Manipulação da Fermentação microbiana ruminal para máxima ... · Diferentes espécies e grupos...

II SIMBOV – II Simpósio Matogrossense de Bovinocultura de Corte

1

Manipulação da Fermentação microbiana ruminal para máxima eficiência

animal

Hilário Cuquetto Mantovani1 e Cláudia Braga Pereira Bento2

1Professor Associado DMB/UFV; 2 Pós-Doutoranda do Programa de Pós-Graduação

em Microbiologia Agrícola - UFV

Afiliação: Universidade Federal de Viçosa, Departamento de Microbiologia, Viçosa,

MG, 36570-000

Estrutura e função do Ecossistema Ruminal

O ecossistema ruminal é descrito como um ambiente filogeneticamente

complexo e funcionalmente redundante, colonizado por grupos diversos de

espécies microbianas que conferem aos animais ruminantes a capacidade de

digerir material vegetal rico em fibras (Flint et al., 2008). Embora os ruminantes

não secretem enzimas digestivas no rúmen (o maior compartimento do

estômago multicavitário), bactérias, fungos e protozoários anaeróbios que

vivem em simbiose com o hospedeiro são capazes de hidrolisar carboidratos

solúveis, insolúveis, proteínas e lipídios da dieta (Nafikov e Beitz, 2007). A

fermentação ruminal resulta de relações ecológicas complexas entre as

diferentes espécies de micro-organismos ruminais e a estrutura da comunidade

microbiana pode ser afetada pelas características do hospedeiro e dos

alimentos que compõem a dieta (Weimer, 2009, 2010, 2011; Yokoyama et al.,

1993). Diferentes espécies e grupos microbianos são encontrados livres na

fração líquida ou aderidos aos alimentos e na parede do rúmen (McAllister et

al. 1994; Lukáš et al., 2010). Os produtos principais da fermentação ruminal

incluem ácidos orgânicos voláteis (AOV), proteína microbiana, amônia, e os

gases CO2, H2 e metano (Van Soest, 1994). Alguns desses produtos

constituem a principal fonte de energia e nitrogênio para o hospedeiro,

enquanto outros representam perdas dietéticas indesejáveis, além de estarem

associados com problemas ambientais como contaminação de aquíferos e

liberação de gases de efeito estufa.

As populações bacterianas do rúmen são tipicamente classificadas em

grupos nutricionais, considerando o tipo e a especificidade do(s) substrato(s)


2

sobre o qual atuam, sendo agrupadas em bactérias fermentadoras de

carboidratos estruturais (celulose e hemicelulose), fermentadoras de

carboidratos não estruturais, amilolíticas, pectinolíticas, lipolíticas, proteolíticas,

arqueas metanogênicas e bactérias láticas (Orskov, 1988; Beloqui et al., 2006).

A Tabela 1 relaciona as principais espécies de bactérias e arqueas

tradicionalmente isoladas do ecossistema ruminal. Várias das espécies

descritas foram isoladas por métodos tradicionais de cultivo entre as décadas

de 1960 e 1980, por pesquisadores da área de microbiologia do rúmen. No

entanto, com o advento de técnicas de biologia molecular e a disponibilização

de informação genômica em bancos de dados públicos, a utilização de

métodos independentes de cultivo para avaliar a diversidade genética e a

atividade metabólica no rúmen têm sido cada vez mais frequentes e rotineiros

(Head e Bailey, 2003; Deng et al., 2008).

A análise da sequência de ácidos nucléicos dos micro-organismos

encontrados no rúmen indica que a composição da comunidade microbiana

ruminal é mais complexa do que foi inicialmente predito, podendo variar entre

indivíduos e em função da idade do animal, composição química e física da

ração, estação do ano, localização geográfica e condições de manejo (Purushe

et al., 2010). A diversidade genética e a composição da comunidade

microbiana do rúmen tem sido avaliada por técnicas de amplificação e

sequenciamento do gene que codifica o RNA ribossômico 16S (Edwads et al.,

2004; Wright, 2004), além de eletroforese em gel de gradiente desnaturante

(DGGE) (Shinkai et al., 2010), hibridação substrativa supressiva (SSH)

(Galbraith et al., 2004), hibridização in situ com sondas fluorescentes (FISH)

(Shinkai e Kobayashi, 2007) e quantificação por PCR quantitativo (qPCR)

(Stevenson e Weimer, 2007). Adicionalmente, o sequenciamento de genomas

inteiros de espécies que colonizam o rúmen tem possibilitado inferências

diretas sobre as características fisiológicas e genéticas desses microrganismos

(Suen et al., 2011).

Alguns fatores interferem com a análise da diversidade microbiana,

incluindo os métodos de extração de DNA e a distribuição dos micro-

organismos em nichos ecológicos distintos (p. ex. fração sólida e líquida do

rúmen). A reação em cadeia da polimerase (PCR) permite o estudo dos genes


3

microbianos diretamente amplificados a partir de amostras do ambiente

(García-Martínez et al., 1999). A região do DNA a ser amplificada é

determinada pelos oligonucleotídeos iniciadores, que são pequenas

sequências de DNA construídas artificialmente, complementares e específicas

às regiões distintas do gene de interesse (Walker et al., 1999; Powledge,

2004).

Tabela 1 – Caracterização de bactérias cultiváveis descritas como predominantes no ecossistema ruminal. CU – celulose, HC – hemicelulose, DX – dextrinas, SU – açúcares, ST – amido, PC – pectina, XY – xilanas, L – lactato, S – succinato, GL – glicerol, AA – aminoácidos, AO – ácidos orgânicos, H2 – hidrogênio, F – formato, CO2 – Dióxido de carbono, A – acetato, E – etanol, B – butirato, P – propionato, Br – ácidos graxos voláteis de cadeia ramificada e CH4 – metano ((Russell e Rychlik, 2001).

Bactérias Principais Substratos utilizados

Produtos da Fermentação

Fibrobacter succinogenes CU S, F, A

Ruminococcus albus CU, HC A, F, E, H2

Ruminococcus flavefaciens CU, HC S, F, A, H2

Eubacterium ruminantium HC, DX, SU A, F, B, L

Ruminococcus amylophilus ST S, F, A, E

Streptococcus bovis ST, SU L, A, F, E

Succinomonas amylolytica ST S, A, P

Prevotella spp. ST, PC, XY, SU S, A, F, P

Butyrivibrio fibrisolvens ST, CU, HC, PC, SU B, F, A, H2

Selenomonas ruminantium ST, DX, SU, L, S L, A, P, B, F, H2

Megasphaera elsdenii L, SU P, A, B, Br, H2

Lachnospira multiparus PC, SU L, A, F, H2

Succinivibrio dextrinosolvens PC, DX, SU S, A, F, L

Anaerovibrio lipolytica GL, SU A, S, P

Peptostreptococcus anaerobius AA Br, A

Clostridium aminophilum AA A, B

Clostridium sticklandii AA A, Br, B, P

Wolinella succinogenes OA, H2, F S

Methanobrevibacter ruminantium H2,CO2,F CH4

Manipulação da fermentação ruminal

Os avanços nos estudos de ecologia microbiana do rúmen e a

caracterização de interações sinergísticas entre a microbiota do trato

gastrointestinal do ruminante e o hospedeiro são fundamentais para o

desenvolvimento de estratégias de manipulação da fermentação ruminal que

possibilitem aumentar a eficiência da produção animal, uma vez que a

microbiota ruminal desempenha papel central na digestão dos componentes da


4

dieta e no fornecimento de energia e nitrogênio para o animal (Hernandez-

Sanabria et al., 2010).

A manipulação da fermentação ruminal visa tipicamente aumentar a

eficiência alimentar e a produtividade animal, reduzir as perdas durante a

fermentação ruminal e amenizar o impacto ambiental da atividade agropecuária

(Nagaraja, 2003). Em termos práticos, os estudos com o objetivo de melhorar a

eficiência da fermentação ruminal almejam desenvolver estratégias para

manter o pH ruminal estável e próximo da neutralidade, direcionar as

coenzimas reduzidas durante a fermentação ruminal para a síntese de ácido

propiônico, aumentar a digestibilidade de alimentos ricos em fibra, balancear a

atividade proteolítica no rúmen e a taxa de desaminação de aminoácidos da

dieta com o consumo de carboidratos pela microbiota ruminal e diminuir a

emissão de gases de efeito estufa, como o metano (Nagaraja et a., 1997;

Russell, 2000; Russell e Houlihan, 2003).

As estratégias propostas para atingir esses objetivos são diversas e

podem envolver desde técnicas de manejo e alimentação dos animais até o

uso de substâncias químicas (aditivos) que atuam sobre a microbiota do rúmen

e modificam os produtos da fermentação ruminal. Dentre as técnicas de

manejo e alimentação destacam-se o fornecimento de dietas completas, a

alteração da frequência de alimentação, o fornecimento de fibra fisicamente

efetiva e a utilização de lipídios na dieta.

Outro aspecto importante, porém geralmente negligenciado, relaciona-se

ao manejo de bezerros durante as primeiras semanas de vida, período em que

o desenvolvimento anatômico e funcional do rúmen coincide com a colonização

microbiana do ecossistema ruminal e com alterações na absorção de nutrientes

e resposta imunológica dos animais. Estudos demonstram que a sucessão de

micro-organismos que se estabelecem no trato gastrointestinal determina a

estrutura da comunidade microbiana do indivíduo adulto e afeta a nutrição e

saúde geral do hospedeiro. Nesse contexto, a expressão plena do potencial

genético do ruminante depende da eficiência da microbiota ruminal selecionada

durante o processo de colonização e das relações simbióticas específicas

estabelecidas entre a comunidade microbiana intestinal e o hospedeiro. O

estudo e a elucidação dessas relações podem representar uma nova janela de


5

oportunidade para a manipulação da fermentação ruminal visando a máxima

eficiência animal.

Estratégias nutricionais para a manipulação da fermentação ruminal

Neste tópico serão considerados alguns aspectos da dieta fornecida ao

ruminante que afetam a fermentação ruminal e que podem servir como

alternativas aos agentes modificadores da microbiota ruminal.

A composição química, a quantidade e a taxa de fermentação dos

carboidratos da dieta influenciam diretamente a concentração e a proporção de

AOV totais resultantes da fermentação ruminal e, consequentemente, afetam a

quantidade de CH4 (metano) produzido pelo animal. Quando os ruminantes são

alimentados com dietas ricas em amido a recuperação de coenzimas reduzidas

na via do acrilato é favorecida resultando na produção de propionato. Por outro

lado, dietas ricas em volumosos ou em componentes que favorecem a síntese

de acetato geram H2 e CO2 como coprodutos, com consequente aumento da

produção de CH4 (Johnson e Johnson, 1995; Boadi et al., 2004). McAllister et

al., (1996) reportaram que o aumento na ingestão de concentrado de 40 para

68 g MS Kg-0,75 diminuiu a produção de CH4 de 9,2 % para 5,3 %. Dietas ricas

em grãos (≥ 90 % com base na MS), como as comumente consumidas pelos

bovinos em confinamento nos EUA, tendem a reduzir a emissão de CH4 a

valores próximos a 2-3 % (Johnson e Johnson, 1995).

O líquido ruminal de animais alimentados com dietas contendo 90 % de

concentrado apresentam menores valores de pH ruminal (6,22 vs 6,86),

maiores concentrações de AOV total (85 vs 68 mM) e menor relação

acetato:propionato (2,24 vs 4,12) quando comparados a animais alimentados

com 100 % de alimentos volumosos (Russell, 1998).

O aumento do nível de consumo de matéria seca por animais ruminantes

eleva a quantidade de AOV totais, a concentração de amônia e a concentração

de CH4 independente do tipo de dieta fornecida ao animal (Benchaar et al.,

2001). A produção de CH4 tende a aumentar quando a dieta contém forrageiras

de maior maturidade e a fermentação de leguminosas geralmente resulta em


6

menor quantidade de CH4 entérico quando comparado à fermentação de

gramíneas (McAllister et al, 1996; Moss et al, 2000).

A frequência de alimentação também apresenta efeito direto sobre a

fermentação ruminal. Sutton et al. (1986) reportaram que altas frequências de

alimentação tendem a aumentar produção de propionato e reduzir a produção

de ácido acético e CH4 em vacas leiteiras. Segundo os autores, a baixa

frequência de alimentação aumenta as flutuações diurnas do pH inibindo a

população de arqueas metanogênicas (Sutton et al. 1986,. Shabi et al. 1999).

French e Kennelly (1990) demonstraram que uma maior frequência de

alimentação durante o dia aumenta a relação acetato:propionato. Esses

autores observaram que vacas da raça Holandesa alimentadas com 12

porções iguais de concentrado distribuídas em intervalos de 2 h apresentaram

maior pH ruminal, maior relação acetato:propionato e maior porcentagem de

gordura do leite quando comparado com os animais que receberam a ração

dividida em apenas duas porções iguais durante o dia.

Alguns autores afirmam que a manipulação da relação

volumoso:concentrado possibilita aumentar a síntese de proteína microbiana

no rúmen e tornar mais eficiente a utilização dos nutrientes dietéticos (Russell

et al.,1992). O crescimento microbiano depende da utilização de energia e

poder redutor resultante da fermentação de substratos para a polimerização de

monômeros e montagem das estruturas celulares, sendo a síntese de proteína

o processo biossintético mais oneroso para a célula. Fisiologicamente, o

catabolismo de substratos em condições de ausência de oxigênio (por

exemplo, fermentação de carboidratos) encontra-se vinculado ao processo

anabólico (síntese microbiana) via produção e utilização de adenosina trifosfato

(ATP). Se a taxa de produção de ATP excede a taxa de utilização, ocorre

desacoplamento energético, e a energia do ATP é dissipada como calor

através de ciclos fúteis de íons através da membrana celular (Energy spilling).

O desacoplamento é favorecido em condições de limitação de nitrogênio,

quando altos níveis de substratos energéticos (concentrado) estão disponíveis,

ou quando dietas deficientes em minerais como enxofre (S) e fósforo (P) são

fornecidas aos animais (Nocek e Russell, 1988). Geralmente, quando

carboidratos são limitantes, os aminoácidos dietéticos são usados como fonte


7

de energia, ocorrendo acúmulo de amônia (Russell et al., 1992). Portanto, a

adição de carboidratos de forma balanceada, além de estimular a síntese de

proteína microbiana, previne a degradação desnecessária de aminoácidos

(Nocek e Russell, 1988). A sincronização da oferta de proteína e carboidratos

dietéticos no rúmen reduz a perda de nitrogênio dietético e aumenta a

produção de biomassa microbiana, com efeitos positivos na eficiência alimentar

(Nocek e Russell, 1988).

Considerando o exposto, verifica-se que alterações na nutrição e no

manejo dos animais tem efeitos diretos na fermentação ruminal, resultando em

maior estabilidade do pH ruminal e redução da relação acetato:propionato.

Além disso, essas estratégias contribuem para diminuir a emissão de metano,

reduzir a proteólise e a degradação de aminoácidos, com consequente redução

do impacto ambiental e aumento da eficiência alimentar e produtividade.

Uso de aditivos para manipulação da fermentação ruminal

Lipídeos na dieta

Considerando que a síntese ruminal e a passagem de ácidos linoléicos

conjugados (CLA) para o duodeno é função da concentração de lipídeos

poliinsaturados e das alterações ocorridas no ambiente ruminal devido às

manipulações dietéticas, a suplementação de bovinos com lipídeos é uma

alternativa viável para aumentar a produção de CLA no rúmen e estimular sua

concentração nos tecidos e leite dos ruminantes (Millen et al., 2007).

A adição de lipídeos na dieta de ruminantes tem sido uma estratégia

importante para a manipulação da fermentação ruminal, tendo como objetivo

aumentar a densidade energética da dieta, sem que ocorram riscos de

distúrbios nutricionais, decorrentes do aumento da proporção de concentrados.

A utilização de lipídeos tem sido bem aceita pelo fato de aumentar a eficiência

energética da dieta causando redução da metanogênese e do incremento

calórico. Entretanto, por interferir negativamente na digestão da fibra, a adição

de lipídeos tem sido limitada a valores 5 % da matéria seca total da dieta

(Kozloski, 2009; Lourenço et al., 2010).


8

Outros benefícios da suplementação lipídica seriam a potencialização da

utilização do nitrogênio pelas bactérias ruminais, o aumento da eficiência de

deposição de gordura nos produtos de origem animal, a maior capacidade de

absorção de vitaminas lipossolúveis e o aumento do fornecimento de ácidos

graxos essenciais para as membranas de tecidos. Além disso, o aumento da

eficiência metabólica das reações de anabolismo no tecido adiposo também

tem sido relatado, o que parece estar relacionado ao fato dos ácidos graxos

estarem prontamente disponíveis para a deposição (Palmquist e Mattos, 2006;

Souza et al., 2009).

Beauchemin et al. (2007) trabalhando com fontes lipídicas (sebo, óleo de

girassol e sementes de girassol) observaram que, comparadas a dieta controle,

as dietas contendo óleo de girassol e sebo reduziram aproximadamente 14 % a

emissão de metano, enquanto que a dieta contendo semente de girassol

reduziu 33 % a emissão do gás. MORAIS et al. (2006), concluíram que a

redução na metanogênese é devida aos seguintes fatores: 1) efeito tóxico dos

ácidos graxos livres sobre arqueas metanogênicas e protozoários; 2)

diminuição do consumo, em função da maior densidade energética; 3) redução

da fermentação ruminal da matéria orgânica e da fibra da dieta; 4) aumento da

concentração de ácido propiônico; e 5) transferência de hidrogênio livre para a

rota da biohidrogenação, diminuindo a disponibilidade de hidrogênio para

síntese de metano.

A suplementação lipídica mostra-se uma boa alternativa para a

manipulação da fermentação ruminal e melhoria na eficiência de produção de

ruminantes. Porém, mais estudos relacionados às alterações ocorridas no

ecossistema ruminal, ao desempenho de bovinos e ao perfil de ácidos graxos

são necessários.

Alterações na dieta e no manejo de alimentação tendem a aumentar a

eficiência produtiva dos animais. Portanto, o balanceamento de dietas

utilizando modelos matemáticos, a utilização de diferentes frequências de

fornecimento de alimentos e a introdução de lipídeos na dieta têm sido

utilizadas com sucesso para aumentar a eficiência de síntese de proteína

microbiana no rúmen, manter a estabilidade do pH ruminal, diminuir a produção

de metano e a concentração de amônia (Benchaar et al., 2001). No entanto,


9

diferentes aditivos alimentares tem sido propostos para a alimentação de

ruminantes, podendo satisfazer alguns ou vários dos objetivos preconizados

para a melhoria da eficiência produtiva dos animais (Bergen e Bates, 1984;

Rangel et al., 2008).

Antibióticos ionóforos e não-ionofóros

Os ionóforos utilizados na alimentação de bovinos representam um caso

bem sucedido de aditivo utilizado para a manipulação da fermentação ruminal

que contribui para o aumento do desempenho animal. A monensina sódica é

amplamente utilizada comercialmente na produção de ruminantes há cerca de

quatro décadas. A monensina é um antibiótico ionóforo poliéter produzido por

Streptomyces cinnamonensis capaz de formar complexos com cátions

monovalentes (por exempolo, Na+ e K+) transportando-os através da

membrana por sistema de antiporte com prótons. A monensina, dentre outros

efeitos, melhora a eficiência alimentar, diminui a produção de metano (CH4) e

minimiza os riscos de ocorrência de distúrbios metabólicos (Russell e Strobel,

1989).

Geralmente, os ionóforos são altamente efetivos contra bactérias gram-

positivas, e possuem pouca ou nenhuma atividade contra bactérias gram-

negativas. As bactérias gram-negativas possuem uma camada externa de

natureza lipopolissacarídica, e complexos proteicos (porinas) que excluem

moléculas com massa molecular maior do que 600-700 Da (Russell e Strobel,

1988, 1989). A maioria dos ionóforos é incapaz de atravessar a membrana

externa. Portanto, as bactérias gram-negativas são intrinsicamente mais

resistentes a esses antimicrobianos (Russell e Mantovani, 2002). No entanto,

bactérias gram-positivas associadas a processos indesejáveis no rúmen (por

exemplo, desaminação de aminoácidos, produção de ácido láctico) são

desprovidas de membrana externa e são mais susceptíveis à ação dos

antibióticos ionóforos, a exemplo da monensina (Nagajara et al., 1997).

O mecanismo de ação dos ionóforos está relacionado com a capacidade

dessas moléculas de transportar íons através da bicamada lipídica e de

dissipar o gradiente eletroquímico gerado pelo acúmulo de prótons na face


10

externa da membrana plasmática. A monensina realiza o antiporte de

sódio/potássio, causando efluxo de potássio intracelular e influxo de prótons, o

que resulta no abaixamento do pH intracelular. Na tentativa de restabelecer a

homeostasia do citoplasma, a célula hidrolisa ATP intracelular e,

eventualmente, perde viabilidade (Russell, 1987; Chen e Russell, 1989; Russell

e Strobel, 1989).

Bergen e Bates (1984) avaliaram vários trabalhos relacionados com o uso

monensina como aditivo alimentar e observaram que nos animais tratados com

monensina houve aumento do escape de proteína verdadeira do rúmen,

variando de 22 a 55 % da degradação ruminal. Estudos realizados com gado

de corte demonstraram que os antibióticos inibidores de bactérias gram-

positivas (monensina, lasalocida) diminuem a produção de metano e de amônia

no rúmen (Kobayashi, 2010). A redução da desaminação resultou em menor

perda de amônia por excreção urinária, aumento da retenção de nitrogênio e

melhoria na eficiência de utilização do nitrogênio (Russell e Strobel, 1989).

Russell et al. (1988) concluíram que a atividade específica de produção

de amônia in vivo de Peptostreptococcus spp. e Clostridium spp. foi de 10 a 39

vezes maior do que a obtida com outras bactérias produtoras de amônia

sensíveis à monensina. Krause e Russell (1996) relataram que a monensina (5

M) diminuiu a produção de amônia por bactérias ruminais in vitro e este

decréscimo foi correlacionado com a redução na quantidade de rRNA 16S que

hibridizou com sondas de ácidos nucléicos específicas para P. anaerobius e C.

sticklandii. Estudos subsequentes demonstraram que a monensina reduziu a

produção ruminal de amônia devido à inibição de populações específicas de

bactérias gram-positivas, fermentadoras obrigatórias de aminoácidos, a

exemplo das espécies Peptostreptococcus anaerobius C, Clostridium sticklandii

SR e Clostridium aminophilum F (Russell et al., 1988; Chen e Russell, 1989;

Paster et al., 1993).

Em bovinos de leite, a utilização de monensina na concentração de 150

mg a 450 mg/dia ou do ionóforo lasalocida na concentração de 360 mg/dia

reduz a produção de metano e de ácido láctico e diminui a ocorrência de

desordens metabólicas, tais como acidose e timpanismo. Animais que

apresentam menos desordens metabólicas e são mais saudáveis geralmente


11

consomem mais matéria seca e produzem mais leite, com melhoria na

eficiência reprodutiva (Rangel et al., 2008). Em gado de corte, Nagaraja et al.,

(1997) relataram aumento de 4 % de consumo de matéria seca, de 5 % no

ganho de peso e de 9 % na conversão alimentar em animais recebendo dieta a

base de feno e concentrado adicionado de monensina sódica.

Apesar dos vários efeitos positivos descritos para os antibióticos ionóforos

utilizados na atividade pecuária, alguns efeitos negativos também têm sido

relatados (Pressman, 1976; Bergen e Bates, 1984). Uma das principais críticas

ao uso de antibióticos na alimentação animal se deve à possível seleção de

micro-organismos resistentes entre bactérias comensais e patógenos

transientes do trato gastrintestinal do animal (Van Houweling e Gainer, 1978;

Hays, 1986; Salyers e Whitt, 2005). Para minimizar esse problema tem sido

recomendado que os antibióticos utilizados na terapêutica humana não sejam

fornecidos aos animais como promotores de crescimento (Witte, 2000). Essa

prática, aliada à aplicação de doses terapêuticas incorretas ou a realização de

tratamentos incompletos, pode representar problemas potenciais para a saúde

pública (Russell e Houlihan, 2003).

A preocupação com a seleção de microrganismos resistentes deve-se ao

fato dos ruminantes serem considerados reservatórios de várias bactérias

potencialmente patogênicas, incluindo Escherichia coli, Salmonella spp.,

Listeria monocytogenes, Campylobacter spp. e Mycobacterium

paratuberculosis (Wiedemann et al., 1996; Bean et al., 1997). Algumas estirpes

bacterianas isoladas de bovinos apresentam resistência múltipla a antibióticos

e representam perigo potencial para a saúde humana (Evans et al., 2005).

Vários surtos causados pela ingestão de alimentos contaminados com

bactérias têm sido associados com produtos de origem animal, especialmente

carne e leite. Além disso, a disseminação de patógenos e de genes de

resistência pode ocorrer pelas fezes do animal, contaminando o solo e

aquíferos (Pell, 1997).

Na década de 60, surgiram as primeiras críticas dos profissionais da área

de produção animal e de saúde humana relacionadas com o uso dos

antibióticos na alimentação animal (Ghadban, 2002). Na Europa, foram

proibidos o uso dos antibióticos penicilina, tetraciclina, cloritetraciclina,


12

oxitetraciclina, estreptomicina, neomicina, higromicina e bacitracina de

magnésio (Utiyama, 2004). Em 1999, a indicação dos antibióticos bacitracina

de zinco, espiramicina, virginiamicina e tilosina como promotores de

crescimento foi suspensa (Peres e Simas, 2006). Até dezembro de 2005, a

União Européia ainda permitia a utilização de flavomicina, avilamicina,

salinomicina e monensina sódica. A partir de 2006, o uso de antibióticos como

promotores de crescimento passou a ser proibido nos países da União

Europeia (Palermo, 2006).

Em 2004, o FDA concluiu um estudo detalhado de avaliação da

segurança ao consumidor sobre uso da virginiamicina (FDA, 2004). Os

resultados obtidos naquele estudo permitiram liberar a utilização deste

antibiótico nos Estados Unidos (EUA), maior mercado importador de carne do

mundo (Rangel et al., 2008).

A virginiamicina é um antibiótico não-ionóforo da classe das

estreptograminas produzidas por uma estirpe mutante de Streptomyces

virginae, originalmente encontrada em solos belgas, composta de dois

peptídeos denominados fator M (C28H35N3O) de massa molecular de 525

dáltons e fator S (C43H49N7O7) de massa molecular de 823 dáltons. Estudos

anteriores indicaram que a atividade antibacteriana da virginiamicina depende

da interação sinérgica de seus dois componentes combinados à razão de 4:1,

respectivamente, M:S (Page, 2003), os quais atuam bloqueando a síntese de

proteínas nas células alvo (Aarestrup et al., 1998; Coe et al., 1999). Embora

cada fator individualmente possua atividade antibacteriana, o efeito combinado

dos fatores M e S é mais evidente (Phibro, 2008).

A virginiamicina tem sido descrita como um potente inibidor de bactérias

produtoras de ácido láctico, sendo potencialmente útil na prevenção de

acidoses ruminais e facilitando uma transição mais rápida entre dietas com

altos níveis de forragem para dietas ricas em concentrados (Coe et al., 1999).

Quanto à fermentação ruminal, este antibiótico promove aumento nas

concentrações de ácido propiônico e butírico, com redução nas concentrações

de ácido acético e láctico, mantendo o pH próximo à neutralidade mesmo

quando o animal é alimentado com dietas ricas em concentrado (Coe et al.,

1999).


13

O uso virginiamicina tem apresentado efeitos positivos sobre o ganho de

peso e a eficiência alimentar de animais monogástricos e ruminantes. Em

ruminantes, este antibiótico apresenta maior inibição da produção de ácido

láctico em relação aos ionóforos (Lanna e Medeiros, 2007). Andrighetto et al.

(1997) em trabalho com bovinos recebendo dieta com alta proporção de amido

e proteína, reportaram que os animais tratados com virginiamicina

apresentaram aumento de 7,8 % no ganho de peso e de 7,3 % na conversão

alimentar.

Outro antibiótico não-ionóforo que tem sido utilizado para a manipulação

da fermentação ruminal é a flavomicina, um antibiótico fosfoglicolipídico que

tem sido usado exclusivamente como promotor de crescimento (Fébel et al.,

1988; Butaye et al., 2003). A flavomicina atua inibindo o crescimento

bacteriano, por meio da inibição competitiva da enzima que cataliza a reação

de transglicosilação durante a síntese da camada de peptideoglicano, principal

constituinte da parede celular bacteriana (Van Heijenoort, 2001). Esta inibição

ocorre principalmente em bactérias gram-positivas, as quais possuem camada

mais espessa de peptideoglicano. Porém, a flavomicina também parece atuar

sobre algumas espécies de bactérias gram-negativas que possuem envelope

celular similar às bactérias gram-positivas (Butaye et al., 2003).

A flavomicina inibe principalmente o grupo das bactérias ruminais que

apresentam alta atividade específica de desaminação (HPA) e fusobactérias

gram-negativas (Edwards et al., 2005). As HPAs são bactérias com pouca

atividade proteolítica, mas que tipicamente realizam o catabolismo de

aminoácidos como principal estratégia para obtenção de energia e promovem

intensa desaminação do substrato, podendo causar perdas de nitrogênio

dietético (Russell et al., 1991; Russell, 2005).

Fébel et al. (2001), relataram que a flavomicina tendeu a aumentar a

proteólise no rúmen e não inibiu a síntese de proteína microbiana. No entanto,

Poppe et al. (1993), ao realizarem experimento com touros holandeses,

observaram que a síntese de proteína microbiana no rúmen, após a adição de

flavomicina, foi levemente reduzida, bem como a taxa de degradação da

proteína dietética.


14

Edwards et al. (2002) estudando o modo de ação da flavomicina na dieta

de ovinos recebendo trigo e concentrado, verificaram diminuição de 14 % na

concentração ruminal de nitrogênio amoniacal. Edwards et al. (2005) relataram

que, em experimento com carneiros que receberam dieta mista de

volumoso/concentrado, com inclusão de 20 mg de flavomicina/dia, a proporção

molar dos diferentes AOV não foi alterada, bem como a proporção

acetato:propionato, embora tenha ocorrido diminuição significativa na

concentração total de AOVs. Este resultado concorda parcialmente com o

experimento realizado por Alert et al. (1993), no qual foi adicionado 50

mg/animal/dia de flavomicina na dieta de touros holandeses. Esses autores

observaram que a flavomicina não alterou a proporção de acetato:propionato,

porém foi observada tendência de aumento da concentração total dos AOVs no

rúmen.

Apesar dos resultados positivos obtidos tanto com antibióticos ionóforos

como com antibióticos não-ionóforos, as pesquisas recentes têm concentrado

esforços no estudo de alternativas que possibilitem minimizar a dependência

de antibióticos na produção animal. Nesse contexto, os peptídeos

antimicrobianos, os probióticos, ácidos orgânicos e extratos de plantas têm sido

propostos como alternativas ao uso de antibióticos na produção de ruminantes.

Potencial para utilização de peptídeos antimicrobianos, probióticos e

outros produtos naturais

As bacteriocinas são peptídeos antimicrobianos produzidos por bactérias

e algumas espécies do domínio Archaea e diferem entre si quanto às

características bioquímicas, massa molecular, sequência de aminoácidos e

mecanismo de ação. As bacteriocinas possuem atividade bactericida ou

bacteriostática e atuam induzindo a formação de poros na membrana

citoplasmática de células sensíveis ou inibindo a síntese de macromoléculas,

tais como peptidioglicano, ácidos nucléicos e proteínas (Cleveland et al, 2001,

Cotter et al., 2005, Drosinos et al, 2006). As bacteriocinas de bactérias lácticas

são as mais estudadas e a nisina produzida, por Lactococcus lactis subsp.


15

lactis, é aprovada para uso em alimentos em mais de 50 países incluindo EUA,

União Européia, Austrália e Brasil (Delves-Broughton, 2005).

As bacteriocinas de bactérias lácticas atuam inicialmente sobre a

membrana citoplasmática formando poros que causam o efluxo de

componentes intracelulares (Moll et al., 1999). A nisina se liga com alta

afinidade à molécula de lípidio II, um carreador hidrofóbico de monômeros de

peptidoglicano, que serve como receptor específico para a bacteriocina. A

interação nisina e lipídio II compromete a incorporação das unidades do

precursor de peptideoglicano, bloqueando a biossíntese de parede celular

bacteriana. A perda da integridade da membrana causada pela capacidade de

nisina em formar poros induz o efluxo passivo de metabólitos intracelulares

através da bicamada lipídica. Devido a perda de íons (potássio, fosfato),

aminoácidos e ATP, a força próton motora é reduzida ou dissipada e a célula

perde viabilidade (Breukink et al., 1999; Wiedemann et al., 2001).

O efeito inibitório de nisina contra micro-organimos anaeróbios do rúmen

já foram demonstrados (Mantovani e Russell, 2001; Kišidayová et al., 2003) e

experimentos in vitro indicaram que nisina afeta a fermentação ruminal de

forma semelhante à monensina (Callaway et al., 1997). A nisina também foi

capaz de reduzir a produção de metano (14 a 40 %) in vitro em ovinos quando

associada a diferentes concentrações de nitrato (Sar et al., 2005)

Experimentos nos quais a nisina foi adicionada (2 mg ou 6 mg/Kg PV/dia)

em um sistema de rúmen artificial demonstraram mudanças nos parâmetros de

fermentação ruminal, tendo sido observado aumento na degradação da

hemicelulose e na produção de acetato e propionato. Quando a nisina foi

adicionada juntamente com outros aditivos, modificações em vários

parâmetros da fermentação ruminal foram observados (Jalc e Laukove, 2002;

Takahashi et al., 2005; Sar et al., 2005; Santoso et al., 2006).

Kišidayová et al. (2009) avaliaram a influência da nisina e da monensina

contra a prevalência de lactobacilos, enterococos, estreptococos amilolíticos e

Escherichia coli em sistema de rúmen artificial, não sendo observado efeito

sobre a população de enterococos e o crescimento de estreptococos

amilolíticos. Entrentanto, a nisina tendeu a diminuir as populações de


16

lactobacilos e de E. coli, enquanto monensina aumentou a população de E.

coli.

Poucos trabalhos, no entanto, tem abordado a identificação,

caracterização e utilização de peptídeos antimicrobianos produzidos por

bactérias ruminais. A bactéria Streptococcus bovis HC5 isolada do rúmen de

bovinos produz uma bacteriocina denominada bovicina HC5. A bacteriocina é

estável em altas temperaturas e baixo pH e possui amplo espectro de ação,

inibindo micro-organismos patogênicos como a Listeria monocytogenes ou

deterioradores de alimentos, a exemplo do Clostridium tyrobutyricum

(Mantovani et al, 2001; Mantovani e Russell, 2003; Carvalho et al., 2007). Por

serem substâncias mais efetivas contra bactérias gram-positivas, os efeitos das

bacteriocinas na fermentação ruminal assemelham-se aos antibióticos

ionóforos utilizados na produção animal (Callaway et al., 1997; Russell e

Mantovani, 2002).

A bovicina HC5 inibe a produção de metano in vitro, reduzindo a emissão

do gás em até 50 % (Lee et al., 2002). Mantovani e Russell (2002) também

demonstraram que bovicina HC5 inibe a atividade de desaminação de culturas

puras de bactérias ruminais hiperprodutoras de amônia. Mais recentemente,

Lima et al. (2009) estudou o efeito de extratos de bovicina HC5 (50 AU ml-1)

sobre a produção de amônia por culturas mistas de micro-organismos ruminais

evidenciando a redução da produção de amônia, sugerindo o potencial dos

peptídeos antimicrobianos para proteger a proteína dietética que passa pelo

rúmen.

Outras alternativas de aditivos alimentares tem sido avaliadas quanto ao

uso na manipulação da fermentação ruminal, destacando-se os probióticos e

DFM, os ácidos orgânicos e os óleos essencias.

Os probióticos são culturas vivas de micro-organismos que favorecem o

equilíbrio ecológico da microbiota intestinal, promovendo efeitos benéficos para

a saúde e o crescimento dos animais (Fuller, 1989). A formulação de muitos

probióticos comerciais geralmente contém uma mistura de espécies de

lactobacilos e leveduras.

Os efeitos probióticos das leveduras parecem depender do fornecimento

contínuo de quantidades suficientes de células vivas para o animal. O uso em


17

alimentação de bovinos de corte está ligado ao aumento na digestibilidade da

matéria seca, especialmente da fibra, melhorando a eficiência alimentar e

ganho de peso (Newbold et al., 1996). No entanto, existem variações na

eficiência das diferentes estirpes da levedura Saccharomyces cerevisae em

promover melhoria no desempenho dos bovinos (Newbold et al., 1996). Martin

e Nisbet (1992) relaram que as leveduras melhoram a atividade metabólica e a

viabilidade microbiana, por meio do fornecimento de nutrientes e da liberação

de fatores de crescimento, como enzimas essenciais, vitaminas e aminoácidos

durante a digestão. Newbold (1997) e Wallace (1994) demonstraram que esses

efeitos aumentam a taxa de digestão da celulose e o fluxo de proteína

microbiana, o que resulta em maior ingestão de matéria seca e,

consequentemente, melhor desempenho do animal.

Segundo Chaucheyras et al. (1997), as leveduras estimulam o

crescimento das bactérias celulolíticas e das utilizadoras de lactato. Estudos in

vitro demonstraram que as leveduras reduzem a produção de ácido acético,

favorecendo a síntese de ácido propiônico (Erasmus et al., 2005). Trabalhos

realizados in vivo determinaram diferenças significativas na ingestão de

alimentos e na produção de leite em vacas holandesas suplementadas com

leveduras. No entanto, a menor concentração de ácido láctico no rúmen foi

associada ao aumento na atividade da bactéria Selenomonas ruminantium

(Erasmus et al., 1992).

Diferentes resultados positivos da inclusão de levedura sobre o consumo

de matéria seca (Williams et al., 1991; Cole et al., 1992; Wohlt et al., 1991;

Erasmus et al., 1992; Adams et al., 1995) e produção de leite (Williams et al.,

1991; Wohlt et al., 1991; 1998; Suné e Mühlbac, 1998) foram relatados, mas

a resposta de bovinos à suplementação com leveduras é influenciada por

uma série de fatores, como tipo de forrageira (Williams et al., 1991; Adams

et al., 1995), proporção de concentrado na dieta (Williams et al., 1991;

Adams et al.,1995) e o estágio de lactação (Wohlt et al., 1991), bem como

por período e nível de suplementação (Strzetelski et al., 1996). Em algumas

situações, não houve resposta significativa da suplementação de levedura na

dieta (Malc Olm e Kiesling, 1990; Mir e Mir, 1994; Fiems et al., 1995; Kung et


18

al., 1997; Doreau e Jouany, 1998), embora benefício em aspectos sanitários

tenha sido observados (Cole et al., 1992; Mir e Mir, 1994).

Além das estratégias descritas, vários outros métodos e aditivos têm sido

propostos para manipular a fermentação ruminal. Nesse sentido, tem

aumentado o interesse por aditivos microbianos de inclusão direta (DFM), que

geralmente são compostos pela associação de bactérias produtoras e

utilizadoras de ácido láctico (Nocek et al. 2002). Além disso, a utilização de

óleos essenciais (Wallace et al., 2002, Calsamiglia et al., 2007; Benchaar et al.,

2008, Bodas et al., 2008, Hart et al., 2008) saponinas (Lia et al., 2003; Wina et

al., 2005; Goel et al., 2008) e ácidos orgânicos (Martins, 1998; Castilho et al.,

2003; Khampa e Wanapat, 2007) têm ganhado destaque na produção

agropecuária.

Embora alguns estudos ainda sejam incipientes com relação à elucidação

do mecanismo de ação desses aditivos, a utilização prática dos mesmos tem

revelado efeitos positivos sobre a fermentação ruminal e a eficiência

microbiana. Estudos sistemáticos deverão ser realizados considerando as

condições de manejo e dietas típicas do Brasil para demonstrar a efetividade

de algumas substâncias descritas como modificadores da fermentação ruminal.

Além disso, em alguns casos são necessárias estratégias para aumentar a

produção e disponibilidade desses aditivos, viabilizando economicamente sua

utilização in vivo.

Considerações finais e perspectivas

Os benefícios decorrentes da manipulação da fermentação ruminal

visando aumentar a eficiência alimentar e a produtividade agropecuária são

diversos. A percepção dos problemas associados ao uso de antibióticos na

produção animal e a demanda cada vez maior por alimentos

microbiologicamente seguros, porém minimamente processados e livres de

aditivos químicos tem aumentado o interesse por estratégias alternativas para

melhorar a saúde animal, aumentar a produtividade dos rebanhos e assegurar

a qualidade microbiológica dos alimentos. Nesse sentido, deve ser reconhecido


19

que a utilização de ionóforos na alimentação de bovinos possibilitou aumentos

no ganho de peso e na eficiência alimentar dos animais. As estratégias de

manipulação da fermentação ruminal devem, portanto, propiciar benefícios

semelhantes para o sistema de produção sem implicar em riscos equivalentes

ao uso de antibióticos ionóforos. Nesse contexto, a discussão da legislação que

regulamenta o registro de novos aditivos precisa ser discutida entre o governo,

o setor produtivo e os pesquisadores, visando estabelecer regras claras e

adequadas à realidade do país, evitando que o Brasil, continue dependente de

tecnologias desenvolvidas no exterior e aplicadas à realidade de países de

clima temperado.

Embora os estudos de manipulação da fermentação ruminal sejam

primariamente focados no animal adulto, o entendimento do estabelecimento

da comunidade microbiana no rúmen de bezerros pode representar uma

estratégia potencial para modificação do ecossistema ruminal ainda no seu

estágio inicial, com efeitos benéficos potenciais para o animal na idade adulta.

Com o avanço das técnicas de estudo da microbiologia do rúmen, novas

oportunidades para expandir o entendimento das interações entre a microbiota

ruminal e o hospedeiro podem ser vislumbradas.

Referências Bibliográficas

Aarestrup, F. M.; Bager, F.; Jensen, N. E.; Madsen, M.; Meyling, A.; Wegener, H. C.

Surveillance of antimicrobial resistance in bacteria isolated from food animals to

antimicrobial growth promoters and related therapeutic agents in Denmark. Acta

Pathologica, Microbiologica et Immunologica Scandinavica, v.106, n.6, p.602-

622, 1998.

Adams, A. L.; Harris, B. Jr.; Van Horn, H. H.; Wilcox, C. J. Effects of varying forage

types on milk production responses to whole cottonseed, tallow, and yeast.

Journal of Dairy Science, v.78, n.3, p.573-581, 1995.

Alert, H. J.; Poppe, S.; Lohner, M. The effect of flavomycin on the fattening

performance of bulls. Archiv für Tierernaehrung, v.43, n.4, p. 371-380, 1993.

Andrighetto, I.; Andreoli, D.; Cozzi, G.; Parenti, E.; Volpato, M. R. Quantitave and

qualitative productive performance of young bulls and steers fed a diet added with

virginiamycin. Zootecnia e Nutrizione animale, v.23, p.179-193, 1997.


20

Bean, N. H.; Goulding, J. S.; Daniels, M. T.; Angulo, F. J. Surveillance for foodborne

disease outbreaks--United States, 1998-1992. Journal of Food Protection, v.60, p.

1265-1286, 1997.

Beauchemin, K. A.; Mcginn, S. M.; Petit, H. V. Methane abatement strategies for cattle:

Lipid supplementation of diets. Canadian Journal of Animal Science, v.87, p.431-

440, 2007.

Beloqui, A.; Pita, M.; Polaina, J.; Martínez-Arias, A.; Golyshina, O. V.; Zumárraga, M.,

Yakimov, M. M.; García-Arellano, H.; Alcalde, M.; Fernández, V. M.; Elborough, K.;

Andreu, J. M.; Ballesteros, A.; Plou, F. J.; Timmis, K. N.; Ferrer, M.; Golyshin, P. N.

Novel polyphenol oxidase mined from a metagenome expression library of bovine

rumen: biochemical properties, structural analysis and phylogenetic relationship.

Journal of Biological Chemistry, v.281, p.22933–42. 2006.

Benchaar, C.; Calsamiglia, S.; Chaves, A. V.; Fraser, G. R.; Colombatto, D.; McAllister,

T. A.; Beauchemin, K. A. A review of plant-derived essential oils in ruminant nutrition

and production. Animal Feed Science and Technology, v.145, n.1/4, p.209-228,

2008.

Benchaar, C.; Pomar, C.; Chiquette, J. Evaluation of dietary strategies to reduce

methane production in ruminants: A modelling approach. Canadian Journal of

Animal Science, v.81, p.563-574, 2001.

Bergen, W. G.; Bates, D. B. Ionophores: Their effect on production efficiency and mode

of action. Journal of Animal Science, v.58, n.6, p.1465-1483, 1984.

Boadi, D.; Benchaar, C.; Chiquette, J.; Massé, D. Mitigation strategies to reduce enteric

methane emissions from dairy cows: Update review. Canadian Journal of Animal

Science, v.84, p.319–335, 2004.

Bodas, R.; López, S.; Fernández, M.; García-González, R.; Rodríguez, A. B.; Wallace,

R.J.; González, J. S. In vitro screening of the potential of numerous plant species as

antimethanogenic feed additives for ruminants. Animal Feed Science and

Technology, v.145, n.1/4, p.245-258, 2008.

Breukink, E.; Wiedemann, I.; Van Kraaij, C.; Kuipers, O. P.; Sahl, H. G.; De Kruijff, B.

Use of the cell wall precursor lipid II by a pore-forming peptide antibiotic. Science,

v.286, p.2361–2364, 1999.

Butaye, P.; Devriese, L. A.; Haesebrouck, F. Antimicrobial Growth Promoters Used in

Animal Feed: Effects of Less Well Known Antibiotics on Gram-Positive Bacteria.

Clinical Microbiology Reviews, v.16, n.2, p.175–188, 2003.


21

Callaway, T. R.; Carneiro de Melo, A. M. S.; Russell, J. B. The effect of nisin and

monensin on ruminal fermentations in vitro. Current Microbiology, v.35, p.90-6,

1997.

Calsamiglia, S.; Busquet, M.; Cardozo, P.W.; Castillejos, L.; Ferret, A. Invited review:

essential oils as modifiers of rumen microbial fermentation. Journal of Dairy

Science, v.90, n.6, p.2580-2595, 2007.

Carvalho, A. A. T.; Mantovani, H. C.; Vanetti, M. C. D. Bactericidal effect of bovicin

HC5 and nisin against Clostridium tyrobutyricum isolated from spoiled mango Pulp.

Letters in Applied Microbiology, v.45, p.68–74, 2007.

Castillo, C.; Benedito, J.L.; Mendez, J.; Pereira, V., Lopez-Alonso, M.; Miranda, M.;

Hernandez, J. Organic acids as a substitute for monensin in diets for beef cattle.

Animal Feed Science and Technology, v.115, p.101-116, 2004.

Chaucheyras, F.; Fonty, G.; Bertin, G.; Gouet, P. Effects of live Saccharomyces

cerevisiae cells on zoospore germination, growth, and cellulolytic activity on the

rumen anaerobic fungus Neocallimastix frontalis MCH3. Current Microbialogy,

v.31, n.4, p.201-205, 1997.

Chen, G.; Russel, J.B. More monensin-sensitive, ammonia-producing bacteria from the

rumen. Applied and Environmental Microbiology, v.55, p.1052-7, 1989.

Cleveland, J.; Montville, T. J.; Nes, I. F.; Chikindas, M. L. Bacteriocins: safe, natural

antimicrobials for food preservation. The International Journal of Food

Microbiology, v.71, p.1–20, 2001.

Coe, M.L.; Nagaraja, T.G.; Sun, Y.D.; Wallace, N.; Towne, E.G.; Kemp, K.E.;

Hutcheson J.P. Effect of virginiacin on rumimal fermentation in cattle during

adaptation to high concentrate diet and during na incuced acidosis. Journal Animal

Science, v.77, p.2259-2268, 1999.

Cole, N. A.; Purdy, C. W.; Hutcheson, D. P. Influence of yeast culture on feeder calves

and lambs. Journal of Animal Science, v.70, n.6, p.1682-1690, 1992.

Cotter, P.D.; Hill C.; Ross, R. P. Bacterial lantibiotics: strategies to improve therapeutic

potential. Current Protein & Peptide Science, v.6, p.61–75, 2005.

Delves-Broughton, J. Nisin as a food preservative. Food Australia, v.57, p.525-527,

2005.

Deng, W.; Xi, D.; Mao, H.; Wanapat, M. The use of molecular techniques based on

ribosomal RNA and DNA for rumen microbial ecosystem studies: a review.

Molecular Biology Reports, v.35, p.265–274, 2008.


22

Doreau, M.; Jouany, J. P. Effect of a Saccharomyces cerevisae culture on nutrient

digestion in lactating dairy cows. Journal of Dairy Science, v.81, n.12, p.3214-

3221, 1998.

Drosinos, E.H., M. Mataragas, J. Metaxopoulos. Modeling of growth and bacteriocin

production by Leuconostoc mesenteroides E131. Meat Science, v.74, p.690–696,

2006.

Edwads, J. E.; MCewan, N. R.; Travis, A.J.; Wallace, J. R. 16S rDNA library-based

analysis of ruminal bacterial diversity. Antonie van Leeuwenhoek, v.86, p.263-281.

2004.

Edwards, J. E.; Mcewan, N. R.; Mckain, N.; Walker, N.; Wallace, R. J. Influence of

flavomycin on ruminal fermentation and microbial populations in sheep.

Microbiology, v.151, n.3, p. 717-725, 2005.

Edwards, J. E.; Wallace, R. J.; Mcewan, N. R. The growth promoting mode of action of

flavomycin in ruminants. Reproduction Nutrition Development, v.42, p.(S) 55-56,

2002. Sessão V (O-23).

Erasmus, L. J.; Botha, P. M.; Kistner, A. Effect of yeast culture on production, rumen

fermentation, and duodenal nitrogen flow in dairy cows. Journal of Dairy Science,

v.75, n.11, p.3056-3065, 1992.

Erasmus, L. J.; Botha, P. M.; Kistner, A. Effect of yeast culture supplement on

production, rumen fermentation and duodenal nitrogen flow in dairy cows. Journal

of Dairy Science, v.75, n.8, p.3056-3065, 1992.

Erasmus, L. J.; Robinson, P. H.; Ahmadi, A.; Hinders, R.; Garrett, J.E. Influence of

prepartum and postpartum supplementation of a yeast culture and monensin, or

both, on ruminal fermentation and performance of multiparous dairy cows. Animal

Feed Science and Technology, v.122, n.1, p.219-239. 2005.

Evans, S. J.; Davies, R. H.; Binns, S. H.; Liebana, E.; Jones, T. W.; Millar, M. F.;

Threlfall, E. J.; Ward, L. R.; Hopkins, K. L.; Mackay, P. H.; Gayford, P. J. Multiple

antimicrobial resistant Salmonella enterica serovar Paratyphi B variant Java in

cattle: a case report. The Veterinary Record, v.156, p. 343-346, 2005.

FDA - 2004. Food and Drug Administration. Risk Assessment of Streptogramin

Resistance in Enterococcus faecium Attributable to the Use of Streptogramins in

Animals. Food and Drug Administration, Center for Veterinary Medicine, 2004.

Disponível em: < http://www.fda.gov/AnimalVeterinary/NewsEvents

/CVMUpdates/ucm048417.htm>. Acesso em: 24/02/2013.

Fébel, H.; Fekete, S.; Romvari, R. Comparative investigation of salinomycin and

flavophospholipol in composed diets. Arch Tierernahr, v.54, n.3, p.225-242, 2001.


23

Fébel, H.; Szelényi, M.; Jécsai, J.; Juhász, B. Effect of salinomycin, flavomycin and

avoparcin on some physiological traits of growing lambs, with particular respect to

rumen fermentation. Acta Veterinaria Hungarica, v. 36, n. 1-2, p. 69-80, 1988.

Fiems, L. O.; Cottyn, B. G.; Boucque, C. V. Effect of yeast supplementation on health,

performance and rumen fermentation in beef bulls. Archiv für Tierernaehrung,

v.47, n.3, p.295-300, 1995.

Flint, H. J.; Bayer, E. A.; Rincon, M. T.; Lamed, R.; White, B. A. Polysaccharide

utilization by gut bacteria: potential for new insights from genomic analysis. Nature

Reviews Microbiology, v.6, p.121-131, 2008.

French, N.; Kennelly, J. J. Effects of feeding frequen-cy on ruminal parameters, plasma

insulin, milk yield, and milk composition in Holstein cows. Journal Dairy Science,

v.73, p.1857–1863, 1990.

Fuller, R. Probiotics in man and animals. Journal of Applied Bacteriology, v.66,

p.365-378, 1989.

Galbraith, E. A.; Antonopoulos, D. A.; White, B. A. Suppressive subtractive

hybridization as a tool for identifying genetic diversity in an environmental

metagenome: the rumen as a model. Environmental Microbiology, v.6, n.9, p.

928–937, 2004.

García-Martínez, J.; Acinas, S. G.; Antón, A. I.; Rodrígues-Valera, F. Use of the 16S--

23S ribosomal genes spacer region in studies of prokaryotic diversity. Journal of

Microbiological Methods, v.36, p.55–64, 1999.

Ghadban, G. S. Probiotics in Broiler production – a review. Archiv für Geflügelkunde,

v.66, n.2, p. 49-58, 2002.

Goel, G.; Makkar, H. P. S.; Becker, K. Changes in microbial community structure,

methanogenesis and rumen fermentation in response to saponin-rich fractions from

different plant materials. Journal of Applied Microbiology, v.105, n.3, p.770-777,

2008.

Hays, V. W. Benefits and risks of antibiotics use in agriculture. In: MOATS, W. A.

(Eds.). Agricultural uses of antibiotics. ed. American Chemical Society.

Washington, p. 74-87, 1986.

Hart, K.J., Yánez-Ruiz D.R.; Duval, S.M.; McEwan, N.R.; Newbold, C.J. Plant extracts

to manipulate rumen fermentation. Animal Feed Science and Technology, v.147,

p.8–35, 2008.

Head, I. M.; Bailey, M. J. Environmental biotechnology: Methodological advances spaw

new concepts in environmental biotechnology. Current Opinion, v.14, p.245-247,

2003.


24

Hernandez-Sanabria, E.; Guan, L. L.; Goonewardene, L. A.; Li, M.; Mujibi, D. F.;

Stothard, P.; Moore, S. S.; Leon-Quintero, M. C. Correlation of Particular Bacterial

PCR-Denaturing Gradient Gel Electrophoresis Patterns with Bovine Ruminal

Fermentation Parameters and Feed Efficiency Traits. Applied and Environmental

Microbiology, v.76, n.19, p.6338–6350, 2010.

Jalc, D.; Laukove, A. Effect of nisin and monensin on rumen fermentation in artificial

rumen. Berliner und Munchener Tierärztliche Wochenschrift, v.115, p.6-10,

2002.

Johnson, K. A.; Johnson, D. E. Methane emissions from cattle. Journal Animal

Science, v.73, p. 2483–2492, 1995.

Khampa, S.; Wanapat, M. Manipulation of Rumen Fermentation with Organic Acids

Supplementation in Ruminants Raised in the Tropics. Pakistan Journal of

Nutrition, v.6, n.1, p.20-27, 2007.

Kišidayová, S.; Laukova, A.; Jalc, D. Comparison of nisin and monensin effects on

ciliate and selected bacterial populations in artificial rumem. Folia Microbiologica,

v.54, p.527-532, 2009.

Kišidayová, S.; Siroka, P.; Laukova, A. Effect of nisin on two cultures of rumen ciliates.

Folia Microbiologica, v.48, p.408-412, 2003.

Kobayashi, Y. Abatement of Methane Production from Ruminants: Trends in the

Manipulation of Rumen Fermentation. Journal Animal Science, v.23, n.3, p.410 –

416, 2010.

Kozloski, G.V. Bioquímica dos ruminantes. 2.ed. – Santa Maria: Ed. da UFSM,

216p., 2009.

Krause, D.O.; Russell, J.B. How many ruminal bacteria are there? Journal of Dairy

Science, v.79, p.1467, 1996.

Kung, J.R.; Kreck, L. E. M.; Tung, R. S. Effects of a live yeast culture and enzymes on

in vitro ruminal fermentation and milk production of dairy cows. Journal of Dairy

Science, v.80, p.2045–2051, 1997.

Lanna, D. P. D.; Medeiros, S. R. Uso de Aditivos na Bovinocultura de Corte. In:

Santos, F. A. P.; Moura, J. C.; Faria, V. P. Requisitos de qualidade na

bovinocultura de corte. Piracicaba: FEALQ, p.297-324, 2007.

Lee, S.S.; Hsu, J.T.; Mantovani, H. C.; Russell, J.B. The effect of bovicin HC5, a

bacteriocin from Streptococcus bovis HC5, on ruminal methane production in vitro.

FEMS Microbiology Letters, v.217, p.51-55, 2002.


25

Lia, Z. A.; Mohammed, N.; Kanda, S.; Kamada, T.; Itabashi, H. Effect of sarsaponin on

ruminal fermentation with particular reference to methane production in vitro.

Journal of Dairy Science, v.86, p.3330-3336, 2003.

Lima, J. R.; Ribon, A. O. B.; Russell, J. B.; Mantovani, H. C. Bovicin HC5 inhibits

wasteful amino acid degradation by mixed ruminal bacteria in vitro. FEMS

Microbiology Letters, v.292, p.78-84, 2009.

Lourenço, M.; Ramos-Morales, E.; Wallace, R. J. The role of microbes in rumen

lipolysis and biohydrogenation and their manipulation. Animal, v.4, n.7, p.1008-

1023, 2010.

Lukáš, F.; Šimůnek, J.; Mrázek, J.; Kopečný, J. PCR-DGGE Analysis of Bacterial

Population Attached to the Bovine Rumen Wall. Folia Microbiology, v.55, n.4,

p.345–348, 2010.

Malcolm, K. J.; Kiesling, H. E. Effects of whole cottonseed and live yeast culture on

ruminal fermentation and fluid passage rate in steers. Journal of Animal Science,

v.68, n.7, p.1965-1970, 1990.

Mantovani, H. C.; Russell, J. B. Nisin Resistance of Streptococcus bovis. Applied and

Environmental Microbiology, v.67, n.2, p.808–813, 2001.

Mantovani, H.C.; Kam, D.K.; Ha, J.K.; Russell, J.B. The antibacterial activity and

sensitivity of Streptococcus bovis strains isolated from the rumen of cattle. FEMS

Microbiology Ecology, v.37, p.223-229, 2001.

Mantovani, H.C.; Russell J.B. Inhibition of Listeria monocytogenes by bovicin HC5, a

bacteriocin produced by Streptococcus bovis HC5. The International Journal of

Food Microbiology, v.89, p.77–83, 2003.

Mantovani, H.C.; Russell, J.B. The ability of a bacteriocin of Streptococcus bovis HC5

(bovicin HC5) to inhibit Clostridium aminophilum, an obligate amino acid fermenting

bacterium from the rumen. Anaerobe, v.8, p.247-252, 2002.

Martin, A.S.; Nisbet, D.J. Effect of direct-feed microbial on rumen microbial

fermentation. Journal of Dairy Science, v.75, n.6, p.1736-1744, 1992.

Martins, S. A. Manipulation of ruminal fermentation with organic acids: a review.

Journal of Animal Science, v.76, n.12, p. 3123-3132, 1998.

McAllister, T. A.; Okine, E. K.; Mathison, G. W.; Cheng, K. J. Dietary, environmental

and microbiological aspects of methane production in ruminants. Canadian Journal

of Animal Science, v.76, p.231–243, 1996.

McAllister, T.A.; Bae, H.D.; Jones, G.A.; Cheng, K.J. Microbial attachment and feed

digestion in the rumen. Journal Animal Science, v.72, p.3004–3018, 1994.


26

Millen, D. D.; Arrigoni, M. B.; Pacheco, R. D. L.; Bastos, J. P. S. T.; Mariani, T. M.

Manipulação da fermentação ruminal: saúde animal e qualidade do produto final.

Pubvet, v. 1, n. 5, Ed. 5, Art. 306, ISSN 1982-1263, 2007.

Mir, Z.; Mir, P. S. Effect of the addition if live yeast (Saccharomyces cerevisae) on

growth and carcass quality of steers fed high-forage or high-grain diets and on

feed digestibility and in situ degradability. Journal of Animal Science, v.72, n.3,

p.537-545, 1994.

Moll, G. N.; Konings, W. N.; Driessen, A. J. M. Bacteriocins: mechanism of membrane

insertion and pore formation. Antonie van Leeuwenhoek, v.76, p.185–198, 1999.

Morais, J. A. S.; Berchielli, T. T.; R. A. Aditivos. In: Nutrição de Ruminantes. 1. ed.

Jaboticabal: Berchielli, T. T.; Pires, A. V.; Oliveira, S. G., Cap. 18, p. 539-570, 2006.

Moss, A. R.; Jouany, J. P.; Newbold, J. Methane production by ruminants: its

contribution to global warming. Annales de Zootechnie, v.49, p.231–253, 2000.

Nafikov, R.A.; Beitz, D.C. Carbohydrate and lipid metabolism in farm animals. The

Journal of Nutrition, v.137, p.702–5, 2007.

Nagajara, T.G.; Newbold, C.J.; Van nevel, C.J. Manipulation of ruminal fermentation.

In: Hobson, P. N., stewart, C. S. (eds). The Rumen Microbial ecosystem. Blackie

Academic e professional, London. p. 523-632, 1997.

Nagajara, T.G.; Newbold, C.J.; Van Nevel, C.J. Manipulation of ruminal fermentation.

In: Hobson, P. N.; Stewart, C. S. (eds). The Rumen Microbial ecosystem. Blackie

Academic e professional, London. p. 523-632, 1997.

Nagaraja, T. G. Response of the Gut and Microbial Populations to Feedstuffs: The

ruminant story. Pages 64-77 in Proc. 64th Minnesota Nutrition Conference. St.

Paul, MN., 2003.

Newbold, C.J.; Wallace, R.J.; Mcintosh, F.M. Mode of action of the yeast

Saccharomyces cerevisiae as a feed additive for ruminants. British Journal

Nutrition, v.76, p.249–261, 1996.

Newbold, J. Proposed mechanisms for enzymes as modifiers of ruminal fermentation,

Proceedings of the 8th Annual Florida Ruminant Nutrition Symposium,

Gainesville, Florida, USA, p. 146–159, 1997.

Nocek, J. E.; Kautz W. P.; Leedle, J. A. Z.; Allman, J. G. Ruminal supplementation of

direct-fed microbial on diurnal pH variation and in situ digestion in dairy cattle.


Nocek, J. E.; Russell, J. B. Protein and energy as an integrated system. Relationship of

ruminal protein and carbohydrate availability to microbial synthesis and milk

production. Journal of Dairy Science, v.71, n.8, p. 2070-2107, 1988.


27

Orskov, E. Nutrición proteica de los ruminantes. Acribia: Zaragoza. 178p., 1988.

Page, S. W. The role of enteric antibiotics in livestock production. Australia:

Avcare Limited, 337 p., 2003.

Palermo, J. N. Uso de medicamentos veterinários; Impactos na moderna avicultura. In:

Simpósio Brasil Sul de Avicultura, Chapecó, 2006, Anais... Chapecó, p.70-78, 2006.

Palmiquist, D.L.; Mattos, W.R.S. Metabolismo de lipídeos. In: Nutrição de Ruminantes.

1. ed. Jaboticabal: Berchielli, T. T.; Pires, A. V.; Oliveira, S. G., Cap. 10, p. 287-310,

2006.

Paster, B. J.; Russell, J. B.; Yang, C. M. J.; Chow, J. M.; Woese, C. R.; Tanner, R.

Phylogeny of the Ammonia-Producing Ruminal Bacteria Peptostreptococcus

anaerobius, Clostridium sticklandii, and Clostridium aminophilum sp. nov.

International Journal of Systematic Bacteriology, v.43, n.1, p.107-110, 1993.

Pell, A. N. Manure and microbes: public and animal health problems? Journal of Dairy

Science, v.80, p. 2673-2681, 1997.

Phibro. Coletânea de trabalhos sobre virginiamicina e salinomicina. São Paulo:

[s.n.], 2008. 1 CD-ROM.

Poppe, S.; Alert, H. J.; Meier, H.; Lohner, H. The effect of flavomycin on digestion in

fattening bulls. Arch Tierernahr, v.43, n.4, p.363-369, 1993.

Powledge, T. M. The polymerase chain reaction. Advances in Physiology Education,

v. 28, p.44–50, 2004.

Pressman, B.C. Ionophorus antibiotics as model for biological transport. Fedding

Process, v.27, p.1283-1288, 1976.

Purushe, J.; Fouts, D. E.; Morrison, M.; White, B. A.; Mackie, R. I.; Coutinho, P. M.;

Henrissat, B.; Nelson, K. E. Comparative Genome Analysis of Prevotella ruminicola

and Prevotella bryantii: Insights into Their Environmental Niche. Microbial Ecology,

v.60, p.721 - 729, 2010.

Rangel, A. H. N.; Leonel, F. P.; Simplício, A. A.; Mendonça Jr, A. F. Utilização de

ionóforos na produção de ruminantes. Revista de Biologia e Ciências da Terra, v.

8, n.1, p.264-273, 2008.

Russell, J. B. The importance of pH in the regulation of ruminal acetate to propionate

ratio and methane production in vitro. Journal Dairy Science, v.81, p.3222–3230,

1998.

RUSSELL, J. B. Rumen Fermentation. Encyclopedia of Microbiology, Vol 4., p. 185-

194, 2000.

Russell, J. B.; Houlihan, A. J. Ionophore resistance of ruminal bacteria and its potential

impact on human health. FEMS Microbiology Reviews, v.27, p.65-74, 2003.


28

Russell, J. B.; Mantovani, H. C. The bacteriocins of ruminal bacteria and their potential

as an aiternative to antibiotics. Journal of Molecular Microbiology and

Biotechnology, v.4, p.347-55, 2002.

Russell, J. B.; O’Connor, J. D.; Fox, D. G.; Van Soest, P. J.; Sniffen, C. J. A net

carbohydrate and protein system for evaluating cattle diets. 1. Ruminal fermentation.

Journal of Animal Science, v.70, n.11, p.3551-3561, 1992.

Russell, J. B.; Onodera, R.; Hino, T. Ruminal protein fermentation: New perspectives

on previous contradictions. In: Physiological aspects of digestion and metabolism in

ruminants. San Diego: Academic Press, p. 682-697, 1991.

Russell, J. B.; Rychlik, J. L. Factors That Alter Rumen Microbial Ecology. Science,

v.292, p.1119-1122, 2001.

Russell, J.B. A proposed model of monensin action in inhibitin gruminal bacteria

growth: effects on ion flux and proton motive force. Journal of Animal Science,

v.64, p.1519-1525, 1987.

Russell, J.B., Strobel, H.J. Effects of additives on in vitro ruminal fermentation: a

comparison of monensin and bacitracin, another Gram-positive antibiotic. Journal

Animal Science, v.66, p.552-558, 1988.

Russell, J.B.; Strobel, H.J. Effect of ionophores on ruminal fermentation. Applied and

Environmental Microbiology, v.55, n.1, p.1-6, 1989.

Russell, J.B.; Strobel, H.J.; Chen, G. Enrichment and isolation of a ruminal bacterium

with a very high specific activity of ammonia production. Applied and

Environmental Microbiology, v.54, p.872-877, 1988.

Salyers, A. A.; Whitt, D. D. Revenge of the microbes - How bacterial resistance is

undermining the antibiotic miracle. ed. ASM Press, Washington, D.C., 186p.,

2005.

Santoso, B.; Mwenya, B.; Sar, C.; Takahashi, J. Ruminal fermentation and nitrogen

metabolism in sheep fed a silage-based diet supplemented with Yucca schidigera or

Y. schidigera and nisin. Animal Feed Science in Technology, v.129, p.187-195,

2006.

Sar, C.; Mwenya, B.; Pen, B.; Morikawa, R.; Takaura, K.; Kobayashi, T.; Takahashi, J.

Effect of nisin on ruminal methane production and nitrate/nitrite reduction in vitro.

Australian Journal of Agricultural Research, v.56, p.803-810, 2005.

Schuller, E. Feeding frequency for lactating dairy cows: Effects of rumen fermentation

and blood metabolites and hormones. British Journal of Nutrition, v.56, p.181–192,

1986.


29

Shabi, Z.; Bruckental, I.; Zamwell, S.; Tagari, H.; Arieli, A. Effects of extrusion of grain

and feeding frequency on rumen fermentation, nutrient digestibility, and milk yield

and composition in dairy cows. Journal Dairy Science, v.82, p.1252–1260, 1999.

Shinkai, T.; Kobayashi, Y. Localization of ruminal cellulotytic bacteria on the plant

fibrous materials determined by a newly developed fluorescent in situ hybridization

protocol. Applied and Environmental Microbiology, v. 73, n. 5, p.1646-1652,

2007.

Shinkai, T.; Ueki, T.; Kobayashi, Y. Detection and identification of rumen bacteria

constituting a fibrolytic consortium dominated by Fibrobacter succinogenes. Animal

Science Journal, v.81, p.72–79, 2010.

Souza, A. R. D. L.; Medeiros, S. R.; Morais, M. G.; Oshiro, M. M.; Júnior, R. A. A. T.

Dieta com alto teor de gordura e desempenho de tourinhos de grupos genéticos

diferentes em confinamento. Pesquisa Agropecuária Brasileira, v.44, n.7, p.746-

753, 2009.

Stevenson, D. M.; Weimer, P. J. Dominance of Prevotella and low abundance of

classical ruminal bacterial species in the bovine rumen revealed by relative

quantification real-time PCR. Applied Microbiology and Biotechnology, n.75,

p.165–174, 2007.

Strzetelski, J. A.; Kowalczyk, J.; Bilik, K.; Stasiniewicz, T.; Soroka, M.; Niwinska, B.

Yeast cells as a feed supplement for cattle. 3. New yeast preparations for cow in the

first period of lactation. Journal of Animal Feed Science, v.5, p.1-9, 1996.

Suen, G.; Weimer, P. J.; Stevenson, D. M.; Aylward, F. O.; Boyum, J.; Deneke, J.;

Drinkwater, C.; Ivanova, N. N.; Mikhailova, N.; Chertkov, O.; Goodwin, L. A.; Currie,

C. R., Mead, D.; Brumm, P. J. The Complete Genome Sequence of Fibrobacter

succinogenes S85 Reveals a Cellulolytic and Metabolic Specialist. Plos One, v.6, n.

4, 2011.

Suné, R. W.; Mühlbach, P. R. F. Efeito da adição de cultura de levedura

(Saccharomyces cerevisiae) cepa 1026 na produção e qualidade do leite de

vacas holandesas em pastejo. Revista Brasileira de Zootecnia, v.27, n.6,

p.1248-1252, 1998.

Takahashi, J.; Mwenya, B.; Santoso, B.; Sar, C.; Umetsu, K.; Kishimoto, T.; Nishizaki,

K.; Kimura, K.; Hamamoto, O. Mitigation of methane emission and energy recycling

in animal agricultural systems. Australian Journal of Animal Sciences, v.18,

p.1199-1208, 2005.

Utiyama, C. E. Utilização dos agentes antimicrobianos, probióticos, prebióticos e

extratos vegetais como promotores de crescimento de leitões recém-


30

desmamados. 94f. Dissertação (Doutorado em Agronomia) – ESALQ, Piracicaba,

2004.

Van Heijenoort, J. Formation of the glycan chains in the synthesis of bacteria

peptidoglycan. Glycobiology, v.11, p.25-36, 2001. Suplemento R.

Van Houweling, C. D.; Gainer, J. H. Public health concerns relative to the use of

subtheraputic levels of antibiotics in animal feeds. Journal of Animal Science,

v.46, p. 1413-1424, 1978.

Van Soest, P.J. Nutritional ecology of the ruminant. 2.ed. New York: Cornell

University Press, 476p. 1994.

Walker, M.; Rapley, R. Guia de rotas na tecnologia do gene. Editora: Ateneu, São

Paulo, 1999.

Wallace, R. J.; McEwan, N. R.; McIntosh, F. M.; Teferedegne, B.; Newbold, C. J.

Natural Products as Manipulators of Rumen Fermentation. Asian-

Australasian Journal of Animal Sciences, v.15, n.10, p.1458-1468, 2002.

Wallace, R.J. Ruminal microbiology, biotechnology, and ruminant nutrition: progress

and problems. Journal of Animal Science, v.72, p.2992-3003, 1994.

Weimer, P. J. End product yields from the extraruminal fermentation of various

polysaccharide, protein and nucleic acid components of biofuels feedstocks.

Bioresource Technology, v.102. n.3, p.3254-9, 2011.

Weimer, P. J.; Stevenson, D.M; Mantovani, H.C.; Man, S.L. Host specificity of the

ruminal bacterial community in the dairy cow following near-total exchange of

ruminal contents. Journal Dairy Science, v.93, n.12, p.5902-12, 2010.

Weimer, P.J.; Russell, J.B.; Muck, R.E. Lessons from the cow: what the ruminant

animal can teach us about consolidated bioprocessing of cellulosic biomass.

Bioresource Technology, v.100, p.5323-5331, 2009.

Wiedemann, I.; Breukink, E.; Van Kraaij, C.; Kuipers, O. P.; Bierbaum, G.; De Kruijff,

B.; Sahl, H. G. Specific binding of nisin to the peptidoglycan precursor lipid II

combines pore formation and inhibition of cell wall biosynthesis for potent antibiotic

activity. Journal of Biological Chemistry, v. 276, p. 1772–1779, 2001.

Wiedemann, M.; Bruce, J. L.; Knorr, R.; Bodis, M.; Cole, E. M.; Mcdowell, C. I.;

Mcdonough, P. L.; Batt, C. A. Ribotype diversity of Listeria monocytogenes strains

associated with outbreaks of listeriosis in ruminants. Journal of Clinical

Microbiology, v.34, p. 1086-1090, 1996.

Williams, P. E. V.; Tait, C. A. G.; Innes, G. M.; Newbold, C . J. Effects of the inclusion

of yeast culture (Saccharomyces cerevisiae plus growth medium) in the diet of


31

cows on milk yield and forage degradation and fermentation patterns in the

rumen of sheep and steers. Journal of Animal Science, v.69, p.3016–3026, 1991.

Wina, E.; Muetzel, S.; Becker, K. The impact of saponins or saponin-containing plant

materials on ruminant productions: A review. Journal of Agricultural and Food

Chemistry, v.53, p. 8093-8105, 2005.

Witte, W. Selective pressure by antibiotic use in livestock. International Journal of

Antimicrobial Agents, v.16 Suppl 1, p. S19-24, 2000.

Wohlt, J. E.; Corcione, T. T.; Zajac, P. K. Effect of yeast on feed intake and

performance of cows fed diets based on corn silage during early lactation. Journal

of Dairy Science, Champaign, v.81, n.5, p.1345-52, 1998.

Wohlt, J. E.; Finkelstein, A. D.; Chung, C. H. Yeast culture to improve intake,

nutrient digestibility, and performance by dairy cattle during early lactation.


Wright, A.-D. G; Williams, A.J.; Winder, B.; Christophersen, C.; Rodgers, S. L.; Smith,

K. D. Molecular diversity of rumen methanogens from sheep in Western Australia.

Applied and Environmental Microbiology, v.70, p.1263-1270, 2004.

Yokoyama, M. T.; Johnson, K. A. The ruminal animal: Digestive physiology and

nutrition. In: C. D. Church (Ed.). New Jersey: Waveland Press, 1993.

Manipulação da Fermentação microbiana ruminal para máxima ... · Diferentes espécies e grupos...

Documents

Transcript of Manipulação da Fermentação microbiana ruminal para máxima ... · Diferentes espécies e grupos...