UNIVERSIDADE FEDERAL DE GOIÁS

ESCOLA DE VETERINÁRIA E ZOOTECNIA

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIA ANIMAL

Disciplina: SEMINÁRIOS APLICADOS

Campylobacter spp: RESPOSTA IMUNE NA INFECÇÃO HUMANA E

SÍNDROME DE GUILLAIN-BARRÉ

Adriano Queiroz de Mesquita

Orientadora: Prof. Dr. Ana Paula Junqueira Kipnis

GOIÂNIA 2011

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ADRIANO QUEIROZ DE MESQUITA

Campylobacter spp: RESPOSTA IMUNE NA INFECÇÃO HUMANA E

SÍNDROME DE GUILLAIN-BARRÉ

Seminário apresentado junto à

Disciplina Seminários Aplicados do

Programa de Pós-Graduação em

Ciência Animal da Escola de Veterinária e Zootecnia

da Universidade Federal de Goiás

Nível: Doutorado

Área de Concentração Sanidade animal, higiene e tecnologia de Alimentos

Linha de Pesquisa: Higiene, ciência, tecnologia e inspeção de alimentos

Orientadora: Prof. Dr. Ana Paula Junqueira Kipnis IPTSP/UFG Comitê de Orientação: Prof. Dr. Maria Auxiliadora Andrade – EVZ/UFG

Prof. Dr. Cíntia Silva Minafra e Rezende – EVZ/UFG

GOIÂNIA

2011

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SUMÁRIO

1. INTRODUÇÃO ............................................................................................... 1

2. REVISÃO DE LITERATURA .......................................................................... 5

2.1 Aspectos morfológicos e epidemiológicos de Campylobacter spp ........... 5

2.2 Patogenia e resposta imune a Campylobacter spp .................................. 8

2.2.1 Resposta imune humoral ..................................................................... 13

2.3 Síndrome de Guillan Barré ..................................................................... 14

3. CONSIDERAÇÕES FINAIS ......................................................................... 16

REFERÊNCIAS ................................................................................................ 17

iv

LISTA DE FIGURAS

FIGURA 1 – Microscopia eletrônica de Campylobacter spp............................... 5

FIGURA 2 – Principais fontes de infecção humana por Campylobacter spp .... 6

FIGURA 3 – Sistema de glicosilação O-linked em C. jejuni. CMP – citosina

monofosfato; S/T-Serina/Treonina; UDP – Uridina difosfato ............................ 10

FIGURA 4 – Foto microscopia eletrônica da invasão celular por Campylobacter

jejuni ................................................................................................................. 11

FIGURA 5 – Absorção e atividade da toxina de distensão citoletal .................. 12

FIGURA 6 – Cronologia e intensidade da resposta imune na síndrome de

Guillain-Barré. .................................................................................................. 15

1. INTRODUÇÃO

A produção de carne no Brasil é tema de destaque no mercado

internacional. Entre suas vertentes, a produção de carne avícola registra

recordes anuais para o mercado interno e externo. No ano de 2010, o volume

em exportações de carne de frango, peru, pato, ganso, outras aves e material

genético, somou 4, 024 milhões de toneladas, com uma receita cambial de US$

7,392 bilhões. Ainda neste ano, no que se refere apenas à carne de frango, o

volume em exportações totalizou 3, 819 milhões de toneladas. Com esses

resultados, o Brasil permanece na posição conquistada no ano de 2004 de

maior exportador mundial de carne de frango (UBABEF, 2010).

Em conformidade com dados divulgados pelo Departamento de

Agricultura dos Estados Unidos (USDA, 2011), o Brasil ocupa o 3º lugar entre

os maiores países produtores de carne de frango com produção de 12.230

milhões de toneladas em 2010. Este volume revela um crescimento de 11,38%

em relação ao ano de 2009, com um consumo per capita de aproximadamente

44 quilos/ano.

Com o mercado de carne avícola em expansão, aumentam as

exigências dos países importadores quanto aos padrões de identidade e

qualidade dos produtos industrializados. Sob este ponto de vista, o Ministério

da Agricultura, Pecuária e Abastecimento (MAPA) instituiu em 6 de Outubro de

2003, a Instrução Normativa nº 70, que regulamenta o Programa de Redução

de Patógenos (PRP). Esta medida de controle visa monitorar a contaminação

de carcaças de frango e perus por Salmonella spp, auxiliando na análise de

risco microbiológico para aumentar a garantia de inocuidade dos produtos

avícolas no mercado interno e externo (BRASIL, 2003). Estudo sobre a

pesquisa de Salmonella spp, realizado em 128.293 amostras colhidas por

fiscais federal agropecuários e/ou agentes de inspeção, no período de outubro

de 2003 a julho de 2008, revelou que 6,06% foram positivas, evidenciando

baixa prevalência deste patógeno no Brasil, semelhante à dos Estados Unidos

(7,3%) e Alemanha (8,51%) (BRASIL, 2010).

2

Apesar do sucesso do PRP na redução da prevalência de Salmonella

spp em carcaças de aves e perus, as medidas higiênico-sanitárias de controle

estabelecidas não são efetivas no controle de Campylobacter spp. Hue et al

(2011), realizaram estudo sobre a prevalência de Campylobacter spp e

Salmonella spp em ceco e carcaça de aves em abatedouros na França.

Enquanto a prevalência de Salmonella spp em carcaça de aves foi de 7,5%, a

de Campylobacter spp chegou a 87,5%. Ainda neste estudo, foi observada

correlação positiva (r=0.59) entre Campylobacter spp isolados de ceco e de

carcaças (p<0.001), demonstrando que a prevalência em carcaças é maior que

no ceco e sugerindo contaminação cruzada durante o processo de abate. No

Reino Unido, Estados Unidos e Holanda, mais de 80% dos cortes de frango

estão contaminados com Campylobacter spp com contagens acima de10³

UFC/cm² (JACOBS-REITSMA et al., 1995; CASON et al., 1997; CORRY &

ATABAY, 2001;)

Do ponto de vista econômico e epidemiológico, nos países europeus a

incidência de campilobacteriose foi em média 60 casos para cada 100.000

habitantes, com um custo anual de 30 milhões de euros (DUFF et al., 2003).

Em 2007, foram confirmados 200.507 casos de campylobacteriose na Europa,

correspondendo a uma incidência de 45,2 casos para cada 100.000 habitantes

(HENRY et al., 2011). No entanto, a incidência variou muito entre os países e

provavelmente esteja associada a deficiências nos programas de vigilância

epidemiológica para notificação de surtos (TABELA 1) (JANSSEN et al., 2008)

3

TABELA 1 – Número de casos de campilobacteriose humana confirmados e

incidência na Europa em 2005 (EFSA, 2006, adaptado).

País Nº de casos

confirmados

N° de casos confirmados/100.000

habitantes

República Tcheca 30.268 302,7

Reino Unido 52.686 88,5

Hungria 8.288 82,1

Finlândia 4.002 76,4

Alemanha 62.114 75,3

Letônia 0 0

Eslovênia 0 0

Polônia 47 0,1

Espanha 5.513 12,8

A Nova Zelândia foi o país que apresentou a maior incidência de

campilobacteriose em 2005, com 396 casos para cada 100.000 habitantes. Em

2006 foram reportados 400 casos, o mais alto índice nacional (BAKER et al.,

2006).

Nos Estados Unidos, o gênero Campylobacter foi considerado o

principal patógeno incriminado em enterites bacterianas, com incidência

estimada em 2,4 milhões de casos por ano (MEAD et al., 1999). No entanto,

como a manifestação clínica é auto-limitante, a incidência verdadeira

provavelmente é de 8 a 30 vezes maior do que o número de casos estimados

(VAN PELT et al., 2003). Estima-se ainda, que 15% dos casos de gastrenterite

humana sejam causados por Campylobacter jejuni (ALLOS, 2001) e que o

4

patógeno esteja associado a casos de diarréia em crianças de 1 a 6 meses de

vida (MARTIN et al., 1989).

Além dos poucos registros sobre a incidência de campylobacteriose,

pouco se sabe sobre o índice de mortalidade. No ano de 2005, na Holanda,

população com aproximadamente 16 milhões de pessoas, 25 morreram como

conseqüência de infecção por Campylobacter spp (KEMMEREN et al., 2005).

Apesar da baixa taxa de mortalidade, nos Estados Unidos 17% das

hospitalizações por infecções de origem alimentar tinham como origem

contaminação por Campylobacter spp (MEAD et al.,1999).

O ponto-chave para diminuir os surtos de Campylobacter spp é investir

no estudo dos mecanismos de virulência do patógeno e resposta dos

hospedeiros, pois, provavelmente, diferem de outros patógenos (INGMER,

2011).

Considerando a importância do tema, buscou-se com a presente

revisão atualizar os conhecimentos sobre a patogenia e a resposta imune na

infecção por Campylobacter spp, bem como o desenvolvimento da síndrome de

Guillain-Barré.

5

2. REVISÃO DE LITERATURA

2.1 Aspectos morfológicos e epidemiológicos de Campylobacter spp

O gênero Campylobacter pertence à ordem Campylobacteriales, classe

das proteobactérias, e é composto por aproximadamente 21 espécies, das

quais as termofílicas (C. jejuni, C. coli, C. fetus e C. lari) são comumente

incriminadas em surtos de gastrenterite no mundo (HENRY et al 2011). São

bastonetes Gram negativos finos, microaerófilos, encurvados em espiral

(MIHALJEVIC et al., 2007) e possuem um único flagelo polar em uma ou

ambas as extremidades da célula (MILLER & MANDRELL, 2005) (Figura 1).

FIGURA 1 – Microscopia eletrônica de Campylobacter spp.

Fonte: http://bactiman63.blogspot.com/2010/10/watching-his-

back-campylobacters.html

Comparados a outros patógenos veiculados por alimentos, possuem

capacidade limitada de crescimento no ambiente, visto que não metabolizam

açúcares devido à ausência da enzima glicolítica fosfofrutoquinase. Como fonte

primária de energia utilizam produtos intermediários do ciclo do ácido cítrico

(ciclo de Krebs) ou aminoácidos e cetoácidos do hospedeiro ou microbiota

intestinal. Crescem em temperatura de 37 a 42ºC em condições atmosféricas

de 5 a 7% de oxigênio e 10% de dióxido de carbono (BHAVSAR & KAPADNIS,

6

2007). Apresentam genoma pequeno (1.6-2.0 megabases) com

aproximadamente 30% de GC e podem estabelecer associações longas com

seus hospedeiros, em alguns casos cursando com sintomatologia clínica

(YOUNG et al., 2007).

Apesar de não se multiplicar em temperatura de refrigeração (PARK,

2002), vários estudos demonstram a capacidade de esses microrganismos

sobreviverem em carne e em pele de frango estocadas a 4ºC e a -20ºC por até

10 dias (DAVIS & CONNER, 2007; EL-SHIBINY et al., 2009). Com isso, estes

microrganismos representam perigo à saúde dos consumidores, já que a

ingestão de 500-800 células é suficiente para causar infecção (BLACK et al.,

1988).

Mais de 90% dos casos de campilobacteriose humana são causados

pelas espécies C. jejuni e C. coli, as quais estão amplamente distribuídas no

meio-ambiente, aves selvagens e domésticas e a maioria dos mamíferos

(Figura 2) (DASTI et al., 2010).

FIGURA 2 – Principais fontes de infecção humana

por Campylobacter spp (DASTI et al., 2010,

Adaptado).

Estudos de avaliação do risco de contaminação de frangos por

Campylobacter spp indicam vários pontos críticos que podem estar

7

relacionados à disseminação do microrganismo em granjas, tendo como

principais fatores a água, equipamentos de proteção individual humana como

botas, mãos e utensílios, presença de roedores, insetos e até mesmo outros

animais. A transmissão vertical e a horizontal são raras e, como o

microrganismo necessita de um hospedeiro para multiplicar, as contaminações

ambientais normalmente resultam de contaminações fecais (WASSENAAR,

2011).

As aves expostas a Campylobacter spp, têm o ceco colonizado, onde

as bactérias se multiplicam devido à similaridade da temperatura com a ótima

de crescimento. Esses hospedeiros não sofrem qualquer alteração decorrente

da colonização intestinal, embora ocasionalmente essas bactérias possam ser

identificadas no fígado e no trato reprodutivo (COX et al., 2009; ALTER et al.,

2011). Durante sua vida curta, de aproximadamente 47 dias, frangos de corte

contaminados não eliminam a infecção por Campylobacter spp, apesar de

produzirem anticorpos circulantes. GENIGEORGIS et al., (1986) relataram que

aves com idade avançada podem apresentar resposta imune humoral sem

colonização, sugerindo associação com eliminação da infecção.

Naturalmente, aves de um mesmo lote se contaminam com uma ou

algumas cepas de microrganismos. No entanto, com a diversidade de fontes de

contaminação por Campylobacter spp, ocorre extensa variação genética inter e

intra lotes. Mesmo que todos os lotes sejam portadores das mesmas cepas,

estes microrganismos podem sofrer variações genéticas particulares deste

gênero por dois mecanismos principais provenientes de erros de replicação do

DNA. O primeiro é proveniente de erros de polimerização em cadeias

homopoliméricas poli-G presente em vários genes conservados do gênero

Campylobacter spp, particularmente nos codificadores de enzimas transferase

e componentes da parede bacteriana. O segundo mecanismo de variação

genética também é resultado de erros de replicação. A DNA polimerase de

Campylobacter spp pode cometer erros, mesmo em regiões não-

homopoliméricas, em uma taxa de 1.9x10-6 por quilobase, o que levaria a

aproximadamente 3 mutações a cada 1000 células. Em um sistema de

produção de 10.000 aves que podem portar 108 células cada, teríamos

aproximadamente 3x105 mutações (WASSENAAR, 2011). Essas variações

nos componentes da superfície bacteriana podem ser consideradas uma

8

estratégia de evasão para o sistema imune e virulência (KARLYSHEV et al.,

2002).

Outra particularidade, é a possibilidade de apresentar respostas a

condições aeróbias e ácidas (MURPHY et al., 2003), onde o microrganismo

pode desencadear um mecanismo de conversão para formas viáveis mas não

cultiváveis, nas quais as células mantém atividade metabólica mas não podem

ser identificadas pelos métodos tradicionais (CHAVEERACH et al., 2003).

KONKEL et al., (1998) identificaram 24 proteínas de choque térmico que são

imediatamente sintetizadas após exposição à temperaturas acima da faixa

ideal de multiplicação (37-42ºC) e abaixo de 4ºC, demonstrando sua

capacidade de sobreviver e se adaptar a condições adversas.

Entre os principais hospedeiros de Campylobacter spp, as aves são o

veículo de transmissão mais importante em casos de consumo de carne e

derivados crus ou mal cozidos. WILSON et al., (2008), relacionaram ainda

outras fontes de infecção como carne bovina, ovinos, animais de companhia e,

principalmente, água e leite cru, sendo os últimos os responsáveis por surtos

de campilobacteriose. Sabe-se que a infecção horizontal pode ocorrer entre

humanos, mas não é de relevância epidemiológica (FRIEDMAN et al., 2000).

2.2 Patogenia e resposta imune a Campylobacter spp

Uma vez que um ser humano é exposto por via oral a Campylobacter,

esses microrganismos passam pelo ambiente ácido do estômago onde grande

parte das células ingeridas pode ser destruída, dependendo da capacidade de

tamponamento do alimento ingerido. Parte das células pode sobreviver devido

à ação de bombas de efluxo, especificamente das relacionadas à família de

resistência nodulação divisão celular (RND), que limitam a acumulação de

vários componentes tóxicos celulares, prevenindo a letalidade (MOZINA et al.,

2011). As bombas de efluxo continuam a atuar durante a migração pelo

intestino delgado decorrente da presença de sais biliares como o deoxicolato

de sódio, que estimulam a produção de antígenos de invasão de

Campylobacter (CiaA-H) (RIVERA-AMILL et al.,2001). Outros fatores de

ligação e adesão que mediarão o primeiro contato entre Campylobacter spp e

9

as células intestinais incluem: 1) Proteína de ligação à fibronectina (CadF); 2)

Adesina auto-transportadora (CapA); 3)Proteína de ligação periplasmática

(PEB1), com afinidade por aspartato e glutamato; e 4) Lipoproteína de

superfície (JlpA) com afinidade a proteínas de choque térmico Hsp90α (JIN et

al.,2003).

A variabilidade na sintomatologia clínica nos casos de enterites por

Campylobacter spp e a falta de correlação direta com a virulência da cepa

indicam o papel crucial da resposta imune do hospedeiro para determinar a

gravidade da doença. Neste sentido, o epitélio do intestino não só constitui uma

barreira física fundamental para proteger a mucosa subjacente a agentes

externos, mas também participa ativamente na detecção de sinalizadores

microbianos e conseqüente resposta imune inata pela produção de

quimiocinas, citocinas e peptídeos antimicrobianos (ECKMANN, 2005).

Os peptídeos antimicrobianos possuem função quimiotática

concomitante e, no caso de infecção por C. jejuni, dois grupos principais atuam

na linha de defesa do sistema imune inato: (I) as β-defensinas, que

representam a família mais importante no controle da infecção por proporcionar

efeito bactericida celular em até 30 minutos após a exposição (ZILBAUER et

al., 2007), e (II) as catelicidinas, produzidas por neutrófilos que atuam tanto no

espaço vascular quanto nos tecidos e possuem efeito antimicrobiano seletivo

contra bactérias Gram negativas, por afinidade ao lipídeo A do LPS e ao

lipooligosacarídeo (WEISS et al., 2003).

No intestino, os receptores do tipo Toll-like (TLR) têm a capacidade de

reconhecer uma variedade de padrões moleculares associados à patógenos

(PAMPs) como a flagelina (TLR-5). No entanto, devido à presença de um

sistema de glicosilação O-linked em Campylobacter spp, há uma modificação

nos resíduos de treonina ou serina da proteína flagelar, e este estímulo não

acontece (WATSON & GALAN, 2005) (Figura 3)

10

FIGURA 3 – Sistema de glicosilação O-linked em C. jejuni.

CMP – citosina monofosfato; S/T-Serina/Treonina; UDP –

Uridina difosfato

Fonte: YOUNG et al., 2007.

A adesão celular ocorre devido a particularidades do gênero

Campylobacter spp de evasão do sistema imune inato. Como exemplo,

MCNALLY et al., 2005 e MCNALLY et al., 2006 determinaram a estrutura

capsular de isolados de C. jejuni. Em relação a cepa padrão 11168, o isolado

RM 1221 continha dois açucares dificilmente encontrados em polissacarídeos

bacterianos, o 6-deoxi-d-manano-heptose e o d-xilose, o que pode estar

associado à maior capacidade de evasão do sistema imune. Algumas cepas

podem ainda, conter cápsulas com constituintes semelhantes ao ácido teicóico

e ao ácido hialurônico Essa diversidade da estrutura capsular está associada a

múltiplos mecanismos de variação de fase, um sinalizador que estimula a

expressão de um gene ou de um óperon (YOUNG et al., 2007).

A partir da evasão dos sistemas de imunidade inata e conseqüente

adesão celular às células intestinais, supõe-se que microrganismos do gênero

Campylobacter utilizem mecanismos de secreção de proteínas via aparelho

flagelar para exportar CiaB e outras proteínas de invasão celular (YOUNG et

al., 2007) que irão subverter os processos da célula hospedeira. Além da

função de ligação à fibronectina, a proteína CadF desencadeia processos de

sinalização que levam a ativação de GTPases Rac1 e Cdc 42 que induzem sua

internalização (Figura 4) (KRAUSE-GRUSZCZYNSKAE et al., 2007).

11

FIGURA 4 – Foto microscopia eletrônica da

invasão celular por Campylobacter jejuni

Fonte: KRAUSE-GRUSZCZYNSKAE et al.,

2007

A partir da invasão das células epiteliais, a resposta imune inata a

Campylobacter pode ser parcialmente estimulada por proteínas citoplasmáticas

com domínio de ligação a nucleotídeos e oligomerização (NOD1), que por sua

vez sinalizam a liberação de fator nuclear κB (fator de transcrição) que

estimulam a expressão gênica de citocinas inflamatórias no núcleo celular

(ZILBAUER et al., 2007). Este fator de transcrição, também é ativado no

momento de interação da lipoproteína de superfície (JlpA) com as proteínas de

choque térmico Hsp90α, dispostas nas células epiteliais do intestino (JIN et al.,

2003).

A manifestação clínica da doença pode variar dependendo da

virulência da cepa infectante e do estado imune do hospedeiro (ZILBAUER et

al., 2008). A maioria dos casos de campilobacteriose cursa com náuseas,

dores abdominais, diarréia aquosa transitória e fadiga, sendo que o período de

incubação que precede o desenvolvimento de diarréia é de 2 a 5 dias e,

embora a doença seja autolimitante, os sintomas podem durar até duas

semanas (YOUNG et al., 2007).

Como a enterite causada por Campylobacter spp pode apresentar uma

diarréia transitória que progride para uma diarréia sanguinolenta, toxinas

bacterianas possivelmente desempenham um papel central nesta doença

12

(DASTI et al., 2010). No entanto, até o momento, apenas uma toxina de

distensão citoletal (CDT) foi identificada. É produzida por espécies como: C.

jejuni, C. lari, C. coli, C. fetus e C. upsaliensis (JOHNSON & LIOR, 1988). São

toxinas do tipo AB2 que consistem em um complexo heterotrimérico de três

proteínas (CdtA, CdtB e CdtC) na proporção molar de 1:1:1 (FRISK et al.,

2001). Sabe-se que CdtA e CdtC são necessárias para ligação com a célula

hospedeira, enquanto CdtB é a fração ativa do complexo CdtABC (PICKETT &

WHITEHOUSE, 1999) que é injetada na célula. As porções CdtA e CdtC

permanecem na membrana da célula, enquanto CdtB é translocado para o

citoplasma da célula epitelial e transportado via complexo de Golgi para o

retículo endoplasmático e, deste, ao núcleo, via mecanismo de transporte

retrógrado (HEYWOOD et al.,2005) (Figura 5).

FIGURA 5 – Absorção e atividade da toxina

de distensão citoletal

Fonte: YOUNG et al., 2007 (adaptado).

Por sua vez, a porção CdtB demonstra atividade similar à enzima

DNAse I e realiza parada no ciclo de multiplicação celular na fase G2/M,

bloqueando a proteína reguladora central da mitose CDC2 quinase e

resultando em distensão celular e morte imediata (PICKETT &

13

WHITEHOUSE,1999). Neste sentido, a presença de CDT leva a produção de

interleucina 8 (IL-8), que sinaliza a liberação de NF-κB e recruta células

dendríticas, macrófagos e neutrófilos ao local da infecção, induzindo

inflamação no intestino (HICKEY et al., 1999).

Apesar de a doença ser auto-limitante, algumas cepas de

Campylobacter jejuni, têm sido relacionadas ao desenvolvimento da Síndrome

de Guillain-Barré, uma polineuropatia aguda de origem auto-imune,

caracterizada por paralisia ascendente (FRIEDMAN et al., 2000) que ocorre em

1 a cada 3000 infecções (RUTS et al., 2010).

2.2.1 Resposta imune humoral

A maioria das pessoas infectadas com Campylobacter desenvolve

resposta humoral a uma série de antígenos. BLACK et al (1992),

demonstraram as especificidades e cinética da resposta imune durante a

infecção de primatas e voluntários humanos, sendo que em humanos,

anticorpos circulantes são detectados de 6 a 7 dias após a infecção e

aumentam rapidamente em curto período de tempo. Imunoglobulinas séricas

específicas IgA têm pico de 7 a 10 dias após o início dos sintomas, enquanto

IgG após 3 a 4 semanas. Os níveis séricos de IgA diminuem rapidamente após

o início da doença, enquanto que os níveis de IgM e IgG permanecem

elevados por um longo período de tempo. Estima-se ainda, que os anticorpos

contra Campylobacter spp promovam aglutinação e ativação do sistema

complemento, possuem atividade bactericida e são responsáveis por

opsonização do agente promovendo fagocitose (BLASER et al., 1988).

Atualmente, não existe vacina disponível no mercado, contra a

campilobacteriose. No entanto, vários estudos estão sendo desenvolvidos no

sentido de produzir vacinas vivas atenuadas, vacinas baseadas em bactérias

mortas com ou sem adjuvantes de mucosa, vacinas de subunidades

juntamente com adjuvantes, vacinas de cepas de Salmonella atenuadas que

expressam proteínas imunogênicas de Campylobacter spp. Um detalhe que

deve ser observado, é que as preparações de vacina devem ser baseadas em

cepas que não induzam a síndrome de Guillain-Barré (JANSSEN et al., 2008).

14

2.3 Síndrome de Guillan Barré

A síndrome de Guillain-Barré é caracterizada pelo desenvolvimento de

polineuropatia aguda periférica com curso monofásico que não responde ao

uso de corticoesteróides, conseqüente de uma doença auto-imune atípica

contra tecidos do hospedeiro. Nos Estados Unidos, a síndrome tem uma

incidência estimada de 2 por 100.000 pessoas e os sintomas mais freqüentes

são: paralisia ascendente e hiporeflexia ou areflexia. Em alguns casos pode

ocorrer paralisia dos músculos associados aos mecanismos de respiração,

apresentando taxa de mortalidade de 2,7% (ALSHEKHLEE et al., 2008).

Alguns casos, estão associados a antecedentes de infecções

gastrintestinais, principalmente relacionadas a espécie Campylobacter jejuni

(HARDY et al., 2011) portadora de genes sialiltransferase (cst-II) (YUKI &

KOGA, 2006). Este patógeno possui como particularidade do gênero, lipo-

oligossacarídeo (LOS) na membrana externa formado por um lipídeo “A” ligado

a um polissacarídeo, sem o polissacarídeo O-específico naturalmente presente

em outras bactérias Gram negativas (YOUNG et al., 2007). Esta estrutura, é

semelhante aos gangliosídeos GM1 humanos e GD1a presentes em axônios

do nervo periférico, o que leva a uma reação cruzada de anticorpos do tipo

IgG1 e IgG3 (SHAMSHIEV et al., 2000). Algumas variantes genéticas

específicas foram identificadas em isolados de C. jejuni oriundos de pacientes

com síndrome de Guillain-Barré que produzem LOS com maior homologia

estrutural para gangliosídeos (VAN BELKUM et al., 2001).

A doença normalmente atinge severidade máxima em 2 a 4 semanas

após o início dos sintomas, podendo evoluir para uma polineuropatia

desmielinizante inflamatória crônica (RUTS et al., 2010). O ponto-chave para

entender os mecanismos de desenvolvimento da síndrome está relacionado à

seguinte informação: quando os nervos periféricos são devastados, o sistema

imune “percebe” o erro e para de “atacar”, deixando os processos fagocíticos e

o sistema de reparação de nervos atuarem. Se o dano se limitar à bainha de

mielina, precursores das células de Schwann proliferam e reparam os danos

com recuperação clínica do paciente em semanas. No entanto, se o dano se

estender para os axônios ou estes forem danificados, a regeneração ocorre a

15

uma taxa de 0,5 a 1 cm por semana, com recuperação clínica em meses ou até

anos e, muitas vezes, incompleta (HARDY et al., 2011) (Figura 6).

FIGURA 6 – Cronologia e intensidade da resposta imune na síndrome de

Guillain-Barré. Vermelho: início da infecção, que pode se resolver antes que os

sintomas apareçam. Verde: resposta imune-específica contra o

estabelecimento da infecção. Durante este período a apresentação de epítopos

de reação cruzada natural resultam em resposta imunológica contra antígenos

neurais (IRANA), uma segunda resposta imunológica, contra alvos neurais com

mielina e/ou lesão axonal que pode resultar em rápido estabelecimento de

tolerância. Azul: regeneração da mielina a partir de precursores de células de

Schwann.

Fonte: HARDY et al., 2011 (Adaptado)

Um ponto intrigante no desenvolvimento da síndrome, está relacionado

à resposta imune adaptativa que não responde, seja por um entendimento do

sistema imune que a resposta humoral obteve sucesso ou por

supressão/deleção de linfócitos auto-reativos (HARDY et al., 2011).

16

3. CONSIDERAÇÕES FINAIS

Apesar da evolução tecnológica no campo do diagnóstico e da

biotecnologia, microrganismos do gênero Campylobacter continuam sendo os

principais responsáveis por enterites bacterianas no mundo, intrigando

pesquisadores da comunidade científica com seus mecanismos de

patogenicidade, invasão e evasão do sistema imune. Provavelmente, a

deficiência na compreensão destes mecanismos, seja devido à

indisponibilidade de estudos com voluntários humanos, por probabilidade de

desenvolvimento da síndrome de Guillain-Barré e outras associadas.

Neste sentido, há necessidade de se desenvolver pesquisas para uma

compreensão mais rigorosa e abrangente das enterites por Campylobacter,

visando caracterizar funcionalmente genes de virulência e resistência

associados e descobrir seus mecanismos de regulação. Outra linha de

pesquisa, é iniciar o estudo de polimorfismos em genes humanos relacionados

a imunidade inata, humoral e celular, que pode direcionar os processos de

defesa contra infecção por Campylobacter.

Com este avanço, poderão ser elaborados estudos epidemiológicos da

doença, que auxiliarão na avaliação do risco de contaminação de alimentos,

principalmente carcaças de frango, visando aumentar o controle higiênico-

sanitário e implantar medidas de controle nas indústrias.

Ressalta-se que as medidas higiênico-sanitárias atualmente

implantadas segundo instruções normativas oficiais para o controle de

Salmonella, não são adequadas no controle de Campylobacter devido a

particularidades fisiológicas desse microrganismo, revelando necessidade de

adequação da legislação.

17

REFERÊNCIAS

1. ALLOS, B. M. Campylobacter jejuni infections: update on emerging

issues and trends. Clinical Infectious Diseases, v. 32, p. 1201–1206, 2001.

2. ALSHEKHLEE, A.; HUSSAIN, Z.; SULTAN, B.; KATIRJI, B. Guillain-

Barré syndrome: incidence and mortality rates in US hospitals. Neurology, v.

70, p.1608–1613, 2008.

3. ALTER, T.; WEBER, R. M.; HAMEDY, A.; GLU¨NDER, G. Carry-over of

thermophilic Campylobacter spp. between sequential and adjacent poultry

flocks. Veterinary Microbiology, v. 147, p. 90–95, 2011.

4. BAKER, M.; WILSON, N.; IKRAM, R.; CHAMBERS, S.; SHOEMACK, P.

COOK, G.. Regulation of chicken contamination is urgently needed to control

New Zealand’s serious campylobacteriosis epidemic. New Zealand Medical

Journal, v.119, p.2264, 2006.

5. BHAVSAR, S. P.; KAPADNIS, B. P. Virulence factors of Campylobacter .

The Internet Journal of Microbiology, v. 3 (2), 2007.

6. BLACK, R. E.; LEVINE, M. M.; CLEMENTS, M. L.; HUGHES, T. P.;

BLASER, M. J. Experimental Campylobacter jejuni infection in humans.

Journal of Infectious Diseases, v. 157 (3), p. 472–479, 1988.

7. BLACK, R. E.; PERLMAN, D. M.; CLEMENTS, M. L.; LEVINE, M. M.;

BLASER, M. J. Human volunteer studies with Campylobacter jejuni: current

status and future trends. ASM Press, p. 207-215, 1992.

8. BRASIL. Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento – MAPA,

Relatório de resultados do programa de redução de patógenos – 2010.

Disponível em: http://www.agricultura.gov.br.

18

9. BRASIL. Instrução normativa nº 70, de 6 de outubro de 2003. Institui o

Programa de Redução de Patógenos. Diário Oficial da União, Brasília, 10 out.

2003.

10. CASON, J. A.; BAILEY, J. S.; STERN, N. J.; WHITTEMORE, A. D.; COX,

N. A. Relationship between aerobic bacteria, Salmonella and Campylobacter on

broiler carcasses. Poultry Science, v. 76 (7), p. 1037–1041, 1997.

11. CHAVEERACH, P.; TER HUURNE, A. A. H. M.; LIPMAN, VAN KNAPEN

L. J. A. F. Survival and Resuscitation of ten strains of Campylobacter jejuni and

Campylobacter coli under acid conditions. Applied and Environmental

Microbiology, v. 69, p. 711-714, 2003.

12. CORRY, J. E.; ATABAY, H. I. Poultry as a source of Campylobacter and

related organisms. Applied Microbiology, v. 30,p. 96–114, 2001.

13. COX, N. A.; RICHARDSON, L. J.; BUHR, R. J.; FEDORKA-CRAY, P. J.

Campylobacter species occurrence within internal organs and tissues of

commercial caged Leghorn laying hens. Poultry Science, v. 88, p. 2449–2456,

2009.

14. DAVIS, M. A.; CONNER, D. E. Survival of Campylobacter jejuni on

poultry skin and meat at varying temperatures. Poultry Science, v. 86 (4), p.

765–767, 2007.

15. DASTI, J. I.; TAREEN, A. M.; LUGERT, R.; ZAUTNER, A. E.;, Groß, U.

Campylobacter jejuni: A brief overview on pathogenicity-associated factors and

disease-mediating mechanisms. International Journal of Medical

Microbiology, v. 300, p. 205–211, 2010.

19

16. DUFF, S. B.; SCOTT, E. A.; MAFILIOS, M. S.; TODD, E. C.; KRILOV, L.

R.; GEDDES, A. M.; ACKERMAN, S. J. Cost-effectiveness of a targeted

disinfection program in household kitchens to prevent foodborne illnesses in the

United States, Canada, and the United Kingdom. Journal of Food Protection,

v. 66 (11), p. 2103–2115, 2003.

17. ECKMANN, L. Defence molecules in intestinal innate immunity against

bacterial infections. Current Opinion on Gastroenterology, v. 21, p. 147—

151, 2005.

18. EFSA. The community summary report on trends and sources of

zoonoses, zoonotic agents, antimicrobial resistance and foodborne outbreaks in

the European Union in 2005. EFSA Journal, v. 94, p. 1–236, 2006.

19. EL-SHIBINY, A.; CONNERTON, P.; CONNERTON, I. Survival at

refrigeration and freezing temperatures of Campylobacter coli and

Campylobacter jejuni on chicken skin applied as axenic and mixed inoculums.

International Journal of Food Microbiology, v. 131 (2–3), p. 197–202, 2009.

20. FRIEDMAN, C. R.; NEIMANN, J.; WEGENER, H. G.; TAUXE, R. V.

Epidemiology of Campylobacter jejuni infections in the United States and other

industrialized nations. In: Nachamkin, I., Blaser, M. J. (Eds.), Campylobacter.

ASMPress, Washington,pp.121–139, 2000.

21. FRISK, A.; LEBENS, M.; JOHANSSON, C.; AHMED, H.; SVENSSON, L.;

AHLMAN, K.; LAGERGÅRD, T. The role of different protein components from

theHaemophilus ducreyi cytolethal distending toxin in the generation of cell

toxicity. Microbial Pathogenesis, v. 30, p. 313–324, 2001.

20

22. GENIGEORGIS, C.; HASSUNEH, M.; COLLINS, P. Epidemiologic

aspects of campylobacter infection and contamination in the chain of poultry

meat, p. 268–269. In A. D. Pearson, M. B. Skirrow, H. Lior, and B. Rowe (ed.),

Campylobacter III. Public Health Laboratory Service, London, United Kingdom.

1986.

23. HARDY, T. A.; BLUM, S.; MCCOMBE, P. A.; REDDEL, S. W. Guillain-

Barré Syndrome: Modern Theories of Etiology Current Allergy Asthma

Reports, v. 11, p. 197–204, 2011.

24. HENRY, A. I.; REICHARDTB, J.; DENISC, M.; CARDINALED, E.

Prevalence and risk factors for Campylobacter spp. in chicken broiler flocks in

Reunion Island (Indian Ocean). Preventive Veterinary Medicine, v. 100, p.

64–70, 2011

25. HEYWOOD, W.; HENDERSON, B.; NAIR, S. P. Cytolethal distending

toxin: creating a gap in the cell cycle. Journal of Medical Microbiology, v. 54,

p. 207–216, 2005.

26. HICKEY, T. E.; ,BAQAR, S.; BOURGEOIS, A. L.; EWING, C. P.;

GUERRY, P. Campylobacter jejuni stimulated secretion of interleukin-8 by

INT407 cells. Infection and Immunity. v. 67, p. 88–93, 1999.

27. INGMER, H. Challenges of Campylobacter jejuni in poultry production.

International Journal of Food Microbiology, v. 145, S110, 2011.

28. JACOBS-REITSMA, W. F.; VAN DEGIESSEN, A. W.; BOLDER, N. M.;

MULDER, R. W. Epidemiology of Campylobacter spp. at two Dutch broiler

farms. Epidemiology and Infection, v. 114 (3), P. 413–421, 1995.

21

29. JANSSEN, R.; Karen, A.; KROGFELT, SHAUN, A.; CAWTHRAW,

WILFRID, V. P.; JAAP, A. W. OWEN, R. J. Host-Pathogen Interactions

in Campylobacter Infections: the Host Perspective. Clinical Microbiology

Reviews, v. 21, p. 505-518, 2008.

30. JIN, S.; SONG, Y. C.; EMILI, A.; SHERMAN, P. M.; CHAN, V. L. JlpA of

Campylobacter jejuni interacts with surface-exposed heat shock protein 90alpha

and triggers signaling pathways leading to the activation of NF-kappaB and p38

MAP kinase in epithelial cells. Cell Microbiology, v. 5, p. 165 - 174, 2003.

31. JOHNSON, W. M.; LIOR, H. A new heat-labile cytolethal distending toxin

(CLDT) produced by Campylobacter spp. Microbial Pathogenesis, v. 4, p.

115–126, 1988.

32. KARLYSHEV, A. V.; LINTON, D.; GREGSON, N. A.; WREN, B. W. A

novel paralogous gene family involved in phase-variable flagella-mediated

motility in Campylobacter jejuni. Microbiology, v. 148, p. 473–480, 2002.

33. KEMMEREN, J. M.; MANGEN, M. J.; VAN DUYNHOVEN, Y. T.;

HAVELAAR, A. H.. Priority setting of foodborne pathogens. RIVM report

330080001. RIVM, Bilthoven, The Netherlands , 2005.

34. KONKEL, M. E.; KIM, B. J.; KLENA, J. D.; YOUNG, C. R.; ZIPRIN, R.

Characterization of thermal stress response of Campylobacter jejuni. Infection

and Immunity, v. 66, p. 362–366, 1998.

35. KRAUSE-GRUSZCZYNSKA, M.; ROHDE, M.; HARTIG, R.; GENTH, H.;

SCHMIDT, G.; KEO, T.; KO-NIG, W.; MILLER, W. G.; KONKEL, M. E.;

BACKERT, S. Role of the small Rho GTPases Rac1 and Cdc42 in host cell

invasion of Campylobacter jejuni. Cell Microbiology, v. 9, p. 2431–2444,

2007..

22

36. MARTIN , P. M. V.; MATHIOT, J.; IPERO, J.; KIRIMAT, M.; GEORGES,

A. J.; COURBOT, M. C., Immune Response to Campylobacter jejuni and

Campylobacter coli in a Cohort of Children from Birth to 2 Years of Age.

Infection and Immunity, v. 57, p. 2542-2546, 1989

37. MCNALLY, D. J. The HS:1 serostrain of Campylobacter jejuni has a

complex teichoic acid-like capsular polysaccharide with nonstoichiometric fructo

furanose branches and O‑methyl phosphoramidate groups. FEBS Journal, v.

272, p. 4407–4422, 2005.

38. MCNALLY, D. J. The HS:19 serostrain of Campylobacter jejuni has a

hyaluronic acid-type capsular polysaccharide with a nonstoichiometric sorbose

branch and O‑methyl phosphoramidate group. FEBS Journal, v. 273, p.

3975–3989, 2006.

39. MEAD, P. S.; SLUTSKER, L.; DIETZ, V.; MCCAIG, L. F.; BRESEE, J. S.;

SHAPIRO, C.; GRIFFIN, P. M.; TAUXE, R. V.. Food-related illness and death in

the United States. Emerging Infectious Diseases, v. 5, p. 607–625, 1999.

40. MIHALJEVIĆ, R. R.; ŠIKIĆ, M.; KLANČNIK, A.; BRUMINI G.; MOŽINA S.

S.; ABRAM, M. Environmental stress factors affecting survival and virulence of

Campylobacter jejuni. Microbial Pathogenesis, v. 43, p. 120–125, 2007.

41. MILLER, W. G.; STEPHEN, L. W.; WANG, G.; FONTANOZ, S.;

LASTOVICA, A. J. L.; MANDRELL, R. E Extended multilocus sequence typing

system for Campylobacter coli, C. lari, C. upsaliensis and C. helveticus.

Journal of Clinical Microbiology, v. 43, p. 2315-2329, 2005.

42. MOZINA, S. S.; KURINCIC, M.; KLANCNIK, A.; MAVRI, A.

Campylobacter and its multi-resistance in the food chain. Trends in Food

Science & Technology. v. 22, p. 91-98, 2011.

23

43. MURPHY, C,; CARROLL, C.; JORDAN, K. N. Identification of a novel

stress resistance mechanism in Campylobacter jejuni. Journal of Applied

Microbiology, v. 95, p. 704-708, 2003.

44. PARK, S.F. The physiology of Campylobacter species and its relevance

to their role as foodborne pathogens. International Journal of Food

Microbiology, v. 74, p. 177–188, 2002.

45. PICKETT, C. L.; WHITEHOUSE, C. A. The cytolethal distending toxin

family. Trends in Microbiology, v. 7, p. 292–297, 1999.

46. RIVERA-AMILL, V.; KIM, B. J.; SESHU, J.; KONKEL, M. E. Secretion of

the virulence associated Campylobacter invasion antigens from Campylobacter

jejuni requires a stimulatory signal. The journal of infectious diseases, v. 183,

p. 1607-1616, 2001.

47. RUTS, L.; DRENTHEN, J.; JACOBS, B. C.; VAN DOORN, P. A.;

Distinguishing acute-onset CIDP from fluctuating Guillain-Barre syndrome: a

prospective study. Neurology, v. 74, p. 1680–1686, 2010.

48. SHAMSHIEV, A.; DONDA, A.; PRIGOZY, T. I. The alphabeta T cell

response to self-glycolipids shows a novel mechanism of CD1b loading and a

requirement for complex oligosaccharides. Immunity, v. 13, p. 255–264, 2000.

49. UNIÃO BRASILEIRA DE AVICULTURA – UBABEF, Avicultura Brasileira

em 2010 – Exportações e produção – Brasil – 2010 [online], 2010. Disponível

em: http://www.abef.com.br/ubabef/exibenoticiaubabef.php?notcodigo=2761.

Acesso em: 10 jul. 2011.

50. UNITED STATES DEPARTMENT OF AGRICULTURE – USDA. USDA

Publications – Estados Unidos – 2011 [online], 2011. Disponível em:

http://www.usda.gov/wps/portal/usda/usdahome?navid=USDA_PUBS. Acesso

em 10 jul. 2011.

24

51. VAN BELKUM, A.; VAN DEN BRAAK, N.; GODSCHALK, P. A

Campylobacter jejuni gene associated with immune-mediated neuropathy.

Nature Medicine, v. 7, p.752-753, 2001.

52. VAN PELT, W.; DE WIT, M. A.; WANNET, W. J.; LIGTVOET, E. J.;

WIDDOWSON, M. A.; VAN DUYNHOVEN, Y. T.. Laboratory surveillance of

bacterial gastroenteric pathogens in The Netherlands. Epidemiology Infection,

v. 130, p. 1991-2001.

53. WATSON, R. O.; GALAN, J. E. Signal transduction in Campylobacter

jejuni-induced cytokine production. Cell Microbiology, v. 7, p. 655–665, 2005

54. WASSENAAR, T. M. Following an imaginary Campylobacter population

from farm to fork and beyond: a bacterial perspective. Letters in applied

Microbiology, v. 53, p. 253-263, 2011.

55. WEISS, J. Bactericidal/Permeability-Increasing Protein (BPI) and

Lipopolysaccharide-Binding Protein (LBP): Structure, function and regulation in

host defence against Gram-negative bacteria. Biochemical Society

Transactions, v. 31, 785-790, 2003.

56. WILSON, D. J.; GABRIEL, E.; LEATHERBARROW, A. J. H.;

CHEESBROUGH, J.; GEE, S.; BOLTON, E.; FOX, A.; FEARNHEAD, P.; HART,

C. A.; DIGGLE, P. J.. Tracing the source of campylobacteriosis. PLoS

Genetics v. 4, p. 100-203, 2008.

57. YOUNG, K. T.; DAVIS, L. M.; DIRITA, V. J. Campylobacter jejuni:

molecular biology and pathogenesis. Nature Publishing Group, v. 5, p. 665-

679, 2007.

58. YUKI, N.; KOGA, M. Bacterial infections in Guillain-Barré and Fisher

syndromes. Current Opinion in Neurology, v. 19, p. 451–457, 2006.

25

59. ZILBAUER, M.; DORRELL, N.; ELMI, A.; LINDLEY, K. J.; SCHULLER,

S.; JONES, H. E.; KLEIN, N. J.; NUNEZ, G.; WREN, B. W.; BAJAJ-ELLIOTT,

M. A major role for intestinal epithelial nucleotide oligomerization domain 1

(NOD1) in eliciting host bactericidal immune responses to Campylobacter jejuni.

Cell Microbiology, v. 9, p. 2404–2416, 2007.

60. ZILBAUER, M.; DORRELL, N.; WREN, B. W.; BAJAJ-ELLIOTT, M.

Campylobacter jejuni-mediated disease pathogenesis: an update.

Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene,

v.102, p. 123–129, 2008.