UNIVERSIDADE TUIUTI DO PARANÁ Faculdade de ciências...
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UNIVERSIDADE TUIUTI DO PARANÁ Faculdade de ciências biológicas e da saúde Curso de Medicina Veterinária ADRIÉLLE BIANCA CEZARIO TRATAMENTO COM OZONIOTERAPIA PARA ALTERAÇÃO ÓSSEA E LESÃO RECIDIVANTE EM REGIÃO INGUINAL EM FELINO E DIOCTOPHYMA RENALE EM CÃO CURITIBA 2018
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UNIVERSIDADE TUIUTI DO PARANÁ
Faculdade de ciências biológicas e da saúde
Curso de Medicina Veterinária
ADRIÉLLE BIANCA CEZARIO
TRATAMENTO COM OZONIOTERAPIA PARA ALTERAÇÃO ÓSSEA E LESÃO
RECIDIVANTE EM REGIÃO INGUINAL EM FELINO E DIOCTOPHYMA RENALE
EM CÃO
CURITIBA
2018
ADRIÉLLE BIANCA CEZARIO
TRATAMENTO COM OZONIOTERAPIA PARA ALTERAÇÃO ÓSSEA E LESÃO
RECIDIVANTE EM REGIÃO INGUINAL EM FELINO E DIOCTOPHYMA RENALE
EM CÃO
Relatório de Estágio Curricular apresentado ao Curso de
Medicina Veterinária da Faculdade de Ciências Biológicas
e da Saúde da Universidade Tuiuti do Paraná, como
requisito parcial para obtenção do título de Médica
Veterinária.
Professor orientador: Prof.ª Dra. Mariana Scheraiber
Orientador profissional: M.V. Renata Guimarães
CURITIBA
2018
Reitor
Prof. Luiz Guilherme Rangel Santos
Pró-Reitoria de Promoção Humana
Prof. Ana Margarida de Leão Taborda
Pró-Reitoria Administrativa
Prof. Camille Rangel
Pró-Reitor Acadêmico
Prof. João Henrique Faryniuk
Pró-Reitoria de Planejamento
Sr. Afonso Celso Rangel Santos
Secretário Geral
Sr. Bruno Carneiro da Cunha Diniz
Coordenador do Curso de Medicina Veterinária
Prof. Wellington Hartmann
Supervisora de Estágio Curricular
Prof. Jesséa de Fátima França Biz
Campus Barigui
Rua Sydnei A Rangel Santos, 238
CEP 82010-330 – Curitiba – PR
Fone: (41) 3331-7958
TERMO DE APROVAÇÃO
ADRIÉLLE BIANCA CEZARIO
TRATAMENTO COM OZONIOTERAPIA PARA ALTERAÇÃO ÓSSEA E LESÃO
RECIDIVANTE EM REGIÃO INGUINAL EM FELINO E DIOCTOPHYMA RENALE
EM CÃO
Este Trabalho de Conclusão de Curso foi julgado e aprovado para obtenção do
título de Médica Veterinária do Curso de Medicina Veterinária da Universidade Tuiuti
do Paraná.
Curitiba, 02 de julho de 2018.
BANCA EXAMINADORA
________________________________________
Orientadora Prof.ª Dr. Mariana Scheraiber
Universidade Tuiuti do Paraná
________________________________________
Prof. Especialista Vinícius Ferreira Caron
____________________________________
Médica Veterinária Marcela Sigolo Vanhoni
Dedico este trabalho à Deus por me conceder
este dom; aos meus pais que batalharam muito
pela minha formação acadêmica; ao meu
noivo que sempre me apoiou, me dando
palavras sábias para me dar forças e me
acalmando; e aos animais de quatro patas.
AGRADECIMENTOS
Agradeço primeiramente à Deus por me conceder este dom de amar e querer
cuidar dos animais, em especial os de quatro patas.
Agradeço aos meus pais Adenir Cezario e Solange Schneider Cezario que
fizeram o possível e o impossível para que este sonho se realizasse, me dando a
chance de estudar e me incentivando sempre.
Ao meu noivo Marcelo Augusto, pelos ensinamentos, apoio, carinho e
dedicação durante a minha formação acadêmica, em especial neste último período.
Aos meus sogros, Joelma e Marcelo Cosme, por me apoiarem durante toda a
minha formação.
Aos meus irmãos Anderson e Alisson e a minha sobrinha Karen, pela
compreensão por não poder ter a atenção necessária a eles devido a dedicação a
este trabalho.
A minha vó, por me ensinar a ter garra, sendo firme e forte para conseguir o
que se deseja não deixando pessoas de má índole me colocasse para baixo.
A todos os animais de quatro patas, em especial ao meu pequeno grande
“bebê” Xerife, que mesmo sem saber o que ocorria, preferia estar ao meu lado, mal
sabia ele o quanto isso me dava forças para continuar por este caminho cheio de
obstáculos.
A todos os professores da Universidade Tuiuti do Paraná, que contribuíram de
alguma forma durante a graduação para minha formação acadêmica.
APRESENTAÇÃO
Este trabalho de Conclusão de Curso, apresentado ao Curso de Medicina
Veterinária da Faculdade de Ciências Biológicas e da Saúde, da Universidade Tuiuti
do Paraná, como requisito parcial para a obtenção do título de Médico Veterinário, é
composto pelo Relatório de Estágio, onde são descritas as atividades realizadas
durante o período de 19 de fevereiro a 27 de abril de 2018, na Unidade de Saúde
Animal (UNISA), localizada no município de Curitiba–PR, com orientação acadêmica
da Prof.ª Dra. Mariana Scheraiber e orientação profissional da Médica Veterinária
Renata Guimarães. O presente trabalho relata dois casos clínicos que versam sobre
tratamento com ozonioterapia em alteração óssea e lesão recidivante em felino e
Dioctophyma renale em cão.
RESUMO
Este trabalho de conclusão de curso tem como objetivo apresentar as
atividades realizadas no setor de clínica cirúrgica de pequenos animais, durante o
período de estágio curricular supervisionado, realizado na Unidade Intensiva de
Saúde Animal (UNISA). A primeira parte do trabalho contém o relatório de estágio
onde são descritas a casuística de atendimentos e procedimentos. Durante o estágio
foram realizados 342 atendimentos clínicos, acompanhados no período de 19 de
fevereiro a 27 de abril de 2018. A segunda parte é composta pelo relato de dois casos
referentes à tratamento com ozonioterapia em alteração óssea e lesão recidivante em
felino e Dioctophyma renale em cão. Os relatos apresentam uma revisão bibliográfica
referente aos temas selecionados.
Palavras-chave: cicatrização; terapia; osso; nematódeo; rim.
LISTA DE FIGURAS
FIGURA 1: RECEPÇÃO (A) E SALA DE ESPERA (B) DA CLÍNICA VETERINÁRIA
UNISA, CURITIBA/2018.............................................................................................18
FIGURA 2: CONSULTÓRIO GATOS (A) E CONSULTÓRIO PARA CÃES (B) DA
CLÍNICA VETERINÁRIA UNISA, CURITIBA/2018.....................................................18
FIGURA 3: CENTRO CIRÚRGICO E LABORATÓRIO DE ANÁLISES CLÍNICAS
UNISA, CURITIBA/2018.............................................................................................19
FIGURA 4: FARMÁCIA UNISA, CURITIBA/2018........................................................19
FIGURA 5 – ACOMPANHAMENTOS REALIZADOS NO INTERNAMENTO NO
PERÍODO DE 19 DE FEVEREIRO A 27 DE ABRIL DE 2018 NA UNISA, SEPARADA
POR ESPECIALIDADE E ESPÉCIE...........................................................................20
FIGURA 6 – FORMAÇÃO DE O3 ATRAVÉS DE DESCARGAS ELÉTRICAS EM
TEMPESTADES.........................................................................................................23
FIGURA 7 – FORMAÇÃO DE O3 ATRAVÉS DE RAIOS ULTRAVIOLETAS (UV).......23
FIGURA 8 – FERIDA ABERTA EM REGIÃO INGUINAL DO GATO, FÊMEA, DE
MENOS DE 6 MESES DE IDADE, CURITIBA-PR/2018.............................................28
FIGURA 9 - LIMPEZA E FECHAMENTO DE FERIDA EM REGIÃO INGUINAL DO
GATO, FÊMEA, MENOS DE 6 MESES DE IDADE, CURITIBA-PR/2018...................31
FIGURA 10 – PRIMEIRA RADIOGRAFIA DE MEMBRO PÉLVICO ESQUERDO DE
FÊMUR DO GATO, FÊMEA, 1 ANO DE IDADE, CURITIBA-PR/2018........................34
FIGURA 11 – BIÓPSIA DE FRAGMENTO ÓSSEO DO GATO, FÊMEA, 1 ANO DE
IDADE, CURITIBA-PR/2018.......................................................................................34
FIGURA 12 – SEGUNDA RADIOGRAFIA DE MEMBRO PÉLVICO ESQUERDO DE
FÊMUR DO GATO, FÊMEA, 1 ANO DE IDADE, CURITIBA-PR/2018........................36
FIGURA 13 – OVOS DE DIOCTOPHYME RENALE ENCONTRADOS APÓS A
SEDIMENTAÇÃO DA URINA DE UM CÃO................................................................41
FIGURA 14 – PARASITOS DE D. RENALE NO INTERIOR DO RIM..........................42
FIGURA 15 – CICLO EVOLUTIVO DO DIOCTOPHYMA RENALE EM CÃES............43
FIGURA 16 – ULTRASSONOGRAFIA ABDOMINAL DE TOPOGRAFIA RENAL
DIRETA PARASITADA COM DIOCTOPHYMA RENALE...........................................46
FIGURA 17 – IMAGEM ULTRASSONOGRÁFICA ABDOMINAL DA TOPOGRAFIA
RENAL DIREITA DO CÃO, MACHO, 1 ANO DE IDADE, COM HISTÓRICO DE
HEMATÚRIA EM JATOS, DEMONSTRANDO PARASITADO COM DIOCTOPHYMA
RENALE, CURITIBA-PR/2018...................................................................................47
FIGURA 18 – RIM DIREITO DO CÃO, MACHO, 1 ANO DE IDADE, PARASITADO
COM DIOCTOPHYMA RENALE, CURITIBA-PR/2018...............................................48 FIGURA 19 – IMAGEM ULTRASSONOGRAFIA ABDOMINAL DA TOPOGRAFIA
RENAL ESQUERDA DE CONTROLE DO CÃO, MACHO, 1 ANO DE IDADE,
CURITIBA-PR/2018....................................................................................................50
LISTA DE QUADROS
QUADRO 1 – TOTAL DE ACOMPANHAMENTOS REALIZADOS NO PERÍODO DE
19 DE FEVEREIRO A 27 DE ABRIL DE 2018 NA UNISA, DIVIDIDA POR ESPÉCIE E
SEXO..........................................................................................................................20
QUADRO 2 – EFEITOS TÓXICOS DO OZÔNIO GASOSO EM HUMANOS..............27
QUADRO 3 – RESULTADOS DO PRIMEIRO EXAME LABORATORIAL DO FELINO,
FÊMEA 6 MESES DE IDADE......................................................................................29
QUADRO 4 – RESULTADOS DO PRIMEIRO EXAME DE CULTURA E
IDENTIFICAÇÃO BACTERIANA E ANTIBIOTICOGRAMA DO FELINO, FÊMEA,
ADULTO.....................................................................................................................30
QUADRO 5 – RESULTADOS DO SEGUNDO EXAME LABORATORIAL DO FELINO,
FÊMEA, ADULTO.......................................................................................................31
QUADRO 6 – RESULTADOS DO TERCEIRO EXAME LABORATORIAL DO FELINO
ADULTO, FÊMEA, ADULTO......................................................................................32
QUADRO 7 – RESULTADOS DO SEGUNDO EXAME DE CULTURA E
IDENTIFICAÇÃO BACTERIANA E ANTIBIOTICOGRAMA DO FELINO, FÊMEA,
ADULTO.....................................................................................................................33
QUADRO 8 – RESULTADOS DO EXAME DE HISTOPATOLOGIA DE DOIS
FRAGMENTOS ÓSSEOS DO FELINO, FÊMEA, ADULTO........................................35
QUADRO 9 – RESULTADOS DO PRIMEIRO EXAME LABORATORIAL DO CANINO,
MACHO, 1 ANO DE IDADE........................................................................................48
QUADRO 10 – RESULTADOS DO SEGUNDO EXAME LABORATORIAL DO
CANINO, MACHO, 1 ANO DE IDADE.........................................................................49
LISTA DE ABREVIATURAS, SIGLAS E SÍMBOLOS
% – Porcentagem
µl – Microlitro
µm – Micrômetro
ABINPET – Associação Brasileira da Industria de Produtos para Animais de
Estimação
ABOZ – Associação Brasileira de Ozonioterapia
ALT – Alanina Amino Transferase
AMC – Amoxicilina + Ácido Clavulânico
AMP – Ampicilina
ATP – Adenosina Trifosfato
BHI – Brain Heart Infusion
BID – A cada 12 Horas
Cels – Célula
CFX – Cefalexina
CHGM – Concentração de Hemoglobina Globular Média
CLI – Clindamicina
cm – Centímetro
CRO – Ceftriaxona
D. renale – Dioctophyma renale
dL – Decilitro
FA – Fosfatase Alcalina
fl – fentolitro
g – grama
GEN – Gentamicina
H2O2 – Peróxido de Hidrogênio
HD – Hospedeiro Definitivo
HI – Hospedeiro Intermediário
IA – Intra-arterial
IBGE – Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística
ID – Intradiscal
IF – Intrafaraminal
IL – Intralesional
IM – Intramuscular
IV – Intravenosa
kg – quilograma
km – quilômetros
LOP – Lipooligopeptídeos
M.V. – Médica Veterinária
mg – miligrama
min – Minutos
ml – Mililitro
mm – Milímetro
N2O2 – Dióxido de Nitrogênio
NEO – Neomicina
O – Átomo de Oxigênio
O2 – Oxigênio
O3 – Ozônio
ºC – Graus Celsius
OMS – Organização Mundial da Saúde
OXA – Oxaciclina
ppmv – Partes por Milhão em Base Volumétrica
ROS – Reativas de Oxigênio
SC – Subcutânea
SID – A cada 24 Horas
SRD – Sem Raça Definida
TET – Tetraciclina
TID – A cada 8 Horas
TOB – Tobramicina
TPC – Tempo de Preenchimento Capilar
UI – Unidade Internacional
UNISA – Unidade Intensiva de Saúde Animal
UV – Ultravioleta
VGM – Volume Globular Médio
VO – Via Oral
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO..............................................................................................16
2 LOCAL DE REALIZAÇÃO DO ESTÁGIO..............................................17
2.1 LOCAL DO ESTÁGIO......................................................................................17
2.2 ESTRUTURA FÍSICA.......................................................................................17
3 ATIVIDADES DESENVOLVIDAS....................................................................19
3.1 CASUÍSTICA...................................................................................................19
4 RELATOS DE CASOS CLÍNICOS..................................................................21
4.1 TRATAMENTO COM OZONIOTERAPIA PARA ALTERAÇÃO ÓSSEA E
LESÃO RECIDIVANTE EM REGIÃO INGUINAL EM FELINO....................................21
4.1.1 Introdução........................................................................................................21
4.1.2 História do gás de ozônio.................................................................................22
4.1.3 Mecanismos de formação do ozônio................................................................23
4.1.4 Formas industriais de produção de ozônio.......................................................24
4.1.5 Aplicações clínicas...........................................................................................24
4.1.6 Ações do ozônio...............................................................................................25
4.1.7 Vias de administração da ozonioterapia...........................................................26
4.1.8 Toxicidade e efeitos adversos..........................................................................27
4.1.9 Contraindicações.............................................................................................28
4.1.10 Relato de caso clínico....................................................................................28
4.1.11 Discussão......................................................................................................36
4.1.12 Conclusão......................................................................................................37
4.2 DIOCTOPHYMA RENALE EM CÃO................................................................38
4.2.1 Introdução........................................................................................................38
4.2.2 Anatomia renal .................................................................................................38
4.2.3 Morfologia do Dioctophyma renale...................................................................40
4.2.4 Epidemiologia...................................................................................................41
4.2.5 Patogenia.........................................................................................................41
4.2.6 Ciclo biológico e transmissão...........................................................................42
4.2.7 Hospedeiros.....................................................................................................44
4.2.8 Localização do parasita no hospedeiro definitivo..............................................44
4.2.9 Sinais clínicos...................................................................................................44
4.2.10 Alterações laboratoriais e urinálise...................................................................45
4.2.11 Diagnósticos diferenciais e formas diagnósticas..............................................45
4.2.12 Tratamento......................................................................................................46
4.2.13 Prevenção.......................................................................................................46
4.2.14 Relato de caso clínico......................................................................................46
4.2.15 Discussão........................................................................................................50
4.2.16 Conclusão........................................................................................................51
5 CONSIDERAÇÕES FINAIS....................................................................................52
6 REFERÊNCIAS.......................................................................................................53
16
1 INTRODUÇÃO
O estágio curricular supervisionado é uma etapa importante na vida pessoal e
profissional do acadêmico tem por objetivo aprimorar os conhecimentos adquiridos
durante a graduação com a realidade da profissão, preparando o acadêmico para
ingressar no mercado de trabalho com mais experiência e segurança.
Segundo a ABINPET 2016, o segmento de animais de estimação ocupa
atualmente a terceira posição no ranking mundial, ficando atrás dos Estados Unidos
e Reino Unido. E no ano de 2016 o Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística
(IBGE) divulgou que há mais de 50 milhões de cães e 22 milhões de gatos sendo
cuidados nas famílias brasileiras, e tende a ter mais espaço para os animais, pois a
população dos animais domésticos deve crescer 5% ao ano, enquanto a de humanos
cresce menos de 1%.
Em 2016 o faturamento total foi de R$ 18,9 bilhões com gastos de estética,
conforto e cuidados de saúde dos pets, em comparação ao ano anterior houve um
crescimento de 4,9%, consequentemente houve aumento de gastos com rações,
acomodações, vestes e até plano de saúde próprio procurando mais profissionais
especialistas para o melhor atendimento ao seu animal doméstico (ABINPET, 2016).
O primeiro caso clínico aborda o atendimento de uma paciente da
espécie felina, com ferida recidivante em região inguinal tendo comunicação interna
onde na radiografia, foi visto alteração óssea em fêmur tratada com ozonioterapia,
promovendo a cura dos tecidos danificados (MANDHARE et al.,2012), pois possui
ação contra bactérias, fungos, protozoários e vírus (WICKRAMANAYAKE, 1984)
podendo ser administrada de forma parenteral ou tópica/local (BOCCI, 2006; SHETE
et al., 2016).
O segundo caso clínico relata o atendimento de um paciente da espécie canina,
diagnosticado através do exame ultrassonográfico com Dioctophyma renale no rim
direito, órgão este acometido com mais frequência, provavelmente, devido sua
vizinhança com o duodeno (FORTES, 2004). Os hospedeiros definitivos, carnívoros
domésticos e selvagens podem ser infectados através da ingestão de hospedeiro
intermediário, o anelídeo oligoqueta, peixes ou rãs (MAYRINK et al., 2000; MECH e
TRACY, 2001).
17
2 LOCAL DE REALIZAÇÃO DO ESTÁGIO
2.1 LOCAL DO ESTÁGIO
O estágio curricular supervisionado foi realizado na Clínica Veterinária Unidade
Intensiva de Saúde Animal (UNISA), situada na Avenida Presidente Affonso Camargo,
4123, Bairro Capão da Imbuia, Curitiba-PR.
O atendimento oferecido pela UNISA é destinado aos cães e gatos. O horário
de funcionamento é 24 horas, inclusive durante feriados. A clínica oferece
atendimentos com consultas nos setores de clínica médica e cirúrgica, tendo Médicas
Veterinárias especialistas nas áreas de felinos, dermatológica, clínica médica e clínica
cirúrgica.
A equipe de atendimento é composta por cinco Médicos Veterinários, nove
Médicos Veterinários que trabalham em regime de escala de plantão, quatro
estagiárias e duas recepcionistas.
2.2 ESTRUTURA FÍSICA
A UNISA é composta por uma recepção (figura 1-A), uma sala de espera (figura
1-B), dois consultórios para atendimento clínico, sendo um para gatos domésticos
(figura 2-A) e outro para cães (figura 2-B), centro cirúrgico juntamente com laboratório
de análise clínicas (figura 3), internamento e farmácia (figura 4). O interior da clínica
também dispõe de dois banheiros, cozinha, dormitório e canil para hospedes.
Após o cadastro e abertura de prontuário na recepção, os pacientes felinos
domésticos são encaminhados para um consultório específico, que contém balança
pediátrica e os caninos são encaminhados para outro consultório específico para eles.
A clínica também oferece serviço terceirizado nos consultórios de radiografia,
ultrassonografia, ecocardiografia, acupuntura e tratamento com ozonioterapia.
O setor de cirurgia é composto por uma mesa de alumínio, monitor de
parâmetros e anestesia inalatória, além de análises laboratoriais.
A UNISA possui um laboratório próprio e interno, onde são realizados exames
hematológicos, bioquímicos, urinálise, parasitológico, microbiológico, citológico,
histopatológico, biologia molecular, imunológicos, hormonais, coagulograma e
toxicológicos.
18
O internamento comporta quatro animais de pequeno porte, quatro de médio
porte e dois de grande porte, totalizando 10 pacientes, onde são destinados a
pacientes que necessitam de acompanhamento médico constante, além de
procedimentos ambulatoriais e colheita de materiais para análises laboratoriais.
Todas as medicações encontram-se na farmácia, assim como a prescrição
médica de cada paciente internado, constando além de alguns dados, como nome do
paciente, espécie, raça/pelagem, temperamento, sexo, idade, peso, número da ficha,
suspeita clínica, data de entrada do animal, nome do médico veterinário responsável,
nome e o número de telefone do responsável para contato, a medicação prescrita,
sua dose, volume, via e frequência a ser administrada a cada dia do internamento do
paciente.
Figura 1: Recepção (A) e sala de espera (B) da Clínica Veterinária UNISA, Curitiba-PR/2018
Figura 2: Consultório gatos (A) e consultório para cães (B) da Clínica Veterinária UNISA,
Curitiba-PR/2018
19
Figura 3: Centro cirúrgico e laboratório de análises clínicas UNISA, Curitiba-PR/2018
Figura 4: Farmácia UNISA, Curitiba-PR/2018
3 ATIVIDADES DESENVOLVIDAS
Durante o período de estágio (19 de fevereiro a 27 de abril de 2018) foi possível
acompanhar a rotina da clínica médica e cirúrgica de pequenos animais, incluindo
anamnese, exame físico, contenção, procedimentos ambulatoriais como
cateterização venosa e colheitas de sangue, monitoramento dos parâmetros,
administração de medicamentos dos pacientes internados, ataduras e limpezas de
feridas.
3.1 CASUÍSTICA
Durante o período de estágio na Clínica Veterinária UNISA foi possível
acompanhar no total 342 casos clínicos (quadro 1).
20
Quadro 1: Total de acompanhamentos realizados no período de 19 de fevereiro a 27 de abril de 2018
na UNISA, dividida por espécie e sexo
ESPÉCIE QUANTIDADE MACHO FÊMEA
CANINA 261 114 147
FELINA 81 37 44
Na figura 5 é possível avaliar o número de atendimentos divididos por
especialidades, incluindo consultas de rotina, acupuntura, cardiologia, dermatologia,
endocrinologia, gastroenterologia, genitourinário, infectologia, neurológico,
odontologia, oftalmologia, oncologia, ortopedia, otorrinolaringologia, politraumatizado,
reprodutor e toxicologia, subdividindo entre caninos e felinos.
Figura 5: Acompanhamentos realizados no internamento no período de 19 de fevereiro a 27 de abril
de 2018 na UNISA, separada por especialidade e espécie
No geral a especialidade que mais teve acompanhamentos realizados foi
dermatologia (14%), seguida de gastroenterologia (12%) como gastrite, pancreatite,
enterocolite e medicina preventiva (9%).
Separados os sistemas por espécies, é possível verificar a diferença de
casuísticas entre cães e gatos. Onde o que mais acometeu os caninos foram as áreas
de dermatologia (16%), gastroenterologia (13%) e rotina (10%), diferentemente dos
felinos, onde foram mais acometidos os sistemas, respiratório (22%), ortopedia (9%)
e gastroenterologia (9%), não tendo nenhum acompanhamento durante o período de
estágio nas áreas de endocrinologia e neurologia.
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
Caninos Felinos
21
4 RELATOS DE CASOS CLÍNICOS
4.1 TRATAMENTO COM OZONIOTERAPIA PARA ALTERAÇÃO ÓSSEA E LESÃO
RECIDIVANTE EM REGIÃO INGUINAL EM FELINO
4.1.1 Introdução
A mistura dos gases oxigênio (O2) e ozônio (O3) por diversas vias de
administração com finalidade terapêutica recebe o nome de ozonioterapia (LARA,
2017).
A palavra ozônio (O3) vem do grego “eu cheiro” devido seu cheiro característico,
semelhante ao odor do ar após uma tempestade elétrica. Este gás é instável e flutua
para o alto da atmosfera a 20 a 30 km da crosta terrestre (GIMENES, 2008), possuindo
coloração azul (ATKINS e JONES, 2012). E quando se destina a processos de
desinfecção, apresenta-se incolor (BULIES, 2005).
É produzido a partir de dois mecanismos principais, através de descargas
elétricas em tempestades e através da radiação ultravioleta (UV) emitida pelo sol
(GIMENES, 2008). O gás de ozônio é constituído por 3 (três) átomos de oxigênio,
sendo uma forma alotrópica.
Pode ser utilizado no tratamento de diversas doenças envolvendo bactérias,
fungos e vírus, devido ao alto poder oxidante. O ozônio é usado de forma terapêutica
há mais de 150 anos, sendo aplicado ao longo desses anos como um método de
desinfecção ou uma opção de tratamento para várias doenças (ELVIS e EKTA, 2011),
incluindo condições inflamatórias crônicas (BOCCI et al., 2015), pré diabético,
indivíduos com maior risco de desenvolvimento da doença incluem aqueles com
glicemia de jejum alterada e tolerância diminuída à glicose e especialmente aqueles
com as duas condições combinadas, úlceras (LIU et al., 2015), osteonecrose
(FLIEFEL et al., 2015), doença periodontal (GUPTA e MANSI, 2012) e cárie dentária
(SAMUEL et al., 2016). Essa ampla utilização é justificada por suas amplas aplicações
biológicas, que cobrem um potencial efeito antimicrobiano, bem como a ativação do
sistema imunológico e a indução da cicatrização de feridas (ELVIS e EKTA, 2011;
ZANARDI et al., 2016).
22
4.1.2 História do gás de ozônio
Os primeiros geradores de ozônio para fins medicinais foram usados - para
"purificar" sangue por volta de 1870 na Alemanha (CHILE, 2006).
Hoje em dia existem também sociedades nacionais de ozonioterapia, cujos
principais países são: Austrália, Suíça, Japão, França, Estados Unidos, sendo que
estes são afiliados à Associação Internacional do Ozônio (BULIES, 2005).
Segundo Soares (2008), no Brasil, foi fundada em 2006 a Associação Brasileira
de Ozonioterapia (ABOZ), com o papel de legalizar a prática, informatizar e capacitar
profissionais, com base em experiências realizadas no Brasil e no exterior.
Segundo Lara (2017), o médico Heinz Konrad em 1975 iniciou está prática em
sua clínica, em São Paulo. Segundo ABOZ (2017), no Brasil o Projeto de Lei (Nº
9001/2017) que regulamenta a Ozonioterapia no Brasil, teve sua aprovação no
Senado Federal, na Comissão de Constituição e Justiça, em outubro de 2017, por
unanimidade e atualmente, o Projeto de Lei está em tramitação na Câmara dos
Deputados.
De acordo com Sunnen (1988), as primeiras aplicações registradas de
ozonioterapia foi durante a Primeira Guerra Mundial para o tratamento de feridas
infectadas, queimaduras e fístulas nos soldados feridos, e observou-se a sua eficácia
para desinfectar as feridas na pele. Segundo Wickramanayake et al. (1984) e,
utilizando o ozônio de forma segura em organismos vivos tem a ação descrita sobre
bactérias, fungos, protozoários e vírus. Observando a forma de ação do ozônio, houve
a utilização da ozonioterapia na odontologia veterinária, para tratar a doença
periodontal que afeta 80% dos animais domésticos, sendo considerada uma doença
infecciosa e inflamatória comum que está relacionada à destruição do tecido ao redor
do dente (gengiva, cemento, ligamento periodontal e osso alveolar) em resposta ao
processo inflamatório provocado principalmente por bactérias (HARVEY et al., 1995;
LIPPOLIS et. al., 2004).
23
4.1.3 Mecanismos de formação do ozônio
O gás de ozônio é produzido a partir de dois mecanismos principais, através de
descargas elétricas em tempestades onde a molécula de O2 é quebrada em dois
átomos de oxigênio (O + O). O átomo individual reage com uma molécula de O2 (O +
O₂), formando uma molécula de O3 (NOGALES et al., 2008) (figura 6). E o outro
mecanismo é através da radiação ultravioleta (UV) (figura 7) emitida pelo sol, situada
entre o comprimento de onda de 180 a 200 nanômetros, tendo a mesma função da
descarga elétrica em tempestade (GIMENES, 2008; NOGALES et al., 2008).
Figura 6: Formação de O3 através de descargas elétricas em tempestades
Fonte: Brasil Ozônio, 2015.
Figura 7: Formação de O3 através de raios ultravioletas (UV)
Fonte: Adaptado NaturalTec, 2018.
A concentração de O3 na atmosfera varia de acordo com altitude, temperatura
e poluição do ar, por este motivo o O3 utilizado na ozonioterapia é produzido a partir
de O2 médico puro, 95% de oxigênio e 5% de ozônio, o ar deve ser excluído pois
haverá produção de dióxido de nitrogênio N2O2 (BOCCI, 2006; NOGALES et al.,
2008).
24
Deve-se preparar a solução ozonizada imediatamente antes do uso pois a
molécula de O3 é instável (NOGALES et al., 2008) e retorna a forma O2 facilmente.
Seu tempo médio de vida é de 40 minutos a 20ºC – 25ºC e se decompõe a partir desse
momento, em oxigênio mais água (BOCCI, 2006).
O ozônio é 1,6 vezes mais denso e 10 vezes mais solúvel em água (49,0 ml em
100 ml de água a 0°C) do que o oxigênio. Embora o ozônio não seja uma molécula
radical, é o terceiro oxidante mais potente (E = +2,076 V) após flúor e persulfato
(BOCCI, 2006).
4.1.4 Formas industriais de produção de ozônio
Sistema ultravioleta de produção – é produzido em baixas concentrações de
O3 (BOCCI, 2006).
Sistema de descargas elétricas – é produzido em altas concentrações de O3
(BOCCI, 2006).
Sistema de produção por plasma frio – aplicado apenas para purificação de ar
e água (CHILE, 2006; NOGALES et al., 2008).
4.1.5 Aplicações clínicas
A ozonioterapia é a técnica que emprega ozônio como um agente
terapêutico. Atualmente são descritas nas osteomielites, abcessos,
úlceras de decúbito, pé diabético, queimaduras, doenças isquêmicas,
degeneração macular relacionada com a idade (forma atrófica),
problemas ortopédicos, fibromialgias, tratamento de cáries dentárias,
osteonecrose da mandíbula, infecções agudas e crônicas da cavidade
oral, hepatites, herpesvírus, papilomavírus, herpezoster onicomicose,
criptosporidiose, fadiga em pacientes com câncer, doenças auto-
imunes (artrites reumatoides, doença de Crohn, psoríases, esclerose
múltipla), doença pulmonares, síndrome do estresse respiratório
agudo, metástases, sepses e disfunção de vários órgãos (BOCCI,
2005).
25
4.1.6 Ações do ozônio
A reação do O3 com fluidos orgânicos resultam em moléculas de O2 e oxigênio
elementar (O-). Preferencialmente esse composto reage com ácidos graxos,
antioxidantes e compostos tiol, sendo que pode interagir também com carboidratos,
enzimas e material genético das células (TRAINA, 2008). Isso se dá pela capacidade
dos metabólitos do O3 de interagirem na produção de energia celular, aumentando a
produção de glutationa peroxidase, reduzindo-a para álcool e modificando a glutationa
reduzida em glutationa oxidada, ao mesmo tempo que aumenta a produção de
glutationa redutase. Este aumento favorece a glicólise e consequentemente aumenta
a produção de adenosina trifosfato (ATP). O O3 também favorece a liberação de O2 a
partir da oxihemoglobina, o que favorece a oxigenação tecidual (CUNHA, 2010), com
isso contribui na eliminação de metabólitos celulares tóxicos, além de agir como
imunomodulador (PINO et al., 1999). Segundo Garcia et al. (2008), seu efeito sobre a
pele se dá pela reação do O3 com a água presente no tecido, resultando em espécies
reativas de oxigênio (ROS) e lipooligopeptídeos (LOP), como por exemplo o peróxido
de hidrogênio (H2O2), que são rapidamente reduzidos a antioxidantes, como a
glutationa, superóxido dismutase, catalase, vitamina E, vitamina C, ácido úrico e
ubiquinol. De acordo com Bocci (2004) e Traina (2008), o H2O2 age no meio
intracelular dos eritrócitos, aumentando a produção de ATP e transporte de O2; em
leucócitos, promovendo a produção de citocinas e interleucinas, agindo como
imunomodulador; e nas plaquetas, estimulando sua atividade, o que aumenta a
produção de fatores de crescimento e autacóides, agindo de forma mais dinâmica e
organizada na reparação tecidual.
O gás de ozônio age para uma melhora celular a fim de promover a cura dos
tecidos danificados (MANDHARE et al., 2012). Usado em concentrações adequadas,
o ozônio pode ter ação antioxidante, mecanismos que protegem o organismo dos
efeitos dos radicais livres envolvidos no envelhecimento, e em um grande número de
patologias (SCHWARTZ e SÁNCHEZ, 2012). O uso do ozônio para tratar dor devido
aos seus efeitos analgésicos, anti-inflamatórios, entre outros, é um tratamento com
um custo insignificante e rara aparição de efeitos colaterais, atuando diretamente
sobre a causa do problema (MANDHARE et al., 2012).
26
4.1.7 Vias de administração da ozonioterapia
A administração terapêutica pode ser realizada de forma parenteral,
sendo elas intravenoso (IV), intra-arterial (IA), intramuscular (IM), subcutânea (SC),
intraperitoneal, intrapleural, intra-articular, periarticular, miofascial, intradiscal (ID),
intraforaminal (IF) e intralesional (IL), ou tópica/local podendo utilizar de forma nasal,
auricular, oral, vaginal, uretral, insuflação retal, cutânea e aplicações dentárias
(BOCCI, 2006; SHETE et al., 2016).
A administração por via oral (VO), podendo diminuir a ocorrência e a gravidade
de úlceras gástricas induzidas e atenuar edema de lesões dérmicas induzidas pois
participa como modulador específico do processo inflamatório por indução gradual do
estresse oxidativo (CARDOSO, 2000). Também pode-se realizar a insuflação retal via
sistêmica onde o ozônio é inserido por um cateter anal e injetado o gás que é
absorvido diretamente pela mucosa intestinal (GROOTVELT, 2004; HANSLER, 2012;
SUNNEN, 1988; VERANES et al., 1999; VILARINDO et al., 2013).
Aplicação tópica por meio da água e do óleo ozonizados (GROOTVELT et al.,
2004; GUERRA et al., 1997; LINCHETA et al., 2000), consiste num método eficaz para
tratamento de lesões, úlceras, escaras, feridas abertas e lesões pós-operatórias de
membros dos animais (OLIVEIRA, 2007).
Administração do gás intra-articular, ou seja, no interior de uma articulação
acometida também é uma opção de via administração (BOCCI, 2006). Se aplicado via
subcutânea (SC), tem por finalidade analgésica (MATOS NETO et al., 2012).
Também pode ser realizada a autohemoterapia, onde é coletado o sangue do
paciente, sendo metade do volume usado para transfusão, homogeneizado
suavemente com o mesmo volume de mistura oxigênio – ozônio, sendo injetado
novamente ao paciente por via intravenosa (IV) ou autohemoterapia menor, onde o
volume sanguíneo retirada do paciente é menor, homogeneizado suavemente com o
mesmo volume de mistura oxigênio – ozônio, porém pode ser injetado novamente ao
paciente por via intramuscular (IM) ou SC (BOCCI et al., 2011).
O gás de ozônio, também pode ser administrado intramuscular (IM), intradiscal
(ID), intracavitária (peritoneal e entre os espaços pleurais), intravaginal, intrauretral e
vesical, e como água ozonizada para aplicações dentárias (BOCCI et al., 2011).
27
4.1.8 Toxicidade e efeitos adversos
Em altas concentrações o O3 é tóxico para as vias respiratórias, deteriorando a
membrana alveolar (BOCCI, 2006; BULIES, 2005; NAKAO et al., 2009), por isto a
Organização Mundial da Saúde (OMS), estabeleceu a concentração máxima de
ozônio no ambiente de trabalho de 0,06 ppmv por 8 horas, pois nesta concentração o
odor é bastante perceptível (BOCCI, 2011). Para desinfecção do ar não é
recomendado a presença de pessoas com troca de ar adequada por um sistema
integrado com monitoramento do ar ambiente quanto a vestígios de gás ozonífero
através de um detector, destruição do gás para remoção dos vestígios e um alarme
alto para alertar imediatamente para qualquer pequena contaminação (BOCCI, 2011;
LAM, 2008). Além de podem causar efeitos (quadro 2) como irritação, rinite,
enxaquecas, náuseas e vômitos, porém as chances são menores de 0,0007%
(NAKAO et al., 2009; NOGALES et al., 2008). Os olhos e os pulmões possuem mínima
quantidade de antioxidantes e neutralizantes, sendo sensíveis ao O3, por isto deve-se
evitar o contato com o gás (BOCCI, 2006).
Quadro 2: Efeitos tóxicos do ozônio gasoso em humanos
CONCENTRAÇÕES NO AR DE O3 (ppmv)
EFEITOS TÓXICOS
0,1 Lacrimejamento e irritação das vias respiratórias superiores
1,0 - 2,0 Rinite, tosse, cefaleia, náusea e sujeitos predispostos podem
desenvolver asma
2,0 - 5,0 (10-20 min) Disfunção progressiva, espasmo brônquico, dor retroesternal
5,0 (60 min) Edema pulmonar agudo e ocasionalmente paralisia
respiratória
10 Morte dentro de 4 horas
50 Morte em poucos minutos
Fonte: BOCCI, 2011.
Em casos de intoxicação, manter-se em decúbito dorsal, inalando O₂ e tomar
vitamina E, ácido ascórbico e n-acetilcisteína (NOGALES et al., 2008).
28
4.1.9 Contraindicações
É contraindicado o uso deste gás em casos de gestação, deficiência da enzima
glicose-6-fosfato-dihidrogenase (anemia hemolítica severa), devido ao risco de
hemólise, hipertireoidismo descompensado, diabete mellitus descompensado,
hipertensão arterial severa, anemia severa, miastenia severa e hemorragia ativa
(BECK et al., 1998; CHILE, 2006; LARA, 2017; NOGALES et al., 2008).
4.1.10 Relato de caso clínico
Foi atendida na Clínica Veterinária UNISA, uma paciente felina, fêmea, de 1
ano de idade, castrada com uma ferida em região inguinal que abre constantemente
(figura 8). A tutora relatou que a paciente havia sido resgatada e que já havia esta
ferida, por isto não soube dizer sobre históricos anteriores.
Figura 8: Ferida aberta em região inguinal do gato, fêmea, de menos de 6 meses de idade,
Curitiba-PR/2018
No exame físico foram realizados parâmetros, os quais estavam dentro do
padrão da normalidade estipulada para esta espécie. Foi solicitado exame laboratorial
como hemograma (quadro 3), no qual observou-se policitemia, alterações que podem
sugerir desidratação, hipóxia.
29
Quadro 3: Resultados do primeiro exame laboratorial do felino, fêmea, de 6 meses de idade
Hemograma Resultado Valor Referência Felino Até 6
Meses
Eritrócitos 8,84 x10⁶
cels/Ul 3.5 a 8.0
Hemoglobina 12,1 g/dL 7.0 a 14.0
Hematócrito 43.5 % 22 a 38
VGM 49 fL 40 a 55
CHGM 27,90% 31 a 35
Metarrubrócitos 0/100 leucócitos
Proteína Plasmática 7,9 g/dL 4,5 a 7,8
Leucócitos Totais 13.000 / µL 6.000 a 17.000
Neutrófilos Segmentados 4.810 /µL 2.400 a 12.750
Neutrófilos Bastonetes 0 /µL 0 a 150
Metamielócitos 0 /µL 0
Linfócitos 6.240 /µL 1.200 a 8.500
Monócitos 130 /µL 100 a 680
Eosinófilos 0 /µL 0 a 1.700
Basófilos 130 /µL Raros
Plaquetas 570.000 /µL 230.000 a 800.000
Foi prescrito para terapia domiciliar clindamicina 10mg/kg, VO, BID, durante 20
dias e Targimax 10®, um aditivo antioxidante e suplemento vitamínico a base de
cisteína, arginina e polifenóis do chá verde e da semente de uva, dose da bula
(administrado 0,2 ml), VO, BID, durante 20 dias.
Após 15 dias do primeiro exame laboratorial a lesão aberta recidivou, e então
foi realizada cultura e identificação bacteriana e antibiograma (quadro 4).
30
Quadro 4: Resultados do primeiro exame de cultura e identificação bacteriana e antibiograma do
felino, fêmea, adulto
Cultura e Identificação Bacteriana
Amostra Secreção serosa em região inguinal subcutânea
Identificação bacteriana
Crescimento em meio BHI: presença de sedimento grumoso abundante após 24 horas de cultivo, de coloração branca sem
crescimento em superfície, com presença de moderada turvação do meio e com odor pútrido. Crescimento em meio ágar-sangue:
colônias brilhosas, viscosas, lisas, granulosas, achatadas de coloração branca e hemólise negativas. Microrganismos gram positivos e negativos, cocos e bastonetes, catalase positivos,
oxidase negativos e coagulase positivos. Crescimento em meio manitol positivo. Microrganismos negativos para as provas de desaminação do L-Triptofano, descarboxilação da lisina e da
ornitina, motilidade, citrato e fermentação de lactose; e positivos para as provas de fermentação da glicose, produção de gás a partir da glicose, produção de gás sulfídrico, hidrólise da uréia,
indol e rhamnose.
Diagnóstico Staphylococcus aureus e Escherichia coli
Antibiograma (DIFUSÃO DE DISCO – KIRBY $ BAUER)
Princípio ativo Halo de inibição (mm)
Amoxicilina + Ác. Clavulânico (AMC) Sensível 31
Oxaciclina (OXA) Resistente 0
Tobramicina (TOB) Sensível 29 *
Ampicilina (AMP) Sensível 30
Tetraciclina (TET) Intermediário 12 *
Ceftriaxona (CRO) Sensível 30 *
Gentamicina (GEN) Sensível 38 *
Clindamicina (CLI) Resistente 0
Cefalexina (CFX) Sensível 22 *
Neomicina (NEO) Sensível 30 *
Observações
Houve crescimento de colônias dentro da zona inibitória para os antibióticos
marcados com *, sugerindo presença de sub-populações bacterianas resistentes
na amostra.
O resultado do antibiograma mostrou ser sensível apenas para amoxicilina +
ácido clavulânico e ampicilina. Com isso, foi prescrito para tratamento domiciliar
amoxicilina + ácido clavulânico 20mg/kg, VO, BID durante 20 dias.
Após quase 2 meses (1 mês e 19 dias), mesmo tendo realizado o tratamento
com antibiótico que foi descrito como sensível, houve nova recidiva da lesão a qual foi
31
realizado a limpeza e fechamento da ferida (figura 9), além de um novo exame
laboratorial do paciente (quadro 5).
Figura 9: Limpeza e fechamento de ferida em região inguinal do gato, fêmea, de menos de 6 meses
de idade, Curitiba-PR/2018
Quadro 5: Resultados do segundo exame laboratorial do felino, fêmea, adulto
Hemograma Resultado Valor Referência Felino Adulto
Eritrócitos 7.76 x10⁶ cels/Ul 5.0 a 10.0
Hemoglobina 9.9 g/dL 8.0 a 15.0
Hematócrito 33.3 % 24 a 45
VGM 43 fL 39 a 55
CHGM 29.9 % 30 a 36
Metarrubrócitos 0 /100 leucócitos
Proteína Plasmática 8,0 g/dL 6,0 a 8,0
Leucócitos Totais 7,700 /µL 5.500 a 19.500
Neutrófilos Segmentados 4.158 /µL 2.400 a 12.750
Neutrófilos Bastonetes 0 /µL 0 a 300
Metamielócitos 0 /µL 0
Linfócitos 2.233 /µL 1.500 a 7.000
Monócitos 385 /µL 0 a850
Eosinófilos 924 /µL 0 a 1.500
Basófilos 0 /µL Raros
Plaquetas 276.000 /µL 230.000 a 680.000
Bioquímico Resultado Valor Referência Felino Adulto
ALT 33,7 U/L 28 – 83
Fosfatase Alcalina 42,5 U/L 25 – 93
Creatinina 0,6 mg/dL 0,8 – 1,8
Uréia 62,7 mg/dL 42,8 – 64,2
32
Foi solicitado novo exame laboratorial (quadro 6), 26 dias depois, no qual notou-
se leucocitose, linfocitose, eosinofilia, basofilia comum em felinos quando se tem
eosinofilia, pois aumenta concomitantes e trombocitopenia.
Quadro 6: Resultados do terceiro exame laboratorial do felino, fêmea, adulto
No dia seguinte foi realizado nova cultura e identificação bacteriana e
antibiograma (quadro 7).
Hemograma Resultado Valor Referência Felino Adulto
Eritrócitos 9.62 x10⁶ cels/Ul 5.0 a 10.0
Hemoglobina 12.1 g/dL 8.0 a 15.0
Hematócrito 40.9 % 24 a 45
VGM 43 fL 39 a 55
CHGM 29.6 % 30 a 36
Metarrubrócitos 0 /100 leucócitos
Proteína Plasmática 8,0 g/dL 6,0 a 8,0
Leucócitos Totais 26.300 /µL 5.500 a 19.500
Neutrófilos Segmentados 11.046 /µL 2.400 a 12.750
Neutrófilos Bastonetes 263 /µL 0 a 300
Metamielócitos 0 /µL 0
Linfócitos 10.783 /µL 1.500 a 7.000
Monócitos 263 /µL 0 a 850
Eosinófilos 3.682 /µL 0 a 1.500
Basófilos 263 /µL Raros
Plaquetas 145.000 /µL 230.000 a 680.000
33
Quadro 7: Resultados do segundo exame de cultura e identificação bacteriana e antibiograma do
felino, fêmea, adulto
Cultura e Identificação Bacteriana
Amostra Secreção serosa em região inguinal subcutânea
Identificação bacteriana
Crescimento em meio ágar sangue após 24 horas de cultivo, com presença de colônias brilhosas, viscosas, lisas,
achatadas, de coloração esbranquiçada e com formação de halo β-hemolítico ao redor de poucas colônias.
Microrganismos gram-negativos, bastonetes, catalase positivos e crescimento em meio Mc Conkey positivo após 24 horas de cultivo. Microrganismos positivos para as provas de fermentação da glicose e da lactose, produção de gás a partir
da glicose, indol, rhamnose, citrato, desaminação do L-Triptofano e descarboxilação da lisina e da ornitina.
Diagnóstico Escherichia coli
Antibiograma (DIFUSÃO DE DISCO – KIRBY $ BAUER)
Princípio ativo Halo de inibição (mm)
Amoxicilina + Ác. Clavulânico (AMC)
Sensível 24
Oxaciclina (OXA) Resistente 0
Tobramicina (TOB) Resistente 12
Ampicilina (AMP) Sensível 18
Tetraciclina (TET) Sensível 18
Ceftriaxona (CRO) Sensível 28
Gentamicina (GEN) Sensível 20
Clindamicina (CLI) Resistente 0
Cefalexina (CFX) Intermediário 20
Neomicina (NEO) Intermediário 14
O resultado da cultura e identificação bacteriana teve como diagnóstico a
bactéria Escherichia coli e o resultado do antibiograma mostrou ser sensível apenas
para amoxicilina + ácido clavulânico e ceftriaxona, e ampicilina, tetraciclina e
gentamicina; Foi prescrito para tratamento domiciliar amoxicilina + ácido clavulânico,
na dose de 20 mg/kg, posologia de 1/4 de comprimido de 250mg, VO, BID, durante
30 dias;
Após 90 dias do segundo antibiograma, a paciente apresentou claudicação e
foi realizada a primeira radiografia de membro pélvico esquerdo de fêmur (figura 10).
34
Figura 10: Primeira radiografia de membro pélvico esquerdo de fêmur do gato, fêmea, 1 ano de
idade, Curitiba-PR/2018
Fonte: Vetscan Diagnóstico
Radiografia em projeção médio-lateral e crânio-caudal de membro pélvico
esquerdo de fêmur, foi possível observar diminuição da densidade óssea e contornos
irregulares.
Após 24 dias da primeira radiografia de membro pélvico esquerdo de fêmur,
foram realizadas duas biópsias (figura 11) com coleta de fragmento ósseo e
encaminhados para histopatologia (quadro 8).
Figura 11: Biópsia de fragmento ósseo do gato, fêmea, 1 ano de idade, Curitiba-PR/2018
35
Quadro 8: Resultados do exame de histopatologia de dois fragmentos ósseos de felino, fêmea,
adulto
Exame Anatomopatológico
Histórico Clínico
Dois fragmentos de fêmur esquerdo. Paciente apresentou fístula intermitente (a cada 6 meses). Na radiografia há
aumento da cortical do fêmur, com rarefação óssea focal em 2 pontos.
Macroscopia
Dois fragmentos duros (0,8 e 0,1 cm) e avermelhados foram recebidos, fixados em formol 10%, para avaliação
histopatológica. Todo o material foi acondicionado em cassetes histológicos e encaminhados para o
processamento histológico.
Histopatologia
Osso: Doze secções foram avaliadas. Observa-se grande quantidade de medula óssea e raras trabéculas ósseas,
localizadas em uma extremidade. Há moderada quantidade de artefatos de compressão ao redor do fragmento. Observam-se áreas discretas de proliferação óssea.
Diagnóstico Osso: Sem alterações
Comentário
Os fragmentos observados consistem em áreas ricas em medula óssea e sem alterações histológicas. A ausência do periósteo faz com que a avaliação desta camada não seja
possível, e assim, caso os sinais clínicos permaneçam, este local é o provável foco da causa da doença
Segundo o diagnóstico do histopatológico, o osso não tinha alterações. Foi
decidido realizar o tratamento apenas com ozonioterapia, o protocolo definido e
aplicado foi de 5 (cinco) sessões seguidas, uma a cada dia, utilizando a via intra-
lesional do procedimento de biópsia através de uma sonda inserida no local onde foi
realizado a coleta de biópsia do fragmento ósseo. Após 50 dias do tratamento
realizado com ozonioterapia, foi solicitado novo exame radiográfico de membro
pélvico esquerdo de fêmur (figura 12). Houve melhora visível do fêmur relatado e a
ferida em região inguinal fechou-se sem mais recidivas até o momento.
36
Figura 12: Segunda radiografia de membro pélvico esquerdo de fêmur do gato, fêmea, 1 ano de
idade, Curitiba-PR/2018
Fonte: Vetmek Pet Diagnóstico por Imagem.
Radiografia em plano médio-lateral e crânio-caudal, a imagem observada em
fêmur é inconclusiva radiograficamente, podendo sugerir processo infiltrativo
inflamatório (osteomielite) / degenerativo ou neoplásico, com maior densidade em
relação ao exame anterior.
4.1.11 Discussão
A ozonioterapia começou a ser aplicada durante a Primeira Guerra Mundial
para tratamento nos soldados feridos, com feridas infectadas, queimaduras e fístulas
(SUNNEN, 1988). No Brasil, no ano de 2017 foi realizado o Projeto de Lei
(N°9001/2017) para regulamentar a ozonioterapia no Brasil, a qual já foi aprovada no
Senado Federal, na Comissão de Constituição e Justiça, em outubro de 2017, e
atualmente em tramitação na Câmara dos Deputados (ABOZ, 2017).
O tratamento inicial no caso relatado foi realizado com amoxicilina + ácido
clavulânico, porém houve recidiva da lesão, a qual foi realizado cultura e identificação
bacteriana, a qual indicou presença de Staphylococcus aureus e Escherichia coli, e
exame de antibiograma mostrou que este antibiótico era um dos dois antibióticos
sensíveis. Foi indicado tratamento domiciliar com amoxicilina + ácido clavulânico, mas
quase 2 meses depois houve nova recidiva, a qual optou-se por abrir cirurgicamente
e realizar limpeza e fechamento da ferida em região inguinal. De acordo com o
segundo exame de cultura e identificação bacteriana, tendo presença apenas de
37
Escherichia coli, foi adotada a terapêutica de ozonioterapia, de acordo com
Wickramanayake et al. (1984), o ozônio possui ação sobre bactérias, fungos, vírus e
protozoários, respectivamente, de acordo com o grau de sensibilidade, terapia esta
que pode ser utilizada como um método de desinfecção (ELVIS e EKTA, 2011), o qual
agiu sobre a bactéria presente e melhorando radiograficamente a alteração óssea
vista anteriormente antes desta terapia que também foi utilizada para a cicatrização
da ferida, pois com o tratamento medicamentoso anterior não havia sido resolvido.
Não foi possível obter a real causa da alteração óssea, a qual pode ser
sugestiva de osteomielite ou osteodistrofia. A osteomielite é uma condição inflamatória
do osso (AVANTE et al., 2014), esta podendo ser de caráter agudo ou crônico e tendo
origem bacteriana, fúngica, parasitária ou viral (BRASIL, 2013), sendo o agente
bacteriano de maior incidência em cães e gatos Staphylococcus aureus, seguido por
Streptococcus coliformes, Escherichia coli e Pasteurella multocida (JOHNSON, 1994;
WALKER, 1983). Osteodistrofias são doenças metabólicas no qual o esqueleto
participa, no caso de animal em crescimento pode-se citar raquitismo, osteoporose
juvenil ou hiperparatireoidismo nutricional secundário, Osteodistrofia hipertrófica,
osteopatia crânio-mandibular, Osteodistrofia idiopática ou atraso e retenções de
cartilagem de crescimento (HERNÁNZ e SANTANA, 1989).
O animal apresentou uma melhora na característica óssea após a
ozonioterapia. Porém não se sabe se a real resolução do fechamento completo da
lesão sem mais recidivas foi o tratamento com ozonioterapia, pois durante o
tratamento inicial de antibioticoterapia poderia ter sido acrescentado medicação tópica
na ferida para cicatrizar e não se tem certeza do uso do colar elisabetano neste
período. O fato de já ter fechado cirurgicamente a ferida recidivante e após a
administração da ozonioterapia utilizar corretamente o colar elisabetano podem terem
contribuído para o fechamento da ferida em região inguinal esquerda.
4.1.12 Conclusão
A ozonioterapia muito utilizada com a finalidade de reduzir agregação
plaquetária, melhorar a circulação sanguínea, promover desinfecção, modular a
imunidade e estimular a cicatrização, no caso relatado foram realizadas 5 sessões
seguidas, onde o ozônio foi administrado de forma parenteral pela via intra-lesional do
local, onde havia sido coletado fragmento ósseo para exame histopatológico, para a
38
cicatrização da lesão que mesmo com antibiótico recidivava e alteração óssea vista
em imagem radiográfica.
Não é possível confirmar que se obteve sucesso com o tratamento de
ozonioterapia para a cicatrização da ferida da região inguinal esquerda pois durante o
tratamento inicial com antibioticoterapia poderia ter sido complementado medicação
tópica e não é certeza do uso de colar elisabetano neste período, o que também
poderiam ajudar para o sucesso e cicatrização total sem mais recidivas.
4.2 DIOCTOPHYMA RENALE EM CÃO
4.2.1 Introdução
A espécie Dioctophyma renale, pertencente à classe Secernentea, ordem
Strongylida, família Dioctophymidae e gênero Dioctophyme. (GOEZE, 1782), é
comumente chamado de verme renal gigante, possui distribuição mundial, e é
frequentemente descrito parasitando animais carnívoros domésticos e selvagens
(AMATO et al., 1976; CORREA e BAUER, 1967; MAYRINK et al., 2000; MECH &
TRACY, 2001) e também relatado em humanos (KATAFIGIOTIS et al., 2013; SUN et
al., 1986).
É encontrado geralmente nos rins, principalmente o direito e livre na cavidade
abdominal (GARGILI et al., 2002; OSBORNE et al., 1969). Porém podem ser
observados no rim esquerdo, cavidade torácica, ureteres, bexiga e tecidos
subcutâneos (PEREIRA et al. 2006; ZABOTT et al. 2012).
4.2.2 Anatomia renal
No cão, os rins são associados ao formato de feijão (CARVALHO, 2004; DYCE
et al., 2010; FEITOSA, 2008; SISSON e GROSSMAN, 1986), comparados aos rins
dos gatos, são relativamente menores, mais longos e menos espessos (DYCE et al.,
2010). Segundo Feitosa (2008), o tamanho do rim varia nas espécies de acordo com
o número de glomérulos, no cão é de aproximadamente 400.000, e o comprimento
pode ser estimado por meio de radiografia lateral e varia entre 2,5 e 3,2 vezes o
comprimento da 2ª vértebra lombar no cão, e largura entre 1,4 a 1,8 adotando o
mesmo critério. De acordo com Sisson e Grossman (1986), os rins são relativamente
39
grandes alcançando aproximadamente 1/150 a 1/200 do peso corporal, normalmente
o rim esquerdo é mais pesado que o direito.
Os rins têm a sua localização na região retroperitoneal, no abdome cranial
sendo um de cada lado da aorta e da veia cava caudal (KEALY e McALLISTER, 2005;
SISSON e GROSSMAN, 1986), em contato com os músculos sublombares (DYCE et
al., 2010; SISSON e GROSSMAN, 1986). O rim direito localiza-se no espaço
correspondente ao intervalo entre a 1ª e a 4ª vértebra lombar, mas pode estar tão
distante cranialmente quanto a última vértebra torácica, e o rim esquerdo se estende
da 2ª até a 5ª vértebra lombar (DYCE et al., 2010; FEITOSA, 2008; SISSON e
GROSSMAN, 1986), esta variação se deve ao fato de que o órgão está frouxamente
inserido pelo peritônio e ser afetado pelo grau de enchimento do estômago (SISSON
e GROSSMAN, 1986), por um útero gravídico ou pela respiração (KEALY e
McALLISTER, 2005). Apesar de ter as suas alterações móveis, os rins dos cães
possuem menos mobilidade do que em gatos (DYCE et al., 2010). Eles estão
inclinados obliquamente numa direção craniodorsal-caudoventral e o direito se situa
mais cranial que o esquerdo e está em contato com a fossa renal do lobo caudato do
fígado (KEALY e McALLISTER, 2005).
O rim direito relaciona-se medialmente à glândula adrenal direita e à veia cava
caudal, lateralmente à última costela e à parede abdominal e ventralmente ao fígado
e o pâncreas. O rim esquerdo relaciona-se cranialmente ao baço (ou estômago
quando aumentado), medialmente à glândula adrenal esquerda e à aorta, lateralmente
à parede abdominal e ventralmente ao cólon descendente (DYCE et al., 2010;
SISSON e GROSSMAN, 1986).
Os rins possuem coloração marrom-escura, vermelha ou azul-vermelha
(SISSON e GROSSMAN, 1986), cada um possui um pólo cranial e um caudal, uma
borda medial e uma lateral, uma superfície dorsal e uma superfície ventral.
Num corte longitudinal é possível observar algumas estruturas macroscópicas
internas do rim, a camada fibrosa externa, apresentada em forma de casca, na qual
denominamos de córtex renal (córtex renis), em direção a face medial, encontraremos
a medula renal (medula renis), estrutura avermelhada escura em um formato
triangular, com sua base voltada para o córtex e seu vértice voltado para o seu interior,
denominada de pirâmide renal (DÂNGELO e FATTINI, 2006; DELAMARCHE, 2006;
DIDIO, 1999; GARDNER, 1998; GRAY, 1988; MOORE, 2007; TORTORA, 2007),
sendo denominados unipiramidais ou unilobares (DYCE et al., 2010). A área mais
40
afunilada chama-se pelve renal, onde sua função é coletar a urina que forma a parte
inicial do ureter (CARVALHO, 2004). No parênquima estão os néfrons que são as
unidades estruturais específicas dos rins. O néfron consiste em um longo túbulo que
se inicia no corpúsculo renal e termina em conexão com o ducto coletor. O corpúsculo
renal é constituído pela cápsula glomerular (capsula glomeruli), que envolve
completamente uma rede capilar esférica, denominado glomérulo (glomerulus)
(FEITOSA, 2008; REECE, 2008).
Na borda medial localiza-se o hilo renal, área por onde entram e saem os vasos
sanguíneos e linfáticos, nervos e ureteres, o pólo cranial de cada rim é coberto com
peritônio em ambas superfícies, dorsal e ventral, enquanto o pólo caudal é coberto
somente na superfície ventral (FEITOSA, 2008; RECCE, 2008).
4.2.3 Morfologia do Dioctophyma renale
É o maior nematódeo parasita de animais domésticos (BARR e BOWMAN,
2010; JENNINGS et al., 2001; TAYLOR et al., 2010). Nematoides de coloração
vermelho-sangue (FORTES, 2004), as fêmeas medem de 20 a 100 cm de
comprimento por 5 a 12 mm de largura e os machos medem de 14 a 45 cm de
comprimento por 4 a 6 mm de largura (FORTES, 2004). Seu aparelho bucal é
pequeno, simples e circundada por seis papilas dispostas em círculos. Os machos
possuem no posterior uma bolsa copuladora musculosa com forma de campânula,
com papilas nas bordas, no centro da bolsa abre-se o orifício cloacal, de onde se
exterioriza um espículo com 5 a 6 mm de comprimento. As fêmeas apresentam cauda
obtusa, ânus terminal, vulva distando de 5 a 7 cm da extremidade anterior e ovário
único. Seus ovos são elípticos, amarelo-acastanhados, de casca espessa,
bioperculados, não segmentados e com depressões, exceto nos pólos (FORTES,
2004), podendo medir de 71 a 84 x 46 a 52 µm (figura 13) (HENDRIX e ROBINSON,
2006; TAYLOR et al., 2010).
41
Figura 13: Ovos de Dioctophyma renale encontrados após a sedimentação da urina de um cão
Fonte: MONTEIRO, 2017
4.2.4 Epidemiologia
A distribuição ocorre em regiões temperadas e subárticas, Américas do Norte
e do Sul e Ásia. Ocorre esporadicamente na Europa, mas não foi relatado na Grã-
Bretanha. Sua principal área endêmica é na região norte da América do Norte,
principalmente no Canadá (JENNINGS et al., 2001; TAYLOR et al., 2010).
Como em muitas infecções parasitárias de carnívoros domésticos, há um
grande reservatório nos animais de vida selvagem, dos quais os hospedeiros
intermediários e paratênicos se infectam. Visões de cativeiro provavelmente adquirem
a infecção da sua dieta de peixes, e cães domésticos por ingestão casual de
anelídeos, rãs ou peixes infectados (JENNINGS et al., 2001; TAYLOR et al., 2010).
4.2.5 Patogenia
A poderosa ação histolitíca da secreção das glândulas esofagianas, muito
desenvolvidas em Dioctophyma renale, explica a facilidade com que penetra e destrói
o parênquima renal (FORTES, 2004), causando inicialmente pielite hemorrágica, que
se torna supurativa, e o parênquima eventualmente é destruído até que apenas a
túnica contenha o verme e exsudato (TAYLOR et al., 2010). O efeito final da infecção
é a destruição do rim (JENNINGS et al., 2001). Na cavidade abdominal, o verme com
frequência se enlaça a um lobo hepático e pode causar erosão da cápsula hepática,
levando a hemorragia ou infarto e ruptura (TAYLOR et al., 2010).
42
Preferencialmente o rim direito fica reduzido exclusivamente à cápsula, como
um saco distendido contendo no interior os vermes imersos num conteúdo
sanguinolento (figura 14). O Dioctophyma renale pode emigrar dos bacinetes aos
ureteres e atingir a bexiga, uretra e ser eliminado através da urina (FORTES, 2004).
Figura 14: Parasitos de D. renale no interior do rim
Fonte: MONTEIRO, 2002.
Geralmente, só um rim é parasitado, sendo o direito envolvido mais comumente
que o esquerdo, o qual sofre hipertrofia para compensar a falta do destruído
(FORTES, 1997; JENNINGS et al., 2001; LEITE et al., 2005).
4.2.6 Ciclo biológico e transmissão
A maioria dos casos de dioctofimose ocorre em cães (figura 15) que vivem em
áreas enzoóticas e são alimentados por peixes (MACE, 1974).
Os ovos saem pela urina morulados e, no ambiente, a 25 a 30ºC a L1 se
desenvolve dentro do ovo por aproximadamente 30 dias (FORTES, 2004). Os ovos
larvados podem persistir durante anos no meio externo, segundo Taylor et al. (2010)
de 6 meses a 2 anos, e para prosseguir sua evolução devem ser ingeridos pelo
primeiro hospedeiro intermediário, o anelídeo oligoqueta aquático no qual ocorre as
duas mudas pré-parasitárias a qual atravessam a parede do tubo digestivo e se
encistam no celoma e também em outros tecidos. O segundo hospedeiro
intermediário, os peixes ou a rã se infectam ao ingerir o anelídeo infectado que migram
através da parede intestinal ao mesentério ou fígado, onde o parasita se aloja na
musculatura em L3, neste caso, é chamado de hospedeiro paratênico (ANDERSON,
43
2000; MACE e ANDERSON, 1975), ser vivo que serve de refúgio temporário e de
veículo para aceder ao hospedeiro definitivo, e não há evolução do nematoide. O ciclo
continua quando o hospedeiro definitivo ingere o peixe ou rã crua ou pouco cozida ou
ao comerem anelídeos aquáticos parasitados, onde a mesma atravessa ativamente o
tubo digestivo e migra preferencialmente para o rim direito, onde passará a L4 e
adulto. O período pré-patente é de cerca de seis meses, porém pode durar até dois
anos (BARR e BOWMAN, 2010; JENNINGS et al., 2001; TAYLOR et al., 2010).
Figura 15: Ciclo evolutivo do Dioctophyma renale em cães
Fonte: Adaptado U.S. Department of Health & Human Services - CDC (DPDx), 2017.
44
4.2.7 Hospedeiros
O primeiro hospedeiro intermediário é o anelídeo oligoqueta, parasita de
brânquias de crustáceos, o segundo hospedeiro intermediário são os peixes de água
doce, que são ingeridos pelos hospedeiros definitivos, carnívoros domésticos e
selvagens (AMATO et al., 1976; CORREA e BAUER, 1967; MAYRINK et al., 2000;
MECH e TRACY, 2001). Os domésticos sendo os cães com maior intensidade no
Brasil (ALENCAR FILHO, 1966; AMATO et al. 1976), e com menor intensidade felinos
(BARR e BOWMAN, 2010; TAYLOR et al., 2010), equinos, bovinos, suínos
(DACORSO FILHO et al., 1954; NEVES e MORAES, 1980). Houve relatos de casos
de animais silvestres como o quati (Nasua nasua, L.), furão (Galictis cuja), lobo-guará
(Crysocyon brachiurus, Illiger) e preguiça (Choloepus didactylus, Linnaeus) (BARROS
et al.,1990; COSTA e FREITAS, 1967; DACORSO FILHO et al., 1954; ROCHA e
GRECHI, 1965). Foram registrados casos de parasitismo em seres humanos
(GUTIERREZ et al., 1989; HANJAN et al., 1968; IGNJATOVIC et al., 2003; TAYLOR
et al., 2010; URANO et al., 2001).
4.2.8 Localização do parasita no hospedeiro definitivo
Foi constatado que a prevalência da infecção do rim direito é maior,
provavelmente, devido a sua vizinhança com o duodeno (FORTES, 2004).
O parasito D. renale, é encontrado geralmente no rim direito, porém quando
rompe a cápsula renal são encontrados também na cavidade abdominal (FYVIE,
1971; ZABOTT et al., 2012), ou até mesmo na cavidade torácica, no escroto, glândula
mamária e tecido subcutâneo inguinal (ISHIZAKI et al. 2010; PESENTI et al., 2007;
ZABOTT et al., 2012), ureteres, bexiga, próstata, fígado e no estômago e tecidos
subcutâneos (PEREIRA et al., 2006).
4.2.9 Sinais clínicos
Os principais sinais clínicos são disúria, com alguma hematúria, especialmente
no final da micção; em poucos casos, há dor lombar. Entretanto, a maioria dos casos
é completamente assintomática (BARR e BOWMAN, 2010), mesmo quando um rim
foi completamente destruído (JENNINGS et al., 2001; TAYLOR et al., 2010). Pode
45
haver dilatação abdominal quando o parasita migra para a cavidade peritoneal e
provoca peritonite branda (BARR e BOWMAN, 2010; TAYLOR et al., 2010).
Segundo Barr e Bowman (2010), uma característica clínica é a renomegalia,
principalmente do rim direito. Ao exame físico de palpação abdominal pode-se notar
dilatação abdominal (SHERDING e BIRCHARD, 2008).
4.2.10 Alterações laboratoriais e urinálise
Na avaliação laboratorial do hemograma observa-se notar eosinofilia, basofilia
e hiperproteinemia e no perfil bioquímico não se constata azotemia, a menos que os
dois rins estejam infectados ou um rim esteja acometido e o outro comprometido por
outra causa, na urinálise pode haver hematúria, piúria e proteinúria secundaria à
inflamação do trato urinário (SHERDING e BIRCHARD, 2008).
4.2.11 Diagnósticos diferenciais e formas diagnósticas
Neoplasias (carcinoma renal e hemangiossarcoma), hidronefrose unilateral e
traumatismo, são outras causas de hematúria com renomegalia unilateral (BARR e
BOWMAN, 2010).
O diagnóstico pode ser realizado através de exame parasitológico de urina
(BARR e BOWMAN, 2010; BARRIGA, 2002; FORTES, 2004; JENNINGS et al., 2001;
SHERDING e BIRCHARD, 2008; TAYLOR et al., 2010). Porém os ovos serão
encontrados no sedimento urinário apenas se a fêmea do parasito estiver alojada no
rim causando infecção (SOLER et al., 2008).
A ultrassonografia abdominal é um importante exame complementar por
auxiliar na avaliação renal e demais órgãos abdominais além de diagnosticar o
parasita enrolado no interior da pelve do rim (BARR e BOWMAN, 2010; ZARDO et al.,
2012), preferencialmente o rim direito (FORTES, 2004). É observado apenas a
cápsula renal com a presença do parasita, que pode ser visibilizado em cortes
longitudinais e transversais, como estruturas cilíndricas e arredondadas,
respectivamente, em geral circundado por fluido (CARVALHO, 2004). Geralmente a
imagem sugere estruturas como múltiplos anéis com camada hiperecóica e centro
hipoecóico (figura 16) (OLIVEIRA et al., 2005).
46
Figura 16: Ultrassonografia abdominal de topografia renal direta parasitada com Dioctophyma renale
Fonte: CARVALHO, 2008.
4.2.12 Tratamento
Não há nenhuma terapia médica efetiva, o procedimento cirúrgico indicado é a
nefrectomia em casos de infestação por D. renale com alterações degenerativas
severas (BARR e BOWMAN, 2010; BOJRAB et al., 1996; SHERDING e BIRCHARD,
2008), e nefrotomia quando há infecção renal bilateral, no caso de peritonite, realiza-
se procedimento cirúrgico exploratório para remoção dos parasitas (SHERDING e
BIRCHARD, 2008).
4.2.13 Prevenção
Como forma de prevenção, deve ser realizada a eliminação do consumo de
peixe cru na dieta (JENNINGS et al., 2001; TAYLOR et al., 2010) e impedir que cães
ou outros animais ingiram peixe cru (FORTES, 2004) ou água contaminada
(SHERDING e BIRCHARD, 2008).
4.2.14 Relato de caso clínico
Um cão, macho, 1 ano de idade, não esterilizado, SRD, foi atendido na UNISA,
animal resgatado da rua há 3 meses. Há 15 dias tutora percebeu que o animal
começou a ficar mais apático, urinando em jatos e de coloração escura, diminuiu o
apetite nos últimos dias. O paciente estava com tratamento anterior prescrito com
amoxicilina e dipirona.
47
Durante o exame físico o animal manteve-se alerta e com hipertermia (39,8ºC),
e demais parâmetros sem alterações. Foi solicitado exame de ultrassonografia
abdominal (figura 17) e exames laboratoriais como hemograma e bioquímico –
creatinina, ureia, ALT e FA (quadro 9), onde notou-se eritrocitopenia, hemoglobina
baixa, hematócrito baixo, CHGM baixo, com desvio a esquerda regenerativo e
eosinofilia.
Figura 17: Imagem ultrassonográfica abdominal da topografia renal direita do cão, macho, 1 ano de
idade, com histórico de hematúria em jatos, demonstrando parasitado com Dioctophyma renale,
Curitiba-PR/2018
Fonte: Vetmek Pet Diagnóstico por Imagem.
No exame de ultrassonografia abdominal foi possível visualizar a vesícula
urinária repleta de sedimento (coagulo/pus), discreta efusão peritoneal, leve gastrite,
a seta indica a presença de Dioctophyma renale em rim direito e o rim esquerdo
apresenta sinais sonográficos de nefropatia ou alteração morfológica conformacional
(displásico).
O procedimento cirúrgico foi autorizado e realizado no mesmo dia (figura 18),
paciente passou a noite em observação do pós cirúrgico o qual recebeu as seguintes
medicações durante o internamento: Ranitidina dose 2mg/kg BID SC, Dipirona dose
25mg/kg TID IV, Meloxicam dose 0,1mg/kg SID IV, Tramadol dose 2 mg/kg TID IV,
Metronidazol dose 15mg/kg BID IV e Ceftriaxona dose 25mg/kg BID IV.
48
Quadro 9: Resultados do primeiro exame laboratorial do canino, macho, 1 ano de idade
Hemograma Resultado Valor Referência - Canino 1 a 8 anos
Eritrócitos 4.91 x10⁶ cels/Ul 5.5 a 8.5
Hemoglobina 8.8 g/dL 12 a 18
Hematócrito 32.2% 37 a 55
VGM 66 fL 60 a 77
CHGM 27,2% 30 a 36
Metarrubrócitos 1/100 leucócitos
Proteína Plasmática 7,6 g/dL 5,5 a 8,0
Leucócitos Totais 16.000 /µL 6.000 a 17.000
Neutrófilos Segmentados 8.960 /µL 3.000 a 11.500
Neutrófilos Bastonetes 640 /µL 0 a 300
Metamielócitos 0 /µL 0
Linfócitos 3.360 /µL 1.000 a 4.800
Monócitos 1.280 /µL 150 a 1.350
Eosinófilos 1.760 /µL 100 a 1.250
Basófilos 0 /µL Raros
Plaquetas 325.000 /µL 200.000 a 500.000
Observações
Moderada presença de granulação tóxica em neutrófilos. Presença, também, de hemácias hipocoradas, raros policromatófilos e moderada quantidade de células em alvo. Discreta anisocitose.
Bioquímico Resultado Valor Referência
Ureia 32,3 mg/dL 21 - 59,9
Creatinina 0,9 mg/dL 0,5 - 1,5
ALT 23,7 U/L 21 – 86
FA 90,4 U/L 20 – 156
Figura 18: Rim direito do cão, macho, 1 ano de idade, parasitado com Dioctophyma renale, Curitiba-
PR/2018
49
No dia seguinte, o paciente teve alta médica e foi prescrito para tratamento
domiciliar: Ranitidina 15mg/kg – admistrado 1,5 ml via oral a cada 12 horas durante
10 dias, Dipirona gotas – admistrado 10 gotas via oral a cada 8 horas durante 3 dias,
Metronidazol 400mg – admistrado meio comprimido via oral a cada 12 horas durante
10 dias, Cefalexina 500mg – admistrado meio comprimido via oral a cada 12 horas
durante 10 dias, Meloxicam 2mg – admistrado meio comprimido ao dia via oral durante
4 dias e Tramadol 40mg – admistrado meio comprimido via oral a cada 8 horas durante
3 dias.
Foi solicitado hemograma e bioquímico (quadro 10) de controle após dois dias
da data da cirurgia, observando eritrocitopenia, hemoglobina baixa e hematócrito
baixo, leucocitose, desvio a esquerda regenerativo, linfocitose, monocitose e
eosinofilia. Para o pós-operatório foi informado aos proprietários do uso obrigatório do
colar elizabetano até a retirada dos pontos, 10 dias depois.
Quadro 10: Resultado do segundo exame laboratorial do canino, macho, 1 ano de idade
Hemograma Resultado Valor Referência - Canino 1 a 8 anos
Eritrócitos 4.57 x10⁶
cels/Ul 5.5 a 8.5
Hemoglobina 9.0 g/Dl 12 a 18
Hematócrito 30.6% 37 a 55
VGM 67 fL 60 a 77
CHGM 29.5% 30 a 36
Metarrubrócitos 0/100 leucócitos
Proteína Plasmática 7,7 g/dL 5,5 a 8,0
Leucócitos Totais 31.900 /µL 6.000 a 17.000
Neutrófilos Segmentados 22.649 /µL 3.000 a 11.500
Neutrófilos Bastonetes 319 /µL 0 a 300
Metamielócitos 0 /µL 0
Linfócitos 5.104 /µL 1.000 a 4.800
Monócitos 1.595 /µL 150 a 1.350
Eosinófilos 2.233 /µL 100 a 1.250
Basófilos 0 /µL Raros
Plaquetas 347.000 /µL 200.000 a 500.000
Bioquímico Resultado Valor Referência
Ureia 34,3 mg/dL 21 - 59,9
Creatinina 0,9 mg/dL 0,5 - 1,5
50
Foi solicitado repetir novamente o exame de hemograma e bioquímico em sete
e 30 dias após o procedimento cirúrgico para controle, nestes exames, os valores de
hemograma e bioquímicos de ureia e creatinina se encontraram dentro dos valores de
referência para a espécie.
Após 29 dias do primeiro exame laboratorial foi realizado exame
ultrassonográfico de controle (figura 19). Neste exame observou-se rim o rim esquerdo
preservado, demais estruturas dentro da normalidade sonográfica.
Figura 19: Imagem ultrassonografia abdominal da topografia renal esquerda de controle do cão,
macho, 1 ano de idade, Curitiba-PR/2018
Fonte: Vetmek Pet Diagnóstico por Imagem.
4.2.15 Discussão
O Dioctophyma renale possui como primeiro hospedeiro intermediário o
anelídeo oligoqueta, o qual é ingerido pelos peixes de água doce, sendo o segundo
hospedeiro intermediário que são ingeridos pelos hospedeiros definitivos, os
carnívoros domésticos e selvagens (AMATO et al., 1976; CORREA & BAUER, 1967;
MAYRINK et al., 2000; MECH e TRACY, 2001). Segundo Anderson (2000) o segundo
hospedeiro intermediário inclui as rãs além dos peixes. No caso relatado, no entanto,
não há histórico anterior das condições de vida do paciente, sendo assim
desconhecido a forma de infecção do paciente descrito.
De acordo com Silveira et al. (2015), foram reunidos os casos num estudo de
dioctofimose no qual foi observado que 96,4% dos cães tinham idade superior a dois
anos. Segundo McGavin e Carlton (1998), esta afecção ocorre apenas em cães com
51
2 anos ou mais, por conta do seu ciclo biológico prolongado e complexo. Entretanto o
paciente do caso clínico tinha aproximadamente 1 ano de idade.
A sintomatologia clínica do paciente relatado condiz com a literatura descrita
por Barr e Bowman (2010), o qual apresentava hematúria. A partir disto foram
solicitados exames laboratoriais, bem como hemograma e perfil bioquímico e exame
ultrassonográfico abdominal. No exame de imagem da topografia renal foi possível
visualizar estruturas como múltiplos anéis com camada hiperecóica e centro
hipoecóico (OLIVEIRA et al., 2005), o parasita encontrava-se enrolado no interior da
pelve do rim direito como Barr e Bowman (2010) se referiram.
Os exames laboratoriais bioquímicos das enzimas renais, bem como creatinina
e ureia do primeiro e segundo exame, antes e depois de 2 dias do tratamento cirúrgico,
respectivamente não apresentaram alterações, porém os exames de hemograma
houve alterações que podem sugerir inflamação/infecção em fase crônica.
O tratamento cirúrgico realizado foi de acordo com a as citações feitas por
Bojrab et al. (1996) e Sherding e Birchard (2008), que indicam a nefrectomia quando
há infecção renal unilateral com alterações degenerativas severas e remoção dos
parasitos de acordo com Barr e Bowman (2010).
4.2.16 Conclusão
A dioctofimose ocorre com maior intensidade em cães que possuem acesso a
rios e lagos, mostrando-se mais suscetíveis a infestação pois existe a probabilidade
de ingerir anelídeo oligoqueta, peixes crus e rãs. A anamnese é essencial pois pode
haver queixa de hematúria, o diagnóstico se dá através de parasitológico de urina ou
ultrassonografia abdominal, não havendo tratamento medicamentoso, apenas
cirúrgico, podendo ser nefrectomia unilateral quando apenas um rim esta acometido,
nefrotomia quando os dois rins estão acometidos e exploratório para a remoção dos
parasitos que rompem a cápsula renal e invadem a cavidade abdominal. No caso
relatado o animal havia sido resgatado, não tendo assim histórico anterior, entretanto
havia queixa de hematúria e pelo exame ultrassonográfico foi confirmado a presença
do parasita no rim direito, sendo realizado nefrectomia unilateral, que foi eficaz para
resolução da enfermidade.
52
5 CONSIDERAÇÕES FINAIS
A partir do estágio curricular supervisionado realizado, foi possível acompanhar
e descrever relatos de dois casos clínicos, sendo o primeiro caso com a paciente de
espécie felina com ferida recidivante na região inguinal e lesão óssea tratada com
ozonioterapia, e o segundo caso com o paciente da espécie canina diagnosticado pelo
exame ultrassonográfico com o nematoide Dioctophyma renale, localizado no rim
direito.
Com a realização dos exames laboratoriais como hemograma e bioquímico, e
exames de imagem radiográfico e ultrassonográfico complementares, foram
verificadas as condições dos pacientes, para a iniciação dos tratamentos e no
segundo caso até a intervenção cirúrgica, para remoção do verme e do rim direito.
No primeiro caso clínico, foi solicitado exames laboratoriais, bacteriológico e
antibiograma o qual mostrou presença de bactéria Staphylococcus aureus e
Escherichia coli, optado por tratamento com antibiótico identificado como sensível,
porém sem resolução do quadro, realizado limpeza e fechamento da ferida
cirurgicamente, além da radiografia do membro pélvico esquerdo o qual mostrou
alteração óssea em fêmur, preferível realizar biópsia de dois fragmentos ósseos
porém estes sem alterações diagnósticas, iniciando-se o tratamento com
ozonioterapia, para cicatrização da ferida e eliminação das bactérias, pois o ozônio
possui ação bactericida e ajudar na cicatrização tecidual.
No segundo caso clínico, foi requisitado exame de imagem ultrassonográfico,
podendo observar possíveis estruturas como múltiplos anéis com camada hiperecóica
e centro hipoecóico, onde encontrava-se o parasita na pelve do rim direito, assim
sendo realizada a nefrectomia unilateral somente do rim acometido.
De acordo com a literatura as formas de infecção do Dioctophyma renale é
água contaminada, peixes de água doce, além de rãs e sapos. E por conta do ciclo
biológico prolongado e complexo a afecção ocorre apenas em cães com 2 anos ou
mais, entretanto o paciente tinha aproximadamente 1 ano de idade.
53
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