padrão positivo doxorrubicina. Os
derivados arilamino-nor-β-lapachona 49b, 49d-e, 49g-o demonstraram alta atividade
contra as linhagens de células tumorais testadas. A exceção foi o composto 49k que se
mostrou ativo apenas para a linhagem MDA-MB435 (IC50 = 2,85 µM), sendo inativo
para as demais. Os derivados 49b e 49o foram as substâncias mais ativas dentro do
grupo, com IC50 < 1 µM, sendo ainda mais potentes do que o padrão positivo
doxorrubicina para a linhagem MDA-MB435.
No caso da linhagem HL-60, a doxorrubicina foi a substância mais ativa, porém
os compostos 49b (IC50 = 0,96 µM), 49d (IC50 = 1,24 µM), 49h (IC50 = 0,67 µM), 49i
(IC50 = 0,54 µM), 49j (IC50 = 1,34 µM), 49l (IC50 = 0,28 µM), 49m (IC50 = 1,18 µM),
49o (IC50 = 0,28 µM) e 63d (IC50 = 1,04 µM) demonstraram maior atividade quando
comparados a nor-β-lapachona (43) e β-lapachona (32).
152da Silva Júnior, E. N.; de Deus, C. F.; Cavalcanti, B. C.; Pessoa, C.; Costa-Lotufo, L. V.; Montenegro, R. C.; de Moraes, M. O.; Pinto, M. C. F. R.; de Simone, C. A.; Ferreira, V. F.; Goulart, M. O. F.; Andrade, C. K. Z.; Pinto, A. V.; J. Med. Chem. 2010, 53, 504.
35
O mesmo ocorreu para as linhagens HCT-8 e SF-295, onde a doxorruicina foi a
substância mais potente dentre todas testadas. Com atividade superior à nor-β-
lapachona (43) e β-lapachona (32) foram relatados os compostos 49b (IC50 = 0,76 µM e
IC50 = 0,82 µM, respectivamente) e 49o (IC50 = 0,15 µM e IC50 = 0,39 µM,
respectivamente).
(2.5) HETEROCICLOS
Os encadeamentos cíclicos dos átomos são divididos em dois grupos: os
homociclos e os heterociclos. No primeiro caso, o ciclo só contém um tipo de átomo,
como por exemplo, o ciclohexano. No segundo caso, os compostos heterocíclicos são
compreendidos por serem compostos orgânicos cíclicos estáveis, que contém no seu
anel um ou mais átomos diferentes do carbono, podendo esse, ou não, fazer parte da
molécula153.
Os heterociclos mais importantes são os que possuem caráter aromáticoe dentre
os mais simples temos o pirrol, o furano e o tiofeno, de anéis pentagonais. Cada um
apresenta três pares de elétrons no sistema aromático, porém com apenas duas ligações
π e o outro é apresentado como par de elétrons livre podendo ter dois ou mais anéis
fundidos.
Heterociclos contendo átomo de nitrogênio são comumente encontrados e
subdividem-se em núcleos indólicos, pirrólicos, arizidínicos, imidazólicos, entre outros.
Os heterociclos com anel de cinco átomos contendo dois ou mais átomos de nitrogênio
são conhecidos como azóis154. Dentre os núcleos encontrados na classe dos azóis, pode-
se destacar os pirazóis. Além disto, quinonas heterocíclicas contendo átomos de
nitrogênio possuem excelente atividade antitumoral155, dentre outras atividades
biológicas156.
153Eicher, T.; Hauptmann, S.; The Chemistry of Heterocycles – Structure, Reactions, Synthesis and Applications, Wiley-VCH Gmbh & Co. KGaA, 2003, 1. 154Melo, J. O. F.; Donnici, C. L.; Augusti, R.; Ferreira, V. F.; de Souza, M. C. B. V.; Ferreira, M. J. G.; Cunha, A. C.; Quim. Nova 2006, 29, 569. 155Lee, H. J.; Kim, J. S.; Park, S. Y.; Suh, M. E.; Kim, H. J.; Seo, E. K.; Lee, C. O.; Bioorg. Med. Chem. 2004, 12, 1623. 156Katoh, A.; Ueda, S.; Ohkanda, J.; Hirota, M.; Komine, H.; Mitsuhashi, K.; Heterocycles 1992, 34, 1965.
36
(2.5.1) AMINOPIRAZOL
Os núcleos pirazólicos possuem considerável atenção devido as suas
propriedades biológicas como analgésica157, bactericida158, antidepressiva159, anti-
inflamatória160, antimicrobiana161, antiobesidade162, antiviral163, hipoglicemiante164,
anti-hipertensiva165 e antineoplásica166.
NNH
Figura 18: Núcleo pirazólico
As propriedades biológicas e medicinais dos compostos conhecidos como 5-
aminopirazóis têm levado a uma enorme pesquisa em torno dessas substâncias. Esses
pirazóis aminados representam uma importante classe de heterociclos que tem atraído o
interesse científico, devido a sua grande aplicação nas indústrias farmacêutica e
agroquímica167.
Alguns desses exemplos podem ser vistos na figura 19: 157Lan, R.; Liu, Q.; Fan, P.; Lin, S.; Fernando, S. R.; McCallion, D.; Pertwee, R.; Makriyannis, A.; J. Med. Chem. 1999, 42, 769. 158Castagnolo, D.; Manetti, F.; Radi, M.; Bechi, B.; Pagano, M.; de Logu, A.; Meleddu, R.; Saddi, M.; Botta, M.; Bioorg. Med. Chem. 2009, 17, 5716. 159Moore, K. W.; Bonner, K.; Jones, E. A.; Emms, F.; Leeson, P. D.; Marwood, R.; Patel, S.; Rowley, M.; Thomas, S.; Carling, R. W.; Bioorg. Med. Chem. 1999, 9, 1285. 160Nargund, L. V. G.; Hariprasad, V.; Reddy, G. R. N.; J. Pharm. Sci. 1992, 81, 892. 161Bekhit, A. A.; Ashour, H. M. A.; Guemei, A. A.; Arch. Pharm. Chem. Life Sci. 2005, 338, 167. 162Szabo, G.; Varga, B.; Payer-Lengyel, D.; Szemzo, A.; Erdelyi, P.; Vukics, k.;Skikra, J.; Hegyi, E.; Vastag, M.; Kiss, B.; Laszy, J.; Gyertyan, L.; Fischer, J.; J. Med. Chem. 2009, 52, 4329. 163Ouyang, G.; Cai, X. J.; Chen, Z.; Song, B. A.; Bhadury, P. S.; Yang, S.; Jin, L. H.; Xue, W.; Hu, D. Y.; Zeng, S.; J. Agric. Food Chem. 2008, 56, 10160. 164Bauer, V. J.; Dalalian, H. P.; Franshawe, W. J.; Safir, S. R.; Tocus, E. C.; Boshart, C. R.; J. Med. Chem. 1968, 11, 981. 165Almansa, C.; Gomez, L. A.; Cavalcanti, F. L.; Arriba, A. F.; Rafanell, J. D.; Form, J. G.; J. Med. Chem. 1997, 40, 547. 166Stauffer, S. R.; Huang, Y.; Coletta, C. J.; Tedesco, R.; Katzenellenbogen, J. A.; Bioorg. Med. Chem. 2001, 9, 141. 167(a)Kost, A. N.; Grandberg, I.; Katritzky, A. R.; Boulton, A. J.; In Advances in Heterocyclic Chemistry, Academic Press: New York, 1966, 347; (b)Elguero, J.; Katritzky, A. R.; Rees, C. W.; In Comprehensive Heterocyclic Chemistry, Pergamon Press: Oxford, 1984, 167. (c) Elguero, J.; Katritzky, A. R.; Rees, C. W.; Scriven, E. F. V.; In Comprehensive Heterocyclic Chemistry, Pergamon Press: Oxford, 1996, 1; (d) Lee, K. Y.; Kim, J. M.; Kim, J. N.; Tetrahedron Lett. 2003, 44, 6737.
37
NN
NH2
H2N
O
(64) NN
NH2HN
SOO
H3CO
(65)
NN
H3CS
NH2OCl Cl
Cl
Cl
(66)
NN
H3CS
NH2 Cl
Cl
CF3
(67)N
N
NH2
H2N
O
(69)
NNp-CH3C6H4N
N CH3
H3C
NH
O NH2
(68)
CH3
O
OCH3 Figura 19: Aminopirazóis farmacologicamente ativos
O 5-amino-1-terc-butilpirazol-4-carboxamina (64) inibe a p56 Lck168 que é uma
proteína tirosina quinase linfócito-específica, encontrada no interior de células
especializadas do sistema imunológico. Já o 5-amino-1-(4-metilfenil)-pirazol (65) foi
testado como um antagonista NPY5169, um anticorpo neuropeptídico. Outro 5-amino-4-
benzoil-3-metiltio-1-(2,4,6-triclorofenil)-pirazol (66) foi reportado como sendo um
potente receptor antagonista do fator de liberação de corticotropina (CRF-1)170. O 5-
amino-1-(2,6-dicloro-4-(trifluorometil)-fenil)-4-(3-metoxifenil)-3-metiltiopirazol171 (67)
foi descrito como um potente inibidor GABA. O 5-amino-1,3-dimetilpirazol-4-carboxi-
fenilamida (68) demonstrou atividade antifúngica172 e o 5-amino-1-pirazinil-3-
carboxamidopirazol (69) foi recentemente descrito como um agente bactericida173 com
um amplo espectro de atuação.
Os núcleos pirazólicos também são encontrados em fármacos comerciais, sendo
o Citrato de Sildenafil (Viagra®) (70) um dos mais conhecidos.
168David, D. P.; Martin, D. J.; Charles, M. D. F.; 5-aminopyrazoles useful as selective inhibitors of the protein tyrosine kinase P56ick; WO 9740019 (A1) 1997. 169Kordik, C. P.; Luo, C.; Zanoni, B. C.; Lovenberg, T. W.; Wilson, S. J.; Vaidya, A. H.; Crooke, J. J.; Rosenthal, D. I.; Reitz, A. B.; Bioorg. Med. Chem. Lett. 2001, 11, 2287. 170Nakazato, A.; Okuyama, S.; Drug. Future 1999, 24, 1089. 171Meegalla, S. K.; Doller, D.; Sha, D.; Soll, R.; Wisnewski, N.; Silver, G. M.; Dhanoa, D.; Bioorg. Med. Chem. Lett. 2004, 14, 4949. 172Huppertz, J. L.; J. Chem. 1985, 38, 221. 173Shamroukh, A. H.; Rashad, A. E.; Sayed, H. H.; Phosphorus. Sulfur. 2005, 180, 2347.
38
NN
SO O
O
N
HNN
N
O
OHCO2H
CO2HHOOHC
Citrato de Sildenafil (Viagra) (70)
Figura 20: Estrutura química do Citrato de Sildenafil (70)
Os derivados pirazólicos não existem na natureza, provavelmente devido à
dificuldade de construção da ligação N-N pelos organismos vivos. Sendo assim, sua
disponibilidade depende de métodos sintéticos.
O método mais versátil174 para a síntese de 5-aminopirazóis é o da condensação
de β-cetonitrilas (71) com hidrazinas (72). A reação envolve o ataque nucleofílico do
nitrogênio terminal da hidrazina (72) no carbono da carbonila levando a formação de
uma hidrazona que em seguida sofre uma ciclização pelo ataque de um segundo
nitrogênio ao carbono do grupo nitrila175.
R1
R2O
CN+ RNHNH2 N
HNR
R2 R1
NC NNR
R2 R1
H2N
R = alquil, aril, heteroaril
R1, R2 = H, alquil, aril
(71) (72)(74)(73)
Esquema 21: Esquema sintético para obtenção de 5-aminopirazóis (74) via condensação de β-cetonitrilas
(71) com hidrazinas (72)
Um segundo método de obtenção de 5-aminopirazóis utiliza a reação de
malononitrila (75) e seus derivados com hidrazinas (72). Esse tipo de reação origina
compostos do tipo 3,5-diaminopirazol (76), substâncias conhecidas pelo seu amplo
espectro de ação. A reação mais simples para a formação dessa substância foi descrita
por Rothenburg176, em 1884, através de uma condensação da malononitrila (75) com a
hidrazina (72).
174Aggarwal, R.; Kumar, V.; Kumar, R.; Singh, S. P.; Beilstein J. Org. Chem. 2011, 7, 179. 175Bagley, M. C.; Davis, T.; Dix, M. C.; Widdowson, C. S.; Kipling, D.; Org. Biomol. Chem. 2006, 4, 4158. 176Rothenburg, E.; Chem. Ber. 1894, 27, 685.
39
NNR
NH2
H2N
(76)
NC CN RNHNH2
(75) (72)
R = alquil, aril, heteroaril Esquema 22: Síntese de compostos 3,5-diaminopirazóis (76) pelo método Rothenburg
Recentemente, a síntese de pirazóis vem sendo feita aravés de ciclizações
eletrofílicas177 permitindo uma síntese em condições suaves e de uma forma
regioseletiva178.
A ciclização eletrofílica de hidrazonas de aldeídos acetilênicos e cetonas
proporciona uma rápida rota de entrada para uma grande variedade de derivados
pirazólicos. As hidrazonas podem ser facilmente preparadas, a partir de hidrazinas,
aldeídos acetilênicos e cetonas.
Exemplos de derivados pirazólicos sintetizados por via de eletrociclização são
demonstrados por Gonzales-Nogal, que obteve derivados 5-sililpirazóis por esse
mecanismo. Hidrazonas acetilênicas β-silil-substituídas (77) sofreram ciclização em
meio de etil-cloroformiato, cloreto de alumínio e iodo molecular179.
Me
N
SiR
HN Ph ClCO2Et, AlCl3
CH2Cl2
I2, THF
NN
Me
Me3Si NN
Me
Me3Si
EtO2C
NN
Me
RSi
I
(73a) R = Me3(73b) R = Me2Ph
(77a) R = Me3(77b) R = Me2Ph
Me
N
SiR
HN Ph
(74)
(74)
(78) (79)
(80)
(77a) R = Me3(77b) R = Me2Ph
Esquema 23: Reações de eletrociclização para obtenção de derivados pirazólicos
177Zora, M.; Kivrak, A.; Yazici, C.; J. Org. Chem. 2011, 76, 6726. 178Carey, F. A.; Sundberg, R. J.; Advanced Organic Chemistry: Reactions and Synthesis, 5th ed.; Springer Science: New York, 2007; Part B, Chapter 4.2, pp 310. 179Cuadrado, P.; Gonzales-Nogal, A. M.; Valero, R.; Tetrahedron 2002, 58, 4975.
40
Uma classe de pirazóis do tipo 1,5-substituídos (81) apresentou promissora
atividade antiproliferativa em experimentos preliminares contra linhagens tumorais HL-
60 (Leucemia)180.
NNR (81a) R = C(S)N(CH3)2
(81b) R = 4-ClC6H4(81c) R = 4-BrC6H4(81d) R = 4-(COOEt)C6H4(81e) R = 3-OHC6H4CH2 (81f) R = 2-piridinil(81a-f)
Figura 21: Estruturas químicas dos compostos pirazólicos relatados com atividade antiproliferativa
Os derivados 81a, 81d, 81e e 81f inibiram o crescimento da linhagem de células
leucêmicas HL-60, além de terem induzido a apoptose. Já os outros dois compostos,
81b e 81c também mostraram atividade antiproliferativa, mas não induziram a
apoptose180.
Baseando-se nesses compostos, novos derivados pirazólicos foram recentemente
sintetizados por Balbi e colaboradores181, de modo a introduzir novos substituintes na
posição N dos pirazóis.
O
OR1
NMe2CHO
(84a) R1 = H(84b) R1 = CH3
R1
NNR
NN
R
(a) (b)
(c) (86a) R = 3-ClC6H4(86b) R = CH2COOC2H5(86c) R = C(S)NH2(86d) R = 4-(OCH3)C6H4(86e) R = PhCH2(86f) R = 3,4-(CH3)2C6H4(86g) R = 2-piridinil(86h) R - 2 piridinil
(76a-g) R1 = H(76h) R1 = CH3
(85a) R = 3-ClC6H4(85b) R = CH2COOC2H5(85c) R = 4-(OCH3)C6H4(85d) R = PhCH2(85e) R = 3,4-(CH3)2C6H4(85f) R = 2-piridinil
(a) POCl3, DMF; (b) RNHNH2.HCl; (c) RNHNH2 + HCl conc.
ou
(82)
(83)
(84) (85)
(86)
Esquema 24: Derivados pirazólicos com atividade antineoplásica
180Anzaldi, M.; Macciò, C.; Mazzei, M.; Bertolotto, M.; Ottonello, L.; Dallegri, F.; Balbi, A.; Chem. Biodivers. 2009, 6, 1674. 181Balbi, A.; Anzaldi, M.; Macciò, C.; Aiello, C.; Mazzei, M.; Gangemi, R.; Castagnola, P.; Miele, M.; Rosano, C.; Viale, M.; Eur. J. Med. Chem. 2011, 46, 5293.
41
Foram analisados, também, outros derivados pirazólicos sintetizados por
substituição da parte ciclohexenilvinil por um radical arila.
Ar
O(a) Ar
O
N(CH3)2(b)
NN
ArN
NN
N
Ar
(89a) Ar = Ph(89b) Ar = 2-furil(89c) Ar = 4-ClC6H4(89d) Ar = 3-ClC6H4(89e) Ar = 3,4-(OCH3)2C6H4
(90a) Ar = Ph(90b) Ar = 2-furil(90c) Ar = 4-ClC6H4(90d) Ar = 3-ClC6H4
(87) (88)(89) (90)
Esquema 25: Derivados pirazólicos com substituinte arila no anel
Esses compostos foram avaliados em linhagens tumorais como adenocarcinoma
ovariano humano A-2780, murínicas leucêmicas P-388 e carcinoma de pulmão humano
A-549 e demonstraram diferentes perfis. A presença da parte ciclo-hexenilvinil mostrou
grande atividade antiproliferativa em todas as linhagens de células tumorais testadas,
somente com concentrações maiores que 50 µM. Quando se substitui esse fragmento
por um substituinte arila a atividade dos compostos diminui, enquanto que a remoção do
fragmento vinil aumenta a atividade antiproliferativa181.
(2.6) SUBSTITUIÇÃO NO ANEL C
A busca por novos análogos da β-lapachona (32) tem muitas abordagens e,
assim, muitas modificações podem ser introduzidas em sua estrutura. Uma importante
estratégia para a obtenção de para- e orto-quinonas bioativas é a substituição no anel C
dessas substâncias. Essa abordagem vem sendo utilizada com sucesso e vários exemplos
de furano e piranonaftoquinonas, substituídas nesse anel com atividades farmacológicas,
foram descritas182.
182(a) Salas, C.; Tapia, R. A.; Ciudad, K.; Armstrong, V.; Orellana, M.; Kemmerling, U.; Ferreira, J.; Maya, J. D.; Morello, A.; Bioorg. Med. Chem. 2008, 16, 668; (b) Pereira, E. M.; Machado, T. B.; Leal, I. C. R.; Jesus, D. M.; Damasco, C. R. A.; Pinto, A. V.; Giambiagi-de Marval, M.; Kuster, R. M.; dos Santos, K. R. N.; Ann. Clin. Microbiol. Antimicrob. 2006, 5,1.
42
Em 2003, Kongkathip e colaboradores183 mostraram a obtenção de lapachonas
substituídas no anel C, com potente atividade citotóxica contra linhagens de células
tumorais. Na figura abaixo, são apresentadas lapachonas e seus valores de citotoxidade
contra linhagens de células tumorais (IC50 em µM). O controle positivo foi a
doxorrubicina (91).
OMe
OH
OH
O
O
OHO
OH
O O
NH2
OHDoxorrubicina(91)
KB = 0,033HeLa = 0,33
HepG2 = 0,40
O
OO
KB = 3,22 ± 0,224HeLa = 0,92 ± 0,248HepG2 = 1,07 ± 0,276
O
OO
O
OO
KB = 2,24 ± 0,241HeLa = 2,46 ± 0,171HepG2 = 2,41 ± 0,158
KB = 3,05 ± 0,195HeLa = 2,85 ± 0,210HepG2 = 3,00 ± 0,040
KB = Carcinoma epidermóide humanoHeLa = Carcinoma cervical humanoHepG2 = Carcinoma hepatocelular humano
(92) (51) (93)
Figura 22: Lapachonas citotóxicas substituídas no anel C
Ravelo e colaboradores184 relataram em 2007, uma série de lapachonas obtidas a
partir do lapachol (20), com atividades antitumorais. Essas substâncias foram avaliadas
contra uma linhagem de células tumorais leucêmicas, HL-60. As substâncias da série
que se destacaram, por maior atividade, estão descritas a seguir com seus valores de
IC50 (µM):
O
OO
O
OO
O
OO
OO
HL-60 = 0,27 ± 0,04 HL-60 = 0,57 ± 0,02HL-60 = 0,55 ± 0,1 HL-60 = 1,97 ± 0,3HL-60 = 0,13 ± 0,02
O
OO
OHOH BrOH
(32) (94) (95) (96) (97)
Figura 23: Lapachonas com atividade tumoral
183Kongkathip, N.; Kongkathip, B.; Siripong, P.; Sangma, C.; Luangkamin, S.; Niyomdecha, M.; Pattanapa, S.; Piyaviriyagul, S.; Kongsaeree, P.; Bioorg. Med. Chem. 2003, 11, 3179. 184Pérez-Sacau, E.; Diaz-peñate, R. G.; Estévez-Braun, A.; Ravelo, A. G.; Garcia-Castellano, J. M.; Pardo, L.; Campillo, M.; J. Med. Chem. 2007, 50, 696.
43
Em relação às carbonilas ou sistema naftoquinoidal, dois tipos de modificações
podem ser realizados: modificação exclusiva na carbonila C-6 (derivado
monossubstituídos) ou reação nas duas carbonilas, formando outro anel (carbocíclico ou
heterociclo).
OO
YO
XY
( )n
O OO
R1 R2R1 R2
Derivados monossubstituídos
Derivadosdissubstituídos
65
β-Lapachona (32)
X = Y = CHX = Y = NX = N, Y =O
OO
O
R1R2
65
R3
Principais posições de variaçõesno anel cromânico
OO
O
R1R2
65
R3
Variações no anel aromárico e /ouanel cromênico
OO
OR1
R2
R3
Contração deanel e variaçõesno anel aromático
R3R3
nor−β-Lapachona (11)R1 =R2 = Me, R3 = H
Figura 24: Possíveis alternativas de modificações estruturais na β-lapachona (32)
Na figura abaixo estão listados diversos produtos obtidos via modificação na
carbonila, em C-6, da β-lapachona (32) descritos na literatura. Pode-se observar que esta
posição é mais reativa frente à nucleófilos.
O
OO
O
O
O
NO
O
NO
O
NO
O
NO
O
N2O
O
OO
NH
Ph ROH OMeR1
O
R
(32)
(98) (99) (100) (101) (102) (103) (104) Figura 25: Derivados monossubstituídos da β-lapachona a partir de modificações na carbonila
44
Recentemente nosso grupo de pesquisa185, buscando procurar esclarecer a razão
da maior seletividade da carbonila C-6, como as densidades de carga das carbonilas,
realizou cálculos de parâmetros estruturais pelo método ab initio (Hartree-Fock) e
observaram que existe uma planaridade entre os anéis A e B, ao passo que o anel C está
numa conformação meia-cadeira. Os valores de densidade de carga nas carbonilas C-5 e
C-6 foram calculados em +0,472 e +0,484, respectivamente, indicando que nucleófilos
atacam preferencialmente C-6, apesar da diferença de carga ser pequena, corroborando
com os dados experimentais observados186. Sintetizou-se também derivados oxirânicos
obtidos a partir da α-lapachona (23) e β-lapachona (32).
O
OO
CH2N2
O
OO
OO
O
Et2O
OO
O
CH2N2
Et2OO
OHO Cl
O
OH
OH
(98) 94%(108) 100%(105) 74%
(107) 98%
OOHC
OH(106) 98%
(32) (23)
(a) AlCl3, CH2Cl2, 24h. (b) BF3.Et2O, CH2Cl2, 24h. (c) i. BF3.Et2O, CH2Cl2, 24h ii. NaHCO3
(c)
(a)
(b)
Esquema 26: Preparação de oxiranos e derivados a partir da α-lapachona (23) e β-lapachona (32)
O derivado oxirânico (98) apresentou atividade tripanocida (IC50 = 12 μM)
menor do que a β-lapachona (32) (IC50 = 0,9 μM), porém com menor citotoxidade. Esse
estudo demonstrou que o anel oxirânico, associado às naftoquinonas, representa uma
nova classe de compostos promissora com atividade tripanocida e baixa citotoxidade
para células de mamíferos.
Outro derivado oxirânico que se mostrou bastante ativo foi o 108, com atividade
tripanocida (IC50 = 1,3 μM) mais ativa do que a α-lapachona (23) (IC50 > 50 μM).
Assim, esta substância tornou-se um potencial candidato da quimioterapia para Doença
de Chagas, uma vez que apresenta alta atividade tripanocida com baixo perfil de
185Ferreira, S. B.; Gonzaga, D. T. G.; Santos, W. C.; Araujo, K. G. L.; Ferreira, V. F.; Rev. Virtual Quim. 2010, 2, 140 186Silva, M. N.; de Souza, M. C. B. V.; Ferreira, V. F.; Pinto, A. V.; Goulart, M. C. R. F.; Wardell, S. M. V.; Wardell, J. L.; Arkivoc, 2003, 156.
45
toxicidade. Os oxiranos formados tiveram seu epóxido aberto por ácidos de Lewis
levando aos derivados 105, 106 e 107, que foram obtidos com bons rendimentos.
Poucos são os derivados e análogos do lapachol (20) e da nor-β-lapachona (43)
conhecidos que possuem modificações no anel aromático. Como exemplo, temos
algumas naftoquinonas naturais substituídas no anel aromático, como a α-cariopterona
(109), exibindo atividades moluscicida e contra radicais livres187 e o 5-hidroxi-lapachol
(110). A inserção do grupo hidroxila no anel aromático das naftoquinonas estimula a
peroxidação lipídica e formação de adutos com o DNA, segundo Yoshino e
colaboradores188.
O
O
OH
OH
5-hidroxi-lapachol
OO
O
OH
α−cariopterona(109) (103)
Figura 26: Naftoquinonas naturais com o anel aromático substituído
A pesquisa e o desenvolvimento de medicamentos é um processo que se inicia
com a pesquisa básica de uma nova substância, passando em seguida para os ensaios
pré-clinicos, os ensaios clínicos e, finalizado com o registro do medicamento.
Diante disto, a busca por novas substâncias antineoplásicas, principalmente
análogas às lapachonas já existentes na literatura, é importante para o desenvolvimento
de novos fármacos e novas formas de prevenção e tratamento, uma vez que a origem
dos problemas desses tipos de quimioterápicos hoje existentes reside no fato das
substâncias, além de combaterem as células cancerígenas, também atacarem as
proteínas na pele.
187Hannedouche, S.; Souchard, J. P.; Jaquemond-Collet, I.; Moulis, C.; Fitoterapia 2002, 73, 520. 188Murakami, K.; Haneda, M.; Iwata, S.; Yoshino, M.; Toxicol. in Vitro, 2010, 24, 905.
46
3) OBJETIVOS
O objetivo geral dessa Dissertação de Mestrado é a preparação de novas
substâncias sintéticas derivadas da nor-β-lapachona (43), substituídas na posição C-3 do
anel di-hidrofurânico, visando a investigação de suas atividades citotóxicas frente à uma
série de linhagens tumorais.
(3.1) OBJETIVO ESPECÍFICO
A síntese desses novos derivados foi planejada levando-se em consideração as
substâncias 48a-d e 49a-o desenvolvidas por nosso grupo de pesquisa e que
comprovadamente ampliaram várias atividades biológicas da nor-β-lapachona (43),
inclusive a atividade contra células de diferentes linhagens de câncer.
Esse tipo de composto se caracteriza estruturalmente pela união do padrão 1,4-
naftoquinônico com substâncias do tipo 5-aminopirazóis, via formação de um
intermediário iônico do tipobromônio. O ponto de ligação da naftoquinona ao núcleo
pirazólico se dá no carbono C-3 do anel di-hidrofurânico da quinona. O núcleo
pirazólico é substituído nas posições N-1’ e C-3’ por grupos metila e/ou arila.
47
4) JUSTIFICATIVA
O Brasil apresenta-se como o 10° mercado farmacêutico do mundo em
faturamento, com US$ 4,1 bilhões anuais, estando apenas atrás dos EUA, Japão, alguns
países da Europa e México. Cabe ressaltar que, com exceção do Brasil e México, todos
esses países possuem política de desenvolvimento de novas drogas e detém a maioria
das patentes no mundo189.
Alta tecnologia e investimentos vultosos são primordiais para a pesquisa e
desenvolvimento de novas substâncias ativas. Esses valores podem chegar à ordem de
aproximadamente US$ 350 milhões, com prazos de 10 a 15 anos de pesquisa. O
desenvolvimento de uma nova droga representa um processo de grande risco, pois
somente uma pequena minoria das moléculas destinadas a se tornarem medicamentos (1
em cada 20.000 moléculas) consegue chegar a ser utilizada na clínica terapêutica190.
A busca pelo alvo de estudo que levará a síntese de novas moléculas bioativas
inicia-se pela sua relevância na literatura, como é o caso das quinonas.
Estudos farmacológicos das quinonas mostram variadas biodinamicidades,
destacando-se, dentre muitas as propriedades microbicidas191, tripanocidas192,
fungicidas193, antitumorais194 e inibidoras de sistemas celulares reparadores195,
processos nos quais atuam de diferentes formas196.
A interferência das quinonas no fenômeno da apoptose se constitui hoje em uma
pesquisa interdisciplinar de fronteira na química medicinal, existindo grande expectativa
quanto à delineação de estratégias racionais de síntese de novas substâncias, visando o
combate de neoplasias, principalmente às relacionadas ao câncer de próstata, estando
entre os temas mais destacados na literatura.
Nesse aspecto, modificações estruturais na unidade das naftoquinonas podem
alterar consideravelmente sua ação no ciclo redox e promover a elevação dos níveis
189Esseve, E.; Gac. Sanit. 2001, 15, 546. 190Henry, D.; Lexchin, J.; Lancet 2002, 360, 1590. 191de Moura, K. C. G.; Emery, F. S.; Neves-Pinto, C.; Pinto, M. C. F. R.; Dantas, A. P.; Salomão, K.; de Castro, S. L.; Pinto, A. V.; J. Braz. Chem. Soc. 2001, 12, 325. 192Pinto, C. N.; Dantas, A. P.; de Moura, K. C. G.; Emery, F. S.; Polequevitch, P. F.; Pinto, M. C. F. R.; de castro, S. L.; Pinto, A. V.; Arzneimittel Forsch. 2000, 50, 1120. 193Almeida, E. R.; Silva-Filho, A. A. A.; Santos, E. R.; Lopes, C. A.; J. Ethnopharmacol. 1990, 29, 239. 194Liu, K. C.; Li, J.; Sakya, S.; Mini-Ver.Med. Chem. 2004, 4, 1105. 195Zani, C. L.; Chiarib, E.; Krettlia, A. U.; Murtaa S. M. F.; Cunninghamc, M. L.; Fairlambc, A. H.; Romanha, A. J.; Bioorg. Med. Chem. 1997, 5, 2185. 196Site: http://www.portaldosfarmacos.ccs.ufrj.br/resenhas_lapachona.html; Acesso em 01/10/2010.
48
intracelulares das espécies reativas de oxigênio, que são sinais decisivos no
desencadeamento do processo de apoptose. Estas propriedades, presentes em especial
nas β-lapachona (32) e nor-β-lapachona (43), indicaram o quanto ainda existe de
potencial nestas substâncias como temas de estudos químicos sintéticos e
farmacológicos. Novos derivados, mais ativos ou mais seletivos, são temas importantes
ainda a serem investigados.
Antes desse trabalho ser iniciado, havia um derivado triazólico (49a) que
mostrou-se um potente protótipo, sintetizado por nosso grupo de pesquisa197,
demonstrando ter uma potente atividade tripanocida, caracterizada pelo seu baixo valor
de IC50 = 17,3 µM198.
O
OO
NN N
(49a)
Figura 27: 2,2-dimetil-3-(4-fenil-1H-1,2,3-triazol-1-il)-2,3-di-hidronafto-[1,2-b]-furan-4,5-diona (49a)
Baseando-se nesse padrão de atividade, em que se buscou unir o padrão de uma
naftoquinona com um fragmento heterocíclico, decidiu-se dar continuidade a esta idéia
com a síntese dos novos análogos da nor-β-lapachona (43) com outros heterociclos da
família dos pirazóis. Esses foram selecionados de modo a manterem algumas das
características moleculares de 49a dentro do desenvolvimento racional de fármacos
através da estratégia de bioisosterismo de anéis (Figura 28).
Apenas para ilustrar, o bioisosterismo é uma operação estrutural de troca de um
átomo ou grupo de átomos – fragmento molecular - por outro átomo ou grupo de
átomos - i.e. outro fragmento molecular - eletronicamente similar em propriedades
físico-químicas, como peso molecular, viscosidade, pressão crítica, temperatura crítica,
condutividade térmica, índice de refração, constante dielétrica, solubilidade, entre
outros199.
197Bourguignon, S. C.; Castro, H. C.; Santos, D. O., Alves, C. R.; Ferreira, V. F., Gama, I. L.; Silva, F. C.; Seguis, W. S.; Pinho, R. T.; Exp. Parasitol. 2009, 122, 91. 198Salas, C. O.; Faúndez, M.; Morello, A.; Maya, J. D.; Tapia, R. A.; Curr. Med. Chem. 2011, 18, 144. 199Site: http://www.farmacia.ufrj.br/lassbio/download/aulas_grad/QF1_bioisosterismo_jun2012.pdf; Acesso em 27/06/2012.
IC50 = 17,3 µM (Tripomastigota T. cruzi)
IC50 = 0,5 µg/mL (Células MDA-MB 435 – Mama Humano)
49
Uma troca bioisostérica cria novo(s) composto(s) com propriedades biológicas
similares ao composto original200,201.
O
OO
NN
N
NNN
O
NNNO
R
NN
R2
R1
NHModificações estruturais
Figura 28: Bioisosterismo de anéis no derivado da nor-β-lapachona (43)
A inserção de um átomo espaçador como o oxigênio e o nitrogênio, destacados
em vermelho, diminui a probabilidade de impedimentos estéreos, devido ao tamanho da
molécula. Dessa forma, propõe-se que as reações se processem de forma melhor devido
a um acesso mais fácil para o acoplamento entre as substâncias.
200da Silva Júnior, E. N.; de Souza, M. C. B. V.; Fernandes, M. C.; Menna-Barreto, R. F. S.; Pinto, M. C. F. R.; Lopes, F. A.; de Simone C. A.; Andrade, C. K. Z.; Pinto, A. V.; Ferreia, V. F.; de Castro, S. L.; Bioorg. Med. Chem. 2008, 16, 5030. 201da Silva Júnior, E. N.; de Souza, M. C. B. V.; Pinto, A. V.; Pinto, M. C. F. R.; Goulart, M. O. F.; Barros, F. W. A.; Pessoa, C.; Costa-Lotufo, L. V.; Montenegro, R. C.; de Moraes, M. O.; Ferreira, V. F.; Bioorg. Med. Chem. 2007, 15, 7035.
50
5) METODOLOGIA
Para alcançar os objetivos de preparação das furanonaftoquinonas amínicas
pirazólicas análogas à nor-β-lapachona (43), foi proposta uma rota sintética em que a
molécula alvo do tipo I foi formada por dois fragmentos:
1º. A síntese dos análogos da nor-β-lapachona (43)
2º. Acoplamento com as aminas pirazólicas.
Após a preparação desses fragmentos, os mesmos são reagidos de modo a
formar as substâncias pretendidas, como mostrado no esquema a seguir:
O
O
OH+
O
O
OH
O
OOBr2
Nor-lapachol (44)
O
OO
Nor-β -lapachona (43)
H2SO4
O
OO
NH
N NX(I)
Y
OHCl.NH2CH3
TsOH
Tolueno, refluxopor 4hs.
NH2
NNR1
R2
X = ArY = Ar ou CH3
CHCl3 anidro
CHCl3anidro
10 min
3hs
(17) (111) (62)
Br
Esquema 27: Metodologia para a síntese dos análogos da nor-β-lapachona (43) e o acoplamento com as
aminas pirazólicas
Nesta proposta de trabalho, para obtenção dos compostos pirazólicos análogos a
nor-β-lapachona (43), primeiramente é sintetizado o nor-lapachol (44) através de uma
reação de Mannich entre a lausona (17), a metilamina e o isobutiraldeído (111) em meio
de tolueno seguido de eliminação do radical amina promovida pelo ácido p-
toluenossulfônico. O nor-lapachol (44), então, sofre uma adição eletrofílica em sua
ligação dupla pelo bromo, resultando numa eletrociclização que forma o intermediário
3-bromo-nor-β-lapachona (62). Após a formação do intermediário bromado, os
compostos pirazólicos são adicionados por uma reação do tipo SN1 ao substrato in situ,
gerando os derivados pirazólicos análogos a nor-β-lapachona (43) desejados.
51
6) RESULTADOS E DISCUSSÃO
Com a finalidade de se obter as furanonaftoquinonas substituídas no anel C di-
hidrofurânico, a estratégia sintética para preparação dos análogos da nor-β-lapachona
(43) iniciou-se com a síntese do nor-lapachol (44)202.
O
O
OH
O
OO
nor-β-lapachona nor-lapachol
(43) (44)
Figura 29: Estruturas da nor-β-lapachona (43) e do nor-lapachol (44)
O nor-lapachol (44) pode ser obtido principalmente por duas rotas. A rota
clássica é a reação de oxidação de Hooker203, datada de 1936, que foi estudada em
detalhes por Fieser e colaboradores204,205.
Em 1987, Kopanski e colaboradores206 desenvolveram uma nova metodologia
para a obtenção de derivados 1,4-naftoquinônicos, na qual a lausona (17) sofre uma
condensação com o ciclopentanocarboxaldeído (112), tendo como catalisador a β-
alanina e o ácido acético glacial. A reação envolvia o uso do benzeno como solvente,
para a retirada da água como azeótropo, produzindo o derivado 113 com rendimento de
94%.
a) Benzeno, β-alanina, ácido acético glacial.
O
O
OH+ H
Oa
O
O
OH
(17) (112) (113) 94%
Esquema 28: Reação de condensação de Kopanski
202Pinto, A. V.; Pinto, M. C. F. R.; de Oliveira, C. G. T.; Na. Acad. Bras. Ci. 1982, 54, 107. 203Fieser, L. F.; Fieser, M.; J. Am. Chem. Soc. 1948, 70, 3215. 204(a) Hooker, S. C.; J. Am. Chem. Soc. 1936, 58, 1168. (b) Hooker, S. C.; J. Am. Chem. Soc. 1936, 58, 1174. (c) Hooker, S. C.; Steyermark, A.; J. Am. Chem. Soc. 1936, 58, 1179. 205(a) Fieser, L. F.; Hartwell, J. L.; Seligman, A. M.; J. Am. Chem. Soc. 1936, 58, 1223. (b) Fieser, L. F.; Bader, A. R.; J. Am. Chem. Soc. 1951, 73, 681. 206Kopanski, L.; Karbach, D.; Selbitschka, G.; Steglich, W.; Liebigs Ann. Chem. 1987, 793.
52
No ano de 2006, uma rota sintética variante mais prática foi desenvolvida por
Glazunov e colaboradores207, na qual ocorre uma reação de Mannich entre a lausona
(17), o cloridrato de metilamina e o isobutiraldeído (111), seguido de eliminação com
ácido p-toluenossulfônico sob refluxo em tolueno e o uso de um equipamento de Dean-
Starck para a retirada da água com destilação azeotrópica com tolueno.
O
O
OHO
O
OH
Tolueno, refluxopor 4hs.
TsOHCH3NH2.HCl
H
O
(44) 80%(17) (111) Esquema 29: Síntese do nor-lapachol (44) e a aparelhagem de Dean-Stark utilizada
A vantagem desta nova metodologia, quando comparada a de Fieser, está no fato
desta última não utilizar o lapachol (20) como substrato, pois ele é de difícil obtenção a
partir de sua extração da casca do ipê. Desta forma, a utilização da lausona (17) ao invés
do lapachol (20) reduz muito o tempo global de finalização da reação de formação do
nor-lapachol (44), uma vez que a lausona (17) é comercial. Já em relação à proposta de
Kopanski, a metodologia de Glazunov difere apenas nos reagentes similares utilizados,
mantendo-se o mecanismo de reação via Mannich.
Utilizando-se então a metodologia descrita por Glazunov, demos início à
obtenção dos análogos da nor-β-lapachona (43), iniciando-se com a síntese do nor-
lapachol (44), pela reação de condensação entre a lausona (17) e o isobutiraldeído (111),
em meio de tolueno, utilizando o ácido p-toluenossulfônico em quantidades catalíticas.
Através do uso de um aparelho de Dean-Stark, a água formada na reação foi removida
através da destilação azeotrópica com tolueno, o que faz com que o equilíbrio seja
deslocado na direção do produto de condensação. Após quatro horas de reação, o
solvente foi evaporado sob pressão reduzida e recristalizações sucessivas em hexano
levaram a formação do produto desejado sob a forma de cristais avermelhados, em
rendimento de 80%, com ponto de fusão entre 120-121ºC, o que está de acordo com a
207Glazunov, V. P.; Berdyshev, D. V.; Yakubovskaya, A.; Pokhilo, N. D.; Russ. Chem. B+. 2006, 55, 1729.
53
literatura (119-120ºC)208. O espectro de infravermelho mostrou uma absorção
característica de deformação axial da ligação OH em 3358 cm-1, absorções em 1641 cm-
1 que são características de deformação axial da ligação C=O de cetonas conjugadas.
Em 1590 cm-1 tem-se estiramento da ligação C=C de aromáticos. Em 1373 cm-1 e 1319
cm-1 podem ser observadas as bandas de absorção referentes às duas metilas geminais da
molécula. Ainda no espectro de infravermelho foi observada uma absorção intensa em
1271 cm-1, atribuída a uma deformação axial da ligação C-O. Pares de absorções
características de deformações axiais de ligações C=C em aromáticos foram observados
1451 cm-1, além de uma absorção característica em 724 cm-1 que foi atribuída a uma
deformação fora do plano para a ligação C-H de anel benzênico orto-substituído.
Figura 30: Espectro de absorção na região do infravermelho do nor-lapachol (44)
A Ressonância Magnética Nuclear (RMN) de 1H do nor-lapachol (44) está
coerente com os dados da literatura209. São observados sinais duplo-dupletos, um em δ
= 8,12 ppm (1H, dd, J = 7,8 e 0,9 Hz, H-8) e outro em δ = 8,09 ppm (1H, dd, J = 7,8 e
0,9 Hz, H-5) referentes à dois hidrogênios aromáticos e outros dois sinais duplo-
208Hooker, S. C.; J. Ann. Chem. Soc. 1936, 58, 1168. 209 da Silva, E. N. J.; de Souza, M. C. B. V.; Pinto, A. V.; Pinto, M. C. F. R.; Nogueira, C. M.; Azeredo, R. B. V.; Ferreira, V. F.; Magn. Reson. Chem. 2008, 46, 1158.
54
tripletos, um em δ = 7,75 ppm (1H, td, J = 7,8 e 1,3 Hz, H-6) e outro em δ = 7,69 ppm
(1H, td, J = 7,8 e 1,3 Hz, H-7), referentes aos outros dois hidrogênios aromáticos do
anel quinonoídico.
Em δ = 7,52 ppm (1H, s, OH) temos o sinal referente ao hidrogênio da hidroxila
e em δ = 6,00 ppm (1H, t, J = 1,3 Hz, H-1’), o hidrogênio olefínico. Os hidrogênios
metílicos são observados como sinais dupletos em δ = 1,99 ppm (3H, d, J = 1,3 Hz, (C-
2)-CH3) e δ = 1,67 ppm (3H, d, J = 1,3 Hz, (C-2)-CH3).
Foi observado que o hidrogênio H-8 é o mais desblindado, e as correlações deste
hidrogênio com o carbono quaternário vizinho à carbonila e com a carbonila, mostram
claramente que este sinal é referente ao hidrogênio citado. Métodos de correlação 2D 1H-13C como HMBC e HSQC foram utilizados para determinar qual hidrogênio
apresenta-se mais desblindado.
Figura 31: Espectro de RMN de 1H do nor-lapachol (44) (CDCl3; 500,00 MHz)
A região dos hidrogênios aromáticos é expandida na figura abaixo, onde é
possível notar os duplo-dupletos e duplos-tripletos, além do sinal característico do
hidrogênio da hidroxila.
Figura 32: Expansão da região aromática do espectro de RMN de 1H do nor-lapachol (44) (CDCl3;
500,00 MHz)
O
O
OH1 2
344a5
6
78
8a
1'
2'
55
As propostas mecanísticas para a formação do nor-lapachol (44) via
metodologia modificada de Glazunov, são duas: a primeira segue por uma reação de
Knoevenagel, via aldeído protonado e a segunda, segue a reação de Mannich, via imina
protonada. Uma condensação de Knoevenagel é uma adição nucleofílica de um
carbânion a um grupo carbonila seguida de uma reação de desidratação. O produto é
quase sempre uma enona alfa, beta conjugada210. A reação de Mannich consiste na
aminometilação de um carbono ativado junto a um grupo funcional carbonila
empregando um aldeído e uma amina primária ou secundária, com catálise ácida. O
produto é um composto β-aminocarbonílico, conhecido como base de Mannich. Sob
aquecimento elimina-se a amina da base de Mannich de forma a se obter uma enona
conjugada211.
Mecanismo proposto via aldeído protonado – Reação de Knoevenagel:
O
O
OHO
O
OH
H
OHTsO
O
O
O
OH
H
O
O
O
OH2
TsO
OO
O
H
O
O
OH+ H2O + TsOH
nor-lapachol (44)
(17)
H
TsOH
H2O
tautomerismo
Esquema 30: Mecanismo proposto para formação do nor-lapachol (44) via aldeído protonado
210Knoevenagel, E.; Ber. Deut. Chem. Ges. 1898, 31, 2596. 211Mannich, C.; Krosche, W.; Arch. Pharm. 1912, 250, 647.
56
Mecanismo proposto via imina protonado – Reação de Mannich:
O
O
OHO
O
OH
H
OHTsO
O
O
O
NHCH3
H
TsO
OO
O
H
O
O
OH+ H2O + TsOH
nor-lapachol (44)
NH2CH3
H
O NH2CH3
H
HO NHCH3 TsOHH
H2O NHCH3 TsO H2N
O
O
O
H
NH2CH3
(17)
Esquema 31: Mecanismo proposto para formação do nor-lapachol (44) via imina protonada
Dando continuidade ao projeto, em seguida o nor-lapachol (44) foi tratado com
bromo, em clorofórmio anidro, gerando o intermediário 3-bromo-nor-β-lapachona (62),
caracterizado pela formação, in situ, de um sólido avermelhado. Essa metodologia
sintética foi descrita por Pinto e colaboradores212.
Figura 33: Precipitado vermelho, característico do intermediário 3-bromo-nor-β-lapachona (62) formado
in situ
212Pinto, A. V.; Pinto, M. C. F. R.; de Oliveira, C. G. T.; An. Acad. Bras. Ci. 1982, 54, 107.
57
O intermediário bromado (62) sofre reação de adição nucleofílica213 ao íon
oxicarbênio pelos reagentes aminados, formando os derivados da nor-β-lapachona (43)
substituídos na posição C-3, conforme mecanismo proposto no Esquema 32.
O
O
OH
nor-lapachol (44)
Br-Br
O
O
OH
Br
Br
O
O
O
BrBr
H
OO
O
Br
Nu - H
OO
OBr
O
OO
Nu H
Br O
OO
Nu+ HBr
3-bromo-nor-β-lapachona (62)
- HBr
δδ
Esquema 32: Mecanismo geral para obtenção dos análogos da nor-β-lapachona (43)
Heteroátomos espaçadores: Oxigênio e Nitrogênio.
Inicialmente, foram utilizadas quatro substâncias que poderiam agir como
nucleófilos nessa reação e que estava disponível em nosso laboratório, para se verificar
de que forma as reações se processavam, que tipo de subprodutos formava, qual tempo
reacional era mais adequado e se, de fato, ocorria o acoplamento com os substratos. A
escolha desses nucleófilos iniciais se deu pelo fato de possuírem um heteroátomo
espaçador, nitrogênio ou oxigênio, estando de acordo com o objetivo proposto nessa
dissertação.
213Silva, R. S. F.; Costa, E. M.; Trindade, U. L. T.; Teixeira, D. V.; Pinto, M. C. F. R.; Santos, G. L.; Malta, V. R. S.; Simone, C. A.; Pinto, A. V.; Castro, S. L.; Eur. J. Med. Chem. 2006, 41, 526.
58
NN
NHO
1H-benzo[d][1,2,3]triazol-1-ol
(114)
NNNHO
(4-fenil-1H-1,2,3-triazol-1-il)metanol
(115)
5-(trifluorometil)-1H-1,2,4-triazol-3-amina
(116)
NHN
N CF3H2N N
H
H2N
2-(1H-indol-3-il)ethanamina
(117)
Figura 34: Primeiros nucleófilos utilizados no acoplamento com a nor-β-lapachona (43)
O nor-lapachol (44) foi solubilizado em clorofórmio anidro, seguido da adição
de bromo e após precipitação do intermediário o excesso de bromo foi retirado sob
pressão reduzida, com posterior adição de 2 equivalentes do nucleófilo, solubilizado em
clorofórmio anidro. Nestes primeiros ensaios, obteve-se os produtos desejados em
rendimentos baixíssimos (cerca de 10% ou inferior) (Esquema 33). O acompanhamento
das reações por TLC mostrou a formação de vários produtos colaterais, o que dificultou
seu isolamento e purificação por métodos cromatográficos.
O
O
OH
OO
O
BrBromo
CHCl3 seco10 min.
OO
O
ONN N
OO
O
O N
NN
OO
O
HN
NH
OO
O
HN
N
NHN
CF3
(118) 10%
(120) 7%
(119) 10%
(121) 6%
NH
NH2
H2NN
NHNCF3
HO NN N
CHCl3, 3 hs
CHCl3 CHCl3
CHCl3
HO N
NN(44) (62)
Esquema 33: Obtenção dos compostos iniciais com baixos rendimentos
59
A estequiometria inicial de 2 equivalentes de cada nucleófilo foi definida em
função da metodologia descrita na literatura209. No entanto, as reações se mostraram
pouco eficientes. Desta forma, especulou-se que as causas dos baixos rendimentos
seriam que a quantidade do agente nucleofílico adicionado poderia estar em desacordo
com a reação e o grande excesso de bromo utilizado poderia estar afetando a reação,
quanto à formação de subprodutos e, portanto, dificultando o acoplamento do nucleófilo
com o substrato.
Assim, realizou-se a reação variando-se a estequiometria do nucleófilo a fim de
se minimizar a formação de produtos colaterais. Os resultados estão ilustrados na tabela
2.
Tabela 02: Tabela comparativa dos valores dos rendimentos das reações utilizando diferentes
quantidades em equivalentes de cada nucleófilo
Nucleófilo Com 2 equivalentes Com 1,2 equivalentes
Com 5 equivalentes
OO
O
ONN N
(118)
10% 8% 10%
OO
O
O N
NN
(119)
10% 9% 7%
OO
O
HN
N
NHN
CF3
(120)
7% 6% 9%
OO
O
HN
NH(121)
6% 8% 8%
É possível observar na tabela que o aumento ou diminuição do valor inicial de
equivalentes do nucleófilo não modificou de forma significativa os rendimentos das
reações.
Com isso, promoveu-se, em outra investigação, a variação da quantidade de
bromo utilizada. A estequiometria usada e descrita na literatura foi de 38 equivalentes
60
de bromo (2 mL) e o grande excesso deste reagente com características altamente
oxidante e agressiva poderia estar prejudicando o andamento reacional. Assim,
promoveu-se a reação reduzindo-se a metade a quantidade de bromo anteriomente
utilizada, porém não se observou a formação do precipitado vermelho 62 e
consequentemente, mesmo com a adição do nucleófilo 114, não verificou-se a formação
de produto. O nor-lapachol (44) e o nucleófilo utilizado 114 foram recuperados em
coluna cromatográfica.
Entretanto, apesar dos baixos rendimentos foram obtidos quatro produtos
inéditos, conforme destacados na figura 35.
O
OO
HN
NH
O
OO
HN
N
NHN
CF3
3-(2-(1H-indol-3-il)etilamino)-2,2-dimetil-2,3-di-hidronafto-[1,2-b]-furan-4,5-diona
2,2-dimetil-3-(5-(trifluorometil)-1H-1,2,4-triazol-3-ilamino)-2,3-di-hidronafto-[1,2-b]-furan-4,5-diona
O
OO
ON N
N
3-(1H-benzo[d][1,2,3]triazol-1-il-oxi)-2,2-dimetil-2,3-di-hidronafto-[1,2-b]-furan-4,5-diona
O
OO
N NN
O
2,2-dimetil-3-((4-fenil-1H-1,2,3-triazol-1-il)metoxi)-2,3-di-hidronafto-[1,2-b]-furan-4,5-diona
(118)(119)
(120) (121)
Figura 35: Primeiros compostos inéditos obtidos
A confirmação estrutural dos compostos deu-se pela elucidação de seus
espectros de Ressonância Magnética Nuclear (RMN) de 1H e 13C (técnica APT).
Primeiramente, analisando-se o RMN de 1H da substância 118 confirmou-se a
existência dos hidrogênios metílicos em δ = 1,32 ppm (3H, s, (C-2)-CH3) e δ = 1,89
ppm (3H, s, (C-2)-CH3). O hidrogênio metínico H-3 do anel di-hidrofurânico é
visualizado em δ = 6,49 ppm (1H, s, H-3), confirmando o sucesso da reação de
acoplamento.
61
Figura 36: Espectro de RMN 1H do composto 118 (CDCl3; 500,00 MHz)
Os hidrogênios da região aromática da estrutura 118 podem ser observados
conforme a expansão abaixo, onde se destacam os quatro hidrogênios quinoídicos que
são mais desblindados do que os hidrogênios do anel aromático fundido ao anel
triazólico na forma de duplo-dupleto em δ = 8,18 (1H, dd, J = 7,0 e 1,5 Hz, H-6) e um
multipleto em δ = 8,07 - 7,99 (1H, m, H-7, H-8 e H-9).
Figura 37: Estrutura química do composto 118
Figura 38: Expansão da região aromática do espectro de RMN 1H do composto 118 (CDCl3; 500,00
MHz)
O espectro de RMN de 13C (técnica APT) da substância em questão corrobora
com a estrutura elucidada. As carbonilas características do composto são observadas em
δ = 179,9 ppm (C-5) e em δ = 174,4 ppm (C-4). O carbono quaternário C-2 tem seu
sinal em δ = 95,1 ppm, caracterizando fechamento do anel di-hidrofurano. O ponto de
O
O
O
ON N
N
12
33a
45
6
7
8
99a
9b1'
2'3'
3a'
4'
5'6'
7'
7a'
5a
O
O
O
ON N
N
12
33a
45
6
7
8
99a
9b1'
2'3'
3a'
4'
5'6'
7'
7a'
5a
62
ligação entre a naftoquinona e o triazol se dá no carbono C-3, um carbono metínico,
podendo seu sinal ser visualizado em δ = 66,5 ppm. Os carbonos metílicos são
observados em δ = 28,3 ((C-2)-CH3) ppm e em δ = 21,5 ppm ((C-2)-CH3).
Figura 39: Espectro de RMN de 13C (técnica APT) do composto 118 (CDCl3; 125,0 MHz)
Os carbonos aromáticos e os outros carbonos quaternários podem ser
visualizados na figura em expansão abaixo. Nesta, observa-se sete carbonos metínicos
aromáticos, sendo o oitavo visualizado na figura 40 acima destacado separadamente. Os
quatro sinais voltados para a fase superior referem-se aos seguintes carbonos
quaternários característicos: os sinais em δ = 134,4 ppm e em δ = 130,4 ppm referem-se
respectivamente aos carbonos C-3a’ e C-7a’, os quais não puderam ser definidos mais
especificamente, mesmo com auxílio de correlação em 2D - 1H-13C (técnica APT) como
o HSQC. Em δ = 131,3 ppm temos o carbono C-5a e o sinal em δ = 126,6 ppm
caracteriza o carbono C-9a.
Os sinais destacados referem-se aos carbonos aromáticos do fragmento da
naftoquinona.
Figura 40: Expansão da região aromática do espectro de RMN 13C (técnica APT) do composto 118
(CDCl3; 125,0 MHz)
63
A proposição de que a carbonila C-4 é mais blindada do que a C-5 baseia-se em
seus aspectos de ressonância e aromaticidade onde os elétrons circulam sob a influência
de um campo magnético, produzindo seu próprio campo magnético, que age em
oposição ao campo aplicado, gerando o efeito de “blindagem”.
Com o esquema 34, percebemos que a carbonila C-4 é conjugada α,β-insaturada,
participando da ressonância gerada pelo o oxigênio do anel di-hidrofurânico,
aumentando a densidade eletrônica em torno desse carbono, tornando-o assim mais
eletronegativo. Já a carbonila do carbono C-5 não sofre significativamente com o efeito
de ressonância com o anel aromático quinonoídico, pois haveria quebra de
aromaticidade, processo energeticamente desfavorável.
1
2
33a4
56
7
8
99a
9b
5a
O
R
O
O
O
R
O
O
1
2
33a
456
7
8
99a
9b
5a
Esquema 34: Ressonância entre o oxigênio do anel di-hidrofurânico e a carbonila do carbono C-4
A estrutura do composto 119 tem seu espectro de RMN de 1H demonstrado na
figura a seguir. Os hidrogênios metílicos da molécula são observados em δ = 1,26 ppm
(3H, s) e em δ = 1,74 ppm (3H, s). O sinal singleto visualizado em δ = 2,17 (2H, s) ppm
refere-se aos hidrogênios metilênicos CH2 e os outros sinais singletos vistos em δ =
5,84 ppm (1H, s) e em δ = 5,96 ppm (1H, s) caracterizam, respectivamente, os
hidrogênios H-3 e H-5’.
Figura 41: Espectro de RMN 1H do composto 119 (CDCl3; 500,00 MHz)
O
O N
NN
O
O
12
33a
45
5a6
7
89
9a9b
1'
2' 3'
4'5'
1"
2" 3"
4"
5"6"
64
Os hidrogênios aromáticos estão destacados na figura 42 onde é possível
visualizar os hidrogênios mais desblindados, um duplo-tripleto em δ = 8,19 ppm (1H,
dt, J = 7,48 e 1,64 Hz, H-6) e um multipleto em δ = 7,85 – 7,97 ppm (3H, m, H-7, H-8 e
H-9), caracterizam os quatro hidrogênios quinonoídicos.
Para o outro anel aromático, ligado ao núcleo 1,2,4-triazólico, destacamos o
multipleto em δ = 7,74– 7,79 ppm (2H, m) referente aos hidrogênios H-2’ e H-6’, o
duplo-tripleto em δ = 7,57 ppm (1H, dt, J = 7,33 e 1,72 Hz) para o H-4’ e o outro duplo-
tripleto em δ = 7,41 ppm (2H, dt, J = 7,33 e 1,51 Hz) referente aos hidrogênios H-3’ e
H-5’.
Figura 42: Expansão da região aromática do espectro de RMN 1H do composto 119 (CDCl3; 500,00
MHz)
Na figura 43 está discriminado o espectro de RMN de 13C (técnina APT) da
substância 119 e é possível observar os carbonos metílicos em δ = 21,1 ppm e em δ =
27,6 ppm, o carbono metilênico em δ = 87,5 ppm, o carbono quaternário C-2 em δ =
95,9 ppm, caracterizando formação do anel di-hidrofurânico, e o carbono C-3 da ligação
entre a naftoquinona e o núcleo 1,2,3-triazólico, em δ = 66,8 ppm.
Além disso, observa-se as carbonilas em δ = 174,4 ppm (C-4) e em δ = 179,9
ppm (C-5) e ocarbono C-9b em δ = 171,1 ppm.
65
O
O N
NN
O
O
12
33a
45
5a6
7
89
9a9b
1'
2' 3'
4'5'
1"
2" 3"
4"
5"6"
Figura 43: Espectro de RMN de 13C (técnica APT) do composto 119 (CDCl3; 125,0 MHz)
A expansão da região dos carbonos aromáticos e dos outros quaternários pode
ser vista na figura abaixo. Os sinais destacados referem-se aos C-H aromáticos da
naftoquinona.
Observam-se assim sete carbonos metínicos onde em δ = 128,1 ppm foi
encontrado para os carbonos C-2” e C-6” e o sinal em δ = 128,6 ppm, para os carbonos
C-3” e C-5”, de acordo com a correlação em 2D – 1H – 13C HSQC.
Figura 44: Expansão da região aromática do espectro de RMN de 13C (técnica APT) do composto 119
(CDCl3; 125,0 MHz)
66
No espectro de RMN de 1H do composto 120 observa-se a existência dos
hidrogênios metílicos em δ = 1,47 ppm (3H, s) e em δ = 1,62 ppm (3H, s). Os sinais
multipletos em δ = 3,72 – 3,62 ppm (1H, m) e em δ = 3,90 – 3,80 ppm (1H, m) referem-
se aos hidrogênios N-H e H-2’. O sinal singleto em δ = 4,55 ppm (1H, s) caracteriza o
hidrogênio H-3, elo de ligação entre a naftoquinona e o composto 1,2,4-triazólico.
Os quatro hidrogênios aromáticos da parte quinoídica da molécula são vistos
como um multipleto em δ = 7,68 – 7,57 ppm (3H, m, H-7, H-8 e H-9) e um sinal duplo-
dupleto em δ = 8,09 ppm (1H, dd, J = 7,3 e 1,4 Hz).
Figura 45: Espectro de RMN 1H do composto 120 (CDCl3; 500,00 MHz)
O espectro de RMN de 13C (técnica APT) do composto 120 nos permite
visualizar seus dez carbonos quaternários e seus quatro carbonos aromáticos, um
carbono metínico referente ao carbono C-3 e os dois carbonos metílicos. As carbonilas
são observadas em δ = 180,4 ppm (C-5) e em δ = 174,6 ppm (C-4). O carbono
quaternário C-2 tem seu sinal em δ = 95,7 ppm, caracterizando fechamento do anel di-
hidrofurano. O ponto de ligação entre a naftoquinona e o triazol se dá no carbono C-3,
um carbono metínico, podendo seu sinal ser visualizado em δ = 71,8 ppm. Os carbonos
metílicos são observados em δ = 27,6 ppm e em δ = 21,0 ppm.
O
HN
O
O
N
NHN
CF312
33a
45
5a67
8
99a
9b
1'2'
3'4'
5'
67
Figura 46: Espectro de RMN de 13C (técnica APT) do composto 120 (CDCl3; 125,0 MHz)
Podem-se visualizar ainda os dois sinais quartetos característicos da estrutura e
destacados na figura abaixo. Os sinais são vistos em δ = 132,1 (C-3’) e δ = 128,6 (CF3).
Figura 47: Expansão dos sinais quartetos do espectro de RMN de 13C (técnica APT) do composto 120
(CDCl3; 125,0 MHz)
Tendo a molécula em questão um grupo CF3, cabe ressaltar seu espectro na
região do infravermelho, destacando a banda dupla de absorção para este grupo em
1275 e 1224 cm-1.
C-3’ CF3
68
Figura 48: Espectro de absorção na região do infravermelho para o composto 120 (pastilha de KBr)
Na figura 49 está ilustrado o espectro de RMN de 1H da substância 121 onde é
possível observar os dois sinais dupletos, um em δ = 2,23 ppm (2H, d, J = 5,3 Hz, -NH-
CH2-CH2) e em δ = 2,37 ppm (2H, d, J = 5,3 Hz, -NH-CH2) referentes aos hidrogênios
metilênicos e os sinais singletos em δ = 5,01 ppm (1H, s) e δ = 5,81 ppm (1H, s)
referentes aos hidrogênios H-3 e H-7’ respectivamente. Os hidrogênios aminados,
destacados em vermelho na figura abaixo, não foram visualizados no espectro.
Figura 49: Espectro de RMN 1H do composto 121 (CDCl3; 500,00 MHz)
Em seu espectro de RMN de 13C (técnica APT) observa-se os carbonos
metílicos, em δ = 20,4 ppm e em δ = 26,6 ppm e os carbonos metilênicos, em δ = 29,6
O
HN
NH
O
O
12
33a
455a
67
8
99a
9b
1'
2'1a'
3'
4'5'
5a'6'
7'
H-3 H-7’
69
ppm (NH – CH2 – CH2) e δ = 53,3 ppm (NH – CH2). Em δ = 75,0 ppm temos o
carbono C-3, caracterizando o acoplamento pretendido e em δ = 96,6 ppm, o carbono C-
2, demonstrando fechamento e formação do anel di-hidrofurânico. O carbono metínico
do anel indólico aparece em δ = 122,6 ppm. Além disso, observa-se as duas carbonilas,
em δ = 176,0 ppm (C-4) e δ = 181,1 ppm (C-5).
Figura 50: Espectro de RMN de 13C (técnica APT) do composto 121 (CDCl3; 125,0 MHz)
A conclusão final deste estudo inicial foi de que o excesso de bromo utilizado
mostrou ser um obstáculo para as reações de acoplamento em C-3 com a nor-β-
lapachona (43), apesar de torna-se essencial o seu uso em excesso para a formação do
intermediário-chave (62), formado in situ, o qual permite ocorrer o acoplamento com os
nucleófilos. O bromo residual oxidou e degradou o nucleófilo e o produto formado.
Outro ponto discutido foi a relação das estruturas dos compostos inéditos
obtidos, seus rendimentos e o que se esperava ocorrer tendo como base a teoria. Tendo
os compostos em questão um heteroátomo de nitrogênio ou oxigênio espaçador, os que
possuem o heteroátomo de nitrogênio, como o caso das substâncias 120 e 121, deveriam
reagir melhor do que os contendo oxigênio, 118 e 119. Este fato se baseia na maior
eletronegatividade do oxigênio.
Ainda estudando-se estruturalmente os compostos 118, 119, 120 e 121,
esperava-se que a substância 121 reagisse de forma melhor dentre os quatro, uma vez
que, além de possuir o nitrogênio como heteroátomo espaçador (já explicado acima),
possui também dois grupos –CH2, dando a essa estrutura um espaçamento maior entre
os anéis quinonoídico e indólico, durante o acoplamento. A utilização de heteroátomos
espaçadores diminui o efeito estérico entre os anéis, propondo-se a gerar compostos
com melhores rendimentos.
70
Por outro lado, o composto 118 possui um elemento eletronegativo, o oxigênio,
vicinal a outro elemento eletronegativo, o nitrogênio, o que acaba por aumentar a
nucleofilicidade da molécula.
Heteroátomo espaçador: Enxofre.
Buscando-se mais informações para a reação e sua dificuldade em gerar os
produtos de acoplamento desejados nos testes iniciais, detalhados acima, um novo
elemento espaçador foi testado, o enxofre.
Foram utilizados então, dois reagentes para as reações com nor-lapachol (44): 4-
cloro-tiofenol (122) e 4-metoxi-tiofenol (123).
Cl
SH
OCH3
SH
(122)4-cloro tiofenol
(123)4-metoxi tiofenol
Figura 51: Tiofenóis utilizados nas reações de acoplamento
Ao contrário do exposto para os reagentes contendo oxigênio e nitrogênio como
átomo espaçador, no caso dos tióis a reação ocorreu de forma limpa, sem formação de
subprodutos e com rendimentos excelentes.
Uma explicação plausível pode estar no fato de que o tiol é uma base mais mole
do que a amina, segundo a teoria de Pearson214, o que torna seus pares de elétrons mais
estáveis. Assim, a ressonância desses pares de elétrons com o anel aromático é menor,
ficando mais disponível para reagir com o carbocátion. O nitrogênio é mais
eletronegativo do que o enxofre, o que faz com que sua atração pelos elétrons da ligação
seja maior, tornando-se assim, menos reativo do que o enxofre.
A primeira reação então foi feita com 4-cloro-tiofenol (122), representada a
seguir:
214Costa, P. R. R.; Ferreira, V. F.; Esteves, P. M.; Ácidos e Bases Em Química Orgânica, 1ª Ed., Bookman: Rio de Janeiro, 2005.
71
ClHS
O
O
OH
O
OO
BrBr2
CHCl3, 10 min.O
OO
S
Cl
CHCl3, 1h
(44) (62) (124) 82%
Esquema 35: Reação de acoplamento com 4-cloro-tiofenol e a TLC da reação (Da esquerda para direita:
padrão do nor-lapachol, meio reacional e padrão do 4-cloro-tiofenol).
Na figura seguinte está mostrado o espectro de RMN de 1H do composto 124
onde é possível se visualizar sinais singletos característicos de hidrogênios metílicos em
δ = 1,46 ppm (3H, s) e δ = 1,73 ppm (3H, s). O outro sinal singleto em δ = 4,42 ppm
(1H, s) refere-se ao hidrogênio metínico H-3.
Figura 52: Espectro de RMN de 1H do composto 124 (CDCl3; 500,00 MHz)
Na figura a seguir é ilustrada a expansão da região aromática da molécula
mostrando os hidrogênios relacionados à quinona, sendo um dupleto em δ = 8,03 ppm
(1H, d, J = 7,3 Hz, H-6) e um multipleto em δ = 7,52 – 7,60 ppm (3H, m, H-7, H-8 e H-
9). Os dois sinais duplo-dupletos, um em δ = 7,43 ppm (2H, dd, J = 8,3 e 1,9 Hz, H-3’ e
H-5’) e o outro em δ = 7,19 ppm (2H, dd, J = 8,3 e 1,9 Hz, H-2’ e H-6’), referem-se ao
anel aromático 1,4-substituído.
O
O
O
S
Cl12
33a
455a
67
89
9a9b
1'2'
3'
4'
5'6'
72
Figura 53: Expansão da região aromática do espectro de RMN de 1H do composto 124 (CDCl3; 500,00
MHz)
O espectro de RMN de 13C (técnica APT) do composto 124 é demonstrado
abaixo, onde é possível notar os sinais referentes as duas carbonilas, em δ = 180,4 ppm
(C-5) e δ = 174,4 ppm (C-4), o sinal em δ = 169,3 ppm (C-9b) e o sinal do carbono C-3a
em δ = 115,3 ppm.
Em δ = 95,5 ppm tem-se o sinal do carbono C-2, característico do fechamento e
formação do anel di-hidrofurânico; em δ = 58,7 ppm observa-se o carbono C-3, elo de
ligação entre a quinona e o núcleo tiofenólico e os carbonos metílicos são observados
em δ = 28,5 ppm ((C-2)-CH3) e δ = 24,2 ppm ((C-2)-CH3).
Figura 54: Espectro de 13C (técnica APT) do composto 124 (CDCl3; 125,0 MHz)
A região dos carbonos aromáticos é expandida na figura a seguir, onde é
possível visualizar os carbonos metínicos dos anéis aromáticos, voltados para a fase
inferior do espectro. Destacados encontram-se os carbonos referentes à parte
quinonoídica, a saber: δ = 129,4 ppm (C-6) e δ = 124,8, 132,3 e 134,4 ppm (C-7, C-8 e
O
O
O
S
Cl12
33a
455a
67
89
9a9b
1'2'
3'
4'
5'6'
73
C-9). Os outros dois sinais restantes são δ = 129,1 ppm (C-3’ e C-5’) e δ = 133,8 ppm
(C-2’ e C-6’).
Figura 55: Expansão da região aromática do espectro de 13C (técnica APT) do composto 124 (CDCl3;
125,0 MHz)
O outro reagente tiol 123 foi utilizado da mesma forma experimental anterior,
conforme esquema abaixo:
OCH3HS
O
O
OH
O
OO
BrBr2
CHCl3, 10 min.O
OO
S
OCH3
CHCl3, 1h
(44) (62) (125) 80%
Esquema 36: Reação de acoplamento com 4-metoxi-tiofenol
Figura 56: TLC da reação de 125, comparando-a ao nor-lapachol (44) e o reagente 123
Na figura 57 é possível observar o espectro de RMN de 1H do composto 125
onde a metila do grupo metoxi aparece como um singleto em δ = 3,74 (3H, s, O-CH3)
assim como às metilas ligadas ao anel di-hidrofurânico, em δ = 1,84 (3H, s, (C-2)-CH3)
74
e δ = 1,49 (3H, s, (C-2)-CH3). Além disso, é possível notar o sinal singleto referente ao
hidrogênio metínico H-3 em δ = 4,38 (1H, s).
Figura 57: Espectro de RMN de 1H do composto 125 (CDCl3; 500,00 MHz)
A região dos hidrogênios aromáticos está expandida na figura 58 onde se
encontram os hidrogênios referentes à parte da naftoquinona, em δ = 8,06 (1H, d, J =
6,8 Hz, H-6) e δ = 7,63 - 7,56 (3H, m, H-7, H-8 e H-9). Para o anel aromático p-
substituído observa-se os dois duplo-dupletos, um em δ = 7,50 (2H, dd, J = 8,8 e 1,9 Hz,
H-3’ e H-5’) e em δ = 6,78 (2H, dd, J = 8,8 e 1,9 Hz, H-2’ e H-6’).
Figura 58: Expansão da região aromática do espectro de RMN de 1H do composto 125 (CDCl3; 500,00
MHz)
O espectro de RMN de 13C (técnica APT) para o composto 125 permite
identificar os carbonos metílicos estão em δ = 24,3 ppm ((C-2)-CH3), δ = 28,5 ppm ((C-
2)-CH3) e δ = 55,1 ppm (O-CH3) e os carbonosem δ = 59,4 ppm (C-3) e δ = 95,1 ppm
(C-2).
O
O
O
S
OCH31
2
33a
455a
67
89
9a9b
1'2'
3'
4'
5'6'
O
O
O
S
OCH31
2
33a
455a
67
89
9a9b
1'2'
3'
4'
5'6'
75
Já os sinais dos carbonos das carbonilas podem ser visualizadas em δ = 174,5
ppm (C-4) e δ = 180,6 ppm (C-5), caracaterizando a parte naftoquinônica. Os sinais em
δ = 159,6 ppm (C-4’) e δ = 124,7 ppm (C-1’) definem os carbonos quaternários do anel
aromático p-substituído.
Figura 59: Espectro de RMN de 13C (técnica APT) para o composto 125 (CDCl3; 125,0 MHz)
A expansão do espectro, mostrada a seguir, destaca os sinias da região aromática
da molécula, voltados para a fase inferior do espectro, onde é possível destacar os
carbonos da parte quinoídica e os outros dois sinais restantes, da parte aromática p-
substituída.
O anel aromático ligado ao enxofre tem os sinais dos seus quatro carbonos
metínicos em δ = 114,4 ppm (C-3’ e C-5’) e em δ = 135,7 ppm (C-2’ e C-6’).
Figura 60: Expansão da região aromática do espectro de RMN de 13C (técnica APT) para o composto
125 (CDCl3; 125,0 MHz)
Ao final dessas reações dois produtos inéditos foram formados, com
rendimentos excelentes e em reações com tempo reacional reduzido.
76
A utilização de tióis como reagentes nessas reações de acoplamento ajudaram a
entenderque dependendo da natureza dos nucleófilos as condições reacionais de
bromação seguido de acoplamento nucleofílico podem levar a altos rendimentos.
Assim, a mudança de outros parâmetros do meio reacional foi necessária para melhorar
a atuação de outros nucleófilos, principalmente com aqueles contendo o átomo de
nitrogênio espaçador.
Metodologia utilizando uma base forte, a trietilamina.
Considerando que a formação desses subprodutos visualizados poderia estar na
geração do gás HBr no meio reacional, o qual degradaria tanto o material de partida
como o nucleófilo, foi proposta a adição de uma base não nucleofílica para
neutralização do HBr formado. Desta forma, considerou-se, inicialmente, a trietilamina,
que reúne estes requisitos e, levando-se em conta o binômio toxicidade e custo, não é
muito cara (Esquema 37).
A partir das reações explicitadas até o momento conduzem à produção de
brometo de hidrogênio (HBr), o qual, ao combinar-se com a trietilamina forma o
hidrobrometo de trietilamina, um sal de amônio quaternário. Esta metodologia remove o
gás residual da mistura reacional, o qual é requerido por estas reações para proceder-se
a complementação.
77
O
O
OH
nor-lapachol (44)
Br-Br
O
O
OH
Br
Br
O
O
O
BrBr
H
OO
O
Br
Nu - H
OO
OBr
O
OO
Nu H
Br O
OO
Nu+ HBr
3-bromo-nor-β-lapachona (62)
- HBr
δδ
Nu - H + BASE
H
Br NuH
HBr
Trietilamina
Esquema 37: Mecanismo proposto com adição de trietilamina
A adição desta base desloca o equilíbrio da reação para a direita, capturando o
HBr residual e diminuindo assim a formação de um complexo entre o bromo e o
nucleófilo, o que leva a diminuição de rendimento e formação de subprodutos.
Na realização desta nova metodologia utilizou-se como protótipo a reação entre
1-hidroxibenzotriazol (114) e nor-lapachol (44), mantendo-se as mesmas condições
reacionais anteriores, até a retirada do gás residual. A trietilamina foi, então, adicionada
ao balão reacional através de uma seringa e logo se observou a formação de uma névoa
branca, além de uma menor turvação da reação. A seguir, adicionou-se o reagente
triazólico, solubilizado em clorofórmio seco. Após o isolamento, o produto foi obtido
com 21% de rendimento.
78
OHO
O O
ONN N
OON
NNOH
1) Br2 / CHCl3
2) Et3N, 3 hs
(118) 21%(44) (114)
Esquema 38: Reação-teste entre nor-lapachol (44) com 1-Hidroxibenzotriazol (114)
Decidiu-se então prosseguir com essa nova metodologia aplicando-a para os outros
compostos citados anteriormente. Os rendimentos continuaram não apresentando
nenhuma melhora significativa, permanecendo praticamente com os mesmos valores
anteriores de rendimento para tais compostos.
O
O
OH
OO
O
BrBromo
CHCl3 seco10 min
OO
O
O N
NN
HN
NH
HN
N
NHN
CF3
(118) 21%
(120) 14%
(119) 15%
(121) 15%
CHCl3 / Et3N3 hs
(44) (62)
Nu-H
ONN N
R
R =
R =
R =
R =
Esquema 39: Exemplos de reações com a adição de trietilamina
Apesar da nova metodologia não ter demonstrado grandes modificações com o
uso da base, decidiu-se insistir e investigar mais a fundo este novo caminho,
modificando-se os reagentes nucleofílicos, buscando-se entender melhor o
processamento da reação para futuras modificações.
De posse desses novos resultados, seguimos esta metodologia modificando o
nucleófilo para a anilina.
79
OO
OO
OOHH
OOOO
OO
BBrr
BBrroommoo
CCHHCCll33 sseeccoo
OOOO
OO
HHNN
HH22NN
11)) CCHHCCll33 // EEtt33NN
22))
((4444)) ((6622)) ((4499aa)) Esquema 40: Reação de acoplamento da anilina com a nor-β-lapachona (43)
Nesse caso, ao realizar a reação, formaram-se três produtos principais, conforme
mostrado na figura abaixo, onde se podem observar duas TLC’s comparando a reação
isolada com os reagentes nor-lapachol (44) e anilina, respectivamente. Cada TLC foi
eluída em hexano/acetato de etila na proporção 7/3.
Figura 61: Cromatografia em camada fina da reação de acoplamento entre a nor-β-lapachona (43) e
anilina, utilizando metodologia de adição de trietilamina
Desta forma, procedeu-se com o isolamento e purificação dos produtos formados
em coluna cromatográfica onde o derivado não foi possível de se realizar sua
caracterização, uma vez que seu espectro de RMN de 1H possuía vários sinais, o que
dificultou sua análise. No entanto, a elucidação estrutural do produto de polaridade
intermediária foi realizada a partir do espectro de RMN de 1H conforme mostrado na
figura 62.
O espectro do produto obtido é apresentado a seguir:
Padrão do nor-lapachol
Reação Reação
Padrão da Anilina
80
Figura 62: Espectro de RMN de 1H da substância desconhecida (CDCl3; 500,00 MHz)
A análise de seu RMN de 1H constatou-se que na região dos hidrogênios
aromáticos existia uma integração total para seis hidrogênios apenas, onde deveriam
existir nove.
Figura 63: Espectro de RMN de 1H do produto obtido da reação de acoplamento entre a nor-β-lapachona
(43) e a anilina (CDCl3; 500,00 MHz)
A disposição de integração de hidrogênios 1 para 3, visualizada no espectro
abaixo, é um padrão para o isômero β e que confirma a existência do grupo quinoídico.
Assim, os outros dois hidrogênios aromáticos restantes derivam do anel aromático da
anilina levando a uma proposta de formação do derivado tribromado inédito, 3-(2,4,6-
tribromofenilamino)-nor-β-lapachona (126).
O grupo amino é um grupo doador de elétrons, causando, consequentemente,
aumento de densidade eletrônica no anel aromático da anilina. Através das suas
estruturas de ressonância percebe-se que o grupo NH2 da anilina é um dirigente orto e
para, para reação de ataque eletrofílico no anel pelo bromo.
81
OO
O
HN
Br
Br
Br
3-(2,4,6-tribromofenilamino)-nor-β-lapachona
(126) 18%
Figura 64: Estrutura do derivado tribromofenilamino análogo a nor-β-lapachona (43)
Como se pôde observar, a continuação do uso desta nova metodologia,
empregando-a para outros anéis, como os benzenos substituídos, não parece ser de
grande valia, uma vez que muitos subprodutos bromados formavam-se quando
arilnucleófilos reagiam com a nor-β-lapachona (43). Assim, concluiu-se que o que
vinha dificultando a formação dos produtos desejados não se concentrava apenas no
HBr molecular formado durante a reação, mas sim nas moléculas de bromo residuais
que permaneciam no meio reacional. A utilização do bromo até o momento, não se
mostrou eficiente e por muitas vezes promoveu reações de oxidação levando a produtos
de degradação.
Metodologia utilizando iodo.
Diante dos problemas que vinham ocorrendo com a utilização do bromo,
decidiu-se trocar o eletrófilo pelo iodo. De acordo com a literatura215, decidiu-se fazer
esta reação utilizando como solvente o dioxano, o qual estava de acordo com o padrão
de polaridade do solvente utilizado em reações de co-iodação de alcenos216. Assim, foi
realizada uma reação com nor-lapachol (44), solubilizado em dioxano, carbonato de
potássio, seguido de iodeto de potássio e iodo. O nucleófilo escolhido foi a anilina, uma
vez que sua tentativa de acoplamento com a nor-β-lapachona (43) em bromo não obteve
sucesso. Com isso, uma solução da anilina em dioxano foi adicionada ao meio
215(a) Snyder, H. R.; Brooks, L. A.; Org. Synth. 1943, 2, 171;. (b) Srikrishna, A.; Hemamalini, P.; J. Org. Chem. 1990, 55, 4883; (c) Dulcère, J.-P., Rodriguez, J.; Synthesis 1993, 399; (d) Barton, D. H. R.; Hesse, R. H.; Jackman, G. P.; Ogunkoya, L.; Pechet, M. M.; J. Chem. Soc. 1974, 739; (e) Hassner, A.; Boerwinkle, F.; J. Am. Chem. Soc. 1968, 90, 216; (f) De La Mare, P. B. D.; Galandauer, S.; J. Chem. Soc. 1958, 36; (g) De La Mare, P. B. D.; Salama, A.; J. Chem. Soc. 1956, 3337. 216(a) Movsumza, M. M.; Muradova, S. S.; Gurbanov, P. A.; Shabanov, A. L.; Zh. Org. Khim. 1972, 8, 2031; (b) Rodriguez, J.; Dulcère, J.-P.; Synthesis 1993, 1177;
82
reacional. Todo o processo foi acompanhado por TLC, mas esta metodologia mais uma
vez não se mostrou favorável já que não foi possível observar a formação de nenhum
produto.
A provável explicação para a não ocorrência desta reação pode estar no fato de
que a formação do íon iodônio não é tão eficiente quanto à formação do íon bromônio,
pelo fato do bromo ser mais eletrofílico do que o iodo, desfavorecendo assim a inserção
do nucleófilo por parte do íon iodônio. Embora o iodo não seja um reagente útil para
adição em alcenos, o íon iodônio intermediário pode ser formado a partir de reações de
halogeneos mistos, tais como o ICl, com alcenos217. O íon iodônio é o mais estável de
todos os íons halônios devido ao maior raio atômico do iodo.
Adicionalmente, tentou-se acelerar a reação de iodação por irradiação em micro-
ondas com o intuito de fornecer mais energia ao processo, visando obter uma melhor
metodologia para metodologia para o acoplamento da nor-β-lapachona (43) como os
núcleos pirazólicos, objetivo final deste trabalho. Os nucleófilos e os solventes
utilizados foram modificados ao longo das tentativas.
Desta forma, a primeira reação em micro-ondas foi feita utilizando-se o nor-
lapachol (44), solubilizado em etanol, com adição de um cristal de iodo. O iodo é um
sólido molecular pouco solúvel em água, mesmo quando aquecido, mas que se dissolve
bem em etanol.
O
OO
O
O
O
OH I2
CH2CH3OH
(44) (127) Esquema 41: Reação em micro-ondas com nor-lapachol (44), iodo e etanol
Inicialmente, a mistura reacional foi submetida à irradiação de micro-ondas a 60
ºC por 2 minutos e em seguida a temperatura elevou-se a temperatura do meio para 120
ºC, permanecendo por mais 3 minutos. Ao final, foi feita uma TLC onde se percebeu
que praticamente todo o nor-lapachol (44) inicial ainda permanecia como produto
majoritário. Em seguida, foram realizadas adições sucessivas de cristais de iodo e
elevação da temperatura para até 150 ºC, por 5 min. No entanto, não foi obervado 217(a) House, H. O.; Carlson, R. G.; Babad, H.; J. Org. Chem. 1963, 28, 3359; (b) Barluenga, J.; González, J. M.; Campos, P. J.; Asensio, G.; Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 1985, 24, 319.
83
consumo do material de partida e nem o surgimento de quantidades apreciáveis de
alguma nova substância.
Figura 65: Placas cromatográficas da reação
Outra tentativa foi realizada com outro nucleófilo, a 3,4-dicloroanilina (128),
mais nucleofílica do que o etanol.
O nor-lapachol (44) foi solubilizado em dimetilformamida (DMF) e a reação foi
acrescida de iodo, iodeto de potássio e carbonato de potássio.
O
O
OH
O
HN
OO
Cl
Cl
NH2
ClCl
I2 / DMF
(44) (128) (129) Esquema 42: Reação de acoplamento em micro-ondas para síntese do composto 129
Inicialmente, a reação foi levada a micro-ondas por 5 minutos a 100 ºC. Da
mesma forma como descrito na reação anterior, o nor-lapachol (44) não foi
completamente consumido, bem como o nucleófilo, que também pôde ser visualizado
na placa cromatográfica, mostrando assim que os materiais de partida não reagiram.
Assim, outro pulso de energia foi dado ao sistema, porém por um período maior de
tempo e em uma temperatura também um pouco mais elevada: 15 minutos a 130 ºC.
Grande quantidade
de nor-lapachol
não reagido.
60 ºC por 2 min
120 ºC por 3 min
150 ºC por 5 min
Padrão nor-lapachol
Reação
84
Figura 66: Placas cromatográficas das reações em micro-ondas
Mais uma vez não se obteve sucesso da reação, onde de novo não havendo o
acoplamento entre a nor-β-lapachona (43) e a 3,4-dicloroanilina (128). De forma
semelhante ao destacado na primeira reação-teste com iodo em micro-ondas, percebeu-
se uma mancha de coloração mais clara, logo abaixo do nor-lapachol (44).
As reações envolvendo iodo não se mostraram potencialmente eficazes, uma vez
que praticamente todo o nor-lapachol (44) inicial não foi consumido, fato este que pôde
ser visualizado pelo acompanhamento das placas cromatográficas mostradas
anteriormente. Os nucléofilos, de naturezas distintas, seja ele de cadeia alifática e
pequena como ou etanol ou aromático e mais nucleofílico como o caso da 3,4-
dicloroanilina (128), não demonstraram diferenças quanto ao acoplamento com o
substrato, em meio reacional de iodo. As reações não se processaram e assim não se
pôde obter o produto final desejado.
Desta forma, o estudo de uma nova metodologia utilizando o iodo foi finalizado,
não levando a bons resultados. Assim sendo, decidiu-se retomar as reações utilizando
como reagente o bromo, modificando-se agora alguns outros parâmetros, de forma a se
obter não só melhores rendimentos finais, mas também o mecanismo que envolve essas
reações e suas limitações.
Metodologia utilizando bromo seco com Na2SO4 anidro.
Outra alternativa foi a reação envolvendo o nor-lapachol (44) e bromo
previamente seco com sulfato de sódio anidro (Na2SO4), de forma a eliminar qualquer
resíduo de água que pudesse haver no reagente. Modificando-se mais uma vez o
núcleo heterocíclico do nucleófilo, resolvemos continuar os testes desta nova
metodologia utilizando-se agora os compostos pirazólicos, que são as bases de estudos
desta dissertação.
Padrão 3,4-dicloro
anilina
Padrão nor-lapachol
Padrão nor-lapachol
nor-lapachol 3,4-dicloroanilina
Mancha de coloração mais clara
Reação
85
NN
CH3
H2N
(130) 5-amino-3-metil1-fenil pirazol
NN
H2NN
NH2NN
NH2N
CH3
NN
H2N
OCH3
Br(132)
5-amino 1,3-difenil pirazol
(134) 5-amino-3-toluil1-fenil pirazol
(131)5-amino-3-fenil
1-(4-bromo-fenil) pirazol
(133) 5-amino-3-(4-metoxi-fenil)
1-fenil pirazol
Figura 67: Compostos pirazólicos
A secagem do bromo foi feita adicionando-se a um balão contendo 100 mL de
bromo, três gramas de sulfato de sódio anidro sob atmosfera inerte. A utilização de um
borbulador de gases foi necessária para realizar a troca de atmosfera do balão. Para
impedir que o bromo evapore para o ambiente, outro balão contendo solução saturada
de bicarbonato de sódio foi acoplado ao borbulhador de gases.
O nucleófilo escolhido aleatoriamente para a reação foi o 5-amino-3-metil-1-
fenil pirazol (130).
A mistura reacional ficou em agitação por aproximadamente três horas e, após
os produtos serem cromatografados em coluna de silicagel tipo flash eluída com eluente
hexano / acetato de etila, fez-se a TLC abaixo (Figura 68), para facilitar a visualização,
uma vez que possuem Rf próximos.
Figura 68: Placa cromatográfica com os dois produtos principais da reação 135 e 136
A elucidação das estruturas se deu inicialmente por meio das análises dos
espectros de RMN de 1H e 13C (técnica APT) e posteriormente, pela espectrometria de
massas de alta resolução (HRMS).
No caso do primeiro composto, o produto 135 trata-se de uma substância
bromada, com formação de ligação dupla no acoplamento do anel furânico com o
pirazol. Em seu espectro de RMN de 1H não foram visualizados três sinais
Produto 01 (135) Produto 02
(136)
86
fundamentais que caracterizariam o produto final de acoplamento da nor-β-lapachona
(43) com o 5-amino-3-metil-1-fenil pirazol (130): o sinal referente ao hidrogênio do
carbono C-3 que deveria aparecer aproximadamente em δ = 4,60 ppm; o sinal do
hidrogênio ligado ao nitrogênio, que deveria aparecer em aproximadamente em δ = 3,90
ppm e o sinal do hidrogênio metínico do anel pirazólico, que deveria aparecer
aproximadamente em δ = 5,30 ppm.
A hipótese para a não existência desses três sinais foi a de que houve tenha
ocorrido a bromação do anel pirazólico, o leva a não visualização do sinal do hidrogênio
metínico. O outro ponto percebido foi a ausência dos sinais do hidrogênio em C-3 do
anel furânico e do hidrogênio ligado ao nitrogênio espaçador do pirazol. Propôs-se
então a existência de uma ligação dupla unindo essas duas moléculas.
A integração dos sinais dos hidrogênios aromáticos deveria corresponder a um
total de nove hidrogênios, fato este que não se confirma quando se visualizam apena
oito desses hidrogênios na realidade. Assim, também foi proposto que tivesse ocorrido
bromação no anel aromático do pirazol, uma vez que os sinais dos hidrogênios
aromáticos da porção quinoídica podem ser observados no espectro. O padrão de
substituição na posição para da fenila é caracterizado pelos dois duplo-dupletos
observados comom sinais para os hidrogênios aromáticos.
Além disso, é possível perceber no espectro da figura 69 os sinais singletos
referentes às três metilas do composto final, em δ = 1,23 ppm (3H, s, (C-2)-CH3), δ =
1,64 ppm (3H, s, (C-2)-CH3) e δ = 2,38 ppm (3H, s, (C-3’)-CH3).
Figura 69:Espectro de RMN de 1H do composto 135 (CDCl3; 500,00 MHz)
O
O
O
N
NN
BrCH3
Br
21
33a
455a
67
8
99a
9b1'
2'
3'4'
5'
1"2"
3"4"
5"
6"
87
Figura 70: Espectro de RMN de 1H do composto bromado 135 (CDCl3; 500,00 MHz)
O espectro de RMN de 13C (técnica APT) ratifica a estrutura proposta para o
produto 135 pois são visualizados os carbonos referentes às metilas em δ = 13,0 ppm
((C-3’)-CH3), δ = 22,2 ppm ((C-2)-CH3) e δ = 29,2 ppm ((C-2)-CH3) e os referentes às
carbonilas em δ = 174,7 ppm (C-4) e δ = 180,4 ppm (C-5). Tem-se ainda o carbono
imínico C-3 do anel furânico ligado ao nitrogênio do pirazol por uma ligação dupla (δ =
165,9 ppm), o carbono do anel pirazólico onde houve bromação (δ = 80,3 ppm) e o
carbono bromado na posição para (δ = 127,6 ppm), no anel aromático do pirazol.
Figura 71: Espectro de RMN de 13C (técnica APT) para o composto 135 (CDCl3; 125,0 MHz)
Também foi avaliado o espectro de RMN de 1H do segundo derivado bromado
136 e comparando-se os espectros em questão, já neste caso é possível observar o sinal
do hidrogênio do carbono C-3na forma de um dupleto em δ = 4,83 ppm (1H, d, J = 9,8
Hz, H-3) e o sinal do hidrogênio ligado ao nitrogênio como outro dupleto em δ = 3,58
88
ppm (1H, d, J = 9,8 Hz, N-H). Para cada sinal dupleto, foi encontrado o mesmo valor de
constante de acoplamento, com valor igual a J = 9.8 Hz, denotando assim acoplamento
entre esses hidrogênios.
De forma semelhante ao espectro anterior, não foi possível visualizar o sinal do
hidrogênio metínico do anel pirazólico, o qual deveria se mostrar em aproximadamente
δ = 5,30 ppm e assim, mais uma vez, chegou-se a conclusão de que esta posição foi
bromada pelo reagente.
Figura 72: Espectro de RMN de 1H para o composto 136 (CDCl3; 500,00 MHz)
A região dos hidrogênios aromáticos também coincidiu com o problema descrito
para o produto 136, onde foram visualizados apenas oito hidrogênios aromáticos, ao
invés dos nove que era esperado aparecer. Assim, concluiu-se que novamente houve
bromação do grupo fenil, uma vez que os hidrogênios aromáticos do núcleo quinoídico
podem ser observados.
A disposição dos hidrogênios referentes à porção aromática do núcleo pirazólico
indica novamente padrão de substituição do tipo 1,4 demonstrando que houve bromação
da posição para no anel aromático (Figura 73).
O
O
O
HN
NN
BrCH3
Br
21
33a
455a
67
8
99a
9b1'
2'
3'4'
5'
1"2"
3"4"
5"
6"
89
Figura 73: Expansão da região aromática do espectro de RMN de 1H para o composto 136 (CDCl3;
500,00 MHz)
A correlação em 2D - 1H-1H como o COSY permitiu a visualização deste
acoplamento, como mostrado na figura 74.
Figura 74: Correlação 2D - 1H-1H - COSY mostrando o acoplamento de hidrogênios (CDCl3; 500,00
MHz)
O espectro de RMN de 13C (técnica APT) do composto 136 é mostrado na
figura 75, onde a principal diferença para o espectro de RMN de 13C (técnica APT) do
composto 135 é o sinal C-3 em δ = 62,0 ppm, destacado abaixo. Os demais sinais
encontram-se em conformidade com os já supracitados. Os três sinais metílicos são
visualizados em δ = 12,8 ppm ((C-3’)-CH3), δ = 22,0 ppm ((C-2)-CH3) e δ = 26,7 ppm
((C-2)-CH3). O sinal do carbono C-4’está em δ = 80,4 ppm e o C-2 pode ser visto em δ
= 95,9 ppm. Os carbonos das carbonilas tem seus sinais em δ = 180,7 ppm (C-5) e δ =
175,1 ppm (C-4) e os carbonos C-3’ e C-5’ são vistos em δ = 142,5 ppm e δ = 47,7
ppm, respectivamente.
N-H
N-H
H-3
H-3
O
O
O
HN
NN
BrCH3
Br
21
33a
455a
67
8
99a
9b1'
2'
3'4'
5'
1"2"
3"4"
5"
6"
90
Figura 75: Espectro de RMN de 13C (técnica APT) para o composto 136 (CDCl3; 125,0 MHz)
Em suma, essa reação levou à formação de dois produtos inéditos, dando inicio à
família de análogos pirazólicos da nor-β-lapachona (43):
O
OO
N
N N
Br CH3
Br
O
OO
HN
N N
Br CH3
Br
O
O
OH
OO
O
BrBromo
CHCl3 seco10 min
1) CHCl3 / Et3N
2)
H2N
NN
H3C
(44) (62)
(135) 27% (136) 25%(130)
3 hs
Esquema 43: Primeiros compostos pirazólicos 135 e 136 formados
As reações que foram estudadas e descritas anteriormente tiveram alguns de seus
parâmetros modificados para que pudéssemos chegar à conclusão de qual nos levaria a
produtos com rendimentos mais eficientes e a reações com melhores perfis sintéticos.
Assim, modificações foram feitas na quantidade de equivalentes dos reagentes
envolvidos, tanto do bromo quanto do nucleófilo; o reagente bromo foi trocado pelo
iodo, na tentativa de formar um íon halônio que permitisse a adição do nucleófilo ao
substrato de forma mais eficiente; algumas outras reações foram testadas em micro-
ondas, tentando-se dar ao sistema mais energia, entre outros fatores.
Nesta linha de raciocínio, outro parâmetro reacional foi modificado e analisado.
A água presente no bromo poderia estar alterando o bom funcionamento da reação,
produzindo subprodutos, diminuindo a oferta do substrato no meio reacional para
91
adição do nucleófilo, levando assim, aos baixos rendimentos encontrados. Desta forma,
resolveu-se secar o reagente com sulfato de sódio anidro e refazer a reação inicialmente
descrita, adicionando a trietilamina ao meio reacional.
A proposição era a de que o produto desejado fosse formado com um
rendimento maior do que se observou para as reações descritas até aqui, por
consequência do maior aporte de substrato no meio reacional e diminuição da formação
de subprodutos. Porém, não foi isso o observado, mas sim novamente a formação de
muitos subprodutos, o que dificultou e muito saber se o produto desejado foi formado,
pois a separação de todas as manchas em coluna cromatográfica tornou-se inviável.
Apenas duas dessas manchas se destacaram entre as outras e puderam assim ser
retiradas por métodos cromatográficos, porém eram produtos com o substituinte bromo
em suas estruturas.
Dessa forma, chegou-se a conclusão de que o método tentado não resolveu os
problemas encontrados na obtenção dos outros produtos, o que nos levou a mudar outro
parâmetro e analisar seus resultados: o solvente da reação.
Metodologia utilizando outros solventes.
Na literatura sobre reações de acoplamento da nor-β-lapachona (43) com
nucleófilos o solvente utilizado é o clorofórmio.
Diante do exposto até o momento, decidiu-se tentar novamente a reação do nor-
lapachol (44) com bromo e trietilamina, com posterior adição do nucleófilo, em outro
solvente, que neste caso foi o tetra-hidrofurano anidro.
Tetra-hidrofurano é um solvente aprótico com uma constante dieléctrica de 7,6 e
uma polaridade moderada, podendo dissolver uma vasta gama de compostos químicos
não polares e polares.
A reação então seguiu-se exatamente como descrito anteriormente, onde o nor-
lapachol (44), solubilizado em clorofórmio e acrescido de bromo, teve seu solvente
evaporado e imediatamente após, o THF foi adicionado ao balão da reação. Decidiu-se
primeiramente por não usar a trietilamina uma vez que o solvente da reação estava
sendo modificado e poderia haver algum tipo de interação que mascarasse o mecanismo
real desta; e em segundo, planejou-se por continuar utilizando como nucleófilo o
mesmo aminopirazol 130 da metodologia anterior, com bromo seco, de forma a estudar
se os produtos bromados continuavam sendo formados.
92
A reação então permaneceu sob agitação magnética por aproximadamente 3
horas e em seguida, foi evaporado o solvente e extraída com CHCl3 e lavada com
solução saturada de bicarbonato de sódio (30 X 30 mL) e água destilada (30 X 30 mL).
Após evaporação do solvente, foi feita uma coluna cromatográfica para o isolamento
dos cinco produtos principais (Esquema 44).
O
O
OH
NNH3C
NH2
Br2 / CHCl3 10 min.
OO
O
BrTHF, 3hs
(44) (62) (130)
Esquema 44: Produtos majoritários retirados em coluna cromatográfica
A partir da análise dos espectros de RMN de 1H dos produtos isolados observou-
se que o produto mais apolar (1º) correspondia ao nor-lapachol (44) não reagido. Seu
rendimento foi muito pequeno, inferior a 10% em massa, podendo até ser percebido
pela coloração da mancha, bem clara, denotando baixa concentração deste produto.
O espectro de RMN de 1H do segundo produto mais apolar levou a proposta da
seguinte estrutura:
O
O
O
OBr
1
2
3
45
67
8
9
3a
5a
9a1'
2'
3'
4'
(137) 14%
Figura 76: Estrutura elucidada para o composto 137
A figura a seguir destaca o espectro de RMN de 1H do composto 137:
93
Figura 77: Espectro de RMN de 1H do composto 137 (CDCl3; 500,00 MHz)
Na região dos hidrogênios aromáticos no espectro de RMN de 1H, foi possível
perceber a existência apenas dos quatro hidrogênios aromáticos referentes à porção
quinoídica, demonstrando assim, não ter havido acoplamento com o pirazol.
Figura 78: Expansão da região aromática do espectro de RMN de 1H do composto 137 (CDCl3; 500,00
MHz)
Adicionalmente, pôde-se visualizar o sinal singleto referente ao hidrogênio do
carbono C-3 do anel furânico em δ = 4,47 ppm (1H, s, H-3). Além disso, foram
observados oito hidrogênios metilênicos e seis hidrogênios metílicos, dispostos em dois
sinais singletes.
A proposição então foi a de que houve adição de uma molécula do solvente
tetrahidrofurano no substrato, atuando como nucleofilo.
94
Figura 79: Expansão do espectro de RMN de 1H mostrando a região dos hidrogênios metilênicos e
metílicos para o composto 137 (CDCl3; 500,00 MHz)
A visualização de apenas duas metilas levou ao entendimento de que havia um
substituinte na porção final da cadeia alifática, o qual só poderia ser o bromo.
O grau de blindagem do próton pelos elétrons circulantes depende da densidade
eletrônica relativa em torno deste próton. A densidade eletrônica em torno do próton,
por sua vez, depende, em grande parte, da presença de grupos eletronegativos. Quanto
mais próximo destes grupos "retiradores de elétrons", menos blindado estará o próton.
Isso explica os hidrogênios metilênicos próximos ao bromo mais desblindados do que
os hidrogênios metilênicos vizinhos ao oxigênio.
O espectro de RMN de 13C (tipo APT) corrobora com a estrutura proposta, pois
pode-se visualizar onze carbonos voltados para a parte superior do espectro, onde destes
sete são quaternários e quatro são metilênicos. De forma contrária, os sinais voltados
para a parte inferior do espectro referem-se aos cinco carbonos metínicos e aos dois
carbonos metílicos.
O
O
O
OBr
1
2
3
45
67
8
9
3a
5a
9a1'
2'
3'
4'
95
Figura 80: Espectro de RMN de 13C (técnica APT) para o composto 137 (CDCl3; 125,0 MHz)
Dando continuidade ao estudo dos produtos isolados, constatou-se que o
espectro de RMN de 1H do terceiro produto mais apolar trata-se da seguinte estrutura:
O
O
O
HN
N
N
CH3
Br1
2
33a
45
6 5a
8
7
99a
9b 1'
2'3'
4'
5'1''
2''
3'' 4''
5''
6''
(138) 32%
Figura 81: Estrutura elucidada para o composto 138
A elucidação estrutural foi baseada em seus espectros de RMN de 1H e 13C
(técnica APT) e na figura 82 está ilustrado o espectro de RMN de 1H de 138.
Figura 82: Espectro de RMN de 1H para o composto 138 (CDCl3; 500,00 MHz)
Como já relatado anteriormente, existem alguns sinais característicos, que
corroboram com a estrutura proposta. Na região dos hidrogênios aromáticos observa-se
96
a existência de nove hidrogênios metínicos, denotando que o grupo fenil não foi
bromado.
Figura 83: Expansão da região aromática do espectro de RMN de 1H para o composto 138 (CDCl3;
500,00 MHz)
Nota-se também a existência de três sinais singletos correspondentes aos
hidrogênios metílicos e a união entre os dois núcleos, naftoquinona e aminopirazol, é
confirmada pelo sinal dupleto em δ = 4,86 ppm (J = 9,6 Hz) mostrando o
acoplamentocom o hidrogênio aminado N-H em δ = 3,63 ppm (J = 9,6 Hz). Porém, não
é observado o sinal do hidrogênio metínico do anel pirazólico, o que levou a propor que
houve bromação neste carbono.
Figura 84: Expansão do espectro de RMN de 1H para o composto 138 (CDCl3; 500,00 MHz)
A elucidação da estrutural pode ser confirmada pelo espectro de RMN de 13C
(técnica APT) onde o sinal em δ = 80,0 ppm destacado em vermelho, como sendo de
um carbono quaternário referente ao C-4’ mostrando que houve a bromação nesta
posição.
O
O
O
HN
N
N
CH3
Br1
2
33a
45
6 5a
8
7
99a
9b 1'
2'3'
4'
5'1''
2''
3'' 4''
5''
6''
97
Figura 85: Espectro de RMN de 13C (técnica APT) do composto 138 (CDCl3; 125,0 MHz)
Ao analisar-se o quarto produto (4ª mancha), constatou-se ser de fato o produto
de acoplamento desejado, como descrito na figura abaixo:
O
O
O
HN
N
N
CH3
1
2
33a
45
6 5a
8
7
99a
9b 1'
2'3'
4'
5'1''
2''
3'' 4''
5''
6''
(139) 21%
Figura 86: Estrutura elucidada para o composto 139
Na figura 87 é mostrado o espectro de RMN de 1H da substância 139 onde
observou-se que na região aromática do espectro haviam nove hidrogênios metínicos
confirmando a molécula proposta. Os quatro hidrogênios mais desblindados do espectro
correspondem à parte quinoídica, onde tem-se um dupleto em δ = 8,04 ppm (J = 8,0 Hz,
H-6) e um multipleto em δ = 7,55-7,64 ppm (H-7, H-8 e H-9). Os outros cinco
hidrogênios correspondem a fenila ligado ao anel pirazólico, sendo o sinal dupleto δ =
7,44 ppm (J = 7,5 Hz) correspondente aos hidrogênios H-2” e H-6”, o sinal tripleto δ =
7,35 (J = 7,5 Hz) dos hidrogênios H-3” e H-5” e o outro sinal dupleto em δ = 7,22 ppm
(J = 7,3 Hz), o H-4”.
98
Figura 87: Espectro de RMN de 1H do composto 139 (CDCl3; 500,00 MHz)
Figura 88: Expansão da região aromática do espectro de RMN de 1H do composto 139 (CDCl3; 500,00
MHz)
A partir de uma análise de outra expansão do espectro é possível observar
hidrogênios metílicos, correspondentes às três metilas existentes e mais três sinais
característicos da molécula de 139 em δ = 5,28 ppm (s) como sinal singleto referente ao
hidrogênio metínico do anel pirazólico H-4’; em δ = 4,60 ppm (d, J = 5,5 Hz) como um
dupleto referente ao hidrogênio H-3 e em δ = 3,97 ppm (d, J = 5,5 Hz) um dupleto
referente ao N-H.
O
O
O
HN
N
N
CH3
1
2
33a
45
6 5a
8
7
99a
9b 1'
2'3'
4'
5'1''
2''
3'' 4''
5''
6''
99
Figura 89: Expansão do espectro de RMN de 1H do composto 139 (CDCl3; 500,00 MHz)
A correlação em 2D COSY (1H x 1H) para a substância mostra o acoplamento
entre os hidrogênios H-3 e N-H.
Figura 90: Correlação em 2D – 1H – 1H – COSY para o composto 139 (CDCl3; 500,00 MHz)
Ao se comparar os espectros de RMN de 1H de 139 (Espectro A) com o do
material de partida aminopirazol 130 (Espectro B) ratificam-se os sinais descritos
anteriormente. Desta forma, verifica-se que realmente houve acoplamento entre os
núcleos, de forma efetiva, pela existência do sinal do hidrogênio H-3.
H-3
H-3
N-H
N-H
O
O
O
HN
N
N
CH3
1
2
33a
45
6 5a
8
7
99a
9b 1'
2'3'
4'
5'1''
2''
3'' 4''
5''
6''
100
Figura 91: Expansões do espectro de RMN de 1H de 139 (Espectro A) e do aminopirazol 130 (Espectro
B) (CDCl3; 500,00 MHz)
O espectro de RMN de 13C (técnica APT) de 139 mostra os carbonos metílicos,
mais blindados no espectro e o sinal referente ao carbono C-3 em δ = 63,7 ppm. Em δ =
96,3 ppm observa-se os sinais referente ao carbono C-2 e o do carbono metínico do anel
pirazólico C-4’, em δ = 87,9 ppm. Mais desblindados, notam-se as carbonilas, em δ =
175,3 ppm (C-4) e δ = 180,6 ppm (C-5). Outro sinal característico das substâncias
análogas a nor-β-lapachona, é o visto em δ = 169,7 ppm, referente ao carbono C-9b.
Espectro A
Espectro B
N-H2
N-H H-3
H-4’
H-4’
101
Figura 92: Espectro de RMN de 13C (técnica APT) para o composto 139 (CDCl3; 125,0 MHz)
Por fim, a substância mais polar da mistura foi caracterizada como sendo a 3-
hidroxi-2,2-dimetil-2,3-di-hidronafto-[1,2-b]-furan-4,5-diona (140) (Figura 93).
O
O
O
12
33a
45
6 5a
8
7
99a
9bOH
(140) 30%
Figura 93: Estrutura elucidada para o composto 140
Analisando-se o espectro de RMN de 1H de 140 observa-se os quatro
hidrogênios aromáticos como um duplo-tripleto em δ = 8,10 ppm (J = 7,33 e 0,58 Hz,
H-6) e um multipleto em δ = 7,60-7,73 ppm (m, H-7, H-8 e H-9). O sinal singleto em δ
= 5,04 ppm refere-se ao hidrogênio H-3 e os hidrogênios metílicos são visualizados em
δ = 1,65 ppm (s) e δ = 1,51 ppm (s).
102
Figura 94: Espectro de RMN de 1H do composto 140 (CDCl3; 500,00 MHz)
O hidrogênio da hidroxila não foi observado no espectro de 1H-RMN, mas foi
confirmado por espectroscopia de infravermelho conforme mostrado na figura 96 onde
pode-se observar a deformação axial referente a ligação O-H em 3448 cm-1.
Figura 95: Espectro de Infravermelho para o composto 140 detalhando a banda de absorção para
hidroxila livre (pastilha de KBr)
A partir do espectro de RMN de 13C (técnica APT) da substância 140 pode-se
observar os carbonos metílicos em δ = 20,1 ppm e δ = 26,2 ppm, o carbono C-3 em δ =
74,7 ppm e o C-2 em δ = 96,4 ppm. O sinal em δ = 117,0 ppm refere-se ao carbono C-
3a. Tem-se ainda os quatro carbonos aromáticos, as duas carbonilas em δ = 175,7 ppm
O
O
O
12
33a
45
6 5a
8
7
99a
9bOH
103
(C-4) e δ = 180,8 ppm (C-5) e os sinais δ = 127,0 ppm (C-9a), δ = 130,8 ppm (C-5a) e δ
= 170,4 ppm (C-9b).
Figura 96: Espectro de RMN de 13C (técnica APT) para o composto 140 (CDCl3; 125,0 MHz)
Da nova metodologia proposta e estudada, três produtos inéditos foram
formados, (137), (138) e (139).
De acordo com os dados expostos anteriormente, a mudança de solvente do
clorofórmio seco para tetrahidrofurano (THF) melhorou o rendimento do produto
desejado, mas não a ponto de se considerar como a melhor metodologia a ser utilizada
para obtenção dos compostos desejados. Além disso, muitos subprodutos ainda se
formaram com rendimentos maiores do que o produto principal, o que levou-nos ao
estudo de uma nova rota sintética a partir intermediário sintético 3-hidroxi-nor-β-
lapachona (140).
Metodologia utilizando 3-hidroxi-nor-β-lapachona como substrato.
A proposição de uma nova rota sintética partindo do composto hidroxilado
(140), obtido na última reação exposta, baseou-se na tentativa de gerar um bom grupo
de saída, a partir da hidroxila, permitindo em seguida a inserção do nucleófilo. Essa
estratégia visa evitar a presença de bromo no meio reacional, o qual estava sendo
inserido nos produtos finais e ainda provocando a formação de produtos de oxidação e
degradação.
104
A preparação do derivado 3-hidroxi-nor-β-lapachona (140) seguiu a
experimental descrita por Pinto e colaboradores218, na qual, primeiramente, é formado o
intermediário 3-bromo-nor-β-lapachona (62), in situ, a partir do nor-lapachol (44),
seguido de adição de bissulfito de sódio e carbonato de sódio ao meio reacional,
gerando o derivado 3-hidroxi-nor-β-lapachona (140) com 60% de rendimento e o seu
isômero α (141) com 31% de rendimento. Neste estudo de obtenção dos derivados
naftoquinônicos pirazólicos foram usados apenas o isômero β, pois o foco central desta
dissertação são os análogos da nor-β-lapachona (43).
O
O
OH Br2 / CHCl3 10 min.
OO
O
Br
1) NaHSO3
2) Na2CO3O
OH
OO
O
O
O
(140) 60% (141) 31%(44) (62)
OH
Esquema 45: Síntese do composto 3-hidroxi-nor-β-lapachona (140)
Reação de mesilação com Cloreto de Metanossulfonila.
De posse da naftoquinona 140 planejou-se sua reação de derivatização da
hidroxila com cloreto de metanossulfonila (142) e posterior deslocamento do grupo com
3-metil-5-amino-1-fenil pirazol (130). A ideia foi transformar a hidroxila em melhor
grupo de saída para a reação de substituição nucleofílica.
A neutralização do HCl no meio reacional foi realizada a partir da adição de
trietilamina gerando o sal NEt3.HCl e permitindo que a reação fosse direcionada no
sentido de formação do produto.
O
OH
OO
S
O
O
H3C ClCHCl3
Et3N, 24hsO
OMs
OO 3-metil-5-amino
1-fenil pirazol
3hsO
HN
OO
(139) 23%
N N
CH3
(140) (142)(143)
Esquema 46: Reação de mesilação do composto hidroxilado (140)
218Pinto, A. V.; Pinto, M. C. F. R.; de Oliveira, C. G. T. An. Acad. Bras. Cienc. 1982, 54, 107.
Padrão Hidroxilado
(140)
(141)
105
O meio reacional foi submetido à agitação magnética sendo acompanhada por
TLC e após 24 horas observou-se que o derivado hidroxilado (140) não foi
completamente consumido, mas mesmo assim, seguiu-se a reação com adição do
pirazol 130, gerando 139 com rendimento de 23%. Levando-se em consideração que
houve o aumento de mais uma etapa na rota sintética, o período de reação de 24 horas
não foi vantajoso para a metodologia planejada.
Apesar do exposto acima, deu-se continuidade à nova metodologia com a p-
nitroanilina que contém um grupo retirador de elétrons, permitindo uma análise com
diferentes perfis de nucleófilos.
p-NO2NH2
3hsO
HN
OO
NO2(144) 18%O
OH
OO
S
O
O
H3C ClCHCl3
Et3N, 24hsO
OMs
OO
(140) (142) (143)
Esquema 47: Reação de acoplamento com p-nitroanilina
A p-nitroanilina foi de difícil solubilidade em clorofórmio, solvente da reação,
sendo necessária uma quantidade bem maior de solvente para a mesma. Além desse
fato, a reação não gerou um rendimento satisfatório, que pudesse tornar essa
metodologia usual para os acoplamentos pretendidos.
O baixo rendimento encontrado deve-se a natureza do nucleófilo e a baixa
solubilidade do meio.
Reação de mesilação com Cloreto de Metanossulfonila em
micro-onda
Tendo a metodologia acima gerado um rendimento médio para a reação com o
5-aminopirazol 130 estudou-se essa reação através da irradiaçãopor micro-ondas
visando acelerar o processo e, consequentemente, aumentar o rendimento na direção de
formação de 139.
106
3-metil-5-amino1-fenil pirazol
MW.
CHCl3
Et3N, MW.O
OH
OO
S
O
O
H3C Cl
O
OMs
OO
O
HN
OO
(139)
N N
CH3
(140) (142)(143)
Esquema 48: Reação de acoplamento com 130 em micro-ondas.
Inicialmente, o meio reacional contendo o derivado hidroxilado dissolvido em
clorofórmio, cloreto de mesila e trietilamina, foi submetido à radiação de micro-ondas
por 5 min a 80 ºC. O processo reacional foi acompanhado por TLC e observou-se a
formação de um produto que indicava ser o mesilato. Assim, submeteu-se a mistura a
mais quatro pulsos de micro-ondas na tentativa de que todo o substrato fosse
consumido, porém parte do material de partido não foi consumida. No entanto,
procedeu-se com a adição do nucleófilo e a reação foi novamente submetida à radiação
por micro-ondas por 5 min a 80 ºC e não foi possível observar a formação de algum
produto novo. Assim, foram feitas várias sequências de pulsos de 100 ºC por 10 min e
postriormente aumentando-se para 120 ºC por 10 min e até 160 ºC por 10 min. Ao fim,
não se observou formação de qualquer produto novo.
Reação com Trifenilfosfina.
Diante do insucesso da estratégia de se usar o grupo mesil para intermediar a
substituição nucleofílica, palenejou-se uma reação com trifenilfosfina (145). A
proposição deste reagente foi pelo fato de gerar uma base conjugada estável e não
nucleofilica após deixar o carbono.
O
OH
OO
P THF
MW.
O
O
OO
PPh3
3-metil-5-amino1-fenil pirazol
MW.
O
HN
OO
N N
CH3
(145)(140) (146)(139)
Esquema 49: Reação de acoplamento entre o 3-hidroxi-nor-β-lapachona (140) e trifenilfosfina (145)
Inicialmente, executou-se uma tentativa de reação à temperatura ambiente,
permanecendo sob agitação magnética por 24 horas. O nucleófilo adicionado foi o
107
mesmo utilizado nas reações anteriores, o 3-metil-5-amino-1-fenil pirazol (130), já que
possuía suas propriedades estruturais conhecidas e elucidadas. Após esse tempo, não se
percebeu mudança na reação e assim, esta foi colocada em micro-ondas. Submeteu-se a
mistura a três pulsos de energia: 80 ºC por 5 min; 120 ºC por 5 min e 120 ºC por 10 min
e não foi possível a visualização de novos produtos a partir da TLC.
Metodologia utilizando 3-hidroxi-nor-β-lapachona e ácido metanossulfônico.
Após uma série de estudos em torno da busca por uma nova metodologia que
permitisse o acoplamento entre a nor-β-lapachona (43) e aminopirazóis comerciais com
rendimentos significativos e com menor formação de subprodutos, uma nova estratégia
pelo uso do ácido metanossulfônico (147) foi proposta.
O ácido metanossulfônico (MAS) é considerado como o mais simples dos ácidos
sulfônicos orgânicos, sendo um importante produto da oxidação atmosférica do sulfeto
de dimetila (CH3SCH3), o qual é a principal fonte natural de enxofre na atmosfera.
A proposta gira em torno da transformação da hidroxila em melhor grupo
abandonador onde mecanisticamente, o ácido MAS protona a hidroxila do derivado,
gerando um bom grupo de saída na forma de água permitindo consequentemente a
adição do nucleófilo pirazólico. O ânion mesilato gerado in situ é estável e não
nucleofílico, não competindo com o aminopirazol.
O
OH
OO
S
O
O
CH3OH
O
OO
S
O
O
CH3O
O
OO
HN
R
NH2-R
NR
H
H+ H2O
(147)(140)
O
OO
Esquema 50: Mecanismo de protonação do composto hidroxilado (140) pelo ácido metanossulfônico
(147) e posterior ataque do nucleófilo
108
A fim de se impedir que a água eliminada na reação não competisse
nucleofilicamente com o aminopirazol, foi adicionado ao balão da reação, uma pequena
quantidade de sulfato de sódio anidro para absorção da água residual.
Com isso, aplicou-se essa metodologia em uma reação com o 3-metil-5-amino-
1-fenil pirazol (130), em meio de clorofórmio anidro, conforme o esquema 51:
O
OH
OO
O
OO
O
HN
OO
N N
CH3S
O
O
OHH3C
(139) 52%
CHCl3
Na2SO4, 1 h.
3-metil-5-amino1-fenil pirazol
1 h
(147)(148)
(140)
Esquema 51: Reação de acoplamentoda 3-hidroxi-nor-β-lapachona (140) ao pirazol 130
Tal estratégia sintética levou a produto em bom rendimento (52%).
Essa metodologia foi usada para os demais derivados aminopirazólicos,
conforme detalhado no esquema a seguir:
HN
N N
HN
N N
Br
HN
N N
OCH3
HN
N N
CH3
1) Ác. MAS / CHCl3 / Na2SO4
2) Nu-H, CHCl3O
OH
OO
(151) 29%(150) 37%(149) 35% (152) 35%
O
Nu
OO
Nu =
Esquema 52: Pirazóis utilizados nas reações com Ác. MAS (147) e 3-hidroxi-nor-β-lapachona (140)
A confirmação estrutural dos derivados foi realizada através das análises dos
espectros de infravermelho, RMN de 1H e 13C (técnica APT), e de RMN dem 2D de
correlações heteronucleares (1H x 13C) quando necessário.
A partir do espectro de RMN de 1H (Figura 97) de 149 pode-se destacar os três
sinais que confirmam a fusão dos núcleos pirazólico e naftoquinônico. Em δ = 5,86 ppm
temos o sinal singleto referente ao H-4’, em δ = 4,77 temos o sinal dupleto do H-3 e em
109
δ = 4,05 o outro sinal dupleto correspondente ao N-H. Os hidrogênios metílicos são
observados em δ = 1,71 ppm (3H, s, (C-2)-CH3) e em δ = 1,63 ppm (3H, s, (C-2)-CH3).
Figura 97: Espectro de RMN de 1H do composto 149 (CDCl3; 500,00 MHz)
Na figura abaixo tem-se a expansão dos três sinais de hidrogênios que são
característicos da fusão entre os núcleos naftoquinônico e pirazólico, com os valores das
constantes de acoplamento.
Figura 98: Expansão do espectro de RMN de 1H do composto 149 (CDCl3; 500,00 MHz)
A figura 99 mostra a comparação dos dados espectroscópicos de RMN de 1H do
derivado sintetizado 149 (Espectro A) e do material de partida 5-amino-3-fenil-1(4-
bromo fenil) pirazol (131)(Espectro B), onde é possível observar , no Espectro A, os
sinais referentes aos hidrogênios aromáticos da parte quinoídica, destacados em
vermelho como o sinal dupleto em δ = 8,06 ppm (d, J = 7,3 Hz) que caracteriza o
hidrogênio H-6 e o multipleto em δ = 7,65-7,57 ppm referente aos hidrogênios H-7, H-8
e H-9.
Os outros hidrogênios aromáticos da molécula foram elucidados através da
correlação RMN 2D HSQC (1H x 13C) onde conclui-se que os sinais destacados em
vermelho correspondem ao grupo fenila em C-3’ do anel pirazólico. Os outros dois
H-4’ H-3 N-H
O
O
O
HN
N N
Br
12
33a
45
5a67
89
9a9b
1' 2'
3'4'
5'
1"2"
3"4"
5"
6"
1'"
2'"3'"
4'"
5'"6'"
110
destaques, em preto, correspondem aos sinais metínicos da naftoquinona e os outros
dois sinais restantes, dois dupletos, referem-se ao anel benzênico da posição N-1’,
caracterizando um padrão de substituição no anel aromático do tipo 1,4-substituído.
Figura 99: Expansão da região aromática do espectro de RMN de 1H do composto 149 (CDCl3; 500,00
MHz)
O espectro de RMN de 13C (técnica APT) para esta substância está mostrado na
figura 100 e é possível visualizar todos os seus carbonos destacando-se os sinais
referentes às carbonilas, em δ = 180,6 ppm (C-5) e δ = 175,5 ppm (C-4) e os sinais
referentes aos carbonos metílicos em δ = 28,1 ppm ((C-2)-CH3) e δ = 21,6 ppm ((C-2)-
CH3). Além disso, em δ = 63,9 ppm observa-se o sinal característico do carbono C-3,
confirmando o acoplamento entre a naftoquinona e o aminopirazol e, em δ = 96,4 ppm,
o sinal referente ao carbono C-2. Em δ = 86,2 ppm, encontra-se o sinal característico do
carbono metínico C-4’ do anel pirazólico. Na região destacada, vemos os nove
hidrogênios aromáticos.
Espectro A
Espectro B
O
O
O
HN
N N
Br
12
33a
45
5a67
89
9a9b
1' 2'
3'4'
5'
1"2"
3"4"
5"
6"
1'"
2'"3'"
4'"
5'"6'"
111
Figura 100: Espectro de RMN de 13C (técnica APT) do composto 149 (CDCl3; 125,0 MHz)
O espectro de RMN de 1H da substância 150 está ilustrado na figura 101 e é
possível observar os hidrogênios metílicos na forma de singletos em δ = 1,64 ppm (3H,
s, (C-2)-CH3) e δ = 1,70 ppm (3H, s, (C-2)-CH3).
Figura 101: Espectro de RMN de 1H do composto 150 (CDCl3; 500,00 MHz)
A figura 102 mostra comparativamente a região dos hidrogênios aromáticos de
150 (Espectro A) e a do padrão 5-amino-1,3-difenilpirazol (132) (Espectro B).
Os hidrogênios aromáticos quinoídicos encontram-se destacados em preto,
seguindo-se o mesmo padrão de acoplamento para todas as substâncias dessa família.
Em δ = 8,11 ppm existe um dupleto referente ao hidrogênio H-6 e o multipleto em δ =
7,73 - 7,62 ppm é referente aos hidrogênios H-7, H-8 e H-9.
Em vermelho está destacado um sinal multipleto, com integração de dois
hidrogênios, referente aos carbonos metínicos C-4” e C-4’”.
O
O
O
HN
N N1
2
33a
45
5a67
89
9a9b
1' 2'
3'4'
5'
1"2"
3"4"
5"
6"
1'"
2'"3'"
4'"
5'"6'"
112
Figura 102: Expansão da região aromática do Espectro de RMN de 1H do composto 150 (CDCl3; 500,00
MHz)
No espectro de 13C (técnica APT) do composto 150 é possível identificar os
sinais dos carbonos metílicos em δ = 21,6 ppm ((C-2)-CH3) e δ = 28,0 ppm ((C-2)-
CH3), os sinais dos carbonos metínicos δ = 63,8 ppm (C-3) e δ = 85,7 ppm (C-4’) e o
sinal do carbono quaternário C-2 em δ = 96,4 ppm.
Figura 103: Espectro de RMN de 13C (técnica APT) do composto 150 (CDCl3; 125,0 MHz)
Na figura 104 tem-se a expansão da região aromática do composto 150 onde os
carbonos destacados em preto referem-se ao fragmento da quinona e os sinais
destacados em vermelho caracterizam os carbonos metínicos do anel benzênico da
posição N-1’ do anel pirazólico.
Neste caso, devido a similaridade dos substituintes do anel pirazólico nas
posições N-1’ e C-3’, o sinal em δ = 127,8 ppm é comum aos carbonos C-4” e C-4’”.
Espectro A
Espectro B
113
Os sinais em δ = 125,1 ppm (C-2” e C-6”), δ = 127,8 ppm (C-4” e C-4’”) e δ = 128,4
ppm (C-3” e C-5”), referem-se ao anel benzênico da posição N-1’ do anel pirazólico.
Figura 104: Expansão da região aromática do espectro de RMN de 13C (técnica APT) do composto 150
(CDCl3; 125,0 MHz)
A figura 105 demonstra o espectro de 1H-RMN da substância 151.
Figura 105: Espectro de RMN de 1H do composto 151 (CDCl3; 500,00 MHz)
A partir da figura 106 observa-se um comparativo entre as expansões da região
aromática de 151 (Espectro A) e do material de partida 5-amino-3-(4-metoxifenil)-1-
fenil pirazol (133, Espectro B) onde é possível destacar a região aromática da porção
quinoídica, representada em preto, contendo um sinal dupleto em δ = 8,11 ppm (J = 7,8
Hz, H-6), um sinal multipleto em δ = 7,65-7,72 ppm (H-8 e H-9) e outro dupleto em δ
= 7,59 ppm (J = 7,8 Hz, H-7). Os dois duplo-dupletos, destacados em vermelho, em δ =
7,75 ppm (J = 9,2 e 2,4 Hz, H-2’” e H-6’”) e em δ = 6,92 ppm (J = 9,3 e 2,4 Hz, H-3’” e
5’”) caracterizam um padrão de substituição no anel aromático do tipo 1,4.
Por conseguinte, os outros sinais, um dupleto em δ = 7,63 ppm (2H, J = 7,3 Hz,
H-2” e H-6”), um multipleto em δ = 7,44 – 7,50 ppm (2H, H-3” e H-5”) e outro
O
O
O
HN
N N1
2
33a
45
5a67
89
9a9b
1' 2'
3'4'
5'
1"2"
3"4"
5"
6"
1'"
2'"3'"
4'"
5'"6'"
OCH3
114
multipleto em δ = 7,31 – 7,37 ppm (1H, H-4”) referem-se ao anel benzênico da posição
N-1’ do anel pirazólico.
v
Figura 106: Expansão da região aromática do espectro de RMN de 1H do composto 151 (CDCl3; 500,00
MHz)
Em outra região expandida (Figura 107) tem-se os outros sinais da molécula que
em δ = 3,83 ppm (3H, s), existe um singleto referente aos hidrogênios metílicos do
grupo metoxi e, em δ = 1,69 ppm (3H, s) e δ = 1,25 ppm (3H, s), os hidrogênios
metílicos das metilas ligadas ao anel di-hidrofurânico.
Figura 107: Expansão do espectro de RMN de 1H do composto 151 (CDCl3; 500,00 MHz)
N-H H-3 H-4’
O
O
O
HN
N N1
2
33a
45
5a67
89
9a9b
1' 2'
3'4'
5'
1"2"
3"4"
5"
6"
1'"
2'"3'"
4'"
5'"6'"
OCH3
Espectro A
Espectro B
115
Na figura a seguir tem-se o espectro de RMN de 13C (técnica APT) da substância
151 e pode-se observar os sinais característicos para os carbonos das carbonilas em δ =
180,6 ppm (C-5) e δ = 175,3 ppm(C-4), o sinal do carbono C-9b em δ = 169,7 ppm, o
carbono C-2 aparece em δ = 96,3 ppm e o C-3, em δ = 63,7 ppm. O carbono metínico
do núcleo pirazólico é visto em δ = 85,3 ppm e o carbono metílico do grupo metoxi, em
δ = 55,2 ppm.
Figura 108: Espectro de RMN de 13C (técnica APT) do composto 151 (CDCl3; 125,0 MHz)
A região dos carbonos aromáticos, voltados para a fase inferior do espectro está
expandida na figura 109, onde se observam os nove carbonos metínicos. Os carbonos
destacados em preto correspondem aos da parte quinoídica. Os sinais marcados em
vermelho caracterizam o anel benzênico na posição N-1’ e, consequentemente, os
outros sinais metínicos referem-se ao outro anel benzênico 1,4-substituído.
Figura 109: Expansão da região aromática do espectro de RMN de 13C (técnica APT) do composto 151
(CDCl3; 125,0 MHz)
116
Por fim, para o composto 152 seu espectro de RMN de 1H está exposto na figura
110 e observa-se que em regiões de maior blindagem encontram-se os três sinais
singletos referentes aos hidrogênios metílicos, sendo que o sinal mais desblindado em δ
= 2,37 ppm (3H, s) refere-se à metila ligada a posição C-4’”.
Figura 110: Espectro de RMN de 1H do composto 152 (CDCl3; 500,00 MHz)
Comparativamente, a figura abaixo mostra a expansão da região aromática do
produto 152 (Espectro A) e do material de partida 5-amino-3-(4-metil fenil)-1-fenil
pirazol (134) (Espectro B).
Destacados em preto, temos os hidrogênios aromáticos da parte naftoquinônica
com o mesmo padrão relatado para os outros compostos da mesma família: um sinal
duplo-dupleto em δ = 8,11 ppm (1H, J = 7,9 e 1,5 Hz, H-6) e um multipleto em δ =
7,69-7,63 ppm (3H, H-7, H-8 e H-9).
Em vermelho, temos dois dupletos, um em δ = 7,71 ppm (2H, J = 7,8 Hz, H-2’”
e H-6’”) e outro em δ = 7,60 ppm (2H, J = 7,8 Hz, H-3’” e H-5’”), caracterizando o
padrão de substituição no anel aromático do tipo 1,4-substituído. Os outros sinais
referem-se ao anel benzênico da posição C-3’ do anel pirazólico.
O
O
O
HN
N N1
2
33a
45
5a67
89
9a9b
1' 2'
3'4'
5'
1"2"
3"4"
5"
6"
1'"
2'"3'"
4'"
5'"6'"
CH3
117
Figura 111: Expansão da região aromática do espectro de RMN de 1H do composto 152 (CDCl3; 500,00
MHz)
Na figura 112, pode-se destacar os dupletos H-3 e N-H:
Figura 112: Expansão do espectro de RMN de 1H do composto 152 (CDCl3; 500,00 MHz)
No espectro de 13C (técnica APT) do composto 152 é possível identificar os
sinais dos carbonos metílicos em δ = 21,1 ppm ((C-4’”)-CH3), δ = 21,4 ppm ((C-2)-
CH3) e δ = 27,9 ppm ((C-2)-CH3), os sinais dos carbonos metínicos δ = 63,4 ppm (C-3)
e δ = 85,5 ppm (C-4’) e o sinal do carbono quaternário C-2 em δ = 96,2 ppm.
N-H H-3 H-4’
Espectro A
Espectro B
118
Figura 113: Espectro de RMN de 13C (técnica APT) do composto 152 (CDCl3; 125,0 MHz)
Na figura 114 está ilustrada a expansão da região aromática de 152 onde os
carbonos em destaque preto referem-se a porção da quinona. Já os sinais grifados em
vermelho caracterizam os carbonos metínicos do anel benzênico da posição N-1’ do
anel pirazólico.
Figura 114: Expansão da região aromática do espectro de RMN de 13C (técnica APT) do composto 152
(CDCl3; 125,0 MHz)
Em suma, a nova metodologia proposta mostrou-se eficiente para o acoplamento
entre as moléculas pretendidas, gerando rendimentos bem mais significativos do que os
relatados nas metodologias anteriores.
As reações proporcionaram assim, a formação de cinco substâncias inéditas que,
somadas aos outros três compostos pirazólicos (135), (136) e (138), foram enviadas
para avaliação citotóxica contra linhagens de células tumorais.
119
7) TESTES BIOLÓGICOS
A família de compostos pirazólicos análogos à nor-β-lapachona (43) foi avaliada
quanto ao seu potencial antitumoral in vitro, contra quatro linhagens de células tumorais
pelo grupo dos profs. Letícia Veras Lotufo, Manoel Odorico de Moraes, Cláudia do Ó
Pessoa e Ana Jérsia Araújo na Universidade Federal do Ceará (UFC) - Laboratório
Nacional de Oncologia Experimental (LabNOE).
O
OO
HN
N NO
OO
HN
N N
Br
O
OO
HN
N N
OCH3
O
OO
HN
N N
CH3
O
OO
N
N N
Br CH3
Br
O
OO
HN
N N
Br CH3
Br
O
OO
HN
N N
CH3
O
OO
HN
N N
Br CH3
MF - 02MF - 01 MF - 04MF - 03
MF - 06MF - 05 MF - 08MF - 07
Figura 115: Compostos submetidos à avaliação citotóxica contra linhagens de células tumorais
As linhagens tumorais humanas utilizadas foram HL-60 (leucemia), OVCAR-8
(ovário), SF-295 (glioblastoma) e HCT-116 (colorretal). A linhagem de células normais
foram células mononucleadas isoladas de sangue periférico (CMSP) que foram cedidas
pelo Instituto Nacional do Câncer, tendo sido cultivadas em meio RPMI 1640,
suplementados com 10% de soro fetal bovino e 1% de antibióticos, mantidas em estufa
a 37 °C e atmosfera contendo 5% de CO2. As amostras foram diluídas em DMSO puro
e estéril e as substâncias foram testadas na maior concentração de 25 µg/mL.
Método
A análise de citotoxicidade pelo método do MTT vem sendo utilizada no
programa de screening do National Cancer Institute dos Estados Unidos (NCI), que
120
testa mais de 10.000 amostras a cada ano219. É um método rápido, sensível e barato e foi
descrito primeiramente por Mosman (1983)220, tendo a capacidade de analisar a
viabilidade e o estado metabólico da célula.
O princípio do teste é a análise colorimétrica que quantifica indiretamente as
células viáveis, baseada na conversão do sal de MTT (substância amarela) a formazan
(substância púrpura). O estudo citotóxico pelo método do MTT permite definir
facilmente a citotoxicidade, mas não o mecanismo de ação221.
N NNN
SN Br
NADH
NADPHN
NH
NN
S
N
MTT
3-(4,5-dimetiltiazol-2-il)-2,5-difeniltetrazolium bromida
FORMAZAN
Esquema 53: Reação do teste MTT
As placas foram incubadas por 72 horas em estufa, com 5% de CO2 a 37°C. Ao
término deste, as mesmas foram centrifugadas e o sobrenadante removido. Em seguida,
foram adicionados 150 µL da solução de MTT, e as placas foram incubadas por 3h. A
absorbância foi lida após dissolução do precipitado com 150 µL de DMSO puro em
espectrofotômetro de placa a 595 nm.
219Skehan, P.; Storeng, R.; Scudiero, D.; Monks, A.; McMahon, J.; Vistica, D.; Warren, J. T.; Bodesch, H.; Kenney, S.; Boyd, M. R.; J. Natl. Cancer Inst. 1990, 82, 1107. 220Mossman, T.; J. Immunol. Methods, 1983, 65, 55. 221 Berridge, M. V.; Tan, A. S.; McCoy, K. D.; Wang, R.; Biochemica, 1996, 4, 14.
121
Figura 116: Método de avaliação da citotoxidade
Com intuito de investigar a sensibilidade da proliferação de células
normais, as amostras foram testadas em células mononucleares do sangue periférico
(CMSP) durante 72h de exposição. Sangue heparinizado foi coletado de voluntários
sadios e as CMSP isoladas segundo gradiente de centrifugação de Ficoll-Hypaque.
Após o isolamento, as CMSP foram ressuspendidas em meio RPMI 1640 suplementado
com 20% de soro fetal bovino, 100 U/ml, 100 µg/ml de estreptomicina e 2% de
fitohemaglutinina. As células foram plaqueadas na concentração de 0,3x106 células/ml.
Após 24h de incubação, adicionaram-se as amostras a serem testadas a cada poço em
concentrações seriadas (0,39-25µg/mL). Doxorrubicina foi utilizada como controle
positivo. As placas foram então incubadas por 72 h em estufa a 5% de CO2 a 37°C. Ao
término deste, as mesmas foram centrifugadas e o sobrenadante removido. Em seguida,
foram adicionados 150 µL da solução de MTT (sal de tetrazolium), e as placas foram
incubadas por 3h. A absorbância foi lida após dissolução do precipitado com 150 µL de
DMSO puro em espectrofotômetro de placa a 595nm.
122
Tabela 03 – Valores de IC50 com um intervalo de confiança de 95% obtido por regressão não-linear a
partir de dois experimentos independentes, feitos em duplicata em 4 linhagens tumorais testadas na dose
máxima de 25 µM. Doxorrubicina foi utilizada como controle positivo.
AMOSTRAS HL-60 HCT-116 SF-295 OVCAR-8 CMSP
MF-01 0,38
(0,31-0,48)
0,46
(0,4-0,52)
0,85
nd
0,42
(0,37-0,46)
1,2
(1,09-1,32)
MF-02 0,16
(0,14-0,2)
0,34
(0,29-0,39)
0,5
(0,48-0,53)
0,47
(0,35-0,63)
0,81
(0,76-0,87)
MF-03 0,38
(0,31-0,47)
0,76
(0,68-0,84)
0,84
(0,33-2,15)
0,63
(0,54-0,73)
1,52
(1,4-1,66)
MF-04 1,71
(1,29-2,26)
4,79
(4,1-5,6)
12,26
(9,5-15,8)
4,52
(4,16-4,9)
2,24
(2,0-2,51)
MF-05 0,28
(0,26-0,31)
0,92
(0,86-0,97)
0,84
(0,78-0,90)
0,61
(0,53-0,71) -
MF-06 0,44
(0,41-0,48)
0,65
(0,6-0,71)
0,56
(0,51-0,62)
0,56
(0,5-0,62) -
MF-07 0,20
(0,17-0,23)
0,46
(0,34-0,61)
0,49
(0,45-0,53)
0,5
(0,42-0,58) -
MF-08 6,51
(3,19-13,25)
16,04
(13,2-19,49)
15,05
(12,18-18,6)
17,92
(14,76-21,75) -
DOXORRUB
ICINA
0,02
(0,01-0,02)
0,12
(0,09-0,17)
0,24
(0,2-0,27)
0,26
(0,17-0,3)
0,98
(0,52-1,8)
*As amostras MF-05, MF-06, M-08 e MF-09 encontram-se em andamento para avaliação com a linhagem CMSP.
Os experimentos foram analisados segundo a média ± desvio padrão da média
(DPM) da porcentagem de inibição do crescimento celular usando o programa
GraphPad Prism.
As amostras avaliadas mostraram-se ativas contras as linhagens tumorais, apesar
de não terem sido melhores do que o padrão doxorrubicina (91). A MF-02 foi a que
demonstrou um melhor perfil para HL-60 e HCT-116. Para a linhagem SF-295, os
melhores compostos foram a MF-07 e MF-02. Já para a linhagem OVCAR-8, quase
todoas as amostras mostraram-se ativas, exceto a MF-04 e MF-08. A amostra MF-08
mostrou-se a menos ativa dentre todas para as quatro linhagens testadas.
As amostras avaliadas também não causaram hemólise nas células. Tornam-se
assim, candidatos com potencial perfil antineoplásico.
123
8) CONCLUSÃO
A presente Dissertação de Mestrado detalhou a busca por uma melhor
metodologia que proporcionasse o acoplamento entre o núcleo da nor-β-lachona e 5-
aminopirazóis, com rendimentos quantitativos e reações mais limpas, do ponto de vista
a não formação de subprodutos.
Inicialmente, propôs-se uma metodologia baseada na literatura já existente
através da adição eletrofílica de bromo, resultando na formação de um intermediário
iônico bromônio e posterior adição nucleofílica. Os baixos rendimentos encontrados
levaram, então, a modificações nos parâmetros da reação, como os solventes utilizados,
temperaturas reacionais, natureza dos nucleófilos e a utilização de equipamentos como
micro-ondas. Todas essas metodologias estudadas levaram a obtenção de onze
derivados inéditos.
OO
O
ONN N
OO
O
O N
NN
OO
O
HN
NH
OO
O
HN
N
NHN
CF3
(118) 21% (120) 14%(119) 15% (121) 15%
O
OO
S
Cl
(124) 82%
O
OO
S
OCH3
(125) 80%
OO
O
(126) 18%
HN
Br
Br
Br O
OO
N
N N
Br CH3
Br(135) 27%
O
OO
OBr
(137) 14%O
O
O
HN
N
N
CH3
Br(138) 32%
O
OO
HN
N N
Br CH3
Br(136) 25% Figura 117: Primeiras moléculas inéditas obtidas
Após um grande estudo em torno de todas as reações realizadas, chegou-se a
proposição de uma rota sintética partindo do derivado 3-hidroxi-nor-β-lapachona (140)
como intermediário sintético. A adição de mais uma etapa na estratégia sintética de
obtenção dos derivados análogos a nor-β-lapachona (43) previa a formação de um bom
grupo de saída, a partir da hidroxila do derivado.
124
O
O
OH Br2 / CHCl3 10 min.
OO
O
Br
1) NaHSO3
2) Na2CO3O
OH
OO
(140) 60%(44) (62)
O
O
OHO
O
OH
Tolueno, refluxopor 4hs.
TsOHCH3NH2.HCl
H
O
(44) 80%(17) (111)
O
OO
NH
NN
R1
R2NH2
NNR1
R2R1 = ArR2 = Ar ou CH3
O
OO
OH
1) CH3SO3H, CHCl3 / Na2SO4
2)
(140)
Esquema 54: Rota sintética da nova metodologia para o acoplamento entre a naftoquinona e 5-amino
pirazóis
Vários reagentes foram empregados para gerar um bom grupo de saída, a partir
da hidroxila, até que o ácido metanossulfônico foi considerado omais eficiente para o
que se pretendia.
Assim, foi possível a síntese de cinco derivados inéditos análogos a nor-β-
lapachona (43) do tipo 139, 149-152 em rendimentos satisfatórios.
125
O
HN
NN
CH3
OO
(139) 52%
(151) 29%
O
HN
NN
OO
(150) 37%
O
HN
NN
OO Br
(149) 35%
O
HN
NN
OO
CH3(152) 35%
O
HN
NN
OO
OCH3
Figura 118: Derivados 5-amino-pirazólicos análogos da nor-β-lapachona (43)
Os compostos finais foram então avaliados quanto a sua citotoxidade in vitro,
frente a quatro linhagens de células tumorais humanas e uma linhagem de célula normal
humanae mostraram-se ativas, quando comparadas à Doxorrubicina, e assim tornam-se
potenciais candidatas com potencial perfil antineoplásico.
126
9) PARTE EXPERIMENTAL
9.1) Materiais e métodos
A determinação estrutural das substâncias sintetizadas foi realizada através dos
métodos instrumentais de espectroscopia de Ressonância Magnética Nuclear de
hidrogênio (RMN de 1H), carbono (RMN de 13C), espectroscopia na região do
Infravermelho (IV) e espectrometria de massa de alta resolução (HRESIMS - high
resolution electrospray ionization mass spectrometry). Os espectros de RMN de 1H e 13C foram obtidos em aparelho Varian Unity plus-300 utilizando-se TMS como
referência interna a 300 e 75 MHz, respectivamente. Os valores de deslocamento
químico (δ) estão referidos em partes por milhão (ppm) e as constantes de acoplamento
(J) em Hertz (Hz). As áreas dos sinais foram obtidas por integração eletrônica. Suas
multiplicidades encontram-se descritas da seguinte forma: s (singleto), d (dupleto), dd
(duplo-dupleto), ddd (duplo-duplo-dupleto), dt (duplo-tripleto), t (tripleto), td (triplo-
dupleto), m (multipleto).
Os espectros na região do Infravermelho foram obtidos em espectrofotômetro
VARIAN 660-IR FT-IR Spectrometer. Os valores das absorções encontram-se em
número de onda, utilizando-se como unidade o centímetro recíproco (cm-1). Os
solventes e reagentes, para fins sintéticos, foram tratados, destilados e secos conforme
as necessidades requeridas nas metodologias adotadas e de acordo com os processos
descritos na literatura222. Os pontos de fusão das substâncias foram determinados em
aparelho de Fisher-Johns (Melting point-apparatus) série 50200082. O monitoramento
das reações foi realizado através da cromatografia em camada fina (C.C.F), em
cromatofolhas de gel sílica 60F-254, com 0,2 mm de espessura de camada (Ref.:
1.05554 Merck). Os eluentes foram preparados volume a volume (V/V) e a visualização
das substâncias foi efetuada por revelação com solução de vanilina 3% em ácido
sulfúrico. Para purificação de substâncias por cromatografia em coluna foi utilizada
sílica 60 (0,063-0,200 mm, Ref.: 1.05554 Merck) e gel de sílica do tipo flash (0,035-
0,070 mm, Acros Organics).
222 Ferreira, V. F.; Quim. Nova 1992, 15, 348.
127
9.2) Síntese do 2-hidroxi-3-(2-metilprop-1-enil)-naftaleno-1,4-diona (44)
O
O
OH
Tolueno, refluxopor 4hs.
TsOHCH3NH2.HCl
H
O
(44) 80%(17) (111)
O
O
OH1 2
344a5
6
78
8a
1'
2'
Em um balão de 1000 mL adicionou-se a lausona (17) (10 g, 0,057 mmols),
isobutiraldeído (111) (21 mL, 0,287 mmols), cloridrato de metilamina (4,65 g, 0,069
mmols), ácido p-toluenossulfônico (13 g, 0,069 mmols) e 600 mL de tolueno. A mistura
reacional foi refluxada em Dean-Stark. A reação foi acompanhada por cromatografia em
camada fina e após 3 horas sistema foi resfriado à temperatura ambiente e, em seguida,
evaporou-se o solvente à pressão reduzida e o sólido resultante foi recristalizado
sucessivas vezes e obteve-se o nor-lapachol (44) como um sólido avermelhado com
80% de rendimento.
Ponto de fusão: 120 – 121 ºC (Lit. 119 – 120 ºC)223.
IV νmax (cm-1): 3358, 1641 e 1590, 1373 e 1319, 1271, 1451, 724.
RMN de 1H (500,00 MHz, CDCl3): δ 1,99 (3H, d, J = 1,3 Hz, (C-2’)-CH3), 1,67 (3H,
d, J = 0,9 Hz, (C-2’)-CH3), 6,00 (1H, t, J = 1,3 Hz, H-1’), 7,52 (1H, s, OH), 7,69 (1H,
dt, J = 7,8 e 1,3 Hz, H-7), 7,75 (1H, dt, J = 7,8 e 1,3 Hz, H-6), 8,09 (1H, dd, J = 7,8 e
0,9 Hz, H-5), 8,12 (1H, dd, J = 7,8 e 0,9 Hz, H-8).
RMN de 13C (125,00 MHz, CDCl3): δ 21,7 ((C-2)-CH3), 26,5 ((C-2)-CH3), 113,7 (C-
1’), 120,9 (C-3), 126,1 (C-8), 129,5 (C-8a), 132,9 (C-4a), 126,9, 132,9 e 134,9 (C-5, C-
6 e C-7) 143,5 (C-2’), 151,2 (C-2), 181,6 (C-4), 184,7 (C-1).
9.3) Procedimento geral para obtenção dos derivados do tipo (118) a (121)
Em balão de 125 mL contendo uma solução de 2,2 mmol de nor-lapachol (44)
(500 mg) em 40 mL de clorofórmio seco, sob atmosfera inerte foram adicionados, em
banho de gelo, 4,4 mL (13,2 g, 83,6 mmols) de bromo, após imediata precipitação do
223Hooker, S. C.; J. Ann. Chem. Soc. 1936, 58, 1168.
128
intermediário bromado (62) como um sólido vermelho, a mistura reacional permaneceu
sob agitação por mais 10 minutos e em seguida o excesso de bromo é removido sob
pressão reduzida. Imediatamente, acrescentou-se ao balão mais 40 ml de clorofórmio
seco, resfriou-se a solução em banho de gelo e 0,6 mL de trietilamina (444 mg, 2
mmols) foram adicionados. Após, uma solução de 4,4 mmols do nucleófilo em 25 mL
de clorofórmio seco foram adicionados à mistura reacional e manteve-se a agitação por
mais 3 horas. Em seguida, a mistura foi vertida em 50 mL de água destilada e a fase
orgânica foi lavada com uma solução de bicarbonato de sódio (3 x 50 mL), água
destilada (3 x 50 mL), seca com sulfato de sódio anidro, filtrada e evaporada sob
pressão reduzida e a mistura resultante foi purificada em coluna cromatográfica em
sílica gel do tipo flash e eluída em gradiente de hexano/acetato de etila.
9.3.1) 3-((1H-benzo[d][1,2,3]triazol-1-il)oxi)-2,2-dimetil-2,3-di-hidro-
nafto-[1,2-b]furan-4,5-diona (118)
O
O
O
ON N
N
12
33a
45
6
7
8
99a
9b1'
2'3'
3a'
4'
5'6'
7'
7a'
5a
Sólido laranja com rendimento de 21%.
Ponto de fusão: 198 – 199 ºC
IV ν max (cm-1): 2965, 2927, 1659, 1623, 1591, 1497, 1461, 1405, 1361, 1254, 1218,
1161, 1110, 1084, 749.
RMN de 1H (500,00 MHz, CDCl3): δ 1,32 (3H, s, (C-2)-CH3), 1,88 (3H, s, (C-2)-
CH3), 6,50 (1H, s, H-3), 7,62 (2H, t, J = 7,8 Hz, H-5’ e H-6’), 7,96 – 7,93 (1H, m, H-
4’), 7,96 – 7,93 (1H, m, H-7’), 8,10 – 7,99 (1H, m, H-7), 8,10 – 7,99 (1H, m, H-8), 8,10
– 7,99 (1H, m, H-9), 8,17 (1H, dd, J = 8.3 e 1.5 Hz, H-6).
RMN de 13C (125,00 MHz, CDCl3): δ 21,5 (C-2)-CH3), 22,9 (C-2)-CH3), 66,4 (C-3),
95,1 (C-2), 112,7 (C-3a), 115,5 (C-4’), 126,1 (C-5’ e C-6’), 126,3 (C-9a), 128,8 (C-6),
129
129,8 (C-7’), 130,4 (C-5a), 131,3 (C-3a’), 125,1, 133,5 e 134,3 (C-7, C-8 e C-9), 134,4
(C-7a’), 171,6 (C-9b), 174,4 (C-4), 179,8 (C-5).
HRESIMS m/z 362,1141 [M+H]+. (Calcd. for C20H16N3O4+: 362,1135).
9.3.2) 3-((4-fenil-1H-1,2,3-triazol-1-il)-metoxi)-2,2-dimetil-2,3-di-
hidro-nafto-[1,2-b]furan-4,5-diona (119)
O
O N
NN
O
O
12
33a
45
5a6
7
89
9a9b
1'
2' 3'
4'5'
1"
2" 3"
4"
5"6"
Sólido amarelo com rendimento de 15%.
Ponto de fusão: 177 - 179ºC
IV ν max (cm-1): 3412, 3123, 1651, 1611, 1586, 1567, 1493, 1411, 1219, 779
RMN de 1H (500,00 MHz, CDCl3): δ 1,26 (3H, s, (C-2)-CH3), 1,74 (3H, s, (C-2)-
CH3), 2,17 (2H, s, CH2), 5,84 (1H, s, H-3), 5,96 (1H, s, H-5’), 7,41 (2H, dt, J = 7,33 e
1,51 Hz, H-3” e H-5”), 7,57 (1H, dt, J = 7,33 e 1,72 Hz, H-4”), 7,74– 7,79 (2H, m, H-2”
e H-6”), 7,85 – 7,97 (3H, m, H-7), 7,85 – 7,97 (3H, m, H-8), 7,85 – 7,97 (3H, m, H-9)
8,19 (1H, dt, J = 7,48 e 1,64 Hz, H-6).
RMN de 13C (125,00 MHz, CDCl3): δ 21,1 ((C-2)-CH3), 27,6 ((C-2)-CH3), 66,8 (C-
3), 87,5 (CH2), 95,9 (C-2), 111,1 (C-3a), 118,9 (C-5’), 125,7 (C-4”), 126,5 (C-9a),
128,1 (C-2” e C-6”), 128,6 (C-3” e C-5”), 129,9 (C-6), 130,1 (C-5a), 131,4 (C-1”),
125,5, 133,3 e 134,7 (C-7, C-8 e C-9), 147,5 (C-4’), 171,1 (C-9b), 174,4 (C-4), 179,9
(C-5).
130
9.3.3) 2,2-dimetil-3-((5-(trifluorometil)-1H-1,2,4-triazol-3-il)-amino)-
2,3-di-hidronafto-[1,2-b]-furan-4,5-diona (120)
O
HN
O
O
N
NHN
CF312
33a
45
5a67
8
99a
9b
1'2'
3'4'
5'
Sólido amarelo com rendimento de 14%.
Ponto de fusão: 242-243 ºC
IV ν max (cm-1): 3388, 2927, 1703, 1646, 1614, 1570, 1493, 1453, 1409, 1345, 1319,
1275, 1224, 1166, 1116, 1075, 798, 781.
RMN de 1H (500,00 MHz, CDCl3): δ 1,47 (3H, s, (C-2)-CH3), 1,62 (3H, s, (C-2)-
CH3), 3,62 – 3,72 (1H, m, NH), 3,80 – 3,90 (1H, m, H-2’), 4,55 (1H, s, H-3), 7,57 –
7,68 (3H, m, H-7), 7,57 – 7,68 (3H, m, H-8), 7,57 – 7,68 (3H, m, H-9), 8,09 (1H, dd, J
= 7,33 e 1,4 Hz, H-6).
RMN de 13C (125,00 MHz, CDCl3): δ 21,0 ((C-2)-CH3), 27,6 ((C-2)-CH3), 71,8 (C-
3), 95,7 (C-2), 111,5 (C-3a), 127,0 (C-9a), 128,6 (CF3), 129,8 (C-6), 131,6 (C-5a),
132,1 (C-3’), 125,4, 133,0 e 134,7 (C-7, C-8 e C-9), 146,2 (C-5’), 171,1 (C-9b), 174,6
(C-4), 180,4 (C-5).
HRESIMS m/z 379,1017 [M+H]+. (Calcd. for C17H14F3N4O3+ 379,1013).
9.3.4) 3-((2-(1H-indol-3-il)-etil)-amino)-2,2-dimetil-2,3-di-hidro-
nafto-[1,2-b]-furan-4,5-diona (121)
O
HN
NH
O
O
12
33a
455a
67
8
99a
9b
1'
2'1a'
3'
4'5'
5a'6'
7'
131
Sólido amarelo com rendimento de 15%.
Ponto de fusão: 239 – 140 ºC
IV ν max (cm-1): 3450, 2968, 2936, 2871, 1701, 1658, 1648, 1617, 1589, 1570, 1493,
1453, 1405, 1372, 1347, 1278, 1262, 1222, 1116, 1084, 1401, 981, 827.
RMN de 1H (500,00 MHz, CDCl3): δ 1,25 ((C-2)-CH3), 1,59 ((C-2)-CH3), 2,23 (2H,
d, J = 5,3 Hz, -NH-CH2-CH2), 2,37 (2H, d, J = 5,3 Hz, -NH-CH2), 5,01 (1H, s, H-3),
5,81 ppm (1H, s, H-7’), 7,62 – 7,65 (2H, m, H-3’ e H-4’), 7,66 – 7,73 (2H, m, H-2’ e H-
5’), 8,07 (2H, td, J = 7,8 e 0,9 Hz, H-7 e H-8), 8,11 – 1,13 (2H, m, H-6 e H-9).
RMN de 13C (125,00 MHz, CDCl3): δ 20,4 (C-2)-CH3), 26,6 (C-2)-CH3), 29,6 (C-8’),
53,3 (C-9’), 75,0 (C-3), 96,6 (C-2), 112,4 (C-3a), 117,3 (C-6’), 122,6 (C-7’), 125,8 (C-
9a), 127,3 (C-5a’), 129,3 (C-6), 130,2 (C-3’ e C-4’), 131,1 (C-5a), 125,1, 132,5 e 134,5
(C-7, C-8 e C-9), 135,3 (C-2’ e C-5’), 147,0 (C-1a’), 170,6 (C-9b), 176,0 (C-4), 181,1
(C-5).
HRESIMS m/z 387,1701 [M+H]+. (Calcd. for C17H14F3N4O3+ 387,1703).
9.4) Procedimento geral para obtenção dos derivados do tipo (124) e (125)
Em balão de 125 mL contendo uma solução de 2,2 mmol de nor-lapachol (44)
(500 mg) em 40 mL de clorofórmio seco, sob atmosfera inerte foram adicionados, em
banho de gelo, 4,4 mL (13,2 g, 83,6 mmols) de bromo, após imediata precipitação do
intermediário bromado (62) como um sólido vermelho, a mistura reacional permaneceu
sob agitação por mais 10 minutos e em seguida o excesso de bromo é removido sob
pressão reduzida. Imediatamente, acrescentou-se ao balão mais 40 ml de clorofórmio
seco, resfriou-se a solução em banho de gelo e em seguida, uma solução de 4,4 mmols
do nucleófilo em 25 mL de clorofórmio seco foi adicionada à mistura reacional e
manteve-se a agitação por mais 1 hora. Em seguida, a mistura foi vertida em 50 mL de
água destilada e a fase orgânica foi lavada com uma solução de bicarbonato de sódio (3
x 50 mL), água destilada (3 x 50 mL), seca com sulfato de sódio anidro, filtrada e
evaporada sob pressão reduzida e a mistura resultante foi purificada em coluna
cromatográfica em sílica gel do tipo flash e eluída em gradiente de hexano/acetato de
etila.
132
9.4.1) 3-(4-clorofeniltio)-2,2-dimetil-2,3-di-hidronafto-[1,2-b]-furan-
4,5-diona (124)
O
O
O
S
Cl12
33a
455a
67
89
9a9b
1'2'
3'
4'
5'6'
Sólido laranja com rendimento de 82%.
Ponto de fusão: 190 ºC
IV ν max (cm-1): 1645, 1614, 1587, 1570, 1476, 1400, 1224, 1093, 788.
RMN de 1H (500,00 MHz, CDCl3): δ 1,46 (3H, s, (C-2)-CH3), 1,73 (3H, s, (C-2)-
CH3), 4,42 (1H, s, H-3), 7,19 (2H, dd, J = 8,3 e 1,9 Hz, H-2’ e H-6’), 7,43 (2H, dd, J =
8,3 e 1,9 Hz, H-3’ e H-5’), 7,52 – 7,60 (1H, m, H-7), 7,52 – 7,60 (1H, m, H-8), 7,52 –
7,60 (1H, m, H-9), 8,03 (1H, d, J = 7,3 Hz, H-6).
RMN de 13C (125,00 MHz, CDCl3): δ 24,2 ((C-2)-CH3), 28,5 ((C-2)-CH3), 58,7 (C-
3), 95,5 (C-2), 115,3 (C-3a), 127,2 (C-9a), 129,1 (C-6), 129,4 (C-3’ e C-5’), 130,9 (C-
5a), 133,5 (C-4’), 133,7 (C-1’), 133,8 (C-2’ e C-6’), 124,8, 132,3 e 134,4, (C-7, C-8 e
C-9), 168,3 (C-9b), 174,4 (C-4), 180,4 (C-5).
9.4.2) 3-(4-metoxifeniltio)-2,2-dimetil-2,3-di-hidronafto-[1,2-b]-furan
-4,5-diona (125)
O
O
O
S
OCH31
2
33a
455a
67
89
9a9b
1'2'
3'
4'
5'6'
Sólido laranja com rendimento de 80%.
133
Ponto de fusão: 185 ºC
IV ν max (cm-1): 1644, 1613, 1588, 1569, 1492, 1397, 1237, 786
RMN de 1H (500,00 MHz, CDCl3): δ 1,84 (3H, s, (C-2)-CH3), 1,49 (3H, s, (C-2)-
CH3), 3,74 (3H, s, O-CH3), 4,38 (1H, s, H-3), 6,78 (2H, dd, J = 8,8 e 1,9 Hz, H-2’ e H-
6’), 7,50 (2H, dd, J = 8,8 e 1,9 Hz, H-3’ e H-5’), 7,63 - 7,56 (3H, m, H-7), 7,63 - 7,56
(3H, m, H-8), 7,63 - 7,56 (3H, m, H-9), 8,06 (1H, d, J = 6,8 Hz, H-6).
RMN de 13C (125,00 MHz, CDCl3): δ 24,3 ((C-2)-CH3), 28,5 ((C-2)-CH3), 55,1 (O-
CH3), 59,4 (C-3), 95,13 (C-2), 114,4 (C-3’ e C-5’), 115,9 (C-3a), 124,7 (C-1’), 127,3
(C-9a), 129,2 (C-6), 130,9 (C-5a), 124,6, 132,0 e 134,3 (C-7, C-8 e C-9), 135,7 (C-2’ e
C-6’), 159,6 (C-4’), 168,0 (C-9b), 174,5 (C-4), 180,6 (C-5).
9.5) Síntese do 2,2-dimetil-3-(2,4,6-tribromofenilamino)-2,3-di hidronafto-
[1,2-b]-furan-4,5-diona (126)
Em balão de 125 mL contendo uma solução de 2,2 mmol de nor-lapachol (44)
(500 mg) em 40 mL de clorofórmio seco, sob atmosfera inerte foram adicionados, em
banho de gelo, 4,4 mL (13,2 g, 83,6 mmols) de bromo, após imediata precipitação do
intermediário bromado (62) como um sólido vermelho, a mistura reacional permaneceu
sob agitação por mais 10 minutos e em seguida o excesso de bromo é removido sob
pressão reduzida. Imediatamente, acrescentou-se ao balão mais 40 ml de clorofórmio
seco, resfriou-se a solução em banho de gelo e 0,6 mL de trietilamina (444 mg, 2
mmols) foram adicionados. Após, 0,4 mL (409 mg, 4,4 mmols) de anilina em 25 mL de
clorofórmio seco foram adicionados à mistura reacional e manteve-se a agitação por 48
horas. Em seguida, a mistura foi vertida em 50 mL de água destilada e a fase orgânica
foi lavada com uma solução de bicarbonato de sódio (3 x 50 mL), água destilada (3 x 50
mL), seca com sulfato de sódio anidro, filtrada e evaporada sob pressão reduzida e a
mistura resultante foi purificada em coluna cromatográfica em sílica gel do tipo flash e
eluída em gradiente de hexano/acetato de etila.
134
O
O
O
HN
Br1
23
3a45
5a67
89
9a9b
1'2'
3'
4'
5'6'
Br
Br
Sólido laranja com 18% de rendimento.
Ponto de fusão: 300 - 301 oC
IV ν max (cm-1): 3407, 1664, 1615, 1582, 1489, 1450, 1395, 1322, 1258, 1218, 1083,
792.
RMN de 1H (500,00 MHz, CDCl3): δ 1,47 (3H, s, (C-2)-CH3), 1,60 (3H, s, (C-2)-
CH3), 4,40 (1H, d, J = 6,8 Hz, NH), 4,76 (1H, d, J = 6.8 Hz, H-3), 7,23 (1H, dd, J = 8,8
e 2,4 Hz, H-5’), 7,49 (1H, d, J = 2,4 Hz, H-3’), 7,68 – 7,57 (1H, m, H-7), 7,68 – 7,57
(1H, m, H-8), 7,68 – 7,57 (1H, m, H-9), 8,07 (1H, d, J = 7,8 Hz, H-6).
RMN de 13C (125,00 MHz, CDCl3): δ 21,6 (C-2)-CH3), 27,5 (C-2)-CH3), 61,4 (C-3),
96,0 (C-2), 109,1 (C-4’), 110,4 (C-3a), 114,6 (C-2’ e C-6’), 127,2 (C-9a), 129,6 (C-6),
131,1 (C-3’ e C-5’), 131,2 (C-5a), 125,1, 132,7 e134,6 (C-7, C-8 e C-9), 143,1 (C-1’),
169,7 (C-9b), 175,1 (C-4), 180,7 (C-5).
9.6) Procedimento geral para obtenção dos compostos do tipo (135) e (136):
Em balão de 125 mL contendo uma solução de 2,2 mmol de nor-lapachol (44)
(500 mg) em 40 mL de clorofórmio seco, sob atmosfera inerte foram adicionados, em
banho de gelo, 4,4 mL (13,2 g, 83,6 mmols) de bromo, após imediata precipitação do
intermediário bromado (62) como um sólido vermelho, a mistura reacional permaneceu
sob agitação por mais 10 minutos e em seguida o excesso de bromo é removido sob
pressão reduzida. Imediatamente, acrescentou-se ao balão mais 40 ml de clorofórmio
seco, resfriou-se a solução em banho de gelo e 0,6 mL de trietilamina (444 mg, 2
mmols) foram adicionados. Após, 0,762 mg (4,4 mmols) do 5-amino-3-metil-1-fenil
pirazol em 25 mL de clorofórmio seco foram adicionados à mistura reacional e
manteve-se a agitação por 3 horas. Em seguida, a mistura foi vertida em 50 mL de água
destilada e a fase orgânica foi lavada com uma solução de bicarbonato de sódio (3 x 50
mL), água destilada (3 x 50 mL), seca com sulfato de sódio anidro, filtrada e evaporada
135
sob pressão reduzida e a mistura resultante foi purificada em coluna cromatográfica em
sílica gel do tipo flash e eluída em gradiente de hexano/acetato de etila.
9.6.1) (Z)-3-(4-bromo-1-(4-bromofenil)-3-metil-1H-pirazol-5-ilimino)
-2,2-dimetil-2,3-di-hidronafto-[1,2-b]-furan-4,5-diona (135)
O
O
O
N
NN
BrCH3
Br
21
33a
455a
67
8
99a
9b1'
2'
3'4'
5'
1"2"
3"4"
5"
6"
Sólido vermelho com 27% de rendimento.
Ponto de fusão: 210-212 oC
IV ν max (cm-1): 1655, 1614, 1586, 1568, 1563, 1532, 1493, 1412, 1262, 1218, 1113,
1083.
RMN de 1H (500,00 MHz, CDCl3): δ 1,23 (3H, s, (C-2)-CH3), 1,64 (3H, s, (C-2)-
CH3), 2,38 (3H, s, CH3), 7,46 – 7,56 (1H, m, H-7), 7,46 – 7,56 (1H, m, H-8), 7,46 –
7,56 (1H, m, H-9), 7,63 (2H, dd, J = 8,3 e 1,5 Hz, H-2” e H-6”), 7,80 (2H, dd, J = 8,3 e
1,5 Hz, H-3” e H-5”), 7,94 (1H, d, J = 7,8 Hz, H-6)
RMN de 13C (125,00 MHz, CDCl3): δ 13,1 (CH3), 22,2 (C-2)-CH3), 29,2 (C-2)-CH3),
80,3 (C-4’), 96,6 (C-2), 119,7 (C-3a), 123,5 (C-2” e C-6”), 126,8 (C-9a), 127,6 (C-4”),
128,9 (C-3” e C-5”), 129,8 (C-6), 131,8 (C-5a), 124,9, 132,3 e 134,5 (C-7, C-8 e C-9),
137,7 (C-1”), 150,4 (C-3’), 151,7 (C-5’), 165,9 (C-3), 169,9 (C-9b), 174,7 (C-4), 180,4
(C-5)
HRESIMS m/z 553,9733 [M+H]+. (Calcd for C24H18Br2N3O3+ 553,9709)
136
9.6.2) 3-(4-bromo-1-(4-bromofenil)-3-metil-1H-pirazol-5-ilamino)-2,2
-dimetil-2,3-di-hidronafto-[1,2-b]-furan-4,5-diona (136)
O
O
O
HN
NN
BrCH3
Br
21
33a
455a
67
8
99a
9b1'
2'
3'4'
5'
1"2"
3"4"
5"
6"
Sólido vermelho com 25% de rendimento.
Ponto de fusão: 200 - 201 oC
IV ν max (cm-1): 1655, 1644, 1616, 1566, 1498, 1491, 1449, 1404, 1352, 1217, 1092
RMN de 1H (500,00 MHz, CDCl3): δ 1,43 (3H, s, (C-2)-CH3), 1,60 (3H, s, (C-2)-
CH3), 2,24 (3H, s, CH3), 3,58 (1H, d, J = 9,8 Hz, NH), 4,83 (1H, d, J = 9,8 Hz, H-3),
7,48 (2H, dd, J = 9,0 e 2,4 Hz, H-3” e H-5”), 7,55 (2H, dd, J = 9,0 e 2,4 Hz, H-2” e H-
6”), 7,68-7,60 (1H, m, H-7), 7,68-7,60 (1H, m, H-8), 7,68-7,60 (1H, m, H-9), 8,11 (1H,
dt, J = 7,0 e 1,4 Hz, H-6)
RMN de 13C (125,00 MHz, CDCl3): δ 12,8 (CH3), 22,0 (C-2)-CH3), 26,7 (C-2)-CH3),
62,0 (C-3), 80,4 (C-4’), 95,9 (C-2), 115,5 (C-3a), 124,9 (C-2” e C-6”), 127,2 (C-9a),
127,5 (C-4”), 128,1 (C-3” e C-5”), 129,5 (C-6), 131,1 (C-5a), 125,2, 132,5 e 134,5 (C-7,
C-8 e C-9), 138,7 (C-1”), 142,5 (C-3’), 147,7 (C-5’), 169,3 (C-9b), 175,1 (C-4), 180,6
(C-5)
HRESIMS m/z 555,9854 [M+H]+. (Calcd. for C24H20Br2N3O3+ 555,9866)
9.7) Procedimento geral para obtenção dos compostos do tipo (137) e (138)
Em balão de 125 mL contendo uma solução de 2,2 mmol de nor-lapachol (44)
(500 mg) em 40 mL de clorofórmio seco, sob atmosfera inerte foram adicionados, em
banho de gelo, 4,4 mL (13,2 g, 83,6 mmols) de bromo, após imediata precipitação do
137
intermediário bromado (62) como um sólido vermelho, a mistura reacional permaneceu
sob agitação por mais 10 minutos e em seguida o excesso de bromo é removido sob
pressão reduzida. Imediatamente, acrescentou-se ao balão mais 40 ml de THF seco,
resfriou-se a solução em banho de gelo e em seguida, 0,762 mg (4,4 mmols) do 5-
amino-3-metil-1-fenil pirazol em 25 mL de THF seco foram adicionados à mistura
reacional e manteve-se a agitação por 3 horas. Em seguida, a mistura foi vertida em 50
mL de água destilada e a fase orgânica foi lavada com uma solução de bicarbonato de
sódio (3 x 50 mL), água destilada (3 x 50 mL), seca com sulfato de sódio anidro,
filtrada e evaporada sob pressão reduzida e a mistura resultante foi purificada em coluna
cromatográfica em sílica gel do tipo flash e eluída em gradiente de hexano/acetato de
etila.
9.7.1) 3-(4-bromobutoxi)-2,2-dimetil-2,3-di-hidronafto-[1,2-b]-furan-
4,5-diona (137)
O
O
O
OBr
1
2
3
45
67
8
9
3a
5a
9a1'
2'
3'
4'
Sólido vermelho com 14% de rendimento.
Ponto de fusão: 242-244 oC
IV ν max (cm-1): 3147, 1747, 1623, 1561, 1554, 1405, 1240, 1221, 1035, 782.
RMN de 1H (500,00 MHz, CDCl3): δ 1,41 (3H, s, (C-2)-CH3), 1,56 (3H, s, (C-2)-
CH3), 1,63 – 1,68 (2H, m, CH2-3’), 1,82 – 1,91 (2H, m, CH2-2’), 3,36 (2H, t, J = 6,6
Hz, CH2-4’), 3,58 – 3,77 (2H, m, CH2-1’), 4,47 (1H, s, H-3), 7,70-7,59 (1H, m, H-7),
7,70-7,59 (1H, m, H-8), 7,70-7,59 (1H, m, H-9), 8,08 (1H, dt, J = 7,7 e 1,1 Hz, H-6)
RMN de 13C (125,00 MHz, CDCl3): δ 20,6 (C-2)-CH3), 26,7 (C-2)-CH3), 28,4 (CH2-
2’), 29,3 (CH2-3’), 33,7 (CH2-4’), 70,5 (CH2-1’), 82,5 (C-3), 95,6 (C-2), 116,4 (C-3a),
127,5 (C-9a), 129,2 (C-6), 131,1 (C-5a), 124,9, 132,3 e 134,4 (C-7, C-8 e C-9), 170,5
(C-9b), 175,7 (C-4), 181,0 (C-5)
138
9.7.2) 3-(4-bromo-3-metil-1-fenil-1H-pirazol-5-ilamino)-2,2-dimetil-
2,3-di-hidronafto-[1,2-b]-furan-4,5-diona (138)
O
O
O
HN
N
N
CH3
Br1
2
33a
45
6 5a
8
7
99a
9b 1'
2'3'
4'
5'1''
2''
3'' 4''
5''
6''
Sólido vermelho com 32% de rendimento.
Ponto de fusão: 221 - 222 oC
IV ν max (cm-1): 1654, 1623, 1590, 1566, 1562, 1536, 1494, 1450, 1413, 1385, 1377,
1222, 1113
RMN de 1H (500,00 MHz, CDCl3): δ 1,40 (3H, s, (C-2)-CH3), 1,59 (3H, s, (C-2)-
CH3), 2,24 (3H, s, CH3), 3,63 (1H, d, J = 9,6 Hz, NH), 4,86 (1H, d, J = 9,6 Hz, H-3),
7,30 (1H, tt, J = 7,3 e 2,0 Hz, H-4”), 7,43 (2H, td, J = 7,3 e 2,0 Hz, H-3” e H-5”), 7,55
(2H, dt, J = 7,0 e 1,4 Hz, H-2” e H-6”), 7,61-7,67 (1H, m, H-7), 7,61-7,67 (1H, m, H-8),
7,61-7,67 (1H, m, H-9), 8,08 (1H, dt, J = 7,0 e 1,5 Hz, H-6)
RMN de 13C (125,00 MHz, CDCl3): δ 12,4 (CH3), 21,6 (C-2)-CH3), 26,3 (C-2)-CH3),
61,6 (C-3), 80,0 (C-4’), 95,5 (C-2), 115,1 (C-3a), 124,5 (C-2” e C-6”), 126,1 (C-6),
126,8 (C-9a), 127,7 (C-4”), 129,1 (C-3” e C-5”), 130,7 (C-5a), 124,8, 132,1 e 134,1 (C-
7, C-8 e 3-9), 138,3 (C-1”), 142,1 (C-3’), 147,3 (C-5’), 168,9 (C-9b), 174,7 (C-4), 180,3
(C-5)
HRESIMS m/z 478,0758 [M+H]+. (Calcd. for C24H20BrN3O3+ 478,0761)
9.8) Síntese do 3-hidroxi-2,2-dimetil-2,3-di-hidronafto-[1,2-b]-furan-4,5-
diona (140)
Em balão de 125 mL contendo uma solução de 2,2 mmol de nor-lapachol (44)
(500 mg) em 40 mL de clorofórmio seco, sob atmosfera inerte foram adicionados, em
banho de gelo, 4,4 mL (13,2 g, 83,6 mmols) de bromo, após imediata precipitação do
intermediário bromado (62) como um sólido vermelho, adicionou-se uma solução
139
saturada de bissulfito de sódio até descoamento da reação. A agitação foi mantida por
mais 30 min e a mistura foi vertida, agitação vigorosa, num béquer contendo uma
solução de carbonato de sódio. A mistura foi filtrada funil de Büchner e o filtrado foi
extraído com clorofórmio e fase orgânica foi lavada com solução saturada de
bicarbonato de sódio (3 x 50 mL), água destilada (3 x 50 mL), seca com sulfato de sódio
anidro, filtrada e evaporada sob pressão reduzida. A mistura resultante foi purificada em
coluna cromatográfica de silicagel e eluída em gradiente de hexano/acetato de etila.
Sólido laranja com 60% de rendimento.
Ponto de fusão: 180 - 181 oC
IV ν max (cm-1): 3477, 1653, 1615, 1493, 1354, 1222, 1082, 787.
RMN de 1H (500,00 MHz, CDCl3): δ 1,51 (3H, s, (C-2)-CH3), 1,65 (3H, s, (C-2)-
CH3), 5,04 (1H, s, H-3), 7,60 -7,73 (1H, m, H-7), 7,60 -7,73 (1H, m, H-8), 7,60 -7,73
(1H, m, H-9), 8,10 (1H, dt, J = 7,3 e 1,5 Hz, H-6)
RMN de 13C (125,00 MHz, CDCl3): δ 20,1 (C-2)-CH3), 26,2 (C-2)-CH3), 74,7 (C-3),
96,4 (C-2), 117,0 (C-3a), 129,0 (C-6), 127,0 (C-9a), 130,8 (C-5a), 124,7, 132,2 e 134,2
(C-7, C-8 e 3-9), 170,4 (C-9b), 175,7 (C-4), 180,8 (C-5)
HRESIMS m/z 245,0811 [M+H]+. (Calcd. for C14H13O4+ 245,0808)
9.9) Procedimento geral para obtenção dos compostos do tipo (139) e (149) a
(152)
Em um balão de fundo redondo de 50 mL contendo 3g de sulfato de sódio anidro
foi adicionada uma solução de 50 mg (0,2 mmol) do derivado 3-hidroxi-nor-β-
lapachona (140) em 5 mL de clorofórmio seco, sob atmosfera inerte. A mistura foi
resfriada em banho de gelo e adicionou-se 0,01 mL (20 mg, 0,2 mmol) de ácido
metanossulfônico (147) e a mistura foi mantida sob agitação magnética por mais 1 hora.
Em seguida, uma solução de 0,24 mmol do pirazol nucleofílico em 25 mL de
clorofórmio seco foi adicionada à mistura reacional e agitou-se o sistema por mais 1
hora. Após, a mistura foi filtrada e extraída com clorofórmio e a fase orgânica foi lavada
com solução saturada de bicarbonato de sódio (3 x 50 mL), água destilada (3 x 50 mL),
seca com sulfato de sódio anidro, filtrada e evaporada sob pressão reduzida. A mistura
foi purificada em coluna cromatográfica de silicagel e eluída em gradiente de
hexano/acetato de etila.
140
9.9.1) 2,2-dimetil-3-(3-metil-1-fenil-1H-pirazol-5-ilamino)-2,3-di-
hidronafto-[1,2-b]-furan-4,5-diona (139)
O
O
O
HN
N
N
CH3
1
2
33a
45
6 5a
8
7
99a
9b 1'
2'3'
4'
5'1''
2''
3'' 4''
5''
6''
Sólido laranja com 52% de rendimento.
Ponto de fusão: 196-198 oC
IV ν max (cm-1): 1655, 1620, 1589, 1569, 1560, 1532, 1492, 1451, 1411, 1386, 1373,
1220, 1110
RMN de 1H (500,00 MHz, CDCl3): δ 1,60 (3H, s, (C-2)-CH3), 1,65 (3H, s, (C-2)-
CH3), 2,25 (3H, s, CH3), 4,04 (1H, d, J = 5,7 Hz, NH), 4,66 (1H, d, J = 5,7 Hz, H-3),
5,35 (1H, s, H-4’), 7,28 (1H, d, J = 7,5 Hz, H-4”), 7,41 (2H, t, J = 7,5 Hz, H-3” e H-5”),
7,50 (2H, dd, J = 7,5 e 1,3 Hz, H-2” e H-6”), 7,61 -7,71 (1H, m, H-7), 7,61 -7,71 (1H,
m, H-8), 7,61 -7,71 (1H, m, H-9), 8,10 (1H, d, J = 8,0 Hz, H-6)
RMN de 13C (125,00 MHz, CDCl3): δ 13,9 (CH3), 21,4 (C-2)-CH3), 27,8 (C-2)-CH3),
63,7 (C-3), 88,3 (C-4’), 96,3 (C-2), 113,9 (C-3a), 124,4 (C-2” e C-6”), 127,1 (C-9a),
127,3 (C-4”), 129,5 (C-3” e C-5”), 129,5 (C-6), 131,0 (C-5a), 125,1, 132,0 e 134,6 (C-7,
C-8 e C-9), 138,3 (C-1”), 146,9 (C-5’), 149,1 (C-3’), 169,7 (C-9b), 175,3 (C-4), 180,6
(C-5)
HRESIMS m/z 400,1661 [M+H]+. (Calcd. for C24H22N3O3+ 400,1656).
141
9.9.2) 3-(1-(4-bromofenil)-3-fenil-1H-purazol-5-ylamino)-2,2-
dimethyl-2,3-dihydronaphtho[1,2-b]furan-4,5-dione (149)
O
O
O
HN
N N
Br
12
33a
45
5a67
89
9a9b
1' 2'
3'4'
5'
1"2"
3"4"
5"
6"
1'"
2'"3'"
4'"
5'"6'"
Sólido laranja com 35% de rendimento.
Ponto de fusão: 225 – 226 oC
IV ν max (cm-1): 3383, 1619, 1588, 1561, 1490, 1385, 1070
RMN de 1H (500,00 MHz, CDCl3): δ 1,63 (3H, s, (C-2)-CH3), 1,71 (3H, s, (C-2)-
CH3), 4,05 (1H, d, J = 5,7 Hz, NH), 4,77 (1H, d, J = 5,7 Hz, H-3), 5,86 (1H, s, H-4’),
7,25 (1H, t, J = 7,3 Hz, H-4’”), 7,33 (2H, t, J = 7,3 Hz, H-3’” e H-5’”), 7,44 (2H, d, J =
8,8 Hz, H-2” e H-6”), 7,51 (2H, d, J = 8,8 Hz, H-3” e H-5”), 7,73 (2H, d, J = 7,3 Hz, H-
2’” e H-6’”), 7,66 – 7,57 (1H, m, H-7), 7,66 – 7,57 (1H, m, H-8), 7,66 – 7,57 (1H, m,
H-9), 8,06 (1H, d, J = 7.3 Hz, H-6)
RMN de 13C (125,00 MHz, CDCl3): δ 21,6 (C-2)-CH3), 28,0 (C-2)-CH3), 63,9 (C-3),
86,2 (C-4’), 96,3 (C-2), 113,8 (C-3a), 121,4 (C-4”),125,6 (C-2” e C-6”), 126,3 (C-2’” e
C-6’”), 127,0 (C-9a), 128,0 (C-3’” e C-5’”), 128,5 (C-3” e C-5”), 129,7 (C-6), 131,2 (C-
5a), 133,1 (C-1”), 125,2, 132,8 e 134,7 (C-7, C-8 e C-9), 137,4 (C-1’”), 147,5 (C-5’),
151,8 (C-3’), 169,9 (C-9b), 175,5 (C-4), 180,6 (C-5)
HRESIMS m/z 540,0926 [M+H]+. (Calcd. for C29H23BrN3O3+ 540,0917)
142
9.9.3) 3-(1,3-difenil-1H-pirazol-5-ilamino)-2,2-dimetil-2,3-di-
hidronafto-[1,2-b]-furan-4,5-diona (150)
O
O
O
HN
N N1
2
33a
45
5a67
89
9a9b
1' 2'
3'4'
5'
1"2"
3"4"
5"
6"
1'"
2'"3'"
4'"
5'"6'"
Sólido laranja com 37% de rendimento.
Ponto de fusão: 202-203 oC
IV ν max (cm-1): 1653, 1617, 1590, 1561, 1516, 1494, 1455, 1401, 1384, 1082, 725, 691
RMN de 1H (500,00 MHz, CDCl3): δ 1,63 (3H, s, (C-2)-CH3), 1,70 (3H, s, (C-2)-
CH3), 4,12 (1H, d, J = 5,8 Hz, NH), 4,78 (1H, d, J = 5,8 Hz, H-3), 5,85 (1H, s, H-4’),
7,29 – 7,34 (2H, m, H-4” e H-4’”), 7,38 (2H, t, J = 7,8 Hz, H-3’” e H-5’”), 7,46 (2H, t, J
= 7,3 Hz, H-3” e H-5”), 7,60 (2H, d, J = 7,3 Hz, H-2” e H-6”), 7,81 (2H, d, J = 6,8 Hz,
H-2’” e H-6’”), 7,72 – 7,59 (1H, m, H-7), 7,72 – 7,59 (1H, m, H-8), 7,72 – 7,59 (1H, m,
H-9), 8,11 (1H, d, J = 6,8 Hz, H-6)
RMN de 13C (125,00 MHz, CDCl3): δ 21,6 (C-2)-CH3), 28,0 (C-2)-CH3), 63,8 (C-3),
85,7 (C-4’), 96,4 (C-2), 114,0 (C-3a), 125,1 (C-2” e C-6”), 125.6 (C-3’” e C-5’”), 127,1
(C-9a), 127,8 (C-4” e C-4’”), 128,4 (C-3” e C-5”), 129,6 (C-2’” e C-6’”), 129,7 (C-6),
131,2 (C-5a), 124,8, 132,7 e 134,6 (C-7, C-8 e C-9), 133,4 (C-1”), 138,3 (C-1’”), 147,5
(C-5’), 151,4 (C-3’), 169,7 (C-9b), 175,4 (C-4), 180,6 (C-5)
HRESIMS m/z 462,1810 [M+H]+. (Calcd. for C29H24N3O3+
462,1812)
143
9.9.4) 3-(3-(4-metoxifenil)-1-fenil-1H-pirazol-5-ilamino)-2,2-dimetil-
2,3-di-hidronafto-[1,2-b]-furan-4,5-diona (151)
O
O
O
HN
N N1
2
33a
45
5a67
89
9a9b
1' 2'
3'4'
5'
1"2"
3"4"
5"
6"
1'"
2'"3'"
4'"
5'"6'"
OCH3
Sólido laranja com 29% de rendimento.
Ponto de fusão: 230-232 oC
IV ν max (cm-1): 3409, 3311, 1613, 1563, 1529, 1502, 1458, 1440, 1412, 1374, 1248,
1149, 1112, 1081, 1051, 1025, 996, 889, 772
RMN de 1H (500,00 MHz, CDCl3): δ 1,25 (3H, s, (C-2)-CH3), 1,70 (3H, s, (C-2)-
CH3), 3,83 (3H, s, OCH3), 4,11 (1H, d, J = 5,8 Hz, NH), 4,77 (1H, d, J = 5,8 Hz, H-3),
5,91 (1H, s, H-4’), 6,92 (2H, dd, J = 9,3 e 2,4 Hz, H-3’” e 5’”), 7,31 – 7,37 (1H, m, H-
4”), 7,44 – 7,50 (2H, m, H-3” e H-5”), 7,63 (2H, d, J = 7,3 Hz, H-2” e H-6”), 7,75 (2H,
dd, J = 9,2 e 2,4 Hz, H-2’” e H-6’”), 7,59 (1H, d, J = 7,8 Hz, H-7), 7,65 – 7,72 (2H, m,
H-8 e H-9), 8,11 (1H, d, J = 7,8 Hz, H-6)
RMN de 13C (125,00 MHz, CDCl3): δ 21,5 (CH3), 27,9 (C-2)-CH3), 55,2 OCH3), 63,7
(C-3), 85,3 (C-4’), 96,3 (C-2), 113,9 (C-3a), 124,0 (C-2” e C-6”), 126,8 (C-2’” e C-6’”),
127,0 (C-9a), 127,6 (C-4”), 129,3 (C-6), 129,5 (C-3” e C-5”), 129,6 (C-3’” e C-5’”),
131,1 (C-5a), 124,7, 132,6 e 134,5 (C-7, C-8 e C-9), 138,2 (C-1’”), 145,7 (C-4’”), 147,3
(C-5’), 151,1 (C-3’), 159,4 (C-1”), 169,7 (C-9b), 175,3 (C-4), 180,6 (C-5)
HRESIMS m/z 492,1925 [M+H]+. (Calcd. for C30H26N3O4+ 492,1918)
144
9.9.4) 2,2-dimetil-3-(1-fenil-3-p-tolil-1H-pirazol-5-ilamino)-2,3-di-
hidronafto-[1,2-b]-furan-4,5-diona (152)
O
O
O
HN
N N1
2
33a
45
5a67
89
9a9b
1' 2'
3'4'
5'
1"2"
3"4"
5"
6"
1'"
2'"3'"
4'"
5'"6'"
CH3
Sólido laranja com 35% de rendimento.
Ponto de fusão: 235-236 oC
IV ν max (cm-1): 1725, 1651, 1618, 1589, 1561, 1495, 1412, 1253, 1232, 1219, 1112
RMN de 1H (500,00 MHz, CDCl3): δ 1,63 (3H, s, (C-2)-CH3), 1,70 (3H, s, (C-2)-
CH3), 2,37 (3H, s, CH3), 4,10 (1H, d, J = 5,8 Hz, NH), 4,77 (1H, d, J = 5,8 Hz, H-3),
5,82 (1H, s, H-4’), 7,19 (2H, d, J = 7,8 Hz, H-3” e H-5”), 7,32 (1H, tt, J = 8,4 e 2,1 Hz,
H-4”), 7,46 (2H, td, J = 8,4 e 1,5 Hz, H-2” e H-6”), 7,60 (2H, d, J = 7,8 Hz, H-3’” e H-
5’”), 7,71 (2H, d, J = 7,8 Hz, H-2’” e H-6’”), 7,69 – 7,63 (1H, m, H-7), 7,69 – 7,63 (1H,
m, H-8), 7,69 – 7,63 (1H, m, H-9), 8,11 (1H, dd, J = 7,9 e 1,5 Hz, H-6)
RMN de 13C (125,00 MHz, CDCl3): δ 21,4 (CH3), 21,4 (C-2)-CH3), 27,9 (C-2)-CH3),
63,4 (C-3), 85,5 (C-4’), 96,2 (C-2), 113,9 (C-3a), 124,0 (C-2” e C-6”), 125,4 (C-2’” e
C-6’”), 126,9 (C-9a), 127,6 (C-4”), 129,0 (C-3” e C-5”), 129,3 (C-6), 129,5 (C-3’” e C-
5’”), 130,4 (C-5a), 124,7, 132,3 e 134,5 (C-7, C-8 e C-9), 137,4 (C-1”), 138,2 (C-1’”),
147,3 (C-5’), 151,3 (C-3’), 169,7 (C-9b), 175,2 (C-4), 180,5 (C-5)
HRESIMS m/z 476,1958 [M+H]+. (Calcd. for C30H26N3O3+ 476,1969).
ANEXO I
ESPECTROS DOS COMPOSTOS SINTETIZADOS
RMN 1H do composto (44)
RMN 13C – APT do composto (44)
INFRAVERMELHO (44)
RMN 1H do composto (118)
RMN 13C – APT do composto (118)
INFRAVERMELHO (118)
HRESIMS (118)
RMN 1H do composto (119)
RMN 13C – APT do composto (119)
INFRAVERMELHO (119)
RMN 1H do composto (120)
RMN 13C – APT do composto (120)
INFRAVERMELHO (120)
HRESIMS (120)
HELVECIO
m/z100 150 200 250 300 350 400 450 500 550 600 650 700 750 800 850 900 950 1000
%
0
100 379.1017
378.8316231.3847113.9050 219.1110 284.4242294.5294
380.1292
381.1528
381.2976791.7106420.3308 633.8182544.2121459.5947483.0253 596.0776 661.3163 777.4572752.9030 899.7689838.4798 966.4662922.2713 982.3529
RMN 1H do composto (121)
RMN 13C – APT do composto (121)
INFRAVERMELHO (121)
HRESIMS (121)
RMN 1H do composto (124)
RMN 13C – APT do composto (124)
INFRAVERMELHO (124)
RMN 1H do composto (125)
RMN 13C – APT do composto (125)
INFRAVERMELHO (125)
RMN 1H do composto (126)
RMN 13C – APT do composto (126)
INFRAVERMELHO (126)
RMN 1H do composto (135)
RMN 13C – APT do composto (135)
INFRAVERMELHO (135)
HRESIMS (135)
HELVECIO
m/z100 150 200 250 300 350 400 450 500 550 600 650 700 750 800 850 900 950 1000
%
0
100 555.9671
553.9733
553.7496437.5372422.5695375.5536280.6371207.591392.2318 155.8555 226.5154 361.5332331.6046 508.0840480.5406
557.9661
558.9706
559.9718610.7740 642.3655 902.5668656.3042 892.5848797.5529682.9389 849.6207 948.4044 967.3392
RMN 1H do composto (136)
RMN 13C – APT do composto (136)
INFRAVERMELHO (136)
HRESIMS (136)
HELVECIO
m/z100 150 200 250 300 350 400 450 500 550 600 650 700 750 800 850 900 950 1000
%
0
100 557.9824
555.9854 559.9828
560.9863
RMN 1H do composto (137)
Continuação - RMN 1H do composto (137)
RMN 13C – APT do composto (137)
INFRAVERMELHO (137)
RMN 1H do composto (138)
RMN 13C – APT do composto (138)
INFRAVERMELHO (138)
HRESIMS (138)
RMN 1H do composto (139)
RMN 13C – APT do composto (139)
INFRAVERMELHO (139)
HRESIMS (139)
RMN 1H do composto (140)
RMN 13C – APT do composto (140)
INFRAVERMELHO (140)
HRESIMS (140)
RMN 1H do composto (149)
RMN 13C – APT do composto (149)
INFRAVERMELHO (149)
HRESIMS (149)
RMN 1H do composto (150)
RMN 13C – APT do composto (150)
INFRAVERMELHO (150)
HRESIMS (150)
RMN 1H do composto (151)
Continuação - RMN 1H do composto (151)
RMN 13C – APT do composto (151)
INFRAVERMELHO (151)
HRESIMS (151)
RMN 1H do composto (152)
RMN 13C – APT do composto (152)
INFRAVERMELHO (152)
HRESIMS (152)
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